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Module 1 Chapitre 3, 1TS-BioAC

K. Gabin-Gauthier, ETSL 1

Illustrations cours de Microbiologie : 1TS BioAC

Fig 1 : Un micro-organisme eucaryote (Dessin issu d’Origine de la vie - Editions Biocosmos centre).

Fig 2 : Fabrication « traditonelle » de sauce soja (marque Yuaza)



Fig 3 - Les deux types d’hyphes

(BIOSCIENCES ET TECHNIQUES – Microbiologie et toxicologie des aliments – Ed.CRDP DOIN)

Hyphes non cloisonnées Hyphes cloisonnées

Fig 4 - Les deux types de cloison pour les hyphes septées : pore unique (c) et septum

multiperforé

Pore unique pore multiperforé



Fig 5 – La morphologie d’une hyphe

Fig 6 : Schéma de la structure d’une levure (d’après le concours général des Lycées).



Fig 7 : La chitine. L’unité N-acétylglucosamine, indiquée entre parenthèses, constitue l’unité répétitive

du polymère de chitine. Le groupement acétylé est entouré en rouge. La flèche indique l’extrémité réductrice de la chaîne. Le nombre d’unités répétées (n) est >1000. Les liaisons

osidiques sont de type β1-4.

Fig 8 : Classification phénotypique simplifiée des Eumycètes

Thalle

« Siphomycètes » Hyphes non cloisonnées cœnotypiques

« Septomycètes » Hyphes septées avec cloisons perforées entre les articles

Taxons Chytridiomycètes Zygomycètes Ascomycètes Basidiomycètes (Deutéromycètes)

Habitat aquatique terrestre terrestre terrestre terrestre

Repro

ductio

n - Asexuée

- Sexuée : planospores errant dans la mer

- Asexuée - Sexuée : zygospore obtenue par fusion de deux gamètes

- Asexuée - Sexuée : ascospores formées dans un asque (outre)

- Asexuée - Sexuée : basidiospores formées en surface d’une baside (base)

Asexuée

Exem

ple

s Chytridium Rhizopus

Mucor Aspergillus Saccharomyces Geotrichum Claviceps Morilles Truffes

Mycètes lévuriformes Trichosporon Amanites Cèpes

Penicillium Alternaria Dermatophytes Candida albicans

Remarque :

Le groupe des deutéromycètes encore

utilisé aujourd’hui n'est pas un rang

taxonomique officiel ; la plupart des

deutéromycètes sont des ascomycètes.



Fig 9 : Schyzosaccharomyces pombe

Levure isolée en 1890 par à partir de bière de millet provenant de Zanzibar en Afrique orientale (pombe

signifie bière en Swahili) par le biologiste allemand P. Lindner. Elle diffère de la levure de brasserie et de

boulangerie, Saccharomyces cerevisiae, non seulement par la forme des cellules, allongées et cylindriques,

comme le montre le dessin de Lindner, mais aussi par de nombreuses autres caractéristiques biologiques

(mode de division, enzymes produites). Si S. cerevisiae est l'un des organismes modèles parmi les plus

utilisés en génétique et le premier eucaryote dont le génome complet fut séquencé (en 1996), S. pombe est

également devenu un organisme modèle pour les biologistes et est utilisé notamment pour élucider les

mécanismes de contrôle du cycle cellulaire. Des découvertes essentielles dans ce domaine, en particulier

l’identification de molécules clés contrôlant le cycle, la caractérisation de leurs fonctions et la mise en

évidence de leur caractère universel, ont valu le prix Nobel de médecine et de physiologie en 2001 à Leland

Hartwell, Paul Nurse et Tim Hunt, un chercheur américain et deux anglais. Le séquençage de son génome,

terminé en 2002, a révélé 4 824 gènes dont un quart étaient déjà connus chez d'autres espèces. En outre,

au moins 50 gènes identifiés chez S. pombe sont également impliqués dans des maladies humaines dont la

moitié sont des cancers.

.

Les cellules haploïdes mesurent de 3 à 4 µm de

large sur 6 à 15 µm de long selon la période du

cycle cellulaire. Les cellules diploïdes ont des

dimensions de 4 à 5 µm sur 10 à 25 µm.

Encore appelée levure fissipare.

Le cycle cellulaire de S. pombe est quelque peu

atypique parmi les eucaryotes bien qu’il présente

aussi une interphase, divisée en phase G1 (très

brève chez cette levure), phase S et phase G2,

suivie de la division (phase M : mitose)

aboutissant à deux cellules filles. Les cellules de

S. pombe grandissent progressivement au cours

du cycle cellulaire et présentent une taille

déterminée selon la phase à laquelle elles se

trouvent. Lorsque la paroi transversale s’est

formée et que les cellules filles mesurent 6 à 7

µm, elles ont déjà terminé la phase S de

l’interphase et sont entrées en phase G2, la plus

longue du cycle chez S. pombe. Le noyau contient

dès lors une quantité d’ADN égale à 67,6 fg (33,8

fg avant la phase S).

La croissance de la cellule commence du côté opposé à la paroi néoformée et se poursuit jusqu’à atteindre

une taille de quelque 9 µm atteinte environ au 1/3 du cycle. À ce stade, appelé en anglais NETO (New end

take off : démarrage de l’extrémité nouvelle) la croissance reprend aussi du côté opposé.

http://www.nobel.se/medicine/laureates/2001/press-fr.html



Lorsque la cellule atteint 10-12 µm, elle entre en phase M mais l’enveloppe nucléaire ne se désagrège pas,

contrairement à ce que l’on observe chez les organismes pluricellulaires. Un fuseau de division se forme et

les noyaux fils se séparent.

La cellule passe alors brièvement en phase G1 tandis qu’une paroi transversale se forme au centre de la

cellule mère qui atteint alors une taille de 12-14 µm.

La phase S démarre immédiatement tandis que les cellules filles qui mesurent 6-7 µm se séparent. La durée

moyenne du cycle cellulaire est d’environ 3 h. Le cycle de la levure S. pombe présente donc quelques

caractéristiques originales par rapport aux cycles habituellement observés chez les autres cellules

eucaryotes : phase G1 très courte, phase G2 très longue, séparation des cellules en phase S et non en fin de

phase M, maintien de l’enveloppe nucléaire pendant la division.

Fig 10 : Saccharomyces cerevisiae

Division par bourgeonnements.

Temps de doublement : 1,25 à 2h à 30°C

On peut observer ici la persistance de cicatrices de

bourgeonnement.



Fig 11 : Représentation schématique de la reproduction asexuée chez les champignons et

quelques types de spores

(a) Scission transversale ; (b) fragmentation des hyphes formant des arthroconidies (arthrospores) et

des chlamydospores (c) ; (d) sporangiospores dans un sporange ; (e) conidiopsores disposées en

chaînes à l’extrémité d’un conidiophore ; (f) blastospores formées par bourgeonnement de la

cellule parentale



Fig 12 : La reproduction chez les champignons

Schéma du cycle biologique des champignons

montrant l’alternance des stades haploïdes et

diploïdes. Quelques espèces ne passent pas au

stade dicaryote indiqué dans le schéma. Le stade

asexué (haploïde) est utilisé pour produire des

spores et aider ainsi à la dissémination de

l’espèce. Le stade sexué (diploïde) implique des

spores qui aident à la survie dans des conditions

adverses (froid, sécheresse, chaleur).

Fig 13 : Le cycle de saccharomyces cerevisiae : ascomycète unicellulaire

Quand la nourriture est

abondante, les cellules

haploïdes et diploïdes

subissent des mitoses et se

développent végétativement.

Lorsque la nourriture manque,

les cellules diploïdes entrent

en méiose pour produire 4

cellules haploïdes qui restent

solidaires dans une paroi

commune : l’asque. Si la

nourriture est de nouveau

disponible, 2 cellules

haploïdes de type conjugatif

opposé (a et α) fusionnent

pour créer une cellule

diploïde.



Fig 14 : Le cycle de reproduction d’un ascomycète filamenteux : la pezize

Fig 15 : Le cycle de reproduction d’un zygomycète filamenteux : Rhizopus stolonifer



Fig 16 : Le cycle de reproduction d’un basidiomycète :

Fig 17 : Zoospore de chydridiomycète se formant sur une feuille morte :



Fig 18 : Photographies au microscope à balayage de

frustules de diatomées.

( Mary Ann Tiffany, San Diego State University

(A) Biddulphia reticulata.

Frustule d’une diatomée

centrale montrant les

valves (partie bombée) et

le cingulum (barre = 10

µm).

(B) Diploneis sp.

Frustules de diatomées

pennées (avec valves à

motifs peignés) (barre =

10 µm).

(C) Eupodiscus radiatus.

Diatomée centrale avec

vue d’une seule valve

(bare = 20 µm)

(D) Melosira varians.

Frustule d’une diatomée

centrale, montrant les

valves (barre = 10 µm).

Fig 19 : Diatomée (Diploneis beyrichiana) dont le frustule s'est ouvert accidentellement.



Fig 20 : Structure d’une euglène.



Fig 21 : Classification simplifiée des algues.

Nom commun

Euglénophytes Euglènes

Chrysophytes Diatomées (1) et algues brun-jaune, vert-jaune

Pyrr(h)ophytes Dinoflagellés (2) et dinophytes

Chlorophytes Algues vertes

Phæphytes Algues brunes

Rhodophytes Algues rouges

Organisation cellulaire

Unicellulaires

Unicellulaires pour la plupart

Unicellulaires

Unicellulaires Pluricellulaires

Pluricellulaires

Pluricellulaires

Composés de la paroi

Pas de paroi

Cellulose Silice Carbonate de calcium

Cellulose ou pas de paroi

Cellulose

Cellulose Alginates Fucoïdane

Cellulose caragénine Xylanes Galactanes Carbonate de calcium

Pigments

Chlorophylle a Chlorophylle b Xanthophylles Carotènes

Chlorophylle a Chlorophylles c (souvent) Carotènes Fucoxanthine Xanthophylles

Chlorophylle a Chlorophylles c Carotènes Fucoxanthine Péridinine Dinoxanthine

Chlorophylle a Chlorophylle b Xanthophylles Carotènes

Chlorophylle a Carotènes Fucoxanthine

Chlorophylle a Chlorophylle d (quelques espèces) Carotènes Phycobillines

Produits de réserve

Paramylon Huiles sucres

Chrysolaminari-ne Huiles

Amidon Glycanes Huiles

Amidon

Laminarine Mannitol Huiles

Amidon floridéen

Appareil locomoteur

1 à 3 flagelles en position apicale

1 à 2 flagelles en position apicale

flagelles en position latérale

Pas de flagelles pour la plupart

2 flagelles en position latérale sur les cellules reproductrices

Immobiles

Habitat Genres

Eaux douce, saumâtre, salée et terrestre. Euglena Phacus

Eaux douce, saumâtre, salée et terrestre. Fragilaria Cymbella Surirella Pseudo-nitzschia

Eaux douce saumâtre et salée. Gymnodinium Ceratium Alexandrium Gonyaulax

Eaux douce, saumâtre, salée et terrestre. Chlorella Scenedesmus Spirogyra Ulva

Eaux salée et saumâtre. Laminaria Fucus

Eaux douce saumâtre et salée. Gracilaria Gelidium Chondrus



Fig22 : Micrographies au microscope électronique de quelques dinoflagellés.

Dinophysis fortis

Ceratium

Prorocentrum



Fig 23 : Symbiose des zooxanthelles et du corail.

Ce sont les zooxanthelles qui sont les principaux producteurs primaires

des écosystèmes coralliens.

Déjà présentes dans l'œuf pour certaines espèces, elles se multiplient activement dans les tissus de

leur hôte : leur population peut doubler en 10 jours. Elles constituent une biomasse végétale stockée

par les polypes qui peut atteindre 45 à 60% de la biomasse en protéines du corail chez Pocillopora

damicornis. Ainsi, certains auteurs avancent le chiffre de 30 000 algues/mm3 en moyenne.

Quand elles sont en surnombre dans les tissus de son hôte, elles sont expulsées et servent alors de

nourriture avec le mucus aux bactéries et autres animaux qui à leur tour nourriront le corail.

Les zooxanthelles trouvent là un milieu stable, à l'abri des variations des conditions du milieu, de la

sédimentation et des prédateurs.

Elles utilisent les déchets azotés et phosphatés du polype comme source d'éléments minéraux qui

sont localement plus concentrés que dans le milieu extérieur.

La source de C proviendrait à la fois du CO2 émis au cours de la respiration du polype et des

hydrogénocarbonates dissous dans l'eau de mer.

Grâce à ces éléments minéraux et à la lumière, elles élaborent de la matière organique

essentiellement glucidique. Une partie de cette matière produite est utilisée comme source de

nourriture par le polype.



La photosynthèse produit un dégagement de dioxygène (O2). La concentration en O2 des eaux

chaudes est peu élevée du fait de sa faible solubilité qui, de plus, diminue avec la température.

L'approvisionnement en O2, nécessaire à la respiration du polype est alors facilité.

Le polype bénéficie des produits organiques élaborés par les zooxanthelles dont il stimule la

photosynthèse et l'exportation de sa production.

Par ailleurs, la prédation fournit au polype, les protides et les lipides. Il réunit ainsi tous les éléments

nécessaires (glucides, lipides et protides) à sa croissance et à son entretien. L'activité (métabolique)

du polype se traduit par les échanges gazeux de la respiration, absorption d'O2 et d'un rejet de CO2 .

Ce même CO2 qui serait utilisé pour la photosynthèse par les zooxanthelles.

Le prélèvement du CO2 par les zooxanthelles favorise la précipitation du carbonate de calcium, c'est

à dire du calcaire, et donc l'élaboration du squelette du polype. L'équilibre chimique du CO2 dissous

dans l'eau et des carbonates, est déplacé dans le sens de la précipitation du carbonate de calcium

(CaCO3 ) lors du prélèvement du CO2 par les zooxanthelles :

2

3 3 2 22Ca HCO CaCO CO H O

Ainsi, la symbiose permet un recyclage local et rapide de la matière . Elle est à l'origine de la réussite

des coraux dans les milieux pauvres en éléments nutritifs (oligotrophes).

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