juillet 2011 - nouvelle-caledonie.ifremer.fr

Centre du Pacifique Département Ressources Biologiques et Environnement Unité de Recherche Lagons, Ecosystèmes et Aquaculture Durable (LEAD/NC) Ifremer/LEAD/RST 2011-01

Juillet 2011

Mise en évidence de variables biologiques et biogéochimiques discriminantes de l’état de fonctionnement des bassins d’élevage de crevettes de mer Litopenaeus stylirostris en Nouvelle Calédonie- Sélection d’indicateurs de la qualité des sédiments.

L. Della Patrona* B. Beliaeff* J.-P. Debenay** A. Herbland*

*IFREMER, LEAD (Lagons, Ecosystèmes et Aquaculture Durable), BP 2059, 98846 Nouméa Cedex, Nouvelle-Calédonie. ** IRD, UR 055 Paléotropique, 101 promenade Roger Laroque, BP A5, 98848 Nouméa cedex, Nouvelle-Calédonie

PROVINCEDES ILES LOYAUTE

PROVINCEDES ILES LOYAUTE

Ifremer–Département Ressources Biologiques et Environnement – Unité de Recherche Lagons, Ecosystèmes et Aquaculture Durable en Nouvelle-Calédonie (LEAD-NC) juillet 2011

Mise en évidence de variables biologiques et biogéochimiques discriminantes de l’état de fonctionnement des bassins d’élevage de crevettes de mer Litopenaeus stylirostris en Nouvelle Calédonie - Sélection d’indicateurs de la qualité des sédiments.

Ifremer/LEAD-NC/RST/2011-01

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Table des matières

Liste des agents ayant participé à ces opérations : .....................................................................4 1. CONTEXTE ET ENJEUX.................................................................................................5 2. OBJECTIFS .......................................................................................................................5 3. MATERIEL ET METHODES...........................................................................................6

3.1. Caractéristiques des stations échantillonnées ............................................................6 3.1.1. Suivi SF-SV.......................................................................................................6 3.1.2. Suivi Aigue Marine ...........................................................................................7

3.2. Techniques de prélèvement des sédiments aquacoles ...............................................9 3.2.1. Carottier ...................................................................................................................9 3.2.2. Préleveur de « flan » ..............................................................................................10 3.2.3. Prélèvement d’eau..................................................................................................10

3.3. Paramètres mesurés .................................................................................................10 3.3.1. Colonne d’eau (10 cm sous la surface) ..................................................................10 3.3.2. IES..........................................................................................................................10 3.3.3. Sédiment.................................................................................................................11 3.3.4. Nématodes..............................................................................................................13 3.3.5. Copépodes..............................................................................................................13 3.3.6. Nauplii de crustacés ...............................................................................................13 3.3.7. Halacaridés, polychètes, oligochètes, tardigrades, rotifères et kinorynches ..........14 3.3.8. Chironomes ............................................................................................................14 3.3.9. Ciliés, protozoaires et foraminifères ......................................................................14 3.3.10. Bactéries...............................................................................................................14

3.4. Analyse statistique ...................................................................................................15 4. RESULTATS...................................................................................................................15

4.1. Synthèse zootechnique.............................................................................................15 4.1.1. Historique des fermes AgM, FAO et Seafarm.......................................................15 4.1.2. Fiches zootechniques des élevages suivis ..............................................................16 4.1.3. Mortalités observées ..............................................................................................16

4.2. Paramètres de la colonne d’eau ...............................................................................19 4.2.1. Température.....................................................................................................19 4.2.2. Salinité.............................................................................................................19 4.2.3. Oxygène dissous..............................................................................................20 4.2.4. Alcalinité totale ...............................................................................................20 4.2.5. Ammonium......................................................................................................20 4.2.6. Phytopigments .................................................................................................20 4.2.7. Turbidité ..........................................................................................................21 4.2.8. pH ....................................................................................................................21

4.3. Paramètres du sédiment ...........................................................................................22 4.3.1. Pool actif de la demande en oxygène du sédiment et complexe redox ...........23 4.3.2. Composition biochimique de la matière organique sédimentaire ...................24 4.3.3. Indicateurs d’eutrophisation et de productivité des écosystèmes....................28 4.3.4. Indicateurs biologiques : bactéries, méiofaune et foraminifères .....................29

5. DISCUSSION ..................................................................................................................41 5.1. Pertinence des paramètres de la colonne eau...........................................................41 5.2. Pertinence des paramètres biogéochimiques ...........................................................42 5.3. Pertinence des indicateurs biologiques : bactéries, méiofaune et foraminifères .....44

6. CONCLUSIONS..............................................................................................................46 7. BIBLIOGRAPHIE...........................................................................................................51 8. ANNEXES : Graphiques par station................................................................................57




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Liste des agents ayant participé à ces opérations : Ifremer : D.Ansquer P. Brun S.DeDecker P. Morvan Stagiaires Ifremer T. Pontiac- CREUFOP Montpellier C. Ollier - IUT génie biologique, Université de Bretagne Occidentale L.Campmas-CNAM Intechmer-Cherbourg A. Alt - Université de La Rochelle J.-F. Figueras - Université de Bordeaux O. Robert- BTSA DARC Pouembout T. Moleana - Université de Perpignan GFA : C. Galinié A. Collet J. Fournier E.Vourey IAC :

A.-L. Marteau

IRD : Stagiaire : H. Goguenheim Et le personnel technique de Seafarm et d’Aigue Marine.




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1. CONTEXTE ET ENJEUX

La ferme Seafarm (SF) est depuis fin 1997 affectée par des mortalités épizootiques, provoquées par une bactérie pathogène, Vibrio nigripulchritudo : sur tous les élevages de saison chaude (survies 25-30%). En 2003, une seconde ferme, Aigue Marine (AgM), située dans la même baie, non loin de SF a connu dès sa première année d’exploitation des mortalités de type syndrome d’été. Avec des survies inférieures à 35%, la ferme a cessé son activité en 2005. En 2006, les deux bassins d’une troisième ferme « ancienne », FAO, localisée en baie de Saint-Vincent (SV) ont connu des épisodes de mortalités impliquant le même vibrion (survies 31 et 35%). L’enchaînement de ces phénomènes a fait craindre une extension de la maladie à l’ensemble de la filière.

Ces deux fermes affectées par le syndrome d’été, SF et AgM, présentent des caractéristiques très différentes :

SF est plus ancienne qu’AgM.

les niveaux d’eutrophisation y sont très différents. On peut dire que SF est une ferme où la productivité « naturelle » de la colonne d’eau est élevée, alors qu’elle serait médiocre et instable à AgM (com. pers. M. Bull) ;

la nature des sols est différente entre les 2 fermes : tannes avec accumulations anciennes à SF ; schistes dominants et neufs à AgM.

Pour ces raisons et au même titre que la comparaison de deux élevages - l’un présentant le syndrome d’été et l’autre non - s’est révélée fructueuse dans l’étude des processus susceptibles de favoriser l’apparition du syndrome (Herbland & Harache, 2008), nous avons favorisé l’approche comparative sur deux fermes où le syndrome est apparu dans des environnements différents.

Initialement planifiée de manière synchrone, cette étude a dû être déphasée en une première expérimentation réalisée sur un bassin de SF avec comparaison d’un témoin de SV (février - juin 2006) et en une seconde menée sur six unités implantées dans différentes zones du bassin B d’AgM (décembre 2006 - mai 2007). Afin de mettre au point le matériel et les méthodes, une étude pilote a été réalisé sur deux bassins de SF d’octobre 2005 à janvier 2006.

2. OBJECTIFS A partir des résultats du suivi comparatif sur SF et SV (février – juillet 2006) et de l’expérimentation réalisée sur AgM (décembre 2006 - avril 2007), ce rapport vise à :

mettre en évidence des variables biologiques et biogéochimiques discriminantes de l’état de fonctionnement des bassins d’élevage, en cohérence avec les conclusions du rapport d’experts du programme DESANS (Chevassus et al., 2006)

approcher l’importance relative de la colonne d’eau et du fond de bassin sur le « confort écologique » des crevettes.

Pour AgM, évaluer l’importance d’un apport de terre végétale sur la productivité globale.




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3. MATERIEL ET METHODES

3.1. Caractéristiques des stations échantillonnées

3.1.1. Suivi SF-SV Le suivi comparatif du bassin B (80000 m²) de SF et J (1800 m²) de la station de Saint-Vincent a démarré en février 2006 et s’est achevé en juin 2006. Dans chaque bassin une zone considérée comme saine et une zone potentiellement déstabilisante ont été sélectionnées selon des critères visuels - polygones de dessiccation réduits - et/ou olfactifs - odeur œufs pourris témoins de la présence d’hydrogène sulfuré (H2S) - peu de temps après la vidange finale des élevages précédents (photos 1 à 5). Le bassin J enregistre depuis des années d’excellents résultats zootechniques et présente un fond d’aspect « sain » sur l’essentiel de sa surface. La zone « sale » choisie (svb) ne représente que 2% de l’ensemble du bassin. Elle correspond à une zone de percolation située près du moine de sortie qui ne sèche pas et n’est jamais labourée à l’assec. C’est également un lieu d’accumulation d’aliment non consommé. A Seafarm la zone « saine » sf2 n’est représentative que de 30% du bassin B. Elle a été sélectionnée pour son positionnement en partie haute du bassin, sa situation - à la fois sous l’influence d’une arrivée d’eau et anciennement d’un aérateur - et l’absence de polygones de dessiccation épais.

Photo 1 : Vue aérienne du bassin B de Seafarm (premier plan) à l’assec.

Photo 2 : Zone « saine » sur le bassin J de la station de Saint-Vincent - à gauche à l’assec, à droite carotte en cours d’élevage.




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Photo 3 : Zone « impropre » sur le bassin J de la station de Saint Vincent - à gauche à l’assec, à droite carotte en cours d’élevage.

Photo 4 : Zone « saine » sur le bassin B de Seafarm - à gauche à l’assec, à droite carotte en cours d’élevage.

Photo 5 : Zone « impropre » sur le bassin B de Seafarm - à gauche à l’assec, à droite carotte en cours d’élevage.

3.1.2. Suivi Aigue Marine L’expérimentation sur la ferme d’Aigue Marine a commencé à la mise en eau en décembre 2006 et s’est achevée à la récolte finale en mai 2007. Six unités de 1413 à 3337 m² ont été édifiées à l’intérieur du bassin B de 10 ha (photo 6). Ce bassin présente un gradient marqué de nature de sédiment du haut vers le bas : une partie schisteuse représentant 30% de la surface, une zone intermédiaire schiste-argile d’altération, et une bande de tanne naturelle 20%.




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Photo 6 : Vue aérienne du bassin B (second plan) avec la partie tanne inondée à l’assec.

Bassin s1 : 1413 m² édifié sur la partie haute du bassin B dont le fond schisteux a été resurfacé et mélangé à de l’argile importée (noyau des digues) et d’altération du schiste : sédiment reconstitué composé d’un mélange argilo-schisteux (photo 7).

Photo 7 : Bassin s1 avec sédiment reconstitué de type argilo-schisteux.

Bassin s2 : 1513 m² construit sur la partie haute du bassin B. Le fond d’origine entièrement composé de schiste de type bedrock ou altéré représentatif de la partie haute plus schisteuse du bassin B : sédiment original caractéristique de la partie « schiste » du bassin B (photo 8).

Bassins st1 et st2 (photo 9): 2463 m² construits en isolant une bande de terrain représentative de l’hétérogénéité du bassin B comprenant 30% de schiste pur (partie haute bassin B), 60% argilo-schisteux (partie intermédiaire bassin B) et 10% tanne (partie basse bassin B) : sédiment original représentatif de l’hétérogénéité du bassin B.

Photo 8 : Bassin s2 avec sédiment d’origine de type schiste pur.




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Photo 9 : Bassin st1 (idem st2) avec sédiment d’origine représentatif de l’hétérogénéité du bassin B.

Bassins tv1 (3337 m²) et tv2 (2566 m²) : créés en morcelant une aire comparable aux unités st1 et st2 mais dont le fond naturel a été recouvert de 10 cm de terre végétale prélevée en bordure de rivière : sédiment nouveau reconstitué composé de terre végétale (photo 10).

Photo 10 : Bassins tv1 (idem tv2) avec sédiment reconstitué composé de 100% de terre végétale.

Tableau 1 : Récapitulatif des caractéristiques des zones (SV& SF) et bassins (AgM).

SV SF AgM sva svb sf1 sf2 s1 s2 st1 st2 tv1 tv2

Tanne Zone a priori « propre »

Tanne Zone a priori « défavorable »

Tanne Zone a priori « propre »

Tanne Zone a priori « défavorable »

Fond argilo-schisteux

Schiste pur

tanne tanne Terre végétale

Terre végétale

3.2. Techniques de prélèvement des sédiments aquacoles

3.2.1. Carottier Une maille de 250 µm a été collée sur l’embout vissant d’un tuyau PVC de diamètre 250 mm et de hauteur 100 mm. Le carottier ainsi constitué est descendu de profil afin d’éviter la capture de zooplancton lors de la descente jusqu’au fond du bassin (profondeur 100 à 150 cm). Il est ensuite retourné puis solidement enfoncé dans le sol dépendant de sa nature argileuse ou sableuse. La carotte est sectionnée à l’aide d’une pelle biseautée où s’encastre hermétiquement la couronne de 250 mm. L’ensemble est remonté lentement du fond et ramené à terre ou sur le bateau puis placé dans une bassine. Le tamis qui parfois adhère par succion sur le tapis algal est légèrement décollé, puis le couvercle est dévissé en évitant de racler le sédiment. Ce dispositif, répété trois fois par station, permet de remonter une carotte de 490 cm² et d’épaisseur 5 cm la plus intacte possible avec très peu de perte de matériel biologique. Les tripliquats sont effectués précisément dans les deux premiers cm à l’aide d’une cuillère profilée de volume 10 ml et de surface 16 cm² ou de seringues affûtées.




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3.2.2. Préleveur de « flan » Le dosage des sulfures nécessite d’éviter toute contamination par l’oxygène de l’eau et de l’air. Le flan gélatineux - ou milieu floconneux - constituant l’IES est aspiré à partir d’un dispositif muni de micro-tuyaux dans des flacons où l’oxygène a été chassé par flux d’azote.

3.2.3. Prélèvement d’eau Les prélèvements d’eau dans les bassins ont été réalisés au moyen de flacons ambrés de 2 L en polyéthylène LDPE.

3.3. Paramètres mesurés

3.3.1. Colonne d’eau (10 cm sous la surface) La température et l’oxygène dissous de l’eau du bassin ont été mesurés in situ une fois par semaine à l’aide d’un oxymètre (wtw®). La salinité a été prise avec un conductimètre (wtw®) et le pH mesuré avec un pHmètre (wtw®). L’alcalinité totale de l’échantillon a été évaluée d’après le protocole de Strickland et Parsons (1972) adapté par Herbland (2006). Chaque semaine, un échantillon d’eau de mer (100 ml) est mélangé à 25 ml d’HCl 0,0100 N. Le pH résultant est mesuré. L’acide en excès est calculé à partir de ce pH et d’un facteur empirique que l’on trouve dans des tables (Strickland et Parsons (1972) . Cet excès d’acide est ensuite soustrait de 2500 milliéquivalents par litre.

Le dosage de l’ammonium a été effectué chaque semaine par la méthode de Koroleff (1969) selon le protocole de Aminot et Chaussepied (1983). L’ammoniac forme une monochloramine avec l’hypochlorite en milieu légèrement basique. Cette dernière réagit avec le phénol en prenant en présence d’un excès d’hypochlorite pour former le bleu d’indophénol absorbant à 630 nm. La réaction est accélérée par le nitroprussiate. Le composé coloré est analysé en cuve de 10 cm à l’aide d’un spectrophotomètre Shimadzu ®.

Les pigments chlorophylliens ont été mesurés à l’aide d’un fluorimètre Turner D700 designs ® . Un échantillon est filtré chaque semaine et les pigments sont recueillis sur un filtre et extraits dans le méthanol. La concentration de chlorophylle a est déterminée en mesurant la fluorescence émise à une longueur d’onde de 664 nm, à la suite d’une excitation à une longueur d’onde de 430 nm. La méthode apporte une correction pour la présence de phéophytine a, laquelle absorbe à une longueur d’onde voisine de la chlorophylle a. La mesure fluorométrique est effectuée avant acidification (mesure de la chlorophylle a) et après une acidification qui transforme toute la chlorophylle a en phéophytine a, laquelle émet de la fluorescence avec moins d’intensité. La calibration du fluorimètre est préalablement effectuée à l’aide d’un spectrophotomètre et des solutions étalons de chlorophylle a pure. Les unités fluorométriques correspondantes peuvent alors être converties en concentration de chlorophylle a.

La turbidité est mesurée chaque semaine à l’aide d’un fluorimètre-turbidimètre de terrain aquafluor®.

3.3.2. IES L’hydrogène sulfuré a été mesuré chaque semaine d’après le protocole de Fonselius (1985) et adapté aux conditions locales du DAC par J.-L. Martin en 2006. Un échantillon acidifié réagit avec du p-phenylène diamine et du chlorure ferrique. Il se forme un




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complexe d’oxydation et de substitution qui résulte de l’incorporation quantitative de tout sulfure présent dans un heterocyclic sulfur-containing marqueur coloré appelé le « violet de Lauth ». L’extinction de la solution est mesurée au spectrophotomètre sans ou avec dilution, en cuve de 1, de 4 ou de 10 cm à la longueur d’onde de 670 nm.

3.3.3. Sédiment Le pH du sédiment a été évalué à l’aide d’un pHmètre étanche à capteur ISFET Fisher-scientific ® disposant d’une électrode renforcée de pénétration en effectuant de 4 à 6 mesures dans chaque carotte. Après stabilisation de l’appareil (~ 30 s), de 10 à 12 mesures ont été réalisées dans chaque carotte à l’aide d’une électrode redox gélifiée branchée sur un analyseur WTW 340 i ®. Les mesures ont été effectuées en piquant les sondes pH et redox dans les deux premiers cm. La matière organique totale du sédiment a été déterminée par incinération (perte au feu) des sédiments selon la méthode du Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec. Elle est obtenue par la différence entre le poids sec de l’échantillon et celui du résidu après crémation à 375°c pendant 16 h dans un four à moufle. Les sédiments ont été pré-séchés à 150°C à poids constant. Les pigments, chlorophylle a (chla) et phéopigments sédimentaires ont été déterminés selon Plante-Cuny (1974). Ils ont été extraits à partir d’environ 1 g de sédiment décongelé et mélangé dans 5 ml d’acétone à 90% puis maintenus à l’obscurité à 4°C pendant 24 h. Après centrifugation le surnageant a été analysé à l’aide d’un fluorimètre modèle Turner TD-700 afin de quantifier la chlorophylle puis acidifié avec 50 µl d’HCL 1 N pour estimer les concentrations en phéopigments (Lorenzen et Jeffrey, 1980). Les concentrations sont rapportées au poids sec (poids constant à 60°C). Elles sont converties en équivalents carbone en utilisant le facteur de conversion de 30 (De Jonge, 1980). Les concentrations totales en CPE représentent la somme de chla et des phéopigments. Le dosage des protéines solubles dans l'eau ou dans la soude a été réalisé selon la méthode de Lowry (1951) à partir d’échantillons de 200 mg. Les protéines en solution sont dosées par le réactif au phénol de Folin en milieu alcalin et en présence d'ions cuivriques. Ce réactif réagit avec les résidus tyrosine et tryptophane en formant des composés colorés. Les absorbances sont évaluées à l’aide d’un spectrophotomètre à 650 nm. La gamme étalon d'albumine est réalisée dans une solution de soude normale pour tenir compte de la modification du temps de réaction due à l'augmentation du pH. Les résultats sont donnés en équivalents albumine en µg/g séd. sec. Les carbohydrates sont analysés selon la méthode de Dubois (1956) à partir d’échantillons de 100 mg. L'analyse est réalisée sur l'eau interstitielle prélevée sur le même échantillon que pour les protéines solubles. Pour les carbohydrates labiles, l'extraction à la soude est la même que pour les protéines. La gamme d'étalonnage est réalisée avec du glucose. La mesure est effectuée au spectrophotomètre à une longueur d'onde de 490 nm. Le temps de refroidissement après l'addition de l'acide permet le développement total de la coloration. Celle-ci est stable plusieurs heures. Les résultats sont donnés en équivalents glucose en µg/g séd. sec. L'analyse des lipides est réalisée par la technique gravimétrique après extraction selon la méthode de Bligh et Dyer (1959). L'extraction est réalisée sur 1 à 2 g de sédiment sec auquel est rajouté un mélange dichlorométhane-éthanol (60%-40%). L'ensemble est placé pendant une heure dans un bac à ultrasons. Cette extraction est répétée 3 fois. Le volume du solvant rajouté est équivalent en ml à deux fois le poids de sédiment. Pour purifier les lipides, il faut séparer les phases éthanol et dichlorométhane en rajoutant de




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l'eau distillée a la concentration de 20 %. L'éthanol passe ainsi dans la phase aqueuse. La phase dichlorométhane contenant les lipides est récupérée à l'aide d'une pipette et évaporée à sec à 30°C sous courant d'azote. Le dosage est réalisé par brûlage (Marsh et Weinstein, 1966). L’échantillon repris dans le dichlorométhane est évaporé dans un tube à vis. A l'extrait sec sont rajoutés 2 ml d'acide sulfurique concentré. Ce tube est fermé par un bouchon muni d'un joint téflon puis placé très précisément à 200°C. La densité optique lue au spectrophotomètre à 375 nm est fonction de la concentration en lipides. Pour cette méthode, la gamme d'étalonnage est faite à l'aide de l'acide tripalmitique. Les résultats sont donnés en équivalents a. tripalmitique en µg/g séd. sec. Les concentrations en protéines, glucides et lipides sont converties en équivalent carbone en employant les facteurs de conversion de 0,49, 0,40 et 0,75 respectivement et rapportées au poids sec (poids constant à 60°C) du sédiment (Fabiano et al., 1995). La somme des concentrations en protéines, glucides et lipides exprimées en carbone est définie comme BPC bio-polymeric organic carbon (Pusceddu et al., 1999). Pour chaque analyse biochimique, le blanc a été fait en employant un extrait de sédiment broyé et calciné à 375°C pendant 16 h. La demande en oxygène du sédiment (DOS) s’apparente à la demande biologique en oxygène (DBO) de l’eau. La méthode pratiquée au LEAD utilise l’appareil Oxytop®, conçu pour la mesure de la charge organique labile dans les stations d’épuration. La méthode repose sur la diminution de la pression de l’air enfermé au-dessus de l’échantillon (dans un flacon hermétiquement clos par un manomètre), suite à l’absorption, par la soude, du CO2 dégagé par la respiration des bactéries qui consomment le carbone organique. L’appareil est étalonné de telle manière qu’il fournit directement des valeurs exprimées en mg d’O2/L. Les résultats sont rapportés en mg O2/g séd. sec. La demande chimique en oxygène (DCO) du sédiment à été appréhendée en mesurant les matières aisément oxydables (MAO) en employant la méthode proposée par Avnimelech et al. (2004). Ils ont proposé une méthode d’oxydation douce (acide dilué et température ambiante) qui ne s’attaque qu’aux MAO, incriminées dans les problèmes de l’environnement des bassins aquacole par leur accumulation et leur réactivité (Herbland et Harache, 2008). Afin d’éviter la détermination délicate du point de virage de la titration du dichromate excédentaire par le sulfate de fer de la méthode originale, une méthode spectrophotométrique a été adoptée selon Herbland (2006). Les valeurs des MAO sont exprimées en mg C/g séd. sec. Les prélèvements de méiofaune ont été effectués en trois réplicats prélevés sur les deux premiers centimètres à l’aide d’une cuillère profilée de volume 10 ml et de surface 16 cm². Chaque échantillon de 20 ml de sédiment a été placé dans un flacon de 50 ml avec 25 ml d’alcool 70°. Chaque prélèvement a été filtré sur des tamis superposés de 1000, 250 et 45 µm. Le refus du tamis 250 µm a été conservé dans du formol salé neutre 5% coloré avec du rose Bengale, produit qui facilite la reconnaissance des foraminifères vivants au moment de l’échantillonnage (Walton, 1952 ; Murray et Bowser, 2000). Le refus du tamis 45 µm a été centrifugé trois fois dans du Ludox (d = 1,15) selon la méthode adaptée de Burgess (2001). Il a été stocké dans de l’alcool 70° coloré avec du rose Bengale. Les animaux ont été dénombrés sur cuve de Dolfuss et identifiés au niveau des grands groupes. Cette discrimination en deux classes de taille 40-250 et 250-1000 µm s’est déjà révélée très informative pour l’étude de l’évolution/prédation de la méiofaune par les crevettes dans les bassins (Anonyme, 2006). Les observations des protistes foraminifères ont été faites à partir de sédiments secs obtenus par la méthode




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de flottage utilisant du perchloroéthylène (1,622 g.cm-3) pour concentrer les tests. Suivant le nombre de 100 à 200 spécimens ont été identifiés (Fatela et Taborda, 2002) à l’aide d’une loupe binoculaire (ZEISS- Stemi 2000C) suivant la classification générique de Loeblich et Tappan (1988), et comptés. Les comptages ont été rapportés à 50 cm3 de sédiment. Au cours de ceux-ci les organismes vivants et déformés ont été comptés séparément. La biomasse méiofaunique a été estimée à partir des mesures individuelles. La longueur et la largeur de 30 organismes par taxon ont été mesurées à la loupe binoculaire (x 8-100) équipées d’un micromètre oculaire. De trois à six échantillons ont été pris au hasard en début, milieu et fin d’élevage pour chaque bassin. Pour les taxons faiblement représentés une moyenne globale inter-bassins a été calculée. Ces mesures ont été utilisées pour la conversion en biomasse, selon les équations déterminées pour chaque groupe taxonomique.

3.3.4. Nématodes Le poids humide (WW) en µg a été calculé selon Wieser (1960) et Warwick et Price (1979) en utilisant l’équation empirique : WW= 530*L*W²*1,13 où 530 est un facteur de conversion sans dimension spécifique des nématodes, L est la longueur totale (mm) des individus, W est la largeur maximale (mm) d’un individu et 1,13 µg.nl-1 sa densité spécifique (Wieser, 1960). La concentration en carbone organique Corg a été estimée en considérant Corg = 12,4% du poids humide (WW) (Jensen, 1984).

3.3.5. Copépodes Le volume (V en nl) a été calculé selon Warwick et Gee (1984) en utilisant l’équation : V= L*W²*C où L est la longueur totale (mm), W est la largeur (mm) et C est un facteur de conversion spécifique qui dépend de la forme du corps, semi-cylindrique (C = 560) ou pyriforme (C = 400). Le poids humide (WW en µg) des copépodes a été calculé d’après Riemann et al. (1990) : WW= 0,9*V*1,13 où 0,9 est un facteur de conversion sans dimension, V est le volume individuel d’un copépode (nl) et 1,13 µg.nl-1 sa densité spécifique. Le poids sec d’un copépode a été estimé à 22,5% du poids humide, selon Gradinger et al. (1999). La teneur en carbone organique (Corg) a été évaluée à 40% du poids sec (Feller et Warwick, 1988).

3.3.6. Nauplii de crustacés Le poids humide (WW en µg) a été calculé selon Gradinger et al. (1999) en utilisant l’équation : WW= 360*L*W² Où 360 est un facteur de conversion sans dimension, L est la longueur totale (mm) des individus et W est la largeur maximale (mm). Le poids sec et la teneur en carbone ont été calculés comme pour les copépodes.




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3.3.7. Halacaridés, polychètes, oligochètes, tardigrades, rotifères et kinorynches

Les poids humides de ces animaux ont été calculés selon Warwick et Price (1979) et Wieser (1960) en utilisant l’équation : WW= C*L*W²*1,13 où C est un facteur de conversion sans dimension (halacaridés : C = 399, kinorynches : C = 295, polychètes : C = 530, oligochètes : C = 530, rotifères : C = 550, tardigrades C = 614), L est la longueur totale (mm) des individus, W est la largeur maximale (mm) d’un individu et 1,13 µg.nl-1 sa densité spécifique . Le poids sec et la teneur en carbone ont été calculés comme pour les copépodes. Du fait du nombre insuffisant d’individus échantillonnés au niveau de chaque bassin, une biomasse moyenne a été calculée sur l’ensemble des traitements confondus.

3.3.8. Chironomes Les poids humides de ces animaux ont été calculés selon Warwick et Price (1979) et Wieser (1960) en utilisant l’équation : WW= C*L*W²*1,13 où C a été considéré égal à 530 suivant Nozais et al. (2005). L est la longueur totale (mm) des individus, W est la largeur maximale (mm) d’un individu et 1,13 µg.nl-1 sa densité spécifique. Le poids sec et la teneur en carbone ont été calculés comme pour les copépodes.

3.3.9. Ciliés, protozoaires et foraminifères Le volume des ciliés, protozoaires, rotifères et foraminifères ont été déterminés suivant Guo et al. (2005). Une densité de 1,13 µg.nl-1 a été adoptée et le poids sec estimé à 25% du poids frais. La teneur en carbone de la méiofaune a été fixée à 40% du poids sec (Feller et Warwick, 1988).

3.3.10. Bactéries Les abondances bactériennes ont été évaluées sur des sous-échantillons de sédiment de volume égal à 15 ml prélevés à l’aide d’une seringue 25 ml propre dont on a découpé le bout. Ils sont conservés dans un flacon stérile de 20 ml en verre dans lequel est ajouté 5 ml de formol 2% neutre salé filtré sur 0,2 µm à l’aide d’un filtre jetable (Swinnex®). Les échantillons sont dilués dans une solution 0,01 N de pyrophosphate de sodium filtré sur 0,2 µm. Ils sont homogénéisés par l’action d’une sonde diffusant des ultra sons (Sonificateur Sonics Vibracell® 500 W), réglée à mi- puissance, pendant 30 s. La coloration s’effectue directement dans la tourelle de filtration par une solution de coloration à 2500 µg DAPI.L-1 sur un filtre noir millipore 25 mm 0,2 µm. Les filtres sont analysés en microscopie par épifluorescence (Leica DMLM®) suivant la méthodologie décrite par Fry (1990). Pour chaque lame 10 champs sont examinés. Les cellules sont comptées et les grands morphotypes notés. Les biovolumes ont été estimés à l’aide d’un oculaire micrométrique (longueur et largeur maximales). Les biovolumes ont été convertis en équivalent carbone en considérant 310 fgC.μm–3 (Fry, 1990). Les abondances bactériennes ont été rapportées au g de sédiment sec.




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3.4. Analyse statistique Les différences de niveaux moyens et concomitamment la cohérence des évolutions dans le temps des différents paramètres entre les différents bassins d’un site sont évaluées sont testées au moyen d’analyses de la covariance. La normalité des résidus est évaluée à l’aide de la droite de Henry. Les différences entre sites pour un même paramètre sont testées au moyen du test t de Student dès lors que les différents bassins d’un même site ne montrent pas de différence significative. Le seuil de signification a priori des tests statistiques est fixé à 5%. Les corrélations entre les descripteurs biogéochimiques et de la méiofaune ont été utilisées pour représenter les distances entre les bassins au moyen d’analyses en composantes principales. Pour chaque paramètre les données ont été moyennées sur des périodes de 4 semaines pour minimiser l’impact de l’auto-corrélation temporelle. Les résultats sont présentés sous forme de digrammes bi-plots, qui représentent simultanément les corrélations entre descripteurs et les distances entre les individus (bassin croisé avec période) dans le plan factoriel principal (composantes principales 1 et 2). De cette façon les trajectoires temporelles multi-dimensionnelles peuvent être décrites pour chaque bassin. Le logiciel statistique S-plus © (TIBCO Spotfire, Somerville, MA, USA) a été utilisé pour réaliser ces différentes analyses.

4. RESULTATS

4.1. Synthèse zootechnique Il s’agit d’un rappel des faits nécessaireS à l’interprétation des résultats.

4.1.1. Historique des fermes AgM, FAO et Seafarm L’analyse de l’historique des dix dernières années des fermes impactées par les mortalités estivales révèle trois schémas très différents (tableau 2). A Seafarm, les survies demeurent stables et médiocres (comprises entre 25 et 30%) sur la période. La tendance est à une baisse des densités accentuée sur les dernières campagnes. A Aigue Marine, on note une amélioration très significative des survies depuis le redémarrage de la ferme. Les survies des dernières campagnes atteignent des valeurs conformes aux moyennes saisonnières. Les densités sont demeurées relativement constantes voire abaissées sur les deux dernières campagnes. FAO présente sur les 11 dernières années une série d’excellentes survies entrecoupées aléatoirement par trois mauvais résultats. Les densités sont voisines de 20/m² sur les 9 derniers exercices.

Tableau 2 : Historique zootechnique des fermes affectées par le syndrome d’été : Aigue Marine, FAO et Seafarm : surface d’élevage réelle (ha), survie, poids moyen (g) et densité moyenne (nb. indiv.m-2).




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1998/1999 1999/2000 2000/2001 2001/2002 2002/2003 2003/2004 2004/2005 2005/2006 2006/2007 2007/2008 2008/2009

Surface d'élevage réelle 30 30 7 7 7Survie 28% 31% 38% 63% Poids moyen 24 27 19 21 Densité moyenne 21 20 18 15 Surface d'élevage réelle 8 8 18 18 18 18 18 18 18 18 18Survie 61% 66% 48% 78% 55% 74% 55% 32% 84% 83% Poids moyen 28 28 24 27 30 26 27 33 27 26 Densité moyenne 25 23 21 20 19 21 21 20 16 19 Surface d'élevage réelle 34 34 34 34 34 36 36 36 36 36 36Survie 42% 31% 20% 34% 29% 25% 26% 32% 29% 30% Poids moyen 24 25 33 26 27 26 28 21 25 24 Densité moyenne 24 25 33 29 24 21 16 16 11 11

AIGUE MARINE

FAO

SEAFARM

4.1.2. Fiches zootechniques des élevages suivis Les bassins J de Saint-Vincent (SV) et B de Seafarm (SF) ont été ensemencés le 20 février 2006 et récoltés respectivement entre 112 et 126 jours. Les données zootechniques sont fournies dans le tableau 3.

Tableau 3 : Résultats zootechniques des élevages du suivi comparatif SV-SF (PMSV = poids moyen animaux à la pêche finale ; PMSF = moyenne des poids moyens des 2 pêches partielles; I. conversion = Indice de conversion de l’aliment).

Bassins Surface (m²) Densité (Nb/m²) Durée (j) Pm pêche (g) Survies (%) I.conversion

SV (J) 1800 18,3 112 13,12 81,1 1,39 SF (B) 69000 20,0 126 20,1 32 1,8

Suivi Seafarm Saint Vincent 2006

Les bassins étudiés lors du suivi AgM ont été ensemencés le 28 décembre 2006. Ils ont été récoltés à une semaine d’intervalle les 26/04/2007 et 03/05/2007. Les données zootechniques sont fournies dans le tableau 4.

Tableau 4 : Résultats zootechniques des élevages d’Aigue Marine (PMAgM= poids moyen animaux à la pêche finale ; I.conversion = Indice de conversion de l’aliment).

Surface (m²) Densité (Nb/m²) Durée (j) Pm pêche (g) Survies (%) I.conversion

1413 17,7 120 22,1 42,4 2,15 1513 17,0 127 22,4 26,4 2,37 2463 17,9 120 19,8 38,9 2,05 2463 17,9 127 21,9 35,4 2,23 3337 17,7 119 18,5 50,5 1,86 2566 17,9 126 20,1 42,5 2,02

Suivi Aigue Marine 2006 2007

4.1.3. Mortalités observées Les mortalités observées démarrent de manière synchrone à SF et SV le 3 avril 2006 (Figure 1). On n’observe pas de pics mais un étalement de la mortalité sur la durée de l’élevage. L’observation des mortes au bord s’étale sur une période similaire de deux mois pour les 2 fermes. A Aigue Marine Les premières mortes apparaissent le 9 mars 2007. Les mortalités se déclenchent successivement sur les bassins à fond d’origine s2, st1 et st2 puis sur ceux à fond reconstitué s1, tv2 et tv1. Des mortes sont relevées en plongée dans s2 les jours suivants l’ensemencement.




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Nota Bene : Les graphiques des évolutions des données brutes et des moyennes hebdomadaires sont donnés en annexe I. A la lumière de leur examen, on remarque que la plupart des paramètres séries sont grossièrement stationnaires, c’est-à-dire que la moyenne et l’écart-type peuvent être considérés comme des statistiques valides quel que soit l’endroit où on se trouve dans le temps pour un paramètre et un bassin donné.




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B

semaine

nom

bre

010

2030

4050

60

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 2020/02/2006 19/06/2006

J

semaine

nom

bre

010

2030

4050

60

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 2020/02/2006 20/06/2006

s1

semaine

nom

bre

010

2030

4050

60

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 2028/12/2006 27/04/2007

s2

semaine

nom

bre

010

2030

4050

60

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 2028/12/2006 02/05/2007

st1

semaine

nom

bre

010

2030

4050

60

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 2028/12/2006 27/04/2007

st2

semaine

nom

bre

010

2030

4050

60

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 2028/12/2006 03/05/2007

tv1

semaine

nom

bre

010

2030

4050

60

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 2028/12/2006 25/04/2007

tv2

semaine

nom

bre

010

2030

4050

60

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 2028/12/2006 03/05/2007

Nombre de Mortes Observées

Figure 1 : Mortalités observées à SF (B), SV (J) et AgM (s1, s2, st1, st2, tv1, tv2).




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4.2. Paramètres de la colonne d’eau Les tableaux 5 et 6 résument les résultats pour les différents paramètres mesurés dans la colonne d’eau.

Tableau 5 : Moyenne (écart-type) des mesures des paramètres de la colonne d’eau par bassin/station pour SF-SV.

Paramètre Unité sf1 sf2 sva svb Alcalinité meq/L 2,6 (0,2) 2,6 (0,2) 2,5 (0,2) 2,6 (0,2) Phéopigments µg/L 17,6 (15,1) 15,3 (13,2) 10,7 (5,6) 11,4 (6,4) Salinité PSS 74 34,9 (1,9) 35,0 (1,9) 32,8 (1,6) 32,9 (1,6) Température °C 25,2 (2,7) 25,3 (2,6) 25,5 (3,2) 25,8 (3,2) Turbidité NTU 8,0 (3,1) 7,1 (2,4) 5,0 (2,1) 5,9 (2,5) Ammonium µM 2,3 (3,2) 2,3 (2,6) 1,5 (1,8) 2,0 (2,1) Chla µg/L 29,4 (15,7) 26,2 (14,9) 14,1 (8,2) 14,8 (9,1) Oxygène mg/L 5,9 (1,2) 6,9 (0,9) 6,9 (0,9) 7,1 (1,1) pH 8,34 (0,18) 8,31 (0,22) 8,24 (0,37) 8,17 (0,38)

Tableau 6 : Moyenne (écart-type) des mesures des paramètres de la colonne d’eau par bassin pour AgM.

Paramètre Unité s1 s2 st1 st2 tv1 tv2 Alcalinité meq/L 2,5 (0,1) 2,5 (0,1) 2,6 (0,1) 2,6 (0,1) 2,5 (0,1) 2,5 (0,1) Phéopigments µg/L 2,0 (2,3) 3,8 (3,9) 1,9 (1,9) 2,6 (3,1) 2,4 (2,2) 1,6 (1,4) Salinité PSS

74 38,1 (1,3) 38,7 (1,6) 38,4 (1,4) 38,6 (1,4) 39,0 (1,9) 38,6 (1,4)

Température °C 26,4 (1,7) 26,4 (1,7) 26,9 (1,6) 26,9 (1,6) 27,0 (1,7) 26,9 (1,6) Turbidité NTU 10,9 (5,7) 16,1 (7,2) 15,6 (8,5) 16,4 (8,2) 13,2 (7,4) 14,7 (7,2) Ammonium µM 0,4 (0,6) 0,1 (0,1) 0,2 (0,5) 0,4 (0,7) 0,3 (0,4) 0,1 (0,1) Chla µg/L 9,5 (11,0) 9,3 (7,3) 8,4 (7,8) 8,9 (8,4) 8,7 (7,8) 10,2 (8,7) Oxygène mg/L 4,6 (1,2) 4,4 (1,4) 4,5 (1,1) 4,7 (1,2) 4,3 (1,1) 4,4 (1,1) pH

8,06 (0,11) 8,17

(0,09) 8,11

(0,10) 8,14

(0,13) 8,05

(0,10) 8,01

(0,10)

4.2.1. Température Au cours du suivi SF-SV, les températures moyennes sont restées relativement stables et élevées (25 - 33°C) de février à début avril puis ont diminué jusqu’en juin 2006. On n’observe pas de différences significatives entre les sites (25,4 vs. 25,5°C). L’étendue de la température dans les bassins d’AgM et a été moins importante (23-29°C) et a été plus fluctuante de décembre 2006 à fin janvier 2007 puis les températures ont baissé régulièrement jusqu’en mai 2007. La moyenne globale des températures enregistrées sur la période, estivale, de l’expérimentation est de 26,8°C (± 1,7°C). Aucune différence significative n’a été trouvée entre les six bassins.

4.2.2. Salinité Les salinités ont varié de 29 à 38 au cours du suivi SF-SV en relation avec les précipitations importantes. Les salinités mesurées à SV (32,8) ont été significativement plus basses qu’à SF (34,9).




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Les salinités relevées sur la période de l’expérimentation AgM ont varié de 32 à 42, avec un baisse brutale semaine 13, début mars 2007, observée sur l’ensemble des sites.

4.2.3. Oxygène dissous Les teneurs en oxygène dissous (moyennes fond et surface) mesurées le matin au cours du suivi SF-SV sont demeurées élevées entre 4,3 et 9,8 mg/L. A la station sf1 uniquement, considérée comme a priori « défavorable », les concentrations sont significativement plus basses près du sédiment qu’en surface (test PLSD de Fisher). On n’observe pas de différence significative entre la surface et le fond pour les autres stations sva, svb et sf2. Elles sont significativement plus basses en surface et au fond à la station sf1 qu’à la station sf2. Les concentrations sont en moyenne significativement plus basses à sf1 relativement aux autres bassins. La moyenne des concentrations en oxygène dissous estimées à AgM est de 4,9 mg/L (± 0,04 mg/L). Aucune différence significative n’a été observée entre la surface et le fond ni entre les différents bassins.

4.2.4. Alcalinité totale L’alcalinité totale moyenne observée au cours du suivi SF-SV est de 2,6 meq/L (± 0,2 meq/L ). On n’observe pas de différence entre les bassins et/ou les stations, avec des profils similaires pour les bassins d’une même ferme, avec une diminution nette en fin de période. L’alcalinité totale moyenne observée au cours du suivi AgM est de 2,5 meq/L (± 0,11 meq/L), avec également des valeurs moins élevées en fin de période. On n’observe pas de différence entre les différents bassins. On ne détecte non plus pas de différence de niveaux moyens entre les 3 fermes.

4.2.5. Ammonium Sur SF et SV, les valeurs les plus élevées s’observent généralement en début d’élevage avec un maximum proche de 12 µM sur sf1. Les profils sont très similaires entre bassins d’une même ferme. La moyenne des teneurs en ammonium enregistrées au cours du suivi AgM est de 0,4 µM (±1,1 µM) avec un maximum de 2,4 µM sur le bassin st2 en fin de période. Les concentrations les plus fortes interviennent en fin d’élevage, observées sur s1, st1, st2 et tv2. On note que les teneurs en ammonium sont plus faibles à AgM par rapport aux deux autres fermes.

4.2.6. Phytopigments Pour SF et SV, les évolutions des concentrations en Chla sont remarquablement similaires entre bassins d’une même ferme, avec des valeurs plus fortes à SF (maximum proche de 60 µg/L) qu’à SV avec un maximum voisin de 30 µg/L. Ces remarques valent pour les phéopigments également avec des maxima respectifs autour de 50 µg/L et 20 µg/L pour SF et SV respectivement. On notera une plus forte augmentation à SF pour l’ensemble des pigments. Les teneurs augmentent jusqu’à un maximum mi-avril puis diminuent jusqu’à fin mai puis augmentent de nouveau jusqu’à la fin de l’élevage. A SV, les concentrations augmentent régulièrement du début à la fin de l’élevage.




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Pour AgM là encore les profils sont similaires entre bassins avec des maxima observés autour de 30 et 10 µg/L respectivement pour la chlorophylle a et les phéopigments. Les teneurs augmentent jusqu’à un maximum début mars puis baissent fortement jusqu’à fin mars pour augmenter de nouveau jusqu’à la fin de l’élevage. Le profil d’évolution des phéopigments est globalement le même mais les pics sont exacerbés. Les valeurs sont globalement plus faibles à AgM que sur les deux autres sites (Figure 2a).

4.2.7. Turbidité Les valeurs de turbidité apparaissent plus fortes sur les stations considérées a priori comme « défavorables » : sf1 (8,0 ± 3,1 NTU) et svb (5,9 ± 2,5 NTU) que sur les autres sf2 (7,1 ± 2,4 NTU) et sva (5,0 ± 2,1 NTU), sans que ce résultat soit significatif pour ce dernier bassin vis-à-vis de svb. Les deux fermes présentent des profils d’évolution similaires avec toutefois une variabilité toujours plus importante pour les bassins de SF. Les bassins à fond « reconstitué » s1, tv1 et tv2 (13,1 ± 8,0 NTU) ne présentent pas de différences significatives avec les unités « à fond d’origine » s2, st1 et st2 (15,8 ± 7,9 NTU). Là encore les profils d’évolution sont similaires avec une augmentation jusqu’à fin avril puis une diminution nette de la turbidité. Les colonnes d’eau des bassins AgM sont largement plus turbides que celles des bassins de SF et de SV (Figure 2b), la turbidité à AgM étant essentiellement d’origine minérale.

s1 s2 st1 st2 tv1 tv2 sf1 sf2 sva svb

Station

0

20

40

60

80

µg.

L-1

AgM

SF

SV

a


Station

1

6

11

16

21

26

NT

U

AgM

SF

SV

b

Figure 2 : Comparaison entre fermes/stations des concentrations moyennes en phytopigments = Chla + phéopigments (a) et des turbidités (b).

4.2.8. pH L’étendue des valeurs de pH est de 7,4 à 8,7 au cours du suivi SF-SV. On n’observe pas de différence significative entre les stations d’un même bassin ni entre SF et SV, 8,3 ± 0,2 et 8,2 ± 0,4 respectivement à SF et SV. A SF, on note une diminution du pH en cours d’élevage alors qu’à SV les valeurs restent relativement stables.




22

Le pH a oscillé entre 7,8 et 8,4 lors du suivi AgM. Les bassins « à fond reconstitué » s1, tv1 et tv2 (8,04 ± 0,10) présentent des valeurs de pH significativement plus basses que les unités « à fond d’origine » s2, st1 et st2 (8,14 ± 0,11), sans que cet écart ne soit réellement signifiant du point de vue de la qualité physico-chimique de la colonne d’eau. Sur les bassins d’AgM, le pH semble augmenter au cours des 4 premières semaines puis baisse progressivement jusqu’en fin d’élevage. Les bassins d’AgM présentent des pH significativement plus bas - plus acides - que SF et SV.

4.3. Paramètres du sédiment Les tableaux 7 et 8 résument les résultats pour les différents paramètres mesurés dans le sédiment.

Tableau 7 : Moyenne (écart-type) des mesures des paramètres du sédiment par bassin/station pour SF-SV.

Paramètre Unité sf1 sf2 sva svb

DOS mg O2/mg séd, sec 10,1 (3,7) 5,7 (2,5) 2,2 (1,4) 6,2 (2,5) MAO mg C/mg séd, sec 2,3 (0,9) 1,3 (0,3) 0,8 (0,2) 1,8 (0,5) MO mg/g séd, sec 58 (11) 59 (15) 40 (8) 52 (13) Glucides µg eq, glucose/g séd, sec 4529 (1305) 5131 (1642) 3061 (713) 4875 (1219) Lipides µg eq, a, tripalmitique/g séd, sec 2438 (560) 1842 (562) 1156 (291) 1902 (610) Protéines µg eq, albumine/g séd, sec 7123 (2155) 5377 (1932) 2287 (974) 4491 (1560) Phéopigments µg/g séd,sec 39,4 (24,1) 30,9 (22,6) 14,8 (7,2) 21,1 (14,1) Chla µg/g séd,sec 31,0 (23,8) 52,4 (50,5) 13,9 (9,4) 30,9 (30,6) CPE µg/g séd,sec 71,5 (33,1) 83,2 (53,4) 29,8 (11,8) 50,1 (24,5) pH 7,67 (0,16) 7,86 (0,26) 7,96 (0,17) 7,92 (0,16) Redox mV 5 (54) 98 (61) 134 (37) 84 (49) Sulfures n-at S/L 0,065 (0,047) 0,062 (0,037) 0,040 (0,040) 0,085 (0,063)

Tableau 8 : Moyenne (écart-type) des mesures des paramètres du sédiment par bassin pour AgM.

Paramètre Unité s1 s2 st1 st2 tv1 tv2 DOS mg O2/mg séd. sec 1,4 (1,0) 1,12 (1,09) 1,33 (0,80) 1,14 (0,79) 1,03 (0,68) 1,40 (0,90) MAO mg C/mg séd. sec 0,44 (0,26) 0,39 (0,27) 0,51 (0,22) 0,43 (0,13) 0,61 (0,18) 0,66 (0,21) MO mg/g séd. sec 26 (7) 29 (6) 33 (3) 32 (7) 30 (5) 42 (10) Glucides µg eq. glucose/g séd.

sec 1472 (743) 611 (456) 1617 (378) 1172 (696) 2614 (685) 3268 (968)

Lipides µg eq. a. tripalmitique/g séd. sec 734 (194) 525 (275) 803 (264) 817 (212) 730 (228) 844 (210)

Protéines µg eq. albumine/g séd. sec 2214 (914) 1705 (1032) 3005 (1075) 2573 (1071) 3870 (953) 4102 (1149)

Phéopigments µg/g séd. sec 21,1 (16,3) 11,9 (9,9) 9,8 (7,3) 14,1 (9,9) 9,2 (7,6) 8,4 (6,5) Chla µg/g séd. sec 5,2 (8,4) 7,5 (7,5) 8,6 (7,4) 11,1 (10,1) 7,3 (5,1) 6,5 (5,9) CPE µg/g séd. sec 26,2 (17,1) 19,6 (16,7) 18,4 (14,1) 25,2 (18,5) 16,5 (11,5) 14,9 (11,6) pH 7,70 (0,29) 7,79 (0,46) 7,05 (0,45) 7,19 (0,62) 7,26 (0,24) 6,92 (0,40) Redox mV 151 (107) -158 (151) 218 (124) 173 (126) 211 (119) 186 (100) Sulfures n-at S/L 0,007 (0,009) 0,015 (0,022) 0,028 (0,042) 0,018 (0,021) 0,012 (0,016) 0,017 (0,022)




23

4.3.1. Pool actif de la demande en oxygène du sédiment et complexe redox

Sulfures

Les teneurs sont significativement plus élevées à la station svb, considérée a priori comme plus défavorable, qu’à sva sur SV. On ne retrouve pas ce type de résultat à SF. Les valeurs les plus élevées sont enregistrées en début d’élevage sur les deux fermes. Les moyennes des concentrations en sulfures enregistrées sur la période de l’expérimentation d’AgM sont comprises entre 0,007 n-at S/L (bassin s1) et 0,028 n-at S/L (bassin st1). Les concentrations les plus élevées, voisines de 0,05 n-at S/L sont enregistrées début mars soit environ un mois avant les vidanges finales. Les concentrations en sulfures sont environ 5 à 10 fois fois plus faibles à AgM qu’à SF ou SV.

Redox

Les profils de redox (Eh) des différentes stations et des bassins présentent une évolution similaire au cours du suivi SF-SV : une diminution progressive jusqu’à fin mars, suivie d’une remontée brutale puis une stagnation apparente. Les valeurs les plus basses du redox sont associées à un épisode de fortes chaleurs et de basses pressions (orages) fin mars début avril. Les valeurs de Eh sont significativement plus basses aux stations « défavorables » sf1 et svb qu’aux stations « saines » sf2 et sva. Les valeurs moyennes estimées à SF sont globalement plus basses qu’à SV, avec des minima respectifs voisins de -150 mV à sf1 et -50 mV à svb. Les valeurs du redox diminuent progressivement du début à la fin de l’élevage sur tous les bassins au cours du suivi AgM. On n’observe pas de différence entre les bassins. Si les valeurs minimales atteintes à AgM sont proches des minima observées à SF et SV, les profils sont très différents avec une décroissance régulière depuis des valeurs positives (entre 100 et 200 mV) aux stations d’AgM.

Demande biologique en oxygène du sédiment (DOS)

Les évolutions des valeurs de DOS au cours des élevages de montrent pas de tendance particulière sauf sur la station considérée a priori comme défavorable sf1 de SF où l’on note un profil similaire à celui du redox. Les valeurs de DOS sont significativement plus fortes aux stations « défavorables » sf1 et svb qu’aux stations « saines » sf2 et sva. Les valeurs enregistrées à SF sont globalement plus fortes qu’à SV. D’une manière globale, les valeurs de DOS augmentent du début à la fin de l’élevage sur tous les bassins au cours du suivi AgM, avec toutefois une diminution en fin de période pour st2 et tv2. On n’observe pas de différences significatives de niveaux moyens entre les bassins. Les valeurs enregistrées à AgM sont significativement plus faibles que globalement à SV et SF. Matières aisément oxydables (MAO)




24

Les évolutions des valeurs de MAO au cours des élevages de montrent pas de tendance particulière sauf sur la station défavorable svb de SV où l’on note une baisse régulière des valeurs. Les valeurs de MAO sont significativement plus fortes aux stations « défavorables » sf1 et svb qu’aux stations « saines » sf2 et sva. Les valeurs enregistrées à SF sont globalement plus fortes qu’à SV. D’une manière globale, les valeurs de MAO augmentent du début à la fin de l’élevage sur tous les bassins au cours du suivi AgM. Les bassins recouverts de terre végétale génèrent significativement plus de MAO que les autres bassins. Les valeurs enregistrées à AgM sont significativement plus faibles qu’à SV et SF.

pH sédiment

Les deux stations de SF présentent des évolutions de pH similaires à celles des MAO : une diminution progressive avec un minimum début mai puis une remontée. Les stations défavorables génèrent des pH plus acides que les stations saines. La différence est significative sur SF mais pas sur SV. Les pH apparaissent globalement plus bas à SF que sur SV. On n’observe pas d’évolution particulière des pH sur AgM. Le bassin s2 produit des pH significativement plus alcalins que les autres bassins, sauf vis-à-vis de s1. Les pH des fonds de bassin d’AgM sont significativement globalement plus bas que ceux de SF et SV.

4.3.2. Composition biochimique de la matière organique sédimentaire Matière organique (MO) - perte au feu Au cours du suivi SF-SV, on n’observe pas d’augmentation de la MO mesurée par la perte au feu. Les quantités de MO relevées à SF sont significativement plus élevées que celles de SV mais il peut s’agir d’une caractéristique liée au site. Les valeurs enregistrées dans le tanne mitoyen de SF sont plus élevées que dans celui de SV. Ce paramètre permettrait de discriminer la zone « défavorable » svb de la zone « saine » sva à SV mais pas à SF. Les teneurs moyennes en MO ne sont pas significativement différentes entre les bassins d’AgM. Les fonds des bassins d’AgM (31 ±8 mg/g. séd. sec) sont globalement plus pauvres en MO que ceux de SV (46 ±12 mg/g. séd. sec) et SF (58 ±13 mg/g. séd. sec), avec un enrichissement plus important pour les bassins à fond reconstitué. Protéines labiles (PRT)(Figure 3) Les teneurs sédimentaires en protéines labiles PRT ont tendance à augmenter en cours d’élevage sur la station « défavorable » sf1 de SF, mais sans que cela soit significatif. Sur les autres zones étudiées, on observe une stagnation voire une diminution des concentrations, mais là encore non significative. Les valeurs de PRT sont significativement plus élevées aux stations « défavorables » sf1 et svb qu’aux stations « saines » sf2 et sva. Les valeurs enregistrées à SF sont globalement plus fortes qu’à SV.




25

L’évolution générale sur AgM semble présenter globalement une augmentation des teneurs en PRT (significative mais forte interaction également). Les bassins à fond recouverts de terre végétale tv1 et tv2 présentent des concentrations en PRT significativement plus élevées que les autres bassins d’AgM. Le bassin s2 « schisteux » est le plus pauvre en PRT.

sf1 sf2 svb tv2 tv1 st1 st2 sva s1 s2

Station

0

2000

4000

6000

8000

µg

eq. a

lbum

ine.

(g s

éd. s

ec)-1

Figure 3 : Classement des stations/bassins à partir des teneurs moyennes en protéines labiles mesurées dans les sédiments.

Glucides (CHO)(Figure 4)

Les évolutions des concentrations sédimentaires en glucides CHO sur SF présentent des profils différents entre les deux stations. Ils stagnent ou diminuent sur SV. Les teneurs en CHO sont significativement plus fortes sur la station « saine » sf2 de SF que sur la station « défavorable » sf1. La zone « défavorable » svb est significativement plus riche en CHO que la zone « saine » sva. Les sédiments de SF sont globalement plus concentrés en CHO que ceux de SV.

sf2 svb sf1 tv2 st1 sva tv1 s1 st2 s2

Station

0

2000

4000

6000

µg

eq. g

luco

se.(

g sé

d. s

ec)-1

Figure 4 : Classement des stations/bassins à partir des teneurs moyennes en glucides labiles mesurées dans les sédiments.




26

Les bassins à fond recouverts de terre végétale tv1 et tv2 présentent des concentrations en CHO significativement plus fortes que les autres bassins d’AgM. Le bassin s2 schisteux est le plus pauvre en CHO.

Lipides (LIP)(Figure 5)

sf1 svb sf2 sva tv2 st2 st1 tv1 s1 s2

Station

100

600

1100

1600

2100

2600

3100

µg

eq. a

. trip

alm

itiqu

e.(g

séd

. sec

)-1

Figure 5 : Classement des stations/bassins à partir des teneurs moyennes en lipides mesurées dans les sédiments.

Les concentrations en lipides (LIP) semblent diminuer en cours d’élevage sur les zones « défavorables » sf1 et svb et augmenter ou stagner sur les stations « saines » sva et sf2. Les valeurs de LIP sont plus élevées à la station « défavorable » sf1 qu’à la station « saine » sf2. Les valeurs enregistrées à SF sont globalement plus élevées qu’à SV. A AgM, on constate une augmentation des teneurs sédimentaires en lipides avec l’élevage. Le bassin schisteux s2 est le plus pauvre en LIP des bassins d’AgM. AgM est globalement le site le plus pauvre des trois en LIP.




27

Matière organique labile (LOM)(Figures 6 et 7)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20

Semaine d'élevage

2000

4000

6000

8000

µg

C.(

g sé

d. s

ec)-1

sf1sf2svbsva

Figure 6 : Evolution de la matière organique labile (LOM) à SF et SV.

Les concentrations en matière organique labile LOM [PRT+CHO+LIP] (exprimée en carbone) semblent augmenter à SF et diminuer ou stagner à SV en cours d’élevage (Figure 6). Les valeurs de LOM sont significativement plus élevées aux stations « défavorables » sf1 et svb qu’aux stations « saines » sf2 et sva des deux fermes. Les valeurs enregistrées à SF sont globalement plus élevées qu’à SV.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20

Semaine d'élevage

0

1000

2000

3000

4000

5000

µg

C.(

g sé

d. s

ec)

-1

tv2tv1st1st2s1s2

Figure 7 : Evolution de la matière organique labile (LOM) à AgM.

La tendance générale des fonds des bassins AgM est une augmentation de la LOM en cours d’élevage (Figure 7). Les bassins à fond recouvert de terre végétale tv1 et tv2 présentent des concentrations en LOM significativement plus élevées que les autres bassins d’AgM. Le bassin s2 « schisteux » est significativement le plus pauvre en LOM. Les fonds de bassins d’AgM renferment globalement moins de LOM que ceux de SF et autant que ceux de SV.




28

Importance relative des différents constituants de la Matière organique labile (Figure 8)

A SF, les PRT, CHO et LIP représentent en moyenne respectivement 49,9 ± 7,3%, 32,8 ± 7,0% et 17,3 ± 4,5%. A SV, les PRT, CHO et LIP représentent en moyenne respectivement 40,7 ± 6,0%, 39,5 ± 4,8% et 19,3 ± 4,3%. La station « défavorable » sf1 se distingue des autres stations. Elle abrite des sédiments qui possèdent des fractions significativement plus fortes en PRT et significativement plus faibles en CHO que les autres stations de SF et SV. A AgM, les PRT, CHO et LIP représentent en moyenne respectivement 51,4 ± 8,9%, 27,2 ± 8,4% et 21,5 ± 7,5%. Le bassin « schisteux » s2 se distingue des autres par la fraction en CHO la plus faible.


Station

0

20

40

60

80

100

%

ProtéinesGlucidesLipides

Figure 8 : Proportion des différents constituants de la matière organique sédimentaire labile par station/bassin.

4.3.3. Indicateurs d’eutrophisation et de productivité des écosystèmes

Ratio Protéines/Glucides du sédiment (Figure 9)

Pour le ratio protéines/glucides dans le sédiment, on ne montre pas de différence significative entre les stations « défavorables » et « saines ». Les sédiments de SF et AgM (s1 et s2 exclus) présentent des ratios PRT/CHO similaires. SV est la ferme qui des trois sites présente le plus faible rapport. Le bassin st2 et le bassin s2 à fond « schisteux » correspondent aux rapports les plus importants des fonds étudiés.




29

st2 s2 s1 sf1 tv1 tv2 st1 sf2 svb sva

Station

0

2

4

6

Figure 9 : Classement des stations/bassins en fonction du rapport moyen PRT/CHO dans les sédiments.

Pigments sédimentaires

Les évolutions des valeurs de Chla , phéopigments, et pigments totaux CPE dans le sédiment ne montrent pas de tendance particulière au cours des élevages suivis sur SF et SV. Les concentrations en Chla et pigments dégradés ou phéopigments ne sont pas significativement plus élevées sur les zones défavorables « sf1 » et « svb ». Le sédiment de la station sf1 est le plus riche en pigments dégradés. Les teneurs en Chla, phéopigments et pigments totaux enregistrées à SF sont globalement plus élevées qu’à SV. D’une manière très globale, les valeurs de Chla, phéopigments et pigments totaux CPE augmentent du début à la fin de l’élevage sur tous les bassins au cours du suivi AgM. Les bassins « à fond reconstitué » s1, tv1 et tv2 présentent des valeurs de Chla significativement plus basses que les unités « à fond d’origine » s2, st1 et st2. Le bassin s1 se distingue des autres par les concentrations en pigments dégradés les plus élevées. Les bassins à fond de terre végétale possèdent le moins de pigments dégradés. Les teneurs en CPE sont significativement plus fortes sur s1 et st2. Les concentrations en Chla, phéopigments et pigments totaux enregistrées à AgM sont globalement plus faibles qu’à SV et SF.

4.3.4. Indicateurs biologiques : bactéries, méiofaune et foraminifères

Abondance et composition de la flore bactérienne

Les profils des abondances bactériennes varient d’une station à une autre dans les bassins de SF et SV sans aucune tendance particulière. A SF, les bactéries sont significativement plus nombreuses sur la station saine sf2. A SV, les abondances sont significativement plus élevées sur la zone « défavorable » svb. Les densités bactériennes sont significativement plus élevées à SF (3,7 ± 2,1 109/ml séd.) qu’à SV (3,4 ± 1,9 109/ml séd.), sans que la différence puisse être considérée comme importante d’un point de vue bactériologique.




30

Globalement, les abondances bactériennes augmentent en cours d’élevage sur les bassins d’AgM. Le bassin s2 présente la plus forte progression de 0,5 à 10,2 109/ml séd. La station s1 se distingue des autres stations avec la densité moyenne la plus forte. Les abondances bactériennes sont globalement plus faibles à AgM, qu’à SV et SF. La composition de la flore bactérienne est similaire sur les trois sites. Elle se compose majoritairement des types Coccus et Coccobacillus (Figures 10 et 11).

Figure 10 : Grands morphotypes bactériens utilisés pour la déterminer la composition.

sf1 sf2 sva svb s1 s2 st1 st2 tv1 tv2

Station

0

20

40

60

80

100

%

CoccusCoccobacillusBacillusSpirillum

Figure 11 : Flore bactérienne par grand morphotype et par station/bassin.

Méiofaune Structure des peuplements La méiofaune, incluant les protistes, des sédiments échantillonnés au cours des deux suivis se compose de quinze groupes : nématodes, copépodes, nauplii de crustacés, foraminifères, protozoaires divers et ciliés, insectes diptères (chironomes et autres), polychètes, oligochètes, rotifères, ostracodes, kinorynques, tardigrades, gastropodes, bivalves et halacaridés. Les tardigrades n’ont pas été observés lors du suivi SF vs. SV.




31

Tableau 9 : Abondances totales par assemblage de la méiofaune des stations de Seafarm et de Saint-Vincent (d = densité moyenne en ind/10 cm2 ; ET = écart-type).

Seafarm Saint-Vincent

sf1 sf2 sva svb

40-250 µ 250-1000 µ 40-250 µ 250-1000 µ 40-250 µ 250-1000 µ 40-250 µ 250-1000 µ

d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET

Foraminifères 25 27 422 593 603 761 536 702

Ciliés 636 646 0.1 0.2 1891 1676 0.2 0.3 1389 1421 0.8 0.8 1688 1403 0.6 0.7

Rotifères 103 296 320 331 114 189 61 151

Kynorynques 2 4 0.6 2

Nématodes 126 101 0.2 0.3 839 826 13 18 878 794 18 20 780.6 527 20 25

Oligochètes 0.0 0.1 0.1 0.2 0.0 0.1 1 3

Halacaridés 0.1 0.5 0.2 1.0

Nauplii crustacés 509 1034 570 1283 296 491 258 664

Copépodes 265 454 4.6 9.5 517 940 20 43 196 203 8 13 157 382 4 9

Ostracodes 0.0 0.0 1 2 1 2

Chironomes 0.1 0.2 0.4 0.8 2 5 3 11

Insectes divers 0.0 0.1 0.1 0.4 0.3 0.9

Abondances totales 1694 1746 6 10 4685 2998 36 42 3616 2105 29 23 3564 1993 29 37

Tableau 10 : Abondances totales par assemblage de la méiofaune des bassins d'Aigue Marine (d = densité moyenne en ind/10 cm2 ; ET = écart-type).

tv1 tv2 st1 st2

40-250 µ 250-1000 µ 40-250 µ 250-1000 µ 40-250 µ 250-1000 µ 40-250 µ 250-1000 µ

d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET

Foraminifères 20 39 12 27 87 76 99 68

Ciliés 305 214 0.5 1 106 148 0.0 0.2 233 153 0.1 0.1 273 170 0.7 1

Rotifères 34 34 8 6 14 23 26 21

Kynorynques 0.2 2

Nématodes 126 103 1 3 84 82 0.3 0.7 145 101 0.7 1 170 91 0.9 1

Polychètes 0.1 0.8 0.1 0.2 0.2 0.9 0.1 0.2 1 3 0.1 0.1 0.6 2 0.1 0.3

Oligochètes 0.3 2 0.0 0.1 0.6 2 0.0 0.1 0.7 2 0.2 0.3 0.5 2 0.1 0.1

Halacaridés 0.8 2 0.1 0.1 0.4 1 0.0 0.1 0.1 0.2 0.0 0.1

Nauplii crustacés 11 8 26 18 27 24 24 42

Copépodes 25 29 0.8 0.9 10 16 0.5 1.0 18 18 0.8 1 27 40 0.7 0.7

Ostracodes 0.0 0.1 0.0 0.0

Tardigrades 0.1 0.8

Gastropodes 0.0 0.0

Bivalves

Chironomes 0.0 0.1 0.1 0.1 0.0 0.1

Abondances totales 496 603 3 4 256 281 1 1 497 546 2 3 581 643 3 3

s1 s2

40-250 µ 250-1000 µ 40-250 µ 250-1000 µ

d ± ET d ± ET d ± ET d ± ET

Foraminifères 31 70 41 41

Ciliés 515 317 1 3 212 130 0.9 2

Rotifères 91 79 79 103




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Kynorynques

Nématodes 175 171 2 2 107 72 3 4

Polychètes 0.9 3 0.2 0.3 0.7 3 0.2 0.4

Oligochètes 0.1 0.8 0.0 0.0

Halacaridés 0.1 0.8 0.1 0.9

Nauplii crustacés 17 27 20 25

Copépodes 25 26 1 1 22 24 1 2

Ostracodes 0.0 0.0

Tardigrades 0.8 3 0.4 2

Gastropodes

Bivalves 0.0 0.0

Chironomes 0.2 0.8 0.0 0.12 0.1 0.9 0.0 0.2

Abondances totales 810 824 3 4 435 409 1 1

Abondances totales et relatives (Tableaux 9 et 10) Les abondances totales sont significativement différentes sur les deux zones de SF. Elles varient de 1693 ind./10 cm² à la station « défavorable » sf1 à 4684 ind./10 cm² à la station sf2. Les densités sont similaires aux deux stations du bassin de SV. La méiofaune se compose par ordre d’importance de ciliés (41,8%), de nématodes (18,6%) de nauplii de crustacés (14,7%) et de copépodes (9,6%) à SF et SV. La zone « défavorable » sf1 de SF se distingue des autres stations par l’abondance totale la plus faible et les densités les plus faibles de ciliés, de foraminifères et de nématodes. A AgM, l’abondance varie fortement suivant les bassins de 248 (tv2) à 856 ind./10 cm² (s1). Les ciliés composent environ la moitié (50,4%) des effectifs des six bassins d’AgM. Les nématodes représentent en pourcentage approximativement le quart des animaux (25,3%). La composante « copépodes-nauplii » constitue le troisième assemblage en nombre (9,8%). La composition de la méiofaune est très similaire sur tous les bassins d’AgM. La méiofaune est 5 à 10 fois moins développée sur AgM que sur SF et/ou SV. Capacité « discriminante » des principaux taxons La capacité « discriminante » de la méiofaune a été évaluée en comparant les abondances des des taxons majeurs (ciliés, copépodes harpaticoides, foraminifères, nématodes, nauplli de crustacés et rotifères) entre les stations/bassins. On n’observe pas de différence entre les peuplements méiofauniques des stations de SV qui présentent, du point de vue biologique, une grande homogénéité. La station « défavorable » sf1 de SF se distingue très nettement de la zone « saine » sf2 par des densités plus faibles. La microfaune permet de rendre compte de l’hétérogénéité du bassin de Seafarm. Les abondances des foraminifères, des nématodes et dans une certaine mesure des ciliés (p=0,05) et des rotifères présentent des différences significatives ou quasi-significatives notables entre les deux sites. Parmi, les différentes populations de la méiofaune seuls les foraminifères permettent de distinguer les bassins d’AgM entre eux. Biomasses




33

Importance relative de la petite (40-250 µm) et grosse (250-1000 µm) méiofaunes La méiofaune se compose d’animaux appartenant majoritairement (plus de 99% en nombre) à la classe de taille 40-250 µm dans les sédiments de SF et SV. En terme de biomasse la fraction 250-1000 µm représente de 2,6 (sf1) à 19,3% (svb). Le bassin de SV abrite une faune composée d’individus plus gros (Tableau 11).

Tableau 11 : Parts relatives de la grosse méiofaune dans les sédiments de Seafarm et Saint-Vincent (entre parenthèses : écart-type).

sf1 sf2 sva svb % en nombre 0,2 (0,2) 0,7 (0,5) 0,9 (0,8) 0,9 (1,1) % en biomasse 2,6 (3,3) 8,7 (4,9) 11,4 (10,9) 19,3 (23,7) A AgM, la petite méiofaune domine largement dans les sédiments (plus de 99% en nombre). En terme de biomasse la fraction 250-1000 µm représente de 11,0 tv2 à 39,5% (s1) de la biomasse totale (Tableau 12).

Tableau 12 : Parts relatives de la grosse méiofaune dans les sédiments de Aigue Marine (entre parenthèses : écart-type).

s1 s2 st1 st2 tv1 tv2 % en nombre 0,5 (0.3) 0,8 (0,7) 0,5 (0,5) 0,5 (0,8) 0,9 (1,4) 0,4 (0,8) % en biomasse 39,5 (31,6) 33,9 (32,5) 24,2 (25,1) 17,9 (25,3) 27,6 (34,0) 11,0 (14,0) Biomasse globale La biomasse totale (poids sec) des assemblages est comprise en moyenne entre 570 et 1404 µg/10 cm² dans les bassins de SF et SV et peut atteindre des maxima de l’ordre de 5840 µg/10 cm². La station « défavorable » de SF est la plus pauvre en méiofaune (Tableau 13).

Tableau 13 : Importance de la biomasse de la méiofaune (µg/10 cm²) dans les sédiments de Seafarm et Saint-Vincent en µg C/10 cm².

Biomasse sf1 sf2 sva svb min - max 37 - 2527 155 - 5840 351 - 2041 156 - 4423 Moyenne (écart-type)

570 (796) 1404 ( 1549) 840 (434) 1027 ( 991)

La biomasse totale (poids sec) est comprise en moyenne entre 13 et 29 µg/10 cm² dans les bassins d’AgM et peut atteindre des maxima de l’ordre de 127 µg/10 cm² soit 0,13 g/m² (Tableau 14).

Tableau 14 : Importance de la méiofaune en terme de biomasse dans les sédiments de AgM en µg C/10 cm².

Biomasse s1 s2 st1 st2 tv1 tv2 min - max 2 - 101 0,2 - 120 0,1 - 131 0 - 147 0,8 - 117 0,2 - 72 Moyenne (écart-type)

44 (32) 35 (36) 38 (39) 35 (40) 26 (32) 16 (22)




34

En terme de biomasse, les sédiments d’AgM abritent 30 fois moins de méiofaune que ceux de SF et SV. Production annuelle extrapolée En se basant sur un turn over annuel de 8 pour les espèces de mangrove (Dye et al., 1978), la production de la méiofaune exprimée en carbone représente de 1,8 à 4,5 g/m²/an à SF et SV (Tableau 15).

Tableau 15 : Production extrapolée de la méiofaune dans les sédiments de Seafarm et Saint-Vincent en g/m²/an (écart-type entre parenthèses).

sf1 sf2 sva svb Production en C 1,8 (2,6) 4,5 (5,1) 2,7 (1,4) 3,3 (3,2)

La production de la méiofaune varie de 0,05 à 0,14 g/m²/an dans les bassins d’AgM (Tableau 16).

Tableau 16 : Production extrapolée de la méiofaune dans les sédiments de AgM en g/m²/an (écart-type entre parenthèses).

s1 s2 st1 st2 tv1 tv2 Production en C 0,14 (0,10) 0,11 (0,12) 0,12 (0,12) 0,11 (0,13) 0,08 (0,10) 0,05 (0,07)

Evolution des peuplements Les biomasses méiofauniques calculées sur les différentes zones des bassins de Seafarm et de Saint-Vincent présentent des profils similaires avec deux maxima synchrones sur toutes les zones des deux bassins (Figure 12). Le premier pic correspond à des blooms de nauplii de crustacés et de copépodes en tout début d’élevage. Le second pour sf2 coïncide avec l’augmentation simultanée et progressive des nématodes, des foraminifères et des ciliés en fin d’élevage.

0

20

40

60

80

Bio

mas

se (

µg

g C

/g s

éd. s

ec)

Mars

sf1sf2svasvb

Avril Mai Juin

Figure 12 : Evolution de la biomasse de la méiofaune par station à Seafarm et Saint-Vincent.




35

La biomasse des assemblages de la faune benthique montre une évolution synchrone sur les 6 bassins d’AgM avec un maximum en milieu d’élevage (Figure 13). Le premier pic (fin février) correspond à un développement simultané et progressif des principaux assemblages nématodes, ciliés, foraminifères, nauplii de crustacés et copépodes. Le second pic est associé à un bloom de nauplii et de copépodes (fin mars).

0

1

2

3

4

5

Bio

mas

se

(µg

g C

/g s

éd. s

ec)

s1s2st1st2tv1tv2

Janvier Février Mars Avril

Figure 13 : Evolution de la biomasse de la méiofaune par bassin à Aigue Marine.

Rapport Nématodes/Copépodes = Indice écologique de pollution organique (Raffaelli & Mason, 1981 ; Sutherland et al., 2007) Le rapport Ne/Co est plus élevé à la station « saine » sf2 qu’à la station « défavorable » sf1 de SF (Tableau 17) mais la différence n’est pas significative. Ce ratio est significativement plus grand à la station « défavorable » svb qu’à sva (« saine ») dans le sédiment du bassin de SV Cet indice ne permet pas ici de discriminer SF de SV.

Tableau 17 : Valeurs du rapport Ne/Co dans les sédiments de Seafarm et de Saint-Vincent (écart-type entre parenthèses).

sf1 sf2 sva svb Ne/Co 2,8 (3,9) 139 (372) 10,0 (13,4) 138 (458)

Tableau 18 : Valeurs du rapport Ne/Co dans les sédiments de Aigue Marine (écart-type entre parenthèses).

s1 s2 st1 st2 tv1 tv2

Ne/Co 10,2 (16,0) 14,6 (29,1) 33,7 (72,5) 12,0 (14,1) 22,2 (45,1) 8,1 (8,0)

Les bassins d’AgM ayant conservé leur sédiment d’origine s2, st1 et st2 possèdent un rapport Ne/Co plus faible que les bassins dont le fond a été recouvert de terre végétale (tv1, tv2) ou mélangé à de l’argile (s2) (Tableau 18). La différence n’est pas significative. Cet indice ne permet pas ici de distinguer, entre eux, les fermes de SF, SV et d’AgM.




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Rapport Foraminifères/Nématodes = Indice écologique de condition anoxique prolongée (Moodley et al., 1997) Le rapport Foram/Ne est plus élevé à la station « saine » sf2 qu’à la station « défavorable » sf1 de SF mais la différence n’est pas significative (Tableau 19). Ce ratio est significativement plus grand à la station « défavorable » svb qu’à sva (« saine ») dans le sédiment du bassin de SV. Le bassin de SV présente globalement un ratio Foram/Ne plus élevé que celui de SF.

Tableau 19 : Valeurs du rapport Foram/Ne dans les sédiments de Seafarm et de Saint-Vincent (écart-type entre parenthèses).

sf1 sf2 sva svb Foram/Ne 0,28 (0,37) 0,41 (0,55) 0,67 (0,68) 1,05 (1,40) Les bassins ayant conservé leur sédiment d’origine s2, st1 et st2 possèdent un rapport Foram/Ne significativement plus fort que les bassins dont le fond a été recouvert de terre végétale (tv1, tv2) ou mélangé à de l’argile (s2) (Tableau 20).




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Tableau 20 : Valeurs du rapport Foram/Ne dans les sédiments de Seafarm et de Saint-Vincent (écart-type entre parenthèses).

s1 s2 st1 st2 tv1 tv2Foram/Ne 0,29 (0,49) 0,47 (1,30) 0,80 (1,22) 0,74 (0,96) 0,21 (0,40) 0,55 (1,43)

Le rapport Foram/Ne permet ici de distinguer SV des deux autres sites SF et AgM. Relations entre les paramètres biogéochimiques et la méiofaune Comparaison SF-SV

Comp.1

Co

mp

.2

-0.6 -0.4 -0.2 0.0 0.2 0.4

-0.6

-0.4

-0.2

0.0

0.2

0.4

1sf1

1sf2

1sva

1svb

2sf1

2sva

2svb

3sf1

3sf2

3sva

3svb4sf1

4sva

4svb

-4 -2 0 2

-4-2

02

CPE

DOSMAO

glucides

lipides

phsed

proteines

redox

cilie

copepode

foraminifere

nematode

rotifere

Figure 14 : Résultats des analyses en composantes principales : diagrammes bi-plots des individus (période*bassin) et des descripteurs biogéochimiques et de la méiofaune dans le plan factoriel principal pour les bassins de SF et SV.

Pour SF-SV, les paramètres biogéochimiques contribuant le plus au premier axe factoriel sont le pH et le Redox par opposition à la MO (principalement lipides et protéines), pigments (CPE), MAO et DOS. Ceci permet une discrimination nette entre le bassin sva « propre » et le bassin sf1 « pollué » alors que svb et sf2 confirment leur statut intermédiaire (Figure 14). L’axe 2 est contrôlé par les paramètres de la méiofaune avec les rotifères et les copépodes prédominants dans la plupart des bassins pour les premières périodes d’élevage avec un glissement clair vers des populations à nématodes, foraminifères et ciliés vers la fin de l’élevage pour sva, svb et sf2.




38

Comparaison des bassins d’Aigue Marine

Comp.1

Co

mp

.2

-0.2 0.0 0.2 0.4

-0.2

0.0

0.2

0.4

1s11s2

1st11st2

1tv1

1tv2

2s1

2s2

2st1

2st2

2tv1

2tv2

3s13s2

3st1

3st2

3tv1

3tv2

4s1

4s2

4st1

4st2

4tv1

4tv2

5s15s2

5st1

5st2

5tv1

5tv2

-4 -2 0 2 4

-4-2

02

4

CPE

DOS

MAO

glucides

lipides

phsed

proteines

redox

cilie

copepodeforaminifere

nematode

rotifere

Figure 15 : Résultats des analyses en composantes principales : diagrammes bi-plots des individus (période*bassin) et des descripteurs biogéochimiques et de la méiofaune dans le plan factoriel principal pour les basins d’AgM.

Les principaux contributeurs biogéochimiques à l’axe 1 sont la DOS, les lipides et la MAO associés aux copépodes (Figure 15). Ceci permet de distinguer de façon remarquable les premières périodes (1 et 2) des trois dernières périodes (3, 4 et 5), et particulièrement pour s1 et s2 et à un degré moindre pour st1 et st2 alors que tv1 et tv2 sont dans une position plus centrale et donc moins nette. Le pH dans les sédiments avec des contributions légères des nématodes, ciliés et foraminifères, est opposé aux glucides et aux protéines sur l’axe 2. Ceci discrimine tv1 et tv2 des autres bassins.




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Etude spécifique des Foraminifères Parmi les assemblages de la méiofaune, les foraminifères se sont révélés comme étant celui qui présentait le potentiel de discrimination de zones « défavorable » et « saine » le plus prometteur. Les études plus spécifiques réalisées sur ces populations ont conduit à la production de deux publications dont les résumés sont présentés ci-dessous. A. Impact des MAO sur le méiobenthos

J.-P. Debenay, L. Della Patrona, A. Herbland, H. Goguenheim, 2009. The impact of easily oxidized material (EOM) on the meiobenthos: Foraminifera abnormalities in shrimp ponds of New Caledonia; implications for environment and paleoenvironment survey. Marine Pollution Bulletin 59: 323–335. Cette étude a été réalisée dans les bassins crevetticoles de Nouvelle-Calédonie afin de déterminer les causes du pourcentage exceptionnel de tests déformés (souvent > 50%, parfois > 80%). Ce taux (FAI pour Foraminiferal Abnormalities Index) est corrélé positivement aux quantités de Matières Aisément Oxydables (MAO) déposées sur le fond des bassins, à la Demande Biologique en Oxygène et négativement au redox. Ces résultats suggèrent qu’un taux élevé de déformations est un indicateur potentiel d’importantes accumulations de matière organique native conduisant à une forte demande en oxygène. L’étude de la proportion de tests déformés dans des sédiments anciens pourrait indiquer des périodes de fortes accumulations de MAO et donc de risques d’hypoxie. Cet outil pourrait être utile à une meilleure gestion des bassins aquacoles mais également à l’interprétation des paléo-environnements.




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B. Colonisation des environnements côtiers par les foraminifères

J.-P. Debenay, L. Della Patrona, J. Goguenheim, 2009. Colonization of coastal environments by foraminifera: insight from shrimp ponds in New Caledonia (SW Pacific). The Journal of Foraminiferal Research 39: 249-266.

Les objectifs de cette étude étaient d’observer le comportement et les évolutions de la colonisation par les foraminifères de bassins crevetticoles de Nouvelle Calédonie durant un cycle d’élevage. L’échantillonnage hebdomadaire de 10 stations sur 8 bassins a produit 170 échantillons accompagnés de leurs données environnementales. L’eau de mer pompée dans le lagon, utilisée pour effectuer la mise en eau et le maintient journalier d’une salinité comprise entre 32 et 39 ‰ fournit les bassins en juvéniles de foraminifères. Quelques jours après le remplissage, apparaissent deux espèces pionnières Ammonia tepida et Quinqueloculina seminula, la première étant dominante. Leur fort taux de reproduction augmentent les abondances des assemblages vivants et morts au cours des 10 premières semaines. Puis, les populations de ces deux espèces se stabilisent en raison d’une forte Demande en Oxygène (chute de redox) et de la prédation des spécimens vivants par les crevettes. Quelques colonisateurs apparaissent postérieurement en petit nombre malgré un renouvellement accru sans doute en raison de l’isolement des bassins. Un seul des bassins présente une richesse spécifique notable mais ne peut être distingué des autres par ses caractéristiques physico chimiques. Les espèces apparues dans des bassins initialement dépourvus de foraminifères survivent également dans les zones de percolation pendant les assecs suggérant que ces assemblages ont atteint un équilibre avec les conditions environnementales. En dépit de l’importante batterie de paramètres environnementaux étudiés, seuls l’oxygène et la matière organique réactive sont corrélées à la microfaune sur une base d’observation hebdomadaire. Nous faisons l’hypothèse que les autres paramètres n’affectent pas les foraminifères tant qu’ils n’atteignent pas un seuil critique. Confirmant d’autres études, A. tepida apparaît comme l’espèce la plus tolérante aux flux organique, mais son abondance relative chute une fois que la MO flocule et sédimente, conduisant à des conditions hypoxiques. Parallèlement, Q. seminula est supposée « grimper » sur les algues filamenteuses du floc pour atteindre la couche plus oxygénée et donc d’augmenter son abondance relative.

PLATE 1. 1 Quinqueloculina bosciana. 2 Q. carinatastriata. 3 Q. eburnea. 4 Q. seminula. 5 Pseudotriloculina subgranulata. 6 Q. jugosa. 7 Pseudotriloculina lineiana. 8 Quinqueloculina cf. Q.bosciana (deformed specimen). 9, 10 Quinqueloculina cf. Q. seminula (deformed specimens). (Scale bars = 100 μm).




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5. DISCUSSION Le tableau 21 récapitule les résultats des analyses de covariance réalisées. Nous invitons le lecteur à visualiser les graphiques donnés en annexe pour plus de détails. Ces résultats sont discutés ci-après.

Tableau 21 : Résultats des analyses de covariance entre les stations sf1 et sf2 de SF, sva et svb de SV, et entre les bassins d’origine et reconstitués d’AgM. « + » indique par exemple que le niveau moyen à sf1 significativement supérieur à sf2. Pour la tendance (« Evol. » ~évolution), « A » et « D » montrent respectivement une augmentation et une diminution significative pour toutes les stations/bassins d’une ferme ; « I » indique des pentes significatives mais différentes selon les stations/bassin d’une ferme donnée.

Paramètres sf1 vs. sf2 Evol. SF svb vs. sva Evol. SV rec. vs. orig. Evol. AgMColonne d’eau

Température D D Salinité D D D O2 - D Alcalinité Ammonium D D Chla A A A Phéopigments A A Turbidité A A A pH D - D

Pool actif de la demande en oxygène Sulfures + Redox - - D DOS + + A MAO + + I + pH -

Matière organique du sédiment PRT + + + CHO I + + LIP + I + I + A LOM + + + A

Eutrophisation et productivité des écosystèmes PRT:CHO Chla A Phéopigments* + - A CPE I A

Compartiment biologique Bactéries - - Méiofaune -

5.1. Pertinence des paramètres de la colonne eau




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Les valeurs des paramètres mesurés dans la colonne d’eau sont demeurées dans des limites infra critiques pour L. stylirostris ce qui exclut sans doute une influence directe de ceux-ci sur les mortalités. Les valeurs mesurées sont en moyenne de 2 à 5 fois plus élevées dans le sédiment que dans la colonne d’eau des bassins de SF et SV. Le pas de temps hebdomadaire ne permet pas d’illustrer la séquence relargage sédimentaire-diffusion colonne eau. Cependant, on observe des pics synchrones (à l’échelle de la semaine) fond-colonne d’eau sur les deux fermes en début et en fin d’élevage. Sur ces périodes (maxima), les teneurs sont de 2 à 20 fois plus élevées à l’Interface eau sédiment que dans la couche d’eau. D’où l’importance de développer la connaissance sur les variables sédimentaires, et de l’utiliser dans un cadre de suivi des bassins. Les suivis effectués sur la colonne d’eau apportent naturellement des informations complémentaires pertinentes. Parmi les paramètres de la colonne d’eau les plus discriminants entre les stations à l’intérieur d’un même bassin, entre les bassins d’un même site ou entre sites, on peut citer la turbidité et à un degré moindre, l’oxygène dissous et les phytopigments. Les bassins d’AgM présentent une colonne d’eau avec des caractéristiques physico-chimiques très différentes de celles des autres sites SF ou SV à savoir plus pauvre en ammonium, Chla et phéopigments, plus acide et plus turbide.

5.2. Pertinence des paramètres biogéochimiques

Pool actif de la demande en oxygène du sédiment et complexe redox

Les valeurs du redox et des sulfures peuvent donner une indication de la qualité des sédiments sur le plan de l’enrichissement organique. Une corrélation existerait entre les valeurs du redox et des sulfures d’une part et les impacts sur la communauté d’invertébrés benthiques d’autre part (Hargrave et al., 1995 ; Wildish et al., 1999). La baisse du redox ou la hausse des concentrations en sulfures constitue une indication de l’état réducteur du sédiment lié à un enrichissement organique. Au cours des deux suivis, la présence de H2S a été confirmée dans les sédiments. Il est bien établi que ce gaz est toxique même à très faible concentration pour les crevettes. En outre, les plus basses valeurs du redox mesurées à la station défavorable sf1 de SF sont de l’ordre de -50 à -100 mv (valeurs corrigées). Les animaux vivant dans cet environnement sont en état de stress et donc susceptibles d’être affectés par les maladies. Les niveaux atteints à cette station permettent de considérer cette zone comme gravement perturbée et hypoxiqueselon la grille de lecture compilée par Wildish et al., (1999). La MAO s’apparente à une Demande chimique en Oxygène du Sédiment (DCO), mais « douce » et appréhende à la fois la consommation d’oxygène des composés organiques et des produits inorganiques réduits (H2S, Fe2+, Mn4+) qui sont des pièges à oxygène. La Demande Biologique en Oxygène du Sédiment sur cinq jours (DBO5), estimée via la DOS ici, ne mesure que la part de consommation d’oxygène du sédiment par les bactéries. Les deux mesures sont complémentaires pour évaluer la demande en oxygène potentielle du sédiment et donc sa propension à évoluer vers un état d’anoxie. Il n’existe qu’une seule référence bibliographique (Avnimelech et al., 2004) portant sur des élevages intensifs de tilapia où l’on trouve des valeurs de MAO et de DOS. Les valeurs du redox, des MAO et de la DOS obtenus dans les différents bassins échantillonnés à SF, SV et AgM affichent une certaine cohérence. Plus le degré d’eutrophisation est important, plus conjointement les valeurs de redox sont faibles ou négatives, plus les niveaux de MAO et de DOS sont élevées.




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Les valeurs de pH enregistrées sur les bassins sont demeurées infra-critiques et ne permettent pas d’envisager un impact négatif direct sur les crevettes. Néanmoins, le pH est important car il agit conjointement avec l'Eh dans un milieu pour déterminer entre autres les différentes espèces de sulfures et la libération de formes toxiques pour les crevettes. A l’exception des sulfures - sans doute en raison de la complexité de la mesure vs sonde -, tous les paramètres du pool actif de la demande en oxygène et du complexe redox sont discriminants de stations à l’intérieur d’un même bassin (SF, SV), entre deux bassins (SF, SV) ou entre sites (AgM, SF,SV).

Analyse de la composition biochimique de la MO : CHO, PRT et LIP

La connaissance de la quantité et de la qualité de la matière organique (MO) sédimentaire est importante à la fois d’un point de vue biogéochimique car son taux de dégradation conditionne son enfouissement dans le sol (Manini et al., 2003) et d’un point de vue trophique car la qualité de celle-ci influe sur le métabolisme et la distribution de la faune benthique (Dell’ Anno et al., 2002). La MO dans l’environnement marin se compose de composés labiles et réfractaires dont l’importance relative peut avoir une profonde implication sur sa diagenèse et le turn over du carbone organique (Fabiano et al., 1995). Les concentrations et les importances relatives des principaux composés organiques dans les sédiments (glucides CHO, protéines PRT, lipides LIP) varient en relation avec la productivité du système (Danovaro et al., 2004). Ils permettent d’estimer la fraction potentiellement assimilable par les organismes (Fichez, 1991). Le rapport Protéines/Glucides constitue un bon descripteur de la qualité nutritionnelle de la MO sédimentaire (Mirto et al., 2004 ). Dans le contexte d’une ferme aquacole , on peut également s’attendre à des augmentations des teneurs en lipides (Henderson et al., 1997) et en protéines (Mazzola et al., 2000 ; Mirto et al., 2002) en relation avec le forçage du système bassin avec du granulé (800-1400 g/m²). Les concentrations trouvées dans nos études sont cohérentes avec celles compilées dans la littérature (Tableau 22).

Tableau 22 : Comparaison de la composition biochimique de la MO sédimentaire de fermes mytilicole, piscicole et crevetticole.

[CPE] [PRT] [CHO] [LIP] PRT:CHORéférences Environnement (sédiment) µg/ g séd.sec µg/ g séd.sec µg/ g séd.sec µg/ g séd.secMirto et al. (2002) Ferme piscicole marine-Italie 13,7Mazzola et al., (2000) Ferme piscicole marine-Italie 2531 2579 2056 1,0Vezzulli et al. (2002) Ferme piscicole marine (15 ans exploit.) - Italie 153,1 2776 3146 2346 0,9Mirto et al. (2000) Ferme mytilicole - Italie 31,5 4313 2216 2033 1,9

Seafarm 78,2 6184 4845 2113 1,3Saint Vincent 41,3 3388 3967 1557 0,9Aigue marine 16,5 2914 1541 756 1,9

Présente étude

Dans les deux suivis, on ne note pas d’évolution de la teneur en MO au cours de l’élevage malgré des quantités d’aliment croissantes d’aliment. Ces analyses biochimiques indiquent clairement que les fonds des bassins d’AgM sont très différents de ceux des autres sites SF ou SV. Les teneurs en PRT, LIP et CHO permettent en les couplant 2 à 2 de discriminer des zones à l’intérieur d’un même bassin, des bassins entre eux ou des sites. La LOM synthétise les informations apportées par les analyses considérées individuellement.




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Compte tenu des profils observés des teneurs en CHO, PRT et LIP et pigments plutôt réguliers (hausse) à AgM (plus fortes valeurs en fin d’élevage) ou fortement variables (SV et SF), il est recommandé d’effectuer a minima trois mesures dans une zone d’accumulation ou de percolation pour se situer dans des valeurs extrêmes suffisamment informatives.

Analyse du statut trophique et d’eutrophisation : pigments et ratio PRT:CHO

De 25 à 50% de l’azote et du carbone organiques produit par le phytoplancton sédimentent sur le fond (Cloern, 2001). Toutefois, en milieu peu profond côtier, la plus grande partie de la production primaire provient du microphytobenthos et/ou des macroalgues plutôt que du phytoplancton (Lucas et al., 2000). Les concentrations en phytopigments du sédiment sont des estimateurs des quantités de matière organique produit par photosynthèse de sorte que la teneur en chlorophylle a a été utilisée comme indicateur de l’état d’eutrophisation et de productivité de la plupart des écosystèmes peu profonds côtiers et estuariens (Manini et al., 2003 ; Dell’Anno et al., 2002). Par ailleurs, le microphytobenthos peut être une source majeure de nourriture pour la faune benthique allant des protozoaires à la méio-macrofaune (Blanchard, 1991 ; Castel, 1992 ; Manini et al., 2003). Les teneurs sédimentaires en phytopigments sont cohérentes avec celles trouvées dans la littérature concernant d’autres productions aquacoles Les profils d’évolution en cours d’élevage des pigments mesurés dans la colonne d’eau et ceux du microphytobenthos sont très différents. Chaque compartiment semble réagir indépendamment l’un de l’autre. Les pigments totaux sont également très informatifs pour discriminer les stations « défavorable » et « saine » des bassins de SF et SV. Ils ne sont pas discriminants sur AgM. Le ratio PRT:CHO permet de discriminer des stations à l’intérieur d’un même bassin, des bassins entre eux (s2 à AgM) ou des sites. Les indicateurs d’eutrophisation et de productivité des écosystèmes répertoriés montrent que les fonds des bassins d’AgM sont très différents de ceux des autres sites étudiés SF ou SV.

5.3. Pertinence des indicateurs biologiques : bactéries, méiofaune et foraminifères

Bactéries

Les abondances bactériennes mesurées dans les sédiments suivis sont comparables à celles trouvées par Moriarty (1986) dans les bassins crevetticoles de Malaisie 4-14 1013 m-2 et par Olah et al. (1994) dans ceux de polyculture (poisson-canard-porcs) 8,1 109

cell.g -1 séd. sec. Les valeurs les plus fortes sont retrouvées dans les sédiments les plus riches, vérifiant ainsi les observations de Burford et al. (1998) dans les fonds des bassins intensifs d’élevage de P. monodon en Australie avec des valeurs de 7,8 dans la zone saine et de 18 109 cell.g-1 séd. sec dans la zone la plus riche.

Méiofaune




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Les sédiments des bassins présentent des densités 200-4000 ind./10 cm² comparables à celles enregistrées dans des sites aquacoles divers (sous cages à poisson, moulière, élevage d’algues) et/ou de mangrove (Tableau 23). En outre, les compositions de la méiofaune y sont très semblables avec les nématodes qui prédominent suivi des copépodes harpacticoides et des nauplii de crustacés. Ces deux assemblages représentent à eux seuls plus de 90% des effectifs.

Tableau 23 : Abondances de la méiofaune dans les sédiments de mangrove et de sites aquacoles.

Régions Total méiofaune Auteursnb ind/10cm²

Moindou Nelle Calédonie 1-2180 Della Patrona (2008)

Inde 2000-6000 Goldin et al., (1996)

Inde 20-500 Chinnadurai & Fernando (2006)

Inde 90-7300 Chinnadurai & Fernando (2003)

Tanzanie 2050-5260 Olafsson (1995)

Bassins crevetticoles 256-4684 Présente étude

Cages à poisson Méditerrannée 711-893 La Rosa et al., (2001)

Cages à poisson Méditerrannée 294-662 Mirto et al., (2002)Cages à poisson Méditerrannée 1112±118 Mazzola et al., (2000)

Cages à poisson Méditerrannée 3288±750 Vezzulli et al., (2008)

Moulière Méditerranée 381-2185 Danovaro et al., (2004)

Moulière Méditerranée 870-2238 Mirto et al., (2000)Algueraie Tanzanie 590-1121 Olafsson (1995)

Aquaculture

Mangrove

On n’observe pas de corrélation entre les biomasses de la méiofaune, des bactéries, des phytopigments et des quantités d’aliment ou de M.O. Les sources majeures de nourriture que sont le microphytobenthos, les bactéries et le granulé ne sont pas limitantes dans les bassins pour les organismes de la méiofaune comme cela a été observé par Vezzuli et al., (2003). On n’observe pas de diminution des abondances des assemblages de la méiofaune avec l’augmentation de la biomasse de crevettes sans doute en raison d’un turn over très court (Dye et al., 1978). Les mortalités apparentes de crevettes ne sont pas concomitantes de variations (déclin ou augmentation) notables d’aucun des assemblages de la méiofaune. Comme cela a été souligné par de nombreux auteurs (Heip et al., 1985 ; Warwick et al., 1988 ; Olafsson, 1992 et 1995), il est difficile de détecter un impact environnemental sur les assemblages de la méiofaune si l’on ne « descend » pas en dessous du niveau de la famille (genre puis espèce). Pour cette raison nous avons recherché la collaboration avec un des spécialistes mondiaux des foraminifères , qui s’est révélée particulièrement fructueuse, avec l’édition d’un rapport commun (Debenay et Della Patrona, 2009). Toutefois, l’étude de la méiofaune au niveau des taxons majeurs apporte au moins trois informations précieuses :

en cours d’élevage, les conditions régnant au niveau du sédiment d’une zone d’accumulation « ancienne » exercent une pression forte sur les assemblages




46

de la méiofaune qui déclinent rapidement. Ceci vient confirmer de nombreuses études réalisées sous les cages à poisson (La Rosa et al., 2001 ; Mazzola et al., 1999 ; Mirto et al., 2002) et les élevages de moules intensifs (Mirto et al., 2000). Dans certains cas sévères, l’impact peut se traduire par des sédiments complètement azoïques (Weston, 1990 ), état assez proche de ce qui est observé en fin d’élevage à sf1 ;

dans un bassin présentant un fonctionnement « normal », du type de Saint-Vincent, les peuplements méiofauniques sont relativement homogènes sur toutes les zones ;

Certains sites présentent naturellement des sédiments extrêmement pauvres en organismes de la méiofaune. Cette stérilité peut être exacerbée par une colonisation initiale inappropriée. Dans un tel milieu, on ne peut s’attendre à obtenir des survies normales sensu Della Patrona (2005), dans le contexte 65-70%. Néanmoins, les bons résultats obtenus à AgM en 2009 viennent confirmer qu’il faut distinguer un impact à court terme d’un impact des conditions d’élevage à plus long terme sur la méiofaune.

6. CONCLUSIONS Au cours de ces trente dernières années, de nombreux efforts ont été dévolus à la classification de l’état d’eutrophisation et du statut trophique ou bien encore de « état de santé » ou de la « qualité » de différents écosystèmes côtiers (Cognetti, 2001). La plupart des systèmes de classification ont été établis sur les paramètres de la colonne d’eau telles que les concentrations de nutriments inorganiques, les biomasses et abondances bactériennes, et les valeurs de production primaire (Karydis et al., 1983; Giovanardi & Tromellini, 1992; Ignatiades et al., 1992; Zurlini, 1996; Vollenweider et al., 1998). En crevetticulture, la couleur de l’eau, le secchi et le comptage des cellules phytoplanctoniquesont été employés pour tenter d’apprécier l’état de santé de l’élevage (Gomez, 1992 ; Hirono, 1992 ; Clifford, 1994 & 1997). Une approche alternative basée sur la teneur en matière organique du sédiment a été proposée par Nixon (1995). En effet, les sédiments représentent la mémoire des processus intervenant dans la colonne d’eau et sont le point de stockage des accumulations des intrants organiques autochtones et allochtones (Fabiano & Danovaro, 1994). L’introduction de MO (par exemple le granulé) dans l’écosystème est généralement le facteur déclenchant conduisant à des conséquences écologiques néfastes telles que la baisse de la teneur en oxygène dissous et l ‘hypoxie, les mortalités des organismes marins et la perte de biodiversité (Cloern, 2001 ; Hyland et al., 2005 ; Diaz & Rosenberg, 1995 ). Ainsi, le bon fonctionnement d’un bassin aquacole est déterminée pour une large part par sa capacité à métaboliser la charge organique avant d’atteindre un état de détérioration où l’accumulation excessive de composés réduits affectent la croissance du cheptel (Avnimelech & Ritvo, 2003). Jusqu’à ces dernières années, la matière organique n’était appréhendée que dans sa globalité et par la méthode de la perte au feu. Il a été suggéré que la mesure de la Matière Organique Totale ne constituait pas un indicateur pertinent pour l’analyse de la qualité des fonds marins (Danovaro et al., 1995) et/ou de bassins aquacoles (Avnimelech et al., 2004). Dell’ Anno et al.,(2002 ) et Pusceddu et al., (2008) ont proposé de nouveaux descripteurs du niveau d’eutrophisation et de la qualité environnementale des écosystèmes côtiers peu profonds basés sur l’analyse de la qualité et la quantité de la matière organique




47

sédimentaire (glucides, lipides, protéines, rapport PRT :CHO). La pertinence de ces métriques a été testée avec succès au niveau des installations aquacoles en milieu ouvert (Danovaro et al., 2003 ; Mirto et al., 2007 ; Pusceddu et al., 2007 ; Holmer et al., 2008) et notamment piscicoles (Mazzola et al., 2000 ; Vezzulli et al., 2003 ; Vezzulli et al., 2008) et mytilicoles (Danovaro et al., 2004). Ces études ont permis de mettre en lumière des paramètres complémentaires ayant un potentiel d’indicateur tels que la méiofaune, les bactéries et les phytopigments (Dinet et al., 1990 ; Olafsson et al., 1995 ; Kim et al., 1998 ; Mazzola et al., 1999 ; Mirto et al., 2000 ; Mirto et al., 2002 ; Mojtahid et al., 2008 ; Greco et al., 2009). Dans le domaine particulier de la pisciculture marine intensive en bassin de terre, Avnimelech et al., (2004) ont cherché à évaluer la propension des matières organiques à exercer une demande en oxygène via la mise au point des deux paramètres MAO et DOS. Enfin, avec la mise en place récente de la Directive Européenne cadre sur l’Eau (2000/60/CE), ayant comme objectif pour 2015, le « bon état écologique » des milieux aquatiques, un nouvel élan de recherche pour développer ou améliorer les Indicateurs de qualité dans les domaines de la chimie, de la physique et de la biologie notamment pour les eaux de transition, incluant estuaires et milieux confinés, s’est produit (Blanchet et al., 2008 ; Caruso et al., 2010). Dans ce contexte, de très nombreux travaux portant sur le développement d’indices benthiques ont vu le jour (Ruellet & Dauvin, 2007 ; Josefson et al., 2009 ; Pinto et al., 2009 ; Dauvin et al., 2010 ; Munari et al., 2010). Au cours de notre travail, 39 métriques ont été suivies dans le temps et dans l’espace dans la colonne d’eau (12) et dans le sédiment (27). Près de la moitié n’avait jamais été étudiée dans le domaine de la crevetticulture. Parmi cette liste 8 variables semblent pouvoir être élevées au rang d’indicateurs d’eutrophisation (redox, MAO, DOS, lipides sédimentaires) ou de richesse trophique (bactéries, phytopigments sédimentaires, méiofaune, protistes). Face à une perturbation de type organique forte, il est avéré que les assemblages du zoobenthos (Coull & Chandler, 1992) , du phytobenthos (Baden et al., 1990 ) ou du compartiment bactérien (Meyer-Reil & Köster, 2000) répondent par une diminution de la richesse spécifique (Guo et al., 2005 ; Debenay et al., 2009a) , due à la sélection de quelques espèces opportunistes, par une réduction de la densité et de la biomasse partiellement comblée par l’abondance croissante des espèces opportunistes et enfin par une modification des importances relatives des différentes niches trophiques et de la taille des organismes (Weston, 1990; Grall & Chauvaud, 2002). Une pression trop importante peut conduire à un milieu totalement azoïque (Tsutsumi,1995 ; Nilsson & Rosenberg, 2000 ; Diaz & Rosenberg, 2008). Pearson & Rosenberg (1978) ont généralisé les réponses de la faune benthique au cours d’un gradient d’enrichissement organique et de diminution d’oxygène (Figure 16).




48

Figure 16 : Le modèle SAB (Species, Abundance, Biomass) de Pearson et Rosenberg (1978), modifié par Gray (1992) sur les effets d’un enrichissement organique croissant sur le macrobenthos.

Ce modèle conceptuel, dont la validité a été démontrée dans les lagunes côtières méditerranéennes (Magni et al., 2009) semble pouvoir s’appliquer à l’écosystème bassin crevetticole. En effet, les descripteurs géochimiques sélectionnés (MAO, DOS, redox et LIP) nous permettent de positionner les fermes étudiées (stations et/ou bassins) en fonction d’un enrichissement organique croissant, résultat pour part de l’accumulation des cycles successifs conduisant à des conditions environnementales de plus en plus délétères (Figure 17). A ces indices chimiques de perturbation organique, vient s’ajouter l’indice biologique FAI % (Foraminiferal Abnormality Index) développé par (Debenay et al., 2009b) qui est étroitement corrélé (Pearson) avec le redox (-0,772), les MAO (0,72226) et la DOS (0,7052). On peut ainsi regrouper les bassins AgM et la station « saine » sva de SV et les considérer comme les environnements subissant la plus faible pression organique. La station « impropre » sf1 de SF abrite les conditions les moins favorables en terme de pool actif de la demande en oxygène. Les stations « saine » sf2 (SF) et « défavorable » svb sont au même niveau et témoignent d’une pression identique modérée. Parallèlement, les indices biotiques choisis (méiofaune, bactéries, microphytobenthos et protistes) nous renseignent sur les ressources trophiques disponibles dans les différents milieux échantillonnés. Ce sont également, comme le FAI, des indicateurs biochimiques, physiologiques (taux de croissance, taux de fécondité, maladies), et de comportement qui répondent aux perturbations. Les bassins d’AgM se distinguent nettement des autres par leur grande pauvreté trophique. Les stations « saine » sf2 (Seafarm) et « impropre » svb offrent les meilleures conditions. Les stations « saine » sva (SV) et « défavorable » sf1 (SF) témoignent d’un statut trophique intermédiaire. Si on met en relation les deux jeux d’indices avec la capacité de production des fermes (Figure17), on constate que :

o le bassin de la ferme Seafarm qui présente la plus faible capacité de production possède un statut trophique intermédiaire à fort mais offre des niveaux d’eutrophisation de fort à très élevé. Ce résultat est à relativiser




49

en considérant que la station « impropre » sf1 est représentative d’environ 75% du bassin. Le niveau d’eutrophisation atteint (seuil) à sf1 est tel qu’il ne permet plus à la « vie » benthique de se développer y compris pour L. stylirostris ;

o le bassin de Saint Vincent présente les meilleurs rendements zootechniques. La station « saine » sva est représentative de 90% de la surface. Le milieu exerce une pression d’eutrophisation modérée et possède une capacité trophique moyenne à forte ;

o les bassins d’Aigue Marine témoignent d’une biocapacité intermédiaire. Les effets des perturbations relatives à la charge organique sont faibles. Toutefois, les ressources trophiques autochtones sont insuffisantes (seuil) pour conduire à des rendements satisfaisants.

Les indices biologiques sont complémentaires des indices biochimiques. Mis en relation, ils permettent de mieux définir la qualité des fonds de bassins. En effet, en ne prenant en compte que les indices biochimiques pré cités, on pourrait s’attendre à ce que les bassins d’Agm qui ne subissent qu’une très faible pression « organique » produisent de très bons résultats. D’une manière similaire, en ne se basant que sur les indices biologiques abordés, on pourrait escompter que le bassin de Seafarm qui dispose de ressources trophiques importantes conduisent à des rendements zootechniques satisfaisants.




50

MAOsvb

sf2

sva

s1 s2 st2

tv2st1

tv1

sf1

0

0,5

1

1,5

2

2,5

Stations : Agm-- SF--SF

mg

C m

g-1

se

d.s

ec

DOS

sf1

sf2svb

sva

tv1 st2 tv2s1s2st1

0

2

4

6

8

10

Stations : Agm--SV--SF

mg

O2

mg-

1 se

d.se

c

REDOX sf2svb

svas1 s2

st2tv2

tv1st1

sf10

50

100

150

200


mv

LIPIDES

sf2svb

sva

tv2tv1

st2st1s2s1

sf1

0

0,5

1

1,5

2

2,5

Stations : Agm- -SV--SF

mg

eq.A

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alm

.g-1

sed

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c

CREVETTES

sf

sv

tv

sts

110

120

130

140

150

160

170

180

190

200

Sta tio ns : Agm--SV--SF

g cm

-2

MEIOFAUNE

s2 st1st2tv1tv2s1

sva

svb

sf2

sf1

0

100

200

300

400

500

600

µg

C g

-1 s

ed.s

ec


PROTISTES

s1 tv1s2 st1tv2

st2

svbsf2sva

sf1

0

1

2

3

4

5

6

7

8

µg

C g

-1 s

ed.s

ec


BACTERIES

s1

s2

st2

tv1

tv2

st1

sva

sf2

svb

sf1

10

15

20

25

30

35

40

45

50

55

60

µg

C g

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ed

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c

Stations: Agm--SV--SF

MICROPHYTOBENTHOS

sf1

sf2

svb

sva

tv2tv1st2

st1s2s1

0

500

1000

1500

2000

2500

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Ind

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Figure 17 : Niveau d’eutrophisation et statut trophique des différents bassins basés sur les moyennes des paramètres sélectionnés mis en relation avec leur capacité de production. Grille de lecture à dire d’expert : Bleu : bon ; Jaune : moyen ; Rouge : mauvais.




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57

8. ANNEXES : Graphiques par station

Suivis Seafarm & Saint-Vincent Graphiques données brutes et moyennes hebdomadaires pour paramètres physico-

chimiques. Pages 56 à 97 Graphique de l’évolution bactérienne. Page 98 Graphiques de la méiofaune par grand groupe. Pages 99 à 103

Suivis Aigue Marine Graphiques données brutes et moyennes hebdomadaires pour paramètres physico-

chimiques. Pages 104 à 146 Graphique de l’évolution bactérienne. Page 147 Graphiques de la méiofaune par grand groupe. Pages 148 à 152




58

sf1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

g sé

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ec

050

100

150

200

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

CPE (séd.)




59

sf1

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 31/05/2006

sf2

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 31/05/2006

sva

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

16/02/2006 02/06/2006

svb

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

16/02/2006 02/06/2006

DOS




60

sf1

semaine

mg

C/g

séd

. sec

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4 6 8 10 12 14 16

01/03/2006 31/05/2006

sf2

semaine

mg

C/g

séd

. sec

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4 6 8 10 12 14 16

01/03/2006 31/05/2006

sva

semaine

mg

C/g

séd

. sec

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4 6 8 10 12 14 16

03/03/2006 02/06/2006

svb

semaine

mg

C/g

séd

. sec

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4 6 8 10 12 14 16

03/03/2006 02/06/2006

MAO




61

sf1

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

MO




62

sf1

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Alcalinité




63

sf1

semaine

µM

02

46

810

12

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µM

02

46

810

12

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µM

02

46

810

12

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µM

02

46

810

12

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Ammonium




64

sf1

semaine

µg/

L

010

2030

4050

60

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

L

010

2030

4050

60

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

L

010

2030

4050

60

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

L

010

2030

4050

60

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Chlorophylle a (eau)




65

sf1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

250

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

250

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

250

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

250

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Chlorophylle a (séd.)




66

sf1

semaine

µg

eq. g

luco

se/g

séd

. sec

2000

4000

6000

8000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg

eq. g

luco

se/g

séd

. sec

2000

4000

6000

8000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg

eq. g

luco

se/g

séd

. sec

2000

4000

6000

8000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg

eq. g

luco

se/g

séd

. sec

2000

4000

6000

8000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Glucides




67

sf1

semaine

µg

eq. a

. trip

alm

itiqu

e/g

séd.

sec

1000

2000

3000

4000

4 6 8 10 12 14 16 18

21/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg

eq. a

. trip

alm

itiqu

e/g

séd.

sec

1000

2000

3000

4000

4 6 8 10 12 14 16 18

21/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg

eq. a

. trip

alm

itiqu

e/g

séd.

sec

1000

2000

3000

4000

4 6 8 10 12 14 16

22/02/2006 02/06/2006

svb

semaine

µg

eq. a

. trip

alm

itiqu

e/g

séd.

sec

1000

2000

3000

4000

2 4 6 8 10 12 14 16

16/02/2006 02/06/2006

Lipides




68

sf1

semaine

mg/

L

56

78

910

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

mg/

L

56

78

910

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

mg/

L

56

78

910

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

mg/

L

56

78

910

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Oxygène




69

sf1

semaine

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8.6

2 4 6 8 10

16/02/2006 21/04/2006

sf2

semaine

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8.6

2 4 6 8 10

16/02/2006 21/04/2006

sva

semaine

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8.6

2 4 6 8 10

16/02/2006 21/04/2006

svb

semaine

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8.6

2 4 6 8 10

16/02/2006 21/04/2006

pH (eau)




70

sf1

semaine

µg/

L

010

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

L

010

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

L

010

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

L

010

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Phéopigments (eau)




71

sf1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Phéopigments (séd.)




72

sf1

semaine

7.2

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

7.2

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

7.2

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

7.2

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8 10 12 14 16 18

24/03/2006 09/06/2006

pH (séd.)




73

sf1

semaine

µg

eq. a

lbum

ine/

g sé

d. s

ec

020

0060

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg

eq. a

lbum

ine/

g sé

d. s

ec

020

0060

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg

eq. a

lbum

ine/

g sé

d. s

ec

020

0060

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg

eq. a

lbum

ine/

g sé

d. s

ec

020

0060

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Protéines




74

sf1

semaine

mV

-100

010

020

0

2 4 6 8 10 12 14

14/02/2006 09/05/2006

sf2

semaine

mV

-100

010

020

0

2 4 6 8 10 12 14

14/02/2006 09/05/2006

sva

semaine

mV

-100

010

020

0

2 4 6 8 10 12 14

16/02/2006 10/05/2006

svb

semaine

mV

-100

010

020

0

2 4 6 8 10 12 14

16/02/2006 10/05/2006

Redox




75

sf1

semaine

PS

S 7

4

3032

3436

38

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

PS

S 7

4

3032

3436

38

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

PS

S 7

4

3032

3436

38

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

PS

S 7

4

3032

3436

38

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Salinité




76

sf1

semaine

µat

g/L

010

020

030

040

0

4 6 8 10 12 14 16 18

21/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µat

g/L

010

020

030

040

0

4 6 8 10 12 14 16 18

21/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µat

g/L

010

020

030

040

0

4 6 8 10 12 14 16 18

22/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µat

g/L

010

020

030

040

0

4 6 8 10 12 14 16 18

22/02/2006 09/06/2006

Sulfures




77

sf1

semaine

°C

2224

2628

3032

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

°C

2224

2628

3032

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

°C

2224

2628

3032

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

°C

2224

2628

3032

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Température




78

sf1

semaine

NT

U

24

68

1012

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

NT

U

24

68

1012

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

NT

U

24

68

1012

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

svb

semaine

NT

U

24

68

1012

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

Turbidité




79

sf1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

CPE (séd.)




80

sf1

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 31/05/2006

sf2

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 31/05/2006

sva

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

16/02/2006 02/06/2006

svb

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

16/02/2006 02/06/2006

DOS




81

sf1

semaine

mg

C/g

séd

. sec

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4 6 8 10 12 14 16

01/03/2006 31/05/2006

sf2

semaine

mg

C/g

séd

. sec

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4 6 8 10 12 14 16

01/03/2006 31/05/2006

sva

semaine

mg

C/g

séd

. sec

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4 6 8 10 12 14 16

03/03/2006 02/06/2006

svb

semaine

mg

C/g

séd

. sec

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4 6 8 10 12 14 16

03/03/2006 02/06/2006

MAO




82

sf1

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

MO




83

sf1

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Alcalinité




84

sf1

semaine

µM

02

46

810

12

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µM

02

46

810

12

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µM

02

46

810

12

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µM

02

46

810

12

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Ammonium




85

sf1

semaine

µg/

L

010

2030

4050

60

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

L

010

2030

4050

60

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

L

010

2030

4050

60

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

L

010

2030

4050

60

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006





86

sf1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

250

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

250

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

250

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

050

100

150

200

250

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006





87

sf1

semaine

µg

eq. g

luco

se/g

séd

. sec

2000

4000

6000

8000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg

eq. g

luco

se/g

séd

. sec

2000

4000

6000

8000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg

eq. g

luco

se/g

séd

. sec

2000

4000

6000

8000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg

eq. g

luco

se/g

séd

. sec

2000

4000

6000

8000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Glucides




88

sf1

semaine

µg

eq. a

. trip

alm

itiqu

e/g

séd.

sec

1000

2000

3000

4000

4 6 8 10 12 14 16 18

21/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg

eq. a

. trip

alm

itiqu

e/g

séd.

sec

1000

2000

3000

4000

4 6 8 10 12 14 16 18

21/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg

eq. a

. trip

alm

itiqu

e/g

séd.

sec

1000

2000

3000

4000

4 6 8 10 12 14 16

22/02/2006 02/06/2006

svb

semaine

µg

eq. a

. trip

alm

itiqu

e/g

séd.

sec

1000

2000

3000

4000

2 4 6 8 10 12 14 16

16/02/2006 02/06/2006

Lipides




89

sf1

semaine

mg/

L

56

78

910

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

mg/

L

56

78

910

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

mg/

L

56

78

910

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

mg/

L

56

78

910

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Oxygène




90

sf1

semaine

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8.6

2 4 6 8 10

16/02/2006 21/04/2006

sf2

semaine

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8.6

2 4 6 8 10

16/02/2006 21/04/2006

sva

semaine

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8.6

2 4 6 8 10

16/02/2006 21/04/2006

svb

semaine

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8.6

2 4 6 8 10

16/02/2006 21/04/2006

pH (eau)




91

sf1

semaine

µg/

L

010

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

L

010

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

L

010

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

L

010

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Phéopigments (eau)




92

sf1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

8010

0

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006





93

sf1

semaine

7.2

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

7.2

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

7.2

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

7.2

7.4

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8 10 12 14 16 18

24/03/2006 09/06/2006

pH (séd.)




94

sf1

semaine

µg

eq. a

lbum

ine/

g sé

d. s

ec

020

0060

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µg

eq. a

lbum

ine/

g sé

d. s

ec

020

0060

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

06/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µg

eq. a

lbum

ine/

g sé

d. s

ec

020

0060

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µg

eq. a

lbum

ine/

g sé

d. s

ec

020

0060

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Protéines




95

sf1

semaine

mV

-100

010

020

0

2 4 6 8 10 12 14

14/02/2006 09/05/2006

sf2

semaine

mV

-100

010

020

0

2 4 6 8 10 12 14

14/02/2006 09/05/2006

sva

semaine

mV

-100

010

020

0

2 4 6 8 10 12 14

16/02/2006 10/05/2006

svb

semaine

mV

-100

010

020

0

2 4 6 8 10 12 14

16/02/2006 10/05/2006

Redox




96

sf1

semaine

PS

S 7

4

3032

3436

38

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

PS

S 7

4

3032

3436

38

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

PS

S 7

4

3032

3436

38

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

PS

S 7

4

3032

3436

38

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Salinité




97

sf1

semaine

µat

g/L

010

020

030

040

0

4 6 8 10 12 14 16 18

21/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

µat

g/L

010

020

030

040

0

4 6 8 10 12 14 16 18

21/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

µat

g/L

010

020

030

040

0

4 6 8 10 12 14 16 18

22/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

µat

g/L

010

020

030

040

0

4 6 8 10 12 14 16 18

22/02/2006 09/06/2006

Sulfures




98

sf1

semaine

°C

2224

2628

3032

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

°C

2224

2628

3032

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

°C

2224

2628

3032

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

°C

2224

2628

3032

2 4 6 8 10 12 14 16 18

16/02/2006 09/06/2006

Température




99

sf1

semaine

NT

U

24

68

1012

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

NT

U

24

68

1012

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

NT

U

24

68

1012

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

svb

semaine

NT

U

24

68

1012

2 4 6 8 10 12 14 16 18

14/02/2006 07/06/2006

Turbidité




100

sf1

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

21/02/2006 07/06/2006

sf2

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 07/06/2006

sva

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

16/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

05

1015

2 4 6 8 10 12 14 16

16/02/2006 02/06/2006

Flore bactérienne




101

sf1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sf2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sva

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

Ciliés




102

sf1

semaine

020

0040

0060

0080

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sf2

semaine

020

0040

0060

0080

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sva

semaine

020

0040

0060

0080

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

020

0040

0060

0080

0010

000

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

Copépodes




103

sf1

semaine

010

0020

0030

00

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sf2

semaine

010

0020

0030

00

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sva

semaine

010

0020

0030

00

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

010

0020

0030

00

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

Foraminifères




104

sf1

semaine

050

015

0025

00

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sf2

semaine

050

015

0025

00

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sva

semaine

050

015

0025

00

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

050

015

0025

00

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

Nématodes




105

sf1

semaine

010

0020

0030

00

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sf2

semaine

010

0020

0030

00

2 4 6 8 10 12 14 16

14/02/2006 12/06/2006

sva

semaine

010

0020

0030

00

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

svb

semaine

010

0020

0030

00

2 4 6 8 10 12 14 16

15/02/2006 09/06/2006

Rotifères




106

Suivis Aigue Marine Graphiques données brutes et moyennes hebdomadaires pour paramètres physico-

chimiques. Pages 104 à 145 Graphiques de l’évolution bactérienne. Page 146 Graphiques de la méiofaune par grand groupe. Pages 147 à 151




107

s1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

CPE (séd.)




108

s1

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

s2

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

st1

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

st2

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

tv1

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

tv2

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

DOS




109

s1

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

s2

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

st1

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

st2

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

tv1

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

tv2

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

MAO




110

s1

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 1622/12/2006 03/04/2007

s2

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

2 4 6 8 10 12 1422/12/2006 15/03/2007

st1

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

14 16 1813/03/2007 11/04/2007

st2

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

12 14 16 1822/02/2007 11/04/2007

tv1

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

MO




111

s1

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Alcalinité




112

s1

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st1

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Ammonium




113

s1

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

s2

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st1

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st2

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

tv1

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

tv2

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007





114

s1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007





115

s1

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 10/04/2007

st2

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 10/04/2007

tv1

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

Glucides




116

s1

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 10/04/2007

Lipides




117

s1

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Oxygène




118

s1

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

pH (eau)




119

s1

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

s2

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st1

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st2

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

tv1

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

tv2

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

Phéopigments (eau)




120

s1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007





121

s1

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

s2

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st1

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st2

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv1

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv2

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

pH (séd.)




122

s1

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 10/04/2007

Protéines




123

s1

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

s2

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st1

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st2

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv1

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv2

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

Redox




124

s1

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Salinité




125

s1

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

s2

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st1

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st2

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv1

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv2

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

Sulfures




126

s1

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Température




127

s1

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

s2

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

st1

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

st2

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

tv1

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

tv2

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

Turbidité




128

s1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

CPE (séd.)




129

s1

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

s2

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

st1

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

st2

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

tv1

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

tv2

semaine

mg

O2/

mg

séd.

sec

01

23

45

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 11/04/2007

DOS




130

s1

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

s2

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

st1

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

st2

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

tv1

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

tv2

semaine

mg

C/g

séd

. se

c

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 18/04/2007

MAO




131

s1

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 1622/12/2006 03/04/2007

s2

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

2 4 6 8 10 12 1422/12/2006 15/03/2007

st1

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

14 16 1813/03/2007 11/04/2007

st2

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

12 14 16 1822/02/2007 11/04/2007

tv1

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

mg.

g sé

d. s

ec

2030

4050

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

MO




132

s1

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

meq

/L

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Alcalinité




133

s1

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st1

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

µM

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Ammonium




134

s1

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

s2

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st1

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st2

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

tv1

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

tv2

semaine

µg/

L

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007





135

s1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

010

2030

40

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007





136

s1

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 10/04/2007

st2

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 10/04/2007

tv1

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg

eq.

gluc

ose/

g sé

d. s

ec

020

0040

0060

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

Glucides




137

s1

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg

eq.

a. t

ripal

miti

que/

g sé

d. s

ec

200

400

600

800

1200

1600

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 10/04/2007

Lipides




138

s1

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

mg/

L

34

56

7

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Oxygène




139

s1

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

7.8

7.9

8.0

8.1

8.2

8.3

8.4

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

pH (eau)




140

s1

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

s2

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st1

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

st2

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

tv1

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

tv2

semaine

µg/

L

02

46

810

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 13/04/2007

Phéopigments (eau)




141

s1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg/

g sé

d. s

ec

020

4060

80

2 4 6 8 10 12 14 16 1820/12/2006 17/04/2007





142

s1

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

s2

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st1

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st2

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv1

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv2

semaine

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

pH (séd.)




143

s1

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

st1

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

st2

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

µg

eq.

albu

min

e/g

séd.

sec

020

0040

0060

0080

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 10/04/2007

Protéines




144

s1

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

s2

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st1

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st2

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv1

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv2

semaine

mV

-100

010

020

030

040

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

Redox




145

s1

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

PS

S 7

4

3637

3839

4041

42

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Salinité




146

s1

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

s2

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st1

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

st2

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv1

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

tv2

semaine

µat

g/L

0.0

0.05

0.10

0.15

2 4 6 8 10 12 14 16 1813/12/2006 10/04/2007

Sulfures




147

s1

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

s2

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st1

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

st2

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv1

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

tv2

semaine

°C

2426

2830

2 4 6 8 10 12 14 16 1815/12/2006 20/04/2007

Température




148

s1

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

s2

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

st1

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

st2

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

tv1

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

tv2

semaine

NT

U

1020

30

2 4 6 8 10 12 14 1615/12/2006 06/04/2007

Turbidité




149

s1

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

02

46

810

1214

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 19/04/2007

s2

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

02

46

810

1214

2 4 6 8 10 12 14 16 1814/12/2006 12/04/2007

st1

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

02

46

810

1214

2 4 6 8 10 12 14 16 18 2012/12/2006 30/04/2007

st2

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

02

46

810

1214

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv1

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

02

46

810

1214

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

tv2

semaine

nom

bre

indi

v.*1

0^9/

ml

02

46

810

1214

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 17/04/2007

Flore bactérienne




150

s1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

010

0020

0030

0040

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

s2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

010

0020

0030

0040

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

010

0020

0030

0040

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

010

0020

0030

0040

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

010

0020

0030

0040

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

010

0020

0030

0040

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

Ciliés




151

s1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

s2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

Copépodes




152

s1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

s2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

Foraminifères




153

s1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

012

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

s2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

012

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

012

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

012

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

012

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

012

00

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

Nématodes




154

s1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

s2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

st2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv1

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

tv2

semaine

nom

bre

indi

v./1

0 cm

²

020

040

060

080

0

2 4 6 8 10 12 14 16 1812/12/2006 11/04/2007

Rotifères

juillet 2011 - nouvelle-caledonie.ifremer.fr

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