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I. INTRODUCTION

Pour une bonne alimentation ou un bon rationnement des animaux, l’éleveur en général et le nutritionniste en production animale en particulier, doit pouvoir fournir à ses animaux des aliments qui répondent à leurs besoins, selon le système d’élevage pratiqué.Les besoins « théoriques » des animaux d’élevage peuvent être obtenus par le biais des tables alimentaires ad hoc ; néanmoins ils sont mieux explicités, dans le cas de notre filière académique, à travers des cours spécialisés comme la Nutrition et alimentation des monogastriques, la Nutrition et alimentation des polygastriques notamment.Quant à la composition des aliments (valeur bromatologique), elle est généralement déterminée par analyse chimique. Tel est donc l’objectif fondamental du cours de Méthodes d’analyse en Nutrition animale. Rappelons qu’au programme, ce cours a un volume horaire de 60 heures (soit 4 crédits) dont 15 heures de partie théorique (cours magistral) et 45 heures de travaux pratiques dont nous présentons ce rapport. Ces travaux pratiques ont été d’une part dirigés par les doctorants KANA Jean Raphaël et TENDONKENG Fernand, et les analyses suivantes ont porté sur un premier échantillon d’aliment pour bétail :

- la matière sèche,- les cendres (ou matières minérales),- les lipides (ou matières grasses),- les protéines brutes (ou matières azotées totales),- la cellulose brute.

Pour ces analyses, la classe a été subdivisée en 3 groupes. Chaque groupe a reçu sa part d’échantillon déjà broyé et pour lequel il devait suivre ou effectuer chacune des analyses ci-dessus.L’échantillon pour notre groupe a été codé « C ».D’autre part, un deuxième échantillon d’aliment pour bétail a servi à l’analyse des fibres alimentaires. Pour cette analyse, la classe a été maintenue en un groupe unique encadré par les doctorants TENDONKENG Fernand, FOGANG Bienvenu et LEMOUFOUET Jules.

Le récit du déroulement de ces travaux pratiques, soutenu ci et là par nos commentaires particulièrement des résultats ainsi que des ressources bibliographiques, constituent le contenu de ce rapport dont les principales articulations sont :

- L’introduction- Les analyses d’échantillons d’aliments pour bétail- La conclusion.

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II. ANALYSE DES ECHANTILLONS D’ALIMENTS POUR BETAIL

II.1. CIRCONSCRIPTION DES ANALYSES

« Un ensemble d’analyses de base des aliments du bétail comprend la détermination des taux en matière sèche et en protéines. Diverses autres analyses peuvent être faites selon les besoins individuels. Elles portent notamment sur les taux en éléments minéraux, en fibres au détergent acide, en fibres au détergent neutre, en gras, en cendres et en protéines liées ou solubles. On peut aussi mesurer le pH. Pour les échantillons de grains on peut mesurer l’indice de Hagberg ». (www.gnb.ca)[L’indice de Hagberg (ou indice de chute de Hagberg) permet de mesurer l’activité amylasique d’une farine qui peut devenir excessive s’il y a présence de grains germés. Il permet donc de déceler la présence de grains germés et donc un excès d’activité amylasique. (www.lamilanaise.com/qualitéfarine.html)]

Selon DROGOUL et coll. (2004), l’analyse classique, dite fourragère, correspond à un ensemble de dosages simples universellement reconnus et appliqués ; elle constitue un compromis entre la précision de l’information recherchée et le coût. On détermine les teneurs en eau et en matières minérales, en matières azotées, en matières grasses et en cellulose brute. Une fraction non dosée, l’extractif non azoté (ENA), peut être calculée par différence.

II.2. ANALYSES PROPREMENT DITES

II.2.1. DETERMINATION DE LA MATIERE SECHE

1°) Principe : Le pourcentage de matière sèche est déterminé après perte de poids de l’échantillon par évaporation de l’eau à l’étuve jusqu’à la constance de la masse de l’échantillon. (FOUASSIN & NOIRFALISE, 1981)

2°) Matériel :- Creusets en porcelaine- Dessiccateur- Balance de précision- Spatule - Etuve ventilée- Pince métallique.

3°) Procédé opératoire :

A l’aide d’une pince, retirer de l’étuve 2 creusets en porcelaine et les refroidir au dessiccateur. Peser à la balance de précision chaque creuset refroidi et l’identifier par son numéro. La tare obtenue (Pc) vaut 25,266g pour le creuset n° 3 et 22,975g pour le creuset n° 5. Peser 0,5g de l’échantillon dans chaque creuset taré. Nous avons pesé 0,501g (Po) dans chacun de nos 2 creusets et que nous avons ensuite placés à l’étuve à 105°C pour séchage de l’échantillon durant une nuit.

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Le lendemain, nous avons retiré les creusets de l’étuve, les avons refroidis au dessiccateur avant de les peser. La pesée finale (Pf) a donné 25,700g pour le creuset n° 3 et 23,416g pour le creuset n° 5.

4°) Expression (ou calcul) des résultats :

Le pourcentage de matière sèche (M.S.) est obtenu par la formule suivante : Pf - Pc M.S. (%) = x 100 Po

Les résultats issus de l’application de cette formule sont inscrits dans le tableau suivant :

Tabl. 1 : Données et Résultats de la détermination de la M.S. (Echantillon C)

Ech .

N° Creuset Poids creuset (Pc) P. Echant. (Po) P. final (Pf) % M.S.

C 3 25,266 g 0,501 g 25,700 g 86,63C 5 22,975 g 0,501 g 23,416 g 88,02

La matière sèche de l’échantillon équivaut à la moyenne entre les 2 prises (creusets 3 et 5) soit :(86,63 + 87,33) : 2 = 87,33 %.

Commentaire : Comme la matière sèche de l’échantillon est égale à 87,33%, ceci signifie que la teneur en eau de notre échantillon est égale à 12,67%. Cet échantillon est donc celui d’un aliment sec.

II.2.2. DETERMINATION DES CENDRES

1°) Principe : La teneur en cendres d’un échantillon s’obtient classiquement par pesée, après évaporation de l’eau et élimination des constituants organiques par calcination (ou combustion complète) de l’échantillon dans un four à moufle. (FOUASSIN & NOIRFALISE, 1981)

2°) Matériel :- Creuset en porcelaine- Dessiccateur- Balance de précision- Spatule- Four à moufle- Pince métallique.

3°) Procédé opératoire :

De la même manière que pour la détermination de la matière sèche, nous avons retiré de l’étuve, à l’aide d’une pince, 2 creusets en porcelaine que nous avons refroidis dans le dessiccateur. Peser ensuite chaque creuset (Pc), tarer et l’identifier par son numéro. Nous avons à cet effet obtenu Pc

= 14,801g pour le creuset n° 3 et 13,052g pour le creuset n° 2. Dans chacun de ces creusets nous

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avons pesé 0,501g de l’échantillon (Po) et tous les 2 creusets ont été minutieusement placés au four à moufle à 500°C pendant 6 heures, pour la destruction de la matière organique contenue dans l’échantillon (soit de 10h35 à 16h35).A 16h35, nous avons juste arrêté le four en vue de continuer l’analyse le lendemain.Et effectivement le lendemain, le four a été réchauffé à 100°C (pour évaporer d’éventuelles traces d’eau de réhydratation de l’échantillon la nuit), les creusets chauds ont été alors retirés du four, refroidis dans le dessiccateur et pesés pour un poids final, soit Pf = 14,831g pour le creuset n° 3 et 13,08g pour le creuset n° 2.

Remarque :

Selon la CCE (1971), les cendres des matières difficiles à incinérer doivent être soumises à une première incinération de trois heures au moins, refroidies et additionnées de quelques gouttes d'une solution à 20 % de nitrate d'ammonium (prudemment, pour éviter la dispersion ou le collage des cendres). Poursuivre la calcination après dessiccation à l'étuve. Répéter éventuellement l'opération jusqu'à incinération complète.

4°) Calcul des résultats (Taux des cendres) :

La teneur en cendres est obtenue à partir de la formule suivante :

Cendres (%) = Pf – Pc x 100 Po

En remplaçant chacun des termes de cette formule par sa valeur réelle indiquée dans le procédé opératoire, nous obtenons les résultats portés dans le tableau ci-dessous :

Tabl. 2 : Données et résultats de la détermination des cendres.

Ech. N° creuset P. creuset (Pc) P. éch. (Po) P. final (Pf) % cendres

C 3 14,801 g 0,501 g 14,831 g 5,998C 2 13,052 g 0,501 g 13,08 g 5,589

La teneur en cendres de l’échantillon correspond à la moyenne entre les 2 prises d’essai, soit :(5,998 + 5,589) : 2 = 5,79 %.Il est à noter que cette teneur se rapporte à 87,33 % de la matière sèche de notre échantillon.

Pour 100 % de M.S. on aura %Cendres = 5,79% x 100 = 6,63 %. (*) 87,33

Commentaire : Au regard de ce pourcentage relativement bas, notre aliment n’est pas du tout un concentré minéral. La présence ou non de la cellulose nous précisera s’il s’agit d’un aliment d’origine végétale ou non.

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(*) La teneur (%) dans 100% de M.S. est obtenue par l’application de la règle de 3, sachant que l’échantillon est constitué de 87,33% de M.S. (moyenne calculée). Il en est ainsi des analyses suivantes. II.2.3. DETERMINATION DES LIPIDES

1°) Principe : La teneur de l’échantillon en matière grasse est déterminée par la méthode de SOXHLET. Par cette méthode, la matière grasse est directement extraite de l’échantillon préalablement broyé, à l’aide d’un solvant approprié (éther de pétrole, …). Ce solvant est éliminé par distillation et dessiccation à l’étuve, le résidu (constitué de la matière grasse) est enfin pesé. ((CIRAD-UPR, 2010)

2°) Matériel :- Appareil de Soxhlet- Etuve ventilée- Balance de précision- Spatule- Dessiccateur- Papier Whatman n° 1- Ballon col rodé de 250 ml- Cartouche cellulosique- Chauffe ballon (ou calotte chauffante)- Pince métallique.

3°) Produit : Ether de pétrole.

4°) Procédé opératoire :- A l’aide de la pince métallique, prendre à l’étuve un ballon à long col de 250 ml (1 ballon

par groupe) qu’on met au dessiccateur pour refroidissement. Ce ballon est ensuite pesé et identifié par son numéro ; soit 103,905g (Po) pour le ballon n° 8 (pour notre groupe).

- Peser le papier Whatman, le tarer et y peser 1,006g (environ 1g) d’échantillon (mo), l’emballer dans le papier Whatman et introduire le tout dans la cartouche cellulosique qu’on recouvre de coton non absorbant. La cartouche est à son tour introduite dans l’extracteur soxhlet.

- Monter le dispositif d’extraction (ballon rodé-extracteur soxhlet-réfrigérant) sur la calotte chauffante, déverser par le sommet du réfrigérant 200 ml d’éther de pétrole dans le ballon et ouvrir le circuit d’eau de réfrigération. Allumer le chauffe- ballon (le réglage du chauffage doit tenir compte de la température d’ébullition de l’éther qui est de 40 – 60°C). Maintenir le cycle d’extraction pendant 6 heures, soit de 11h10 à 17h10. La photographie ci-dessous (page suivante) illustre le dispositif d’extracteurs soxhlet en marche.

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- A 17h10, on a sorti, à l’aide de la pince, la cartouche de l’extracteur. Continuer toutefois la distillation afin de récupérer chaque fois l’éther dans un bécher puis le transvaser dans la bouteille de conservation.

- Avec environ 1 ml de mélange éther-solvant resté au fond du ballon, le remuer un peu et le placer à l’étuve à 105°C durant une nuit pour la volatilisation de toute trace de solvant.

- Le lendemain, nous avons retiré le ballon de l’étuve, l’avons refroidi dans le dessiccateur et finalement pesé, soit Pf = 103,933g.

- La teneur en lipides dans l’échantillon est obtenue à partir de la relation suivante :

Lipides (%) = Pf – Po x 100 mo

Le résultat chiffré obtenu de cette relation est mentionné dans le tableau ci-dessous :

Tabl. 3 : Données et résultats de la détermination des lipides.

Ech.

N° ballon P. ballon (Po) P. éch. (mo) P. final (Pf) % lipides(dans l’éch.)

% lipides(dans 100% MS)

C 8 103,905 g 1,006 g 103,933 g 2,78 3,18

Commentaire : Au regard de ce pourcentage, l’aliment faisant l’objet de nos analyses bromatologiques est pauvre en lipides. De ce point de vue, il ne pourrait pas être considéré comme une réserve énergétique, à moins qu’il présente un taux élevé en cellulose et autres glucides (Extractif non azoté).

II.2.4. DOSAGE DES PROTEINES BRUTES

1°) Principe : La teneur en azote total de l’échantillon est déterminée par la méthode de KJELDAHL. Par cette méthode, la matière organique contenue dans l’échantillon est minéralisée par l’acide sulfurique, en présence d’un catalyseur. L’azote organique est réduit en ammoniac sous forme de sulfate d’ammonium ; une distillation du digestat par neutralisation avec la soude permet le dégagement de l’ammoniac qui, récupéré dans de l’acide borique, est titré par pH-métrie. La teneur en protéines brutes est

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obtenue en multipliant la teneur en azote par un coefficient (ou facteur f) approprié à la nature des protéines dosées (f = 6,25 pour les fourrages). (CIRAD-UPR, 2010)

2°) Matériel- Distillateur Kjeldahl avec tube à essai de digestion de 250 ml- Plaque de minéralisation - Ballons de minéralisation - Burette de précision - Erlenmeyer de 250 ml- Agitateur magnétique avec un barreau aimanté- Fiole jaugée de 100 ml- Etuve ventilée- Balance de précision- Spatule- Dessiccateur- Pince métallique.

3°) Produits- Acide borique 40% mélangé aux indicateurs colorés (rouge de méthyle et vert de

bromocrésol)- Solution de NaOH 40%- Acide sulfurique concentré- Acide chlorhydrique 0,01 N- Sulfate de cuivre.

4°) Procédé opératoire

La méthode Kjeldahl comporte 3 étapes :a) Minéralisation :

Nous avons d’abord pesé 0,512g (m) de l’échantillon (environ 0,5g) ; ensuite 0,2g de sulfate de cuivre (catalyseur). Les 2 quantités ont été emballées dans ¼ de papier duplicateur ordinaire (faute de papier Whatman) et l’ensemble a été introduit dans le ballon de minéralisation.Dans un autre ballon de minéralisation on a introduit, pour constituer le blanc, le ¼ du papier duplicateur ordinaire qui n’emballait que le catalyseur (la même quantité).Dans chacun de ces 2 ballons, on a ajouté 10 ml d’acide sulfurique concentré et tous les ballons ainsi préparés (y compris ceux des autres groupes) ont été placés sur la rampe de chauffage pour minéralisation pendant 2h30 sous une hotte (jusqu’à ce que la solution ayant noirci sous l’attaque acide devienne limpide : ceci est le minéralisât qui avait une coloration finale légèrement verdâtre). Dès que la minéralisation est jugée complète, le chauffage est arrêté et les ballons sont maintenus sous la hotte jusqu’à leur refroidissement. Enfin le minéralisât est transvasé dans une fiole jaugée de 100 ml et son volume porté à 100 ml avec de l’eau distillée dont une partie a servi au rinçage du ballon de minéralisation.

b) Distillation- Dans le gros tube du distillateur Kjeldahl, on met d’abord 10 ml (Vc) prélevés sur les 100 ml

du minéralisât, ensuite 20 ml de NaOH 40%.- Dans un erlenmeyer de 250 ml, mettre 20 ml d’acide borique 40% mélangé avec les

indicateurs colorés (rouge de méthyle et vert de bromocrésol) : ce mélange est de couleur rose clair.

- Placer les 2 solutions susmentionnées (tube et erlenmeyer), chacune sur son site approprié, dans le distillateur Kjeldahl (tel qu’on nous le démontre sur la photo à la page suivante) et mettre celui-ci en marche : la distillation se fait par entraînement à la vapeur

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d’eau qui arrache l’azote dans le tube sous forme de (NH4)2SO4 en solution pour l’entraîner vers l’erlenmeyer sous forme de NH3, base qui réagit avec l’acide borique. Distiller jusqu’à atteindre 150 ml dans l’erlenmeyer, on obtient une solution finale verdâtre.

- Il convient de noter que les extrémités des tuyaux flexibles de canalisation de la vapeur plongent jusqu’au fond du gros tube (effet de barbotage) du distillateur et de l’erlenmeyer qui recueille l’ammoniac.

c) Titrage- Prendre l’erlenmeyer contenant les 150 ml (distillat), y introduire un barreau magnétique

et le placer sur un agitateur magnétique.- Dans une burette graduée de 50 ml, mettre le HCl 0,01 N et titrer le distillat sous agitation

magnétique jusqu’ à la décoloration complète : la solution passe de la coloration verdâtre jusqu’à devenir incolore. Noter le volume d’acide utilisé à ce point de virage : nous avons utilisé 10,6 ml (V) de HCl 0,01 N pour notre échantillon et 0,1 ml (Vo) pour le blanc.

5°) Expression (calcul) des résultats

A l’issue de la distillation, la teneur en azote de l’échantillon est obtenue par la formule suivante : (V-Vo) x 100 x 0,14.10-3

N(%) = x 100 m x Vc

Le remplacement de chaque terme de cette formule par sa valeur donne le résultat mentionné dans le tableau ci-dessous :

Tabl. 4 : Données et résultats de la détermination de l’azote total et des protéines brutes

Ech. N° Ballon P. éch. Vol. HCl %N (Ech.) %N (dans 100% MS)

% Prot. (=%Nx6,25)

C 3 0,512g 10,6 ml 2,87 3,29 20,56

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Blanc - - 0,1 ml - - -

Commentaire : Cette teneur en protéines est vraiment élevée pour un échantillon d’origine végétale (confirmée par la présence de la cellulose dont le résultat est donné par l’analyse ci-dessous – II.2.5). Il s’agit donc d’un aliment protéique.C’est donc à juste titre, les analyses le prouvent, que nos encadreurs nous ont dit à la fin des analyses qu’il s’agissait d’un échantillon de graines de légumineuses.Le blanc qui n’était constitué que par les réactifs utilisés n’a donné aucune teneur en azote, sinon on devait en tenir compte pour une correction éventuelle du résultat de l’échantillon.

II.2.5. DETERMINATION DE LA CELLULOSE BRUTE

1°) Principe : La cellulose brute est, selon la méthode conventionnelle de détermination de cellulose brute dans les produits agricoles et alimentaires, la matière organique qui reste insoluble après les traitements acide et/ou alcalin de l’échantillon. A cet effet, après broyage et dégraissage éventuels, l’échantillon est traité à l’ébullition par une solution acide (le réactif de SHEERER dans notre cas). La solution acide dissout les substances organiques naturelles à l’exception de la cellulose qui, avec les matières minérales, constituent l’insoluble. En pesant l’insoluble avant et après calcination, on obtient par différence le poids de la cellulose. (FOUASSIN & NOIRFALISE, 1981 ; CIRAD-UPR, 2010)

2°) Matériel :- Etuve ventilée- Balance de précision- Spatule- Dessiccateur- Creuset filtrant de 50 ml et de porosité 2- Dispositif de filtration sous vide- Four à moufle- Pince métallique.

3°) Produit : Réactif de SHEERER.Ce réactif a été préparé comme suit : Dans une éprouvette graduée, prélever 175 ml (au lieu de 350 ml non disponibles) d’acide acétique et transvaser dans un erlenmeyer de 2 litres où on ajoute ensuite successivement 7g d’acide trichloracétique (agiter ce mélange pour dissoudre l’acide trichloracétique dans l’acide acétique), 17 ml d’acide nitrique concentré (prélevés à l’aide d’un distributeur automatique) et 75 ml d’eau distillée.

4°) Procédé opératoire :

- Peser sur un verre de montre 1g d’échantillon (Po) et introduire cette quantité dans un erlenmeyer (codé n° 8 pour notre groupe) de 250 ml. Ajouter 50 ml du réactif de SHEERER. Chauffer (mijoter) pendant 30 minutes, l’erlenmeyer étant surmonté d’une boule de réfrigération dans laquelle circule l’eau courante. Cette réfrigération est nécessaire pour que le réactif ne se volatilise et se perde en l’air. Parallèlement, chauffer de l’eau qui servira à la filtration.

- A l’issue de 30 minutes de chauffage de l’échantillon, la solution chaude est filtrée sous vide (à l’aide de la trompe à eau) sur le creuset filtrant (portant le n° 2 pour notre groupe). Le constituant de l’échantillon retenu par le creuset filtrant est lavé à l’eau chaude durant

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la filtration pour évacuer toute la matière organique soluble ; le retentât du filtre étant constitué par de la cellulose et des minéraux.

- Porter le creuset filtrant et son contenu à l’étuve à 105°C durant une nuit.- Le lendemain, nous avons retiré notre creuset de l’étuve, l’avons refroidi dans le

dessiccateur et pesé, soit P1 = 48,988g.- Ensuite nous l’avons introduit dans le four à moufle pour une incinération de la cellulose à

450°C pendant 3 heures, soit de 10h16 à 13h16.- Au bout de ce temps, notre creuset a été sorti du four, refroidi dans le dessiccateur et

pesé, soit P2 = 48,932g.

- La teneur en cellulose brute s’obtient par la formule suivante : Cellulose (%) = P1 – P2 x 100 Po

- Le résultat du calcul effectué est donné dans le tableau ci-dessous :

Tabl. 5 : Données et résultat de la détermination de la cellulose brute.

Ech. N°

P. Ech. (Po)

P. Creuset + Extrait sec insoluble de l’Ech. (P1)

P. Creuset + Cendres (P2)

% Cellulose(dans l’éch.)

% Cellulose(dans 100% MS)

C 1g 48,988g 48,932g 5,6 6,4

Commentaire : Cette teneur en cellulose confirme bien qu’il s’agit d’un échantillon d’origine végétale. Consécutivement au commentaire du tableau 2, et en parcourant les tables de composition des matières premières (BOURDON et coll. ; 1989), notamment la partie concernant les céréales, les matières glucidiques et fruits, les racines et tubercules, autres sous-produits industriels, protéagineux et oléoprotéagineux, tourteaux, matières premières diverses d’origine végétale ; nous trouvons au regard de la rubrique « Cellulose brute » (CB) que les teneurs qui se rapprochent de notre échantillon sont celles du tourteau de soja 48 (5,6% CB), soja graine entière (6,0% CB) et tourteau de soja 44 (7,4% CB).

II.2.6. CALCUL DE L’EXTRACTIF NON AZOTE (E.N.A.)

Selon DROGOUL et coll. (2004), « l’E.N.A. inclut les glucides intracellulaires, l’amidon en particulier, et souvent plus de la moitié des constituants pariétaux. Il englobe des glucides à valeur alimentaire très variable et n’a pas véritablement de signification nutritionnelle.Etant une fraction non dosée, il peut être calculé par différence :

ENA = MO – (MAT + MG + CB). »

Quant à la CDA (2007), « Il n'existe pas de méthode d'analyse globale des sucres comme il en existe pour les lipides, les protides (protéines), les matières minérales (cendres), etc. Dans le domaine des glucides, les dosages globaux que l'on peut effectuer concernent: - les sucres réducteurs (y compris le dosage du saccharose),- les fibres alimentaires, composées principalement de polysaccharides non assimilables. La mesure de la quantité totale de glucides (ou hydrates de carbone assimilables) d'une denrée est généralement faite par calcul (différence avec les autres nutriments). »La CDA poursuit en ces termes :« Lorsqu'il n'est pas nécessaire de connaître les différents sucres présents dans une denrée, on peut se contenter de calculer la teneur globale en glucides (ou hydrates de carbone assimilables) par différence avec les autres constituants:

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Glucides = Total - [eau + lipides + protides + matières minérales (cendres) + fibres alimentaires, éventuellement ] »

Comme on le voit, les considérations de DROGOUL & coll. et de la CDA se rejoignent pratiquement lorsque l’ENA est exprimé sur base de matière sèche. Ainsi, pour notre échantillon, nous avons calculé l’ENA, considéré aussi comme le dernier élément de la décomposition d’un aliment selon la méthode de WEENDE, comme suit :

ENA(%) = MS(%) – [PB (%) + MG(%) + CB(%) + Cendres(%)]

→ ENA (%) = 87,33% - [17,94% + 2,78% + 5,6% + 5,59%] = 55,42% (dans l’échantillon). = 100% - [20,56% + 3,18% + 6,4% + 6,4%] = 63,46% (dans 100% M.S.).

Au regard de ce résultat, bien que relativement pauvre en cellulose, la teneur en d’autres glucides (ENA) de notre aliment analysé est tout de même élevée. Considérant sa valeur bromatologique telle que déterminée par nos analyses, il peut être un bon aliment de base pour les monogastriques.

II.2.7. ANALYSE DES FIBRES

1. DEFINITION ET FONCTIONS ALIMENTAIRES DES FIBRES

« Les fibres alimentaires sont des polymères glucidiques d’origine végétale, associées ou non dans la plante, à de la lignine ou à d’autres constituants non glucidiques (polyphénols, cires, saponines, cutine, phytates, phytostétols, …) ». (AFSSA ; 2002)La même source met en exergue les précisions suivantes : les fibres alimentaires sont des polymères glucidiques d’origine végétale. Il s’agit principalement de composés glucidiques constitutifs des parois des cellules végétales notamment la cellulose, les hémicelluloses et les substances pectiques, mais également d’autres polysaccharides ou oligosaccharides d’origine végétale tels que les gommes végétales, l’inuline, les mucilages ou les amidons résistants d’origine végétale.Les substances intimement « associées » (lignine principalement, mais également des fractions protéiques, des composés phénoliques, des cires, saponines, phytates, …) aux polysaccharides végétaux et très souvent extraites avec les polysaccharides lors d’un certain nombre de dosages des fibres ne sont incluses dans la définition des fibres que dans la mesure où elles sont effectivement associées à la fraction poly- ou oligosaccharide des fibres.Les fibres alimentaires ne sont ni digérées ni absorbées dans l’intestin grêle.

Selon le CNERNA-CNRS (2003), les fibres alimentaires ont montré des effets suivants vis-à-vis de fonctions et de maladies digestives :

- Stimulation de la croissance et/ou de l’activité d’une flore intestinale bénéfique : effets prébiotiques,

- Prévention et traitement des constipations,- Prévention de la maladie diverticulaire,- Effets préventifs possibles du cancer colorectal, - Effets préventifs possibles de maladies cardiovasculaires.

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Nous référant à notre cours de Nutrition et alimentation des polygastriques, le vocable « fibres alimentaires » regroupe des composés de nature glucidique des aliments qui ne sont pas attaqués par les enzymes des sucs digestifs des animaux. Cette fraction des aliments comprend les hémicelluloses, les substances pectiques, les gommes, les mucilages, la cellulose, la lignine et les autres substances glucidiques mal définies ou même inconnues.Ces substances peuvent être fermentées à un degré variable par la microflore intestinale des monogastriques et oiseaux. Cette fermentation s’accompagne d’une production de gaz (méthane, hydrogène et carbonique) et d’acides organiques.L’ingestion en grande quantité de glucides fermentescibles et non digérées peut provoquer chez le non-ruminant une diarrhée dite nutritionnelle et des douleurs abdominales dues à la production excessive de gaz par les bactéries intestinales à la suite de la dégradation de ces glucides.Chez les ruminants, les fibres assurent le bon fonctionnement du rumen parce qu’elles :

- constituent un substrat énergétique pour plusieurs espèces microbiennes,- fournissent le volume et la masse nécessaires au développement des parois du complexe

gastrique,- permettent le maintien des conditions nécessaires au bon déroulement de la fermentation

tout en évitant des problèmes comme la réduction des matières grasses du lait, l’acidose lactique.

2. DOSAGE

« Il existe plusieurs méthodes de dosage des fibres alimentaires, toutes basées sur l’un ou l’autre des deux principes suivants :

- Les méthodes gravimétriques qui procèdent par élimination de substances « non fibres » (protéines, amidon, lipides, …) par voie chimique ou enzymatique suivie de la pesée du résidu ;

- Les méthodes chimiques ou directes dosant individuellement les constituants des fibres ». (CDA ; 2007)

La détermination des différentes fractions fibreuses selon VAN SOEST est la technique analytique initialement mise au point pour l’étude des fourrages. (CORNU et DELPEUCH ; 1986)C’est donc cette technique que nous avons utilisée dans l’analyse de nos échantillons pour la détermination respectivement de NDF, ADF et ADL (cf. Principe et Procédé opératoire).Ajoutons à ce sujet que selon PUGLIESE et coll. (1976), VAN SOEST est l’auteur d’une méthode d’analyse des fourrages, originale et séduisante par sa logique. Il distingue dans la matière sèche des fourrages deux fractions :

- La « fibre », d’une part, correspondant aux parois cellulaires du végétal, insoluble dans un complexe détergent neutre, encore dénommé N.D.F. (neutral-detergent-fiber). Il s’agit, en fait d’une fraction composée essentiellement de cellulose et hémicelluloses, utilisables par l’animal, et de lignine, théoriquement indigestible.

- Le « contenu cellulaire », d’autre part, soluble dans le réactif détergent, fraction éminemment digestible composée de carbohydrates, de lipides et de protéines.

Selon DROGOUL et coll. (2004), la méthode de VAN SOEST est une méthode d’analyse par fractionnement des différents constituants de la paroi végétale. Elle repose sur l’utilisation de détergent et permet de quantifier trois résidus :

- Le résidu 1 = Parois cellulaires ou NDF (Neutral Detergent Fiber), il contient la majeure partie des parois ;

- Le résidu 2 = Lignocellulose ou ADF (Acid Detergent Fiber), il correspond à une estimation de l’ensemble lignine et cellulose ;

- Le résidu 3 = Lignine ou ADL (Acid Detergent Lignin), constitué de la lignine.

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2.1. Principe de la méthode VAN SOEST

En présence du réactif NDS (Neutral Detergent Solution) et à chaud (ébullition), il y a extraction de la fraction cellulaire soluble (protéines, lipides, pectines, …) ; la fraction insoluble représentant les constituants pariétaux (NDF) est obtenue par filtration.En présence du réactif ADS (Acid Detergent Solution), il y a extraction des résidus de la fraction cellulaire (protéines, lipides, pectines, …) et de l’hémicellulose ; la fraction insoluble séparée par filtration représente l’ADF.Enfin il y a dissolution de la cellulose par l’action de l’acide sulfurique 72 % sur l’ADF ; le résidu non soluble qui représente l’ADL est séparé par filtration.

2.2. Matériel et Réactifs

a) Matériel

- Appareillage pour l’extraction des fibres- Etuve ventilée- Balance de précision- Spatule - Pince métallique- Dessiccateur- Creuset filtrant de 50 ml et de porosité 2- Dispositif de filtration sous vide- Béchers de 600 ml- Eprouvette graduée- Ballon (≥ 2000 ml)- Baguette en verre- Rampe chauffante- Plaque chauffante- Echantillon

b) Réactifs :- NDS (Neutral Detergent Solution)- ADS ( Acid Detergent Fiber)- H2SO4 72 %- Réactif de SHEERER

2.3. Manipulations opératoires

Contrairement aux analyses précédentes, les 3 groupes ont été réunifiés en un seul groupe correspondant à la classe entière. Au total 6 prises d’essai ont été prélevées pour l’analyse des fibres dont les étapes successives des manipulations sont les suivantes :

1°) Prélèvement des aliquotes (prises d’essai), des réactifs et mise en réaction- Tarer, identifier 6 béchers et peser 0,5 g d’échantillon dans chaque bécher. Les données

d’identification des béchers et de la pesée des échantillons sont reprises dans le tableau 6 ci-dessous (page suivante).

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Tabl. 6 : Numérotation des ballons, poids de l’échantillon dans chaque ballon et analyses correspondantes

Bécher N°

Capacité(ml)

Poids échant.m (g)

Analyse àeffectuer

15

14303

57

600600600600

10001000

0,5010,5030,5010,5000,5020,500

ADFADFNDFNDFCBCB

- Prélever dans une éprouvette graduée 50 ml d’ADS qu’on ajoute respectivement dans les béchers 1 et 5. L’ADS permet de déterminer l’ADF.

- Rincer l’éprouvette et prélever 500 ml de NDS qu’on ajoute respectivement aux béchers 14 et 30. Le NDS permet de déterminer le NDF.

- Rincer l’éprouvette et prélever 50 ml du réactif de SHEERER qu’on ajoute respectivement aux béchers 3 et 57. Le réactif de SHEERER sert à la détermination de la cellulose brute-CB (cette analyse est reprise ici étant donné que les fibres sont dosées dans un échantillon distinct du précédent).

- Placer les 6 béchers sur une rampe chauffante et régler le chauffage à un degré permettant une douce ébullition, en ayant surmonté chaque bécher d’une boule réfrigérante dans laquelle circule alors de l’eau courante. (Cf. photo ci-dessous)

Pour le réactif de SHEERER, chauffer pendant 30 minutes et filtrer. Pour le NDS et l’ADS, chauffer pendant 1 heure et filtrer. Toutefois, dans ces cas de NDS et

ADS, après 30 minutes on ajoute aux béchers concernés 50 ml de NDS et d’ADS respectivement.

15

Parallèlement au chauffage à reflux des échantillons sur la rampe de chauffage, bouillir dans un ballon d’environ 2000 ml sur une plaque chauffante, de l’eau distillée qui servira à la filtration sous vide des échantillons ci-dessus.

2°) Filtration- Peser et identifier 6 creusets filtrants refroidis au dessiccateur après séchage à l’étuve ;

chaque creuset devant filtrer le contenu d’un bécher.Les données d’identification et de pesée des creusets filtrants sont assorties dans le tableau 7 ci-dessous.

Tabl.7 : Numérotation et pesée des creusets filtrants

N° Bécher N° Creuset filtrantcorrespondant

Poids du creuset filtrant(P0 ou Tare en g)

15

14303

57

12156

2237

49,61049,21148,95749,20648,88047,760

- Placer respectivement chaque creuset filtrant sur le dispositif de filtration à vide (comprenant l’erlenmeyer de filtration connecté à la pompe aspirante ou trompe à eau : cf. figure ci-bas).

- Activer la pompe et démarrer la filtration c’est-à-dire déverser minutieusement le contenu chaud d’un bécher sur le creuset filtrant qui lui est associé. Un rabattement alternatif de la pomme de main sur le creuset filtrant, générant un mouvement synergique à l’aspiration de la pompe, permet de maintenir le flux de la filtration (cf. photo ci-contre).

- Rincer enfin le bécher avec de petites quantités successives d’eau bouillante qu’on déverse ensuite au creuset filtrant pour parfaire la filtration.

3°) Etuvage

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- Sécher tous les creusets filtrants et leurs contenus respectifs (rétentats de la filtration) à l’étuve à 105°C pendant une nuit.

- Retirer le lendemain les creusets de l’étuve, les refroidir au dessiccateur et les peser. Les valeurs pondérales obtenues sont (Tableau 8) :

Tabl. 8 : Poids des creusets filtrants avec leurs contenus respectifs après étuvage

Creuset N° Poids (P1) en g12156

2237

49,70149,32049,42349,69748,92947,808

REMARQUE : A l’issue de l’étuvage, les échantillons se démarquent par leur coloration :

Les échantillons traités au réactif de SHEERER et donc destinés à la détermination de la cellulose brute sont jaunes (creusets filtrants 3 et 7) ;

Les échantillons traités au NDS (et destinés à la détermination du NDF) ont une coloration brune (creusets 6 et 22).

A cette étape de l’analyse, deux résidus sont obtenus. Selon que cela a été mentionné par DROGOUL et coll. (op.cit.), le 1er résidu de la méthode VAN SOEST équivaut au NDF. Ainsi pour les creusets 6 et 22, la pesée à l’issue de l’étuvage correspond à la pesée finale (P1 = Pf). Il ne reste plus qu’à procéder aux calculs du taux de NDF dans l’échantillon. Quant au 2ème résidu, il équivaut à l’ADF (aussi P1 = Pf). Toutefois, celui-ci doit encore être traité à l’H2SO4 72 % pour donner le 3ème résidu qui est l’ADL.

4°) Détermination de l’ADL

- Introduire chacun des creusets 12 et 15 (au contenu noirci) dans un bécher de 250 ml.- Déverser de l’H2SO4 72% dans chaque creuset de manière à immerger toutes les particules

de l’échantillon contenues dans le creuset. Gratter ces particules à l’aide d’une baguette en verre placée dans chaque creuset en vue de favoriser le contact avec l’acide.

- Maintenir le contact acide-échantillon (i.e. laisser agir) pendant 3 heures. On ajoutera de l’acide au creuset après chaque 1 heure. Néanmoins on peut même le faire plus tôt si l’acide traverse rapidement le creuset car l’échantillon ne doit pas s’assécher, il doit constamment baigner dans l’acide durant les 3 h.

- Après 3 h, laver chaque échantillon à l’eau bouillante sur le dispositif de filtration sous vide. Au début du lavage, le filtrat est mousseux. On arrête le lavage lorsque le filtrat sort clair et non plus mousseux.

- Sécher les 2 échantillons à l’étuve à 105°C pendant une nuit.- Retirer le lendemain les échantillons de l’étuve, les refroidir au dessiccateur et les peser

(Pf). Les valeurs obtenues sont : 49,710 g pour le creuset 12 ; 49,278 g pour le creuset 15.

5°) Détermination de la cellulose brute

- Placer les creusets 3 et 7 (échantillons colorés en jaune à l’issue de l’étuvage après la filtration) dans un four à moufle.

- Calciner à 450°C pendant 3 h.- A l’issue de la calcination, retirer les échantillons du four (la température du four étant

retombée à près de 100°C), les refroidir au dessiccateur et les peser (Pf).

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Les valeurs pondérales obtenues sont : 48,894 g et 47,768 g respectivement pour les creusets 3 et 7.

6°) Calcul des résultats

a) Cellulose brute : % Cellulose = P1 – Pf x 100 P0

P1 = poids creuset + échantillon après étuvage (cf. Tabl. 8)Pf = poids creuset + échantillon après calcination (cf. 5°)m = poids de l’échantillon (cf. Tabl. 6).

Creuset n° P1 (g) Pf (g) m (g) % Cellulose

3 48,929 48,894 0,502 48,929 – 48,894 x 100 = 6,97 % 0,502

7 47,808 47,768 0,500 47,808 – 47,768 x 100 = 8,00 % 0,500

b) ADL (%) = P1 – Pf x 100 m

P1 = poids creuset + échantillon après étuvage (cf. Tabl. 8)Pf = poids creuset + échantillon traité à l’H2SO4 72% (cf. 4°)m = poids de l’échantillon (cf. Tabl. 6).

Creuset n° P1 (g) Pf (g) m (g) % ADL

12 49,701 49,710* 0,501 49,701 – 49,710 x 100 = -1,796 %** 0,501

15 49,320 49,278 0,503 49,320 – 49,278 x 100 = 8,35 % 0,503

* Résultat faux car Pf qui ne représente que la lignine ne peut être dans ce cas supérieur à P1 qui correspond à la fraction ligno-cellulosique ; d’où un résultat négatif d’ADL à rejeter (**), l’analyse est absolument à reprendre dans ce cas (même si les contraintes d’emploi de temps ne nous ont pas permis de le faire durant nos travaux pratiques).

c) ADF (%) = Pf – P0 x 100 m Pf (= P1) = poids creuset + échantillon après étuvage (cf. Tabl. 8)

P0 = poids du creuset filtrant vide (cf. Tabl. 7)m = poids de l’échantillon (cf. Tabl. 6).

Creuset n° Pf (g) P0 (g) m (g) % ADF

12 49,701 49,610 0,501 49,701 – 49,610 x 100 = 18,16 % 0,501

15 49,320 49,211 0,503 49,320 – 49,211 x 100 = 21,67 % 0,503

d) NDF (%) = Pf – P0 x 100 m Pf (= P1) = poids creuset + échantillon après étuvage (cf. Tabl. 8)

P0 = poids du creuset filtrant vide (cf. Tabl. 7)m = poids de l’échantillon (cf. Tabl. 6).

Creuset n° Pf (g) P0 (g) m (g) % NDF

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6 49,423 49,957 0,501 49,423 – 49,957 x 100 = 93,01 % 0,501

22 49,697 49,206 0,500 49,697 – 49,206 x 100 = 98,2 % 0,500

e) Tableau synoptique des résultats de l’analyse des fibres

Tabl. 9 : Résultats (en % MS) du dosage des fibres

Substance dosée

Prise d’essai 1 Prise d’essai 2

Moyenne

Cellulose (%) 6,97 8,00 7,485ADL (%) - 8,35 8,35ADF (%) 18,16 21,67 19,915NDF (%) 93,01 98,2 95,605

Commentaire :De ces différentes valeurs obtenues des constituants pariétaux, la teneur en NDF nous paraît très élevée. Il est possible qu’une erreur éventuelle soit intervenue au cours de la manipulation opératoire notamment durant la filtration. En effet, en dépit du renforcement de l’action aspirante de la trompe à eau par un mouvement alternatif de la main de l’analyste sur le creuset filtrant (comme expliqué antérieurement), la filtration se déroulait toujours très lentement, ou plutôt difficilement.Ainsi plusieurs autres substances différentes des fibres ont pu certainement être retenues sur le creuset filtrant et prises conséquemment comme fibres.Si certaines de ces substances étaient de nature organique, elles ont donc été détruites au cours de la calcination qui a lieu dans le dosage de la cellulose ou par l’acide sulfurique (attaque acide suivie d’une nouvelle filtration) dans le dosage de l’ADL. C’est pourquoi les résultats de l’ADL et de la cellulose peuvent être crédibles.La somme de l’ADL et de la cellulose devrait, logiquement pour un même échantillon d’aliment, donner une valeur proche de l’ADF (ligno-cellulose). Le résultat de l’ADF obtenu par nos analyses donne une valeur qui ne s’éloigne tout de même pas de cette approximation.Pour le NDF, sa valeur quoique logiquement supérieure, ne devrait pas tout de même surpasser outre-mesure la somme de l’ADF et la cellulose ; ce qui n’est pas le cas pour nos résultats.Dans le cas ce résultat de NDF serait fondé, un fourrage qui renfermerait 95 % de NDF dans la matière sèche est un fourrage de mauvaise qualité car sûrement déficient en PDIN et autres nutriments « non fibres ». Il pourrait s’agir hypothétiquement de graminée cultivée sur sol pauvre ou récoltée trop âgée, le tissu parenchymateux étant presqu’entièrement résorbé et pour les autres tissus (soutien et protection), les parois cellulaires se sont logiquement développées au prix de l’extinction et/ou disparition du noyau et organites cytoplasmiques. Dans ce cas aussi, la valeur de l’ADL s’élèverait de manière conséquente.Somme toute, une reprise de cette analyse constituerait la meilleure solution pour infirmer ou confirmer tout résultat sujet au doute.Sans toutefois être exhaustif, signalons enfin à ce sujet que, comparant les teneurs moyennes en fibres de 9 fourrages, ARAB et coll. (2009) a obtenu le taux le plus élevé de 70,89 % NDF sur MS de Cynodon dactylon (chiendent) ; tandis que pour 3 graminées et 2 légumineuses étudiées, la valeur de NDF la plus élevée obtenue par PAMO et coll. (2005) est de 80,26 % dans les feuilles de Trypsacum laxum.Quant aux tables consultées en rapport avec la valeur alimentaire des fourrages et sous-produits, elles ne comportent pas explicitement la rubrique NDF.

REMARQUE :

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Les creusets filtrants étant réutilisables dans les analyses futures, ils doivent, comme pour tout autre matériel de laboratoire, être nettoyés après chaque usage. A cet effet, le résidu organique qu’ils contiennent est détruit au four à moufle à 500° C pendant 3 heures. Ils sont ensuite lavés au détergent (le DECON 90) et à l’eau, et enfin séchés à l’étuve pendant 6 heures.Signalons qu’un état défectueux des creusets (pores obturés par exemple) se répercuterait sur la qualité et la fiabilité des résultats. D’où la nécessité de renouveler régulièrement le matériel de laboratoire.

III. CONCLUSION

Nos séances de travaux pratiques du cours de Méthodes d’analyse en Nutrition animale, pour lesquels ce rapport est présenté, ont comporté 2 grandes parties :

- les analyses classiques d’un échantillon de fourrage selon la méthode de WEENDE et permettant de déterminer la matière sèche, la matière grasse (ou extrait éthéré), les matières minérales, les protéines brutes, la cellulose brute et l’extractif non azoté ;

- la détermination des constituants pariétaux selon la méthode de VAN SOEST. Il s’agit du NDF, de l’ADF et de l’ADL.

Toutes les analyses que nous avons effectuées au cours de ces travaux pratiques figurent sur le schéma assorti sur la photographie ci-dessous, lequel schéma se trouve affiché sur le mur à l’intérieur du laboratoire de Nutrition animale (où, rappelons-le, se sont déroulés ces travaux).

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Hormis la dégradation in vitro et la détermination élémentaire des minéraux, c’est une analyse physico-chimique quasiment complète (sans pour autant la prétendre exhaustive) d’échantillons d’aliments pour bétail que nous avons pu effectuer et qui permet à un Nutritionniste du domaine de production animale d’avoir une certaine maîtrise sur la valeur nutritive de tout aliment qu’il aura à manipuler pour l’alimentation des animaux.Quel que soit le système d’élevage (extensif ou intensif), l’espèce animale élevée (monogastrique ou ruminant), le type de production adopté (viande, lait, œuf, …) ou de reproduction, la connaissance de la valeur bromatologique de chaque aliment permettra au Nutritionniste d’établir un équilibre entre les besoins alimentaires de l’animal et le mode d’alimentation (tout en tenant compte d’autres facteurs environnementaux tels que le climat, la conjoncture économique (notamment en rapport avec le marché des aliments pour animaux et des produits animaux), etc.Le cours de Méthodes d’analyse en Nutrition animale revêt donc une importance capitale en Production animale. Les analyses effectuées durant nos travaux pratiques nous permettent de bénéficier de cette importance dont les effets pratiques se concrétiseront durant notre exercice professionnel.En effet, une production efficiente suppose à la fois une bonne connaissance de l’animal et une bonne connaissance de ses aliments. L’analyse chimique est l’un des moyens permettant de connaître les aliments dans leur constitution organique et inorganique. Ainsi le Nutritionniste outillé en analyse alimentaire ne pourrait, sauf en cas de contrainte majeure, servir à des animaux sous sa responsabilité, des aliments (nouveaux particulièrement) sans en connaître la valeur nutritionnelle. Enfin, pour clore ce rapport, nous tenons à rassurer tous ceux là qui ont concouru à nous dispenser cette unité d’enseignement et dont les noms sont mentionnés sur la couverture que, de notre humble avis, l’objectif du cours a bel et bien été atteint.Pour leur bienséance avérée, nous demeurons disposé de continuer à travailler ensemble, tant du point de vue de la rectification éventuelle de nos failles que de l’acquisition de nouvelles connaissances.

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IV. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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- BOURDON D. & Coll. (1989) : Alimentation des animaux monogastriques : porc, lapin, volailles. 2ème Ed., INRA, Paris.

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- DROGOUL, C. et coll. (2004) : Nutrition et alimentation des animaux d’élevage. Tome 1 : Les bases théoriques de l’alimentation - Les principes de raisonnement de l’alimentation ; 2ème éd. Educagri , DIJON, France.

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- FOUASSIN, A. et NOIRFALISE, A. (1981) : Méthodes d’analyse des substances alimentaires ; 4ème éd. CEMUBAC, Belgique.

- Meunerie Milanaise (2010) : Mesures de qualité de nos farines. http://www.lamilanaise.com/qualitéfarine.html

- PAMO T.E. (2005) : Composition chimique et effet de supplémentation avec Calliandra calothyrsus et Leucaena leucocephala sur la production laitière et la croissance des chevreaux nains de Guinée ; in Livestock Research for Rural Development n° 17. http://www.Irrd.org/Irrd 17/3/cont1703.htm

- PUGLIESE, P.L. et coll. (1976) : Nutrition des bovins tropicaux dans le cadre des élevages extensifs sahéliens : Mesures de consommation et appréciation de la digestibilité et de la valeur alimentaire des fourrages, in Revue d’élevage et de médecine vétérinaire des pays tropicaux, N° 3, Ed. Vigot Frères, Paris.

- www.gnb.ca : Analyse des aliments du bétail.