vetagro sup campus veterinaire de lyon

VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2012 - Thèse n°

COMPARAISON DE DIFFERENTS LIQUIDES DE

FLOTTATION EN COPROSCOPIE DES RUMINANTS

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I

(Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 21 décembre 2012

pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

RICHARD Fabienne

Née le 30 décembre 2012

à Vichy(03)

1

VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2012 - Thèse n°

COMPARAISON DE DIFFERENTS LIQUIDES DE

FLOTTATION EN COPROSCOPIE CHEZ LES RUMINANTS

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I

(Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 21 décembre 2012.

pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

RICHARD Fabienne

Née le 30 décembre 2012.

à Vichy

3

LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT

Civilité Nom Prénom Unités pédagogiques Grade

M. ALOGNINOUWA Théodore Unité pédagogique Pathologie du bétail Professeur

M. ALVES-DE-

OLIVEIRA Laurent Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences

Mme ARCANGIOLI Marie-Anne Unité pédagogique Pathologie du bétail Maître de conférences

M. ARTOIS Marc Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. BARTHELEMY Anthony Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Contractuel Mme BECKER Claire Unité pédagogique Pathologie du bétail Maître de conférences

M. BELLI Patrick Unité pédagogique Pathologie morphologique et

clinique des animaux de compagnie

Maître de conférences

Contractuel

Mme BELLUCO Sara Unité pédagogique Pathologie morphologique et

clinique des animaux de compagnie Maître de conférences

Mme BENAMOU-SMITH Agnès Unité pédagogique Equine Maître de conférences

M. BENOIT Etienne Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur

M. BERNY Philippe Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur

Mme BONNET-GARIN Jeanne-Marie Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur

Mme BOULOCHER Caroline Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. BOURDOISEAU Gilles Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. BOURGOIN Gilles Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. BRUYERE Pierre Unité pédagogique Biotechnologies et pathologie

de la reproduction


Contractuel

M. BUFF Samuel Unité pédagogique Biotechnologies et pathologie

de la reproduction Maître de conférences

M. BURONFOSSE Thierry Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. CACHON Thibaut Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Contractuel

M. CADORE Jean-Luc Unité pédagogique Pathologie médicale des

animaux de compagnie Professeur

Mme CALLAIT-

CARDINAL Marie-Pierre Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. CAROZZO Claude Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. CHABANNE Luc Unité pédagogique Pathologie médicale des

animaux de compagnie Professeur

Mme CHALVET-

MONFRAY Karine Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. COMMUN Loic Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences

Mme DE BOYER DES

ROCHES Alice Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences

Stagiaire

Mme DELIGNETTE-

MULLER Marie-Laure Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur

M. DEMONT Pierre Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme DESJARDINS

PESSON Isabelle Unité pédagogique Equine Maître de conférences

Contractuel Mme DJELOUADJI Zorée Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme ESCRIOU Catherine Unité pédagogique Pathologie médicale des

animaux de compagnie Maître de conférences

M. FAU Didier Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme FOURNEL Corinne Unité pédagogique Pathologie morphologique et

clinique des animaux de compagnie Professeur

M. FRANCK Michel Unité pédagogique Gestion des élevages Professeur

M. FREYBURGER Ludovic Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. FRIKHA Mohamed-

Ridha Unité pédagogique Pathologie du bétail Maître de conférences

4

M. GENEVOIS Jean-Pierre Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme GILOT-FROMONT Emmanuelle Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur

M. GONTHIER Alain Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme GRAIN Françoise Unité pédagogique Gestion des élevages Professeur

M. GRANCHER Denis Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences

Mme GREZEL Delphine Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. GUERIN Pierre Unité pédagogique Biotechnologies et pathologie

de la reproduction Professeur

Mme GUERIN-FAUBLEE Véronique Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme HUGONNARD Marine Unité pédagogique Pathologie médicale des


M. JUNOT Stéphane Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. KECK Gérard Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur

M. KODJO Angeli Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LAABERKI Maria-Halima Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Stagiaire M. LACHERETZ Antoine Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LAMBERT Véronique Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences Mme LE GRAND Dominique Unité pédagogique Pathologie du bétail Maître de conférences

Mme LEBLOND Agnès Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LEFRANC-POHL Anne-Cécile Unité pédagogique Equine Maître de conférences

M. LEPAGE Olivier Unité pédagogique Equine Professeur Mme LOUZIER Vanessa Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. MARCHAL Thierry Unité pédagogique Pathologie morphologique et

clinique des animaux de compagnie Professeur

Mme MIALET Sylvie Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Inspecteur en santé

publique vétérinaire

(ISPV) Mme MICHAUD Audrey Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences

Stagiaire M. MOUNIER Luc Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences M. PEPIN Michel Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. PIN Didier Unité pédagogique Pathologie morphologique et

clinique des animaux de compagnie Maître de conférences

Mme PONCE Frédérique Unité pédagogique Pathologie médicale des


Mme PORTIER Karine Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme POUZOT-NEVORET Céline Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Stagiaire Mme PROUILLAC Caroline Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Maître de conférences Mme REMY Denise Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

M. ROGER Thierry Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

M. SABATIER Philippe Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur M. SAWAYA Serge Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme SEGARD Emilie Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Contractuel Mme SERGENTET Delphine Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme SONET Juliette Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Contractuel M. THIEBAULT Jean-Jacques Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Maître de conférences M. VIGUIER Eric Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme VIRIEUX-

WATRELOT Dorothée

Unité pédagogique Pathologie morphologique et

clinique des animaux de compagnie


Contractuel M. ZENNER Lionel Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur

5

REMERCIEMENTS

A Monsieur le Professeur CHAYVIALLE Jean-Alain

De la faculté de Médecine de Lyon

Qui nous a fait l’honneur de présider notre jury de thèse

Hommages respectueux.

A Monsieur le Professeur ZENNER Lionel

De VetAgroSup, campus vétérinaire de Lyon

Pour m’avoir encadrée et conseillée dans la réalisation de cette thèse

Sincères remerciements.

A Madame le Docteur ARCANGIOLI Marie-Anne

De VetAgroSup, campus vétérinaire de Lyon

Pour son aide, ses conseils et pour avoir accepté de participer à notre jury de thèse.


A Madame POIREL Marie-Thérèse et aux membres de l’unité de Parasitologie de

VetAgroSUp

Pour son aide lors des manipulations et de la lecture des lames, sa disponibilité et sa

gentillesse.


Aux membres de l’unité de Pathologie du Bétail de VetAgroSup

Pour leur aide dans la réalisation de ce travail.


A Mademoiselle Jeanne CHANUDET

Qui a conduit son travail de thèse en parallèle du mien,

Aux laboratoires départementaux vétérinaires de France

Pour leur réponse qui nous ont aidés dans l’orientation de ce travail.


Aux éleveurs qui ont collaboré à la réalisation de ce travail

Pour votre disponibilité, votre accueil.


6

A mes parents,

Pour votre amour, votre soutien et votre confiance,

Pour avoir toujours été à l’écoute de mes problèmes,

Pour m’avoir toujours encouragé,

Je vous aime très fort

A ma grand-mère Aline,

Pour ton amour et ton soutien.

A ma grand-mère Jeanne,

Pour tout l’amour dont tu as su nous entourer,

Tu me manques chaque jour.

A ma sœur Isabelle, Pour le soutien apporté, pour les passions partagées,

Pour ce séjour à Paris et tous les moments partagés,

Pour les fous rires,

Merci.

A ma sœur Séverine,

Pour ton écoute, ta confiance, ta gentillesse,

Pour ta petite étincelle de folie qui me rend toujours le sourire,

Merci.

A mon frère Régis,

Pour tous les jeux partagés,

Pour toujours m’avoir ramené sur terre quand je me perdais en explications inutiles,

Pour m’avoir aidé et soutenu surtout dans la réalisation de cette thèse,

Merci

Et à Floriane, ma belle-sœur,

Pour ta présence, ton écoute

Pour toutes ces discussions, ces rires,

Merci

A mes nièces Lana, Maely et Louane,

Mes petites princesses,

Je vous aime très fort.

A mon parrain Pierre

Pour ton affection, ta présence et ton soutien toutes ces années,

Merci

A mes oncles et tantes, Pour votre affection, votre soutien,

Merci

A mes amis,

Pour votre soutien, et tous les bons moments passés ensembles

7

TABLE DES MATIERES

TABLE DES MATIERES ......................................................................................................... 7

TABLE DES FIGURES ........................................................................................................... 15

TABLE DES TABLEAUX ...................................................................................................... 16

LISTE DES ABBREVIATIONS ............................................................................................. 17

INTRODUCTION :.................................................................................................................. 19

Partie 1 : Revue des différentes méthodes de coprologie........................................................ 21

I. Les parasites gastro-intestinaux recherchés chez les ruminants adultes ...................... 23

A. Les trématodes .......................................................................................................... 23

1. Fasciola hepatica ............................................................................................... 23

a) Espèces cibles ................................................................................................. 23

b) Cycle évolutif ................................................................................................. 23

c) Excrétion des œufs.......................................................................................... 24

d) Impact sur le diagnostic par coproscopie ....................................................... 24

2. Calicophoron daubneyi ...................................................................................... 24

a) Espèces cibles ................................................................................................. 24

b) Cycle évolutif ................................................................................................. 24



3. Dicrocoelium lanceolatum ................................................................................. 25

a) Espèces cibles ................................................................................................. 25

b) Cycle évolutif ................................................................................................. 25



8

B. Les nématodes .......................................................................................................... 26

1. Importance et répartition géographique ............................................................. 26

2. Etiologie ............................................................................................................. 27

a) Principales espèces ......................................................................................... 27

b) Cycle ............................................................................................................... 27

3. Excrétion des œufs et coproscopie ..................................................................... 28

a) Excrétion ......................................................................................................... 28

b) Aspect des œufs .............................................................................................. 28

C. Les protozoaires ....................................................................................................... 29

1. Les espèces d’Eimeria ........................................................................................ 29

2. Cycle ................................................................................................................... 29

3. Présentation en coproscopie ............................................................................... 29

II. Généralités sur la coprologie chez les ruminants ......................................................... 30

A. Objectifs et indications ............................................................................................. 30

1. La lutte antiparasitaire au sein des élevages ....................................................... 30

2. Développement des antiparasitaires ................................................................... 31

B. Matériel et prélèvement ............................................................................................ 31

1. Matériel .............................................................................................................. 31

2. Prélèvements ...................................................................................................... 32

a) Réalisation du prélèvement ............................................................................ 32

b) Conservation du prélèvement ......................................................................... 32

C. Coprologie qualitative/ coprologie quantitative ....................................................... 33

1. Appréciation qualitative ..................................................................................... 33

2. Appréciation quantitative ................................................................................... 34

3. Appréciation semi-quantitative .......................................................................... 35

9

III. Les méthodes de concentration. ............................................................................... 35

A. La concentration par sédimentation ......................................................................... 36

1. Méthode .............................................................................................................. 36

a) Historique ....................................................................................................... 36

a) Variation sur le liquide de dilution ................................................................. 37

b) Modification des temps de sédimentation ...................................................... 37

c) Etape supplémentaire ...................................................................................... 37

d) Modification du matériel ................................................................................ 37

2. Avantages ........................................................................................................... 38

3. Inconvénients ..................................................................................................... 38

B. La concentration diphasique ..................................................................................... 38

1. Principes physico-chimiques impliqués ............................................................. 38

2. Méthode .............................................................................................................. 39

a) Historique ....................................................................................................... 39

b) Variantes ......................................................................................................... 40

3. Avantages ........................................................................................................... 40

4. Inconvénients ..................................................................................................... 40

C. Concentration biologique ......................................................................................... 40

1. Matériel .............................................................................................................. 41

2. Technique ........................................................................................................... 41

3. Indications .......................................................................................................... 41

D. Concentration par flottation ..................................................................................... 42

1. Méthode .............................................................................................................. 42

a) Historique ....................................................................................................... 42

b) Variation sur l’examen ................................................................................... 43

10

c) Variation sur le temps ..................................................................................... 43

2. Les liquides de flottation .................................................................................... 43

a) Le chlorure de sodium .................................................................................... 44

b) Solution de saccharose .................................................................................... 44

c) Nitrate de sodium............................................................................................ 45

d) Le sulfate de zinc ............................................................................................ 45

e) Sulfate de magnésium ..................................................................................... 46

f) Iodomercurate de potassium ........................................................................... 47

g) Chlorure de zinc associé au chlorure de sodium ............................................ 48

h) Chlorure de calcium ........................................................................................ 48

i) Glycérine ........................................................................................................ 48

IV. Conclusion ................................................................................................................ 49

Partie 2 : Etude Expérimentale ................................................................................................. 51

I. Introduction .................................................................................................................. 53

II. Matériel et méthodes .................................................................................................... 53

A. Recueil de données et d’échantillons ....................................................................... 53

1. Prise de contact ................................................................................................... 53

a) Envoi des questionnaires ................................................................................ 53

b) Collecte des prélèvements .............................................................................. 53

2. Zones et période ................................................................................................. 54

a) Période de collecte .......................................................................................... 54

b) Zones .............................................................................................................. 54

3. Modalités de prélèvement .................................................................................. 54

B. Composition du questionnaire .................................................................................. 54

C. Réalisation des coproscopies .................................................................................... 55

11

1. Choix des liquides et préparation ....................................................................... 55

2. Technique de coproscopie .................................................................................. 55

a) Protocole de flottation .................................................................................... 55

b) Réalisation de gamme ..................................................................................... 56

3. Procédures expérimentales ................................................................................. 57

D. Analyses statistiques ................................................................................................ 57

III. Résultats ................................................................................................................... 58

A. Etude des données obtenues par le questionnaire .................................................... 58

1. Liquide de flottation ........................................................................................... 59

a) Quels liquides ? .............................................................................................. 59

b) Densité du liquide ........................................................................................... 59

c) Tarif ................................................................................................................ 60

2. Interprétation de la coproscopie ......................................................................... 61

3. Temps de manipulation ...................................................................................... 62

4. Mesures de protection ........................................................................................ 62

a) Port de protection individuelle ....................................................................... 62

b) Mesures d’évacuation des déchets .................................................................. 63

B. Résultats des expériences ......................................................................................... 65

1. Aspect qualitatif ................................................................................................. 65

a) Aspect des œufs .............................................................................................. 65

b) Facilité de lecture ............................................................................................ 68

2. Analyse statistique .............................................................................................. 69

a) Œufs de Calicophoron daubneyi .................................................................... 69

b) Œufs de strongles digestifs ............................................................................. 71

c) Oocystes d’Eimeria ........................................................................................ 73

12

3. Etude de la sensibilité des liquides ..................................................................... 75

a) Détection des éléments parasitaires les plus fréquents ................................... 75

b) Détection des œufs de Dicrocoelium lanceolatum ......................................... 76

4. Comparaison de deux densités pour le sulfate de zinc ....................................... 77

a) Facilité de lecture ............................................................................................ 78

b) Détection des éléments parasitaires ................................................................ 78

IV. Discussion ................................................................................................................ 79

A. But du travail ............................................................................................................ 79

B. Influence du liquide de flottation sur le résultat ....................................................... 80

1. Choix des liquides testés .................................................................................... 80

2. Comparaison des résultats .................................................................................. 81

a) Détection des œufs de trématodes .................................................................. 81

b) Détection des œufs de strongles digestifs ....................................................... 83

c) Les oocystes d’Eimeria .................................................................................. 83

C. Biais .......................................................................................................................... 84

1. Technique de flottation ....................................................................................... 84

2. Homogénéité de la technique ............................................................................. 85

3. Echantillonnage .................................................................................................. 85

4. Prélèvement ........................................................................................................ 86

CONCLUSION ........................................................................................................................ 89

BIBLIOGRAPHIE ................................................................................................................... 91

Annexe 1 : Protocole de sédimentation d’après la méthode de Faust et Ingalls ...................... 97

Annexe 2 : Protocole de Concentration diphasique selon la méthode de Bailenger ................ 98

Annexe 3 : Protocole de flottation : méthode historique de Bass et Fülleborn ....................... 99

Annexe 4 : Protocole de flottation : Méthode de Janesko et Urbanyi .................................... 100

13

Annexe 5 : Protocole de flottation : méthode de Janesko-Urbanyi modifiée par Bailanger .. 101

Annexe 6 : Protocole de régénération du Iodomercurate de potassium ................................. 102

Annexe 7 : Protocole de flottation : méthode de Faust .......................................................... 103

Annexe 8 : Questionnaire ....................................................................................................... 104

Annexe 9 : Préparation des liquides de flottation .................................................................. 105

Annexe 10 : Protocole de coproscopie par flottation ............................................................. 106

Annexe 11 : Protocole de comptage en lame de Mc Master .................................................. 107

15

TABLE DES FIGURES

Figure 1 : Œufs de strongles digestifs .................................................................................................................... 28

Figure 2 : Cellule de Mac Master ........................................................................................................................... 34

Figure 3 : Schéma de la répartition des phases dans le tube après concentration ............................................... 39

Figure 4 : Dispositif de Baermann ......................................................................................................................... 41

Figure 5 : Carte des laboratoires ayant répondus ................................................................................................. 58

Figure 6 : Répartition des différents liquides de flottation dans les LVD ............................................................... 59

Figure 7 : Réponse concernant la densité du liquide ............................................................................................. 60

Figure 8 : Tarif d'une coproscopie simple .............................................................................................................. 61

Figure 9 : Utilisation de protection individuelle par les laboratoires usant du iodomercurate de potassium ....... 63

Figure 10: Laboratoires déclarant des mesures de gestion des déchets ............................................................... 65

Figure 11 : Œuf de Calicophoron daubneyi dans les différents liquides : a) Chlorure de sodium, b) Saccharose, c)

sulfate de magnésium, d) sulfate de zinc, e) iodomercurate de potassium .......................................................... 66

Figure 12 : Œuf de strongles digestifs dans les différents liquides : a) Chlorure de sodium, b) Saccharose, c)

sulfate de magnésium, d) sulfate de zinc, e) iodomercurate de potassium .......................................................... 66

Figure 13 : Oocystes d'Eimeria dans les différents liquides : a) Chlorure de sodium, b) Saccharose, c) sulfate de

magnésium, d) sulfate de zinc, e) iodomercurate de potassium ........................................................................... 67

Figure 14 : Œuf de Dicrocoelium lanceolatum dans les différents liquides : a) Saccharose, b) sulfate de

magnésium, d) sulfate de zinc, e) iodomercurate de potassium ...................................................................... 67

Figure 15 : lame réalisée au sulfate de zinc .......................................................................................................... 68

Figure 16 : évolution de la cristallisation des lames de chlorure de sodium ......................................................... 68

Figure 17 : présentation de l'estimation des oeufs de Calicophoron daubneyi ..................................................... 70

Figure 18 : présentation des résultats des œufs de strongles digestifs ................................................................. 72

Figure 19 : présentation des résultats des oocystes d’Eimeria .............................................................................. 74

Figure 20 : observation de la dilution fécale dans les 2 solutions de sulfate de zinc ............................................. 78

16

TABLE DES TABLEAUX

Tableau 1: Détection des œufs de Calicophoron daubneyi __________________________________________ 69

Tableau 2 : Détection des œufs de strongles digestifs ______________________________________________ 71

Tableau 3 : détection des oocystes d’Eimeria _____________________________________________________ 73

Tableau 4 : moyenne des comptages en lame de Mc Master ________________________________________ 75

Tableau 5 : résultat des comptages sur lamelle totale ______________________________________________ 75

Tableau 6 : comptages des œufs de Dicrocoelium lanceolatum ______________________________________ 76

Tableau 7: Comptage d'œufs de Dicrocoelium lanceolatum _________________________________________ 77

Tableau 8 : Comparaison du comptage des éléments parasitaires selon la densité du sulfate de zinc ________ 78

17

LISTE DES ABBREVIATIONS

LVD : laboratoires vétérinaires départementaux

OPG : œufs par gramme de fèces

19

INTRODUCTION :

Les affections parasitaires chez les ruminants ont deux impacts :

un impact sur la santé et le bien être des animaux comme dans tout autre espèce

un impact économique car un animal parasité va moins bien valoriser la ration qui

lui est apportée, et des organes peuvent être saisis lors de l’abattage.

De ce fait, la prévention du parasitisme est un enjeu majeur pour les élevages. Elle repose le

plus souvent sur la mise en place de traitement annuel ; cependant ces traitements restent

vains si on ne commence pas par une prévention sanitaire, passant par une bonne gestion des

pâtures et un bon diagnostic.

En parasitologie, un outil diagnostique rapide et simple est la coproscopie. Il en existe

diverses techniques qui seront évoquées en première partie de ce travail. Notre étude

s’intéressera particulièrement à la technique de coproscopie par flottation et aux différents

liquides qui peuvent être utilisés dans ce but. L’expérimentation permettra de déterminer la

sensibilité des liquides de flottation utilisés pour la détection de différents éléments

parasitaires dans les selles.

Les parasites ayant un impact majeur en matière d’économie et de santé chez les ruminants

sont ceux du système digestif et de ses annexes, nous orienterons donc la recherche sur ces

helminthes (à savoir les strongles digestifs, les douves, les trichures), et sur certains

protozoaires, les coccidies. Chacun de ces parasites présente des particularités dans son cycle

dont il est essentiel de tenir compte, tant dans l’éventualité d’un traitement que dans le

raisonnement conduisant à la réalisation d’un prélèvement en vue d’un examen

coproscopique.

En parallèle de cette étude sur le diagnostic des parasitoses des ruminants adultes, un travail

sur le diagnostic coproscopique des infestations par les protozoaires chez le veau a été réalisé

par Jeanne CHANUDET qui s’est intéressée aux colorations à réaliser pour faciliter ce

diagnostic.

21

Partie 1 : Revue des différentes

méthodes de coprologie

23

I. Les parasites gastro-intestinaux recherchés chez les ruminants

adultes

Les parasites du système digestif et de ses annexes, chez les ruminants, sont principalement

des helminthes et des protozoaires. Parmi les helminthes, on distingue des parasites de la

classe des trématodes et des nématodes.

Nous allons dans cette première partie présenter de façon succincte ces parasites en nous

concentrant surtout sur les particularités de leur cycle qui ont un impact sur leur diagnostic

par coproscopie.

A. Les trématodes

Il existe trois principales maladies dues à une infestation par des trématodes chez les

ruminants dans nos contrées :

- la fasciolose, due à la présence et au développement de Fasciola hepatica dans le

parenchyme hépatique puis dans les canaux biliaires des Ruminants.

- La dicrocoeliose, due à la présence et au développement dans les canaux biliaires des

Ruminants de Dicrocoelium lanceolatum

- La paramphistomose, due à la présence et au développement de Calicophoron

daubneyi dans le tube digestif des ruminants.

1. Fasciola hepatica

a) Espèces cibles

Il est important de noter que de nombreuses espèces sont affectées par Fasciola hepatica. Ce

parasite affecte les Ruminants mais aussi les Equidés et les Suidés bien que ces deux

dernières espèces soit moins sensibles (53).

Il peut également contaminer l’homme par la consommation de végétaux crus provenant de

milieux contaminés. L’expression clinique est plus fréquente chez l’homme que chez les

animaux (54).

b) Cycle évolutif

Ce parasite présente un cycle dixène avec pour hôte définitif les espèces cibles vues

précédemment et pour hôte intermédiaire une limnée : Galba truncatula. Les particularités du

cycle de ce parasite impliquent la présence d’eau en nature dans l’environnement pour que le

cycle s’accomplisse.

La période prépatente de ce parasite est de 3 mois et la phase exogène dure également 3 mois.

La présence de métacercaires dans le milieu extérieur est la plus importante au printemps et à

24

l’automne. Les formes immatures, libérées après ingestion des métacercaires, migrent depuis

l’intestin jusqu’au parenchyme hépatique puis dans les canaux biliaires.

Ces considérations globales sur le cycle sont surtout importantes dans le cadre d’une action

préventive de la fasciolose (9) mais ont aussi un impact important sur le diagnostic par

coproscopie.

c) Excrétion des œufs

Les œufs sont excrétés dans le milieu extérieur, dans les fèces, environ 3 mois après

l’infestation (période prépatente).

Ils sont de grande taille (80µm*140µm), operculés, ovoïdes et bruns à jaunâtres (7).

La ponte est peu abondante dans cette espèce et surtout intermittente dans le temps.

d) Impact sur le diagnostic par coproscopie

La longueur de la période prépatente fait que la présence des œufs dans les bouses sera

souvent tardive par rapport à un épisode clinique. En effet le plus souvent ce sont les stades

immatures qui sont à l’origine de la majorité des lésions, pendant leur migration depuis

l’intestin vers le parenchyme hépatique.

Ceci et le caractère faible et intermittent de la ponte tend à envisager le diagnostic

coproscopique essentiellement dans les cas de fasciolose chronique ou pour connaître le statut

de l’élevage dans le cadre d’un traitement global. En effet la présence d’un œuf sur une

coproscopie conduit à considérer l’infestation du cheptel dans sa globalité.

La dernière chose à prendre en considération est le fait que les œufs sont lourds et gros, ce qui

influence la réalisation de l’examen dans les diverses techniques de coproscopie.

2. Calicophoron daubneyi

a) Espèces cibles

Ce parasite a pour cible les différentes espèces de ruminants domestiques et sauvages.

b) Cycle évolutif

Ce parasite présente un cycle dixène proche de celui de Fasciola hepatica tant par la nécessité

de l’eau, la similarité des périodes prépatente et exogène et enfin par l’hôte intermédiaire qui

est là encore un mollusque amphibie.

25

Dans ce cas, les formes immatures se développent dans la sous-muqueuse de l’intestin grêle

ou de la caillette puis elles effectuent une migration rétrograde jusqu’au rumen ou au réseau

lors du passage à la forme adulte. Les adultes peuvent survivre plusieurs années dans les pré-

estomacs (2, 20).


Les œufs sont excrétés dans le milieu extérieur dans les fèces environ 3 mois après


Les œufs sont également de grande taille (entre 120 et 180µm), operculés, avec une paroi fine

et lisse mais sont plutôt gris à verdâtres (7).

Contrairement à Fasciola, les adultes de Calicophoron daubneyi sont prolifiques, bien que la

ponte reste variable dans le temps.


La coproscopie n’aura pas d’intérêt lors de forme aiguë puisque comme dans le cas de

Fasciola ce sont les formes immatures qui sont à l’origine des lésions. Mais cet examen reste

intéressant pour connaître le statut de l’élevage dans le cadre d’un traitement global. En effet

la capacité de survie des adultes dans les pré-estomacs permet une accumulation d’année en

année des parasites en l’absence de traitement sans que des cas cliniques apparaissent

nécessairement. Un suivi par coproscopie de l’élevage permettra donc de déterminer la

nécessité d’un traitement.

Par ailleurs la ponte étant plus importante, la sensibilité de cet examen est plus élevée pour

Calicophoron daubneyi que pour Fasciola hepatica. Il est cependant important de conduire

un examen précis afin de ne pas risquer de confondre les œufs de ces 2 parasites très proches.

3. Dicrocoelium lanceolatum

a) Espèces cibles

Ce parasite peut infester tous les ruminants, et principalement les ovins (bien qu’on observe

de plus en plus de cas chez les bovins), et les autres herbivores.

b) Cycle évolutif

Ce parasite présente un cycle trixène avec pour hôte définitif les espèces cibles vu

précédemment et 2 hôtes intermédiaires : un escargot xérophile et la fourmi. Ce cycle n’a pas

besoin d’eau, et l’on retrouve d’ailleurs plus souvent ce parasite en zone sèche.

26

La période prépatente de ce parasite est de 2 mois et la phase exogène dure de 4 à 6 mois. Les

adultes peuvent survivre 2 à 5 ans chez les ovins. Les formes cliniques sont rares et plutôt

chroniques avec des symptômes peu spécifiques, la présence de lésions en elle-même peut

avoir un impact économique puisque les éleveurs sont sanctionnés sur le paiement des

animaux en cas de lésions hépatiques découvertes à l’abattoir.


Les œufs sont excrétés dans le milieu extérieur dans les fèces environ 2 mois après


Ils sont de petite taille par rapport aux précédents trématodes étudiés (40µm) mais cela reste

des œufs lourds. Ils sont foncés et operculés et 2 masses germinatives rondes sont souvent

distinguables au microscope (7)


L’impact clinique de ce parasite se faisant plutôt sur le long terme avec accumulation des

parasites, il a été défini un seuil d’infestation au-delà duquel il est considéré comme essentiel

de traiter. Ce seuil est à 300 opg pour les ovins et 30 à 40 opg pour les bovins (3).

Cependant l’excrétion est très variable dans le temps et parfois faible, ce qui diminue la

sensibilité diagnostique de cet examen. On conseille donc de réaliser des prélèvements sur

plusieurs animaux, étalés dans le temps (49).

B. Les nématodes

Les principaux nématodes ayant un impact pathogène au niveau digestif chez les ruminants

adultes appartiennent à l’ordre des Strongylida.

1. Importance et répartition géographique

Les strongles sont des parasites que l’on retrouve dans chaque espèce de ruminants dés le

moment où les animaux pâturent. Ils affectent également les ruminants sauvages. Enfin ils

sont cosmopolites.

Leur impact sur la santé des animaux est surtout présent chez les jeunes animaux (première ou

deuxième saison de pâture), les animaux plus âgés développant avec le temps une certaine

immunité face à ces parasites (11). L’impact économique est cependant majeur, les

27

strongyloses entraînent en effet des pertes de production importantes en qualité et quantité

tant dans les cheptels allaitants que laitiers (22).

2. Etiologie

a) Principales espèces

Parmi cet ordre, nous avons 5 espèces d’importance majeure avec des localisations différentes

au sein du tube digestif.

- Parasites de la caillette :

Le principal parasite de la caillette est chez les bovins Ostertagia ostertagi, chez les ovins et

caprins Teladorsagia circumcincta. Chez les bovins, Ostertagia ostertagi représente environ

90% des strongles digestifs.

- Parasites de l’intestin grêle :

Le genre des Trichostrongylus est d’importance majeure chez les ovins et caprins et est non

négligeable chez les bovins. Nous noterons qu’il est cependant plus commun chez les bovins

de trouver des strongles des genres Cooperia et Nematodirus au niveau de l’intestin grêle.

- Gros intestin :

Au niveau du gros intestin, chez toutes les espèces de ruminants on retrouve essentiellement

les strongles du genre Oesophagostomum.

b) Cycle

Ce sont des parasites monoxènes dont l’hôte définitif est un ruminant, ils peuvent

éventuellement avoir un hôte facultatif qui assure leur conservation dans le milieu extérieur.

Le parasite connaît 5 stades évolutifs entre l’œuf et l’adulte. L’excrétion des œufs se fait dans

les fèces, une fois dans le milieu extérieur, il connait 3 évolutions et c’est le troisième stade

larvaire qui est infestant. La phase exogène est variable selon les conditions climatiques

(exemple pour Ostertagia : 3 à 10 jours à 22°C, 3 à 4 semaines à 12-15°C).Une fois ingérée la

larve 3 évolue au stade larve 4.

Pour certains parasites (Ostertagia et Oesophagostumum) on peut à ce stade avoir une phase

d’hypobiose, dans la paroi de l’organe cible, suite aux réactions immunitaires de l’hôte qui

bloquent les parasite au stade larvaire 4(11, 27). Sinon ils continuent leur évolution en stade 5

puis adulte. La période prépatente sans hypobiose est de 3 semaines en moyenne.

28

Dans le cas d’ostertagiose, les larves entrées en hypobiose ont tendance à émerger de façon

massive en fin d’hiver ou début de printemps ce qui entraîne de nombreuses lésions et une

présentation clinique dénommée Ostartagiose de type 2.

3. Excrétion des œufs et coproscopie

a) Excrétion

Il faut noter que l’excrétion des œufs est limitée par l’immunité de l’hôte (4, 11, 21), ce sont

donc les jeunes animaux qui excréteront le plus d’œufs et seront à l’origine des pâtures les

plus contaminées. L’excrétion est maximale chez les animaux primo-infestés et quasi nulle

chez les animaux plus âgés.

Au printemps, les animaux se contaminent grâce aux larves 3 résiduelles dans la pâture (qui

sont d’autant plus présentes que le climat hivernal a été humide sans être trop froid), et ré-

infestent peu à peu la pâture, ce qui conduit à une contamination plus importante des pâtures

et donc des animaux. Cela conduit à une excrétion maximale d’œufs par les animaux en été.

b) Aspect des œufs

Nous n’avons pas particulièrement insisté sur les particularités des différentes espèces de

strongles digestifs essentiellement en raison de l’impossibilité de les distinguer à partir des

œufs.

En effet les œufs de strongles ont tous le même aspect excepté ceux du genre Nematodirus

(fig.1).

Figure 1 : Œufs de strongles digestifs

Nématodirus

Autres strongles

29

Leur contenu est granuleux, gris et leur taille va de 40µm à 100µm. Pour les différencier il

convient de réaliser une coproculture (34).

Pour la coproscopie, on réalisera de préférence un examen individuel et en saison de pâture.

C. Les protozoaires

Les protozoaires chez les ruminants occasionnent une clinique aiguë plutôt chez les jeunes

(veaux, agneaux, chevreaux) (12, 43, 53), parmi les pathogènes on rencontre dans ce cas

différents genres : Eimeria, Cryptosporidium et Giardia. Cet aspect de la parasitologie des

ruminants chez les jeunes et de son diagnostic est abordé par Jeanne CHANUDET dans un

travail de thèse conduit en parallèle de celui-ci.

Cependant la présence d’Eimeria chez les ruminants adultes, et particulièrement chez des

bovins de plus de 6 mois, peut conduire à une spoliation importante responsable d’un mauvais

aspect général des individus (poil piqué, croissance faible) et ce genre de protozoaires est

facile à distinguer en coproscopie simple.

1. Les espèces d’Eimeria

Il existe 13 espèces d’Eimeria chez les bovins dont 3 sont pathogènes :

- Eimeria bovis : localisée au niveau du colon et du rectum

- Eimeria zuernii : même localisation

- Eimeria alabamensis : localisée au niveau de l’intestin grêle.

2. Cycle

Les Eimeria sont des parasites monoxènes, ils se développent dans les cellules épithéliales des

organes digestifs. Les oocystes sont les formes excrétées qui vont subir dans le milieu

extérieur une sporulation si les conditions de température, d’humidité et d’oxygène sont

favorables, ils présentent alors 4 sporocystes renfermant chacun 2 sporozoïtes.

3. Présentation en coproscopie

Les oocystes font quelques µm. Si l’examen est réalisé rapidement après le prélèvement, les

oocystes ne seront pas sporulés, ils apparaîtront alors avec une morula. La taille et la forme

peut permettre l’identification de l’espèce. Si les conditions de sporulation ont été

rencontrées, la disposition des sporocystes et le nombre de sporogonies sont également des

éléments de diagnose.

30

II. Généralités sur la coprologie chez les ruminants

La coproscopie est la méthode de base du diagnostic en parasitologie. Elle permet de détecter

(et éventuellement compter) les éléments parasitaires excrétés dans les fèces par les parasites

du tube digestif.

A. Objectifs et indications

1. La lutte antiparasitaire au sein des élevages

Comme nous l’avons signalé en introduction le parasitisme des ruminants et la lutte

antiparasitaire associée ont un impact majeur en terme économique dans les élevages (8,11,

55) :

Un animal parasité ne profite pas de sa ration alimentaire complètement. On a, par

ce biais, un gaspillage d’aliment puisque pour atteindre un même poids l’animal

parasité aura besoin de plus d’aliment.

Au niveau clinique, selon l’âge et le degré d’infestation de l’individu, on verra une

expression clinique aiguë à chronique qui entraînera une altération de l’état général

de l’animal. Les soins vétérinaires nécessaires au soutien puis au rétablissement de

l’animal ont une importance mais l’impact majeur va être le temps et l’aliment

nécessaire à la remise en état de l’animal. Dans certains cas on arrive à une perte

de l’animal car les traitements de support et antiparasitaire sont trop tardifs.

Le traitement antiparasitaire est globalement dans les élevages une constante du

budget puisque les traitements sont effectués de façon systématique pour les

strongyloses digestives, pour la fasciolose et de plus en plus souvent pour la

paramphistomose.

On a une perte de revenu lors de la vente de l’animal puisqu’il sera de poids

moindre que ce que l’on pourrait espérer.

Certaines infestations parasitaires se traduisent par une altération des organes et

entraînent une saisie lors de l’abattage (exemple de Fasciola Hepatica dont les

lésions entraînent une saisie du foie) avec diminution du paiement de l’animal dans

certains cas.

Dans les publications la coproscopie est souvent indiquée dans le cadre d’une médecine

individuelle. C’est un examen rapide que le vétérinaire peut réaliser au sein de son cabinet s’il

possède un minimum de matériel et d’expérience. En matière de médecine de population de

nombreuses techniques alternatives ont été développées au cours des années notamment en

élevage laitier où il existe une sérologie sur lait de tank qui permet d’évaluer le statut

parasitaire d’un troupeau.

31

La coproscopie peut être un examen de groupe mais il faut être particulièrement logique dans

le choix des groupes lors des prélèvements : communauté de pâture, âge. Il est aussi

intéressant de raisonner le moment du prélèvement lors d’un suivi (animaux en cours de

pâture pour les strongyloses, réflexion par rapport aux périodes prépatentes pour les

trématodoses).

La réalisation de ces analyses de suivi peut permettre de dresser un plan parasitaire de

l’élevage et en particulier de pouvoir détecter des pâtures à parasitisme plus ou moins

prononcé et assurer ainsi une rotation raisonnée des pâturages qui est une part importante de

la lutte antiparasitaire (35,40).

2. Développement des antiparasitaires

Dans un premier temps, nous pouvons noter que les études conduites pour connaître

l’efficacité d’une molécule antiparasitaire font appel à la coproscopie pour connaitre

l’infestation des animaux avant traitement et estimer l’efficacité du traitement après (25). La

coproscopie est en effet dans ce cas la technique la plus intéressante bien que les résultats

puissent être difficiles à bien interpréter dans le cas des trématodoses en raison de la longueur

de la période prépatente comme l’ont souligné Grimshaw et al (30).

Il existe des techniques diagnostiques reposant sur les réactions immunitaires développées par

l’hôte lors d’une interaction avec les parasites (51). Il est possible de réaliser des sérologies

sur sang ou dans le cas d’élevage laitier sur lait de tank. Bien que le coût d’une sérologie ne

soit pas un facteur limitant face à la coproscopie, elle ne présente aucun intérêt pour contrôler

l’efficacité d’un traitement puisque la réponse immunitaire peut mettre jusqu’à plusieurs mois

avant de diminuer suite à une infestation.

On peut de plus souligner l’importance d’un contrôle du statut parasitaire des élevages face à

la systématisation des traitements et au développement de résistance des parasites face à

certains antiparasitaires dans une période où le nombre de molécules autorisées dans le

traitement d’animaux de production est de plus en plus faible, et où le public souhaite

consommer des produits les plus naturels possibles ce qui, dans le cas des viandes, implique

le moins de traitement possible (55).

B. Matériel et prélèvement

1. Matériel

La coproscopie nécessite un matériel assez simple ce qui en fait un examen réalisable en

cabinet (1, 7).

Il faut le matériel nécessaire au mélange et à la dilution des fèces : mortier, pilon, verres à

pied, pipettes, agitateur, tubes à essai et tamis.

32

Il est intéressant de posséder une centrifugeuse pour accélérer les manipulations et il faut

enfin le matériel pour l’observation : un microscope avec objectif *4, *10, *100 et objectif à

immersion ainsi que les lames et lamelles associées.

Selon la technique d’examen envisagée, du matériel supplémentaire pourra être nécessaire.

(Voir paragraphe C.)

2. Prélèvements

a) Réalisation du prélèvement

Les prélèvements doivent être réalisés dans le rectum des animaux ou juste après l’émission

pour limiter les contaminations par le milieu extérieur (nématodes libres ou larves de diptère

par exemple). Ils sont la plupart du temps obtenus lors d’une palpation transrectale et donc

conditionnés dans le gant de fouille retourné et noué.

Selon le but de l’examen coproscopique, on peut envisager de réaliser un prélèvement à partir

de bouses de différents animaux. Il faut alors veiller à réaliser des lots selon la recherche

envisagé : animaux de même âge, de statut semblable et de pâture commune.

b) Conservation du prélèvement

Comme nous l’avons dit précédemment le prélèvement est souvent conditionné dans un gant

en plastique. Ceci peut être suffisant si l’examen est réalisé au sein du cabinet vétérinaire.

Cependant s’il est nécessaire de faire parvenir le prélèvement à un laboratoire, il est

nécessaire de prendre quelques précautions. Il faut veiller à ce que l’emballage contenant le

prélèvement ne soit pas imbibé par le prélèvement, pour cela on peut soit reconditionner le

prélèvement dans un tube fermé hermétiquement (vissé de préférence) soit entourer le

prélèvement de film plastique.

Il faut par ailleurs veiller à ce que les commémoratifs, accompagnants tout prélèvement lors

d’envoi dans un laboratoire, ne soient en aucun cas détériorés avant l’arrivée au laboratoire.

Il est important que l’examen soit réalisé dans un temps limité après l’émission du

prélèvement afin de limiter l’évolution des éléments parasitaires, qui rendrait leur diagnose

plus difficile, mais dans le cas où l’examen serait différé il est essentiel de préserver le

prélèvement dans des conditions optimales.

Il existe des modes de conservation qui permettent de ralentir l’évolution des éléments

parasitaires. Il est possible de conserver le prélèvement à température basse, ainsi la

réfrigération ralentit l’évolution de façon réversible (2°C à 8°C) et permet de conserver un

prélèvement jusqu’à une semaine.

33

On peut également congeler les prélèvements mais cela peut détruire des éléments parasitaires

ou enfin on peut les diluer dans de l’eau formolée à 8% (7).

C. Coprologie qualitative/ coprologie quantitative

La présence d’œufs de parasites au sein d’un prélèvement de fèces n’est pas interprétable sans

les données cliniques et épidémiologiques associées.

Nous avons vu dans la première partie de ce travail que tous les parasites n’excrètent pas de

façon similaire, ainsi la présence d’un seul œuf de Fasciola sur une lame examinée au

microscope n’a pas la même signification que la présence d’un seul œuf de strongles. Les

strongles présentent effectivement une excrétion proliférative et sont des parasites

cosmopolites. Il est donc usuel de rencontrer des œufs de strongles sur un examen

coprologique. Ceci conduit à réfléchir sur la façon d’interpréter la présence d’œufs dans un

prélèvement et sur la façon d’apprécier leur nombre (1, 11).

1. Appréciation qualitative

Si l’on réalise une coproscopie qualitative, on cherche simplement la présence des œufs de

parasites en identifiant au mieux le parasite. Cette technique est considérée comme suffisante

dans le cas de Fasciola Hepatica et de Dicrocoelium lanceolatum (3, 8). Ces parasites

présentant une excrétion limitée et intermittente, la présence d’un œuf est synonyme

d’infestation de l’animal et, souvent, on étend cette infestation à l’élevage.

En ce qui concerne les œufs de strongles et les oocystes de coccidies rencontrés, il est difficile

de se fier à une simple appréciation qualitative puisque ce sont des parasites cosmopolites et

prolifératifs.

Parallèlement, l’absence d’œuf au niveau de l’examen n’est dans le cas d’aucun parasite la

preuve de l’absence d’infestation. En effet si l’on considère la production de bouse d’un bovin

par jour, le fait que l’on effectue un prélèvement ponctuel de quelques grammes et que sur ce

prélèvement environ 5g soient examinés (après homogénéisation), on peut envisager ne pas

avoir d’œufs dans l’échantillon examiné malgré une infestation de l’animal.

L’appréciation qualitative présente un intérêt limité du point de vue de son interprétation

finale c’est pourquoi elle est souvent associée à une technique quantitative ou au moins semi-

quantitative que nous allons maintenant envisager.

34

2. Appréciation quantitative

La technique de coproscopie quantitative permet de déterminer le nombre d’œufs présents par

gramme de fèces d’un prélèvement. Elle fait appel à un matériel supplémentaire : la cellule de

Mac Master et repose sur une dilution systématique des matières fécales (celle à 1/15ème

étant

la plus fréquemment rencontrée) (32).

Figure 2 : Cellule de Mac Master

Elle est le plus souvent employée avec une concentration par flottation. On dépose 0.5ml du

liquide obtenu par la dilution des selles dans le liquide de flottation dans chaque chambre de

la cellule (fig.2).

Les œufs viennent se coller sous le verre supérieur et sont alors dénombrés dans chaque

colonne de chaque chambre.

Le nombre d’œufs par gramme de fèces est donné par la formule :

[(n1+n2)/2]*100

n1 : somme des œufs comptés dans chaque colonne de la chambre 1


Cette méthode s’avère intéressante pour évaluer les infestations d’autant plus que certains

auteurs dont Mage et Dorchies (41) pensent qu’il est possible de mettre en relation le nombre

d’œufs comptés avec le niveau d’infestation (bien qu’aucune relation mathématique n’ait été

proposée). Cependant pour des œufs de faible niveau d’excrétion, la lecture en Mac Master

limite la détection des œufs.

7.5cm

1cm 1.8cm

Epaisseur sous

chambre : 0.15cm

Volume sous

grille : 0.15ml

Volume

chambre : 0.5ml

Chambre

35

Il faut noter qu’il est important de procéder en parallèle à l’examen d’une lame obtenu par

flottation car en cas d’absence d’œufs sur la cellule de Mac Master, il est intéressant de

réaliser un contrôle sur la lame simple puisque le seuil de dénombrement est de 50opg avec

cette dilution.

C’est donc une méthode qui demande du temps et un matériel supplémentaire. Une bonne

alternative entre les 2 méthodes exposées consiste en la réalisation d’un examen semi-

quantitatif.

3. Appréciation semi-quantitative

Un comptage est réalisé sur la lame simple de coproscopie après concentration et permet

d’évaluer l’importance de l’infestation. A cet effet on définit des seuils de comptage qui

permettent l’évaluation de l’infestation avec une estimation non par gramme mais par 5

grammes de fèces (quantité généralement utilisée dans la méthode de concentration). Cette

estimation s’avère souvent suffisante en parasitologie des ruminants.

A titre d’exemple nous allons ici exposer les seuils utilisés au sein de l’unité de Parasitologie

du campus vétérinaire de VetAgroSup :

Présence : moins de 10 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.

+ : de 10 à 100 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.

++ : de 100 à 200 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.

+++ : de 200 à 1000 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.

++++ : plus de 1000 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.

Maintenant que nous avons vu le matériel nécessaire à l’examen et les méthodes nécessaires à

l’interprétation, nous allons détailler les différents procédés visant à concentrer les éléments

parasitaires.

III. Les méthodes de concentration.

L’examen direct d’une goutte de fèces diluée peut permettre dans certains cas l’observation

d’éléments parasitaires. Cependant comme nous l’avons vu dans le paragraphe sur la méthode

qualitative de coproscopie, cet examen ne se fait que sur une portion réduite de fèces qui

contient, en plus des éléments parasitaires, de nombreux autres composants. Dans le cas des

ruminants, nous avons notamment à faire face à de nombreux débris végétaux digérés ou non

(pollens, spores, herbe), en plus de cellules mortes. Il s’avère donc nécessaire, afin d’avoir

une bonne sensibilité de cet examen, de concentrer les éléments parasitaires afin de pouvoir

en observer un nombre maximum au microscope.

36

Différentes méthodes de concentration ont été proposées au cours des années, et nous allons

voir dans cette partie ces diverses techniques et leurs intérêts.

Les méthodes de concentration font appel à deux phénomènes physico-chimiques :

la densité relative des éléments parasitaires par rapport à celle du réactif de

dilution,

l’équilibre hydrophile-lipophile des éléments parasitaires lesquels tendent à flotter

lorsque leur lipophilie prédomine ou à sédimenter si c’est leur hydrophilie qui est

dominante.

Ces deux forces sont des caractères spécifiques pour chaque parasite mais elles peuvent être

modifiées par les caractéristiques du liquide (pH) ou par une réaction entre les groupements

de la surface des œufs et les constituants du réactif (métaux lourds).

Les méthodes exposées par la suite peuvent être combinées pour éliminer un plus grand

nombre de débris.

A. La concentration par sédimentation

Le principe est de réaliser une dilution des selles dans une solution aqueuse de densité faible.

Les parasites se déposent, les particules alimentaires non digérées et les cadavres microbiens

surnagent ou restent en suspension. La concentration est facilitée par l’hydrophilie des

éléments parasitaires. Cette technique présente l’avantage de partir d’une masse volumineuse

de selle et d’être simple avec l’utilisation d’un matériel basique. Cependant c’est une

technique longue, demandant de nombreuses manipulations.

1. Méthode

a) Historique

La méthode de sédimentation est basée sur la méthode décrite par Faust et Ingalls en 1946

citée par Bailenger (5) qui utilise une solution aqueuse de glycérine à 0.5% comme diluant,

elle est décrite dans l’annexe 1.

Cette méthode est déjà en elle-même une variante de la méthode primitive de Faust qui

utilisait simplement de l’eau du robinet comme liquide de dilution.

Les manipulations sont longues puisqu’il faut laisser 3 fois le temps de sédimenter qui est de

30 à 45 minutes.

37

De nombreuses autres variantes de cette méthode ont été proposées impliquant soit un autre

liquide de dilution soit un protocole différent. Ces différentes variantes sont proposées dans le

but d’améliorer la détection des œufs de parasites.

a) Variation sur le liquide de dilution

En 1947, Jahnes et Hodges proposent une variante de la méthode sédimentation de Faust et

Ingalls (5), basée sur la constatation que l’alcool éthylique à 10% offre un rendement deux

fois supérieur à l’eau glycérinée dans la détection des œufs de Schistosome. Les œufs ne sont

pas endommagés par le liquide et peuvent éclore par addition de quelques gouttes d’eau au

sédiment.

En 1956, Euzéby propose une variante en utilisant de l’eau additionnée de détergent (teepol,

1%) pour réaliser la sédimentation (cité par Bailenger (1)).

b) Modification des temps de sédimentation

Happish et Boray diminuent les temps de manipulation par l’utilisation d’une trompe à vide

pour éliminer le surnageant après chaque sédimentation (31). Chaque sédimentation dure 3

minutes.

Barrody et Most (cité par Bailenger (5)) décrivent cette technique avec pour réactif de l’eau

ordinaire à 40°C. Les centrifugations se font pendant 30 secondes à 1500 tours/mn. Après

chaque centrifugation, le surnageant est rejeté et remplacé par le réactif, les centrifugations

sont répétées jusqu’à ce que le surnageant soit clair (généralement 2 à 3 centrifugations

suffisent).

c) Etape supplémentaire

Boray et Pearson (cité par Happish et Boray (31)) proposent après une sédimentation avec de

l’eau d’ajouter une étape de coloration au bleu de méthylène du culot avant l’examen au

microscope. Cette coloration permet de faire ressortir les œufs non colorés parmi les débris

(colorés)

d) Modification du matériel

Nous pouvons noter parmi les variantes utilisant un matériel différent celle de Happich et

Boray (31) qui fait intervenir une trompe à eau pour évacuer le surnageant par vide ou la

technique de sédimentation en longs tubes de verre de Grégoire et al (citée par Raynaud (46)).

Cette méthode fait intervenir une colonne de verre de 2.10m de hauteur et de 1cm de diamètre

intérieur qui est fixée verticalement par trois supports à pinces à un mur, un robinet de verre

rectiligne (ouverture de 3mm, rétréci à 2mm à son ouverture inférieure). Les deux composants

sont réunis par un joint de caoutchouc.

38

2. Avantages

L’avantage de cette technique est de demander un matériel simple et peu coûteux ce qui en

fait un examen facile à réaliser en pratique courante. La plupart des techniques ont été

adaptées à la réalisation de coproscopie quantitative.

Chaque variante est faite en vue d’améliorer la technique. La variante de Jahnes et Hodges a

été adopté pour ces résultats favorables dans la recherche des œufs de schistosomes.

Le raccourcissement des temps de sédimentation permet à ces techniques d’être plus

facilement utilisable en routine.

Le rajout de l’étape de coloration permet une distinction plus facile des œufs, en particulier

ceux de Fasciola hepatica et de Calicophoron daubneyi.

L’utilisation d’un matériel précis permet d’améliorer la sensibilité et la rentabilité de la

technique de sédimentation, qui en général ne permet de détecter que 50% des éléments

parasitaires (46). Les variantes de Happish et Boray et de Grégoire et coll sont décrites

comme spécifiques du diagnostic des infestations par Fasciola hepatica par Raynaud (46).

3. Inconvénients

Le principal inconvénient de la méthode de base était le temps de manipulation très long qui

différait donc le résultat de l’analyse. Cependant les modifications apportées qui permettent

de diminuer les temps de manipulation ont tendance à faire appel à un matériel

supplémentaire. Dans le cas de la sédimentation en tube long, le principal obstacle à sa

réalisation est la complexité du dispositif (inutilisé de nos jours pour ce qui concerne la

méthode de Grégoire).

Enfin cette méthode efficace pour concentrer les gros œufs se révèle de faible rendement dans

la concentration des œufs de nématodes et de protozoaires.

B. La concentration diphasique

1. Principes physico-chimiques impliqués

La concentration diphasique fait intervenir 3 phénomènes dont l’essentiel est la mise en

présence de 2 phases non miscibles (aqueuse et lipophile) ce qui crée, pour chacune des

particules fécales (parasites, débris alimentaires, microbes), un coefficient de partage leur

permettant de s’orienter en fonction de leur équilibre hydrophile-lipophile. Il en résulte une

élimination des éléments à prédominance lipophile et par conséquent, une concentration des

particules à tendance hydrophile.

39

Le second principe envisagé est l’action dissolvante des réactifs qui supprime certains des

constituants fécaux.

Enfin comme dans toutes les méthodes de concentration envisagées, la densité des œufs joue

également un rôle important pour connaître la phase intéressante.

Cette méthode permet donc de concentrer les éléments parasitaires dans le culot de

sédimentation en favorisant leur hydrophilie. On a ainsi pu étudier l’influence de facteurs

susceptibles d’accroître cette hydrophilie, ce qui a autorisé des modifications raisonnées de la

méthode de base.

2. Méthode

a) Historique

La méthode de base évoquant le principe de concentration diphasique a été mis au point par

Telemann en 1908 (cité par Bailenger (5)). Il s’agit de délayer les selles avec un mélange

composé à parties égales d’éther et d’acide chlorhydrique concentré puis à tamiser l’émulsion

fécale et enfin à centrifuger. Les éléments parasitaires sont concentrés dans le sédiment. La

méthode de base présente de nombreux désagréments : les vapeurs lors de la manipulation

d’acide chlorhydrique concentré, les altérations que le réactif fait subir aux kystes et à certains

œufs.

Le protocole présenté en annexe 2 dérive de la méthode de Telemann et a été proposé par

Bailenger (5).

Figure 3 : Schéma de la répartition des phases dans le tube après concentration

La récupération du sédiment nécessite l’élimination des 3 phases supérieures (fig.3). Le cas

de la seconde phase est particulier. Ce sont les débris qui forment un anneau qu’il faut

décoller de la paroi pour l’éliminer.

40

b) Variantes

En 1955, Blagg et coll (cité par Bailenger (5)) ont proposé une méthode reposant de sur

l’emploi du réactif de Sapero et Lawless avec l’éther. Ce réactif est composé à partir d’une

solution de lugol fraiche et d’une solution nommée solution M.F. (composée de teinture de

merthiolate, de formol et de glycérine).

De nombreux autres protocoles ont été proposés avec des réactifs différents mais des

manipulations semblables. Nous nous attarderons cependant sur la technique proposée par

Bailenger (5).

Des expériences ont été conduites déterminant l’influence du pH sur la concentration des

œufs. Il a ainsi été déterminé que la valeur de pH permettant la meilleure concentration

d’éléments parasitaires (même si elle n’est pas la meilleure pour tous les œufs) est 5 ce qui a

conduit au protocole proposé en annexe 2 avec pour réactif un tampon acéto-acétique ajusté à

pH 5 et l’éther.

3. Avantages

Globalement, les auteurs décrivent les méthodes de concentration diphasique comme simples

et rapides (26). Cette technique est également favorable à la concentration des œufs lourds et

les variantes proposées ont cherché à augmenter la concentration des œufs (recherche d’un pH

optimal par Bailenger) ou à se séparer de composants potentiellement toxiques comme l’acide

chlorhydrique utilisé dans la méthode de Telemann et dont les vapeurs sont déconseillées tant

pour le technicien que pour le matériel de laboratoire.

4. Inconvénients

Cette méthode est peu intéressante dans la recherche d’oocystes de protozoaires ou de petits

œufs d’helminthes soit par une mauvaise concentration soit par la difficulté à repérer ces

éléments parasitaires de petite taille au sein du sédiment.

Excepté la variante proposée par Bailenger, toutes les autres méthodes polyvalentes proposent

d’utiliser des réactifs qui, sans pour autant faciliter la concentration des éléments parasitaires,

peuvent présenter un potentiel nocif : solution M.F. pour Blagg et coll, formol pour Ritchie.

C. Concentration biologique

La méthode de concentration biologique s’intéresse non aux œufs des helminthes mais à leurs

larves. En effet il est possible dans le cas où l’examen coproscopique a été fortement différé

du prélèvement ou dans de mauvaises conditions de conservation du prélèvement, que les

œufs de Nématodes se soient développés et que seules les larves demeurent dans le

prélèvement (10).

41

Ces larves ne sont pas concentrées en général par les méthodes habituelles, ce qui a conduit à

développer une technique de concentration des larves reposant sur leur hygrotropisme et leur

thermotropisme.

1. Matériel

Figure 4 : Dispositif de Baermann

Le matériel utilisé est simple et courant (fig.4) : entonnoir, tamis, gaze, verre à pied. Le

liquide utilisé est de l’eau tiède.

2. Technique

On dispose une gaze dans un tamis métallique que l’on dépose sur un entonnoir relié à une

tubulure en caoutchouc.

On verse de l’eau tiède jusqu’à atteindre un niveau correspondant à la partie inférieure du

tamis.

On dépose les selles dans la gaze. On laisse décanter pendant 1 à 2 heures puis on examine le

filtrat.

3. Indications

Cette technique est utilisée dans la détection des larves de strongles respiratoires chez les

bovins (42).

Tamis +

gaze entonnoir

Verre à

pied

tubulure

42

Elle est, comme nous l’avons dit en introduction, indiquée en cas d’absence d’œufs de

strongles sur une lame obtenue par les autres techniques de concentration et dans le cas d’un

problème de conservation du prélèvement.

Cette technique est globalement à réaliser en complément de la coproscopie simple afin de

confirmer les résultats obtenus. En cas de mauvaise conservation d’un prélèvement, la

réalisation d’une concentration biologique permet d’augmenter de façon importante la

sensibilité de l’examen coproscopique.

D. Concentration par flottation

Cette technique consiste à effectuer une dilution fécale avec un liquide plus dense que les

éléments parasitaires qui surnagent alors. Leur concentration dans le film superficiel est

conditionnée par leur densité inférieure à celle du réactif ainsi que par une prédominance de

leur lipophilie. C’est une technique simple, qui demande peu de matériel et qui permet une

réalisation d’examens en série. Cependant cette méthode est contre-indiquée dans le cas de

selles riches en lipides ou huiles minérales et si l’on recherche des larves ou des kystes de

protozoaires car ils seraient déformés par les réactifs qui sont hypertoniques.

Il existe de nombreuses techniques autant que de réactifs qui seront présentées dans ce

paragraphe.

1. Méthode

a) Historique

La méthode historique est la méthode de Bass et Fülleborn présentée en annexe 3 (cité par

Bailenger (5)).

Le liquide de flottation utilisé est une solution de chlorure de sodium saturée de densité 1.20.

L’examen se réalise après un repos de 45 minutes environ et nécessite de réaliser un

prélèvement de la surface de la dilution fécale.

Cette méthode est, d’après Bailenger, indiquée pour la recherche d’œufs d’Ankylostomes et

d’ascaris. Des études conduites chez les ruminants en particulier ont montré la sensibilité de

ce liquide dans la détection des oocystes de coccidies et des œufs de strongles digestifs.

Toutefois l’utilisation de ce liquide est déclarée contre-indiquée en cas de suspicion de

fasciolose.

De nombreuses variantes de cette technique ont été mises au point au cours des années tant

par la modification du liquide utilisé que par la méthode de lecture associée. La diversité des

43

liquides utilisés ne reflète pas tant la faiblesse diagnostique des liquides que la diversité des

méthodes laboratoires. En effet bien que certains liquides comme nous le verrons plus tard

semblent avoir des possibilités diagnostiques plus élevées que d’autres, le choix du liquide de

flottation utilisé est souvent le reflet d’une habitude et d’une facilité de travail.

b) Variation sur l’examen

Une première variante de la méthode précédente est proposée par Willis en 1921 (cité par

Bailenger (5)).

L’auteur propose effectivement de profiter de l’adhérence des éléments parasitaires au verre

pour les collecter. Concrètement il verse la dilution fécale, après tamisage, dans un tube

cylindrique jusqu’à obtention d’un ménisque. A la surface du tube il dépose une lame (ou

lamelle) dégraissée qui sera ensuite examinée au microscope.

Il est également possible d’envisager un examen quantitatif en lame de Mac Master.

c) Variation sur le temps

Le temps de réalisation de cette méthode peut être raccourci en considérant deux points :

- On considère qu’en pratique 20 minutes suffisent pour que les œufs remontent dans la

suspension

- Il est possible de réaliser une centrifugation après le tamisage à 2000 tours/minute

pendant 3 minutes. (Nous présentons ici une moyenne des données proposées par les

diverses variantes de la méthode de base)

Après avoir vu la méthode de base et les variations possibles concernant le temps de

manipulation et l’examen au microscope, nous allons maintenant voir l’élément à l’origine de

la majorité des variantes proposées : les différents liquides de flottation.

2. Les liquides de flottation

L’utilisation de différents liquides au cours des années par les équipes ayant travaillé sur cette

problématique tient principalement du fait qu’aucun liquide ne s’est avéré efficace à 100%

dans la détection de tous les types d’œufs, ou ne présente pas une facilité de lecture justifiant

un recours général à ce liquide.

Au-delà du réactif de base qui peut changer d’une méthode de flottation à l’autre, la densité

peut également être plus ou moins élevée et détermine le protocole de fabrication du liquide

de flottation.

44

a) Le chlorure de sodium

C’est le liquide utilisé de façon historique. C’est une solution de chlorure de sodium à

saturation (25%, densité = 1.20).

Avantages :

C’est un liquide très facile à réaliser, il est sans impact pour le technicien comme pour

l’environnement et son coût est faible.

Inconvénients :

La densité n’est pas suffisante pour faire remonter les œufs de Trématodes (46). Puisque la

densité atteinte est celle de la solution à saturation il n’y a que peu de façon d’améliorer la

sensibilité de l’examen avec ce liquide.

b) Solution de saccharose

Cette solution a été utilisée par Levine et al (39) dans une étude comparant différentes

méthodes de concentration, mais comparant également la solution de saccharose à celle de

chlorure de sodium.

Les méthodes utilisant une solution de saccharose nous proposent plusieurs proportions pour

la composition de la solution et donc plusieurs densités. La densité de la solution de

saccharose peut varier entre 1.20 et 1.35.

Il est également possible que la solution ne soit pas une dilution simple de saccharose et fasse

intervenir de nombreux autres composants comme le formaldéhyde, du nitrate de sodium

comme dans les solutions utilisées dans l’étude menée par Cringoli et al (18)

Avantages :

C’est également un liquide très facile à réaliser, il est sans impact pour le technicien comme

pour l’environnement. Il présente une excellente sensibilité dans la détection des oocystes de

coccidies (28, 48) et des œufs de strongles digestifs (39).

Par rapport à la solution saturée de chlorure de sodium, Levine et al (39) ne notent pas de

différence de la sensibilité, mais la lecture est facilitée par une moindre cristallisation du

saccharose par rapport au chlorure de sodium

Inconvénients :

Dans l’étude menée en 2004, Cringoli ne note aucune remontée d’œufs de Dicrocoelium avec

les solutions de saccharose utilisées (18).

45

Par ailleurs face à des solutions concentrées en saccharose se pose le problème de la durée de

conservation et de la façon de conserver le liquide afin d’éviter toute contamination.

c) Nitrate de sodium

La solution de nitrate de sodium en tant que liquide de flottation a été utilisée dans plusieurs

études. La solution peut être pure ou comporter d’autre composant comme une association au

saccharose ou au thiosulfate de sodium (18)

Raynaud utilise une solution à saturation présentant une densité de 1.40 (46).

Avantages :

Présentant une densité élevée, le nitrate de sodium présente l’avantage de faire remonter les

œufs de nématodes (39) et de Dicrocoelium lanceolatum (18).

Inconvénients :

La flottation avec le nitrate de sodium fait remonter avec les œufs de nombreux débris qui

rendent difficile la lecture de la lame de flottation et donc l’interprétation de l’examen.

d) Le sulfate de zinc

Ce liquide est pour la première fois utilisé par Faust en 1938 (cité par Bailenger (5)), la

technique fait appel à de nombreuses centrifugations pour éliminer un maximum de débris

végétaux avant l’ajout de la solution dense. Il utilise une solution de densité 1,18. Le

protocole précis est présenté en annexe 7.

Par la suite les méthodes utilisant le sulfate de Zinc ont utilisé des solutions de densité plus

élevée de 1.35 à 1.40.

En 2003, Courouble a réalisé des coproscopie avec une solution de sulfate de Zinc à densité

1.44 dont l’obtention demande plusieurs jours (17).

Avantages :

C’est un liquide peu toxique, de coût moyen.

Il présente une excellente sensibilité pour les œufs de nématodes et les oocystes de coccidies

(46) et est considéré comme un bon liquide dans la détection des œufs de Fasciola hepatica à

une densité proche de 1.40 par Gibson (29). Cette particularité quant à la détection des œufs

de trématodes est améliorée par la possibilité d’augmenter la densité du liquide.

46

Inconvénients :

La densité utilisée dans la méthode de base permet une bonne lecture mais rend inutile

l’utilisation de ce liquide dans la détection d’œufs de Trématodes. Cet inconvénient est

facilement détourné puisqu’il est facile de réaliser une solution de densité supérieure.

L’utilisation du sulfate de Zinc conduit à considérer son élimination. Ce n’est pas un liquide

aussi neutre que le chlorure de sodium ou le saccharose, il convient donc de prendre des

mesures afin de limiter son élimination dans l’environnement.

Son inconvénient majeur provient de la difficulté de lecture des lames de flottation. Ce

liquide entraîne la formation de nombreuses bulles lorsqu’il est utilisé à forte densité, ce qui

demande un effort supplémentaire de concentration au technicien. Il entraîne également au

cours de la flottation la remontée de nombreux débris qui vont contribuer à la difficulté de

lecture de la lame (46)

e) Sulfate de magnésium

La solution de sulfate de magnésium en flottation a été utilisée par Dunn en 1955 (cité par

Raynaud (46)) à saturation (densité = 1.30). La densité de ce liquide peut varier selon les

proportions utilisées de 1.20 à 1.30 au maximum.

Avantages :

Tout comme le sulfate de Zinc, le sulfate de Magnésium accroît la sensibilité de détection des

œufs de Nématodes et des oocystes de coccidies par rapport aux solutions de chlorure de

sodium et de saccharose comme souligné par Bello (6)

Il présente également l’avantage de ne pas cristalliser comme le chlorure de sodium et d’être

de manipulation plus simple que le saccharose.

Inconvénients :

A sa densité la plus élevée, il est décrit comme donnant une lame illisible par l’abondance de

débris par Raynaud (46).

De plus bien que rendant des résultats positifs dans la remontée d’œufs de Dicrocoelium

lanceolatum, ce liquide est considéré comme le moins sensible de ceux conduisant à

l’obtention d’un résultat positif par Cringoli et al (18)

47

f) Iodomercurate de potassium

La solution d’iodomercurate de potassium a été proposée en premier lieu par Janesko et

Urbanyi en 1931(cité par Bailenger (5)). Sa composition utilise de l’iodure de potassium et de

l’iodure de mercure d’après les proportions proposées en annexe 4 ce qui permet d’atteindre

une densité de 1.44

Bailenger a ensuite diminué la concentration de la solution en mercure dans la variante qu’il

propose en 1977(annexe 5) (5). Il démontre en 1977 que la combinaison des atomes de

mercure à certaines molécules de la surface des œufs permet une modification de leur

caractère physico-chimique et donc de leur comportement lors de concentration. Cela favorise

ainsi leur présence en dehors de la phase aqueuse. Il considère de plus que l’intervention du

mercure revêt un aspect qualitatif ce qui permet d’envisager l’abaissement de la concentration

en mercure du liquide.

Avantages :

La densité élevée du iodomercurate de potassium a dans un premier temps été mise en avant

pour sa sensibilité dans la détection des œufs de trématodes et particulièrement pour les œufs

de Fasciola hepatica par Rayanud (45) et de Dicrocoelium lanceolatum (18, 49).

Il permet de plus une bonne lisibilité de la lame puisqu’il limite la remontée des débris

végétaux et ne produit que peu de bulles.

Il est rapporté qu’il est tout aussi précis en ce qui concerne les œufs de nématodes et les

oocystes de protozoaires, et efficace pour toute espèce ; ce qui en fait une méthode

polyvalente (45).

Inconvénients :

Il est important de remarquer que ce liquide entraîne une déformation des œufs qui peut

rendre la lecture difficile. Raynaud en 1970 signale ainsi la difficulté à distinguer les œufs de

Fasciola Hepatica de ceux de Calicophoron daubneyi éventuels et n’écarte cet inconvénient

que par la considération de l’absence d’infestation des ruminants par des paramphistomidés

en Europe du Nord dans les années 70. Cependant de nos jours l’infestation par des ruminants

par les trématodes du genre Calicophoron daubneyi est de plus en plus importante (2, 19) ce

qui rend la question de la distinction des œufs majeure.

Un autre point important et limitant l’usage de ce liquide est son coût. Malgré la technique de

régénération du liquide proposée par Raynaud et Brunault (47) (voir en annexe 6), les

constituants sont des produits coûteux qu’il peut être difficile de se procurer particulièrement

dans le cas d’un laboratoire qui ne réaliserait qu’un nombre modéré de coproscopie par an.

48

Il est de plus essentiel de noter que les composants de ce liquide sont des toxiques et que leur

acquisition et leur manipulation est soumise à une réglementation de plus en plus précise (qui

sera mieux précisée dans la seconde partie de ce travail). Les 2 composants du liquide (iodure

de potassium et iodure de mercure II) sont catégorisés dans la réglementation comme

toxiques (36). Ce liquide présente une potentielle action caustique et allergique, le technicien

peut avoir des fissures au niveau des doigts, qui peuvent s’accompagner d’œdèmes, de prurit

et d’une sensation de chaleur.

Tous ces inconvénients tendent à orienter les laboratoires vers l’abandon de ce liquide au

profit du recours à des liquides plus neutres de sensibilité proche.

g) Chlorure de zinc associé au chlorure de sodium

Les publications faisant mention de l’utilisation de chlorure de zinc l’associent au chlorure de

sodium (18, 22, 46). La solution se compose alors d’une solution de chlorure de zinc saturée

et d’une solution de chlorure de sodium saturée avec un rapport des volumes 1/3.

L’étude de la sensibilité de cette solution chez les ruminants a été réalisée par Cringoli et coll

en 2004 et montre que, bien que permettant la remontée d’œufs de Nématodes, c’est la

solution la moins sensible des 14 testées dans ce cadre. Par ailleurs elle ne permet pas la

remontée d’œufs de Trématodes.

Globalement cette solution n’apparaît pas comme intéressante au niveau de la coproscopie des

ruminants. Son efficacité a cependant été démontrée dans la détection des Ascaris chez les

porcs.

h) Chlorure de calcium

L’utilisation de chlorure de Calcium en liquide de flottation a été réalisée avec des solutions

de densités diverses (entre 1.05 et 1.20). Ce liquide a globalement toujours été utilisé dans des

expérimentations et jamais vraiment en routine. (29)

i) Glycérine

La glycérine utilisée en solution de flottation a été testée à différentes densités en fonction du

parasite recherché. Cependant ce liquide a globalement été abandonné d’une part à cause de

son coût et d’autre part en raison de la déformation des œufs, en particulier ceux de Fasciola

hepatica (Vadja 1922 cité par Gibson (29))

49

IV. Conclusion

La recherche coproscopique chez les ruminants fait face à de nombreuses particularités :

- La petite quantité de fèces examinée

- L’importance des débris cellulosiques dans les selles

- La consistance variable selon les espèces.

- La variabilité des éléments parasitaires.

Ces particularités sont à l’origine de la variété des techniques de coproscopie (33) :

- La concentration par sédimentation qui concentre les éléments parasitaires dans le

culot mais demande du temps et n’est pas toujours très facile de lecture.

- La concentration diphasique qui malgré une bonne sensibilité est compliquée chez les

ruminants vu l’abondance de débris chez les ruminants.

- La concentration par flottation qui est rapide mais demande un choix précis du liquide

dense utilisé pour avoir la meilleure sensibilité de l’examen.

Cette dernière technique est majoritairement utilisée tant dans diverses études que dans les

laboratoires et va donc être celle utilisée durant les expériences réalisées pour ce travail.

51

Partie 2 : Etude Expérimentale

53

I. Introduction

Le but de ce travail était de comparer différents liquides de flottation couramment utilisés en

coproscopie des ruminants.

Dans un premier temps de ce travail, nous avons cherché à connaître les liquides utilisés dans

les différents laboratoires départementaux de France au travers d’un questionnaire (Annexe

8).

Par la suite, nous avons conduit nos propres expérimentations, en choisissant les liquides

d’après les réponses reçues au questionnaire, afin de tester la sensibilité diagnostique des

différents liquides.

II. Matériel et méthodes

A. Recueil de données et d’échantillons

1. Prise de contact

Dans le cadre de notre travail, nous avons eu l’occasion de communiquer avec les laboratoires

départementaux dans le cadre de notre enquête, avec des vétérinaires ruraux et des éleveurs

dans le but de récolter des échantillons de selles.

a) Envoi des questionnaires

Les laboratoires ont été contactés dans un premier temps par des mails. Le courrier avait pour

but d’expliquer la raison de notre enquête, à savoir le but de notre thèse, et les différentes

méthodes pour répondre et nous faire parvenir les questionnaires en retour. Nous avons

proposé aux laboratoires un document format Word à remplir et à nous retourner par mail ou

fax, et un questionnaire en ligne.

En cas de non réponse à notre premier mail, nous avons relancé les laboratoires par un

nouveau mail puis par fax.

b) Collecte des prélèvements

Nous sommes entrés en contact avec des éleveurs ainsi qu’avec des vétérinaires en leur

demandant de bien vouloir nous faire suivre tout prélèvement qui pourrait s’avérer intéressant

dans le cadre de notre étude. Nous avons également effectué la même démarche auprès de

l’unité de Pathologie du Bétail du campus vétérinaire de VetAgroSup.

54

2. Zones et période

a) Période de collecte

Nous avons contacté les laboratoires départementaux avec le questionnaire définitif durant

l’été 2012. Une première prise de contact avait eu lieu dans le printemps auprès de quelques

laboratoires pour sonder leur disponibilité et le moyen le plus simple de les contacter.

Les prélèvements ont quant à eux été effectués durant la période d’expérimentation à savoir

septembre et octobre 2012.

b) Zones

Nous avons contacté l’ensemble des laboratoires vétérinaires départementaux de métropole

dans la mesure où nous avions pu au moins avoir leur numéro de téléphone.

Les prélèvements ont été faits auprès d’élevages laitiers et allaitants dans les départements du

Rhône, de la Loire et de l’Allier.

3. Modalités de prélèvement

Dans le cadre de ce travail, les prélèvements de selles ont été effectués auprès de ruminants

adultes (plus d’un an), de l’espèce bovine majoritairement. Nous nous sommes rendus dans

les fermes et avons prélevé les bouses au sein du rectum sur les animaux attachés. Comme un

autre travail était conduit sur les fèces des jeunes ruminants, nous avons en parallèle effectué

les prélèvements sur les jeunes et les adultes.

Les prélèvements ont été conservés au froid dans des pots. Les analyses ont été effectuées

dans les 3 à 4 jours suivant le prélèvement.

B. Composition du questionnaire

Le questionnaire avait pour but d’obtenir un maximum de renseignements sur les techniques

des laboratoires départementaux en matière de coproscopie chez les ruminants mais aussi en

matière de coloration dans le cadre de la recherche des protozoaires dans ces espèces.

Le questionnaire était donc composé de 2 parties dans lesquelles des questions ouvertes ou à

choix multiple permettaient de connaitre les méthodes des laboratoires.

Le questionnaire est présenté en annexe 8. Une des premières questions était de connaître le

numéro du département répondant afin de vérifier l’unicité des réponses et d’éviter toute

relance inutile. Par la suite cette information n’a plus été utilisée puisque l’anonymat avait été

garanti aux laboratoires et que cette information n’apportait rien à l’analyse des réponses.

55

C. Réalisation des coproscopies

1. Choix des liquides et préparation

Les liquides ont été choisis en rapport avec l’enquête menée auprès des LVD et d’après ce qui

ressortait de la bibliographie.

Nous avons utilisés 5 liquides pour tester tous les prélèvements :

Le chlorure de sodium, à une densité de 1.20.

Le saccharose, à une densité de 1.26

Le sulfate de magnésium à une densité de 1.27

Le sulfate de zinc, à une densité de 1.36

L’iodomerdurate de potassium, à une densité de 1.44

Les modalités de composition des liquides sont données en annexe 9.

Une solution de sulfate de zinc à une densité de 1.44 a été utilisée sur quelques échantillons.

Nous avons préparé tous les liquides exceptés l’iodomercurate de potassium qui a été préparé

dans l’unité de Pathologie du Bétail qui nous l’a fourni et le sulfate de zinc à densité de 1.44

qui nous a été fourni par le Dr. COUROUBLE.

2. Technique de coproscopie

a) Protocole de flottation

Le protocole a été standardisé pour toutes les coproscopies et utilisé de manière identique

avec chaque liquide de flottation testé (voir annexe 10).

Pour réaliser une flottation simple, 5 g de matières fécales sont pesées (toujours avec la même

balance) et déposées dans un verre à pied en plastique. Vingt ml du liquide de flottation sont

ajoutés puis on délaye le tout jusqu’à obtenir une dilution homogène.

Cette dilution est ensuite passée sur un tamis métallique doublé d’une gaze, nous versons

ensuite 15ml de la dilution fécale dans un tube à centrifugation jusqu’à obtention d’un

ménisque au dessus du tube. Une lamelle est déposée sur le tube.

Nous réalisons une centrifugation des tubes à 1500tours/minute pendant 5 minutes (2 par 2,

toujours dans la même centrifugeuse)

La lamelle est déposée sur une lame porte-objet et lue dans sa totalité.

56

b) Réalisation de gamme

Dans un second temps, nous avons cherché à connaître la sensibilité des différents liquides.

Pour cela nous avons réalisé des gammes de dilution. Nous avons sélectionné un échantillon

pour la présence d’un élément parasitaire à chercher, nous avons réalisé sur ce prélèvement un

comptage en lame de McMaster (méthode présentée en annexe 11).

La variation principale du protocole pour réaliser un comptage en lame de McMaster est la

quantité de liquide de flottation utilisée : 70ml sont utilisés pour diluer les 5g de matières

fécales. Après tamisage de la dilution fécale, 1ml est prélevé pour la lame de McMaster et

15ml sont prélevés pour remplir un tube à centrifugation afin de réaliser une lame de contrôle

en flottation.

La dilution utilisée pour l’obtention de la solution fécale et la lecture des 2 chambres de la

lame de McMaster permet le comptage selon la formule :

[(n1+n2)/2]*100



Si un œuf est absent de la lame de McMaster mais présent en lame de contrôle, le comptage

de cet œuf est déclaré inférieur à 50opg (et non absent simplement)

Nous avons réalisé le comptage sur 5 lames afin d’avoir une moyenne du nombre d’œufs

présents par gramme de fèces.

Les dilutions ont été réalisées entre l’échantillon choisi et de la bouse « saine ». Les fèces

dites saines ont subi 2 examens coproscopiques : un dans le sulfate de zinc et un dans

l’iodomercurate de potassium. Les fèces ont été déclarées saines en cas d’absence sur les

lames de flottation de tout élément parasitaire dans les 2 liquides utilisés

Dans chaque cas, la gamme est répétée 5 fois en utilisant les 5 liquides choisis et nous avons

réalisé 2 dilutions :

- au demi : nous avons délayé 75g de l’échantillon dans 75 g de fèces saines.

- au 10ème

: Nous avons délayé 15g de l’échantillon dans 135g de fèces saines.

57

3. Procédures expérimentales

Nous avons réalisé les coproscopies avec les 5 liquides différents sur 34 échantillons.

L’interprétation de l’examen a été réalisée de façon semi-quantitative suite à la lecture totale

de la lamelle. Nous avons choisi 2 échelles d’interprétation en prenant compte du taux

d’excrétion des différents œufs recherchés.

Les résultats concernant les œufs de Calicophoron daubneyi ont été obtenus après comptage

des éléments et la catégorisation semi-quantitative suivante :

0 : Absence sur la lame.

1 : moins de 5 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.

2 : de 5 à 15 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.



5 : plus de 100 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.

Les résultats concernant les œufs de strongles digestifs et les oocystes d’Eimeria sont estimés

selon la catégorisation suivante :

0 : Absence sur la lame.

1 : moins de 10 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.




5 : plus de 1000 éléments parasitaires par 5 grammes de fèces.

Les lames réalisées pour la gamme de dilution (5 lames dans chacun des 5 liquides testés)

sont également des lames de flottation dont nous avons lu la lamelle complète. Les résultats

correspondant sont fournis en nombre d’œufs comptés sur la lamelle totale.

Enfin 11 échantillons ont été testés dans les 2 solutions de sulfate de zinc, la lecture de la

lame de flottation est également complète et fournie en nombre d’œufs comptés sur la lamelle

totale.

D. Analyses statistiques

Afin d’analyser les résultats obtenus au cours des coproscopies avec les différents liquides de

flottation, nous allons utiliser le logiciel de statistique R.

Le test utilisé afin de déterminer la p-value est le test de Wilcoxon appliqué à chaque

catégorie d’éléments parasitaires recherchés (grande taille, taille moyenne et petite taille) et en

comparant les liquides utilisés 2 à 2. Pour chaque catégorie étudiée, nous réaliserons donc 10

tests.

58

III. Résultats

A. Etude des données obtenues par le questionnaire

Nous avons dans le cadre de notre enquête contacté 73 laboratoires vétérinaires

départementaux. Nous avons réussi après 3 relances à collecter les réponses de 49 laboratoires

dont 3 n’effectuent plus de coproscopie au sein de leur établissement (fig.5).

Figure 5 : Carte des laboratoires ayant répondus

Nous nous intéresserons dans ce travail à la première partie du questionnaire.

59

1. Liquide de flottation

a) Quels liquides ?

Figure 6 : Répartition des différents liquides de flottation dans les LVD

Notre enquête nous a permis de noter l’utilisation majoritaire du sulfate de zinc comme

liquide de flottation (fig.6).

Concernant l’utilisation du sulfate de magnésium, déclarée par 10 laboratoires, il faut noter

que 4 laboratoires l’utilisent en remplacement du sulfate de zinc en cas de rupture du réactif et

2 laboratoires déclarent également utiliser l’iodomercurate de potassium.

Le chlorure de sodium est utilisé par 5 laboratoires dont 2 utilisent aussi le sulfate de zinc. Le

saccharose est utilisé par 2 laboratoires qui déclarent utiliser un autre liquide.

Enfin 2 laboratoires ont déclaré l’utilisation pour l’un de chlorure de zinc et pour l’autre de

nitrate de sodium.

b) Densité du liquide

Lors de la conception du questionnaire, il nous a semblé pertinent de s’intéresser à la densité

des liquides utilisés puisque c’est la caractéristique qui revient le plus souvent pour justifier

de la capacité du liquide à faire remonter les différents œufs. Sur les 46 laboratoires ayant

répondu, 20 nous ont communiqué la densité des liquides utilisés (fig. 7)

sulfate de zinc; 24

iodomercurate de

potassium; 12

sulfate de magnésium

; 10

NaCl; 5

saccharose; 2

autre; 2

60

Figure 7 : Réponse concernant la densité du liquide

Les densités utilisées pour chaque liquide sont assez variables ce qui correspond à ce que

nous avons rencontré dans la bibliographie :

- Sulfate de zinc : les densités fournies varient de 1.23 à 1.44

- Sulfate de magnésium : 1.26 à 1.29

- Iodomercurate de potassium : 1.38 à 1.44

Nous ne savons pas si les densités déclarées sont mesurées régulièrement par le laboratoire.

c) Tarif

Nous avons souhaité au cours de notre questionnaire avoir une connaissance des tarifs

pratiqués en coproscopie afin d’estimer l’homogénéité des tarifs et d’évaluer l’impact du coup

du liquide sur le coût de la coproscopie.

Nous avons pu estimer le coût du liquide par coproscopie des liquides suivants (36) d’après

les proportions utilisées lors de nos expériences et en considérant l’utilisation de 20ml du

liquide pour une coproscopie:

- Chlorure de sodium (densité = 1.20) : environ 0.21€

- Saccharose (densité = 1.26) : environ 1.67€

- Sulfate de Magnésium (densité = 1.27) : environ 1.80€

- Sulfate de Zinc (densité = 1.36) : environ 1.26€

- Iodomercurate de potassium : environ 7.70€.

Nous pouvons remarquer que le coût calculé pour une coproscopie à partir des tarifs proposés

par le fournisseur ne montre pas de grande différence pour 3 liquides : sulfate de zinc, sulfate

de magnésium et saccharose. Le chlorure de sodium apparait comme moins cher (environ 7 à

8 fois moins cher), cependant ce qui ressort le plus est le coût élevé du iodomercurate de

potassium (près de 6 fois plus élevé). Nous avons alors cherché à savoir si ces différences de

tarifs se reportaient sur le coût de la coproscopie.

0 5

10 15 20 25

densité

répondu

61

Figure 8 : Tarif d'une coproscopie simple

Les tarifs pratiqués au sein des LVD (fig. 8) démontrent une certaine hétérogénéité sans

impact du liquide utilisé. Nous retrouvons en effet les différents liquides utilisés dans toutes

les catégories de tarif. Nous pouvons cependant nous interroger sur certaines données tant

certains tarifs déclarés sont faibles (moins de 5€) en considérant qu’au-delà du coût du

liquide, ces tarifs prennent aussi en compte le temps du technicien.

2. Interprétation de la coproscopie

Nous avons voulu connaître le mode d’interprétation réalisé par les laboratoires à savoir une

interprétation qualitative, semi-quantitative ou quantitative.

La majorité des laboratoires réalise un examen quantitatif (43 sur 46) soit seul (20

laboratoires) soit couplé à une interprétation qualitative (20 sur 43).

Certains laboratoires déclarent effectuer une interprétation quantitative et semi-quantitative

(3), et enfin 2 laboratoires réalisent une lecture qualitative et semi-quantitative.

Les déclarations des laboratoires ne nous permettent pas de savoir si l’interprétation est

fonction de la demande dans les cas où 2 modes de lecture sont déclarés. Nous pouvons

cependant noter que les protocoles de comptages en McMaster associent souvent la réalisation

d’une lame simple afin d’abaisser le seuil de sensibilité de détection des œufs (45)

Tous liquides confondus, nous avons voulu mettre en parallèle le mode d’interprétation et le

tarif pratiqué. Cependant l’observation de ces paramètres a montré quelques incohérences sur

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

moins de 5€ entre 5 et 10€

entre 10 et 15€ plus de 15€

ZnSO4

MgSO4

Iodo

NaCl

Saccharose

62

les informations fournies. Sur 17 laboratoires déclarant une interprétation quantitative et ayant

fournis leur tarif, seulement 8 nous fournissent un tarif de coproscopie simple. Nous n’avons

aucune précision quant à la cumulation des tarifs, ce qui rend impossible cette étude.

Sur les 31 laboratoires nous ayant fourni des tarifs de coproscopie simple et avec Mc Master,

6 proposent le même tarif pour les 2 modalités d’examens. Dans les autres cas le tarif est plus

élevé pour un examen en lame de Mc Master que pour une coproscopie simple.

3. Temps de manipulation

Les durées de manipulation fournies par les laboratoires varient entre 15 min et une journée.

Nous pouvons supposer que cette grande variation est due à une différence de protocole avec

intervention ou non de la centrifugeuse dans l’obtention des lames de flottation, mais il est

également possible que certains laboratoires aient communiqué leur temps de réponse plutôt

que leur temps de manipulation (les coproscopies que nous avons nous-mêmes réalisées

demandant environ 10 minutes de manipulation propre puis environ 10 minutes de lecture de

la lame).

4. Mesures de protection

L’utilisation des liquides requiert à minima des mesures de recyclage afin de ne pas rejeter de

composants chimiques dans l’environnement.

Par ailleurs la manipulation de certains liquides peut présenter un danger pour le technicien, il

convient donc de prendre les mesures appropriées pour limiter les contacts dangereux avec le

liquide.

Seuls 2 laboratoires, parmi les 46 ayant répondu, ne déclarent user d’aucune mesure de

protection que ce soit vis-à-vis du technicien ou de l’environnement.

a) Port de protection individuelle

Nous considérons dans les protections individuelles les gants, les masques et lunettes.

Dans le cadre de toutes les manipulations coproscopiques, le port de gants est conseillé

quelque soit le liquide utilisé. Cette mesure est bien suivie puisque 42 laboratoires déclarent

utiliser les gants lors de la réalisation de cet examen.

En ce qui concerne le port de masque et de lunettes, nous nous intéresserons en particulier aux

laboratoires utilisateurs du iodomercurate de potassium qui a un potentiel toxique élevé

comme nous l’indiquent les fiches sécurité de ses composants (36).

63

Figure 9 : Utilisation de protection individuelle par les laboratoires usant du iodomercurate de potassium

Nous pouvons remarquer (fig. 9) que si le port de gants est plutôt bien respecté, peu de

laboratoires utilisent un masque ou des lunettes en cas de manipulation du iodomercurate de

potassium, alors que le iodure mercurique qui le compose est déclaré toxique par inhalation et

par contact oculaire.

En ce qui concerne les autres liquides utilisés, l’usage de masque et lunettes est tout aussi

faible (2 utilisent un masque parmi les laboratoires utilisant le sulfate de zinc, aucune

protection supplémentaire pour les autres) cependant la fiche sécurité de ces produits ne

déclare pas une toxicité des composants.

b) Mesures d’évacuation des déchets

Disposition réglementaire :

La gestion des déchets est une problématique collective et est réglementée par les articles

législatifs qui ont été réunis majoritairement dans le code de l’environnement. Les

dispositions en matière de gestion de déchets ont été réunies en un guide par le CNRS en

2009 (16). Les déchets rencontrés dans le cadre du diagnostic vétérinaire sont soumis au plan

régional pour l’élimination des déchets d’activités de soins d’après le décret n°96-1009 du 18

novembre 1996 et le code de la santé publique (14). Ce plan permet dans chaque région de

déterminer les établissements producteurs de ce type de déchets, la nature et la quantité de ces

déchets et leur gestion.

Les déchets suite à la réalisation d’une coproscopie sont la lame d’examen, la dilution fécale,

et éventuellement le reste de l’échantillon.

L’élimination des lames et de l’échantillon suit la gestion des déchets de soins à risques

infectieux en temps que matériel en verre contaminé et est donc soumise aux arrêtés du 7

septembre 1999 et à la circulaire DH/DGS/ n°98-554 du 1 septembre 1998 relative à la

collecte des objets piquants, tranchants souillés. Ces textes régissent les modalités de collecte

0

2

4

6

8

10

12

14

port de gants masque lunettes

différence par rapport au nombre total2

nombre de laboratoire usant de protection

64

dans des containers adaptés (Norme NF X 30-500, décembre 1999) et l’élimination de ces

déchets (incinération dans des centres agréés).

Concernant les liquides et la dilution fécale en particulier, les textes réglementant

l’élimination des déchets chimiques sont nombreux :

- Dispositions générales relatives à la prévention du risque chimique : Code du Travail,

art. R. 231-54 à R. 231-59-2 (15)

- Arrêté du 21 février 1990 modifié – Titres IV et V – Emballage – Étiquetage,

définissant les critères de classification et les conditions d’étiquetage et d’emballage

des préparations dangereuses.

- Arrêté du 20 avril 1994 modifié, relatif à la déclaration, la classification, l’emballage

et l’étiquetage des substances dangereuses.

- Dispositions particulières sur le stockage et l’élimination des déchets susceptibles

d’engendrer des effets préjudiciables pour la santé de l’homme et l’environnement :

Code de l'Environnement, art.L. 541-1 à 50 (13)

- Règlement sanitaire départemental : section 2 Art. 29, alinéa 2 / Déversements

délictueux (par assimilation).

En ce qui concerne les liquides (excepté l’iodomercurate de potassium), ils sont considérés

dans la réglementation comme de faible risque chimique. Il faut les collecter dans des

contenants réservés à cet usage, hermétiques, et destiner ces contenants à un circuit de

traitements adaptés.

Le cas du iodomercurate de potassium est particulier. D’une part, en raison de son coût, il

sera le plus souvent récupéré puis régénéré (voir protocole en annexe 6).

D’autre part au niveau de la réglementation sur les produits chimiques, il est classé dans une

autre catégorie, celle des déchets de produits très toxiques, à cause de son composant

mercurique. Il faut gérer l’élimination des récipients des composants de base, la collecte du

liquide usagé doit être réalisée dans des récipients hermétiques étiquetés, eux-mêmes placés

dans un bac ou une caisse adapté(e) empli(e) d’un lit d’absorbant. Il faut s’assurer de la

compatibilité du contenant avec le contenu (à l’aide des fiches de données de sécurité des

produits, …).

La gestion des déchets de ce liquide a un coût supérieur aux autres liquides (de 0,23 à 0,84 € /

kg sans fourniture des conteneurs pour la majorité des liquides contre un coût approximatif de

1,83 à 6,10 € / kg pour les déchets toxiques).

65

Mise en pratique dans les laboratoires

Sur les 46 laboratoires ayant répondu, 27 ont déclaré prendre des mesures particulières

d’évacuation des déchets.

Figure 10: Laboratoires déclarant des mesures de gestion des déchets

Nous pouvons observer (fig.10) que concernant l’iodomercurate de potassium, la majorité des

laboratoires l’utilisant déclare avoir des mesures particulières quant à son élimination.

En ce qui concerne les laboratoires ne déclarant pas avoir de mesure particulière d’élimination

des déchets, nous pouvons nous interroger sur la pertinence de la formulation de la question

(recyclage au lieu de mesures de gestion des déchets) puisque les laboratoires sont soumis aux

mesures réglementaires précédemment citées.

B. Résultats des expériences

Comme nous l’avons expliqué auparavant, le dépouillement des résultats du questionnaire

nous a permis de déterminer les liquides que nous comparerions en coproscopie. Nous nous

sommes intéressés au nombre d’éléments parasitaires concentrés par chaque liquide, mais

également à l’aspect de ces éléments et à la facilité de lecture de la lame de flottation en

fonction du liquide utilisé.

1. Aspect qualitatif

a) Aspect des œufs

Lors de nos expériences, nous avons eu l’occasion de pouvoir préciser plus spécialement

l’espèce parasite que simplement par sa taille. Nous avons ainsi pu observer des œufs de

Calicophoron daubneyi, de Dicrocoelium lanceolatum, de divers strongles dont Nématodirus

et les diverses espèces d’Eimeria présentes chez les bovins. Pour chacun de ces œufs, nous

avons réalisé des photos dans les différents liquides afin d’une part de pouvoir comparer leur

0

5

10

15

20

25

30

différence avec nombre de laboratoires

laboratoires déclarant des mesures de gestion des déchets

66

aspect entre les liquides et d’autre part de proposer une référence avec l’aspect de l’œuf selon

le liquide.

Figure 11 : Œuf de Calicophoron daubneyi dans les différents liquides : a) Chlorure de sodium, b) Saccharose, c)

sulfate de magnésium, d) sulfate de zinc, e) iodomercurate de potassium

Les œufs de Calicophoron daubneyi ont la particularité de présenter des différences de

remplissage ou de coloration selon le liquide envisagé (fig.11).

Figure 12 : Œuf de strongles digestifs dans les différents liquides : a) Chlorure de sodium, b) Saccharose, c) sulfate de

magnésium, d) sulfate de zinc, e) iodomercurate de potassium

a b c

e d

a b c

d e

67

Figure 13 : Oocystes d'Eimeria dans les différents liquides : a) Chlorure de sodium, b) Saccharose, c) sulfate de

magnésium, d) sulfate de zinc, e) iodomercurate de potassium

Figure 14 : Œuf de Dicrocoelium lanceolatum dans les différents liquides : a) Saccharose, b) sulfate de magnésium,

d) sulfate de zinc, e) iodomercurate de potassium

L’observation dans les différents liquides ne nous a montré aucune différence d’aspect pour

les œufs de strongles, les oocystes d’Eimeria ou les œufs de Dicrocoelium lanceolatum

(fig.12, 13 et 14).

Nous n’avons malheureusement pas eu l’occasion d’observer des œufs de Fasciola hepatica

dans nos échantillons.

a b c

d e

a b c

d e

68

b) Facilité de lecture

Lorsque nous avons voulu évaluer la facilité de lecture selon le liquide, 2 paramètres nous

sont apparus à prendre en compte : la présence de bulles et la présence de débris.

Nous avons dans ce cadre réalisé pour chaque lame une évaluation de ces paramètres.

Il s’avère que la présence de bulles et de débris est, pour chaque échantillon, maximale en

sulfate de zinc ce qui peut rendre la lecture de la lame difficile (fig.15).

Figure 15 : lame réalisée au sulfate de zinc

Les autres liquides font apparaître une présence semblable des bulles comme des débris et

sont globalement de lecture plus confortable. Cependant on peut noter l’importance dans

certains cas de réaliser une lecture rapide après réalisation de la lame. C’est particulièrement

le cas des coproscopies réalisées en chlorure de sodium, liquide qui cristallise rapidement

après dépôt de la lamelle sur la lame (fig.16). La cristallisation gène effectivement la lecture.

Figure 16 : évolution de la cristallisation des lames de chlorure de sodium

Œuf de Calicophoron

daubneyi

Ookyste d’Eimeria

0 minute 15 minutes 30 minutes

69

2. Analyse statistique

a) Œufs de Calicophoron daubneyi Tableau 1: Détection des œufs de Calicophoron daubneyi

échantillon Nacl Saccharose Sulfate de

magnésium

Sulfate

de zinc

Iodomercurate

de potassium

1 0 0 0 0 0

2 0 0 0 0 0

3 1 1 0 1 0

4 1 1 0 1 1

5 0 1 0 0 1

6 0 0 1 0 0

7 0 0 0 1 1

8 0 0 0 0 0

9 0 0 0 0 4

10 0 0 0 0 0

11 0 0 0 0 1

12 0 0 0 0 0

13 0 0 0 0 1

14 0 0 0 1 4

15 0 1 0 1 1

16 0 1 1 0 4

17 0 0 1 0 1

18 0 0 0 1 4

19 0 1 0 1 1

20 0 1 0 1 4

21 0 0 0 1 2

22 0 0 0 0 0

23 1 1 1 4 5

24 0 0 0 1 4

25 0 0 0 1 2

26 0 0 0 1 4

27 0 0 0 2 4

28 0 0 1 2 4

29 0 0 1 2 5

30 0 0 0 2 4

31 0 0 0 0 1

32 0 0 0 0 1

33 0 0 0 1 4

34 0 0 0 1 3

70

Les tests réalisés donnent une p-value significative dans la comparaison des résultats obtenus

entre :

- Le sulfate de zinc et l’iodomercurate de potassium (p=4.779*10-5), le sulfate de zinc

et le sulfate de magnésium (p=0.0007217), le sulfate de zinc et le saccharose

(p=0.002843) et enfin le sulfate de zinc et le chlorure de sodium (p=0.0001741).

- L’iodomercurate de potassium et le sulfate de magnésium (p=1.218*10-5),

l’iodomercurate de potassium et le saccharose (p=3.88*10-5) et l’iodomercurate de

potassium et le chlorure de sodium (p=1.157*10-5)

L’observation des résultats (tab.1 et fig.17) nous confirme les indications fournies par la p-

value. Les résultats obtenus montrent une plus faible concentration et donc détection des œufs

de grande taille en cas d’utilisation de sulfate de magnésium, de saccharose et de chlorure de

sodium par rapport aux résultats obtenus avec le sulfate de zinc et l’iodomercurate de

potassium.

Figure 17 : présentation de l'estimation des oeufs de Calicophoron daubneyi

La différence observée entre l’iodomercurate de potassium et le sulfate de zinc provient d’une

différence de dénombrement dans la majorité des échantillons : sur 28 positifs, 18 le sont en

sulfate de zinc et en iodomercurate, 8 le sont en iodomercurate mais pas en sulfate de zinc, et

2 le sont dans un autre liquide mais pas en iodomercurate.

Il semble que les œufs de grande taille soient détectés mais comptés en moins grand nombre

avec le sulfate de zinc qu’avec l’iodomercurate de potassium.

71

b) Œufs de strongles digestifs

Tableau 2 : Détection des œufs de strongles digestifs


magnésium

Sulfate

de zinc

Iodomercurate

de potassium

1 3 3 3 3 3

2 1 1 1 1 1

3 1 1 1 1 1

4 1 2 1 1 1

5 3 4 2 2 4

6 4 4 3 3 2

7 2 2 4 3 2

8 1 1 2 2 2

9 3 4 2 2 3

10 2 2 2 1 2

11 1 1 1 1 1

12 1 1 1 0 2

13 1 1 1 1 1

14 1 2 1 1 2

15 1 2 1 1 1

16 2 2 1 1 2

17 1 1 1 1 1

18 2 4 3 2 3

19 1 1 1 1 1

20 1 1 1 2 1

21 1 1 1 1 2

22 1 1 1 1 1

23 2 2 2 2 2

24 2 2 1 1 2

25 2 2 1 1 2

26 1 1 2 1 2

27 2 2 2 2 2

28 1 2 2 2 2

29 1 2 2 2 2

30 1 1 1 1 1

31 1 1 1 1 1

32 0 0 0 0 0

33 0 0 0 1 0

34 1 1 1 1 1

72

L’étude statistique des résultats expérimentaux concernant les éléments parasitaires de taille

moyenne ne donne une p-value significative que dans 3 cas :

- Entre le saccharose et le chlorure de sodium (p=0.004157)

- Entre le sulfate de zinc et le saccharose (p=0.02918)

- Entre le chlorure de sodium et l’iodomercurate de potassium (p=0.03016)

La p-value dans le cas de la comparaison entre sulfate de zinc et saccharose et dans le cas du

chlorure de sodium et du iodomercurate de potassium, bien qu’inférieur à 0.05, est supérieure

à 0.01 ce qui amène à s’interroger sur la valeur de la signification de la différence mise en

évidence.

Nous allons pour cela nous attarder sur la représentation graphique des données (fig.18).

Figure 18 : présentation des résultats des œufs de strongles digestifs

L’observation de la représentation graphique des résultats montre une moyenne sensiblement

différente entre les liquides précédemment cités. Mais elle nous pousse aussi à nous interroger

sur l’absence de preuve de différence entre les 2 liquides apparemment les plus sensibles

(saccharose et iodomercurate de potassium) et le sulfate de magnésium.

73

c) Oocystes d’Eimeria

Tableau 3 : détection des oocystes d’Eimeria


magnésium

Sulfate

de zinc

Iodomercurate

de potassium

1 4 3 4 3 3

2 1 2 2 2 1

3 1 1 1 2 1

4 1 1 1 2 1

5 1 2 2 1 1

6 1 2 2 2 2

7 1 2 2 1 1

8 1 2 1 1 2

9 1 2 1 1 2

10 2 2 2 2 1

11 2 2 2 2 1

12 1 2 4 2 1

13 2 2 2 2 2

14 2 2 1 2 1

15 2 2 1 2 1

16 2 2 2 2 1

17 1 2 2 1 1

18 2 2 1 2 1

19 2 2 2 2 1

20 2 2 2 2 1

21 2 2 2 2 1

22 2 2 2 2 2

23 2 2 2 2 1

24 2 2 2 2 1

25 2 2 2 2 1

26 1 1 2 2 1

27 2 2 2 2 1

28 1 2 2 2 1

29 1 2 2 2 1

30 2 2 1 1 1

31 1 1 1 1 1

32 1 1 1 1 0

33 1 1 1 1 1

34 1 1 2 1 1

74

Les tests de Wilcoxon réalisés fournissent une p-value significative dans le cas de la

comparaison entre l’iodomercurate de potassium et tous les autres liquides :

- Avec le sulfate de zinc : p=8*10-5

- Avec le sulfate de magnésium : p=1.55*10-4

- Avec le chlorure de sodium : p=3.082*10-4

- Avec le saccharose : p=2.985*10-6

Toutes ces valeurs de p-value sont considérées comme hautement significatives dans le

domaine statistique, elles sont par ailleurs confirmées par l’observation des données (tab.3 et

fig.19). L’appréciation semi-quantitative du nombre d’œufs en iodomercurate de potassium

s’avère bien inférieure qu’avec les 4 autres liquides.

Figure 19 : présentation des résultats des oocystes d’Eimeria

La p-value s’avère également significative dans la comparaison entre les résultats obtenus en

saccharose et chlorure de sodium (p=0.007). L’observation des données (fig.19) est en accord

avec cette différence puisque la moyenne de l’estimation est plus élevée en saccharose qu’en

chlorure de sodium.

75

3. Etude de la sensibilité des liquides

Au cours des examens coproscopiques, nous avons pu détecter quelques échantillons

présentant une diversité de parasites intéressante à utiliser pour réaliser les gammes de

dilution. Nous en avons sélectionné 2 pour lesquels nous avons effectué les comptages en

cellule de Mc Master (moyenne présentée pour chaque catégorie d’œufs, tab.4)

Tableau 4 : moyenne des comptages en lame de Mc Master

Calicophoron

daubneyi

Dicrocoelium

lanceolatum

Strongles

digestif

Eimeria

Echantillon A <50 opg <50 opg 70opg 80opg

Echantillon B 140opg <50opg 80opg 290opg

Nous avons choisi de réaliser les dilutions à partir de l’échantillon B qui présente le plus

grand nombre d’éléments parasitaires par gramme de fèces.

a) Détection des éléments parasitaires les plus fréquents

Tableau 5 : résultat des comptages sur lamelle totale

La réalisation de gamme de dilution dans les différents liquides montre des résultats similaires

(tab.5) à ceux obtenus lors de l’analyse statistique précédente :

- Concernant les œufs de Calicophoron daubneyi, le sulfate de magnésium, le

saccharose et le chlorure de sodium sont de moindre sensibilité que le sulfate de zinc

76

et l’iodomercurate de potassium, de plus le nombre d’œufs détectés de Calicophoron

daubneyi est plus important avec l’iodomercurate de potassium qu’avec le sulfate de

zinc.

- Concernant les œufs de strongles digestifs, la réalisation de la gamme ne montre pas

de différence entre les liquides. La sensibilité des 5 liquides étudiés apparaît donc

comme proche dans le cadre du diagnostic de strongylose.

- Concernant les oocystes d’Eimeria, nous pouvons observer la confirmation des

données obtenues dans l’étude statistique précédemment réalisée à savoir que

l’iodomercurate de potassium apparaît comme détectant un nombre moins grand

d’oocystes alors que le saccharose semble être le liquide permettant le plus grand

dénombrement de ces oocystes.

Ces gammes nous permettent d’envisager l’impact du prélèvement sur le résultat de la

coproscopie puisque sur les 5 examens réalisés sur le même échantillon, nous pouvons

observer pour un même liquide une variabilité du comptage, qui parfois conduit à une

interprétation différente de l’examen (de présence à plus) mais sans relever d’une

différence importante du nombre d’œufs comptés.

b) Détection des œufs de Dicrocoelium lanceolatum

Les œufs des parasites de la classe des trématodes sont tous considérés comme lourds et l’on

peut envisager le comportement des œufs de Dicrocoelium lanceolatum comme semblable à

ceux de paramphistomes. Nous n’avons pas eu suffisamment d’échantillons positifs avec ce

type de parasite pour les inclure dans l’étude statistique mais la réalisation de gamme de

dilution pour ce parasite permet d’observer une tendance de ce comportement. En tenant

compte de la faible excrétion de ces œufs dans les conditions naturelles, il ne nous a pas

semblé pertinent d’aller au-delà d’une dilution au demi.

Tableau 6 : comptages des œufs de Dicrocoelium lanceolatum

Sulfate de zinc Iodomercurate de potassium

Sulfate de magnésium

Chlorure de sodium

Saccharose

pure Dilution/2 pure Dilution/2 pure Dilution/2 pure Dilution/2 pure Dilution/2

4 0 0 0 1 0 0 0 0 0

0 1 0 1 0 0 0 0 0 0

2 0 0 0 0 0 0 0 0 0

2 0 0 0 0 0 0 0 0 0

2 0 1 0 0 0 0 0 0 1

Au cours de ces gammes, les œufs de Dicrocoelium lanceolatum ont été détectés dans tous les

liquides, sauf le chlorure de sodium, au moins une fois (tab.6). La gamme réalisée ne montre

pas vraiment de tendance de sensibilité d’un liquide puisque seuls les comptages réalisés en

sulfate de zinc semblent probant.

77

Les comptages dans les autres liquides, et en particulier en iodomercurate de potassium,

peuvent être reliés à un biais d’échantillonnage que nous remettrons plus en question au cours

de la discussion à venir, d’autant plus que lors de détection de ces œufs avec d’autres

échantillons, la sensibilité semblait similaire entre le sulfate de zinc et l’iodomercurate de

potassium (tab.7) puisque la détection s’effectuait en sulfate de zinc et en iodomercurate de

potassium.

Tableau 7: Comptage d'œufs de Dicrocoelium lanceolatum

Sulfate de

zinc

Iodomercurate

de potassium

Sulfate de

magnésium

Chlorure de

sodium

saccharose

Echantillon 12 0 3 0 0 0















Nous retrouvons donc avec les œufs de Dicrocoelium lanceolatum (de taille moyenne : 40µm

environ) le même comportement que pour les œufs de grande taille, comportement semblant

plus lié à la densité de l’élément parasitaire qu’à sa taille même. Dans ce cas précis, la faible

excrétion de Dicrocoelium lanceolatum a pour conséquence de ne pas détecter de différence

de sensibilité entre le sulfate de zinc et l’iodomercurate de potassium, qui sont les liquides les

plus sensibles quant à la détection de ces œufs.

4. Comparaison de deux densités pour le sulfate de zinc

Il nous a été permis au cours des expériences d’obtenir un liquide constitué de sulfate de zinc

heptahydraté dont la densité s’élève à 1.44. Il nous a semblé intéressant d’étudier les

différences apportées par l’augmentation de densité.

Nous avons alors réalisé les coproscopies pour 11 échantillons avec les 2 solutions de sulfate

de zinc de densité différente et avons étudié outre la détection des éléments parasitaires, la

lisibilité des lames.

78

a) Facilité de lecture

Nous avons dans un premier temps pu observer au cours des manipulations que les dilutions

fécales filtrées apparaissaient plus claires avec la solution de densité 1.44 qu’avec la solution

de densité 1.36 (fig.20).

Figure 20 : observation de la dilution fécale dans les 2 solutions de sulfate de zinc

Par ailleurs lors de l’observation des lames, nous avons pu constater que pour un même

échantillon, la présence de débris était moins importante avec la solution à 1.44 (cohérent

avec l’aspect du filtrat) mais également que la présence de bulles était diminuée dans cette

solution. Il apparaît donc que l’augmentation de la densité de la solution de sulfate de zinc

soit un moyen intéressant de remédier à la difficulté de lecture associée à ce liquide.

b) Détection des éléments parasitaires

Onze échantillons ont été testés à l’aide des 2 solutions de sulfate de zinc de densité 1.36 et

1.44. Le nombre réduit d’échantillon ne permet pas une analyse statistique des données, nous

ne pouvons donc en conclure qu’une tendance quant à l’impact de la densité d’une solution

sur la concentration des éléments parasitaires.

Tableau 8 : Comparaison du comptage des éléments parasitaires selon la densité du sulfate de zinc

Dilution fécale avec la solution

de sulfate de zinc de densité 1.36

Dilution fécale avec la solution

de sulfate de zinc de densité 1.44

79

Nous allons essayer, malgré le faible échantillonnage, de détecter l’influence d’une densité

plus élevée sur le dénombrement des différents éléments parasitaires déjà étudiés grâce aux

résultats obtenus (tab.8)

Concernant les œufs de trématodes rencontrés (Calicophoron daubneyi et Dicrocoelium

lanceolatum), nous n’observons pas de supériorité d’une solution par rapport à l’autre.

Concernant les œufs de strongles digestifs, nous observons des comptages différents dans les

2 solutions pour un même échantillon, cependant ces différences ne sont pas toujours les

mêmes : le comptage est parfois supérieur avec le sulfate de zinc à 1.36 (échantillons 2, 3, 4,

5, 9 et 11) et parfois avec la solution à 1.44 (échantillons 6, 7 et 8). Nous ne pouvons donc

pas conclure quant à un possible impact de la densité sur le dénombrement des œufs de

strongles digestifs.

Enfin en ce qui concerne les oocystes d’Eimeria, le nombre détecté dans le sulfate de zinc de

densité 1.44 est toujours inférieur à celui détecté dans celui à 1.36 quelque soit l’échantillon,

il semble donc qu’une densité élevée de la solution de flottation soit de faible intérêt dans la

recherche d’oocyste d’Eimeria.

Maintenant que nous avons vu les différents résultats obtenus, nous allons nous intéresser à

leur cohérence avec les données de la bibliographie.

IV. Discussion

A. But du travail

Le but de ce travail était de comparer le dénombrement et la facilité de lecture des

coproscopies de ruminants selon le liquide utilisé en flottation. Régulièrement les résultats de

coproscopie chez les ruminants sont rendus de façon semi-quantitative avec une

catégorisation visant à évaluer le niveau d’infestation des animaux.

Pour déterminer les niveaux de discordance de cette interprétation entre les liquides utilisés,

nous avons réalisé des séries de coproscopie sur échantillons différents mais également une

gamme de dilution pour évaluer la sensibilité des liquides par rapport à certains œufs. Mais

avant cela, il a fallu déterminer les liquides à utiliser. Cela est passé par une réflexion entre les

laboratoires des unités de Parasitologie et de Pathologie du Bétail de VetAgroSup mais

également par une enquête auprès des laboratoires départementaux de France.

L’analyse des résultats précédemment exposés va nous permettre, parallèlement à l’étude des

données bibliographiques de déterminer l’impact du liquide sur le dénombrement des œufs, la

lecture de la lame d’examen, les manipulations nécessaires et enfin sur le coût de l’examen.

80

B. Influence du liquide de flottation sur le résultat

1. Choix des liquides testés

Les 5 liquides utilisés dans les examens coproscopiques ont été choisis selon les résultats

obtenus par le questionnaire envoyé auprès des laboratoires départementaux.

Trois liquides apparaissaient comme les plus utilisés : le sulfate de zinc, le sulfate de

magnésium et l’iodomercurate de potassium. Parmi ces 3 liquides nous avons pu remarquer

que le sulfate de magnésium a été déclaré par plusieurs laboratoires en complément ou en

substitution (en cas de rupture) d’un des 2 autres liquides.

De la même façon, le 4ème

liquide le plus déclaré était le chlorure de sodium (5) qui est, pour

3 laboratoires, déclaré avec un autre liquide. Enfin le dernier liquide choisi, à savoir le

saccharose, est dans les 2 cas le second liquide déclaré.

Pour pallier à l’utilisation de plusieurs liquides, nous avions ajouté une question concernant

l’utilisation d’un autre liquide que celui utilisé en routine en cas de demande particulière.

Cependant les réponses à cette question se sont souvent révélées hors propos puisque les

laboratoires qui ont répondu de façon positive à cette question font mention d’une autre

technique (Test rapide de détection de giardia, ou technique de Baerman en vue de la

détection de larves de strongles respiratoires). Nous n’avons donc malheureusement pas de

précision, dans les cas de déclaration de 2 liquides, quant à la raison pour laquelle les

laboratoires utilisent plusieurs liquides, excepté les cas de substitution du liquide habituel par

le sulfate de Magnésium en cas de rupture de stock (précision fournie en cas d’utilisation de

sulfate de zinc et de magnésium).

Nous ne connaissons pas non plus la raison du choix du liquide pour tous les laboratoires.

Nous pouvons supposer que l’utilisation du iodomercurate de potassium par les 12

laboratoires l’ayant déclaré tient probablement à une habitude d’usage si l’on tient compte du

coût des composants, ainsi que de son potentiel toxique pour le manipulateur.

Nous devons ici préciser que lors d’entretien téléphonique avec certains laboratoires, il nous

avait été répondu que l’iodomercurate de potassium était interdit d’usage. Hors lors de nos

recherches en matière de réglementation (52), excepté des mesures de protection et de gestion

des déchets plus importantes compte tenu de la toxicité des composants du liquide, nous

n’avons trouvé aucun texte interdisant son usage dans le cadre d’un diagnostic coproscopique.

Nous pouvons supposer que le potentiel toxique de ce liquide et les politiques actuelles de

réglementation de l’usage de cette catégorie de produits sont les raisons pour lesquelles son

interdiction est supposée.

81

Il nous est apparu après dépouillement des résultats qu’il aurait été intéressant de faire

préciser les raisons du choix de la solution employée, nous avions cependant volontairement

limité le nombre de questions afin d’avoir un questionnaire le moins rébarbatif possible.

2. Comparaison des résultats

Lors de l’analyse des résultats obtenus au cours des expériences, nous avons séparé l’étude

des coproscopies selon le type d’éléments recherchés : œufs de trématodes, œufs de strongles

digestifs et oocystes d’Eimeria. Cette séparation est usuellement réalisée dans les études

concernant les techniques de coproscopies puisque la densité des éléments parasitaires joue un

rôle majeur dans leur concentration.

Afin de comparer nos résultats aux données bibliographiques rencontrées, nous allons

conserver ces 3 catégories d’études.

a) Détection des œufs de trématodes

Au cours de notre étude, nous avons pu déterminer que les liquides présentant la plus grande

sensibilité de détection des œufs de Trématodes étaient le sulfate de zinc et l’iodomercurate

de potassium.

Ces données sont en accord avec les différentes études réalisées au cours des années en ce qui

concerne la supériorité de ces 2 liquides sur les 3 autres testés (18, 45, 49).

Cependant nous pouvons remettre en question certaines conclusions de Raynaud, il affirme en

effet dans son article que l’utilisation du sulfate de zinc et de magnésium n’est pas

envisageable aux densités que nous avons utilisés (1.36 pour le sulfate de zinc, 1.28 pour le

sulfate de magnésium) car les lames obtenues sont trop peu lisibles à cause des débris

présents. Nous accordons que la lecture des lames en sulfate de zinc peut être difficile tant par

la présence de bulle et de débris que par le fait que les débris ont surtout tendance à se

rassembler en amas, cependant il est tout de même possible de détecter les différents éléments

parasitaires tant par leur taille que par leur contenu. De plus pour pallier à l’importance de

débris il est envisageable d’étaler ce qui s’est accumulé sous la lamelle sur la lame porte-objet

afin d’éclaircir la lame.

Par ailleurs l’ensemble de nos observations ne nous ne conduit pas à rejoindre l’avis de

Raynaud en ce qui concerne le sulfate de magnésium. Toutes les lames réalisées avec ce

liquide ont montré un fond très clair et une faible quantité de débris qui ne gênait aucunement

la détection des éléments parasitaires, ce liquide est même recommandé dans la recherche

d’’autres éléments parasitaires par Bello (6) en raison d’une plus grande facilité de lecture par

rapport au sulfate de zinc.

82

En ce qui concerne le côté dénombrement même, l’analyse statistique réalisée au paragraphe

II.B.1.a, concerne essentiellement les œufs de Calicophoron daubneyi qui ont été rencontrés

dans tous les échantillons positifs.

L’analyse statistique a révélé une différence significative dans le dénombrement entre le

sulfate de zinc et l’iodomercurate de potassium. L’observation des données conduit à

envisager un nombre d’œufs de Calicophoron daubneyi plus élevé en cas de concentration à

l’aide de l’iodomercurate de potassium qu’avec le sulfate de zinc. Cette observation est en

accord avec les données fournies par Cringoli et al (18), Raynaud (46) et Rinaldi et al (49).

Cependant le sulfate de zinc à la densité utilisée (1.36) était considéré par Raynaud de

sensibilité faible dans la détection de ces œufs. Les études menées par d’autres auteurs

(Gibson (29), Cringoli et al, Rinaldi et al) confirment la sensibilité du sulfate de zinc à une

telle densité dans le cadre de la détection des œufs de Trématodes tout en admettant la

difficulté de lecture liée à la présence importante de bulles et de débris sur la lame de

flottation.

En ce qui concerne les œufs de Dicrocoelium, que nous avons pu étudier grâce à quelques

échantillons mais aussi grâce à la réalisation des gammes de dilution, nous avons remarqué

qu’il ne semblait pas apparaître de différence de sensibilité entre le sulfate de zinc et

l’iodomercurate. En réalité la réalisation de la gamme seule laisserait penser que le sulfate de

zinc présenterait une plus grande sensibilité quant à la détection de ces œufs que

l’iodomercurate de potassium. Cependant les observations réalisées au cours des autres

coproscopies n’avaient pas laissé apparaître une telle tendance, ce qui nous a poussés à

adjoindre ces résultats à ceux de la gamme afin de limiter les risques d’erreur

d’interprétation.

Les études menées auparavant concernant ces œufs font mention d’une plus grande sensibilité

du iodomercurate de potassium que du sulfate de zinc à la densité 1.36 (18). Dans cette même

étude il est fait mention de l’utilisation d’une solution de sulfate de zinc de densité supérieure

(1.44) mais qui entrainerait une déformation des œufs. Lors de l’observation des échantillons

dans les 2 solutions de sulfate de zinc qui étaient à notre disposition, nous n’avons observé

aucune différence de taille, de coloration ou de forme des œufs en fonction de la densité du

liquide utilisé. Courouble déclare dans son étude rencontrer un nombre supérieur

d’échantillons positifs pour ce parasite avec le sulfate de zinc à 1.44 que l’autre équipe

utilisant l’iodomercurate de potassium (17), cependant la réalisation des expériences par 2

équipes différentes peut être à l’origine de nombreux biais, il ne fait pas mention de

déformation des oeufs.

83

Il apparaît au travers de notre travail, en ce qui concerne les œufs de Calicophoron daubneyi,

que la sensibilité la meilleure pour leur détection est obtenue avec le sulfate de zinc et

l’iodomercurate de potassium, et qu’entre ces 2 liquides le dénombrement est plus important

avec l’iodomercurate de potassium ce qui peut conduire à un ajustement des conclusions de

l’examen selon le liquide utilisé. Cependant la présence de trématodes sur une coproscopie est

souvent une raison suffisante pour justifier le traitement d’un cheptel au regard de leur

excrétion intermittente et relativement faible.

b) Détection des œufs de strongles digestifs

Les examens réalisés et l’étude statistique de leurs résultats ont montré une interprétation

considérée comme significativement différente entre :

- Le chlorure de sodium et le saccharose

- Le sulfate de zinc et le saccharose

- Le chlorure de sodium et l’iodomercurate de potassium.

La différence de sensibilité apparente entre le chlorure de sodium et le saccharose est un point

que l’on retrouve dans différentes études conduites par Bello (6), Cringoli (18), Levine et al

(39) sans avoir une différence significative d’un point de vue statistique. Dans notre cas nous

avons une différence significative qui ressort de l’analyse statistique sans pour autant qu’elle

paraisse évidente à l’observation des données. En mettant en parallèle ces différentes données,

nous pouvons envisager une sensibilité proche des liquides et donc une interprétation peu

différente selon le liquide utilisé.

Cependant l’intérêt en particulier de la solution de saccharose dans la concentration des œufs

de strongles digestifs avait été prouvé par Egwang et Slocombe (24) tout en tenant compte de

tous les paramètres techniques pouvant influencer cette concentration (centrifugation ou non,

temps, matériel) Ce liquide est par ailleurs neutre pour l’environnement et de réalisation aisée,

ce qui le rend d’autant plus intéressant dans la réalisation de coproscopie, tout autant dans le

cadre d’un cabinet vétérinaire que d’un laboratoire. La gestion des déchets n’est en effet que

peu problématique avec un tel liquide et le coût est modéré.

c) Les oocystes d’Eimeria

L’analyse des résultats concernant le dénombrement des oocystes d’Eimeria dans les

différents liquides testés a montré une nette infériorité de l’iodomercurate de potassium. En

effet la catégorisation de l’examen vis-à-vis de ces éléments parasitaires en iodomercurate se

trouve régulièrement à un niveau inférieur à celui obtenu avec les autres liquides.

Par ailleurs il est également ressorti lors de l’utilisation du sulfate de zinc à densité de 1.44,

que le dénombrement des oocystes était inférieur à cette densité par rapport au dénombrement

dans le sulfate de zinc à 1.36.

84

Ces observations sont en accord avec les données bibliographiques. En effet il a été observé

que dans un liquide de densité supérieure à 1.40, le dénombrement des coccidies était plus

faible que dans des liquides de densité moindre (21). Ceci peut également expliquer

l’utilisation par les laboratoires de 2 liquides distincts en diagnostic de routine.

L’observation des données concernant les autres liquides ne montre pas de différence majeure

et la gamme réalisée ne laisse pas apparaître de différence de sensibilité. Cependant l’analyse

statistique donne pour résultat une différence significative entre le chlorure de sodium et le

saccharose. L’observation des données montre que la moyenne de dénombrement est plus

faible en chlorure de sodium qu’en saccharose mais aussi qu’en sulfate de zinc et de

magnésium.

C. Biais

Les incohérences rencontrées entre les observations et les données de la bibliographie peuvent

se justifier de plusieurs façons. Comme nous l’avons précisé dans la première partie de ce

travail, l’excrétion d’œufs est différente pour tous les parasites du système digestif,

l’infestation des individus est différente selon l’âge de l’individu et le parasite recherché.

Mais nous rencontrons également un risque de biais au niveau de l’échantillonnage puisque

d’une part un prélèvement ne concerne qu’une faible part des selles produites

quotidiennement par un ruminant et d’autre part sur ce prélèvement, seuls quelques grammes

sont examinés. Le même échantillon a été testé dans les 5 liquides, au sein du même

laboratoire en suivant un même protocole.

1. Technique de flottation

Nous avons vu dans la première partie de ce travail que les techniques de concentration des

éléments parasitaires dans les fèces étaient nombreuses. Le choix de s’intéresser à la

concentration par la flottation se justifie par plusieurs points :

- C’est une technique qui permet la concentration de tout type d’éléments parasitaires en

une fois. Les techniques de sédimentation ou les méthodes diphasiques ont tendance à

cibler un type de parasite. Ainsi plusieurs études ont montré que les méthodes de

sédimentation montraient une grande sensibilité dans la détection des œufs de

trématodes, mais restent spécifiques de ces œufs (Raynaud et al (48), Duthaler et al

(23))

- C’est actuellement la technique la plus utilisée en laboratoire ou en pratique

vétérinaire de routine de part sa multivalence.

Nous avons laissé de côté les autres techniques de concentration en raison de leur spécificité

et du fait que la comparaison entre les différentes techniques de concentration ont fait l’objet

de nombreuses autres études.

85

2. Homogénéité de la technique

Un des points principaux lorsque l’on veut comparer des techniques de diagnostic est de

vérifier l’homogénéité des techniques. Cela a été mis en évidence par Levecke et al (38). Ils

ont souligné que, même si la sensibilité entre deux techniques était la même, la différence de

protocole pouvait être en elles même à l’origine d’une différence dans le dénombrement. Il a

donc fallu lorsque nous avons décidé du protocole d’expérience, choisir une méthodologie

répétable. Pour cela tous les prélèvements ont été pesés sur la même balance dont la tare était

vérifiée avant chaque pesée et chaque dilution a été centrifugée dans la même centrifugeuse

pendant le même temps et à la même vitesse.

Les prélèvements à mélanger au liquide de flottation sont déposés dans un verre à pied

gradué. L’ajout du liquide se fait en suivant la graduation. Ainsi environ 20ml du liquide de

flottation sont ajoutés, cependant la précision de la graduation étant de 5ml, on ne peut écarter

une imprécision à ce stade des manipulations.

Par la suite les dilutions fécales sont filtrées toujours de façon similaire et le filtrat est

transféré dans un tube de centrifugation dont la taille est standardisée, ainsi la quantité

examinée est toujours la même.

Nous avons ainsi cherché à éliminer tous les biais pouvant être reliés à la technique utilisée

que ce soit par le matériel, les quantités mais aussi par l’opérateur, puisque toutes les

manipulations ont été réalisées par la même personne.

3. Echantillonnage

Les échantillons de selles ont été prélevés dans différents élevages d’Allier, de Loire et du

Rhône, tant allaitants que laitiers.

Les animaux prélevés dans le cadre de ce travail avaient plus d’un an et avaient accès aux

pâtures. Ils n’avaient pas reçu de traitement antiparasitaire durant les 6 derniers mois.

Nous n’avons pas réalisé de catégorisation des échantillons selon l’âge des animaux car de

cette façon nous avions, de façon naturelle, différents niveaux d’excrétion. Comme nous

l’avons expliqué dans le paragraphe I de la partie 1, l’excrétion des œufs par certains parasites

est dépendante de l’immunité de l’hôte (cas des strongles digestifs en particulier). En

choisissant d’examiner toutes les classes d’âge sans faire de distinction pour la recherche d’un

type d’œufs en particulier, nous avons pu avoir des échantillons à faible teneur en éléments

parasitaires qui étaient à même de nous donner une indication quant à la sensibilité du liquide

utilisé.

Nous avons diversifié au maximum notre collecte d’échantillons afin d’obtenir le plus

possible d’éléments parasitaires différents, nous n’avons cependant pas eu l’occasion

86

d’observer d’œufs de Fasciola hepatica dans les coproscopies. Ce fait s’explique plus par la

particularité de l’excrétion des œufs que par l’échantillonnage en lui-même. L’excrétion des

œufs de Fasciola hepatica est intermittente et faible, ce qui rend la sensibilité d’un examen

coproscopique faible vis-à-vis de ce parasite (sans en diminuer l’intérêt comme ce fut montré

par Roberts et Suhardono (50) ou par Salem et al (51)).

La période d’échantillonnage peut également occasionner un biais puisque la recherche de

strongles digestifs ne sera réalisée que sur animaux en pâture (11) et la recherche d’œufs de

trématodes et en particulier de Fasciola hepatica sera plus instructive en période d’excrétion

maximale soit dans l’hiver en considérant à la fois la période prépatente de ces parasites et les

infestations les plus tardives (2, 8)

4. Prélèvement

Les protocoles de coproscopie usuels ne prévoient l’analyse que de quelques grammes de

fèces. Dans notre cas 5g de fèces étaient examinés, alors que les échantillons récoltés

pouvaient peser jusqu’à 200g de fèces.

La faiblesse de la quantité de fèces examinées est une des principales critiques que l’on peut

faire aux techniques de coproscopie chez les ruminants. C’est une des raisons pour lesquelles

il existe un tel nombre de techniques différentes, mais ce paramètre conduit surtout à réfléchir

à comment tirer le meilleur profit de l’examen d’une petite partie de l’échantillon.

Cela passe dans un premier temps par une homogénéisation de l’échantillon avant d’effectuer

le prélèvement pour examen. En mélangeant l’échantillon, le risque que le prélèvement réalisé

ne soit pas représentatif de l’échantillon obtenu est diminué. Cette homogénéisation est plus

ou moins facile à réaliser selon le conditionnement de l’échantillon (gant ou pot) et la quantité

fournie. Il est cependant primordial de ne pas omettre cette étape.

Certains auteurs conseillent de diluer une grande quantité de fèces dans l’eau puis après de

mélanger une partie de cette dilution au liquide de flottation (Cringoli et al (18)). Cependant

ce procédé ne nous semble pas assurer une répartition homogène des œufs, puisque même de

faible sensibilité, l’eau est tout de même un liquide permettant une concentration des œufs par

flottation et tout prélèvement dans la dilution risque donc d’être tout aussi biaisé que le

prélèvement dans un échantillon sans dilution préalable. Cette étape est proposée dans les

techniques conjuguant sédimentation et flottation puisque la dilution dans l’eau a pour

objectif l’élimination d’un maximum de débris avant de mélanger le filtrat obtenu avec une

solution de flottation plus dense (37).

Nous ne pouvons pour pallier à ce biais de prélèvement que suivre les conseils de Bosquet et

al (9) à savoir dans le cadre d’un individu, la répétition des coproscopies sur plusieurs jours et

dans le cadre d’un élevage un suivi parasitaire avec prélèvement de plusieurs individus, tout

en gardant en tête les particularités d’excrétion des différents parasites. La réalisation de

87

mélange de fèces d’animaux d’un lot est à envisager de façon très réfléchie comme le

souligne Pitre (44). En effet en cas de parasitisme faible des animaux, cela pourra passer

inaperçu du fait de la dilution que réalise ce mélange. Par ailleurs, lors d’une coproscopie

positive, il reste difficile de dire si tous les animaux ont le même niveau de parasitisme ou si

éventuellement un des animaux est plus infesté ce qui conduit alors à réaliser des examens

individuels.

89

CONCLUSION

91

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97

Annexe 1 : Protocole de sédimentation d’après la méthode de Faust et

Ingalls

Réactif :

Solution aqueuse à 0.5% de glycérine

Technique :

Dilution :

Triturer 5g de fèces dans la solution aqueuse à 0.5% de glycérine.

Tamisage :

Eliminer les détritus les plus volumineux en faisant passer la dilution sur une gaze

préalablement humidifiée (que l’on dispose en une ou plusieurs épaisseurs) ou sur

un tamis métallique, selon l’importance des débris, dans un entonnoir placé au-

dessus d’un verre à sédimentation, de 350ml environ.

Sédimentations multiples :

Remplir le verre où est collectée la suspension fécale avec de l’eau glycérinée.

Après une heure, décanter le liquide surnageant.

Remplir à nouveau le récipient avec de l’eau glycérinée

Laisser sédimenter pendant 45 minutes puis décanter.

Remettre en suspension dans de l’eau glycérinée

Laisser sédimenter pendant 30 minutes et décanter une dernière fois.

Examen :

Faire 3 prélèvements de 0.1ml dans le dépôt à des niveaux différents : surface,

liquide et fond.

98

Annexe 2 : Protocole de Concentration diphasique selon la méthode de

Bailenger

Réactif :

Tampon acéto-acétique à pH=5

- Acétate de sodium cristallisé : 15 g

- Acide acétique : 3.6 ml

- Eau distillée : 1000 ml

- Ajuster à pH=5 avec de l’acide acétique

Ether

Technique :

Dilution :

Délayer 2 à 3g de fèces dans environ 10 fois leur volume de solution tampon

Laisser sédimenter pendant moins d’une minute

Eliminer le sédiment (gros débris)

Décantation :

Placer la dilution fécale dans un tube à centrifuger

Emulsionner par agitation avec un volume égal d’éther

Centrifugation :

Centrifuger à 2000 tours/minute pendant 1 à 3 minutes.

Après centrifugation 4 phases sont présentes, seul le culot nous intéresse. Il faut

donc rejeter les 3 couches supérieures.

Examen :

Secouer le tube à centrifuger pour décoller le sédiment.

Si le sédiment est trop épais, il est possible d’ajouter quelques gouttes d’eau pour

le diluer, mais normalement le sédiment est convenable pour un examen direct sur

lame.

99

Annexe 3 : Protocole de flottation : méthode historique de Bass et

Fülleborn

Réactif :

Solution saturée de chlorure de sodium (25% environ, D=1.20)

Technique :

Dilution :

délayer avec soin 10g de selles dans 200ml de la solution saturée de chlorure de

sodium.

Flottation :

Passer la suspension homogène sur un tamis métallique et laisser au repos pendant

45 minutes environ

Examen :

à l’aide d’une anse métallique, faire en surface plusieurs prélèvements que l’on

dépose sur une lame pour procéder à l’examen microscopique.

100

Annexe 4 : Protocole de flottation : Méthode de Janesko et Urbanyi

Réactif :

Solution d’iodomercurate de potassium

Biiodure de mercure : 100g

Iodure de potassium : 74g

Eau distillée : 265ml

Faire dissoudre l’iodure de potassium dans le plus faible volume possible d’eau, puis ajouter

peu à peu et tout en agitant le biiodure de mercure. Après dissolution, diluer avec le reste de

l’eau. La solution doit atteindre une densité de 1.44

Technique :

Dilution :

Délayer 2g de selles (selon la consistance) avec 30ml du réactif

Tamisage :

Tamiser sur un tamis métallique

Flottation :

Centrifuger à 2500 tours pendant 3 minutes.

Examen :

Avec une anse métallique, prélever plusieurs gouttes à la surface du liquide et les

déposer sur une lame

Examiner entre lame et lamelle.

101

Annexe 5 : Protocole de flottation : méthode de Janesko-Urbanyi

modifiée par Bailanger

Réactif :

Solution d’iodomercurate de potassium

Biiodure de mercure : 10g

Iodure de potassium : 53g

Eau distillée :100ml

Faire dissoudre l’iodure de potassium dans le plus faible volume possible d’eau, puis ajouter

peu à peu et tout en agitant le biiodure de mercure. Après dissolution, compléter à 100ml avec

de l’eau distillée. La solution doit atteindre une densité de 1.44.

Technique :

Dilution :

Délayer les selles dans de l’eau distillée dans les proportions de 1g pour 15ml.

Tamisage :

Tamiser sur un tamis métallique et en remplir un tube à centrifuger

Centrifugation :

Centrifuger à 3000tours/min pendant 3 minutes

Eliminer la phase liquide

Flottation :

Délayer soigneusement le culot dans le réactif en l’ajoutant doucement d’abord

puis en quantité suffisante pour remplir le tube

Centrifuger 2 à 3 minutes aux environs de 2000 tours/minute.

Examen :


déposer sur une lame


102

Annexe 6 : Protocole de régénération du Iodomercurate de potassium

Réactif :

Iodure II de mercure pur

Iodure de potassium pur

Oxyde de calcium

Charbon animal

Acide chlorydrique

Phénolphtaléine

Technique de régénération

Verser 100g d’oxyde de calcium par litre de iodomercurate de potassium à

régénérer.

Mettre en agitation jusqu’à suspension parfaite, 3 fois de suite, à 30 minutes

d’intervalle

Laisser reposer une nuit.

Aspirer le surnageant puis le filtrer sur filtre 4µm.

Rajouter 2 litres d’eau (pour 10 litres au départ) dans le sédiment et procéder

comme en 2.

Filtrer l’ensemble (surnageant + sédiment) sur filtre 4µm.

Rajouter à l’ensemble du filtrat 15g de charbon animal par litre de solution à

régénérer.

Mettre en agitation comme en 2 et laisser reposer 2 heures

Filtrer sur filtre 4µm.

Au filtrat :

- Ajuster le pH neutre avec de l’acide chlorydrique pur (au virage de la

phénolphtaléine)

- Ajuster la densité à 1.44 en gardant les proportions de la solution mère (111g

de iodure de potassium pour 150g de iodure II de mercure)

.

103

Annexe 7 : Protocole de flottation : méthode de Faust

Réactif :

Solution de sulfate de Zinc (33%, D=1.18)

Technique :

Dilution :

Triturer soigneusement ensemble une partie de selles avec dix parties d’eau tiède.

Tamisage :

Faire passer 10ml environ de dilution fécale à travers une couche de gaze humide

disposée dans un entonnoir qui plonge dans un tube à centrifuger.

Centrifugations multiples :

Centrifuger pendant 45 à 60 secondes à 2300 tours/minute ; décanter le liquide

surnageant.

Reprendre le culot de centrifugation par 2 à 3ml d’eau ; centrifuger pendant 45 à

60 secondes à 2300 tours/minute.

Répéter 3 à 4 fois, jusqu’à ce que le liquide surnageant soit clair. Le rejeter une

dernière fois.

Flottation :

Mettre le sédiment en suspension dans 3 à 4ml de la solution aqueuse de sulfate de

zinc. Remplir le tube avec la solution de sulfate de zinc, à un demi-pouce environ

du bord.

Ne pas agiter.

Centrifuger pendant 45 secondes à 60 secondes à 2300tours/minute.

Examen :


déposer sur une lame aussitôt après la centrifugation.


104

Annexe 8 : Questionnaire

METHODES UTILISEES POUR LE DIAGNOSTIC COPROLOGIQUE CHEZ LES

RUMINANTS.

Nous sommes étudiantes vétérinaires et dans le cadre de notre thèse d’exercice vétérinaire nous cherchons à

connaitre les méthodes utilisées en coprologie chez les ruminants dans les laboratoires départementaux.

Merci de votre participation à cette étude.

Quel est votre département ? : ……………

Quels sont vos tarifs en parasitologie ?

- Coprologie simple (qualitative) : …………………… €

- Coprologie quantitative (mac master) : ………………. €

- Recherche spéciale : de giardia : ………….. € de cryptosporidies : ………………. €

Méthode de flottation

a) Quel liquide de flottation utilisez-vous en routine (merci de préciser sa densité) :

Iodomercurate de potassium Sulfate de zinc Sucrose

Chlorure de sodium Chlorure de zinc Autre (précisez) : …………………...

b) Réalisez-vous une coproscopie : Qualitative Semi-quantitative Quantitative

c) Quelle est la durée d’une coproscopie simple ? ……………….

d) Quelles mesures de sécurité et hygiène sont en place lors de la manipulation des liquides :

Port de gants Port de masque Manipulation sous hotte Recyclage

Autre : ……………………………………………………………….

e) En cas de demande diagnostique précise, utilisez-vous d’autres liquides :

OUI NON si oui lesquelles : …………………………………

Colorations des protozoaires en coproscopie

a) Quelles colorations utilisez-vous en routine :

Ziehl-Neelsen modifié Heine Saccharose Lugol

MIF Autres : (précisez) ………………………………………………….

b) Quelles colorations utilisez-vous lors d’une demande spécifique (précisez le type de parasite recherché)

Ziehl-Neelsen modifié …………………. Heine ………………….. Saccharose

…………..

Lugol …………….. MIF …………. Autres : (précisez)

…………………………………….

c) Quelle est la durée d’une coloration : ………………………..

d) Quelles sont les raisons qui vous ont fait choisir les colorants :

Coût Facilité de préparation Type de parasite recherché Facilité de lecture

e) Si vous utilisez la coloration de Zieh-Neelsen modifié, quelles sont les durées et la concentration des

produits pour chaque étape :

Fixation méthanol : ………….. min

Décoloration acide sulfurique : …… %, tps:……

Coloration fuchsine phéniquée : ………. min

Recoloration vert de Malachite : ………… sec

105

Annexe 9 : Préparation des liquides de flottation

Chlorure de sodium (densité = 1.20):

- Diluer du Chlorure de Sodium dans l’eau dans les proportions de 320g pour 1L

(solution à saturation)

- Mettre en agitation jusqu’à obtention d’une solution limpide

- Conserver en bouteille à température ambiante

Saccharose (densité = 1.26):

- Diluer du saccharose dans l’eau dans les proportions de 200g pour 150ml. (ce

liquide a été préparé en petite quantité à chaque fois pour des raisons de

conservation)

- Mettre en agitation jusqu’à obtention d’une solution limpide.

- Conserver au réfrigérateur.

Sulfate de Magnésium (densité = 1.27):

- Diluer du sulfate de magnésium dans l’eau dans les proportions de 300g pour 1L

(solution à saturation)



Sulfate de Zinc (densité = 1.36):

- Diluer du sulfate de Zinc heptahydré dans l’eau dans des proportions de 1kg pour

1L



Pour le Sulfate de Zinc et le Sulfate de Magnésium, des récipients sont prévus pour la

récupération.

106

Annexe 10 : Protocole de coproscopie par flottation

Réactifs :

Solution de chlorure de sodium à densité 1.20

Solution de saccharose à densité 1.26

Solution de sulfate de Magnésium à densité 1.27

Solution de sulfate de Zinc à densité 1.36 et à 1.44

Solution d’iodomercurate de potassium à densité 1.44

La réalisation des différents liquides est expliquée en annexe 8.

Technique :

Prélèvement :

- Homogénéiser l’échantillon

- Prélever 5g de fèces

Dilution :

Délayer les selles dans 20 ml de réactif.

Tamisage :

Tamiser sur un tamis métallique recouvert d’une gaze

Remplir un tube à centrifuger avec 15ml du filtrat obtenu jusqu’à former un

ménisque au dessus du tube.

Flottation:

Recouvrir le tube d’une lamelle


Examen :

Déposer la lamelle sur une lame

Examiner au microscope

107

Annexe 11 : Protocole de comptage en lame de Mc Master

Réactif :

Solution de sulfate de Zinc à densité 1.37

Technique :

Prélèvement :

- Homogénéiser l’échantillon

- Prélever 5g de fèces

Dilution :

Délayer les selles dans 70 ml de réactif.

Tamisage :

Tamiser sur un tamis métallique recouvert d’une gaze

Prélever 1ml pour réaliser la lame de McMaster et 15ml pour réaliser une lame de

contrôle par flottation

Lame de McMaster :

Prélever 1ml de la dilution fécale et déposer 0.5ml dans chaque chambre de la

lame

Compter les œufs présents dans la grille des 2 chambres

Appliquer la formule [(n1+n2)/2]*100 pour obtenir le nombre d’œufs par gramme

de fèces

Lame de flottation:

Remplir un tube à centrifugation de 15ml de dilution fécale et le recouvrir d’une

lamelle


Déposer la lamelle sur une lame

Examiner au microscope.

En cas de présence d’éléments parasitaires qui étaient absents en lame de Mc

Master, on estime que leur nombre est inférieur à 50 éléments par gramme de

fèces.

RICHARD FABIENNE

TITRE : Comparaison de différents liquides de flottation en coproscopie

chez les ruminants

Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, le 21 décembre 2012

RESUME :

Dans le cadre du diagnostic parasitaire, individuel ou d’un troupeau, la coproscopie est un examen

intéressant de part sa facilité de mise en œuvre et son coût. La méthode de concentration des éléments

parasitaires la plus utilisée est celle par flottation, qui peut être réalisée avec de nombreux liquides ne présentant pas tous la même sensibilité.

Une enquête auprès des laboratoires vétérinaires départementaux nous a permis de déterminer les

liquides les plus utilisés : sulfate de zinc, iodomercurate de potassium, sulfate de magnésium, chlorure de sodium et saccharose. Nous avons réalisé des coproscopies avec ces 5 liquides sur des prélèvements

récoltés auprès de différents élevages. Nous avons comparé l’estimation du nombre d’éléments

parasitaires mais aussi la facilité de lecture selon le liquide utilisé et le coût du liquide. Il apparaît que l’iodomercurate de potassium est le plus sensible dans la détection des œufs de

trématodes et le moins sensible pour la détection des oocystes d’Eimeria ; il présente également un

coût élevé et son potentiel toxique implique des mesures de protection particulières. Les solutions de

saccharose et de chlorure de sodium sont très intéressantes dans la détection des œufs de strongles digestifs et des oocystes d’Eimeria, mais ne présentent pas d’intérêt pour les œufs de trématodes. Le

sulfate de zinc présente une bonne sensibilité dans la détection des différents éléments parasitaires et

son coût en font un liquide de choix en coproscopie des ruminants.

MOTS CLES : - Fèces

- Flottation - Réactifs - Bétail - Parasites

- Ruminants

JURY :

Président : Monsieur le Professeur Jean-Alain CHAYVIALLE

1er Assesseur : Monsieur le Professeur Lionel ZENNER

2ème Assesseur : Madame la maître de conférence Marie Anne ARCANGIOLI

DATE DE SOUTENANCE : 21 décembre 2012

ADRESSE DE L’AUTEUR :

Le bourg

03120 BARRAIS-BUSSOLLES

vetagro sup campus veterinaire de lyon

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