thème isolement, identification et étude de l'antibiorésistance des

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des Sciences Biologiques

Mémoire En vue de l’obtention du diplôme de

MASTER ACADEMIQUE

Domaine : Science de la Nature et de la Vie

Filière : Biologie

Spécialité : Microbiologie Appliquée

Présente par : AMARA Imene

KHALDI Zohra

Thème

Soutenu publiquement

Le : 11/06/2015

Devant le jury :

Année universitaire : 2014/2015.

-Mr.BOUAL.Z. M.C.B Président UKM Ouargla

-Melle

.DJELLOUL DAOUADJI.S. M.A.A Encadreur UKM Ouargla

-Mr.BOURICHA.M. M.A.A Examinateur UKM Ouargla

Isolement, identification et étude de l’antibiorésistance des

souches bactériennes isolées à partir de services de

réanimation et d’hémodialyse de CHU Ouargla

Remerciements

En préambule à ce mémoire, nous souhaitons

adresser nos remerciements les plus sincères aux

personnes qui nous ont apporté leur aide et qui ont

contribué à l’élaboration de ce mémoire.

Nous tenons à remercier chaleureusement Melle

Djelloul Daouadji Soumia maitre-assistant à l’université

Kasdi Merbah Ouargla en tant que promotrice de

mémoire, s’est toujours montrée à l’écoute et très disponible

tout au long de la réalisation de ce mémoire.

Nous tenons à exprimer notre reconnaissance

envers Mr Bouricha M’hamed maitre-assistant à

l’université Kasdi Merbah Ouargla qui a eu la gentillesse

de lire et d’examiner ce travail.

Nous sommes conscientes de l’honneur que nous a fait

Mr Boual Zakaria maitre de conférence à

l’université Kasdi Merbah Ouargla en

étant président du jury.

Nous aimerions exprimer notre gratitude et nos

remerciements à tous les membres de jury.

Nous voulons exprimer nos remerciements les plus

sincères au:

Docteur Kourim Meghnia, pharmacienne

microbiologiste.

Chef de services de la réanimation Mr Guenoun

Djamel, son équipe surtout Souad et Djemaa et toute

l’équipe du laboratoire de l’hôpital Mohamed Boudiaf.

Chef de services de l’hémodialyse Mr Rahmani Lamine,

Pour leur générosité et la grande patience dont ils ont su

faire preuve malgré leurs charges professionnelles.

N’oublions pas nos parents pour leur contribution,

leur soutien et leur patience.

Enfin, nous adressons nos remerciements à notre

promotion, à tous nos proches et amies (HASNI

Sara, HABITA Selma) qui nous ont toujours

soutenues et encouragées au cours de la réalisation de

ce mémoire.

Merci à toutes et à tous.

Dédicaces

Je dédie ce travail :

A mes parents : Mr Amara Farid et Nawel. Aucun

hommage ne pourrait être à la hauteur, de l’amour

dont ils ne cessent de me combler. Que Dieu leur

procure bonne santé et longue vie.

A mes frères Ahmed-Rabah et Abelbaki, à mes sœurs

Manel et Nour El-Houda et ma chère nièce Sydra

pour leur tendresse, toute l’affection qu’ils m’ont

donnée et pour leurs précieux encouragements.

A mon binôme, KHALDI Zohra, qui est pour moi

une vraie sœur.

A toute ma famille, à tous ceux qui ont contribué de

près ou de loin à la réalisation de ce mémoire.

Je vous dis merci.

Imène.

Dédicaces

Je dédie ce travail :

A mon père Mr KHALDI Mohammed et ma mère

Fatima pour leur amour inestimable, leur

confiance, leur soutien, leurs sacrifices et toutes les

valeurs qu’ils ont su m’inculquer.

A mon frère Abbes, à mes sœurs Soulaf, Rachida,

Noura, Hamida, Ouahiba, Randa et Rokaya

qui m’ont soutenue tout au long de ce travail par

leurs précieux encouragements.

A mon binôme AMARA Imène et son cher papa

Farid par son aide très précieuse que je ne

remercierai jamais assez et toute la famille

A toute ma famille, à tous ceux qui ont contribué de

près ou de loin à finaliser ce travail.

Je vous dis merci.

Zohra

Liste des abréviations

ADH : Arginine Dihydrolase.

AML : Amoxicillne.

AMP : Ampicilline.

AN : Amikacine.

BHIB : Brain Heart Infusion Broth.

BMR : Bactéries Multirésistantes.

BN : Bouillon nutritif.

β-gal : β-galactosidase.

C : Chloramphénicol.

CASFM : Comité de L’antibiogramme de la Société Française de Microbiologie.

CHU : Centre Hospitalière Universitaire.

CN : Gentamycine.

CTX : Céfotaxime.

CZ : Céfazoline.

DM : Dispositif médical.

DMx : Dispositifs médicaux.

DO : Densité Optique.

E : Erythromycine.

MEB : Microscope électronique à balayage.

FOX : Céfoxitine.

ILC : Infection liée au Cathéter.

ID : Identification.

IMP : Imipénème.

IN : Infection Nosocomiale.

ISO : infection du Site Opératoire.

ILST : Infection liée à la Sonde Trachéale.

ILSU : Infection liée à la Sonde Urinaire.

KTC : Cathéter Central.

KTP : Cathéter Périphérique.

L : Lincomycine.

LDC : Lysine Décarboxylase.

Nb : Nombre.

NIT : Nitrate.

ODC : Ornithine Décarboxylase.

ONP : Orthonitrophénol.

ONPG : Ortho-nitrophényl-β-galactoside.

OX : Oxacilline.

P : Pénicilline.

pH : potentiel d’Hydrogène.

PM : Pristinamycine.

R : Résistante.

RCA : Gélose rouge Congo agar.

Rif : Rifampicine.

RM : Rouge de Méthyle.

S : Sensible.

S : Souche.

SCN : Staphylocoques à coagulase négative.

SIDA : Syndrome d’Immunodéficience Acquise.

STAPH : Staphylocoque.

SP : Spiramycine.

SU : Sonde Urinaire.

SXT : Triméthoprime.

TSI : Triple Suger Iron.

TCP : Méthode de tissu en plaque.

TDA : tryptophane désaminase.

TM : Méthode en tube.

Tob : Tobramycine.

TPS : Tompon Phosphate Salin.

UFC : Unité Forman Colonie.

VA : Vancomycine.

VHB : Virus de l’Hépatite B.

VHC : Virus de l’Hépatite C.

VIH : Virus de l’Immunodéficience Humaine.

VP : Vosges Prauskauer.

Liste des tableaux

Tableau Titre

Page

01 Classe des dispositifs médicaux.

10

02 Antibiotiques utilisés pour l’étude de l’antibiorésistance des

souches isolées des DMX, hôpital Mohammed BOUDIAF

Ouargla

21

03 Tableau : Fréquence des prélèvements selon les services

31

04 Positivité des prélèvements bactériologiques selon le type de

DM

32

05 Fréquence de production de slime des Staphylocoques par la

méthode TCP

47

06 Fréquence de production de slime des Entérobactéries par la

méthode TCP

48

07 Fréquence de production de slime des Pseudomonas par la

méthode TCP

49


méthode TM

50


méthode TM

51


méthode TM

51


méthode RCA

52


méthode RCA

53


méthode RCA

53

Liste des figures

Figure Titre

Page

01 Photographies obtenues en MEB d’une souche d’Escherichia coli

pathogène illustrant l’organisation du biofilm en fonction de l’échelle

de l’observation.

12

02 Etapes de formation de biofilm. 13

03 Mécanisme de la formation du biofilm sur sonde urinaire. 15

04 Formation de biofilm sur cathéter veineux. 16

05 Les differents mécanismes impliqués dans la résistance des biofilms. 17

06 Présentation schématique de la réponse immunitaire lors d’une

infection liée au biofilm.

18

07 Répartition des souches en fonction du Gram des bactéries isolées des

DM service de réanimation de CHU de Ouargla.

32

08 Répartition des souches en fonction du Gram des bactéries isolées des

DM service d’hémodialyse de CHU de Ouargla.

32

09 Photo colonies de Staphylococcus aureus sur milieu Chapman. 33

10 Photo colonies de Staphylococcus epidermidis sur milieu Chapman. 33

11 Photo de la coloration de Gram positif des staphylocoques. 34

12 Photo de la production de catalase par les cocci à Gram positif isolés. 34

13 Photo d’observation du test de coagulase libre (coagulase positive). 35

14 Photo d’observation du test de coagulase libre (coagulase négative). 35

15 Identification des Staphylocoques par ID32 STAPH. 35

16 Distribution des souches de Staphylocoques responsables d’ILDM au

service de réanimation.

36

17 Distribution des souches de Staphylocoques responsables d’ILDM au

service d’hémodialyse.

36

18 Aspects des colonies bactériennes (Gram-) sur le milieu Hektoen (sucre

-)

38

19 Aspects des colonies bactériennes (Gram-) sur le milieu Hektoen (sucre

+)

38

20 Photo de coloration de Gram (bactéries à Gram-). 38

21 Résultats de quelques tests de la galerie biochimiques classiques des

entérobactéries.

39

22 Test ONPG positif. 39

23 Test ONPG négatif. 39

24 Résultats de test Uréase (rose= uréase +, jaune orangé =uréase -). 40

25 Résultats des tests LDC, ODC et ADH. 40

26 Culture de Pseudomonas aeruginosa sur le milieu King A. 41

27 Distribution des souches des entérobactéries et Pseudomonas

responsables d’ILDM au service de réanimation.

41

28 Distribution des souches des entérobactéries et Pseudomonas

responsables d’ILDM au service d’hémodialyse.

42

29 Répartition des souches bactériennes isolées des DM : service de

réanimation, hémodialyse CHU de Ouargla.

43

30 Résultats d’antibiogramme d’une souche isolée à partir du dispositif

médical du service de réanimation.

44

31 Taux de résistance aux antibiotiques des souches de Staphylocoques

isolées des dispositifs médicaux.

44

32 Taux de résistance aux antibiotiques des souches des Entérobactéries


45

33 Taux de résistance aux antibiotiques des souches des Pseudomonas


46

34 Evaluation de la production de biofilm par la méthode TCP. 48

35 Evaluation de la production de biofilm par la méthode TM. 50

36 Phénotype de production de slime chez les Staphylocoques sur milieu

RCA.

52

Liste des annexes

Annexes Titre

01 Milieux de culture.

02 Réactifs et solution.

03 Tableau de lecture ID 32 STAPH (Biomérieux

® SA).

04 Tableau d’identification du catalogue analytique ID 32 STAPH

(Biomérieux ®

SA).

05 Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches de

Staphylocoques responsables d’ILDM.

06 Détection de biofilm pour les souches de Staphylocoques

responsables d’ILDMX par la méthode TCP et TM et RCA.

07 Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches

d’Entérobactérie responsables d’ILDM.

08 Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches de

Pseudomonas responsables d’ILDM.

9 Détection de biofilm pour les souches d’entérobactéries

responsables d’ILDMX par la méthode TCP et TM et RCA.

10 Détection de biofilm pour les souches de Pseudomonas

responsables d’ILDM par la méthode TCP et TM et RCA.

INTRODUCTION

1

Introduction

Les infections nosocomiales représentent aujourd’hui un problème majeur de santé

publique à l’échelle mondiale, étant responsables d’une lourde morbidité mais également

d’une létalité non négligeable (Hamza, 2010) et du fait de leur fréquence, leur coût

socioéconomique (Zerrouk, 2013).

Les infections acquises à l’hôpital sont une réalité préoccupante surtout dans des services à

haut risque qui recrutent des patients extrêmement vulnérables à la colonisation et par

conséquent à l’infection (Rebiahi, 2012).

Les épidémies de ces infections nosocomiales sont presque toujours associées à une

transmission inter-humaine, ou à la contamination de dispositifs médicaux (Ministère de la

santé, 2002).

L’usage des dispositifs médicaux est important dans le traitement des maladies chroniques.

L’implantation temporaire d’un cathéter vasculaire, d’une sonde vésicale ou d’une sonde

endotrachéale est associée à des infection, dû à la multiplication bactérienne sur ces

dispositifs implantables, parmi les infections les plus courantes dans le milieu hospitalier, les

bactériémies associées aux cathéters vasculaires, les infections urinaires associées au sondage

vésical et les pneumopathies acquises sous ventilation mécanique sont les plus fréquentes et

sont considérées comme en partie évitables.

L’examen microbiologique permet d’identifier les pathogènes responsables des

infections, et de déterminer leur sensibilité aux antibiotiques. Cela permet de choisir le

traitement adapté à chaque patient. La difficulté des traitements liée à la multi-

résistance bactérienne (Dubos, 2012) vue l’utilisation extensive et fréquemment abusive des

antibiotiques couplée à un déséquilibre dans l’hygiène hospitalière, permet à ces infections

une évolution fulgurante traduisant ainsi plusieurs épidémies.

Les principaux germes responsables d’infections dues à la présence d’un matériel étranger

sont : Staphylococcus epidermidis et Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa et des

entérobactéries.

La physiopathologie de ces infections est étroitement liée à la constitution d’un biofilm

sur ces corps étrangers (Espinasse et al., 2010).Les microorganismes sur les surfaces de ces

corps se trouvent sous deux formes : la forme sessile selon laquelle les organismes sont

INTRODUCTION

2

intégrés dans le biofilm soupçonnés d'être responsable de l'augmentation des résistances aux

antibiotiques et la forme flottante planctonique, dans laquelle les organismes se disséminent.

Le problème majeur avec cette forme de vie est qu’elle confère une résistance importante aux

antibiotiques et aux attaques du système immunitaire.

Une étude qualitative et quantitative des souches bactériennes isolée des différents

dispositifs après ablation a été réalisée à partir de services de réanimation et d’hémodialyse au

niveau de l’hôpital MOHAMED BOUDIAF Ouargla dans une période allant de 10 Février

au 15 mai 2015

Les objectifs spécifiques de ce travail étaient :

Détecter les dispositifs médicaux infectés en utilisant la méthode quantitative décrite

par Brun- Buisson (1987) ;

Isoler et identifier les souches responsables d’infection liée aux dispositifs

médicaux ;

Etudier le profil de résistance des souches isolées ;

Evaluer la capacité de ces bactéries responsables d'infections à former un biofilm par

trois techniques : Culture de tissu en plaque (TCP), méthode en tube (TM), rouge

congo agar (RCA)

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

3

I-Généralités sur les infections nosocomiales

1. Définition

On appelle infection nosocomiale (du grecnosos, maladie, etkomein, soigner, et par

extension, du latin nosocomium, hôpital), les maladies infectieuses contractées pendant une

hospitalisation (Meyer et al., 2004).

Elle peut concerner soit un patient qui a été hospitalisé ou qui a subi des soins en

ambulatoire dans la structure de soins, soit un personnel soignant dans le cadre de son activité

professionnelle.

Le délai d’acquisition est variable selon le type d’infection mais il est habituellement

admis qu’un minimum de 48 heures entre l’admission et les premiers symptômes est

nécessaire pour parler d’infection nosocomiale (Cahn et Vezin, 2002).

En contexte chirurgical une infection du site opératoire (ISO) survenant dans les 30 jours

suivant le geste chirurgicale est considérée comme nosocomiale. Ce délai est porté à 1 an si

du matériel étranger a été mis en place (Lehot et Arvieux, 2010).

2. Origine et modes d’acquisition des infections nosocomiales

L’origine principale de ces infections est le manque d'hygiène .En effet, il a été montré

récemment que la cause majeure de transmission des bactéries était d'une part ,le manque

d'hygiène (absence de lavage des mains ...) et d'autre part les progrès de la médecine et de la

chirurgie avec par exemple des soins et des thérapeutiques de plus en plus agressifs qui

peuvent être des sources possibles d'infection (Omar, 2010).

Ces infections peuvent être directement liées aux soins dispensés au patient (par exemple

l'infection sur cathéter) ou simplement survenir lors de l'hospitalisation, indépendamment de

tout acte médical (par exemple une épidémie de grippe) (MTES, 2010).


4

On distingue deux modes de transmission :

- Transmissions directes sont le fait de maladies infectieuses qui vont se transmettre via

l’air, comme la tuberculose ou la grippe. La victime est en contact avec le germe. Dans ce

mode de transmission, il faut noter aussi les infections d’origine endogène ou auto-infection

(le malade s’infecte avec ses propres germes à la faveur d’un acte invasif, ou en raison d’une

fragilité particulière) (Marco, 2007).

- Transmissions indirectes ce mode de transmission caractérise les infections d'origines

exogènes (Marco, 2007).Il s’agit d’infections croisées transmises d’un malade à l’autre par

les mains ou les instruments de travail, d’infections provoquées par les germes du personnel

ou encore d’infections liées à la contamination de l’environnement hospitalier (Legault et al.,

2004), par des médicament ou greffes (Louis, 2007).

3. Prévalence des infections nosocomiales

Les infections nosocomiales sont connues dans le monde entier et touchent aussi bien

les pays développés que les pays pauvres en ressources. Les infections contractées en milieu

médical figurent parmi les causes majeures de décès et de morbidité accrue parmi les patients.

Elles représentent une charge importante pour le patient comme pour la santé publique. A tout

moment, plus de 1,4 million de personnes dans le monde souffrent de complications

infectieuses acquises à l’hôpital. Les fréquences maximales ont été rapportées dans les

hôpitaux des régions de la Méditerranée orientale et de l’Asie du Sud-Est (11,8 % et 10,0 %

respectivement), et la prévalence atteignait 7,7 % en Europe et 9,0 % dans le Pacifique

occidental (Ducel et al., 2002).

En Algérie, les enquêtes de prévalence des infections associées aux soins organisées dans

plusieurs hôpitaux d’Algérie ont mis en évidence l’importance de ce problème de santé. Le

taux des patients infectés par une ou plusieurs infections nosocomiales varie selon ces

enquêtes parcellaires de 15 à 20% (Ministère de la santé, 2013).

Une stratégie de surveillance des infections nosocomiales par enquêtes de prévalence

répétitives a été adoptée et réalisée au CHU de Blida de 2001 à 2008. Au total, 2 200 patients

ont été inclus et 107 infections nosocomiales ont été identifiées dans les 8 enquêtes. Entre

2001 et 2008, la prévalence des infections nosocomiales était respectivement de 9,5 %, 7,0 %,

4,5 %, 3,9 %, 3,0 %, 3,0 %, 5,3 % et 3,5 % (Atif et al., 2009).


5

4. Facteurs favorisants la survenue d’infection nosocomiale

Quel que soit son mode de transmission, la survenue d'une infection nosocomiale est

favorisée par la situation médicale du patient qui dépend de : (MTES, 2010).

- Etat général du patient : les patients les plus exposés à l’infection nosocomiale sont

ceux âgés de plus de 60 ans, touchés par une affection grave (polytraumatisme,

brulés…etc), grabataire (pathologie de décubitus), immunodéprimés (cancer,

chimiothérapie, SIDA…etc) ou déjà infectés ;

- Gestes et techniques invasives : cathéter vasculaires (veineux, ou artériels),

cathétérisme urinaire, intubation-ventilation artificielle, endoscopie, coelioscopie,

biopsie d’un organe (moelle, foie…etc), mise en place de perfusion (Malek et al.,

1996) ;

- Une antibiothérapie préventive : qui sélectionne des micro-organismes résistants.

Cette résistance pourra être transmise d’espèce à espèce par les plasmides de

résistance ;

- La nature des soins :

Transmission par contact avec le personnel soignant (les bactéries de la flore

cutanée du soignant peuvent contaminer un malade fragilisé) ;

Transmission par le matériel médical ;

Transmission par le linge et la literie (Baudry et Brezellec, 2006).

5. Types d’infection et germes en cause

La fréquence et l’étiologie des IN est très variable, selon la région étudiée aussi bien

que selon le type de service hospitalier et de patients concernés. Quelques catégories

d’infections se distinguent néanmoins des autres (Monnet, 2012)

5.1. Infection urinaire nosocomiale

Elle est la première cause d’infection nosocomiale (40% des infections nosocomiales) et

touche 2,7% des patients hospitalisés. Son taux de létalité est faible (0,1%) et n’est pas

considéré comme une infection grave (Perbert, 2003).

Les germes responsables de ces infections sont les plus souvent des germes multirésistants.

Par ordre décroissant, les germes en cause sont les Escherichia coli résistants à l’ampicilline

et aux inhibiteurs des betalactamines, les autres entérocoques, les Pseudomonas aeruginosa,

les Klebsielles, les Enterobacters, les Serratia et les Candida tous multirésistants (De la taille,

1998).


6

5.2. Pneumopathies nosocomiales

Les pneumopathies nosocomiales s’observent chez plusieurs catégories de patients,

principalement les patients sous ventilation artificielle (20% des infections nosocomiales)

(Ducel et al., 2002).

Les germes responsables d’une pneumonie nosocomiale sont plus difficiles à prédire.

Classiquement, les grands responsables sont les bactéries à Gram négatif, les staphylocoques,

les bactéries anaérobies et, fréquemment (39%), des associations de ces germes (Martin et

Vincent, 2005).

5.3. Infections du site opératoire

Les infections du site opératoire sont la première cause d’infections nosocomiales parmi

les patients opérés et la troisième cause sur l’ensemble des patients hospitalisés, après

les infections urinaires et les infections respiratoires (RAISIN, 1997).

- Les Staphylocoques, particulièrement Staphylococcus aureus est l’agent causal le plus

fréquent au cours des ISO. Elle représente 40 à 60 % des germes isolés.

-Les Streptocoques

- Les bacilles à Gram négatif, tel que : E. coli, P. aeruginosa, Enterobacter sp, Proteus

mirabilis, Klebsiella, qui sont multirésistants aux antibiotiques (Spilf, 2009).

5.4. Septicémie nosocomiale

La septicémie, le dernier des types d’IN les plus fréquents, due à l’utilisation de dispositifs

médicaux, que ce soient les dispositifs :

- intra-vasculaires (comme les chambres de perfusion veineuse) ;

- les cathéters centraux ou périphériques.

La septicémie est causée dans environ 40 % des cas par des pathogènes appartenant au

genre Staphylococcus, surtout par les SCN (Monnet, 2012).


7

5.5. Infections sur cathéter

Elles représentent la quatrième cause d’infections nosocomiales (15%). Elles sont

responsables d’une mortalité d’environ 6%(pouvant atteindre près de 20% dans les services

de réanimation)

Ces infections vont de la simple infection locale du cathéter à la bactériémie dont le

cathéter est le point de départ (Perbert, 2003).

Le principale micro-organisme responsable des infections liées aux cathéters est

Staphylococcus epidermidis suivi des bacilles à Gram négatif, du Staphylococcus aureus, des

entérocoques, et enfin Candida et autre infection fongiques (Charbonneau et Wolff, 2013).


8

II-Infections sur dispositifs médicaux

1. Définition du dispositif médical

On entend par dispositif médical tout instrument, appareil, équipement, matière, produit, à

l'exception des produits d'origine humaine, ou autre article utilisé seul ou en association, y

compris les accessoires et logiciels nécessaires au bon fonctionnement de celui-ci, destiné par

le fabricant à être utilisé chez l’homme à des fins : (Gazengel et Orecchioni, 2013)

De diagnostic, de prévention, de contrôle, de traitement ou d’atténuation d’une

maladie ;

De diagnostic, de contrôle et traitement, d’atténuation ou de compensation

d’une blessure ou d’un handicap ;

D’étude ou de remplacement ou modification de l’anatomie ou d’un processus

physiologique ;

De maîtrise de la conception (Boissinot, 2006).

Dont l’application principale voulue dans ou sur le corps humain n’est pas obtenue par des

moyens pharmacologiques ou immunologiques ni par métabolisme, mais dont la fonction

peut être assistée par de tels moyens (Faget, 2011).

2. Risque infectieux

Tous les dispositifs médicaux (DMx) utilisés chez un patient peuvent être des vecteurs à

l’origine de la transmission de micro-organismes pathogènes s’ils ne sont pas correctement

nettoyés et désinfectés selon des règles à respecter scrupuleusement.

Ces règles simples sont dictées par l’évaluation du risque infectieux lié à l’usage du

dispositif médicale réutilisable (Meunier, 2006).

Une évaluation du risque infectieux et du niveau de traitement requis est proposée : trois

niveaux de risques infectieux sont décrits selon des auteurs anglo-saxons.

- Haut risque : correspond à l’utilisation de dispositifs médicaux dits critique comme les

dispositifs médicaux invasifs de type chirurgicale.

- Risque médian : correspond à l’utilisation de dispositifs médicaux dits semi-critiques, c’est-

à-dire qui sont en contact avec des muqueuses ou une lésée superficiellement (Missika et

Drouhet, 2001). Ils pourraient alors être les vecteurs de bactéries et levures provenant de ces

tissus mais surtout transmettre les virus véhiculés par le sang et les liquides biologiques

comme le VIH, le VHB et le VHC (Meunier, 2006).


9

- Risque bas : correspond à l’utilisation de dispositifs médicaux dits non critiques, qui ne sont

pas en contact direct avec le patient ou qui sont en contact avec une peau saine. (Missika et

Drouhet, 2001). Leur utilisation sans précaution pourrait néanmoins transmettre les micro-

organismes hébergés par la peau du patient vers l’utilisateur suivant. Ces micro-organismes

sont ceux qui nécessitent les précautions de type «contact» dont les bactéries multirésistantes

aux antibiotiques (BMR) ainsi que les bactéries et levures de la flore cutanée, mais aussi les

virus responsables des gastro-entérites épidémiques (Meunier, 2006).

3. Types de dispositifs médicaux

Les dispositifs médicaux sont divisés en quatre classes en fonction du danger potentiel lié à

leur emploi :

Classe I : faible degré de risque ;

Classe IIa : degré moyen de risque ;

Classe IIb : potentiel élevé de risque ;

Classe III : potentiel très sérieux de risque (classe réservée aux DM

implantable actifs) (Martini, 2012).

Cette classification prend en compte plusieurs paramètres tels que la durée d’utilisation, le

caractère invasif, les possibilités de réutilisation, la visée thérapeutique ou diagnostique et la

partie du corps en contact avec le dispositif (Balagny et Coriat, 2014).


10

Tableau 1. Classe des dispositifs (Balagny et Coriat, 2014).

Classe de dispositif Exemple de dispositifs concernés

Classe I

Risque potentiel faible

Instruments chirurgicaux réutilisables, dispositifs médicaux non

invasifs, certains dispositifs médicaux invasifs à usage temporaire

(scalpels)

Exemples : stéthoscope, compresses

Classe IIa

Risque potentiel modéré

DM invasifs à court terme, DM invasifs de type chirurgical à

usage unique ou DM raccordé à un DM de classe I ou supérieure

(comme le circuit de ventilation)

Exemples : seringues, aiguilles, lignes de perfusion, filtres

antibactériens, fibroscope, sonde d’intubation, set d’anesthésie

locorégionale, collecteur à urine.

Classe IIb

Risque potentiel élevé

Dispositifs médicaux implantables à long terme ou destinés à

permettre un diagnostic ou un contrôle direct des processus

physiologiques vitaux dont les variations de paramètres peuvent

présenter un danger immédiat pour la vie du patient.

Exemples : moniteur multiparamétrique, saturation pulsée en

oxygène, moniteur de la ventilation, moniteur de débit cardiaque,

respirateur, évaporateur, couverture de réchauffement par air

pulsé.

Classe III

Risque potentiel critique

Dispositifs médicaux implantables à long terme en contact avec

le cœur, le système circulatoire central ou le système nerveux

central, dispositifs implantables résorbables

Exemples : implants mammaires, implants articulaires de

hanche, de genou et d’épaule, valves, stents, stimulateurs

cardiaques (dispositifs médicaux implantables actifs), Swan Ganz


11

4. Colonisation microbienne du dispositif médical

La colonisation de dispositifs médicaux par des microorganismes est un évènement

fréquent, potentiellement à l'origine de la survenue ultérieure de pathologies infectieuses. Ces

microorganismes proviennent essentiellement des flores de patient ou de leur environnement,

et sont associes dans un certain nombre de cas à des épisodes infectieux .La caractérisation

des microorganismes ainsi fixés sous forme de biofilms (Lewis, 2010).

III-Biofilm et infections sur implant médical

1. Le biofilm bactérien

Les biofilms bactériens sont définis comme des agrégats de cellules bactériennes (Jacques

et al., 2010) attachées de manière irréversible à un substrat, une interface ou tout simplement

entre elles, enrobées d’une matrice extracellulaire de substances polymériques (en

général d’exopolysaccharides) (Donlan et Costerton, 2002). Ces cellules sont séparées par

des espaces libres, dépourvus de bactéries et parcourus par des courants aqueux ; véritables «

canaux », ceux-ci y assurent la circulation de fluides et permettent à la fois l’apport de

nutriments aux bactéries et l’élimination de leurs produits de dégradation (Lawrence et al.

,1991).Les bactéries peuvent tout aussi bien adhérer à une surface biotique (cellules de la

muqueuse) qu’à une surface abiotique (Jacques et Trembalay, 2010). Les biofilms peuvent

se former sur une large variété de surfaces incluant des dispositifs médicaux insérés dans des

systèmes qui transportent des fluides (type valvule cardiaque, cathéter utinaire, dispositif

intra utérin… etc) (Pidello, 2014 ).

2. Morphologie et architecture

Le terme de biofilm pourrait laisser entendre qu’il s’agit d’une simple couche de

micro-organismes déposée sur une surface. Les biofilms sont très hétérogènes, dans le temps

et dans l’espace. Ils sont constamment remodelés, suite à l’influence permanente de facteurs

endogènes et exogènes. Ils présentent une grande diversité aussi bien au niveau

structural (une ou plusieurs espèces de micro-organismes au sein du biofilm, épaisseurs

diverses) qu’au niveau des supports colonisés. Un biofilm peut être constitué d’une ou de

plusieurs espèces de micro-organismes : on parle respectivement de biofilms homogènes ou

de biofilms hétérogènes (Tolker-Nielsen et Molin, 2000). La plupart des biofilms


12

rencontrés sont hétérogènes. La présence d’une espèce de micro-organisme ou d’une

autre au sein du biofilm dépend des conditions environnementales (Wanner, 2006).

Figure 01.Photographies obtenues en MEB d’une souche de Escherichia coli pathogène

illustrant l’organisation du biofilm en fonction de l’échelle de l’observation : Le biofilm

en forme de collines entrecoupées de canaux (x50), dans le biofilm (x2000), les

interconnections des bactéries (x20000) (Ghigo, 2003)


13

3. Les étapes générales de formation d’un biofilm

Dans les conditions naturelles, les bactéries existent sous deux formes

(Clutterbuck, 2007) :

libre : mode de flottaison libre appelé forme planctonique ;

sessile : attaché, sous forme de biofilm.

La transition de l’état de croissance planctonique à la croissance en communautés sessiles

est un processus dynamique (Kjelleberg et al., 2007). On distingue cinq étapes dans le

mécanisme de formation des biofilms. Tout d’abord, les bactéries interagissent avec un

substrat et s’y fixent de façon réversible par des interactions non spécifiques de type liaison

hydrogène ou liaison de Van der Waals : on parle d’adhérence) (Golovlev, 2002 ; Van

Houdt, 2005). Puis les bactéries se fixent de façon irréversible et spécifique au substrat

grâce à des molécules d’adhésion comme par exemple les pilis, et synthétisent une matrice

d’exopolysaccharides : il s’agit de la phase d’adhésion) (Clutterbuck, 2007).Puis d'une phase

de maturation du biofilm néoformé. pémàn et al 2008). Puis, sous l’effet de facteurs

environnementaux, des bactéries vont se détacher du biofilm, et se disperser sous forme

planctonique dans le milieu environnant : on parle d’essaimage du biofilm

(Clutterbuck, 2007).

Figure 02.Etapes de formation de biofilm (Islam et al., 2012).


14

4. Biofilm et dispositifs médicaux

Les biofilms sont responsables d’un large éventail d’infections chez l’Homme (Hall-

Stoodley, 2004). Posent de sérieux problèmes en matière de santé publique.

Ils sont à l’origine d’infections chroniques et d’infections contractées en milieu hospitalier,

le plus souvent en rapport avec le port de prothèses médicales, on parle donc d’infections

nosocomiales (De Chalvet, 2009).

L’insertion d’un dispositif médical dans le corps humain aboutit souvent à la formation de

biofilms à la surface de ce dispositif. Les microorganismes impliqués sont surtout

Staphylococcus epidermidis, d’autre staphylococcus coagulase négatifs et des bactéries à

Gram négatifs (Prescott, 2003).La formation de biofilms favorise la survie d'organismes

pathogènes au sein de l'hôte (Hall-Stoodley et Stoodley ,2005).

Les infections liées à des biofilms caractérisées par des symptômes qui surgissent de

façon récurrente, elles contribuent de manière très importante aux infections nosocomiales :

En effet, les biofilms peuvent se former à la surface ou à l’intérieur de dispositifs médicaux

implantés dans l’organisme: lentilles de contact, cathéter veineux central, sonde

endotrachéale, dispositifs intra-utérins, valves cardiaques artificielles, pace-makers, cathéters

de dialyse péritonéale, sondes de tympanostomie, sondes urinaires, prothèses vocales

(Archibald, 1997).

4.1. Biofilm et sondes urinaires

La pose d’une sonde urinaire est le premier facteur responsable du développement d’une

infection urinaire (Hatt et Rather, 2008). Les agents pathogènes les plus fréquemment

rencontrés font partie de la flore du colon et du gros intestin et peuvent être introduits dans le

tractus urinaire suite à des contaminations. Ces agents pathogènes vont former un biofilm sur

la sonde urinaire et être à l’origine d’une infection (Stickler, 1996).

Le mécanisme de formation de biofilm sur une sonde urinaire est simple. Une fois la sonde

posée, un film protéique va se déposer à sa surface et favoriser la fixation de micro-

organismes, et par conséquent entraîner la formation d’un biofilm (Figure 03) (Jacobsen et

al., 2008).


15

Figure 03.Mécanisme de la formation du biofilm sur sonde urinaire (Jacobsen, 2008)

4.2. Biofilms et cathéters veineux centraux

Les cathéters veineux centraux sont les implants médicaux les plus à risque par rapport au

développement d’une infection nosocomiale, ceci pose de graves problèmes de santé publique

puisque les traitements systémiques de routine des patients atteints d’infections de ce type se

révèlent le plus souvent inefficaces (Donlan, 2008). Les microorganismes en cause

proviennent de la flore cutanée du patient, de la micro-flore exogène du personnel hospitalier,

ou encore d’environnements contaminés. Les micro-organismes atteignent le cathéter par

migration à partir de la peau le long de la partie externe du cathéter (Donlan, 2001).


16

Figure 04. Formation de biofilm sur cathéter veineux (James et al., 2011).

5. Le biofilm face aux antibiotiques

Le développement du biofilm survient en réponse à des signaux extracellulaires, soit

présents dans l’environnement ou produits par les cellules bactériennes; le biofilm protège les

bactéries contre le système immunitaire de l’hôte, la dessiccation et les biocides (antibiotiques

et désinfectants), cette dernière caractéristique est particulièrement importante (Costerton et

al., 1999). En fait, les bactéries d’un biofilm peuvent être de 10 à 1000 fois plus résistantes

aux biocides que les cellules planctoniques (Olson, 2002).Plusieurs facteurs peuvent

expliquer la plus grande résistance (certains auteurs préfèrent plutôt parler d’une tolérance)

des biofilms aux agents antimicrobiens (Hall-Stoodley et Stoodley, 2009). Un de ces facteurs

est la matrice polymérique qui agit comme barrière réduisant ou empêchant la diffusion des

agents antimicrobiens. Ainsi que ses charges électrostatiques à la surface peuvent aussi lier

certains agents antimicrobiens. Le métabolisme des bactéries d’un biofilm joue également un

rôle très important. Étant donné la faible concentration de certains nutriments et le gradient en

oxygène, certaines cellules du biofilm seront peu actives métaboliquement et pourront même

être sous forme dormante; ces cellules bactériennes dormantes sont d’ailleurs probablement

responsables d’une grande partie de la tolérance associée aux biofilms (Harrison, 2010).


17

Figure 05.Les differents mécanismes impliqués dans la résistance des biofilms

(Drenkard ,2003)

6. Biofilm et système immunitaire

Les bactéries sessiles sont protégées de l’action des anticorps par la structure même du

biofilm (rôle de la matrice). Les anticorps synthétisés éliminent alors uniquement les bactéries

planctoniques qui se sont détachées du biofilm. Ils ne peuvent pas détruire les bactéries du

biofilm et endommagent les tissus voisins (Costerton, 1999).

Ces communautés sessiles de micro-organismes exercent un chimiotactisme sur les

phagocytes, qui sont alors attirés localement. Mais les biofilms sont résistants aux anticorps,

aux phagocytes et aux antibiotiques. Les phagocytes sont donc inefficaces sur les biofilms : la

phagocytose n’a donc pas lieu, mais on assiste à une libération massive locale d’enzymes

phagocytaires .Les enzymes phagocytaires libérées localement vont endommager les tissus

avoisinants et éroder la surface du biofilm, entraînant la libération de bactéries planctoniques

qui vont essaimer à partir du biofilm (Percival, 2004 a ; Percival, 2004 b).

La capacité des bactéries sessiles à résister à la réponse immunitaire de l’hôte favorise le

développement d’infections persistantes (Hall-Stoodley et al., 2009). Même chez les

individus immunocompétents, les infections liées au biofilm sont rarement résolues par

les mécanismes de défense de l’hôte (Costerton et al., 1999).


18

Figure 06.Présentation schématique de la réponse immunitaire lors d’une infection

liée au biofilm(a) les bactéries planctoniques peuvent être détruites par les anticorps,

les phagocytes et sont sensibles aux antibiotiques, (b) les bactéries regroupées en

communauté sessile sont résistantes à l’action des anticorps, des phagocytes et des

antibiotiques, (c) les phagocytes sont attirés par le biofilm ; la phagocytose est

inefficace (« frustratedphagocytosis ») mais des enzymes sont libérées par les phagocytes

et (d) les enzymes phagocytaires altèrent le tissu autour du biofilm et libèrent des

bactéries planctoniques ; cette libération entraîne la dissémination de l’infection vers

les tissus voisins (Costerton et al., 1999).

MATERIEL ET METHODES

19

1. Lieu d’étude

Ce travail a été réalisé au laboratoire d’analyses biologiques à Hôpital MOUHAMED

BOUDIAF, Ouargla. Durant la période allant du 10 /02 /2015 au 15/05/2015.

2. Prélèvements

78 patients ont été inclus dans cette étude où 104 dispositifs médicaux (sondes urinaires,

cathéters centraux et périphériques et sondes endotrachéales) ont été collectés au niveau des

deux services de l’hôpital MOUHAMED BOUDIAF: service de réanimation et service

d’hémodialyse. Les dispositifs médicaux ont été soigneusement prélevés dans des conditions

d’asepsie, placés individuellement dans des tubes en verre stériles puis transportés

immédiatement au laboratoire pour être analysé.

3. Matériel

3.1 .Milieux de culture

3.1.1. Milieux de culture liquides

Bouillon cœur cervelle (BHIB) (Merck) ;

Bouillon nutritif (BN) (Fluka).

3.1.2. Milieux de culture solides

Gélose Chapman (Merck) ;

Gélose Hektoen ;

Gélose au sang ;

Gélose nutritive (Fluka) ;

Gélose Mueller Hinton (Fluka).

3.2. Tests biochimiques

Eau oxygénée à 10 volumes ;

Système ID 32 STAPH (BioMérieux) ;

Milieu TSI (Triple Suger Iron) ;


20

Milieu urée indole ;

Milieu citrate de Simmons ;

Milieu Clark et Lubs ;

Milieu mannitol mobilité ;

Milieu king A ;

Milieu king B ;

Milieux MOELLER ;

Disque d’ONPG.

3.3. Réactifs

Violet de Gentiane ;

Lugol ;

Alcool 90° ;

Fuschine ;

Réactif de Kovacs ;

Rouge de méthyle ;

VP1, VP2 ;

Perchlorure de fer ;

Huile de vaseline stérile ;

Huile à immersion ;

NIT1, NIT2.


21

3.4. Antibiotiques en disque

Les antibiotiques

utilisés pour les

bactéries gram

positive

Charge du disque

( μg)

Les antibiotiques

utilisés pour les

bactéries gram

négative

Charge du disque

( μg)

Pénicilline (P)

Oxacilline(OX)

Tobramycine (TOB)

Gentamycine (CN)

Erythromycine (E)

Lincomycie (L)

Pristinamycine (PM)

Vancomycine (VA)

Rifampycine (RIF)

Spiramycine (SP)

(P-6μg)

(OX-5μg)

(TOB -10μg)

(CN-15μg)

(E-15μg)

(L-15μg)

(PM-15μg)

(VA-30μg)

(RIF-30μg)

(SP-100μg)

Amoxicilline (AML)

Ampicilline (AMP)

Imipénème (IMP)

Céfazoline (CZ)

Céfotaxime (CTX)

Céfoxitine (FOX)

Amikacine (AN)

Gentamycine (CN)

Triméthoprime (SXT)

Cloramphénicol (C)

(AML-25μg)

(AMP-10μg)

(IMP-10μg)

(CZ-30μg)

(CTX-30μg)

(FOX-30μg)

(AN-30μg)

(CN-15μg)

(SXT-5μg)

(C-30μg)

Tableau. Antibiotiques utilisés pour l’étude de l’antibiorésistance des souches isolées

des DMX, hôpital Mohammed BOUDIAF Ouargla.

3.5. Test de ré-adhésion sur microplaque (TCP), sur tube (TM) et sur gélose

(RCA)

Tampon phosphate salin pH 7.2 (Annexe 2) ;

Acétate de Sodium (2%) ;

Crystal violet (0.1 %) ;

Gélose rouge Congo.


22

4. Méthodes

4.1. Technique de culture du DM

Pour le diagnostic des infections liées aux dispositifs médicaux, nous avons utilisé dans

cette étude une méthode qui nécessite l'ablation de l’implant médical par la culture

quantitative de Brun Buisson (1987) qui est dérivée de la méthode de Cléri.

La technique quantitative de Brun Buisson (1987) consiste à recueillir le segment de

dispositif à analyser dans un 1 ml de sérum physiologique pour les cathéter veineux et 5 ml

pour les sondes, sans désobstruction .Après agitation au vortex, 0,1 ml de la solution est

reprise avec une micropipette puis étalé sur les trois milieux de culture gélosé (Chapman,

Hektoen et Gélose au sang). Après incubation à 37 °C pendant 24 à 48 heures, le nombre

d’unité formant colonies sera déterminé, 1 colonie correspondant à 102UFC/ml. Seuil

d’infection est de 103 UFC/ml.

4.2. Isolement et purification

L’isolement est réalisé sur trois milieux de culture : gélose Chapman, gélose Hektoen et

gélose au sang à 37°C pendant 24 à 48 heures. Afin de confirmer la pureté des souches, nous

avons effectué des repiquages successifs en alternant milieu liquide (bouillon BHIB et

bouillon nutritif) et milieu gélosé sélectif.

4.3. Identification bactérienne

L’identification comporte une série d’étape, se succédant le plus souvent dans un ordre

déterminé, dont la coloration de Gram est l’étape clé dans notre travail, cette étape de

l’examen directe est essentiel pour apprécier la présence et la morphologie des germes et

permet de classer les bactéries en deux grandes catégories (Gram + et Gram - ).

4.3.1. Identification des Staphylocoques

Les souches à Gram positif isolées ont été identifiées par des techniques

microbiologiques standards (la coloration de Gram, catalase et test de coagulase) et par le

système ID 32 STAPH (Biomérieux). Les résultats obtenus au cours de chaque étape

permettent l’orientation des démarches ultérieures.


23

4.3.1.1. Recherche de la catalase (Garnier et Denis, 2007)

La catalase (Ferro porphyrine de poids moléculaire élevé) à la propriété de décomposer

l’eau oxygénée avec dégagement d’oxygène .C’est l’action directe de l’enzyme qui est mise

en évidence dans la masse bactérienne.

On prend une goutte d’eau oxygénée (H2O2) à 10 volumes qu’on dépose sur une lame

avec une colonie bien distincte de culture jeune de 24 h, le dégagement immédiat de bulles

d’oxygène exprime la présence d’une catalase.

H2O2 H2O +1/2 O2

4.3.1.2. Recherche de la coagulase (Garnier et Denis ,2007)

La coagulase libre est présente chez S.aureus, mais aussi peut être produite par

S.intermedius ou S.hyicus .Ce test consiste à mettre en évidence la coagulase libérée dans le

milieu extérieur.

La détection de cette coagulase s’effectue en ajoutant dans un tube à hémolyse 0.5 ml de

plasma humain et 0.5 ml d’une culture de staphylocoques de 24 h en bouillon .Le mélange est

placé à l’étuve à 37°C et est incubé pendant 24 heures. Les souches de S.aureus provoquant la

coagulation du plasma le plus souvent les trois premières heures, Un test positif se traduit par

la formation d’un coagulum.

4.3.1.3. Identification par le système ID 32 STAPH (BioMérieux)

La galerie ID 32 STAPH comporte 32 cupules, dont 26 sont utilisées comme cupules tests

contenant un milieu réactionnel déshydraté, la préparation de l’inoculum se fait dans une

suspension Medium d’API en ajoutant plusieurs colonies identique à partir d’une culture

jeune. L’opacité de l’inoculum doit être équivalente à 0.5 Mac Farland ou à une D.O de 0.08 à

0.10 lue à 625 nm.

Les réactions produites pendant la période d’incubation se traduisent par des virages

colorés spontanés ou révélés par l’addition de réactif.

La lecture de la galerie est réalisée en se référant au tableau de lecture (Annexe 3) et

l’identification est obtenue à partir du profil numérique, elle est réalisée à partir de la base de


24

données à l’aide du catalogue analytique (Annexe 4).

4.3.2. Identification des bactéries à Gram négatif (Entérobactéries, Pseudomonas)

L’identification des souches à Gram négatif a porté sur une série de tests biochimiques. Les

tests biochimiques ayant servi à l’identification sont :

4.3.2.1. MilieuTSI

La pente du milieu TSI est ensemencée par stries et le culot par piqure centrale. Après, une

incubation à 37C° pendant 18 heures.

- Le virage du culot au jaune traduit la fermentation du glucose ;

- La présence de bulles de gaz signifie la fermentation avec production du gaz ;

- Le virage de la pente au jaune traduit l’utilisation du lactose ou saccharose ou les deux à la

fois ;

- Une coloration noire, signifie la production d’hydrogène sulfuré(H2S).

4.3.2.2. Utilisation du citrate

La pente du milieu Citrate de Simmons est ensemencée avec une strie sur toute la surface.

Incubation à 37°C, pendant 18 heures.

Une réaction positive se traduit par une alcalinisation du milieu en le faisant virer au bleu.


25

4.3.2.3. Mise en évidence de l’uréase, tryptophane désaminase (TDA) et la

production d’indole

Ce test consiste à inoculer dans le milieu urée indole des colonies bactériennes identiques,

suite à une incubation de 18 heures à 37°C, la révélation de la présence de l’uréase se traduit

par une alcalinisation du milieu d’où une coloration rose rouge.

L’addition du réactif de Kovacs montre la production de l’indole qui se traduit par un

anneau rouge en surface du milieu.

La désamination du tryptophane se manifeste par une coloration brune après l’adjonction

de perchlorure de fer.

4.3.2.4. Mannitol-mobilité

Le test permettant de rechercher simultanément la fermentation du mannitol et l’étude

de la mobilité de la souche. L’ensemencement du milieu s’est fait par piqûre centrale dans le

culot jusqu’au fond du tube .Incubation dure 24 heures.à 37C°.

La fermentation du mannitol se révèle par une acidification du milieu qui fait virer

l’indicateur de pH au jaune.

La mobilité se traduit par la diffusion des bactéries à partir de la ligne

d’ensemencement vers la périphérie, en créant une turbidité .Les bactéries immobiles

poussent uniquement le long de la piqure centrale.

4.3.2.5. Production de la B-galactosidase (Disques ONPG) (Delarras, 2007)

Le test est pratiqué en réalisant une suspension dense de la bactérie testée dans del’eau

distillée puis à l’aide d’une pince flambée et refroidie nous avons ajouté un disque imprégné

d’ONPG et nous avons mis le tube dans l’étuve pendant 15 à 20 minutes.

La présence d’une bêta-galactosidase se traduit par la libération de l’orthophényle soluble

de couleur jaune qui apparaît après la durée d’incubation.


26

β-gal

ONPG ONP + galactose

Substrat produit

Incolore jaune

4.3.2.6. Etude des voies de fermentation de glucose (test RM et VP)

Nous avons utilisé le milieu Clark et Lubs qui permet l'étude des produits de fermentation

du glucose. Nous l’avons ensemencé avec la souche bactérienne à analyser. Après avoir

incubé à 37°C pendant 18 heures nous avons partagé le milieu en deux tubes pour pratiquer

les deux tests :

_Test VP (Vosges-Proskauer) : la mise en évidence de la production d'acétoïne au cours de

la fermentation par la voie du butane-diol en présence de réactif VP (en ajoutant quelques

gouttes du réactif VP1 et le même volume du réactif VP2), l'acétoïne donne une coloration

rouge en milieu très oxygéné. La lecture s’effectue après quelques minutes.

_ Test du rouge de méthyle : en additionnant 2 à 3 gouttes de rouge de méthyle, la mise en

évidence des fermentations acides mixtes par acidification d'un milieu glucosé et l’apparition

d’une couleur rouge. La lecture est immédiate.

4.3.2.7. Recherche des décarboxylases : LDC, ODC, ADH

Les milieux (milieu de Moeller) sont repartis dans des tubes. Ces milieux ne renferment

qu'un seul acide aminé, celui dont on veut étudier et un autre comme témoin, du glucose et le

pourpre de bromocrésol comme indicateur de pH.

Ensemencer les différents milieux de Moeller à partir d’une culture jeune de la souche et

recouvrir les tubes par l’huile de vaseline stérile afin de créer une anaérobiose relative. Mettre

à l'étuve 24 heures à 37°C.

- Absence de décarboxylase : virage du milieu au jaune due à l’acidification du milieu

par la fermentation du glucose.

- Présence de décarboxylase : après l’acidification du milieu, la présence de

décarboxylase induit à la realcalinisation du milieu donc le milieu revient à sa couleur

initiale.


27

4.3.2.8. productions des pigments

Des espèces des Pseudomonas produisent des pigments dont les deux principaux

(pyocianine et pyoverdine) peuvent être mis en évidence sur les géloses King A et King B.

Le milieu est ensemencé par strie sur la pente, incubation à 37°C pendant 24h.

- King A

La gélose King A est utilisée pour la caractérisation des Pseudomonas par la mise en

évidence de la production de pyocianine. La production de pyocyanine se caractérise par une

pigmentation bleue.

- King B

La gélose King B permet la production de fluorescéine (ou pyoverdine), pigment jaune

vert fluorescent sous lumière ultra-violette, par certains Pseudomonas.

4.4. Conservation des souches

Les souches sont conservées dans des tubes de gélose nutritive inclinés à une température

de 4°C (ces bactéries sont placées dans un état de vie ralentie ou momentanément suspendue

donc dans des conditions peu favorables pour leur multiplication).

4.5. Antibiogramme des souches isolées (CASFM ,2008)

L’étude de la sensibilité aux antibiotiques a été réalisée par la méthode de diffusion sur

milieu gélosé Mueller-Hinton selon les normes et les recommandations du comité de

l’antibiogramme de la société française de la microbiologie (CASFM, 2008).

Inoculum

-A partir d’une culture pure de 18 H sur milieu d’isolement, racler à l’aide d’une anse de

platine quelque colonies bien isolées et parfaitement identiques ;

-Décharger l’anse dans 5 à10 ml d’eau physiologique stérile à 0.9 % ;

-Bien homogénéiser la suspension bactérienne, son opacité doit être équivalente à 0.5 Mac

Farland ou à une D.O de 0.08 à 0.10 lue à 625 nm ;


28

-L’inoculum peut être ajusté en ajoutant, soit de la culture s’il est trop faible, ou bien de l’eau

physiologique stérile s’il est tés fort ;

-L’ensemencement doit se faire dans les 15 mn qui suivent la préparation de l’inoculum.

Ensemencement

-Tremper un écouvillon stérile dans la suspension bactérienne ;

-L’essorer en le pressant fermement (en le tournant) sur la paroi interne en tube, afin de le

décharger au maximum ;

-Frotter l’écouvillon sur la totalité de la surface gélosée, sèche, de haut en bas en stries

serrées;

-Répéter l’opération deux fois, en tournant la boite de 60° à chaque fois sans oublier de faire

pivoter l’écouvillon sur lui-même .Finir l’ensemencement en passant l’écouvillon sur la

périphérie de la gélose ;

-Application des disques d’antibiotiques ;

-Presser chaque disque d’antibiotique à l’aide d’une pince bactériologique stérile pour

s’assurer de son application .Une fois appliquée le disque ne doit pas être déplacé.

Incubation

-Mettre à l’étuve à 37 °C pendant 18 à 24 h.

Lecture

-Mesurer avec précision, les diamètres des zones d’inhibition.

-Comparer ces résultats aux valeurs critiques figurant dans la table de lecture de (CASFM,

2006) ;

-Classer la bactérie dans l’une des catégories : sensible, intermédiaire ou résistantes.

4.6. Dépistage de la production de slime des souches isolées (caractérisation de la

capacité de ré-adhésion).

Un certain nombre de tests sont disponibles pour détecter la production de slime par les

bactérie, méthodes de culture de tissu en plaque (TCP) ( standard et modifié) (Christensen et


29

al.,1985), méthode de biofilm en tube (TM)(Christensen et al., 1982), méthode de rouge

Congo agar (RCA)(Freeman et al .,1989 ; Ludwicka et al.,1985)

4.6.1. La méthode de tissu en plaque TCP

Le test TCP décrit par O'Toole et al., (2000) permet une évaluation quantitative de la

formation du biofilm. Les microplaques utilisées étaient en polystyrène comportant 96 puits

sur lesquelles les bactéries vont adhérer et former un biofilm.

Les bactéries ont été cultivées en milieu liquide (bouillon BHIB et bouillon nutritif)

et incubées toute une nuit à 37°C. La densité optique de chaque culture jeune est ajustée

pour l’obtention de 108UFC/mL. Chaque puits de la plaque est rempli avec la culture ajustée

(Mathur et al, 2006).Les microplaques sont recouvertes, scellées stérilement et incubées avec

une durée d’incubation prolongée de 48h à 37°C .Après incubation, les puits des

microplaques sont vidés et lavés avec une série de lavage avec du tampon phosphate salin

TPS (pH= 7,2) afin d'éliminer les bactéries libres (planctoniques). Les biofilms formés par les

bactéries adhérentes (sessile) dans les microplaques ont été fixés avec l’acétate de Sodium

(2%), les cellules adhérentes sont colorées avec du cristal violet (0,1%) après 30min

d’incubation (Christensen et al., 1985).

L'excès de colorant est ensuite rincé par un lavage en profondeur avec de l'eau distillée

stérile et les plaques sont laissées pour le séchage afin d’évaluer l’importance de la coloration

du biofilm (Stepanovic et al., 2000).

4.6.2. La méthode de tube TM

C’est une technique décrite en 1982 par Christensen qui permet une évaluation

qualitative de la formation du biofilm.

A partir d’une culture jeune de 24h, une colonie est ensemencée dans 10mL d’un

milieu liquide (bouillon BHIB ou bouillon nutritif).Après incubation à 37°C pendant 24h les

tubes sont lavés avec du TPS (pH 7,3) puis séchés. Chaque tube est ensuite coloré avec du

cristal violet (0,1%) pendant 15 minutes. Une fois le colorant supprimé, les tubes sont lavés

avec de l'eau distillée, puis séchés en position renversée (Mathur et al., 2006).

La formation du biofilm est considérée comme positive quand un film visible double et


30

recouvre le mur et le bas du tube. La formation d’un anneau à l’interface liquide n’est pas

indicative de la formation du biofilm. La formation de biofilms est notée comme de 0

pour absent, + pour modéré et +++ pour fort (Stepanovic et al, 2000).

4.6.3. La méthode du Rouge Congo Agar RCA

La gélose Rouge Congo Agar est un milieu très convenable pour la détection des souches

productrices de slime (Ziebuhr et al., 2001).

Le milieu est ensemencé avec une anse d’une suspension de notre souche. La lecture à été

faite après 24 heures à 37°C et (Jain et Agarwal, 2009).

Les souches productrices de slime donnaient des colonies noires à surface rugueuse contre

des colonies rouges à surface lisse pour les souches non productrices. Les souches de

phénotype variables donnaient des colonies à centre noir et à contour rouge ou à centre rouge

et à contour noir (Nasr et al., 2012

RESULTATS ET DISCUSSION

31

1. Résultats des prélèvements

Entre 10 février et 15 mai 2015 104 prélèvements ont été analysés, soit 16 sondes

urinaires, 12 cathéters centraux, 73 cathéters périphériques et 03 sondes endotracheales, tous

ont été prélevés chez 78 patients hospitalisés plus de 48h dans les services de réanimation et

service d’hémodialyse de l’hôpital MOHAMED BOUDIAF de Ouargla (Algérie). L’âge des

patients varie de 04et 93 ans. Le tableau 03 regroupe le nombre de prélèvements effectués au

niveau de chaque service, dont 96 au service de réanimation et 08 au service d’hémodialyse.

La suspicion de signes d’infection, signes locaux inflammatoires (rougeur, chaleur,

oedème, douleur), et des signes généraux (fièvre supérieure à 38C) a été noté chez tous ces

patients porteurs d’un de ces dispositifs médicaux.

Tableau 03. Nombre de prélèvements selon les services.

2. Résultats des analyses bactériologiques

Après vérification de certains tests d’identification (coagulase , TSI, ,citrate ,mannitol

mobilité, uréase , indole TDA ,ODC , LDC , ADH,VP,RM,ONPG, recherche des pigments) ,

82 souches ont été isolée des différents dispositifs médicaux (sondes urinaires, cathéters

veineux ,sonde endotracheale ) et toutes étaient responsables d’infections (Tableau 04)

Service Nb de prélèvements Taux de prélèvements

(%)

Hémodialyse 8 8%

Réanimation 96 92%

Total 104 100%


32

Tableau 04. Positivité des prélèvements bactériologiques selon le type de DM.

Service

Nombre de

prélèvement

Type de DM

Souches

isolées Cathéter central Cathéter

périphérique

Sonde

urinaire

Sonde

trachéale Jugulaire Fémoral

Hémodialyse

(08) 01 07 00 00 00 12

Réanimation

(96) 00 04 73 16 03 72

Selon les figures 07 et 08 les bactéries à Gram positif occupent la première place avec

61% dans le service de réanimation et 82% dans le service d’hémodialyse contre des

bactéries à Gram négatif isolées avec 39% et 18% respectivement à partir des deux services

concernés par notre étude.

82%

18%

Hémodialyse

Gram positive

Gram négative

Figure 08. Répartition des souches en Figure 07. Répartition des souches en

61% 39%

Réanimation

Gram positive

Gram négative


33

2.1. Isolement et identification des Staphylocoques

2.1.1. Caractères phénotypiques des souches de Staphylocoques isolées

- Aspect des colonies

Sur le milieu de Chapman, les colonies présentant l’aspect macroscopique caractéristiques

du genre Staphylococcus ont été prélevées, le développement bactérien sur le milieu de

Chapman ne constitue qu’une indication, d’autres bactéries (entérocoques) peuvent y cultiver.

Sur ce milieu, les colonies de Staphylococcus apparaissent souvent pigmentées et entourées

d’une auréole jaune dans le cas où le mannitol est fermenté, si non les colonies sont de

couleur blanche. Les colonies sont arrondies à bords régulier de 1 à 2 mm de diamètre après

48h d’incubation à 37° (Figure 09, 10).

- Coloration de Gram

La coloration de Gram des colonies isolées sur milieu de Chapman, nous a permis de

donner l'aspect des bactéries, qui est sous la forme de cocci en grappe de raisin ou en

diplocoques (Figure 11 ).

Figure 10. Photo colonies de Staphylococcus

epidermidis sur milieu Chapman

Figure 09. Photo colonies de Staphylococcus

aureus sur milieu Chapman


34

-Test de catalase

Les tests de catalase étaient positifs pour l'ensemble des bactéries à Gram positif.

Figure 12. Photo de la production de catalase par les cocci à Gram positif isolés

Figure11. Photo de la coloration de Gram positive des staphylocoques


35

-Test de coagulase libre

Certaines bactéries avaient une coagulase positive, ce qui les caractérise parmi les

Staphylococcus aureus (Figure13), contrairement aux bactéries à coagulase négative, qui

forment le groupe des staphylocoques blancs (Figure 14).

-Identification biochimique par ID 32 STAPH Biomérieux

Le système ID 32 STAPH (Biomérieux) nous a permis de mettre en évidence les

principaux caractères biochimiques des espèces qui appartiennent au genre Staphylococcus.

Figure 14.Photo d’observation du test de

coagulase libre (coagulase négative)

Figure 13.Photo d’observation du test de

coagulase libre (coagulase positive)

Figure 15.Identification des Staphylocoques par ID32 STAPH


36

2.1.2. Répartition des souches

La figure 16 montre que parmi les 42 souches de Staphylocoques isolées dans le service de

réanimation 38 appartiennent aux Staphylocoques à coagulase négative (SCN) et 04 Souches

de Staphylococcus aureus à coagulase positive.

11%

89%

Hémodialyse

Staphylococcus aureus

Staphylococcus epidermidis

Figure 16. Distribution des souches de Staphylocoques responsables d’ILDM au

service de réanimation.

10%

90%

Réanimation

Staphylococcus aureus

Staphylococcus epidermidis

Figure 17. Distribution des souches de Staphylocoques responsables d’ILDM au



37

La figure 17 montre que parmi les 09 souches de Staphylocoques isolées dans le service

d’hémodialyse 08 appartiennent aux Staphylocoques à coagulase négative (SCN) et 01

Souches de Staphylococcus aureus à coagulase positive.

Le genre Staphylococcus avec l’espèce Staphylococcus epidermidis sont largement

majoritaire dans le service de réanimation avec 90 % et 89 % dans le service d’hémodialyse,

seulement 10 % et 11% des souches Staphylococcus aureus ont été impliquées dans les

infections sur DMX isolées des patients au niveau des deux services concernés

respectivement.

Considérés depuis des années comme des germes commensaux cutanés, les

Staphylocoques à coagulase négative (SCN) sont actuellement reconnus comme des agents

majeurs d’infections nosocomiales .Des facteurs dus à l’hôte (statut immunitaire) ainsi que la

multiplication des portes d’entrée (présence d’un matériel étranger) ont contribué à

l’augmentation des infections nosocomiales (Herad et al., 1998).

La répartition de nos souches va dans le même sens que celle retrouvée en 2002 par

Guirguitzova et ses collaborateurs qui montrent que parmi les 266 souches de

staphylocoques isolées, 13,5 % appartiennent au S. aureus et 86,5 % sont des staphylocoques

à coagulase négative.

Selon plusieurs études, Staphylococcus epidermidis est l'espèce bactérienne la plus

fréquemment isolée des infections nosocomiales et est l’agent causal le plus répandu dans les

infections sur dispositifs médicaux implantables (Otto, 2012).

Les souches de S. aureus isolées dans notre étude sont responsables d’infections aiguës

et chroniques dont la plupart sont dues à sa capacité à adhérer à des dispositifs médicaux et à

former un biofilm (LiesseIyamba, 2012).

2.2. Isolement et identification des bactéries à Gram négatifs

2.2.1. Caractères phénotypiques des souches Gram négatif isolées

- Aspect des colonies

Sur le milieu de Hektoen, les colonies présentant l’aspect macroscopique caractéristiques

de la famille des Enterobacteriaceae et Pseudomonadaceae ont été prélevées, sur ce milieu

les colonies des bactéries qui fermentent l’un ou les trois sucres présent dans le milieu

(lactose, saccharose, salicine) forment des colonies de couleur “saumon”, les autres donnant


38

des colonies bleues ou vertes. En présence de thiosulfate de sodium, les microorganismes

producteurs de sulfure d’hydrogène donnent, avec le citrate ferrique, des colonies à centre

noir, après 24h d’incubation à 37° (Figure 18,19).

- Coloration de Gram

La coloration de Gram des colonies isolées sur milieu de Hektoen, nous a permis de

donner l'aspect des bactéries, qui est sous la forme de des bacilles (Figure 20 ).

Figure 18.Aspects des colonies bactériennes

(Gram-) sur le milieu Hektoen (sucre -)

Figure19. Aspects des colonies bactériennes

(Gram-) sur le milieu Hektoen (sucre +)

Figure 20. Photo de coloration de Gram (bactéries à Gram-)


39

- Identification par le test IMVIC

Le test IMVIC ( I:test d’indole ,M: rouge de méthyl ,V: test de Vosges Proskauer ,C: test

de citrate ) nous a permis d’identifier particulièrement les bactéries de la famille des

Enterobateriaceae ,d’autre tests également ont été utilisés comme le test de TSI et le test de

mannitol mobilité.

Figure 22. Test ONPG positif Figure 23. Test ONPG négatif

Figure 21.Résultats de quelques tests de la galerie biochimiques classiques

des entérobactéries.


40

-la production des pigments par les Pseudomonas

Les deux milieux King A et King B nous ont permis de mettre en évidence la pyocyanine et la

pyoverdine qui colore le milieu de culture.

Figure 25. Résultats des tests LDC, ODC et ADH

Figure 24. Résultats de test Uréase (rose= uréase +, jaune orangé =uréase -)


41

2.2.2. Répartition des souches

Les entérobactéries et les Pseudomonas sont également impliqués dans l’infection sur

implants médicaux au même titre que les staphylocoques au niveau des deux services.

Figure 26.Culture de Pseudomonas

aeruginosa sur le milieu King A

70%

30%

Réanimation

Enterobacteries

Pseudomonas

Figure 27. Distribution des souches des entérobactéries et Pseudomonas

responsables d’ILDM au service de réanimation.


42

La figure 27 montre la prédominance des entérobactéries isolées avec 19 soit 70 % au

niveau du service de réanimation, alors que le nombre de souches de Pseudomonas

responsables d’infections liées à la présence d’implant était 08 Soit 30 %.

La figure 28 montre la codominance des Entérobactéries et des Pseudomonas dans le


Un grand pourcentage des souches a été isolé de service de réanimation. En effet la

réanimation restera la discipline médicale où les infections nosocomiales sont les plus

fréquentes. Cette situation est évidemment due à l’utilisation des dispositifs invasifs.

L’implantation temporaire d’une sonde vésicale, d’une sonde d’intubation ou tubes

endotrachéales est associée à un risque infectieux non négligeable, puisque 60 % des

infections associées aux soins auraient pour origine un dispositif invasif (Espinasse et al .,

2012)

50% 50%

Hémodialyse

Enterobacteries

Pseudomonas

Figure 28. Distribution des souches des entérobactéries et Pseudomonas

responsables d’ILDM au service d’hémodialyse.


43

La figure 29 montre que , 29 bactéries à Gram négatifs isolées de différents dispositifs

médicaux , 69% de celles-ci appartiennent à la familles des Enterobacteriaceae ; représentés

principalement par Escherichia (dont l’espèce la plus fréquente est Escherichia coli ),

Klebsiella ,Citrobacter Enterobacter, , succédées par des bactéries appartenant à la famille

des Pseuomonadaceae (31 %) représentés par Pseudomonas sp et Pseudomonas aeruginosa

avec 27% et 4% respectivement.

La durée d’implantation de sondes endotrachéales et de sondes d’intubation variait de 5 à

21jours chez les patients ventilés en réanimation. En conséquence, une durée prolongée

favoriserait le développement des bactéries et la survenue d’infection nosocomiale sur ces

dispositifs médicaux. C’est pourquoi plusieurs auteurs suggèrent de remplacer le dispositif

médical avant une culture bactérienne, ce qui aurait pour effet d’augmenter la diffusion de

l’antibiothérapie et de fournir des résultats plus valides (Shah et al., 2005).

15% 4%

8%

19%

15%

8%

4%

27%

Klebsiella sp

Enterobacter agglomerans

Enterobacter sp

Escherichia coli

Citrobacter sp

Shigella sp

Pseudomonas aeruginosa

Pseudomonas sp

Figure 29. Répartition des souches bactériennes isolées des DM : service

de réanimation, hémodialyse CHU de Ouargla.


44

3. Résistance aux antibiotiques

3.1. Niveau de résistance des souches des Staphylocoques responsables d’ILDM

Un antibiogramme complet a été réalisé sur 82 isolats prélevés de 104 dispositifs

médicaux. Etant donnés leurs phénotypes de résistance très différents, les fréquences de

résistance pour chaque antibiotique ont été calculées et représentées dans la figure ci-dessous.

Figure 31. Taux de résistance aux antibiotiques des souches de Staphylocoques isolées

des dispositifs médicaux

Figure 30.Résultats d’antibiogramme d’une souche isolée à partir du dispositif

médical du service de réanimation

0%

20%

40%

60%

80%

100%

Staphylocoques

Staphylocoques


45

Les résultats portés sur la figure ci-dessus montrent que les souches isolées des

Staphylocoques présentent des résistances importantes aux Lactamines (P, OX). Quant aux

aminosides, le taux le plus important a été observé pour la tobramycine (79%), et avec

une résistance intermédiaire vis à vis les autres antibiotiques testés qui varie entre 55% et

30%

3.2. Niveau de résistance des souches des Entérobactéries responsables d’ILDM

Les espèces étudiées des Entérobactéries ont présenté un taux élevé de résistance aux

Lactamines (AML ,AMP ,CZ ,CTX ,FOX) sauf que pour l’IMP, Pour l’amikacine , le

triméthoprime, la gentamycine (CN ) et le Chloramphénicol (C) ), une résistance entre

40% à 70% .

0%

20%

40%

60%

80%

100%

Entérobactéries

Entérobactéries

Figure 32.Taux de résistance aux antibiotiques des souches des

Entérobactéries isolées des dispositifs médicaux


46

3.3. Niveau de résistance des souches des Pseudomonas responsables d’ILDM

Les souches isolées des Pseudomonas possèdent une résistance impertinente aux

antibiotiques : AML, AMP, CZ, CTX, FOX, SXT, C et une résistance non négligeable à la

gentamycine (CN), l’amikacine et l’imipenème

4. Evaluation de la formation du biofilm formé par les souches isolées in vitro par

trois techniques

4.1. Méthode de culture de tissus sur plaque (TCP)

Le Protocole d’essai TCP décrit par Christensen et al, (1985) est le plus largement utilisé

et a été considéré comme la norme d’essai pour la détection de la formation de biofilm, dans

notre étude nous avons sélectionné des souches des Staphylocoques, Entérobactéries et

Pseudomonas afin de déterminer leur capacité à former le slime avec la modification de la

durée d’incubation qui a été de 24 h, et l’ajout de 2c/o saccharose dans le milieu de

croissance.

0%

20%

40%

60%

80%

100%

AMLAMP IMP CZ CT FOX AN CN SXT

Pseudomonas

Pseudomonas

Figure 33. Taux de résistance aux antibiotiques des souches des Pseudomonas

isolées des dispositifs médicaux


47

Les Staphylocoques Tableau 05. Fréquence de production de slime des Staphylocoques par la méthode TCP

Méthode TCP Souches Isolées

d’ILC

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILST Total

Souches productrices de

slime 27 (60%) 17 (37.8%) 1 (2.2%) 45

Souches non productrices de

slime 4 (66.7%) 2 (33.3 %) 00%

06

A partir du nombre total de 51 isolats testé pour la formation de biofilm, un pourcentage

élevé de producteur de biofilm était de 60 % pour les souches responsables d’ILC suivi par

42% pour les souches d’ILSU et avec un taux faible des souches d’ILST.

D’après les résultats obtenus pour les 51 souches étudiées, 16 ont présenté une forte

capacité de former le biofilm, 30 souches ont été modérément formatrices de biofilm et 05

souches étaient non formatrices de biofilm.

Sur une totalité de 45 souches formatrices de biofilm 88.23 %,40 souches appartiennent au

groupe de Staphylocoques à coagulase négative 89 % contre 05 .souches appartiennent au

groupe des Staphylocoques à coagulase positive (S.aureus) (11%).

Malgré que les SCN sont relativement avirulentes par rapport à S.aureus, car elles ne

produisent ni des toxines, ni des exoenzymes .Leur pathogénicité est liée principalement à

leur capacité à former de biofilm (Vuong et Otto, 2002,), ce dernier est un facteur important

pour qu’elles s’installent comme des pathogènes nosocomiaux (Gotz, 2002).


48

Les Entérobactéries Tableau 06. Fréquence de production de slime des Entérobactéries par la méthode TCP

Selon le tableau ci-dessus : la technique de microplaque 96 puits a montré que 16 souches

de Entérobactéries sont de bonnes formatrices de biofilm dont les souches responsable

d’ILSU présentent une grande capacité d’adhérer aux sondes urinaires , suivis par les souches

isolée à partir des cathéters veineux.


d’ILC

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILST Total


slime 06 (37.5%) 10 (62.5 %) / 16


slime 0 (00 %) 04 (100%) /

04

Figure 34 : Evaluation de la production de biofilm par la méthode

TCP


49

Les résultats obtenus pour les entérobactéries montrent leur grande capacité d’adhérence

et de formation de biofilm .Sur une totalité de 20,16 étaient productrices de biofilm.

La formation du biofilm se produit selon une séquence bien établie : les bactéries adhèrent à

la surface du corps étranger, s’y multiplient et secrètent du “ slime ” ou “ glycocalyx ”, une

matrice polysaccharidique extra-cellulaire (Feldman et al., 1999).

Le biofilm microbien s’installe en 24 à 72 heures après la pose de la sonde. Si certaines

espèces bactériennes dotées d’une uréase (Proteus sp, Providencia, Klebsiella pneumoniae,

Pseudomonas aeruginosa) sont présentes dans le biofilm, elles hydrolysent l’urée en

ammoniac libre induisant une augmentation du pH urinaire et la précipitation de minéraux

sous forme de cristaux de struvite ou d’hydroxyapatite qui s’incrustent sur la sonde

(CTINILS, 2007).

Les Pseudomonas

Tableau 07. Fréquence de production de slime des Pseudomonas par la méthode TCP


d’ILC

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILST Total


slime 02 (33.33 %) 03 (50%) 01 (16.66%) 06


slime 01 (33.33 %) 02 (66.66%) 00 (00 %)

03

Dans la méthode standard TCP 06 des 09 isolats considérés positifs pour leur phénotype de

production de biofilm dont, les souches isolées d’ILSU présentent 50%, les souches d’ILC

33.33%, avec un taux de 16.66 pour les souches isolées d’ILST.

Dans le cadre des infections opportunistes, et notamment pour P. aeruginosa, l’adhésion

et secondairement la colonisation constituent des étapes clés précédant l’infection.

P. aeruginosa, comme certaines autres bactéries à Gram négatif, produit des agrégats

structurés ou biofilms (O'Toole et al. 2000), constitués d’une matrice essentiellement

composée de polysaccharides complexes dans laquelle sont insérées les bactéries.


50

Ces biofilms forment une barrière physique contre l'entrée d'agents antimicrobiens

(Costerton 2001; O'Toole et al. 1999).

4.2. Evaluation de la formation par la technique TM

Les Staphylocoques

Tableau 08. Fréquence de production de slime des Staphylocoques par la méthode TM

Méthode TM Souches Isolées

d’ILC

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILST Total


slime 25 (58%) 17 (39.53%) 1 (2.32%) 43


slime 6 (75 %) 2 (25 ℅) 00%

08

A partir de nombre total de 33 souches de Staphylocoques productrices de slime un taux

élevé a été rapporté pour les souches isolées à partir des cathéters veineux avec un taux de

54.54 %.

Figure 35. Evaluation de la production de biofilm par la

méthode TM


51

Les Entérobactéries Tableau 09.Fréquence de production de slime des Entérobactéries par la méthode TM

L’évaluation de la production de biofilm par la méthode TM révèle que les

entérobactéries ont une grande capacité d’adhérer sur les sondes urinaire avec un pourcentage

de 66.66% succédées par les souches isolées à partir es cathéters veineux.

Les Pseudomonas

Tableau 10.Fréquence de production de slime des Pseudomonas par la méthode TM

La détection de biofilm formé par les souches Pseudomonas montre que 55.55%de celle-ci

isolées a partie des sondes urinaires enchainés par les souches responsables d’ILC soit

33.33%.

La méthode TM a montré une bonne corrélation avec la méthode TCP pour une formation

élevée de biofilm. Les résultats détaillés pour toutes les souches sont présentés en annexe (6,

9,10).

La méthode TM semble facile à réaliser mais la lecture des résultats peut-être difficile, car

plusieurs auteurs stipulent que la formation du biofilm est considérée comme positive quand

un film visible recouvre le mur et le bas du tube alors que d’autres considère que la formation

d’un anneau à l’interface liquide n’est pas indicative de la formation du biofilm (Mathur et

al., 2006).

Méthode TM Souches Isolées

d’ILC

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILST Total


slime 05 (33.33%) 10 (66.66%) / 15


slime 01 (20%) 04 (80%) /

05

Méthode TM

Souches Isolées

d’ILC

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILST Total


slime 03 (33.33%) 05 (55.55%) 01 (11.11%) 09


slime 0 00 (℅) 0 00 (℅) 00 (℅) 00


52

4.3. Evaluation de la formation par la technique au rouge Congo RCA

Les Staphylocoques

Tableau 11. Fréquence de production de slime des Staphylocoques par la méthode RCA

Méthode RCA Souches Isolées

d’ILC

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILST Total

Souches productrices

de slime 25 (59.5 %) 16 (38 %) 1 (2.5%) 42

Souches non productrices

de slime 6 (67 %) 3 (33%) 0 (00%)

09

Le taux de production de slime par les Staphylocoques formants de biofilm, les isolats

responsables d’ILC un taux élevé d’adhésion sur une surface abiotique par rapport aux

souches isolées d’ILSU.

Figure 36 : Phénotype de production de slime chez les Staphylocoques sur milieu RCA.


53

Les Entérobactéries Tableau 12.Fréquence de production de slime des Entérobactéries par la méthode RCA


d’ILC

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILST Total


slime 02 (18.18%) 09 (81.81%) / 11


slime 04 (44.44%) 05 (55.55%) /

09

La positivité de production de slime par les souches des Enterobacteriaceae isolées à

partir des sondes urinaires était très élevé (81.81%), en revanche de celles isolées des

cathéters veineux (18.8%).

Les Pseudomonas

Tableau13.Fréquence de production de slime des Pseudomonas par la méthode RCA


d’ILC

Souches isolées

d’ILSU

Souches isolées

d’ILST Total


slime 01 (25%) 03 (75%) 00 (℅) 04

Souches non productrices

de slime 02 (40%) 02 (40% 01 ( 20%)

05

La méthode de RCA montre que les Pseudomonas isolées des sondes urinaires ont un

pouvoir important de former des biofilms par rapport de celles qui sont isolées à partir des

Cathéters veineux.

Apres la réalisation des 03 techniques de dépistage de biofilm et selon plusieurs auteurs

la méthode de rouge Congo semble être moins efficace pour détecter la formation du biofilm

in vitro.

Selon Taj et al., (2012) le dépistage par la technique de rouge Congo n'est pas recommandé

pour l'étude de la formation de biofilm et que les résultats obtenus par la technique TM sont

bien corrélé avec les résultats obtenus par la microscopie électronique.

CONCLUSION

54

Conclusion

Les infections nosocomiales ont un impact majeur sur la santé publique. La morbi-

mortalité associée au développement de ces infections est importante, avec notamment

l’augmentation de la durée d’hospitalisation .Les services les plus touchés sont les unités de

soins intensifs, en partie en raison de leur sévérité des pathologies des patients concernés, en

partie parce que le taux de dispositifs médicaux utilisées est plus importants que dans le reste

de l’hôpital.

L’utilisation des dispositifs médicaux est fréquemment associée au développement des

infections nosocomiales qui sont causées majoritairement par des bactéries qui présentent

souvent des profils de résistance aux antibiotiques et leur pouvoir d’adhérer sur les surfaces

des implants médicaux.

Ce travail nous a permis de montrer que sur 104 dispositifs médicaux (cathéter

périphérique, cathéter central, sonde urinaire et sonde endotrachéale) récoltés dans les

services de réanimation et d’hémodialyse du CHU Ouargla, 50 étaient infectés.

L’analyse bactériologiques de différents dispositifs médicaux a mis en évidence les

ILDMx, se sont toutes polymicrobiennes, dont par ordre de fréquence les Gram positifs

représentent les germes les plus fréquemment isolées par rapport aux isolats à Gram négatif.

L’identification de 82 souches bactériennes isolées montre la prédominance des

Staphylocoques suivit par les Entérobactéries et le genre de Pseudomonas.

La majorité des souches isolées présente une résistance accrue vis à vis les antibiotiques

testés.

L’identification des souches des staphylocoques et des entérobactéries par les méthodes

conventionnelles et la mise en évidence de leurs résistances aux antibiotiques ont révélé une

fréquence importante des souches multirésistantes à divers antibiotique spécifiquement aux

β- lactamines (pénicilline, oxacilline), aux aminosides, aux macrolides utilisés en

antibiothérapie au CHU MOHAMED BOUDIAF Ouargla.

L’étude de profil d’antibiorésistances des souches des Pseudomonas isolées possèdent une

résistance impertinente aux antibiotiques (AML,AMP,CZ ,CTX,FOX ,AN,CN).

CONCLUSION

55

La Vancomycine (VA) a montré des activités sur la totalité des espèces à Gram positifs, cet

antibiotique demeure la molécule de choix contre les infections à staphylocoques.

L ’ imipenème, reste l’ antibiotique le plus régulièrement actif sur les bacilles à gram

négatifs isolées .

L’évaluation de formation de biofilm de nos isolats par les trois techniques (TCP, TM,

RCA) a révélé que la quasi-totalité des souches des Staphylocoques isolées des différents

dispositifs médicaux ont le pouvoir d’adhérer sur ces derniers en formants des communautés

sessiles.

L’adhésion des microorganismes aux surfaces serait un facteur non négligeable dans la

résistance bactérienne aux antibiotiques ce qui rend très difficile et impossible de détruire les

bactéries sous forme sessile. Cela pose de graves problèmes de santé publique puisque

les traitements systémiques de routine des patients atteints d’ILDMx se révèlent le plus

souvent inefficaces .

Dans l’attente d’un progrès dans la lutte contre les biofilms, leurs maitrises passe

actuellement par la prévention des infections sur dispositif médical qui reposent sur le

respect de quelques principes fondamentaux ,des programmes de surveillance rigoureux

devraient être proposés à notre CHU et à tous les établissements de soins, respecter les

conditions d’asepsie recommandées pour la pose et pour la manipulation de ces dispositifs , et

particulièrement la désinfection des mains par friction hydroalcoolique et la préparation

cutanée du site d’insertion mais aussi la maitrise de la durée de cathétérisme qui influence le

taux de formation de biofilm.

En perspectives de ce travail, il sera intéressant de pouvoir approfondir nos recherches sur

les biofilms en étudiant les facteurs favorisants l’accrue de cette forme de vie, en mettant

l’accent sur l’identification des gènes des bactéries impliquées dans les infections

nosocomiales qui leur permettent d’adhérer sur du polystyrène ou du plastique ce qui

contribue à l’amélioration des connaissances concernant la capacité des micro-organismes à

être responsables d’infections liée au dispositif médical et de trouver de nouvelles stratégies

préventives ou curatives dans le cadre de la lutte contre ces infections.

REFERENCES BIBLIOGRZPHIQUES

Références bibliographiques

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ANNEXES

Annexe 01 : Milieux de culture

1. Milieu de Chapman

La formule théorique de ce milieu de culture en g/L d’eau purifiée est :

Extrait de viande (bovin ou porcin)...............................................................................................1g

Peptone de caséine et de viande (bovin et porcin)........................................................................10g

Chlorure de sodium......................................................................................................................75g

Mannitol........................................................................................................................................10g

Agar..............................................................................................................................................15g

Rouge de phénol......................................................................................................................0,025g

pH=7,6

Préparation : 111g par litre d’eau distillée. Stérilisation à l’autoclave : 15 minutes à 120°C.

2. Milieu Hektoen

Protease-peptone…………………………………………………………………….….……..12,0g

Extrait de levure…………………………..………………………………………………..…..3, 0g

Lactose…………………………………………………………………………………….…..12,0g

Saccharose…………………………………………………………………………...……….12, 0g

Salicine…………………………………………………………………………………….…..2, 0g

Citrate de fer III et d’ammonium…………………………………………………………….…1,5g

Sels biliaire……………………………………………………………………………………..9,0g

Fuschine acide………………………………………………………………………….………0,1g

Bleu de bromothymole…………………………………………………………………...….0,065g

ANNEXES

Chlorure de sodium………………………………………………………………………….…5,0g

Thiosulfate de sodium………………………………………………………………………….5,0g

Agar…………………………………………………………………………………………...13,0g

pH = 7.5

3. Gélose au Sang

Polypeptone ..............................................................................................................................17,0g

Peptone pancréatique de coeur ..................................................................................................3,0g

Extrait autolytique de levure......................................................................................................3,0g

Amidon de ma s .........................................................................................................................1,0g

Chlorure de sodium....................................................................................................................5,0g

Agar agarbactériologique.........................................................................................................13,5g

pH du milieu prêt-à-l’emploi à 25°C : 7,3 0,2.

Préparation : 42.5g par litre d’eau distillée. Stérilisation à l’autoclave à 120°C, 20 min. le sang

est ajouté stérilement dans le milieu stérile en surfusion.

4. Gélose Mueller-Hinton

Infusion de viande de bœuf..................................................................................................... 300ml

Peptone de caséine.....................................................................................................................17.5g

Amidon de mais...........................................................................................................................1.5g

Agar...........................................................................................................................................10.0g

pH= 7.4

Préparation : 37g par litre d’eau distillée. Stérilisation à l’autoclave à 116°C, 15min.

ANNEXES

5. Gélose nutritive

Peptone......................................................................................................................................10.0g

Extrait de viande............................................................................................................................5g

Chlorure de sodium........................................................................................................................5g

Agar...........................................................................................................................................10.0g

pH=7.3

Préparation : prêt à l’emploi en petits tubes fins.

6. Bouillon cœur-cervelle (BHIB) :

Infusion de cervelle de veau......................................................................................................12.5g

Infusion de cœur de bœuf...........................................................................................................5.0g

Peptone......................................................................................................................................10.0g

Glucose........................................................................................................................................2.0g

Chlorure de sodium.....................................................................................................................2.0g

Phosphatase di sodique...................................................................................................................5g

pH= 7.4

Préparation : 37g par litre d’eau distillée. Stérilisation à l’autoclave à 120°C, 20min.

7. Bouillon nutritif

Tryptone .................................................................................................................................. 10,0 g

Extrait de viande........................................................................................................................ 5,0 g

Chlorure de sodium................................................................................................................... 5,0 g

pH du milieu prêt-à-l’emploi à 25°C : 7,2 0,2.

ANNEXES

8. Rouge Congo Agar

Cœur cervelle………………………………………………………………………………….. 37g

Saccharose………………………………………………………………………………………50g

Rouge Congo…………………………………………………………………………..……… 0.8g

Agar …………………………………………………………………………………………….10g

Eau distillée………………………………………………………………………...…………… 1L

pH= 7.

ANNEXES

Annexe 02 : Réactifs et solution

1. Sérum physiologique :

Chlorure de Sodium........................................................................................................................9g

Eau distillée .........................................................................................................................1000 mL

2. Réactifs de la coloration de Gram

Violet de gentiane

Phénol........................................................................................................................................ 2.0 g

Violet de gentiane...................................................................................................................... 1.0 g

Éthanol à 90°............................................................................................................................ 10 ml

Eau distillée............................................................................................................................ 100 ml

Lugol

Iodure de potassium................................................................................................................... 2.0 g

Iode métalloïde.......................................................................................................................... 1.0 g

Eau distillée ........................................................................................................................... 300 ml

Fuschine de ziehl

Fuchine basique.......................................................................................................................... 1.0g

Phénol........................................................................................................................................ 5.0 g

Éthanol à 90°............................................................................................................................10 ml

Eau distillée ............................................................................................................................100 ml

Tampon phosphate salin (TPS) (Hamilton, 2003)

NaCl………………………………………………………………………………………..137 mM

ANNEXES

KCl…………………………………………………………………………………………2,7

mM

Na2HPO4 …………………………………………………………………………………..10 mM

KH2PO4…………………………………………………………………………………1,76mM

Eau distillée………………………………………………………………………………...1000 ml

pH = 7,4

ANNEXES

Annexe 03 :

Tableau de lecture ID 32 STAPH (Biomerieux ®

SA)

CUPULE TEST COMPOSANTS

ACTIFS

QTY

(MG/CUP)

REACTIONS/ENZYMES RESULTAT

NEGATIF POSITIF

1.0 URE urée 1,12 UREase

jaune

orange

rouge-violet

1.1

1.2

ADH

ODC

L-arginite

L-ornithine

0,76 Arginine

DiHydrolaseOrnithineDéCarboxylase

jaune

orange-

rouge

1.3 ESC Esculine

citrate de fer

0,224

0,032

hydrolyse (ESCuline) incolore- gris

pâle

brun-noir

1.4

1.5

1.6

1.7

1.8

1.9

1.A

1.B

1.C

1.D

GLU

FRU

MNE

MAL

LAC

TRE

MAN

RAF

RIB

CLE

D-glucose

D-fructose

D-mannose

D-maltose

D-lactose(origine

bovine)

D-tréhalose

D-mannitol

D-raffinose

D-ribose

D-cellobiose

0,56

0,56

0,56

0,56

0,56

0,56

0,56

0,56

0,56

0,56

Fermentation(GLUcose)

fermentation(FRUctose)

fermentation (MaNnosE)

fermentation (MALtose)

fermentation (LACtose)

fermentation(TREhalose)

fermentation (MANnitol)

fermentation (RAFfinose)

fermentation (RIBose)

fermentation(CELlobiose)

Rouge

Rouge-

orangé

Jaune

Jaune-

orangé

1.E

1.F

Cupules vides

0.0 NIT potassium nitrate

0,054

réduction (NITrates)

NIT1+NIT2/5min<10min

incolore Rose-pourpre

0.1 VP sodium pyruvate

0,475 production d'acetoine

(VogesProskauer)

VPA+VP2/10min<12min

incolore Rose-rouge

0.2 ßGAL 2-naphtyl-ßD-

galactopyranoside

0,0364 ß GALactosidase

FB/5min<10min(bgla__pyrA)

incolore Pourpre

0.3 ArgA L-arginine ß-

naphtylamide

0,0172 Arginine Arylamidase

incolore

orange pâle

orange

0.4 PAL 2-naphtyl

phosphate

0,0123 Phosphatase ALcaline

incolore

pourpre pâle

orange pâle

pourpre

0.5 PurA acide

pyroglutamique-

ß-naphtylamide

0,0128 PyrrolidonylArylamidase

ncolore

orange pâle

orange

0.6

0.7

0.8

0.9

0.A

NOVO

SAC

NAG

TUR

ARA

novobiocine D-

saccharose

N-acétyl-

glucosamine

D-turanoseL-

arabinose

0,0018

0,56

0,56

0,56

0,56

résistance (NOVObiocine)

fermentation (SACcharose)

fermentation (N-Acétyl-

Glucosamine)

fermentation (TURanose)

fermentation (ARAbinose)

Rouge rouge-

orangé

jaune jaune-

orangé

0.B ßGUR

4-nitrophényl-

ßD-glucuronide

0,0158 ß GlucURonidase

incolore

jaune

0.C

0.D

0.E

0.F

Cupules vides

ANNEXES

Annexe 04

Tableau d’identification du catalogue analytique ID 32 STAPH (Biomerieux ®

SA)

ANNEXES

Annexe 05

Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches de Staphylocoques responsables

d’ILDM

Souche Service RIF VA OX P TOB PT E CN SP L

S01 Réanimation R R R R S R S S R R

S02 Réanimation S S R R R R S S R R

S03 Réanimation S S S S S S S S S R

S04 Réanimation S S R R R R R R S R

S05 Réanimation R S R R R R R R S R

S06 Réanimation S R R R R S S S S S

S07 Réanimation S S S S S R R R R R

S08 Réanimation R R R R R S R S S S

S09 Réanimation S R R R S S S S S S

S10 Réanimation S S S R S S S S S S

S11 Réanimation R S R R R S R R S S


S13 Réanimation R S R R R I I R S I

S14 Réanimation S S R S R S S S I R


S16 Réanimation R S R R R R R R R R

S17 Réanimation I S R R R R S R S R


S19 Réanimation S S R R R S I R S S

S20 Réanimation R S S S R R R R R R

S21 Réanimation S S R S R R R S R R


S23 Réanimation S R R R S S R S S S


S25 Réanimation S S R R R S I R S R

S26 Réanimation R R R R R R R R S S

S27 Réanimation S S R R R S R S R S


S29 Réanimation S S S R S S S S S S

S30 Réanimation R S R R R S S R S R

S31 Réanimation S S R R R S I S R S

S32 Hémodialyse R S R R R S R R S S

S33 Hémodialyse R S R R R S I S S S

S34 Hémodialyse R R R R R S S R I S

S35 Hémodialyse R S R R R R S S S R

S36 Hémodialyse S S I S S S S S S S

S37 Hémodialyse R R R R R S S S I S

S38 Hémodialyse R R R R R S S S I S

ANNEXES

Souche Service RIF VA OX P TOB PT E CN SP L


S40 Réanimation I R R R R R R R R R

S41 Réanimation S S R R R R R R R R

S42 Réanimation S S R S R S S S I R

S43 Réanimation R R R R R I R R I I

S44 Réanimation Antibiogramme non réussi

S45 Réanimation S S R R R S R R S S


S47 Réanimation R S R R R R R R I R

S48 Réanimation S I R R S S I R S S

S49 Réanimation R R R R R S S R S R

S50 Hémodialyse S S S S S S S S S S

S51 Hémodialyse I S R R R R R R S R

ANNEXES

Annexe 06

Détection de biofilm pour les souches de Staphylocoques responsables d’ILDMX

par la methode TCP et TM et RCA

Souche Service Type de DM

Durée de

cathéterisme

(jours) TCP TM

RCA

S01 Réanimation KTP 01 Modérés Modérés Elevée

S02 Réanimation KTP 04 Elevée Modérés Modérée

S03 Réanimation KTP 02 Elevée Elevée Elevée

S04 Réanimation KTC (fémoral) Non défini Elevée Elevée Elevée

S05 Réanimation SU 06 Modérée Non Elevée

S06 Réanimation KTP 02 Modérée Modérée Elevée

S07 Réanimation SU Non défini Modérée Modérés Modérée

S08 Réanimation SU 06 Modérée Modérée Modérée

S09 Réanimation SU 11 Modérée Elevée Modérée

S10 Réanimation SU Modérée Modérés Modérée

S11 Réanimation KTP 04 Modérée Modérée Non

S12 Réanimation SU 04 Modérée Modérés Modérée


S14 Réanimation KTP 02 Non Non Non

S15 Réanimation SU Non défini Non Modérée Modérée

S16 Réanimation KTP 08 Non Modérée Modérée

S17 Réanimation KTC (fémoral) Non défini Modérée Elevée Modérée

S18 Réanimation SU 10 Modérée Modérés Modérée


S20 Réanimation KTC (fémoral) Non défini Elevée Elevée Modérée

S21 Réanimation KTC( fémoral) Non défini Elevée Elevée Modérée

S22 Réanimation SU 8 Elevée Elevée Modérée

S23 Réanimation SU 11 Elevée Modérés Non

S24 Réanimation ST 01 Elevée Modérée Modérée

S25 Réanimation SU 10 Elevée Modérée Non

S26 Réanimation KTP 02 Elevée Modérés Modérée

S27 Réanimation KTP 05 Elevée Modérée Modérée

S28 Réanimation KTP 08 Modérée Elevée Modérée

S29 Réanimation KTP Non défini Modérée Elevée Modérée

S30 Réanimation SU 04 Modérée Elevée Non


S32 Hémodialyse KTC(fémoral) 20 Modérée Modérés Modérée

S33 Hémodialyse KTC(fémoral) 60 Modérée Non Modérée

S34 Hémodialyse KTC(fémoral) 21 Modérée Non Elevée

S35 Hémodialyse KTC(fémoral) 60 Modérée Modérés Modérée

S36 Hémodialyse KTC (jugulaire) 15 Elevée Elevée Non

S37 Hémodialyse KTC (fémoral) 45 Modérée Elevée Non

S38 Hémodialyse KTC(fémoral) 45 Non Non Non

ANNEXES

Souche Service Type de

DM

Durée de

cathéterisme

(jours) TCP TM

RCA

S39 Réanimation SU 08 Elevée Elevée Modérée

S40 Réanimation SU Non défini Elevée Modérée Modérée

S41 Réanimation KTP 04 Modérée Modérée Modérée

S42 Réanimation KTP 02 Modérée Non Modérée

S43 Réanimation KTP 03 Modérée Elevée Elevée


S45 Réanimation KTP 08 Elevée Elevée Modérée

S46 Réanimation KTP 05 Modérée Elevée Modérée

S47 Réanimation SU Non défini Modérée Non Modérée

S48 Réanimation KTP Non défini Modérée Elevée Non


S50 Hémodialyse KTC

(jugulaire) 15 Non Elevée

Elevée

S51 Hémodialyse KTC

(fémoral) 10 Elevée Non

Modérée

ANNEXES

Annexe 07

Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches d’Enterobacterie responsables

d’ILDM

Souche Service IMP CZ CTX FOX C SXT AN CN AMP AML

S01 Réanimation S R R R R R R R R R

S02 Réanimation S R R R R R R S R R

S03 Réanimation S S S S S S R S R R

S04 Réanimation S R R R S S S S R R

S05 Réanimation S R R R S R S R R R

S06 Réanimation S R R R R R S S R R

S07 Réanimation S R R R R I S R R R

S08 Réanimation S R I R R R S S R R

S09 Réanimation S S I S S S S S R/ R

S10 Réanimation S R R R S R S S R R

S11 Réanimation S R R R S S R R R R

S12 Réanimation S R R I S R S R R R

S13 Réanimation R R R R R R R R R R


S15 Réanimation I R R S S R S R R R




S19 Réanimation S R R S S R R R R R

S20 Hémodialyse S S R I S R S S I S

ANNEXES

Annexe 08

Profils d’antibiorésistance obtenus pour les souches de Pseudomonas responsables

d’ILDM

Souche Service IMP CZ CTX FOX C SXT AN CN AMP AML





S25 Réanimation I R R R R R S R R R

S26 Réanimation I R R R R R S R R R



S29 Hemodialyse S R R R R R S S R R

ANNEXES

Annexes 09

Détection de biofilm pour les souches d’entérobactéries responsables d’ILDMX par

la methode TCP et TM et RCA


Durée de

cathéteris

me (jours) TCP TM

RCA

S01 Réanimation KTC(fémoral) Non défini Modérée Non Non

S02 Réanimation KTC (fémoral) Non défini Elevée Elevée Non




S06 Réanimation SU Elevée Elevée Non

S07 Réanimation SU Non défini Elevée Modérés Non

S08 Réanimation SU Non féfini Elevée Non Non

S09 Réanimation SU 11 Non Modérée Non

S10 Réanimation SU 11 Modérée Non Non

S11 Réanimation SU Non défini Modérée Non Modérée

S12 Réanimation SU 10 Non Modérés Non

S13 Réanimation SU 08 Modérée Non Modérée

S14 Réanimation SU 08 Non Modérée Non

S15 Réanimation SU 10 Non Modérée Elevée

S16 Réanimation SU Non défini Elevée Modérée Non

S17 Réanimation SU 10 Modérée Modérée Elevée

S18 Réanimation SU Non défini Modérée Modérés Modérée

S19 Réanimation SU 11 Modérée Modérée Non

S20 Réanimation KTC (fémoral) 21 Modérée Modérée Modérée

ANNEXES

Annexes 10

Détection de biofilm pour les souches de Pseudomonas responsables d’ILDM par la

methode TCP et TM et RCA


Durée de

cathéterisme

(jours) TCP TM

RCA

S21 Réanimation KTP 01 Non Modérés Non

S22 Réanimation KTP 01 Elevée Elevée Modérée

S23 Réanimation SU Modérée Elevée Non

S24 Réanimation SU Non défini Elevée Elevée Modérée


S26 Réanimation SU 10 Non Modérée Modérée

S27 Réanimation SU 08 Non Modérés Non

S28 Réanimation ST 01 Elevée Elevée Non

S29 Hémodialyse KTC(fémoral) 10 Modérée Modérée Non

Résumé

Les infections nosocomiales représentent un problème de santé publique universel, parmi ces infections les plus

fréquentes sont celles associées aux dispositifs médicaux dont ils sont importants dans le traitement des maladies

chroniques.

Dans cette optique ,ce travail porte sur une étude microbiologique des différents dispositifs médicaux des services de

réanimation et d’hémodialyse de CHU Ouargla qui permet d’identifier les pathogènes responsables de ces infections ,

de déterminer leur profil d’antibiorésistance et leur pouvoir à former de biofilm .

Le diagnostic révèle que parmi les 82 souches isolées, les Staphylococcus représentent la grande majorité des bactéries

responsables des infections liées aux dispositifs médicaux dont les espèces les plus dominantes sont S.epidermidis suivi par

les entérobactéries et les Pseudomonas. La majorité des souches isolées présente une résistance accrue vis à vis les

antibiotiques testés principalement aux betalactamines, aux aminosides et aux macrolides.

La Vancomycine demeure la molécule de choix contre les infections à Staphylocoques.L’imipenème, reste

l’antibiotiques le plus régulièrement actif sur les bacilles à gram négatifs isolées .

La détection de production de slime par les trois techniques TCP, TM, et RCA révèle que la quasitotalité des souches

isolées des dispositifs médicaux est de bonnes formatrices du biofilm.

Mots clés : Infection nosocomiales, dispositif médical, ILDM, antibiorésistance, biofilm

Abstract

Nosocomial infections represent a universal public health problem among these the most common infections are those

associated with medical devices they are important in the treatment of chronic diseases.

In this context, this work concerns a microbiological study of different medical devices intensive care units and

hemodialysis, in Ouargla University Hospital allows to identify pathogens responsible for these infections to determine

their antibiotic resistance profile and biofilm formation .

The diagnosis reveals that among 82 strains isolated, Staphylococcus represent the vast majority of bacteria responsible

for infections related to medical devices whose most dominant species were S. epidermidis followed by

Enterobacteriaceae and Pseudomonas. The majority of isolates has an increased resistance against antibiotics tested

primarily to beta-lactams, aminoglycosides and macrolides. Vancomycin remains the molecule of choice against

Staphylococci infections.The imipenem, remains the most consistently active antibiotics on isolated gram negative bacilli.

The slime production by the three detection techniques TCP, TM, and RCA reveals that almost all of the strains

isolated medical devices are good trainers biofilm.

Keywords: nosocomial infection, medical device, LMDL, antibiotic resistance, biofilm.

الملخص

انالسياة يا انطباة بااألشش جزجبط انح جهك شعا األكرز اإلصابات ذ عانة, ي ب عاية صحة يشكهة جرم انسحشفات عد

.انشية األيزاض عالز

انكها جصافة انزكش انسحعهة ي يصهحح انعاة انخحهفة انطبة نألشش يكزبنشة بدراسة انعم ذا حعهكانساق، ذا ي

انحاة نهضاااات يمايحاا نححداد اإلصاابات اذ عا انساونة انكزباات جحداد عها يحاد بيااو رلهاة, اد جسااعد بسحشف

.بيهى لدرجا عم جشكم

عا انساونة انبكحزاات يا انعظا انغانباة جرام انعمااة انكارات يعشناة، ساالنة 82 با يا أا انكزبنشاة كشفث اندراسة

entérobactéries . Pseudomonasجها , انطبة باألشش جحعهك انح االنحابات

ياكيسا بما اناكزناد األيغهكساد خاصاة انبحالكحااي، انحاة انضاااات ياد يماياة نادا انبكحزات انعشناة يعظى

.عه انعصات سانبة انغزاو ي ب انضااات انحة األكرز يعانة imipénème ,انضاا انح انفعال يد االنحابات انعماة

.بيهى لاار عه جشكم انطبة األشش انعشنة ي انسالالت يعظى أ ع TCP، TM، RCA كشفث حائس اسحعال ذالخ جمات

thème isolement, identification et étude de l'antibiorésistance des

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