mémoirebib.univ-oeb.dz:8080/jspui/bitstream/123456789/9429/1... · 2020. 11. 24. · valeurs...

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE

MINISTERE DE L’ENSEGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA

RECHERCHE SCIENTIFIQUE

Université Larbi Ben M’Hidi Oum El Bouaghi

Faculté des Sciences Exactes et des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des Sciences de la Nature et de la vie

N °d’ordre …… N ° de série …..

Mémoire

Présenté pour l’obtention du diplôme de

MASTER

Filière : sciences biologiques

OPTION : MICROBIOLOGIE APPLIQUEE

Thème :

Evaluation de l’antibiorésistance des entérobactéries en milieu hospitalier

Présenté par

ABABSA Achwak BELLOULA Bochra Devant le jury

Présidente du jury : Benslama Ouided. M.A.A Université OEB

Encadrant : Khennouchi Nour Chems el Houda M.A.B Université OEB

Co-encadreur : Meradi Laarem. M.A.A Université OEB

Examinatrice : Aberkane Meriem. M.A.B Université OEB

Année universitaire : 2019-2020

Remerciements

Tout d'abord, nous nous remercions Dieu « Allah » Tout Puissant, le Généreux et le

miséricordieux pour nous avoir donné la force, la patience, la volonté et le courage de terminer

ce modeste travail, et pour nous avoir guidé vers la lumière de la recherche du savoir et de la

science.

Nous tenons en premier lieu à exprimer nos sincères remerciements à notre encadreur Mme.

Khennouchi Nour Chems El Houda Maitre de conférences B et Mme. Meradi Laarem Maitre

de conférences A à l’université L’arbi Ben M’hidi Oum El Bouaghi pour avoir dirigé ce travail,

pour son aide, ses précieux conseils, sa compréhension et son soutien moral lors de la rédaction

de ce manuscrit ;

Nos remerciements s’adressent également à Mme. BENSLAMA Ouided maitre de conférences

A à l’université L’arbi Ben M’hidi Oum El Bouaghi d’avoir accepté la présidence du jury, qu’il

trouve ici l’expression de notre profond respect. On tient également à remercier Mme. Abrken

Mariem maitre de conférences B à l’université L’arbi Ben M’hidi Oum El Bouaghi qui a

accepté d’examiner ce travail.

Nos remerciements les plus sincères et les plus profonds sont adressés à : Tous les responsables

du département des sciences de la nature et de la vie pour leur entière.

Un très grand merci à l’ensemble du personnel du laboratoire et tous les employeurs de

l’hôpital ZERDANI SALAH d’Ain Beida, pour leurs aides, leurs conseils et pour leurs

complicités

Enfin nous remerciement tous ceux qui m’ont aidée de près ou de loin à la réalisation de ce

travail.

A CŒUR VAILLANT RIEN D’IMPOSSIBLE

A conscience tranquille tout est accecible

Quand il y a la soif d’apprendre

Tout vient à point à qui sait attendre

Quand il y a le souci de réaliser un dessein

Tous devient facile pour arriver à nos fins

Malgré les obstacles qui s’opposent

En dépit les difficultés qui s’interposent

Les études sont avant tout

Elles représentent la lumière de notre existence

L’Etoile brillante de notre réjouissance

Comme un vol de gerfauts hors de chamier natal

Nous partons ivres d’un rêve héroïque et brutal

Espérant des lendemains épiques

Un avenir glorieux et magique

Souhaitant que le fruit de nos efforts fournis

Jour et nuit, nous mènera vers le bonheur fleuri

Aujourd’hui, ici rassembles auprès des jurys,

Nous prions dieu que cette soutenance

Fera signe de persévérance

Et que nous serions enchantées par notre travail honoré

DEDICECE

Je dédie le fruit de ce travail

A mon très cher père :

Je te dis merci papa pour tout

Ce que tu as fait pour moi et mes frères et sœurs pour

Nous encourager dans les études financièrement avec la grâce de Dieu et moralement.

A ma très chère mère :

Les mots ne suffisent pas pour exprimer toute l’affection que

J’éprouve pour toi ; je te dois ma réussite,

Mon éducation, ma fierté. Tu m’as aimé très profondément et tu as été toujours une mère idéale.

Le plus Grand merci Dédicace à : mon père et ma mère, Merci et mille Merci.

A ma chère sœur :

« Amira », son mari « Amar » et ses filles « Hadil et Assil »

A mes chers frères :

« Aymen », sa femme « Sara » et leur fils « Anes »

Et surtout mon frère « Mouhamed »

A mon mari « Amine », ma 2eme mère « Fayza », et à toute la famille : Ababsa ; Remache et

Harnan

Je dédie ce travail aussi

A mes chères amies : « Fatma », « Nour », « Houda », « Asma », « dhikra», …

Et Surtout à ma binôme : belloulabochra

A tous mes collègues, A mes amis de Master 2.

Achwak

DEDICECE

A vous Allah Tout puissant Qui m’a inspiré Qui m’a guidé dans le bon chemin

Je vous dois ce que je suis devenu Louanges et remerciements Pour votre clémence

Et miséricorde

A Mon trésor Ma très chère Mère

A celle qui m’a donné la vie, qui a marqué chaque moment de mon existence avec son

intarissable tendresse, à celle à qui je dois le meilleur de moi même

Tu as veillé sur mon éducation et mon bien être avec amour, tendresse, dévouement et perfection.

Tu étais toujours mon refuge qui me prodiguait sérénité, soutien et conseil.

Tes prières m’ont été d’un grand soutien au cours de ce long parcours

Tu sais très bien que mon amour et mon respect pour toi sont sans limite et dépassent toute

description.

J’espère qu’en ce jour l’un de tes rêves se réalise à travers moi en concrétisant le fruit de tes

sacrifices.

A toi, je dédie ce travail en gage de mon amour et mon respect les plus profonds. Puisse Dieu te

préserver et faire de moi un fils à la hauteur de ton espérance.

Puisse Dieu tout puissant t’accorder longue vie, santé, bonheur pour que notre vie soit illuminée

pour toujours

L’homme de ma vie mon très cher Papa

A celui l'exemple du courage, du dévouement, de l’honnêteté, de la persévérance et du sacrifice.

Tu m’as appris comment affronter la vie, et c’est grâce à tes enseignements des valeurs et du

devoir que j’ai pu m’accomplir.

En ce jour ta fille espère réaliser l'un de tes plus grands rêves, et couronner tes années de sacrifice

et d’espoir.

Tu es toujours présent dans mon cœur, tu étais et tu resteras mon premier exemple

Aucun mot ne saurait exprimer ma reconnaissance et ma gratitude

à ton égard.

Pour tous tes encouragements, pour le réconfort qui n’ont cessé de m’épauler et pour tes prières

quand t’était au pèlerinage.

Je te dédie ce travail en témoignage de mon grand amour que je n'ai su exprimer avec les mots.

Puisse Dieu tout puissant t’accorder longue vie, santé et bonheur pour que notre vie soit illuminée

pour toujours.

A mes très chers frères les mots ne suffisent guère pour exprimer l’attachement, l’amour et

l’affection que je porte pour vous, vous avez été toujours présents pour les bons conseilles

A ma très chère sœur mon ange gardien et mon accompagnant dans les moments les plus délicats

de cette vie .

Et surtout à mes nièces et mes neveux que j’adore

J’espère avoir été à la hauteur de vos estimes

Que Dieu vous protège et vous accorde un brillant avenir avec une vie pleine de joie, de bonheur

et Succès.

A mes très chères copines mes mon âme sœur les personnes qui m’ont toujours aidé ,aimer et

encourager qui étaient toujours à mes coté durant toute mon chemin

A mon amie d’enfance ma sœur et non pas ma cousine

A ma très chère sœur et mon binôme ma belle

A tous les membres de la famille petits et grands

BOUCHRA

Liste des abbreviations

ADH Arginine décarboxylase GyrB La sous unité B de l’ADN gyrase

ADN Acide désoxyribonucléique KPC Klebseillapneumoniaecarbapénémase

Ampc Béta lactamase chromosomique LDC Lysine décarboxylase

API 20E Appareillage et procédé

d’identification LPS Lipo polysaccharide

ARNr Acide ribonucléique ribosomique Min Minute

B Béta Ml Millilitre

BCP Bromorésol pourpre ODC Ornithine Décarboxylase

BLSE Béta-lactamases à spectre etendu OMs Organisation mondial de la santé

C° Degré Celsis OXA Oxacillinase

CA-SFM Comité D’antibiogramme- Société

Française De Microbiologie % Pourcentage

C3G Céphalosporines de 3ème génération PARc Topoisomerase IV

CTx-M Céfotaxinase PLPs Protéine liant à la pénicilline

E.coli Escherichia coli R Résistanant

EMB Gélose éosine bleu de méthylène S Sensible

H Heure SHV Sulfhydryl variable

I Intermédiaires spp Especes

GN Gélose nutritive TEM Témoineira

GyrA La sous unité A de l’ADN gyrase Zn Zinc

Liste des tableaux

N° de

tableau Le titre des tableaux Page

1 Subdivisions hiérarchiques de classification des entérobactéries 4

2 Classification des entérobactéries les plus rencontres en pathologie

humain 4 Ŕ 5

3 Principales réactions de diagnostic utilisées pour la distinction des

principaux genres d’entérobactéries 7

4 Résistance naturelle chez les entérobactéries. 15

5 Les souches d’isolement clinique testées dans notre etude 30 Ŕ 31

6 Valeurs critiques des diamètres des zones d’inhibition et des CMI pour

les entérobactéries (CA-SFM-2010) 33

7 Les caractères culturaux des souches isolées 34

8 Résultats de l’examen microscopique 36

9 Résultat de la galerie biochimique 37

10 Résultats d’antibiogramme 40

Listes des figures

N° de

figure Le titre des tableaux Page

1 Mecanismes d’action des quinolones 25

2 Aspect macroscopique des souches isolées sur milieu BCP. 35

3 résultats de la galerie biochimique des souches . 39

4 Résultats de l’antibiogramme de la souche 01 (E.coli) 43

5 Résultats de l’antibiogramme de la souche 05 (Proteus) 43

6 Résultats de l’antibiogramme de la souche 06 (Enterobacter cloacae). 43

Introduction ………………………………………………………………………………………………………………………….……….…..……….( 01 )

Chapitre 01 : Recherche bibliographie

1. Historique ………………………………………………………………………………………………………….………………….……………...( 03 )

2. Définition …………………………………………………………………………………………………………………………..…..………..…...( 03 )

3. Habitats ……………………………………………………………………………………………………………………………………..………..( 03 )

4. Taxonomie ……………………………………………………………………………………………………………...………………….………( 04 )

5. Caractères biologiques ……………………………………………………………………….…………………………………………( 05 )

5.1. Caractères culturaux ………………………………………………………………………..……………...…………………………( 05 )

5.2. Caractères biochimiques …………………………………………………………………..……………………………………….( 06 )

5.3. Caractères antigéniques ……………………………………………………………………//………………………………….…( 07 )

6. Facteurs de virulence ……………………………………………………………………………..………………………………………( 08 )

7. Répartition clinique de la famille d’Enterobacteriaceae ……………………………………………………( 08 )

7.1. Escherichia ……………………………………………………………………………………………………………………………………( 08 )

7.2. Klebsiella ……………………………………………………………………………………………………………..…………………………( 09 )

7.3. Proteus ……………………………………………………………………………………………………………………………………………( 09 )

7.4. Shigella …………………………………………………………………………………………………………………..………………………( 09 )

7.5. Salmonella ……………………………………………………………………………………………………………..………………………( 10 )

7.6. Enterobacter ………………………………………………………………………………………………………….………………………( 10 )

7.7. Serratia ……………………………………………………………………………………………………………………...……………………( 10 )

7.8. Providencia ……………………………………………………………………………………………………………………………………( 10 )

7.9. Citrobacter …………………………………………………………………………………………………………..…………………………( 11 )

7.10. Morganella ……………………………………………………………………………………………………….…………………………( 11 )

7.11. Hafnia ………………………………………………………………………………………………………......………………………………( 11 )

7.12. Yersinia ………………………………………………………………………………………………...………………………………………( 11 )

8. Epidémiologie …………………………………………………………………………………….……………………………………………( 12 )

9. Les types de résistance des entérobactéries aux antibiotiques : …………………………………..…( 14 )

9.1. Résistance naturelle ………………………………………………………………………………………………………………...…( 14 )

9.2 Résistance acquise : ……………………………………………………………………………………………………….……………( 16 )

a) Résistance chromosomique : …………………………………………………………………………………………………...…( 16 )

b) La résistance extra-chromosomique ……………………………………………………………………………….………( 16 )

10. Résistance des entérobactéries aux bêta lactamines …………………………………………...……………( 16 )

10.1. Définition des béta lactamines …………………………………………………………………………..…………………( 16 )

10.2. La classification des béta-lactamine ……………………………………………………………..……………………( 17 )

10.3. Mode d’action des béta-lactamine …………………………………………………………...…………………………( 18 )

10.4. Les mécanismes de résistance des entérobactéries aux béta-lactamines ……..…………( 18 )

10.4.1. Résistance non enzymatique : …………………………………………………………………………..………………( 18 )

a) Modification de le cible protéines de liaison à la pénicilline (PLP) ………………………( 18 )

b) Diminution de la perméabilité ……………………………..……………………………………………..……..………( 18 )

c) Système d’efflux ………………………………………………………………………………………………………….…………( 19 )

10.4.2. Résistance enzymatique : ………………...…………………………………………………………………………………( 19 )

10.4.2.1. Production de Béta lactamase ………………………………………………………………………………………( 19 )

a) Définition de béta lactamase ……………………………………………………………………………………..…………( 19 )

b) classification de béta lactamases …...……………………………………………………………………………………( 19 )

c) Mode d’action de beta-lactamases …………………………………………………………………………..…………( 20 )

10.4.2.2. Les céphalosporinases ………………………………………………………………………………………….…..………( 20 )

10.4.2.3.β-lactamases à spectre étendu (BLSE) …………………………………………………………………...……( 21 )

10.4.2.4. Les carbapénèmases …………………………………………………………………………………………………………( 21 )

10.3. La résistance des entérobactéries aux aminoglycosides ………………………………………………( 21 )

10.3.1. Définition des aminosides ………………………………………………………………………………………………..…( 21 )

10.3.2. Classification des aminosides ……………………………………………………………………………………………( 22 )

10.3.3. Mode d’action des aminosides ……………………………………………………………………………………….…( 22 )

10.3.4. Les mécanismes de résistance des entérobactéries aux aminoglycosides …………...( 23 )

a) Modification de la cible biologique ………………………………………………………………………………………( 23 )

b) Pénétration cellulaire et pompes à efflux ………………………………………………………………………………( 23 )

c) Modification enzymatique ………………………………………………………………………………..…………………………( 24 )

10.4. La résistance des entérobactéries aux Les quinolones …………………………………………………( 24 )

10.4.1. Définition des quinolones ………………………………...…………………………………………………………………( 24 )

10.4.2. Classification des quinolones ………………………………………………………………….…………………………( 24 )

10.4.3. Mode d’action des quinolones ………………………………………………………………..…………………………( 25 )

10.4.4. Mécanisme de résistance ……………………………………………………………………………………………….……( 25 )

Chapitre 02 : Materiels et methods

1. Objectif de l’étude : …………………………………………………………………………………………………………………........…( 27 )

2. Isolement ………………………………………………………………………………………………………………………..……………………( 27 )

3. Identification des souches …………………………………………………………………………………………....…………………( 28 )

3.1.Etude macroscopique ………………………………………………………………………………………………………………….…( 28 )

3.2. Étude microscopique ………………………………………………………………………………………………………………….…( 28 )

3.3. Identification biochimique …………………………………………………………………………………………………….……( 28 )

3.3.1. Tests biochimiques …………………………………………………………………………………………………….……….………( 28 )

a. Test de l’oxydase ………………………………………………………………………………………………………………........…………( 28 )

b. Les tests de fermentation des sucres …………………………………………………………………………….….…………( 29 )

c. Test de fermentation du mannitol (Mannitol Mobilité) ……………………………………..…….……..……( 29 )

d. Test rouge de méthylène (RM) ………………………………………………………………………………..……………………( 29 )

e. Test Voges-Proskauer (VP) …………………………………………………………………………………..………………….……( 29 )

f. L’utilisation du citrate de Simmons ……………………………………………………………….……………………..……( 29 )

g. Les acides aminés …………………………………………………………………………………………………………………….…….…( 30 )

4.Détermination de la sensibilité aux antibiotiques ………………………………………………………………….…( 32 )

4.1. Principe ………………………………………………………………………………………………………………………………………….…( 32 )

4.2. Mode operatories ……………………………………………………………………………………………………………..…………..( 32 )

4.3. Lecture et interprétation ………………………………………………………………………………………………………….…( 32 )

Chapitre 03 : Résultats et discussions

1. Identification des souches isolées ………………………………………………………………………………………...…….…( 34 )

1.1. Caractères morphologiques et culturaux …………………………………………………………………….....…...…( 34 )

1.2.Identification biochimique des souches : ……………………………….………………………………….….…………( 37 )

2. Etude de la résistance aux antibiotiques ……………………………….…………………………………………………( 40 )

Conclusion

Reference bibliographiques

Annexe

Introduction

Introduction

1

Les entérobactéries forment une grande famille de bactéries de Gram négatif, d‘un intérêt

médical major du fait de leurs interventions dans la majorité des pathologies infectieuses

humaines et sont à l’origine de maladies de gravité très variable. Ces microorganismes sont

fréquemment impliqués dans les infections hospitalières et même au cours des infections

communautaires (septicémies, infections nosocomiales, méningites …). La diversité des

espèces de cette famille d’Enterobacteriaceae telles que Escherichia coli (E.coli), Klebsiella

pneumoniae (K.pneumoniae) ou encore Enterobacter cloacae (E.cloacae) est accompagnée

par une diversité de comportements vis-à-vis des antibiotiques traduisant des difficultés de

prise en charge liées principalement à leur résistance aux antibiotiques. (53) (25) (46) (5)

La résistance aux antibiotiques est un problème majeur de santé publique, en particulier

dans les pays où l'utilisation des antibiotiques n’est souvent pas contrôlée.Cependant, la

résistance bactérienne aux antibiotiques est en perpétuelle évolution, cette résistance est le

résultat d’interactions complexes entre la bactérie d’une part et son environnement d’autre

part, elle est liée essentiellement à un usage excessif des antibiotiques aussi bien en médecine

humaine, qu’en médecine vétérinaire ou dans l’alimentation animale. Les microorganismes

pour faire face à la pression de sélection exercée par les antibiotiques utilisent des parades

leur permettant de s’adapter aux conditions hostiles de leur environnement. (34)

Il existe de nombreux antibiotiques, qui peuvent être classés en familles selon leurs

modes d’action. Parmi ceux-ci, les bêta-lactamines (les pénèmes, les céphèmes, les

monobactames et les oxapènames) inhibent la synthèse de la paroi bactérienne, les quinolones

(quinolones et fluoroquinolones.) empêchent la réplication de l'ADN bactérien en bloquant

l'ADN gyrase et aussi les aminoside perturbent la synthèse protéique (29). L’usage intensif et

souvent abusif de ces antibiotiques a été rapidement suivi par l’apparition de souches

multirésistantes .La résistance aux β-lactamines chez les bacilles à Gram négatif est dominée

actuellement par la production de BLSE de type CTX-M et des carbapénémases de type KPC,

OXA et métallo-enzymes. Les gènes codant pour ces enzymes sont essentiellement localisés

sur des plasmides souvent associés à d’autres gènes de résistance aux autres classes

d’antibiotiques, ce qui conduit à une impasse thérapeutique. (13)

Devant cette situation mondiale qui constitue une menace majeure pour la santé

publique, des plans épidémiologiques de surveillance de la résistance aux antibiotiques sont

nécessaires pour mesurer l'évolution du phénomène et détecter les épidémies probables. Ces

actions visent notamment les antibiotiques considérés comme critiques, en raison de la forte

pression de sélection qu’ils induisent.

Introduction

2

Dans notre étude nous réalisons une étude épidémiologique afin d’évaluer le niveau de

résistance de la famille des entérobactéries dans le laboratoire de bactériologie au niveau de

l’hôpital zerdani Salah –Ain beida-

Ce manuscrit contiendra :

- Une première partie bibliographique sur la famille des entérobactéries, ses caractères

bactériologiques, son épidémiologie et ces caractères de résistance aux antibiotiques.

- Une deuxième partie qui présentera tous les outils et les méthodes expérimentaux.

- Une troisième partie consacrée à l’exposition des résultats et leur discussion.

- Une quatrième partie de conclusion.

Les principaux objectifs de cette étude sont :

L’isolement et l’identification des entérobactéries les plus fréquemment retrouvées

dans des prélèvements provenant des déférents services.

La détermination de leurs profils de résistance aux antibiotiques par antibiogramme.

La proposition des phénotypes de résistances aux B-lactamines .

Chapitre 1 :

Recherche

bibliographique

Chapitre 1 Recherche bibliographique

3

1. Historique

La naissance de la famille des Enterobacteriaceae se situe en 1937, lorsque Otto Rahn

proposa le genre Enterobacter pour regrouper des micro-organismes présentant des propriétés

biochimiques et morphologiques communes et parmi lesquelles on trouvait déjà des noms tels

que Escherichia, Salmonella, Klebseilla , Proteus, Serratia, ou Shigella. Deux années après

cette description qui concernait 112 espèces, ce nombre fut ramené à 67.

Avec les travaux de Don Brenner et de Patrick Grimont, cette famille a connu beaucoup de

nouveaux genres et d’espèces qui furent alors découvertes. En 1972, Edward et Ewing

intégraient 11 genres et 26 espèces dans la famille des Enterobacteriaceae. (29)

Une année après et jusqu’à actuellement, la famille des entérobactéries regroupe, 31 genres et

139 espèces (10).

2. Définition

Toutes les espèces de cette famille répondent à la définition générale suivante :

Ce sont des bacilles à Gram négatifs (2 à 4 microns de longue sur 0,4 à 0,6 microns de large) ;

oxydase négative ; catalase positive ; non sporulés, poussent sur milieux de culture ordinaires,

en aéro-anaérobies facultatifs et fermentant le glucose avec ou sans production de gaz.

(7)(22)(24)(52)(36)

3. Habitats

Les Entérobactéries sont des hôtes du tube digestif de l’homme et de nombreux animaux à

sang chaud (52) où ils sont retrouvés soit à l’état pathogène, soit à l’état commensal, bien

qu’ils soient également présents dans l’environnement. (7)


4

4. Taxonomie

Tableau 01 : Subdivisions hiérarchiques de classification des entérobactéries (Bergy’s)(10)

Rangs taxonomiques Classification

Domaine Bactéria

Embranchement Proteobacteria

Classe Gammaproteobacteria

Ordre Enterobacteriales

Famille Enterobacteriaceae

Les espèces les plus communément isolées en bactériologie clinique appartiennent à 12

genres :Citrobacter,Enterobacter,Escherichia, Hafnia,klebsiella, Morganella, Proteus, Provid

encia, Salmonella, serratia, Shigella et Yersinia présentés dans le tableau 02. (24)(46)

Tableau 02 : classification des entérobactéries les plus rencontres en pathologie humain (10)

Genre Espèces

Groupe1 Salmonella Salmonella typhi

Salmonella paratyphi

Salmonella entertidis

Groupe2

Escherichia Escherichia coli

Shigella Shigella dysenteriae

Shigella flexnerti

Shigella boydii

Shigella sonnei

Citrobacter Citrobacter freundii


5

Groupe3 Klebsiella Klebsiella pneumoniae

Klebsiella oxytoca

Enterobacter Enterobacter aerogenes

Enterobacter cloacae

Serratia Serratia marcescens

Hafnia Alvei

Morganella Morganella morganii

Groupe4 Proteus Proteus mirabilis

Proteus vulgaris

Providencia Provdencia alcalifaciens

Providencia rettgeri

Groupe5 Yersinia Yersinia enterolitica

Yersinia pseudotuberculosis

5. Caractères biologiques

5.1. Caractères culturaux

A l’exception de certaines bactéries exigeantes qui nécessite pour leur croissance un ou

plusieurs facteurs de croissance. Les entérobactéries poussent facilement sur les milieux

ordinaires (Gélose nutritive) ou milieux sélectifs des Gram négatifs (Mac Conkey, EMB…..)

en 24 heures à 37°C en aérobiose et en anaérobiose (36). On distingue les formes de colonies

suivantes :

Formes S (smooth) : aspect habituel hors l’organisme. Les colonies sont : rondes,

lisses, bombées, blanches voire translucides, brillantes et humides. Elles sont entre 2 et

4 mm de diamètre (Escherichia coli) (7) (15)

Formes R (rough) : les colonies sont : rugueuses, sèches, à contours plats réguliers et

de teinte mate (Citrobacter et enterobacter cloacae).

https://www.google.com/search?client=firefox-b-d&sxsrf=ALeKk01lrgPHnK9dHM-4nfTwNbYzQzBjGg:1595953013795&q=entero+cloacae&spell=1&sa=X&ved=2ahUKEwjSktyjrPDqAhWRHRQKHc9CDkMQkeECKAB6BAgbECk


6

Colonies M (muqueuses) : grosses colonies ± confluentes (Klebsiella spp).

Colonies envahissantes ou nappantes : formation d’un tapis uniforme (Proteus).

(49)(47)

5.2. Caractères biochimiques

Les caractères d'identification sont essentiellement "biochimiques" et utilisent des tests qui

étudient le métabolisme protéique ou fermentation de sucre, certaines caractères biochimiques

peuvent être communs et d’autres peuvent être présents uniquement chez certaines espèces

(28)

Les principaux caractères biochimiques communs sont :

Fermentation du glucose avec ou sans production de gaz.

Réduction des nitrates en nitrites.

Oxydase négative.

Catalase positive.

Aérobies-anaérobies facultatifs.

Les caractères de différenciation sont :

Les caractères biochimiques de différentiation utilisent des tests qui étudient :

Le métabolisme protéique (Par exemple : présence d’uréase, production d’indole,

dégradation du tryptophane).

La fermentation des sucres (Par exemple : glucose, lactose, saccharose).

La capacité d’utiliser le citrate comme seule source de carbone.

La production d’enzymes (décarboxylases, désaminases).

La production d’hydrogène sulfuré.


7

Tableau 03 : Principales réactions de diagnostic utilisées pour la distinction des principaux

genres d’entérobactéries. (30)(53)

Genre Lactose H2S

(TSI) Uréase VP Indole Mobilité

Gaz sur

glucose B-galactosidase

Escherichia + - - - + +ou- + +

Enterobacter + - - + - + + +

Shigella - - - - +ou- - - +ou-

Salmonella - + - - - + + +ou-

Klebsiella + - + +ou- - - + +

Citrobacter + +ou- - - - + + +

Proteus - +ou- + - +ou- + +ou- -

Providensia - - - - + + - -

Yersinia - - + - - + - +

Hafnia - - - + - + + +ou-

Serratia - - - + - + +

Morganella - - + - + +

5.3. Caractères antigéniques

Au sein de chaque genre, on individualise des espèces, par l'étude des caractères biochimiques

ou antigéniques. Les entérobactéries possèdent différents antigènes :

Antigènes O ou somatiques : correspondent aux polyosides fixés sur les

lipopolysaccharides (LPS), ils sont thermostables et résistent à l’alcool (les shigelles).

Antigènes H ou antigènes flagellaires : n’existent que chez les souches mobiles

(Escherichia).

Antigène K : antigène capsulaire (Klebsiella, certaines souches d’E. coli, Shigella,

Citrobacter et Salmonella « antigène Vi ») (28) (53).

Antigène de Kunin ou (ECA) : constitué d'un glycophospholipide spécifique des

entérobactéries (Yersinia) (49).

Antigènes d’adhérence ou adhésines : de nature protéique, portés par des pili communs.

(8)


8

6. Facteurs de virulence

La définition des facteurs de virulence et la compréhension des mécanismes impliqués dans le

pouvoir pathogène des souches d’entérobactéries sont des préalables indispensables à

l’évaluation du risque pour la santé publique lié à l’existence de ces pathogènes. (59)

Les souches pathogènes diffèrent des souches commensales par l’expression de facteurs de

virulence dont les gènes sont le plus souvent situés sur des plasmides. On distingue :

Antigènes d’adhésion ou adhésines : représentés par les fimbriae qui permettent à la

bactérie d’adhérer aux cellules (urinaires, entérocytes). L'adhérence constitue une étape

essentielle de la pathogenèse des infections dues aux bactéries entériques (53).

Toxines : Il existe de nombreux types des toxines, certaines sont voisines de celles des

Shigelles, d’autres de celles du vibrion cholérique.

Enzymes inactivant les antibiotiques : qui confèrent un mécanisme de résistance aux

bactéries. Les plus connues sont les bêta-lactamases (pénicillinases, céphalosporinases)

et les enzymes inactivant les aminosides. (10)

La capsule : selon la spécificité des polysaccharides capsulaires l’antigène K 77

Sérotypes ont été déterminés, différentes études montrent que l’hyper glycémie semble

constituer un facteur favorisant la formation de la capsule et donc la virulence du germe.

La capsule représente l’un des facteurs de virulence chez Klebsiella et certaines souches

d’E. coli. (65)

7. Répartition clinique de la famille d’Enterobacteriaceae

7.1. Escherichia

Les bactéries du genre Escherichia sont des bacilles non halophiles et non sporulée.

Escherichia est constitué notamment par cinq autres espèces en plus d’Escherichia coli qui est

un membre du groupe des coliformes. (15)

Hôte normal de l’intestin de l’homme et des animaux, c’est l’espèce aérobie la plus

représentée dans le tube digestif. (47)(45). Escherichia est la cause majeure des maladies

diarrhéique, de pritonite, de colite, de bactériémie, de mortalité infantile et d’infections des

voies urinaires. (56) C’est l’espèce la plus souvent associée aux infections sanguines et

urinaires. (15)


9

7.2. Klebsiella

Les Klebsiella sont des entérobactéries immobiles et capsulées. Elles expriment des antigènes

K, capsulaires utilisables comme marqueurs épidémiologiques, On distingue 5 espèces dans le

genre qu'on peut différencier par des caractères biochimiques. Klebsiella pneumoniae est la

plus fréquemment retrouvée en clinique humaine (53)(47).

Ce sont des commensaux du tube digestif des animaux et de l'homme qui peut également en

héberger dans l'oropharynx.

Klebsiella est la cause des maladies d’infections urinaires au 2éme rang après E. coli,

d'infections respiratoires, de bactériémies et d'infections neuro-méningées post traumatiques

ou post-chirurgicales. (53)

7.3. Proteus

Les espèces du genre Proteus sont des bactéries très mobiles, qui se distinguent facilement

des autres entérobactéries par leurs caractères biochimiques (uréase, tryptophane

désaminase+) et largement distribués dans l'environnement naturel, y compris l'eau pollué, le

sol, le fumier et également présents dans le tube digestif de l’homme et des animaux. Ces

bactéries sont impliquées dans la décomposition de la matière organique d'origine animale.

C’est une espèce bactérienne sensible aux antibiotiques (25)(39).

le genre Proteus rassemble cinq espèces, Proteus mirabilis est l’espèce la plus fréquemment

isolée de prélèvements cliniques. (50)

Elles sont des pathogènes opportunistes, provoquant différents types d’infections : entérites,

cystites, otites et méningites du nouveau-né. Ces infections sont de plus en plus fréquentes.

(47)(25)

7.4. Shigella

Les Shigella sont des entérobactéries immobiles extrêmement proches d’Escherichia coli. Ce

sont des parasites intestinaux rencontrés seulement chez l'homme, On ne les retrouve que chez

les malades (47). Il existe 4 espèces : Shigella dysenteriae, Shigella flexneri, Shigella boydi et

Shigella sonnei. (50)

Elles sont des pathogènes pour l’intestin dont l’ingestion provoque une infection intestinale

(infection du tube digestif) (12), et entraîne une colite infectieuse endémo-épidémique et la

dysenterie bacillaire (shigellose) (7).


10

7.5. Salmonella

Les Salmonella sont des parasites de l'homme, des mammifères, des oiseaux, et des animaux à

sang froid. Le genre Salmonella comporte une seule espèce, Salmonella enterica. Cette espèce

comprend 7 sous-espèces différenciées par leurs biotypes. Les salmonelles sont

responsables après pénétration de nombreuses infections notamment des fièvres typhoïde et

paratyphoïdes qui représentent une cause majeure de diarrhées avec un taux important de

mortalité infantile, des gastro-entérites et des toxi-infections alimentaires collectives. (7)(50).

7.6. Enterobacter

Les espèces du genre Enterobacter peuvent être trouvées dans l’environnement (l’eau, sol), et

sont également des commensaux du tube digestif. Ce sont des pathogènes opportunistes

responsables d'infections nosocomiales diverses y compris les infections urinaires, de

bactériémies, de méningites ou de suppurations diverses en milieu hospitalier surtout. Ce

genre comporte 29 espèces. Enterobacter claocae est l'espèce type. (32) (53)(23)

7.7. Serratia

Ce genre comporte dix espèces dont Serratia marcescens est l’espèce type et la plus

fréquemment isolée chez l'homme. Les autres espèces sont des bactéries de l'environnement.

Elles sont très protéolytiques et liquéfient la gélatine, et elles produisent une lipase. Serratia

marcescens se comporte comme un pathogène opportuniste responsable, à l'hôpital,

d'infections nosocomiales, surtout urinaires. (53)

7.8. Providencia

Ce genre contient plusieurs espèces dont l’espèce type est Providencia rettgeri. (47)(50)

Elles sont des hôtes normaux du tube digestif de l’homme et des animaux.

Certaines espèces (Providencia stuartii et Providencia alcalifaciens) sont considérées comme

des pathogènes opportunistes, et ont été isolés à partir de cas cliniques chez les humains et les

animaux. Ces bactéries causent des infections urinaires, entérites, cystites, otites et

méningites. Ces infections sont de plus en plus fréquentes.


11

7.9. Citrobacter

Le genre Citrobacter comporte 11 espèces. L’espèce type est Citrobacter freundii (32). Elles

utilisent généralement le citrate comme seule source de carbone, et sont présentes dans

l’environnement et dans l’intestin de l’homme et de l’animale.

Elles sont des pathogènes opportunistes responsables de gastroentérites et d’infections

nosocomiales à l’hôpital. (2) (32)

7.10. Morganella

Le genre Morganella se compose actuellement d'une seule espèce, Morganella morganii,

avec deux sous-espèces, M.morganii ssp Morganii et M.morganii ssp Sibonii. Elle se trouve

normalement dans le sol, l'eau et les eaux usées. Les souches de M. morganii sont connues

pour infecter le tractus urinaire humain, le système respiratoire et le sang. (25)

7.11. Hafnia

Hafnia alvei peut être isolée des matières fécales chez des individus apparemment en bonne

santé, ainsi que des mammifères, des oiseaux, des reptiles et des poissons. Elle peut

également être isolée de diverses sources environnementales. H. alvei cause principalement

des gastro-entérites, des infections opportunistes, des septicémies, des méningites, des

péritonites, des pneumonies et des infections urinaires. (32)

7.12. Yersinia

Ce genre est actuellement composé de 11 espèces, l’espèce type est Yersinia pestis.

Yersinia est un parasite des animaux et de l’homme, agent de la peste animale et humaine

(32). Elle est responsable d'entérocolite chez le jeune enfant, d’adénite mésentérique chez

l'adolescent et l'adulte jeune. (52)


12

8. Epidémiologie

Les entérobactéries représentent la flore endogène de l’intestin, Elles sont à l’origine d’un

grand nombre d’infections communautaires et nosocomiales (54).Ces infections sont causées

essentiellement par E. coli, Proteus et Klebsiella pneumoniae.

Une infection nosocomiale est une infection survenant plus de 48 heures après l’admission

hospitalière, les services les plus concernés sont : le service de réanimation, service des

brulés, service de Chirurgie et service d’hématologie (10), dans ce dernier environ 35 % des

bactériémies d’origine nosocomiale et plus de 50 % des bactériémies d’origine

communautaire, recensées en France en 2002 étaient dues à des entérobactéries. (29)

Dix à 35 % des entérobactéries nosocomiales sont capables de développer des résistances à

plusieurs familles d’antibiotiques par production de béta-lactamases à spectre large et/ou

acquisition de nouveaux modes de résistance. Cependant, depuis quelques années, ces

entérobactéries multirésistantes ont également pu être isolées en dehors de l’hôpital : en 2006,

elles représentaient moins de 5 % des entérobactéries communautaires (29)

Dans le monde, on constate des fréquences vastes de résistances aux quinolones. Chez les

entérobactéries d’origine communautaires et nosocomiales, le taux est supérieur à 50 %,

particulièrement en Asie. Cependant, cette résistance est plus fréquente chez les

entérobactéries résistantes aux C3G (14)

En Algérie ,les infections urinaires à entérobactéries productrices de bêta lactamases à spectre

élargi (E-BLSE) constituent un risque infectieux, un enjeu thérapeutique de taille et peuvent

même conduire dans certains cas à des impasses du fait de leur multi-résistante aux

antibiotiques. Il s'agit d'une étude rétrospective sur une période de trois ans (du 1er

janvier

2013 au 31 décembre 2015) concernant toutes les souches d'E-BLSE isolées de tous les

ECBU traités au laboratoire de microbiologie de à l'Hôpital Militaire Moulay Ismail de

Meknès. La culture a été faite selon les techniques usuelles, et l'antibiogramme a été réalisé

par méthode de disque diffusion sous gélose Muller-Hinton selon les recommandations du

Comité de l'antibiogramme de la Société française de microbiologie CA-SFM 2013/2014.

L’étude du profile épidémiologique permis de noter une importante prévalence globale

d'isolement des E-BLSE (12.2%), particulièrement chez les patients hospitalisés (54.8%) dont

la plus grande prévalence (72%) a été enregistrée dans le service d'urologie. Parmi ces E-


13

BLSE Escherichia coli constitue la majorité (61%) des isolats, cependant au sein de la même

espèce Klebsiella pneumoniae est le plus producteur de BLSE (25.8%). L'étude de

l'antibiorésistance des E-BLSE durant ces trois ans a mis en évidence des co-résistances à la

ciprofloxacine (92.5%), au sulfametoxazoletrimethoprime (88,4%), à la gentamycine (67,2%).

Globalement nos résultats sont en accord avec les données des autres pays méditerranéens

exception faite pour l'amikacine dont la résistance est très basse (6.1%) dans notre étude.

Cette étude a montré que la prévalence des E-BLSE en milieu hospitalier est importante et

que sa diffusion en milieu communautaire est un fait préoccupant. Ces E-BLSE sont

généralement résistantes aux antibiotiques, notamment des aux molécules utiles en urologie

(57)

En Tunisie une étude des mécanismes responsables de la résistance aux carbapénèmes chez

les K. pneumoniae non producteurs de carbapénémases (NCPK) a été réaliser , Toutes les

entérobactéries résistantes aux carbapénèmes (CRE) à l'hôpital Charles Nicolle (Tunis,

Tunisie) ont été collectées sur une période de 6 ans (2010-2015). Parmi les 334 souches CRE

collectées, 44 (13,2%) étaient NCPK. Les gammes de CMI pour l'ertapénem, l'imipénem et le

méropénem étaient de 1 à> 32 mg / L, 0,125-8 mg / L et 0,125-32 mg / L, respectivement.

Toutes les souches présentaient un phénotype multirésistant (MDR) et étaient négatives pour

l'activité carbapénémase. Aucun des gènes de carbapénémase recherchés n'a été trouvé. La

production de BLSE a été confirmée dans tous les isolats sauf un [CTX-M-15 (n = 39) et

SHV-5 (n = 4)].

Une Étudie de la résistance aux carbapénèmes chez les Enterobacteriaceae et les mécanismes

de résistance sous-jacents au nord du Liban entre 2008 et 2012.Un total de 2767 isolats

d'entérobactéries récupérés à partir d'échantillons cliniques prélevés à l'hôpital de Nini (nord

du Liban) ont été testés pour une diminution de la sensibilité ou de la résistance à

l'ertapénème (CMI> 0,25 mg / L). Les entérobactéries ont été testées de manière similaire à

partir de 183 échantillons fécaux prélevés sur des patients non hospitalisés. Les isolats

bactériens ont été attribués à des lignées clonales par PFGE et typage de séquence multilocus.

Les gènes de la carbapénémase, leur environnement génétique et les gènes de virulence ont

été caractérisés par des approches moléculaires. Le taux d'entérobactéries présentant une

diminution de la sensibilité ou de la résistance à l'ertapénème est passé de 0,4% en 2008-10 à

1,6% en 2012 pour les isolats cliniques récupérés sur des patients hospitalisés. Parmi ces

isolats, dispersés parmi sept espèces d'entérobactéries, 88% ont produit de l'OXA-48

carbapénémase. Cependant, Escherichia coli représentait 73% des Enterobacteriaceae


14

productrices d'OXA-48 collectées en 2012 dans cet hôpital. Lors de l'étude de portage fécal

réalisée chez des patients non hospitalisés, E. coli était la seule espèce produisant de l'OXA-

48. Le gène Bla (OXA-48) a été principalement trouvé dans les transposons de type Tn1999.2

insérés dans les chromosomes d'E. Coli ou dans les plasmides ∼50, ∼62 ou ∼85 kb. Les

plasmides et les inserts chromosomiques étaient liés à pOXA-48a. Le typage moléculaire des

isolats a révélé une diversité clonale d'E. Coli et de Klebsiella pneumoniae produisant OXA-

48. OXA-48 a été observé dans tous les principaux phylogroupes d'E. Coli, y compris D et

B2, et des isolats contenant des gènes de virulence d'E. Coli pathogènes extra-intestinaux.

Bien que n'appartenant pas à des génotypes capsulaires hautement virulents, K. pneumoniae,

producteur d'OXA-48, abritait des gènes associés à la virulence ou à la colonisation de l'hôte.

Conclusions: Le transfert horizontal de plasmides apparentés a facilité la propagation du gène

bla (OXA-48) dans plusieurs espèces d'Enterobacteriaceae, y compris E. coli virulent. Leur

diversité clonale et la présence de porteurs fécaux dans la communauté suggèrent une

propagation endémique d'OXA-48

9. Les types de résistance des entérobactéries aux antibiotiques :

Un antibiotique est une substance antibactérienne d’origine naturelle ou synthétique produite

par des bactéries ou des champignons, ayant la capacité d'arrêter la multiplication des

bactéries, mais également d’autres agents infectieux. La découverte des antibiotiques a permis

de lutter efficacement contre plusieurs types d’infections bactériennes (48). Cependant peu de

temps après, ces bactéries ont pu s’adapter aux antibiotiques et devenir résistantes. (9). On

distingue deux types de résistance bactérienne, la résistance naturelle et la résistance acquise.

9.1. Résistance naturelle

La résistance naturelle à un antibiotique donné est un caractère présent chez toutes les souches

de la même espèce. L’expression d’un caractère inné, héréditaire et transmissible

verticalement à la descendance partagée par l’ensemble de la communauté bactérienne. (36)

La résistance naturelle est permanente, stable mais elle n’est pas transférable d’une bactérie à

une autre (42). Les espèces de la famille des entérobactéries ont des profils de résistance

naturelle plus au moins différents. Les quelques souches apparemment sensibles aux

antibiotiques auxquels l’espèce est naturellement résistante devraient donc être interprétées

«R ». (59)


15

Tableau 04. Résistance naturelle chez les entérobactéries. (59)

Espèces AMP AMC TIC/

PIP C1G FOX CXM GEN TOB TET TIG COL NIT

C.freundii,

C.braakii,

C.murliniae,

C.werkmanii,

C. youngae

R R R R

C.amalonaticus,

C.sedlakii,

C. farmeri,

C. rodentium

R R R R

E. aerogenes R R R R

E. cloacae complex R R R R R*

E. hermannii R R

H.alvei,

H. paraalvei R R R R

Klebsiella spp ,

Raoultella spp ,

C. koseri

R R

M. morganii R R R R R R R

P. mirabilis R R R R

P. vulgaris,

P. penneri R R R R R R R

P. rettgeri R R R R R R R R

P. stuartii R R R R R R R R R R

S. marcescens R R R R R R R R R

Y.Enterocolitica R R R R R

R, résistant ; R*, résistance hétérogène observée dans plusieurs sous-groupes phylogénétiques

AMP, ampicilline ; AMC, amoxicilline-acide clavulanique ; TIC, ticarcilline ; PIP,

piperacilline; C1G,céphalosporine de première génération : céfazoline, céfalotine, céfalexine,

céfadroxil ; FOX, cefoxitine ; CXM, céfuroxime ; TET, tétracycline ; TIG, tigécycline ; COL,

colistine ; NIT, nitrofuranes


16

9.2 Résistance acquise :

Il s’agit d’un caractère qui ne concerne alors que quelques (ou parfois de nombreuses)

souches d’une espèce donnée. C’est une résistance qui résulte d’une modification génétique

par mutation ou par l’acquisition de matériel génétique étranger, lui permettant de tolérer une

concentration d’antibiotique plus élevée que celle qui inhibe les souches sensibles de la même

espèce. Elle est moins stable, mais elle se propage souvent de façon importante dans le monde

bactérien. (26)(7) Cette acquisition résulte de deux mécanismes génétiques :

a) Résistance chromosomique :

La résistance dépend d’une mutation au niveau du chromosome bactérien. Elle est rare,

spontanée, stable, indépendante de l’antibiotique (spécifique), Cette mutation aura pour

conséquence la modification ou la perte d’un gène pouvant entraîner soit une modification de

la perméabilité à un ou plusieurs antibiotiques soit une modification de la cible pariétale ou

intracellulaire de l’antibiotique (48)

b) La résistance extra-chromosomique

Ce type de résistance procède de l’acquisition de gènes de résistances par l’intermédiaire d’un

plasmide, un transposon ou un intégrant acquis par conjugaison ou plus rarement par

transduction, ou transformation. Cette résistance est multiple (elle peut conférer à la bactérie

la résistance à plusieurs antibiotiques d’une même famille ou de familles différentes) et

transférable entre bactéries de la même espèce ou de genres différents. (10)

10. Résistance des entérobactéries aux bêta lactamines

10.1. Définition des béta lactamines

Les bêta-lactamines sont des composés naturels à activité antibiotique produits à l’origine par

certaines espèces bactériennes et fongiques. (68)

L’ensemble des bêta-lactamines forme une large classe d’antibiotiques qui comprend les

dérivés de la pénicilline, les céphalosporines, les monobactames, les carbapénèmes et les

inhibiteurs de bêta- lactamases. Ces molécules contiennent toutes un noyau bêta-lactame dans

leur structure moléculaire, et ce noyau confère à la molécule son activité antibiotique. (6)


17

10.2. La classification des béta-lactamine

Les antibiotiques de la famille des bêta-lactamines sont classés en quatre sous classes :

pénicillines, céphalosporines, carbapénèmes et monobactames selon leur structure chimique et

leur activité antimicrobienne (68) :

Les pénicillines

Également appelées pénames comportent un noyau thiazolidine à côté du cycle bêta-lactame.

Selon la nature des chaînes latérales (19), on distingue différents sous-groupes de pénicilline :

pénicilline G, pénicilline M, pénicilline A, pénicilline V, carboxy- pénicilline et uréido-

pénicillines. (7) Ils sont activent sur les coques et les bacilles GRAM négatif. (31)

Les céphalosporines

Comportent un noyau céphème, constituées de 4 générations : la première (céfalotine,

céfaloridine…), la deuxième (céfamandole, céfoxitine…), la troisième (céfotaxime,

ceftazidime…) et la quatrième génération (céfépime, cefpirome….).les céphalosporines sont

actives sur quelques bacilles à GRAM négatif .(E. coli, Proteus Mirabilis, Klebsiella) (8)

Les carbapénèmes

Les carbapénèmes sont les béta-lactamines souvent utilisées en dernier recours dans le

traitement des infections à bacilles à Gram négatif multirésistants, Contiennent un noyau dit

pénème. Les carbapénèmes demeurent les béta-lactamines dont le spectre d’activité est le plus

large (43)

Les monobactames

Les monobactames sont des béta -lactames monocycliques. Ils comportent le noyau azétidine

substitué par une fonction sulfonate (SO3-). Leur structure monocyclique les différencie des

pénicillines et des céphalosporines présentant une structure bicyclique. Les monobactames

sont inactifs sur les bactéries Gram positif et les anaérobies. Par contre, ils sont très actifs sur

les entérobactéries et sur Pseudomonas aeroginosa. (11) De plus, les monobactames

constituent les seules β-lactamines non hydrolysées par la métallo- β-lactamases. (7)

https://fr.wikipedia.org/wiki/E._coli

https://fr.wikipedia.org/wiki/Proteus_mirabilis

https://fr.wikipedia.org/wiki/Klebsiella


18

10.3. Mode d’action des béta-lactamine

Les bêta-lactamines agissent en se fixant sur des enzymes présents dans la synthèse de la

paroi bactérienne. L’inhibition de ces enzymes fait accumuler des précurseurs du

peptidoglycane qui activent le système autolytique de la bactérie, c’est-à-dire Les bêta-

lactamines inhibent la synthèse de la paroi bactérienne. (8)

10.4. Les mécanismes de résistance des entérobactéries aux béta-lactamines

Les entérobactéries utilisent différents mécanismes pour développer une résistance aux

β-lactamines.

10.4.1. Résistance non enzymatique :

a) Modification de le cible protéines de liaison à la pénicilline (PLP)

La résistance aux β-lactamines, conférée par les PLPs (protéine liant à la pénicilline), chez les

bactéries à Gram négatif joue un rôle mineur dans la résistance comparativement aux

bactéries à Gram positif. Cette résistance peut avoir lieu par des mutations dans les gènes

chromosomiques codant pour les PLPs ou par l'acquisition de gènes étrangers codant pour des

nouveaux PLPs ayant une affinité différente aux β- lactamines (12)

b) Diminution de la perméabilité

La pénétration des β-lactamines, molécules hydrophiles, à travers la membrane externe

s’effectue à travers les porines qui sont des canaux protéiques remplis d’eau. Ainsi, la

sensibilité aux β-lactamines dépend du nombre de porines fonctionnelles. L’altération des

porines par mutation est à l’origine de résistances acquises aux β lactamines, soit par une

modification structurale d’une porine essentielle, ce qui a été décrit chez E. coli avec la porine

OMPx, soit par une diminution quantitative des porines, qui est la situation la plus fréquente.

(34)


19

c) Système d’efflux

Il s’agit d’un système actif reposant sur la présence de protéines particulières jouant le rôle de

pompe permettant l’expulsion des molécules nocives pour la bactérie, dont les antibiotiques y

compris les beta lactamines, dès qu’ils pénètrent dans la cellule bactérienne. Cela entraîne

une diminution de la quantité d’antibiotique atteignant la cible. La résistance par efflux est

souvent associée à une imperméabilité par altération des porines. (35)

10.4.2. Résistance enzymatique :

10.4.2.1. Production de Béta lactamase

La résistance aux beta lactamine est basée sur la production d’enzymes appelées béta-

lactamases. Cette résistance peut être naturelle (béta lactamase chez Klebsiella spp) ou

acquise.(21)

a) Définition de béta lactamase

Les β-lactamases sont des enzymes bactériennes qui hydrolysent la liaison amide du cycle β-

lactame inactivant les β-lactamines (55). Ces enzymes sont sécrétées dans le milieu de

culture ou dans le périplasme respectivement par les bactéries à Gram+ ou Gram–. (44).

b) classification de béta lactamases

Les beta lactamases sont nombreuses. Elles sont classées actuellement en fonction de leurs

substrats, ainsi que leur sensibilité aux inhibiteurs des béta lactamases. Les deux

classifications couramment utilisées sont :

Celle d’Ambler (structurale) les divisent en quatre classes A, C, D qui sont des

enzymes à serine active, et de classe B qui sont des métallo-enzymes nécessitant des

ions Zn2+.

Classe moléculaire A (comprenant les familles TEM, SHV et CTX-M)

Classe moléculaire B (comprend des métallo-béta lactamase)

Classe moléculaire C (AmpC)

Classe moléculaire D (OXA)

Celle de Bush, Jacoby et Medeiros (fonctionnelle). (41)(55) (35)


20

c) Mode d’action de beta-lactamases

Les β-lactamases catalysent de manière efficace et irréversible l'hydrolyse du pont amide de

l'anneau β- Lactame des pénicillines, des céphalosporines, des monobactames et des

carbapénèmes ; pour donner un acylenzyme qui sera ensuite dégradé en acide inactif. Ainsi,

les pénicillines sont dégradées en acide pénicilloïque et les céphalosporines en acide

céphalosporoïque (24). Entraînant ainsi l’inactivation de l’antibiotique

10.4.2.2. Les céphalosporinases

Sont des β-lactamases de la classe C (AmpC), codées par des gènes chromosomiques ou

plasmidiques.

Ces céphalosporinases sont cliniquement importantes chez :

Citrobacter freundii : est naturellement résistant à l’amoxicilline-clavulanate, et à la

céfoxitine par production des béta-lactamases chromosomique de la classe C

Enterobacter spp : sont naturellement résistant à l’amoxicilline-clavulanate ;

l’amoxicilline ; céphalotine et à la céfoxitine par production des béta-lactamases

chromosomique de la classe C

E coli ; Morganella morganii, Klebsiella (oxytoca et pnomoniae) ; providencia

stuartii ; proteus vulgaris ; Serratia marcescens; productrices des béta lactamase

chromosomique certaines de classe A et d’autre de classe C (Les premières souches

cliniques de Klebsiella pneumoniae ayant acquis un plasmide codant pour une β-

lactamase de classe C sont décrites en 1988)

Selmonella et proteus mirabilis pas de céfalosporinase chromosomique de classe C

Ces enzymes sont capables d’hydrolyser les céphalosporines y compris les céphamycines

(céfoxitine) ainsi que les pénicillines, mais pas la céfépime. Ces β-lactamases sont résistantes

aux inhibiteurs de β-lactamases. (25) (66)


21

10.4.2.3.β-lactamases à spectre étendu (BLSE)

Les BLSE sont définies comme des enzymes appartenant à la classe A (À l’exception des

BLSE de type OXA classe D) de la classification d’Ambler. Capables d’hydrolyser les

pénicillines, céphalosporines (10).

Elles sont inhibées in vitro par les inhibiteurs des β-lactamases (acide clavulanique,

tazobactam et sulbactam) Par contre, les BLSE sont sensibles aux céphamycines (céfotétan et

cefoxitine) ainsi qu’aux carbapénèmes. Elles sont classées selon leurs types moléculaires, les

plus fréquents étant les types TEM, SHV, CTX-M (8)

10.4.2.4. Les carbapénèmases

Enzymes capables d’hydrolyser le cycle β-lactame des β-lactamines. Elles hydrolysent les

carbapénèmes, avec une plus ou moins grande efficacité, l’hydrolyse des autres β-lactamines

étant variable, en fonction du type d’enzyme. Les carbapénèmases sont des β-lactamases de

classes A, B ou D.

Exemple : Les carbapénèmases de type KPC décrites tout d’abord aux États-Unis chez

Klebsiella pneumoniae ont maintenant une diffusion mondiale. KPC un gène (augmentant la

résistance) responsable de plusieurs épidémies dans le monde (5)

10.3. La résistance des entérobactéries aux aminoglycosides

10.3.1. Définition des aminosides

Les antibiotiques aminosidiques ou aminoglycosides sont des molécules de petite taille,

présente un large spectre, bactéricide. La cible principale des aminosides est le ribosome, ils

agissent en inhibant la synthèse protéique des bactéries par fixation sur le ribosome 30S.

Ils sont constitués de plusieurs cycles substitués par des fonctions notamment amines dont

certains sont des cycles sucrés. Les aminosides sont inactifs sur les bactéries anaérobies

strictes (7) (44)


22

10.3.2. Classification des aminosides

Ils ont été séparés en trois classes selon la position des sucres fixés sur le cycle

désoxystreptamine.

La première étant composée de ceux qui sont liés à l’unité 2-désoxystreptamine de

façon 4-5

par des unités saccharides : néomycine, paromomycine, lividomycine, ribostamycine

et butyrosine

La deuxième classe est celle composée de ceux qui sont liés de façon 4-6 à unité 2-

désoxystreptamine : kanamycine, tobramycine, dibékacine et amikacine,

gentamicine, sisomicine et nétilmicine

Et finalement les aminoglycosides considérés comme atypiques constituent la

troisième classe :spectinomycine, apramycine, fortimicines, kasugamycine ces

trois derniers ne sont pas utilisés en thérapeutique humaine (7)(3)

10.3.3. Mode d’action des aminosides

Les aminosides se fixent sur la fraction 30S du ribosome et perturbent la lecture du code lors

de la synthèse des protéines. Il en résulte une altération de la synthèse protéique, soit en

inhibant la traduction, soit en induisant des erreurs de lecture du code génétique : ce qui

entraîne la synthèse de protéines anormales incompatibles avec la vie de la cellule

bactérienne. (4)


23

10.3.4. Les mécanismes de résistance des entérobactéries aux aminoglycosides

Les bactéries ont développé trois stratégies efficaces leur permettant de résister aux

traitements antibiotiques par aminosides :

a) Modification de la cible biologique

Les ribosomes sont le lieu de la synthèse protéique. Ils peuvent être altérés dans leur

structure et leur fonctionnement par la fixation d'un antibiotique.

Une modification de la cible ribosomale acquise par mutation diminue l'affinité du

site de fixation de l'antibiotique et rend la bactérie résistante. Ce mécanisme est

responsable de la résistance aux tétracyclines, aux macrolides et lincosamindes,

aux phénicoles, et plus rarement aux aminosides.les aminoglycosides antibiotiques

interagissent avec le ribosome bactérien lors de la synthèse protéique. (67)

la modification de la cible par méthylation post-transcriptionnelle de l’ARNr 16s

au niveau du site de laissions des aminosides est émergeant chez les

entérobactéries particulièrement enterobacter .

b) Pénétration cellulaire et pompes à efflux

Pour qu’un aminoglycoside antibiotique soit actif, il doit être en mesure de pénétrer

efficacement la paroi cellulaire de la bactérie pour aller se lier au ribosome. Pour qu’il

traverse la paroi, celle-ci doit avoir un potentiel électrique. Le potentiel de la paroi cellulaire

est généré en grande partie par la respiration cellulaire. Les bactéries à Gram négatif

possèdent des pompes à efflux qui se chargent de diminuer la concentration intracellulaire. La

présence de pompes leur confère une résistance à plusieurs aminoglycosides. (3)

Il Ya des principales pompes à efflux y a compris la pompe AcrD chez Escherichia coli


24

c) Modification enzymatique

Mécanisme le plus fréquent. Les enzymes inactivatrices sont des gènes situés sur des

plasmides autotransférables ou sur des transposons, sources d'épidémies hospitalières. Les

modifications enzymatiques sont principalement responsables du problème de résistance chez

les aminoglycosides. Il existe trois familles d’enzymes distinctes agissant sur les

aminoglycosides antibiotiques, soit les aminoglycosides phosphotransférases (APH), les

aminoglycosides acétylases (AAC) et finalement les aminoglycosides adényltransférases

(ANT). (1)

10.4. La résistance des entérobactéries aux Les quinolones

10.4.1. Définition des quinolones

Les quinolones sont des antibiotiques bactéricides très largement utilisés en médecine

humaine et vétérinaire. Ces molécules sont généralement classées en générations en fonction

de leur spectre d'activité (7)

Appelée aussi les fluoroquinolones sont des molécules obtenues par synthèse chimique. (7)

10.4.2. Classification des quinolones

On peut classer les quinolones en fluorées et non fluorées, ou en générations selon la

chronologie d’apparition :

La première génération n’est active que sur quelques bactéries Gram (-) et comprend :

l’acide nalidixique, la cinoxacine,l’acidepipémidique l’acide oxolinique, la

fluméquine. Cette génération comprend un seul produit fluoré : la fluméquine.

La deuxième génération : norfloxacine, ofloxacine, péfloxacine, ciprofloxacine,

présentent un spectre élargi à d'autres bacilles à Gram négatif.

Les molécules de troisième génération ou dites fluoroquinolones : sparfloxacine,

lévofloxacine, moxifloxacine.

Les fluoroquinolones de quatrième génération : trovafloxacine, gatifloxacine

présentant une activité accrue sur les bactéries anaérobies strictes (40)(7)


25

10.4.3. Mode d’action des quinolones

Les quinolones agissent par formation d’un complexe ternaire entre ADN et l'ADN gyrase

(topoisomérases II) (gènes gyr A et gyr B) ou les topoisomérases IV (gènes par C et par E).

Ces enzymes sont directement impliquées dans les mécanismes de désenrouement et de

superenroulement de l'ADN au cours de la réplication afin de faciliter l'action de l'ADN

polymérase. L'activité antibactérienne Gram – passe surtout par l’inhibition des activités ADN

gyrases tandis que l'activité anti-Gram+ semble passer par le blocage de la topoisomérase

(55)(35)

Figure 01: Mécanisme d'action des quinolones(55)

10.4.4. Mécanisme de résistance

Le support de résistance des entérobactéries aux quinolones est essentiellement en premier

lieux chromosomique par la suite (en 1998 une première souche de Klebsiella pneumonie dont

le support est plasmidique a été décrite) (33)

Plusieurs types de mécanismes de résistance ont été décrits

•Diminution de l’accumulation intra-cytoplasmique par diminution de la perméabilité

De la paroi ou augmentation de l’efflux :

Une diminution de la concentration intracellulaire peut également causer une résistance aux

fluoroquinolones par réduction de la production de porine ou par modification de l’activité de

diverses pompes à efflux ,les bactéries a GRAM négatifs disposent de systèmes actifs d’efflux

non spécifiques ,dont certaines sont exprimés de façon constitutive d’autres sont contrôles et


26

exprimes par défirent systèmes de régulation global, enfin d’ sont encore inductibles par des

diverses mutations chez E coli, la pompe a efflux AcrAB-TolC, joue un rôle majeur dans la

résistance aux fluoroquinolones par efflux .E coli ne possède pas moins de 20 pompes a

efflux responsables de résistances a de multiples antibiotiques dont les fluoroquinolones et

d’autres bactéries entériques semblent équipées de façon analogue (37)

•Inactivation enzymatique :

Les cibles principales des fluoroquinolones sont les enzymes bactériennes :

-ADN gyrase aussi appelé topoisomérase II, l’ADN topoisomerase IV.

Les deux enzymes interviennent au cours des processus de réplication, de transcription, de

recombinaison et de réparation de l’ADN. L’ADN gyrase principalement responsable du

surenroulement négatif de L’ADN, est également impliquée dans le retrait de surenroulement

négatif ou positif de l’ADN et dans la Liaison (caténation) ou la séparation (décantation) de

molécules circulaires d’ADN.(40)

Chacune de ces deux enzymes est constitué de quatre sous-unité la sous-unité A formant des

liens Covalent via une tyrosine en position 122 avec l’extrémité 5’de l’ADN et la sous-unité B

responsable de la Liaison a l’ADN et de la production d’énergie par hydrolyse de l’ATP .le

site de la liaison pour les fluoroquinolones est localise dans la bulle ménagée lors de

l’ouverture locale de la molécule d’ADN ces dernières se fixent de manière irréversible a

l’enzyme ,entrainent la séparation de la double chaine hélicoïdale. En bloquant la progression

de la fourche de réplication, les fluoroquinolones inhibent ainsi la synthèse bactérienne

d’ADN(63).

• Diminution de l’affinité des cibles par mutation ou par protection des cibles (5

Une mutation de gène codant pour la sous-unité « GyrA »de l’ADN –gyrase ou pour la sous-

unité « ParC »de la topoisomerase IV diminue l’affinité de l’antibiotique pour sa cible. Les

domaines spécifiques de ces gènes sont connus comme des régions de résistances

déterminantes des fluoroquinolones. Moins fréquemment des mutations sont localisées dans

les régions du gène RRRQde « GyrB »et « ParE » (63)

Chapitre 2:

Matériels

et méthodes

Chapitre 2 Matériels et méthodes

27

1. Objectif de l’étude :

Notre travail a été effectué durant une période de 15 jours du mois de Mars 2020 au

niveau de laboratoire de microbiologie, à l’hôpital d’Ain Beida Zardani Saleh dans lequel

nous avons réalisé un ensemble d’analyses microbiologiques sur les différentes souches des

entérobactéries isolées. Pour but d’étudier la sensibilité de ces souches aux antibiotiques.

Les prélèvements correspondaient aux différents sites de colonisation (urines, pus, liquides de

ponction ; hémocultures et prélèvements rectaux), isolés essentiellement aux différents

services de :

_ Un service de médecine homme et service femmes

_ Un service de chirurgie générale ;

_ Un service d’orthopédie ;

_ Un service de pneumologie ;

_ Un service de réanimation …

Les principaux objectifs de cette étude sont :

L’isolement et l’identification des entérobactéries les plus fréquemment retrouvées

dans des prélèvements provenant des déférents services.

La détermination de leurs profils de résistance aux antibiotiques par antibiogramme.

La proposition des phénotypes de résistances aux B-lactamines

2. Isolement

Au cours des 15 jours du stage, 6 prélèvements provenant de déférents services ont été

analysés au niveau du laboratoire de microbiologie. Ces prélèvements sont accompagnés

d’une fiche qui comporte les renseignements suivants (nom et prénom du patient, âge et sexe,

origine du prélèvement (service), nature du prélèvement, signes cliniques et traitement

antibiotique administré) (annexe 01).

Les souches bactériennes ont été isolées sur le milieu héktoèn ; BCP et incubées pendant 24h

à 37c°.


28

3. Identification des souches

3.1.Etude macroscopique

Dans cet examen, après incubation de 24h, on peut déterminer :

La forme des colonies soit ronde, bombée, lisse, (régulier ou irrégulier) ;

La couleur des colonies : soit des colonies avec couleurs ou bien des colonies

incolores ;

La taille des colonies par la mesure du diamètre ;

Le contour ;

Le type.

3.2. Étude microscopique

Après l’examen macroscopique et à l’aide d’une pipette stérile on prend une colonie des

souches bactériens, on rajoute une goutte d’eau physiologique entre la lame et lamelle sous un

microscope optique et on observe X 40 (mobilité).

3.3. Identification biochimique

L’identification biochimique basée sur les tests qui étudient la fermentation des sucres ; la

capacité d’utilisation le citrate comme une seul source de carbone ;la production de gaz ;le

type respiratoire et la mobilité.

L’identification des espèces des entérobactéries dans le laboratoire est plus facile par

l’utilisation de galeries classique.

3.3.1. Tests biochimiques

a. Test de l’oxydase

Ce test permet de mettre en évidence la production, par la bactérie étudiée, d’une enzyme : «

l’oxydase ».Les bactéries possédant une chaine respiratoire complète sont dotées d’une

cytochrome oxydase. L’oxydation du Tétraméthyl-p-phénylènediamine indique que la

bactérie étudiée possède une oxydase. Dans le cas des entérobactéries, les bactéries sont non

productrices d’oxydases, le test doit être négatif.


29

b. Les tests de fermentation des sucres

Ces tests permettent la détection de la fermentation de différents sucres tels que le glucose, le

lactose et le saccharose. La fermentation des sucres engendre une modification du pH du

milieu se traduisant par un virage de la coloration indiquant ainsi la positivité du test. Ces

tests de fermentation des sucres contribuent significativement à l’identification de l’espèce

bactérienne étudiée.

c. Test de fermentation du mannitol (Mannitol Mobilité)

Le milieu mannitol mobilité c’est un milieu semi solide (faible quantité d’agar) permet de

rechercher aussi bien la fermentation de mannitol que la mobilité bactérienne. Le milieu est

ensemencé par piqure centrale puis incuber à 37c° pendent 18 h.

Le virage de couleur au jaune indique la fermentation du mannitol et cela par acidification du

milieu, et la présence de stries diffuses indique la mobilité du germe.

d. Test rouge de méthylène (RM)

Le milieu utilisé est clarck et lubs. Après ensemencement et l’incubation à 37 c° pendant 24h-

48h ajouter quelques gouttes de rouge de méthylène.

L’apparition d’une couleur rouge : (RM+) c’est l’indicateur que la bactérie produit les acides

mixtes, et la couleur jaune indique que le test est négatif (RM-).

e. Test Voges-Proskauer (VP)

Apres incubation à 37c°, 24h d’un milieu clarck et lubs ensemencé, ajouter 10 gouttes de

réactif et laisser agir en inclinant le tube pendant 15 min à 1h.

- Réaction VP (+) : couleur rouge.

- Réaction VP (-) : couleur jaune

f. L’utilisation du citrate de Simmons

Ce test consiste à mettre en culture la bactérie à étudier dans un milieu contenant le citrate

comme seule source de carbone. Seules les bactéries capables d’utiliser le citrate vont pouvoir

se développer sur ce milieu. Cette utilisation du citrate se traduit par le virage de l’indicateur

coloré du pH témoignant ainsi de la positivité du test.


30

g. Les acides aminés

Les décarboxylases telles que la lysine décarboxylase « LDC », ornithine décarboxylase «

ODC » et arginine décarboxylase « ADH » sont des enzymes capables de scinder les acides

aminés correspondants et entrainent la libération de l’amine et du dioxyde de carbone. La

synthèse de ces enzymes est favorisée par un pH acide et des conditions d’anaérobiose (dans

un tube étroit).

Ensemencer chacun des trois tubes avec deux gouttes d’une suspension bactériennes dense.

Recouvrir la surface des milieux avec da la paraffine liquide pour satisfaire la condition

d’anaérobie (LDC, ODC, ADH) et incuber à 37C° pendant 24 h

Tableau 05 : Lecture de la galerie biochimique.

Tube Substrat Caractère recherche Lecture directe

ou indirecte

Résultat -

Résultat+

ADH Arginine Arginine

d’hydrolase Directe Jaune Violet

LDC Lysine Lysine

décarboxylase Directe Jaune Violet

ODC Ornithine Orthynine

décarboxylase Directe Jaune Violet

TDA Tryptophane Tryptophane

désaminase

Indirecte

Test : ajouter 1

goutte de

perchlorure de

fer

Jaune Marron-

rougeâtre

VP Pyruvate de

sodium

Production

d’acétone

Indirecte

Test :ajouter 1

goutte de KOH

et d’α-napthol

Jaune Rose


31

RM Rouge de

méthyle

Production des

acides mixtes

Indirecte :

ajouter quelques

gouttes de rouge

de méthylène

Jaune

Rose

TSI

Glucose

Saccharose

Lactose

Fermentation du

glucides

production du gaz

Directe

Rouge

Jaune

MANNITOL

MOBILITE Mannitol

Utilisation de

mannitol comme

source de carbone

el la mobilité

Directe

Rouge

Jaune

CITRAT DE

SIMONS Citrate

Utilisation de

citrate comme

source de carbone

et de l’Energie

Directe

Vert

Bleu

EAU

PEPTONE

EXEMPTE

D’INDOL

Indole

Dégradation du

tryptophane pour

la dégradation

d’indole

Indirecte :

ajouter le réactif

de Kovacs

Incolore

Rose claire

BOUILLON

NITRATE

Nitrates

(NO3) Nitrate réductase

Indirecte dans la

cupule GLU

Test : ajouter 1

goutte de réactif

de Griess

Ajouter de la

poudre de zinc en

cas de résultat-

Jaune

Rose

Rose

Jaune


32

4. Détermination de la sensibilité aux antibiotiques

4.1. Principe

Pour la réalisation du test de sensibilité, on utilise 16 antibiotiques déterminés par la méthode

de diffusion en disque sur gélose Mueller Hinton (MH) selon les recommandations du Comité

Français de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie (CA-SFM)

4.2. Mode opératoire

Préparation de l'inoculum

Préparer une suspension bactérienne : à partir d'une culture jeune de 18 à 24, prélever au

moins 03 colonies et émulsionner dans 0,5 ml d’eau physiologique stérile (correspondant à

0.5 Mc Ferland).

Ensemencement

L’ensemencement se fait par la méthode d’écouvillonnage :

- Tremper un écouvillon stérile dans la suspension bactérienne et laisser s'imbiber.

- Le sortir du tube en l'essorant doucement sur la paroi.

- Ensemencer la boîte de Mueller-Hinton, en frottant l'écouvillon sur sa surface et en tournant

la boîte 3 fois de 60°C afin d'assurer une bonne distribution de l'inoculum.

- Laisser sécher les boîtes pendant 15 à 20 minutes.

-Disposer des disques d’antibiotique par un distributeur.

L’incubation

Incuber les boites à 37°C pendant 24 heures.

4.3. Lecture et interprétation

La lecture de l’antibiogramme se fait par la mesure des diamètres d’inhibition à l’aide du pied

à coulisse ou par une règle graduée. Les résultats sont comparés aux valeurs critiques

standards, pour classer les bactéries dans l’une des catégories : Sensible (S), Intermédiaire (I),

Résistante (R)


33

Tableau 06 : Valeurs critiques des diamètres des zones d’inhibition et des CMI pour les

entérobactéries (CA-SFM-2010) :

Familles

d’antibiotiques

Antibiotiques

testés

Signe

Charge

des

disques

Diamètres

critiques

(mm)

Concentrations

critiques

(mg /L)

S R S R

Béta-

lactamines

Ceftazidime CAZ 30 ug >26 <19 <1 >8

Céfotaxime CTX 30 ug ≤22 ≥26 ≥4 ≤1

Cefazoline CZ 30 ug ≤19 ≥23 ≥8 ≤2

Imipénème IMP 10 ug ≤19 ≥23 ≥4 ≤1

Amoxicilline AMX 25 ug ≥21 <16 ≤4 >8

Pénicilline P 10 UI <28 >29 >0.25 <0.12

Amoxicilline-

acide

clavulanique

AMC 20 ug ≤16 ≥21 ≥32/16 ≤8/4

Ticarcilline TIC 75 ug ≥23 <20 ≤8 >16

Aminosides

Tobramycine TOB 10 ug ≤12 ≥15 ≥16 ≤4

Amykacine AK 30 ug ≤14 ≥17 ≥64 ≤16

Quinolones

Ofloxacine OFX 5 ug <14 >18 >4 <1

Acide nalixdique NA 30 ug ≤13 ≥19 ≥32 ≤16

Acide

fusidique Acide fusidique FA 10 ug <24 ≥24 >1 ≤1

Divers Tetracycline TE 30 ug ≤30 ≥38 ≥2 ≤0.25

Divers Fosfomycine FF 200 ug ≤12 ≥16 ≥256 ≤64

Divers Nitrofurantoine F 100 ug ≤64 ≥64 ≥11 ≤11

Chapitre 3 :

Résultats

et discussions

Chapitre 3 Résultats et discussions

34

1. Identification des souches isolées

1.1. Caractères morphologiques et culturaux

L’examen macroscopique des entérobactéries sur gélose BCP

Aprés culture des six (06) souches collectées sur milieu BCP pendant 24h, plusieurs types

de colonies ont été observées sur les boites de Pétri : des colonies de grande / petite taille, de

couleur jaune à saumon, sèches / muqueuses…..ce qui indique une diversité dans les espèces

d’entérobactéries isolées en milieu hospitalier.

Une modification de couleur du milieu a été observée chez 5 souches, cette modification est

due au virage de l'indicateur coloré de pH (le pourpre de bromocrésol) vers le jaune en

présence d’acide (acidification du milieu) due à l’utilisation du lactose ce qui indique

l’utilisation du lactose comme source d’énergie par ces souches. Cependant, le milieu a gardé

sa couleur violette chez une seule souche, cette dernière est donc incapable d’utiliser le

lactose.

Tableau 07 : Caractères culturaux des souches isolées.

Souches Milieu Observation et aspect des colonies

Souche 01

BCP

*Petites colonies saumon ; sèches.

*Acidification du milieu.

Souche 02 *Petites colonies saumon ; sèches.


Souche 03 *Grandes colonies saumon ; très muqueuse.


Souche 04 *Grandes colonies saumon ; très muqueuse.


Souche 05 *Des colonies jaune envahissent la surface.

*Sans acidification du milieu.

Souche 06 *Colonies saumon ; vert à orange.



35

Souche 01 Souche 02 Souche 03

Souche 04 Souche 05 Souche 06

Figure N°2 : Aspect macroscopique des souches isolées sur milieu BCP.

Examen microscopique :

Après réalisation d’un frottis de chaque souches à l’état frais, et observation sous microscope

optique, 4 souches étaient des bacilles très mobiles, tandis que 2 étaient immobiles.

Tableau 08 : Résultats de l’examen microscopique.

Les souches Etats frais

Souche 01 Mobile

Souche 02 Mobile

Souche 03 Immobile

Souche 04 Immobile

Souche 05 Mobile

Souche 06 Mobile


36

1.2.Identification biochimique des souches :

Tableau 09. Résultats de la galerie biochimique

Souche 01 Souche 02 Souche 03 Souche 04 Souche 05 Souche 06

Nitrate - - - - - +

TSI + + - - + +

H2S - - - - - -

GAZ + + + + - +

INDOLE + + - - - -

CITRATE - - + + - +

VP - - + + - +

RM + + - - + +

MANNITOL + + + + - +

MOBILITE + + - - + +

TDA - - - - - -

ADH - - - - + +

LDC - - - - + -

ODC - - - - - +

Selon les résultats de la galerie biochimique, et on s’appuyant sur la bibliographie

d’identification des entérobactéries les six souches isolées ont été identifiées comme suit :

Les souches 01 et 02 : Escherichia coli (caractérisée par une désaminase -, citrate- ,

VP- et RM+).

Les souches 03 et 04 : Klebsiella (caractères clé immobilité et VP+).

La souche 05 :Proteus (caractérisée par LDC+, mannitol-, Lactose- et envahissement

du milieu de culture)

La souche06 : Enterobacte rcloacae (caractérisée par VP+, ODC+, citrate+).

Ces résultats sont similaires avec plusieurs autres études qui ont indiqué l’augmentation de la

fréquence de ces espèces en milieu hospitalier, et leur implication dans plusieurs types

d’infections.


37

Souche 01 (E.coli)

Souche 03 (Klebsiella)


38

Souche 05 (Proteus)

Souche 06 ( Enterobacter cloacae)

Figure N° 03 : résultats de la galerie biochimique des souches .


39

2. Etude de la résistance aux antibiotiques

Tableau 10. Résultats d’antibiogramme

Antibiotiques S 01

E.coli

S 02

E.coli

S 03

K.pneumoniae

S 04

K.pneumoniae

S 05

Proteus

S 06

Enterobacter

Amoxiciline R R R R R R

Amoxicilline+clavul

anique R R S R R R

Pénicilline R R R R R R

Ticarcilline R R R R R R

Céfazoline S S S R S R

Cefotaxime S S S R S R

Ceftazidime S S S R S R

Imipenème S S S S S S

Tobramycine S S S S S S

Amikacine S S S S S S

Acide nalixidique S S S S S S

Ofloxacine S S S S S S

Tétracycline S S S S R S

Nitrofurantione S S S S R S

Acide fusidique R R R R R R

Fosfomycine S S S S S S


40

L’étude de la sensibilité aux bêta-lactamines par la méthode de diffusion de disque a révélé

que toutes les souches d’entérobactéries isolées ont été sensibles à l’imipénème, cependant :

Les souche 01 et 02 d’E.coli ont présenté le même profil de résistance indiquant ainsi

une probable apparenté phylogénique, ces souches ont révélé une résistance à

l’amoxicilline, la ticarcilline, la pénicilline et l’association amoxicilline+ acide

clavulanique, cette résistance s’explique par la production d’une pénicillinase à haut

niveau (pas d’activité d’inhibition de l’acide clavulanique), mais cette dernière

n’affecte pas le reste des céphalosporines testés (Céfazoline, Cefotaxine, Ceftazidime).

Il est important de noter que la céphalosporinase chromosomique de classe C chez

E. coli est exprimée à très bas niveau (présente mais non détectable).

Les souches 01 et 02 sont alors du phénotype Pénicillinase à haut niveau (PHN).

La souche 03 de Klebsiellaa été résistante à la pénicilline, l’amoxicilline et la

ticarcilline, ce résultat est expliqué par la production naturelle d’une beta-lactamase

chromosomique (pénicillinase) de classe A appelée K2, inhibée par l’acide

clavulanique, ce dernier responsable du caractère sensible vis-à-vis l’association

amoxicilline+ acide clavulanique. La souche 03 reste sensible aux céphalosporines

testées car la pénicillinase est sans effet sur ces antibiotiques.

La souche 03 est alors du phénotype Sauvage (naturelle).

La souche 04 de Klebsiellaa été résistante à la pénicilline, l’amoxicilline, la

ticarcilline, l’amoxicilline+ acide clavulanique, la Céfazoline, la Céfotaxine et la

Ceftazidime, ce résultat est expliqué par la présence d’une beta-lactamases de classe

A à spectre étendu (BLSE), la production de BLSE se traduit par des images de

synergie très caractéristiques entre les céphalosporines de troisième génération et

l’acide clavulanique, mais certaines BLSE ont une activité plus ou moins faible vis-à-

vis des céphalosporines de troisième génération, ce qui explique l’images de synergies

discrète sur notre boite de Pétri.

La souche 04 est alors du phénotype beta-lactamases à spectre étendu (BLSE).

La souche 05 de Proteusa présenté une résistance à la pénicilline, l’amoxicilline, la

ticarcilline, l’amoxicilline+ acide clavulanique, sachant que ce genre ne possède pas

de céphalosporinase chromosomique, cette résistance est donc due à la production


41

d’une pénicillinase à haut niveau insensible aux inhibiteurs des beta-lactamases

(l’acide clavulanique), mais cette dernière n’affecte pas le reste des céphalosporines

testées (Céfazoline, Cefotaxine, Ceftazidime).

La souche 05 est alors du phénotype Pénicillinase à haut niveau (PHN).

La souche 06 d’Enterobacter a présenté une résistance à la pénicilline, l’amoxicilline,

l’amoxicilline+ acide clavulanique et la Céfotaxine par production naturelle d’une

beta-lactamase chromosomique de classe C (céphalosporinase) inductible AmpC, la

résistance additionnelle à la ticarcilline, la Céfazoline, et la Ceftazidime s’explique par

la production constitutive à haut niveau de cette céphalosporinase (déreprimée), qui

est un mécanisme fréquent chez les souches d’Enterobacter.

La souche 06 est alors du phénotype Céphalosporinase à haut niveau (CHN).

L’évaluation de la résistance des souches isolées a indiqué une sensibilité totale aux

quinolones (acide nalidixique, ofloxacine), aux aminosides (Tobramycine, amikacine) et à la

fosfomycine. Toutes les souches ont été également sensibles à la tétracycline et à la

nitrofurantoine à l’exception de la souche Proteus qui est naturellement résistante à ces deux

derniers antibiotiques. Par ailleurs, les six souches collectées ont été résistantes à l’acide

fusidique.

Ces résultats sont très encourageants pour le traitement des infections des entérobactéries

spécialement en milieu hospitalier, mais vu le nombre réduit des souches isolées, on ne peut

pas donner des conclusions fiables surtout que plusieurs études récentes indiquent une

augmentation des niveaux de résistance des entérobactéries en Algérie et dans le monde.


42

Figure N°4 : Résultats de l’antibiogramme de la souche 01 (E.coli)

Figure N°05 : Résultats de l’antibiogramme de la souche 05 (Proteus)

Figure N°06 : Résultats de l’antibiogramme de la souche 06 (Enterobacter cloacae)

Conclusion

Conclusion

Les entérobactéries sont des bacilles à Gram négatif qui constituent une part importante des

bactéries isolées lors du diagnostic bactériologique des infections humaines. Leur abondance

dans l’intestin, leur mobilité, leur rapidité de multiplication, leur fréquente résistance aux

antibiotiques expliquent qu’elles soient les bactéries les plus impliquées en pathologie

infectieuse humaine.

Ce travail, réalisé dans période de 15 jours du mois de Mars 2020 pour objectif de définir le

profil de sensibilité des souches isolées essentiellement aux différents services ( urines, pus,

liquides de ponction ; hémocultures et prélèvements rectaux) .

Alors, dans cette étude 6 souches d’entérobactéries ont été identifié au laboratoire de

microbiologie sur la base des tests d’identifications morphologiques et biochimiques. Les

résultats révèlent d’abord une certaine diversité pour les espèces d’entérobactéries identifiées.

Les espèces les plus prédominantes Escherichia spp(33 %) , suivie de Klebsiella (33%), de

Proteus (17%) et de enterobacter (17%).

Dans notre étude nous avons essayée aussi de déterminer le profil de la sensibilité de nos

souches collectées et identifiées vis-à-vis 16 antibiotiques par la méthode de diffusion des

disques en milieu gélosé, selon les normes du CA-SFM. Les résultats obtenus nous ont permit

de constater que :

les souches de bacilles à Gram négatif isolées sont marquées par une fortes

sensibilités vis-à-vis des antibiotiques : les aminosides , Quinolones , béta-lactamine.

L’évolution des résistances des entérobactéries aux antibiotiques est un phénomène réel dans

l 'Algérie. Il expose à des difficultés de prise en charge thérapeutique des infections. La

maitrise actuelle de ce phénomène est une véritable urgence et nécessite une implication des

pouvoirs publics. Des tests spécifiques de recherche des bétalactamases à spectre élargi

(BLSE) et AmpC doivent être mis en place dans nos laboratoires afin de mettre en évidence

les différents phénotypes de résistances.

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Résumé

Les entérobactéries sont des bacilles à Gram négatif constituant l’une des plus importantes

familles des bactéries. Certaines bactéries sont pathogènes strictes et d’autres pathogènes

opportunistes, elles sont souvent responsables d’infections urinaires, pulmonaires, de

septicémies et également d’ infections intra-abdominales.

Les bacilles GRAM négatif sont de plus en plus résistants aux antibiotiques. Cette résistance

aux antibiotiques chez les bacilles à Gram négatif est un problème important en Algérie et

elle est devenue une préoccupation clinique majeure, par conséquent la surveillance locale

continue de la résistance aux antibiotiques est cruciale.

Notre objectif est l’isolement et l’étude des entérobactéries résistantes aux antibiotiques en

milieu hospitalier et la détermination de leur profil de résistance vis-à-vis de 16 antibiotiques.

Une collection de 6 souches d’entérobactéries a été effectuée durant une période de quinze

(15) jours au cours du mois de Mars 2020, l’identification a été faite par la galerie

biochimique classique. L’antibiogramme a été réalisé selon les recommandations du comité

de la société française de microbiologie par la méthode de la diffusion des disques sur un

milieu gélosé.

Les résultats obtenus montrés que :

Les deux souches 01 et 02 d’E.coli et la souche de Proteus 05 sont du phénotype pénécillinase

à haut niveau.

La souche 03 de klebseilla du phénotype sauvage.

La souche 04 de klebseilla du phénotype béta lactamase à spectre étendu (BLSE).

La souche 06 d’Enterobacter est alors du phénotype céphalosporinase à haut niveau

Résumé

Abstract

Enterobacteriaceae are Gram-negative bacilli that constituting one of the most important

family of bacteria. Some bacteria are strict pathogens the other are opportunistic pathogens,

they are often responsible for urinary infection, pulmonary infections, septicemia or intra-

abdominal infections.

GRAM negative bacilli are increasingly resistant to antibiotics. This resistance in Gram-

negative bacilli is a significant problem in Algeria and has become a major clinical concern,

therefore local and continuous surveillance of antibiotic resistance is crucial.

Our objective is the isolation and the study of enterobacteriaceae resistant to antibiotics in

hospital environment and the determination of their resistance profile against 16 antibiotics.

A collection of six (6) strains of enterobacteriaceae was carried out over a period of fifteen

(15) days during the month of March 2020, the identification was made by the classical

biochemical gallery. The antibiogram was carried out according to the recommendations of

the committee of the French society of microbiology by the method of diffusion of the discs

on an agar medium.

The results obtained show that:

Both strains 01 and 02 of E. coli and the strain of Proteus 05 are of the high-level

penecillinase phenotype.

Wild phenotype klebseilla strain 03.

Klebseilla strain 04 of the extended spectrum beta lactamase (ESBL) phenotype.

Enterobacter strain 06 is then of the high-level cephalosporinase phenotype

mémoirebib.univ-oeb.dz:8080/jspui/bitstream/123456789/9429/1... · 2020. 11. 24. · valeurs...

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