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VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2011 - Thèse n°18

Intérêts et limites de la coproculture dans le diagnostic des diarrhées d’origine bactérienne du chien et le chat

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 4 juillet 2011 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

LAURET Aurélie Née le 12 janvier 1986

A Saint Louis (Ile de la Réunion)

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VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2011 - Thèse n°18

Intérêts et limites de la coproculture dans le diagnostic des diarrhées d’origine bactérienne du chien et le chat

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 4 juillet 2011 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

LAURET Aurélie Née le 12 janvier 1986

A Saint Louis (Ile de la Réunion)

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REMERCIEMENTS

À Monsieur le Professeur Dominique Peyramond

Qui nous a fait l’honneur d’accepter de présider ce jury

Qu‟il trouve ici le témoignage de notre profond respect

À Madame le Docteur Marine Hugonnard

Qui m’a encadrée et soutenue tout au long de l’élaboration de ce travail, qui a toujours

su me donner de précieux conseils et sans qui ce dernier n’aurait pas eu lieu

Qu‟elle soit assurée de ma reconnaissance et ma gratitude

À Monsieur le Professeur Angeli Kodjo

Qui m’a apporté son aide, qui a accepté de juger ce travail et de participer à notre jury

de thèse

Qu‟il trouve ici l‟expression de mes sincères remerciements

Au laboratoire Idexx Alfort,

Pour sa collaboration et sa disponibilité

Qu‟il soit remercié pour l‟attention portée à la conception de ce travail

9

À mes parents, à qui je dois tant…, qui ont toujours tout fait pour que je puisse

réaliser mes rêves, qui ont toujours été là pour moi et qui ont toujours cru en moi. Vous êtes

des parents formidables et c‟est grâce à vous que je suis arrivée là où je suis.

À Emmanuelle et Alexandra, mes sœurs adorées, pour tous ces souvenirs partagés

ensemble, nos fous rires, nos disputes… je vous souhaite tout le bonheur et toute la réussite

possibles.

À Mémé Antoinette, merci pour tes petites attentions, ta générosité et ton amour.

J‟espère te garder encore très longtemps

À Mamie Philippe, merci pour ton soutien, ton amour, tes « petits coups de fils »

malgré la distance

À Pépé Ariste et Papy Christian, vous resterez à jamais dans mon cœur

À ma marraine, parce que tu m‟as toujours accompagnée et soutenue

À mes oncles et tantes, à ma bande de cousins et cousines, pour tous ces repas en

famille et autres bons moments passés ensemble

À Christophe, toi qui m‟a toujours soutenu dans mes nombreux moments de doute…

merci de m‟avoir toujours encouragée et poussée à me dépasser chaque jour. Merci pour ta

patience, pour ton amour, pour ton optimisme et pour cette merveilleuse année passée à tes

côtés. Tu es la meilleure chose qui me soit arrivée dans ma vie.

À la famille Clin, merci de m‟avoir si bien accueillie

À Dinette, parce que venir à Lyon m‟a fait rencontrer la véritable amie que tu es.

Merci pour ton amitié sincère qui j‟espère durera encore de nombreuses années.

À Kindy, Marie, Fanny et Margot (le « cœur » du Chat Méchant !), Aurélie P.,

Prachette, Laure, Laetitia et Schnapy, merci pour nos soirées, nos délires et ces cinq années

à l‟école

À Soso, Juju, Gwegwe et Elisou mes amies de toujours… A nos années prépa, qui

grâce à vous ont été inoubliables.

À Audrey et Cathy, mes amies « de la Réunion », je vous souhaite le meilleur

À mon ancienne, à nos bons moments passés ensembles

À ma poulotte, la meilleure de toutes

À Aurélie F., à nos soirées bananes flambées devant un bon film de filles

À Cécilou, ma toulousaine préférée, pour ces quatre mois à Saint Hyacinthe

À Gaspard et Christelle, j‟ai passé de très bons moments avec vous « Rue Sicotte » !

À Paule, Simone, Jean Pierre, René, Mireille, Jean-Roland et Carole, vous qui

m‟avez accueilli dans vos familles pendant trois ans. Merci d‟avoir été présents.

À Jacky, pour ta générosité sans faille. Tu nous manques beaucoup.

À tous mes maîtres de stages, qui m‟ont beaucoup appris au cours de ces cinq

dernières années

À Ussley, Babzy, Louping et Taouk, boules de poils à quatre pattes pour qui j‟en suis

arrivé là…

11

SOMMAIRE

Remerciements…………………………………………………………………7

Sommaire………………………………………………………………………11

Liste des figures ................................................................................................. 15

Introduction ....................................................................................................... 17

Partie 1 : Les bactéries entéropathogènes du chien et du chat ..................... 19

A. La flore microbienne physiologique du tractus intestinal du chien et du chat ...... 21

1. Composition ............................................................................................................... 21

2. Rôle physiologique .................................................................................................... 23

3. La régulation de la flore microbienne intestinale ...................................................... 24

a) Les mécanismes de régulation dépendant de l‟hôte ............................................... 24

b) Les facteurs environnementaux régulant la flore intestinale ................................. 25

4. Conséquences d‟un déséquilibre de la flore endogène .............................................. 26

B. Prévalence des causes bactériennes dans les diarrhées du chien et du chat .......... 28

1. Clostridium spp. ......................................................................................................... 28

a) Clostridium perfringens ......................................................................................... 28

b) Clostridium difficile ............................................................................................... 29

2. Campylobacter spp. ................................................................................................... 30

3. Salmonella spp. . ........................................................................................................ 33

4. Escherichia coli ......................................................................................................... 36

C. Incidence clinique des bactéries entéropathogènes chez le chien et le

chat………………………………………………………………………………………….41

1. Clostridium spp .......................................................................................................... 41

a) Clostridium perfringens ......................................................................................... 41

i. Etiologie et épidémiologie ................................................................................. 41

ii. Pathogénie .......................................................................................................... 42

iii. Signes cliniques .................................................................................................. 44

b) Clostridium difficile ............................................................................................... 44

i. Etiologie et épidémiologie ................................................................................. 44

ii. Pathogénie .......................................................................................................... 45

iii. Signes cliniques .................................................................................................. 46

12

2. Campylobacter spp. ................................................................................................... 46

a) Etiologie et épidémiologie ..................................................................................... 46

b) Pathogénie .............................................................................................................. 47

c) Signes cliniques ..................................................................................................... 49

d) Potentiel zoonotique ............................................................................................... 49

3. Salmonella spp. .......................................................................................................... 50


b) Pathogénie .............................................................................................................. 52



4. Escherichia coli ......................................................................................................... 57


b) Pathogénie .............................................................................................................. 59

i. Escherichia coli entérotoxinogènes (ECET) ...................................................... 59

ii. Escherichia coli entéropathogènes (ECEP) ....................................................... 62

iii. Escherichia coli vérotoxinogènes (ECVT ou ECST)........................................ 66



Partie 2 : La coproculture dans le diagnostic de laboratoire des diarrhées

d’origine bactérienne du chien et du chat : aspects techniques et pratiques

............................................................................................................................. 69

A. Choix de l’échantillon et acheminement au laboratoire .......................................... 71

1. Critères de choix de l‟échantillon .............................................................................. 71

a) Selles fraîches ou écouvillons rectaux ? ................................................................... 71

b) Caractéristiques des prélèvements ........................................................................... 73

i. Moment du prélèvement ................................................................................. 73

ii. Quantité et mode de prélèvement ................................................................... 74

2. Modalités de transport : milieux de transport et réfrigération ................................... 76

3. Délais d‟acheminement et de traitement des prélèvements ....................................... 78

a) Bactéries nécessitant un court délai de transport : Campylobacter et Clostridium

spp. ……………………………………………………………………………………78

b) Bactéries ne nécessitant pas un délai de transport particulier : Escherichia coli et

Salmonella spp. ............................................................................................................. 79

13

4. La formulation de la demande de l‟examen accompagnant le prélèvement de selles :

exemple du laboratoire Idexx Alfort ................................................................................. 79

B. Mise en culture des prélèvements .............................................................................. 80

1. L‟enrichissement des prélèvements ........................................................................... 80

2. Ensemencement : les milieux de culture sélectifs et non sélectifs ............................ 81

a) Salmonella spp. ...................................................................................................... 81

b) Campylobacter spp. ............................................................................................... 88

c) Clostridium spp. . ................................................................................................... 83

d) Escherichia coli ..................................................................................................... 84

3. Identification des micro-organismes isolés ............................................................... 85

C. Les examens complémentaires à la coproculture ..................................................... 85

1. La cytologie fécale ..................................................................................................... 85

2. L‟immunodétection des toxines ................................................................................. 90

a) L‟entérotoxine A de Clostridium perfringens ........................................................ 90

b) Les toxines de Clostridium difficile ....................................................................... 91

c) Les toxines des Escherichia Coli entérotoxinogènes (ETEC) et vérotoxinogènes

(ECVT) .......................................................................................................................... 93

3. Rôle de la Réaction de Polymérisation en chaîne (PCR) dans l‟identification des

germes entéropathogènes et des gènes codant pour des facteurs de virulence ............... 93

a) Gènes codant pour des toxines bactériennes .......................................................... 93

i. Clostridium perfringens ..................................................................................... 94

ii. Clostridium difficile ............................................................................................ 94

iii. Escherichia coli entérotoxinogènes et vérotoxinogènes .................................... 95

b) Gènes impliqués dans la pathogénie de la diarrhée : cas des ECEP ...................... 96

c) Détection de Salmonella spp. et Campylobacter spp. par PCR ............................. 96

4. Le sérotypage des souches bactériennes isolées ........................................................ 98

5. Les examens complémentaires proposés par le laboratoire Idexx Alfort ................. 98

D. Le compte-rendu du laboratoire ................................................................................ 98

1. Flore physiologique perturbée ................................................................................... 99

2. Absence de croissance ............................................................................................... 99

3. Absence de germe pathogène spécifique ................................................................. 100

4. Culture bactérienne pure .......................................................................................... 100

5. Deux à trois cultures bactériennes pures ................................................................. 100

6. Antibiogramme ........................................................................................................ 100

14

Partie 3 : Place et intérêt de la coproculture face à une diarrhée .............. 103

A. Quand demander une coproculture ? ...................................................................... 105

1. Les indications de réalisation de la coproculture ..................................................... 105

a) La coproculture lors d‟atteinte individuelle .......................................................... 105

b) La coproculture lors de pathologies d‟élevage .................................................... 107

c) La coproculture lors de diarrhée aiguë ou chronique ........................................... 108

2. A quel moment demander une coproculture ? ......................................................... 109

a) Stade de la maladie .............................................................................................. 109

b) Diarrhée aiguë ou chronique ................................................................................ 109

c) Traitements antibiotiques ..................................................................................... 109

B. Intégration des résultats de la coproculture fournis par le laboratoire dans un

contexte clinique donné : application à chaque germe entéropathogène .................... 110

1. Clostridium spp. ....................................................................................................... 111

2. Campylobacter spp. ................................................................................................. 112

3. Salmonella spp. ........................................................................................................ 112

4. Escherichia coli ....................................................................................................... 113

C. Guide pratique pour le diagnostic des diarrhées bactériennes chez le chien et le

chat…. ................................................................................................................................ 114

1. Clostridium perfringens ........................................................................................... 114

2. Clostridium difficile ................................................................................................. 114

3. Campylobacter spp. ................................................................................................. 115

4. Salmonella spp. ........................................................................................................ 115

5. Escherichia coli ....................................................................................................... 116

Conclusion ........................................................................................................ 117

Liste des définitions ......................................................................................... 119

Bibiographie ..................................................................................................... 123

15

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Composition de la microflore intestinale (nombre d‟organismes par g ou ml)

(Strombeck, 1996) .................................................................................................................... 23

Figure 2 : Les différents toxinotypes de Clostridium perfringens

(Marks and Kather, 2006) ........................................................................................................ 42

Figure 3 : Sources de salmonelles et facteurs prédisposant à une salmonellose clinique

(d‟après Quarter and Quinn, 2000)........................................................................................... 51

Figure 4 : Etapes du développement d‟une diarrhée inflammatoire à Salmonella Typhimurium

(d‟après Libby et al., 2004) ...................................................................................................... 53

Figure 5 : Représentation schématique des différentes étapes de la genèse d‟une entérite

salmonellique (Barrow et al., 2010) ......................................................................................... 54

Figure 6 : Microscopie électronique à transmission. Cas d‟un chiot infecté montrant

l‟adhésion de la bactérie aux entérocytes sans destruction des microvillosités

(Drolet et al., 1994)…………………………………………………………………………...60

Figure 7 : Microscopie électronique à transmission. Cas d‟un chiot infecté montrant la

colonisation massive de la surface des microvillosités, sans atteinte de la bodure en brosse

(tête de flèche) (Drolet et al., 1994)..

…………………………………………………………600

Figure 8 : Mécanisme d‟action à l‟échelle cellulaire de la toxine thermostable STb

d‟Escherichia coli entérotoxinogène (Gyles and Fairbrother, 2010) ....................................... 61

Figure 9 : Représentation schématique des étapes de la pathogénèse d‟une infection à ECET

(d‟après Gyles and Fairbrother, 2010) ..................................................................................... 62

Figure 10 : Mécanisme de la formation des lésions d‟attachement-effacement

(Wales et al., 2005) .................................................................................................................. 64

Figure 11 : E.coli attachants-effaçants et destruction des microvillosités à la microscopie

électronique (Ettinger and Feldman, 2005, b). ......................................................................... 65

16

Figure 12 : Microscopie électronique à transmission. E.coli attachants-effacants chez un

chien, formant un piedestal au pôle apical des entérocytes avec un effacement des

microvillosités. (Drolet et al., 1994). ....................................................................................... 65

Figure 13 : Coupes histologiques à partir de biopsies coliques montrant une infiltration

neutrophilique associée à des érosions de l‟épithélium. Grossissement×20. (Service

d‟Anatomie Pathologique du Campus Vétérinaire de Lyon). .................................................. 72

Figure 14 : Détail de la zone 1. Infiltrat neutrophilique. Grossissement ×40. (Service

d‟Anatomie Pathologique du Campus vétérinaire de Lyon). ................................................... 72

Figure 15 : Détail de la zone 2. Erosion épithéliale. Grossissement×40. (Service d‟Anatomie

Pathologique de Campus Vétérinaire de Lyon). ...................................................................... 73

Figure 16 : Milieu Rappaport : Aspect du milieu avant ensemencement (gauche) et après

ensemencement (droite) (http://www2.ac-lyon.fr/enseign/biotech/microbio/milieux.html). .. 81

Figure 17 : Milieu McConkey : aspect du milieu avant ensemencement (gauche) et après

ensemencement (droite, colonies lactose +)

(http://www2.ac-lyon.fr/enseign/biotech/microbio/milieux.html) ........................................... 82

Figure 18 : Gélose au jaune d‟œuf : aspect du milieu avant ensemencement (gauche) et après

ensemencement (gauche, lécithinase +)


Figure 19 : Gélose Hektoen : aspect après ensemencement (E.coli, colonies vertes)


Figure 20 : Leucocytes à la cytologie fécale avec une coloration de Diff-Quik® (Broussard,

2003) ......................................................................................................................................... 87

Figure 21 : Cytologie fécale et bactéries Campylobacter-like (Broussard, 2003) ................... 88

Figure 22 : Frottis fécal coloré (coloration de Wright modifiée) provenant d‟un chat

cliniquement sain et présentant de nombreuses endospores de Clostridium perfringens.

Grossissement×1000 (Cook, 2008) .......................................................................................... 89

17

INTRODUCTION

La diarrhée est une des manifestations principales de l‟atteinte de la sphère digestive.

Elle se définit par une augmentation de la fréquence d‟émission des selles et/ou une

diminution de leur consistance et/ou une augmentation de leur volume. C‟est un motif de

consultation fréquent chez le chien et le chat. La diarrhée reconnaît des causes extra-

digestives et digestives. Parmi les causes digestives, les déséquilibres de la flore intestinale

impliquant ou non des germes entéropathogènes représentent une cause importante de

diarrhée, notamment chez le chien.

Les bactéries les plus fréquemment rencontrées dans les diarrhées d‟origine infectieuse

canines et félines sont : Clostridium perfringens, Clostridium difficile, Campylobacter spp.,

Escherichia coli et Salmonella spp.. La coproculture, ou examen bactériologique des selles,

consiste en la recherche des bactéries par ensemencement des selles sur des milieux de culture

appropriés. Le but est de rechercher parmi une flore commensale très abondante, soit des

bactéries habituellement absentes et réputées pour leur pouvoir pathogène, soit une espèce

bactérienne anormalement prédominante. Certaines bactéries peuvent aussi exister en tant que

constituants normaux de la flore microbienne physiologique intestinale ou ne pas être

nécessairement associées à la présence de symptômes digestifs. Leur isolement à partir de

selles peut rendre par conséquent l‟interprétation des résultats de cet examen difficile.

Par ailleurs, les diarrhées bactériennes sont souvent de durée brève et des traitements

symptomatiques sont entrepris sans qu‟aucun diagnostic étiologique ne soit établi. Il convient

d‟établir clairement les indications de la réalisation d‟une coproculture chez les chiens et chats

atteints de diarrhée afin de redonner à cet examen une pertinence clinique.

Nous allons donc étudier les limites et les intérêts de la coproculture dans l‟approche

diagnostique d‟une diarrhée chez le chien et le chat. Dans un premier temps nous nous

intéresserons aux germes entéropathogènes du chien et du chat en précisant les mécanismes

pathogéniques de la diarrhée, le tableau clinique associé à chacun d‟eux, ainsi que leur

fréquence d‟isolement. J‟ai choisi de ne parler que des bactéries les plus couramment

rencontrées et qui sont, par conséquent, les plus étudiées. Bien d‟autres bactéries

potentiellement entéropathogènes existent, mais soit leur prévalence est très faible (Bacillus

piliformis par exemple), soit leur rôle exact dans le mécanisme pathogénique n‟est pas encore

élucidé (Yersinia spp., Anaerobiospirillum,…). Nous parlerons ensuite des aspects techniques

et pratiques de la coproculture. Il s‟agira dans cette partie d‟étudier les différents aspects de

cet examen : du prélèvement de l‟échantillon aux résultats fournis par le laboratoire en

passant par les modalités de transport de l‟échantillon et les méthodes de mise en culture.

Enfin, nous nous pencherons sur l‟aspect médical en étudiant la place de la coproculture dans

le diagnostic des diarrhées bactériennes du chien et le chat. Nous évaluerons ses limites et ses

indications, dans quelles circonstances le vétérinaire peut demander sa réalisation et comment

confronter les résultats du laboratoire aux données cliniques.

18

Ce travail a été réalisé avec l‟aimable collaboration du laboratoire Idexx d’Alfort qui a

su apporter son point de vue vis-à-vis de cet examen qu‟est la coproculture.

19

Partie 1 :

Les bactéries entéropathogènes du chien et du chat

21

A. La flore microbienne physiologique du tractus intestinal du chien et

du chat (Leib, 2008, a et b ; Strombeck, 1996 ; Person, 1982)

1. Composition

Les muqueuses digestives supportent le plus grand nombre et la plus grande variété

d‟espèces bactériennes. En effet, un millier d‟espèces bactériennes différentes peuvent être

retrouvées (Strombeck, 1966). Le nombre et les espèces de bactérie sont différents selon la

localisation anatomique au sein du tube digestif. Chaque espèce bactérienne possède sa niche

écologique préférentielle au sein de ce dernier.

La flore microbienne se compose de deux types de population bactérienne :

- Une population bactérienne dite « résidente » ou endogène car les espèces qui la

composent sont toujours retrouvées et en très grand nombre. Cette population

endogène est donc très stable et représentative de la microflore digestive.

- Une population exogène constituée d‟espèces bactériennes « contaminantes »

représentant ainsi une flore de transit, très fluctuante, venant de la cavité buccale et de

la nourriture ingérée.

La flore microbienne physiologique est très complexe et varie grandement d‟un

individu à l‟autre. Chacun possède une flore bactérienne endogène intestinale qui lui est

propre, vivant en symbiose avec son hôte, et qui est stable dans le temps chez les individus

sains. En effet, la microflore intestinale se met en place rapidement chez l‟animal nouveau-né,

dès les premières semaines de vie, et une fois établie, il devient très difficile de la modifier et

impossible à faire disparaître. Cette stabilité s‟exprime d‟une part dans le fait que des

bactéries externes à cette flore, y compris des bactéries entéropathogènes, ont de grandes

difficultés à coloniser le système digestif et d‟autre part dans l‟impossibilité à changer la

composition de la flore endogène intentionnellement (par l‟utilisation de probiotiques par

exemple). Les bactéries transitoires ne peuvent s‟installer durablement au sein du tractus

intestinal car, introduites dans un nouveau milieu, elles sont moins bien adaptées et leur

croissance s‟en trouve ralentie. Elles sont éliminées par les mécanismes de défense locaux et

de manière passive par le péristaltisme avant qu‟elles ne puissent se multiplier et coloniser le

milieu. L‟adaptation d‟une bactérie à son environnement et la colonisation exigent un temps

plus long que celui passé dans le tube digestif lors d‟un transit.

Deux propriétés fondamentales caractérisent ainsi la flore digestive physiologique des

carnivores : variabilité dans les espèces et le nombre de bactéries représentées tout au long du

tube digestif et stabilité de la flore endogène à un endroit donné. Cette dernière propriété se

vérifie surtout au niveau de la flore colique. En effet, une étude chez le chien a montré qu‟il

existe une grande variabilité dans le temps de la composition de la flore endogène de l‟intestin

grêle, tant sur le plan qualitatif (espèces bactériennes) que sur le plan quantitatif (nombre total

de bactéries) (Mentula et al., 2005). Cette flore de l‟intestin grêle apparaît également très

variable d‟un individu à l‟autre, les espèces bactériennes prédominantes de l‟intestin grêle

varient ainsi d‟un chien à l‟autre (Mentula et al., 2005). Chaque individu semblerait avoir une

22

flore jéjunale qui lui est propre. En revanche la flore endogène du côlon aurait globalement la

même composition entre les individus et la composition en espèces bactériennes serait plus

stable dans le temps (Mentula et al., 2005).

Nous distinguerons ainsi la microflore de l‟intestin grêle de celle du gros intestin. En

effet, celles-ci sont très différentes tant au niveau du nombre de bactéries qu‟au niveau de leur

composition. La figure 1 rappelle la composition de la microflore intestinale.

La flore microbienne endogène de l‟intestin grêle

La concentration bactérienne dans l‟intestin grêle crânial, à jeun, est faible et varie de

101 à 10

2 par gramme de contenu intestinal. Après un repas, la charge bactérienne est de 10

2 à

103 par gramme dans cette même région. Dans les parties moyenne et caudale elle augmente

progressivement jusqu‟à 103 à 10

4 par gramme. La flore endogène de l‟intestin grêle est très

influencée, surtout dans sa partie crâniale, par l‟apport alimentaire de bactéries. La partie

crâniale de l‟intestin grêle contient en majorité des bactéries Gram positives dont des

streptocoques, des clostridies, des lactobacilles et des staphylocoques. Bacteroides et

Bifidobacterium spp. sont également présents en plus petit nombre tout le long de l‟intestin

grêle. La composition en espèces bactériennes en région moyenne et caudale se rapproche

ensuite de plus en plus de celle du côlon. On y retrouve notamment des coliformes (Klebsiella

et Enterobacter) ainsi que des entérocoques. La flore microbienne commensale de l‟intestin

grêle du chat serait beaucoup plus riche en bactéries anaérobies strictes que celle du chien et

le nombre total de bactéries serait aussi plus important.

La flore microbienne endogène du gros intestin

Le caecum, le côlon et le rectum sont les sites les plus riches en bactéries. Un gramme

de fèces peut contenir jusqu‟à 1011

bactéries. La flore bactérienne endogène y est très stable

et est beaucoup moins influencée par un apport exogène alimentaire par rapport à celle de

l‟intestin grêle. Les bactéries anaérobies (sporulées ou non) y sont prédominantes,

représentant plus de 90% de la population bactérienne endogène totale. Parmi celles-ci, les

genres Bacteroides spp. et Bifidobacterium spp. sont les plus nombreux. Les clostridies sont

aussi présentes à l‟état physiologique. Les entérobactéries telles qu‟Escherichia coli et

Klebsiella spp., les streptocoques et les lactobacilles sont également présents en grande

quantité. Les bactéries endogènes du gros intestin sont en majorité des fermenteurs de

carbohydrates, leur développement nécessite un apport en polysaccharides complexes. Elles

ne possèdent pas d‟activité protéolytique et utilisent l‟ammoniac comme source d‟hydrogène.

La flore microbienne endogène varie également en fonction de l‟âge de l‟animal

(Buddington, 2003). Chez le chien adulte les bactéries anaérobies Gram négatives

(Bacteroides spp.,…) représentent la majorité de la population bactérienne endogène (75%)

alors que chez le jeune chien, ce sont les bactéries anaérobies Gram positives (Clostridium

spp. et Bifidobactrium spp.) et les bactéries de la flore lactique (Lactobacillus et

Streptococcus) qui sont majoritaires. Ceci s‟explique par le passage d‟une alimentation lactée

à une alimentation carnée provoquant ainsi le passage d‟une flore lactique à une flore

protéolytique.

23

Famille Genre Métabolisme Intestin grêle Gros intestin

Pseudomonaceae Pseudomonas A Présent Enterobacteriaceae Escherichia coli

Klebsiella Enterobacter

ANF ANF ANF

101-103

101.6

107 - 108 107 - 108

Bacteroidaceae Bacteroides AN 101 108 - 1010 Nesseriaceae Neisseria

Veillonella ANF AN

Présent 105.9

Micrococaceae Staphylococcus ANF 100.4 104.7

Lactobaciliaceae Streptococcus Lactobacillus Bifidobactrium Ruminococcus

ANF ANF AN

101-103

102

Présent

108 - 109

108 - 109

106.6

Présent Propionobacteriaceae Eubacterium AN Présent Corynebacteriaceae Corynebacterium ANF 108.7

Bacillaceae Bacillus Clostridium

AN AN

100.1-104

105.4

107 - 109.1 Levures 105

Figure 1 : Composition de la microflore intestinale (nombre d’organismes par g ou ml)

A : aérobie, AN : anaérobie, ANF : anaérobie facultative (Strombeck, 1996)

2. Rôle physiologique

La microflore endogène du tractus intestinal est nécessaire à son fonctionnement

physiologique.

Tout d‟abord elle assure une fonction digestive. Elle permet le bon déroulement du

processus physiologique de la digestion et une bonne absorption des nutriments. Les bactéries

du côlon (Bifidobacterium et Lactobacillus spp. par exemple) métabolisent les carbohydrates,

les protéines et les lipides. Les carbohydrates sont fermentés en acides gras à chaînes courtes

(acétate, propionate et butyrate) et en gaz (hydrogène, méthane et dioxyde de carbone). Les

acides gras à chaine courte inhibent la multiplication de bactéries pathogènes. Ils sont

également absorbés et sont soit métabolisés par les entérocytes (butyrate), soit transportés vers

d‟autres tissus (acétate et propionate) et utilisés comme source d‟énergie.

La microflore a également un rôle trophique. En effet, les bactéries résidentes

fournissent une part importante de vitamines à l‟organisme. Elles sont aussi nécessaires au

bon développement de la muqueuse intestinale. La structure de cette dernière est influencée

par la présence de la flore endogène. En effet, les animaux axéniques (ou « germ free »)

possèdent un épithélium intestinal cuboïde plutôt que prismatique. De plus, le renouvellement

cellulaire de l‟épithélium est plus faible chez ces animaux. A l‟inverse, lorsque le nombre de

bactérie de la flore endogène augmente, le renouvellement cellulaire augmente ainsi que le

nombre de cellules inflammatoires dans la lamina propria. Le type et le nombre de bactéries

de la flore endogène influencent donc grandement la structure de la muqueuse intestinale.

Une autre fonction capitale de la microflore physiologique intestinale est un rôle de

défense. Elle prévient des éventuelles implantations et colonisations de l‟intestin par des

24

bactéries pathogènes transitoires, venant de l‟environnement ou des bactéries de la flore

endogène ne se trouvant pas dans leur localisation anatomique habituelle. Cette microflore fait

partie intégrante de la barrière épithéliale intestinale et joue en quelque sorte le rôle de

« barrière microbiologique ». L‟adhérence à la muqueuse intestinale et la colonisation sont

empêchées par des phénomènes de compétition (les bactéries endogènes utilisant l‟espace à la

surface de la muqueuse et les nutriments ainsi que les facteurs de croissance nécessaires à leur

métabolisme) et par la production d‟agents bactéricides, de protéases,… par la flore

intestinale résidente. De plus, les bactéries de la flore endogène modifient les caractéristiques

physico-chimiques du milieu par leur métabolisme et peuvent donc le rendre impropre à la

multiplication d‟autres espèces bactériennes. Il existe par ailleurs, un phénomène de

régulation des croissances des populations bactériennes de la flore endogène avec des

relations antagonistes mais aussi synergiques entre les différentes espèces.

Enfin, la flore endogène microbienne influence positivement le développement du

système immunitaire local digestif.

3. La régulation de la flore microbienne intestinale

Les variations quantitative et qualitative de la flore intestinale que l‟on observe d‟un

bout à l‟autre du tube digestif ainsi que la stabilité de la flore endogène à un endroit donné

dans le temps sont soumis à des puissants phénomènes de régulation. Ceux-ci permettent le

maintien de l‟équilibre d‟un écosystème nécessaire à la bonne santé de l‟hôte.

Les mécanismes physiologiques de régulation font intervenir des facteurs tenant à

l‟hôte et des facteurs environnementaux.

a) Les mécanismes de régulation dépendant de l‟hôte

La sécrétion d‟acide chlorhydrique gastrique

La sécrétion d‟acide chlorhydrique par l‟estomac permet de conserver une relative

stérilité de son contenu. En effet, les bactéries atteignant l‟estomac à partir de la cavité

buccale et des aliments sont, en grande partie, détruites par les sécrétions acides gastriques.

Cette sécrétion d‟acide chlorhydrique est très importante dans la prévention de l‟implantation

et de l‟invasion de bactéries entéropathogènes. Dans l‟intestin grêle, les sécrétions acides

gastriques sont inhibées au fur et à mesure par les sécrétions basiques intestinales. Lorsque la

sécrétion d‟acide chlorhydrique est inhibée ou réduite, le nombre de bactérie dans l‟intestin

grêle augmente, surtout dans sa partie crâniale. On observe alors une augmentation du nombre

d‟Escherichia coli et de clostridies ainsi qu‟une migration de la flore colique crânialement,

vers l‟intestin grêle. Les thérapeutiques prolongées aux anti-acides peuvent entraîner ce genre

de phénomène.

25

Le péristaltisme intestinal

Le péristaltisme est indispensable pour garantir une charge bactérienne faible dans

l‟intestin grêle. Il va dans le sens duodénum-jéjunum-iléon empêchant ainsi toute bactérie de

se multiplier intensément, car elles sont éliminées plus vite qu‟elles ne se multiplient. Le

péristaltisme est plus important dans le duodénum et le jéjunum expliquant en partie la

colonisation plus importante de l‟iléon que des autres parties de l‟intestin grêle.

Lors de troubles du péristaltisme, la flore physiologique intestinale augmente de

manière significative et les bactéries de la flore colique remontent progressivement dans les

régions crâniales de l‟intestin grêle. Les bactéries du genre Bacteroides spp., Bifidobactrium

spp. et les coliformes prédominent. De même, lors de diarrhée, la flore intestinale est très

perturbée et ne retrouve son état normal que lorsque le péristaltisme est rétabli.

La barrière épithéliale intestinale

Elle est constituée d‟une couche cellulaire épithéliale et d‟une couche de mucus à la

surface de celle-ci. Ce système de défense non spécifique prévient l‟adhérence puis la

pénétration dans les cellules intestinales et l‟invasion de l‟organisme par les bactéries. La

surface des entérocytes est aussi recouverte du glycocalyx, au-dessus duquel se trouve la

couche de mucus sécrétée par les cellules caliciformes. Cette barrière se compose également

d‟un dernier élément de défense spécifique : les anticorps de classe immunoglobuline A. Ils

sont excrétés par les entérocytes après avoir été synthétisés par les plasmocytes sous-

muqueux. Ces anticorps sont des éléments de défense efficaces contre des bactéries

entéropathogènes.

b) Les facteurs environnementaux régulant la flore intestinale

La stabilité de la flore endogène intestinale tient également à la présence de nombreux

facteurs environnementaux.

Influence de l‟alimentation sur la flore endogène

Le régime alimentaire d‟un animal détermine en partie la composition de sa flore

intestinale physiologique. Cette influence est plus grande sur la flore de l‟intestin grêle que

celle du gros intestin (Strombeck, 1996). Elle explique aussi la substitution de la flore lactique

par une flore protéolytique lors du sevrage. Chez l‟animal, il existe peu d‟études sur l‟effet du

régime alimentaire sur la nature de la flore endogène intestinale par rapport à l‟homme. Chez

ce dernier, des régimes alimentaires pauvres en protéines ou une malnutrition provoquent des

phénomènes de malabsorption par des changements quantitatifs et qualitatifs de la flore

(Strombeck, 1996). Une étude récente menée chez le chien a montré que des changements

répétés du régime alimentaire chez des chiens possédant une flore endogène stable conduit

aussi à des changements de la flore microbienne physiologique en réduisant progressivement

la diversité des bactéries existantes (Bell et al., 2008).

L‟alimentation peut aussi être la source de bactéries entéropathogènes. Même si dans

la plupart des cas, la bactérie incriminée est éliminée par les mécanismes de défense locaux et

26

la présence de la flore endogène, elle peut toutefois subsister longtemps à des seuils très bas

dans la lumière intestinale. L‟animal devient ce que l‟on appelle un « porteur sain ».

Influence des agents antibactériens exogènes

Les antibiotiques administrés par voie orale peuvent éliminer certaines populations

bactériennes de la flore endogène ou les réduire considérablement (Bell et al., 2008). Les

bactéries éliminées, sensibles à l‟antibiotique administré, permettront une croissance

importante des bactéries ayant survécu, causant ainsi un déséquilibre de la flore. Cette

surpopulation de certaines bactéries endogènes par rapport à d‟autres peut leur conférer un

pouvoir pathogène. Ce déséquilibre peut aussi favoriser l‟implantation de bactéries

transitoires entéropathogènes. Si on arrête le traitement, le repeuplement du tube digestif

survient rapidement. Au bout d‟une semaine la flore revient à son état normal. Néanmoins,

une utilisation irraisonnée des antibiotiques peut entraîner de grosses perturbations de la flore

avec un rétablissement difficile.

Influence du stress

Le stress peut jouer un rôle significatif dans le développement de maladies gastro-

intestinales en provoquant des changements sur la flore endogène. Le mécanisme exact n‟est

pas connu mais il semblerait que ce soit une altération du péristaltisme intestinal qui

entraînerait un changement de la microflore et donc l‟apparition de maladies.

4. Conséquence d’un déséquilibre de la flore endogène

La flore endogène intestinale est dans un état perpétuel d‟équilibre grâce à des

phénomènes de régulation complexe abordés précédemment. Toute rupture de cet équilibre

(régime alimentaire, stress, antibiothérapie, parasitisme, infections virales digestives…)

entraîne des changements de la microflore physiologique. Ces derniers peuvent soit impliquer

des bactéries endogènes qui peuvent devenir pathogènes (micro-organismes pathogènes

occasionnels), soit des bactéries transitoires entéro-pathogènes provenant de

l‟environnement ou de l‟alimentation, qui ont pu coloniser le tractus digestif car les

conditions locales leur ont été favorables. Une fois que la colonisation a eu lieu, les bactéries

pathogènes strictes ou occasionnelles peuvent se multiplier et induire une diarrhée.

L‟homéostasie du tractus gastro-intestinal est primordiale et détermine l‟apparition ou non de

maladies digestives (Bell et al., 2008). Plus particulièrement, la flore microbienne résidente

est déterminante dans la santé de l‟hôte car elle offre une résistance contre les agents entéro-

pathogènes (Buddington, 2003).

L‟organisme est constamment en contact avec des bactéries qui ne font pas partie de sa

flore microbienne physiologique, mais les troubles digestifs qui pourraient en résulter ne sont

pas systématiques. Les bactéries transitoires ne deviennent pathogènes qu‟une fois qu‟elles

ont pu coloniser le tractus intestinal. Cette colonisation n‟arrive que lorsqu‟il y a rupture d‟un

ou plusieurs mécanismes d‟homéostasie (Buddington et al, 2003). L‟étude de la flore

microbienne endogène colique du chien a montré que lors des épisodes diarrhéiques répétés,

les changements dans sa fonction et/ou sa composition sont marqués et durables dans le temps

27

(Bell et al., 2008). Ceci renforce l‟idée que la flore microbienne endogène joue un rôle

significatif dans l‟apparition d‟épisodes aigus de maladies digestives.

La complexité des populations bactériennes de la flore endogène digestive ainsi que

celle de leur régulation rend leur étude difficile. Elle explique aussi pourquoi la réalisation, et

surtout l‟interprétation, d‟un examen complémentaire qu‟est la coproculture peuvent être

délicates. En effet, la flore physiologique abrite elle-même des bactéries occasionnellement

pathogènes pouvant être responsables de l‟apparition de diarrhée. Pour exemple, Clostridium

perfringens ou Escherichia coli, sont des hôtes commensaux du gros intestin mais sont aussi

agents de colites ou entérocolites chez le chien et le chat. Leur découverte lors d‟une

coproculture devra être précautionneusement interprétée et réintégrée dans un contexte

clinique donné. L‟abord des entérites bactériennes au laboratoire est délicat par le fait que de

nombreuses espèces peuvent avoir un pouvoir entéropathogène (soit strict, soit occasionnel,

soit opportuniste en fonction des conditions locales digestives). L‟attribution d‟un pouvoir

pathogène à une bactérie est souvent peu aisé et il faut bien se garder d‟affirmer

immédiatement que la bactérie isolée est la seule cause des symptômes observés.

Ainsi, avant d‟interpréter l‟isolement d‟une bactérie à partir d‟un prélèvement

biologique quelconque il convient tout d‟abord de distinguer plusieurs catégories de

microorganismes pathogènes (déterminant chez un hôte une maladie qui peut se traduire par

des signes cliniques ou, au contraire, rester inapparente) :

- Microorganismes pathogènes occasionnels : habituellement saprophytes ou commensaux,

ils peuvent éventuellement déterminer une maladie, lorsque la résistance que peut leur

opposer leur hôte diminue.

- Microorganismes opportunistes : saprophytes (ou commensaux) ne se montrant

pathogènes que lorsque des conditions très exceptionnelles se trouvent accidentellement

réunies.

- Microorganismes pathogènes stricts (pathogène exclusif) : toujours pathogènes pour un

hôte donné. Certains peuvent se rencontrer à l‟état saprophytique ou commensal chez des

sujets particulièrement résistants ; ces derniers sont alors porteurs sains et peuvent jouer un

rôle important dans la dissémination des maladies correspondantes.

Isoler une bactérie d‟un prélèvement biologique tel que les selles ne veut pas toujours dire

isoler une bactérie pathogène, à cause de cette frontière étroite qu‟il existe entre une bactérie

pathogène et une bactérie non pathogène. Toutes celles étudiées dans ce travail manuscrit, à

savoir : Campylobacter spp., Salmonella spp., Clostridium perfringens, Clostridium difficile

et Escherichia coli, sont retrouvées chez des chiens et chats cliniquement sains et certaines

font même partie de la flore microbienne physiologique intestinale.

Beaucoup d‟études sont donc encore nécessaires pour étudier le rôle précis de la flore

physiologique intestinale et des bactéries entéropathogènes dans les maladies intestinales.

28

B. Prévalence des principales bactéries entéropathogènes du chien et du

chat

Nous allons, dans ce paragraphe, faire un état des lieux de la situation épidémiologique

des bactéries entéropathogènes par des données concernant les fréquences d‟isolement aussi

bien chez les chiens et chats porteurs asymptomatiques que chez les chiens et chats présentant

de la diarrhée. Les fréquences d‟isolement pour une bactérie donnée dans ce contexte

représentent le pourcentage d‟animaux (chien et/ou chat) ayant eu un résultat de coproculture

positif pour cette même une bactérie.

1. Clostridium spp.

a) Clostridium perfringens

La majorité des souches canines sont du type A, c‟est-à-dire qu‟elles produisent la

toxine alpha et l‟entérotoxine de type A (CPE pour Clostridium Perfringens Enterotoxin). Les

différentes études citées ci-dessous ne s‟intéressent qu‟au rôle de l‟entérotoxine de type A

dans la diarrhée du chien et le chat. Plusieurs ont ainsi montré une association significative

entre l‟immunodétection par la méthode ELISA de l‟entérotoxine dans les selles et la présence

de la diarrhée canine. Dans trois études (Kruth et al., 1989 ; Weese et al., 2001, b ; Marks et

al., 2002), l‟entérotoxine était présente respectivement dans 41%, 28% et 34,4% des chiens

atteints de diarrhée contre 7%, 5% et 14,3% des chiens cliniquement sains. Dans une autre

étude (Weese et al., 2001, a), l‟entérotoxine n‟était présente dans les fèces qu‟au cours des

épisodes diarrhéiques chez deux chiens malades et non lorsque les fèces étaient normales. En

revanche, les taux d‟isolement de Clostridium perfringens à partir des selles ne montrent

aucune différence significative entre chiens cliniquement normaux et chiens atteints de

diarrhée (Marks et al., 1999 ; Marks et al., 2002). Les prévalences de Clostridium perfringens

sont également élevées chez les chiens sains : 83% (Marks et al., 2002), 71% (Weese et al.,

2001, b) et 54% (Marks et al., 1999).

Une association significative existe également entre la détection par PCR du gène codant pour

l‟entérotoxine (cpe) et la présence de la diarrhée chez le chien (Marks et al., 2002).

Cependant, certaines études se contredisent quant à l‟association de la diarrhée à la détection

de l‟entérotoxine dans les selles. L‟étude de Marks et al., 1999 ne montre aucune association

en utilisant la méthode Reverse Passive Latex Agglutination (RPLA), alors que celle de Cave

et al., 2002 montre une association significative par cette même méthode mais pas par la

méthode ELISA. Dans cette dernière étude sur des chiens hospitalisés la prévalence dans les

selles de l‟entérotoxine était de 14,3% chez les chiens atteints de diarrhée contre 12% chez les

chiens sains par la méthode ELISA et de 45% contre 25% par la méthode RPLA.

Clostridium perfringens peut également être associé à des épidémies de diarrhées

nosocomiales (Kruth et al., 1989). La diarrhée était associée à de multiples sérotypes de

Clostridium perfringens entérotoxinogènes et aucun autre agent n‟a pu être isolé des selles.

29

b) Clostridium difficile

Les fréquences d‟isolement de Clostridium difficile vont de 0 à 40% chez les chiens

sains ou atteints de diarrhée (Marks and Kather, 2003). Aucune différence significative entre

les fréquences d‟isolement du germe entre chiens sains et souffrant de diarrhée n‟a été

constatée. Concernant les toxines sécrétées par Clostridium difficile (toxines A et B,

présentées dans le paragraphe C.1.b.ii.), une association significative a été démontrée entre

leur détection et la présence de la diarrhée chez le chien (Cave et al., 2002 ; Weese et al.,

2001, b ; Marks et al., 2002).

On retrouve très souvent Clostridium difficile en milieu hospitalier vétérinaire car c‟est

un agent de diarrhée nosocomiale chez les chiens et les chats hospitalisés. Les taux

d‟isolement de la bactérie dans les selles de chiens et chats hospitalisés vont de 9 à 40%

(Madewell et al., 1999 ; Clooten et al., 2008 ; Stuble et al., 1994 ; Riley et al., 1991). Le taux

de portage fécal de Clostridium difficile est plus élevé chez les patients hospitalisés que chez

les animaux non hospitalisés (Struble et al., 1994 ; Madewell et al., 1999). Une étude menée

dans un service de soins intensifs a montré une association significative entre l‟acquisition de

Clostridium difficile durant l‟hospitalisation et le développement d‟une diarrhée (Clooten et

al., 2008). De plus, l‟incidence du taux de colonisation par la bactérie augmentait avec la

durée de l‟hospitalisation.

Clostridium perfringens et difficile sont retrouvés à la fois chez les chiens et chats

cliniquement sains et ceux présentant de la diarrhée, avec des fréquences d‟isolement

similaires. Les prévalences de ces agents sont élevées car ce sont aussi des agents

commensaux de la flore intestinale des carnivores domestiques. Les toxines sécrétées par ces

deux bactéries (entérotoxine de type A pour C.perfringens et toxines A et B pour C.difficile)

sont cependant associées de manière significative à la présence de diarrhée chez le chien et le

chat. Clostridium difficile est, quant à lui, un agent important de diarrhée nosocomiale dans

les milieux hospitaliers vétérinaires.

30

2. Campylobacter spp.

Les espèces impliquées dans les maladies digestives chez le chien et le chat sont :

Campylobacter jejuni, Camylobacter coli, Campylobacter upsaliensis et Campylobacter

helveticus. Toutes ces campylobactéries ont été isolées à partir de selles de chats et chiens

cliniquement sains et ceux atteints de diarrhée, dans toutes les études citées ci-dessous.

L‟espèce de campylobactérie la plus retrouvée dans les selles des chiens et chats domestiques

est Campylobacter upsaliensis. C‟est la principale campylobactérie colonisatrice du tractus

intestinal des chiens et des chats et isolée à partir des selles (Parsons et al., 2010 ; Baker et

al., 1999 ; Bender et al., 2005 ; Hald et al., 2004 ; Koene et al., 2004 ; Sandberg et al., 2002 ;

Wieland et al., 2005 ; Shen et al., 2001 ; Burnens et al., 1992). La prévalence de

Campylobacter upsaliensis chez le chien et le chat serait supérieure à celle de Campylobacter

jejuni et Campylobacter coli. Un petit nombre d‟études (Hald and Madsen, 1997 ; Fox et al.,

1989) donnent des résultats inverses. Ces discordances résulteraient des progrès effectués

dans les techniques d‟isolement des campylobactéries dans les études récentes, surtout vis-à-

vis de Campylobacter upsaliensis. Campylobacter coli est quant à lui retrouvé dans de très

faibles proportions chez le chien : 0.7 % (Hald et al., 2004), 2% (Baker et al., 1999) et 5%

(Hald and Madsen, 1997) et chez le chat : 0.6% (Sandberg et al., 2002). En ce qui concerne

Campylobacter helveticus, il serait davantage présent chez le chat que chez le chien. Les

fréquences d‟isolement chez le chat pour cette espèce sont supérieurs à ceux des chiens

(Wieland et al., 2005 ; Rossi et al., 2008 ; Moser et al., 2001). Ils varient de 16.7% (Rossi et

al., 2008) à 83% (Shen et al., 2001). A l‟inverse les chiens sont colonisés de manière

prédominante par Campylobacter upsaliensis. Cependant, les données épidémiologiques

concernant Campylobacter helveticus sont encore insuffisantes car elle n‟est pas encore

systématiquement recherchée dans les études et son identification est difficile. Elle est aussi

plus souvent isolée à partir de selles de chats sains que de chats atteints de diarrhée.

Selon certaines études, de manière générale, les chiens seraient plus souvent porteurs

de campylobactéries toutes espèces confondues, avec des taux de portage plus élevés par

rapport aux chats (Rossi et al., 2008 ; Baker et al., 1999 ; Hald and Madsen, 1997 ; Burnens

et al., 1992). D‟autres auteurs rapportent des taux similaires entre les chiens et les chats

(Wieland et al., 2005 ; Sandberg et al., 2002 ; Lopez et al., 2002 ; Moser et al., 2001). Ces

taux varient en fonction du pays où a eu lieu l‟étude et donc de la population canine ou féline

prise en compte.

Certains facteurs de risque ont été clairement associés à une excrétion fécale plus

importante des campylobactéries et à des fréquences d‟isolement plus élevées.

L‟âge est considéré comme un facteur de risque vis-à-vis du portage fécal de

campylobactéries. Wieland et al. ont montré que les fréquences d‟isolement de

Campylobacter upsaliensis dans les selles sont plus élevées chez les individus de moins d‟un

an (67,6% et 51,4% respectivement). Il en est de même pour l‟étude de Moser et al. avec une

fréquence d‟isolement chez les chiens de moins d‟un an pour Campylobacter spp. de 75%

contre 32,7% pour les chiens adultes. Plusieurs autres études rapportent également que les

individus de moins d‟un an ont plus de chances d‟être porteurs de campylobactéries (Torre

31

and Tello, 1993 ; Moser et al., 2001 ; Sandberg et al. 2002 ; Lopez et al., 2002 ; Hald et al.,

2004 ; Bender et al. 2005 ; Acke et al., 2006 ; Parsons et al., 2010). Une étude

épidémiologique prospective menée au Danemark (Hald et al., 2004) a révélé que 60 % des

chiots de 3 mois étaient porteurs de Campylobacter. A un an 100% étaient porteurs excréteurs

de Campylobacter, avec une excrétion intermittente. A deux ans, 67% restaient porteurs. Ce

n‟est qu‟après cette limite que la fréquence d‟isolement de la bactérie à partir des selles

diminue.

Le mode de vie des animaux, c‟est-à-dire s‟ils vivent ou ont séjourné pendant une

longue période dans un environnement de forte densité, en cohabitation avec d‟autres

animaux domestiques sur une longue période (chenils, animaleries, chatteries), est également

un facteur de risque. Dans les études d‟Acke et al. (2006) ; de Baker et al. (1999) et de Torre

and Tello (1993), les chiens et chats venant de refuges, de chenils ou d‟animaleries

représentent une catégorie à risque concernant les fréquences d‟isolement des

campylobactéries à partir des selles (jusqu‟à 87% de chiens de chenil positifs à la

coproculture). En effet, les chiens ou chats vivant dans un tel contexte ont une exposition plus

importante aux fèces des autres animaux, les contacts sont plus étroits, les risques de

contamination inter et intra-espèces sont ainsi augmentés. Hald et al. ont également trouvé

une corrélation positive entre les chiens vivant en ville et une infection à Campylobacter spp.

En ville, les densités des populations canines et félines sont plus importantes et les contacts

avec les selles d‟autres congénères sont augmentés. Dans l‟étude de Wieland et al. les chats

ayant régulièrement accès à l‟extérieur et n‟utilisant pas régulièrement leur litière sont aussi

une catégorie à risque.

Pour établir un lien entre la présence de diarrhée chez l‟animal et le fait d‟isoler une

campylobactérie dans les selles, plusieurs études ont comparé les fréquences d‟isolement à

partir des selles entre animaux asymptomatiques et ceux atteints de diarrhée. Ceci permettrait

de donner une signification clinique à la bactérie lorsqu‟elle est isolée des selles. Les résultats

diffèrent selon les études mais il y a une nette tendance à ne trouver aucune corrélation entre

le statut clinique de l‟animal (présence de diarrhée) et la présence de la bactérie dans les selles

(Parsons et al., 2010 ; Koene et al., 2009 ; Rossi et al., 2008 ; Bender et al., 2005 ; Hald et

al., 2004 ; Acke et al., 2006 ; Sandberg et al., 2002 ; Lopez et al., 2002 ; Moser et al., 2001 ;

Baker et al., 1999 ; Olson and Sandstedt, 1987 ; Hosie et al., 1979). En effet, les auteurs

retrouvent autant de chiens et/ou chats asymptomatiques porteurs de campylobactéries que

d‟animaux atteints de diarrhée chez lesquels on isole des campylobactéries. On peut citer pour

exemple l‟étude de Sandberg et al. qui retrouvent des fréquences d‟isolement de

Campylobacter spp. chez des chiens sans diarrhée de 23% et chez des chiens avec diarrhée de

27%. Chez les chats sains, ils trouvent une fréquence de 18% alors que chez les chats avec

diarrhée cette fréquence n‟est que de 16%. Cependant, Burnens et al. rapportent une

association significative entre la présence de diarrhée et l‟excrétion fécale de

campylobactéries, mais uniquement chez les chiens de moins d‟un an. Quarante quatre pour

cents des jeunes chiens présentant de la diarrhée excrètent soit Campylobacter upsaliensis,

soit Campylobacter jejuni dans leurs selles, ce qui représente deux fois plus que la fréquence

d‟isolement de ces campylobactéries chez des jeunes chiens asymptomatiques (21%). Cette

32

association significative entre l‟infection et les signes cliniques n‟a pas été retrouvée chez les

chats quelque soit l‟âge, ni chez les chiens supérieur de plus d‟un an.

Les fréquences d‟isolement de Campylobacter spp. dans les selles des chiens et chats

varient beaucoup d‟une étude à l‟autre. Chez le chien asymptomatique les fréquences

d‟isolement données par différentes études sont : 23% (Sandberg et al., 2002) ; 24,1% (Olson

and Sandsted, 1987) ; 26% (Torre and Tello, 1993) et 41,2 % (Wieland et al., 2005). Chez les

chiens asymptomatiques et ceux atteints de diarrhée regroupés, les fréquences d‟isolement de

Campylobacter spp. vont de 35 % (Burnens et al., 1992) à 77% (Koene et al., 2004). Chez

le chat asymptomatique les fréquences d‟isolement vont de 18% (Sandberg et al., 2002) à

92% (Shen et al., 2001). Chez les chats asymptomatiques et ceux atteints de diarrhée

confondus ils vont de : 5% (Hald and Madsen, 1997) à 47.8% (Moser et al., 2001). Ces

variations peuvent s‟expliquer par les différences de populations étudiées, les différentes

techniques d‟isolement utilisées (certaines étant plus adaptées à certaines espèces bactériennes

que d‟autres) et par les découvertes de nouvelles espèces de campylobactéries au fil des

années (notamment Campylobacter upsaliensis et helveticus).

Ainsi les fréquences d‟isolement de l‟espèce Campylobacter spp. à partir des selles de

chiens et de chats varient en fonction de leur âge, de l‟espèce de campylobactérie, de la

technique d‟isolement utilisée, des conditions de vie (habitat et environnement) de l‟animal,

de le présence ou non d‟autres affections digestives intercurrentes ou d‟autres organismes

entéropathogènes. Les jeunes animaux (âgés de 6 mois à un an), les animaux vivant dans un

contexte de forte densité ou cohabitant avec de nombreux autres congénères (chenils,

chatteries, refuges…) ont des fréquences d‟isolement beaucoup plus élevés. De manière

générale, les fréquences d‟isolement en Europe restent dans une fourchette assez élevée,

faisant des chiens et chats domestiques des réservoirs potentiels de campylobactéries

pathogènes pour l‟homme (Campylobacter jejuni et upsaliensis) et suggèrent également que

ce genre bactérien pourrait être commensal chez le chien et le chat (Parsons et al., 2010).

33

3. Salmonella spp.

Les informations concernant la prévalence des salmonelles dans les selles des chiens et

des chats, notamment celles renseignant sur le statut de porteur asymptomatique, sont très

importantes dans le domaine de la santé publique car la salmonellose est une zoonose. De

plus, les animaux domestiques sont en général en contact étroit avec leur propriétaire, ce qui

facilite la transmission de salmonelles de l‟animal vers l‟homme.

Les études concernant Salmonella spp. révèlent des fréquences d‟isolement assez

faibles parmi la population canine. Celles-ci sont similaires entre les différents pays où ont

lieu ces études : 1% en Turquie (Bagcigil et al., 2007), 0.01% au Japon (Fukata et al., 2002),

inférieur à 0.6% (Schotte et al., 2007) en Allemagne dans un chenil militaire, 3.6% à

Trinidad (Seepersadsingh et al., 2004), 1,2% en Californie (Cave et al., 2002), 2,3% au

Colorado (Hackett and Lappin, 2003) et 2.1% à Taïwan (Tsai et al., 2007). Les légères

différences observées peuvent s‟expliquer par les situations géographiques, les méthodes

d‟isolement employées, les stratégies d‟échantillonnage qui sont différentes d‟une étude à

l‟autre. En moyenne, les fréquences d‟isolement des salmonelles dans les selles de chiens

adultes asymptomatiques varient de 0 à 2% et chez les chiens diarrhéiques de 0 à 1 % (Marks

and Kather, 2003). Chez les chats asymptomatiques les fréquences d‟isolement varient de 1 à

18% (Greene, 2006 ; Hill et al., 2002).

Il a été démontré dans plusieurs études que le fait de nourrir des chiens à base

d‟aliments crus augmente le risque d‟héberger et d‟excréter des salmonelles dans leurs selles.

Une étude a évalué le risque d‟infection salmonellique chez des chiens nourris à base de

viande de poulet crue (Joffe and Schlesinger, 2002). La présence de Salmonella spp. dans les

aliments crus a été évaluée et 80% des échantillons de nourriture contenaient des salmonelles.

Trente pour cents des chiens (asymptomatiques) qui en mangeaient excrétaient des

salmonelles dans leurs selles (avaient des coprocultures positives pour Salmonella spp.). Dans

une autre étude, des chiens de laboratoire de race Beagle ont été nourris avec un régime

alimentaire composé d‟aliments crus contaminés expérimentalement par des salmonelles

(Finley et al, 2007). Ces chiens avaient 11,4 fois plus de risque d‟excréter des salmonelles

dans leurs fèces. Quarante quatre pour cents des chiens nourris avec ce régime particulier ont

excrété des salmonelles 1 à 7 jours après le repas infecté, sans aucun signe de maladie, alors

qu‟aucun des chiens du groupe témoin n‟a excrété de salmonelles dans ses selles. La plupart

des chiens excrétaient les mêmes sérovars que ceux qui étaient présents dans l‟alimentation

contaminée. Cette étude a ainsi montré que l‟excrétion fécale asymptomatique peut survenir

sur une durée de presque deux semaines et très rapidement, après la consommation d‟un seul

repas contaminé. Enfin, une dernière étude chez des chiens a révélé que tous ceux qui avaient

un résultat de coproculture positif pour Salmonella spp. à de multiples occasions étaient des

consommateurs réguliers de viande crue (Lefebvre S.L. et al., 2007). Les fréquences

d‟isolement des salmonelles dans les selles variaient de 2,5 à 25% chez les chiens

consommateurs de viande crue alors qu‟elle variait de 0 à 2,6% chez les chiens qui n‟en

consommaient pas. Ces chiens nourris à base de viande ou aliments crus sont une source de

contamination environnementale via leurs fèces et augmentent aussi le risque de salmonellose

chez leurs propriétaires et leurs congénères sains. Leonard et al., 2010 ont étudié plusieurs

34

facteurs de risques potentiels et leur association à l‟excrétion fécale asymptomatique de

salmonelles chez des chiens domestiques au Canada. Le plus important était d‟administrer des

repas quotidiens à base d‟aliments crus ou des rations ménagères cuites préparées à la maison.

Environ quarante quatre pour cents des chiens qui hébergeaient des salmonelles dans leurs

selles étaient nourris avec des aliments crus. Par ailleurs la fréquence d‟isolement des

salmonelles chez les chiens domestiques dans cette étude était de 23% ce qui est supérieur à la

moyenne des données des autres études. Ce chiffre reflète la différence de régime alimentaire

entre les populations étudiées et dans l‟étude de Leonard et al., 2010, la majorité des chiens

échantillonnés étaient nourris avec des aliments non cuits.

La pratique de nourrir son animal domestique à base d‟aliments crus redevient populaire. Les

régimes alimentaires à base d‟os et d‟aliments crus sont soit des rations ménagères préparés

par le propriétaire lui-même soit des préparations commercialisées déjà préparées et

congelées. Bien qu‟il n‟ait jamais été prouvé scientifiquement que ce type d‟alimentation soit

plus bénéfique à la santé des animaux domestiques, certains propriétaires choisissent toutefois

cette option et augmentent ainsi les risques d‟excrétion fécale de salmonelles par leur animal

domestique.

Ainsi, si on considère des populations canines très particulières telles que les chiens à

haute performance comme les chiens de course de traîneau ou les chiens de race Greyhound

spécialisés dans la course, les fréquences d‟isolement sont plus élevées. En effet, ces chiens

nécessitent dans leur alimentation une part importante de protéines principalement constituées

de viande crue. Les pourcentages de chiens hébergeant des salmonelles dans leurs selles sont

plus élevés et reflètent ainsi les habitudes alimentaires de ces catégories d‟individus. Dans une

étude évaluant fréquence d‟isolement dans les selles chez les chiens de traîneau, 69% des

chiens asymptomatiques avaient un résultat de coproculture positif pour Salmonella spp.

(Canton et al., 1997). De plus, en comparant les fréquences d‟isolement entre chiens atteint de

diarrhée et non atteint de diarrhée, aucune différence significative n‟a été constatée (63% et

57% respectivement). Dans un élevage de chiens de course de race Greyhound nourris à base

de viande crue la fréquence d‟isolement est très élevée soit 93% (Morley et al., 2006). Il a été

prouvé dans cette étude que la source primaire de contamination de l‟élevage était bien la

viande crue donnée aux chiens de course. Cette fréquence (93%), très élevée, suggère que la

pratique de nourrir les chiens domestiques à base de viande crue est un facteur de risque pour

les infections salmonelliques chez le chien mais aussi un risque indirect pour la santé de

l‟homme au contact de ces chiens.

D‟autres catégories de populations canines ont des fréquences d‟isolement plus

élevées (Carter and Quinn, 2000 ; Ketaren et al., 1981 ; Ettinger and Feldman, 2005). Les

chiens vivants en chenils (16%), les chiens errants (16 à 23%), les chiens de ferme (4,3%), les

chiens hospitalisés (4 à 20%) ont en général des taux plus élevés que les chiens domestiques

de particuliers car leur exposition aux sources de salmonelles est plus élevée (Carter and

Quinn, 2000). Une étude comparant les fréquences d‟isolement des salmonelles entre des

chiens domestiques et errants a trouvé une différence significative entre les deux valeurs,

2,1% contre 6,3 % (Tsai et al., 2007).

35

Les salmonelloses cliniques et leur manifestation sous forme de diarrhée chez les

chiens et les chats sont très rares. Les cas rapportés chez les chiens sont sporadiques et la

plupart des infections sont asymptomatiques (Marks and Kather, 2003). Seules quelques

épidémies à salmonelles chez le chien ont été rapportés soit dans des cliniques vétérinaires

(Cherry et al., 2004 ; CDC, 2001 ; Wright et al., 2005 ; Ketaren et al., 1981 ), soit dans des

chenils (Schotte et al., 2007 ; Morley et al., 2006). Chez le chat, il a été rapporté une

salmonellose clinique (gastroentérite et septicémie) chez deux chats nourris avec une ration

ménagère à base de viande de bœuf crue (Stiver et al., 2003). Chez un des deux chats les

mêmes sérotypes ont été isolés dans l‟alimentation et à partir du contenu intestinal. Une

épidémie chez des chats domestiques a aussi été rapportée suite à une contamination par

ingestion d‟oiseaux sauvages infectés (Tauni and Österlund , 2000).

En conclusion, les infections asymptomatiques ou le portage fécal de salmonelles chez

le chien et le chat ont des fréquences très faibles chez les chiens de particulier mais peuvent

devenir élevées selon le mode et le lieu de vie de l‟animal (chien de course, chiens errants,

habitudes alimentaires…). Les fréquences d‟isolement faibles peuvent s‟expliquer

probablement par l‟augmentation du nombre d‟animaux domestiques nourris à base

d‟alimentation industrielle et donc ayant subi des traitements thermiques adéquats.

36

4. Escherichia coli

Escherichia coli est la principale bactérie de la flore intestinale commensale anaérobie

facultative de la plupart des espèces animales. Cependant il existe certaines catégories

d’Escherichia coli pathogènes (pathotypes), capables de causer des infections intestinales et

d‟induire une diarrhée. Chaque pathotype est défini par un jeu de facteurs de virulence qui lui

est propre (toxines, facteurs de colonisation -adhésines-,…) et induisent une diarrhée par des

mécanismes pathogéniques différents. Les trois pathotypes retrouvés et étudiés chez le chien

et le chat sont les Escherichia coli entérotoxinogènes (ECET), les Escherichia coli

entéropathogènes (ECEP) et les Escherichia coli vérotoxinogènes ou productrices de Shiga-

toxine (ECVT ou ECST).

Escherichia coli entérotoxinogènes

Alors que les ECET sont des agents bien connus de diarrhée sécrétoire chez l‟homme,

les bovins et les porcins, leur rôle exact dans la diarrhée canine est beaucoup moins bien

défini (Holland et al., 1999). Elles produisent deux types de toxines : les toxines thermolabile

et thermostable, responsables de l‟apparition de la diarrhée en induisant une hypersécrétion de

fluides dans la lumière intestinale. Bien que certaines études aient découvert des ECET dans

les fèces de chiens sains (Holland et al., 1999 ; Staats et al., 2003) et de ceux atteints de

diarrhée, peu de données sont disponibles pour quantifier l‟importance de ces germes et

démontrer leur rôle inducteur de diarrhée chez le chien. Les diarrhées associées aux souches

ECET sont plus fréquentes chez les chiots et jeunes adultes (Staats et al., 2003 ; Drolet et al.,

1994), surtout chez ceux élevés en chenils ou animaleries. On retrouve majoritairement chez

le chien des souches productrices de toxines thermostables. Wasteson et al. (1988) ont isolé

chez quatre chiens souffrant de diarrhée des Escherichia coli productrices de toxines

thermostables, aucune ne produisait la toxine thermolabile. Les gènes codant pour les toxines

ainsi que les toxines elles-mêmes ont été mises en évidence. Hammermueller et al. (1995) ont

associé de manière significative la présence de la diarrhée à la présence de souches

productrices de toxines thermostables. Elles ont été retrouvées chez 31% des animaux atteints

de diarrhée alors qu‟aucune d‟entre elles n‟a été retrouvée chez des chiens apparemment

sains. En revanche, dans une autre étude, on a isolé, à partir des selles, des Escherichia coli

possédant le gène codant pour la toxine thermostable (sta) chez 81 % des jeunes chiens sains

(Holland et al., 1999). La plupart des souches exprimaient le gène et produisaient la toxine

correspondante. Enfin, dans une étude récente, les ECET avaient une faible prévalence chez

des Greyhounds (sains et présentant de la diarrhée confondus), avec le gène codant pour la

toxine thermostable présent chez 3% des chiens sains et 2% des chiens diarrhéiques (Staats et

al., 2003). Par ailleurs, c‟est la seule étude rapportant la présence d’Escherichia coli

productrice de toxine thermolabile (retrouvée chez 2,6% des chiens sains et 5 % des chiens

souffrant de diarrhée). La véritable incidence des ECET dans la diarrhée canine n‟est pas

encore totalement déterminée avec des fréquences d‟isolement parmi les chiens diarrhéiques

allant de 0% (Turk et al., 1998) à 31% (Hammermueller et al., 1995).

37

Très peu d‟études rapportent la présence d‟Escherichia coli entérotoxinogènes aussi

bien chez les chats sains que chez les chats souffrant de diarrhée (Willard and Marks, 2006).

Les ECET ne sont pas des germes entéropathogènes majeurs chez le chat.

Escherichia coli entéropathogènes

Elles ne produisent pas d‟entérotoxines ni de vérotoxines (shiga-toxines) et ne sont pas

entéroinvasives. Elles provoquent des lésions dites d‟ « attachement-effacement » au niveau

des microvillosités intestinales. C‟est la présence du gène eae (Escherichia coli attaching

effacing) qui est nécessaire pour induire ces lésions et est donc recherché comme facteur de

virulence. Il est situé sur un îlot de virulence appelé LEE (Locus of Enterocyte Effacement).

Un autre facteur de virulence recherché est le gène bfpA codant pour un fimbriae (BFP OU

Bundle Forming Pili) impliqué dans les premières phases de l‟adhésion mais non nécessaire

pour induire les lésions d‟ « attachement-effacement ». Les Escherichia coli qui provoquent

de telles lésions sont aussi appelées « Escherichia coli attachants-effaçants » (ECAA).

Les ECEP seraient, selon certaines études, une des causes de diarrhée à envisager lors

de diarrhée du jeune chien. Dans une étude, douze cas sur treize de colibacillose intestinale

étaient dus à des ECAA, toutes possédant le gène eae (Drolet et al., 1994). La plupart des

chiots concernés provenaient de chenil ou d‟animalerie. Deux autres études décrivent des

lésions typiques d‟attachement-effacement chez des chiots associées à une infection à ECEP

(Janke et al., 1989 ; Broes et al., 1987). Dans l‟étude de Janke et al., les ECEP étaient les seuls

pathogènes retrouvés suggérant le rôle pathogène primaire de ce pathotype. En revanche, dans

celle de Broes et al. le chiot souffrant de diarrhée était aussi atteint d‟autres infections

intestinales concomitantes (giardiose, coccidiose), le rôle spécifique de ce type d‟Escherichia

coli dans la pathogénie de la diarrhée n‟a donc pas pu être démontré. Dans une étude récente,

sur 122 cas de chiens souffrant de diarrhée au moment de la mort (Turk et al., 1998), 44 (36

%) d‟entre eux possédaient des Escherichia coli entéropathogènes qui avaient le gène eae.

Aucun des isolats ne produisait d‟entérotoxines ni de shiga-toxines. Des lésions histologiques

typiques ont été retrouvées chez 45% de ces chiens et Escherichia coli était le seul

entéropathogène isolé dans 34% des cas. Dans les autres cas (66%), des parvovirus,

Clostridium perfringens, des coccidies,…ont été également isolés, faisant conclure à un rôle

soit pathogène primaire soit secondaire d‟Escherichia coli dans l‟apparition de la diarrhée.

Les ECEP sont aussi isolées chez les chiens sains (Nakazato et al., 2004). Parmi les isolats

d‟Escherichia coli retrouvés dans les selles des chiens de l‟étude de Nakazato et al. 12,3%

étaient entéropathogènes. Ces souches ont été mises en évidence par la détection par PCR du

gène eae à partir des isolats cultivés à partir des selles. Treize pour cents de ces isolats

provenaient des chiens souffrant de diarrhée et 8,3 % provenaient de chiens sains. Cette

différence entre les taux d‟isolement n‟était pas significative. Une autre étude a caractérisé les

souches d‟Escherichia coli isolées à partir des selles chez des chiots de cinq mois en bonne

santé et vivant en chenil (Holland et al., 1999). Sur les cinquante deux chiens de l‟étude

82,7% portaient des Escherichia coli dans leurs selles dont 28% étaient entéropathogènes

(possession du gène eae).

38

Les ECEP ont également été isolées chez des chats atteints de diarrhée (Pospischil et

al., 1987 ; Goffaux et al., 2000). Elles ont été isolées du contenu intestinal de chats souffrant

de diarrhée et d‟anorexie (Pospischil et al., 1987) . Les chats présentaient aussi des lésions

typiques d‟attachement-effacement à l‟autopsie. Les ECEP sont aussi retrouvés chez les chats

sains (Morato et al., 2009). On a isolé des souches eae + chez 4,7% des chats (13 sains et 1

seul présentant de la diarrhée) dans cette étude menée au Brésil. Une faible proportion de

chats excrétait des ECEP dans cette étude et la plupart des souches eae + provenaient de chats

sains.

Ainsi, d‟après les différentes études citées, les ECEP seraient plus fréquentes chez le

chien. Elles seraient aussi moins virulentes chez le chat. Même si elles ont parfois été

associées à la maladie dans certaines études, leur rôle en tant que pathogène strict n‟est pas

encore vraiment prouvé.

Escherichia coli vérotoxinogènes

Les Escherichia coli vérotoxinogènes (ECVT) induisent également des lésions

typiques d‟ « attachement-effacement » au niveau des microvillosités intestinales mais

produisent aussi des cytotoxines appelées vérotoxines ou Shiga toxines. On distingue deux

variants antigéniques de la vérotoxine : VT I et VT II. Les gènes codant pour ces cytotoxines

(stx1 et stx2) ainsi que les cytotoxines elles-mêmes sont recherchés en tant que facteurs de

virulence pour caractériser ce pathotype.

Les ECVT sont plutôt retrouvés en grande majorité chez les ruminants et de manière

sporadique chez les chiens et chats domestiques (Beutin et al., 1993).

Quelques études ont été menées chez le chat pour ce pathotype. Les ECVT ont été

isolées à partir de selles de chats sains (Abaas et al., 1989 ; Beutin et al., 1993). Les

prévalences des infections à ECVT dans ces études étaient de 12 % et 13,8% respectivement

chez des chats apparemment sains. Pour d‟autres études, les ECVT semblent jouer un rôle

entéropathogène strict. Dans celle d‟Abaas et al. (1989), les isolats d‟Escherichia coli chez

les chats souffrant de diarrhée produisent plus fréquemment des vérotoxines et à des titres

plus élevés que ceux des chats sains. Quatre-vingt quinze pour cents des souches isolées chez

les chats atteints de diarrhée produisaient des vérotoxines contre 40% des souches isolées des

chats sains. Cette étude était la première qui suggérait un rôle entéropathogène des ECVT

chez le chat. En revanche d‟autres études qui ont suivi n‟ont trouvé aucune association

significative entre une infection à ECVT et une diarrhée (Smith et al., 1998). La prévalence

des infections entériques causée par ECVT était de 12,3% dans cette étude (chats sains et

atteints de diarrhée confondus) avec 11 chats sains et 11 souffrant de diarrhée. Comme nous

l‟avons vu pour les ECEP, le rôle des ECVT en tant qu‟entéropathogène strict n‟est pas

encore clairement prouvé et établi.

D‟autres études plus récentes ont associé la présence à la fois des gènes stx et des

vérotoxines à la présence de la diarrhée chez le chien (Staats et al., 2003 ; Hammermueller et

al., 1995). Staats et al. ont trouvé une corrélation significative entre la détection du gène stx 1

et de la vérotoxine correspondante à la diarrhée chez le chien. Le gène stx 1 était présent chez

39

3 % des animaux sains contre 15 % des animaux souffrant de diarrhée. Les vérotoxines (I et II

confondues) étaient présentes chez 48% des chiens atteints de diarrhée contre 25% des chiens

sains. Hammermueller et al. (1995) trouvent quant à eux une association significative entre la

vérotoxine II (VT II) et la diarrhée canine. Il a été possible de mettre en évidence le gène

codant pour VT II ainsi que la toxine chez 22% des chiens atteints de diarrhée alors qu‟ils

n‟ont pas été identifiés dans les selles provenant d‟animaux cliniquement sains. Le gène

codant pour la vérotoxine I a été mis en évidence chez 8,9% des chiens avec de la diarrhée et

chez 12,3% des chiens normaux. Les chiens semblent également pouvoir être porteurs

asymptomatiques d‟Escherichia coli producteurs de VT I ou de VT II (Hammermueller et al.,

1995 ; Staats et al., 2003) vu que l‟on met en évidence les gènes codant pour les toxines et les

toxines associées dans les fèces d‟animaux cliniquement sains.

Aucune étude n‟établit l‟âge ou certains mode de vie comme facteurs de risque vis-à-

vis d‟une infection à ECVT chez le chien ni le chat domestique.

Les trois pathotypes d‟Escherichia coli évoqués peuvent se retrouver aussi bien chez le

chien ou le chat cliniquement sains que chez le chien ou le chat souffrant de diarrhée.

L‟importance des diarrhées due à Escherichia coli n‟est pas encore clairement définie car il

existe encore peu d‟études à ce sujet. Le rôle pathogène strict et l‟importance de ces bactéries

comme cause de diarrhée chez le chien et le chat ne sont donc pas encore très bien connu

(Leib and Steiner, 2008, b ; Guilford and Strombeck, 1996, a). Le chien semble davantage

atteint par des infections entériques à Escherichia coli que le chat mais les études

épidémiologiques concernant la diarrhée due à Escherichia coli sont encore moins

nombreuses chez le chat que chez le chien et des études complémentaires sont donc

nécessaires. Il est également difficile de déterminer le rôle pathogène primaire des

Escherichia coli parce que les fréquences d‟isolement des souches potentiellement pathogènes

sont similaires entre les chiens sains et ceux atteints de diarrhée et parce qu’Escherichia coli

fait partie de la flore endogène intestinale (Marks and Kather, 2003). De plus, des infections

intestinales intercurrentes (clostridiose, coccidiose, parvovirose…) compliquent la

compréhension du rôle pathogène d‟Escherichia coli dans la diarrhée canine.

40

CONCLUSION :

D‟après les nombreuses études épidémiologiques (Hill et al., 2000 ; Hackett, 2003 ;

Cave et al., 2002 ; Marks and Kather, 2003) concernant les prévalence des diarrhées associées

aux bactéries entéropathogènes chez le chien et le chat, celles des Salmonella spp. et

Escherichia coli entérotoxinogènes, entéropathogènes ou vérotoxinogènes ne sont pas

significativement importantes. En revanche, les bactéries entéropathogènes les plus retrouvées

dans les selles (qu‟il s‟agisse ou non d‟animaux souffrant de diarrhée) sont les Campylobacter

spp. (les espèces upsaliensis et helveticus) et Clostridium spp..

41

C. Incidence clinique des bactéries entéropathogènes chez le chien et le

chat

Nous allons nous intéresser ici aux bactéries entéropathogènes spécifiques du chien et du

chat. J‟ai choisi ici de ne parler que de celles qui sont les plus fréquemment rencontrées et les

plus étudiées. Ainsi nous aborderons les germes du genre Clostridium, Campylobacter,

Salmonella et la bactérie Escherichia coli ainsi que le pouvoir pathogène de chacun dans la

sphère digestive. De plus, ces bactéries ont un intérêt en santé publique car certaines ont un

potentiel zoonotique.

1. Clostridium spp.

Certaines clostridies font partie de la flore microbienne physiologique intestinale.

Cependant, Clostridium perfringens type A et Clostridium difficile peuvent être des agents de

maladies gastro-intestinales chez le chien et le chat.

a) Clostridium perfringens

i. Etiologie et épidémiologie

Clostridium perfringens est un bacille à Gram positif, sporulé, anaérobie strict,

immobile et capsulé. Les spores sont couramment observées dans les selles mais rarement en

culture. C‟est un hôte commensal du côlon du chien et du chat et participe ainsi à l‟écologie

microbienne du gros intestin (Ettinger and Feldman, 2005). C‟est également un germe

saprophyte largement répandu dans l‟environnement où on le rencontre dans le sol, l‟eau,

l‟air, les produits alimentaires (viandes, légumes, conserves,…). Il est pathogène pour

l‟homme, bien connu comme agent de gangrènes gazeuses. Il est reconnu comme agent

potentiel d‟entérotoxémie chez presque tous les mammifères (bovins, ovins, caprins, équins,

porcins et volailles notamment) (Songer, 1996). Il peut aussi être l‟agent de mammites,

d‟hépatites nécrosantes… chez les animaux de rente essentiellement.

Clostridium perfringens produit de nombreux facteurs de virulence dont des toxines,

très importantes dans la pathogénie des infections clostridiennes. On distingue au sein de cette

espèce cinq toxinotypes (A à E, caractérisé par une association de toxines qui lui est propre)

en fonction de la production de quatre toxines majeures : α, β, ε, ζ, de sept toxines

mineures : θ, κ, λ, μ, ν, sialidase et d‟une entérotoxine A (appelée Clostridium perfringens

enterotoxin ou CPE). Les cinq toxinotypes possèdent le gène codant pour l‟entérotoxine A

(gène cpe) et peuvent donc produire la toxine associée, mais ce sont les souches du type A

qui l‟expriment le plus souvent. Chaque toxine possède une activité différente et à chaque

toxinotype correspond une maladie spécifique (Songer, 1996). La figure 2 montre quelles sont

les toxines associées à chaque toxinotype de Clostridium perfringens. Certaines toxines (α,

β, ε et ζ), surtout chez les animaux de rente, peuvent traverser la barrière intestinale et être à

l‟origine d‟une maladie systémique (entérotoxémie) pouvant entraîner une mort brutale. Les

souches entérotoxinogènes uniquement productrices de l‟entérotoxine A n‟ont en revanche

42

qu‟une action locale sur l‟épithélium intestinal (Twedt, 1997). Ce sont ces souches qui sont

responsables d‟intoxication alimentaire chez l‟homme, mais aussi de diarrhées sporadiques ou

de diarrhées associées à l‟administration d‟antibiotiques. Chez le chien et le chat, Clostridium

perfringens entérotoxinogène a été associé à des diarrhées aiguës nosocomiales (Kruth et al.,

1989), des entérites hémorragiques nécrosantes (Kruth et al., 1989 ; Sasaki et al. 1999) et des

diarrhées chroniques du gros intestin (Weese et al. 2001). En revanche, les entérotoxémies

sont plutôt rares chez les carnivores domestiques (Sasaki et al.1999).

Ce sont les souches du type A que l‟on retrouve le plus fréquemment dans le tractus

intestinal des animaux à sang chaud ainsi que dans l‟environnement (Songer, 1996). Chez le

chien, c‟est également le type rencontré dans la quasi-totalité des infections digestives (Marks

and Kather, 2006). Les entérotoxicoses à Clostridium perfringens sont plus fréquentes chez le

chien et surviennent occasionnellement chez le chat (Leib, 2008, a).

Toxinotype Toxines majeures

Entérotoxine A

α β ε ζ

A + - - - +/-

B + + - + +/-

C + + - - +/-

D + - - + +/-

E + - + - +/-

Figure 2 : Les différents toxinotypes de Clostridium perfringens (Marks and Kather,

2006)

ii. Pathogénie (Twedt, 1997 ; Songer, 1996 ; Marks and Kather, 2006)

Nous étudierons ici le mécanisme pathogénique d‟une infection clostridienne par une

souche entérotoxinogène, donc productrice de l‟entérotoxine A (ou CPE). Ce sont ces souches

qui sont la plupart du temps impliquées dans les infections digestives clostridiennes chez les

carnivores domestiques. Il semblerait également que l‟entérotoxine A soit le principal facteur

de virulence associé à l‟apparition de la diarrhée (Willard and Marks, 2006). Malgré les

nombreuses études réalisées sur ce dernier, le mécanisme d‟apparition de la diarrhée associée

aux souches entérotoxinogènes de Clostridium perfringens n‟est pas encore totalement

élucidé. De plus c‟est un germe commensal et il est isolé des selles de chiens sains (Songer,

1996), ce qui complique davantage la compréhension du pouvoir pathogène.

Tout d‟abord, il semblerait que certaines conditions doivent être réunies pour que la

maladie apparaisse. Celle-ci surviendrait secondairement (Weese, 2001 ; Sasaki , 1999 ;

Willard and Marks, 2006), après une rupture d‟équilibre de la flore commensale intestinale,

c‟est-à-dire, soit après une antibiothérapie, soit un changement de régime alimentaire trop

brutal, soit une maladie intestinale intercurrente… prédisposant à une prolifération et une

sporulation massive des clostridies commensales entérotoxinogènes. Cette sporulation

massive autorise ainsi la libération d‟une quantité importante d‟entérotoxine A. En effet, la

toxine est libérée pendant la sporulation, lors de la lyse de la cellule mère végétative. C‟est un

43

polypeptide de 35 kDa ayant une action locale sur la muqueuse digestive, surtout jéjuno-

iléale. Une fois libérée dans la lumière intestinale, la toxine se lie aux protéines des jonctions

serrées des entérocytes, formant un complexe protéique de 90 kDa, qui s‟insère ensuite au

sein de leur membrane plasmique. Ce complexe protéique interagit à son tour avec d‟autres

protéines membranaires, formant d‟autres complexes plus importants (un de 155 kDa et un

autre de 200 kDa incluant l‟occludine des jonctions serrées). La toxine ne rentre jamais dans

le cytoplasme cellulaire mais sa présence au sein de la membrane plasmique entérocytaire

entraîne l‟altération de la structure et de la fonction des jonctions serrées. Ceci a pour

conséquence une augmentation de la perméabilité cellulaire par formation de pores

membranaires. S‟ensuit alors une fuite des ions intracellulaires (Na+ et Cl

-), des acides aminés

et des nucléotides vers la lumière intestinale. Au fur et à mesure que les pores s‟élargissent,

on observe une perte de protéines de plus gros poids moléculaire et une inhibition de la

synthèse macromoléculaire. Cette atteinte directe de la muqueuse intestinale provoque une

hypersécrétion de fluide, de sodium et de chlore dans la lumière intestinale, une inhibition de

la capture du glucose, une destruction des entérocytes et un ralentissement du péristaltisme.

Une diarrhée sécrétoire profuse survient très rapidement.

Le stimulus de départ provoquant la sporulation des formes végétatives n‟est pas

connu. La bactérie a tendance à coloniser très rapidement l‟intestin grêle distal et la partie

antérieure du côlon. Dans un modèle expérimental chez le lapin, l‟entérotoxine exerce son

pouvoir cytotoxique de manière plus importante sur l‟iléon avec peu ou pas d‟effets sur le

côlon. On ne sait pas si ce même phénomène survient chez le chien ou le chat. Des recherches

approfondies sur le mécanisme d‟action de l‟entérotoxine dans ces espèces sont nécessaires

sachant que l‟on rapporte le plus souvent une atteinte du côlon lors de diarrhée associée à

Clostridium perfringens.

Plusieurs auteurs (Marks et al., 2002 ; Weese et al., 2001 ; Kruth et al., 1989) se sont

penchés sur la relation entre la diarrhée et la présence de l‟entérotoxine A dans les selles.

Leurs études ont révélé une forte association entre l‟immunodétection de l‟entérotoxine dans

les selles par la méthode ELISA avec la présence de la diarrhée. L‟entérotoxine a été isolée

dans les selles de 34,4%, 28% et 41% de chiens souffrant de diarrhée. Ces études mettent en

avant le rôle possible de Clostridium perfringens entérotoxinogène dans le développement de

la diarrhée et l‟utilisation de tests immunologiques pour diagnostiquer une clostridiose

digestive. Cependant l‟entérotoxine est retrouvée aussi dans les selles de chiens sains. Ceci

peut s‟expliquer soit par des faux positifs, soit par la présence effective de l‟entérotoxine dans

les selles mais à des niveaux trop bas pour engendrer des signes cliniques. En effet le test

ELISA ne quantifie pas la toxine et Clostridium perfringens est un hôte commensal du côlon

pouvant sporuler et donc libérer de petites quantités de toxines.

D‟autres toxines clostridiennes peuvent intervenir dans le mécanisme pathogénique

d‟apparition de la diarrhée mais leur mode d‟action est encore moins bien connu que celui de

l‟entérotoxine A. La toxine alpha est une toxine hémolytique, létale et nécrosante. Elle

possède une activité de phospholipase et de sphingomyélinase. Elle a été associée à des

gastroentérites hémorragiques chez le chien (Songer, 1996). Une mort brutale est souvent

observée lors de nécrose importante de la muqueuse digestive. Une seule étude (Thiede, 2001)

44

rapporte une infection à Clostridium perfringens dans laquelle la toxine β2 était impliquée.

Vingt quatre échantillons (selles et contenu intestinal) provenant de chiens atteints de diarrhée

ont été évalués : 32% ont un résultat de PCR positif pour la recherche du gène codant pour la

toxine β2 (cpb2) et 16% sont positifs à la fois pour le gène de la toxine β2 et le gène de

l‟entérotoxine A (cpe). C‟est pourquoi l‟isolement de souches non entérotoxinogènes (non

productrices de CPE) à partir d‟échantillons de selles diarrhéiques n‟exclut pas leur

implication dans la maladie. La toxine β2 pourrait donc jouer un rôle dans le développement

de la diarrhée mais il n‟est pas encore connu.

iii. Signes cliniques (Marks and Kather, 2006)

Clostridium perfringens est caractérisé comme étant un germe pathogène du gros

intestin avec des signes typiques de diarrhée du gros intestin : ténesme, présence de mucus et

de sang non digéré dans les selles, augmentation de la fréquence de défécation… Des

vomissements, une perte de poids ou une douleur abdominale peuvent être observés moins

fréquemment.

Il existe également des atteintes de l‟intestin grêle seul (diarrhée très aqueuse et en

quantité très importante) ou des atteintes diffuses. Les diarrhées peuvent être chroniques ou

aiguës. Lors de diarrhées chroniques les symptômes peuvent durer de plusieurs semaines à

plusieurs mois (Twedt, 1997). La diarrhée est alors observée par intermittence. Dans les cas

aigus, les symptômes durent en moyenne trois à cinq jours. Ils peuvent se résoudre d‟eux-

mêmes ou nécessiter une antibiothérapie. Une évolution vers la chronicité peut aussi avoir

lieu.

Les diarrhées aiguës nosocomiales surviennent lors d‟une hospitalisation de l‟animal

ou après avoir séjourné dans un chenil. Les diarrhées à Clostridium perfringens doivent aussi

être envisagées lors de diarrhée hémorragique sévère.

b) Clostridium difficile

i. Etiologie et épidémiologie

Clostridium difficile est un bacille Gram positif, sporulé, anaérobie strict. Il était

auparavant nommé « Bacillus difficile » car c‟était un germe difficile à cultiver. Il est reconnu

comme étant l‟agent étiologique des colites pseudomembraneuses de l‟homme survenant suite

à une antibiothérapie (clindamycine, pénicillines et céphalosporines principalement) mais

aussi comme cause fréquente de diarrhée nosocomiale chez les patients humains hospitalisés

(Marks and Kather, 2006). Clostridium difficile est aussi responsable de maladies gastro-

intestinales chez de nombreuses espèces animales (chevaux, porcs, animaux de

laboratoire,…). La transmission de la bactérie se fait par voie oro-fécale, les spores étant très

résistantes dans le milieu extérieur. Elles résistent aussi à la plupart des désinfectants usuels

ce qui explique la forte prévalence de la bactérie en milieu hospitalier. La bactérie a été isolée

de nombreuses sources telles que les sols, les milieux hospitaliers (humains et vétérinaires),

les selles de patients humains non diarrhéiques, les chevaux, chiens, chats, oiseaux

domestiques… (Songer, 1996). De nombreux réservoirs de Clostridium difficile existent donc,

45

qu‟ils soient endogènes (portage asymptomatique de la bactérie) ou exogènes

(environnement).

Clostridium difficile possède de nombreuses propriétés communes avec Clostridium

perfringens et, comme ce dernier, peut faire partie de la flore endogène microbienne

intestinale du chien et du chat.

C‟est un germe entéropathogène très bien caractérisé chez l‟homme et les chevaux,

chez lesquels les infections surviennent suite à une altération de la microflore endogène suivie

d‟une colonisation et multiplication massive de souches toxinogènes. Le rôle entéropathogène

de Clostridium difficile n‟est pourtant pas encore très bien défini chez les carnivores

domestiques (Marks and Kather, 2006). Il peut être cultivé à partir de selles de chiens et chats

sains mais aussi de selles de chiens et chats diarrhéiques. Il intervient également, comme

Clostridium perfringens, dans les diarrhées nosocomiales (Leib, 2008, b ; Clooten et al.,

2008). C‟est un germe que l‟on rencontre fréquemment dans l‟environnement hospitalier

vétérinaire et dans les selles des animaux hospitalisés (Riley et al., 1991 ; Struble et al.,

1994 ; Madewell et al., 1999). Contrairement à l‟homme où l‟antibiothérapie en milieu

hospitalier est associée à l‟apparition d‟une diarrhée à Clostridium difficile, le phénomène

n‟est pas prouvé chez le chien et le chat. L‟antibiothérapie ou tout traitement

immunosuppresseur ne semblent pas être des facteurs de risques intervenant dans l‟apparition

d‟une diarrhée associée à Clostridium difficile ou sur le portage fécal de souches toxinogènes

pour certains auteurs (Struble et al., 1994, Marks et al., 2002 ; Weese et al., 2001).

Les souches toxinogènes peuvent produire jusqu‟à cinq toxines mais seules deux

d‟entres elles (la toxine A, entérotoxine et la toxine B, cytotoxine) ont été entièrement

caractérisées. Ce sont également ces deux toxines qui sont associées à la clinique d‟une

infection clostridienne. Les souches de Clostridium difficile ont été classées en souches

toxinogènes et non toxinogènes sur la base de la production de ces deux toxines. On a

toujours pensé que les souches toxinogènes produisaient simultanément les deux toxines.

Cependant, quelques études ont rapporté des cas humains atteints par des souches variantes ne

produisant qu‟une seule toxine (Marks and Kather, 2003). Aucune de ces souches variantes

n‟ont été isolées chez le chien (Marks and Kather, 2006).

ii. Pathogénie (Marks and Kather, 2006)

Les toxines A et B sont les deux principaux facteurs de virulence impliqués dans la

pathogénie des diarrhées associées à Clostridium difficile. La toxine A est une entérotoxine et

la toxine B, une cytotoxine. Plusieurs études ont rapporté une association significative entre la

présence de la diarrhée chez le chien et la détection par la méthode ELISA des toxines A et B

(Weese et al., 2001 ; Marks et al., 2002).

Les gènes codant pour les toxines ont été entièrement séquencés et ne sont retrouvés

que chez les souches toxinogènes. Le mécanisme d‟action de ces deux toxines passe par

l‟inactivation de la protéine Rho par glycosylation provoquant ainsi la dépolymérisation des

filaments d‟actine, la désorganisation du cytosquelette, une vacuolisation cellulaire et enfin la

46

mort cellulaire. La diarrhée associée à l‟action des deux toxines de Clostridium difficile est

une diarrhée par mécanisme d‟hypersécrétion.

Les deux toxines agissent en synergie. Ce n‟est qu‟une fois que la toxine A a agi en

provoquant des lésions de la muqueuse intestinale que la toxine B peut exercer son action

cytotoxique. Expérimentalement, la toxine A introduite directement dans l‟intestin grêle de

lapin, hamster ou de souris, induit une nécrose de la muqueuse intestinale ainsi qu‟une

hypersécrétion hémorragique. La toxine B a en revanche une action cytotoxique sur les

cellules in vitro. Les effets de ces deux toxines sont doses et espèces dépendantes. Certaines

espèces animales sont plus sensibles à leurs effets cytopathiques. Aucune étude n‟a encore

évalué la sensibilité de l‟épithélium intestinal des carnivores domestiques vis-à-vis de ces

deux toxines.

Une troisième toxine a été caractérisée dans les infections digestives clostridiennes de

l‟homme et du cheval : l‟ADP-Ribosyltransférase CDT. C‟est une toxine binaire composée de

deux parties protéiques indépendantes (CDTa ET CDTb). Elle catalyse, via sa partie

enzymatique (CDTb), l‟ADP-ribosylation de l‟actine monomérique provoquant une altération

du cytosquelette. Cependant son rôle exact dans les diarrhées équine et humaine n‟est pas

encore totalement compris. Les souches de Clostridium difficile productrices de la toxine

CDT n‟ont jamais été isolées chez le chien et le chat.

iii. Signes cliniques

Chez le chien, les symptômes peuvent être très variés. Ils vont d‟un portage

asymptomatique à un syndrome digestif hémorragique aigu. Comme pour Clostridium

perfringens il n‟y a pas de localisation anatomique précise de la diarrhée. Celle-ci peut aussi

bien être du gros intestin, que de l‟intestin grêle ou mixte.

Chez le chat, une infection digestive clostridienne peut se manifester par un épisode

aigu d‟anorexie, d‟abattement et par une diarrhée aqueuse avec du mucus. Une étude a

rapporté ces signes chez deux cas suspects de diarrhée à Clostridium difficile (Weese et al.,

2001). L‟autre chat présentait de la fièvre, des vomissements et une douleur abdominale.


a) Etiologie et épidémiologie

Les Campylobacter sont des bacilles Gram négatifs, de forme incurvée ou spiralée. Ils

sont très mobiles grâce à un flagelle polaire. Ce sont des bactéries microaérophiles ou

microaérobies car leur culture s‟obtient dans une atmosphère à pression partielle en oxygène

réduite (mélanges gazeux de Kiggins et Plastridge : 5% O2, 8 à 10 % CO2, 85%N2 ou de

Skirrow et Benjamin : 1/3 d‟air et 2/3 d‟un mélange de CO2). Leur isolement nécessite des

milieux complexes adaptés à leurs exigences nutritives (Acke et al., 2008). On distingue

classiquement deux groupes d‟espèces de campylobactéries :

- les espèces catalases positives : Campylobacter coli et Campylobacter

jejuni

47

- les espèces catalases négatives ou faiblement positives : Campylobacter

upsaliensis et helveticus

Les campylobactéries sont des bactéries commensales du tractus gastro-intestinal des

mammifères et des oiseaux (Joens, 2004 ; Ettinger and Feldman, 2005). Campylobacter jejuni

et coli est présent en grand nombre dans le tractus intestinal des animaux de compagnie et des

animaux de production (107UFC/g de contenu intestinal) (Joens, 2004). La majorité des

espèces sont capables de survivre dans l‟environnement (eau, aliments crus).

Toutes les espèces de Campylobacter peuvent être responsables d‟infection, soit chez

l‟homme, soit chez l‟animal, ou très souvent à la fois chez l‟homme et l‟animal.

Campylobacter jejuni est une cause fréquente de toxi-infection alimentaire chez l‟homme qui

se contracte principalement par ingestion de viande crue ou mal cuite (surtout la viande de

volaille), le germe étant transmis par contamination aux aliments par contaminations croisées

dans les cuisines et ateliers de préparation. Quatre-vingt quinze pour cents des infections

humaines sont dues à Campylobacter jejuni (Joens, 2004). La transmission de Campylobacter

s‟effectue par voie oro-fécale par des aliments, de l‟eau ou du lait cru contaminé ou par

contact direct avec des matières fécales d‟hommes ou d‟animaux infectés.

Chez le chien et le chat les espèces de Campylobacter qui ont un intérêt en médecine

vétérinaire sont surtout Campylobacter jejuni et Campylobacter upsaliensis et dans une

moindre mesure Campylobacter coli.

Les chiens et les chats peuvent héberger ces bactéries dans leur tractus digestif sans

manifester aucun signe de maladie digestive, puisque ces bactéries peuvent être isolées des

selles d‟individus cliniquement sains comme nous l‟avons vu dans la partie B. Le véritable

rôle pathogène de ces bactéries est donc encore controversé et le diagnostic difficile, d‟autant

plus qu‟une campylobactériose clinique chez l‟animal domestique est rare.

b) Pathogénie

Campylobacter est un agent entéro-invasif capable d‟adhérer et de pénétrer au sein des

cellules de la muqueuse intestinale (Guilford and Strombeck, 1996 ; Greene et al., 1996,b).

Campylobacter jejuni colonise le jéjunum, l‟iléon, le caecum et le côlon mais les

lésions histopathologiques sont essentiellement observées dans le gros intestin (Guilford and

Strombeck, 1996).

Campylobacter jejuni peut être à l‟origine d‟une diarrhée sécrétoire par la production

d‟une entérotoxine après l‟adhésion à la surface de la muqueuse intestinale. Celle-ci serait

similaire aux toxines cholérique et thermolabile d‟Escherichia coli. Le mécanisme est

dépendant de l‟AMP cyclique. La toxine activerait l‟adénylate cyclase des entérocytes à

l‟origine de la production d‟AMP cyclique. Ceci a pour effet d‟inhiber (par des mécanismes

de phosphorylation de protéines membranaires) l‟absorption de sodium et de chlore et

d‟augmenter l‟excrétion de potassium et de chlore dans la lumière intestinale, provoquant une

diarrhée par hypersécrétion (Guilford and Strombeck, 1996). Certaines souches de

Campylobacter jejuni seraient aussi capables de produire une cytotoxine appelée : « cytolethal

48

distending toxin », mais son rôle dans le mécanisme pathogénique des infections intestinales

est encore inconnu. In vitro, cette cytotoxine provoque une distension des cellules et bloque le

cycle cellulaire en métaphase I (Fox, 2006).

La diarrhée peut aussi être d‟origine inflammatoire lorsque la bactérie exprime son

caractère invasif, ce qui dépend de la souche bactérienne impliquée. L‟adhésion aux

entérocytes se fait par l‟intermédiaire de facteurs d‟attachement (fibronectine, lipoprotéine,

adhésines…). L‟adhésion va permettre l‟invasion des entérocytes par un mécanisme

d‟endocytose. La bactérie se retrouve alors dans la lamina propria et dans la sous-muqueuse

de l‟épithélium intestinal, au contact des cellules inflammatoires. L‟inflammation engendrée

mène à l‟altération de la muqueuse intestinale (atrophie des villosités intestinales, destructions

cellulaires…). Cette dernière devient alors incapable de résorber les fluides créant ainsi une

accumulation passive de fluides au sein de la lumière intestinale. Si l‟infection progresse, on

observe une rupture de la barrière intestinale avec une perte totale de la perméabilité

autorisant une perte importante de fluides interstitiels, de protéines et de sang. Campylobacter

jejuni peut survivre dans les cellules mononucléées de la lamina propria et de la sous-

muqueuse de l‟épithélium intestinal. Sa survie va déterminer la sévérité de la maladie, la

durée des signes cliniques et les phénomènes de rechutes observés (Joens, 2004).

Le mécanisme pathogénique d‟une infection digestive à Campylobacter upsaliensis est

encore moins bien connu que celui de Campylobacter jejuni. La bactérie pénétrerait dans la

couche de mucus et adhèrerait par la suite aux entérocytes. Elle produit également une toxine

cytolytique ayant pour cible les entérocytes et les lymphocytes T. La toxine déclencherait

l‟apoptose des cellules épithéliales probablement par arrêt du cycle cellulaire (Joens, 2004).

Toutefois, les facteurs de virulence que sont les entérotoxines ou cytotoxines, ne sont

pas recherchés lors du diagnostic d‟une diarrhée à Campylobacter chez le chien et le chat.

Au niveau histologique (Marks and Kather, 2006), lors d‟une infection par

Campylobacter, on peut observer une congestion, un épaississement et un œdème de la

muqueuse du gros intestin chez des chiots infectés naturellement et expérimentalement. Une

atrophie des entérocytes, de la bordure en brosse et une diminution du nombre de cellules

caliciformes sont observées. L‟hyperplasie des cellules glandulaires de l‟épithélium intestinal

est à l‟origine de son épaississement. Chez des chiens adultes inoculés avec une souche de

Campylobacter jejuni, on observe un effondrement des villosités intestinales, une infiltration

de la lamina propria par des cellules inflammatoires et une hyperplasie des plaques de Peyer.

Chez des chiens adultes infectés naturellement il y a une hyperplasie de la muqueuse colique

caractérisée par une hyperplasie des entérocytes qui sont immatures, hyperchromatiques et

avec un index mitotique élevé. On observe également une atteinte des cryptes intestinales qui

sont profondes et irrégulières.

49

c) Signes cliniques

Les chiots et chatons (de moins de six mois) sont les plus sensibles à une infection à

Campylobacter et sont les plus susceptibles de développer une campylobactériose clinique.

Ceci peut s‟expliquer par l‟état naïf de leur système immunitaire vis-à-vis de la bactérie et

donc de l‟absence d‟anticorps (Fox, 2006). Chez les animaux adultes, Campylobacter agirait

en tant que bactérie pathogène opportuniste, provoquant une maladie digestive suite à une

baisse des défenses immunitaires de l‟hôte. Le stress (d‟une hospitalisation, d‟une chirurgie

ou encore environnemental), des affections digestives intercurrentes dues à d‟autres

organismes entéropathogènes tels que les parvovirus, Giardia ou Salmonella sont des facteurs

de risques pour le développement d‟une campylobactériose clinique (Guilford and Strombeck,

1996, a). La plupart des chiens et chats restent des porteurs asymptomatiques.

Ce sont les espèces Campylobacter jejuni et upsaliensis qui sont associées en routine

à la diarrhée, lorsqu‟elle se manifeste. Campylobacter helveticus est le plus souvent

responsable d‟infections asymptomatiques chez le chat.

La sévérité de la clinique dépend d‟une exposition préalable ou non à la bactérie (et le

développement d‟anticorps protecteurs), de l‟âge de l‟animal atteint, du nombre et de la

virulence des microorganismes ingérés et de la présence concomitante d‟autres organismes

entéropathogènes (Greene et al., 2008, a). La période d‟incubation peut aller de trois à sept

jours (Guilford and Strombeck, 1996, a). Les diarrhées à Campylobacter sont en général des

diarrhées du gros intestin. Chez le chien, les symptômes peuvent aller d‟une diarrhée bénigne

transitoire à une diarrhée sévère profuse aqueuse ou muco-hémorragique associée à du

ténesme, en passant par des vomissements, une anorexie et un abattement marqué. Chez le

chat, la présence de symptômes est souvent associée à la présence d‟autres entéropathogènes

tels que Giardia, Salmonella, Toxocara, Isospora... (Fox, 2006). Les diarrhées sont très

souvent de nature mucoïde et hémorragique. Dans les deux espèces, la fièvre est

généralement absente (Guilford and Strombeck, 1996, a). L‟épisode diarrhéique est la plupart

du temps aigu et dure 5 à 15 jours. Dans de rares cas on peut observer une diarrhée chronique

intermittente durant de plusieurs semaines à plusieurs mois (Fox, 2006).

d) Potentiel zoonotique

Le potentiel zoonotique est élevé pour les campylobactéries. On estime que 5 à 11%

des diarrhées humaines résultent d‟une infection à Campylobacter jejuni. Près de 5% des cas

sont la conséquence d‟une exposition à des chiens ou chats infectés par Campylobacter spp.

(Guilford and Strombeck, 1996, a). L‟homme est plus sensible que les chiens ou les chats à

une infection par des campylobactéries et présente des diarrhées plus sévères. En raison de ce

risque, une antibiothérapie chez les animaux domestiques présentant une campylobactériose

digestive et se trouvant dans l‟entourage de personnes à risque est recommandée. Les

propriétaires d‟animaux domestiques doivent être conscients des risques de transmission du

chien ou du chat vers les membres de la famille et respecter des mesures d‟hygiène en

conséquence. Les animaux atteints de diarrhée ne doivent pas être en contact avec des enfants

jusqu‟à ce que l‟épisode diarrhéique soit résolu.

50

3. Salmonella spp.


Les Salmonella sont des bacilles à Gram négatifs, anaérobies facultatives, appartenant

à la famille des Enterobacteriaceae et sont presque toujours mobiles, grâce à un flagelle

péritriche. Elles sont très faciles à cultiver. Le genre comporte deux espèces, dont la

principale, Salmonella enterica, est divisée en sept sous-espèces. Les sérovars de Salmonella

enterica subsp. enterica regroupent 99% des salmonelles isolées en pratique médicale

vétérinaire (Leib and Steiner, 2008, b). Il en existe plus de 2400. Ils sont identifiés par l‟étude

des antigènes somatiques (O), flagellaires (H) et d‟enveloppe (Ki). Les antigènes permettent

d‟établir la formule antigénique de chaque souche de Salmonella et de définir le type

sérologique. Tous les types sérologiques actuellement connus sont identifiés grâce à la

classification de Kauffmann-White-Le Minor qui comporte les formules antigéniques des

souches de salmonelles avec les noms correspondants.

De nombreux sérovars ont été isolés à partir des selles des chiens et chats

domestiques. Les variations nationales et régionales des fréquences de sérovars reflètent les

différences entre les régimes alimentaires des animaux et les environnements des animaux qui

sont des sources de bactéries (Carter and Quinn, 2000). Il n‟y a pas de sérovars adaptés de

manière spécifique au chien et au chat domestiques. Les sérovars les plus isolés chez ces

derniers sont Salmonella Typhimurium et Enteritidis (Greene, 2006 ; Carter and Quinn, 2000 ;

Willard and Marks, 2006 ; Greene et al., 2008, a). Les autres sérovars de salmonelles

couramment rencontrés sont : Newport, Kentucky, Heidelberg, Javiana, Infantis

(Seepersadsingh et al., 2004 ; Finley et al., 2007 ; Lefebvre et al., 2007 ; Morley et al., 2006 ;

Stiver et al., 2003).

Les sources d‟infections sont nombreuses pour le chien et le chat domestique (Greene,

2006). Les sources de salmonelles sont répertoriées sur la figure 3. La transmission se fait par

la voie féco-orale.

La nourriture représente une source importante de salmonelles, surtout pour les

animaux nourris à base d‟aliments crus ou ceux nourris avec une ration ménagère (Lefebvre et

al., 2007 ; Finley et al., 2007 ; Leonard et al., 2010). Les salmonelles sont isolées de 80% des

produits à base de viande de poulet crue destinées à l‟alimentation animale (Joffe and

Schlesinger, 2002). Les chiens et les chats domestiques peuvent aussi s‟infecter par l‟eau de

boisson contaminée. Les chiens ou chats porteurs asymptomatiques sont aussi une source

importante de contamination environnementale par leurs selles. Les chiens peuvent s‟infecter

lors de promenades ou sorties quotidiennes par exemple. Les objets ou surfaces peuvent être

aussi le relais d‟une infection. Dans un milieu hospitalier vétérinaire on peut citer : les

récipients dans lesquels le repas est administré, les cages, le matériel médical….Tous ces

éléments peuvent disséminer les germes. Enfin les chiens ou chats qui ont un accès libre au

milieu extérieur sont très exposés de par leur comportement de chasse (oiseaux,

rongeurs…infectés) et occasionnel de coprophagie.

51

Figure 3 : Sources de salmonelles et facteurs prédisposant à une salmonellose clinique

(d’après Quarter and Quinn, 2000)

Chien

Chat

Sources de salmonelles pour les chiens et chats

domestiques

Comportement

Alimentaire

o Abats

o Carcasses d’animaux sauvages

o Déchets/restes alimentaires

o Denrées crues/os

Chasse

o Rongeurs, oiseaux sauvages,

reptiles

Selles/matières contaminées par les

selles de porteurs asymptomatiques

Animaux de rente

Chiens/chats

Homme

Animaux sauvages

Animal porteur

Excréteur subclinique

Salmonellose

clinique

Facteurs prédisposant

Antibiothérapie

Cortico-chimiothérapie

Hospitalisation/infections

nosocomiales

Chirurgie majeure

Anesthésie prolongée

Facteurs tenant à l’hôte

Statut immunitaire

Stress

Maladies

intercurrentes

(infestation

parasitaire…)

Âge

Malnutrition

Facteurs dépendant de la

bactérie

Taille de l’inoculum

Sérotype/souche

Capacité de colonisation

du tube digestif

52

b) Pathogénie (Greene, 2006 ; Libby et al., 2004 ; Carter and Quinn, 2000 ;

Marks and Kather, 2003)

Nous n‟allons aborder que le mécanisme pathogénique d‟une infection digestive par

Salmonella. Nous ne parlerons pas des salmonelloses systémiques.

Un grand nombre de bactéries sont nécessaire pour qu‟il y ait colonisation du tractus

gastro-intestinal, qu‟il y ait ou non des signes cliniques digestifs. Plus de 106 organismes sont

nécessaires pour la colonisation de la muqueuse intestinale du chat (Tauni and Österlund,

2000). En effet, une grande partie des bactéries sont détruites par le faible pH stomacal. Ce

n‟est que lorsque les salmonelles ont résisté à la barrière stomacale en nombre suffisant

qu‟elles peuvent infecter leur hôte et coloniser la muqueuse iléale. La virulence des souches

de salmonelles dépend de leur capacité à adhérer à la muqueuse, à l‟envahir et à s‟y

multiplier. Dans la sphère intestinale, des moyens de défenses non spécifiques tenant à l‟hôte

empêchent également la colonisation par les bactéries : la couche de mucus (contenant des

facteurs immunitaires humoraux et cellulaires), les lysozymes, les acides biliaires, la

lactoferrine, le péristaltisme et la flore commensale résidente. Dans le gros intestin, la flore

résidente très complexe est un obstacle majeur à la colonisation. La plus grande sensibilité

des jeunes animaux à une infection salmonellique peut s‟expliquer en partie par une flore

commensale qui n‟est pas encore stable et achevée. Tout ce qui altère un ou plusieurs des

mécanismes de défenses (diminution de l‟acidité gastrique, altération de la flore endogène

bactérienne…) cités ci-dessus favorise la colonisation et le développement d‟une

salmonellose clinique. Tout ceci explique que les salmonelloses cliniques soient rares

comparées à la fréquence d‟isolement des salmonelles chez les animaux domestiques.

Les salmonelles adhèrent préférentiellement au sommet des villosités intestinales. La

première étape consiste en l‟adhésion, l‟invasion et l‟internalisation de la bactérie au sein des

entérocytes ou des cellules M des plaques de Peyer, comme l‟illustre la figure 5. Les

salmonelles possèdent des adhésines permettant leur adhésion aux cellules cibles. Puis, des

protéines spécifiques codées par des gènes dits « invasifs » sont introduites dans les cellules

cibles et permettent l‟envahissement cellulaire. Ces protéines déclenchent un signal

intracellulaire à l‟origine de l‟internalisation de la bactérie au sein des cellules. Elles activent

par une voie de transduction du signal, des changements profonds du cytosquelette permettant

la macropinocytose de la bactérie par la formation de protrusions membranaires. Une fois que

la bactérie se retrouve dans la cellule cible, il se produit une phosphorylation des canaux

d‟ions chlorures et des protéines membranaires impliquées dans l‟absorption de chlorure et de

sodium. Une diarrhée apparaît et les entérocytes sont détruits par l‟invasion bactérienne. La

destruction de l‟épithélium intestinal (destruction des microvillosités, érosion et

raccourcissement des villosités, perte de l‟intégrité épithéliale…) permet aux bactéries

d‟accéder aux tissus sous-muqueux, stimulant ainsi une forte inflammation. Cette dernière est

caractérisée par une migration importante de polynucléaires neutrophiles depuis les vaisseaux

jusqu‟à la lamina propria et la lumière intestinale et par l‟accumulation de macrophages. Des

cytokines pro-inflammatoires sont également produites au fur et à mesure que les salmonelles

détruisent les macrophages de la lamina propria, entretenant l‟inflammation. Selon le statut

53

immunitaire de l‟hôte et la virulence de la souche de salmonelle, l‟infection peut soit se

limiter à la sphère digestive et se manifester par une diarrhée secondaire à l‟inflammation, soit

traverser la barrière intestinale et devenir systémique (bactériémie et endotoxémie). La plupart

des salmonelles peuvent survivre et se multiplier dans les macrophages au sein desquels ils

sont transportés vers d‟autres organes menant à des colonisations extra-intestinales. Dans

cette localisation intra-macrophagique, elles sont résistantes aux antibiotiques. Ce phénomène

explique le phénomène de portage qui peut s‟installer après un épisode aigu d‟entérite

salmonellique. Le portage fécal de Salmonella spp. après une infection peut se poursuivre sur

une durée de 6 semaines, et peut durer jusqu‟à 14 semaines chez le chat en raison de sa

persistance dans les nœuds lymphatiques (Wall et al., 1995 ; Marks and Kather, 2003).

L‟excrétion fécale est continue la première semaine puis devient intermittente.

Ci-dessous, sont résumées les étapes du développement d‟une diarrhée inflammatoire

causée par Salmonella Typhimurium.

Figure 4 : Etapes du développement d’une diarrhée inflammatoire à Salmonella

Typhimurium (d’après Libby et al., 2004)

Invasion des entérocytes et

des cellules M

Accumulation de

neutrophiles dans lamina

propria et augmentation de

la perméabilité vasculaire

(œdème)

Effondrement des

villosités, perte de

l’intégrité épithéliale et

accumulation de fluides

Exsudat neutrophilique

dans la lumière intestinale

Formation d’une pseudo-

membrane sur l’épithélium

endommagé et diarrhée

15 min post

infection

1 h post

infection

3 h post

infection

8 h post

infection

12-48 h

post infection

54

Figure 5 : Représentation schématique des différentes étapes de la genèse d’une entérite

salmonellique.

(1) Intéractions avec les entérocytes et libération de protéines Sop dans le cytoplasme ; (2) les

protéines Sip et SopE induisent la formation de protrusions membranaires permettant

l‟invasion par les salmonelles; (3) les salmonelles sont à l‟intérieur de vésicules

intracytoplasmiques ; (4) la protéine SopB entraîne une accumulation d‟inositol phosphate

intracellulaire antagonisant la fermeture des canaux chlorures. Le transport des électrolytes est

affecté et une sécrétion de fluides apparaît ; (5) les entérocytes infectés sécrètent des

chémokines attirant des cellules inflammatoires vers le foyer d‟infection ; (6) intéraction des

salmonelles avec les cellules inflammatoires stimulant la libération de cytokines pro-

inflammatoires qui entretiennent l‟inflammation ; (7) stimulation de la migration des

granulocytes entre les entérocytes par les salmonelles ; (8) phagocytose des salmonelles par

les cellules inflammatoires ; (9) extrusion des entérocytes infectés avec effondrement des

villosités et diminution de l‟absorption de fluides ; (10) migration des cellules infectées et des

bactéries vers les vaisseaux lymphatiques. PEEC : pathogen-elicited epithelial

chemoattractant ; PGE2 : prostaglandine E2. (Barrow et al., 2010)

Certains auteurs suggèrent l‟existence d‟une entérotoxine thermostable, produite par

certaines souches de Salmonella, provoquant une hypersécrétion de fluides par la muqueuse

intestinale (Greene, 2006 ; Chah and Oboegbulem, 1999). La diarrhée provoquée par une

infection digestive à salmonelles serait ainsi régie par de multiples mécanismes.

Protrusions membranaires

Vaisseau

sanguin

Vaisseau

lymphatique

Membrane

basale

Entérocyte

Bordure en

brosse

55

c) Signes cliniques (Carter and Quinn, 2000 ; Greene, 2006)

Les salmonelloses cliniques sont rares chez le chien et le chat adultes. Les infections

subcliniques et asymptomatiques sont très fréquentes. La sensibilité à une infection et sa

sévérité dépendent de la virulence de la souche bactérienne, de la dose infectieuse et d‟un

certain nombre de facteurs de résistance de l‟hôte. Ces derniers peuvent être modulés par de

nombreuses variables :

- L‟âge de l‟hôte : les très jeunes et les animaux âgés sont les plus sensibles

- Le statut immunitaire

- Le stress causé par une hospitalisation, une opération chirurgicale, une

thérapie immunosuppressive (chimiothérapie, corticothérapie), une

antibiothérapie

- Le mode de vie : chenils, chatteries, refuges, cohabitation

- Maladies intercurrentes

Tous ces facteurs de risques favorisent le développement d‟une salmonellose clinique.

Dans une étude plusieurs chatons ont contracté une salmonellose systémique suite à une

vaccination par un vaccin vivant atténué contre le virus de la parvovirose féline (Foley et al.,

1999). Les auteurs suggèrent que le vaccin aurait favorisé l‟apparition de la salmonellose : les

vaccins vivants atténués peuvent en effet, dans certains cas, produire certains des symptômes

observés lors d‟une infection par le virus de la panleucopénie féline (neutropénie associée à

une immunosuppression modérée), facilitant par la suite la dissémination systémique des

salmonelles (Tham and Studdert, 1987).

Les salmonelloses cliniques peuvent se classer en différentes catégories : salmonellose

digestive, bactériémie et endotoxémie, salmonellose localisée à un ou plusieurs organes extra-

intestinaux, infection subclinique (portage asymptomatique). Nous allons nous intéresser

uniquement aux signes cliniques intéressant la sphère digestive. Les salmonelles sont

responsables d‟une entérocolite aiguë qui se développe dans les trois à cinq jours suivant

l‟exposition. Elle se manifeste par une diarrhée aqueuse ou mucoïde avec du sang non digéré

dans les cas les plus sévères. La diarrhée peut s‟accompagner de fièvre (40 à 41°C),

d‟anorexie, de vomissements, d‟abattement, de douleur abdominale et d‟une déshydratation

progressive. Les chats présentent souvent de l‟hypersalivation du fait des vomissements

persistants. L‟amaigrissement et la déshydratation deviennent très importants au bout de

quelques jours. Cependant, dans la plupart des cas, la salmonellose digestive est bénigne et

auto-limitante et se manifeste uniquement sous la forme d‟une légère diarrhée sans fièvre.

Moins de 10% des animaux infectés meurent lors de la phase aiguë de salmonellose (Greene,

2006). Les très jeunes et les très vieux animaux présentent les formes les plus sévères (Stiver

et al., 2003). La plupart des animaux guérissent complètement en 3 à 4 semaines mais le

portage fécal peut durer jusqu‟à 6 semaines après la guérison clinique. Un cas de portage

chronique d‟une salmonelle multi-résistante chez un chaton a été rapporté, après un épisode

aigu de 7 jours de maladie (diarrhée, vomissements, fièvre). Le portage fécal de la salmonelle

a duré 12 semaines consécutives (Wall et al., 1995). Les cas de diarrhée chronique ou

intermittente sont très rares (Greene, 2006).

56

Dans quelques rares cas les salmonelles peuvent se disséminer à l‟ensemble de

l‟organisme après la traversée de la barrière intestinale, provoquant une septicémie avec une

endotoxémie. Deux cas de salmonellose septicémique ont été rapportés chez deux chats ayant

été nourris avec de la viande de bœuf crue contaminée (Stiver et al., 2003).


La salmonellose est une zoonose d‟importance majeure. Tous les sérotypes de

salmonelles (exceptés Typhi et Paratyphi) peuvent infecter à la fois l‟homme et l‟animal. Tout

comme les animaux, les hommes peuvent développer des formes localisées ou généralisées de

salmonelloses. Bien que la majorité des infections soient bénignes avec une diarrhée

spontanément résolutive, des vomissements, une douleur abdominale et de la fièvre, des

formes cliniques plus sévères sont également fréquentes. Le premier réservoir de salmonelles

pour l‟homme est les denrées animales. La transmission se fait principalement par ingestion

de viande de volailles mal cuite, de produits laitiers, d‟ovo-produits… contaminés par les

selles d‟animaux ou lors de contamination croisée (préparation, manipulation des denrées

avant consommation). Cependant, les animaux domestiques sont aussi reconnus comme étant

une source d‟infection pour l‟homme. Les contacts directs avec les selles des animaux

infectés de manière asymptomatique représentent une importante source d‟exposition. Les

salmonelles peuvent aussi se retrouver sur les mains d‟un propriétaire après avoir manipulé

son animal domestique, sur des objets en contact avec l‟animal, dans sa nourriture s‟il y a une

mauvaise hygiène… Bien que les cas de transmission de souches de Salmonella du chien ou

du chat vers l‟homme soient rarement confirmés, ce mode de transmission zoonotique ne doit

pas être négligé dans les mesures de prévention.

Plusieurs cas de transmission de salmonelles à partir d‟animaux domestiques malades

ont été rapportés. Une étude rapporte quatre épidémies de salmonelloses humaines due à

Salmonella Typhimurium associées à la fréquentation de cliniques vétérinaires ou de refuges

pour animaux (Wright et al., 2005). La seule exposition commune entre tous les cas était soit

la clinique vétérinaire, soit le refuge. Les employés des cliniques vétérinaires et/ou les clients

dans chaque structure sont tombés malades après la survenue de la maladie chez l‟animal. Ces

structures peuvent ainsi servir de relais pour une transmission zoonotique de salmonelles de

l‟animal vers l‟homme mais aussi pour une transmission nosocomiale entre les animaux. En

2003, une épidémie de salmonellose humaine associée également à une clinique vétérinaire a

été rapportée (Cherry et al., 2004). Il s‟agissait de techniciens vétérinaires qui se sont occupés

des animaux malades et des propriétaires de ces animaux. Le même phénomène a été observé

en 1999 dans trois états américains (Idaho, Minnesota, Washington) (Center for Disease

Control and Prevention, 2001). Les contacts directs avec les animaux dans des cliniques

vétérinaires étaient la source de l‟infection.

La contamination de nourriture ou de surfaces par les selles peut survenir en raison d‟une

mauvaise hygiène dans les cliniques vétérinaires. Les personnes travaillant dans des chenils,

chatteries ou refuges sont également plus à risques d‟être infectés car elles sont plus exposées

aux selles des animaux. De plus, la fréquence d„isolement des salmonelles à partir des selles

est plus importante dans cette catégorie d‟animaux domestiques. Ceci augmente le risque de

transmission zoonotique aux employés des chenils ou chatteries, aux personnes y adoptant

57

leur animal domestique mais aussi le risque de transmission nosocomiale entre chiens ou entre

chats.

Les animaux nourris à base d‟os et d‟aliments crus sont également des catégories plus à risque

dans la transmission zoonotique de salmonelles. Les personnes manipulant ces aliments ou

étant en contact avec les selles des animaux nourris avec un tel régime sont les plus exposées

(Finley et al., 2007 ; Lefebvre et al., 2007 ; Joffe and Schlesinger, 2002).

De plus, par leur statut de porteur asymptomatique, les chiens et les chats sont des

sources de contamination environnementale. Ils représentent donc un risque non négligeable

pour la transmission de salmonelles à leur propriétaire. Le fait que les animaux domestiques

et l‟homme ont des contacts étroits quasi-permanents renforce d‟autant plus ce risque. Au

Japon, un enfant de trois mois a été contaminé par Salmonella Virchow par les chiens

domestiques du foyer qui étaient excréteurs asymptomatiques (Sato et al., 2000). Le spectre

de sensibilité aux antibiotiques et le pattern d‟ADN par restriction enzymatique était identique

entre les salmonelles isolées des chiens et de l‟enfant.

Pour réduire le risque d‟infection à partir des animaux domestiques il est donc

recommandé de se laver les mains après avoir manipulé son animal domestique, surtout avant

de manger, de nettoyer certains objets régulièrement en contact avec l‟animal et susceptibles

d‟être contaminés par des selles. Dans les cliniques vétérinaires ou des structures telles que

des chenils, etc. il est important de porter des gants lors des diverses manipulations, du

nettoyage des cages des animaux, de se laver les mains après avoir effectué toutes opérations

impliquant un contact avec des selles d‟animaux. Il n‟est pas non plus recommandé de manger

ou de boire dans ces enceintes. Toutes surfaces contaminées par des selles doivent être

nettoyées et désinfectées. Les épidémies récentes liées à une exposition aux animaux infectés

dans des cliniques vétérinaires montrent l‟importance de responsabiliser la communauté

vétérinaire dans le domaine de la santé publique afin de parvenir à une meilleure prévention

des zoonoses. Le rôle des vétérinaires dans l‟information des propriétaires vis-à-vis de cette

zoonose est également important.

4. Escherichia coli


Escherichia coli fait partie de la flore endogène microbienne du tractus gastro-

intestinal de nombreux animaux (notamment le chien et le chat) mais aussi de l‟homme.

Présent en quantité inférieure par rapport aux bactéries commensales anaérobies strictes, il est

le bacille Gram négatif anaérobie facultatif prédominant dans le gros intestin (Janke et al.,

1989 ; Drolet et al., 1994). La plupart de ces Escherichia coli sont non pathogènes mais

certaines souches peuvent être responsables de diarrhée par la présence de facteurs de

virulence souvent portés par des plasmides. Les souches pathogènes sont classées en

différentes catégories selon la possession ou non de certains facteurs de virulence qui sont à

l‟origine des différentes infections intestinales selon des mécanismes pathogéniques

différents. Sur la base des propriétés de ces facteurs de virulence, on distingue parmi les

Escherichia coli susceptibles d‟engendrer une diarrhée :

58

- Les E. coli entérotoxigéniques ou ECET: elles possèdent des fimbriae

permettant l‟adhésion aux entérocytes de l‟intestin grêle et produisent des

entérotoxines thermolabiles et thermostables, à l‟origine d‟une diarrhée par

hypersécrétion. Elles ne produisent pas de modifications morphologiques

de la muqueuse intestinale.

- Les E. Coli entéroinvasives ou ECEI: elles envahissent le gros intestin et

se multiplient dans les colonocytes, provoquant leur destruction. La

diarrhée est de nature inflammatoire.

- Les E. coli entéropathogènes ou ECEP : elles produisent d‟importants

changements morphologiques de l‟épithélium intestinal par des lésions

d‟attachement/effacement. Elles ne produisent pas d‟entérotoxines et ne

sont pas invasives. Ces lésions sont observées à la fois sur l‟intestin grêle et

le gros intestin.

- Les E. coli entérohémorragiques ou ECEH : elles sont aussi à l‟origine

de lésions d‟attachement/effacement mais produisent en plus des

vérotoxines (VT) ou shiga-like toxines (SLT). Elles colonisent

préférentiellement le gros intestin et induisent des colites hémorragiques.

Ces E.coli sont un sous-groupe pathogène des E. coli vérotoxinogènes

(ECVT) encore appelées Shiga toxin-producing E. coli (STEC).

Les ECEP et les ECEH sont aussi appelées E. coli attachantes/effaçantes (ou ECAE)

en raison de cette lésion caractéristique que l‟on peut observer avec ces souches : adhésion

intime au pôle apical des entérocytes avec destruction des microvillosités et formation d‟un

« piedestal » au site d‟adhésion.

La distinction entre ces souches pathogènes et les souches normalement présentes dans

la flore intestinale nécessite l‟identification des facteurs de virulence (toxines, gènes

impliqués dans les lésions d‟attachement/effacement, fimbriae) par des techniques

immunologiques (ELISA…) ou génétique moléculaire (PCR, hybridation d‟ADN…) (Ettinger

and Feldman, 2005,a et b).

Les Escherichia coli sont des bacilles soit mobiles, soit immobiles, parfois capsulés.

Les types sérologiques, très importants à déterminer dans les études épidémiologiques, sont

définis par l‟identification des antigènes de surface O (somatique), H (flagellaire) et K

(capsulaire), grâce à des réactions d‟agglutination. Les antigènes O sont très importants car ils

conditionnent le pouvoir pathogène des souches ainsi que l‟immunité conférée. Les antigènes

capsulaires protéiques correspondent à des fimbriae qui confèrent aux bactéries des propriétés

adhésives. Ils sont spécifiques d‟espèces pour certain (antigène K88 des souches

entéropathogènes porcines, K99 de celles du veau…).

Seules les ECET et les ECEP ont clairement été associées aux maladies entériques

chez les jeunes chiens. Les ECVT ou ECST ont été isolés des fèces des chiens sains ainsi que

de fèces de chiens atteint de diarrhée, mais leur rôle dans la diarrhée canine n‟est pas encore

bien connu (Beutin, 1999). Chez le chat, ces pathotypes semblent encore moins fréquents et

moins virulents. Des études épidémiologiques supplémentaires sont nécessaires car les

59

données sont encore insuffisantes. Les ECEI n‟ont pas été signalées chez les chiens et les

chats.

b) Pathogénie (Gyles and Fairbrother, 2010)

i. Escherichia coli entérotoxinogènes (ECET)

Ce pathotype exprime des entérotoxines responsables d‟une hypersécrétion de fluides

dans la lumière intestinale à l‟origine de la diarrhée. Elles ne provoquent aucune lésion

histologique de la muqueuse intestinale. Les ECET expriment des facteurs d‟adhésion

appelés fimbriae qui déterminent leur spécificité d‟hôte et dont l‟action est ciblée plus

spécifiquement sur l‟intestin grêle (Beutin, 1993 ; Janke et al., 1989). Les ECET canines sont

différentes des souches isolées des humains, des porcins et des bovins car elles expriment leur

propre facteur d‟adhésion. Peu d‟ETEC canines possèdent les adhésines fimbriales

communément retrouvées dans les autres espèces animales (Beutin, 1999).

Les toxines produites par les ECET sont divisées en deux groupes selon leur stabilité

thermique : les toxines thermolabiles (LT pour heat-labil toxin) et thermostables (ST pour

heat-stable toxin). La quasi totalité des ECET retrouvées chez les chiens sont productrices de

toxines thermostables. Parmi celles-ci on distingue STa (ou STI) et STb (ou STII) qui ont des

mécanismes d‟induction de la diarrhée différents. Les ECET canines produisent

majoritairement le type STa. Peu de souches expriment le type STb et quelques souches

expriment les deux à la fois.

La contamination se fait par voie orale. Si un nombre suffisant de bactéries est présent

la colonisation de l‟intestin grêle s‟effectue grâce aux adhésines fimbriales qui se lient sur des

récepteurs spécifiques ou au glycocalyx. Les figures 6 et 7 représentent des images

histologiques observées lors d‟infection par des ECET.

60

Figure 6 : Microscopie électronique à Figure 7 : Microscopie électronique à

transmission. Cas d’un chiot infecté transmission. Cas d’un chiot infecté

montrant l’adhésion de la bactérie aux montrant la colonisation massive de la

entérocytes sans destruction des villosités sans atteinte de la bordure

microvillosités (Drolet et al., 1994) en brosse (tête de flèche)

(Drolet et al., 1994)

Les ECET se multiplient ensuite très rapidement, jusqu‟à 109 par gramme de contenu

intestinal du jéjunum moyen jusqu‟à l‟iléon. Ce n‟est qu‟une fois qu‟elles adhèrent

étroitement à l‟épithélium intestinal qu‟elles peuvent produire les entérotoxines (thermostable

et thermolabile). L‟entérotoxine thermolabile est proche de la toxine cholérique et entraîne

une dérégulation du système de l‟adénylate cyclase résultant en une surproduction d‟AMP

cyclique. Les canaux à chlorures situés dans les cryptes intestinales s‟ouvrent, alors que

l‟absorption du sodium (et donc de l‟eau) est bloquée au sommet des microvillosités. Eau et

électrolytes sont alors perdus dans la lumière intestinale causant une diarrhée par

hypersécrétion (Marks and Kather, 2003). L‟entérotoxine thermostable STa agit par la voie de

la guanylate cyclase C avec surproduction de GMP cyclique avec les conséquences évoquées

plus haut (Marks and Kather, 2003).

La figure 8 illustre le mécanisme d‟action à l‟échelle cellulaire de la toxine

thermostable STb.

0.5 µ

20 µ

61

Figure 7 : Mécanisme d’action à l’échelle cellulaire de la toxine thermostable STb

d’Escherichia coli entérotoxinogène

Liaison de la toxine STb au récepteur de l‟entérocyte (sulfatide) entraînant une augmentation

de la concentration intra-cellulaire de calcium. Les fortes concentrations de calciums mènent à

l‟activation du CFTR (Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator), de

prostaglandines (PGE2) et du 5-hydroxytryptamine (5-HT). Il en résulte une sécrétion de Cl-

et de HCO3- ainsi qu‟une inhibition de l‟absorption de Na

+ ( Gyles and Fairbrother, 2010)

.

Les ECET ne sont pathogènes qu‟au niveau de l‟intestin grêle (Guilford and

Strombeck, 1996, a). La figure 9 illustre les étapes de la pathogénèse lors d‟une infection à

ECET.

62

Figure 8 : Représentation schématique des étapes de la pathogénèse d’une infection à

ECET.

(1) Les ECET sont ingérés par l‟animal ; (2) les ECET adhèrent à l‟épithélium de l‟intestin

grêle où elles produisent des entérotoxines ; (3) stimulation de la sécrétion d‟eau et

d‟électrolytes dans la lumière intestinale ; (4) apparition d‟une diarrhée (d’après Gyles and

Fairbrother, 2010)

Certaines souches produiraient des entérotoxines différentes de celles déjà

caractérisées et différentes de celles retrouvées chez les ECET humaines et des autres espèces

animales (Beutin, 1999), mais leur mode d‟action n‟a pas encore été entièrement décrit.

ii. Escherichia coli entéropathogènes (ECEP)

Les ECEP ne produisent pas de toxines thermolabiles ni de toxines thermostables et ne

sont pas entéroinvasives. Le mécanisme pathogénique des ECEP repose sur leur capacité à

provoquer des lésions dites d‟ « attachement-effacement » (lésions « AE »). Les ECEP

possèdent toutes le gène eae codant pour une intimine, nécessaire à l‟établissement de ces

lésions. Les ECEP possèdent également un autre facteur de virulence : le gène bfpA codant

pour une protéine fimbriale appelée BFP (Bundle-forming pili) et situé sur un plasmide

particulier nommé EAF pour EPEC Adherent Factor. Il est impliqué dans les premières

phases de l‟adhésion aux entérocytes, c‟est-à dire une adhésion localisée mais lâche de la

bactérie aux entérocytes. En revanche, le gène bfpA n‟est pas nécessaire à l‟établissement des

lésions caractéristiques. La formation des lésions « AE » implique des gènes situés sur un îlot

de virulence chromosomique appelé LEE ou Locus for Enterocyte Effacement. Ce facteur de

virulence est suffisant à lui seul pour induire des lésions « AE ». Il contient les gènes codant

pour l‟intimine et son récepteur (eae et tir), diverses protéines bactériennes sécrétées (E.coli

secreted protein) dans l‟entérocyte (EspA, EspB et EspD) ainsi que des gènes codant pour un

système de sécrétion de ces protéines (Goffaux et al., 2000).

63

La première étape de l‟infection fait intervenir la protéine fimbriale BFP, qui est

responsable de l‟adhésion initiale c‟est-à-dire de la formation locale de micro colonies

bactériennes à la surface des entérocytes, appelée « adhésion localisée ». Un signal médié par

les protéines bactériennes EspA, EspB et EspD est ensuite délivré aux entérocytes permettant

à la bactérie d‟adhérer intimement aux entérocytes. Ceci se fait grâce à la liaison entre

l‟intimine (une protéine extra-membranaire et son récepteur TIR (Translocated Intimin

Receptor) qui est incorporée au sein de la membrane entérocytaire par la bactérie elle-même.

Les lésions d‟ « attachement-effacement » se forment par réorganisation du cytosquelette des

entérocytes. Une polymérisation de l‟actine et une accumulation d‟autres protéines du

cytosquelette juste au niveau du site d‟adhésion de la bactérie amènent à la formation d‟une

structure en « piedestal ». Il y a alors « effacement » des microvillosités intestinales et de la

bordure en brosse. Les différentes étapes décrites sont illustrées dans la figure 10.

La perte de la surface d‟absorption par destruction des microvillosités mène à une

diarrhée par malabsorption. Cependant, l‟apparition très rapide de la diarrhée suggère

également un mécanisme actif de sécrétion provoqué par un signal émis par la bactérie sur les

médiateurs intestinaux des transports ioniques (calcium, inositol phosphate et tyrosine

kinase). Le développement de la diarrhée pourrait aussi être dû en partie à une augmentation

de perméabilité des jonctions serrées entre les entérocytes, à une réponse inflammatoire locale

au site de la lésion ou à une sécrétion de chlorure suivie par une migration de polynucléaires

neutrophiles dans la lumière intestinale.

64

Figure 9 : Mécanisme de la formation des lésions d’attachement-effacement.

(a) Adhésion « lâche » et translocation des protéines EspA, B et D via le système de sécrétion

de type III puis translocation du récepteur à l‟intimine (Tir) dans la cellule hôte.

(b) Transduction du signal entraînant une désorganisation du cytosquelette au site

d‟adhésion : effacement des microvillosités.

(c) Adhésion « intime » avec action sur l‟actine F de la cellule hôte : formation du piedestal.

(Wales et al., 2005)

Plusieurs auteurs ont étudié la formation ces lésions d‟ « attachement-effacement »

chez le chien (Broes et al., 1988 ; Janke et al., 1989 ; Hart et al., 1990). Les lésions

s‟observent principalement dans le jéjunum et l‟iléon (Broes et al., 1989), et dans une moindre

mesure dans le gros intestin (Janke et al., 1897). Les bactéries sont attachées intimement au

pôle apical des entérocytes induisant une destruction des microvillosités avec un creusement

65

caractéristique des membranes entérocytaires (formation du « piedestal » au site d‟adhésion

bactérien). Les figures 11 et 12 montrent des images des lésions d‟attachement-effacement.

Les villosités sont atrophiées, les cryptes intestinales hyperplasiées et la lamina propria de

l‟iléon est infiltrée par des histiocytes, des plasmocytes et des lymphocytes. Une infection

expérimentale par une souche ECEP humaine chez un chien a révélé qu‟au bout de quatre

heures les bactéries adhèrent intimement à la couche de mucus recouvrant les entérocytes. Au

bout de huit heures, elles pénètrent entre les microvillosités et sont attachées fermement aux

entérocytes provoquant la formation d‟un piedestal et le creusement de la membrane au site

d‟adhésion. La destruction de la bordure en brosse est visible à cette étape. Enfin après vingt-

quatre heures d‟incubation, les microvillosités et la bordure en brosse sont complètement

détruites (Hart et al., 1990).

Figure 10 : E.coli attachants-effaçants et destruction des microvillosités à la microscopie

électronique (Ettinger and Feldman, 2005, b)

Figure 11 : Microscopie électronique à transmission. E.coli attachants-effaçants

chez un chien, formant un piedestal au pôle apical des entérocytes avec un effacement

des microvillosités (Drolet et al., 1994)

0.5 µ

66

iii. Escherichia coli vérotoxinogènes (ECVT ou ECST)

Elles sont aussi responsables de l‟apparition des lésions d‟ « attachement-effacement »

au niveau de l‟intestin grêle mais produisent également des cytotoxines qui ont un effet

cytopathogène in vitro sur les cellules Vero. Ces cytototoxines sont appelées vérotoxines (VT)

ou Shiga-toxines (STX). Elles possèdent une certaine homologie au niveau de leur activité

biologique avec les Shiga toxines de Shigella dysenteriae. Il existe deux variants antigéniques

des vérotoxines : VTI ou STX 1 similaire à la Shiga toxine I et VT II ou STX 2 similaire à la

Shiga toxine II. Les deux toxines peuvent être produites par la même souche bactérienne. Les

ECVT canines et félines produisent les deux types de vérotoxines.

Les bactéries sont ingérées à partir d‟une source environnementale. Elles passent par

l‟estomac et les intestins, qu‟elles colonisent, puis produisent des vérotoxines. Celles-ci se

lient à un récepteur spécifique glycolipidique Gb3 situé à la surface des entérocytes. La

liaison permet l‟endocytose de la vérotoxine par l‟entérocyte, inactivant par la suite la

synthèse protéique cellulaire. Les vérotoxines déclenchent également l‟apoptose cellulaire. Si

les souches d‟ECVT possèdent également le LEE, il y a en parallèle la formation de lésions

d‟attachement-effacement. Sinon, la liaison à l‟épithélium intestinal reste lâche et il n‟y pas de

lésions typiques d‟ « attachement-effacement ». La diarrhée observée est aussi une diarrhée

par malabsorption.

c) Signes cliniques (Guilford and Strombeck, 1996, a)

Les chiens et chats adultes peuvent être porteurs asymptomatiques de souches

pathogènes d‟ECET, ECEP et ECVT. Les signes cliniques peuvent aller d‟un simple portage

asymptomatique à une diarrhée hémorragique.

Les ECET produisent en général une diarrhée aqueuse profuse de l‟intestin grêle. Les

chiots et les chatons sont les plus sensibles aux infections par les ECEP et les ECET, ainsi que

les animaux provenant de refuges, animaleries ou chatteries (Marks and Kather, 2003 ; Drolet

et al., 1994). La diarrhée due aux ECEP est soit mixte soit de l‟intestin grêle uniquement. Les

Escherichia coli attachantes-effaçantes (ECEP et ECVT) produisent en général des diarrhées

chroniques. Les ECVT colonisent de manière plus spécifique le gros intestin et provoquent

des colites hémorragiques (Drolet et al., 1994).

Malheureusement, ces symptômes ne sont pas spécifiques d‟une infection entérique à

Escherichia coli. Le diagnostic d‟une colibacillose intestinale est impossible à faire

cliniquement. Il est nécessaire lorsque l‟on isole une Escherichia coli des selles d‟un animal

malade de rechercher les facteurs de virulence (tests immunologiques, sérotypage, génétique

moléculaire…) pour évaluer le potentiel pathogène de la bactérie isolée.

67


Plusieurs études suggèrent la possibilité d‟une transmission zoonotique de souches

d‟Escherichia coli pathogènes entre l‟homme et les carnivores domestiques, mais sans la

prouver réellement. Des souches ECEP canines se sont révélées être génétiquement proches

des souches pathogènes humaines (Goffaux et al., 2000) ou posséder des facteurs de virulence

similaires ou appartenir au même sérotype que les souches humaines (Nakazato et al., 2004).

Les chiens domestiques pourraient être ainsi une source potentielle d‟infection à ECEP pour

l‟homme. Une autre étude suggère également une potentielle transmission de souches

toxinogènes (ECET et ECVT) du chien (diarrhéique ou cliniquement sain) vers l‟homme. Les

chats domestiques également sont colonisés par des sérotypes d‟ECEP (Morato et al., 2008)

ou d‟ECVT (Smith et al., 1998) identiques à des sérotypes pathogènes décrits chez l‟homme,

faisant d‟eux des réservoirs potentiels d‟Escherichia coli pathogènes pour l‟homme.

Cependant, les pathotypes retrouvés chez les carnivores domestiques sont assez spécifiques

d‟espèces. Même si les carnivores domestiques peuvent être des porteurs asymptomatiques

d‟ECVT, d‟ECET ou d‟ECEP, le potentiel zoonotique reste tout de même faible (Guilford and

Strombeck, 1996, a ; Leib and Steiner, 2008, b).

Après avoir dressé un état des lieux de la situation épidémiologique des principales

bactéries entéropathogènes, étudié leurs caractéristiques et la pathogénie des maladies qu‟elles

induisent nous allons nous intéresser au diagnostic des diarrhées associées à ces germes. Un

des moyens les plus simples et les plus accessibles pour un clinicien dans le cadre du

diagnostic des diarrhées bactériennes est la mise en culture des selles. Dans certains contextes

cliniques (que nous étudierons dans la troisième partie), la coproculture permet de mettre en

évidence une ou deux bactérie(s) prédominante(s) et de les relier aux symptômes observés. La

deuxième partie est centrée sur la réalisation pratique de cet examen : la formulation de la

demande de l‟examen au laboratoire, les bactéries susceptibles d‟être recherchées directement

à partir des selles et leur caractérisation éventuelle par des méthodes complémentaires

(moléculaire ou immunologiques).

69

Partie 2 :

La coproculture dans le diagnostic de laboratoire des

diarrhées d’origine bactérienne du chien et du chat :

aspects techniques et pratiques

70

Nous allons caractériser les différentes étapes de la coproculture et les exigences qui

s‟y rattachent concernant l‟échantillonnage des selles, l‟envoi et la demande au laboratoire

pour que cet examen puisse avoir la plus grande performance diagnostique possible.

A. Choix de l’échantillon et acheminement au laboratoire

1. Critères de choix de l’échantillon

a) Selles fraîches ou écouvillons rectaux ?

Pour réaliser une coproculture, deux types d‟échantillons peuvent être choisis : le

prélèvement d‟une certaine quantité de selles fraîches ou l’écouvillon rectal.

Il semblerait que les selles fraîches soient plus indiquées pour réaliser une

coproculture. Les performances diagnostiques sont augmentées avec ce type d‟échantillon car

il héberge une plus grande quantité de bactéries en raison d‟une plus grande quantité de

matériel fécal. Les selles fraîches ne nécessitent pas, en pratique, de milieu de transport,

contrairement aux écouvillons rectaux. Ces derniers présentent le défaut de porter une

quantité de matériel fécal et une charge bactérienne inférieures. Les risques de faux négatifs

seraient augmentés par rapport aux échantillons de selles fraîches (Jones, 2006).

Une étude (Acke et al., 2006) a comparé les performances diagnostiques de ces deux

types d‟échantillons pour identifier des campylobactéries. Le pourcentage d‟échantillons

positifs pour Campylobacter spp. est significativement plus important lorsqu‟on choisit des

selles fraîches (66,7%) par rapport aux écouvillons rectaux (51,1%), chez le chien. Les

résultats inverses sont observés chez le chat (75% d‟échantillons positifs pour Campylobacter

spp. avec les écouvillons rectaux contre 40% d‟échantillons positifs en utilisant des selles

fraîches), sans qu‟aucune explication n‟ait pu être avancée. Cependant, pour évaluer la

sensibilité réelle de ces deux types d‟échantillons, il faudrait comparer les taux d‟échantillons

positifs issus de selles fraîches à ceux issus d‟écouvillons rectaux collectés à partir du même

animal. Pour le moment, aucune étude n‟a véritablement évalué la sensibilité réelle de la

coproculture en fonction du substrat (selles fraîches versus écouvillon).

Le laboratoire Idexx Alfort indique que de son point de vue, il n‟existe pas un réel

avantage diagnostique à choisir l‟un ou l‟autre type de prélèvement. Cependant, aucune étude

scientifique ne permet de l‟affirmer de manière définitive. En ce qui concerne les différentes

études épidémiologiques, le type d‟échantillon semble être choisi de manière aléatoire et ne

représente pas un paramètre étudié quant à son influence sur les résultats. Les écouvillons

rectaux semblent prépondérants dans les études épidémiologiques publiées concernant la

recherche de Campylobacter spp. et Escherichia coli dans les selles de chiens et de chats. Les

selles fraîches sont retrouvées plus fréquemment lorsqu‟il s‟agit de Clostridium spp. et

Salmonella spp..

Des mises en culture de biopsies coliques pourraient en théorie être envisagées pour

diagnostiquer des diarrhées chroniques d‟origine bactérienne, mais seulement lorsqu‟il s‟agit

de bactéries entéroinvasives (Campylobacter et Salmonella par exemple). Dans une étude

71

récente sur la relation causale entre Escherichia coli et la colite histiocytaire du boxer, trois

biopsies coliques sur sept se sont révélées positives en culture pour Escherichia coli alors que

les coprocultures des sept chiens étaient toutes négatives (Mansfield et al., 2009). L‟auteur

recommande d‟utiliser la mise en culture de biopsies coliques dans le cadre du suivi de cette

affection. Cependant, aucune étude n‟existe concernant l‟intérêt de la mise en culture de

biopsies coliques pour rechercher des germes tels que Salmonella et Campylobacter spp.. La

mise en culture de biopsies coliques est ainsi peu répandue et les vétérinaires envoient trop

rarement ce type de matériel pour pouvoir évaluer la performance diagnostique de ce type

d‟échantillon. Ils sont aussi généralement peu enclins à réaliser ce prélèvement pour une

analyse bactériologique en première intention. Lorsqu‟elles sont réalisées, les biopsies sont

plutôt envoyées au laboratoire pour une analyse histologique. Par ailleurs, les biopsies ne

conviennent pas quand il s‟agit d‟un épisode diarrhéique aigu (Guilford and Strombeck,

1996). Le temps d‟attente des résultats de la culture ou de l‟histologie est trop long par rapport

à celui que dure l‟épisode diarrhéique.

Les analyses histologiques de biopsies ne permettent pas de différencier les entérites

causées par un germe entéropathogène strict de celles causées par une bactérie opportuniste,

membre de la flore endogène intestinale (Guilford and Strombeck, 1996, d). Lorsque ce sont

des diarrhées sécrétoires résultant de l‟action d‟une entérotoxine bactérienne, les changements

secondaires au niveau de l‟épithélium intestinal, qui se produisent au bout de 24 heures, ne

sont pas spécifiques. De plus, au début du processus, les entérotoxines agissent sans altérer la

structure de l‟épithélium intestinal. Les Escherichia coli attachants/effaçants (ECAE)

représentent un cas particulier où les biopsies intestinales peuvent avoir une valeur

diagnostique intéressante (Broussard, 2003 ; Drolet et al., 1994 ; Turk et al., 1998 ; Pospischil

et al., 1987 ; Broes et al., 1987 ; Hart et al., 1990 ; Janke et al., 1989). En effet, les lésions

typiques d‟attachement/effacement, à l‟origine de la diarrhée, qu‟elles produisent sont

caractéristiques. Il est possible d‟identifier ces lésions sur les préparations histologiques car la

bordure en brosse est facilement visualisable. Les coupes histologiques de biopsies permettent

alors de suspecter l‟agent causal. Il est en néanmoins généralement impossible d‟identifier la

nature des agents pathogènes incriminés. Tout au plus peut-on observer dans les macrophages

(sous réserve qu‟il n‟y ait pas de destruction tissulaire massive) des agents figurés

compatibles avec des bactéries. Cela reste toutefois un exercice difficile pour le pathologiste.

Les préparations histologiques de biopsies coliques entrent également dans le cadre de

la démarche diagnostique pour la colite histiocytaire : visualisation d‟inclusions colorées à

l‟acide périodique de Schiff dans les macrophages, associée à une ulcération de la muqueuse

et une perte des cellules à mucus, en histologie conventionnelle. L‟identification des

Escherichia coli adhérentes et invasives nécessite, quant à elle, l‟emploi d‟une méthode

appelée « hybridation fluorescente in situ », utilisant des sondes marquées avec un

fluorochrome et utilisées sur des coupes histologiques.

Un avantage des coupes histologiques est qu‟elles permettent également de

différencier une infection bactérienne d‟une MICI ou Maladie Inflammatoire Chronique

Intestinale (idiopathique). La première est souvent associée à une suppuration, comparée à la

seconde (Guilford and Strombeck, 1996, d). Cette donnée est cependant à nuancer, car même

72

si les infiltrations neutrophiliques sont rares lors de MICI, elles peuvent néanmoins exister.

Les images histologiques du côlon permettent aussi de donner des orientations dans la

réalisation des coprocultures (Guilford and Strombeck, 1996, e). Si une infiltration

neutrophilique avec des érosions ou des ulcérations de l‟épithélium dominent à l‟histologie

d‟une biopsie colique, une colite bactérienne peut être suspectée et une coproculture est

recommandée (Matz and Guilford, 2003 ; Guilford and Strombeck, 1996, e). Des exemples de

telles images histologiques sont représentés avec les figures 13, 14 et 15.

Figure 12 : Coupes histologiques à partir de biopsies coliques montrant une infiltration

neutrophilique associée à des érosions de l’épithélium. Grossissement×20. (Service

d’Anatomie Pathologique du Campus Vétérinaire de Lyon).

Figure 13 : Détail de la zone 1. Infiltrat neutrophilique. Grossissement ×40. (Service

d’Anatomie Pathologique du Campus vétérinaire de Lyon).

Erosion

Infiltration du chorion par

des polynucléaires

neutrophiles en voie de

dégénérescence

2

1

73

Figure 14 : Détail de la zone 2. Erosion épithéliale. Grossissement×40. (Service

d’Anatomie Pathologique de Campus Vétérinaire de Lyon).

Si les images montrent une inflammation pseudo-membraneuse (présence de « fausses

membranes » tapissant la paroi colique) une recherche de Clostridium difficile ainsi que de ses

toxines sont indiquées.

b) Caractéristiques des prélèvements (Broussard, 2003 ; Guilford and Strombeck,

1996, c)

i. Moment du prélèvement

La récolte et l‟envoi d‟un échantillon doit se faire assez tôt au cours de l‟épisode

diarrhéique quand les pathogènes sont en nombre élevé dans les selles. En effet, pour la

plupart, leur nombre diminue au fur et à mesure de l‟évolution du processus et leur isolement

devient alors de plus en plus difficile (Guilford and Strombeck, 1996, c). Il est conseillé de

récolter trois échantillons consécutifs dans le stade aigu de la diarrhée, soit les trois

premiers jours (Jones, 2006). Les prélèvements doivent également être réalisés avant

l‟instauration d‟une antibiothérapie, l‟animal testé risquerait alors d‟être un « faux-négatif ».

Dans le cas des diarrhées chroniques auxquelles peuvent être associées occasionnellement

Campylobacter, Salmonella et Clostridium spp. des prélèvements répétés doivent être réalisés

car les animaux peuvent excréter la bactérie de manière intermittente. De plus, les excrétions

fécales diffèrent d‟un germe à l‟autre, certains sont excrétés uniquement quelques jours après

le début de l‟épisode diarrhéique, d‟autres sont en très faible nombre ou sont absents à des

stades plus avancés de la maladie. Bien que trois cultures de selles ne soient pas absolument

nécessaires dans tous les cas, les répéter est indiqué quand le tableau clinique suggère une

infection bactérienne du tractus gastro-intestinal et que les premières cultures ne sont pas

concluantes (Jones, 2006).

74

En ce qui concerne Clostridium perfringens et la recherche de sa toxine associée, les

échantillons fécaux doivent être prélevés quand la diarrhée est présente, car la toxine peut être

absente lors des phases asymptomatiques.

ii. Quantité et mode de prélèvement (Broussard, 2003)

Le prélèvement de matière fécale doit observer certaines précautions pour pouvoir

interpréter correctement le résultat donné par le laboratoire. Un prélèvement classique

effectué sans précaution particulière à même le sol n‟évalue que la flore colique aérobie qui

représente moins de 10% de la flore endogène totale. De plus, la flore bactérienne dans les

fèces ne représente pas la flore de l‟intestin grêle. Il existe une grande différence à la fois

qualitative et quantitative entre les populations bactériennes des selles et du jéjunum (Mentula

et al., 2005). Les bactéries du jéjunum sont majoritairement aérobies ou aérobies facultatives

alors que celles isolées des selles sont plutôt anaérobies. Les échantillons fécaux sont ainsi

incapables de représenter les populations bactériennes dans la portion haute du tractus

intestinal.

Les selles fraîches

Les selles fraîches représentent le meilleur échantillon pour une coproculture. Les

selles peuvent être obtenues à partir d‟un toucher rectal lors de l‟examen physique de

l‟animal. Lorsque le toucher rectal est impraticable ou ne permet pas la récolte de selles,

l‟emploi d‟une baguette en plastique à embout arrondi que l‟on insère directement dans le

rectum de l‟animal est possible (« fecal loops » ou spatule). Un lavement rectal est aussi une

autre méthode fiable pour obtenir des selles fraîches. L‟échantillon ainsi obtenu peut être

directement placé sur des lames pour une cytologie fécale ou dans un pot stérile en plastique

pour les coprocultures. Cependant, les selles obtenues à partir d‟un lavement rectal

contiennent plus de sécrétions muqueuses et moins de matériel fécal, ce qui peut altérer la

valeur de l‟échantillon. Les lavements rectaux sont idéaux pour les cytologies mais

deviennent inappropriés lorsque l‟échantillon requiert une plus grande quantité de matériel

fécal. Quand des échantillons plus importants en quantité sont nécessaires, des selles évacuées

naturellement par l‟animal conviennent également. La défécation doit avoir lieu, dans la

mesure du possible, dans un lieu propre et suivie immédiatement d‟un conditionnement et

d‟un stockage adéquat de l‟échantillon. Pour les chats, il est conseillé d‟éviter le contact avec

la litière. Elle pourra être remplacée par du papier journal.

Des quantités de 2 à 10 grammes de selles fraîches ou de 3 à 10 ml si les selles sont

très liquides, sont recommandées pour la réalisation d‟une coproculture (Guilford ans

Strombeck, 1996, c). Les selles doivent être les plus fraîches possibles si l‟on recherche de

bactéries anaérobies (Clostridium spp.) ou microaérophiles (Campylobacter spp.). Il est

préférable de retirer des selles directement à partir du côlon pour éviter toute contamination

externe via le sol ou l‟urine, surtout s‟il s‟agit de micro-organismes fragiles. Les selles

doivent être placées dans un pot stérile scellé et étanche, conservées et conditionnées sous

couvert du froid, soit entre +2°C et +8°C (pour éviter la prolifération des espèces

commensales) et envoyées au laboratoire d‟analyses dans les 24 à 48 heures.

75

Les écouvillons rectaux

En raison de la faible quantité de matériel fécal, ils sont à éviter pour les coprocultures

en raison de risque d‟accroissement des faux négatifs (Jones, 2006). Lorsque ce sont des

bactéries anaérobies ou microaérophiles qui sont recherchées, les écouvillons sont introduits

dans le rectum et frottés contre la muqueuse en imprimant un mouvement de rotation, puis

retirés. Ils sont ensuite placés dans un milieu de transport bactérien adapté à l‟agent suspecté,

déjà associé à un tube stérile. Si des conditions moins exigeantes sont nécessaires, il est

possible d‟écouvillonner la surface d‟une selle fraîche, en incluant toute portion de mucus,

exsudat ou sang visible. Concernant le laboratoire Idexx Alfort, ce dernier fournit toujours

l'écouvillon avec son milieu de transport, le tout dans un sachet hermétique stérile.

Un prélèvement de selles rigoureux est important pour l‟isolement du germe entéropathogène

suspecté. Sont résumées ci-dessous les critères nécessaires à respecter pour une bonne

réalisation du prélèvement de selles :

1) Les selles doivent être les plus fraîches possibles car il faut tenir compte des

microorganismes les plus fragiles.

2) Il convient d‟éviter toute contamination externe (sol, urine,…).

3) Une quantité de 2 à 3 grammes pour les selles fraîches est recommandée et placée dans pot

stérile scellé et étanche, conservée et conditionnée sous couvert du froid (+2°C et +8°C).

5) Plusieurs prélèvements peuvent être nécessaires et idéalement, trois cultures dans le stade

le plus précoce de la maladie.

6) Concernant les écouvillons, ils portent une charge fécale donc bactérienne inférieure. Ils

sont à placer directement dans un milieu de transport présent dans un tube stérile.

76

2. Modalités de transport : milieux de transport et réfrigération

Même si en pratique, les laboratoires d‟analyses vétérinaires n‟exigent pas de milieu

de transport pour les selles fraîches, il est quand même conseillé pour ce type de prélèvement.

En effet, les bactéries sont sensibles aux variations de température, de pH, de pression en

oxygène et sont détruites dans un environnement qui ne leur est pas favorable et doivent donc

être conservées dans des milieux adaptés. Les écouvillons rectaux sont systématiquement

envoyés avec un milieu de transport bactérien classique dans un tube ou un sachet hermétique

de transport, stériles.

Campylobacter spp.

Les Campylobacter spp. sont des germes micro-aérophiles difficiles à isoler. Ils sont

sensibles aux conditions environnementales : la déshydratation, l‟oxygène atmosphérique, la

lumière et les températures élevées. Les échantillons (même les selles fraîches), envoyés au

laboratoire pour leur recherche devraient être idéalement placés dans un milieu de transport

s‟ils ne peuvent pas être expédiés rapidement après leur récolte, soit dans les 24 à 48 heures

(Tams, 2003 ; Guilford and Strombeck, 1996, a ; Willard and Marks, 2006). Les milieux de

transport protègent contre la dessiccation, la lumière et les effets toxiques de l‟oxygène. Pour

une culture optimale, s‟ils ne sont pas frais, les échantillons doivent être réfrigérés (+4°C),

surtout si le délai entre le prélèvement et son traitement est trop long. Les campylobactéries

peuvent cependant rester viables dans des échantillons réfrigérés pendant une période allant

de 3 à 7 jours. Les températures trop élevées ou trop basses ainsi que les fluctuations de

températures doivent être évitées. Les écouvillons rectaux doivent être placés dans un milieu

de transport anaérobie avant la réfrigération (Willard and Marks, 2006). Un milieu de

transport Amies avec du charbon peut également prévenir la destruction des micro-

organismes durant le transport (McDonough and Simpson, 1996). Un autre milieu appelé

Para-Pack C&S (Meridian Bioscience, Inc., Cincinnati, OH) peut être utilisé pour les

campylobactéries (Broussard, 2003). Il s‟agit d‟un milieu Cary-Blair modifié qui utilise un

soluté isotonique non nutritif, tamponné pour assurer la conservation des pathogènes

entériques pendant 96 heures. En ce qui concerne les selles fraîches, les milieux Cary Blair,

Stuart modifié ou camp-thioglycolate conviennent.

Salmonella spp.

Pour éviter de détruire les salmonelles présentes dans l‟échantillon et diminuer le

risque de faux-négatifs lors du transport au laboratoire, il est recommandé de placer les selles

fraîches dans un milieu de transport comme par exemple le milieu Amies avec du charbon

(Greene, 2006 ; McDonough and Simpson, 1996). Il permet la conservation d‟une large

gamme de bactéries, même les plus sensibles, pendant 48 heures et convient bien aux

bactéries du genre Salmonella. Si aucun milieu de transport n‟est utilisé, la chute du pH

détruira la majorité des bactéries. Des milieux Cary-Blair peuvent également être utilisés. Les

échantillons sont envoyés sous couvert du froid.

Comme les campylobactéries, les salmonelles restent viables dans des échantillons

réfrigérés pendant 3 à 7 jours.

77

Escherichia coli

En ce qui concerne Escherichia coli, un milieu de transport Stuart, qui est similaire à

Amies et Carry-Blair, peut être utilisé pour les selles fraîches et les écouvillons rectaux. Les

échantillons sont en général conservés réfrigérés avant l‟envoi au laboratoire et sont envoyés

sous couvert du froid.

Clostridium spp.

Les échantillons fécaux pour recherche de Clostridium spp. devraient être placés dans

un milieu de transport anaérobie Cary-Blair (McDonough and Simpson, 1996). Selon certains

auteurs, la réfrigération ne serait pas conseillée et pourrait mener à des résultats non fiables

(McDonough and Simpson, 1996 ; Leib, 2008, a). En revanche, pour la recherche de toxines,

si les selles ne sont pas fraîches, celles-ci devraient être conservées à +4°C car les toxines se

dénaturent à température ambiante (22°C). Les formes végétatives de Clostridium spp.

perdent rapidement leur viabilité si le prélèvement est conservé dans une atmosphère normale

et donnent naissance à des spores. Si le prélèvement est placé dans un milieu de transport pour

bactéries anaérobies, la forme végétative peut survivre 30 jours à +4°C. Ainsi, pour éviter les

réponses faussement négatives, il est préférable d‟envoyer tout prélèvement dans un milieu de

transport anaérobie à +4°C.

Pour résumer, voici quelques principes qui sont recommandés pour le transport et la

conservation des échantillons :

1) Les échantillons devraient être envoyés au laboratoire sous couvert du froid (+4°C) dans

les 24 à 48 heures après leur collecte.

2) Les milieux de transport pour les selles fraîches sont fortement recommandés : Cary Blair,

Amies ou Stuart,…

3) Il faut éviter les écarts de température, l‟exposition à la lumière et à l‟oxygène

atmosphérique des prélèvements.

Dans la pratique courante, le laboratoire Idexx Alfort reçoit des échantillons avec ou

sans milieu de transport dans les mêmes proportions. Comme on ne peut pas préjuger des

bactéries que l‟on va retrouver lors de la coproculture, il propose un milieu de transport qui

convient pour toutes les bactéries qui peuvent être recherchées (aérobies et anaérobies). Il

s‟agit du milieu Amies. De plus, les échantillons de selles sont également envoyés la plupart

du temps à température ambiante. En revanche, ils sont conservés au réfrigérateur en

attendant l‟envoi au laboratoire.

78

3. Délais d’acheminement et de traitement des prélèvements

Les délais d‟acheminement et de traitement de prélèvement ne sont pas les mêmes

selon la bactérie suspectée car certaines sont plus fragiles que d‟autres selon leur

métabolisme. Si des milieux de transport ne sont pas utilisés pour les échantillons de selles

fraîches, les délais de transport et de traitement devront être, dans tous les cas, les plus courts

possibles pour minimiser le risque de faux négatifs.

a) Bactéries nécessitant un court délai de transport : Campylobacter et

Clostridium spp.

Les échantillons de selles fraîches soumis au laboratoire pour recherche de

Campylobacter spp. doivent être expédiés le plus rapidement possible c‟est-à-dire au plus tard

dans les 24 heures après la collecte et sous réserve du froid. Les campylobactéries sont des

microorganismes sensibles à l‟oxygène et la dessiccation (Koene et al., 2004). Si le

prélèvement ne peut être envoyé rapidement, un milieu de transport est préconisé lors de

l‟envoi (Guilford and Strombeck, 1996, a). Selon une étude (Koene et al., 2004), un délai

maximal de quatre heures entre l‟envoi et le traitement de selles fraîches sous couvert du froid

au laboratoire est préconisé pour pouvoir détecter le plus possible les co-infections (infections

simultanées à différentes espèces de Campylobacter) chez un même animal. Passé ce délai,

certaines espèces de campylobactéries sont détruites et souvent une seule espèce peut être

isolée. Cependant la viabilité de l‟échantillon (durée de survie des campylobactéries dans le

matériel fécal) dépend largement de l‟espèce de Campylobacter. En effet, certains

échantillons étaient encore positifs à la coproculture trois jours après le prélèvement de selles

(Koene et al., 2004). Même si Campylobacter jejuni et coli peuvent survivre au minimum

trois jours dans les selles à température ambiante et pendant une semaine si les selles sont

réfrigérées, les meilleurs taux d‟isolement sont obtenus lorsque le délai de traitement est le

plus court possible (Fox, 2006 ; Leib, 2008, a).

Clostridium difficile peut rester viable quatre jours dans les selles à température

ambiante (Riley et al., 1991). Cependant, une étude concernant une suspicion de diarrhée

associée à Clostridium difficile chez deux chats n‟a pas permis de mettre en évidence la

bactérie par coproculture. Il a été supposé que le délai entre la récolte et l‟envoi de

l‟échantillon, étant de 24 à 48 heures, aurait été trop long (possible faux-négatifs) (Weese et

al., 2001). En revanche les toxines A et B de Clostridium difficile ont été retrouvées dans les

selles par la méthode ELISA. Les deux chats avaient également reçu un traitement

antibiotique avant le prélèvement de l‟échantillon. Ce dernier aurait pu inhiber la croissance

de la bactérie sans affecter la toxine. Ainsi, l‟isolement des clostridies par mise en culture de

selles peut être négatif mais la détection de toxines clostridiennes, positive, car les clostridies

ne survivent pas longtemps dans les selles gardées en milieu aérobie alors que la toxine est

plus résistante (sous réserve d‟une conservation de l‟échantillon sous couvert du froid). Si le

délai de traitement des échantillons est important le risque de faux négatifs s‟en retrouve

augmenté (Weese et al., 2001). On sait que chez les chevaux, un délai de 24 à 72 heures avant

l‟envoi de selles au laboratoire diminue fortement les chances de retrouver la bactérie par

mise en culture.

79

Le temps de génération de Clostridium perfringens étant très court (10 minutes), les

échantillons doivent être envoyés le plus rapidement possible au laboratoire. Si le délai entre

la récolte et le traitement au laboratoire est trop long, le risque de faux positifs augmente car

un faible nombre de bactéries présentes initialement dans les selles (Clostridium perfringens

étant une bactérie commensale du gros intestin) pourront se multiplier de manière excessive

(McDonough and Simpson, 1996).

b) Bactéries ne nécessitant pas un délai de transport particulier : Escherichia

coli et Salmonella spp.

Les salmonelles et les différentes Escherichia coli inductrices de diarrhées ne font pas

l‟objet de considérations particulières concernant le délai de transport et de traitement des

échantillons. Dans la mesure du possible, il conviendra toujours d‟envoyer les échantillons au

laboratoire le plus rapidement après leur récolte.

Le laboratoire Idexx Alfort insiste sur le fait qu‟il est toutefois difficile de préciser

exactement le délai maximal de conservation des échantillons et donc le temps dont dispose le

praticien pour les envoyer au laboratoire. Il considère qu‟une fois que le prélèvement se

trouve dans son milieu de transport, il doit être envoyé dans les 24 heures.

Ainsi, les selles sont souvent considérées, à tort, comme des prélèvements peu fragiles.

Leurs conditions de recueil et de transport ne doivent pas être négligées. Si l‟on souhaite que

la coproculture puisse apporter des indications pertinentes d‟un point de vue diagnostique, les

conditions de prélèvements et de transport doivent être strictes.

4. La formulation de la demande de l’examen accompagnant le

prélèvement de selles : exemple du laboratoire Idexx Alfort

Les procédures adéquates (modalité de transport, délai d‟acheminement,…) pour

l‟envoi d‟un échantillon de selles et les techniques de mise en culture varient selon la bactérie

entéropathogène suspectée. Ainsi, il est très important pour le clinicien de se renseigner sur

les méthodes de récolte d‟un échantillon de selles et sur les protocoles d‟envoi pour que son

échantillon soit le plus pertinent possible. Il doit aussi notifier au laboratoire quelles sont les

bactéries suspectées et lesquelles doivent être recherchées en particulier. En effet, certains

germes nécessitent une demande spécifique pour leur recherche, qui ne s‟effectue pas lors

d‟une bactériologie de routine. Le laboratoire pourra utiliser les techniques les plus

appropriées pour mettre en évidence les agents pathogènes suspectés.

La procédure du laboratoire Idexx Alfort est la suivante. Les prélèvements de selles

(selles fraîches datant de 24 à 48 heures maximum ou écouvillons rectaux) sont envoyés par

Chronopost (envoi en 24 heures) ou sont pris en charge par un coursier (arrivée au laboratoire

dès le lendemain). L‟envoi s‟effectue à température ambiante. Les prélèvements sont toutefois

conservés au réfrigérateur en attendant l‟arrivée du coursier Une fois arrivés au laboratoire, un

délai de 24 à 48 heures peut être observé avant l‟ensemencement des milieux. Les résultats

finaux sont envoyés au praticien par la poste et par email.

80

Le laboratoire Idexx Alfort procède selon une approche « symptomatique ». En effet,

il propose des « profils diarrhée » comprenant un bilan biochimique associé à une

coproculture, permettant une exploration plus complète. Cela permet d‟inciter les praticiens à

demander plus de coproculture que si l‟examen était proposé seul. Par ailleurs, cette approche

permet d‟avoir une image plus globale de la situation et permet d‟explorer l‟association de

différentes maladies (parasitisme intestinal ayant entraîné un déséquilibre de la microflore

endogène bactérienne par exemple).

Les prélèvements doivent être datés lors de leur envoi et accompagnés des éléments

d‟anamnèse, des traitements éventuels réalisés et des hypothèses diagnostiques pour orienter

les recherches.

Une fois arrivés au laboratoire, les prélèvements sont traités selon un processus

spécifique à chaque pathogène recherché.

B. Mise en culture des prélèvements

1. L’enrichissement des prélèvements

Les mises en cultures nécessitent, pour certaines bactéries, un protocole

d‟enrichissement préalable, ce qui est le cas de Salmonella spp. Des milieux sélectifs

d‟enrichissement à base de sélénite (définition 1), de tétrathionate (définition 2) ou des

milieux Gram – (définition 3) sont recommandés (Greene, 2006 ; Willard and Marks, 2006 ;

Marks and Kather, 2003). Ces milieux liquides ou solides permettent grâce à une substance à

action sélective d‟obtenir en 24 heures un plus grand nombre de salmonelles par rapport à un

ensemencement direct des selles. Cet aspect souligne particulièrement la nécessité de faire

part au laboratoire des bactéries suspectées par le clinicien lors de l‟envoi d‟échantillons

fécaux. Les milieux d‟enrichissement permettent d‟inhiber la croissance des bactéries autres

que Salmonella spp., notamment les coliformes et la plupart des bactéries intestinales et

laissent les salmonelles se multiplier, augmentant ainsi les chances d‟isolement (Greene,

2006). Le milieu d‟enrichissement liquide Rappaport-Vassiliadis (définition 4), tel qu‟illustré

sur la figure 16, peut aussi être utilisé et serait plus performant que les milieux à base de

sélénite ou tétrathionate (Waltman, 2000). Le laboratoire Idexx Alfort utilise le milieu

d‟enrichissement au sélénite.

81

Figure 15 : Milieu Rappaport : Aspect du milieu avant ensemencement (gauche) et après

ensemencement (droite) (http://www2.ac-lyon.fr/enseign/biotech/microbio/milieux.html)

Ces milieux d‟enrichissement sont incubés à des températures de 41 à 42°C pendant

48 heures (Waltman, 2000). Des aliquotes sont ensuite inoculés sur des milieux de culture

sélectifs solides.

Les autres bactéries entéropathogènes (Campylobacter spp., Clostridium spp.,

Escherichia coli) ne nécessitent pas de phase préalable d‟enrichissement. Les enrichissements

n‟améliorent pas le succès d‟isolement des campylobactéries à partir des selles par rapport à

une inoculation directe d‟un milieu sélectif (Koene et al., 2004 ; Fox, 2006).

2. Ensemencement : les milieux de culture sélectifs et non sélectifs

a) Salmonella spp.

L‟enrichissement avant l‟ensemencement des milieux sélectifs permet d‟augmenter le

nombre de salmonelles dans l‟échantillon à un niveau détectable sur le milieu de culture.

Plusieurs milieux de culture sélectifs solides ont été développés pour l‟isolement des

salmonelles. Ils contiennent une substance inhibitrice vis-à-vis des bactéries autres que les

salmonelles. Ils contiennent également des substances permettant de différencier aisément

macroscopiquement les colonies de Salmonella spp. des autres bactéries (capacité ou non à

fermenter les sucres…) (Waltam, 2000). Les milieux de culture sont donc choisis à la fois

pour leur capacité à favoriser la croissance des salmonelles mais aussi sur leur capacité à

permettre la différenciation macroscopique des colonies de salmonelles de celles des autres

bactéries (production d‟H2S, fermentation de sucres…). Il est recommandé de combiner deux

milieux avec des propriétés sélectives et de différenciation différentes pour optimiser les

résultats. Les milieux sélectifs conseillés sont les géloses vert brillant (définition 5),

MacConkey (définition 6), illustré sur la figure 17, ou xylose lysine désoxycholate (XLD)

(définition 7) (Greene, 2006 ; Willard and Marks, 2006 ; Marks and Kather, 2003). Les

milieux sont ensuite incubés pendant 18 à 24 heures à 35°-37°C, 37°C étant la température de

croissance optimale pour Salmonella spp.. Après isolement, les colonies sont ensuite

identifiées d‟après leur aspect macroscopique, une coloration de Gram, la motilité et des

réactions biochimiques et sérologiques. Les autres milieux utilisés sont les milieux SS

http://www2.ac-lyon.fr/enseign/biotech/microbio/milieux.html

82

(Salmonella Shigella) (définition 8), Hektoen (définition 9) ou XLT4 (Xylose Lysine

Tergitol 4).

Le laboratoire Idexx Alfort utilise les milieux MacConkey et CHROMagar

Salmonella, un milieu chromogène à forte sensibilité pour l‟isolement des salmonelles

(inhibition des bactéries Gram + et des levures). Les colonies de salmonelles apparaissent

mauves sur ce milieu.

Figure 16 : Milieu McConkey : aspect du milieu avant ensemencement (gauche) et après

ensemencement (droite, colonies lactose +)

(http://www2.ac-lyon.fr/enseign/biotech/microbio/milieux.html)

b) Campylobacter spp.

L‟isolement des Campylobacter à partir d‟échantillons fécaux est réalisé par

ensemencement direct sur milieux sélectifs ou par méthode de filtration sur milieux gélosés

non sélectifs. Les milieux sélectifs contenant des agents antibactériens donnent de meilleurs

résultats que les milieux sélectifs classiques (Marks and Kather, 2003). Les milieux sélectifs

pour Campylobacter peuvent être divisés en deux grandes catégories : les milieux contenant

du sang et les milieux contenant du charbon. La sélectivité dépend ensuite des antibiotiques

choisis. Les céphalosporines sont en général utilisées (la céfopérazone) en combinaison avec

d‟autres antibiotiques. La différence qui existe entre tous les milieux disponibles est leur

capacité à inhiber la flore contaminante. Tous les agents sélectifs permettent la croissance de

Campylobacter jejuni et coli. La plupart des autres espèces de Campylobacter (upsliensis,

helveticus, lari…) peuvent aussi croître sur la plupart des milieux.

Voici quelques exemples de milieux solides sélectifs contenant du sang :

Gélose de Preston (définition10)

Gélose de Skirrow (définition 11)

Gélose de Butzler (milieu utilisé chez Idexx Alfort) (définition 12)

Et quelques exemples de milieux solides contenant du charbon :

mCCDA (milieu gélosé modifié au charbon à la céfopérazone et au

désoxycholate) (définition 13)

Gélose Karmali (milieu sélectif au charbon) (définition 14)

Gélose CAT agar (céfopérazone, amphotéricine et teicoplanine) (définition 15)


83

Les géloses Karmali et CAT agar sont les milieux recommandés pour les espèces

Campylobacter upsaliensis et Campylobacter helveticus (Koene et al., 2004).

Une étude a comparé cinq méthodes de culture différentes et évalué leurs

performances respectives vis-à-vis de l‟isolement des campylobactéries (Acke et al., 2009).

C‟est le milieu gélosé modifié au charbon, à la céfopérazone et au désoxycholate (mCCDA)

avec un supplément de céfopérazone, amphotéricine et teicoplanine (CAT) qui serait le milieu

de choix pour l‟isolement de la plupart des espèces de campylobactéries présentes chez les

animaux domestiques et les humains.

Les milieux inoculés sont ensuite incubés en atmosphère microaérophile à une

température de 42°C pour Campylobacter jejuni et coli ou 37°C pour isoler les autres espèces

de campylobatéries (Marks and Kather, 2003). Des atmosphères microaérophiles avec 5 à

10% d‟oxygène, 5 à 10% de dioxyde de carbone (et 5 à 9% d‟hydrogène si possible) sont

nécessaires pour une croissance optimale. Plusieurs méthodes sont disponibles pour

reproduire une atmosphère microaérophile (évacuations répétées du gaz dans la jarre suivi

d‟un remplacement de l‟atmosphère par des gaz en bouteille ou trousses de production de gaz

commercialisées). La durée d‟incubation est variable. Elle peut aller de 2 à 6 jours selon les

protocoles des différentes études épidémiologiques. Une durée d‟incubation de 48 heures est

recommandée pour le diagnostic de routine. Un repiquage des colonies suspectes est ensuite

réalisé sur une gélose au sang de mouton à 5% (Marks and Kather, 2003).

La méthode de filtration semble beaucoup moins sensible (Koene et al., 2004). Elle

évite l‟utilisation de milieux sélectifs et peut parfois être utile pour certaines espèces de

campylobactéries plus sensibles aux antibiotiques. Une suspension de fèces est préparée puis

déposée sur une membrane avec des pores (0,45 à 0,65 µm) préalablement placée sur une

gélose au sang non sélective. Une incubation de 30 à 45 minutes à 37°C en milieu aérobie

permet la migration des bactéries à travers les pores du filtre. Celui-ci est ensuite retiré, le

fluide qui l‟a traversé est étalé et la boîte est incubée en atmosphère microaérophile à 37°C ou

42°C.

c) Clostridium spp.

L‟isolement des clostridies nécessite des milieux sélectifs (grâce à l‟action

d‟antibiotiques) lorsque l‟on s‟adresse à un prélèvement polymicrobien, comme le contenu

intestinal, les fèces… . En effet, leur croissance serait masquée par les autres bactéries de la

flore fécale. Pour Clostridium difficile, le milieu CCFA (Cyclosérine Céfoxitine Fructose

Agar) (définition 16) et ses dérivés sont les plus utilisés. Les antibiotiques inhibent la plupart

des germes de la flore intestinale. Les fèces sont ensemencées en milieu anaérobie et les

boîtes sont incubées à 37°C en anaérobiose pendant 48 heures. Le fait d‟utiliser des milieux

préalablement incubés en anaérobiose permet d‟augmenter la sensibilité. Mais d‟une manière

générale, une anaérobiose rapide augmente les chances d‟isolement. Les conditions

d‟anaérobiose peuvent être réunies lors de l‟utilisation d‟une jarre ou d‟un sac en plastique

fermé hermétiquement ou encore par l‟emploi de chambres anaérobies.

84

D‟autres procédés servent à augmenter la sensibilité comme ceux qui favorisent la

germination des spores (techniques d‟enrichissement car elles favorisent le passage de l‟état

de spore à l‟état végétatif). Deux techniques sont couramment utilisées :

- L‟incorporation de taurocholate de sodium dans le milieu (1g/L)

- Un traitement préalable des selles à l‟éthanol (technique du choc

alcoolique) : 1 ml de fèces est mélangé à 1ml d‟alcool éthylique absolu et

incubé à température ambiante pendant une heure.

Pour Clostridium perfringens, les milieux utilisés sont, par exemple, les géloses au

jaune d‟œuf (milieu de McClung) (définition 17), visible sur la figure 18, TSC (Tryptone

Sulfite Cyclosérine) (définition 18),…. L‟ensemencement et l‟incubation se font également

en anaérobiose. L‟incubation se fait à la température de 37°C pendant 48 heures. Les

antibiotiques utilisés dans les milieux permettent de diminuer la flore contaminante.

Figure 17 : Gélose au jaune d’œuf : aspect du milieu avant ensemencement (gauche) et

après ensemencement (gauche, lécithinase +)


d) Escherichia coli

Appartenant à la famille des entérobactéries comme les salmonelles, elles se

développent aussi sur les milieux SS et Hektoen, illustrés par la figure 19. Les géloses

MacConkey ou Drigalski sont recommandées également pour un isolement à partir de selles.

L‟incubation se fait à 37°C pendant 24 heures. Des repiquages de colonies lactoses positives

peuvent être réalisés (Marks and kather, 2003). La substitution du lactose par le sorbitol dans

la gélose MacConkey (SMAC) est souvent utilisée pour optimiser l‟isolement des souches

d‟Escherichia coli productrices de vérotoxines O157 :H7 car ces souches ne fermentent pas le

sorbitol. Escherichia coli faisant partie de la flore commensale intestinale, son isolement à

partir des selles ne permet pas de faire la différenciation entre des souches pathogènes et des

souches non pathogènes.


85

Figure 18 : Gélose Hektoen : aspect après ensemencement (E.coli, colonies vertes)


3. Identification des micro-organismes isolés

Une fois isolées les bactéries sont identifiées par leur aspect macroscopique sur le

milieu ensemencé, leurs caractères biochimiques (kits, tests culturaux spécifiques), des

réactions sérologiques (agglutination…) et des colorations.

C. Les examens complémentaires à la coproculture

1. La cytologie fécale

La cytologie fécale est un examen qui précède la coproculture. Elle peut en effet

donner des indications à la réalisation d‟une coproculture et être utile dans le diagnostic des

diarrhées infectieuses chez des patients présentant des signes de diarrhée du côlon (Matz and

Guilford, 2003 ; Guilford and Strombeck, 1996, c). La présence de cellules inflammatoires, de

micro-organismes facilement reconnaissables (tels que les Campylobacter spp.) et de spores

(Clostridium) sont évalués par cet examen simple et peu onéreux (Tams, 2003 ; Guilford and

Strombeck, 1996, c).

La qualité de cet examen dépend de la méthode de récolte de l‟échantillon et de la

préparation de la lame. Seule une très petite quantité de selles fraîches est nécessaire, en effet

l‟étalement des selles sur la lame doit laisser une fine couche de matériel fécal. Si le frottis est

trop épais la coloration ne sera pas optimale (Broussard, 2003). Les selles sont étalées à la

manière d‟un frottis sanguin. On peut aussi prélever les selles à l‟aide d‟un coton tige que l‟on

aura introduit dans le rectum puis que l‟on fera rouler sur la lame. La lame est ensuite séchée

à l‟air libre (un sèche-cheveux peut aussi être utilisé au besoin pour accélérer le séchage) pour

préserver la morphologie cellulaire. Les colorations utilisées sont des colorations rapides

(Diff-Quick®) ou de Wright-Giemsa (Broussard, 2003). Les morphologies cellulaires et les

bactéries sont le mieux appréciées au plus fort grossissement avec immersion. D‟autres


86

colorations peuvent être utilisées selon la suspicion du clinicien. Si une diarrhée d‟origine

bactérienne est fortement suspectée une coloration de Gram sera préférée (Broussard, 2003).

La cytologie fécale est un examen simple qui peut être effectué directement par le

vétérinaire praticien. Si les lames sont envoyées au laboratoire certaines précautions doivent

être respectées (Broussard, 2003) :

1. Envoi d‟au moins deux lames préparées mais non colorées

2. Si des colorations spéciales sont requises, envoi de deux lames supplémentaires par

coloration spéciale demandée

3. Lames séchées à l‟air ambiant et fixées au méthanol

4. Identification des lames (date et identification du patient)

5. Signalement de l‟animal, signes cliniques, anamnèse, suspicions éventuelles accompagnant

les lames

Un grand nombre de polynucléaires neutrophiles visualisés sur le frottis de selles

peut plaider pour une entérite ou une colite bactérienne (Broussard, 2003 ; Matz and Guilford,

2003 ; Guilford and Strombeck, 1996, e) et est souvent synonyme d‟une atteinte de l‟intégrité

de la muqueuse de l‟épithélium intestinal (Greene, 2006). Dans ce cas, une coproculture est

indiquée, surtout si la diarrhée est hémorragique. Si des leucocytes fécaux sont présents

massivement au frottis lors d‟une diarrhée, une infection digestive aiguë par des salmonelles

peut être suspectée (McDonough and Simpsons, 1996 ; Carter and Quinn, 2000 ; Grenne,

2006) ou d‟autres formes de diarrhée avec atteinte de l‟intégrité de la barrière intestinale. La

figure 20 représente un frottis fécal avec des leucocytes. Une absence de leucocytes fécaux

plaide plutôt en faveur d‟une diarrhée virale ou non spécifique (Greene, 2006). Cependant, il

n‟existe aucune corrélation entre la présence de leucocytes fécaux et les résultats de la

coproculture ou des tests permettant la détection de toxines bactériennes.

87

Figure 19 : Leucocytes à la cytologie fécale avec une coloration de Diff-Quik®

(Broussard, 2003)

Les bactéries aisément visualisées et reconnaissables, lors de cytologie fécale, sont les

Campylobacter spp. Des bactéries spiralées (ou en « aile de mouette ») visualisées sur des

frottis colorés réalisés à partir de selles fraîches peuvent mener à une suspicion de

campylobactériose (Willard and Marks, 2006 ; McDonough and Simpson, 1996 ; Tams,

2003 ; Marks and Kather, 2003 ; Ettinger and Feldman, 2005, a). Un grand nombre de

bactéries mobiles à morphologie spiralée ou en forme de « S », associé à un nombre important

de leucocytes fécaux est en faveur d‟une infection digestive à Campylobacter spp. et permet

ainsi d‟orienter la coproculture. Leur apparence typique permet de les identifier rapidement,

cependant une confusion peut exister avec les bactéries du genre Anaerobiospirillum spp. et

Helicobacter spp. qui possèdent la même morphologie (ces bactéries sont aussi appelées

Campylobacter-like organisms : CLOs) (Willard and Marks, 2006 ; Broussard, 2003 ; Marks

and Kather, 2003). Un frottis fécal contenant des campylobactéries est illustré avec la figure

21. Une cytologie fécale seule ne permet en aucun cas d‟établir un diagnostic de diarrhée

associée à Campylobacter spp. en raison de cette possible confusion et par le fait que les

chiens et chats domestiques cliniquement sains hébergent des campylobactéries dans leurs

selles. Du fait de la faible spécificité de cet examen, il doit toujours être suivi d‟une

coproculture.

88

Figure 20 : Cytologie fécale et bactéries Campylobacter-like (Broussard, 2003)

Enfin, les endospores de Clostridium perfringens, illustrées sur la figure 22, peuvent

être identifiées lors de cytologie fécale (morphologie de type « épingle à nourrice »). Leur

observation est une indication à la réalisation d‟une coproculture (Guilford and Strombeck,

1996, c). Etant donné que la sporulation est corégulée avec la production d‟entérotoxine,

l‟énumération de spores fécales de Clostridium perfringens (≥ 3 spores par champs à fort

grossissement) dans un frottis fécal avait été suggérée comme outil diagnostique lors de

diarrhée associée aux souches entérotoxinogènes de Clostridium perfringens. Cependant,

plusieurs études n‟ont rapporté aucune association entre l‟énumération de spores dans les

selles et la présence de la diarrhée ou entre l‟énumération de spores et la détection de

l‟entérotoxine de Clostridium perfringens dans les selles. (Marks et al., 2002 ; Weese et al.,

2001 ; Marks et al., 1999). Ainsi, la présence de spores n‟indique pas qu‟il y a eu sécrétion de

toxines à l‟origine de la diarrhée. Par ailleurs, la sporulation des souches entérotoxinogènes

est continue à la fois chez les chiens diarrhéiques et non diarrhéiques (Marks et al., 2002).

L‟énumération de spores de Clostridium perfringens dans les selles n‟a donc aucune valeur

diagnostique si elle est effectuée isolément de tout autre examen.

89

Figure 21 : Frottis fécal coloré (coloration de Wright modifiée) provenant d’un chat

cliniquement sain et présentant de nombreuses endospores de Clostridium perfringens.

Grossissement×1000 (Cook, 2008)

Pour résumer, les indications potentielles de réalisation d‟une coproculture aux vues

des résultats d‟une cytologie fécale sont : un nombre important de leucocytes fécaux sur des

selles hémorragiques, la présence de spores de Clostridium perfringens et la présence de

bactéries spiralées. Mais il faut toujours garder à l‟esprit que la cytologie fécale ne peut pas

être interprétée seule et indépendamment de la coproculture en raison des limites évoquées

précédemment.

Une coproculture réalisée seule est difficilement interprétable en raison de la nature

commensale des bactéries recherchées, mais aussi parce que ces dernières sont présentes chez

des animaux cliniquement sains. Par conséquent, il peut s‟avérer nécessaire d‟envisager

d‟autres examens complémentaires plus poussés afin d‟apporter plus d‟éléments en faveur

d‟un diagnostic de diarrhée bactérienne. Des tests moléculaires ou immunologiques sont ainsi

disponibles et réalisables en complément de la coproculture dans le cadre du diagnostic des

diarrhées d‟origine bactérienne. Certains sont effectués une fois que l‟on a obtenu, à l‟aide de

la coproculture, une souche bactérienne pure.

90

2. L’immunodétection des toxines

Les souches entérotoxinogènes de Clostridium perfringens et Clostridium difficile

produisent des toxines responsables de l‟apparition de la diarrhée par un mécanisme

d‟hypersécrétion. Elles peuvent être détectées dans les selles des chiens et chats atteints de

diarrhée et ainsi, couplées à la coproculture, renforcer la suspicion de diarrhée causée par ces

germes. Les tests immunologiques peuvent se faire soit sur les selles, soit sur les souches

bactériennes isolées par la coproculture. Toutes les souches de clostridies ne sont pas

toxinogènes, il est alors essentiel de déterminer si celles isolées à la coproculture le sont ou

non.

a) L‟entérotoxine A de Clostridium perfringens

C‟est uniquement l‟entérotoxine A qui est recherchée dans les selles lors de suspicion

de diarrhée associée à Clostridium perfringens car c‟est la principale toxine produite par les

souches entérotoxinogènes présentes chez les carnivores domestiques. En recherchant les

toxines on évalue ainsi le potentiel toxinogène des souches de Clostridium perfringens isolées

à la coproculture.

L‟entérotoxine de type A peut être détectée par la méthode ELISA ou la méthode

d‟agglutination passive. Les deux méthodes ont une sensibilité équivalente mais la méthode

ELISA est la plus spécifique (Marks et al., 1999, Weese et al., 2001, b). Le nombre de faux

positifs s‟en retrouve donc diminué avec l‟utilisation de cette dernière méthode. En effet, trois

études avaient trouvé une association significative entre la détection de l‟entérotoxine A dans

les selles et la présence de la diarrhée chez le chien en utilisant la méthode ELISA (Weese et

al., 2001, b ; Kruth et al., 1989 ; Marks et al., 2002), alors qu‟une autre étude en utilisant la

méthode d‟agglutination passive n‟avait trouvé aucune association entre ces deux paramètres

(Marks et al. 1999). Comme le nombre de faux positifs était trop important avec

l‟agglutination passive, les pourcentages de détection de la toxine chez les chiens atteints de

diarrhée et cliniquement sains étaient globalement les mêmes. Les associations significatives

trouvées entre la détection de l‟entérotoxine et la diarrhée dans ces études suggèrent un rôle

causal possible de l‟entérotoxine dans l‟apparition de la diarrhée. L‟une des études

précédemment citées a établi le diagnostic de diarrhée associée à une souche

entérotoxinogène de Clostridium perfringens par la détection de la toxine dans les selles au

cours des épisodes diarrhéiques associée à une croissance pure et massive de Clostridium

perfringens isolée des selles (Weese et al., 2001, a). Un diagnostic définitif de diarrhée due à

Clostridium perfringens devrait ainsi inclure la détection de l‟entérotoxine A dans les selles.

L‟entérotoxine A est cependant occasionnellement retrouvée chez des chiens ne souffrant pas

de diarrhée (chez 5% des chiens sans diarrhée pour l‟étude de Weese et al., 2001,b, 7% pour

l‟étude de Kuth et al., 1989 et 14 % dans l‟étude de Marks et al., 2002) donnant ainsi un

caractère non systématique à l‟association de la présence de la toxine dans les selles à celle

d‟une diarrhée. Etant donné que le test ELISA est un test purement qualitatif, il est toutefois

possible que les chiens sans diarrhée mais dont les selles contiennent l‟entérotoxine aient une

quantité d‟entérotoxine trop faible pour pouvoir entraîner une diarrhée (Marks et al., 2002).

91

Un des avantages majeurs de la méthode ELISA est le temps nécessaire à sa

réalisation : 3 heures contre une nuit d‟incubation pour l‟agglutination passive.

L‟isolement de souches de Clostridium pefringens à partir de selles peut difficilement

être interprété seul et n‟est pas un bon indicateur d‟une association existante entre la présence

de la bactérie et la diarrhée (Weese et al., 2001). En effet, dans l‟étude de Weese, Clostridium

perfringens a été isolé à partir des selles de 83% des chiens diarrhéiques qui avaient un

résultat négatif pour la détection de l‟entérotoxine avec ELISA et chez 71% des chiens ne

présentant pas de diarrhée avec un résultat négatif pour l‟ELISA. La coproculture seule n‟est

donc pas fiable pour établir un diagnostic de diarrhée associée à Clostridium perfringens. Elle

serait cependant utile pour exclure Clostridium perfringens comme cause de la diarrhée

puisque la bactérie a été isolée chez 96% des chiens qui présentaient aussi un résultat positif à

l‟ELISA.

Les performances des kits ELISA pour la détection de l‟entérotoxine A dans les selles

n‟ont pas été évaluées chez les animaux domestiques, malgré son utilisation courante chez

plusieurs espèces animales (Marks et al., 2002 ; Marks and Kather, 2003). Les valeurs de

sensibilité et de spécificité ont été évaluées pour les humains uniquement. Les résultats du test

ELISA doivent donc être interprétés avec précaution. L‟utilisation du test ELISA chez les

animaux domestiques est cependant considérée comme valide car l‟entérotoxine de type A

n‟est pas spécifique d‟une espèce donnée et serait antigéniquement similaire entre l‟homme et

le chien ou le chat (Twedt, 1997). Les faux positifs avec la méthode ELISA peuvent être

expliqués par une liaison non spécifique des protéines fécales avec l‟anticorps utilisé dans le

test. Quant aux faux négatifs, ils peuvent s‟expliquer par l‟altération de l‟entérotoxine par des

protéases fécales avant le traitement de l‟échantillon au laboratoire, par un niveau

d‟expression de l‟entérotoxine est trop faible pour pouvoir le détecter par la méthode ELISA

ou encore par un effet de dilution causé par la diarrhée elle-même. Il est également possible

que bien que la souche soit toxinogène, celle-ci ne sporule pas dans des conditions in vitro,

rendant la détection de la toxine impossible.

b) Les toxines de Clostridium difficile

Clostridium difficile produit deux toxines : A (entérotoxine) et B (cytotoxine). Il existe

plusieurs kits ELISA pour la détection de la toxine A seule ou pour la détection des deux

toxines à la fois. Il est préférable d‟utiliser des kits ELISA qui détectent les deux types de

toxines car il existe des souches productrices d‟une seule toxine (Marks and Kather, 2003).

Aucun des kits ELISA disponibles en médecine vétérinaire n‟ont été validés dans l‟espèce

canine ou féline. Une fois encore, les résultats doivent être interprétés avec précaution étant

donné les larges valeurs de sensibilité et de spécificité chez les humains (33 à 95 % et 66 à

100 % respectivement) (Marks and Kather, 2003). Bien que la sensibilité du test ELISA soit

bonne chez l‟homme et qu‟il soit utilisé couramment dans l‟espèce équine, son emploi devrait

être validé sur les selles canines et félines pour être certain de s‟affranchir de variations

interspécifiques. Le test de référence pour la recherche de la cytotoxine B est un test de

cytotoxicité sur culture cellulaire mais il est trop onéreux, trop long (48 heures pour la

confirmation d‟un résultat négatif) et nécessite une main d‟œuvre qualifiée. Une étude a

92

montré que la sensibilité du test ELISA effectué directement sur les selles de chien avait une

faible sensibilité (7 à 33%) alors que la sensibilité du même test est augmentée (93%)

lorsqu‟il est effectué sur les souches isolées par la coproculture (Chouicha and Marks, 2006).

Les résultats de cette étude suggèrent donc que les tests ELISA disponibles en médecine

vétérinaire ne sont pas adéquats pour le diagnostic des diarrhées associées à Clostridium

difficile dans l‟espèce canine lorsqu‟ils sont utilisés directement sur les selles. Leur utilisation

devrait se faire avec les isolats bactériens issus de la coproculture. En revanche, chez

l‟homme, les tests ELISA réalisés sur les selles sont utilisés dans le diagnostic des diarrhées

associées à Clostridium difficile avec une bonne sensibilité. Aucune explication réelle n‟a

cependant pu être avancée pour expliquer cette différence.

Le nombre important de faux négatifs lorsqu‟on utilise le test ELISA (en raison d‟une

faible sensibilité) sur les selles canines est expliqué par trois facteurs importants (Chouicha

and Marks, 2006) : la présence de certains inhibiteurs fécaux, la présence de protéases fécales

dégradant les toxines et la présence de la toxine à des niveaux inférieurs au seuil de détection

du test. Le nombre de faux positifs associé également au test ELISA sur les selles canines

peut être expliqué par une liaison non spécifique de certaines protéines présentes dans les

selles aux anticorps utilisés dans le test.

Des études antérieures avaient cependant montré l‟existence d‟une association

significative, chez le chien, entre la détection de la toxine A dans les selles et la présence de la

diarrhée (Marks et al., 2002) et entre la détection des deux toxines (A et B) et la diarrhée

(Weese et al., 2001, b). Les tests ELISA utilisés dans ces deux études avaient été effectués

directement sur les selles. Dans l‟étude de Weese et al., 21% des chiens atteint de diarrhée

étaient positifs pour le test ELISA pour les toxines A et B alors que 7% des chiens sains

l‟étaient. Ceci illustre bien qu‟une mauvaise interprétation, en raison du nombre élevé de faux

positifs, peut mener à des surestimations de la prévalence de Clostridium difficile en raison

d‟une mauvaise spécificité d‟un test. En effet, dans ces études l‟association à la maladie est

basée uniquement sur la détection des toxines dans les selles. La fréquence d‟‟isolement de

Clostridium difficile dans les selles de chiens chez lesquels les toxines avaient été détectées

était très faible. Ainsi, soit la coproculture était « faussement négative » (destruction du germe

anaérobie conservé dans des conditions aérobies), soit le test ELISA était « faussement

positif ». Ces études ont attribués leurs résultats à la dégradation du germe dans les selles

(problème inhérent du délai d‟acheminement des échantillons au laboratoire associé à une

mauvaise conservation) et considéraient que le test ELISA avait une très bonne sensibilité.

Aucune association significative n‟est non plus rapportée entre l‟isolement de

Clostridium difficile à partir des selles et la présence de la diarrhée chez le chien (Weese et al.,

2001, b ; Marks et al., 2002). La coproculture seule n‟est pas fiable pour associer de manière

causale la bactérie à la diarrhée en raison de l‟existence de souches non toxinogènes et d‟un

portage asymptomatique de souches toxinogènes. Elle devrait ainsi être accompagnée d‟une

recherche des toxines, non pas sur les selles mais sur les souches pures, isolées par la

coproculture.

93

Chez le chat il existe une seule étude basée sur la détection des deux toxines dans les

selles associée à la présence de la diarrhée (Weese et al., 2001, c). La coproculture était

négative mais le test ELISA positif pour les deux toxines chez un chat souffrant de diarrhée

aiguë. Le diagnostic de diarrhée due à Clostridium difficile a été basé sur la détection des

toxines dans les selles. Dans cette étude, on peut se poser la question d‟un résultat faussement

négatif de la coproculture (dégradation de la bactérie pendant l‟envoi de l‟échantillon de selles

ou effet de l‟antibiothérapie réalisée antérieurement) ou un résultat faussement positif du test

ELISA réalisé sur les selles du chat.

c) Les toxines des Escherichia Coli entérotoxinogènes (ECET) et

vérotoxinogènes (ECVT)

Les toxines thermolabiles et thermostables des ECET peuvent être recherchées via leur

effet cytopathogène sur les cellules (utilisation de cultures cellulaires) ou par un test ELISA

(Marks and Kather, 2003). Les vérotoxines des ECVT (ou shiga-toxines STX1 et STX2) sont

recherchées par évaluation de la cytotoxicité sur une lignée cellulaire particulière : les cellules

Vero (cellules rénales de singe vert) (Smith et al., 1998 ; Abaas et al., 1989). Les toxines sont

recherchées directement sur les souches isolées via la coproculture. Dans une étude menée

chez les chats, les isolats d’Escherichia coli produisaient des vérotoxines à des titres plus

élevés chez les chats souffrant de diarrhée par rapport aux souches isolées chez des chats sains

(Abaas et al., 1989). Une étude menée chez des Greyhounds a également révélé une

corrélation entre la présence des vérotoxines (STX1 et STX2) dans les selles et la présence de

diarrhée (Staats et al., 2003). Les recherches de toxines des différents pathotypes

d‟Escherichia coli ne se font pas de manière routinière dans les laboratoires d‟analyses

vétérinaires mais plutôt dans le cadre d‟études épidémiologiques. En effet, les tests en culture

cellulaire sont laborieux (entretien des lignées cellulaires), dispendieux et ne sont réalisables

que pour des toxines ayant un effet cytotoxique.

3. Rôle de la Réaction de Polymérisation en chaîne (PCR) dans

l’identification des germes entéropathogènes et des gènes codant pour

des facteurs de virulence

Des méthodes génomiques peuvent être utilisées pour détecter les gènes codant pour

les toxines bactériennes mais aussi pour d‟autres gènes directement en lien avec le pouvoir

pathogène de la bactérie. Les méthodes moléculaires permettent ainsi d‟identifier l‟agent

pathogène directement dans l‟échantillon, de distinguer des souches toxinogènes de celles qui

ne le sont pas et de distinguer des facteurs de virulence spécifiques à certains agents.

a) Gènes codant pour des toxines bactériennes

La PCR va permettre d‟identifier les souches bactériennes ayant la capacité de

synthétiser la toxine, par la recherche du gène codant pour cette toxine. Elle est

complémentaire des méthodes immuno-enzymatiques permettant la détection de la toxine

elle-même, traduisant la production effective de la toxine.

94

i. Clostridium perfringens

Le gène codant pour l‟entérotoxine de type A de Clostridium perfringens (cpe) peut

être détecté par PCR directement sur les échantillons fécaux ou sur les isolats. Le fait de

détecter uniquement le gène prouve que la souche est bien entérotoxinogène mais pas

nécessairement que le gène est exprimé. Une étude a montré une association significative

entre la détection du gène cpe par PCR et la présence de la diarrhée chez le chien (Marks et

al., 2002). L‟association la plus significative était trouvée entre l‟utilisation concomitante des

tests ELISA et PCR et la présence de la diarrhée (les deux tests étaient positifs pour 4% des

chiens cliniquement sains contre 28% des chiens atteints de diarrhée). Des faux négatifs avec

la méthode PCR peuvent cependant survenir et être dus à un nombre trop faible de souches

entérotoxinogènes, non détectables. L‟approche diagnostique optimale pour une diarrhée

associée à Clostridium perfringens serait de combiner la PCR et le test ELISA directement

sur les isolats obtenus à la coproculture (Marks and Kather, 2003).

ii. Clostridium difficile

En ce qui concerne Clostridium difficile, la détection moléculaire des souches

toxinogènes (détection des gènes codant pour les toxines A et B) après la coproculture

n‟aurait pas d‟intérêt diagnostique chez le chien. En effet, il n‟y a pas de différence

significative dans la fréquence d‟isolement des souches toxinogènes chez les chiens sains et

ceux atteint de diarrhée (Marks and Kather, 2003 ; Marks et al., 2002).

Chez l‟homme, la sensibilité de la PCR pour détecter le gène codant pour la toxine est

de 96 à 100% sur les selles. Elle est comparable à celle du test de référence qu‟est la détection

de l‟activité cytotoxique de la toxine B sur culture cellulaire. La sensibilité de la PCR sur les

selles chez l‟homme rend ainsi la culture du germe facultative.

Chez le chien, une étude a montré que la PCR effectuée directement sur les isolats de

Clostridium difficile était une méthode diagnostique peu fiable si elle est utilisée seule (Marks

et al., 2002). En effet, aucune association significative n‟a été trouvée entre la présence de la

diarrhée et la détection par PCR des souches toxinogènes chez le chien (Marks et al., 2002).

De plus, la corrélation entre la détection des souches toxinogènes sur les isolats (après

coproculture) et la détection de toxines dans les selles était très faible avec un seul chien

positif sur 12 pour les deux tests. Les possibles raisons peuvent être une faible expression des

toxines ou une faible détection par les deux kits Elisa utilisés dans cette étude. Ces derniers

avaient des sensibilités de 54 et 33,3%. Les faux-négatifs peuvent également expliquer ce

résultat.

Bien que la plupart des laboratoires vétérinaires ne proposent pas la PCR pour la

recherche des gènes codant pour les toxines A et B de Clostridium difficile, cette méthode

mériterait d‟être approfondie étant donné le nombre élevé de faux positifs et de faux-négatifs

relatifs à l‟utilisation de tests ELISA pour l‟immuno-détection des toxines. Certains auteurs

encouragent l‟utilisation conjointe de la PCR (détection des gènes codant pour les toxines A

et B) et des tests ELISA (détection des toxines A et B) dans l‟investigation d‟une suspicion de

diarrhée associée à Clostridium difficile (Marks and Kather, 2003).

95

Chez le chat, la PCR peut aussi être utilisée pour détecter les gènes codant pour les

toxines A et B, lors d‟infection à Clostridium difficile.

iii. Escherichia coli entérotoxinogènes et vérotoxinogènes

De nombreux gènes impliqués dans la virulence des souches peuvent être recherchés.

Nous nous intéresserons dans ce paragraphe aux gènes codant pour les toxines des ECET

(toxines thermolabiles -LT- et thermostables -STa et STb-) et des ECVT (shiga-toxines ou

vérotoxines 1 et 2).

Une étude a comparé les fréquences d‟isolement des souches d‟Escherichia coli

porteuses des gènes codant pour les shiga-toxines et les entérotoxines (technique PCR et

hybridation d‟ADN) entre des chiens souffrant de diarrhée et des chiens sains (Staats et al.,

2003). Une association significative entre la présence du gène stx1 (codant pour la shiga-

toxine STX1) et la présence de la diarrhée a été démontrée. Le gène stx2 (codant pour la

shiga-toxine STX2) est présent dans des proportions similaires entre les chiens souffrant de

diarrhée et les chiens sains. Les gènes codant pour les toxines (shiga-toxines et entérotoxines)

sont cependant retrouvés chez des animaux avec ou sans diarrhée, montrant que les chiens

peuvent être porteurs asymptomatiques de souches productrices d‟entérotoxines ou de shiga-

toxines. Une seconde étude a trouvé, à l‟inverse de la première, une association significative

entre la présence du gène codant pour STX2 et l‟entérotoxine thermostable et la présence de

la diarrhée chez les chiens (Hammermueller et al., 1995). Le gène codant pour STX1, quant à

lui, était présent à des fréquences similaires autant dans les matières fécales provenant

d‟animaux souffrant de diarrhée (8,9%) que celles d‟animaux sains (12,3%).

Dans la majorité des études, le gène codant pour l‟entérotoxine thermolabile (elt) est

détecté à une très faible fréquence ou ne l‟est pas du tout (Staats et al., 2003 ; Hammermueller

et al., 1995 ; Wateson et al., 1988). Ceci s‟explique par le fait que les souches productrices

d‟entérotoxines thermolabiles ne sont quasiment pas retrouvées chez les chiens sains (Beutin,

1999). Les souches ECET canines expriment la plupart du temps le gène codant pour

l‟entérotoxine thermostable STa (gène estA). Les souches ECVT semblent être plus souvent

associées à la diarrhée chez le chien que les souches ECET. Une étude, uniquement chez des

chiens sains, a détecté la présence de souches ECET (détection du gène estA codant pour

l‟entérotoxine thermostable STa) mais aucune souche ECVT (Holland et al., 1999).

Les gènes codant pour les shiga-toxines et les entérotoxines ne sont cependant pas

recherchés dans les selles d‟animaux en pratique vétérinaire courante, ceci est effectué

uniquement dans un contexte de recherche. Les laboratoires vétérinaires ne proposent pas

d‟emblée la PCR pour la recherche des gènes virulents d‟Escherichia coli dans leurs

prestations.

96

b) Gènes impliqués dans la pathogénie de la diarrhée : cas des ECEP

Les souches entéropathogènes d‟Escherichia coli provoquent des lésions

d‟attachement-effacement sur la muqueuse intestinale. La PCR est une méthode plus sensible

que l‟histopathologie pour identifier ces souches pathogènes. Les gènes impliqués dans ce

mécanisme et pouvant être recherchés sont :

- Le gène eaeA codant pour une intimine permettant l‟adhésion de la bactérie

à l‟épithélium intestinal

- Le gène bfpA codant pour une protéine fimbriale permettant également

l‟adhésion de la bactérie

- De nombreux gènes situés sur l‟îlot de pathogénicité (plasmide) contenant

les gènes nécessaires à l‟établissement des lésions d‟attachement-

effacement

De nombreuses études épidémiologiques utilisent la PCR comme moyen de

caractérisation des souches entéropathogènes après avoir isolé les bactéries à la coproculture

(Morato et al., 2009 ; Nakazato et al., 2004 ; Goffaux et al., 2000 ; Holland et al., 1999 ;

Drolet et al., 1994). La recherche des gènes permet de classer les Escherichia coli parmi les

différents pathotypes « inducteurs de diarrhée » : entéro-hémorragiques (possession des gènes

d‟attachement/effacement et des gènes codant pour les shiga-toxines), entérotoxinogènes

(gènes codant pour les toxines thermostable et thermolabile), entéro-pathogènes (uniquement

les gènes impliqués dans les lésions d‟attachement/effacement). Etant donné qu‟Escherichia

coli est un germe commensal et que la coproculture ne permet pas de différencier les souches

pathogènes des non pathogènes, les méthodes moléculaires restent le seul moyen de les

identifier. Cependant, les gènes « virulents » ne sont pas recherchés en pratique, en médecine

vétérinaire.

c) Détection de Salmonella spp. et Campylobacter spp. par PCR

Salmonella spp.

La méthode PCR est utilisée pour détecter des salmonelles dans les selles canines

(Greene, 2006). C‟est une méthode plus rapide que la coproculture qui peut être réalisée en

deux heures. Une étude a montré que la PCR associée à l‟hybridation d‟ADN est plus sensible

que la culture de selles dans la détection de Salmonella Typhimurium à partir d‟écouvillons

rectaux (Stone et al., 1995). La PCR serait également plus sensible si elle est réalisée dans les

trois jours post-infection. La sensibilité du test peut être augmentée en l‟utilisant non pas sur

les selles ou les écouvillons rectaux, mais sur les bouillons d‟enrichissement augmentant le

nombre de micro-organismes présents dans l‟échantillon (Stone et al., 1995). Les deux limites

de la PCR utilisée comme outil diagnostique des diarrhées salmonelliques sont les réactions

faussement positives et les réactions faussement négatives. Les faux positifs peuvent survenir

lors de contamination de l‟échantillon par de l‟ADN de l‟air ambiant. Les faux négatifs

97

peuvent être dus à des substances présentes naturellement dans les échantillons fécaux

inhibant le processus de polymérisation en chaîne (Stone et al., 1995).

Campylobacter spp.

Dans le cadre des campylobactéries la PCR est utilisée pour identifier plus

précisément les espèces une fois qu‟elles ont été isolées par la coproculture. La PCR associée

à l‟analyse du polymorphisme de longueur des fragments de restriction est considérée comme

un outil diagnostique utile dans l‟identification des espèces de Campylobacter spp.

thermophiles (Marks and Kather, 2003). Elle serait plus fiable que les méthodes

phénotypiques classiques pour l‟identification des espèces de Campylobacter spp., qui

mèneraient à des caractérisations imprécises, selon une étude menée chez des animaux

domestiques et sauvages (Engvall et al., 2002). Les méthodes moléculaires utilisées pour

identifier les espèces et pour leur génotypage (Amplified Fragment Length Polymorphism,

Restriction Fragment Length Polymorphism, techniques d‟hybridation d‟ADN, électrophorèse

en champs pulsé…) sont employées dans le cadre des recherches épidémiologiques et non

réalisables en pratique dans les laboratoires vétérinaires car trop coûteuses et trop longues.

Elles sont particulièrement utiles pour caractériser les espèces lors de co-infection par

différentes espèces de Campylobacter (Koene et al., 2009 ; Koene et al., 2004) ou par

Campylobacter et Helicobacter spp. (Shen et al., 2001). Les méthodes moléculaires consistent

aussi à étudier les relations et les diversités génétiques entre les différentes souches d‟une

même espèce afin d‟étudier les dynamiques de transmission inter et intra-espèces (Wieland et

al., 2005 ; Moser et al., 2001).

Malgré la forte sensibilité et la forte spécificité des techniques moléculaires, celles-ci

ne remplaceront pas les cultures conventionnelles. En effet, la PCR va pouvoir identifier la

présence de l‟ADN de tel ou tel agent recherché dans l‟échantillon mais ne pourra pas

déterminer s‟il est impliqué dans un processus infectieux actif. De plus, la PCR ne donne

aucune indication quant à la viabilité du microorganisme car elle détecte aussi bien l‟ADN de

microorganisme mort ou vivant. Une coproculture démontre clairement la viabilité d‟un agent

par sa capacité à croître dans un milieu. Elle permet aussi la réalisation a posteriori d‟un

antibiogramme, contrairement à la PCR. C‟est pourquoi la coproculture reste toutefois

indispensable face au développement des nouvelles techniques moléculaires. La grande force

de la PCR reste la possibilité de pouvoir détecter un agent présent en très faible quantité dans

l‟échantillon. Elle augmente ainsi le pouvoir de détection des agents recherchés.

98

4. Le sérotypage des espèces bactériennes isolées

Le sérotypage (ou sérogroupage) met en évidence les antigènes structuraux bactériens

par des immuns sérums pour le diagnostic de sérovars ou sérogroupes. Les caractéristiques

antigéniques vont permettre de différencier les souches au sein d‟une même espèce. Pour les

salmonelles et les Escherichia coli on recherche les antigènes flagellaires (H) et somatiques

(O) par des tests d‟agglutination sur lame. Les souches de Clostridium difficile sont également

sérotypées par des tests d‟agglutination sur lame. Les méthodes de sérotypage des

Campylobacter spp. et Clostridium perfringens sont variées et complexes. Les méthodes de

sérotypages sont longues, difficiles et coûteuses. Elles ne sont réalisées que dans des

laboratoires de recherche et non pas dans le cadre du diagnostic de laboratoire des diarrhées

d‟origine bactérienne. Elles sont employées uniquement dans le cadre d‟enquêtes

épidémiologiques pour caractériser les dynamiques de transmission des souches.

5. Les examens complémentaires proposés par le laboratoire Idexx

Alfort

Des tests moléculaires sont disponibles en routine dans certains laboratoires d‟analyses

vétérinaires. Ainsi, Idexx Alfort propose des PCR sur selles canines ou félines pour détecter

le gène codant pour l‟entérotoxine A de Clostridium perfringens ainsi que l‟ADN de

Salmonella spp.. Ils sont proposés en complément de la coproculture. Cinq grammes de selles

sont recommandés, envoyés dans un récipient stérile, sous couvert du froid. Des tests ELISA

pour la détection de l‟entérotoxine A de Clostridium perfringens sont aussi disponibles. Les

méthodes moléculaires et immunologiques ne sont pas proposées en routine pour les

Campylobacter spp., les différents pathotypes d‟Escherichia coli et Clostridium difficile.

D. Le compte-rendu du laboratoire

Les échantillons qui ont été correctement prélevés, conditionnés et transportés au

laboratoire d‟analyses vétérinaire peuvent contenir de précieux renseignements concernant la

cause de la diarrhée. Cependant, l‟isolement et l‟identification d‟une bactérie dans les selles

d‟un animal ne témoigne pas nécessairement de son caractère pathogène. Les résultats de la

coproculture fournis par le laboratoire ne doivent pas être interprétés indépendamment du

contexte clinique. Il est essentiel de les confronter aux signes cliniques mais aussi au site de

collecte du prélèvement (selles récoltées sur le sol, directement à partir du côlon…), au mode

de prélèvement et au mode de transport au laboratoire (Jones, 2006). Le laboratoire d‟analyse

vétérinaire peut fournir plusieurs réponses au clinicien. Les éléments importants à prendre en

compte sont la quantité et la pureté de croissance de la souche (Guilford and Strombeck,

1996, c). Le but est de rechercher parmi une flore commensale très abondante, soit des

bactéries habituellement absentes et réputées pour leur pouvoir pathogène, soit une espèce

bactérienne habituellement présente mais anormalement prédominante. Les cultures

quantitatives ne sont pas réalisées et n‟ont aucune application clinique (Guilford and

Strombeck, 1996, c).

99

Voici les résultats que peut fournir le laboratoire suite à la réalisation de la coproculture :

1. Flore physiologique perturbée (Person, 1982)

L‟appréciation globale du déséquilibre de la flore microbienne intestinale peut se faire

à l‟examen direct après coloration de Gram. Cet examen doit être interprété en fonction de

l‟espèce animale, de son âge, de l‟alimentation, des commémoratifs… La perturbation de la

flore physiologique peut se faire par l‟appréciation semi-quantitative du nombre de bactéries

ou par la présence de certaines bactéries normalement absentes.

Nombre anormal

L‟examen direct n‟est pas une numération mais on peut considérer que la lecture d‟une

coloration standard effectuée par un personnel compétent donne une bonne appréciation semi-

quantitative des populations bactériennes. Ainsi on peut observer une prolifération importante

des populations bactériennes dans leur ensemble ou de certaines d‟entre elles seulement,

conséquence d‟une rupture de l‟équilibre de la flore endogène intestinale.

Présence de bactéries prédominant anormalement

L‟examen direct après coloration peut montrer soit une prédominance marquée d‟une

groupe bactérien (bacilles Gram +, Gram -, cocci Gram +, bactéries sporulées…), soit la

présence d‟éléments normalement peu représentés (levures…) dont la visualisation à la

coloration de Gram est anormale ou encore non représentés normalement.

L‟appréciation globale du déséquilibre de la flore endogène par l‟examen direct reste

un examen simple permettant d‟avoir une vue globale de la flore, mais limité, car peu précis.

Elle peut être suffisante pour affirmer un déséquilibre à corriger mais n‟apporte pas la preuve

de l‟étiologie bactérienne d‟une entérite ou d‟une colite.

2. Absence de croissance

Le fait de ne pouvoir isoler aucune bactérie peut être interprété comme un résultat

faussement négatif et résulter de nombreux facteurs incluant le mode de prélèvement de

l‟échantillon, le mode de transport, un milieu de transport inapproprié, un délai de transport

trop long, une antibiothérapie avant le prélèvement… Cela peut aussi résulter d‟un traitement

inapproprié des prélèvements au laboratoire lorsqu‟il s‟agit de micro-organismes difficiles à

cultiver et nécessitant des techniques particulières (anaérobies stricts, bactéries micro-

aérophiles). Si les germes sont observés sur un frottis de selles (comme Campylobacter spp.

par exemple) mais qu‟ils ne sont ensuite pas isolés, le mode de transport et la méthode de

mise en culture devraient être réévalués (Jones, 2006). Le laboratoire Idexx Alfort indique

qu‟il est très rare d‟avoir des coprocultures non interprétables dans le sens où aucune

croissance bactérienne n‟est détectée. Cela arriverait dans moins de 1% des cas (sans

qu‟aucune explication fiable ne soit obtenue).

100

3. Absence de germe pathogène spécifique (Jones, 2006)

Il est plus pertinent de savoir que le laboratoire a orienté ses recherches sur tel ou tel

germe entéropathogène mais qu‟il a été incapable de les isoler plutôt que de recevoir un

rapport de résultats indiquant les micro-organismes présents à la culture. Ainsi, un rapport de

résultats d‟une coproculture indiquant qu‟aucune salmonelle ou campylobactérie n‟a été

retrouvée est plus utile qu‟un rapport énumérant plusieurs espèces de la flore endogène

microbienne intestinale. En effet, cela indique que des techniques particulières ont été mises

en œuvre par le laboratoire pour rechercher et identifier ces pathogènes dans l‟échantillon.

4. Culture bactérienne pure

Le laboratoire doit indiquer si la croissance est légère, modérée ou importante. La

quantification de la croissance bactérienne permet d‟aider à donner ou non une signification

aux résultats (Jones, 2006). L‟interprétation des résultats de la coproculture peut également

être facilitée si le laboratoire fournit une estimation globale du nombre de bactéries

pathogènes par rapport à la flore endogène (Guilford and Strombeck, 1996, c et e). La

croissance importante et pure d‟un germe pathogène connu ou d‟un membre de la flore

endogène est significative (Guilford and Strombeck, 1996, e), d‟autant plus que le résultat du

laboratoire est en adéquation avec les signes cliniques (par exemple, diarrhée profuse

hémorragique et culture pure d‟un grand nombre de Clostridium perfringens). Il ne faut pas

non plus oublier qu‟une forte croissance peut aussi être la conséquence d‟un transport de

l‟échantillon inadéquat ou d‟un écouvillonnage trop vigoureux (Jones, 2006). Une croissance

légère d‟un germe potentiellement pathogène au sein d‟une flore mixte obtenue après une

méthode d‟enrichissement plaide en faveur de la flore physiologique ou d‟une inhibition par

un traitement antibiotique avant le prélèvement (Jones, 2006). Ce type de résultat est souvent

difficile à interpréter. Un isolement de quatre (et plus) micro-organismes aérobies est aussi en

faveur d‟une flore physiologique. De tels résultats n‟ont pas de signification univoque. Si la

croissance est importante et pure on procède à l‟isolement et l‟identification du germe,

potentiellement responsable des symptômes.

5. Deux ou trois cultures bactériennes pures

On peut considérer que l‟isolement de maximum trois germes en culture pure peut être

un résultat significatif et interprétable dans un contexte clinique.

6. Antibiogramme

La coproculture permet, après isolement et identification d‟un germe, la réalisation

d‟un antibiogramme pour adapter le traitement spécifique de la diarrhée. Ce dernier est réalisé

en pratique lorsque, à la coproculture, une population bactérienne prédominante a été isolée et

qu‟elle semble dans le contexte clinique pouvoir être mise en lien avec les symptômes motifs

de la demande.

101

Après avoir caractérisé la coproculture du point de vue du laboratoire, nous allons

intégrer cet examen dans le contexte clinique, afin de déterminer ses intérêts et ses limites

dans le cadre de la recherche de l‟étiologie infectieuse d‟une diarrhée canine ou féline. Même

si l‟isolement et l‟identification des germes entéropathogènes sont longs (plusieurs étapes

séquentielles se déroulant sur 3 à 4 jours), la coproculture peut présenter un intérêt pour le

clinicien. Nous allons voir comment l‟utiliser.

103

Partie 3 :

Place et intérêt de la coproculture face à une

diarrhée

105

L‟examen bactériologique des selles a pour but idéal de permettre la mise en évidence de

la ou des bactérie(s) pathogène(s) responsables de la diarrhée au sein d‟une flore complexe en

sachant qu‟il existe un nombre limité de germes entéropathogènes stricts. Le diagnostic d‟une

diarrhée d‟origine bactérienne ne peut se baser uniquement sur l‟isolement de germes

entéropathogènes lors d‟une coproculture. En effet, l‟isolement doit être associé à des signes

cliniques compatibles chez l‟animal se trouvant dans un contexte clinique évocateur. Ainsi, la

signification du résultat doit être évaluée à la lumière du contexte clinique : symptômes, âge

de l‟animal, statut immunitaire et conditions environnementales, que nous préciserons dans

cette partie. Dans cette dernière, nous préciserons également à quel moment la coproculture

doit intervenir dans le cadre de la démarche diagnostique du praticien face à une diarrhée.

A. Quand demander une coproculture ?

1. Les indications de réalisation de la coproculture

Les indications de la coproculture sont triples :

- La recherche de la cause infectieuse d‟une diarrhée

- Le dépistage des porteurs sains

- Les enquêtes épidémiologiques

L‟indication de recherche d‟une cause infectieuse d‟une diarrhée est la plus fréquente,

nous allons nous intéresser plus particulièrement à cet aspect.

Une coproculture doit être réalisée lors de contextes évocateurs de diarrhée d‟origine

bactérienne. Nous allons les évoquer dans cette partie afin de caractériser plus précisément les

indications de réalisation de la coproculture ainsi que le moment de sa mise en œuvre.

a) La coproculture sur un cas isolé de diarrhée

Si une diarrhée d‟origine bactérienne est suspectée chez des chiens ou des chats de

particuliers et ne vivant pas en effectif, une culture de selles devrait toujours être envisagée, à

condition de respecter rigoureusement les conditions de prélèvements, d‟envoi et de

conditionnement des échantillons. Bien que la culture de selles nécessite plusieurs étapes se

déroulant séquentiellement sur 3 à 4 jours, incluant un enrichissement, l‟inoculation d‟un

milieu, une incubation puis plusieurs étapes d‟identification, elle peut être utile et riche de

renseignements dans certaines occasions (Guilford and Strombeck, 1996, c).

En se basant sur l‟anamnèse des éléments peuvent être utiles pour la décision

d‟entreprendre une coproculture (Guilford and Strombeck, 1996, c) :

- Diarrhée après exposition à des produits alimentaires susceptibles d‟être

contaminés (viande crue)

- Diarrhée après un séjour dans un chenil ou une chatterie

- Diarrhée après un passage dans une exposition canine ou féline

106

- Diarrhée après contact avec un autre animal présentant les signes digestifs

- Diarrhée survenant sur plus d‟un animal au sein d‟un même foyer

- Diarrhée survenant à la fois chez l‟animal et chez le propriétaire (zoonose)

La coproculture est particulièrement indiquée lorsqu‟un ou plusieurs de ces éléments

sont présents.

Les signes cliniques associés à une entérite ou une colite bactérienne peuvent être très

variables selon les individus et la bactérie impliquée. Une diarrhée bactérienne devrait être

suspectée chez les chiens ou les chats qui montrent un épisode aigu de diarrhée hémorragique

du gros intestin (Guilford and Strombeck, 1996, c), parmi d‟autres hypothèses (origine virale

et parasitaire). Une diarrhée associée à une hémochésie et de l‟hyperthermie sont aussi des

indications à réaliser une coproculture pour Salmonella spp., et Campylobacter spp.

(McDonough and Simpson, 1996), après avoir exclu, en premier lieu, l‟hypothèse d‟une

parvovirose. Les résultats de laboratoire mettant en évidence un foyer infectieux

(leucocytose, leucopénie,…) renforcent la suspicion et confortent la décision de réalisation

d‟une coproculture (en gardant toutefois en tête l‟hypothèse d‟une parvovirose face à de tels

résultats).

Cependant, des signes cliniques d‟une atteinte digestive aiguë associés à des

modifications de la numération blanche ne sont jamais spécifiques d‟une origine bactérienne.

Il convient de replacer la coproculture parmi d‟autres examens complémentaires sur les selles

tout aussi indispensables lors de suspicion d‟une cause infectieuse. Dans ce contexte clinique,

il faut écarter des causes parasitaires avec une coproscopie (helminthes, coccidies, Giardia

duodenalis), une parvovirose avec un test ELISA détectant les antigènes fécaux du virus. La

réalisation d‟autres examens varie selon le statut clinique de l‟animal et la chronicité des

symptômes (échographie abdominale, dosage de la lipase pancréatique canine ou féline, dans

le cas d‟atteinte aiguë associée à une douleur abdominale et/ou des vomissements ; dosage des

folates, TLI et de la cobalamine, endoscopie associée à des biopsies intestinales,…).

La cytologie fécale peut également donner des renseignements précieux incitant à la

réalisation d‟une coproculture (Guilford and Strombeck, 1996, c). Un nombre important de

polynucléaires neutrophiles sur un frottis fécal, lors de diarrhée hémorragique plaide en faveur

d‟une origine bactérienne impliquant un germe invasif (en particulier une salmonellose

digestive). La visualisation de spores en forme « d‟épingle à nourrice » oriente vers une

recherche de Clostridium perfringens lors de la coproculture. La présence de bactéries en

forme d‟ « aile de mouette » au frottis fécal oriente vers une suspicion de campylobactériose.

Si des biopsies coliques révèlent à l‟histologie une infiltration neutrophilique, des

érosions et/ou des ulcérations de l‟épithélium intestinal, une colite bactérienne est également

envisageable. Si les images histologiques montrent une inflammation de type pseudo-

membraneuse, une culture de selles recherchant Clostridium difficile ainsi qu‟une recherche

des toxines associées peuvent être pertinentes (Guilford and Strombeck, 1996, c).

Les cultures de selles sont également indiquées dans le cadre de suspicion de

zoonoses. En effet, la majorité des agents bactériens cités ici ont un potentiel zoonotique

107

(Salmonella spp., Campylobacter spp. et Escherichia coli). Si un épisode de diarrhée survient

chez un animal domestique dont l‟entourage comprend des personnes immunodéprimées ou

des personnes à risques (jeunes, personnes âgées) une culture de selles est recommandée pour

identifier s‟il existe un risque de santé publique, en particulier vis-à-vis de la salmonellose

(Guilford and Strombeck, 1996, c).

Les diarrhées de type nosocomiales sont également un contexte dans lequel la

coproculture devrait être réalisée (Guilford and Strombeck, 1996, c). Les agents à rechercher

dans ce contexte sont les salmonelles et Clostridium difficile.

b) La coproculture lors de pathologies d‟élevage

Le contexte de diarrhée survenant dans un élevage ou toute autre collectivité animale

(refuge, chenil ou chatterie) modifie l‟approche diagnostique du vétérinaire. Sur un animal

isolé, les examens pratiqués ont pour but, en partie, de renseigner sur la gravité de la maladie

et sur ses complications éventuelles. Dans le cas d‟un groupe, on cherchera à exclure ou

confirmer le plus rapidement l‟existence d‟une maladie infectieuse contagieuse. Dans la

plupart des cas, si un seul animal est concerné par la diarrhée, l‟indication d‟une coproculture

est discutable, à moins d‟une mauvaise réponse à l‟antibiothérapie ou s‟il existe un risque de

santé publique. En revanche, lorsque plusieurs animaux sont atteints, une coproculture peut

être davantage recommandée dans le but de rechercher une éventuelle cause bactérienne

contagieuse. Par ailleurs, l‟identification de la cause dans un contexte d‟élevage est

importante afin de permettre au professionnel de mettre en place à terme des mesures de

prophylaxie (sanitaire et médicale) en parallèle d‟un traitement spécifique.

En collectivité, les caractéristiques des selles et les répercussions systémiques des

troubles digestifs sont peu spécifiques de l‟agent pathogène en cause (diarrhée aiguë,

mortalité chez les plus jeunes, retards de croissance…). Souvent, l‟expression clinique dépend

de la combinaison de multiples facteurs. Le diagnostic étiologique des diarrhées survenant

dans un tel contexte est difficile. L‟utilisation d‟outils diagnostiques à bon escient (ciblage des

recherches, connaissance de la sensibilité et de la spécificité des tests) permet d‟orienter le

vétérinaire dans la recherche de la cause de la diarrhée au sein d‟une collectivité. Il est

recommandé de réaliser des coprocultures sur plusieurs animaux dans les stades précoces de

la maladie, lors de diarrhée d‟allure épidémique. Le laboratoire doit bien sûr être informé de

la bactérie suspectée par le vétérinaire lors de l‟envoi des échantillons.

Les bactéries les plus à risques d‟être à l‟origine d‟une épidémie dans un effectif de

chiens sont Campylobacter spp. et Salmonella spp.. Une étude épidémiologique évaluant

l‟association entre les agents pathogènes intestinaux et la présence de diarrhée dans une

population canine d‟un refuge a révélé que la bactérie la plus fréquemment impliquée était

Campylobacter jejuni (Sokolow et al., 2005). Aucune salmonelle n‟a en revanche été isolée à

la coproculture.

Des diarrhées dues à Campylobacter spp. ou Salmonella spp. doivent être suspectées si

la collectivité est nourrie à base d‟aliments non industriels (carcasses de poulet décongelées

par exemple) ou s‟il y a eu plusieurs avortements dans l‟élevage (notamment pour Salmonella

108

spp.) ou encore s‟il existe des troubles digestifs chez l‟éleveur ou dans sa famille. Les causes

bactériennes étant plutôt secondaires il convient d‟éliminer en premier lieu les causes

parasitaires, virales et alimentaires, qui sont plus représentées dans un contexte de collectivité.

La surveillance d‟une infection par des mises en culture de selles peut être un excellent

moyen d‟évaluer les bonnes pratiques d‟hygiène au sein d‟un chenil car la contamination se

fait par exposition aux selles infectées. De plus, étant donné le potentiel zoonotique

(notamment Campylobacter spp., Salmonella spp.), il peut être intéressant de pratiquer des

coprocultures sur des chiens provenant de chenils ou refuges (atteints de diarrhée ou non)

avant une adoption.

Les pressions infectieuses étant plus importantes dans les chenils, chatteries ou

refuges, tout évènement provoquant une altération de l‟homéostasie intestinale (stress,

changement de diète, maladies intercurrentes, parasitisme…) pourra entraîner une épidémie

de diarrhée infectieuse.

c) La coproculture lors de diarrhée aiguë ou chronique

Lors de diarrhée aiguë, la coproculture peut avoir un délai de réponse supérieur à la

résolution des symptômes, rendant sa réalisation peu utile pour le traitement de l‟animal

atteint. Elle présente cependant un intérêt si elle est effectuée à visée épidémiologique et s‟il

existe un risque de santé publique (risques zoonotiques). Par exemple, même si les diarrhées

associées à Campylobacter spp. sont généralement spontanément résolutives, le potentiel

zoonotique élevé de cette bactérie nécessite la réalisation d‟une coproculture et l‟instauration

d‟une antibiothérapie spécifique (Willard and Marks, 2006).

Lors de diarrhée chronique la coproculture doit être réalisée avant la mise en place

d‟un traitement et en particulier d‟une antibiothérapie. La coproculture est considérée, à tort

comme un examen de seconde intention. Elle devrait être réalisée bien au contraire en

première intention : un traitement antibiotique juste avant la coproculture rendra impossible

une bonne interprétation des résultats. Cependant les diarrhées chroniques bactériennes sont

beaucoup plus rares que les diarrhées aiguës d‟origine infectieuse.

Selon le laboratoire Idexx Alfort, la principale motivation des vétérinaires qui leur

demandent des coprocultures est la recherche d‟une cause bactérienne face à une diarrhée

chronique qui ne rétrocède pas au traitement symptomatique, avec élimination au préalable

des causes extra-digestives. La coproculture est donc encore considérée comme un examen

complémentaire de seconde intention.

109

2. À quel moment demander une coproculture ?

L‟interprétation des résultats de la coproculture doit tenir compte du moment de la

réalisation de l‟examen. La réalisation et l‟interprétation de cet examen doit toujours prendre

en compte le stade de la maladie, la date d‟apparition des symptômes et le mode d‟apparition

aigu ou chronique.

a) Stade de la maladie

Les selles doivent, en général, être soumises dans les phases initiales de la maladie,

c‟est-à-dire très tôt après le début de la diarrhée, car au fur et à mesure que la maladie

progresse, le nombre de germes pathogènes décline dans les selles et leur isolement devient

plus difficile (Guilford and Strombeck, 1996, c). Il est conseillé de récolter trois échantillons

consécutifs dans le stade aigu de la maladie, soit les trois premiers jours.

b) Maladie aiguë ou chronique

Lors de diarrhée aiguë, la plupart des affections digestives sont de durée limitée et le

praticien amorce souvent d‟emblée un traitement symptomatique qui favorise la résolution des

symptômes (diète hydrique, usage d‟un régulateur du transit et d‟un pansement gastro-

intestinal). L'émission dans les selles de certaines bactéries agents de diarrhées aiguës peut

être très brève et souvent les coprocultures sont réalisées trop tard. Selon l‟état général de

l‟animal ou après un échec du traitement initié, des examens complémentaires dont la

coproculture peuvent être nécessaires afin d‟identifier la maladie causale.

Les diarrhées chroniques bactériennes sont beaucoup moins fréquentes que les

diarrhées aiguës bactériennes. Les coprocultures doivent être répétées, dans ces cas précis, car

les animaux peuvent être excréteurs intermittents. Dans les cas de diarrhée chronique

intermittente à Clostridium perfringens, les selles doivent être prélevées quand la diarrhée est

présente car l‟entérotoxine n‟est excrétée que lors des phases symptomatiques (Leib, 2008, a).

Concernant Salmonella spp., les animaux peuvent être des porteurs sains après une infection

et les coprocultures peuvent être positives de manière intermittente pendant une période

pouvant aller jusqu‟à six semaines. Il est donc important de réaliser au moins trois cultures

pour confirmer un résultat négatif.

c) Traitements antibiotiques

Si une antibiothérapie a été instaurée avant l‟envoi de selles pour une coproculture il

faut respecter un délai de minimum une semaine d‟arrêt des antibiotiques avant l‟envoi de

l‟échantillon au laboratoire. La réalisation d‟une antibiothérapie avant la coproculture

représente une des limites essentielles de cet examen chez le chien et le chat. A tort, il est

considéré comme un examen de seconde intention alors qu‟il devrait être envisagé en

première intention dès que le contexte clinique s‟y prête.

110

B. Intégration des résultats de la coproculture fournis par le laboratoire

dans un contexte clinique donné : application à chaque germe

entéropathogène

Les bactéries entéropathogènes considérées dans cette étude sont présentes à la fois

chez des chiens et chats sains (animaux porteurs asymptomatiques ou micro-organismes de la

flore endogène intestinale) et chez des chats et chiens atteints de diarrhée. Leur isolement lors

de coproculture doit alors être interprété avec le contexte clinique pour ne pas leur attribuer

abusivement la cause de la diarrhée. Les bactéries peuvent devenir pathogènes et être

responsables des troubles digestifs observés lorsque plusieurs facteurs de risques sont

présents. L‟identification de ces facteurs de risques pouvant amener à une suspicion

d‟entérocolite bactérienne et l‟intégration des résultats de la coproculture dans le contexte

clinique permettra d‟attribuer ou non de manière pertinente la cause de la diarrhée à la

bactérie isolée, c‟est-à-dire de donner une signification pathologique à la bactérie isolée. Pour

conclure à la virulence d‟une souche, il faut donc s‟entourer d‟un certain nombre de garanties,

à savoir :

- Que le malade présente certains symptômes de l‟infection dont on cherche la

preuve

- Que les échantillons biologiques ont été correctement prélevés et transmis au

laboratoire (avec une précaution particulière pour les bactéries anaérobies en

évitant l‟exposition des prélèvements à l‟air)

- Que les échantillons biologiques renferment une espèce bactérienne considérée

toujours pathogène (ce qui est une éventualité assez rare)

- Ou lorsque l‟on y trouve des espèces pathogènes opportunistes, penser que leur

présence n‟est significative que :

o Si les germes sont recherchés dans un contexte clinique ou

épidémiologique évocateur

o Si ces germes sont très abondants à l‟examen microscopique du produit

fraîchement prélevé et non contaminé

o Si ces germes sont très abondants à l‟isolement, sans usage de milieux

sélectifs et sans utilisation de méthodes d‟enrichissement

o S‟ils sont découverts dans un habitat qui n‟est pas le leur

o Si ces bactéries sont retrouvées plusieurs fois chez le même malade

o Et, a fortiori, lorsque plusieurs de ces conditions sont réunies

Nous allons donc préciser les facteurs de risques propres à chaque bactérie et les

contextes cliniques permettant de suspecter leur implication dans la diarrhée. Ces éléments

plaideront en faveur d‟une réalisation d‟une coproculture. Les résultats devront être

interprétés en tenant compte de ces derniers.

111

1. Clostridium spp.

Les caractéristiques cliniques menant à une suspicion de diarrhée due à Clostridium

spp. sont (Guilford and Strombeck, 1996, a ; Willard and Marks, 2006) :

- Episode aigu de diarrhée hémorragique (avec une atteinte colique préférentielle)

ou diarrhée du côlon chronique intermittente chez le chien ou le chat,

- Patients hospitalisés : épidémies de diarrhées nosocomiales (stress d‟une

hospitalisation et d‟une chirurgie)

- Evènements menant à un déséquilibre de la flore commensale : antibiothérapie,

changement brutal de régime alimentaire, maladies intestinales concomitantes

(parasitisme, parvovirose,…), … favorisant secondairement une sporulation

massive des formes végétatives commensales et une libération de toxines.

Il existe une entité particulière chez le chien : l‟entérite hémorragique aiguë associée à

la fois à Clostridium perfringens et à Clostridium difficile (Leib, 2008, a). Elle atteint les

chiens de tout âge, mais en particulier les jeunes adultes (2-4 ans). Les petites races et les

races miniatures semblent prédisposées. On suspecte un trouble de la perméabilité intestinale

aggravé par la présence des toxines clostridiennes, mais la cause véritable demeure encore

inconnue. Une diarrhée hémorragique aiguë, profuse et d‟odeur fétide est compatible avec ce

syndrome, associée à une hémoconcentration. Des vomissements et de l‟anorexie peuvent

aussi être observés. L‟animal entre en quelques heures en état de choc hypovolémique, qui

peut conduire à la mort si la déshydratation n‟est pas combattue. A l‟autopsie, une entérite

hémorragique nécrosante est observée associée à une lymphadénomégalie mésentérique. Le

diagnostic différentiel doit évoquer d‟emblée une parvovirose. De plus, les chiens atteints de

parvovirose présentent fréquemment une prolifération secondaire de clostridies dans leur tube

digestif.

L‟âge n‟apparaît pas être un facteur de risque chez le chien et le chat contrairement

aux campylobactérioses et aux salmonelloses digestives.

Le diagnostic d‟une diarrhée à Clostridium perfringens doit reposer sur l‟association

des critères suivants (McDonough and Simpson, 1996):

- Diarrhée aiguë hémorragique de l‟intestin grêle ou du côlon ou diarrhée chronique

intermittente du côlon

- Spores de Clostridium perfringens retrouvées à la cytologie fécale

- Culture massive de Clostridium perfringens à partir des selles

- Entérotoxines retrouvées dans les selles

Pour Clostridium difficile il repose uniquement sur les signes cliniques associés à la

culture de la bactérie à partir des selles et la détection des toxines A et B. La coproculture

possède un intérêt diagnostique plus grand par rapport à Clostridium perfringens, étant donné

que les taux d‟isolement sont plus faibles chez les animaux cliniquement sains (de 0 à 40%

pour Clostridium difficile contre plus de 80% pour Clostridium perfringens). De plus, un

résultat négatif rend moins probable une infection à Clostridium difficile.

112


Les facteurs de risques d‟une campylobactériose sont (Ettinger and Feldman, 2005,

a) :

- le jeune âge (animaux de moins d‟un an). Une association significative

entre l‟isolement de Campylobacter lors de culture des selles et la présence

de la diarrhée est présente uniquement chez les jeunes chiens (Burnens et

al., 1992),

- la présence d‟infections intestinales concomitantes (parvovirose, giardiose,

salmonellose, pouvant jouer un rôle synergique et aggraver les signes

cliniques) (Willard and Marks, 2006),

- une antibiothérapie préalable,

- de mauvaises conditions d‟hygiène environnementale

- un séjour en chenil ou chatterie (source de stress et pression infectieuse

plus grande)

Les caractéristiques cliniques sont une diarrhée du côlon, aiguë, muco-hémorragique

associée à un abattement, une anorexie et des vomissements.

Le diagnostic repose sur la conjonction des éléments suivants : les signes cliniques, la

présence des facteurs de risques cités précédemment, la présence de leucocytes fécaux et de

bactéries en « aile de mouette » à la cytologie fécale, l‟isolement de Campylobacter spp. à

partir des selles.

3. Salmonella spp.

Certains facteurs de risques sont similaires à ceux des campylobactéries (McDonough

and Simpson, 1996 ; Greene et al., 2008, b) :

- Le jeune âge

- Un séjour en chenil ou chatterie récent

- Diète à base de viande crue, chasse (oiseaux sauvages…)

- Une hospitalisation (diarrhées nosocomiales)

- Tout stress associé à un changement de diète, un voyage, une

hospitalisation, des maladies digestives intercurrentes, un traitement

immunosuppresseur, une infection par des rétrovirus (chats),…

La diarrhée est de type aigu, hémorragique associée à de l‟hyperthermie, une anorexie,

une douleur abdominale et des vomissements.

Le diagnostic d‟une salmonellose digestive repose sur la présence de symptômes

évocateurs (diarrhée aiguë accompagnée d‟une leucocytose ou d‟une leucopénie et d‟une

hyperthermie) associés aux facteurs de risques précédemment cités et à un isolement de

Salmonella spp. à partir des selles (et éventuellement la présence d‟un grand nombre de

leucocytes fécaux à la cytologie). Cependant les chiens et les chats peuvent être porteurs

chroniques asymptomatiques. Ainsi, dans les cas de diarrhée chronique avec un résultat de

113

coproculture positif pour Salmonella spp., la signification à donner à la présence de

salmonelles est difficile car le vétérinaire doit déterminer si la salmonelle isolée est

responsable de la diarrhée ou si la diarrhée survient chez un animal porteur asymptomatique

(McDonough and Simpson, 1996).

4. Escherichia coli

Les éléments en faveur de la réalisation d‟une coproculture pour recherche

d‟Escherichia coli sont : une diarrhée aiguë aqueuse ou hémorragique, un grand nombre de

leucocytes fécaux à la cytologie. Le jeune âge représente aussi un facteur de risque vis-à-vis

d‟une infection à d‟Escherichia coli.

Le tableau clinique prédominant dû à une infection par des Escherichia coli

productrices de toxines est une diarrhée aiguë profuse aqueuse ou hémorragique, de l‟intestin

grêle. Les ECVT induisent généralement des colites hémorragiques. Cependant, le diagnostic

clinique d‟une colibacillose digestive est quasiment impossible. Peu de facteurs de risques ont

été identifiés dans le cadre des diarrhées dues à Escherichia coli. Seul l‟âge serait un facteur

de risque pour les souches ECET et les ECEP (Marks and Kather, 2003 ; Leib, 2008, b). Les

séjours en chenils ou chatterie seraient aussi un facteur de risque (Guilford and Strombeck,

1996). La coproculture ne présente pas un grand intérêt diagnostique étant donné qu‟elle ne

différencie pas les souches pathogènes des germes commensaux. Son intérêt réside seulement

dans l‟apport d‟isolats pour l‟application de techniques moléculaires (PCR, hybridation

d‟ADN, sérotypages…) qui mettent en évidence les facteurs de virulence (toxines, facteurs

d‟adhésion, gènes codants pour ces éléments). Actuellement ces techniques ne peuvent être

effectuées que dans des centres très spécialisés.

La détection d‟un grand nombre de bacilles à Gram négatif dans les selles à l‟examen

direct ainsi qu‟une culture pure d‟E.coli à partir des selles chez un animal présentant une

diarrhée aqueuse profuse ou hémorragique ne permet qu‟une suspicion d‟entérite

colibacillaire. Le diagnostic définitif nécessite obligatoirement le recours aux techniques

moléculaires, non disponibles et réalisables en pratique quotidienne.

Ainsi, dans certaines circonstances, la coproculture ciblée pour la recherche de germes

entéropathogènes spécifiques, revêt un intérêt diagnostique. L‟antibiogramme qui la suit,

selon les résultats, pourra permettre une antibiothérapie adéquate et ciblée.

114

C. Guide pratique pour le diagnostic des diarrhées bactériennes chez le

chien et le chat

1. Clostridium perfringens

La coproculture réalisée seule n‟a pas de grand intérêt diagnostique car il

s‟agit d‟une bactérie commensale du gros intestin et qui est retrouvée

chez plus de 80% des chiens cliniquement sains.

La symptomatologie va d‟une entérite hémorragique très grave à une

diarrhée bénigne spontanément résolutive du côlon ou de l‟intestin grêle.

Le seul dénombrement des endospores sur un frottis fécal n‟est pas fiable

pour établir un diagnostic (aucune association entre le nombre

d‟endospores et la détection de l‟entérotoxine et entre le nombre

d‟endospore et la diarrhée n‟a pu être établie).

La détection de l‟entérotoxine dans les selles par ELISA doit

obligatoirement accompagner la coproculture pour détecter les souches

entérotoxinogènes.

L‟entérotoxine est labile : la soumission de l‟échantillon de selles doit se

faire le plus rapidement possible (risque de faux négatifs). Des précautions doivent être prises dans l‟interprétation du test ELISA

qui n‟a pas été validé dans l‟espèce canine (seulement dans l‟espèce

humaine).

L‟approche diagnostique optimale pour une diarrhée due à Clostridium

perfringens est l‟association de l‟ELISA (détection de la toxine) et de la

PCR (détection des gènes codant pour l‟entérotoxine).

L‟utilisation de la PCR seule est insuffisante pour un diagnostic car 30%

des souches « PCR-positives » sont « ELISA-négatives » (non production

de la toxine).

2. Clostridium difficile

La coproculture peut avoir un intérêt diagnostique car les fréquences

d‟isolement chez les animaux sains sont faibles (0 à 40%). Une culture

négative permet d‟exclure une infection à Clostridium difficile.

La symptomatologie va d‟une entérite hémorragique très grave à une diarrhée

bénigne spontanément résolutive du côlon ou de l‟intestin grêle.

La détection des toxines A et B dans les selles par ELISA doit obligatoirement

accompagner la coproculture pour détecter les souches toxinogènes.

L‟interprétation des tests ELISA peut parfois être difficile étant donné le

nombre élevé de faux positifs (tests non validés dans les espèces canines et

félines).

Le recours à la PCR pour la détection des gènes codant pour les toxines,

contrairement à Clostridium perfringens, n‟améliore pas les performances

diagnostiques.

115


Le diagnostic repose sur la conjonction des signes cliniques, de l‟anamnèse, de

la coproculture et de la réalisation d‟une cytologie fécale

L‟isolement de Campylobacter spp. sur des milieux spécifiques, chez des

chiens et chats souffrant de diarrhée, doit tenir compte du fait qu‟il est aussi

isolé très fréquemment chez des animaux cliniquement sains.

Les symptômes sont, très souvent, représentés par une colite hémorragique.

La bactérie est très fréquente chez les jeunes chiens et chats (<1 an), vivant

dans des milieux à risques (chenils ou chatteries) et est, dans cette tranche

d‟âge, associée de manière significative à la diarrhée.

La cytologie fécale n‟est pas spécifique car d‟autres bactéries possèdent la

même morphologie que Campylobacter spp. (Helicobacter spp.,…). Elle doit

toujours être suivie d‟une coproculture.

Le recours à la PCR permet de différencier les différentes espèces de

campylobactéries et permet d‟améliorer les connaissances sur sa transmission

et son pouvoir pathogène.

La PCR seule, chez des chiens et chats souffrant de diarrhée ne permet pas de

confirmer un diagnostic de diarrhée associée à Campylobacter spp..

4. Salmonella spp.

Les fréquences d‟isolement des salmonelles sont plus importantes chez les

animaux domestiques consommant de la viande crue (60%).

Les jeunes animaux sont les plus sensibles. Chez l‟adulte sain, une

salmonellose digestive clinique est plus rare.

Le diagnostic est basé sur les signes cliniques, l‟anamnèse, les résultats de

laboratoires (hématologie), la présence de leucocytes fécaux et l‟isolement de

la bactérie à partir des selles sur des milieux de culture spécifiques.

Le recours à la PCR est de plus en plus courant dans les laboratoires

vétérinaires.

116

5. Escherichia coli

La coproculture seule est inutile car elle ne différencie pas les souches

pathogènes des souches non pathogènes et car Escherichia coli fait partie de la

flore commensale.

Les ECET et les ECEP apparaissent être associées à la diarrhée chez les

jeunes animaux uniquement.

La coproculture permet uniquement de fournir des isolats pour l‟application de

méthodes moléculaires pour la recherche de facteurs de pathogénicité.

La détection des toxines (thermostables, thermolabiles et vérotoxines) ainsi

que la détection des gènes codant pour les toxines ou pour d‟autres facteurs de

virulence sont indispensable, mais non réalisables en pratique.

La PCR est la méthode la plus efficace pour identifier les souches pathogènes

d‟Escherichia coli.

CONCLUSION :

Il existe ainsi plusieurs limites à la coproculture. Premièrement, certaines bactéries

sont fragiles et difficiles à mettre en culture. Les conditions de transport, le conditionnement

des échantillons doivent être soignés. Deuxièmement, le temps incompressible de la culture

qui diffère les résultats et son coût (en contexte d‟élevage) représentent d‟autres limites. Par

ailleurs, si un germe est isolé, est-il la cause ou la conséquence de la diarrhée ? A-t-il un

caractère pathogène ? Ce sont des questions que le praticien doit toujours se poser face aux

résultats. Enfin, la coproculture ne peut être considérée comme seul examen d‟exploration des

diarrhées bactériennes (sauf dans le cas de Salmonella et Campylobacter spp. où elle peut être

se suffire à elle-même). La coproculture est très souvent associée aux méthodes moléculaires

et immunologiques.

La réalisation d‟une coproculture est indiquée dans le cas d‟une diarrhée survenant après

un séjour en chenil, chatterie ou après des fréquentations d‟exposition canine ou féline. Elle

est également indiquée après un épisode aigu de diarrhée hémorragique, mais toujours après

avoir écarté d‟autres hypothèses plus probables telles qu‟une parvovirose. En revanche, lors

de diarrhée chronique, les causes bactériennes étant moins fréquentes, elle serait dans ce cas

moins indiquée. Si la diarrhée chronique demeure toutefois résistante à tout traitement et

lorsque les causes extra-digestives ont été éliminées, la coproculture peut être indiquée.

Lorsque plus d‟un animal est touché au sein d‟un même foyer ou lorsqu‟il existe un risque de

santé publique une coproculture est également indiquée. Enfin, une recherche orientée

spécifiquement vers des germes particuliers (Salmonella spp., Campylobacter spp.,

Clostridium spp., Escherichia coli), représente une indication de coproculture.

117

CONCLUSION

La diarrhée est un motif de consultation fréquent en médecine vétérinaire. Les causes

de diarrhée sont nombreuses, aussi bien extra-digestives que digestives. Les causes

infectieuses de diarrhée, particulièrement bactériennes, peuvent être difficiles à diagnostiquer

et font rarement l‟objet d‟une recherche spécifique. C‟est pourquoi il m‟a paru intéressant

d‟étudier la coproculture comme outil diagnostique des diarrhées bactériennes canines et

félines et de préciser ses intérêts et ses limites.

La culture de selles est la méthode la plus commune pour identifier un germe

entéropathogène. Il est toutefois difficile de prouver qu‟un germe entéropathogène isolé en

coproculture est la cause primitive d‟une diarrhée chez le chien et le chat. C‟est la raison pour

laquelle cet examen ne devrait pas être réalisé seul. Les méthodes moléculaires

d‟identification des facteurs de virulence et les méthodes immunologiques visant à typer les

souches et rechercher des toxines permettent d‟explorer plus finement le lien de causalité

entre la présence d‟une bactérie et la diarrhée.

De notre travail, il ressort un point essentiel : la frontière est mince entre une souche

entéropathogène et une souche commensale. Toutes les bactéries présentées dans notre travail

sont très souvent présentes chez le chien et le chat cliniquement sains. Escherichia coli et

Clostridium spp. font par exemple partie de la flore commensale intestinale. Pourtant, elles

peuvent se révéler pathogènes lorsque l‟équilibre fragile et dynamique du tractus digestif est

altéré. C‟est ce dernier qui module la virulence de nombreuses espèces bactériennes et

influence le passage du statut de porteur sain à celui de malade. Ainsi, retrouver des bactéries

dans des selles dans un contexte d‟entérite amène à s‟interroger sur le rôle exact de celles-ci

dans la genèse de la maladie.

Ce travail a permis de définir les contextes dans lesquels une coproculture est indiquée

(diarrhée contagieuse dans un effectif, diarrhée aiguë hémorragique avec répercussions sur

l‟état général non due à un parvovirus, diarrhée chronique rebelle à tout traitement, suspicion

de zoonose et recherche ciblée de certains germes dans des situations particulières). Il a

également expliqué comment interpréter cet examen en le replaçant dans un contexte clinique

donné. Il a enfin permis de préciser les exigences pour la récolte, le conditionnement et le

transport des échantillons de selles afin d‟optimiser les performances diagnostiques de

l‟examen. L'étude bactériologique des selles est techniquement délicate. Le non respect des

conditions opératoires peut conduire à des résultats faussement négatifs ou positifs.

Une limite de la coproculture est qu‟elle ne permet d‟identifier que des bactéries intra-

luminales. La colite histiocytaire, encore récemment considérée comme une affection

inflammatoire idiopathique, est en fait due à une colonisation de la muqueuse par des souches

adhérentes et invasives d‟Escherichia coli. Ces souches ne peuvent pas être mises en évidence

par coproculture. La découverte de leur implication a été permise grâce à une méthode

moléculaire, l‟hybridation fluorescente in situ et la mise en culture de biopsies coliques. Les

souches d‟E. coli impliquées sont génétiquement proches de celles incriminées dans la

maladie de Crohn chez l‟homme. Certaines maladies actuellement classées comme

118

inflammatoires idiopathiques pourraient en réalité être d‟origine bactérienne. Le rôle des

bactéries associées à la muqueuse intestinale dans les entéropathies chroniques reste encore à

définir.

119

LISTE DES DEFINITIONS

Définition 1 :

Milieu d‟enrichissement au sélénite : gélose à base de sélénite cystéine pour l‟enrichissement

de Salmonella spp. enrichie avec de l‟eau peptonée tamponnée (EPT).

Composition : tryptone, lactose, Na2HPO4, hydrogénosélénite de sodium (4 g) et L-Cystine.

Définition 2 :

Milieu d‟enrichissement au tétrathionate : bouillon d‟enrichissement de Salmonella spp..

Composition : tryptone-peptone de soja-bile de bœuf-vert brillant-chlorure de sodium-

thiosulfate-tétrathionate-sodium-potassium-iodure-carbonate de calcium. Quatre-vingt deux

grammes de poudre de base est dissoute par ébullition, on y ajoute 20 ml d‟une solution iodo-

iodurée (dissolution de l‟iode dans l‟iodure) et 9,5 ml de solution de vert brillant à 1 gramme

par dm3. Les sels biliaires et le vert brillant inhibent principalement le développement des

bactéries Gram +.

Définition 3 :

Milieu d‟enrichissement Gram - : composé de citrate de sodium et de désoxycholate de

sodium comme agents sélectifs. Le milieu est moins spécifique pour Salmonella spp. et peut

convenir pour les Shigella.

Définition4 :

Milieu d‟enrichissement de Rappaport-Vassiliadis : milieu liquide dont les substances le

rendent très sélectif, permettant un enrichissement en salmonelles.

Composition : tryptone, NaCl, MgCl2 anhydre et vert de malachite.

Définition 5 :

Gélose vert brillant : milieu hautement sélectif recommandé pour l‟isolement de Salmonella

spp. directement à partir des selles mais aussi à partir de bouillons d‟enrichissement. L‟agent

sélectif est le vert brillant et les agents permettant la différenciation des colonies sont le

lactose et le saccharose dont l‟utilisation est révélé par l‟indicateur coloré : le rouge phénol.

Les colonies de salmonelles sont rouges entourées d‟un halo rouge vif (lactose -). Les

colonies lactoses + et/ou saccharoses + sont jaunes.

Définition 6 :

Gélose MacConkey : milieu sélectif pour l‟isolement des bacilles Gram – (Salmonella,

Shigella et quelques coliformes) dans les eaux, produits alimentaires, produits

pharmaceutiques et biologiques. Le milieu contient des inhibiteurs de la flore Gram + : les

sels biliaires et le cristal violet. Le caractère recherché est la fermentation du lactose révélé

par le virage de l‟indicateur coloré du milieu : le rouge neutre. Les colonies lactose + sont

rouges entourées d‟un halo opaque rouge. Les colonies lactose – (la plupart des salmonelles)

sont jaunes à incolores.

120

Définition 7 :

Gélose XLD (Xylose Lysine Désoxycholate) : milieu sélectif utilisé pour l‟isolement des

entérobactéries pathogènes (Shigella et Salmonella spp.). L‟agent sélectif est de le

désoxycholate de sodium (inhibition de la flore contaminante Gram +) et les agents de

différenciation sont le xylose, le lactose, le saccharose, la lysine et un système de détection de

production d‟H2S. Les salmonelles sont xylose + mais lactose - et saccharose -, décarboxylent

la lysine (possession de lysine décarboxylase) et produisent ou non de l‟H2S. Les colonies

apparaissent rouges avec un centre noir (LDC + et H2S +) ou rouges (LDC + et H2S -). Les

colonies lactose + et saccharose + sont jaunes.

Définition 8 :

Gélose SS (Salmonella Shigella) : milieu sélectif permettant l‟isolement d‟entérobactéries

pathogènes. Il est très utilisé pour la recherche de salmonelles dans les denrées alimentaires

ou dans les selles. Le milieu contient trois inhibiteurs : sels biliaires, vert brillant et citrate de

sodium. Ils empêchent la pousse de toute bactérie Gram + et rendent difficile la croissance

des autres bactéries Gram – autres que Salmonella et Shigella. Les éléments permettant la

différenciation des salmonelles sont la fermentation du lactose et le thiosulfate pouvant

donner du H2S. Les salmonelles donnent des colonies incolores (lactose -) à centre noir (H2S

+). Un inconvénient majeur de ce milieu est la présence de faux-positifs (colonies de Proteus

spp.).

Définition 9 :

Gélose Hektoen : milieu d‟isolement des salmonelles et des shigelles. L‟identification

d‟entérobactéries pathogènes repose sur la non utilisation des glucides présents dans le milieu

(la salicine, le saccharose et le lactose) et la production d‟H2S à partir du thiosulfate. Les

colonies de salmonelles apparaissent bleu-vert à centre noir. Un inconvénient majeur de ce

milieu est la présence de faux-positifs (colonies de Proteus spp.).

Définition 10 :

Gélose de Preston : milieu sélectif pour isolement de Campylobacter spp. C‟est une gélose

nutritive composée de : 5% de sang de cheval lysé, 10 mg/L de triméthoprime, 5000 UI/L de

polymyxine B, 10 mg/L de rifampicine et 100 mg /L d‟actidione.

Définition 11 :

Gélose de Skirrow : milieu sélectif pour isolement de Campylobacter spp. C‟est une gélose

composée de : 7% de sang de cheval lysé, 5 mg/L de triméthoprime, 2500 UI/L de

polymyxine B et de 10 mg/L de vancomycine.

Définition 12 :

Gélose de Butzler : milieu sélectif pour isolement de Campylobacter spp. Gélose au

thioglycolate contenant 10 % de sang de mouton, 15 mg/L de céfalotine, 10 000 UI/L de

colistine, 25 000 UI/L de bacitracine et 50 mg/l d‟actidione.

121

Définition 13 :

Gélose mCCDA (modified Cefoperazone Charcoal Deoxycholate Agar): milieu sélectif pour

isolement de Campylobacter spp. Gélose nutritive contenant de l‟hydrolysat de caséine, 4 g/L

de charbon, 0,25 g/L de FeSO4.7H2O, 0,25 g/L de pyruvate de sodium, 32 mg/L de

céfopérazone, 1000 mg/L de désoxycholate de sodium et 10 mg/L d‟amphotéricine B.

Définition 14 :

Gélose Karmali : milieu sélectif pour isolement de Campylobacter spp. Gélose Columbia

contenant 4 g/L de charbon, 0,32 g/L d‟hématine, 0,1 g/L de pyruvate de sodium et 32 mg/L

de céfopérazone.

Définition 15 :

Gélose CAT (Céfopérazone Amphotéricine Teicoplanine) : milieu sélectif pour isolement de

Campylobacter spp. Gélose nutritive contenant de l‟hydrolysat de caséine, 4 g/L de charbon,

8 mg/L de céfopérazone, 4 mg/L de teicoplanine, 1000 mg/L de désoxycholate de sodium et

10 mg d‟amphotéricine B.

Définition 16 :

Milieu CCFA (Cyclosérine Céfoxitine Fructose Agar) : milieu sélectif utilisé pour l‟isolement

de Clostridium difficile. Il peut être à base de jaune d‟œuf (colonies jaunes) ou à base de sang

de cheval (colonies grises). La formulation originale est à base de : protéose peptone (40 g),

agar (25 g), fructose (6 g), Na2HPO4 (5 g), NaCl (2 g), KH2PO4 (1 g), MgSO4 7H2O (0.1 g),

solution d‟antibiotiques (10ml) (cyclosérine, céfoxitine), émulsion de jaune d‟œuf (10 ml),

solution de rouge neutre (3 ml), solution d‟hémine (1 ml).

Définition 17 :

Gélose au jaune d‟œuf (McClung) : milieu permettant d‟explorer l‟activité lypolytique des

bactéries. Clostridium perfringens possède une lécithinase qui lors de son action (hydrolyse

de la lécithine du jaune d‟œuf) libère de la choline soluble et un diglycéride peu soluble qui

précipite dans le milieu provoquant un halo autour de la culture.

Définition 18 :

Milieu TSC (Tryptone Sulfite Cyclosérine) : milieu utilisé pour l‟isolement sélectif et le

dénombrement de Clostridium perfringens dans les produits alimentaires, les eaux, les fèces.

Ce milieu est également recommandé pour le dénombrement des anaérobies sulfito-

réductrices dans les denrées d‟origine animale. Les micro-organismes sulfito-réducteurs

réduisent le sulfite de sodium en sulfure, provoquant avec le citrate ferrique un précipité noir

de sulfure de fer autour des colonies.

122

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LAURET AURELIE

Intérêts et limites de la coproculture dans le diagnostic des diarrhées d’origine

bactérienne du chien et du chat

Thèse Vétérinaire : Lyon, 4 juillet 2011

RESUME : La coproculture est un examen complémentaire délicat à interpréter pour le praticien vétérinaire dans

le cadre de l‟investigation d‟une diarrhée survenant chez le chien et le chat. L‟objectif de ce

manuscrit est de replacer la coproculture dans la démarche diagnostique des diarrhées d‟origine

bactérienne du chien et du chat mais aussi de préciser les conditions techniques de réalisation de cet

examen. Il s‟attache également à aider tout praticien dans l‟interprétation des résultats transmis par le

laboratoire.

Premièrement, le choix de réaliser une coproculture se fait selon des contextes épidémio-cliniques

propres à chaque germe suspecté mais aussi lorsque l‟on se trouve dans un contexte plus général tel

que : diarrhée contagieuse dans un effectif, diarrhée aiguë hémorragique avec répercussions sur l‟état

général non due à un parvovirus, diarrhée chronique rebelle à tout traitement, suspicion de zoonose

ou diarrhée nosocomiale. Deuxièmement, le prélèvement de selles doit être le plus minutieux

possible, être conditionné dans un milieu de transport adapté et envoyé au laboratoire dans les 24 à

48 heures sous couvert du froid. Enfin, le résultat fourni par le laboratoire doit toujours être

interprété à la lueur du contexte clinique dans lequel se trouve l‟animal. Par ailleurs, la coproculture

doit le plus souvent être complétée par d‟autres examens, notamment immuno-enzymatiques

(recherche de toxines pour Clostridium spp. et E.coli) et moléculaires (recherche des gènes « facteurs

de virulence » pour E.coli, des gènes codant pour les toxines, ou du matériel génétique bactérien

(Salmonella spp. et Campylobacter spp.)).Cela permettra de caractériser davantage le caractère

virulent des bactéries isolées.

MOTS CLES :

- Coproculture - Antibiotiques

- Bactéries - Diarrhée

- Diagnostic bactériologique

JURY :

Président : Monsieur le Professeur Dominique PEYRAMOND

1er Assesseur : Madame le Docteur Marine HUGONNARD

2ème Assesseur : Monsieur le Professeur Angeli KODJO

DATE DE SOUTENANCE : 4 juillet 2011

ADRESSE DE L’AUTEUR :

57 Rue du Président François Mitterrand

91160 LONGJUMEAU

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