these - vetagro sup traitement ... cas de l’angiostrongylose.....38 a) présentation ... démache...

VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2012 - Thèse n°71

THROMBOPENIES ET PREVALENCE DES MALADIES VECTORIELLES CHEZ LE CHIEN EN FRANCE

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 7 décembre 2012 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

PROVILLARD Guillaume Né le 14 novembre 1988

à Forbach (57)

2

VETAGRO SUP

CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2012 - Thèse n°71

THROMBOPENIES ET PREVALENCE DES MALADIES

VECTORIELLES CHEZ LE CHIEN EN FRANCE

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I

(Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 7 décembre 2012

pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

PROVILLARD Guillaume Né le 14 novembre 1988

à Forbach (57)

4

ENSEIGNANTS DU CAMPUS VETERINAIRE DE VETAGRO SUP

5

ENSEIGNANTS DU CAMPUS VETERINAIRE DE VETAGRO SUP

6

REMERCIEMENTS

Aux membres de notre jury de thèse, pour nous avoir fait l’honneur de participer à ce jury

A Monsieur le Professeur Pierre KROLAK-SALMON,

De la Faculté de Médecine de Lyon,

Pour m’avoir fait l’honneur d’accepter la présidence de ce jury de thèse,

Pour sa grande disponibilité,

Hommages respectueux.

A Monsieur le Professeur Luc CHABANNE,

Du campus vétérinaire de VetAgro Sup,

Pour avoir su me motiver et orienter mon travail,

Pour sa patience et ses conseils avisés,

Mes plus sincères remerciements et mon respect le plus profond.

A Monsieur le Professeur Gilles BOURDOISEAU,


Qui m’a fait l’honneur d’accepter de participer à ce jury de thèse,

Sincères remerciements.

Aux laboratoires Bayer et à Christophe LE SUEUR,

Pour avoir permis la réalisation de ce travail, et avoir coordonné les opérations,


A Jeanne CHENE, Raphaël MASSOT et Magali RENE,


Pour leur aide précieuse pour réaliser les analyses, et leur gentillesse,


8

SOMMAIRE

SOMMAIRE.........................................................................................................................................8

INDEX DES ABREVIATIONS ............................................................................................................... 14

INDEX DES FIGURES .......................................................................................................................... 15

INDEX DES TABLEAUX....................................................................................................................... 16

INDEX DES ANNEXES ........................................................................................................................ 17

INTRODUCTION ................................................................................................................................ 18

PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE ............................................................................................................... 20

I. Origine des thrombopénies .................................................................................................. 20

A. Les thrombopénies d’origine périphérique ....................................................................... 20

1) Anomalie de distribution des plaquettes ...................................................................... 20

2) Destruction et consommation accélérée des plaquettes............................................... 21

a) Pertes sanguines ........................................................................................................ 21

b) Excès d’utilisation des plaquettes............................................................................... 21

a. La CIVD .................................................................................................................. 21

b. Autres causes de surconsommation des plaquettes ................................................ 22

c) Hyperdestruction plaquettaire ................................................................................... 23

a. Hyperdestruction par mécanismes non immunologiques ........................................ 23

b. Hyperdestruction à médiation immune ................................................................... 23

i. Les thrombopénies à médiation immune primaire .............................................. 24

ii. Les thrombopénies à médiation immune secondaire ........................................... 24

B. Les thrombopénies d’origine centrale............................................................................... 25

1) Déficits de la thrombopoïèse consécutifs à une atteinte médullaire généralisée ......... 26

a) Atteinte médullaire généralisée héréditaire : hématopoïèse cyclique......................... 26

b) Atteinte médullaire généralisée acquise..................................................................... 26

2) Déficits de la thrombopoïèse consécutifs à une atteinte médullaire sélective .............. 27

C. Les thrombopénies d’origine mixte................................................................................... 27

II. Maladies infectieuses ou parasitaires et thrombopénie ....................................................... 28

A. Agents infectieux ou parasitaires non vectorisés .............................................................. 28

1) Thrombopénies virales .................................................................................................. 29

a) Hépatite de Rubarth .................................................................................................. 29

a. Présentation........................................................................................................... 29

b. Signes cliniques ...................................................................................................... 29

9

c. Thrombopénie et hépatite de Rubarth .................................................................... 29

d. Traitement ............................................................................................................. 30

b) Parvovirose canine ..................................................................................................... 30

a. Présentation........................................................................................................... 30


c. Thrombopénie et parvovirose ................................................................................. 31

d. Traitement ............................................................................................................. 31

c) Maladie de Carré ....................................................................................................... 32

a. Présentation........................................................................................................... 32


c. Thrombopénie et maladie de Carré ........................................................................ 33

d. Traitement ............................................................................................................. 33

2) Thrombopénies bactériennes........................................................................................ 33

a) Endotoxémie ............................................................................................................. 33

a. Présentation........................................................................................................... 33

b. Thrombopénie et endotoxémie ............................................................................... 34

c. Traitement ............................................................................................................. 34

b) Leptospirose .............................................................................................................. 34

a. Présentation........................................................................................................... 34


c. Thrombopénie et leptospirose ................................................................................ 35

d. Traitement ............................................................................................................. 36

c) Septicémie : exemple de Citrobacter freundii ............................................................. 36

a. Présentation........................................................................................................... 36


c. Thrombopénie et Citrobacter freundii .................................................................... 37

d. Traitement ............................................................................................................. 37

3) Thrombopénies fungiques : cas de l’histoplasmose ...................................................... 37

a) Présentation .............................................................................................................. 37

b) Signes cliniques .......................................................................................................... 38

c) Thrombopénie et histoplasmose ................................................................................ 38

d) Traitement ................................................................................................................. 38

4) Thrombopénies causées par un nématode : cas de l’angiostrongylose ......................... 38

a) Présentation .............................................................................................................. 38


c) Thrombopénie et angiostrongylose ............................................................................ 39

d) Traitement ................................................................................................................. 39

B. Agents infectieux ou parasitaires vectorisés ..................................................................... 40

10

1) Thrombopénies causées par des rickettsies .................................................................. 40

a) Genre Ehrlichia .......................................................................................................... 40

a. Infection à Ehrlichia canis ....................................................................................... 41

i. Présentation ....................................................................................................... 41

ii. Clinique de l’ehrlichiose monocytaire canine ....................................................... 42

iii. Thrombopénie et ehrlichiose canine ................................................................... 43

iv. Traitement ......................................................................................................... 44

b. Infections à Ehrlichia chaffeensis et Ehrlichia ewingii .............................................. 44

i. Présentation ....................................................................................................... 44

ii. Signes cliniques .................................................................................................. 45

iii. Ehrlichia chaffeensis, Ehrlichia ewingii et thrombopénie ..................................... 45

iv. Traitement ......................................................................................................... 45

b) Genre Anaplasma ...................................................................................................... 46

a. Infection à Anaplasma platys .................................................................................. 46

i. Présentation ....................................................................................................... 46


iii. Thrombopénie et Anaplasma platys .................................................................... 47

iv. Traitement ......................................................................................................... 47

b. Infection à Anaplasma phagocytophilum ................................................................ 47

i. Présentation ....................................................................................................... 47


iii. Thrombopénie et Anaplasma phagocytophilum .................................................. 49

iv. Traitement ......................................................................................................... 49

c) Genre Rickettsia : la fièvre pourprée des Montagnes Rocheuses ................................ 50

a. Présentation........................................................................................................... 50


c. Thrombopénie et Rickettsia rickettsii ...................................................................... 51

d. Traitement ............................................................................................................. 51

d) Genre Mycoplasma : l’hémobartonellose canine ........................................................ 51

a. Présentation........................................................................................................... 51

b. Clinique de l’hémobartonellose canine ................................................................... 51

c. Thrombopénie et hémobartonellose canine ............................................................ 51

d. Traitement ............................................................................................................. 52

2) Thrombopénies causées par des spirochètes : la borréliose de Lyme ........................... 52

a) Présentation .............................................................................................................. 52


c) Thrombopénie et borréliose de Lyme......................................................................... 53

d) Traitement ................................................................................................................. 53

11

3) Thrombopénies causées par des protozoaires .............................................................. 54

a) Babésiose canine ....................................................................................................... 54

a. Présentation........................................................................................................... 54


c. Thrombopénie et babésiose canine......................................................................... 56

d. Traitement ............................................................................................................. 56

b) Hépatozoonose canine ............................................................................................... 57

a. Présentation........................................................................................................... 57


c. Thrombopénie et hépatozoonose canine ................................................................ 58

d. Traitement ............................................................................................................. 58

c) Leishmaniose ............................................................................................................. 58

a. Présentation........................................................................................................... 58


c. Thrombopénie et leishmaniose ............................................................................... 59

d. Traitement ............................................................................................................. 60

4) Thrombopénies causées par un nématode : cas de la dirofilariose cardiaque à Dirofilaria immitis ................................................................................................................. 60

a) Présentation .............................................................................................................. 60


c) Thrombopénie et dirofilariose cardiaque ................................................................... 61

d) Traitement ................................................................................................................. 62

III. Démarche diagnostique face à une thrombopénie ........................................................... 62

A. Circonstances de découverte et signes d’appel ................................................................. 62

1) Signes cliniques ............................................................................................................. 62

2) Numération plaquettaire .............................................................................................. 62

B. Attester d’une thrombopénie ........................................................................................... 63

1) Réalisation d’une numération plaquettaire .................................................................. 63

a) Principe et précautions .............................................................................................. 63

b) Valeurs usuelles ......................................................................................................... 63

c) Particularités raciales ................................................................................................. 63

2) Confirmation au travers du frottis sanguin ................................................................... 64

C. Rechercher l’origine de la thrombopénie .......................................................................... 64

1) Indices fournis lors de la numération plaquettaire et de l’examen du frottis ............... 64

2) Le myélogramme .......................................................................................................... 65

3) Critères cliniques et autres critères biologiques ............................................................ 65

D. Démarche générale ........................................................................................................... 66

PARTIE EXPERIMENTALE .................................................................................................................. 70

12

I. Matériel et méthodes ........................................................................................................... 73

A. Animaux et échantillons ................................................................................................... 73

B. Données recueillies ........................................................................................................... 73

C. Analyse des échantillons ................................................................................................... 73

1) Test 4Dx© ...................................................................................................................... 73

2) Autres analyses ............................................................................................................. 74

a) Frottis sanguin ........................................................................................................... 74

b) Hémogramme ............................................................................................................ 74

c) Autres analyses .......................................................................................................... 74

D. Analyse statistique ............................................................................................................ 74

II. Résultats ............................................................................................................................... 75

A. Séroprévalences obtenues ................................................................................................ 75

B. Analyse épidémiologique .................................................................................................. 75

C. Analyse clinique ................................................................................................................ 76

1) Résultats bruts .............................................................................................................. 76

2) Analyse des résultats .................................................................................................... 77

a) Thrombopénie et maladie vectorielle ......................................................................... 77

b) Maladies vectorielles et autres paramètres cliniques ................................................. 78

III. Discussion ......................................................................................................................... 80

A. Limites de l’étude ............................................................................................................. 80

1) Sélection des cas ........................................................................................................... 80

2) Réalisation des analyses................................................................................................ 81

3) Analyse statistique ........................................................................................................ 82

B. Comparaison avec des études similaires précédemment réalisées ................................... 82

C. Synthèse ........................................................................................................................... 89

CONCLUSION .................................................................................................................................... 90

ANNEXES .......................................................................................................................................... 92

BIBLIOGRAPHIE ................................................................................................................................ 96

14

INDEX DES ABREVIATIONS

ACVIM : American College of Veterinary Internal Medicine

ADN : Acide DésoxyriboNucléique

AHMI : Anémie Hémolytique à Médiation Immune

AINS : Anti-Inflammatoire Non Stéroïdien

AMM : Autorisation de Mise sur le Marché

AT III : Anti-Thrombine III

CIVD : Coagulation IntraVasculaire Disséminée

CTAD : Citrate Théophylline Adénosine Dipyramidole

EDTA : Ethylène Diamine Tétra-Acétate

ELISA : Enzyme-Linked ImmunoSorbent Assay

ENVA : Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort

ENVT : Ecole Nationale Vétérinaire de Toulouse

Fb : Fibrinogène

IgG : Immunoglobuline G

LPS : LipoPolySaccharide

NF : Numération Formule

NS : Non Significatif

OMS : Organisation Mondiale de la Santé

PAF : Facteur d’Agrégation Plaquettaire

PCR : Polymerase Chain Reaction

PDF : Produits de Dégradation de la Fibrine et du fibrinogène

SIRS : Syndrome de Réponse Inflammatoire Systémique

TCA : Temps de Céphaline Activée

TMI : Thrombopénie à Médiation Immune

TQ : Temps de Quick

VAS : VetAgro Sup - Campus vétérinaire de Lyon

VPM : Volume Plaquettaire Moyen

15

INDEX DES FIGURES

Figure 1 : Morula d’Ehrlichia canis dans une cellule mononucléée, d’après http://www.testapet.com/test/ehrlichia.htm 41

Figure 2 : Rhipicephalus sanguineus, tique mâle adulte, d’après http://webpages.lincoln.ac.uk/fruedisueli/FR-

webpages/parasitology/Ticks/TIK/tick-key/background_rhipicephalus.htm ................................................................... 42

Figure 3 : Morula d’Ehrlichia ewingii dans un neutrophile, d’après

http://instruction.cvhs.okstate.edu/jcfox/htdocs/clinpara/lst21_30.htm ........................................................................ 44

Figure 4 : Amblyomma americanum adulte, d’après http://bepast.org/dataman.pl?c=flib&dir=docs/photos/tularemia/ 45

Figure 5 : Deux morulas d’Anaplasma platys dans une plaquette, d’après

http://veterinarymedicine.dvm360.com/vetmed/article/articleDetail.jsp?id=506867&sk=&date=&pageID=5 ................ 46

Figure 6 : Morula d’Anaplasma phagocytophilum dans un neutrophile, d’après

http://veterinarymedicine.dvm360.com/vetmed/article/articleDetail.jsp?id=506867&sk=&date=&pageID=3 ................ 48

Figure 7 : Ixodes ricinus, tique adulte femelle, d’après http://www.eurospiders.com/Ixodes_ricinus.htm ....................... 48

Figure 8 : Dermacentor variabilis, tique adulte femelle, d’après

http://www.discoverlife.org/mp/20q?search=Dermacentor+variabilis............................................................................ 50

Figure 9 : Babesia canis dans deux érythrocytes, d’après http://vetandthecity.wordpress.com/2010/02/13/la-

piroplasmose-mise-au-point/ ........................................................................................................................................... 54

Figure 10 : Dermacentor reticulatus, tique adulte, d’après http://www.testapet.com/test/babesiosis.htm ..................... 55

Figure 11 : Hepatozoon canis dans 2 monocytes, d’après

http://www.medvet.umontreal.ca/ServiceDiagnostic/materiel_pedagogique/hematologie/hepatozoon/hepatozoon.htm

........................................................................................................................................................................................ 57

Figure 12 : Amastigotes de Leishmania infantum observés sur un myélogramme, d’après

http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Leishmania_infantum.png .............................................................................. 58

Figure 13 : Phlebotomus, moustique femelle, d’après

http://www.stanford.edu/class/humbio103/ParaSites2006/Leish_vaccine/Current%20Developments.html ................... 59

Figure 14 : Dirofilaria immitis, adultes dans un cœur de chien, d’après

http://vetcaremontana.com/services_heartworm.htm ................................................................................................... 60

Figure 15 : Démarche diagnostique d’une thrombopénie chez le chien (36) ...................................................................... 68

Figure 16 : Démarche diagnostique d’une thrombopénie isolée chez le chien (36) ............................................................ 69

Figure 17 : Schéma général de l’étude de séroprévalence des maladies vectorielles ......................................................... 70

Figure 18 : Principe du SNAP test 4Dx©, d’après

http://www.idexx.fr/html/fr_fr/smallanimal/inhouse/snap/common/technology.html ................................................. 72

16

INDEX DES TABLEAUX

Tableau 1 : Effectifs obtenus pour chaque maladie vectorielle ......................................................................................... 75

Tableau 2 : Prévalences calculées pour chaque maladie vectorielle .................................................................................. 75

Tableau 3 : Répartition des différents paramètres observés en fonction des maladies vectorielles recherchées ................ 76

Tableau 4 : Relations entre thrombopénie et babésiose ................................................................................................... 77

Tableau 5 : Relations entre thrombopénie et maladies vectorielles du test 4Dx© ............................................................. 77

Tableau 6 : Relations entre anémie et babésiose .............................................................................................................. 78

Tableau 7 : Relations entre fièvre et babésiose ................................................................................................................ 78

Tableau 8 : Relations entre abattement et babésiose ....................................................................................................... 78

Tableau 9 : Relations entre fièvre, abattement, boiterie, algie et babésiose ..................................................................... 78

Tableau 10 : Relations entre présence de tiques et babésiose........................................................................................... 79

Tableau 11 : Relations entre anémie et maladies vectorielles du test 4Dx©

...................................................................... 79

Tableau 12 : Relations entre fièvre et maladies vectorielles du test 4Dx© ......................................................................... 79

Tableau 13 : Relations entre abattement et maladies vectorielles du test 4Dx© ............................................................... 79

Tableau 14 : Relations entre fièvre, abattement, boiterie, algie et maladies vectorielles du test 4Dx© ............................. 80

Tableau 15 : Relations entre présence de tiques et maladies vectorielles du test 4Dx© ..................................................... 80

17

INDEX DES ANNEXES

Annexe 1 : Fiche de données standardisée remplie pour chaque cas de l’étude ..................92

Annexe 2 : Guide d’utilisation du SNAP Test 4Dx© d’Idexx ..................................................94

18

INTRODUCTION

Une thrombopénie se définit comme une baisse du nombre de plaquettes dans la circulation

sanguine périphérique. Ce trouble de l’hémostase primaire est relativement fréquent dans

l’espèce canine, et peut avoir des conséquences plus ou moins marquées, jusqu’à être

responsable d’importants saignements, susceptibles de mettre en jeu le pronostic vital.

De nombreux agents infectieux ont été impliqués dans la survenue d’une thrombopénie.

Parmi ceux-ci, les agents vectorisés sont plus particulièrement cités. Ces agents pathogènes

ont la particularité d’être transmis par un vecteur, c'est-à-dire un organisme qui ne

provoque pas lui-même la maladie, mais qui est nécessaire à la dispersion de l’infection en

transportant les agents pathogènes d’un hôte à l’autre. Selon l’OMS, un vecteur est

désormais plus précisément défini comme un arthropode hématophage qui assure la survie,

la transformation, parfois la multiplication, et la transmission d’un agent infectieux ou

parasitaire. En France, les maladies vectorielles sont loin d’être négligeables et sont de plus

en plus fréquemment diagnostiquées, dans des zones géographiques de plus en plus

étendues.

Cette thèse se présente comme une contribution à l’étude des thrombopénies dans l’espèce

canine. A la faveur d’une enquête cherchant à apprécier la séroprévalence des maladies

vectorielles en France chez le chien, nous nous sommes particulièrement intéressés aux cas

de thrombopénies canines qui avaient été recrutés et à leur lien éventuel avec cinq maladies

vectorielles : la babésiose et les quatre maladies détectées grâce au test diagnostique Idexx

4Dx©, à savoir l’ehrlichiose monocytaire à Ehrlichia canis, l’anaplasmose granulocytaire à

Anaplasma phagocytophilum, la borréliose de Lyme à Borrelia burgdorferi et la dirofilariose

cardiaque à Dirofilaria immitis.

La première partie de notre travail est consacrée à une présentation des thrombopénies

chez le chien, leur importance et leur origine, leur lien avec les agents infectieux et

parasitaires, vectorisés ou non, le plus souvent impliqués dans leur survenue, et à la

démarche diagnostique à adopter face à une thrombopénie.

La seconde partie présente l’enquête effectuée et les résultats obtenus, qui seront discutés

par référence à des études similaires récentes.

20

PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE

Les thrombopénies sont considérées comme le trouble de l’hémostase primaire le plus

fréquent dans l’espèce canine (15, 27, 36). Une étude allemande récente rapporte que 6.7%

des chiens présentés au centre hospitalier vétérinaire de l’Université Louis-et-Maximilien de

Munich souffrent de thrombopénie (7). Une étude similaire en Amérique du Nord a trouvé

5.2% de chiens atteints de thrombopénie (39).

I. Origine des thrombopénies

Les thrombopénies résultent de trois mécanismes différents : une anomalie de la répartition,

une perte ou une consommation exagérée, ou encore un défaut de production des

plaquettes sanguines.

A. Les thrombopénies d’origine périphérique

1) Anomalie de distribution des plaquettes (8, 15, 36)

En conditions physiologiques, environ 30% des plaquettes libérées dans la circulation

sanguine sont stockées, en grande majorité dans la rate. Cela représente un important pool

de réserve.

Cependant, un excès de stockage, engendrant une séquestration plaquettaire, peut causer

une thrombopénie périphérique. La rate est l’organe le plus fréquemment incriminé, suivie

du foie et de la moelle osseuse. En règle générale, toute affection causant une

splénomégalie ou une hépatomégalie est susceptible d’entraîner une thrombopénie.

Parmi les causes d’origine splénique, les deux plus fréquentes sont l’hypersplénisme et la

torsion de rate, mais il en existe de nombreuses autres. Viennent ensuite les splénites,

qu’elles soient suppuratives, nécrosantes, éosinophiliques, lymphoplasmocytaires,

granulomateuses ou pyogranulomateuses. Elles peuvent être d’origine traumatique, suite à

une plaie ou un corps étranger, consécutives à une infection par un germe pyogène, une

tuberculose, une toxoplasmose, une ehrlichiose, une brucellose, une hémobartonellose, ou

faire suite à une hépatite virale, aiguë, subaiguë ou chronique. Une splénite peut aussi

résulter d’une gastroentérite éosinophilique, d’un pyomètre ou d’une mycose systémique,

comme l’histoplasmose, la blastomycose ou la sporotrichose. Une hémolyse importante

peut causer une splénomégalie, et donc une thrombopénie périphérique, tout comme une

congestion de la rate suite à l’administration de tranquillisants ou barbituriques, ou à une

hypertension portale. Enfin, des phénomènes néoplasiques, comme un splénome, un

hémangiome ou un hémangiosarcome spléniques peuvent avoir le même effet.

21

Une hépatomégalie, consécutive à une tumeur hépatique est également susceptible de

provoquer une thrombopénie périphérique, de même qu’une tumeur vasculaire

(hémangiome ou hémangiosarcome), une hypothermie, une rétention vasculaire, ou une

endotoxémie, qui provoque une séquestration plaquettaire dans les poumons et le foie.

Une séquestration plaquettaire n’est généralement pas suffisante pour expliquer une

expression clinique de troubles de l’hémostase. Il faut alors rechercher une cause sous-

jacente.

2) Destruction et consommation accélérée des plaquettes

Dans la majorité des cas, les thrombopénies périphériques sont dues à une consommation

excessive des plaquettes ou à une hyperdestruction de celles-ci. Leur durée de vie peut alors

être inférieure à 24 heures. Dans ces cas de figure, la moelle osseuse fonctionnant

normalement, une régénération médullaire est généralement observée, par le biais d’une

mégacaryocytose (15, 36).

a) Pertes sanguines (15, 36)

Lors d’une forte hémorragie, la numération plaquettaire diminue, mais assez modérément,

probablement en raison de l’important pool de réserve splénique. Il est en effet très rare

qu’une hémorragie, même sévère, conduise à une numération plaquettaire inférieure à 150

G/L. Dans le cas contraire, il faudrait rechercher une affection concomitante, voire se

demander si la thrombopénie observée n’est pas la cause de l’hémorragie plutôt que sa

conséquence.

b) Excès d’utilisation des plaquettes

Il existe de nombreuses causes d’activation plaquettaire, qui auront pour conséquence leur

consommation, et donc une thrombopénie. La Coagulation IntraVasculaire Disséminée

(CIVD) est une des causes les plus fréquentes de surconsommation des plaquettes, bien que

des phénomènes de natures variées puissent avoir les mêmes effets (15, 36).

a. La CIVD (15, 36)

La CIVD est une des coagulopathies les plus fréquemment rencontrées en médecine

vétérinaire. Elle consiste en un dérèglement de la fonction hémostatique, par formation de

multiples thrombi dans la circulation sanguine, particulièrement la microcirculation. S’ensuit

un trouble de l’hémostase majeur par consommation des plaquettes, ainsi que des facteurs

de coagulation, indispensables à l’hémostase.

22

Une CIVD peut avoir de nombreuses origines, les plus fréquentes étant les hémopathies

malignes, comme les leucémies et les maladies myéloprolifératives, et les autres processus

néoplasiques malins, notamment les hémangiosarcomes, les carcinomes thyroïdiens,

mammaires ou rénaux. Une CIVD peut également se déclencher suite à une hémolyse aiguë,

consécutive à un accident transfusionnel, une anémie hémolytique à médiation immune ou

une babésiose.

Diverses infections peuvent causer secondairement une CIVD, comme les septicémies,

principalement à germes à Gram négatif, ainsi que les infections sévères à Gram positif, une

bronchopneumonie suppurée, une pyodermite généralisée, un pyomètre, une leptospirose,

une hépatite de Rubarth, une maladie de Carré ou une infection à herpès virus.

Un traumatisme, un choc ou un trouble circulatoire, parmi lesquels un syndrome dilatation-

torsion de l’estomac, un volvulus, une hernie diaphragmatique, un accident obstétrical, une

insuffisance cardiaque congestive, une fibrose valvulaire, une dirofilariose ou un choc

hypovolémique, sont susceptibles d’entraîner une CIVD. Une envenimation ophidienne, une

piqûre d’insecte ou une aflatoxine, ainsi qu’une pancréatite, une tumeur hépatique, une

cirrhose ou une amylose rénale sont d’autres causes possibles de CIVD.

Classiquement, une CIVD se manifeste par une thrombopénie, mais également une

augmentation des trois temps de coagulation plasmatique, et une élévation des produits de

dégradation de la fibrine et du fibrinogène (PDF). Cependant, en cas de CIVD chronique, la

numération plaquettaire et le fibrinogène peuvent être normaux, voire augmentés. En effet,

les temps de saignements sont malgré tout augmentés, mais l’organisme parvient à

compenser par l’augmentation de la thrombopoïèse et de la synthèse de fibrinogène, et

ainsi à limiter les saignements. Mais la CIVD peut basculer en phase aiguë suite à de

nombreux stimuli, tels une chirurgie, une radiothérapie ou une infection.

La CIVD étant relativement courante et d’issue souvent fatale en phase aiguë, il faut toujours

l’envisager lors du diagnostic différentiel face à une thrombopénie.

b. Autres causes de surconsommation des plaquettes (15, 36)

D’autres affections, plus rares, peuvent également entraîner une activation plaquettaire, et

donc une surconsommation de celles-ci. On peut citer notamment des origines toxiques ou

médicamenteuses, comme la ristocétine, l’héparine, la protamine ou une envenimation

ophidienne. Une endotoxémie, un processus néoplasique, ou un diabète sucré sont d’autres

causes possibles.

Une surconsommation des plaquettes peut également survenir suite à une vascularite ou à

une microangiopathie, ainsi que suite à une affection thrombogène comme un

hyperadrénocorticisme, une néphropathie, une cardiopathie, une dirofilariose, une

pancréatite ou un choc septique.

23

c) Hyperdestruction plaquettaire

Il existe de nombreuses affections qui provoquent une hyperdestruction plaquettaire ; il

s’agit d’une exagération du processus physiologique d’élimination des vieilles plaquettes

principalement dans la rate par le système des phagocytes mononucléés, mais aussi dans le

foie et la moelle osseuse. Une accélération de cette destruction peut donc conduire à une

thrombopénie.

Cette hyperdestruction plaquettaire peut être le fait de mécanismes non immunologiques,

mais la plupart du temps, des mécanismes immunologiques sont mis en jeu. Les plaquettes,

qu’elles soient recouvertes par des anticorps ou des éléments du complément, sont

éliminées de la même manière.

Consécutivement à une destruction exacerbée des plaquettes, la moelle osseuse réagit par

une thrombopoïèse accrue, et donc une hyperplasie mégacaryocytaire (15, 36).

a. Hyperdestruction par mécanismes non immunologiques (15, 36)

Plusieurs phénomènes non immunologiques peuvent entraîner une destruction des

plaquettes, principalement le processus de phagocytose, mais aussi l’agrégation plaquettaire

et la lyse des plaquettes non liée à la présence d’anticorps ou du complément. Diverses

origines pathologiques peuvent exacerber la destruction des plaquettes par l’un de ces

processus, entre autres des maladies infectieuses (ehrlichiose…), des tumeurs variées

(histiocytose maligne…), ou des médicaments. On retrouve notamment le syndrome

hémophagocytaire associé à une activation non spécifique de l’activité des phagocytes. Ce

dernier est souvent associé à d’autres cytopénies.

b. Hyperdestruction à médiation immune

Les thrombopénies à médiation immune, résultant d’un dysfonctionnement immunologique,

sont fréquentes chez le chien (36).

Ce phénomène peut être dû à la production d’anticorps dirigés contre un allo-antigène ou

auto-antigène plaquettaire, et les anticorps ciblent alors directement les plaquettes. Les

anticorps peuvent aussi être dirigés contre des xéno-antigènes, issus d’un élément étranger

à l’organisme, ou contre des complexes immuns adsorbés à la surface des plaquettes, liés de

façon spécifique ou non. Les plaquettes sont alors ciblées indirectement (36). Les IgG sont

les immunoglobulines les plus fréquemment incriminées (77).

On peut ainsi distinguer les thrombopénies à médiation immune primaire, lorsque les

anticorps reconnaissent des anticorps de la surface plaquettaire sans raison reconnue, des

thrombopénies à médiation immune secondaire, lorsque la présence des anticorps dirigés

contre les plaquettes est liée à une maladie systémique à médiation immune ou à une allo-

immunisation, ou bien lorsque les anticorps sont dirigés indirectement contre les plaquettes

(36, 77).

24

La phagocytose des plaquettes recouvertes d’anticorps se fait en grande majorité dans la

rate, et dans le foie pour celles insuffisamment recouvertes par des anticorps ou le

complément. Bien que peu fréquente, la lyse intravasculaire par le complément est possible

(36, 50).

i. Les thrombopénies à médiation immune primaire

Elles peuvent également être appelées thrombopénies auto-immunes ou idiopathiques, sont

relativement fréquentes chez le chien et se traduisent par la production d’auto-anticorps

directement dirigés contre les plaquettes (36).

Le principal représentant des thrombopénies à médiation immune primaires est le purpura

thrombopénique auto-immun. Cette maladie est observée principalement chez les chiens

âgés de 5 à 6 ans, avec une prédisposition sexuelle marquée : les femelles atteintes sont

deux fois plus nombreuses que les mâles. Les races les plus touchées sont le cocker spaniel,

les caniches nains ou toys et les bobtails (8, 15).

Elle se caractérise par le développement d’un syndrome hémorragique d’apparition aiguë,

généralement accompagné d’une thrombopénie importante, avec une numération

plaquettaire inférieure à 20 voire 10 G/L. D’autres signes moins spécifiques comme anorexie,

léthargie ou fatigabilité peuvent être le motif de consultation. A l’examen clinique, on

observe des signes d’hémorragies cutanées et/ou muqueuses, ainsi que des ecchymoses et

des pétéchies. Il est également possible d’observer une épistaxis, un méléna, une

hématémèse, une hématurie, voire des hémorragies rétiniennes engendrant la cécité.

Le diagnostic se fait par confirmation de la thrombopénie et par exclusion des autres causes

de thrombopénies. On peut aussi observer des macrothrombocytes au frottis sanguin,

signant une forte thrombopoïèse et donc une origine périphérique (15). Des

microthrombocytes sont également observables, de manière spécifique mais peu sensible

(15, 58).

La réponse au traitement est le dernier élément du diagnostic. Celui-ci est composé de soins

de soutien, en limitant les traumatismes, notamment en enfermant l’animal en cage et en

administrant les médicaments per os. Une transfusion peut s’avérer nécessaire, notamment

lors d’anémie et/ou d’hypovolémie concomitante. Enfin, il faut administrer des

glucocorticoïdes pour lutter contre le système immunitaire défaillant (15).

ii. Les thrombopénies à médiation immune secondaire

Lors de thrombopénie à médiation immune secondaire, deux mécanismes sont possibles :

les anticorps peuvent être dirigés soit directement contre des auto-antigènes de la surface

des plaquettes, soit contre des xéno-antigènes ou des complexes immuns adsorbés à la

surface des plaquettes. Chez le chien, les interactions entre les anticorps à la surface des

plaquettes sont cependant encore mal connues (36).

25

Le cas des anticorps dirigés contre des auto-antigènes se retrouve notamment lors de lupus

érythémateux systémique, d’anémie hémolytique à médiation immune ou d’allo-

immunisation.

Le lupus érythémateux systémique est une maladie auto-immune multiorganique qui

présente une grande variabilité de signes cliniques. Des auto-anticorps sont produits et

dirigés contre différentes cellules de l’organisme, dont parfois les plaquettes. Une

thrombopénie n’est cependant présente que dans 4% des cas de lupus érythémateux

systémique (14).

La présence d’une thrombopénie à médiation immune concomitamment à une anémie

hémolytique à médiation immune constitue le syndrome d’Evans, mais les mécanismes chez

le chien ne sont pas élucidés (36).

Chez le chien, une allo-immunisation n’a été décrite que suite à une transfusion sanguine.

Une thrombopénie peut survenir quelques jours après une transfusion, chez un chien

sensibilisé par une précédente transfusion ou une gestation. Ce phénomène est nommé

purpura post-transfusionnel, et, là encore, le mécanisme est mal connu (15, 36).

Les thrombopénies causées par des anticorps dirigés contre des xéno-antigènes ou des

complexes immuns ont des origines variées.

Des thrombopénies à médiation immune ont été mises en évidence chez le chien suite à des

traitements avec des céphalosporines, des sulfamides, des œstrogènes ou des sels d’or.

Les vaccins de la parvovirose et de la maladie de Carré, à virus vivant atténué, ainsi que les

traitements de désensibilisation des chiens atopiques peuvent avoir des effets similaires.

Certaines tumeurs, comme le lymphome, peuvent également provoquer une thrombopénie

à médiation immune (15, 36).

De nombreuses maladies infectieuses peuvent causer une thrombopénie à médiation

immune, causées par des protozoaires, comme la babésiose ou la leishmaniose, des

bactéries, avec entre autres l’ehrlichiose ou l’anaplasmose, des virus, comme la maladie de

Carré, des agents fongiques, notamment l’histoplasmose, ou des nématodes,

particulièrement l’angiostrongylose (15, 36). Nous étudierons ces différentes affections

ultérieurement.

B. Les thrombopénies d’origine centrale

Une thrombopénie centrale résulte de la diminution de la production de plaquettes par la

moelle osseuse. On parle alors de déficit de la thrombopoïèse.

Les déficits de la thrombopoïèse peuvent provenir d’une atteinte médullaire sélective de la

lignée mégacaryocytaire, n’ayant de répercussions que sur la lignée plaquettaire, ou d’une

atteinte médullaire généralisée, et atteindre une ou les deux autres lignées

hématopoïétiques (15, 36).

26

1) Déficits de la thrombopoïèse consécutifs à une atteinte médullaire

généralisée

Dans ce cas, la lignée mégacaryocytaire est touchée concomitamment des lignées

érythrocytaire et/ou leucocytaire. Ces déficits peuvent être héréditaires ou acquis.

a) Atteinte médullaire généralisée héréditaire : hématopoïèse cyclique

(15, 36)

L’hématopoïèse cyclique est une maladie principalement décrite chez le colley gris (à robe

noire diluée), mais quelques cas ont été référencés chez le cocker et le loulou de Poméranie.

Il s’agit d’une maladie transmise sur un mode autosomal récessif et liée à un gène pléiotrope

sur la couleur de la robe et sur l’hématopoïèse.

Cette maladie provoque une neutropénie et une thrombopénie cycliques, ainsi que des

troubles fonctionnels plaquettaires.

Bien que la thrombopénie ne soit généralement pas majeure, un syndrome

d’immunodéficience se développe suite à la neutropénie, et, en l’absence de traitement de

soutien, une mort précoce des chiots survient au cours de la première semaine de vie.

Même avec un traitement, l’espérance de vie des animaux atteints ne dépasse pas 3 ans, et

les chiens de plus de 24 semaines développent une amyloïdose rénale et hépatique.

b) Atteinte médullaire généralisée acquise

De nombreux agents peuvent causer une aplasie ou une hypoplasie médullaire, à l’origine

d’une pancytopénie.

On peut citer des causes infectieuses, comme la parvovirose, la maladie de Carré,

l’ehrlichiose, la leishmaniose et l’histoplasmose, ainsi que plusieurs toxiques parmi lesquels

le trichloréthylène, le benzène, l’aflatoxine B1, les métaux lourds ou les rayonnements

ionisants (15).

Nombre de médicaments peuvent provoquer une aplasie ou une hypoplasie médullaire,

particulièrement les antinéoplasiques, comme le cyclophosphamide et chlorambucil, la

doxorubicine, la cisplatine-carboplatine, le méthotrexate, la vincristine ou la vinblastine.

Plusieurs molécules antimicrobiennes peuvent être responsables des mêmes effets, avec

entre autres le chloramphénicol, la streptomycine, l’amphotéricine B, la méthicilline, les

sulfonamides, les tétracyclines, les dérivés arsenicaux et la griséofulvine, de même que

certains anti-inflammatoires tels que la phénylbutazone, l’indométacine, la phénacétine, la

colchicine et les sels d’or. On peut également citer des anticonvulsivants, comme la

triméthadione et la paraméthadione, un antiviral, la ribavirine, des diurétiques, avec

notamment les dérivés thiazidiques et l’acétazolamide, les œstrogènes, ainsi que diverses

molécules comme la prednisolone, l’interféron, le thio-uracile, le thiocyanate, le

méthimazole et le tolbutamide (15, 41).

27

Une aplasie ou une hypoplasie médullaire peut être consécutive à un phénomène

néoplasique, par exemple une myélodysplasie avec états préleucémiques, divers syndromes

myéloprolifératifs, plusieurs types de lymphomes, une histiocytose maligne, certains

carcinomes ou des tumeurs œstrogénosécrétantes.

Enfin, une aplasie ou une hypoplasie médullaire peut être due à une myélophtisie, une

myélofibrose et ostéosclérose, ou bien être d’origine idiopathique (15, 36).

2) Déficits de la thrombopoïèse consécutifs à une atteinte médullaire

sélective (15, 36)

Il s’agit d’une atteinte sélective de la lignée mégacaryocytaire. Elle peut être héréditaire,

dans le cas de la macrothrombopénie du cavalier King Charles que nous étudierons

ultérieurement, ou acquise. On parle alors d’aplasie ou d’hypoplasie mégacaryocytaire. Elle

est cependant très rare et généralement associée à une mortalité élevée.

Quelques rares cas de leucémie aiguë myéloïde mégacaryoblastique ont été décrits chez le

chien, mais ils s’accompagnent rapidement d’une atteinte des autres lignées, notamment

une neutropénie.

C. Les thrombopénies d’origine mixte

Les thrombopénies ne sont pas toujours uniquement périphériques ou centrales. Les

mécanismes intervenant sont souvent complexes et font intervenir diverses causes. Parmi

les causes multiples qui peuvent participer à l’établissement d’une thrombopénie, on peut

retrouver des anomalies de stockage, en particulier une splénomégalie, une augmentation

de la consommation, lors de CIVD, de pertes sanguines ou de vascularite, une composante

immunologique, et une atteinte centrale entraînant un déficit de la thrombopoïèse (36).

Ainsi, de nombreux processus infectieux, toxiques ou néoplasiques peuvent provoquer une

thrombopénie par une association de facteurs.

Les maladies infectieuses seront étudiées plus en détail par la suite, mais on peut d’ores et

déjà citer l’ehrlichiose, qui, provoque une thrombopénie par destruction immune ou non

immune en phase aiguë, puis par une atteinte centrale en phase chronique (21, 36, 53). Une

thrombopénie causée par une infection à Anaplasma platys peut être due à une

séquestration et une destruction plaquettaires (36, 53).

Concernant les toxiques et médicaments, on peut citer certains anticonvulsivants,

notamment le phénobarbital, qui pourrait causer une thrombopénie par splénomégalie et

atteinte centrale (46).

Les thrombopénies causées par une tumeur ont souvent des mécanismes complexes, et ne

sont pas rares. En effet, environ 10 à 30% des chiens atteints d’une néoplasie présentent une

thrombopénie. Les hémangiosarcomes et les cancers lymphoprolifératifs sont ceux pour

lesquels une thrombopénie est le plus fréquemment retrouvée, avec respectivement 50% et

35 à 50% des cas, suivis des carcinomes et des tumeurs hématopoïétiques (19).

28

Concernant les mécanismes, on retrouve, selon les tumeurs, une diminution de la

production, une augmentation de la consommation, une perte par hémorragie, une

séquestration et une destruction périphérique. Plusieurs mécanismes peuvent être présents

dans certains types de tumeur. Par exemple, la thrombopénie causée par un

hémangiosarcome peut être due à une CIVD, des hémorragies, une séquestration

plaquettaire, et une hyperdestruction à médiation immune (19).

Pour ce qui est de la destruction périphérique, le processus implique certainement une lyse

immunologique suite à l’apparition d’anticorps spécifiquement dirigés contre les plaquettes,

ou d’anticorps ciblant les antigènes tumoraux, se fixant également sur les plaquettes, de

manière non spécifique, ou réagissant avec les composants de la membrane plaquettaire. La

fixation de complexes immuns est également possible. En ce qui concerne l’augmentation de

la consommation, il semblerait que ce soit lié au déclenchement d’une CIVD. Le processus

néoplasique augmenterait l’activation plaquettaire, et les placerait dans un état

d’hyperagrégabilité, ce qui provoquerait la CIVD (15, 19).

Il a cependant été démontré que la durée de vie moyenne des plaquettes est

significativement réduite lors de processus tumoral, de manière plus ou moins importante

selon le type de tumeur et la présence ou l’absence de métastases. En effet, chez un chien

atteint d’un cancer sans métastase, la durée de vie moyenne des plaquettes est de 4,4 jours,

alors qu’elle n’est que de 3,2 jours avec des métastases. Les plaquettes ayant la durée de vie

la plus courte se retrouvent chez les chiens avec un lymphome avancé (1,2 jour), puis chez

ceux atteins d’un adénocarcinome métastatique (2,7 jours), alors que cette durée de vie est

un peu plus élevée chez les chiens souffrant de sarcomes (3,7 jours). En outre, il n’a pas été

noté de différence au niveau de la numération plaquettaire. Elle est en revanche

significativement plus faible chez un chien affecté par un processus tumoral que chez un

chien sain (15, 19).

II. Maladies infectieuses ou parasitaires et thrombopénie

De nombreux agents infectieux sont susceptibles d’induire une thrombopénie. Ils peuvent

être vectorisés ou non.

A. Agents infectieux ou parasitaires non vectorisés

Bien que beaucoup de maladies infectieuses responsables de thrombopénie soient

transmises par des vecteurs vivants, il existe de nombreuses autres infections ou infestations

capables de causer une thrombopénie, classiquement ou non. Ces maladies peuvent être

virales, bactériennes, fungiques ou parasitaires (8).

29

1) Thrombopénies virales

Ce ne sont pas les sources les plus fréquentes de thrombopénie, puisqu’elles ne

représentent que 6,3% des thrombopénies infectieuses et inflammatoires, d’après une

étude de 2004 (7). Une thrombopénie n’est pas constamment rencontrée lors d’infection

virale, mais elle peut être présente lors d’infection à Herpèsvirus, d’hépatite de Rubarth, de

parvovirose ou de maladie de Carré (8).

a) Hépatite de Rubarth

a. Présentation

L’hépatite infectieuse canine a été décrite en 1947 par Rubarth comme une maladie

infectieuse aiguë des jeunes chiens caractérisée par une hépatite sévère, un œdème de la

vésicule biliaire, une amygdalite, une vascularite multifocale et des hémorragies (76).

Elle est causée par un adénovirus canin type I (23, 56, 76), un virus à ADN double brin et à

réplication intranucléaire. Ce virus a un tropisme pour les cellules endothéliales,

mésothéliales et du parenchyme hépatique. Les cellules endothéliales primitivement

touchées sont celles du foie, de la rate et des reins, les autres tissus étant moins

fréquemment atteints (76).

Du fait de la vaccination de routine contre cette maladie chez de nombreux chiens, elle est

assez rare, mais n’est pas éradiquée (56).

b. Signes cliniques (56, 76)

Les premiers signes rencontrés sont de la fièvre, une anorexie partielle à totale, une

conjonctivite modérée, une amygdalite. La température rectale des animaux atteints peut

excéder 41°C. Ensuite, la dépression s’intensifie, des vomissements et une déshydratation

apparaissent ainsi qu’une hypertrophie des nœuds lymphatiques périphériques et des

tonsilles palatines, suivis éventuellement d’une photophobie et d’œdèmes déclives de la

tête, du cou et de l’abdomen. Puis des signes de troubles de la coagulation sont notés, avec

notamment des pétéchies sur la peau et les muqueuses, des hémorragies et des hématomes

suite à une ponction veineuse, et éventuellement des hématomes au niveau des espaces

interdigités. Un ictère modéré peut aussi être observé.

Enfin, la mort s’ensuit généralement 3 à 5 jours après l’apparition des premiers symptômes.

c. Thrombopénie et hépatite de Rubarth

Des signes de troubles de la coagulation sont observés de façon quasi-systématique lors

d’hépatite infectieuse canine. Cela est confirmé à l’examen nécropsique où des

dégénérescences vasculaires et des hémorragies généralisées sont retrouvées. Des thrombi

30

de fibrine sont observés dans les poumons, le foie, les reins, le thymus et la rate. Le contenu

digestif est hémorragique et les muqueuses digestives sont couvertes de pétéchies et de

zones de congestion. De nombreux nœuds lymphatiques sont également hémorragiques. La

plèvre et la vessie sont également recouvertes de pétéchies. A l’histologie, la moelle osseuse

révèle généralement une hypoplasie myéloïde, érythroïde et mégacaryocytaire, ainsi qu’une

érythrophagocytose (76).

Les animaux infectés présentent une thrombopénie majeure, avec une numération

plaquettaire généralement inférieure à 50 G/L. On peut également noter une forte

augmentation de tous les temps de coagulation et une importante baisse d’activité des

facteurs de coagulation, ainsi que le développement d’une anémie modérée à sévère.

L’anémie apparaît après la thrombopénie et l’élévation des temps de coagulation (76).

Aux vues de ces éléments, même si le mécanisme de la thrombopénie n’est pas encore

totalement élucidé, il semble qu’elle apparaisse suite à une CIVD, qui consomme les

plaquettes, les facteurs de coagulation, augmente les temps de coagulation, et provoque des

hémorragies et donc une anémie (8, 56, 76). Les examens histopathologiques de la moelle

osseuse suggèrent qu’un défaut de production se met en place secondairement (76).

d. Traitement

Il n’existe pas de traitement spécifique à l’hépatite infectieuse canine, et seuls des mesures

de soutien et un traitement symptomatique peuvent être mis en place. L’issue est

cependant très souvent fatale, probablement à cause de la CIVD et des défaillances

multiorganiques (76).

Le meilleur moyen de lutte contre cette maladie est donc la vaccination massive et régulière

des chiens (23, 76).

b) Parvovirose canine (33)

a. Présentation

La parvovirose, ou entérite parvovirale canine est une entérite hémorragique connue depuis

1978. Elle peut toucher les chiens de tous âges, sexes ou races, mais atteint

préférentiellement les chiots entre 6 semaines et 6 mois, chez qui elle représente une

importante cause de mortalité et de morbidité. Les chiots sont protégés pendant leurs

premiers jours de vie par les anticorps maternels, puis deviennent sensibles à l’infection,

d’où l’intérêt d’une vaccination précoce, réduisant le plus possible cette période sensible.

Elle est due à un Parvovirus, un petit virus non enveloppé à ADN simple brin. Il a besoin

d’une cellule-hôte pour sa réplication, et s’attaque donc préférentiellement aux cellules à

division rapide, notamment les cellules épithéliales des cryptes intestinales, les cellules

précurseurs de la moelle épinière et les cellules du myocarde. La réplication virale conduit à

la mort de la cellule-hôte.

31

b. Signes cliniques

L’infection par le parvovirus peut se manifester par une myocardite, mais cette forme est

extrêmement rare.

La forme classique est une entérite aiguë qui atteint le plus souvent les chiots de moins de 6

mois. Les premiers signes sont non spécifiques, avec notamment anorexie, dépression,

léthargie et fièvre.

Ensuite apparaissent des signes plus typiques comme des vomissements et une diarrhée de

l’intestin grêle pouvant être mucoïde à hémorragique, qui peuvent conduire à une

déshydratation, voire un choc hypovolémique. De fortes douleurs abdominales peuvent

aussi être présentes.

L’infection fragilise la barrière digestive, ce qui peut conduire à une septicémie, qui peut

évoluer en syndrome de réponse inflammatoire systémique (SIRS), puis en choc septique,

l’issue finale étant alors la mort.

c. Thrombopénie et parvovirose

L’anomalie hématologique la plus fréquente lors de parvovirose est une sévère leucopénie,

qui a pour origine une destruction des précurseurs des différents types de leucocytes dans la

moelle osseuse, mais aussi dans le thymus, les nœuds lymphatiques et la rate.

La présence d’une anémie n’est pas rare, mais compte-tenu de la longue demi-vie des

hématies et de la courte période durant laquelle le virus affecte la production de la moelle

osseuse, il est peu probable que son origine soit centrale. Elle semble plutôt liée aux

hémorragies intestinales et à la dilution sanguine par les traitements de réhydratation.

La thrombopénie n’est pas un désordre systématique lors de parvovirose, mais elle n’est pas

rare pour autant. Elle est généralement due à une baisse de la production, à une action

directe du virus ou à une destruction à médiation immune secondaire. Des cas

d’hypercoagulabilité ont aussi été rapportés, sans qu’il s’agisse de CIVD. Les manifestations

hémorragiques de cette thrombopénie sont rares, mais une thrombopénie subclinique peut

affecter la perméabilité vasculaire, et potentialiser ainsi la dissémination extravasculaire du

virus (8, 33, 36).

d. Traitement

Il n’existe pas de traitement spécifique contre le parvovirus mais un traitement de soutien

permet de faire passer le taux de survie de 9,1% à 64%. L’hospitalisation est conseillée pour

assurer la bonne observance du traitement, et permettre la mise en place d’une

fluidothérapie agressive à base de cristalloïdes et colloïdes, ainsi que la correction

d’éventuels troubles électrolytiques ou hypoglycémie. Une combinaison d’antimicrobiens,

antiémétiques, analgésiques et antihelminthiques peut être utilisée, de préférence par voie

32

intraveineuse, sans oublier une nutrition entérale, qui est recommandée malgré le risque de

vomissements.

Au regard du risque représenté par la parvovirose, la prévention reste la meilleure solution,

en vaccinant aussi bien les chiots, dans le meilleur des cas à 6, 9 et 12 semaines, que les

adultes, pour assurer leur propre immunité ainsi que celle des nouveau-nés, protégés par les

anticorps maternels pendant les dix premiers jours de vie.

Le virus étant extrêmement résistant dans le milieu extérieur, de bonnes pratiques

d’hygiènes sont essentielles pour éviter les contaminations.

c) Maladie de Carré (1)

a. Présentation

La maladie de Carré est une maladie systémique à symptômes polymorphes et fort taux de

mortalité. Elle touche les chiens mais aussi plusieurs autres espèces domestiques et

sauvages, rendant son éradication impossible. Les jeunes sont protégés par les anticorps

maternels jusqu’à 6 à 12 semaines puis la vaccination prend généralement le relais, mais

n’importe quel chien non immunisé est sensible à la maladie.

Elle est provoquée par un Paramyxoviridae, de la famille des Morbillivirus. Il s’agit d’un virus

à ARN monobrin négatif, enveloppé, et donc peu résistant dans le milieu extérieur, d’où le

mode de contamination, direct.

b. Signes cliniques

La maladie de Carré provoque des symptômes très variés et peu spécifiques. Les animaux

atteints présentent de l’hyperthermie, de l’abattement et de l’anorexie.

Le virus est responsable de l’atteinte de nombreux appareils, entraînant divers troubles. Des

affections oculaires peuvent être présentes, avec notamment de la conjonctivite et un jetage

oculaire mucopurulent. On peut également observer des signes cutanés, parmi lesquels une

hyperkératose de la truffe et des coussinets, ainsi que des vésicules et des pustules. Une

atteinte respiratoire peut également faire partie du tableau clinique, avec entre autres un

jetage séreux et une bronchopneumonie. Une entérite, la plupart du temps hémorragique,

peut être présente. Des troubles de la reproduction peuvent également survenir, et

l’infection d’une femelle gravide peut donner lieu à des avortements ou de la mortinatalité.

Les signes les plus caractéristiques et qui deviennent de plus en plus fréquents sont les

signes nerveux, conséquence d’une encéphalite démyélinisante. On peut ainsi observer de

l’incoordination, des myoclonies, des tremblements, une parésie, de l’ataxie, une raideur

cervicale, des crises d’épilepsies ou une névrite optique pouvant conduire à la cécité.

Aucun de ces signes n’étant pathognomonique, la suspicion se fait sur la coexistence de

plusieurs d’entre eux.

33

c. Thrombopénie et maladie de Carré

La thrombopénie n’est pas rare lors de maladie de Carré, et peut s’accompagner d’une

lymphopénie, d’une neutropénie et d’une monocytopénie. Les thrombopénies observées ne

sont pas majeures, de l’ordre de 80 G/L au minimum. On ne note que peu d’atteinte des

mégacaryocytes, et la thrombopénie retrouvée est à médiation immune secondaire,

consécutive à la formation de complexes immuns par des anticorps anti-virus, qui se fixent

sur la membrane des plaquettes. Les plaquettes sont ensuite éliminées majoritairement

dans le foie.

La thrombopénie n’est donc généralement pas suffisante pour provoquer d’importants

troubles de la coagulation, mais elle augmente la perméabilité vasculaire et peut donc ainsi

potentialiser la dissémination du virus.

d. Traitement

Il n’existe aucun traitement spécifique, seul un traitement de soutien peut être entrepris,

mais le taux de mortalité atteint malgré tout 50%.

La vaccination est donc fortement recommandée.

2) Thrombopénies bactériennes

Les rickettsies sont connues pour causer des thrombopénies. En revanche, les bactéries non

transmises par des tiques sont des sources beaucoup moins classiques de thrombopénies.

Cependant, des dommages vasculaires suite à une septicémie, une CIVD consécutive à une

endotoxémie, une salmonellose ou une leptospirose, ou une destruction plaquettaire à

médiation immune secondaire peuvent notamment être à l’origine d’une thrombopénie (8,

36).

a) Endotoxémie

a. Présentation (69)

Les animaux avec une infection bactérienne à Gram négatif développent souvent des états

critiques, comme un choc, qui sont primitivement imputables à l’endotoxine, ou

lipopolysaccharide (LPS). Le LPS est un composant de la membrane externe des bactéries à

Gram négatif, libéré lors de leur destruction, et agissant alors comme une toxine, d’où son

nom d’endotoxine.

Toutes les bactéries à Gram négatif sont porteuses de cette endotoxine et donc toute

infection bactérienne à Gram négatif est susceptible de déclencher un choc endotoxinique.

Les signes cliniques observés varient donc selon la bactérie en cause et la localisation de

34

l’infection, mais quelle que soit l’infection, les animaux présentent généralement une

anorexie, de la fièvre et une faiblesse générale.

b. Thrombopénie et endotoxémie

Les chiens souffrant de choc endotoxinique développent de manière quasi-systématique une

neutropénie et une thrombopénie. La thrombopénie peut être marquée, avec une

numération plaquettaire pouvant atteindre 30 G/L (69).

Lors d’endotoxémie, on note une augmentation des temps de coagulation, ainsi qu’une

augmentation de la concentration en facteur d’activation plaquettaire (PAF). On remarque

par ailleurs que, lorsqu’on administre un antagoniste du PAF à des animaux souffrant

d’endotoxémie, leurs numérations plaquettaires sont seulement légèrement inférieures à la

normale. Il semblerait donc que le PAF joue un rôle essentiel dans l’établissement de la

thrombopénie lors de choc endotoxinique. Or, comme son nom l’indique, le PAF stimule

l’agrégation plaquettaire (69). La thrombopénie est donc très certainement provoquée par

une CIVD (29, 69).

c. Traitement (69)

Il n’existe pas de consensus pour le traitement de l’endotoxémie, qui représente un défi

thérapeutique. En effet, lors d’une infection bactérienne, le premier réflexe est de traiter

avec des antibiotiques. Mais ceux-ci entraînent la destruction des bactéries et donc une

libération accrue de LPS, pouvant ainsi aggraver l’état de choc.

Pour lutter contre l’état de choc et l’intoxination, une fluidothérapie agressive est souvent

mise en place. Des corticostéroïdes ou des anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS), tels

que la flunixine méglumine, sont souvent utilisés en réponse aux symptômes systémiques

comme la fièvre, l’anorexie et la faiblesse.

L’ensemble de ces traitements permet de réduire le taux de mortalité, qui reste malgré tout

élevé chez les chiens en état de choc et/ou en CIVD, car le LPS agit de manière foudroyante

lors de sévères infections aiguës, et les médicaments sont bien souvent administrés trop

tard.

Il n’existe donc pas de remède miracle lors de choc endotoxinique, c’est pourquoi il faudrait

améliorer les stratégies thérapeutiques, si tant est que cela est possible.

b) Leptospirose


La leptospirose est une maladie zoonotique principalement décrite chez le chien comme une

insuffisance rénale et hépatique aiguë ou subaiguë.

35

Elle est causée par une bactérie spirochète, du genre Leptospira. Il existe de nombreuses

espèces et environ 250 sérovars appartenant au genre Leptospira, dont 6 à 8 seraient des

pathogènes du chien la plupart appartenant à l’espèce Leptospira interrogans, notamment

les sérovars icterohaemorrhagiae et canicola.

De nombreux mammifères, dont l’Homme, sont sensibles à la leptospirose en tant qu’hôte

accidentel, mais ne sont pas porteurs chroniques. Le chien est l’hôte définitif (ou réservoir)

uniquement de Leptospira interrogans sérovar canicola. Les hôtes réservoirs des autres

sérovars sont, entre autres, la mouffette, le raton-laveur ou le cerf, mais le plus connu est le

rat. Les bactéries sont excrétées dans l’urine qui représente le principal mode de

contamination, qui se fait à travers les plaies cutanées et les muqueuses.

b. Signes cliniques (34)

Les signes cliniques des chiens atteints de leptospirose peuvent varier d’une légère fièvre ou

d’une atteinte subclinique à une grave maladie rénale, hépatique et pulmonaire. Il est

difficile de dégager un tableau clinique classique, mais il semblerait que des signes d’atteinte

subtile à sévère des reins et du foie, ainsi que des troubles de la coagulation prédominent.

Les symptômes les plus fréquemment rencontrés sont la léthargie, les vomissements,

l’anorexie et la polydipsie, et les plus intenses sont les douleurs abdominales, la polyurie et

la polydipsie. Un ictère franc et de la fièvre sont en revanche plutôt rares.

Il n’existe pas de signe ou d’association de signes pathognomoniques, le diagnostic définitif

est donc posé grâce à des analyses bactériologiques et PCR, bien que des analyses sanguines

et urinaires de base permettent d’orienter fortement le diagnostic. On retrouve en effet

fréquemment une azotémie, une augmentation des enzymes hépatiques, des troubles

électrolytiques, une thrombopénie, une leucocytose, ainsi qu’une protéinurie et une

glycosurie.

L’échographie abdominale, et surtout rénale permet également de suspecter une

leptospirose.

c. Thrombopénie et leptospirose

Des troubles de la coagulation sont relativement courants lors de leptospirose, et on observe

fréquemment une thrombopénie, bien qu’elle soit modérée. Cette thrombopénie est la

conséquence d’une CIVD résultant de lésions endothéliales survenant dans les premiers

jours après l’infection (8, 34, 36).

La thrombopénie n’est pas suffisante pour causer de graves hémorragies mais est à prendre

en considération malgré tout.

Il est également suspecté qu’une thrombopénie à médiation immune secondaire puisse

apparaître lors de leptospirose, mais aucune preuve n’a pu être donnée (34).

36

d. Traitement (34)

Le traitement de la leptospirose se fait par des soins de support, des antibiotiques, et en

traitant les manifestations rénales et/ou hépatiques de la maladie.

L’antibiothérapie doit être commencée dès qu’une leptospirose est suspectée et que les

prélèvements de sang et d’urine ont été réalisés pour les examens de laboratoire. Elle a pour

but d’éviter la présence des leptospires dans le sang et les urines, notamment pour réduire

les risques de contamination humaine. La doxycycline et les pénicillines sont les molécules

de choix.

Une fluidothérapie agressive concomitamment aux antibiotiques est essentielle pour

prévenir et traiter les lésions rénales, leur étendue après traitement jouant un rôle

pronostique.

Une hémodialyse peut aussi être mise en place chez les chiens gravement atteints

développant une oligo-anurie ou ne répondant pas à la fluidothérapie.

La guérison n’est pas toujours totale, puisque certains chiens présentent une azotémie

persistante, et le taux de survie est aux alentours de 80%.

La prévention est donc essentielle, notamment en évitant les contacts des chiens avec les

animaux sauvages réservoirs, ainsi qu’avec l’eau contaminée, bien que cela ne soit pas aisé.

La vaccination est fortement recommandée, même si les différents vaccins sur le marché ne

contiennent pas toutes les souches pathogènes, et il n’existe pas de réaction croisée.

c) Septicémie : exemple de Citrobacter freundii


Citrobacter freundii est une bactérie à Gram négatif de la famille des Enterobacteriaceae,

considérée comme un germe opportuniste. Elle est surtout rencontrée chez l’Homme, des

infections à Citrobacter freundii n’ayant été que rarement décrites chez le chien. Elle peut

être responsable de septicémie et causer des lésions gastro-intestinales, de pneumonie,

d’hépatite et de péritonite.

Chez l’Homme, elle provoque essentiellement des infections urinaires, des méningites et des

septicémies. Une septicémie à Citrobacter freundii est létale dans 17 à 48% des cas.

b. Signes cliniques (30)

Face au faible nombre de cas rapportés, il est difficile de dresser un tableau clinique

classique lors d’une infection à Citrobacter freundii. Il semblerait qu’on puisse dégager au

moins deux formes différentes.

La première a été décrite chez un chiot d’un mois, présentant une faiblesse extrême, un

décubitus latéral, des douleurs lombaires et une diarrhée mucohémorragique. La mort s’est

ensuivie quelques heures plus tard.

37

La seconde a atteint une chienne de 7,5 ans et s’est présentée sous la forme d’une anémie

hémolytique et d’une thrombopénie à médiation immune. L’état de l’animal s’est dégradé

pendant 2 semaines, alors qu’il était hospitalisé et placé sous traitement

immunosuppresseur et de multiples complications se sont développées, notamment une

CIVD supposée. La chienne sera finalement euthanasiée.

c. Thrombopénie et Citrobacter freundii

Dans les 2 cas, plusieurs zones d’hémorragies et des caillots de fibrine ont été retrouvés à

l’autopsie, particulièrement chez la chienne adulte présentant une thrombopénie. Il est

difficile de dire si Citrobacter freundii a été à l’origine d’une thrombopénie à médiation

immune secondaire ou si la thrombopénie était purement immunologique, et que le

traitement immunosuppresseur a provoqué l’infection opportuniste. Dans tous les cas,

Citrobacter freundii est le seul germe à avoir été retrouvé, et est de manière quasi-certaine à

l’origine d’une CIVD (30).

De nombreuses bactéries sont ainsi capables de déclencher une CIVD, et il est même

probable que certaines puissent être à l’origine d’une thrombopénie à médiation immune

secondaire, même si peu de cas sont rapportés (8, 36).

d. Traitement (30)

Comme chez l’Homme où on la rencontre surtout lors d’infections nosocomiales, Citrobacter

freundii semble agir de manière opportuniste en affectant les jeunes et les

immunodéprimés.

Il n’y a pas de traitement spécifique et le taux de mortalité, élevé chez l’Homme, semble

l’être aussi chez les animaux, puisque les 2 cas présentés ont succombé.

3) Thrombopénies fungiques : cas de l’histoplasmose

La thrombopénie n’est pas associée de manière fréquente avec les maladies mycosiques

systémiques, mais des cas de consommation excessive des plaquettes secondaires à une

CIVD ont déjà été rapportés lors de candidose disséminée ou d’histoplasmose (8).

a) Présentation (73)

L’histoplasmose est une maladie due au champignon Histoplasma capsulatum. Elle est

surtout connue chez l’Homme, mais existe aussi chez de nombreux animaux, dont le chien.

Elle touche principalement le poumon mais peut également atteindre d’autres organes. Une

histoplasmose peut prendre plusieurs formes : asymptomatique, aiguë ou chronique,

pulmonaire ou disséminée, la forme chronique pulmonaire ressemblant à une tuberculose.

38

L’infection ne se fait que depuis le milieu extérieur, les fientes d’oiseau représentant la

source de contamination la plus fréquente.

b) Signes cliniques (73)

Selon les formes, les symptômes sont assez variables, avec, entre autres, de la toux, des

difficultés respiratoires, de la fièvre, une anorexie, une perte de poids, de la léthargie, une

polyurie, une polydipsie, des diarrhées, des vomissements, une hypertrophie des nœuds

lymphatiques, une hépatomégalie, une splénomégalie.

Les signes respiratoires sont prédominants lors d’histoplasmose respiratoire, alors que les

signes digestifs sont présents lors de forme disséminée. Les désordres généraux peuvent

être présents quelle que soit la forme.

c) Thrombopénie et histoplasmose

Même si cela n’est pas classique, une thrombopénie peut être associée à une histoplasmose,

lorsqu’elle est disséminée et sévère. La thrombopénie peut être majeure, avec une

numération plaquettaire inférieure à 20 G/L. Une anémie arégénérative peut être associée.

Etant donné que la thrombopénie n’est pas habituelle lors d’histoplasmose, son mécanisme

d’apparition n’est pas totalement élucidé, mais étant donné la présence concomitante de

l’anémie centrale, et la longue évolution de la maladie, un défaut de la thrombopoïèse suite

à une atteinte médullaire est probable (73).

Des cas de CIVD induites par une histoplasmose ont également été rapportés (8).

d) Traitement (73)

Les formes disséminées, aiguë ou chronique, sont généralement mortelles sans traitement.

Celui-ci est généralement composé d’un antifongique, comme l’amphotéricine B, et d’un

antibiotique, les pénicillines A constituant un bon choix. L’adjonction d’un traitement de

soutien peut être nécessaire selon l’état de santé de l’animal.

4) Thrombopénies causées par un nématode : cas de l’angiostrongylose

a) Présentation (35)

Angiostrongylus vasorum est un nématode parasitant le chien et d’autres canidés via un

cycle indirect faisant intervenir l’escargot et la limace comme hôte intermédiaire. La

contamination ne se fait que par ingestion d’un hôte intermédiaire ou paraténique

contaminé.

Le troisième stade larvaire (L3) migre via les nœuds lymphatiques mésentériques et le foie

jusque dans le ventricule droit et l’artère pulmonaire. Les adultes pondent ensuite dans les

39

artérioles pulmonaires terminales. Les œufs éclosent et les premiers stades larvaires (L1)

migrent à travers les parois alvéolaires, sont expectorés dans le pharynx, avalés puis excrétés

dans les fèces.

L’angiostrongylose peut toucher des chiens de tous âges, bien que les jeunes soient plus

fréquemment touchés.

b) Signes cliniques (35, 47)

L’infestation par Angiostrongylus vasorum peut parfois être asymptomatique.

Les signes cliniques les plus fréquemment observés sont la toux, l’intolérance à l’effort, la

dyspnée, des boiteries, des gonflements sous-cutanés et des coagulopathies. Des signes

d’insuffisance cardiaque droite, ou des morts subites suite à une défaillance cardiaque ont

également été rapportés, ainsi que des signes neurologiques et des signes oculaires.

On peut également retrouver de l’anorexie, des muqueuses pâles, une tachycardie, une

tachypnée, et une diminution des bruits respiratoires.

Ces signes n’étant pas pathognomiques, le diagnostic peut être orienté grâce à des images

radiographiques et/ou échographiques mettant en évidence des hémorragies pulmonaires

multifocales. Le diagnostic de certitude ne peut être posé que grâce à une coproscopie de

Baermann ou un lavage broncho-alvéolaire.

c) Thrombopénie et angiostrongylose

La thrombopénie est une anomalie qu’il n’est pas rare de retrouver lors d’angiostrongylose,

avec une incidence de 6 à 20% selon les études. La plupart du temps, elle est attribuée à une

coagulapathie consommant les plaquettes, proche d’une CIVD (47).

Deux cas de thrombopénie à médiation immune secondaire à une angiostrongylose ont

cependant été décrits. Les thrombopénies observées étaient très sévères, pouvant atteindre

1 G/L seulement. De nombreux saignements ont été observés, avec entre autres des

pétéchies sur les gencives, une épistaxis bilatérale, des ecchymoses inguinales et

abdominales, du méléna, de l’hémochésie, ainsi que de nombreux hématomes. Un test

d’immunofluorescence a permis de poser le diagnostic de thrombopénie à médiation

immune, mais le mécanisme exact n’a pu être déterminé (35, 47).

d) Traitement (35, 47)

Le fenbendazole, l’ivermectine et le lévamisole sont les molécules de choix pour le

traitement d’une angiostrongylose, le lévamisole présentant l’inconvénient d’induire des

réactions anaphylactiques.

Dans le cas d’une thrombopénie à médiation immune, un traitement immunosuppresseur

doit être ajouté, à base de prednisolone, et éventuellement de vincristine. Des soins de

soutien peuvent s’avérer nécessaires et le maintien de l’animal en cage pour limiter le risque

40

d’hémorragies est recommandé. Parmi les deux chiens ayant présenté une telle

thrombopénie associée à l’angiostrongylose, seul un a survécu.

B. Agents infectieux ou parasitaires vectorisés

Les agents infectieux et parasitaires les plus fréquemment associés à une thrombopénie sont

vectorisés, c'est-à-dire qu’un vecteur vivant, tique ou moustique, assure leur survie, leur

transformation, éventuellement leur multiplication, et leur transmission.

Ces agents infectieux peuvent être des bactéries, rickettsies ou spirochètes, ou bien des

parasites, protozoaires ou nématodes (8).

1) Thrombopénies causées par des rickettsies

Les rickettsies au sens large sont des bactéries autrefois regroupées dans l’ordre des

Rickettsiales, de par leurs similitudes phénotypiques et biologiques. A la fin des années 1990,

les techniques de biologie moléculaire ont permis de modifier cette classification et la

nomenclature (16).

La thrombopénie est une composante importante de plusieurs maladies causées par des

rickettsies. Les principales maladies rentrant dans cette catégorie sont dues à des agents

pathogènes appartenant aux genres Ehrlichia, Anaplasma, Rickettsia et Mycoplasma.

a) Genre Ehrlichia

Après avoir appartenu à la famille des Rickettsiaceae, le genre Ehrlichia fait désormais partie

de celle des Anaplasmataceae (16).

Les différentes espèces de rickettsies appartenant au genre Ehrlichia sont des bactéries à

Gram négatif intracellulaires, contaminant les leucocytes ou les thrombocytes (21). Elles ne

se développent pas libres dans le cytoplasme de la cellule hôte, mais au sein d’une morula,

vacuole « parasitophore » de la forme d’une mûre, et contenant une ou plusieurs bactéries

(16).

Elles infectent essentiellement l’animal, et le chien peut être infecté naturellement par E

canis, E chaffeensis, E ewingii, E ruminantium (16).

Le terme « ehrlichiose canine » fait classiquement référence à l’infection à Ehrlichia canis,

l’agent le plus souvent en cause, mais les infections à Ehrlichia chaffeensis ou Ehrlichia

ewingii ont récemment aussi été appelées ehrlichiose canine, bien qu’elles touchent

également l’Homme (53).

41

a. Infection à Ehrlichia canis

i. Présentation

L’infection d’un chien par Ehrlichia canis est connue sous le nom d’ehrlichiose canine

monocytaire (2, 11, 16, 66), mais a aussi été dénommée pancytopénie canine tropicale (16,

66, 68).

Ehrlichia canis a été découverte pour la première fois en 1935, à l’institut Pasteur d’Alger,

dans le sang de chiens y étant entretenus (16, 21, 43, 53, 66). C’est une bactérie

intracellulaire obligatoire à Gram négatif, visible en microscopie optique et infectant les

leucocytes mononucléés (11, 16, 21, 32, 71).

Figure 1 : Morula d’Ehrlichia canis dans une cellule mononucléée, d’après http://www.testapet.com/test/ehrlichia.htm

Les chiens atteints n’étant source de germes que très peu de temps, la transmission de la

maladie se fait quasi-exclusivement par l’intermédiaire de la tique brune du chien, ou tique

des chenils : Rhipicephalus sanguineus (2, 11, 16, 21, 31, 32 53). Elle présente un cycle

trixène, mais les trois hôtes sont généralement des chiens, bien que les stades larvaires et

nymphaux puissent infester des petits mammifères comme le hérisson. Les stades

immatures de la tique s’infectent lors d’un repas sanguin sur un chien ayant des rickettsies

dans le sang, puis l’infection se maintient transstadialement, permettant la contamination

d’un chien lorsque la tique se nourrira à nouveau en tant que nymphe ou adulte. La

transmission transovarienne n’existe en revanche pas. R sanguineus est une tique xérophile,

c’est à dire préférant les températures élevées (20 à 35°C), et supportant des conditions de

faible humidité. Elle est également endophile, ce qui signifie qu’on la retrouve dans

l’environnement des chiens, notamment les chenils ou l’intérieur des maisons. Cette

caractéristique lui permet de survivre l’hiver dans les maisons ou les chenils, et ainsi de créer

une source de contamination quasi-constante dans un environnement infesté (16, 21, 53). Il

a été montré expérimentalement que Dermacentor variabilis pouvait également transmettre

E canis (53).

http://www.testapet.com/test/ehrlichia.htm

42

Figure 2 : Rhipicephalus sanguineus, tique mâle adulte, d’après http://webpages.lincoln.ac.uk/fruedisueli/FR-

webpages/parasitology/Ticks/TIK/tick-key/background_rhipicephalus.htm

La répartition géographique d’E canis suit celle de son vecteur. L’ehrlichiose canine

monocytaire est ainsi présente de manière diffuse dans le monde, particulièrement en

régions tropicales et subtropicales. En France, elle a été retrouvée dans plusieurs

départements, mais le pourtour méditerranéen est largement la région la plus touchée.

Dans les régions tempérées, comme la France, la maladie s’observe principalement entre la

fin du printemps et le début de l’automne, période d’activité maximale de la tique vectrice.

En région tropicale ou équatoriale, l’ehrlichiose canine sévit toute l’année (16, 21, 53, 71).

ii. Clinique de l’ehrlichiose monocytaire canine

L’ehrlichiose canine peut se décomposer en trois phases successives : aiguë, subclinique et

chronique. L’incubation dure entre 8 et 20 jours, 14 en moyenne (21, 43, 71).

Lors de la phase aiguë, certains symptômes sont rencontrés de façon régulière : une forte

hyperthermie d’apparition brutale, comprise entre 39,5 et 41,5°C, une anorexie, une perte

de poids et une asthénie. D’autres signes cliniques sont retrouvés de façon moins

systématique, comme un jetage oculo-nasal, des pétéchies sur les muqueuses, des

ecchymoses, une épistaxis, ou de l’hématurie. Des œdèmes des membres ou du scrotum,

une splénomégalie, une adénopathie, de la diarrhée, des vomissements, une polyarthrite,

des troubles nerveux comme une ataxie ou une hyperesthésie, des signes pulmonaires et

signes d’insuffisance hépatique ou rénale ont également été rapportés. Cette phase dure 2 à

4 semaines, mais n’est pas systématiquement présente, des formes frustes existant (21, 32,

43, 53, 66, 71).

Suite à cette phase aiguë, les symptômes s’atténuent, même en l’absence de traitement, et

l’animal reprend du poids et est en meilleur état général. C’est la phase subclinique, dont la

durée est en général de 2 à 3 mois (21, 43, 53, 71).

Ensuite, deux cas de figure sont possibles, selon la capacité du système immunitaire à

juguler l’infection. Le chien peut développer une forme chronique asymptomatique, pouvant

persister toute sa vie, et devient alors porteur sain (21, 53, 66, 71).

http://webpages.lincoln.ac.uk/fruedisueli/FR-webpages/parasitology/Ticks/TIK/tick-key/background_rhipicephalus.htm

http://webpages.lincoln.ac.uk/fruedisueli/FR-webpages/parasitology/Ticks/TIK/tick-key/background_rhipicephalus.htm

43

Mais il peut aussi développer une forme chronique symptomatique, avec les signes cliniques

de l’ehrlichiose aiguë qui sont amplifiés, notamment le jetage oculo-nasal, l’amaigrissement

et l’épistaxis. Une atteinte oculaire pouvant mener à la cécité est possible avec un

décollement de la rétine suite à des hémorragies rétiniennes, une uvéite, un hyphéma et

une opacité cornéenne. Lors de forme sévère de nombreuses hémorragies se produisent au

niveau de divers organes, et se manifestent par des pétéchies, des ecchymoses, des

hématomes, du méléna et de l’hématémèse. Des complications microbiennes peuvent alors

se produire, et la mort survient généralement assez rapidement (21, 53, 66).

La clinique ne suffit pas pour poser le diagnostic d’ehrlichiose, même si elle permet une forte

suspicion. Le diagnostic définitif peut être posé en observant des morulas d’E canis dans les

monocytes au frottis sanguin, mais elles ne sont observables que durant un laps de temps

très court. Leur mise en évidence dans un myélogramme est également possible. La culture

est possible mais difficile à réaliser, car E canis ne pousse pas sur les milieux de culture

traditionnels. La PCR est également réalisable, mais les plus pratiques restent les tests

sérologiques, dont certains sont réalisables directement par le clinicien (2, 21, 53, 71).

iii. Thrombopénie et ehrlichiose canine

La thrombopénie est l’anomalie hématologique la plus fréquemment retrouvée, présente

lors de 84% des cas d’ehrlichiose (11). Sa sévérité varie selon le stade de la maladie. En effet,

même si elle reste généralement présente lors de la phase subclinique, la thrombopénie est

alors légère. En revanche, lors de la phase aiguë et de la phase chronique, la thrombopénie

observée est majeure, en moyenne autour de 50 G/L. Cette thrombopénie est à l’origine de

signes cliniques évocateurs, particulièrement lors de la phase chronique, avec de

nombreuses hémorragies touchant divers organes, ainsi que de multiples lésions

hémorragiques visibles à l’autopsie (11, 21, 53).

Le mécanisme de cette thrombopénie est mixte. Lors de la phase aiguë, il s’agit

principalement d’une destruction immune secondaire, alors qu’un déficit de la

thrombopoïèse est le principal facteur lors de la phase chronique. Une augmentation de la

consommation des plaquettes, une diminution de leur demi-vie et une séquestration

splénique, même s’ils ne sont pas les mécanismes principaux, participent également à

l’établissement de la thrombopénie (8, 11, 36, 75).

La thrombopénie n’est pas pathognomonique de l’ehrlichiose, mais en relation avec un

contexte clinique et épidémiologique évocateur, elle est fortement évocatrice (11, 21).

Une pancytopénie peut être observée, avec une leucopénie et une anémie légères lors de la

phase aiguë, qui peuvent devenir sévères lors de la phase chronique. L’anémie observée

peut être causée par des hémorragies consécutives à la thrombopénie, ou être non

régénérative, et provenir d’une atteinte généralisée de la moelle osseuse (2, 21).

44

iv. Traitement

Le traitement de l’ehrlichiose a deux objectifs : la guérison clinique du chien, mais aussi la

stérilisation des infectés porteurs sains (21, 43).

Le traitement de choix est la doxycycline, qui permet une guérison clinique dès les premiers

jours de traitement, mais 3 à 8 semaines sont nécessaires pour que le chien ne soit plus

infecté, la recommandation de l’ACVIM étant 10 mg/kg par voie orale, une fois par jour,

pendant 28 jours (16, 53). L’oxytétracycline, le chloramphénicol et l’imidocarbe peuvent

aussi être utilisés (21, 43, 53).

Pour les formes sévères hémorragiques, une transfusion sanguine (53, 71) peut s’avérer

nécessaire, et la nandrolone peut être utile pour stimuler la moelle osseuse. Cependant,

dans les cas graves avec atteinte de la moelle osseuse, le pronostic reste réservé malgré le

traitement (21, 71).

Dans les chenils, la chimioprévention avec de l’oxytétracycline est préconisée, pour éviter

l’enzootie, mais le meilleur moyen de prévention reste la lutte contre les tiques, qui

représente la source majeure de contamination. L’application mensuelle d’un antiparasitaire

externe à base d’imidaclopride, perméthrine ou fipronil est donc fortement conseillée,

particulièrement dans les régions les plus touchées (21, 53, 71).

b. Infections à Ehrlichia chaffeensis et Ehrlichia ewingii

i. Présentation

Ehrlichia chaffeensis est classiquement considéré comme l’agent de l’ehrlichiose humaine,

mais des cas d’infection canine ont été décrits. Ehrlichia ewingii infecte aussi bien l’Homme

que le chien. Dans certaines régions des Etats-Unis, le Sud-est notamment, E chaffeensis et E

ewingii sont plus fréquemment rencontrées chez le chien qu’E canis. Comme E canis, il s’agit

de bactéries intracellulaires obligatoires à Gram négatif, appartenant à la famille des

Anaplasmataceae (16, 53, 78).

Figure 3 : Morula d’Ehrlichia ewingii dans un neutrophile, d’après

http://instruction.cvhs.okstate.edu/jcfox/htdocs/clinpara/lst21_30.htm

45

Le cerf de Virginie est l’hôte réservoir d’E chaffeensis, qui est transmise par la tique

Amblyomma americanum. E ewingii est également transmise par Amblyomma americanum

et peut infecter le cerf. Les chiens sont contaminés lors du repas sanguin d’une nymphe ou

d’un adulte infectés. Etant donné que des cas d’infection canine à E chaffeensis et/ou E.

ewingii ont été décrits dans des zones où A americanum n’est pas présente, en l’occurrence

au Cameroun, au Brésil et en Corée du Sud, il est supposé que d’autres tiques, Rhipicephalus

sanguineus et Dermacentor variabilis, puissent aussi transmettre la maladie. Cela n’a

cependant pas été prouvé (16, 53).

Figure 4 : Amblyomma americanum adulte, d’après http://bepast.org/dataman.pl?c=flib&dir=docs/photos/tularemia/

ii. Signes cliniques

L’infection à Ehrlichia chaffeensis seule provoque généralement une maladie très légère,

sans fièvre ni perte de poids. Les infections plus sévères qui ont été décrites étaient le fait de

multiples agents pathogènes (53, 78).

Les chiens infectés par Ehrlichia ewingii présentent la plupart du temps de la fièvre et des

boiteries, ainsi qu’une polyarthrite neutrophilique. Des signes neurologiques, notamment de

l’ataxie, une tête penchée et une parésie peuvent aussi être présents (53).

iii. Ehrlichia chaffeensis, Ehrlichia ewingii et thrombopénie (53, 78)

Une thrombopénie est fréquemment observée lors d’une infection à Ehrlichia chaffeensis ou

Ehrlichia ewingii. Elle n’est cependant généralement pas majeure, et n’a donc pas été très

étudiée. Son ou ses mécanismes d’apparition ne sont en conséquence pas connus.

iv. Traitement

Comme pour E canis, le traitement de choix est la doxycycline, par voie orale, à 10 mg/kg

une fois par jour pendant 28 jours (53).

46

b) Genre Anaplasma

Les bactéries du genre Anaplasma sont des rickettsies de la famille des Anaplasmataceae.

Elles appartenaient autrefois au genre Ehrlichia, mais un changement de nomenclature a

distingué ces deux genres. On retrouve donc les deux appellations dans la littérature, selon

la date de publication, avant ou après 2001 (16, 53).

Les deux principales bactéries pathogènes chez le chien sont Anaplasma platys et

Anaplasma phagocytophilum.

a. Infection à Anaplasma platys

i. Présentation

Anaplasma platys est l’agent responsable de la thrombopénie cyclique infectieuse canine,

une maladie qui a été décrite pour la première fois aux Etats-Unis, en Floride, en 1978 (17,

42, 53).

C’est une bactérie à Gram négatif intracellulaire obligatoire qui ne se retrouve que dans les

plaquettes et les mégacaryocytes de son hôte (10, 16, 17, 32). Sur un frottis sanguin en

coloration Giemsa ou bleu de méthylène, elle apparaît comme une inclusion

intraplaquettaire bleue, semblable à une morula d’Ehrlichia canis (42).

Figure 5 : Deux morulas d’Anaplasma platys dans une plaquette, d’après

http://veterinarymedicine.dvm360.com/vetmed/article/articleDetail.jsp?id=506867&sk=&date=&pageID=5

Le vecteur d’Anaplasma platys est la tique Rhipicephalus sanguineus. Le vecteur étant le

même que pour E. canis, les caractéristiques de la contamination sont les mêmes, à savoir

que les tiques s’infectent lors d’un repas sanguin sur un chien contaminé, puis transmettent

la bactérie à un autre chien lors d’un repas à un stade ultérieur. Il n’y a pas de transmission

transovarienne (16, 32, 53). Il semblerait que Dermacentor auratus puisse également être un

vecteur pour A platys (53).

De la même manière que l’ehrlichiose canine, en relation avec la distribution de R

sanguineus, la thrombopénie cyclique infectieuse canine est présente dans le monde entier,

particulièrement en région tropicale et subtropicale (16, 32, 53).

47


Aux Etats-Unis, en Asie et en Australie, l’infection à Anaplasma platys est généralement

subclinique et ne se manifeste que par des épisodes cycliques de bactériémie et de

thrombopénie (8, 16, 17, 18, 42, 53).

En Europe en revanche, des signes cliniques peuvent être observés (16, 17, 53). Les plus

fréquents sont l’anorexie, la perte de poids, la léthargie, la dépression, l’hyperthermie, les

muqueuses pâles et l’hypertrophie des nœuds lymphatiques. D’autres signes sont retrouvés

occasionnellement, comme une oligodypsie, des vomissements, une uvéite, un jetage nasal

mucopurulent, une splénomégalie, des pétéchies ou des ecchymoses (43).

Les symptômes n’étant ni constants, ni spécifiques, le diagnostic de thrombopénie

infectieuse cyclique ne se fait pas par la clinique. La cyclicité de la bactériémie rend le

diagnostic par mise en évidence d’A platys dans les plaquettes difficiles. Les moyens les plus

sûrs sont donc la PCR ou la sérologie (17, 53).

iii. Thrombopénie et Anaplasma platys

Anaplasma platys induit une thrombopénie cyclique par cycles de 10 à 14 jours. Cette

thrombopénie peut être plus ou moins sévère selon les cas (3, 8, 16, 17, 32, 53). La plupart

du temps, elle est trop modérée pour provoquer des signes cliniques d’hémorragies, mais

elle peut occasionnellement être majeure jusqu’à atteindre 13 G/L, et être alors responsable

d’hémorragies (43).

iv. Traitement (53)

Un traitement est généralement inutile, l’infection se résolvant la plupart du temps d’elle-

même, mais la doxycycline est efficace contre Anaplasma platys.

La prévention, par l’intermédiaire d’antiparasitaires externes à base de perméthrine,

imidaclopride ou fipronil, appliqués mensuellement est tout de même préférable.

b. Infection à Anaplasma phagocytophilum

i. Présentation

Anaplasma phagocytophilum est une bactérie à Gram négatif intracellulaire, responsable de

l’anaplasmose granulocytaire (5, 16, 25, 60). Elle a été décrite pour la première fois chez le

chien en Californie au début des années 1980 (53).

48

Figure 6 : Morula d’Anaplasma phagocytophilum dans un neutrophile, d’après

http://veterinarymedicine.dvm360.com/vetmed/article/articleDetail.jsp?id=506867&sk=&date=&pageID=3

Elle est transmise par les tiques du genre Ixodes : Ixodes scapularis et pacificus en Amérique

du Nord, et Ixodes ricinus et hexagonus en Europe (5, 16, 25, 38, 53, 60, 65). En France,

Ixodes ricinus est la plus répandue. C’est une tique hygrophile qui a besoin d’humidité et

craint les fortes chaleurs. On la retrouve donc essentiellement en forêt (16).

Figure 7 : Ixodes ricinus, tique adulte femelle, d’après http://www.eurospiders.com/Ixodes_ricinus.htm

Ixodes et Anaplasma phagocytophilum peuvent toucher de nombreuses espèces de

mammifères, dont le chien et l’Homme, et les rongeurs sauvages semblent jouer un rôle de

réservoir (16, 53).

A phagocytophilum est présente dans le monde entier, tout comme son vecteur Ixodes, dont

les espèces diffèrent selon les régions du monde, et atteint les chiens de tous âges (53). En

France, Ixodes n’est absente que dans le bassin méditerranéen et les régions en altitude

(16).


Etant donné les fortes séroprévalences observées sur des chiens sains en région endémique,

il semblerait que la plupart des chiens infectés ne développe pas de maladie clinique (25,

53). Le cas échéant, la maladie se déclare entre 1 et 2 semaines après la morsure de la tique

(25, 60). Les symptômes présents de manière quasiment systématique sont la léthargie, une

hyperthermie pouvant approcher, voire dépasser, 41°C, et l’anorexie. On retrouve assez

souvent des boiteries et une réticence à se déplacer consécutives à une polyarthrite

neutrophilique, ainsi qu’une splénomégalie et une lymphadénomégalie. Au rang des

49

symptômes plus rares, on retrouve les vomissements, la diarrhée, et des troubles

hémorragiques comme une épistaxis, des pétéchies ou des ecchymoses (5, 25, 37, 38, 53, 60,

61). On peut parfois observer des formes graves avec une diarrhée et des vomissements

importants, une méningite et une endocardite (37).

Les signes cliniques ne sont pas très spécifiques, mais mis en relation avec le contexte

épidémiologique, ils permettent néanmoins d’orienter le diagnostic. Le diagnostic définitif

peut être posé par la mise en évidence de la bactérie dans les granulocytes à l’observation

du frottis sanguin. Il est impossible de distinguer morphologiquement A phagocytophilum et

E ewingii, qui envahissent tous deux les granulocytes, mais la situation géographique et la

connaissance des populations de tiques permet en général de faire la différence entre les

deux. Le diagnostic peut aussi se faire par des tests sérologiques, dont certains réalisables

directement au cabinet (5, 25, 37, 53, 60). Cependant, à cause de la nature aiguë de

l’infection, environ 40% des chiens atteints cliniquement ne produisent pas suffisamment

d’anticorps au moment de la consultation pour être détectables (25, 60). A phagocytophilum

est aussi détectable par PCR (5, 25, 53, 60, 61, 65).

iii. Thrombopénie et Anaplasma phagocytophilum

Plus de 90% des chiens atteints développent une thrombopénie (25, 37, 53, 60). Dans la

moitié des cas environ, la thrombopénie est assez modérée, mais elle est inférieure à 50 G/L

dans l’autre moitié, pouvant même atteindre 10 G/L. La thrombopénie est maximale

pendant la phase de bactériémie (25, 60).

A l’examen de la moelle osseuse, les mégacaryocytes sont en nombre augmenté (53), la

thrombopénie n’est donc pas d’origine centrale. Bien que le mécanisme de la thrombopénie

soit mixte, une hyperdestruction des plaquettes, par des mécanismes non-immunologiques

mais surtout immunologiques, semble être le plus fréquent (5, 36, 53, 61).

Une leucopénie et une anémie, régénérative ou non selon les cas, sont régulièrement

retrouvées lors d’infection à A phagocytophilum (25, 53).

iv. Traitement

La doxycycline est là encore l’antibiotique de choix. Un traitement à la posologie de 8 mg/kg,

une fois par jour pendant 14 jours semble être suffisant pour obtenir une guérison clinique

et bactériologique, bien qu’une durée de 28 jours soit plus couramment prescrite (5, 25, 37,

53, 60). Les fluoroquinolones, notamment l’enrofloxacine, sont également efficaces, même

si elles sont beaucoup moins utilisées (53).

Dans le cas de thrombopénie à médiation immune, un traitement immunosuppresseur à

base de prednisolone est utile. Dans les cas très graves, avec d’importants saignements, une

transfusion sanguine peut être nécessaire (5, 53).

50

La prévention par la lutte contre les tiques est un excellent moyen de protection. Un

traitement mensuel avec de l’imidaclopride, de la perméthrine ou du fipronil est donc

recommandable (53).

c) Genre Rickettsia : la fièvre pourprée des Montagnes Rocheuses

a. Présentation

La fièvre pourprée des Montagnes Rocheuses est une maladie causée par Rickettsia

rickettsii, une bactérie à Gram négatif intracellulaire obligatoire, appartenant à la famille des

Rickettsiaceae (16). C’est une maladie assez grave et fréquente chez l’Homme aux Etats-Unis

et en Amérique latine. Chez le chien, elle n’a été décrite qu’aux Etats-Unis et au Brésil (59),

hormis quelques cas en Italie au milieu des années 1990, mais non confirmés depuis (16).

Cette maladie est associée à une très forte morbidité et à une mortalité non négligeable,

tant chez le chien que chez l’Homme (20, 59).

Elle est transmise par les tiques Dermacentor variabilis et Dermacentor andersoni, bien que

Amblyomma americanum, Amblyomma cajennense et Rhipicephalus sanguineus soient

parfois incriminées (16).

Figure 8 : Dermacentor variabilis, tique adulte femelle, d’après

http://www.discoverlife.org/mp/20q?search=Dermacentor+variabilis

b. Signes cliniques

Chez le chien, les signes cliniques communément observés sont de la fièvre, de la léthargie,

de l’anorexie, de la dépression, des pétéchies et des ecchymoses cutanées, une épistaxis,

une conjonctivite, un jetage oculaire, une hypertrophie des nœuds lymphatiques, de la

diarrhée, une perte de poids, une déshydratation et des signes nerveux, notamment

paraparésie ou tétraparésie, ataxie et syndrome vestibulaire (28, 59).

Les tests sérologiques et la PCR sont utilisables pour le diagnostic définitif (20, 40, 59).

51

c. Thrombopénie et Rickettsia rickettsii (20, 40)

Une thrombopénie est retrouvée de manière quasi-systématique lors d’infection à Rickettsia

rickettsii, mais elle est la plupart du temps modérée.

Elle est généralement attribuée à des lésions vasculaires généralisées, qui provoquent

l’adhésion des plaquettes à l’endothélium vasculaire et au collagène subendothélial.

Cependant, des études ont prouvé l’existence d’une destruction à médiation immune

secondaire, par fixation du complément ou phagocytose.

Une anémie et une légère leucopénie peuvent également être retrouvées.

d. Traitement (40)

Comme lors d’ehrlichiose ou d’anaplasmose, la doxycycline est l’antibiotique de choix lors

d’infection à Rickettsia rickettsii.

Une thrombopénie à médiation immune étant rapportée, la question d’un traitement

immunosuppresseur à base de corticostéroïdes se pose. Les dernières études tendent à

montrer que les corticoïdes ont un effet davantage bénéfique que délétère lors de

thrombopénie consécutive à une infection à Rickettsia rickettsii.

d) Genre Mycoplasma : l’hémobartonellose canine

a. Présentation

L’hémobartonellose est une maladie bien connue et souvent décrite chez le chat, mais existe

aussi chez le chien. Elle est causée par une bactérie à Gram négatif intracellulaire obligatoire,

appartenant à la famille des Mycoplasmataceae : Mycoplasma haemocanis (9, 16).

b. Clinique de l’hémobartonellose canine

L’hémobartonellose canine ne se déclare cliniquement que chez les animaux splénectomisés

(45) ou présentant une autre affection, il est donc difficile de dresser un tableau clinique

classique. Elle a notamment été observée avec la babésiose (70) ou le purpura

thrombopénique (9).

Le diagnostic se fait par la mise en évidence au frottis sanguin, l’hémoculture, la PCR ou la

sérologie (9, 70).

c. Thrombopénie et hémobartonellose canine (8, 9, 70)

Une thrombopénie peut-être observée lors d’hémobartonellose, mais n’est pas observée

typiquement lors d’infection expérimentale avec M haemocanis. Lorsqu’une thrombopénie

52

est mise en évidence et que le diagnostic d’une hémobartonellose est posé, il vaut mieux

rechercher une autre cause à cette thrombopénie.

d. Traitement (9, 70)

L’oxytétracycline et l’azithromycine sont efficaces contre Mycoplasma haemocanis. Il faut y

adjoindre un traitement contre l’affection concomitante.

2) Thrombopénies causées par des spirochètes : la borréliose de Lyme

a) Présentation

La borréliose de Lyme est causée par une bactérie à Gram négatif de la famille des

Spirochaetaceae et du genre Borrelia. Selon les régions du globe, il existe différentes

bactéries pathogènes du chien, appartenant toutes au complexe Borrelia burgdorferi sensu

lato, dont la plus connue : Borrelia burgdorferi sensu stricto, principal agent de la maladie

Lyme reconnu en Europe et en Amérique du Nord. On peut citer également Borrelia garinii

et Borrelia afzelii, qui, même si cela n’a pas encore été prouvé, semblent être des

pathogènes naturels possibles chez le chien, en Europe et en Asie.

C’est une bactérie de 25 µm de long sur 0,2 µm de large, ce qui la rend quasiment invisible

en microscopie optique (51).

La contamination directe n’existant pas, toutes les espèces du complexe Borrelia burgdorferi

sensu lato sont transmises uniquement par les tiques dures du genre Ixodes, principalement

Ixodes ricinus en Europe (51, 65). On retrouve Ixodes scapularis, Ixodes pacificus et Ixodes

neotomae en Amérique du Nord et Ixodes persulcatus en Asie et Europe de l’Est.

Les tiques se contaminent en se nourrissant sur un hôte réservoir infecté. Les larves se

nourrissent sur les petits mammifères, comme les rongeurs, les taupes ou les écureuils, les

oiseaux, ou même les lézards. Après l’hivernage, les larves se transforment en nymphes et se

nourrissent sur des mammifères plus grands, tels que le cerf, le chien, le chat, le cheval et

l’Homme. Les nymphes infectées au stade de larves contaminent ainsi leurs hôtes. Les

nymphes se transforment ensuite en adultes et se nourrissent sur les mêmes hôtes que les

nymphes. La contamination transovarienne est exceptionnelle.

La distribution mondiale de la borréliose de Lyme est corrélée aux zones endémiques des

Ixodes : des températures et une humidité modérées, et une végétation composée de forêts

déciduales et de broussailles, comme on en retrouve en Europe, en Amérique du Nord et en

Asie, constituent le milieu idéal (51).

b) Signes cliniques

Il est admis que tous les chiens infectés ne développent pas une borréliose de Lyme clinique.

La présence d’anticorps ne préjuge pas de l’apparition de signes cliniques.

53

Les premiers signes cliniques apparaissent quelques jours à quelques semaines après

l’infection, durent en général quelques jours, ne sont pas présents dans tous les cas et ne

sont pas très spécifiques. On retrouve notamment de la fièvre, un inconfort général, une

boiterie, et une hypertrophie des nœuds lymphatiques. Ils sont souvent assez discrets et ne

sont en conséquence pas toujours détectés.

Les symptômes les plus caractéristiques apparaissent en général plusieurs semaines après

l’infection.

La dissémination des spirochètes produit des réactions inflammatoires locales qui peuvent

causer des douleurs, des gonflements et des boiteries. La boiterie décrite est intermittente,

mais récurrente, sur le même membre, ou peut toucher plusieurs membres différents. Une

glomérulonéphrite avec perte de protéine peut aussi se produire chez certaines races,

notamment les Golden Retrievers et les Labradors, avec insuffisance rénale progressive et

souvent fatale se mettant en place. On observe ainsi des œdèmes périphériques, une

azotémie, une protéinurie et des vomissements (51).

Il existe de nombreux tests pour détecter une borréliose, directs ou indirects, notamment

des tests ELISA, la PCR et la culture (51, 65).

c) Thrombopénie et borréliose de Lyme

La thrombopénie n’est pas classiquement associée au tableau clinique de la borréliose de

Lyme. Cependant cette association a été décrite dans de rares cas. Etant donné la rareté

d’apparition d’une thrombopénie lors de borréliose, son mécanisme n’a pas été investigué

et est donc inconnu.

d) Traitement (51)

Le traitement antibiotique est beaucoup plus efficace lorsqu’il est démarré à un stade

débutant de la maladie, mais la plupart du temps, l’infection n’est pas décelée précocement,

et le traitement ne peut être mis en place qu’après que les bactéries aient disséminé dans de

nombreux tissus. Une période de 28 à 30 jours est recommandée. Borrelia est sensible aux

tétracyclines, notamment la doxycycline, à l’amoxicilline, à l’azithromycine et aux

céphalosporines. La doxycycline à 10 mg/kg par jour est la plus utilisée, pour son

administration orale et son faible coût.

La maladie de Lyme causant des boiteries et des douleurs articulaires, il est important de

gérer cet aspect, par l’administration d’anti-inflammatoires non stéroïdiens, ou de

corticostéroïdes à une dose anti-inflammatoire.

La prophylaxie est un volet important de la lutte contre la borréliose. Plusieurs vaccins sont

disponibles à travers le monde, mais leur utilisation n’est recommandée qu’en adjonction

d’un traitement antiparasitaire externe régulier, notamment à base de perméthrine,

d’amitraze ou de fipronil. Le retrait manuel et quotidien des tiques est aussi un moyen de

lutte efficace.

54

3) Thrombopénies causées par des protozoaires

Plusieurs maladies causées par des protozoaires sont responsables de thrombopénie de

manière régulière. Les principales sont la babésiose, l’hépatozoonose et la leishmaniose.

a) Babésiose canine

a. Présentation

La babésiose, ou piroplasmose, est une maladie due à un hémopathogène protozoaire :

Babesia. Il existe 8 espèces différentes de Babesia qui ont été visualisées au microscope, et

pour lesquelles il existe une description clinique (44). 3 d’entre elles sont particulièrement

connues. Babesia vogeli est retrouvée dans les pays aux climats tropicaux et subtropicaux,

notamment les Etats-Unis et le bassin méditerranéen (24, 44). Babesia gibsoni est surtout

décrite en Asie, en Afrique, en Australie et aux Etats-Unis (44, 54). Enfin, Babesia canis est le

premier agent de piroplasmose en Europe (24, 44).

Figure 9 : Babesia canis dans deux érythrocytes, d’après http://vetandthecity.wordpress.com/2010/02/13/la-

piroplasmose-mise-au-point/

Les Babesia sont transmises par des tiques : Rhipicephalus sanguineus pour Babesia vogeli et

Babesia gibsoni (16, 44), Haemaphysalis longicornis ou Haemaphysalis bispinosa pour

Babesia gibsoni et Dermacentor spp pour Babesia canis. Ces différences de vecteur selon

l’espèce de piroplasme s’expliquent par l’adaptation à différents climats de chaque tique.

Les 3 stades, larves nymphes et adultes, peuvent transmettre le parasite, mais il faut que la

tique soit en place depuis plusieurs jours pour que la contamination se produise. Une fois

dans la circulation sanguine, les piroplasmes envahissent, se nourrissent et se multiplient

dans les érythrocytes. Les tiques saines se contaminent lors d’un repas sanguin sur un hôte

en parasitémie (44).

55

Figure 10 : Dermacentor reticulatus, tique adulte, d’après http://www.testapet.com/test/babesiosis.htm

La transmission par morsure de tique est le moyen naturel par lequel la plupart des animaux

développent une babésiose, bien que des transmissions transplacentaire, par transfusion

sanguine et par morsure entre chiens aient été rapportées (44).

La babésiose a été décrite un peu partout dans le monde, avec différentes espèces de

Babesia incriminées selon les régions. En région tempérée, notamment en France, la

piroplasmose est surtout rencontrée au printemps et en été, lorsque les tiques sont les plus

actives et abondantes. Elle est en revanche décrite toute l’année en régions tropicale et

subtropicale (4, 10, 24, 44, 54).

b. Signes cliniques

La babésiose canine peut être suraiguë, aiguë ou chronique. Les signes cliniques observés

peuvent être peu spécifiques, avec de la léthargie, de la faiblesse, des vomissements, de

l’anorexie et de la fièvre. Les signes les plus spécifiques sont les marqueurs d’un processus

hémolytique, notamment les muqueuses pâles, ictériques, une splénomégalie et une

coloration foncée des urines (24, 44, 54). Il semblerait que les chiots développent des signes

cliniques plus sévères que les adultes (44).

Lors de babésiose compliquée, on peut rencontrer une large variété de signes cliniques

inhabituels et sévères. On peut ainsi être confronté à des troubles neurologiques,

notamment un coma ou une stupeur, une diathèse hémorragique, une détresse respiratoire

suite à un œdème pulmonaire, une hypotension réfractaire ou une insuffisance rénale aiguë.

A l’inverse, il est possible que l’infection initiale passe totalement inaperçue avec des

symptômes peu spécifiques et très faibles (44).

La plupart du temps et que le chien soit traité ou non, une phase chronique se développe,

souvent asymptomatique, et le chien devient porteur asymptomatique, a priori pour

plusieurs mois, voire toute sa vie. Ainsi, en période de stress ou d’immunodépression,

l’infection peut éventuellement ressurgir (44).

Ces signes cliniques, notamment ceux associés à un processus hémolytique, la découverte

d’une anémie ou d’une thrombopénie, ainsi qu’une infestation par des tiques doivent faire

suspecter une babésiose (4, 24, 44, 54). Le moyen le plus simple pour confirmer cette

suspicion est l’observation microscopique d’un frottis sanguin, et la mise en évidence de

56

piroplasmes à l’intérieur des érythrocytes. Cette méthode est rapide, réalisable par le

vétérinaire au chevet du patient, et relativement sensible pour peu que le frottis sanguin soit

correctement réalisé et coloré. L’espèce de Babesia ne peut en revanche pas être

déterminée uniquement par l’observation microscopique. Seuls la PCR et le séquençage

génomique le permettent. La sérologie peut aussi être utilisée pour confirmer un diagnostic

de babésiose. Malheureusement, il n’existe aucune méthode qui offre 100% de sensibilité

pour la détection d’une piroplasmose. La meilleure sensibilité est permise grâce à

l’association de la sérologie et de la PCR (24, 44, 54).

c. Thrombopénie et babésiose canine

Les chiens atteints de babésiose présentent très souvent une thrombopénie marquée. La

thrombopénie est même la modification biologique la plus fréquente (4, 44). Une étude a

suggéré que la probabilité d’une babésiose en l’absence de thrombopénie est inférieure à

1%. Malgré tout, une coagulopathie franche n’est pas habituellement observée, elle ne l’est

que lors d’infection concomitante, notamment une ehrlichiose, ou de CIVD (44).

Les thrombopénies observées sont très fréquemment majeures, avec une numération

plaquettaire la plupart du temps inférieure à 50 G/L et pouvant descendre jusqu’à 1 G/L (4,

24, 44, 54). L’intensité de la thrombopénie n’est pas toujours en rapport avec les signes

cliniques observés, mais les animaux dont la numération plaquettaire est inférieure à 30 G/L

peuvent présenter une hémorragie grave. Cela reste cependant rare, puisque moins de 5%

des animaux atteints de piroplasmose présentent des saignements (4).

Bien qu’aucune étude ne le démontre, la thrombopénie semble être due à une destruction

des plaquettes circulantes, à mécanisme immun ou non. Une CIVD peut survenir, mais n’est

pas fréquente. Une séquestration plaquettaire dans la rate pourrait intervenir pour une

petite partie de la thrombopénie (4).

L’autre anomalie hématologique classiquement associée à la piroplasmose est une anémie

hémolytique régénérative. Une leucopénie peut aussi être présente (4, 44, 54).

d. Traitement (44)

Il n’existe pas de traitement contre la babésiose sûr et efficace à 100%. De plus, la plupart,

voire tous les chiens traités avec un médicament spécifique de la piroplasmose ne sont pas

totalement guéris. Ils sont souvent infectés à vie, malgré le traitement et la rémission des

signes cliniques.

La gestion d’une piroplasmose nécessite à la fois un traitement spécifique et des soins de

soutien. Le traitement de soutien consiste en la correction de l’anémie, surtout si elle est

sévère, de la déshydratation et des perturbations électrolytiques. Une ou plusieurs

transfusions peuvent être indiquées. Des soins de nursing, notamment nourrir l’animal et le

maintenir au chaud, peuvent être administrés. En cas d’infestation par des tiques, un

traitement doit être appliqué, et les tiques retirées.

57

Il existe plusieurs molécules utilisables pour le traitement de la piroplasmose, mais celle qui

est de loin la plus utilisée est l’imidocarbe. La dose classique est une injection sous-cutanée

de 5 à 7 mg/kg, répétée au bout de 14 jours. L’imidocarbe est irritant à l’injection, et un

nodule peut se développer au site de l’injection. Le diminazène est utilisé pour traiter les

infections à Babesia gibsoni. Etant donnés les échecs relatifs avec l’imidocarbe, puisque

l’infection évolue souvent vers un stade chronique, d’autres molécules comme la

clindamycine, la doxycycline ou le métronidazole ont été testées, mais ne semblent pas plus

efficaces que l’imidocarbe.

La prévention de la babésiose se fait par la lutte contre les tiques, grâce à un traitement

antiparasitaire mensuel, et par le retrait manuel des tiques. Un vaccin est commercialisé,

uniquement en Europe, avec des résultats acceptables.

b) Hépatozoonose canine (63)

a. Présentation

L’hépatozoonose est une maladie causée par un genre de protozoaire appartenant au

phylum Apicomplexa : Hepatozoon. Deux espèces sont connues pour affecter le chien :

Hepatozoon canis et Hepatozoon americanum. Les parasites sont transmis suite à l’ingestion

d’une tique infectée de l’espèce Rhipicephalus sanguineus.

Figure 11 : Hepatozoon canis dans 2 monocytes, d’après


b. Signes cliniques

La plupart des infections à Hepatozoon sont asymptomatiques, et il semblerait qu’une

immunodépression ou une autre infection concomitante soit nécessaire pour provoquer

l’apparition d’une forme aiguë d’hépatozoonose.

Les formes graves, symptomatiques, sont caractérisées par une hyperthermie fluctuante,

une anorexie, une perte de poids, une faiblesse et une cachexie. Des troubles neurologiques,

notamment une ataxie, et une boiterie peuvent aussi survenir. Les cas les plus sévères

peuvent conduire à la mort de l’animal.


58

Le diagnostic peut être posé grâce à la mise en évidence de gamontes dans les neutrophiles

à l’observation du frottis sanguin. La sérologie et la PCR sont également possibles.

c. Thrombopénie et hépatozoonose canine

Une thrombopénie est fréquemment associée à l’hépatozoonose, mais elle est modérée. Le

mécanisme d’apparition n’est pas élucidé, mais il possible qu’une atteinte de la moelle

osseuse hématopoïétique soit en jeu.

d. Traitement

Plusieurs médicaments ont été proposés comme traitement de l’hépatozoonose, mais aucun

résultat satisfaisant n’a été obtenu, et il n’existe pas de protocole recommandé. Le

traitement classique est une combinaison d’imidocarbe et de doxycycline, mais il souffre de

nombreux échecs. Le toltrazuril est efficace mais ne possède pas d’AMM. Des anti-

inflammatoires peuvent être ajoutés.

La lutte contre les tiques est une bonne solution, malgré le mode de transmission original,

par ingestion de la tique plutôt que par morsure.

c) Leishmaniose

a. Présentation

La leishmaniose est une maladie zoonosique causée par le protozoaire de la famille des

Trypanosomatidae et du genre Leishmania (49). Il en existe plusieurs espèces, la principale

en Europe étant Leishmania infantum (72), mais on peut rencontrer également d’autres

espèces comme Leishmania donovani ou Leishmania chagasi (13, 49).

Figure 12 : Amastigotes de Leishmania infantum observés sur un myélogramme, d’après

http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Leishmania_infantum.png

Les protozoaires sont transmis par des moustiques du genre Phlebotomus en Europe, Asie et

Afrique, et du genre Lutzomyia en Amérique et Océanie. Les moustiques se contaminent lors

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/b/bb/Leishmania_infantum.png

59

d’un repas sanguin sur un animal infecté et les moustiques ainsi infectés transmettent le

parasite lors d’un repas sanguin ultérieur (13, 49).

Figure 13 : Phlebotomus, moustique femelle, d’après

http://www.stanford.edu/class/humbio103/ParaSites2006/Leish_vaccine/Current%20Developments.html

La leishmaniose est distribuée largement dans le monde, et est endémique notamment en

Asie en Afrique et dans le bassin méditerranéen. Elle peut toucher de nombreux

mammifères, mais le chien semble être un réservoir majeur dans le bassin méditerranéen

notamment. Dans d’autres zones, les rongeurs et d’autres animaux sauvages jouent le rôle

de réservoir (13, 48, 49, 72).

b. Signes cliniques

Il n’y a pas de tableau clinique classique, tant des signes cliniques très variés et faisant

intervenir quasiment tous les systèmes organiques ont été décrits lors de leishmaniose. Ils

apparaissent au minimum 3 mois après l’infection, mais la période d’incubation peut être

encore plus longue, jusqu’à 18 mois (49).

Les premiers signes cliniques visibles sont souvent cutanés, avec notamment une perte de

poils et une onychogryphose. Ensuite des signes plus généraux apparaissent, comme une

hyperthermie fluctuante, une perte de poids malgré la conservation de l’appétit, ou une

hypertrophie des nœuds lymphatiques et de la rate (13, 49). Des symptômes en relation

avec un trouble de l’hémostase sont fréquemment observés, notamment une épistaxis, une

diarrhée hémorragique et une hématurie (13, 48, 49, 72).

Le diagnostic ne pouvant se faire sur la seule suspicion clinique, l’observation du parasite sur

des biopsies de peau, de nœud lymphatique, de rate ou de foie, ou sur une aspiration de

moelle osseuse, permet de le poser avec certitude. La culture de tissu infecté ou des

analyses sérologiques peuvent aussi être effectuées (13, 49, 72).

c. Thrombopénie et leishmaniose

Certaines études ont montré qu’une thrombopénie est présente chez plus de 50% des chiens

atteints de leishmaniose (13, 48). Elle est la plupart du temps assez peu marquée, avec une

60

numération plaquettaire très rarement inférieure à 100 G/L (13, 48, 49, 72). Une

thrombopénie suffisamment sévère pour causer une diathèse hémorragique ne se retrouve

la plupart du temps que lors de pancytopénie ou d’infection simultanée par Ehrlichia canis

(48).

N’étant pas majeure, elle a été peu étudiée et son mécanisme d’apparition est mal connu

(72), mais plusieurs possibilités semblent exister. Une thrombopénie à médiation immune

secondaire a été rapportée par certains auteurs (36), tandis que d’autres avancent plutôt

une vascularite généralisée, ou une CIVD (48). Il est également possible qu’une atteinte de la

moelle osseuse et une séquestration splénique puissent jouer un rôle dans l’établissement

de cette thrombopénie (36).

Une anémie et une leucopénie sont fréquemment observées également (13, 49).

d. Traitement (72)

Sans traitement, jusqu’à 98% des chiens atteints de leishmaniose décèdent.

Le traitement de la leishmaniose se fait par injections quotidiennes sous-cutanées

d’antimoine, pendant plusieurs semaines. Un protocole de 75 mg/kg d’antimoine deux fois

par jour pendant 2 périodes de 10 jours séparées de 10 jours semble être efficace.

L’allopurinol par voie orale en complément est intéressant.

La prévention par la lutte contre le vecteur est importante, surtout en zones endémiques

comme le bassin méditerranéen. Les moustiques sont sensibles à la perméthrine et à la

deltaméthrine.

4) Thrombopénies causées par un nématode : cas de la dirofilariose

cardiaque à Dirofilaria immitis

a) Présentation

La dirofilariose cardiaque, ou maladie des vers du cœur est une maladie majeure du chien,

potentiellement mortelle, causée par un nématode : Dirofilaria immitis (55, 57).

Figure 14 : Dirofilaria immitis, adultes dans un cœur de chien, d’après

http://vetcaremontana.com/services_heartworm.htm

61

Elle est transmise par différentes espèces de moustiques, notamment Culex spp, Aedes spp

et Anopheles spp. Les moustiques se contaminent lors d’un repas sanguin sur un hôte

infecté, puis transmettent l’infection lors d’un nouveau repas sanguin sur un autre hôte (55,

57).

C’est une maladie zoonotique qui touche de nombreux animaux domestiques et sauvages,

notamment le chat et le chien.

Sa répartition mondiale suit celle de son vecteur. On retrouve ainsi la dirofilariose en régions

tropicales et subtropicales. En Europe, le bassin méditerranéen représente la principale zone

d’endémie. Des animaux malades peuvent être retrouvés dans des pays au climat plus froid,

comme la Suisse ou les pays nordiques, mais il s’agit d’animaux importés ou ayant voyagé

dans des régions chaudes (55).

b) Signes cliniques

L’évolution clinique de la dirofilariose cardiaque est généralement chronique. La plupart des

chiens infectés ne présentent pas le moindre signe clinique pendant des mois, voire des

années. La rapidité d’apparition des symptômes dépend de la charge parasitaire, de la

réactivité individuelle et du niveau d’exercice du chien. Certains chiens ne développent

même jamais de signe clinique, si l’infestation est faible (57).

Les vers se logeant dans le cœur et les artères pulmonaires (6, 57), les signes cliniques

observés sont ceux d’une insuffisance cardiaque droite : perte de poids, intolérance à

l’effort, difficultés respiratoires, ascite. La dirofilariose cardiaque peut aussi affecter les

poumons, le foie et les reins. Les altérations inflammatoires ainsi que les parasites morts

peuvent provoquer des thromboses (57).

Le diagnostic de la maladie se fait par la mise en évidence de microfilaires à l’examen du

frottis sanguin. Dans environ 25% des cas, on n’observe pas de microfilaires et on parle alors

de dirofilariose occulte. L’infestation peut aussi être détectée à la radiographie ou à

l’échocardiographie. La radiographie peut fournir des images quasiment pathognomoniques

des branches intralobaires et interlobaires des artères pulmonaires élargies et tortueuses.

L’échocardiographie présente l’intérêt de fournir des indications sur les répercutions

cardiaques de la maladie, en même temps que le diagnostic (57).

Désormais, il existe des tests sérologiques, qui permettent la détection des antigènes de

Dirofilaria immitis dans le sang (57).

c) Thrombopénie et dirofilariose cardiaque

Sans qu’elle soit systématique, il n’est pas rare de retrouver une thrombopénie lors de

dirofilariose cardiaque. On peut retrouver une thrombopénie particulièrement lors de

dirofilariose occulte, où elle peut être modérée à sévère (57). Elle est due à une destruction

plaquettaire à médiation immune. Une CIVD est également possible (15, 36).

62

Une anémie légère à modérée et une leucocytose marquée peuvent aussi être observées

(57).

d) Traitement (55, 57)

Le plan thérapeutique de la dirofilariose cardiaque doit consister à la fois en un traitement

spécifique et des soins de support. Le traitement spécifique concerne d’abord les adultes,

puis les microfilaires 3 à 4 semaines plus tard. Une bonne option est l’utilisation du

lévamisole, à la fois macrofilaricide et microfilaricide, à 10 mg/kg deux fois par jour, pendant

2 à 3 semaines. Les soins de support ont pour but de limiter le risque de thromboembolie

consécutive à la mort des filaires de façon massive.

Un traitement chirurgical peut éventuellement s’avérer nécessaire et urgent lors d’un

syndrome de la veine cave.

La prévention se fait par la lutte contre les moustiques en zone endémique. La perméthrine

et la deltaméthrine sont pour cela efficaces. La vermifugation préventive des chiens diminue

aussi nettement la prévalence de la dirofilariose cardiaque.

III. Démarche diagnostique face à une thrombopénie

A. Circonstances de découverte et signes d’appel

1) Signes cliniques (15)

Les signes cliniques d’une thrombopénie sont ceux de n’importe quel trouble de l’hémostase

primaire. Les troubles de l’hémostase prédisposent aux hémorragies de section et se

traduisent, la plupart du temps au niveau cutané, par un purpura de type pétéchial ou une

tendance ecchymotique, souvent associés à des saignements spontanés.

On peut également rencontrer des hémorragies muqueuses comme une épistaxis, une

hémoptysie, une gingivorragie ou une métrorragie, des hémorragies viscérales se

manifestant par de l’hématémèse, du méléna ou de l’hématurie. Des symptômes

fonctionnels sont possibles, dans le cas d’hémorragie à localisation particulière, comme par

exemple des troubles de la vision lors d’hyphéma, ou des troubles nerveux lors d’hémorragie

cérébroméningée.

Il est également fréquent d’observer une anémie consécutive aux saignements lors de

thrombopénie.

2) Numération plaquettaire

Selon l’importance de la thrombopénie et des facteurs associés, les signes cliniques peuvent

être totalement absents et la découverte est alors fortuite à la faveur de la réalisation d’un

hémogramme. Dans ce cas, on aura soin d’écarter une pseudothrombopénie (cf. infra).

63

B. Attester d’une thrombopénie

1) Réalisation d’une numération plaquettaire

a) Principe et précautions

La numération plaquettaire est un examen sanguin consistant à compter le nombre de

plaquettes dans la circulation sanguine. Pour cela, un prélèvement de sang veineux

périphérique, sur éthylène diamine tétra-acétate (EDTA) ou citrate, est suffisant. Cependant,

les plaquettes étant fragiles et ayant une tendance à l’agrégation, les conditions de

prélèvement doivent être optimales, avec principalement un animal calme ou fermement

contenu, une ponction franche d’un vaisseau de calibre suffisamment élevé à l’aide d’une

aiguille de diamètre adapté (20 ou 21G) permettant un prélèvement rapide, et bien sûr une

absence de coagulat. L’examen doit ensuite être réalisé dans les 5 à 8 heures suivant le

prélèvement, ou 24 à 48 heures si le prélèvement a été conservé à 4°C.

Le prélèvement est ensuite analysé le plus souvent à l’aide d’un automate d’hématologie qui

réalise l’ensemble de l’hémogramme, dont la numération plaquettaire.

b) Valeurs usuelles (15, 36)

Les valeurs usuelles, bien que variant selon la technique utilisée, sont généralement

comprises, chez le chien, entre 200 et 500 G/L, c'est-à-dire entre 200 000 et 500 000/µL.

Une valeur inférieure à la limite basse définit une thrombopénie, alors que pour des valeurs

supérieures à la norme haute, on parle de thrombocytose. Lors de numération inférieure à

50 000/µL, on parle de thrombopénie majeure, avec un risque important de saignements

spontanés. En-dessous de 20 000/µL, un syndrome hémorragique est quasi inévitable.

La numération plaquettaire présente donc une valeur diagnostique et pronostique très

intéressante, et est le premier examen à entreprendre lors de trouble de l’hémostase

primaire.

c) Particularités raciales

Il existe 2 races, le Lévrier greyhound et l’Epagneul cavalier King Charles, présentant des

valeurs de numération plaquettaire physiologiquement basses.

Chez le Lévrier greyhound, la numération plaquettaire est comprise entre 65 et 295 G/L (15,

25).

Dans le cas de l’Epagneul cavalier King Charles, une macrothrombopénie (plaquettes de taille

moyenne comprise entre 2.5 et 3.75 µm) sans conséquence pathologique a été

fréquemment décrite (15, 26, 67). Une étude a montré que, dans cette race, 31% des chiens

sains présentent une numération plaquettaire inférieure à 100 G/L, et que dans 4% des cas,

la numération était même inférieure à 50 G/L (26). On parle de macrothrombopénie puisque

64

les plaquettes sont en revanche de taille augmentée (15, 67). Cette anomalie est transmise

sur un mode autosomal récessif (15).

2) Confirmation au travers du frottis sanguin (15, 36)

La réalisation d’un frottis sanguin est indispensable pour confirmer ou infirmer le résultat de

l’automate. En effet, outre les artefacts liés aux conditions de prélèvement, la méthode de

comptage peut conduire à des résultats erronés, principalement des fausses thrombopénies.

Il faut donc rechercher, à faible grossissement et après coloration au May-Grünwald-Giemsa,

la présence d’agrégats plaquettaires susceptibles d’entraîner une pseudothrombopénie lors

du comptage. En présence d’agrégats, la numération obtenue par l’automate peut servir de

valeur minimale, mais il est préférable de refaire le prélèvement et l’analyse.

En l’absence d’agrégats plaquettaires, il est possible d’effectuer une estimation de la

numération plaquettaire. Pour ce faire, il suffit de compter le nombre de plaquettes

visualisées à fort grossissement (x 1000), sur 5 à 10 champs situés dans la zone de lecture, et

de multiplier par un facteur compris entre 15 et 20, selon l’oculaire utilisé, les oculaires

classiques correspondant à 20.

Chez le chien, pour une numération plaquettaire dans les valeurs usuelles, on dénombre

environ une plaquette pour 20 hématies, c'est-à-dire entre 8 et 15 plaquettes par champ à

l’objectif à immersion.

Dans le cadre d’une thrombopénie, le frottis sanguin a également une importance

diagnostique fondamentale. En effet, il peut permettre la mise en évidence de divers

hémopathogènes. On peut citer, entre autres, les microfilaires de Dirofilaria immitis, des

protozoaires, comme Babesia spp., ou des bactéries, notamment Ehrlichia spp., Anaplasma

spp. ou Mycoplasma spp.. Il est également possible d’observer des cellules tumorales.

C. Rechercher l’origine de la thrombopénie

1) Indices fournis lors de la numération plaquettaire et de l’examen du

frottis (15, 36)

Certains automates de numération hématologique peuvent fournir une autre

valeur utilisable : le volume plaquettaire moyen (VPM). Il donne une indication de

l’anisocytose plaquettaire observable sur le frottis. Le VPM est usuellement compris entre

7,6 et 8,3 fL chez le chien. Une augmentation de celui-ci indique une prépondérance de

mégathrombocytes ou macrothrombocytes et suggère donc une thrombopoïèse active,

tandis qu’une diminution correspond à une majorité de microthrombocytes. Par ailleurs, un

VPM inférieur à 5,4 fL est considéré par certains auteurs comme un indicateur précoce et

spécifique d’une thrombopénie à médiation immune, mais cependant peu sensible (55%

seulement).

L’utilité de cette donnée est cependant très controversée.

65

2) Le myélogramme

Le myélogramme permet d’apprécier la lignée mégacaryocytaire, tant qualitativement que

quantitativement, et notamment de déterminer si la thrombopénie observée est associée à

une hypoplasie, aplasie ou hyperplasie mégacaryocytaire. Cet examen peut ainsi permettre

de différencier une thrombopénie d’origine périphérique, le plus souvent associée à une

hyperplasie mégacaryocytaire, d’une thrombopénie d’origine centrale associée à une hypo

ou aplasie mégacaryocytaire. Le myélogramme permet aussi la recherche d’agents infectieux

mais surtout de cellules néoplasiques (36).

Le myélogramme, obtenu par cytoponction de moelle osseuse au sternum ou à la jonction

chondro-costale, est fréquemment effectué en médecine vétérinaire, et peut être effectué

sur un animal vigile (52). Il est cependant assez invasif, et son utilité est controversée dans le

cadre de la thrombopénie, notamment lors de thrombopénie sévère à médiation immune.

De plus, les thrombopénies d’origine mixte ne sont pas rares. Cet examen est donc surtout

conseillé dans les cas de thrombopénie modérée persistante, de thrombopénie associée à

une bi ou pancytopénie, et d’animaux suspects de thrombopénie à médiation immune qui

ne répondent pas au traitement immunosuppresseur (36).

Par ailleurs, lors d'échecs répétés, une biopsie ostéo-médullaire peut s'avérer nécessaire. La

biopsie ostéo-médullaire doit être effectuée sur un animal anesthésié, car nécessite la

réalisation de 5 à 6 carottes osseuses, réalisées au pelvis ou à l’extrémité proximale des os

longs des membres (52).

Le myélogramme et la biopsie ostéo-médullaire doivent être interprétés conjointement avec

l’hémogramme (36, 52).

3) Critères cliniques et autres critères biologiques

La recherche de l’origine d’une thrombopénie doit toujours se faire en tenant compte de

l’anamnèse et des signes cliniques observés. Même si ceux-ci ne permettent généralement

pas seuls d’établir un diagnostic définitif, ils permettent très souvent de l’orienter. Par

exemple, la présence de fièvre, d’algie (16) ou d’une polyarthrite (16, 28), de même que

l’observation de tiques sur l’animal, sont autant de signes évocateurs d’une maladie

vectorielle.

La suspicion clinique permet ainsi d’orienter le choix des examens complémentaires, qui

pourront souvent permettre l’établissement d’un diagnostic de certitude. Un test de

Coombs ou un test d’agglutination sur lame positifs indiquent que la thrombopénie est à

médiation immune, mais ne permet pas de distinguer une origine primaire d’une origine

secondaire (36). Pour la recherche d’agents infectieux, plusieurs examens sont possibles.

L’isolement en culture, bien qu’il permette la réalisation d’un antibiogramme, est un

processus long et fastidieux, et la PCR lui est donc souvent préférée. Cette méthode de

diagnostic direct permet la recherche du matériel génétique d’un agent infectieux donné.

Elle est sensible, spécifique, rapide, et, dans le cas de la PCR quantitative, peut permettre de

66

faire la distinction entre un portage latent et une infection responsable d’une maladie

clinique. Malheureusement, la PCR ne permet pas la réalisation d’un antibiogramme, et

nécessite de bonnes connaissances des séquences génétiques des agents pathogènes

recherchés. La sérologie, quant à elle, consiste en la recherche d’anticorps dans un liquide

biologique, le plus souvent le sérum. Cette méthode indirecte atteste d’un contact plus ou

moins récent avec l’agent infectieux recherché, mais dépend de la qualité de la réponse

immunitaire de l’animal et de la cinétique des anticorps, et n’a pas toujours de valeur

diagnostique, puisqu’elle met en évidence un contact de l’animal avec l’agent pathogène,

qu’il soit récent ou non, et ait déclenché une maladie clinique ou non (16).

Enfin, la réponse au traitement mis en place peut aussi permettre d’établir le diagnostic.

Ainsi, une réponse à un traitement immunosuppresseur indiquera la présence d’une

thrombopénie à médiation immune, et sera même le seul moyen de mettre en évidence une

thrombopénie à médiation immune primaire (15, 36). La réponse à un traitement

antibiotique, notamment à base de doxycycline, pourra confirmer, le cas échéant, une

maladie vectorielle, comme une ehrlichiose ou une anaplasmose (16).

D. Démarche générale

Comme nous l’avons vu précédemment, une thrombopénie peut avoir un très grand nombre

d’origines. Peu d’études ont été réalisées sur la prévalence des différentes causes de

thrombopénies, mais deux sont à noter.

En 1991, une étude a été menée dans un hôpital universitaire vétérinaire en Amérique du

Nord sur 987 chiens atteints de thrombopénies. Pour 23% d’entre eux, la cause de la

thrombopénie était une maladie infectieuse ou inflammatoire, alors qu’il s’agissait d’un

processus néoplasique pour 13%, d’une thrombopénie à médiation immune primaire pour

5% et de troubles divers pour les 59% restants (39).

Entre 2000 et 2004, une étude similaire a été menée à l’université Louis-et-Maximilien de

Munich sur 871 chiens et les résultats suivants ont été obtenus : pour 34,9% des chiens, la

thrombopénie est due à une maladie infectieuse ou inflammatoire, dans 20,8% des cas,

l’origine est néoplasique, la thrombopénie est consécutive à une CIVD dans 6,0% des cas et

est à médiation immune primaire chez 5.6% des chiens. Enfin, pour les 25,5% restants, une

cause diverse est à incriminer, notamment une néphropathie, une hépatopathie, une

neuropathie, une cardiopathie, une intoxication, une chimiothérapie ou une

endocrinopathie (7).

Malheureusement, pour la grande majorité des affections responsables de thrombopénies, il

n’y a pas de tableau clinique pathognomonique. Ainsi, lorsqu’on découvre une

thrombopénie à l’hémogramme, il est important d’avoir une démarche diagnostique

relativement systématisée (15, 36).

Lorsqu’une thrombopénie est mise en évidence à l’hémogramme, la première chose à faire

systématiquement est de réaliser un frottis sanguin afin de vérifier la numération

67

plaquettaire manuellement. La lecture du frottis sanguin peut aussi permettre la mise en

évidence d’un agent infectieux ou de cellules tumorales.

Ensuite, il faut s’intéresser aux autres lignées cellulaires de l’hémogramme, et chercher la

présence d’une anémie concomitante, d’une leucopénie, une neutropénie, voire une

pancytopénie.

La réalisation d’un myélogramme peut souvent être intéressante, car celui-ci permet la

plupart du temps de faire la différence entre une origine centrale ou périphérique de la

thrombopénie. D’autres examens cliniques, plus spécifiques, doivent être réalisés en

fonction de l’avancée de la démarche diagnostique, notamment un test de Coombs, ou la

recherche d’un ou plusieurs agents infectieux, grâce à des tests sérologiques ou la PCR. Tous

ces tests doivent bien évidemment être entrepris en prenant en compte les signes cliniques,

l’anamnèse et les données épidémiologiques (15, 36).

Ainsi, l’origine de la thrombopénie pourra être décelée dans la majorité des cas. Cependant,

un diagnostic définitif ne pourra pas toujours être posé simplement. Une thrombopénie à

médiation immune primaire, par exemple, ne pourra être identifiée qu’en mettant en

évidence une forte mégacaryocytopoïèse et après exclusion méthodique des autres causes

de thrombopénie. Le diagnostic peut également être posé rétrospectivement, en observant

une bonne réponse au traitement, immunosuppresseur dans le cas d’une thrombopénie à

médiation immune primaire (12, 36).

Un arbre décisionnel est présenté ci-dessous.

68

Figure 15 : Démarche diagnostique d’une thrombopénie chez le chien (36)

Thrombopénie à l’hémogramme

Confirmation par la lecture d’un frottis sanguin

Recherche d’agrégats plaquettaires

Présence d’agrégats Absence d’agrégats

Nouveau prélèvement sur

EDTA ou CTAD

Hémogramme et frottis sanguinThrombopénie vraie Thrombopénie isolée

Thrombopénie et bi ou pancytopénie

ou cellules anormales

Thrombopénie et anémie

Détermination du caractère

régénératif ou non de l’anémie

Numération des réticulocytes, Tc

Anémie régénérative Anémie non régénérative

Test d’agglutination sur lame/

Test de Coombs

+

-

AHMI associée à

une CIVD

Ou Syndrome

d’Evan’s

PT et alb

normales ou diminuées

Perte sanguine secondaire

à une thrombopénie

cf. thrombopénie isolée

Myélogramme

Hyperplasie

érythroïde

Hypo ou aplasie

érythroïde

Recherche d’agents infectieux

frottis sanguin, PCR, sérologies…

Babésia, Ehrlichia canis, Anaplasma platys…

+

-

Maladie infectieuse Myélogramme

Normo ou Hyperplasie

mégacaryocytaire

Hyperplasie myéloïde

Hypoplasie

mégacaryocytaire

Thrombopénie centrale

associée à une atteinte

médullaire sélective ou

généralisée

Thrombopénie et

neutropénie

périphériques

(cf. thrombopénie isolée)

Cf. thrombopénie

et bi ou

pancytopénie

Maladie médullaire

69

Figure 16 : Démarche diagnostique d’une thrombopénie isolée chez le chien (36)

Tout au long de cette première partie, nous avons pu voir la grande diversité des origines

des thrombopénies, notamment la grande variété d’agents infectieux et parasitaires

potentiellement responsables de thrombopénie, et donc l’importance d’adopter une

démarche systématisée pour mener à bien l’investigation d’une thrombopénie.

La seconde partie de notre travail, présentée ci-dessous, a pour objectif, à la faveur d’une

étude de séroprévalence des maladies vectorielles chez le chien en France, de démontrer

l’intérêt de la réalisation d’un test 4Dx© au cours de cette démarche diagnostique.

Thrombopénie isolée

Anamnèse et commémoratifs complets

âge, déplacement, traitements (anti-parasitaires

ou autres), statut vaccinal, accès à des toxiques,

évolution clinique…

Signes cliniques autres que ceux d’un

trouble de l’hémostase primaire

fièvre, organomégalie (splénomégalie, hépatomégalie…), masse…

Éléments

évocateurs

Ex :

Thrombopénie raciale

Brûlures

Syndrome urémique

Pancréatite

Maladie infectieuse (bactérienne,

parvovirose, maladie de Carré…)

Lupus érythémateux disséminé

Splénopathie à investiguer…

Examens

complémentaires

spécifiques

Absence d’éléments

évocateurs

Analyse du frottis sanguin

Recherche d’agents infectieux,

anomalies morphologiques…

Schizocytes Présence d’agents infectieux

(Babésia, Ehrlichia, Anaplasma…)

Maladie infectieuseAngiopathies (hémangiosarcome…),

CIVD possibles…

Examens complémentaires

Imagerie médicale,

évaluation des temps de coagulation

(TQ, TCA), Fb, PDF, AT III…

Absence d’anomalie

Recherche d’agents infectieux

ou d’une tumeur

Ehrlichia, Anaplasma, Babésia, Leishmania, Borrelia, Leptospira

Maladie infectieuse Tumeur Absence d’anomalie

Thrombopénie sévère Thrombopénie modérée

TMI suspectée

Cf. Myélogramme

HémopathieAbsence

d’hémopathie maligne

Réponse au traitement

immunosuppresseur

TMI idiopathique

fortement suspectée

+ -

Myélogramme

70

PARTIE EXPERIMENTALE

Prévalence de la babésiose, de l’anaplasmose granulocytaire, de la borréliose

de Lyme, de l’ehrlichiose monocytaire et de la dirofilariose cardiaque chez le

chien – Etude de leur importance lors de thrombopénie

L’objectif initial de cette étude est d’évaluer la séroprévalence en France des maladies

vectorielles dépistées par le test 4Dx© : l’anaplasmose granulocytaire, l’ehrlichiose

monocytaire, la borréliose de Lyme et la dirofilariose cardiaque. Pour réaliser cette étude,

nous avons retenu les animaux présentés en consultation, entre le 1er avril et le 30 juin 2011,

dans 4 centres investigateurs, en l’occurrence les 4 écoles vétérinaires françaises. Au final,

seules 3 participeront : l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort (ENVA), VetAgro Sup – Campus

vétérinaire de Lyon (VAS) et l’Ecole Nationale Vétérinaire de Toulouse (ENVT).

Le cadre de l’étude a été étendu avec l’ajout de la babésiose aux 4 autres maladies

vectorielles précédemment citées, par le simple examen du frottis sanguin coloré.

Service médecine ou parasito

Synopsis de l’étude séro-prévalence / Idexx

• Fièvre et/ou

• Abattement et/ou

• Boiterie

+

Données cliniques

Sur CLOVIS

Sang sur EDTA

Laboratoire d’analyse de l’ ENV

Anémie hémolytique

+

Thrombopénie

+

NF Frottis

Présence d’une anomalie sur

frottis (ex babesia, morulae

d’anaplasma…

+

Et/ou Et/ou

Test 4Dx

Critères d’inclusion

Figure 17 : Schéma général de l’étude de séroprévalence des maladies vectorielles

71

Le test 4Dx© du laboratoire Idexx permet le dépistage de 4 agents infectieux vectorisés. Il est

destiné à la détection des anticorps dirigés contre Ehrlichia canis, Anaplasma

phagocytophilum et Borrelia burgdorferi, ainsi que des antigènes de Dirofilaria immitis. Il

présente une spécificité supérieure à 98% pour chacune des affections, et une sensibilité

supérieure à 90% pour E canis et supérieure à 94% pour les 3 autres pathogènes.

Il s’agit d’une technique ELISA, plus sensible et plus spécifique que les techniques Western

blot ou d’immunofluorescence indirecte. Ce test présente surtout le grand avantage d’être

réalisable directement à la clinique par le vétérinaire praticien, avec un résultat lisible au

bout de 8 minutes seulement.

72

Figure 18 : Principe du SNAP test 4Dx©, d’après

http://www.idexx.fr/html/fr_fr/smallanimal/inhouse/snap/common/technology.html

http://www.idexx.fr/html/fr_fr/smallanimal/inhouse/snap/common/technology.html

73

I. Matériel et méthodes

A. Animaux et échantillons

Les échantillons proviennent de chiens présentés en consultation dans une des 3 écoles

vétérinaires participantes.

Les critères d’inclusion pour l’étude sont un élément de suspicion d’une maladie vectorielle,

notamment la découverte d’une anémie, d’une leucopénie ou d’une thrombopénie lors d’un

bilan hématologique, ou la présence de tiques sur l’animal. Une suspicion clinique avec de la

fièvre, de l’abattement, une boiterie ou un phénomène algique permet également l’inclusion

dans l’étude, dans la mesure où aucune cause, autre que celles recherchées dans notre

étude, n’a pu être mise en évidence. L’observation à la lecture du frottis sanguin d’un ou

plusieurs des agents pathogènes recherchés entraîne bien évidemment également

l’inclusion dans l’étude.

B. Données recueillies

Pour chaque animal, une feuille de données standardisée, dont le modèle est présenté en

annexe, a été remplie. Sur cette feuille ont été consignés la race, l’âge, le sexe et les

antécédents médicaux. Le lieu de vie, majoritairement à l’intérieur ou à l’extérieur, en zone

plutôt rurale ou urbaine, ainsi que le département ont été notés. Les destinations des

déplacements dans d’autres départements, voire pays, ont également été relevés, le cas

échéant. La date et le nom du dernier traitement antiparasitaire externe est aussi

occasionnellement renseignée.

Les données cliniques principalement relevées sont la température rectale, l’hyperthermie

ayant été définie par un température supérieure ou égale à 39°C, le poids du chien, ainsi que

son comportement général, l’état de sa peau, et des appareils cardiovasculaire, respiratoire,

digestif et locomoteur, en notant le statut normal ou anormal pour chacun, et en précisant

l’anomalie s’il y a lieu. La présence de tiques ou d’autres parasites est également relevée.

C. Analyse des échantillons

1) Test 4Dx©

Un test SNAP© 4Dx© a été réalisé de manière systématique, en appliquant le protocole

suivant. L’échantillon a été réchauffé à température ambiante, s’il avait été réfrigéré

préalablement, puis centrifugé. Le réactif du test 4Dx© a également été amené à

température ambiante, pendant une trentaine de minutes. Ensuite, comme le test le prévoit,

3 gouttes de sérum ont été prélevées à l’aide d’une pipette, placées dans un tube, puis 4

gouttes de conjugué ont été ajoutées. L’ensemble a ensuite été mélangé en inversant

74

délicatement le tube à plusieurs reprises. Le liquide ainsi obtenu a finalement été déversé

dans le puits du dispositif SNAP©, et l’activateur a été enfoncé lorsque le liquide atteignait le

cercle d’activation. Les résultats ont ensuite été lus au bout de 8, 16 et 30 minutes, le test

étant considéré positif s’il l’est à au moins une lecture.

La procédure de réalisation du test 4Dx© est détaillée en annexe.

2) Autres analyses

a) Frottis sanguin

Un frottis sanguin a été, dans la plupart des cas, réalisé et attentivement observé, pour

confirmer une éventuelle thrombopénie, ainsi que pour mettre en évidence des agents

pathogènes. Les animaux ont été considérés positifs pour la babésiose lorsque des

piroplasmes étaient mis en évidence.

b) Hémogramme

Un hémogramme a été réalisé de façon systématique. L’anémie a été définie par un taux

d’hémoglobine inférieur à 12g/dL, et la thrombopénie par une numération plaquettaire

inférieure à 150000/mm3.

c) Autres analyses

Pour certains cas, au cours de la démarche diagnostique, et indépendamment de l’étude, un

test de Coombs direct a été réalisé.

De la même manière, une PCR a parfois été entreprise, pour détecter la babésiose,

l’ehrlichiose, l’anaplasmose, la leishmaniose et/ou l’hémobartonellose.

D’autres analyses ont parfois été effectuées, chacune dans 1 cas. Une coproscopie a ainsi été

réalisée pour un des chiens. De même, à chaque fois pour un chien différent, la néosporose

a été détectée par histologie et sérologie, la leishmaniose par cytologie et la leptospirose par

sérologie.

D. Analyse statistique

L’analyse statistique a été réalisée par un professionnel. Pour chaque paramètre étudié, un

test du χ² a été utilisé, pour savoir s’il est significativement corrélé à la détection, d’une des

maladies dépistées.

Les effectifs positifs pour chaque maladie du test 4Dx© pris individuellement étant trop

faibles pour permettre d’effectuer un test du χ² significatif, ils ont été regroupés en 1 seul

paramètre dénommé « 4Dx© ».

75

II. Résultats

A. Séroprévalences obtenues

Sur la période du 1er avril au 30 juin 2011, 323 échantillons de sang de chien ont été récoltés

et inclus dans l’étude dans 3 écoles vétérinaires, respectivement 198 recueillis à l’ENVA, 72 à

VAS et 53 à l’ENVT.

Test 4Dx© Test 4Dx© Test 4Dx© Test 4Dx©

N= Babesia Anaplasma Ehrlichia Borrelia Dirofilaria 4Dx© Total +

Lyon 72 11 2 0 1 0 3 14

Alfort 198 3 2 1 5 3 11 14

Toulouse 53 5 0 1 0 1 2 7

Total 323 19 4 2 6 4 16 35 Tableau 1 : Effectifs obtenus pour chaque maladie vectorielle

Test 4Dx© Test 4Dx© Test 4Dx© Test 4Dx©

N= Babesia Anaplasma Ehrlichia Borrelia Dirofilaria 4Dx© Total +

Lyon 72 15,3% 2,8% 0,0% 1,4% 0,0% 4,2% 19,4%

Alfort 198 1,5% 1,0% 0,5% 2,5% 1,5% 5,6% 7,1%

Toulouse 53 9,4% 0,0% 1,9% 0,0% 1,9% 3,8% 13,2%

Total 323 5,9% 1,2% 0,6% 1,9% 1,2% 5,0% 10,8% Tableau 2 : Prévalences calculées pour chaque maladie vectorielle

Ainsi, sur 323 cas, 19 sont positifs pour la babésiose (5,9%), 4 pour l’anaplasmose (1,2%), 2

pour l’ehrlichiose (0,6%), 6 pour la maladie de Lyme (1,9%), et 4 pour la dirofilariose (1,2%).

Aucun cas ne présente plusieurs affections concomitantes, 16 cas (5,0%) ont donc donné lieu

à un test 4Dx© positif, et 35 cas (10,8%) sont positifs pour une des maladies vectorielles

recherchées.

On constate ainsi que les effectifs obtenus sont assez faibles, malgré le fait que les cas

recrutés présentaient en grande majorité au moins un critère de suspicion. Ainsi, pour

obtenir des effectifs suffisants et permettre malgré tout de travailler sur ces résultats, les cas

positifs pour une des maladies du test 4Dx© ont été regroupés en un seul groupe. Les

prévalences sont en revanche relativement élevées, particulièrement pour la babésiose.

B. Analyse épidémiologique

Les chiens ont été sélectionnés sans distinction raciale, ce qui entraîne une grande diversité.

En effet, on dénombre 71 races différences, sans compter les croisements. Les races les plus

représentées dans notre étude sont parmi les races les plus représentées dans l’ensemble de

76

la population canine. On compte ainsi 19 Labrador Retrievers et 14 croisés Labrador, 14

Yorkshire Terriers plus un assimilé, et 12 Bergers Allemands plus 1 apparenté. Parmi les cas

positifs pour une des maladies vectorielles recherchées, chaque race n’est représentée

qu’une ou deux fois, hormis 3 croisés Labrador.

De même, le recrutement des chiens s’est fait indifféremment de leurs âges, les 2 plus

jeunes ayant 2 mois et le plus vieux étant âgé de 17 ans. On peut notamment remarquer que

17 chiens avaient moins d’un an au moment du prélèvement, dont 8 avaient même moins de

6 mois. En revanche, parmi les chiens positifs pour une des maladies vectorielles

recherchées, un seul avait 1 an, et tous les autres avaient entre 2 et 11,5 ans.

Le choix des chiens s’est fait sans distinction de sexe. Ainsi, 145 femelles et 178 mâles ont

été inclus dans l’étude. Les mâles sont également plus représentés parmi la population

atteinte d’une des maladies vectorielles recherchées. On en dénombre 22 contre 13

femelles.

Concernant la répartition géographique, les cas recrutés proviennent en grande majorité des

départements proches des 3 écoles vétérinaires concernées, les régions Rhône-Alpes, Midi-

Pyrénées, et surtout Ile-de-France sont donc les plus représentées. 2 cas proviennent de

Nouvelle-Calédonie. En revanche, certaines zones comme la façade atlantique, le Nord-est,

le Centre ou la Provence ne sont pas ou très peu représentées. Les cas positifs pour une des

maladies vectorielles du test 4Dx© proviennent également des départements proches des

écoles vétérinaires, hormis un cas d’anaplasmose en Nouvelle-Calédonie. Les cas positifs

pour la babésiose sont retrouvés en Ile-de-France, en Haute-Garonne, en région lyonnaise

(Isère et Rhône) et au niveau de la façade méditerranéenne (Var et surtout Gard).

C. Analyse clinique

1) Résultats bruts

Babésiose 4Dx© Négatif Total

Thrombopénie 15 6 65 86

Anémie 11 6 80 97

Fièvre 13 5 93 111

Abattement 15 7 104 126

Fièvre ou abattement ou boiterie ou algie 18 10 165 193

Présence de tiques 8 2 33 43 Tableau 3 : Répartition des différents paramètres observés en fonction des maladies vectorielles recherchées

On constate que, comme exposé dans le tableau 3 ci-dessus, 86 chiens présentent une

thrombopénie. 21 (24,4%) sont positifs pour une des maladies vectorielles recherchées, dont

15 (17,4%) pour la babésiose, et 6 (7%) au test 4Dx©.

77

De même, 97 chiens présentent une anémie. 17 (17,5%) sont positifs pour une des maladies

vectorielles recherchées, dont 11 (11,3%) atteints de babésiose et 6 (6,2%) souffrant d’une

maladie détectée par le test 4Dx©.

2) Analyse des résultats

a) Thrombopénie et maladie vectorielle

Les animaux de cette étude ont été considérés comme atteints de thrombopénie lorsque

leur numération plaquettaire est inférieure à 150 G/L.

Babesia + Babesia - Total

Thrombopénie 78,9% 23,4% 27%

Signe + 15 71 86

17,4% 82,6%

Signe – 4 233 237

Total 19 304 323

Test statistique 5,32 p<0,00001 Tableau 4 : Relations entre thrombopénie et babésiose

On observe ainsi que 78.9% (15 sur 19) des chiens atteints de babésiose présentent une

thrombopénie, alors que seulement 23.4% (71 sur 304) des chiens non atteints y sont sujets.

On constate également que 17.4% des chiens thrombopéniques sont atteints de babésiose.

Il semble alors que la babésiose et la présence d’une thrombopénie soient corrélées de

manière significative, ce qui est confirmé par le test du χ², qui permet d’obtenir une valeur

de p inférieure à 0.00001.

On peut donc dire que la découverte d’une thrombopénie chez un animal doit faire

suspecter une babésiose, et réciproquement.

4Dx© positif 4Dx© négatif Total

Thrombopénie 37,5 % 26,1 % 27 %

Signe + 6 80 86

7,0% 93,0%

Signe – 10 227 237

Total 16 307 323

Test statistique 1,01 NS Tableau 5 : Relations entre thrombopénie et maladies vectorielles du test 4Dx©

Pour les animaux positifs pour le test 4Dx©, la différence est moins évidente, puisque seuls

37.5% (6 sur 16) des chiens avec un test 4Dx© positif présentent une thrombopénie, contre

26.1% (80 sur 307) avec un test négatif.

78

En effectuant un test du χ², on obtient un résultat indiquant qu’il n’y a pas de corrélation

significative entre thrombopénie et test 4Dx© positif.

b) Maladies vectorielles et autres paramètres cliniques


Anémie 57,9% 28,3% 30%

Signe + 11 86 97

11,3% 88,7%

Signe – 8 218 226

Total 19 304 323

Test statistique 2,73 p<0,01 Tableau 6 : Relations entre anémie et babésiose


Fièvre 68,4 % 32,2 % 34 %

Signe + 13 98 111

11,7% 88,3%

Signe – 6 206 212

Total 19 304 323

Test statistique 3,22 p<0,01 Tableau 7 : Relations entre fièvre et babésiose


Abattement 78,9 % 36,5 % 39 %

Signe + 15 111 126

11,9% 88,1%

Signe – 4 193 197

Total 19 304 323

Test statistique 3,68 p<0,001 Tableau 8 : Relations entre abattement et babésiose

Fièvre ou abattement Babesia + Babesia - Total

ou boiterie ou algie 94,7 % 57,6 % 60 %

Signe + 18 175 193

9,3% 90,7%

Signe – 1 129 130

Total 19 304 323

Test statistique 3,21 p<0,01 Tableau 9 : Relations entre fièvre, abattement, boiterie, algie et babésiose

79

Présence de Tiques Babesia + Babesia - Total

42,1% 11,5% 13%

Signe + 8 35 43

18,6% 81,4%

Signe – 11 269 280

Total 19 304 323

Test statistique 3,81 p<0,01 Tableau 10 : Relations entre présence de tiques et babésiose

On constate donc que tous les paramètres cliniques étudiés sont significativement corrélés à

la babésiose, particulièrement l’abattement. Ainsi, la présence d’un ou plusieurs de ces

signes doit entraîner la recherche d’une babésiose.


Anémie 37,5 % 29,6 % 30 %

Signe + 6 91 97

6,2% 93,8%

Signe – 10 216 226

Total 16 307 323

Test statistique 0,67 NS Tableau 11 : Relations entre anémie et maladies vectorielles du test 4Dx©


Fièvre 31,3 % 34,5 % 34 %

Signe + 5 106 111

4,5% 95,5%

Signe – 11 201 212

Total 16 307 323

Test statistique -0,27 NS Tableau 12 : Relations entre fièvre et maladies vectorielles du test 4Dx

©


Abattement 43,8 % 38,8 % 39 %

Signe + 7 119 126

5,6% 94,4%

Signe – 9 188 197

Total 16 307 323

Test statistique 0,40 NS Tableau 13 : Relations entre abattement et maladies vectorielles du test 4Dx©

80

Fièvre ou abattement 4Dx© positif 4Dx© négatif Total

ou boiterie ou algie 62,5 % 59,6 % 60 %

Signe + 10 183 193

5,2% 94,8%

Signe – 6 124 130

Total 16 307 323

Test statistique 0,23 NS Tableau 14 : Relations entre fièvre, abattement, boiterie, algie et maladies vectorielles du test 4Dx©

Présence de Tiques 4Dx© positif 4Dx© négatif Total

12,5% 13,4% 13%

Signe + 2 41 43

4,7% 95,3%

Signe – 14 266 280

Total 16 307 323

Test statistique -0,10 NS Tableau 15 : Relations entre présence de tiques et maladies vectorielles du test 4Dx©

Pour les maladies vectorielles du test 4Dx©, il n’a en revanche pu être établi de corrélation

significative avec aucun paramètre clinique étudié.

III. Discussion

A. Limites de l’étude

1) Sélection des cas

Les résultats de l’étude ne sont pas très concluants pour la partie concernant le test 4Dx©.

Cependant, plusieurs raisons peuvent être évoquées, au premier rang desquelles les faibles

effectifs obtenus pour les 4 maladies recherchées.

Les prévalences obtenues étant de l’ordre de 1% pour chacune des maladies, il aurait fallu

1000 échantillons pour obtenir au moins une dizaine de cas positifs et pouvoir appliquer le

test du χ² séparément pour chaque maladie. Or, la récolte de 1000 échantillons représentait

l’objectif initial de l’étude. A l’origine, il était prévu que les quatre écoles vétérinaires

récoltent chacune 250 cas. Malheureusement, Oniris, l’école vétérinaire de Nantes, n’a

finalement pas participé à l’étude, et il s’est avéré que le délai de 3 mois était bien trop court

pour trouver, au sein des services de consultation des écoles vétérinaires, 250 chiens

remplissant les critères d’inclusion.

Les écoles vétérinaires présentent certes l’avantage de voir un grand nombre de

consultations chaque jour, mais ces consultations sont gérées par un grand nombre

d’intervenants, professeurs comme étudiants. Or, les personnes impliquées dans l’étude ne

81

pouvant pas suivre toutes les consultations, le recrutement de chaque cas ne pouvait être

fait que par les personnes impliquées dans la consultation. Le bon déroulement de la phase

de recrutement des cas dépendait donc de l’information et du bon vouloir des différents

acteurs de chaque école vétérinaire. Même si tout a été fait pour sensibiliser ces acteurs, il

est très probable qu’un certain nombre de chiens remplissant les critères d’inclusion aient

ainsi été oubliés. L’ENVA a réussi à s’approcher de l’objectif, avec 198 cas, mais VAS et

L’ENVT en étaient bien loin avec respectivement 72 et 53 cas.

On peut également s’interroger sur la faible prévalence (0.6%) de l’ehrlichiose. Mais la

situation géographique des écoles vétérinaires fait que le pourtour méditerranéen,

principale région endémique pour l’ehrlichiose et la dirofilariose, n’est quasiment pas

représenté.

2) Réalisation des analyses

Les tests 4Dx© n’ont été réalisés qu’une fois par échantillon, il existe donc un risque non

négligeable de faux-positifs ou faux-négatifs. De plus, le test 4Dx© n’est qu’un test de

dépistage. La réalisation systématique d’une PCR pour chacun des 4 agents pathogènes du

test 4Dx© aurait peut-être pu permettre d’obtenir des résultats plus fiables, mais cela était

difficilement envisageable.

La participation de 3 écoles vétérinaires, bien qu’elle ait de nombreux avantages, a entraîné

une multiplication du nombre d’intervenants, et il est donc impossible d’affirmer avec

certitude que la démarche a été appliquée de manière rigoureusement identique pour

chaque cas. De plus, l’étude a été réalisée par des personnes qui n’y étaient pas entièrement

dédiées. Il a donc fallu composer avec les autres obligations de chacun, et toutes les analyses

n’ont pas toujours pu être réalisées de manière optimale. En particulier, un frottis sanguin

n’a pas été effectué de manière systématique.

Par ailleurs, hormis lorsqu’une PCR a été entreprise indépendamment de l’étude, la

babésiose n’a été recherchée que par la lecture du frottis sanguin. Or, cette méthode de

dépistage est certes très spécifique, mais relativement peu sensible. De plus, le frottis

sanguin n’a pas pu être réalisé de manière systématique. Il y a donc fort à parier que le

nombre de cas positifs pour la babésiose ait été sous-estimé, ce qui a pu avoir un impact sur

les calculs. En effet, la babésiose aurait peut-être pue être corrélée de manière plus

significative encore aux différents paramètres de l’étude, puisque des cas positifs pour la

babésiose et certains de ces critères ont pu être considérés négatifs, suite à une absence de

détection de la babésiose. Il aurait certainement été plus judicieux d’effectuer une analyse

PCR pour la babésiose pour chaque cas, ou, au minimum, de mieux systématiser la lecture

des frottis sanguins.

82

3) Analyse statistique

Les effectifs étant trop faibles pour chaque maladie prise individuellement pour obtenir des

valeurs permettant de conclure statistiquement, il a été indispensable de regrouper les 4

maladies ensemble. Cette démarche, bien que nécessaire, a faussé les calculs, toutes les

maladies ayant des caractéristiques différentes. Par exemple, la borréliose n’est pas connue

pour entraîner une thrombopénie, et la dirofilariose étant transmise par un moustique, il est

logique qu’elle ne soit pas corrélée à la présence de tiques.

De plus, pour la réalisation des calculs portant sur le test 4Dx©, les animaux positifs pour la

babésiose ont été classés dans le groupe négatif au test 4Dx©, et vice-versa. Ceci a eu pour

conséquence d’augmenter fortement les effectifs d’animaux négatifs présentant une

thrombopénie, notamment. Il aurait probablement mieux valu séparer les animaux en 3

groupes, à savoir un groupe positif au test 4Dx, un autre positif pour la babésiose, et le

dernier négatif pour l’ensemble des maladies vectorielles recherchées, puis comparer les 2

premiers groupes avec le troisième.

B. Comparaison avec des études similaires précédemment réalisées

Ces dernières années, plusieurs études semblables à la nôtre ont été menées, dans

différents pays. Ces études, concernant selon les cas une ou plusieurs des maladies que nous

avons étudiées, s’intéressaient soit à la prévalence de ces maladies, soit à leur corrélation

avec la thrombopénie, ou bien, de la même manière que pour notre étude, aux deux à la

fois.

Entre 2000 et 2004, une étude rétrospective a été menée sur 871 chiens atteints de

thrombopénie, et dont la cause a été identifiée, à l’université Louis-et-Maximilien de

Munich. L’origine de la thrombopénie était inflammatoire ou infectieuse dans 34.9% des cas

(304 sur 871). Une ehrlichiose ou une babésiose a été identifiée dans respectivement 8,6%

(75 sur 871) et 5,3% (46 sur 871) des cas. On peut remarquer que les tests de diagnostic de

l’ehrlichiose et la babésiose n’ont pas été réalisés de manière systématique, il est donc

possible que les prévalences obtenues soient inférieures à la réalité. On peut notamment

s’interroger sur les 227 cas d’animaux thrombopéniques sans diagnostic définitif. Cette

étude a aussi montré que l’ehrlichiose et la babésiose provoquaient des numérations

plaquettaires significativement plus faibles que les autres causes inflammatoires et

infectieuses également responsables de thrombopénie. On peut noter que, dans la même

période, 6960 chiens présentaient une numération plaquettaire normale, et que, en incluant

les thrombopénies dont la cause n’a pas été clairement identifiée, 1098 animaux étaient

atteints de thrombopénie. Ainsi, 13,6% des numérations plaquettaires effectuées pendant

ces 4 ans étaient inférieures à la norme. On n’a en revanche aucune information sur

d’éventuels cas positifs pour l’ehrlichiose ou la babésiose et présentant une numération

plaquettaire normale (7).

83

Ainsi, en ne s’intéressant qu’aux animaux thrombopéniques, la prévalence obtenue dans

cette étude est nettement plus faible pour la babésiose que dans la nôtre, mais bien plus

élevée pour l’ehrlichiose. Etant donné le grand nombre de cas et la proximité géographique

de la France et de l’Allemagne, cette étude semble indiquer que le nombre de cas positifs

pour l’ehrlichiose dans notre étude est anormalement faible.

L’ehrlichiose a également été étudiée au Brésil, où elle est endémique. Une étude de 2001,

n’utilisant que l’observation du frottis sanguin, a identifié E canis chez 4,8% des chiens dans

les zones rurales de l’état de Rio de Janeiro, alors qu’une autre de 2003 a démontré que,

dans ces mêmes zones, 29,5% des chiens sont porteurs d’anticorps dirigés contre E canis.

D’autres études ont été effectuées sur des populations d’animaux thrombopéniques. Une

étude sur une population de chiens hospitalisés au Brésil méridional en 2003, a révélé que

20% des chiens thrombopéniques étaient infectés par E canis. Diverses études ont montré

qu’environ 75% (et jusqu’à 84%) des animaux infectés par E canis développaient une

thrombopénie (22).

Une étude de 2003, menée à la faculté de médecine vétérinaire de Botucatu, dans l’état de

São Paulo, s’est intéressée à 217 animaux présentés en consultation de pathologie médicale.

Les numérations plaquettaires de 71 d’entre aux se sont avérées normales, contre 146

inférieures à 200 G/L, parmi lesquelles 62 comprises entre 100 et 200 G/L, et donc 84

inférieures à 100 G/L. Il a été trouvé que 63,1% (53 sur 84) des animaux avec une

numération plaquettaire inférieure à 100 G/L souffraient d’ehrlichiose, contre 21% (13 sur

62) de ceux dont la numération plaquettaire était comprise entre 100 et 200 G/L, et

seulement 1,4% (1 sur 71) des animaux non thrombopéniques. Un test du χ² a démontré une

différence significative, et donc une corrélation entre la présence d’une thrombopénie, ainsi

que sa sévérité, et l’ehrlichiose (p<0.001) (11).

Une autre étude, conduite en 2005 à Ribeirão Preto sur 221 chiens présentés en

consultation chez 2 vétérinaires, a obtenu les résultats suivants : 38,9% des animaux étaient

positifs pour l’ehrlichiose (86 sur 221), dont 66,3% (57 sur 86) thrombopéniques, et donc

33,7% (29 sur 86) non thrombopéniques. Il a également été découvert des animaux infectés

par Anaplasma platys ou Babesia spp. , respectivement 14,9% (33 sur 221) et 8,1% (18 sur

86), seuls ou en co-infection avec E canis. 81,8% (27 sur 33) des chiens positifs pour A platys

et 94,4% (17 sur 18) des chiens positifs pour Babesia étaient thrombopéniques (64).

Enfin, une étude menée en 2003 sur plusieurs cliniques privées de Rio de Janeiro, s’est

intéressée à 112 chiens souffrant de thrombopénie, et 114 chiens témoins. Des analyses PCR

ont été réalisées pour identifier E canis. 26,8% des chiens thrombopéniques (30 sur 112)

étaient positifs pour E canis, contre seulement 3,5% (4 sur 114) dans le groupe de contrôle. 4

chiens thrombopéniques étaient positifs pour une autre rickettsie, probablement Anaplasma

platys. L’analyse statistique menée, utilisant un test du χ², a démontré une corrélation

significative (p<0.001) entre la thrombopénie et l’ehrlichiose ou une autre rickettsiose. Il est

intéressant de noter également que 40% des chiens avec une numération plaquettaire

inférieure à 100 G/L étaient positifs pour E canis ou une autre rickettsie, contre seulement

84

24.6% de ceux dont la numération plaquettaire était comprise entre 100 et 190 G/L, bien

que l’analyse statistique n’ait pas permis de considérer cette analyse comme significative

(p=0.8 pour l’ensemble des rickettsioses, et p=0.69 en se limitant à E canis) (22).

Ces études brésiliennes, en zone fortement endémique pour l’ehrlichiose, sont difficilement

comparables à la nôtre en termes de prévalence. Elles montrent cependant une forte

corrélation entre la thrombopénie et l’ehrlichiose, bien que la thrombopénie, même

marquée, ne suffise évidemment pas à établir le diagnostic d’ehrlichiose.

Un article rapporte le cas de 9 chiens mâles assimilés Labrador, faisant partie d’un groupe de

28 chiens, en Arabie Saoudite orientale. Tous ces chiens proviennent du Royaume-Uni et ont

été importés en Arabie Saoudite entre 1 et 2 ans. Tous ces chiens, âgés de 20 mois à 10 ans,

ont été présentés à une clinique vétérinaire locale, où le diagnostic d’ehrlichiose a été établi

pour chacun des 9 chiens, par l’observation de morulas d’Ehrlichia au frottis sanguin et/ou

par un test sérologique. Il est d’ailleurs intéressant de noter qu’un des tests sérologiques

s’est avéré négatif, alors que l’animal était atteint, puisque des morulas ont été observées. 2

chiens (22%) présentaient une thrombopénie, dont 1 (11%) seulement avec une numération

plaquettaire inférieure à 100 G/L, ce chien étant d’ailleurs le seul à présenter une

augmentation du temps de saignement après ponction veineuse (62).

Etant donné le faible nombre de cas, et les caractéristiques communes des chiens, non

représentatives d’une population variée, il est difficile de tirer de réelles conclusions de ces

cas.

Une étude de 2005, conduite en Croatie, a comparé rétrospectivement les données de 54

chiens provenant de Zagreb et ses environs. Un diagnostic de babésiose aiguë a été établi

pour 27 d’entre eux, tandis que l’autre moitié était composée de chiens présentés pour

vaccination ou chirurgie de convenance. On constate que les numérations plaquettaires de

tous les chiens atteints de babésiose sont inférieures à 100 G/L, dont 25 sont mêmes

inférieures à 50. En revanche, toutes celles des chiens du groupe témoin sont supérieures à

100 G/L, avec seulement 6 sur 27 inférieures à 200, dont 2 inférieures à 150. L’analyse

statistique a été réalisée en comparant les moyennes de plusieurs paramètres entre les 2

groupes, à l’aide du test t de Student. Ainsi, les chiens témoins avaient une numération

plaquettaire en moyenne de 261 G/L, contre 25 G/L pour les chiens souffrant de babésiose.

Le test a révélé une différence significative entre les 2 groupes. De même, le volume

plaquettaire moyen était en moyenne significativement plus élevé chez les chiens malades

(11,5 fL), que chez les chiens sains (10,4 fL), ce qui indique une importante régénération

plaquettaire chez les chiens souffrant de babésiose (4).

Même si le procédé statistique utilisé est différent de notre étude, en s’intéressant aux

moyennes de chaque paramètre, et non au nombre d’individus présentant l’anomalie, les

résultats sont similaires, à savoir que les chiens atteints de babésiose présentent

significativement plus souvent une thrombopénie.

85

Une autre étude, réalisée entre 2000 et 2002 à Ljubljana, sur 238 chiens provenant de

différentes régions de Slovénie, s’est intéressée à la prévalence de 2 espèces apparentées de

Babesia : B canis et B vogeli, en analysant tous les échantillons par PCR. Il est apparu que

4,6% des chiens (11 sur 238) étaient infectés par Babesia canis, et 1,3% (3 sur 238) par

Babesia vogeli. Bien que nous n’ayons aucune information sur les chiens négatifs, et qu’il

soit donc impossible de comparer les 2 groupes, il est malgré tout intéressant de noter les

numérations plaquettaires des animaux infectés. Sur les 9 animaux pour lesquels des

données hématologiques sont disponibles, tous présentent une thrombopénie, avec une

numération plaquettaire inférieure à 100 G/L, dont 8 avec une numération inférieure à 50

G/L (24).

Ainsi, dans une zone géographique assez proche de la nôtre en termes de distance et de

climat, et en additionnant les prévalences des 2 espèces, on obtient une prévalence de 5,9%

pour la babésiose, soit exactement la même que pour notre étude. On constate là encore

que la thrombopénie est une anomalie fréquemment rencontrée lors de piroplasmose.

Une étude s’est intéressée, entre 2000 et 2004, aux prévalences d’Anaplasma platys et

Babesia vogeli, chez 215 chiens vivant avec des communautés aborigènes, en Australie. 32%

de ces chiens (69 sur 215) étaient positifs pour A platys, 10% (22 sur 215) pour B vogeli, et

11% (24 sur 215) pour les 2 simultanément. Les conditions précaires n’ont pas permis la

réalisation systématique d’une numération plaquettaire. Cependant pour les cas où cela a

été possible, 18 animaux (51%) infectés par A platys uniquement avaient une numération

plaquettaire inférieure à 200 G/L, dont 2 cas où elle était inférieure à 100 G/L. De même, 3

chiens (33%) infectés par B vogeli uniquement étaient thrombopéniques, dont 2 avec une

numération plaquettaire inférieure à 100 G/L, et 13 chiens (72%) infectés par les 2

concomitamment étaient thrombopéniques, dont 3 avec une numération plaquettaire

inférieure à 100 G/L. Par ailleurs, 8 animaux (27%) non-infectés étaient thrombopéniques,

mais tous avec une numération supérieure à 100 G/L. De plus les moyennes des

numérations plaquettaires étaient de 256, 276, 169 et 318 G/L, respectivement pour les

infectés par A platys seul, par B vogeli seul, par les 2 simultanément, et pour les non-

infectés. Il a été montré que l’infection par les 2 agents pathogènes simultanément

entraînait une numération plaquettaire significativement plus faible que pour les 3 autres

cas de figure (10).

La thrombopénie cyclique infectieuse canine, causée par A platys, n’étant pas courante en

France, il est difficile de tirer des enseignements de cette étude, si ce n’est le nombre

relativement faible d’animaux thrombopéniques parmi les infectés seulement par B vogeli,

comparativement au caractère quasi-systématique et intense de la thrombopénie lors

d’infection par B canis (78,9% dans notre étude, et 100% dans les études slovène et croate,

avec des numérations plaquettaires en grande majorité inférieures à 50 G/L).

Une analyse rétrospective de cas a été effectuée sur 34 chiens présentés en consultation aux

Etats-Unis, à l’université du Minnesota, entre 2000 et 2007. Un diagnostic d’infection à

86

Anaplasma phagocytophilum a été établi pour chacun de ces 34 chiens, soit par

l’observation de morulas au frottis sanguin, soit par un test sérologique. Il est intéressant de

noter que sur les 20 tests sérologiques entrepris, 5 se sont avérés négatifs (mais des morulas

étaient présentes sur le frottis sanguin). Pour diverses raisons, la numération plaquettaire

n’est disponible que pour 22 chiens. Ainsi, 95% de ces chiens présentaient une

thrombopénie (21 sur 22), dont 50% (11 sur 22) avaient une numération inférieure à 50 G/L

(37).

Une autre étude très proche a été réalisée sur 18 chiens présentés en 2005 dans un hôpital

vétérinaire à Baxter, toujours dans le Minnesota. Pour chaque chien, l’anaplasmose a été

confirmée par PCR. De plus, des morulas ont été identifiées à la lecture du frottis sanguin

chez 17 des 18 chiens. Une thrombopénie a été mise en évidence chez 94% des animaux (17

sur 18), avec une numération plaquettaire toujours comprise entre 40 et 120 G/L. Un test

4Dx© a été effectué sur chacun des chiens, et seuls 61% (11 sur 18) étaient positifs pour

l’anaplasmose, alors qu’au vu des résultats des PCR et de la lecture des frottis sanguins,

l’anaplasmose ne fait aucun doute. De plus, 17% (3 sur 18) étaient positifs pour la borréliose,

et 5% (1 sur 18) l’étaient pour la dirofilariose. A noter que ce cas était positif à la fois pour la

dirofilariose, la borréliose et l’anaplasmose (25).

Toujours aux Etats-Unis, une autre étude similaire a été menée, sur 8 chiens de l’ouest de

l’état de Washington, infectés par A phagocytophilum, entre avril 2003 et avril 2004. Le

diagnostic a été établi par l’observation de morulas à la lecture du frottis sanguin,

éventuellement confirmé par une sérologie ou une PCR. Sur 6 sérologies effectuées, une

s’est avérée négative. 87% (7 sur 8) des chiens présentaient une thrombopénie, avec une

numération plaquettaire inférieure ou égale à 150 G/L, 5 chiens ayant même une

numération inférieure ou égale à 100 G/L, et 3 une numération inférieure à 50 G/L (60).

Ainsi, ces 3 études américaines, bien qu’elles ne proposent pas de comparaison avec un lot

témoin, semblent indiquer une corrélation entre l’anaplasmose et la thrombopénie. On peut

donc imaginer qu’avec un nombre de cas d’anaplasmose plus conséquent, on aurait pu

obtenir des résultats significatifs concernant la thrombopénie. Il est alors intéressant de

remarquer la durée nécessaire pour collecter tous ces cas, notamment pour la première

étude, où les 34 cas ont été décelés en 7 ans, alors que le Minnesota est le lieu de la

première découverte d’A phagocytophilum en Amérique du Nord. Il n’est donc pas étonnant

que nous n’ayons recensé que 4 cas, notre période de recrutement des cas n’ayant duré que

3 mois. Qui plus est, on constate que sur l’ensemble des 3 études, 13 tests sérologiques sur

44 effectués se sont avérés négatifs, soit seulement 70% de sensibilité. Il n’est donc pas

impossible qu’un ou plusieurs faux-négatifs existent dans notre étude, d’autant plus que

tous les frottis sanguins n’ont pu être observés rigoureusement (notamment les 4 cas

positifs pour l’anaplasmose).

Une étude publiée en 2007 et menée en Californie sur 220 chiens s’est intéressée aux

relations entre polyarthrite, thrombopénie et maladies vectorielles. Sur ces 220 chiens, les

prévalences obtenues pour A phagocytophilum et E canis sont respectivement 5% et 1%. Par

87

ailleurs, 56 chiens présentaient une polyarthrite, 54 une thrombopénie et 110 formaient le

groupe contrôle. Parmi les 54 animaux souffrant de thrombopénie, 25,9% étaient positifs

pour une des maladies vectorielles recherchées, contre 6% seulement pour le groupe

contrôle. Les maladies vectorielles recherchées étaient l’anaplasmose granulocytaire à

Anaplasma phagocytophilum, l’ehrlichiose monocytaire à Ehrlichia canis, la borréliose de

Lyme à Borrelia burgdorferi, la fièvre pourprée des Montagnes Rocheuses à Rickettsia

rickettsii et la bartonellose à Bartonella vinsonii berkhoffii. Il a été prouvé statistiquement

que les 110 chiens souffrant de polyarthrite ou de thrombopénie étaient significativement

plus touchés par ces maladies vectorielles que ceux du groupe contrôle (28).

On constate que la prévalence de l’ehrlichiose est assez faible, malgré le fait que la moitié de

l’effectif présente un critère de suspicion majeur, thrombopénie ou polyarthrite. Celle de

l’anaplasmose est en revanche relativement élevée. Concernant la thrombopénie, il semble

évident qu’elle représente un fort critère de suspicion pour dépister un certain nombre de

maladies vectorielles, même si la preuve statistique n’a pas été apportée pour le groupe

rassemblant uniquement les chiens thrombopéniques, mais uniquement en association avec

les chiens souffrant de polyarthrite. Cependant, comme le rappelle l’article, 74,1% des

chiens atteints de thrombopénie ne souffraient pas de maladie vectorielle, il ne faut donc

pas oublier les autres causes possibles, infectieuses non vectorielles, ou non infectieuses.

Une étude rétrospective concernant la dirofilariose a été menée en Thaïlande, sur 923

chiens atteints de dirofilariose, sans autre infection concomitante, avec un groupe de

contrôle de 100 chiens sains. Tous ces chiens ont été présentés à l’université vétérinaire

Chulalongkorn de Bangkok entre 2001 et 2003. Parmi les chiens atteints, 888 cas de

dirofilariose microfilarémique, où des microfilaires de Dirofilaria immitis ont été observés au

frottis sanguin, et 35 cas de dirofilariose occulte, où aucun microfilaire n’a été observé au

frottis sanguin, mais des vers adultes l’ont été à la nécropsie, ont été recensés. Pour des

raisons financières, un test de détection des antigènes de D immitis n’a été entrepris

systématiquement que pour le lot témoin. Cette étude s’est intéressée aux moyennes de

chaque paramètre dans chaque groupe, et non au nombre d’animaux présentant l’anomalie.

Ainsi, les moyennes des numérations plaquettaires étaient de 221,2, 250,5 et 275,5 G/L,

respectivement pour les groupes microfilarémique, occulte et négatif. Dans le groupe

microfilarémique, la numération plaquettaire pouvait descendre jusqu’à 2,7 G/L, jusqu’à 80

G/L dans le groupe occulte, alors qu’aucun animal du groupe témoin n’était

thrombopénique, et il a été observé une différence significative entre le groupe

microfilarémique et le groupe témoin (57).

Bien que la comparaison des moyennes ne soit sans doute pas le meilleur test pour ce genre

d’étude, plusieurs valeurs élevées pouvant rapidement faire augmenter la moyenne, cette

étude montre que les animaux souffrant de dirofilariose sont plus sujets à la thrombopénie

que les animaux sains. Le nombre de cas dans cette étude est certes impressionnant, mais

Bangkok est très touchée par la dirofilariose. Ainsi, la dirofilariose atteindrait environ 46%

des 150000 chiens errants et 11% des 300000 chiens de compagnie que compterait Bangkok

88

(57). Il est impossible de comparer ces chiffres avec notre étude, tant la Thaïlande est une

région endémique pour la dirofilariose.

Enfin, une étude, menée entre janvier et août 2008, à laquelle ont participé 238 cliniques

canadiennes, réparties sur l’ensemble du pays, s’est intéressée à la séroprévalence de

Borrelia burgdorferi, Anaplasma phagocytophilum, Ehrlichia canis, et Dirofilaria immitis, en

utilisant le test 4Dx© sur 86251 chiens, sans critère d’inclusion dans l’étude. Les prévalences

ainsi obtenues sont toutes très faibles, avec des disparités régionales assez marquées.

L’agent le plus fréquemment retrouvé est B burgdorferi, avec une séroprévalence totale de

0,72% (624 sur 86251), avec jusqu’à 2,15% (15 sur 697) animaux atteints en Nouvelle-Ecosse,

et même 10% (3 sur 30) dans la petite province de l’Ile du Prince Edouard, contre 0,17% (1

sur 584) en Alberta, voire aucun positif sur 418 échantillons en Colombie-Britannique.

Concernant A phagocytophilum, la séroprévalence totale obtenue, est de 0,19% (164 sur

86251), avec plusieurs provinces sans le moindre cas positif, et jusqu’à 0,75% (101 sur

13456) au Manitoba. Seuls 0,05% des cas (40 sur 86251) étaient positifs pour E canis, avec la

encore des disparités régionales : 3,3% (1 sur 30) sur l’Ile du Prince Edouard, et 0,72% (3 sur

418) en Colombie-Britannique, contre aucun échantillon positif dans plusieurs provinces.

Pour D immitis, la prévalence est de 0,22% (187 sur 86251), avec une répartition nettement

plus homogène, hormis une prévalence de 3,3% (1 sur 30) sur l’Ile du Prince Edouard, et

aucun cas positif dans d’autres petites provinces. Les prévalences obtenues sont donc toutes

très faibles. Par ailleurs, seulement 13,7% (125 sur 913) des animaux positifs ont été

considérés comme cliniquement malades, les plus atteints étant ceux positifs simultanément

pour B burgdorferi et D immitis (2 sur 10, soit 20%), et, si on ne s’intéresse qu’à ceux infectés

par un seul agent pathogène, il s’agit des infectés par B burgdorferi (80 sur 558, soit 14,3%).

En revanche, seuls 8.9% (11 sur 123) des infectés par A phagocytophilum ont été considérés

comme cliniquement malades. Etant donné les faibles séroprévalences obtenues, et malgré

la très bonne spécificité du test 4Dx© (99,6% minimum pour B burgdorferi), la valeur

prédictive positive est assez faible. Ainsi, il est possible que près d’un tiers des positifs pour B

burgdorferi soient de faux-positifs, et donc encore plus pour les 3 autres agents pathogènes.

Les prévalences obtenues, bien que très faibles, et malgré la possibilité de faux-négatifs,

sont donc peut-être surestimées (74).

Même si le climat canadien est différent du nôtre, cette étude reste très intéressante. Les

prévalences obtenues sont bien plus faibles que dans notre étude, mais elles ne concernent

pas une population particulièrement à risque. Sélectionner les animaux présentant certains

critères cliniques ou hématologiques a permis d’obtenir des prévalences a priori

relativement élevées pour la France, limitant ainsi le risque de faux-positifs. Cette étude met

aussi en évidence les disparités régionales selon les maladies, biais qui n’a pas pu être

totalement corrigé dans notre étude, puisque le bassin méditerranéen, principale zone

endémique de l’ehrlichiose et la dirofilariose en France, y est peu représenté.

89

C. Synthèse

Même si cela n’apparaît pas dans notre étude, il semblerait que la thrombopénie soit

corrélée avec l’anaplasmose, l’ehrlichiose et la dirofilariose. Ce paramètre est aussi lié à la

babésiose, ce qui est cette fois confirmé par notre étude. De nombreuses études ont même

démontré qu’il s’agit de l’anomalie hématologique la plus fréquemment rencontrée lors de

babésiose, d’ehrlichiose, d’anaplasmose et de dirofilariose, ce que notre étude n’a pu

démontrer que pour la babésiose. La découverte d’une thrombopénie doit donc amener le

vétérinaire à suspecter et à rechercher ces maladies.

Même si l’anaplasmose, l’ehrlichiose et la dirofilariose semblent avoir des caractéristiques

similaires concernant la thrombopénie, la borréliose en est bien éloignée. La borréliose

représentant 6 cas sur 16, les analyses statistiques ont donc été complètement faussées par

le regroupement des 4 maladies du test 4Dx© en un seul lot, bien que cette contrainte ait

été rendue obligatoire par le faible nombre de cas positifs. En regardant la durée des autres

études, on comprend aisément que notre période de recrutement de cas était bien trop

courte pour espérer obtenir un nombre de cas significatif, dans un pays qui n’est pas

sévèrement touché par ces maladies.

Concernant les prévalences observées dans les autres études, elles sont difficilement

comparables aux nôtres, hormis pour la babésiose en Slovénie. En effet, l’ehrlichiose et la

dirofilariose sont fortement endémiques, respectivement au Brésil et en Thaïlande, et

l’étude canadienne s’est intéressée à tous les chiens, sans critère d’inclusion augmentant le

risque de contamination par un des agents pathogènes recherchés.

En résumé, pour que notre étude soit plus concluante, il aurait fallu recruter des cas sur une

période plus longue, dans des régions encore plus diversifiées, notamment dans le sud-est,

tout en limitant le nombre d’intervenants, qui seraient tous dédiés uniquement à cette

étude, pour obtenir un protocole parfaitement systématisé. Il semblerait donc que l’étude

de prévalence parfaite n’existe pas dans notre pays où la grande diversité climatique rend

l’échantillonnage extrêmement difficile, pour des maladies où la prévalence dépend

grandement de la densité de population des vecteurs vivants, et donc du climat.

90

CONCLUSION

Les thrombopénies constituent la cause la plus fréquente de troubles de l’hémostase

primaire. La diminution du nombre de plaquettes dans la circulation sanguine périphérique

résulte de mécanismes divers que sont un défaut de production, une anomalie de

distribution, ou encore des pertes périphériques. Parmi les causes principales de pertes

périphériques, on retrouve les consommations excessives de plaquettes suite à leur

activation, et les destructions exagérées souvent associées à un processus immunologique.

De nombreux agents infectieux ont été incriminés pour induire une destruction des

plaquettes par des processus immunologiques, même si les mécanismes physio-

pathologiques mis en jeu sont souvent multifactoriels et complexes. Parmi ces agents

infectieux, sont fréquemment mis en cause chez le chien des agents vectorisés, protozoaires

(Babesia spp., Leishmania spp.) ou bactéries (Ehrlichia spp., Anaplasma spp., Rickettsia spp.).

L’implication de ces agents vectorisés conduit à systématiser leur recherche face à une

thrombopénie chez le chien dans un contexte épidémiologique approprié. Les outils

développés pour la mise en évidence de ces agents trouvent ainsi toute leur place dans cet

abord diagnostique, comme le test 4Dx® du laboratoire Idexx conçu pour permettre le

dépistage de quatre agents : Ehrlichia canis, Anaplasma phagocytophilum, Borrelia

burgdorferi et Dirofilaria immitis.

Ce test a été utilisé dans le cadre d’une étude visant à apprécier la prévalence de ces agents

vectorisés en France. Au cours de cette étude, nous nous sommes plus particulièrement

intéressés au cas de thrombopénies. 86 chiens sur les 323 inclus dans l’étude présentaient

une thrombopénie et un agent vectorisé pouvait être associé à la thrombopénie dans

pratiquement 1 cas sur 4 (21/86). Cependant, seuls 6 cas relevaient d’un test 4Dx® positif,

alors que 15 cas étaient associés à une infection à Babesia canis. Cette étude devra être

complétée pour mieux apprécier l’implication des différents agents vectorisés faisant l’objet

d’un dépistage par le test 4Dx®, mais elle permet toutefois de souligner l’intérêt d’une

recherche systématique de babésiose lors de thrombopénie chez le chien.

92

ANNEXES

Annexe 1 : Fiche de données standardisée remplie pour chaque cas de l’étude

96

BIBLIOGRAPHIE

1. Axthelm M et Krakowka S (1987)

Canine distemper virus-induced thrombocytopenia

Am J Vet Res, 1987; 48: 1269-1274

2. Baba K et al. (2012)

Ehrlichia canis infection in two dogs that emigrated from endemic areas

J Vet Led Sci, 2012; 74: 775-778

3. Baker D et al. (1987)

Acute Ehrlichia platys infection in the dog

Vet Pathol, 1987; 24: 449-453

4. Baric Rafaj R et al. (2005)

Nombre de plaquettes et volume plaquettaire moyen dans la babésiose du chien

Rev Med Vet-Toulouse, 2005; 156: 95-98

5. Bexfield N, Villiers E et Herrtage M (2005)

Immune-mediated haemolytic anaemia and thrombocytopenia associated with Anaplasma

phagocytophilum in a dog

J Small Anim Pract, 2005; 46: 543-548

6. Boschert K et al. (1988)

Bacillus piliformis infection in an adult dog

JAVMA-J Am Vet Med A, 1988; 192: 791-792

7. Botsch V et al. (2009)

Retrospective study of 871 dogs with thrombocytopenia

Vet Rec, 2009; 164: 647-651

8. Breitschwerdt E (1988)

Infectious thrombocytopenia in dogs

Comp Cont Educ Pract, 1988; 10: 1177-1191

9. Brodey R et Schalm O (1963)

Hemobartonellosis and thrombocytopenic purpura in a dog


97

10. Brown GK et al. (2006)

Detection of Anaplasma platys and Babesia canis vogeli and their impact on platelet

numbers in free-roaming dogs associated with remote Aboriginal communities in Australia

Aust Vet J, 2006; 84: 321-325

11. Bulla C et al. (2004)

The relationship between the degree of thrombocytopenia and infection with Ehrlichia canis

in an endemic area

Vet Res, 2004; 35: 141-146

12. Burton S (1996)

Clinical pathology interpretation

Canadian Vet J, 1996; 37: 568-570

13. Carneiro de Freitas JC et al. (2012)

Clinical and laboratory alterations in dogs naturally infected by Leishmania chagasi

Rev Soc Bras Med Tro, 2012; 45: 24-29

14. Chabanne L, Fournel C, Monier JC, Rigal D et Monestier M (1999)

Canine systemic lupus erythematosus. Part I. Clinical and biologic aspects

Compendium, 1999; 21: 135-141

15. Chabanne L, Ferrand G, Ledieu D, Trumel C et Diquelou A (2003)

Troubles de l’hémostase primaire

Encyclopédie Vétérinaire (Elsevier SAS, Paris), Biologie clinique, 0500, 2003, 16 p.

16. Chabanne L, Bourdoiseau G, Boulouis HJ et Beugnet F (2011) (version info)

Maladies vectorielles à bactéries hémotropes chez le chien

EMC (Elsevier Masson SAS, Paris), Vétérinaire, Médecine générale, MG 1100, 2011

17. Chang WL et Pan MJ (1996)

Specific amplification of Ehrlichia platys DNA from blood specimens by two-step PCR

J Clin Microbiol, 1996; 34: 3142-3146

18. Chang WL, Su WL et Pan MJ (1997)

Two-step PCR in the evaluation of antibiotic treatment for Ehrlichia platys infection

J Vet Med Sci, 1997; 59: 849-851

19. Chisholm-Chait A (2000)

Mechanisms of thrombocytopenia in dogs with cancer

Compendium, 2000; 22: 1006-1016

98

20. Davidson M et al. (1990)

Vascular permeability and coagulation during Rickettsia rickettsii infection in dogs

Am J Vet Res, 1990; 51: 165-170

21. Davoust B (1993)

L’ehrlichiose canine

Point Vet, 1993; 25: 43-51

22. de Barros Macieira D et al. (2005)

Prevalence of Ehrlichia canis infection in thrombocytopenic dogs from Rio de Janeiro, Brazil

Vet Clin Path, 2005; 34: 44-48

23. Decaro N et al. (2007)

Infectious canine hepatitis: an « old » disease reemerging in Italy

Res Vet Sci, 2007; 83: 269-273

24. Duh D et al. (2004)

Canine babesiosis in Slovenia: Molecular evidence of Babesia canis canis and Babesia canis

vogeli

Vet Res, 2004; 35: 363-368

25. Eberts M et al. (2011)

Typical and atypical manifestations of Anaplasma phagocytophilum infection in dogs

J Am Anim Hosp Assoc, 2011; 47: 86-94

26. Eksell P et al. (1994)

Thrombocytopenia in the calier King Charles spaniel


27. Feldman B, Thomason K et Jain N (1988)

Quantitative platelet disorders

Vet Clin N Am-Small, 1988; 18: 35-49

28. Foley J et al. (2007)

Association between polyarthritis and thrombocytopenia and increased prevalence of

vectorborne pathogens in Californian dogs

Vet Rec, 2007; 160: 159-162

29. From A et al. (1976)

Role of platelets in the pathogenesis of canine endotoxin shock

Infect Immun, 1976; 13: 1591-1594

99

30. Galarneau JR et al. (2003)

Citrobacter freundii septicemia in two dogs

J Vet Diagn Invest, 2003; 15: 297-299

31. Gaunt S et al. (1996)

Isolation of Ehrlichia canis from dogs following subcutaneous inoculation

J Clin Microbiol, 1996; 34: 1429-1432

32. Gaunt S et al. (2010)

Experimental infection and co-infection of dogs with Anaplasma platys and Ehrlichia canis:

hematologic, serologic and molecular findings

Parasite Vector, 2010; 3: 33

33. Goddard A et Leisewitz A (2010)

Canine parvovirus


34. Goldstein R (2010)

Canine leptospirosis


35. Gould S et McInnes E (1999)

Immune-mediated thrombocytopenia associated with Angiostrongylus vasorum infection in

a dog


36. Granat F, Chabanne L et Trumel C (2011)

Les troubles de l’hémostase primaire

EMC (Elsevier Masson SAS, Paris), 2011; sous presse

37. Granick J et al. (2009)

Anaplasma phagocytophilum infection in dogs: 34 cases (2000-2007)

J Am Vet Med Assoc, 2009; 234: 1559-1565

38. Greig B et al. (1996)

Geographic, clinical, serologic, and molecular evidence of granulocytic ehrlichiosis, a likely

zoonotic disease, in Minnesota and Wisconsin dogs

J Clin Microbiol, 1996; 34: 44-48

100

39. Grindem C et al. (1991)

Epidemiologic survey of thrombocytopenia in dogs: a report on 987 cases

Vet Clin Path, 1991; 20: 38-43

40. Grindem C et al. (1999)

Platelet-associated immunoglobulin (antiplatelet antibody) in canine Rocky Mountains

spotted fever and ehrlichiosis


41. Handagama P et Feldman B (1988)

Thrombocytopenia and drugs


42. Harrus S et al. (1997)

Clinical manifestations of infectious canine cyclic thrombocytopenia

Vet Rec, 1997; 141: 247-250

43. Iqbal Z et Rikihisa Y (1994)

Reisolation of Ehrlichia canis from blood and tissues of dogs after doxycycline treatment

J Clin Microbiol, 1994; 32: 1644-1649

44. Irwin P (2010)

Canine babesiosis


45. Jackson M et Kruth S (1985)

Immune-mediated hemolytic anemia and thrombocytopenia in the dog: a retrospective

study of 55 cases diagnosed from 1969 through 1983 at the Western College of Veterinary

Medicine

Can Vet J, 1985; 26: 245-250

46. Jacobs G, Calvert C et Kaufman A (1998)

Neutropenia and thrombocytopenia in three dogs treated with anticonvulsivants


47. JO’Neill E et al. (2010)

Immune-mediated thrombocytopenia assiociated with Angiostrongylus vasorum infection in

a Jack Russel terrier

Irish Vet J, 2010; 63: 434-440

101

48. Jüttner C et al. (2001)

Evaluation of the potential causes of epistaxis in dogs with natural visceral leishmaniasis

Vet Rec, 2001; 149: 176-179

49. Keenan C et al. (1984)

Visceral leishmaniasis in the German shepherd dog. I. Infection, clinical disease and clinical

pathology

Vet Pathol, 1984; 21: 74-79

50. Kristensen A, Weiss D et Klausner J (1994)

Platelet dysfunction associated with immune-mediated thrombocytopenia in dogs

J Vet Intern Med, 1994; 8: 323-327

51. Krupka I et Straubinger R (2010)

Lyme borreliosis in dogs and cats: background, diagnosis, treatment and prevention of

infections with Borrelia burgdorferi sensu strict


52. Le Foll C (2011)

Indications du myélogramme et de la biopsie médullaire

La semaine vétérinaire, 2011; 1474: 42-43

53. Little S (2010)

Ehrlichiosis and anaplasmosis in dogs and cats


54. Matsuu A et al. (2004)

Incidence of canine Babesia gibsoni infection and subclinical infection among Tosa dogs in

Aomori prefecture, Japan

J Vet Med Sci, 2004; 66: 893-897

55. Morchón R et al. (2012)

Heartworm disease (Dirofilaria immitis) and their vectors in Europe – new distribution trends

Front Physiol, 2012; 3: 196

56. Müller C et al. (2010)

Infectious canine hepatitis in 4 dogs in Switzerland

Schweiz Arch Tierh, 2010; 152: 63-68

102

57. Niwetpathomwat A et al. (2007)

A retrospective study of the clinical hematology and the serum biochemistry tests made on

canine dirofilariasis cases in an animal hospital population in Bangkok, Thailand

Res Vet Sci, 2007; 82: 364-369

58. Northern J et Tvedten H (1992)

Diagnosis of microthrombocytosis and immune-mediated thrombocytopenia in dogs with

thrombocytopenia: 68 cases (1987-1989)


59. Piranda E et al. (2008)

Experimental infection of dogs with a Brazilian strain of Rickettsia rickettsii: clinical and

laboratory findings

Mem I Oswaldo Cruz, 2008; 103: 696-701

60. Poitout F et al. (2005)

Genetic variants of Anplasma phagocytophilum infecting dogs in western Washington state

J Clin Microbiol, 2005; 43: 796-801

61. Ravnik U et al. (2011)

Anaplasmosis in dogs: the relation of haematological, biochemical and clinical alterations to

antibody titre and PCR confirmed infection

Vet Microbiol, 2011; 149: 172-176

62. Sacchini F, Cessford R et Robinson B (2007)

Outbreak of canine monocytic ehrlichiosis in Saudi Arabia

Vet Clin Path, 2007; 36: 331-335

63. Sakuma M et al. (2009)

A case report: a dog with acute onset of Hepatozoon canis infection

J Vet Med Sci, 2009; 71: 835-838

64. Santos F et al.

Molecular evaluation of the incidence of Ehrlichia canis, Anaplasma platys, and Babesia spp.

in dogs from Ribeirão Preto, Brazil

Vet J, 2009; 179: 145-148

65. Shaw S et al. (2005)

Molecular evidence of tick-transmitted infections in dogs and cats in the United Kingdom

Vet Rec, 2005; 157: 645-648

103

66. Skotarczak B (2003)

Canine Ehrlichiosis

Ann Agr Env Med, 2003; 10: 137-141

67. Smedile L et al. (1997)

Idiopathic, asymptomatic thrombocytopenia in cavalier King Charles spaniels: 11 cases

(1983-1993)


68. Smith R et al. (1975)

Platelet kinetics in canine ehrlichiosis: evidence for increased platelet destruction as the

cause of thrombocytopenia

Infect Immun, 1975; 11: 1216-1221

69. Tsuchiya R et al. (1999)

Role of platelet activating factor in development of thrombocytopenia and neutropenia in

dogs with endotoxemia

Am J Vet Res, 1999; 60: 216-221

70. Tuttle A et al. (2003)

Concurrent bartonellosis and babesiosis in a dog with persistent thrombocytopenia


71. University of Illinois (1987)

Canine ehrlichiosis

Canine Pract, 1987; 14: 48-49

72. Valladares JE et al. (1998)

Study of haemostatic disorders in experimentally induced leishmaniasis in Beagle dogs

Res Vet Sci, 1998; 64: 195-198

73. VanSteenhouse J et DeNovo R (1986)

Atypical Histoplasma capsulatum infection in a dog


74. Villeneuve A et al. (2011)

Seroprevalence of Borrelia burgdorferi, Anaplasma phagocytophilum, Ehrlichia canis, and

Dirofilaria immitis amond dogs in Canada

Can Vet J, 2011; 52: 527-530

104

75. Waner T et al. (1995)

Demonstration of serum antiplatelet antibodies in experimental acute canine ehrlichiosis

Vet Immunol Immunop, 1995; 48: 177-182

76. Wigton D, Kociba G et Hoover E (1976)

Infectious canine hepatitis: animal model for viral-induced disseminated intravascular

coagulation

Blood, 1976; 47: 287-296

77. Wilkerson M et al. (2001)

Platelet size, platelet surface-adhesion IgG, and reticulated platelets in dogs with immune-

mediated Thrombocytopenia

Vet Clin Path, 2001; 30: 141-149

78. Zhang XF et al. (2003)

Experimental Ehrlichia chaffeensis infection in beagles

J Med Microbiol, 2003; 52: 1021-1026

PROVILLARD Guillaume

Thrombopénies et prévalence des maladies vectorielles chez le chien en

France

Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, 7 décembre 2012

RESUME : Une thrombopénie se définit comme une diminution du nombre de plaquettes dans la circulation sanguine

périphérique. Elle peut avoir une origine périphérique, le plus fréquemment chez le chien suite à une CIVD ou

une hyperdestruction par des mécanismes immuns ou non, une origine centrale, suite à un déficit de la

thrombopoïèse, ou une origine mixte. Dans l’espèce canine, de nombreux agents infectieux ou parasitaires sont

susceptibles de provoquer une thrombopénie. Certains agents, viraux, bactériens, fongiques ou parasitaires, sont

non vectorisés, mais les maladies les plus fréquemment associées à une thrombopénie sont vectorielles, c'est-à-

dire transmises par un vecteur. Un vecteur est défini comme un arthropode hématophage qui assure la survie, la transformation, parfois la multiplication, et la transmission d’un agent infectieux ou parasitaire. De telles

maladies vectorielles peuvent être causées par une bactérie, comme l’ehrlichiose monocytaire à Ehrlichia canis

ou l’anaplasmose granulocytaire à Anaplasma phagocytophilum, par un protozoaire, comme la babésiose à

Babesia canis, ou par un nématode, dans le cas de la dirofilariose cardiaque à Dirofilaria immitis. Ainsi, lors de

la découverte d’une thrombopénie grâce à des signes cliniques évocateurs, ou suite à un bilan hématologique, et

après avoir attesté de la véracité de cette thrombopénie, la recherche de la cause de cette thrombopénie

nécessite une démarche diagnostique rigoureuse, du fait de la grande diversité des causes possibles.

Face à ce constat, et à la faveur d’une étude de séroprévalence des maladies vectorielles chez le chien en

France, nous avons tenté de démontrer l’intérêt de la réalisation d’un test 4Dx©, qui permet la détection des

anticorps d’Ehrlichia canis, Anaplasma phagocytophilum et Borrelia burgdorferi, ainsi que des antigènes de

Dirofilaria immitis, lors de suspicion d’une maladie vectorielle, particulièrement suite à la découverte d’une

thrombopénie. 86 chiens sur les 323 inclus dans l’étude présentaient une thrombopénie, et un agent vectorisé pouvait être associé à la thrombopénie dans pratiquement 1 cas sur 4. Cependant, seuls 6 cas relevaient d’un

test 4Dx© positif, alors que 15 cas étaient associés à une infection à Babesia canis. Cependant, plusieurs études

récentes semblent indiquer une forte corrélation entre une infection à Ehrlichia canis, Anaplasma

phagocytophilum, Babesia canis, ou une infestation par Dirofilaria immitis.

Cette étude, bien que permettant de souligner l’intérêt d’une recherche systématique de babésiose lors de

thrombopénie chez le chien, devra être complétée pour mieux apprécier l’implication des différents agents

vectorisés faisant l’objet d’un dépistage par le test 4Dx©.

MOTS CLES : - Thrombocytopénie - Chien

- Maladies à vecteurs - Epidémiologie

JURY : Président : Monsieur le Professeur Pierre KROLAK-SALMON

1er Assesseur : Monsieur le Professeur Luc CHABANNE

2ème Assesseur : Monsieur le Professeur Gilles BOURDOISEAU

DATE DE SOUTENANCE : 7 décembre 2012

ADRESSE DE L’AUTEUR : 13, rue Jules Lagneau

57000 METZ

these - vetagro sup traitement ... cas de l’angiostrongylose.....38 a) présentation ... démache...

Documents