impact des acides gras oméga-3 sur les désordres métaboliques … · 2018-04-24 · prévention...
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Impact des acides gras oméga-3 sur les désordres
métaboliques associés à l’obésité : rôle potentiel du
microbiote intestinal
Mémoire
Noëmie DANIEL
Maîtrise en nutrition
Maître ès Sciences (M.Sc.)
Québec, Canada
© Noëmie DANIEL, 2015
iii
Résumé
L’obésité et ses complications métaboliques dont notamment la stéatose hépatique non
alcoolique, sont principalement attribuables à des facteurs environnementaux, parmi
lesquels la diète joue un rôle majeur. Il est donc justifié pour les scientifiques de
s’intéresser à l’effet des aliments sur cette pathologie, à commencer par les acides gras
oméga-3 dont les effets bénéfiques sur la santé métabolique ont été démontrés. La
découverte récente du rôle du microbiote intestinal et de ses interactions, non seulement
avec les nutriments mais également avec les fonctions métaboliques de l’hôte, ouvre un
nouveau champ de recherche. L’étude proposée dans ce mémoire avait pour but de
déterminer le lien entre l’obésité, le microbiote intestinal et les acides gras oméga-3. Les
résultats démontrent que certains des effets bénéfiques attribués aux acides gras oméga-3
sont dépendants du passage de ces acides gras dans la lumière du tube digestif. La
prévention de l’accumulation des triglycérides hépatiques est en effet seulement induite
lorsque les acides gras oméga-3 transitent par l’intestin, tandis que leur seule présence au
niveau tissulaire est insuffisante pour provoquer ces effets. De même, le passage des acides
gras oméga-3 par le tube digestif est associé avec une augmentation de la masse du caecum,
ce qui suggère également une implication de la flore intestinale, mais qui demeure toutefois
à confirmer par des analyses métagénomiques.
v
Table des matières
Résumé .................................................................................................................................. iii
Table des matières .................................................................................................................. v
Liste des figures ................................................................................................................... vii
Liste des abréviations et des sigles ........................................................................................ ix
Remerciements .................................................................................................................... xiii
Avant-Propos ........................................................................................................................ xv
Chapitre I - Introduction ......................................................................................................... 1
1. Obésité et stéatose hépatique non alcoolique .................................................................. 1
1.1. Données épidémiologiques relatives à l’obésité ...................................................... 1
1.2. La stéatose hépatique non alcoolique et le syndrome métabolique ......................... 3
2. Le microbiote intestinal ................................................................................................... 4
2.1. Au commencement ................................................................................................... 4
2.2. Caractérisation .......................................................................................................... 5
2.3. Le modèle axénique ................................................................................................. 7
2.4. Facteurs influents ..................................................................................................... 8
2.5. L’intestin .................................................................................................................. 9
2.6. Les interactions entre microbiote et alimentation .................................................. 11
3. Les acides gras oméga-3 ................................................................................................ 15
3.1. Description, apports et sources .................................................................................. 15
3.2. Biodisponibilité .......................................................................................................... 16
3.3. Ratio n-3 : n-6 ............................................................................................................ 17
3.4. Oméga-3 et inflammation .......................................................................................... 19
3.5. Les acides gras oméga-3 et les maladies cardiovasculaires ....................................... 21
4. Obésité, oméga-3 et microbiote intestinal ..................................................................... 22
4.1. Obésité et microbiote ............................................................................................. 22
4.2. Obésité et oméga-3 ................................................................................................. 26
4.3. Microbiote et oméga-3 ........................................................................................... 29
5. Mise en contexte et but de l’étude ................................................................................. 31
Chapitre II – Implication de l’axe intestin- foie dans les effets bénéfiques attribués aux
acides gras oméga-3 dans un modèle d’obésité murin : rôle potentiel du microbiote .......... 33
Chapitre III - Conclusion ...................................................................................................... 67
Bibliographie ........................................................................................................................ 73
vii
Liste des figures
Figure 1 : Représentation mondiale de l’indice de masse corporelle par pays selon le sexe.
Word Health Association, 2014. ............................................................................................. 1
Figure 2 : L'hypothèse "multi-HIT" de la stéatohépatite et la relation avec le syndrome
métabolique (oxLDL : oxidized low-density lipoprotein, TLR : Toll-Like Receptor). Figure
tirée du rapport de l'Organisatoin Mondiale de la Gastroentérologie de 2012 sur la NAFLD
et la NASH. ............................................................................................................................. 4
Figure 3 : Phylums microbiens humains et leurs espèces. Figure tirée de la revue de
Gangarapu et al, 2014 (Gangarapu et al. 2014). ..................................................................... 6
Figure 4 : L'évolution du microbiote depuis l'origine de l'homme. ........................................ 9
Figure 5 : Impact du microbiote sur la physiologie de l'hôte. Figure tirée de la revue de
Sommer et al, 2013. .............................................................................................................. 11
Figure 6 : Impact de divers émulisifiants (CMC : carboxymethylcellulose ; P80 :
polysorbate-80) sur la muqueuse intestinale. (Chassaing et al. 2015). ................................. 12
Figure 7 : Cascade de dégradation des polysaccharides et de la fermentation par le
microbiote intestinal humain. (Bernalier-Donadille 2010). .................................................. 14
Figure 8 : Désaturation et élongation des acides gras oméga-3 et oméga-6. Les enzymes
désaturases Δ5 et Δ6 sont encodées respectivement par FADS2 et FADS1. Figure tirée du
rapport Bellagio (Simopoulos 2014). .................................................................................... 18
Figure 9 : Réponse inflammatoire induite par une infection microbienne et l'implication de
médiateurs lipidiques (Serhan and Petasis 2011). ................................................................ 21
Figure 10 : Mécanismes proposés par Musso et al (2010) concernant les effets du
microbiote intestinal sur le métabolisme de l'hôte et les processus anti-inflammatoires. LPL
: lipoprotein lipase; CLA, conjugated linoleic acid; ChREBP, carbohydrate-responsive
element-binding protein; SREBP-1c, sterol-responsive element-binding protein-1c; FIAF,
fasting-induced adipose factor; PGC1-a, peroxisomal proliferator-activated receptor
coactivator-1a; LPS, lipopolysaccharide; TLR-4, toll-like receptor 4. ................................. 25
Figure 11 : Synthèse des effets potentiels des acides gras oméga-3 au niveau du foie et du
tissu adipeux pour améliorer la stéatose hépatique non alcoolique (Scorletti and Byrne
2013). .................................................................................................................................... 28
ix
Liste des abréviations et des sigles
AA : acide arachidonique
Acc : Acétyl-coA carboxylase
AGCC : Acides Gras à Chaîne Courte
AGL : Acide Gras Libre
AGPL : Acides Gras Polyinsaturés à Chaîne Longue
AL : Acide Linoléique
ALA : acide α-linolénique (Alpha-Linolenic Acid)
ALT : ALanine Aminotransférase
AMPK : Adenosine Monophosphate-activated Protein Kinase
AST : ASpartate Aminotransférase
BAT : tissu adipeux brun (Brown Adipose Tissue)
ChREBP : Carbohydrate Response Element Binding Protein
CLA : acide conjugué linoléique (Conjugated Linoleic Acid)
DHA : acide docosahexaénoïque (DocosaHexaenoic acid)
EPA : acide eicosapentaénoïque (EicosaPentaenoic Acid)
eWAT : tissu adipeux blanc épididymaire (epididymal White Adipose Tissue)
FADS : Fatty Acid Desaturase
FAO : Food and Agriculture Organization of the United Nations
Fas : Fatty acid synthase
FFAR : Récepteur des Acides Gras Libres (Free Fatty Acid Receptor)
FXR : Farnesoid-X-Receptor
Fiaf : Fasting-induced adipose factor
FOS : Fructo-OligoSaccharides
GABA : Acide Gamma - aminobutyrique (Gamma-aminobutyric acid)
GLP-1 : Glucagon-Like Peptide 1
GOS : Galacto-OligoSaccharides
GPR : Récepteur couplé à une protéine G (G protein -coupled receptor)
GTT : Test de tolérance au glucose (Glucose Tolerance Test)
HF (diet) : (diète) riche en gras (High-Fat (diet))
HOMA-IR : Modèle d'évaluation de l'homéostasie de la résistance à l'insuline
(HOmeostatic Model Assessment of Insulin Resistance)
IL : Interleukine
IMC : Indice de Masse Corporelle
iNOS : oxyde nitrique-synthase inductible (inducible Nitric Oxide Synthase)
ITT : test de tolérance à l'insuline (Insulin Tolerance Test)
iWAT : Tissu Adipeux Blanc inguinal (inguinal White Adipose Tissue)
JNK : Jun N-terminal kinase
LF (diet) : (diète) faible en gras (Low-Fat (diet))
LPL : LipoProtéine Lipase
LPS : LipoPolySaccharide
LT : Leucotriène
MetaHIT : projet européen de caractérisation génétique de la flore intestinale humaine
(Metagenomics of the Genome Intestinal Tract)
x
MUC : mucine
NAFLD : stéatose hépatique non alcoolique (Non-Alcoholic Fatty Liver Disease)
NASH : stéatohépatite non-alcoolique (Non-alcoholic steatohepatitis)
NOD : Nucleotide-binding Oligomerization Domain
OMS : Organisation Mondiale de la Santé
oxLDL : lipoprotéine oxydée de faible densité (oxidized Low-Density Lipoprotein)
PG : Prostaglandine
PGC1 : Peroxisome proliferator activator receptor Gamma Coactivator 1
PPAR : Peroxisome proliferator-actived receptor
PRR : Pattern Recognition Receptor
PSA : PolySaccharide A
PYY : Peptide YY
SREBP : Sterol Regulatory Element Binding Protein
TLR : Toll-Like Receptor
TGF : Transforming Growth Factor
TNF : Tumor Necrosis Factor
VAT : Tissu Adipeux Viscéral (Visceral Adipose Tissue)
xi
A Jean, Nicole et Patrice.
xiii
Remerciements
Je ne peux commencer ce mémoire sans remercier toutes les personnes qui m’ont permis
aujourd’hui de l’écrire.
Je tiens d’abord à remercier le docteur André Marette, pour m’avoir permis en premier lieu
d’intégrer son laboratoire et de me permettre de vivre une telle expérience. La multiplicité
des projets sur lesquels il travaille, son amour de la science et son équipe formidable m’ont
permis d’évoluer mentalement et humainement d’une manière que je n’aurais pas crue
possible.
Ce travail n’aurait pas été ce qu’il est aujourd’hui sans Geneviève Pilon, que je tiens à
remercier de tout mon cœur et qui exprime sa bonne humeur et son soutien constamment et
de manière inconditionnelle à tous ceux qui passent à sa portée. Son sens de l’écoute et son
incroyable capacité à gérer tous les problèmes m’auront maintes fois aidée à surmonter les
obstacles de cette maîtrise. Geneviève, je ne saurai jamais assez comment te remercier.
J’aimerais également exprimer toute ma gratitude aux collègues et surtout aux amies sans
qui mon expérience n’aurait pas été la même : Mélanie, Valérie, Geneviève C., Marie-Pier
et Bruno, merci à vous pour tous ces moments, bons ou moins bons, dans lesquels vous
avez toujours répondu présent, et d’avoir permis une si belle aventure au Québec. Je tiens
également à saluer mes amis qui, malgré la distance, m’ont toujours encouragée.
Enfin, à ma famille : un immense merci pour votre amour, votre soutien financier et moral
malgré les kilomètres qui nous séparent. Vous avez toujours trouvé les mots justes et
m’exprimer tout le soutien dont vous êtes capables. Ce mémoire vous est particulièrement
dédié.
xv
Avant-Propos
Ce mémoire porte sur l’étude des effets des acides gras oméga-3 en lien avec l’obésité et
potentiellement le microbiote intestinal. Plus précisément, il s’agit de déterminer si les
effets bénéfiques sur l’obésité que l’on attribue aux acides gras oméga-3 ne mettraient pas
en jeu des facteurs spécifiques tels que le passage par la voie digestive et donc la flore
bactérienne.
L’introduction générale résume globalement le manuscrit, lequel est ensuite divisé en deux
chapitres. Le premier chapitre est une revue de littérature qui décrit d’abord le contexte
d’obésité et ses complications, plus particulièrement la stéatose hépatique non alcoolique.
Le microbiote est ensuite abordé et suivi par une partie sur les acides gras oméga-3. Enfin,
les liens entre l’obésité, les oméga-3 et le microbiote intestinal sont évoqués.
Une remise en contexte de l’étude a été effectuée avant d’aborder le deuxième chapitre
présenté sous la forme d’un article scientifique écrit en anglais. Celui-ci décrit l’implication
de l’axe intestin-foie dans les effets bénéfiques des acides gras oméga-3 alimentaires dans
un modèle d’obésité murin, et évoque l’implication potentielle du microbiote intestinal. Dès
que les résultats de métagénomiques seront disponibles et viendront renforcer l’hypothèse
abordée ici, l’article sera soumis à la fin de l’année 2015 dans le journal Gut : Journal of
the British Society of Gastroenterology.
Sous la supervision du Dr. André Marette et les conseils avisés de sa directrice de projet
Geneviève Pilon, le protocole animal a été réalisé par Mélanie Le Barz et moi-même. En
tant que premier auteur, j’ai par la suite effectué les analyses tissulaires et plasmatiques
présentées dans ce mémoire, et interprété les données expérimentales. Enfin, le projet se
déroule en étroite collaboration avec le Dr Emile Levy, dont l’équipe sera chargée d’autres
analyses par la suite, notamment en ce qui concerne le dosage des oméga-3 et oméga-6
hépatiques. Le mémoire se poursuit par une conclusion générale qui met en lumière le
travail accompli, le lien avec la littérature existante mais aussi les futures perspectives à
envisager pour la pérennité du projet. Finalement, le manuscrit se clôture avec une
bibliographie listant l’ensemble des références évoquées.
1
Chapitre I - Introduction
1. Obésité et stéatose hépatique non alcoolique
1.1. Données épidémiologiques relatives à l’obésité
L’obésité est un fléau qui a progressé de manière conséquente ces dernières années, à tel
point que l’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) a qualifié ce phénomène d’épidémie
en 2003 (WHO 2015). Twells et al. ont démontré que la prévalence de l’obésité a plus que
doublé depuis 1980 (Twells et al. 2014). En 2014, l’OMS recense 13% de la population
mondiale déclarée obèse (Indice de Masse Corporelle -IMC- ≥ 30), tandis que 39% des
adultes âgés d’au moins 18 ans affichaient un surpoids (IMC ≥ 25) (Figure 1 :
Représentation mondiale de l’indice de masse corporelle par pays selon le sexe. Word
Health Association, 2014. En 2013, 42 millions d’enfants de moins de 5 ans étaient en
surpoids ou obèses, avec un taux d’augmentation de 30% plus important dans les pays
développés comparés aux pays en voie de développement (WHO 2015).
Figure 1 : Représentation mondiale de l’indice de masse corporelle par pays selon le
sexe. Word Health Association, 2014.
2
En 2008, 62.1% de la population adulte canadienne souffrait d’embonpoint, dont 25.4% a
été déclarée obèse (Canada 2011a), alors que le Canada se classait au 3e rang des pays avec
le taux d’obésité infantile le plus élevé en 2013 selon une étude du Fond des Nations Unies
pour l’enfance (UNICEF 2013).
L’obésité est caractérisée par un groupe de phénotypes pathologiques (stéatose hépatique,
hypertension, hyperlipidémie) dont les deux principaux sont la résistance à l’insuline et
l’accumulation excessive de tissu adipeux viscéral (Tchernof and Després 2013) qui
relèvent du syndrome métabolique (Hawkesworth 2013), accompagnés d’une inflammation
systémique chronique de faible niveau. Même s’il convient de considérer tous les stades de
l’obésité (Flegal et al. 2013), l’augmentation de la prévalence de l’obésité générale est un
facteur de risque pour les maladies non transmissibles (WHO 2015) telles que les maladies
cardiovasculaires (principale cause de mortalité en 2012), le diabète, les désordres musculo
squelettiques et certains cancers (endomètre, sein, colon). De plus, l’obésité est également
un problème de santé publique puisque le coût des soins de santé est estimé à plus de 900
milliards de dollars aux États-Unis d’ici 2030 (Wang et al. 2008).
Malgré les avancées scientifiques dans ce domaine et l’immensité du champ de recherche à
explorer, les facteurs génétiques ne suffisent pas à eux seuls à donner une explication à ce
phénomène d’expansion de la maladie (Waalen 2014). L’étiologie en est complexe, et
implique également des facteurs environnementaux et sociologiques comme la
sédentarisation, le développement des techniques agroalimentaires ou l’évolution des
comportements. Ces facteurs ont ainsi favorisé une plus grande consommation, tout en
dépensant moins de calories, ce qui a engendré une balance énergétique positive
(Bergouignan 2010). En dépit du rôle récent attribué aux glucides (Tappy and Lê 2010), les
études ont depuis longtemps montré l’association entre un apport excessif en lipides (Bray
and Popkin 1998) et l’augmentation de la prévalence et de la gravité de l’obésité ainsi que
de toutes les comorbidités qui y sont associées, en particulier la stéatose hépatique non-
alcoolique.
3
1.2. La stéatose hépatique non alcoolique et le syndrome métabolique
La stéatose hépatique non alcoolique (NAFLD) regroupe en réalité un large spectre de
plusieurs maladies. En effet, le cas le plus simple de la NAFLD, à savoir la simple stéatose
hépatique, soit l’accumulation des triglycérides au niveau du foie, est caractérisée comme
telle par biopsie lorsque l’infiltration des triglycérides excède 5% des hépatocytes
(Organisation 2012), sans qu’il y ait consommation notable d’alcool ou des preuves d’une
maladie hépatique virale, autoimmune ou induite par les médicaments. Toutefois, la
stéatose hépatique peut progressivement évoluer vers la stéatohépatite non alcoolique
(NASH), caractérisée par l’apparition de l’inflammation et de lésions au foie, allant jusqu’à
la fibrose, la cirrhose, voire même jusqu’au carcinome hépatocellulaire (Abd El-Kader and
El-Den Ashmawy 2015).
La pathogénicité de la NAFLD peut s’expliquer par la théorie « multi-HIT » (Lavigne
2005). Le 1er HIT conduisant à la stéatose à partir d’un foie en santé est induit par
l’insulinorésistance et donc la suppression de l’inhibition de la lipolyse par l’insuline, ce
qui mène à l’augmentation des acides gras libres (AGL) plasmatiques et à un pool
hépatique plus important. Cette augmentation d’AGL induit une hyperglycémie que tente
de compenser une hyperinsulinémie, qui diminue à son tour l’oxydation mitochondriale des
acides gras et favoriserait leur accumulation hépatique. A ce stade, le 2e HIT qui mène à la
stéatohépatite est une conséquence du stress cellulaire et implique le stress oxydatif,
l’apoptose et la lipopolysaccharide (LPS) dérivée de l’intestin qui induit une réaction
inflammatoire avec implication des molécules concernées (TNF α, TGF β, IL6, IL8)
(Takaki, Kawai, and Yamamoto 2013). Il a également été suggéré que les caractères
génétiques pourraient influencer la survenue de la NASH à partir de la NAFLD, tels que le
polymorphisme PNPLA3 rs738409 (Xu et al. 2015). Enfin, un 3e HIT mènerait à la
formation de fibrose (Figure 2).
4
Figure 2 : L'hypothèse "multi-HIT" de la stéatohépatite et la relation avec le
syndrome métabolique (oxLDL : oxidized low-density lipoprotein, TLR : Toll-Like
Receptor). Figure tirée du rapport de l'Organisation Mondiale de la
Gastroentérologie sur la NAFLD et la NASH (Organisation 2012).
Le syndrome métabolique regroupe cinq facteurs : l’augmentation de l’adiposité
abdominale (> 102 cm pour les hommes, > 88 cm pour les femmes), un taux de
triglycérides supérieur ou égal à 1.7 mmol/L, la diminution du taux de cholestérol des
lipoprotéines de haute densité (HDL-cholestérol < 1.03 mmol/L pour les hommes, < 1.29
mmol/L pour les femmes), l’augmentation de la pression sanguine (systolique ≥ 130
mmHg, diastolique ≥ 85 mmHg), et enfin une glycémie à jeun supérieure ou égal à 5.6
mmol/L (Organisation 2012). Pour que ce syndrome soit diagnostiqué, être sujet à au moins
trois de ces facteurs suffit.
La NAFLD est considérée comme la manifestation hépatique du syndrome métabolique car
elle est associée à toutes ces caractéristiques, incluant obésité, diabète de type 2,
hypertension artérielle et hyperlipidémie (Postic and Girard 2008).
2. Le microbiote intestinal
2.1. Au commencement
L’avènement de la bactériologie se fait principalement par l’intermédiaire de Robert Koch
qui découvre pour la première fois le bacille responsable de l’anthrax ou maladie
charbonneuse : Bacillus anthracis. Il obtient également le prix Nobel en 1905 pour ses
5
travaux sur la tuberculose et établit la notion de contagion par des agents exogènes
(Kaufmann and Schaible 2005). C’est cependant Ilya Ilith Metchnikoff, prix Nobel de 1908
pour son avancement dans le domaine de l’immunité (Media 2015), qui postule le premier
sur les effets bénéfiques apportés par certains microorganismes. Ce fut en effet ce « grand-
père » des probiotiques nommés pour la première fois en 1965 (Lilly and Stillwell 1965),
qui découvrit les propriétés digestives et immunitaires de la bactérie lactique Bulgarian
bacillus (Anukam 2007).
2.2. Caractérisation
Depuis, le microbiote intestinal fait l’objet de nombreuses investigations, et l’engouement
pour le sujet ces dernières années se base sur des études ayant montré l’implication
grandissante de la flore intestinale du point de vue de la santé. Le sujet fascine, car
l’intestin est l’organe du corps humain qui contient le plus grand nombre de bactéries et
dont l’impact est loin d’être négligeable. L’étendue du microbiote prend toute sa
signification avec l’étude européenne Metagenomics of the Genome Intestinal Tract
(MetaHIT) dont les premiers résultats paraissent en 2010 (Qin et al. 2010). L’étude révèle
ainsi que parmi un consortium de 1 000 à 1 150 espèces bactériennes détectées dans les
échantillons humains, au moins 160 sont communes à tous les individus. 3,3 millions de
gènes microbiens dont 99% sont bactériens ont été identifiés, ce qui représente environ 150
fois le génome humain. Dès lors, le nombre d’espèces et de gènes mis à jour ne cesse
d’augmenter avec le regroupement de divers échantillons parfois transcontinentaux, qui ont
mené à la création d’une base de données de près de 10 millions de gènes (Li, Jia, et al.
2014). De plus, la symbiose est telle entre les microorganismes et l’hôte que
l’environnement de l’intestin humain est plus favorable aux transferts horizontaux de gènes
entre bactéries (Smillie et al. 2011). La présence de la flore microbienne confère également
à l’homme un pool de gènes supplémentaire, et par conséquent des fonctions
additionnelles, tels que l’acquisition d’enzymes actives carbohydrates capables de cliver les
liaisons des fibres et polysaccharides complexes via le microbiote (El Kaoutari et al. 2013).
Les 1014 microorganismes que l’on trouve dans notre intestin représentent finalement plus
d’un kilo de masse corporelle (Nicholson, Holmes, and Wilson 2005).
6
Il n’est donc pas étonnant que le microbiote intestinal soit aujourd’hui caractérisé comme
un nouvel « organe » à part entière, un « petit monde » à l’intérieur de nous-mêmes (Cani
and Delzenne 2011), de telle sorte que la symbiose entre humain et microbiote soit
aujourd’hui définie comme un « superorganisme » (Eberl 2010).
Au fur et à mesure des études, les grandes familles caractéristiques du microbiote se
dévoilent et sont à ce jour catégorisées en cinq phylums bactériens (Firmicutes,
Bacteroidetes, Actinobacteria, Verrumicrobia et Proteobacteria) et un phylum archéen
(Euryarchaeota), qui eux-mêmes se déclinent en plusieurs espèces (Tremaroli and Bäckhed
2012) (Figure 3). Cependant, les phylums Firmicutes et Bacteroidetes forment à eux deux
environ 90% des catégories phylogénétiques connues et dominent les populations
microbiennes (Eckburg et al. 2005), c’est pourquoi l’apparition de certaines maladies est
souvent associée avec le ratio Firmicutes/Bacteroidetes (Ley et al. 2005).
Figure 3 : Phylums microbiens humains et leurs espèces. Figure tirée de la revue de
Gangarapu et al (Gangarapu et al. 2014).
Selon les données de 2010 de l’étude MetaHIT, la population a été catégorisée en trois
entérotypes : Bacteroides, Prevotella et Ruminococcus suivant les populations
prédominantes au sein de chaque individu. Cependant, certains auteurs auraient tendance à
7
les qualifier de gradients ou de types de biome plutôt que d’entérotypes, qui semble être
une classification trop prématurée étant donné l’immensité des recherches encore à mener
sur le sujet (Jeffery et al. 2012).
2.3. Le modèle axénique
Afin d’explorer en profondeur l’impact du microbiote sur l’organisme de son hôte, les
équipes de recherches se tournent de plus en plus vers le modèle de souris axénique.
Exempts de tout microorganisme, ces animaux stériles sont manipulés avec grande
précaution et servent notamment à montrer l’implication de la flore microbienne. Il est ainsi
possible de transplanter le microbiote de souris conventionnelles à des souris axéniques
afin d’observer l’influence de la flore intestinale. Des expériences récentes ont ainsi utilisé
ce modèle dans le cadre de désordres spécifiques comme le diabète (Wen et al. 2008) ou
l’obésité. Ainsi, une souris axénique à laquelle on a implanté le microbiote d’une souris
obèse a vu son métabolisme changer pour devenir à son tour celui d’une souris obèse
(Turnbaugh et al. 2006). Néanmoins, ce modèle présente certaines lacunes puisque les
souris axéniques montraient des villosités intestinales plus longues et fines que celles de
souris conventionnelles, ainsi qu’une altération de la muqueuse (El Aidy et al. 2012) et des
fonctions lymphatiques immunitaires (Lamousé-Smith, Tzeng, and Starnbach 2011).
Cependant, il est à noter que les résultats de ces études sont difficilement extrapolables à
l’humain (Nguyen et al. 2015). L’utilisation des modèles murins gnotobiotiques
(hébergeant un ou plusieurs microorganismes parfaitement connus) est cependant de plus
en plus répandue et peut fournir des informations essentielles sur le comportement de la
flore intestinale dans un contexte donné. Certaines études introduisent ainsi au sein de
rongeurs une partie ou la totalité d’un microbiote humain spécifique, ce qui semble être un
modèle prometteur plus représentatif de la condition humaine. En effet, il permet d’étudier
les fluctuations des microorganismes dans des conditions précises induites volontairement,
telles qu’une maladie ou la sélection de certains phyla. (Faith et al. 2011).
8
2.4. Facteurs influents
De ce fait, la population humaine possède une base commune concernant son microbiote
intestinal, mais des variabilités interindividuelles existent. De plus, de nombreux facteurs
influencent qualitativement et quantitativement les populations bactériennes. La condition
physique (O'Sullivan et al. 2015), la situation géographique, le sexe, l’âge, le métabolisme
ou l’environnement comme le facteur diététique sont donc à même de modifier l’équilibre
microbien (Qin et al. 2010).
L’influence de l’environnement sur la variation des populations microbiennes se fait dès la
naissance. En effet, bien que les études soient aujourd’hui en conflit pour déterminer si le
microbiote de l’enfant s’acquiert initialement ou non dans le ventre de sa mère (Rodríguez
et al. 2015), la plupart s’accordent à dire qu’il se développe progressivement à partir de
l’accouchement et tend à ressembler au microbiote d’un adulte au bout d’environ 24 mois
(Marques et al. 2010). Jusqu’à cette période, la flore microbienne est sensible à de
nombreux facteurs externes, à commencer par le type de parturition (voie basse ou
césarienne). Un enfant prématuré n’aura pas non plus le même microbiote que celui dont la
grossesse aura été menée à terme (DiGiulio 2015, Arboleya et al. 2015), sans compter les
facteurs génétiques de l’enfant (Murphy et al. 2015) ainsi que le mode d’alimentation
(allaitement maternel ou via des substituts) ou même l’ajout d’antibiotiques ou de
prébiotiques (Barrett et al. 2015).
L’étude MetaHIT de 2013 montre également une association entre la diversité du
microbiote et les marqueurs métaboliques. En effet, la pauvre diversité microbienne chez
les individus serait associée à une adiposité générale, une résistance à l’insuline et une
dyslipidémie plus marquée comparé aux individus disposant d’une grande variété
bactérienne (Le Chatelier et al. 2013).
De même, les herbivores arborent une diversité microbienne plus élevée que les carnivores,
ce qui les avantagerait face aux perturbations potentielles qui pourraient lui être imposées
(Ley et al. 2008), montrant encore une fois l’importance du régime alimentaire.
9
Étant donné que le microbiote co-évolue avec son hôte, l’évolution même de l’humanité
expliquerait en partie le statut actuel de nos populations bactériennes. En effet, le régime
alimentaire de l’homme s’est progressivement tourné vers une nourriture facilement
accessible et digérable grâce à l’acquisition de nouvelles technologies comme le feu ou
l’agriculture. Ceci s’est donc traduit par une réduction du volume de l’intestin, un
allongement de l’intestin grêle, une réduction du colon et du caecum, et par un passage
rapide par la bile. Fatalement, toutes ces modifications ont conduit à la régression de la
population du microbiote intestinal (He, Marco, and Slupsky 2013) (Figure 4). Malgré cela,
nous sommes bien loin de comprendre tous les domaines et mécanismes dans lesquels est
impliquée notre flore bactérienne. Étant donné les récentes recherches et la place
prépondérante que semble occuper le microbiote dans l’équilibre métabolique, les études se
portent notamment sur l’interaction entre ce nouvel organe et l’alimentation, et s’intéressent
de même aux désordres qui peuvent en résulter.
Figure 4 : L'évolution du microbiote depuis l'origine de l'homme (He, Marco, and
Slupsky 2013).
2.5. L’intestin
On ne peut parler du microbiote sans parler de l’intestin ni des interactions qui unissent ces
deux entités. Intermédiaire et interface entre la lumière intestinale et la circulation sanguine,
l’intestin exerce un rôle de filtre extrêmement important étant donné la contradiction des
deux tâches principales qui lui sont assignées. En effet, il est tout d’abord nécessaire à
l’absorption des nutriments donc à leur assimilation par l’organisme, mais il est également
essentiel pour la protection contre les agents pathogènes qu’il doit différencier des
10
« bonnes » bactéries. L’intestin joue donc un double rôle, c’est pourquoi la régulation de sa
perméabilité est fondamentale.
Étant donné le nombre conséquent de microorganismes directement en contact avec
l’intestin et les fluctuations dont ils peuvent être l’objet sous l’influence des nombreux
facteurs précédemment évoqués, l’homéostasie et les interactions entre bactéries et paroi
intestinale doivent être modulées sous peine d’affecter le système immunitaire programmé
en réponse aux agressions (Zhang and Luo 2015).
La muqueuse est la première barrière qui protège la translocation des bactéries vers la
circulation sanguine, et son épaisseur varie selon l’intestin proximal ou distal (Hansson and
Johansson 2010). Sécrétée par les cellules caliciformes et constituée de protéines hautement
glycosylées appelées mucines (MUC), la muqueuse constitue un milieu de choix pour les
bactéries en tant que source nutritionnelle, ce qui permet de confiner les agents pathogènes
dans sa couche externe (Etzold and Juge 2014). Les études ont montré l’influence
réciproque de la muqueuse envers le microbiote grâce aux modèles murins : la défectuosité
en MUC2 par exemple, mènerait à un débalancement du microbiote en faveur de
Clostridium difficile (Cobo et al. 2015), tandis que certaines populations bactériennes
protègeraient la muqueuse (Jakobsson et al. 2015).
La muqueuse est également l’un des sièges du système immunitaire par le biais des
structures lymphocytaires qui réagissent à l’intrusion d’agents pathogènes. La formation et
le développement du tissu lymphatique secondaire intestinal tel que les plaques de Peyer
dépendent également de l’acquisition du microbiote (Van Praet et al. 2015), tandis que
l’activation de certains récepteurs PRR (pattern recognition receptor) comme les NOD
(nucleotide-binding oligomerization domain) ou les TLR (Toll-like receptors) par les
bactéries engendrent une réponse immunitaire innée par le biais de cytokines ou
chemokines (Sommer and Bäckhed 2013) qui peuvent être à la fois pro- ou anti-
inflammatoires.
De plus, l’épithélium intestinal en tant que tel constitue lui aussi une barrière
discriminative, notamment grâce aux jonctions serrées intercellulaires, qui ne laisse passer
que certaines molécules comme les nutriments, tout en freinant le passage des pathogènes.
11
La découverte de la zonuline, capable de moduler la perméabilité intestinale, a notamment
permis de comprendre une partie du fonctionnement de la fonction protectrice de l’intestin
et son rôle dans les dysfonctionnements métaboliques (Fasano 2011).
La relation qu’entretient la flore microbienne avec ces différents facteurs implique donc
qu’un équilibre soit constamment maintenu pour assurer l’homéostasie des fonctions. La
modification de cet équilibre ou une dysbiose des populations microbiennes pourraient
ainsi entraîner un dysfonctionnement pouvant affecter non seulement le métabolisme
général, mais également les fonctions cérébrales, intestinales et osseuses, sans compter
toutes les maladies qui en découlent (Figure 5).
Figure 5 : Impact du microbiote sur la physiologie de l'hôte. Figure tirée de la revue
de Sommer et al (Sommer and Bäckhed 2013).
2.6. Les interactions entre microbiote et alimentation
Au vu de la liaison étroite qui existe entre le microbiote et l’intestin, il est logique de
conclure à des interactions entre ces deux entités et l’alimentation qui se retrouvent en
contact direct. La nourriture ingérée est à la fois source de nutriments pour l’hôte grâce à la
translocation des nutriments par la barrière intestinale, mais elle l’est aussi pour le
12
microbiote qui lui-même pourvoit également à ses besoins au travers du mucus. Tout ce qui
passe donc par le tractus digestif, y compris antibiotiques, pré- et probiotiques, est à même
de modifier les populations intestinales et d’induire ou non une dysbiose avec des
répercussions sur l’organisme (Hawrelak and Myers 2004). Zhang et al ont ainsi estimé que
60% de la variation totale des populations microbiennes pourrait être expliquée par le
changement de régime alimentaire, alors que 10% sont attribués à la variation génétique
propre à l’hôte (ZHANG, 2010).
Pour montrer par exemple l’importance de la muqueuse intestinale et l’influence que peut
avoir l’alimentation, Chassaing et al ont testé divers émulsifiants sur la perméabilité
intestinale et ont découvert un effet négatif flagrant de ces composés sur l’épaisseur du
mucus et la translocation des bactéries (Figure 6).
Figure 6 : Impact de divers émulsifiants (CMC : carboxymethylcellulose ; P80 :
polysorbate-80) sur la muqueuse intestinale. (Chassaing et al. 2015).
Aussi, de nombreux aliments sont testés sur le microbiote intestinal qui devient une cible
potentielle dans le traitement contre certaines maladies et notamment l’obésité et le diabète.
Fibres (Peng et al. 2013), polyphénols (Anhê et al. 2015) et acides gras oméga-3 (Yu et al.
2014) ne sont que des exemples de facteurs potentiels et d’aliments fonctionnels (Gul,
Singh, and Jabeen 2015), sans compter les bactéries lactiques ou les processus de
transformation comme la fermentation (Van Hylckama Vlieg et al. 2011).
13
Avec la notion de microbiote intestinal a émergé l’idée que puisque de « bonnes » bactéries
logeaient dans notre intestin, en rajouter dans notre diète pourrait induire des effets
bénéfiques, d’où la notion de probiotiques. Les premiers probiotiques sont nés avec la
compréhension que les microorganismes du lait et du yaourt (Lactobacillus delbreuckii
subsp. bulgaricus et Streptococcus thermophilus) semblaient induire des effets bénéfiques
(Anukam 2007). Un probiotique est considéré comme tel lorsqu’il s’agit d’un
microorganisme vivant qui confère un effet santé à l’hôte quand il est administré en
quantité adéquate selon l’Organisation des Nations Unies pour l'Alimentation et
l'Agriculture (FAO) (FAO/OMS 2001). Depuis, de nombreuses souches sont testées pour
leur potentiel probiotique, mais les plus intéressantes médicalement parlant se sont
principalement limitées aux Lactobacilles (Simeoli et al. 2015) et Bifidobactéries (Urita et
al. 2015). Pourtant, une nouvelle génération de probiotiques est en train de voir le jour avec
Faecalibacterium prausnitzii, Akkermansia muciniphila, Bacteroides uniformis et les
groupes Clostridia IV, XIVa et XVIII (Patel and DuPont 2015).
La notion de flore intestinale est aussi accompagnée par le concept de prébiotiques,
substrats des probiotiques et microorganismes intestinaux, parmi lesquels on trouve par
exemple les galacto-oligosaccharides (GOS) et les dérivés de l’inuline comme les fructo-
oligosaccharides (FOS) (Laparra and Sanz 2010). Roberfroid établit en 2007 l’une des
définitions les plus complètes à partir de trois critères : un prébiotique doit donc être
résistant à l’acidité gastrique et à l’hydrolyse enzymatique des mammifères, être fermenté
par le microbiote intestinal et stimuler la croissance ou l’activité des bactéries intestinales
qui contribuent à la santé et au bien-être de l’hôte (Roberfroid 2007). L’absence d’une
définition internationale est palliée en 2008 lorsque la FAO les décrit comme étant des
« composés alimentaires non viables qui confèrent un bénéfice sur la santé à l’hôte, associé
à la modulation du microbiote ».
Le microbiote exerce donc de nombreuses fonctions physiologiques qui influencent la
nutrition et la santé de l’hôte. Parmi ces fonctions figure la fermentation, qui joue un rôle
prépondérant dans la production de métabolites à partir des substrats à sa disposition. La
fermentation se fait principalement dans le colon, lequel arbore la majorité des colonies
14
bactériennes (Slavin 2013). En effet, il est propice au développement bactérien grâce à son
pH adéquat, à la lenteur du transit et à la biodisponibilité des nutriments. La flore
microbienne excelle à transformer les éléments qui échapperaient à la digestion de l’intestin
grêle. De par sa richesse en gènes impliqués dans le catabolisme des hydrates de carbone, le
microbiote est particulièrement apte à dégrader les hydrates de carbone complexes tels que
les composants des membranes végétales et l’amidon résistant (Qin et al. 2010, El Kaoutari
et al. 2013).
Les produits de la fermentation sont principalement des acides gras à chaîne courte
(AGCC), mais le processus engendre également certains gaz (dioxyde de carbone, méthane
et hydrogène) dont la majorité est recyclée par les bactéries elles-mêmes (Nakamura et al.
2010), ainsi que de l’éthanol (Figure 4), des vitamines (K2, B12), des neurotransmetteurs
(acide γ- aminobutyrique-GABA-) ou d’autres molécules actives (polysaccharide A -PSA-,
acide conjugué linoléique -CLA-) (Van Hylckama Vlieg et al. 2011).
Figure 7 : Cascade de dégradation des polysaccharides et de la fermentation par le
microbiote intestinal humain (Bernalier-Donadille 2010).
Les acides gras à chaîne courte sont les produits issus de la fermentation les plus
importants, en particulier les acides butyrique, acétique et propionique (Cummings et al.
1987). Tandis que l’acétate et le propionate sont réabsorbés par la veine portale et
15
métabolisés par le foie en tant que source énergétique, le butyrate est rapidement absorbé
par l’hôte et constitue la source énergétique majeure des colonocytes (Thibault et al. 2010).
Étant donné que l’on a estimé que les AGCC produits par fermentation bactérienne
représentaient 10% de l’apport énergétique issu de l’alimentation, la science les a impliqués
dans le métabolisme énergétique. De plus, ils sont également engagés dans des mécanismes
de protection de la muqueuse intestinale (en particulier en ce qui concerne le butyrate), et
anti-inflammatoires par interaction avec les récepteurs couplés aux protéines G (GPR) ou
récepteur des acides gras libres (FFAR) (Lin et al. 2012).
3. Les acides gras oméga-3
3.1. Description, apports et sources
Les oméga-3 (n-3) sont des acides gras polyinsaturés à chaîne longue (AGPL), que l’on
qualifie d’essentiels (Flock, Harris, and Kris-Etherton 2013). En effet, incapables de
synthétiser ces composants par eux-mêmes, les mammifères doivent impérativement
subvenir à leurs besoins en acides gras oméga-3 par voie exogène, c’est-à-dire via
l’alimentation. Détenteurs d’une double liaison en position C3 à partir de l’extrémité
méthylée de la molécule, les acides gras oméga-3 sont reconnus pour être des composants
fondamentaux des membranes biologiques, sans compter les multiples effets bénéfiques sur
la santé qui leur sont attribués.
Le phytoplancton constitue la source naturelle majeure d’acides gras oméga-3 et se trouve à
la base de la chaîne alimentaire marine (Flachs, Rossmeisl, and Kopecky 2014). L’être
humain trouve donc son apport en acides gras oméga-3 principalement dans les poissons
gras (saumon, maquereau, hareng), mais également dans des sources végétales telles que
les noix, ainsi que dans les graines et huiles issues de certaines plantes comme le lin, le
colza ou le soja (Deckelbaum and Torrejon 2012).
Les apports moyens d’acides gras oméga-3 au sein de la population ont été jugés
insuffisants en 2002 (Trumbo et al. 2002). Malgré les recommandations de divers
16
organismes tels que l’Association Américaine du Cœur ou le Guide Alimentaire Canadien
(deux portions de 75 à 100g de poisson cuit par semaine) (Association 2015, Canada
2011b), seuls des Apports Suffisants pour l’acide α-linolénique qui oscillent entre 0.5g/j
pour le nourrisson et 1.6g/j pour un homme adulte en passant par la femme enceinte (1.1g/j)
ont pour l’instant été déterminés (Canada 2010). Ainsi, l’encadrement des acides gras
oméga-3 et notamment des acides eicosapentaénoïque et docosahexaénoïque par des
Apports Nutritionnels de Référence n’a pas encore été défini et demande à l’être (Flock,
Harris, and Kris-Etherton 2013).
De nos jours, de nombreux produits sont enrichis en acides gras oméga-3 (œufs, matières
grasses, produits laitiers etc.), sans compter tous les suppléments alimentaires,
nutraceutiques et aliments fonctionnels (Gul, Singh, and Jabeen 2015) élaborés par les
industries, dont l’impact réel concernant notre apport en ces acides gras est plus ou moins
controversé. Cependant, la science fait face à une limitation relative des sources d’acides
gras oméga-3 et à certains problèmes environnementaux. En effet, la trop grande
exploitation des ressources maritimes entraîne le développement de l’aquaculture, et donc
l’augmentation de la nourriture que l’on donne aux poissons d’élevage, elle-même élaborée
à partir de chair et d’huile de poisson (Tocher 2009), ce qui ne constitue pas une solution
viable. De plus, la pollution des eaux (e.g. méthylmercure) devient de plus en plus
préoccupante concernant la qualité du poisson et leur répercussion sur la santé humaine
(Racine and Deckelbaum 2007, Hong et al. 2015). Les scientifiques se tournent donc vers
de nouvelles sources et de nouveaux moyens de produire des acides gras oméga-3, comme
l’huile d’algue (Salem and Eggersdorfer 2015, Maki et al. 2014) ou la modification
génétique de certaines levures (Lipomyces starkeyi) (Salunke et al. 2015) ou plantes
(Camelina sativa) (Betancor et al. 2015).
3.2. Biodisponibilité
La biodisponibilité des acides gras oméga-3 est influencée par de nombreux paramètres et
devrait être prise en compte dans toutes les études qui impliquent ces AGPL pour mieux
appréhender les divergences au niveau des résultats (Cicero, Morbini, and Borghi 2015).
17
Bien évidemment, la source est importante (krill, poisson ou source végétale), mais la
forme galénique (viande, huile, poudre) (Köhler et al. 2015, Sanguansri et al. 2015) et la
forme chimique des acides gras oméga-3 peuvent également influencer leur
biodisponibilité. En effet, les études montrent globalement que l’assimilation des acides
gras oméga-3 libres et phospholipidiques est supérieure à celle des oméga-3 sous forme de
triacylglycérols (Rossmeisl et al. 2012, Ghasemifard, Turchini, and Sinclair 2014), même si
les triglycérides ré estérifiés ont eux-mêmes montré une meilleure biodisponibilité que les
esters éthyliques. L’effet matrice doit également être considéré et serait en mesure
d’améliorer l’assimilation des acides gras oméga-3 au niveau de l’organisme, notamment
lorsque ces derniers sont ingérés avec un repas riche en gras comparativement à un régime
faible en gras (Schuchardt and Hahn 2013).
Browning et al. ont également établi l’importance de la structure du traitement en testant
différents types d’échelonnage. Ils ont ainsi démontré qu’au bout d’un traitement de 12
mois, les acides gras oméga-3 administrés quotidiennement étaient mieux absorbés au
niveau des plaquettes et cellules mononuclées par rapport aux oméga-3 administrés une
seule fois par semaine (Browning et al. 2014).
Enfin, la biodisponibilité des oméga-3 dépend également du patrimoine génétique propre à
l’individu tel que les polymorphismes (Cormier et al. 2014) qui influent également sur leur
assimilation et sur la réponse induite par l’organisme vis-à-vis de certaines maladies
(Madden et al. 2011). Selon Harris et al, le tiers de la variabilité connue de l’index oméga-3
serait due aux facteurs génétiques (Harris et al. 2012).
3.3. Ratio n-3 : n-6
Les oméga-3 font en premier lieu référence à l’acide α-linolénique (ALA, 18:3 n-3),
précurseur à partir duquel sont notamment issus l’acide eicosapentaénoïque (EPA, 20:5 n-
3) et l’acide docosahexaénoïque (DHA, 22:6 n-3) dont les propriétés sont actuellement les
plus étudiées. Cependant, les enzymes responsables des réactions d’élongation et de
désaturation nécessaires à la synthèse de l’EPA et du DHA à partir de l’ALA sont
également mobilisées par la cascade de réactions menant à la synthèse des oméga-6 comme
18
l’acide arachidonique (AA, 20 : 4 n-6) issu de l’acide linoléïque (AL, 18 : 2, n-6), tel
qu’illustré à la Figure 8 (Simopoulos 2014). Ainsi, un contenu élevé en LA dans la diète
entraînera la diminution de la synthèse d’EPA et DHA, de la même manière qu’un contenu
élevé en ALA diminuera la synthèse d’AA. De plus, l’ajout direct d’EPA et DHA est
préférable à l’ajout d’ALA car leur synthèse à partir de leur précurseur est relativement
lente (Flachs, Rossmeisl, and Kopecky 2014).
Figure 8 : Désaturation et élongation des acides gras oméga-3 et oméga-6. Les
enzymes désaturases Δ5 et Δ6 sont encodées respectivement par FADS2 et FADS1.
Figure tirée du rapport Bellagio (Simopoulos 2014).
Les oméga-3 et oméga-6 sont deux classes d’acides gras polyinsaturés et se distinguent
métaboliquement et physiologiquement. De plus, leurs propriétés diffèrent : tandis que les
acides gras oméga-6 et leurs dérivés métaboliques tendent à être pro-inflammatoires et
induisent la prolifération du tissu adipeux, les acides gras oméga-3 et leurs dérivés ont un
effet protecteur (Simopoulos 2006, Li, Li, et al. 2014).
Ainsi, la stabilité d’un ratio n-6 : n-3, souvent exprimé sous la forme AA/EPA au sein des
tissus est essentielle pour maintenir l’équilibre des fonctions métaboliques. Cependant, ce
ratio a augmenté au fil de l’évolution dans les sociétés occidentales, passant de 1:1 à 16:1
19
(Simopoulos 2014), quand l’Agence Française de Sécurité Sanitaire des Aliments a fixé
une recommandation de 5:1 pour ce ratio en 2002 (AFSSA 2002). Ce déséquilibre est
principalement dû à l’enrichissement de la diète en oméga-6 (maïs, huile de carthame etc.)
et occasionne un certain nombre de désordres métaboliques, d’où l’importance de
consommer des oméga-3 pour rétablir le ratio n-6 : n-3.
3.4. Oméga-3 et inflammation
Ces dernières années, de multiples effets bénéfiques ont été attribués aux oméga-3
concernant les maladies cardiovasculaires (Jain, Aggarwal, and Zhang 2015), les
déficiences cognitives (Muldoon et al. 2014), les cancers (Biondo et al. 2008) ou encore
l’athérosclérose (Chang and Deckelbaum 2013). Si les mécanismes moléculaires relatifs à
ces effets font toujours l’objet de nombreuses études et controverses, les chercheurs sont
néanmoins unanimes quant aux effets anti-inflammatoires des oméga-3 qui pourraient être
la réponse à un grand nombre d’interrogations. En effet, l’inflammation est impliquée dans
une majorité de disfonctionnements métaboliques qui pourraient être prévenus voire
renversés par la réponse anti-inflammatoire induite par les oméga-3.
La découverte des eicosanoïdes et de leur synthèse à partir des acides gras polyinsaturés qui
valut le prix Nobel à Bergstrom, Samuelsson et Vane en 1982 (Samuelsson 1983) marque
véritablement l’avènement de l’intérêt envers les acides gras polyinsaturés. Dans un
premier temps sont d’abord découverts les eicosanoïdes issus des oméga-6 :
prostaglandines (PGE), leucotriènes (LTB) et lipoxines sont rapidement révélées et
caractérisées (Samuelsson et al. 1987). Tandis que les produits d’oxydation issus des
oméga-6 tendent à être pro-inflammatoires (LTB4, PGE2), la différence de structure des
eicosanoïdes issus des oméga-3 les prédispose moins à cet effet (Calder 2015). Le groupe
de Serhan découvre ensuite grâce à une expérience faisant intervenir l’aspirine une nouvelle
famille de molécules issues des oméga-3, qu’il nomme résolvines pour leur action anti-
inflammatoire au niveau de la phase de résolution inflammatoire (Serhan et al. 2002).
Depuis lors, les mécanismes des médiateurs lipidiques dans le cadre de l’inflammation au
20
sein des membranes biologiques ont été l’objet de nombreuses investigations (Calder
2008).
L’acide eicosapentaénoïque est notamment le précurseur des résolvines de série E, dont la
synthèse se fait par la voie de la cyclooxygénase ou du cytochrome P450 et peut être
déclenchée par la présence d’acide acétylsalicylique (aspirine). Selon les réactions de
peroxydation ou d’époxydation, on obtient les résolvines de série E1 ou E2 (Figure 2).
De la même manière, les actions enzymatiques de différentes lipoxigénases,
cyclooxygénase et cytochrome P450 à partir de l’acide docosahexaénoïque mènent à la
synthèse de nombreux médiateurs lipidiques tels que des résolvines de série D (D1 à D4),
des marésines (marésine 1) ou encore des protectines (PD1, PDX) (Calder 2015, Browning
et al. 2014).
La découverte de ces nombreux métabolites impliqués dans les mécanismes anti-
inflammatoires ouvre donc la voie à la résolution de certains désordres métaboliques. En
empêchant par exemple la migration des neutrophiles vers les sites de l’inflammation ou en
inhibant la production d’eicosanoïdes, ces médiateurs lipidiques nouvellement mis à jour
pourraient être d’un grand secours dans la résolution des maladies inflammatoires telles que
les maladies cérébrales (Alzheimer) ou métaboliques (athérosclérose, diabète) (Serhan and
Petasis 2011) (Figure 9).
21
Figure 9 : Réponse inflammatoire induite par une infection microbienne et
l'implication de médiateurs lipidiques (Serhan and Petasis 2011).
3.5. Les acides gras oméga-3 et les maladies cardiovasculaires
Parmi toutes les affections dont la résolution est associée aux acides gras oméga-3, les
maladies cardiovasculaires occupent une place prépondérante, d’autant plus que leur lien
avec l’obésité est étroit. En effet, depuis les travaux des Danois Bang et Dyerberg dans les
années 1970 (Bang, Dyerberg, and Nielsen 1971), de très nombreuses études se sont
consacrées à l’influence de ces acides gras polyinsaturés sur ces maladies. Ces derniers
avaient en effet publié une série de travaux sur la diminution de la prévalence de ces
maladies au sein de la population inuite due à leur régime alimentaire basé sur la graisse
animale marine. Depuis une quarantaine d’années, une multitude d’études se sont
construites sur cette base qui présente pourtant certaines lacunes méthodologiques (Fodor et
al. 2014).
En dépit de la remise en question des premières études sur les Inuits, les effets préventifs
des acides gras oméga-3 sur les maladies cardiovasculaires ont été par la suite approuvés
(Wen et al. 2008) et s’appuient sur de grandes études comme DART (Burr et al. 1989),
22
JELIS (Yokoyama et al. 2007) ou GISSI-HF (2007). De plus, l’étude GOCADAN montre
l’association entre un index oméga-3 élevé et la diminution de la fréquence cardiaque
(Ebbesson et al. 2010). L’index oméga-3 est exprimé par la somme de l’EPA et du DHA
par rapport au total des acides gras au niveau des membranes cellulaires érythrocytaires, et
est fréquemment utilisé pour refléter les acides gras oméga-3 cardiaques même s’il n’est
pas valable dans toutes les situations (Harris et al. 2004, Aarsetoey et al. 2009). Pourtant,
malgré les nombreuses années à étudier les acides gras oméga-3, les méta-analyses
cliniques récentes peinent à faire ressortir leurs effets bénéfiques (Rizos et al. 2012, Wen,
Dai, and Gao 2014, Chowdhury et al. 2014) et nombre de leurs propriétés, comme dans le
cas de la prévention de la mort cardiaque subite, demeurent vagues.
Les études peu nombreuses à ce sujet tendent à associer la consommation d’acides gras
oméga-3 avec la diminution du risque de mort subite, mais d’autres analyses doivent être
menées (Albert et al. 2002, Streppel et al. 2008, Friedman et al. 2013). De plus, l’arythmie
cardiaque et la fibrillation auriculaire sont corrélées avec le risque de mort cardiaque mais il
existe un débat sur l’efficacité des acides gras oméga-3 à améliorer les désordres à ce
niveau (Volpe 2012). Si les effets anti-arythmiques de ces AGPL énoncés par d’anciennes
études (Leaf et al. 2003, Mozaffarian et al. 2004, Richardson, Iaizzo, and Xiao 2011)
viennent renforcer l’hypothèse de prévention contre certaines maladies cardiovasculaires et
positionner les acides gras oméga-3 comme médications potentielles pour la prévention de
la mort subite et des phénomènes associés, (Savelieva and Camm 2008), certaines études
récentes tendent à démontrer le contraire (Darghosian et al. 2015, Saravanan, Calder, and
Davidson 2015).
4. Obésité, oméga-3 et microbiote intestinal
4.1. Obésité et microbiote
Bäckhed et al suggèrent en 2004 l’implication du microbiote au niveau du métabolisme
énergétique de son hôte. Après avoir conventionnalisé des souris axéniques par un
microbiote normal, les auteurs observent chez ces souris une augmentation de 60% de la
23
masse totale adipeuse alors que la prise alimentaire diminue chez ces animaux. De plus,
cette conventionnalisation s’accompagne d’une augmentation des triglycérides hépatiques
(plus de deux fois celui des souris sans germe), ainsi qu’une élévation significative de deux
enzymes clés dans la biosynthèse des acides gras de novo par le foie : Acc1 (Acétyl-CoA
Carboxylase) et Fas (Fatty Acid Synthase). La production de ces enzymes serait
potentiellement stimulée via l’augmentation de l’expression de ChREBP (Carbohydrate
Response Element Binding Protein) et de SREBP-1 (Sterol Response Element Binding
Protein 1) dans une moindre mesure, suite à la dégradation de polysaccharides par la flore
intestinale (Bäckhed et al. 2004). Enfin, l’hypertrophie des adipocytes induite par le
microbiote serait également induite par l’augmentation de l’expression de la lipoprotéine
lipase (LPL) via l’inhibition de Fiaf (angiopoietin-like protein 4).
En 2007, Bäckhed et al apportent des éléments nouveaux, selon lesquels les souris
axéniques seraient protégées contre l’obésité et l’accumulation du stockage lipidique grâce
à des niveaux de Fiaf élevés, ce qui induit une augmentation de l’expression de PGC1
(peroxisomal proliferatoractivated receptor coactivator) d’une part, et l’augmentation de
l’activité de l’AMPK (AMP-activated protein kinase) de l’autre (Bäckhed et al. 2007).
Par la suite, de nombreuses études s’attellent à étudier le microbiote intestinal, notamment
dans un contexte d’obésité. Il est ainsi notamment révélé que le microbiote spécifique d’un
obèse a une plus grande capacité d’absorption énergétique à partir du bol alimentaire, en
lien avec la balance énergétique positive (Turnbaugh et al. 2006), sans compter que ses
effets sont transmissibles. En effet, la colonisation de souris axéniques par le microbiote de
souris obèses induit également le développement de l’obésité chez ces animaux, montrant
ainsi le lien entre la flore intestinale et le métabolisme lipidique.
Le microbiote intestinal et la répartition des grands phyla qui le constituent peuvent donc
être spécifiques à chaque condition. La flore microbienne en situation d’obésité se
caractérise par une augmentation des Firmicutes et une diminution des Bacteroidetes (Ley
et al. 2005). Cet état s’accompagne également d’une atteinte de la barrière intestinale et de
ses jonctions serrées, ce qui engendre le passage de certaines molécules comme la
lipopolysaccharide (LPS) qui se retrouve dans la circulation sanguine et provoque
24
l’inflammation liée à l’obésité et à la résistance à l’insuline (Cani et al. 2007). Cela est donc
aussi valable pour la stéatose hépatique non alcoolique (Harte et al. 2010), qui est
également caractérisée par la prolifération bactérienne de l’intestin grêle (Ferolla et al.
2014). Les études ont montré le rôle important que jouent les populations microbiennes
dans ce contexte, capables de moduler l’endotoxémie selon la nature des souches
représentées (Cani et al. 2008).
Il a été démontré que l’inflammation dans le cadre de l’obésité et plus particulièrement de
la NAFLD pouvait être induite via l’activation des récepteurs TLR par le microbiote
intestinal (Miura and Ohnishi 2014). Les TLRs 2, 4 et 5 en particulier seraient en mesure de
reconnaître la LPS et de déclencher la cascade signalétique inflammatoire en partie
responsable de l’évolution de la NAFLD vers la NASH. En 2010, Musso et al. ont envisagé
les mécanismes liés au microbiote et responsables de l’apparition de désordres
métaboliques liés à l’obésité (Musso, Gambino, and Cassader 2010) (Figure 10).
Enfin, une étude récente portant sur la comparaison des diètes africaines (riche en
polysaccharides végétaux) et occidentale (riche en gras et faible en fibres) chez des enfants
montre les différences profondes qu’il existe entre les populations consommant ces deux
types de diète. Tandis que les Entérobactéries (Shigella, Escherichia) sont sous-
représentées chez les enfants africains, ceux-ci bénéficient d’une plus grande présence des
genres Prevotella et Xylanibacter, ce qui est également corrélé avec une concentration plus
importante d’acides gras à chaîne courte, comparé aux enfants européens (De Filippo et al.
2010). Fait intéressant, une étude de cohorte en Europe et en Chine montre que les patients
avec un diabète de type 2 avaient majoritairement une diminution de l’abondance des
bactéries productrices de butyrate (Qin et al. 2012, Karlsson et al. 2013).
25
Figure 10 : Mécanismes proposés par Musso et al (2010) des effets du microbiote
intestinal sur le métabolisme de l'hôte et les processus anti-inflammatoires. LPL :
lipoprotein lipase; CLA, conjugated linoleic acid; ChREBP, carbohydrate-responsive
element-binding protein; SREBP-1c, sterol-responsive element-binding protein-1c;
FIAF, fasting-induced adipose factor; PGC1-a, peroxisomal proliferator-activated
receptor coactivator-1a; LPS, lipopolysaccharide; TLR-4, toll-like receptor 4.
Les acides gras à chaîne courte ont fréquemment été associés à l’amélioration de la
sensibilité à l’insuline, de la tolérance au glucose, de la distribution du tissu adipeux et du
contenu lipidique hépatique via une modulation des hormones intestinales comme GLP1
(Glucagon-Like Peptide 1) ou PYY (Peptide YY) (Gao et al. 2009, Lin et al. 2012,
Chambers et al. 2014). Par l’intermédiaire des récepteurs FFAR2/GPR43 et FFAR/GPR41
majoritairement, la flore intestinale est donc capable d’agir sur les métabolismes glucidique
et lipidique grâce à la production d’acides gras à chaîne courte, ce qui a été démontré grâce
au modèle axénique (Maslowski et al. 2009, Kimura et al. 2011, Kimura et al. 2013).
Certaines bactéries récemment découvertes ont montré un rôle positif dans la prévention et
même la réversibilité de l’obésité, telles que Faecalibacterium prausnitzii chez l’humain
aux propriétés anti-inflammatoires (Miquel et al. 2015) ou encore Akkermansia
26
muciniphila. L’administration de cette dernière bactérie, dont le taux est diminué dans le
cadre de l’obésité, a permis de renverser et d’améliorer les désordres métaboliques induits
par une diète riche en gras, à savoir le gain de poids, l’endotoxémie métabolique,
l’inflammation du tissu adipeux et la résistance à l’insuline (Everard et al. 2013).
L’influence des bactéries pourrait également être bénéfique grâce à l’administration
d’autres probiotiques qui pourraient remédier à ces pathologies. On peut citer par exemple
VSL#3, dont les propriétés de prévention envers les disfonctionnements hépatiques ont été
établies et s’exercent via la modulation de l’expression de récepteurs nucléaires et PPARγ
(peroxisome proliferator-activated receptor γ ) entre autres (Mencarelli et al. 2012).
70% de l’apport sanguin au foie est apporté par la veine porte, elle-même reliée à l’intestin.
Avec la notion d’interaction entre l’intestin, ses populations bactériennes et le foie, on parle
de plus en plus de nos jours de l’axe intestin-foie (Compare et al. 2012, Visschers et al.
2013), qui pourrait même se prolonger jusqu’au cerveau (De Vadder et al. 2014).
4.2. Obésité et oméga-3
Malgré les nombreuses études portées sur le sujet, l’impact des acides gras oméga-3 sur
l’homéostasie du glucose et la sensibilité à l’insuline demeure incertain, étant donné la
variabilité des résultats, mais aussi les variations inter-espèces et la difficulté d’extrapoler
le modèle murin au modèle humain. Dans le modèle animal, les effets bénéfiques
globalement acceptés par la communauté scientifique sont l’amélioration de la sensibilité à
l’insuline hépatique, associée à une réduction de l’accumulation hépatique des
diacylglycérols, la diminution du dépôt des triglycérides dans des tissus variés sensibles à
l’insuline et la diminution de l’inflammation de bas grade au niveau du tissu adipeux blanc,
potentiellement grâce à la modulation des hormones incrétines (GLP1). Cependant, la
situation est plus complexe pour l’humain à cause de paramètres influents comme le stade
de la maladie et sa progression, ou encore l’âge des sujets (Flachs, Rossmeisl, and Kopecky
2014).
En revanche, les deux modèles bénéficient d’effets des oméga-3 plus connus, à savoir la
prévention voire la normalisation de l’hypertriglycéridémie ainsi que l’amélioration de
27
l’inflammation systémique de faible grade et de l’inflammation tissulaire, ce qui nous
intéresse particulièrement dans ce modèle.
Les mécanismes majeurs associés avec les effets des acides gras oméga-3 sur le foie
incluent tout d’abord l’activation de PPARα, qui induit l’augmentation de l’oxydation des
acides gras par les peroxysomes et les mitochondries (Zúñiga et al. 2011).
Ces acides gras peuvent également diminuer l’expression du gène de SREPB1 qui mène à
l’inhibition de l’expression des gènes lipogéniques et à la diminution de la formation des
acides gras, triglycérides et VLDL (Very Low Density Lipoprotein) (Takeuchi et al. 2010).
Plus précisément, les acides gras oméga-3 induisent la suppression de la production de
l’apolipoprotéine B (apoB) hépatique des VLDLs, ce qui engendre la diminution de la
production des triglycérides et l’augmentation de l’oxydation mitochondriale. Les acides
gras oméga-3 peuvent ensuite stimuler l’agrégation de l’apolipoprotéine B qui sera oxydée
au niveau de l’appareil de Golgi. De plus, à ce stade le DHA possède une caractéristique
supplémentaire par rapport aux acides gras oméga-3, car il est le seul à induire un
processus d’autophagie dirigé contre l’apolipoprotéine B100 (Pan et al. 2008).
L’activation de l’AMPK peut également se faire par le biais des acides gras oméga-3 et
module les facteurs de transcription PPARα et SREBP1 dans le foie et le tissu adipeux.
Cela stimule par conséquent l’oxydation des lipides, et module les métabolismes glucidique
(amélioration de la sensibilité à l’insuline) et lipidique ainsi que l’inflammation,
probablement via un mécanisme impliquant l’adiponectine (Jelenik et al. 2010), ce qui peut
potentiellement réduire le risque de progression de la NAFLD vers la NASH.
Les acides gras oméga-3 ont également un rôle dans l’inflammation et provoquent
l’élévation de la production des médiateurs lipidiques anti-inflammatoires dérivés des
oméga-3 (résolvines E1, D1, protectine D1) qui protègent les hépatocytes contre le stress
oxydatif et la dégradation de l’ADN en cas de lésions nécroinflammatoires du foie (Rius et
al. 2012).
Ils sont également à même de modifier la composition des membranes lipidiques en
interagissant avec les phospholipides cavéolaires, ce qui améliore la signalisation et
l’apoptose, et inhibe l’activité de la sphingomyélinase impliquée dans le stress cellulaire,
28
induisant la diminution de l’activité pro-inflammatoire des cytokines TNF-α et IL-1β (Ma
et al. 2004).
Finalement, les acides gras oméga-3 sont impliqués au niveau du métabolisme du
cholestérol dans le cadre de la NAFLD via FXR (Farnesoid X receptor), activé par la
stimulation de la synthèse des acides biliaires primaires et leur excrétion par le foie (Kim et
al. 2012).
Figure 11 : Synthèse des effets potentiels des acides gras oméga-3 au niveau du foie et
du tissu adipeux pour améliorer la stéatose hépatique non alcoolique (Scorletti and
Byrne 2013).
Pour résumer, les acides gras oméga-3 à longue chaîne peuvent intervenir au niveau du foie
et du tissu adipeux dans le but de remédier à la stéatose hépatique non alcoolique. Dans le
foie, les acides gras oméga-3 régulent le métabolisme des lipides hépatiques en augmentant
l’oxydation des acides gras et en inhibant l’activité de SREBP1c et ChREBP qui stimulent
la lipogénèse hépatique de novo. Dans le tissu adipeux, ils ont un potentiel anti-
inflammatoire et inhibent le recrutement et l’activation des macrophages et diminuent la
libération des acides gras, ainsi que la sécrétion d’adipokines et cytokines. Ils stimulent
finalement l’expression de CYP7A1 (cholesterol 7 alpha-hydroxylase), ce qui a pour effet
de stimuler la synthèse et l’excrétion des acides biliaires (Figure 11).
29
4.3. Microbiote et oméga-3
La littérature concernant le lien entre le microbiote et les acides gras oméga-3 n’est pas à
l’heure actuelle suffisamment développée, et de nombreuses recherches sont encore à
mener.
Comme nous l’avons vu précédemment, le microbiote intestinal est plus riche en gènes
impliqués dans le métabolisme des glucides complexes que dans celui des lipides (Qin et al.
2010). Pourtant, certaines interactions des acides gras polyinsaturés avec le microbiote et
certains probiotiques ont été rapportées, ce qui pourrait influer sur le rôle des deux entités.
Il existe ainsi une interaction entre les PUFAs et Lactobacillus in vitro (Kankaanpää et al.
2001, Kankaanpää et al. 2004). L’administration de PUFAs dans un modèle porcin
influencerait positivement l’adhésion de Lactobacillus à la muqueuse jéjunale, tandis que
Lactobacillus lui-même serait en mesure de moduler l’absorption intestinale des PUFAs
(Bomba et al. 2003). De plus, l’administration d’acides gras oméga-3 dans un modèle
murin a également montré une amélioration des fonctions intestinales qui pourraient être
détériorées (Koppelmann et al. 2013, Myles et al. 2014).
Myles et al. ont démontré en 2014 que l’administration d’une dose élevée d’acides gras
oméga-3 à des souris génitrices affecte le microbiote de leur progéniture en entraînant la
diminution modeste de la réponse inflammatoire dans des modèles d’allergie et d’infection.
Cela suggère ainsi que les propriétés anti-inflammatoires de ces acides gras pourraient
perdurer de génération en génération après l’exposition aux acides gras oméga-3,
potentiellement à travers l’héritage du microbiote (Myles et al. 2014).
Dans un modèle de souris placées sous diète riche ou pauvre en gras, l’administration
d’acides gras oméga-3 permettrait de moduler le microbiote de manière à augmenter les
populations de Bacteroidetes, et diminuer les Firmicutes, en particulier les espèces des
Firmicutes Helicobacter, bacterium clone WD2_aaf07d12 (GenBank: EU511712.1),
Clostridiales bacterium, Sphingomonadales bacterium et Pseudomonas (Yu et al. 2014). De
plus, l’apport de ces acides gras oméga-3 permettait également de prévenir la prise de poids
30
ainsi que l’augmentation de la LPS plasmatique de la veine portale induite par la diète riche
en gras (Cao et al. 2014).
Liu et al. ont également montré en 2012 que même si l’administration d’acides gras oméga-
3 ne prévient pas totalement le changement des populations microbiennes et en particulier
la diminution des Bacteroidetes chez des souris nourries avec une diète riche en gras (-
10%), leur effet est plus efficace que les acides gras oméga-6 (-12%) ou les acides gras
saturés (-28%).
Le taux plasmatique sérique d’acides gras oméga-3 semble être associé négativement avec
la résistance à l’insuline, et se trouve significativement réduit chez des patients diabétiques
et sujets à la NAFLD (Lou et al. 2014). De plus, l’addition d’acides gras oméga-3 dans le
lait de vache donné à des enfants de 10 mois a montré un changement au niveau des
populations bactériennes (Nielsen et al. 2007).
Enfin, le lien entre le microbiote intestinal et l’apport en acides gras oméga-3 par
l’alimentation semble être conforté par l’étude de Druart et al., qui suggère grâce au modèle
de souris sans germe que le microbiote intestinal est capable de synthétiser des métabolites
dérivés des acides oméga-3 alimentaires, sans pour autant qu’il y ait une modification de
leur concentration tissulaire (Druart et al. 2015).
31
5. Mise en contexte et but de l’étude
L’étude décrite dans ce manuscrit a été inspirée de travaux effectués dans notre laboratoire.
En effet, White et al. ont démontré que la présence d’acides gras oméga-3 et leurs dérivés
dans les tissus amélioraient la résistance à l’insuline et l’inflammation chronique liées à
l’obésité via la modulation des molécules iNOS (Inducible nitric oxide synthase) et JNK (c-
Jun N-terminal kinase) au niveau du muscle et du foie (White et al. 2010). Afin de cibler
plus spécifiquement les effets des acides gras oméga-3 sans introduire de biais potentiels
induits par l’alimentation, notre groupe a utilisé le modèle transgénique murin fat-1 (Kang
et al. 2004) permettant aux animaux d’exprimer la désaturase relative aux acides gras
oméga-3. La possession de ce gène, qui induit chez les souris une transformation des
oméga-6 alimentaires en oméga-3 tissulaires par addition d’une double liaison, engendrait
également un ratio final tissulaire n-6 : n-3 de 1 : 1 au lieu de 50 : 1. Néanmoins, les
résultats de cette étude n’ont pas permis d’observer une réduction des triglycérides
hépatiques grâce à la présence endogène de ces acides gras oméga-3, qui a pourtant déjà été
documentée et qui aurait un rôle dans la lutte contre la stéatose hépatique non alcoolique
(Popescu et al. 2013).
Nous avons donc soumis l’idée que cette divergence dans les résultats provienne de la
source de ces PUFAs, puisque les acides gras oméga-3 issus du modèle fat-1 sont produits
de manière endogène et non pas apportés grâce à l’alimentation. Au vu de la littérature
précédemment revue et en considérant les liens étroits entre NAFLD, acides gras oméga-3
et flore intestinale, nous avons ainsi émis l’hypothèse que pour induire certains effets
bénéfiques, les oméga-3 doivent impérativement transiter par le tube digestif, et
potentiellement entrer en contact avec le microbiote en impliquant par conséquent l’axe
intestin-foie. Pour vérifier cette hypothèse, nous avons mis en place l’étude suivante, qui
reprend le modèle fat-1 tout en introduisant de nouveaux modèles murins également placés
sous diète obésogène, pour lesquels l’administration des acides gras oméga-3 s’est faite par
gavage. Plusieurs phénotypes déterminés par leur source d’oméga-3 (endogènes ou
exogènes) ont été mis en place afin d’étudier l’implication de la voie alimentaire
comparativement à la production endogène de ces PUFAs.
33
Chapitre II – Implication de l’axe intestin- foie dans les
effets bénéfiques attribués aux acides gras oméga-3 dans
un modèle d’obésité murin : rôle potentiel du microbiote
Noëmie Daniel1, 2, Mélanie Le Barz1, 2, Geneviève Pilon1, 2, Emile Levy3, André Marette1, 2
1. Centre de Recherche de l’Institut Universitaire de Cardiologie et de Pneumologie, Québec (Québec),
Canada
2. Institut sur la Nutrition et les Aliments Fonctionnels, Université Laval, Québec (Québec), Canada
3. Centre Hospitalier Universitaire Sainte-Justine, Montréal (Québec), Canada
La soumission de cet article est prévue à la fin de l’année 2015 dans le journal Gut :
Journal of the British Society of Gastroenterology dès que les résultats portant sur la
métagénomique seront disponibles et viendront finaliser la version présentée ici.
35
RESUME
Objectif : Déterminer l’importance et l’implication du l’axe intestin-foie dans les effets
bénéfiques attribués aux acides gras oméga-3 alimentaires vis-à-vis des désordres
métaboliques associés à l’obésité.
Méthode : Nous avons utilisé le modèle murin détenteur du gène de la désaturase fat-1 n-3,
lequel permet la transformation endogène des acides gras polyinsaturés oméga-6
alimentaires en acides gras polyinsaturés oméga-3, de sorte que le ratio tissulaire ω6 :ω3
atteint 1 :1 sans avoir à inclure les oméga-3 dans la diète. Ainsi, les acides gras oméga-3 ne
sont pas directement mis en contact avec le microbiote. Des souris mâles C57BL/6 des
deux génotypes sauvage et fat-1, âgées de 8 semaines ont été placées sous diète faible ou
riche en gras. Pendant 12 semaines, une dose de 2.5µL/g d’oméga-6 ou oméga-3 leur a été
administrée quotidiennement par gavage. Le gain de poids ainsi que la prise alimentaire ont
été mesurés deux fois par semaine. Des tests de sensibilité à l’insuline et de tolérance au
glucose ont été effectués.
Résultats : Sans modifier l’apport énergétique, les acides gras oméga-3 alimentaires
préviennent la prise de poids induite par la diète obésogène alors que seule une tendance
pour cet effet fut observée dans le modèle fat-1. Cet effet était associé à la diminution du
tissu adipeux viscéral uniquement chez les souris recevant les acides gras oméga-3 par
gavage. De plus, les acides grasoméga-3 d’origine alimentaire uniquement furent en mesure
de prévenir l’accumulation des triglycérides hépatiques et de provoquer une augmentation
marquée du contenu caecal. Enfin, seuls les acides gras oméga-3 synthétisés au niveau des
tissus ont eu un impact sur la tolérance au glucose et une tendance à améliorer la sensibilité
à l’insuline.
Conclusion : Ces résultats démontrent que certains des effets bénéfiques attribués aux
acides gras oméga-3, notamment l’impact sur l’accumulation de lipides hépatiques, ne
peuvent être observés que si ces acides gras passent par la voie orale et donc via l’intestin.
Étant donné que l’écosystème bactérien n’est pas altéré par l’expression du gène fat-1 dans
notre modèle, nos résultats suggèrent donc potentiellement un rôle clé du microbiote
intestinal dans les effets des acides gras oméga-3 alimentaires, particulièrement via l’axe
intestin-foie.
36
37
EVIDENCE FOR THE IMPLICATION OF A GUT-LIVER AXIS IN THE
BENECIAL EFFECTS OF DIETARY OMEGA-3 FATTY ACIDS IN A
MOUSE MODEL OF OBESITY: POTENTIAL ROLE OF THE GUT
MICROBIOTA
Noëmie Daniel1, 2, Mélanie Le Barz1, 2, Geneviève Pilon1, 2, Emile Levy3, André Marette1, 2
1. Centre de Recherche de l’Institut Universitaire de Cardiologie et de Pneumologie,
Québec (Québec), Canada
2. Institut sur la Nutrition et les Aliments Fonctionnels, Université Laval, Québec
(Québec), Canada
3. Centre Hospitalier Universitaire Sainte-Justine, Montréal (Québec), Canada
Address for correspondence:
André Marette, PhD
Chair in Pathogenesis of Insulin Resistance and Cardiovascular Diseases
Director, research team on diabetes cardiovascular complications of IRSC
Professor, Faculty of Medicine, Laval University, Quebec.
Cardiology, Quebec Heart and Lung Institute
Laval Hospital, Marguerite d'Youville Pavilion, Y4340
Ste-Foy, Québec, Canada, G1V 4G5
Tel : (418) 656-8711 (ext. 3781)
Fax : (418) 656-4749
Email: [email protected]
39
ABSTRACT
Objective : Determine the significance and the involvement of gut-liver axis in the
beneficial effects attributed to dietary omega-3 (n-3) fatty acids on obesity-linked metabolic
disorders.
Methods : We used the murine model holder of fat-1 n-3 desaturase gene, which induce
endogenous omega-3 polyunsaturated fatty acids synthesis from dietary omega-6
polyunsaturated fatty acids, so that ω6:ω3 tissue ratio reaches 1:1 without adding omega-3
in the diet. Thus, n-3 fatty acids are not directly in contact with microbiota .Eight-week-old
male mice of the wild-type and fat-1 genotypes were fed by high fat (HF) or low fat (LF)
diet. During 12 weeks, an omega-6 or omega-3 dose of 2.5µl/g was daily administrated by
gavage. Body weight gain and food intake were measured twice a week. Insulin sensitivity
and glucose tolerance tests were performed.
Results : Without modifying food intake, dietary omega- prevented body weight gain
induced by HF diet whereas only a trend was observed in fat-1 mice. This improvement
could be associated to the decrease of visceral adipose tissue, only reduced in mice
receiving omega-3 by gavage. Moreover, dietary n-3 fatty acids induced a strong decrease
of hepatic triglyceride accumulation, and a marked increase of caecal content unlike to
omega-3 produced endogenously. Finally, only omega-3 fatty acids synthetized in tissues
have an impact on glucose intolerance and a trend to improve insulin sensitivity.
Conclusion : These results attest that certain beneficial effects attributed to omega-3 fatty
acids, particularly the impact on hepatic triglycerides accumulation, need their passage by
oral route, thus through the intestine to be observed. Considering that the bacterial
ecosystem is not altered by fat-1 gene expression in our model, our results suggest also a
key role of intestinal microbiota in dietary omega-3 effects, particularly on gut-liver axis.
40
INTRODUCTION
Literature abounds of evidence suggesting the beneficial effects of n-3 fatty acid
consumption. Mainly found in nuts and seeds, fatty fish and vegetable oil (Deckelbaum and
Torrejon 2012), these polyunsaturated fatty acids (PUFAs) are renowned for their favorable
effects on a wide range of diseases. They have been suggested to play a role on central
nervous system development and protect against cognitive deficits and depression (Delpech
et al. 2015, Deacon et al. 2015). Furthermore, n-3 fatty acid have also been associated to a
positive effect on non-communicable disease prevention, such as cardiovascular diseases,
cancers (Li 2015), dyslipidemia and non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD).
Nevertheless, their role against obesity protection and insulin resistance is still unclear.
Previous work from our laboratory using the fat-1 transgenic mouse model has been
undertaken to delineate the beneficial roles of n-3 fatty acids in a diet-inducing obesity
model (White et al. 2010). These mice have been genetically engineered to ubiquitously
express the fat-1 n-3 fatty acid desaturase from Caenorhabditis elegans roundworm. This
enzyme, non-existent in mammals, efficiently converts endogenous n-6 to n-3 essential
fatty acids by addition of a double bond such that, in fat-1 mice fed a diet extremely rich in
n-6 and deficient in n-3, the tissue n-6:n-3 ratio is ∼1:1 compared with ∼50:1 in wild-type
animals (Kang et al. 2004). The fat-1 transgenic mouse therefore represents the ideal model
to study the effects of n-3 fatty acids in an environment that is not confronted by dietary
issues. We reported that fat-1 transgenic mice were totally protected against obesity-linked
visceral inflammation and partially against glucose intolerance (White et al. 2010).
However, glucose intolerance was only partially reversed and there was no improvement of
white adipose tissue mass or body weight gain with a similar food intake. Even more
startling, liver triglycerides accumulation was not prevented by the endogenous n-3 fatty
acid endogenous action. Yet, numerous studies proved that omega-3 improve non-alcoholic
fatty liver disease status (2013, Kim et al. 2014, Lou et al. 2014), influencing the stage of
the illness by modifying expression of certain gene (Arendt 2015).
41
Various studies have shown that high fat diet will induce dysbiosis of the intestinal
microbial populations (Cotillard et al. 2013, Turnbaugh et al. 2006). These perturbations
have also been linked to liver triglyceride accumulation under high fat diet (Fan and Cao
2013). Given that 70% of the hepatic blood supply comes from the portal vein which is
itself connected to the intestine, it can, indeed, be expected that microbiota plays a key role
in lipid metabolism through the existence of a gut-liver axis (Compare et al. 2012). On the
other hand, fish oil rich in omega-3 fatty acid has been reported to impact the intestinal
microbiota (Liu et al. 2012, Yu et al. 2014).
Considering these studies showing a protective effect of omega-3 fatty acids against fatty
liver development using dietary provide omega-3 fatty acids, our unexpected result in the
liver might have been due to the endogenous nature or omega-3 fatty acids in the fat-1
model which do not transit through the digestive tract, and have no contact with the gut
microbiota.
Indeed, dietary omega-3 fatty acids will interact in contact with the intestinal microbiota
whereas endogenous omega-3 issued from fat-1 will not.
Thus, our hypothesis is that the interaction between omega-3 fatty acids from the diet
acting on the microbiota is essential for these polyunsaturated fatty acids to provide
beneficial effects.
MATERIALS AND METHODS
Animals
Fat-1 mice and their wild-type littermates were bred at the Quebec Heart and Lung
Institute. Spread one per cage at seven-week-old, animals were housed in a controlled
environment (12h light-dark cycles, lights off at 18h) with free access to food and water.
Mice were randomly assigned to one of the six groups of 11 to 13 animals. Wild-type and
fat-1 mice were fed either with LF (TD 120651, Harlan, 10% fat) or HF diet (TD 93075,
Harlan, 55% fat), and treated with daily gavage with either n-6 or n-3 fatty acids (2.5µL/g
42
body weight) for 12 weeks. Doing so, we obtained six different groups differentiated by
their n-3 fatty acid concentration in tissues and whether or not omega-3 fatty acid interacted
with the microbiota by the gavage process or were produced endogenously by the fat-1
gene. Since the desaturase activity of the fat-1 gene is very efficient (Kang et al. 2004), we
estimated that the ω6:ω3 ratio in the fat-1 (~1:1) mice would be equivalent in the two HF
fat-1 mice groups receiving or not exogenous omega-3 fatty acid.
Figure 1: Mice phenotypes depending on their diet, supplementation by gavage and
genotype. Omega-3 source, nature of each phenotype was detailed as well as their
ω6:ω3 ratio and microbiota involvement.
Body weight gain and food intake were measured twice a week and faeces were harvested
at weeks 0, 1, 2, 4, 8, and 12 for eventual metagenomics analysis. Mice were sacrificed
after 12 weeks of treatment by cardiac puncture following isoflurane anesthetic. Blood was
WT
LF ω6
Fat-1
LF ω6 WT
HF ω6
Fat-1
HF ω6 WT
HF ω3
Fat-1
HF ω3
Omega-3 presence
ω3
nature
ω6:ω3
ratio
Endogenous Exogenous
Endogenous
+
Exogenous - - Endogenous
Potential
Microbiota
involvement
- - - - yes yes
50:1 50:1 <50:1 1:1 1:1 1:1
ω3
source - Fat-1 gene - Fat-1 gene Diet
Fat-1 gene
+
Diet
43
collected and all tissue were excised and immediately frozen in liquid nitrogen (muscles,
liver, adipose tissues, pancreas and heart). After carefully removed and weighed caecum
aseptically, all intestinal sections were separated and immediately frozen or preserved in
4% paraformaldéhyde. Moreover, sections of liver and epididymal adipose tissue were also
harvested for histology and retained in 4% paraformaldehyde. This study was approved by
the Animal Care and Handling Committee of Laval University.
Polyunsaturated fatty acid supplementation
Omega-3 fatty acid treatment was administrated as fish oil from Webber Naturals®
capsules. As specified by the supplier, omega (EPA+DHA) represented about 64% of the
content, 43% EPA (eicosapentaneoic acid, 20:5 n-3) and 21% DHA (docosahexaenoic acid,
22:6 n-3). Omega-6 fatty acid treatment was given with safflower oil containing about 74%
of these polyunsaturated fatty acids.
Omega-3 and omega-6 fatty acids supplementation represented 2.5% of high-fat-fed in
terms of kilocalories, and about 4.6% of diet lipids.
Genotyping
Genetic Fat-1 line used in this protocol was backcrossed from C57BL/6 mice generated by
Kang and al. laboratory. Genotyping by real-time PCR on DNA extracted from mice ear
was performed to identify hemizygous fat-1 mice (+/-) used in this protocol.
Glucose homeostasis
An intraperitoneal injection of insulin (0.65 UI/kg body weight) was performed after 6h
fasting at week 10 for Insulin Tolerance Test (ITT). Blood glucose concentrations were
measured with an Accu-Check glucometer (Bayer) at 0, 5, 10, 15, 20, and 30 min time
points. At the beginning of week 12, mice were fasted overnight and underwent an Oral
Glucose Tolerance Test (OGTT) by glucose gavage (1 g/kg body weight). Glucose
44
concentrations and blood samples (~30µL) for insulinaemia determination were performed
at 0, 15, 30, 60, 90 and 120 min.
Analytical methods
Hepatic triglycerides were extracted with a chloroform-methanol mixture and then
measured with a commercial kit based on enzymatic reactions (Randox Laboratories,
Crumlin, UK). Plasma insulin levels were determined using an ultrasensitive ELISA kit
(Alpco, Salem, USA). The HOMA-IR (Homeostasis Model Assessment of Insulin
Resistance) index was calculated according to the following formula: fasting insulinaemia
(μUI/mL) × fasting glycaemia (mM)/22.5.
Histology
After preservation in 4% paraformaldehyde, liver sections were embedded and mounted by
Laval Hospital Hepatology Service and an hematoxylin and eosin staining of liver was
performed.
Statistical analyses
Data are expressed as mean ± SEM (GraphPad, USA). Statistical analysis was performed
using two-way analysis of variance (ANOVA) with a post hoc Student-Newman-Keuls
multiple comparison method (SigmaPlot, USA). All results were considered statistically
different when p<0.05.
Declaration of interest
No author declared a conflict of interest.
45
RESULTS
Impact of omega-3 fatty acids on body weight gain, food intake and energy efficiency
As expected, HF diet induced higher weight gain as compared to LF diet fed mice
(p=0.002) regardless of the genotype (Fig.2 A and B). On the other hand, Fat-1 genotype
tended to decrease HF induced body weight gain as compared to wild-type genotype
(p=0.068 and p=0.047). Considering that ANOVA generated a significant genotype general
effect, it seems that endogenous beneficial effects are only effective in HF-fed mice but not
in LF-fed mice, which explain why we just have a genotype trend in the first graph.
Moreover, there was a significant general effect of omega-3 supplementation administrated
by gavage (p=0.026). Therefore, endogenous and exogenous omega-3 improved body
weight gain in HF-fed mice but the combination of both did not lead to additional effect.
HF-fed mice had a lower energy intake than LF-fed mice (p=0.006) (Fig.2). Nevertheless, it
did not affect the results since we detected a difference between the two diets with respect
to metabolic effects expected like body weight gain. Neither the genotype (p=0.434 and
p=0.104) or the PUFA treatments (p=0.552) were found to impact the caloric intake.
Fat-1 transgenic mice and endogenous omega-3 tended to improve energy efficiency
altered by HF diet (p<0.001) comparatively to their WT counterparts (p=0.077 and
p=0.068) (Fig.3). Moreover, we observed a significant effect of exogenous omega-3
administered by gavage (p=0.004). Interestingly, dietary and genetic omega-3 association
had a stronger impact on energy efficiency (p=0.027) than endogenous (p=0.319) and
exogenous (p=0.054) omega-3 separately.
46
Impact of omega-3 on pancreatic, cardiac and muscular tissue
No impact of the treatments or the genotype were observed on pancreatic and muscular
mass.
However, even if heart weight was not affected by the type of diet (p=0.107) or dietary
intake of omega-3 (p=0.71), it seems that fat-1 genotype and thus engogenous omega-3
tended to decrease its mass (data no shown) .
Impact of omega-3 on adipose tissue
HF diet significantly increased visceral (VAT) and subcutaneous (iWAT) white adipose
tissue development (p<0.001) . No effect of endogenous omega -3 production was observed
on these adipose tissues in the fat-1 genotype (p>0.05) (Fig.5). However, while
subcutaneous adipose tissue was not affected by omega-3 administration (p=0.294)
(Fig.5B), we noted a general effect of exogenous omega-3 administrated on the VAT
(p=0.011), and particularly in the case of transgenic mice (p=0.029) (Fig.5A).
As for energy efficiency, a combined use of genetic and dietary omega-3 is more efficient
on visceral adipose tissue reduction than the two separately. As they compose VAT,
epididymal and retroperitoneal white adipose tissues followed exactly the same trends
(appendix). By contrast, the presence of omega-3 in tissues or their administration by
gavage had no impact on iWAT (Fig. 5B).
The mass of brown adipose tissue (BAT) responsible for thermogenesis was not affected by
omega-3, neither from endogenous (p=0.246 and 0.134) or exogenous sources (p=0.212).
On the other hand, it was decreased in HF-fed mice compared to their LF-fed counterparts.
47
Impact of omega-3 on glucose homeostasis
Insulin and glucose tolerance tests were performed at 10 and 12 weeks of treatment
respectively.
Considering the area under of the glycemic curves during these tests, we did not observe
any improvement in response to omega-3 regardless of their sources. (Fig6, Fig8).
However, we observed lower insulin secretion in the fat-1 groups suplemented with
exogenous omega-3 during the glucose tolerance test, (figure 8). The Homeostasis Model
Assessment of Insulin Resistance (HOMA-IR) index was calculated by fasting
insulinaemia and glyceamia as described previously (Wallace, 2004) (Fig.7) according to
the Glucose Tolerance Test data. Higher HOMA-IR in HF-fed mice was improved in
transgenic animals (p=0.019 and p=0.034), while exogenous omega-3 supplementation was
not (p=0.398).
Impact of omega-3 on liver
The liver mass tended to increase in HF-fed animals as compared to their LF counterparts
(p=0.057) (Fig 10). Genetic endogenous omega-3 production in fat-1 mice was found to
counterbalance the liver weight gain induced by HF diet (p=0.009). Furthermore,
exogenous omega-3 supplementation was found to reduce HF diet-induced liver weight
gain (p<0.001) in wild-type mice (p<0.001). Interestingly, this omega-3 dietary effect was
not enough powerful in transgenic mice comparatively to their counterparts which received
omega-6 by gavage (p=0.06). So, endogenous and exogenous omega-3 had a positive
impact of liver weight, but we did not notice any synergy from the association of the two
sources of omega-3.
As previously observed by White and al., triglyceride liver accumulation induced by the HF
diet was not reduced in the fat-1 mice (p=0.856, p=0.166). However, exogenous omega-3
given by gavage totally blunted hepatic fat accumulation (p<0.001) (Fig. 11B). These
results are well supported by histological examination of liver sections (Fig. 12C and F).
Taken together, these results suggest that oral ingestion of omega-3 is necessary to reduce
liver triglyceride accumulation.
48
Impact of omega-3 on caecum
Caecum is an important intestinal bacterial fermentation site, and is therefore indicative of
microbiota activity. A heavier caecum suggests an increase of fecal production and a
greater fermentation activity, which was clearly influenced by the HF diet (p<0.001).
(Fig.14). Fat-1 genotype and thus endogenous omega-3 did not modify ceacum weight
(p=0.891 and p=0.7). However, exogenous omega-3 given by gavage were found to
significantly increase the weight of this organ independently of the genotype (p<0.001).
DISCUSSION AND CONCLUSION
Despite omega-3 saturation of tissues in transgenic mice, we observed only a trend for
these endogenous omega-3 to prevent body weight gain and energy efficiency damage
induced by HF diet. On the other hand, omega-3 given by gavage were more effective to
limit body weight gain despite no modulation of energy intake. This means that these
beneficial effects of omega-3 rely on the interaction between the fatty acids and the
intestine.
This limitation of body weight gain could be explained by a lower visceral adipose tissue in
mice receiving exogenous omega-3. Their great positive impact concerns only visceral
adiposity but they have to transit through the digestive tract and possibly undergo some
metabolic transformation to be truly effective.
However, even if we did not observe any effect on adipose tissue in fat-1 mice, this does
not mean that adipocytes were not affected, notably regarding tissue remodeling and gene
expression (White et al. 2015).
Genetic and dietary omega-3 are both implicated in the prevention of liver weight increased
by HF diet. However, results showed a big difference between endogenous and exogenous
omega-3 effects are on hepatic fat accumulation. As in our previous study, the presence of
omega-3 in tissues is not sufficient to have any impact whereas dietary omega-3 induce a
strong decrease on triglycerides accumulation, supporting the widespread hypothesis that
this PUFA supplementation improve hepatic steatosis (Bargut et al. 2014).
49
This finding is the main clue which highlights the potential role of another player in the
omega-3 mechanism of action, and specifically microbiota. Indeed, dietary omega-3
passing through the intestinal tract encounter this ecosystem and this contact could modify
microbial populations and produce some metabolite derivatives from omega-3, for
eventually modulating health status (Kasubuchi et al. 2015). Moreover, recent studies
linked changes of microbial flora to non-alcoholic fatty liver disease (Aron-Wisnewsky et
al. 2013). As a matter of fact, inflammation induced by a high fat diet causes an intestinal
dysbiosis, leading to an increase of intestinal permeability and LPS and bacterial
translocation (Gangarapu et al. 2014). Finally, this could increase lipogenesis and strongly
disturb immune system and anti-inflammatory mechanisms promoting NAFLD (Shen,
Gaskins, and McIntosh 2014). In light of these studies, microbiota could therefore be
involved in some benefits assigned to omega-3 PUFAs and particularly non-alcoholic fatty
liver disease via the gut-liver axis (Visschers et al. 2013).
Ceacal content fluctuation is indicative of bacterial activity, particularly microbial
fermentation which can influence health status through some metabolites production.
Majority of end fermentative products have positive effects (Bernalier-Donadille 2010),
especially as regards the short chain fatty acids (acetate, butyrate, propionate) whose
metabolic, intestinal and immune benefits have been proposed (van Hylckama Vlieg et al.
2011). Omega-3 synthetized in tissue have no contact with microbial flora and did not
modify fermentation activity, which can explain why we did not notice any variation
concerning the caecum of HF-fed transgenic mice. In contrast, omega-3 administrated by
gavage followed intestinal tract and strongly increased fermentative activity of bacteria
which was revealed by the caecum weight.
While endogenous omega-3 did affect glucose and insulin tolerance, HOMA-IR index
showed a trend to be improved in fat-1 mice. We also observed a reduction of insulin
secretion during the glucose tolerance test also suggesting improved insulin sensitivity.
This shows that endogenous omega-3 were more efficient then exogenous source on insulin
resistance. This is potentially due to the dose effect considering ω6:ω3 tissue ratio and
internal mechanism.
50
It has already been suggested that dietary omega-3 fatty acids improve insulin resistance in
rodents even if results are more controversial in humans (Flachs, Rossmeisl, and Kopecky
2014). It may also be possible that an effect on insulin sensibility needs a certain amount of
omega-3 to be observable. Therefore, since we did not observe any improvement of glucose
metabolism with dietary omega-3, this could be due to the choice of the fish oil dose we
chose. How exactly these PUFAs interact with microbial populations is actually
ambiguous, but this interaction could have an influence on lipid metabolism via gut-liver
axis. Nonetheless, omega-3 would have a general effect on inflammation implicated in
several mechanisms, whether in intestinal barrier by PPAR-γ pathway (Shen, Gaskins, and
McIntosh 2014), or in tissues by resolvins or protectins like PDX (White and Marette
2014). Thus, all these factors combined could protect or even reverse some obesity-linked
disorders, and microbiota could be involved in health benefits attributed to omega-3 fatty
acids.
51
REFERENCES
Arendt, B. 2015. Altered hepatic gene expression in non-alcoholic fatty liver disease is
associated with lower hepatic n-3 and n-6 polyunsaturated fatty acids. Hepatology.
Aron-Wisnewsky, J., B. Gaborit, A. Dutour, and K. Clement. 2013. "Gut microbiota and
non-alcoholic fatty liver disease: new insights." Clin Microbiol Infect 19 (4):338-
48. doi: 10.1111/1469-0691.12140.
Bargut, T. C., E. D. Frantz, C. A. Mandarim-de-Lacerda, and M. B. Aguila. 2014. "Effects
of a diet rich in n-3 polyunsaturated fatty acids on hepatic lipogenesis and beta-
oxidation in mice." Lipids 49 (5):431-44. doi: 10.1007/s11745-014-3892-9.
Bernalier-Donadille, A. 2010. "[Fermentative metabolism by the human gut microbiota]."
Gastroenterol Clin Biol 34 Suppl 1:S16-22. doi: 10.1016/S0399-8320(10)70016-6.
Compare, D., P. Coccoli, A. Rocco, O. M. Nardone, S. De Maria, M. Cartenì, and G.
Nardone. 2012. "Gut--liver axis: the impact of gut microbiota on non alcoholic fatty
liver disease." Nutr Metab Cardiovasc Dis 22 (6):471-6. doi:
10.1016/j.numecd.2012.02.007.
Cotillard, A., S. P. Kennedy, L. C. Kong, E. Prifti, N. Pons, E. Le Chatelier, M. Almeida,
B. Quinquis, F. Levenez, N. Galleron, S. Gougis, S. Rizkalla, J. M. Batto, P.
Renault, J. Doré, J. D. Zucker, K. Clément, S. D. Ehrlich, and ANR MicroObes
consortium. 2013. "Dietary intervention impact on gut microbial gene richness."
Nature 500 (7464):585-8. doi: 10.1038/nature12480.
Deacon, G., C. Kettle, D. Hayes, C. Dennis, and J. Tucci. 2015. "Omega 3 Polyunsaturated
Fatty Acids and the Treatment of Depression." Crit Rev Food Sci Nutr:0. doi:
10.1080/10408398.2013.876959.
Deckelbaum, R. J., and C. Torrejon. 2012. "The omega-3 fatty acid nutritional landscape:
health benefits and sources." J Nutr 142 (3):587S-591S. doi:
10.3945/jn.111.148080.
Delpech, J. C., C. Madore, C. Joffre, A. Aubert, J. X. Kang, A. Nadjar, and S. Layé. 2015.
"Transgenic increase in n-3/n-6 fatty acid ratio protects against cognitive deficits
induced by an immune challenge through decrease of neuroinflammation."
Neuropsychopharmacology 40 (3):525-36. doi: 10.1038/npp.2014.196.
Fan, J. G., and H. X. Cao. 2013. "Role of diet and nutritional management in non-alcoholic
fatty liver disease." J Gastroenterol Hepatol 28 Suppl 4:81-7. doi:
10.1111/jgh.12244.
Flachs, P., M. Rossmeisl, and J. Kopecky. 2014. "The effect of n-3 fatty acids on glucose
homeostasis and insulin sensitivity." Physiol Res 63 Suppl 1:S93-118.
Gangarapu, V., K. Yıldız, A. T. Ince, and B. Baysal. 2014. "Role of gut microbiota: obesity
and NAFLD." Turk J Gastroenterol 25 (2):133-40. doi: 10.5152/tjg.2014.7886.
Kang, J. X., J. Wang, L. Wu, and Z. B. Kang. 2004. "Transgenic mice: fat-1 mice convert
n-6 to n-3 fatty acids." Nature 427 (6974):504. doi: 10.1038/427504a.
Kasubuchi, M., S. Hasegawa, T. Hiramatsu, A. Ichimura, and I. Kimura. 2015. "Dietary gut
microbial metabolites, short-chain fatty acids, and host metabolic regulation."
Nutrients 7 (4):2839-49. doi: 10.3390/nu7042839.
Kim, J. K., K. S. Lee, D. K. Lee, S. Y. Lee, H. Y. Chang, J. Choi, and J. I. Lee. 2014.
"Omega-3 polyunsaturated fatty acid and ursodeoxycholic acid have an additive
52
effect in attenuating diet-induced nonalcoholic steatohepatitis in mice." Exp Mol
Med 46:e127. doi: 10.1038/emm.2014.90.
Lamaziere, A., C. Wolf, U. Barbe, P. Bausero, and F. Visioli. 2013. "Lipidomics of hepatic
lipogenesis inhibition by omega 3 fatty acids." Prostaglandins Leukot Essent Fatty
Acids 88 (2):149-54. doi: 10.1016/j.plefa.2012.12.001.
Li, D. 2015. "Omega-3 polyunsaturated fatty acids and non-communicable diseases: meta-
analysis based systematic review." Asia Pac J Clin Nutr 24 (1):10-5.
Liu, T., H. Hougen, A. C. Vollmer, and S. M. Hiebert. 2012. "Gut bacteria profiles of Mus
musculus at the phylum and family levels are influenced by saturation of dietary
fatty acids." Anaerobe 18 (3):331-7. doi: 10.1016/j.anaerobe.2012.02.004.
Lou, D. J., Q. Q. Zhu, X. W. Si, L. L. Guan, Q. Y. You, Z. M. Yu, A. Z. Zhang, and D. Li.
2014. "Serum phospholipid omega-3 polyunsaturated fatty acids and insulin
resistance in type 2 diabetes mellitus and non-alcoholic fatty liver disease." J
Diabetes Complications 28 (5):711-4. doi: 10.1016/j.jdiacomp.2014.04.008.
Shen, W., H. R. Gaskins, and M. K. McIntosh. 2014. "Influence of dietary fat on intestinal
microbes, inflammation, barrier function and metabolic outcomes." J Nutr Biochem
25 (3):270-80. doi: 10.1016/j.jnutbio.2013.09.009.
Turnbaugh, P. J., R. E. Ley, M. A. Mahowald, V. Magrini, E. R. Mardis, and J. I. Gordon.
2006. "An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy
harvest." Nature 444 (7122):1027-31. doi: 10.1038/nature05414.
Van Hylckama Vlieg, J. E., P. Veiga, C. Zhang, M. Derrien, and L. Zhao. 2011. "Impact of
microbial transformation of food on health - from fermented foods to fermentation
in the gastro-intestinal tract." Curr Opin Biotechnol 22 (2):211-9. doi:
10.1016/j.copbio.2010.12.004.
Visschers, R. G., M. D. Luyer, F. G. Schaap, S. W. Olde Damink, and P. B. Soeters. 2013.
"The gut-liver axis." Curr Opin Clin Nutr Metab Care 16 (5):576-81. doi:
10.1097/MCO.0b013e32836410a4.
White, P. J., M. Arita, R. Taguchi, J. X. Kang, and A. Marette. 2010. "Transgenic
restoration of long-chain n-3 fatty acids in insulin target tissues improves resolution
capacity and alleviates obesity-linked inflammation and insulin resistance in high-
fat-fed mice." Diabetes 59 (12):3066-73. doi: 10.2337/db10-0054.
White, P. J., and A. Marette. 2014. "Potential role of omega-3-derived resolution mediators
in metabolic inflammation." Immunol Cell Biol 92 (4):324-30. doi:
10.1038/icb.2013.112.
White, P. J., P. L. Mitchell, M. Schwab, J. Trottier, J. X. Kang, O. Barbier, and A. Marette.
2015. "Transgenic ω-3 PUFA enrichment alters morphology and gene expression
profile in adipose tissue of obese mice: Potential role for protectins." Metabolism
64 (6):666-76. doi: 10.1016/j.metabol.2015.01.017.
Yu, H. N., J. Zhu, W. S. Pan, S. R. Shen, W. G. Shan, and U. N. Das. 2014. "Effects of fish
oil with a high content of n-3 polyunsaturated fatty acids on mouse gut microbiota."
Arch Med Res 45 (3):195-202. doi: 10.1016/j.arcmed.2014.03.008.
53
Figure 1 : Effect of omega-3 on body weight gain. (A) Changes in weight gain over the
12 weeks of treatment ; (B) Total body weight gain and corresponding two-way
ANOVA statistical tests. n = 9- 13.
Body weight LF-HF
0 20 40 60 8020
25
30
35
40
LF 6Fat-1 LF 6HF 6Fat-1 HF 6
Time (day)
Body w
eig
ht (g
)
Body weight 6-3
0 20 40 60 8020
25
30
35
40
HF 6Fat-1 HF 6HF 3Fat-1 HF 3
Time (day)
Body w
eig
ht (g
)
Body weight gain LF-HF
6
LF
6
Fat-1 LF
6
HF
6
Fat-1 HF
0
5
10
15
Body weight gain 6-3
6
HF
6
Fat-1 HF
3
HF
3
Fat-1 HF
0
5
10
15
ANOVA (p-values)
Diet 0.002
Within WT 0.023
Within Fat-1 0.03
Genotype 0.068
Within LF 0.160
Within HF 0.225
Diet x genotype 0.917
ANOVA (p-values)
Genotype 0.047
Within ω6 0.204
Within ω3 0.112
Supplementation 0.026
Within WT 0.113
Within Fat-1 0.108
Genotype x sup. 0.879
A
B
54
Figure 2 : Effect of omega-3 on food intake. (A) Changes in food intake over the 12
weeks of treatment ; (B) Total food intake and corresponding two-way ANOVA
statistical tests. n = 9-13.
ANOVA (p-values)
Diet 0.006
Within WT 0.160
Within Fat-1 0.013
Genotype 0.434
Within LF 0.889
Within HF 0.225
Diet x genotype 0.33
ANOVA (p-values)
Genotype 0.104
Within ω6 -
Within ω3 -
Supplementation 0.552
Within WT -
Within Fat-1 -
Genotype x sup. 0.763
A
B
55
Figure 3: Effect of omega-3 on energy efficiency. n = 9-13.
ANOVA (p-values)
Diet <0.001
Within WT 0.002
Within Fat-1 0.001
Genotype 0.077
Within LF 0.114
Within HF 0.341
Diet x genotype 0.672
ANOVA (p-values)
Genotype 0.068
Within ω6 0.319
Within ω3 0.102
Supplementation 0.004
Within WT 0.054
Within Fat-1 0.027
Genotype x sup. 0.696
56
Figure 4: Impact on white adipose tissue. (A) Effect on visceral adipose tissue (VAT).
(B) Effect on inguinal -subcutaneous- adipose tissue (iWat)
ANOVA (p-values)
Diet <0.001
Within WT <0.001
Within Fat-1 <0.001
Genotype 0.424
Within LF 0.416
Within HF 0.743
Diet x genotype 0.742
ANOVA (p-values)
Genotype 0.252
Within ω6 0.752
Within ω3 0.179
Supplementation 0.011
Within WT 0.143
Within Fat-1 0.029
Genotype x sup. 0.492
ANOVA (p-values)
Diet <0.001
Within WT 0.025
Within Fat-1 0.003
Genotype 0.556
Within LF 0.311
Within HF 0.871
Diet x genotype 0.412
ANOVA (p-values)
Genotype 0.401
Within ω6 -
Within ω3 -
Supplementation 0.126
Within WT -
Within Fat-1 -
Genotype x sup. 0.294
A
B
57
Figure 5: Insulin tolerance test performed (ITT) after 6h fasting and an
intraperitoneal injection of insulin (0.65 UI/kg body weight) and corresponding Area
Under the Curve (AUC) with its two-way ANOVA statistical test. n=7-13.
ANOVA (p-values)
Diet 0.744
Within WT -
Within Fat-1 -
Genotype 0.849
Within LF -
Within HF -
Diet x genotype 0.297
ANOVA (p-values)
Genotype 0.477
Within ω6 -
Within ω3 -
Supplementation 0.978
Within WT -
Within Fat-1 -
Genotype x sup. 0.882
58
Figure 6: I. (A) Initial glycemia during ITT ; (B) Homeostasis Model Assessment of
Insulin Resistance index. n=7-13.
ANOVA (p-values)
Genotype 0.034
Within ω6 0.277
Within ω3 0.871
Supplementation 0.398
Within WT 0.064
Within Fat-1 0.251
Genotype x sup. 0.545
ANOVA (p-values)
Diet <0.001
Within WT 0.001
Within Fat-1 0.006
Genotype 0.019
Within LF 0.128
Within HF 0.066
Diet x genotype 0.8
A
59
Figure 7 : Effect of omega-3 on glucose tolerance. (A) Oral Glucose Tolerance Test
(OGTT) performed after 12h fasting and a dose of glucose administrated by gavage
(1 g/kg body weight). (B) Area under the curve for OGTT. n=9-13.
ANOVA (p-values)
Diet 0.194
Within WT -
Within Fat-1 -
Genotype 0.072
Within LF -
Within HF -
Diet x genotype 0.889
ANOVA (p-values)
Genotype 0.148
Within ω6 -
Within ω3 -
Supplementation 0.392
Within WT -
Within Fat-1 -
Genotype x sup. 0.673
A
B
60
Figure 8 : Insulin response during OGTT. Blood samples were collected at each point
during OGTT for insulinemia. n= 9-13.
ANOVA (p-values)
Diet 0.049
Within WT 0.025
Within Fat-1 0.523
Genotype 0.68
Within LF 0.642
Within HF 0.31
Diet x genotype 0.292
ANOVA (p-values)
Genotype 0.023
Within ω6 0.127
Within ω3 0.082
Supplementation 0.916
Within WT 0.976
Within Fat-1 0.909
Genotype x sup. 0.948
A
*
61
Figure 9: Omega-3 influence on liver weight. n=9-13.
ANOVA (p-values)
Diet 0.057
Within WT 0.107
Within Fat-1 0.253
Genotype 0.009
Within LF 0.079
Within HF 0.046
Diet x genotype 0.818
ANOVA (p-values)
Genotype 0.009
Within ω6 0.014
Within ω3 0.202
Supplementation <0.001
Within WT <0.001
Within Fat-1 0.06
Genotype x sup. 0.325
62
Figure 10 : Hepatic triglycerides assessment. n=9-13.
ANOVA (p-values)
Diet 0.002
Within WT 0.014
Within Fat-1 0.046
Genotype 0.358
Within LF 0.593
Within HF 0.444
Diet x genotype 0.856
ANOVA (p-values)
Genotype 0.166
Within ω6 0.390
Within ω3 0.263
Supplementation <0.001
Within WT <0.001
Within Fat-1 <0.001
Genotype x sup. 0.897
A
63
Figure 11 : Representative hematoxylin and eosin stained liver sections showing
accumulation of fat vesicles. n=9-13.
HF ω6 LF ω6 HF ω3
Fat-1 LF ω6 Fat-1 HF ω6 Fat-1 HF ω3
A B C
D E F
64
Figure 12 : Effect of exogenous omega-3 on caecum. n=9-13.
ANOVA (p-values)
Diet <0.001
Within WT 0.011
Within Fat-1 <0.001
Genotype 0.891
Within LF 0.452
Within HF 0.6
Diet x genotype 0.370
ANOVA (p-values)
Genotype 0.7
Within ω6 0.795
Within ω3 0.774
Supplementation <0.001
Within WT <0.001
Within Fat-1 <0.001
Genotype x sup. 1
65
ANNEXES
Figure 13: Impact on Visceral Adipose Tissue (VAT). (A) Epididymal Adipose Tissue
(eWAT). (B) Retroperitoneal Adipose Tissue (rpWAT).
ANOVA (p-values)
Diet <0.001
Within WT <0.001
Within Fat-1 <0.001
Genotype 0.469
Within LF 0.368
Within HF 0.89
Diet x genotype 0.598
ANOVA (p-values)
Genotype 0.367
Within ω6 0.895
Within ω3 0.237
Supplementation 0.017
Within WT 0.19
Within Fat-1 0.038
Genotype x sup. 0.478
ANOVA (p-values)
Diet <0.001
Within WT 0.002
Within Fat-1 0.017
Genotype 0.363
Within LF 0.662
Within HF 0.398
Diet x genotype 0.758
ANOVA (p-values)
Genotype 0.078
Within ω6 0.394
Within ω3 0.091
Supplementation 0.005
Within WT 0.076
Within Fat-1 0.024
Genotype x sup. 0.591
A
B
67
Chapitre III - Conclusion
Si les études suggèrent aujourd’hui une association étroite entre les acides gras oméga-3, la
flore intestinale et l’obésité et plus particulièrement la stéatose hépatique non-alcoolique
(Hartstra et al. 2015, Liu et al. 2012, Parker et al. 2012), les mécanismes exacts qui les
relient restent encore obscurs à ce jour. Les résultats divergents de la littérature lors de la
précédente étude effectuée avec des acides gras oméga-3 au sein du laboratoire nous ont
amené à explorer plus profondément cette association, et à supposer l’implication de
l’organe nouvellement découvert que l’on nomme microbiote intestinal.
Malgré les effets bénéfiques évidents des acides gras oméga-3 sur l’inflammation et la
sensibilité à l’insuline dans le modèle fat-1, lequel permet d’observer les effets de ces
acides gras polyinsaturés au niveau tissulaire, les résultats de la précédente étude ont suscité
des interrogations (White et al. 2010). L’inefficacité des acides gras oméga-3 endogènes à
améliorer l’accumulation des triglycérides hépatiques était assez notable pour que l’on
puisse présager l’intervention de la flore intestinale, premier contact avec l’alimentation au
niveau de l’intestin.
Dans le but de démontrer cette implication des microorganismes, notre étude fait intervenir
un modèle permettant d’étudier les effets des acides gras oméga-3 en relation avec le
microbiote intestinal. En réutilisant le gène fat-1 (Kang et al. 2004) dans un modèle murin
ou en administrant les acides gras oméga-3 par gavage, nous avons obtenu plusieurs
phénotypes définis par deux sources différentes d’oméga-3 et le passage ou non par la voie
alimentaire, impliquant potentiellement le microbiote dans le cadre de l’obésité.
Il en est finalement résulté des différences au sein des groupes, particulièrement au niveau
du gain de poids, du tissu adipeux viscéral et des triglycérides hépatiques. En effet, il
semble que la limitation du gain de poids que l’on attribue aux acides gras oméga-3 sans
qu’il y ait de variation au niveau de la prise alimentaire soit plutôt due à leur présence dans
la diète, plutôt qu’au sein des tissus chez des animaux soumis à une diète obésogène. Ceci
est également appuyé par l’amélioration de l’efficacité énergétique induite par les acides
gras oméga-3 alimentaires contrairement à ceux produits de manière endogène, et coïncide
68
avec la diminution du tissu adipeux viscéral seulement dans les groupes gavés aux acides
gras oméga-3.
Le principal résultat de notre étude concerne l’accumulation des triglycérides hépatiques
qui est influencée de manière flagrante par la source des oméga-3 utilisée. La présence de
ces acides gras au niveau tissulaire ne fut clairement pas suffisante pour protéger du
développement de la stéatose hépatique. En revanche, seule l’administration des acides gras
oméga-3 par gavage est parvenue à prévenir cette accumulation de lipides au foie.
En ce qui concerne le métabolisme glucidique, il semble que les effets des acides gras
oméga-3 alimentaires soient insuffisants comparativement à ceux que l’on observe pour les
acides gras oméga-3 endogènes, qui améliorent la sensibilité à l’insuline et la réponse
insulinémique en réponse à un apport de glucose. Cela peut en partie s’expliquer par le fait
que la dose administrée par gavage est moindre comparativement à la dose d’acides gras
oméga-3 endogènes que l’on retrouve dans les tissus grâce à la possession du gène fat-1.
En-dehors d’un effet dose potentiel, nous devons également considérer le fait que de
nombreux facteurs peuvent avoir un impact sur les acides gras oméga-3 qui passent par la
voie alimentaire, de la biodisponibilité de ces acides gras à leur forme chimique ou leur
source (Cicero, Morbini, and Borghi 2015, Schuchardt and Hahn 2013), sans compter
l’influence de la paroi intestinale et du microbiote (Yu et al. 2014).
Si notre étude établit donc que certains effets des acides gras oméga-3 ne peuvent être
effectifs que grâce à leur passage par la voie alimentaire, il est encore prématuré de
conclure à l’implication du microbiote. En effet, l’impact seul de la paroi intestinale et des
fonctions qui lui sont attribuées (dont la régulation de l’inflammation) pourrait
potentiellement agir sur les acides gras oméga-3 de manière à leur conférer les propriétés
précédemment décrites (Koppelmann et al. 2013). Pourtant, il existe trop de signes et
d’interactions entre la flore et la paroi intestinale pour ne pas suspecter l’implication de ces
microorganismes, d’autant plus qu’ils sont en première ligne lorsque le bol intestinal
transite par le tube digestif, et en particulier l’intestin. De plus, les résultats de notre étude
qui montrent l’impact des acides gras oméga-3 alimentaires (et non endogènes) sur le poids
du caecum nous amènent à penser qu’il existe une interaction potentielle entre ces acides
69
gras et le microbiote. Siège de la fermentation microbienne, le contenu du ceacum et son
poids sont en effet fortement influencés par les microorganismes intestinaux.
L’augmentation de la masse du caecum induite par les acides gras oméga-3 exogènes
pourrait par exemple stimuler la fermentation et la production de métabolites par certaines
souches bactériennes modulées par l’apport alimentaire en oméga-3. L’interaction entre les
acides gras oméga-3 et le microbiote pourrait également impliquer la modulation de
l’inflammation intestinale et expliquer certains effets bénéfiques. Cependant, tout cela reste
encore spéculatif à ce jour et des analyses de métagénomique seront nécessaires pour
démontrer l’impact des acides gras oméga-3 sur les populations bactériennes du microbiote.
Les prochaines analyses devraient venir renforcer l’association supposée entre acides gras
oméga-3 et microbiote dans le cadre de la stéatose hépatique non alcoolique. Auparavant, il
est en premier lieu essentiel de vérifier les ratios tissulaires oméga-6 : oméga-3. En effet,
les souris auxquelles on a administré des acides gras oméga-3 par voie alimentaire
devraient voir leur ratio oméga-6 : oméga-3 de 50 : 1 induit par la diète obésogène
s’améliorer. En revanche, le modèle fat-1 est censé induire uniformément un ratio tissulaire
de 1 : 1 dans les souris qui possèdent le gène. De cette façon et étant donné la compétitivité
des oméga-6 et oméga-3 pour les mêmes enzymes (Simopoulos 2014), nous avons supposé
que l’ajout d’une faible quantité d’acides gras oméga-3 via l’alimentation n’influencerait
pas le ratio final chez les souris dont les deux sources d’oméga-3 sont combinées.
Autrement dit, alors que les tissus des souris possédant le gène fat-1 sont saturés en oméga-
3 endogènes, l’ajout d’une quantité mineure d’acides gras oméga-3 exogènes ne devrait pas
modifier ce ratio, de sorte que les résultats observés précédemment ne soient pas dus à
l’administration d’une plus grande quantité totale d’acides gras oméga-3. Il est donc
intéressant et primordial de vérifier ces ratios au niveau tissulaire afin de confirmer nos
hypothèses, principalement en ce qui concerne le foie et le tissu adipeux viscéral dans
lesquels nous avons observé les résultats les plus marquants.
Les prochaines analyses devront ensuite être axées sur la stéatose hépatique non alcoolique
afin d’approfondir l’impact des acides gras oméga-3 alimentaires sur cette maladie, telles
que les enzymes hépatiques alanine aminotransférase (ALT) et aspartate aminotransférase
70
(AST). Les analyses inflammatoires au niveau du tissu adipeux mais également au niveau
de l’intestin ainsi que la production des acides gras à chaîne courte comme le butyrate
pourraient également nous éclairer et nous donner des indices sur les mécanismes
impliqués dans ce modèle. De plus, des analyses métagénomiques pour étudier l’impact des
acides gras oméga-3 sur les populations bactériennes sont en cours. La modulation des
phyla et particulièrement du ratio Firmicutes/Bacteroidetes (Ley et al. 2005) doit être
identifiée, sans compter certaines bactéries dont l’implication dans l’obésité a été
récemment démontrée, telles qu’Akkermansia muciniphila (Everard et al. 2013).
Cependant, toutes les analyses supplémentaires ne suffiront pas à établir un lien de cause à
effet du microbiote dans les effets bénéfiques sur la santé attribués aux acides gras oméga-
3. En revanche, on peut envisager de nouveaux modèles pour la suite qui nous
permettraient de confirmer cette hypothèse, notamment grâce à la transplantation de
microbiote et aux souris axéniques. La littérature s’étoffe de plus en plus d’études qui
utilisent ces modèles avec des résultats très concluants et ciblent directement le rôle du
microbiote (Faith et al. 2011).
Dans notre cas, nous pourrions par exemple envisager d’administrer des acides gras oméga-
3 à des souris axéniques et conventionnelles placées sous diète obésogène, afin de valider la
nécessité du microbiote pour constater les effets des acides gras oméga-3 au foie. Ainsi, si
les effets des acides gras oméga-3 alimentaires étaient réduits dans le modèle axénique, cela
permettrait de démontrer l’importance de ces populations bactériennes dans les effets
bénéfiques attribués aux acides gras oméga-3. De plus, nous pourrions utiliser la
transplantation fécale à partir de souris traitées oralement aux acides gras oméga-3 vers des
souris sans-germe pour ensuite vérifier si ce transfert microbien les protège contre le
développement de la stéatose hépatique.
Étant donné la symbiose observée entre le microbiote et son hôte et l’implication de la flore
intestinale au niveau du métabolisme, qui a valu à l’homme l’appellation de « super
organisme », l’engouement pour le sujet a pris de l’ampleur ces dernières années. A
l’échelle humaine, les résultats de notre étude et ceux des prochaines pourraient ouvrir la
voie à de nouvelles perspectives concernant les effets bénéfiques des acides gras oméga-3
71
(Rerksuppaphol and Rerksuppaphol 2015). La science se penche actuellement sur
l’administration de souches bactériennes spécifiques en tant que probiotiques pour prévenir
certaines maladies, voire améliorer leurs manifestations cliniques. De plus, certaines études
pratiquent déjà les transplantations fécales avec succès pour lutter contre des maladies telles
que la septicémie et la diarrhée (Li et al. 2015). En ciblant les populations bactériennes qui
pourraient en particulier interagir avec les acides gras oméga-3 et promouvoir leurs effets
bénéfiques, on pourrait envisager l’amélioration des maladies influencées par ces acides
gras polyinsaturés de manière plus spécifique et plus contrôlée.
73
Bibliographie
Aarsetoey, H., V. Pönitz, H. Grundt, H. Staines, W. S. Harris, and D. W. Nilsen. 2009. "(n-
3) Fatty acid content of red blood cells does not predict risk of future cardiovascular
events following an acute coronary syndrome." J Nutr 139 (3):507-13. doi:
10.3945/jn.108.096446.
Abd El-Kader, S. M., and E. M. El-Den Ashmawy. 2015. "Non-alcoholic fatty liver
disease: The diagnosis and management." World J Hepatol 7 (6):846-58. doi:
10.4254/wjh.v7.i6.846.
AFSSA. 2002. ACIDES GRAS DE LA FAMILLE OMÉGA 3 ET SYSTÈME
CARDIOVASCULAIRE : intérêt nutritionnel et allégations.
Albert, C. M., H. Campos, M. J. Stampfer, P. M. Ridker, J. E. Manson, W. C. Willett, and
J. Ma. 2002. "Blood levels of long-chain n-3 fatty acids and the risk of sudden
death." N Engl J Med 346 (15):1113-8. doi: 10.1056/NEJMoa012918.
American Heart Association. 2015. Fish and Omega-3 Fatty Acids, [En ligne].
http://www.heart.org/HEARTORG/General/Fish-and-Omega-3-Fatty-
Acids_UCM_303248_Article.jsp.
Anhê, F. F., D. Roy, G. Pilon, S. Dudonné, S. Matamoros, T. V. Varin, C. Garofalo, Q.
Moine, Y. Desjardins, E. Levy, and A. Marette. 2015. "A polyphenol-rich cranberry
extract protects from diet-induced obesity, insulin resistance and intestinal
inflammation in association with increased Akkermansia spp. population in the gut
microbiota of mice." Gut 64 (6):872-83. doi: 10.1136/gutjnl-2014-307142.
Anukam. 2007. Probiotics: 100 years (1907-2007) after Elie Metchnikoff’s Observation.
Communicating Current Research and Educational Topics and Trends in Applied
Microbiology. A. Méndez-Vilas (Ed.)
Arboleya, S., B. Sánchez, C. Milani, S. Duranti, G. Solís, N. Fernández, C. G. de los
Reyes-Gavilán, M. Ventura, A. Margolles, and M. Gueimonde. 2015. "Intestinal
microbiota development in preterm neonates and effect of perinatal antibiotics." J
Pediatr 166 (3):538-44. doi: 10.1016/j.jpeds.2014.09.041.
Arendt, B. 2015. Altered hepatic gene expression in non-alcoholic fatty liver disease is
associated with lower hepatic n-3 and n-6 polyunsaturated fatty acids. Hepatology.
Aron-Wisnewsky, J., B. Gaborit, A. Dutour, and K. Clement. 2013. "Gut microbiota and
non-alcoholic fatty liver disease: new insights." Clin Microbiol Infect 19 (4):338-
48. doi: 10.1111/1469-0691.12140.
Bang, H. O., J. Dyerberg, and A. B. Nielsen. 1971. "Plasma lipid and lipoprotein pattern in
Greenlandic West-coast Eskimos." Lancet 1 (7710):1143-5.
Bargut, T. C., E. D. Frantz, C. A. Mandarim-de-Lacerda, and M. B. Aguila. 2014. "Effects
of a diet rich in n-3 polyunsaturated fatty acids on hepatic lipogenesis and beta-
oxidation in mice." Lipids 49 (5):431-44. doi: 10.1007/s11745-014-3892-9.
Barrett, E., A. K. Deshpandey, C. A. Ryan, E. M. Dempsey, B. Murphy, L. O'Sullivan, C.
Watkins, R. P. Ross, P. W. O'Toole, G. F. Fitzgerald, and C. Stanton. 2015. "The
neonatal gut harbours distinct bifidobacterial strains." Arch Dis Child Fetal
Neonatal Ed. doi: 10.1136/archdischild-2014-306110.
Bergouignan. 2010. ‘‘Calories’’ and obesity: Quantity or quality ? : Cahiers de nutrition et
de diététique.
74
Bernalier-Donadille, A. 2010. "[Fermentative metabolism by the human gut microbiota]."
Gastroenterol Clin Biol 34 Suppl 1:S16-22. doi: 10.1016/S0399-8320(10)70016-6.
Betancor, M. B., M. Sprague, S. Usher, O. Sayanova, P. J. Campbell, J. A. Napier, and D.
R. Tocher. 2015. "A nutritionally-enhanced oil from transgenic Camelina sativa
effectively replaces fish oil as a source of eicosapentaenoic acid for fish." Sci Rep
5:8104. doi: 10.1038/srep08104.
Biondo, P. D., D. N. Brindley, M. B. Sawyer, and C. J. Field. 2008. "The potential for
treatment with dietary long-chain polyunsaturated n-3 fatty acids during
chemotherapy." J Nutr Biochem 19 (12):787-96. doi:
10.1016/j.jnutbio.2008.02.003.
Bomba, A., R. Nemcová, S. Gancarcíková, R. Herich, J. Pistl, V. Révajová, Z. Jonecová,
A. Bugarský, M. Levkut, R. Kasteĺ, M. Baran, G. Lazar, M. Hluchý, S. Marsálková,
and J. Posivák. 2003. "The influence of omega-3 polyunsaturated fatty acids
(omega-3 pufa) on lactobacilli adhesion to the intestinal mucosa and on immunity in
gnotobiotic piglets." Berl Munch Tierarztl Wochenschr 116 (7-8):312-6.
Bray, G. A., and B. M. Popkin. 1998. "Dietary fat intake does affect obesity!" Am J Clin
Nutr 68 (6):1157-73.
Browning, L. M., C. G. Walker, A. P. Mander, A. L. West, J. Gambell, J. Madden, P. C.
Calder, and S. A. Jebb. 2014. "Compared with daily, weekly n-3 PUFA intake
affects the incorporation of eicosapentaenoic acid and docosahexaenoic acid into
platelets and mononuclear cells in humans." J Nutr 144 (5):667-72. doi:
10.3945/jn.113.186346.
Burr, M. L., A. M. Fehily, J. F. Gilbert, S. Rogers, R. M. Holliday, P. M. Sweetnam, P. C.
Elwood, and N. M. Deadman. 1989. "Effects of changes in fat, fish, and fibre
intakes on death and myocardial reinfarction: diet and reinfarction trial (DART)."
Lancet 2 (8666):757-61.
Bäckhed, F., H. Ding, T. Wang, L. V. Hooper, G. Y. Koh, A. Nagy, C. F. Semenkovich,
and J. I. Gordon. 2004. "The gut microbiota as an environmental factor that
regulates fat storage." Proc Natl Acad Sci U S A 101 (44):15718-23. doi:
10.1073/pnas.0407076101.
Bäckhed, F., J. K. Manchester, C. F. Semenkovich, and J. I. Gordon. 2007. "Mechanisms
underlying the resistance to diet-induced obesity in germ-free mice." Proc Natl
Acad Sci U S A 104 (3):979-84. doi: 10.1073/pnas.0605374104.
Calder, P. C. 2008. "The relationship between the fatty acid composition of immune cells
and their function." Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids 79 (3-5):101-8. doi:
10.1016/j.plefa.2008.09.016.
Calder, P. C. 2015. "Marine omega-3 fatty acids and inflammatory processes: Effects,
mechanisms and clinical relevance." Biochim Biophys Acta 1851 (4):469-484. doi:
10.1016/j.bbalip.2014.08.010.
Canada, Agence de la Santé Publique du. 2011a. Obésité au Canada. edited by Institut
Canadien d'Information sur la Santé.
Canada, Santé. 2010. Apports nutritionnels de référence, Définitions.
Canada, Santé. 2011b. Guide Alimentaire Canadien.
Cani, P. D., J. Amar, M. A. Iglesias, M. Poggi, C. Knauf, D. Bastelica, A. M. Neyrinck, F.
Fava, K. M. Tuohy, C. Chabo, A. Waget, E. Delmée, B. Cousin, T. Sulpice, B.
Chamontin, J. Ferrières, J. F. Tanti, G. R. Gibson, L. Casteilla, N. M. Delzenne, M.
75
C. Alessi, and R. Burcelin. 2007. "Metabolic endotoxemia initiates obesity and
insulin resistance." Diabetes 56 (7):1761-72. doi: 10.2337/db06-1491.
Cani, P. D., R. Bibiloni, C. Knauf, A. Waget, A. M. Neyrinck, N. M. Delzenne, and R.
Burcelin. 2008. "Changes in gut microbiota control metabolic endotoxemia-induced
inflammation in high-fat diet-induced obesity and diabetes in mice." Diabetes 57
(6):1470-81. doi: 10.2337/db07-1403.
Cani, P. D., and N. M. Delzenne. 2011. "The gut microbiome as therapeutic target."
Pharmacol Ther 130 (2):202-12. doi: 10.1016/j.pharmthera.2011.01.012.
Cao, Z. J., J. C. Yu, W. M. Kang, Z. Q. Ma, X. Ye, and S. B. Tian. 2014. "[Effect of n-3
polyunsaturated fatty acids on gut microbiota and endotoxin levels in portal vein of
rats fed with high-fat diet]." Zhongguo Yi Xue Ke Xue Yuan Xue Bao 36 (5):496-
500. doi: 10.3881/j.issn.1000-503X.2014.05.007.
Chambers, E. S., A. Viardot, A. Psichas, D. J. Morrison, K. G. Murphy, S. E. Zac-
Varghese, K. MacDougall, T. Preston, C. Tedford, G. S. Finlayson, J. E. Blundell, J.
D. Bell, E. L. Thomas, S. Mt-Isa, D. Ashby, G. R. Gibson, S. Kolida, W. S. Dhillo,
S. R. Bloom, W. Morley, S. Clegg, and G. Frost. 2014. "Effects of targeted delivery
of propionate to the human colon on appetite regulation, body weight maintenance
and adiposity in overweight adults." Gut. doi: 10.1136/gutjnl-2014-307913.
Chang, C. L., and R. J. Deckelbaum. 2013. "Omega-3 fatty acids: mechanisms underlying
'protective effects' in atherosclerosis." Curr Opin Lipidol 24 (4):345-50. doi:
10.1097/MOL.0b013e3283616364.
Chassaing, B., O. Koren, J. K. Goodrich, A. C. Poole, S. Srinivasan, R. E. Ley, and A. T.
Gewirtz. 2015. "Dietary emulsifiers impact the mouse gut microbiota promoting
colitis and metabolic syndrome." Nature 519 (7541):92-6. doi:
10.1038/nature14232.
Chowdhury, R., S. Warnakula, S. Kunutsor, F. Crowe, H. A. Ward, L. Johnson, O. H.
Franco, A. S. Butterworth, N. G. Forouhi, S. G. Thompson, K. T. Khaw, D.
Mozaffarian, J. Danesh, and E. Di Angelantonio. 2014. "Association of dietary,
circulating, and supplement fatty acids with coronary risk: a systematic review and
meta-analysis." Ann Intern Med 160 (6):398-406. doi: 10.7326/M13-1788.
Cicero, A. F., M. Morbini, and C. Borghi. 2015. "Do we need 'new' omega-3
polyunsaturated fatty acids formulations?" Expert Opin Pharmacother 16 (3):285-
8. doi: 10.1517/14656566.2015.991308.
Cobo, E. R., V. Kissoon-Singh, F. Moreau, and K. Chadee. 2015. "Colonic MUC2 mucin
regulates the expression and antimicrobial activity of β-defensin 2." Mucosal
Immunol. doi: 10.1038/mi.2015.27.
Compare, D., P. Coccoli, A. Rocco, O. M. Nardone, S. De Maria, M. Cartenì, and G.
Nardone. 2012. "Gut--liver axis: the impact of gut microbiota on non alcoholic fatty
liver disease." Nutr Metab Cardiovasc Dis 22 (6):471-6. doi:
10.1016/j.numecd.2012.02.007.
Cormier, H., I. Rudkowska, S. Lemieux, P. Couture, P. Julien, and M. C. Vohl. 2014.
"Effects of FADS and ELOVL polymorphisms on indexes of desaturase and
elongase activities: results from a pre-post fish oil supplementation." Genes Nutr 9
(6):437. doi: 10.1007/s12263-014-0437-z.
Cotillard, A., S. P. Kennedy, L. C. Kong, E. Prifti, N. Pons, E. Le Chatelier, M. Almeida,
B. Quinquis, F. Levenez, N. Galleron, S. Gougis, S. Rizkalla, J. M. Batto, P.
Renault, J. Doré, J. D. Zucker, K. Clément, S. D. Ehrlich, and ANR MicroObes
76
consortium. 2013. "Dietary intervention impact on gut microbial gene richness."
Nature 500 (7464):585-8. doi: 10.1038/nature12480.
Cummings, J. H., E. W. Pomare, W. J. Branch, C. P. Naylor, and G. T. Macfarlane. 1987.
"Short chain fatty acids in human large intestine, portal, hepatic and venous blood."
Gut 28 (10):1221-7.
Darghosian, L., M. Free, J. Li, T. Gebretsadik, A. Bian, A. Shintani, B. F. McBride, J.
Solus, G. Milne, G. H. Crossley, D. Thompson, H. Vidaillet, H. Okafor, D. Darbar,
K. T. Murray, and C. M. Stein. 2015. "Effect of omega-three polyunsaturated fatty
acids on inflammation, oxidative stress, and recurrence of atrial fibrillation." Am J
Cardiol 115 (2):196-201. doi: 10.1016/j.amjcard.2014.10.022.
De Filippo, C., D. Cavalieri, M. Di Paola, M. Ramazzotti, J. B. Poullet, S. Massart, S.
Collini, G. Pieraccini, and P. Lionetti. 2010. "Impact of diet in shaping gut
microbiota revealed by a comparative study in children from Europe and rural
Africa." Proc Natl Acad Sci U S A 107 (33):14691-6. doi:
10.1073/pnas.1005963107.
De Vadder, F., P. Kovatcheva-Datchary, D. Goncalves, J. Vinera, C. Zitoun, A. Duchampt,
F. Bäckhed, and G. Mithieux. 2014. "Microbiota-generated metabolites promote
metabolic benefits via gut-brain neural circuits." Cell 156 (1-2):84-96. doi:
10.1016/j.cell.2013.12.016.
Deacon, G., C. Kettle, D. Hayes, C. Dennis, and J. Tucci. 2015. "Omega 3 Polyunsaturated
Fatty Acids and the Treatment of Depression." Crit Rev Food Sci Nutr:0. doi:
10.1080/10408398.2013.876959.
Deckelbaum, R. J., and C. Torrejon. 2012. "The omega-3 fatty acid nutritional landscape:
health benefits and sources." J Nutr 142 (3):587S-591S. doi:
10.3945/jn.111.148080.
Delpech, J. C., C. Madore, C. Joffre, A. Aubert, J. X. Kang, A. Nadjar, and S. Layé. 2015.
"Transgenic increase in n-3/n-6 fatty acid ratio protects against cognitive deficits
induced by an immune challenge through decrease of neuroinflammation."
Neuropsychopharmacology 40 (3):525-36. doi: 10.1038/npp.2014.196.
DiGiulio, D. B. 2015. "Prematurity and perinatal antibiotics: a tale of two factors
influencing development of the neonatal gut microbiota." J Pediatr 166 (3):515-7.
doi: 10.1016/j.jpeds.2014.11.048.
Druart, C., L. B. Bindels, R. Schmaltz, A. M. Neyrinck, P. D. Cani, J. Walter, A. E. Ramer-
Tait, and N. M. Delzenne. 2015. "Ability of the gut microbiota to produce PUFA-
derived bacterial metabolites: Proof of concept in germ-free versus
conventionalized mice." Mol Nutr Food Res. doi: 10.1002/mnfr.201500014.
Ebbesson, S. O., R. B. Devereux, S. Cole, L. O. Ebbesson, R. R. Fabsitz, K. Haack, W. S.
Harris, W. J. Howard, S. Laston, J. C. Lopez-Alvarenga, J. W. MacCluer, P. M.
Okin, M. E. Tejero, V. S. Voruganti, C. R. Wenger, B. V. Howard, and A. G.
Comuzzie. 2010. "Heart rate is associated with red blood cell fatty acid
concentration: the Genetics of Coronary Artery Disease in Alaska Natives
(GOCADAN) study." Am Heart J 159 (6):1020-5. doi: 10.1016/j.ahj.2010.03.001.
Eberl, G. 2010. "A new vision of immunity: homeostasis of the superorganism." Mucosal
Immunol 3 (5):450-60. doi: 10.1038/mi.2010.20.
Eckburg, P. B., E. M. Bik, C. N. Bernstein, E. Purdom, L. Dethlefsen, M. Sargent, S. R.
Gill, K. E. Nelson, and D. A. Relman. 2005. "Diversity of the human intestinal
microbial flora." Science 308 (5728):1635-8. doi: 10.1126/science.1110591.
77
El Aidy, S., P. van Baarlen, M. Derrien, D. J. Lindenbergh-Kortleve, G. Hooiveld, F.
Levenez, J. Doré, J. Dekker, J. N. Samsom, E. E. Nieuwenhuis, and M.
Kleerebezem. 2012. "Temporal and spatial interplay of microbiota and intestinal
mucosa drive establishment of immune homeostasis in conventionalized mice."
Mucosal Immunol 5 (5):567-79. doi: 10.1038/mi.2012.32.
El Kaoutari, A., F. Armougom, J. I. Gordon, D. Raoult, and B. Henrissat. 2013. "The
abundance and variety of carbohydrate-active enzymes in the human gut
microbiota." Nat Rev Microbiol 11 (7):497-504. doi: 10.1038/nrmicro3050.
Etzold, S., and N. Juge. 2014. "Structural insights into bacterial recognition of intestinal
mucins." Curr Opin Struct Biol 28:23-31. doi: 10.1016/j.sbi.2014.07.002.
Everard, A., C. Belzer, L. Geurts, J. P. Ouwerkerk, C. Druart, L. B. Bindels, Y. Guiot, M.
Derrien, G. G. Muccioli, N. M. Delzenne, W. M. de Vos, and P. D. Cani. 2013.
"Cross-talk between Akkermansia muciniphila and intestinal epithelium controls
diet-induced obesity." Proc Natl Acad Sci U S A 110 (22):9066-71. doi:
10.1073/pnas.1219451110.
Faith, J. J., N. P. McNulty, F. E. Rey, and J. I. Gordon. 2011. "Predicting a human gut
microbiota's response to diet in gnotobiotic mice." Science 333 (6038):101-4. doi:
10.1126/science.1206025.
Fan, J. G., and H. X. Cao. 2013. "Role of diet and nutritional management in non-alcoholic
fatty liver disease." J Gastroenterol Hepatol 28 Suppl 4:81-7. doi:
10.1111/jgh.12244.
FAO/OMS. 2001. Consultation mixte d’experts FAO/OMSsur l’évaluation des propriétés
sanitaires et nutritionnelles des probiotiques dans les aliments, y compris le lait en
poudre contenant des bactéries lactiques vivantes.
Fasano, A. 2011. "Zonulin and its regulation of intestinal barrier function: the biological
door to inflammation, autoimmunity, and cancer." Physiol Rev 91 (1):151-75. doi:
10.1152/physrev.00003.2008.
Ferolla, S. M., G. N. Armiliato, C. A. Couto, and T. C. Ferrari. 2014. "The role of intestinal
bacteria overgrowth in obesity-related nonalcoholic fatty liver disease." Nutrients 6
(12):5583-99. doi: 10.3390/nu6125583.
Flachs, P., M. Rossmeisl, and J. Kopecky. 2014. "The effect of n-3 fatty acids on glucose
homeostasis and insulin sensitivity." Physiol Res 63 Suppl 1:S93-118.
Flegal, K. M., B. K. Kit, H. Orpana, and B. I. Graubard. 2013. "Association of all-cause
mortality with overweight and obesity using standard body mass index categories: a
systematic review and meta-analysis." JAMA 309 (1):71-82. doi:
10.1001/jama.2012.113905.
Flock, M. R., W. S. Harris, and P. M. Kris-Etherton. 2013. "Long-chain omega-3 fatty
acids: time to establish a dietary reference intake." Nutr Rev 71 (10):692-707. doi:
10.1111/nure.12071.
Fodor, J. G., E. Helis, N. Yazdekhasti, and B. Vohnout. 2014. ""Fishing" for the origins of
the "Eskimos and heart disease" story: facts or wishful thinking?" Can J Cardiol 30
(8):864-8. doi: 10.1016/j.cjca.2014.04.007.
Friedman, A. N., Z. Yu, C. Denski, H. Tamez, J. Wenger, R. Thadhani, Y. Li, and B.
Watkins. 2013. "Fatty acids and other risk factors for sudden cardiac death in
patients starting hemodialysis." Am J Nephrol 38 (1):12-8. doi:
10.1159/000351764.
78
Gangarapu, V., K. Yıldız, A. T. Ince, and B. Baysal. 2014. "Role of gut microbiota: obesity
and NAFLD." Turk J Gastroenterol 25 (2):133-40. doi: 10.5152/tjg.2014.7886.
Gao, Z., J. Yin, J. Zhang, R. E. Ward, R. J. Martin, M. Lefevre, W. T. Cefalu, and J. Ye.
2009. "Butyrate improves insulin sensitivity and increases energy expenditure in
mice." Diabetes 58 (7):1509-17. doi: 10.2337/db08-1637.
Ghasemifard, S., G. M. Turchini, and A. J. Sinclair. 2014. "Omega-3 long chain fatty acid
"bioavailability": a review of evidence and methodological considerations." Prog
Lipid Res 56:92-108. doi: 10.1016/j.plipres.2014.09.001.
Gul, K., A. K. Singh, and R. Jabeen. 2015. "Nutraceuticals and Functional Foods: The
Foods for Future World." Crit Rev Food Sci Nutr:0. doi:
10.1080/10408398.2014.903384.
Hansson, G. C., and M. E. Johansson. 2010. "The inner of the two Muc2 mucin-dependent
mucus layers in colon is devoid of bacteria." Gut Microbes 1 (1):51-54. doi:
10.4161/gmic.1.1.10470.
Harris, W. S., J. V. Pottala, S. M. Lacey, R. S. Vasan, M. G. Larson, and S. J. Robins.
2012. "Clinical correlates and heritability of erythrocyte eicosapentaenoic and
docosahexaenoic acid content in the Framingham Heart Study." Atherosclerosis
225 (2):425-31. doi: 10.1016/j.atherosclerosis.2012.05.030.
Harris, W. S., S. A. Sands, S. L. Windsor, H. A. Ali, T. L. Stevens, A. Magalski, C. B.
Porter, and A. M. Borkon. 2004. "Omega-3 fatty acids in cardiac biopsies from
heart transplantation patients: correlation with erythrocytes and response to
supplementation." Circulation 110 (12):1645-9. doi:
10.1161/01.CIR.0000142292.10048.B2.
Harte, A. L., N. F. da Silva, S. J. Creely, K. C. McGee, T. Billyard, E. M. Youssef-Elabd,
G. Tripathi, E. Ashour, M. S. Abdalla, H. M. Sharada, A. I. Amin, A. D. Burt, S.
Kumar, C. P. Day, and P. G. McTernan. 2010. "Elevated endotoxin levels in non-
alcoholic fatty liver disease." J Inflamm (Lond) 7:15. doi: 10.1186/1476-9255-7-15.
Hartstra, A. V., K. E. Bouter, F. Bäckhed, and M. Nieuwdorp. 2015. "Insights into the role
of the microbiome in obesity and type 2 diabetes." Diabetes Care 38 (1):159-65.
doi: 10.2337/dc14-0769.
Hawkesworth. 2013. Obesity : Definition, Etiology,and Assessment. Human Nutrition.
Hawrelak, J. A., and S. P. Myers. 2004. "The causes of intestinal dysbiosis: a review."
Altern Med Rev 9 (2):180-97.
He, X., M. L. Marco, and C. M. Slupsky. 2013. "Emerging aspects of food and nutrition on
gut microbiota." J Agric Food Chem 61 (40):9559-74. doi: 10.1021/jf4029046.
Hong, M. Y., J. Lumibao, P. Mistry, R. Saleh, and E. Hoh. 2015. "Fish Oil Contaminated
with Persistent Organic Pollutants Reduces Antioxidant Capacity and Induces
Oxidative Stress without Affecting Its Capacity to Lower Lipid Concentrations and
Systemic Inflammation in Rats." J Nutr 145 (5):939-44. doi:
10.3945/jn.114.206607.
Jain, A. P., K. K. Aggarwal, and P. Y. Zhang. 2015. "Omega-3 fatty acids and
cardiovascular disease." Eur Rev Med Pharmacol Sci 19 (3):441-5.
Jakobsson, H. E., A. M. Rodríguez-Piñeiro, A. Schütte, A. Ermund, P. Boysen, M. Bemark,
F. Sommer, F. Bäckhed, G. C. Hansson, and M. E. Johansson. 2015. "The
composition of the gut microbiota shapes the colon mucus barrier." EMBO Rep 16
(2):164-77. doi: 10.15252/embr.201439263.
79
Jeffery, I. B., M. J. Claesson, P. W. O'Toole, and F. Shanahan. 2012. "Categorization of the
gut microbiota: enterotypes or gradients?" Nat Rev Microbiol 10 (9):591-2.
Jelenik, T., M. Rossmeisl, O. Kuda, Z. M. Jilkova, D. Medrikova, V. Kus, M. Hensler, P.
Janovska, I. Miksik, M. Baranowski, J. Gorski, S. Hébrard, T. E. Jensen, P. Flachs,
S. Hawley, B. Viollet, and J. Kopecky. 2010. "AMP-activated protein kinase α2
subunit is required for the preservation of hepatic insulin sensitivity by n-3
polyunsaturated fatty acids." Diabetes 59 (11):2737-46. doi: 10.2337/db09-1716.
Kang, J. X., J. Wang, L. Wu, and Z. B. Kang. 2004. "Transgenic mice: fat-1 mice convert
n-6 to n-3 fatty acids." Nature 427 (6974):504. doi: 10.1038/427504a.
Kankaanpää, P. E., S. J. Salminen, E. Isolauri, and Y. K. Lee. 2001. "The influence of
polyunsaturated fatty acids on probiotic growth and adhesion." FEMS Microbiol
Lett 194 (2):149-53.
Kankaanpää, P., B. Yang, H. Kallio, E. Isolauri, and S. Salminen. 2004. "Effects of
polyunsaturated fatty acids in growth medium on lipid composition and on
physicochemical surface properties of lactobacilli." Appl Environ Microbiol 70
(1):129-36.
Karlsson, F., V. Tremaroli, J. Nielsen, and F. Bäckhed. 2013. "Assessing the human gut
microbiota in metabolic diseases." Diabetes 62 (10):3341-9. doi: 10.2337/db13-
0844.
Kasubuchi, M., S. Hasegawa, T. Hiramatsu, A. Ichimura, and I. Kimura. 2015. "Dietary gut
microbial metabolites, short-chain fatty acids, and host metabolic regulation."
Nutrients 7 (4):2839-49. doi: 10.3390/nu7042839.
Kaufmann, S. H., and U. E. Schaible. 2005. "100th anniversary of Robert Koch's Nobel
Prize for the discovery of the tubercle bacillus." Trends Microbiol 13 (10):469-75.
doi: 10.1016/j.tim.2005.08.003.
Kim, E. H., J. S. Bae, K. B. Hahm, and J. Y. Cha. 2012. "Endogenously synthesized n-3
polyunsaturated fatty acids in fat-1 mice ameliorate high-fat diet-induced non-
alcoholic fatty liver disease." Biochemical Pharmacology 84 (10):1359-1365. doi:
10.1016/j.bcp.2012.08.029.
Kim, J. K., K. S. Lee, D. K. Lee, S. Y. Lee, H. Y. Chang, J. Choi, and J. I. Lee. 2014.
"Omega-3 polyunsaturated fatty acid and ursodeoxycholic acid have an additive
effect in attenuating diet-induced nonalcoholic steatohepatitis in mice." Exp Mol
Med 46:e127. doi: 10.1038/emm.2014.90.
Kimura, I., D. Inoue, T. Maeda, T. Hara, A. Ichimura, S. Miyauchi, M. Kobayashi, A.
Hirasawa, and G. Tsujimoto. 2011. "Short-chain fatty acids and ketones directly
regulate sympathetic nervous system via G protein-coupled receptor 41 (GPR41)."
Proc Natl Acad Sci U S A 108 (19):8030-5. doi: 10.1073/pnas.1016088108.
Kimura, I., K. Ozawa, D. Inoue, T. Imamura, K. Kimura, T. Maeda, K. Terasawa, D.
Kashihara, K. Hirano, T. Tani, T. Takahashi, S. Miyauchi, G. Shioi, H. Inoue, and
G. Tsujimoto. 2013. "The gut microbiota suppresses insulin-mediated fat
accumulation via the short-chain fatty acid receptor GPR43." Nat Commun 4:1829.
doi: 10.1038/ncomms2852.
Koppelmann, T., Y. Pollak, J. Mogilner, J. Bejar, A. G. Coran, and I. Sukhotnik. 2013.
"Reversal of severe methotrexate-induced intestinal damage using enteral n-3 fatty
acids." Br J Nutr 109 (1):89-98. doi: 10.1017/S0007114512000542.
Köhler, A., E. Sarkkinen, N. Tapola, T. Niskanen, and I. Bruheim. 2015. "Bioavailability of
fatty acids from krill oil, krill meal and fish oil in healthy subjects-a randomized,
80
single-dose, cross-over trial." Lipids Health Dis 14 (1):19. doi: 10.1186/s12944-
015-0015-4.
Lamaziere, A., C. Wolf, U. Barbe, P. Bausero, and F. Visioli. 2013. "Lipidomics of hepatic
lipogenesis inhibition by omega 3 fatty acids." Prostaglandins Leukot Essent Fatty
Acids 88 (2):149-54. doi: 10.1016/j.plefa.2012.12.001.
Lamousé-Smith, E. S., A. Tzeng, and M. N. Starnbach. 2011. "The intestinal flora is
required to support antibody responses to systemic immunization in infant and germ
free mice." PLoS One 6 (11):e27662. doi: 10.1371/journal.pone.0027662.
Laparra, J. M., and Y. Sanz. 2010. "Interactions of gut microbiota with functional food
components and nutraceuticals." Pharmacol Res 61 (3):219-25. doi:
10.1016/j.phrs.2009.11.001.
Lavigne, Sophie. NAFLD : Facteurs de sévérité et fibrose portale dans la NASH (Thèse (de
doctorat) - Université Paris 5, Faculté de médecine René Descartes), 2005 [en
ligne]. http://doxa.u-pec.fr/theses/th0234021.pdf.
Le Chatelier, E., T. Nielsen, J. Qin, E. Prifti, F. Hildebrand, G. Falony, M. Almeida, M.
Arumugam, J. M. Batto, S. Kennedy, P. Leonard, J. Li, K. Burgdorf, N. Grarup, T.
Jørgensen, I. Brandslund, H. B. Nielsen, A. S. Juncker, M. Bertalan, F. Levenez, N.
Pons, S. Rasmussen, S. Sunagawa, J. Tap, S. Tims, E. G. Zoetendal, S. Brunak, K.
Clément, J. Doré, M. Kleerebezem, K. Kristiansen, P. Renault, T. Sicheritz-Ponten,
W. M. de Vos, J. D. Zucker, J. Raes, T. Hansen, P. Bork, J. Wang, S. D. Ehrlich, O.
Pedersen, and MetaHIT consortium. 2013. "Richness of human gut microbiome
correlates with metabolic markers." Nature 500 (7464):541-6. doi:
10.1038/nature12506.
Leaf, A., J. X. Kang, Y. F. Xiao, and G. E. Billman. 2003. "Clinical prevention of sudden
cardiac death by n-3 polyunsaturated fatty acids and mechanism of prevention of
arrhythmias by n-3 fish oils." Circulation 107 (21):2646-52. doi:
10.1161/01.CIR.0000069566.78305.33.
Ley, R. E., F. Bäckhed, P. Turnbaugh, C. A. Lozupone, R. D. Knight, and J. I. Gordon.
2005. "Obesity alters gut microbial ecology." Proc Natl Acad Sci U S A 102
(31):11070-5. doi: 10.1073/pnas.0504978102.
Ley, R. E., M. Hamady, C. Lozupone, P. J. Turnbaugh, R. R. Ramey, J. S. Bircher, M. L.
Schlegel, T. A. Tucker, M. D. Schrenzel, R. Knight, and J. I. Gordon. 2008.
"Evolution of mammals and their gut microbes." Science 320 (5883):1647-51. doi:
10.1126/science.1155725.
Li, D. 2015. "Omega-3 polyunsaturated fatty acids and non-communicable diseases: meta-
analysis based systematic review." Asia Pac J Clin Nutr 24 (1):10-5.
Li, J., H. Jia, X. Cai, H. Zhong, Q. Feng, S. Sunagawa, M. Arumugam, J. R. Kultima, E.
Prifti, T. Nielsen, A. S. Juncker, C. Manichanh, B. Chen, W. Zhang, F. Levenez, J.
Wang, X. Xu, L. Xiao, S. Liang, D. Zhang, Z. Zhang, W. Chen, H. Zhao, J. Y. Al-
Aama, S. Edris, H. Yang, T. Hansen, H. B. Nielsen, S. Brunak, K. Kristiansen, F.
Guarner, O. Pedersen, J. Doré, S. D. Ehrlich, P. Bork, and MetaHIT Consortium.
2014. "An integrated catalog of reference genes in the human gut microbiome." Nat
Biotechnol 32 (8):834-41. doi: 10.1038/nbt.2942.
Li, J., F. R. Li, D. Wei, W. Jia, J. X. Kang, M. Stefanovic-Racic, Y. Dai, and A. Z. Zhao.
2014. "Endogenous ω-3 polyunsaturated fatty acid production confers resistance to
obesity, dyslipidemia, and diabetes in mice." Mol Endocrinol 28 (8):1316-28. doi:
10.1210/me.2014-1011.
81
Li, Q., C. Wang, C. Tang, Q. He, X. Zhao, N. Li, and J. Li. 2015. "Successful treatment of
severe sepsis and diarrhea after vagotomy utilizing fecal microbiota transplantation:
a case report." Crit Care 19 (1):37. doi: 10.1186/s13054-015-0738-7.
LILLY, D. M., and R. H. STILLWELL. 1965. "PROBIOTICS: GROWTH-PROMOTING
FACTORS PRODUCED BY MICROORGANISMS." Science 147 (3659):747-8.
Lin, H. V., A. Frassetto, E. J. Kowalik, A. R. Nawrocki, M. M. Lu, J. R. Kosinski, J. A.
Hubert, D. Szeto, X. Yao, G. Forrest, and D. J. Marsh. 2012. "Butyrate and
propionate protect against diet-induced obesity and regulate gut hormones via free
fatty acid receptor 3-independent mechanisms." PLoS One 7 (4):e35240. doi:
10.1371/journal.pone.0035240.
Liu, T., H. Hougen, A. C. Vollmer, and S. M. Hiebert. 2012. "Gut bacteria profiles of Mus
musculus at the phylum and family levels are influenced by saturation of dietary
fatty acids." Anaerobe 18 (3):331-7. doi: 10.1016/j.anaerobe.2012.02.004.
Lou, D. J., Q. Q. Zhu, X. W. Si, L. L. Guan, Q. Y. You, Z. M. Yu, A. Z. Zhang, and D. Li.
2014. "Serum phospholipid omega-3 polyunsaturated fatty acids and insulin
resistance in type 2 diabetes mellitus and non-alcoholic fatty liver disease." J
Diabetes Complications 28 (5):711-4. doi: 10.1016/j.jdiacomp.2014.04.008.
Ma, D. W., J. Seo, L. A. Davidson, E. S. Callaway, Y. Y. Fan, J. R. Lupton, and R. S.
Chapkin. 2004. "n-3 PUFA alter caveolae lipid composition and resident protein
localization in mouse colon." FASEB J 18 (9):1040-2. doi: 10.1096/fj.03-1430fje.
Madden, J., C. M. Williams, P. C. Calder, G. Lietz, E. A. Miles, H. Cordell, J. C. Mathers,
and A. M. Minihane. 2011. "The impact of common gene variants on the response
of biomarkers of cardiovascular disease (CVD) risk to increased fish oil fatty acids
intakes." Annu Rev Nutr 31:203-34. doi: 10.1146/annurev-nutr-010411-095239.
Maki, K. C., K. Yurko-Mauro, M. R. Dicklin, A. L. Schild, and J. G. Geohas. 2014. "A
new, microalgal DHA- and EPA-containing oil lowers triacylglycerols in adults
with mild-to-moderate hypertriglyceridemia." Prostaglandins Leukot Essent Fatty
Acids 91 (4):141-8. doi: 10.1016/j.plefa.2014.07.012.
Marques, T. M., R. Wall, R. P. Ross, G. F. Fitzgerald, C. A. Ryan, and C. Stanton. 2010.
"Programming infant gut microbiota: influence of dietary and environmental
factors." Curr Opin Biotechnol 21 (2):149-56. doi: 10.1016/j.copbio.2010.03.020.
Maslowski, K. M., A. T. Vieira, A. Ng, J. Kranich, F. Sierro, D. Yu, H. C. Schilter, M. S.
Rolph, F. Mackay, D. Artis, R. J. Xavier, M. M. Teixeira, and C. R. Mackay. 2009.
"Regulation of inflammatory responses by gut microbiota and chemoattractant
receptor GPR43." Nature 461 (7268):1282-6. doi: 10.1038/nature08530.
Media, Nobel. 2015. The Nobel Prize in Physiology or Medicine 1908, [En ligne].
http://www.nobelprize.org/nobel_prizes/medicine/laureates/1908/.
Mencarelli, A., S. Cipriani, B. Renga, A. Bruno, C. D'Amore, E. Distrutti, and S. Fiorucci.
2012. "VSL#3 resets insulin signaling and protects against NASH and
atherosclerosis in a model of genetic dyslipidemia and intestinal inflammation."
PLoS One 7 (9):e45425. doi: 10.1371/journal.pone.0045425.
Miquel, S., M. Leclerc, R. Martin, F. Chain, M. Lenoir, S. Raguideau, S. Hudault, C.
Bridonneau, T. Northen, B. Bowen, L. G. Bermúdez-Humarán, H. Sokol, M.
Thomas, and P. Langella. 2015. "Identification of metabolic signatures linked to
anti-inflammatory effects of Faecalibacterium prausnitzii." MBio 6 (2). doi:
10.1128/mBio.00300-15.
82
Miura, K., and H. Ohnishi. 2014. "Role of gut microbiota and Toll-like receptors in
nonalcoholic fatty liver disease." World J Gastroenterol 20 (23):7381-91. doi:
10.3748/wjg.v20.i23.7381.
Mozaffarian, D., B. M. Psaty, E. B. Rimm, R. N. Lemaitre, G. L. Burke, M. F. Lyles, D.
Lefkowitz, and D. S. Siscovick. 2004. "Fish intake and risk of incident atrial
fibrillation."
Circulation 110 (4):368-73. doi: 10.1161/01.CIR.0000138154.00779.A5.
Muldoon, M. F., C. M. Ryan, J. K. Yao, S. M. Conklin, and S. B. Manuck. 2014. "Long-
chain omega-3 fatty acids and optimization of cognitive performance." Mil Med
179 (11 Suppl):95-105. doi: 10.7205/MILMED-D-14-00168.
Murphy, K., C. A. O' Shea, C. A. Ryan, E. M. Dempsey, P. W. O' Toole, C. Stanton, and R.
P. Ross. 2015. "The gut microbiota composition in dichorionic triplet sets suggests
a role for host genetic factors." PLoS One 10 (4):e0122561. doi:
10.1371/journal.pone.0122561.
Musso, G., R. Gambino, and M. Cassader. 2010. "Gut microbiota as a regulator of energy
homeostasis and ectopic fat deposition: mechanisms and implications for metabolic
disorders."
Curr Opin Lipidol 21 (1):76-83. doi: 10.1097/MOL.0b013e3283347ebb.
Myles, I. A., N. B. Pincus, N. M. Fontecilla, and S. K. Datta. 2014. "Effects of parental
omega-3 fatty acid intake on offspring microbiome and immunity." PLoS One 9
(1):e87181. doi: 10.1371/journal.pone.0087181.
Nakamura, N., H. C. Lin, C. S. McSweeney, R. I. Mackie, and H. R. Gaskins. 2010.
"Mechanisms of microbial hydrogen disposal in the human colon and implications
for health and disease." Annu Rev Food Sci Technol 1:363-95. doi:
10.1146/annurev.food.102308.124101.
Nguyen, T. L., S. Vieira-Silva, A. Liston, and J. Raes. 2015. "How informative is the
mouse for human gut microbiota research?" Dis Model Mech 8 (1):1-16. doi:
10.1242/dmm.017400.
Nicholson, J. K., E. Holmes, and I. D. Wilson. 2005. "Gut microorganisms, mammalian
metabolism and personalized health care." Nat Rev Microbiol 3 (5):431-8. doi:
10.1038/nrmicro1152.
Nielsen, S., D. S. Nielsen, L. Lauritzen, M. Jakobsen, and K. F. Michaelsen. 2007. "Impact
of diet on the intestinal microbiota in 10-month-old infants." J Pediatr
Gastroenterol Nutr 44 (5):613-8. doi: 10.1097/MPG.0b013e3180406a11.
O'Sullivan, O., O. Cronin, S. F. Clarke, E. F. Murphy, M. G. Molloy, F. Shanahan, and P.
D. Cotter. 2015. "Exercise and the microbiota." Gut Microbes 6 (2):131-6. doi:
10.1080/19490976.2015.1011875.
Organisation, World Gastroenterology. 2012. Nonalcoholic Fatty Liver Disease and
Nonalcoholic Steatohepatitis.
Pan, M., V. Maitin, S. Parathath, U. Andreo, S. X. Lin, C. St Germain, Z. Yao, F. R.
Maxfield, K. J. Williams, and E. A. Fisher. 2008. "Presecretory oxidation,
aggregation, and autophagic destruction of apoprotein-B: a pathway for late-stage
quality control." Proc Natl Acad Sci U S A 105 (15):5862-7. doi:
10.1073/pnas.0707460104.
Parker, H. M., N. A. Johnson, C. A. Burdon, J. S. Cohn, H. T. O'Connor, and J. George.
2012. "Omega-3 supplementation and non-alcoholic fatty liver disease: a systematic
review and meta-analysis."
83
J Hepatol 56 (4):944-51. doi: 10.1016/j.jhep.2011.08.018.
Patel, R., and H. L. DuPont. 2015. "New approaches for bacteriotherapy: prebiotics, new-
generation probiotics, and synbiotics." Clin Infect Dis 60 Suppl 2:S108-21. doi:
10.1093/cid/civ177.
Peng, X., S. Li, J. Luo, X. Wu, and L. Liu. 2013. "Effects of dietary fibers and their
mixtures on short chain fatty acids and microbiota in mice guts." Food Funct 4
(6):932-8. doi: 10.1039/c3fo60052a.
Popescu, L. A., B. Vîrgolici, D. Lixandru, D. Miricescu, E. Condruţ, O. Timnea, A. E.
Ranetti, M. Militaru, M. Mohora, and L. Zăgrean. 2013. "Effect of diet and omega-3
fatty acids in NAFLD." Rom J Morphol Embryol 54 (3 Suppl):785-90.
Postic, C., and J. Girard. 2008. "The role of the lipogenic pathway in the development of
hepatic steatosis." Diabetes Metab 34 (6 Pt 2):643-8. doi: 10.1016/S1262-
3636(08)74599-3.
Qin, J., R. Li, J. Raes, M. Arumugam, K. S. Burgdorf, C. Manichanh, T. Nielsen, N. Pons,
F. Levenez, T. Yamada, D. R. Mende, J. Li, J. Xu, S. Li, D. Li, J. Cao, B. Wang, H.
Liang, H. Zheng, Y. Xie, J. Tap, P. Lepage, M. Bertalan, J. M. Batto, T. Hansen, D.
Le Paslier, A. Linneberg, H. B. Nielsen, E. Pelletier, P. Renault, T. Sicheritz-
Ponten, K. Turner, H. Zhu, C. Yu, M. Jian, Y. Zhou, Y. Li, X. Zhang, N. Qin, H.
Yang, J. Wang, S. Brunak, J. Doré, F. Guarner, K. Kristiansen, O. Pedersen, J.
Parkhill, J. Weissenbach, P. Bork, S. D. Ehrlich, and MetaHIT Consortium. 2010.
"A human gut microbial gene catalogue established by metagenomic sequencing."
Nature 464 (7285):59-65. doi: 10.1038/nature08821.
Qin, J., Y. Li, Z. Cai, S. Li, J. Zhu, F. Zhang, S. Liang, W. Zhang, Y. Guan, D. Shen, Y.
Peng, D. Zhang, Z. Jie, W. Wu, Y. Qin, W. Xue, J. Li, L. Han, D. Lu, P. Wu, Y.
Dai, X. Sun, Z. Li, A. Tang, S. Zhong, X. Li, W. Chen, R. Xu, M. Wang, Q. Feng,
M. Gong, J. Yu, Y. Zhang, M. Zhang, T. Hansen, G. Sanchez, J. Raes, G. Falony, S.
Okuda, M. Almeida, E. LeChatelier, P. Renault, N. Pons, J. M. Batto, Z. Zhang, H.
Chen, R. Yang, W. Zheng, H. Yang, J. Wang, S. D. Ehrlich, R. Nielsen, O.
Pedersen, and K. Kristiansen. 2012. "A metagenome-wide association study of gut
microbiota in type 2 diabetes." Nature 490 (7418):55-60. doi:
10.1038/nature11450.
Racine, R. A., and R. J. Deckelbaum. 2007. "Sources of the very-long-chain unsaturated
omega-3 fatty acids: eicosapentaenoic acid and docosahexaenoic acid." Curr Opin
Clin Nutr Metab Care 10 (2):123-8. doi: 10.1097/MCO.0b013e3280129652.
Rerksuppaphol, S., and L. Rerksuppaphol. 2015. "A Randomized Double-blind Controlled
Trial of Lactobacillus acidophilus Plus Bifidobacterium bifidum versus Placebo in
Patients with Hypercholesterolemia." J Clin Diagn Res 9 (3):KC01-4. doi:
10.7860/JCDR/2015/11867.5728.
Richardson, E. S., P. A. Iaizzo, and Y. F. Xiao. 2011. "Electrophysiological mechanisms of
the anti-arrhythmic effects of omega-3 fatty acids." J Cardiovasc Transl Res 4
(1):42-52. doi: 10.1007/s12265-010-9243-1.
Rius, B., C. López-Vicario, A. González-Périz, E. Morán-Salvador, V. García-Alonso, J.
Clária, and E. Titos. 2012. "Resolution of inflammation in obesity-induced liver
disease." Front Immunol 3:257. doi: 10.3389/fimmu.2012.00257.
Rizos, E. C., E. E. Ntzani, E. Bika, M. S. Kostapanos, and M. S. Elisaf. 2012. "Association
between omega-3 fatty acid supplementation and risk of major cardiovascular
84
disease events: a systematic review and meta-analysis." JAMA 308 (10):1024-33.
doi: 10.1001/2012.jama.11374.
Roberfroid, M. 2007. "Prebiotics: the concept revisited." J Nutr 137 (3 Suppl 2):830S-7S.
Rodríguez, J. M., K. Murphy, C. Stanton, R. P. Ross, O. I. Kober, N. Juge, E. Avershina,
K. Rudi, A. Narbad, M. C. Jenmalm, J. R. Marchesi, and M. C. Collado. 2015. "The
composition of the gut microbiota throughout life, with an emphasis on early life."
Microb Ecol Health Dis 26:26050.
Rossmeisl, M., Z. M. Jilkova, O. Kuda, T. Jelenik, D. Medrikova, B. Stankova, B.
Kristinsson, G. G. Haraldsson, H. Svensen, I. Stoknes, P. Sjövall, Y. Magnusson,
M. G. Balvers, K. C. Verhoeckx, E. Tvrzicka, M. Bryhn, and J. Kopecky. 2012.
"Metabolic effects of n-3 PUFA as phospholipids are superior to triglycerides in
mice fed a high-fat diet: possible role of endocannabinoids." PLoS One 7
(6):e38834. doi: 10.1371/journal.pone.0038834.
Salem, N., and M. Eggersdorfer. 2015. "Is the world supply of omega-3 fatty acids
adequate for optimal human nutrition?" Curr Opin Clin Nutr Metab Care 18
(2):147-54. doi: 10.1097/MCO.0000000000000145.
Salunke, D., R. Manglekar, R. Gadre, S. Nene, and A. M. Harsulkar. 2015. "Production of
polyunsaturated fatty acids in recombinant Lipomyces starkeyi through submerged
fermentation." Bioprocess Biosyst Eng. doi: 10.1007/s00449-015-1382-y.
Samuelsson, B. 1983. "From studies of biochemical mechanism to novel biological
mediators: prostaglandin endoperoxides, thromboxanes, and leukotrienes. Nobel
Lecture, 8 December 1982." Biosci Rep 3 (9):791-813.
Samuelsson, B., S. E. Dahlén, J. A. Lindgren, C. A. Rouzer, and C. N. Serhan. 1987.
"Leukotrienes and lipoxins: structures, biosynthesis, and biological effects."
Science 237 (4819):1171-6.
Sanguansri, L., M. A. Augustin, T. J. Lockett, M. Y. Abeywardena, P. J. Royle, M. T.
Mano, and G. S. Patten. 2015. "Bioequivalence of n-3 fatty acids from
microencapsulated fish oil formulations in human subjects." Br J Nutr 113 (5):822-
31. doi: 10.1017/S000711451400436X.
Saravanan, P., P. C. Calder, and N. C. Davidson. 2015. "Omega-3 fatty acids do not
suppress atrial fibrillation even in the "inflamed" heart." Int J Cardiol 187:445-446.
doi: 10.1016/j.ijcard.2015.03.270.
Savelieva, I., and J. Camm. 2008. "Anti-arrhythmic drug therapy for atrial fibrillation:
current anti-arrhythmic drugs, investigational agents, and innovative approaches."
Europace 10 (6):647-65. doi: 10.1093/europace/eun130.
Schuchardt, J. P., and A. Hahn. 2013. "Bioavailability of long-chain omega-3 fatty acids."
Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids 89 (1):1-8. doi:
10.1016/j.plefa.2013.03.010.
Scorletti, E., and C. D. Byrne. 2013. "Omega-3 fatty acids, hepatic lipid metabolism, and
nonalcoholic fatty liver disease." Annu Rev Nutr 33:231-48. doi: 10.1146/annurev-
nutr-071812-161230.
Serhan, C. N., S. Hong, K. Gronert, S. P. Colgan, P. R. Devchand, G. Mirick, and R. L.
Moussignac. 2002. "Resolvins: a family of bioactive products of omega-3 fatty acid
transformation circuits initiated by aspirin treatment that counter proinflammation
signals." J Exp Med 196 (8):1025-37.
Serhan, C. N., and N. A. Petasis. 2011. "Resolvins and protectins in inflammation
resolution." Chem Rev 111 (10):5922-43. doi: 10.1021/cr100396c.
85
Shen, W., H. R. Gaskins, and M. K. McIntosh. 2014. "Influence of dietary fat on intestinal
microbes, inflammation, barrier function and metabolic outcomes." J Nutr Biochem
25 (3):270-80. doi: 10.1016/j.jnutbio.2013.09.009.
Simeoli, R., G. Mattace Raso, A. Lama, C. Pirozzi, A. Santoro, F. Di Guida, M. Sanges, E.
Aksoy, A. Calignano, A. D'Arienzo, and R. Meli. 2015. "Preventive and
Therapeutic Effects of Lactobacillus Paracasei B21060-Based Synbiotic Treatment
on Gut Inflammation and Barrier Integrity in Colitic Mice." J Nutr. doi:
10.3945/jn.114.205989.
Simopoulos, A. P. 2006. "Evolutionary aspects of diet, the omega-6/omega-3 ratio and
genetic variation: nutritional implications for chronic diseases." Biomed
Pharmacother 60 (9):502-7. doi: 10.1016/j.biopha.2006.07.080.
Simopoulos, A. P. 2014. "The impact of the bellagio report on healthy agriculture, healthy
nutrition, healthy people: scientific and policy aspects and the international network
of centers for genetics, nutrition and fitness for health." J Nutrigenet Nutrigenomics
7 (4-6):191-211. doi: 10.1159/000375495.
Slavin, J. 2013. "Fiber and prebiotics: mechanisms and health benefits." Nutrients 5
(4):1417-35. doi: 10.3390/nu5041417.
Smillie, C. S., M. B. Smith, J. Friedman, O. X. Cordero, L. A. David, and E. J. Alm. 2011.
"Ecology drives a global network of gene exchange connecting the human
microbiome." Nature 480 (7376):241-4. doi: 10.1038/nature10571.
Sommer, F., and F. Bäckhed. 2013. "The gut microbiota--masters of host development and
physiology." Nat Rev Microbiol 11 (4):227-38. doi: 10.1038/nrmicro2974.
Streppel, M. T., M. C. Ocké, H. C. Boshuizen, F. J. Kok, and D. Kromhout. 2008. "Long-
term fish consumption and n-3 fatty acid intake in relation to (sudden) coronary
heart disease death: the Zutphen study." Eur Heart J 29 (16):2024-30. doi:
10.1093/eurheartj/ehn294.
Takaki, A., D. Kawai, and K. Yamamoto. 2013. "Multiple hits, including oxidative stress,
as pathogenesis and treatment target in non-alcoholic steatohepatitis (NASH)." Int
J Mol Sci 14 (10):20704-28. doi: 10.3390/ijms141020704.
Takeuchi, Y., N. Yahagi, Y. Izumida, M. Nishi, M. Kubota, Y. Teraoka, T. Yamamoto, T.
Matsuzaka, Y. Nakagawa, M. Sekiya, Y. Iizuka, K. Ohashi, J. Osuga, T. Gotoda, S.
Ishibashi, K. Itaka, K. Kataoka, R. Nagai, N. Yamada, T. Kadowaki, and H.
Shimano. 2010. "Polyunsaturated fatty acids selectively suppress sterol regulatory
element-binding protein-1 through proteolytic processing and autoloop regulatory
circuit." J Biol Chem 285 (15):11681-91. doi: 10.1074/jbc.M109.096107.
Tappy, L., and K. A. Lê. 2010. "Metabolic effects of fructose and the worldwide increase in
obesity." Physiol Rev 90 (1):23-46. doi: 10.1152/physrev.00019.2009.
Tchernof, A., and J. P. Després. 2013. "Pathophysiology of human visceral obesity: an
update." Physiol Rev 93 (1):359-404. doi: 10.1152/physrev.00033.2011.
Thibault, R., F. Blachier, B. Darcy-Vrillon, P. de Coppet, A. Bourreille, and J. P. Segain.
2010. "Butyrate utilization by the colonic mucosa in inflammatory bowel diseases: a
transport deficiency." Inflamm Bowel Dis 16 (4):684-95. doi: 10.1002/ibd.21108.
Tocher, Douglas. 2009. Issues surrounding fish as a source of omega-3 long-chain
polyunsaturated fatty acids. Lipid Technology Volume 21, Issue 1. Lipid
Technology 21 (1): 13-16. Accessed 01.
Tremaroli, V., and F. Bäckhed. 2012. "Functional interactions between the gut microbiota
and host metabolism." Nature 489 (7415):242-9. doi: 10.1038/nature11552.
86
Trumbo, P., S. Schlicker, A. A. Yates, M. Poos, and T.e National Academies Food and
Nutrition Board of the Institute of Medicine. 2002. "Dietary reference intakes for
energy, carbohydrate, fiber, fat, fatty acids, cholesterol, protein and amino acids." J
Am Diet Assoc 102 (11):1621-30.
Turnbaugh, P. J., R. E. Ley, M. A. Mahowald, V. Magrini, E. R. Mardis, and J. I. Gordon.
2006. "An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy
harvest." Nature 444 (7122):1027-31. doi: 10.1038/nature05414.
Twells, L. K., D. M. Gregory, J. Reddigan, and W. K. Midodzi. 2014. "Current and
predicted prevalence of obesity in Canada: a trend analysis." CMAJ Open 2
(1):E18-26. doi: 10.9778/cmajo.20130016.
UNICEF. 2013. Le bien-être des enfants dans les pays riches - Vue d’ensemble
comparative. Bilan innocenti 11, [En ligne]. http://www.unicef-
irc.org/publications/pdf/rc11_fre.pdf.
Urita, Y., M. Goto, T. Watanabe, M. Matsuzaki, A. Gomi, M. Kano, K. Miyazaki, and H.
Kaneko. 2015. "Continuous consumption of fermented milk containing
Bifidobacterium bifidum YIT 10347 improves gastrointestinal and psychological
symptoms in patients with functional gastrointestinal disorders." Biosci Microbiota
Food Health 34 (2):37-44. doi: 10.12938/bmfh.2014-017.
Van Hylckama Vlieg, J. E., P. Veiga, C. Zhang, M. Derrien, and L. Zhao. 2011. "Impact of
microbial transformation of food on health - from fermented foods to fermentation
in the gastro-intestinal tract." Curr Opin Biotechnol 22 (2):211-9. doi:
10.1016/j.copbio.2010.12.004.
Van Praet, J. T., E. Donovan, I. Vanassche, M. B. Drennan, F. Windels, A. Dendooven, L.
Allais, C. A. Cuvelier, F. van de Loo, P. S. Norris, A. A. Kruglov, S. A.
Nedospasov, S. Rabot, R. Tito, J. Raes, V. Gaboriau-Routhiau, N. Cerf-Bensussan,
T. Van de Wiele, G. Eberl, C. F. Ware, and D. Elewaut. 2015. "Commensal
microbiota influence systemic autoimmune responses." EMBO J 34 (4):466-74.
doi: 10.15252/embj.201489966.
Visschers, R. G., M. D. Luyer, F. G. Schaap, S. W. Olde Damink, and P. B. Soeters. 2013.
"The gut-liver axis." Curr Opin Clin Nutr Metab Care 16 (5):576-81. doi:
10.1097/MCO.0b013e32836410a4.
Volpe, M. 2012. "Omega-3 in antiarrhythmic therapy : a long and debated story." High
Blood Press Cardiovasc Prev 19 (4):199-200. doi: 10.1007/BF03297630.
Waalen, J. 2014. "The genetics of human obesity." Transl Res 164 (4):293-301. doi:
10.1016/j.trsl.2014.05.010.
Wang, Y., M. A. Beydoun, L. Liang, B. Caballero, and S. K. Kumanyika. 2008. "Will all
Americans become overweight or obese? estimating the progression and cost of the
US obesity epidemic." Obesity (Silver Spring) 16 (10):2323-30. doi:
10.1038/oby.2008.351.
Wen, L., R. E. Ley, P. Y. Volchkov, P. B. Stranges, L. Avanesyan, A. C. Stonebraker, C.
Hu, F. S. Wong, G. L. Szot, J. A. Bluestone, J. I. Gordon, and A. V. Chervonsky.
2008. "Innate immunity and intestinal microbiota in the development of Type 1
diabetes." Nature 455 (7216):1109-13. doi: 10.1038/nature07336.
Wen, Y. T., J. H. Dai, and Q. Gao. 2014. "Effects of Omega-3 fatty acid on major
cardiovascular events and mortality in patients with coronary heart disease: a meta-
analysis of randomized controlled trials." Nutr Metab Cardiovasc Dis 24 (5):470-5.
doi: 10.1016/j.numecd.2013.12.004.
87
White, P. J., M. Arita, R. Taguchi, J. X. Kang, and A. Marette. 2010. "Transgenic
restoration of long-chain n-3 fatty acids in insulin target tissues improves resolution
capacity and alleviates obesity-linked inflammation and insulin resistance in high-
fat-fed mice." Diabetes 59 (12):3066-73. doi: 10.2337/db10-0054.
White, P. J., and A. Marette. 2014. "Potential role of omega-3-derived resolution mediators
in metabolic inflammation." Immunol Cell Biol 92 (4):324-30. doi:
10.1038/icb.2013.112.
White, P. J., P. L. Mitchell, M. Schwab, J. Trottier, J. X. Kang, O. Barbier, and A. Marette.
2015. "Transgenic ω-3 PUFA enrichment alters morphology and gene expression
profile in adipose tissue of obese mice: Potential role for protectins." Metabolism
64 (6):666-76. doi: 10.1016/j.metabol.2015.01.017.
WHO. 2015. Obesity and overweight. Fact sheet n°311, [En ligne].
http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs311/en/.
Xu, R., A. Tao, S. Zhang, Y. Deng, and G. Chen. 2015. "Association between patatin-like
phospholipase domain containing 3 gene (PNPLA3) polymorphisms and
nonalcoholic fatty liver disease: a HuGE review and meta-analysis." Sci Rep
5:9284. doi: 10.1038/srep09284.
Yokoyama, M., H. Origasa, M. Matsuzaki, Y. Matsuzawa, Y. Saito, Y. Ishikawa, S.
Oikawa, J. Sasaki, H. Hishida, H. Itakura, T. Kita, A. Kitabatake, N. Nakaya, T.
Sakata, K. Shimada, K. Shirato, and Japan EPA lipid intervention study (JELIS)
Investigators. 2007. "Effects of eicosapentaenoic acid on major coronary events in
hypercholesterolaemic patients (JELIS): a randomised open-label, blinded endpoint
analysis." Lancet 369 (9567):1090-8. doi: 10.1016/S0140-6736(07)60527-3.
Yu, H. N., J. Zhu, W. S. Pan, S. R. Shen, W. G. Shan, and U. N. Das. 2014. "Effects of fish
oil with a high content of n-3 polyunsaturated fatty acids on mouse gut microbiota."
Arch Med Res 45 (3):195-202. doi: 10.1016/j.arcmed.2014.03.008.
Zhang, H., and X. M. Luo. 2015. "Control of commensal microbiota by the adaptive
immune system."
Gut Microbes 6 (2):156-60. doi: 10.1080/19490976.2015.1031946.
Zúñiga, J., M. Cancino, F. Medina, P. Varela, R. Vargas, G. Tapia, L. A. Videla, and V.
Fernández. 2011. "N-3 PUFA supplementation triggers PPAR-α activation and
PPAR-α/NF-κB interaction: anti-inflammatory implications in liver ischemia-
reperfusion injury." PLoS One 6 (12):e28502. doi: 10.1371/journal.pone.0028502.