UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR

FACULTE DE MEDECINE DE PHARMACIE ET D’ODONTOLOGIE

ANNEE 2018 N° 53

THESE

POUR OBTENIR LE GRADE DE DOCTEUR EN PHARMACIE

(DIPLOME D’ETAT)

PRESENTEE ET SOUTENUE PUBLIQUEMENT

Le 24 mars 2018

Par

Abdoulaye NGOM Né le 01 janvier 1990 à Diakhao

PRESIDENTE : Mme Ndeye Coumba TOURE KANE Professeur

MEMBRES : M. Djibril FALL Professeur

M. Babacar MBENGUE Maître de Conférences Agrégé

DIRECTEUR DE THESE : M.Cheikh Saad Bouh BOYE Professeur

CO-DIRECTEUR DE THESE : M. Assane DIENG Assistant

ETUDE DE LA SENSIBILITE AUX ANTIBIOTIQUES DES SOUCHES DE

STREPTOCOCCUS PNEUMONIAE, STREPTOCOCCUS PYOGENES,

HAEMOPHILUS INFLUENZAE ET MORAXELLA CATARRHALIS ISOLES

D’INFECTIONS RESPIRATOIRES AIGUES CHEZ LES ENFANTS DE MOINS

DE 5ANS (A DAKAR)

MEMBRES DU JURY

FACULTE DE MEDECINE DE PHARMACIE

ET D’ODONTO – STOMATOLOGIE

DECANAT & DIRECTION

DOYEN M. AMADOU DIOUF

PREMIER ASSESSEUR M. ABDOULAYE SAMB

DEUXIEME ASSESSEUR M. MALICK FAYE

CHEF DES SERVICES ADMINISTRATIFS M. El HADJI BOUBACAR BALL

DAKAR, LE 31 JANVIER 2017

LISTE DU PERSONNEL ENSEIGNANT PAR GRADE

ANNEE UNIVERSITAIRE 2016–2017

I. MEDECINE

PROFESSEURS TITULAIRES

M. Mamadou BA Urologie

Mme Mariame GUEYE BA Gynécologie-Obstétrique

M. Momar Codé BA Neurochirurgie

M. Serigne Abdou BA Cardiologie

M. Seydou Boubakar BADIANE Neurochirurgie

M. Mamadou Diarrah BEYE Anesthésie-Réanimation

M. Boubacar CAMARA Pédiatrie

M. Cheikh Ahmed Tidiane CISSE Gynécologie-Obstétrique

§M. Jean Marie DANGOU Anatomie et Cytologie Patho.

M. Ahmadou DEM Cancérologie

M. Abdarahmane DIA Anatomie-Chirurgie Générale

Mme. Anta TAL DIA Médecine Préventive

+ * M. Ibrahima DIAGNE Pédiatrie

M. Bay Karim DIALLO O.R.L

* M. Babacar DIAO Urologie

M. Maboury DIAO Cardiologie

M. Charles Bertin DIEME Orthopédie-traumatologie

M. Madieng DIENG Chirurgie Générale

*M. Mame Thierno DIENG Dermatologie

M. Amadou Gallo DIOP Neurologie

M. Mamadou DIOP Anatomie

M. Saliou DIOP Hématologie Clinique

Mme. Sokhna BA DIOP Radiologie

M. Alassane DIOUF Gynécologie-Obstétrique

M. Boucar DIOUF Néphrologie

Mme. Elisabeth DIOUF Anesthésiologie-Réanimation

M. Mamadou Lamine DIOUF Hépatologie / Gastro-Entérologie

M. Raymond DIOUF O.R.L

M. Saliou DIOUF Pédiatrie

Mme Awa Oumar TOURE FALL Hématologie Biologique

M. Babacar FALL Chirurgie Générale

M. Papa Ahmed FALL Urologie

M. Babacar FAYE Parasitologie

Mme. Sylvie SECK GASSAMA Biophysique

Mme. Gisèle WOTO GAYE Anatomie Pathologique

M. Oumar GAYE Parasitologie

§ M. Lamine GUEYE Physiologie

*M. Serigne Maguèye GUEYE Urologie

M. EL Hadj Fary KA Néphrologie

+*M. Mamadou Mourtalla KA Médecine Interne

M. Ousmane KA Chirurgie Générale

M Abdoul KANE Cardiologie

M. Assane KANE Dermatologie

M. Oumar KANE Anesthésie-Réanimation

Mme. Fatimata LY Dermatologie

M. Mamadou MBODJ Biophysique

M. Jean Charles MOREAU Gynécologie-Obstétrique

M. Claude MOREIRA Pédiatrie

M. Philipe Marc MOREIRA Gynécologie- Obstétrique

M. Abdoulaye NDIAYE Anatomie-Orthopédie-Trauma

M. Issa NDIAYE O.R.L

M. Mouhamadou NDIAYE Chirurgie Thoracique&Cardio-vasculaire

M. Mouhamadou Mansour NDIAYE Neurologie

M. Moustapha NDIAYE Neurologie

M. Ousmane NDIAYE Pédiatrie

M. Papa Amadou NDIAYE Ophtalmologie

* M.Souhaïbou NDONGO Médecine Interne

*M. Cheikh Tidiane NDOUR Maladies Infectieuses

M. Alain Khassim NDOYE Urologie

M. Oumar NDOYE Biophysique

M. Gabriel NGOM Chirurgie Pédiatrique

*M. Abdou NIANG CM / Néphrologie

M. El Hadji NIANG Radiologie

Mme. Suzanne Oumou NIANG Dermatologie

M. Abdoulaye POUYE CM / Médecine Interne

*M. Youssoupha SAKHO Neurochirurgie

M. Niama DIOP SALL Biochimie Médicale

M. Abdoulaye SAMB Physiologie

M. André Daniel SANE Orthopédie-Traumatologie

M. Moussa SEYDI Maladies Infectieuses

*M. Masserigne SOUMARE Maladies Infectieuses

M. Ahmad Iyane SOW Bactériologie-Virologie

+* M. Papa Salif SOW Maladies Infectieuses

M. Mouhamadou Habib SY Orthopédie-Traumatologie

§M. Cheickna SYLLA Urologie

M. Abdourahmane TALL O.R.L

M. Mamadou Habib THIAM Psychiatrie

________________________________________________________________________

+ Disponibilité

* Associé

§ Détachement

MAITRES DE CONFERENCES AGREGES

Mme. Fatou Diallo AGNE Biochimie Médicale

M. Abdoulaye BA Physiologie

Mme. Aïssata LY BA Radiologie

M.EL Hadj Amadou BA Ophtalmologie

M. Amadou Gabriel CISS Chirurgie Thoracique & Cardio. Vasc.

M. Mamadou CISSE Chirurgie Générale

§ M. Mamadou Lamine CISSE Gynécologie-Obstétrique

M. Mamadou COUME Médecine Interne

M. Daouda DIA Hépatologie / Gastro-Entérologie

M. Djibril DIALLO Gynécologie-Obstétrique

M. Saïdou DIALLO Rhumatologie

§ M. Alassane DIATTA Biochimie Médicale

* Mme. Marie Edouard FAYE DIEME Gynécologie - Obstétrique

M. Ibrahima Bara DIOP Cardiologie

M. Papa Saloum DIOP Chirurgie Générale

M. Saïd Norou DIOP Médecine Interne II

M. Amadou Lamine FALL Pédiatrie

M. Lamine FALL Pédopsychiatrie

M. Adama FAYE Santé Publique

§ Mme. Mame Awa FAYE Maladies Infectieuses

M. Oumar FAYE Parasitologie

M. Oumar FAYE Histologie-Embryologie

M. Papa Lamine FAYE Psychiatrie

M. Pape Macoumba GAYE Radiothérapie

Mme. Yacine Dia KANE Pneumophtisiologie

M. Abdoulaye LEYE Endocrinologie

M. Alassane MBAYE Cardiologie

Mme. Ndèye. Maïmouna NDOUR MBAYE Médecine Interne

* M. Mouhamadou MBENGUE Hépathologie / Gastro-entérologie

Mme. Fatou Samba DIAGO NDIAYE Hématologie Clinique

M. Mor NDIAYE Médecine du Travail

Mme. Ndèye Fatou COULIBALY NDIAYE Orthopédie-Traumatologie

+ * M. Papa NDIAYE Médecine Préventive

M. Oumar NDOUR Chirurgie Pédiatrique

M. Jean Marc Ndiaga NDOYE Anatomie

Mme Marie DIOP NDOYE Anesthésie-Réanimation

M. Lamine NIANG Urologie

Mme. Paule Aïda NDOYE ROTH Ophtalmologie

Mme. Anne Aurore SANKALE Chirurgie plastique et reconstructive

Mme. Anna SARR Médecine Interne

* M. Ibrahima SECK Médecine Préventive

M. Mohamed Maniboliot SOUMAH Médecine légale

Mme. Aïda SYLLA Psychiatrie

M. Assane SYLLA Pédiatrie

M. Roger Clément Kouly TINE Parasitologie Médical

Mme. Nafissatou Oumar TOURE Pneumologie

_____________________________________________________________________

+ Disponibilité

* Associé

§ Détachement

MAITRES-ASSISTANTS

M. Papa Salmane BA Chirurgie Thoracique & Cardio –vasc.

Mme. Marie Louise BASSENE Hépato-gastroentérologie

M. Malick BODIAN Cardiologie

M. El Hadj Souleymane CAMARA Orthopédie-Traumatologie

Mme. Mariama Safiétou KA CISSE Médecine Interne

M. Mouhamadou Moustapha CISSE Néphrologie

M. André Vauvert DANSOKHO Orthopédie-Traumatologie

M. Richard Edouard Alain DEGUENONVO O-R-L

M. Mouhamadou Lamine DIA Bactériologie-Virologie

M. Chérif Mouhamed M. DIAL Anatomie Pathologique

M. Abdoulaye Séga DIALLO Histologie-Embryologie

M. Demba DIEDHIOU Médecine Interne II

M. Pape Adama DIENG Chirurgie Thoracique & Cardio-Vasculaire

* M. Mamadou Moustapha DIENG Cancérologie

Mme. Seynabou FALL DIENG Médecine Interne I

Mme. Evelyne Siga DIOM O.R.L.

Mme. Abibatou SALL FALL Hématologie Biologique

M. Boubacar FALL Urologie

Mme. Mame Coumba GAYE FALL Médecine du Travail

M. Mohamed Lamine FALL Anesthésie-réanimation

* M. Papa Moctar FAYE Pédiatrie

Mme. Louise FORTES Maladies Infectieuses

* M. Abdoul Aziz KASSE Cancérologie

M. Amadou Ndiassé KASSE Orthopédie-Traumatologie

Mme. Aminata DIACK MBAYE Pédiatrie

M. Aïnina NDIAYE Anatomie

M. Maodo NDIAYE Dermatologie

M. Mouhamadou Bamba NDIAYE Cardiologie

M. Papa Ibrahima NDIAYE Anesthésie Réanimation

M. Boucar NDONG Biophysique

Mme. Ndèye Dialé Ndiaye NDONGO Psychiatrie

M. Ndaraw NDOYE Neurochirurgie

Mme. Marguerite Edith D. QUENUM Ophtalmologie

M. Ndéné Gaston SARR Biochimie Médicale

M. Yaya SOW Urologie

M. Alioune Badara THIAM Neurochirurgie

M. Silly TOURE Stomatologie

ASSISTANTS

µ Mme. Nafissatou NDIAYE BA Anatomie Pathologique

µ M.Nfally BADJI Radiologie

µ M. El Hadji Amadou Lamine BATHILY Biophysique

µ Mme. Fatou CISSE Biochimie Médicale

µ M.Boubacar Samba DANKOKO Médecine Préventive

µ M Sidy Akhmed DIA Médecine du Travail

Mme. Mama SY DIALLO Histologie-embryologie

µ M. Mor DIAW Physiologie

Mme. Marie Joseph DIEME Anatomie Pathologique

µ M. Abdoulaye DIONE DIOP Radiologie

µ Mme. Aïssatou SECK DIOP Physiologie

M. Amadou DIOP Bactériologie-Virologie

M. Ndiaga DIOP Histologie- Embryologie et Cytogénétique

µ M. Ousseynou DIOP Biophysique

M. Blaise Félix FAYE Hématologie

M. Abdou Magib GAYE Anatomie Pathologique

µ M. Magaye GAYE Anatomie

µ Melle. Mame Vénus GUEYE Histologie- Embryologie

µ Melle. Salimata DIAGNE

HOUNDJO

Physiologie

µ M. Mamadou Makhtar Mbacké LEYE Médecine Préventive

µ M. Magatte NDIAYE Parasitologie Médicale

µ M. El Hadji Oumar NDOYE Médecine Légale

µ M. Khadim NIANG Médecine Préventive

µ M. Abdourahmane SAMBA Biochimie Médicale

M. Moussa SECK Hématologie

Mme. Ndèye Marème SOUGOU Médecine Préventive et Santé publique

µ M. Abdou Khadir SOW Physiologie

µ M. Doudou SOW Parasitologie Médicale

µ M. Khadime SYLLA Parasitologie Médicale

µ M. Ibou THIAM Anatomie Pathologique

Melle Maïmouna TOURE Physiologie

CHEFS DE CLINIQUE-ASSISTANTS

DES SERVICES UNIVERSITAIRES DES HOPITAUX

µ M. Léra Géraud Cécil Kévin AKPO Radiologie

µ M. Abou BA Pédiatrie

µ Mme. Aïssatou BA Pédiatrie

* M. El Hadji Makhtar BA Psychiatrie

µ M. Idrissa BA Pédopsychiatrie

µ M. Idrissa Demba BA Pédiatrie

µ Mme. Mame Sanou Diouf BA O.R.L.

µ M. Mamadou Diawo BAH Anesthésie-Réanimation

M. Djibril BOIRO Pédiatrie

µ M Momar CAMARA Psychiatrie

µ Mme. Maïmouna Fafa CISSE Pneumologie

µ M. Abdoulaye DANFA Psychiatrie

M. Hamidou DEME Radiologie

M. Souleymane DIAO Orthopédie-Traumatologie

M. Mohamed Tété Etienne DIADHIOU Gynécologie-Obstétrique

µ M. Jean Pierre DIAGNE Ophtalmologie

µ Mme. Nafissatou DIAGNE Médecine Interne

µ M. Ngor Side DIAGNE Neurologie

Mme. Salamata DIALLO DIAGNE Hépatologie / Gastro-Entérologie

M. Moussa DIALLO Gynécologie - Obstétrique

µ Mme.Viviane Marie Pierre CISSE DIALLO Maladies Infectieuses

M. Boubacar Ahy DIATTA Dermatologie

µ M. Souleymane DIATTA Chirurgie Thoracique

Mme Mame Salimata DIENE Neurochirurgie

µ M. Assane DIOP Dermatologie

M. Momar Sokhna dit Sidy Khoya DIOP Chirurgie Thoracique&Cardio-vasculaire

µ M.Rudolph DIOP Stomatologie

µ M.Abdoul Aziz DIOUF Gynécologie-Obstétrique

M. Assane DIOUF Maladies Infectieuses

M. Doudou DIOUF Cancérologie

M. Mamadou Lamine DIOUF Pédopsychiatrie

µ M. Momar DIOUM Cardiologie

M. Boundia DJIBA Médecine Interne

Mme. Anna Modji Basse FAYE Neurologie

µ M. Atoumane FAYE Médecine Interne

µ Mme. Fatou Ly FAYE Pédiatrie

Melle. Maria FAYE Néphrologie

M. Omar GASSAMA Gynécologie-Obstétrique

M.Mamadou Ngoné GUEYE Hépathologie / Gastro-Entérologie

Mme. Mame Diarra NDIAYE GUEYE Gynécologie-Obstétrique

µ M. Mamour GUEYE Gynécologie-Obstétrique

µ M. Modou GUEYE Pédiatrie

µ M. Aly Mbara KA Ophtalmologie

µ M.Daye KA Maladies Infectieuses

µ M. Ibrahima KA Chirurgie Générale

µ M. Sidy KA Cancérologie

M. Baïdy Sy KANE Médecine Interne

µ M. Younoussa KEITA Pédiatrie

µ M. Charles Valérie Alain KINKPE Orthopédie-Traumatologie

µ Melle Ndèye Aïssatou LAKHE Maladies Infectieuses

µ M. Ahmed Tall LEMRABOTT Néphrologie

Mme Fatou Aw LEYE Cardiologie

µ M. Papa Alassane LEYE Anesthésie-réanimation

M. Yakham Mohamed LEYE Médecine Interne

µ Mme. Indou DEME LY Pédiatrie

Mme. Fatimata Binetou Rassoule MBAYE Pneumologie

µ Mme. Khardiata DIALLO MBAYE Maladies Infectieuses

µ Mme. Awa Cheikh NDAO MBENGUE Médecine Interne

µ M. Ciré NDIAYE O-R-L

M. Joseph Matar Mass NDIAYE Ophtalmologie

M. Lamine NDIAYE Chirurgie Plastique et Reconstructive

M. Mouhamadou Makhtar NDIAYE Stomatologie & Chirurgie maxillo- faciale

M. Ibrahima NDIAYE Psychiatrie

µ Mme. Maguette MBAYE NDOUR Neurochirurgie

Mme. Ndèye Aby NDOYE Chirurgie Pédiatrique

M. Aliou Alassane NGAIDE Cardiologie

µ M. Babacar NIANG Pédiatrie

* M. Mouhamadou Mansour NIANG Gynécologie-Obstétrique

µ M Moustapha NIASSE Rhumatologie

µ M. Aloïse SAGNA Chirurgie Pédiatrique

µ Mme. Magatte GAYE SAKHO Neurochirurgie

M. Lamine SARR Orthopédie-Traumatologie

µ Mme. Nafy NDIAYE SARR Médecine Interne

µ M. Simon Antoine SARR Cardiologie

µ M. Mamadou SECK Chirurgie Générale

µ Mme. Sokhna SECK Psychiatrie

Mme. Marième Soda DIOP SENE Neurologie

µ M. Aboubacry Sadikh SOW Ophtalmologie

Melle. Adjaratou Dieynabou SOW Neurologie

µ M. Djiby SOW Médecine Interne

µ M. Abou SY Psychiatrie

µ Mme. Khady THIAM Pneumologie

µ M. Mbaye THIOUB Neurochirurgie

µ M. Aliou THIONGANE Pédiatrie

µ M. Alpha Oumar TOURE Chirurgie Générale

M. Mamadou Mour TRAORE Anesthésie-réanimation

M. Cyrille ZE ONDO Urologie

+ Disponibilité

* Associé

§ Détachement

µ Titularisation

II. PHARMACIE

PROFESSEURS TITULAIRES

M. Emmanuel BASSENE Pharmacognosie et Botanique

M. Cheikh Saad Bouh BOYE Bactériologie-Virologie

M. Aynina CISSE Biochimie Pharmaceutique

Mme. Aïssatou Gaye DIALLO Bactériologie-Virologie

Mme. Aminata SALL DIALLO Physiologie Pharmaceutique

M. Mounibé DIARRA Physique Pharmaceutique

M. Alioune DIEYE Immunologie

* M. Amadou Moctar DIEYE Pharmacologie et Pharmacodynamie

M. Tandakha Ndiaye DIEYE Immunologie

M. Pape Amadou DIOP Biochimie Pharmaceutique

M. Yérim Mbagnick DIOP Chimie Analytique

M. Amadou DIOUF Toxicologie

M. Djibril FALL Pharmacie Chimique & Chimie Orga.

M. Mamadou FALL Toxicologie

M. Bara NDIAYE Chimie Analytique

M. Daouda NDIAYE Parasitologie

Mme. Philomène LOPEZ SALL Biochimie Pharmaceutique

M. Mamadou SARR Physiologie Pharmaceutique

M. Guata yoro SY Pharmacologie et Pharmacodynamie

M. Alassane WELE Chimie Thérapeutique

MAITRES DE CONFERENCES AGREGES

M. Makhtar CAMARA Bactériologie-virologie

Mme. Rokhaya Ndiaye DIALLO Biochimie Pharmaceutique

Melle. Thérèse DIENG Parasitologie

M. Ahmadou Bamba K. FALL Pharmacie Galénique

M. Pape Madièye GUEYE Biochimie Pharmaceutique

M. Modou Oumy KANE Physiologie Pharmaceutique

M. Gora MBAYE Physique Pharmaceutique

M. Augustin NDIAYE Physique Pharmaceutique

* Mme. Halimatou Diop NDIAYE Bactériologie – Virologie

Mme. Maguette D.SYLLA NIANG Immunologie

M. Serigne Omar SARR Chimie Analytique & Bromatologie

M. Oumar THIOUNE Pharmacie Galénique

MAITRE DE CONFERENCES

M. Matar SECK Pharmacie Chimique et Chimie Organique

MAITRES-ASSISTANTS

Melle. Aïda Sadikh BADIANE Parasitologie

M. Amadou DIOP Chimie Analytique

M. Alioune Dior FALL Pharmacognosie

M. Macoura GADJI Hématologie

M. Babacar MBENGUE Immunologie

* M. Mamadou NDIAYE Pharmacologie et Pharmacodynamie

Mme. Mathilde M. P. Cabral NDIOR Toxicologie

M. Abdoulaye SECK Bactériologie –Virologie

Mme. Awa Ndiaye SY Pharmacologie

Mme Aminata TOURE Toxicologie

ASSISTANTS

µ Mme Kady Diatta BADJI Botanique

Mme Fatoumata BAH Toxicologie

µ M. Mamadou BALDE Chimie Thérapeutique

* M. Frimin Sylva BARBOZA Pharmacologie

M. Oumar BASSOUM Epidémiologie et Santé publique

µ Mme. Awa Ba DIALLO Bactériologie-Virologie

M. William DIATTA Botanique

µ M. Adama DIEDHIOU Chimie Thérapeutique & Organique

µ M. Serigne Ibra Mbacké DIENG Pharmacognosie

µ M. Cheikh DIOP Toxicologie

µ M. Moussa DIOP Pharmacie Galénique

µ M. Louis Augustin D. DIOUF Physique Pharmaceutique

M. Alphonse Rodrigue DJIBOUNE Physique Pharmaceutique

* M. Babacar FAYE Biologie Moléculaire et cellulaire

µ M. Djiby FAYE Pharmacie Galénique

µ Melle Rokhaya GUEYE Chimie Analytique & Bromatologie

µ Mme. Rokhaya Sylla GUEYE Pharmacie Chimique et Chimie Organique

* Moustapha MBOW Immunologie

M. Youssou NDAO Galénique & Législation

µ Mme Arame NDIAYE Biochimie Médicale

µ M. Mouhamadou NDIAYE Parasitologie

M. El Hadji Malick NDOUR Biochimie Pharmaceutique

M. Idrissa NDOYE Pharmacie Chimique et Chimie Organique

* M. Mame Cheikh SECK Parasitologie

µ M. Mbaye SENE Physiologie Pharmaceutique

µ M. Madièye SENE Pharmacologie

µ M. Papa Mady SY Physique Pharmaceutique

µ Mme. Fatou Guèye TALL Biochimie Pharmaceutique

µ Melle. Khadidiatou THIAM Chimie Analytique & Bromatologie

µ M. Yoro TINE Chimie Générale

________________________________________________________________

+ Disponibilité

* Associé

§ Détachement

µ Titularisation

III. CHIRURGIE DENTAIRE

PROFESSEURS TITULAIRES

M. Henri Michel BENOIST Parodontologie

M. Falou DIAGNE Orthopédie Dento-Faciale

Mme Adam Marie SECK DIALLO Parodontologie

M. Papa Demba DIALLO Parodontologie

M. Papa Ibrahima NGOM Orthopédie Dento-Faciale

M. Babacar TOURE Odontologie Conservatrice Endodontie

MAITRES DE CONFERENCES AGREGES

Mme Khady DIOP BA Orthopédie Dento-Faciale

Mme. Fatou LEYE BENOIST O.C.E.

M. Daouda CISSE Odontologie Prév. et Sociale

M. Abdoulaye DIOUF Parodontologie

Mme Aïssatou TAMBA FALL Pédodontie-Prévention

M.Babacar FAYE Odontologie Cons. Endodontie

M. Daouda FAYE Odontologie Préventive et Sociale

M. Malick FAYE Pédodontie

M. Cheikh Mouhamadou M. LO Odontologie Prév. Sociale

M. El Hadj Babacar MBODJ Prothèse Dentaire

§ Mme Charlotte FATY NDIAYE Chirurgie Buccale

M. Paul Débé Amadou NIANG Chirurgie Buccale

M. Mouhamed SARR Odontologie Cons. Endodontie

Mme Soukèye DIA TINE Chirurgie Buccale

MAITRES ASSISTANTS

M. Khaly BANE O.C.E.

Mme. Binetou C. GASSAMA BARRY Chirurgie Buccale

* M. Lambane DIENG Prothèse Dentaire

Mme Fatou DIOP Pédodontie-Prévention

M. Joseph Samba DIOUF Orthopédie Dento-Faciale

M. Massamba DIOUF Odontologie Prév. et Sociale

* M. Moctar GUEYE Prothèse Dentaire

M. Cheikh NDIAYE Prothèse Dentaire

Mme Farimata youga DIENG SARR Matières Fondamentales

M. Babacar TAMBA Chirurgie Buccale

ASSISTANTS

µ Mme. Adjaratou Wakha AIDARA O.C.E.

µ M. Abdou BA Chirurgie Buccale

µ M. Alpha BADIANE Orthopédie Dento-Faciale

Mme Khady BADJI Prothèse Dentaire

M. Ahmad Moustapha DIALLO Parodontologie

M. Mamadou Tidiane DIALLO Odontologie Pédiatrique

µ M. Mamadou DIATTA Chirurgie Buccale

* M. Khalifa DIENG Odontologie Légale

Mme. Mbathio DIOP Santé Publique dentaire

µ M. Abdoulaye DIOUF Odontologie Pédiatrique

µ Mme. Ndèye Nguiniane DIOUF GAYE Odontologie Pédiatrique

* M. Mouhamadou Lamine GUIRASSY Parodontologie

M. Pape Ibrahima KAMARA Prothèse Dentaire

M. Mouhammad KANE Chirurgie Buccale

µ Mme. Aïda KANOUTE Santé Publique Dentaire

µ M. Alpha KOUNTA Chirurgie Buccale

µ M. Papa Abdou LECOR Anatomo- Physiologie

µ M. Edmond NABHANE Prothèse Dentaire

µ Mme. Diouma NDIAYE Odontologie Conservatrice- Endodontie

µ M. Mamadou Lamine NDIAYE Radiologie Dento maxillo-Faciale

µ M. Seydina Ousmane NIANG Odontologie Conservatrice- Endodontie

µ M. Oumar Harouna SALL Matières Fondamentales

Melle. Anta SECK Odontologie Conservatrice-Endodontie

M. Sankoung SOUMBOUNDOU Odontologie Légale

M. Diabel THIAM Parodontologie

µ Mme. Soukèye Ndoye THIAM Odontologie Pédiatrique

µ Mme. Néné THIOUNE Prothèse Dentaire

µ M. Amadou TOURE Prothèse Dentaire

________________________________________________

+ Disponibilité

* Associé

§ Détachement

µ Titularisation

AU NOM D’ALLAH LE CLEMENT

ET LE MISERICORDIEUX

A SON PROPHETE MOUHAMED

(PSL)

IN MOMERIAM

A mon père Aucune expression ne pourrait être assez large pour traduire notre grand Amour, notre

admiration et notre profond respect pour toi, ni assez forte pour exprimer le grand vide que

tu as laissé dans nos cœurs.

Nous te seront éternellement reconnaissants d’avoir tout été pour nous, de nous avoir

appris à reconnaître le vrai sens de la vie et à aimer la vertu et le droit chemin.

Je n’oublierais jamais ce conseil que tu me répéter « seul le travail paie »

Reposes en paix et qu’ALLAH Le Tout Puissant t’accordes son saint Paradis et répandes sur

toi tous les bienfaits qu’il réserve aux HAFFIZ AL QUR’AN.

A ma mère Maman certes je ne te connais pas mais je sais que vous faisiez partie des meilleurs mamans

au monde.

Avec courage et dignité, tu as subi les souffrances de ce monde, espérant édifier un avenir

meilleur pour tes enfants.

Ce jour solennel voit le couronnement des efforts inlassables toujours consentis pour nous.

Par ce travail je rends hommage à toutes les mamans qui ont perdu la vie en donnant une

vie.

Qu’Allah le tout puissant vous accueille dans son paradis céleste et répandes sur vous tous

les bienfaits qu’il réserve aux HAFFIZ AL QUR’AN.

A ma grand-mère Tu as été une seconde mère pour moi. Trouve ici le témoignage d’un garçon pour sa maman.

Que Dieux t’accueille dans son paradis.

A mon oncle C’est toi qui m’as inscrit à l’école, ce travail est donc le tient.

Que Dieux t’accueille dans son paradis céleste.

JE D’EDIE CE TRAVAIL

A mon grand frère SONAR Un aîné est un guide. Ta protection fraternelle m’a toujours réconfortée ainsi que ton

affection, ta bonté, ta générosité et tes conseils permanents.

Que ce modeste travail qui n’est que le couronnement de tes sacrifices et de tes inlassables

efforts soit le témoignage de mon amour et ma reconnaissance.

A mon frère OUSMANE Tu es plus qu’on frère pour moi, je dirais même un complice.

Que ce travail soit l’expression de la profonde affection que je porte pour toi.

A ma tante AMY THIOY NGOM Tu m’as toujours aidée, conseillée et soutenue. Merci Ngoma.

Sois assurée de mon estime. Que Dieu te bénisse et vous prête longue vie avec une santé de fer.

A la famille Cissé à Diourbel Vous m’avez accueilli comme un membre entier au sein de la famille. Je vous remercie

infiniment.

Vous êtes ma famille.

Au Docteur Niokhor Dione Tu m’as non seulement montré le chemin mais tu as guidé mes pas. Merci !

A Mme mame Yandé Diouf Dione Tu représentes à la fois la cousine et la grande sœur que je n’ai jamais eue. Je te suis et te

serais éternellement reconnaissant pour tout ce que tu as fait et continue de faire pour moi.

Merci encore Yandita.

A mes cousines et cousins Je ne saurais vous énumérer de peur d’en oublier mais je sais que chacun de vous saura s’y

reconnaître.

Toute mon affection!

A Omou kantome Diop Mercie pour ton soutient ma turfue.

A tous mes amies et compagnons Qui sauront, sans se voir nommer, trouver ici toute ma sympathie.

J’espère que le temps et les années ne nous sépareront pas. Que chacun trouve ici,

l’expression de mon attachement.

A mes camarades de promotion (promotion

Djibril fall 2016) Je garde de bons souvenirs de ces six années. Après l’effort, le réconfort…ou bien le début

d’un autre effort...

A tous ceux qui me sont chers, sachez que : L’amitié à sa puissance et son confort qui nous rappellent qu’un ami est un don de Dieu.

Merci.

A mon village natal Diakhao Sine

Puisses-tu voir les rêves de tes enfants se réaliser un jour.

REMERCIEMENTS

Au terme de ce travail qui est la thèse j’adresse des sincères remerciements :

Au docteur Assane Dieng

A Abdoulaye diop

A Ahmadou diop

A Amary fall

A tonton Omar

A Ibrahima séne

A Maissoone mouhamed

A Nogay thiao

A Mamadou Ba

A Aminata Diop

A Islamiath

A Bernice

A Aida Gueye Dioume

A Aarcia Bakala

A tout le personnel de l’HAR, de l’HAN, et de l’hôpital Roi Baudoin

A tous ceux qui ont participé à ma formation de la maternelle à l’Université.

A tout le personnel de l’unité de recherche et de biotechnologie microbienne du

laboratoire de bactériologie-virologie du CHU Aristide le Dantec.

A

NOS MAITRES

ET JUGES

À Notre Maître, Directeur de thèse, Le

Professeur Cheikh Saad Bouh BOYE

Votre art de diriger, votre vision très claire des objectifs à atteindre ont facilité le travail que

j’ai l’honneur de présenter.

Le flux continu de communication avec vos étudiants a instauré le grand climat de confiance

qui nous galvanise et nous pousse vers l’excellence.

Vous êtes un infatigable pédagogue, toujours prêt à donner avec abnégation son savoir et

ses conseils.

Les moments passés à vos côtés nous ont apporté tant sur le plan intellectuel et scientifique

que sur le plan moral et éthique.

Professeur, Merci !

A notre Maître et présidente du jury, le

Professeur Ndeye Coumba Touré Kane

Vous nous avez honorées en acceptant de présider le jury de notre thèse. La spontanéité et

la chaleur avec lesquelles vous nous avez accueillis nous amènent à vous vouer une grande

admiration. Vous êtes une référence.

Soyez assurée de notre profonde gratitude et de nos sincères remerciements.

A notre Maitre et juge,

le Professeur Djibril Fall

Vous nous avez honorés en acceptant de siéger dans le jury de notre thèse.

La richesse de vos cours et leur clarté nous amènent à vous vouer une grande admiration.

Vous avez cultivé avec vos étudiants des relations précieuses basées sur le respect.

Votre modestie facilite le contact. Vous êtes une référence.

Soyez assuré de notre profonde gratitude et de nos sincères remerciements.

A notre maitre et juge,

le Professeur Babacar Mbengue

Nous vous remercions de l’honneur que vous nous faites en acceptant de juger ce modeste

travail.

Votre bienveillante sollicitude et vos qualités humaines vous valent l’admiration de tous

ceux qui vous ont approché.

Veuillez accepter nos sincères remerciements.

A notre Maître et Co-Directeur de thèse

Docteur Assane Dieng

Nous ne saurons vous remercier pour votre soutien sans faille, votre patience, vos conseils

et votre disponibilité qui nous ont permis de mener à bien ce travail qui est également le

vôtre.

Soyez assuré, de notre attachement, notre reconnaissance et de notre profonde gratitude.

« Par délibération, la faculté a arrêté que les opinions émises dans

les dissertations qui lui sont présentées, doivent être considérées

comme propre à leurs auteurs et qu’elle n’entend leur donner

aucune approbation, ni improbation »

LISTE DES ABREVIATIONS ABG

ADH

ADN

AMI

: Antibiogramme

: Argininedihydrolase

: acide désoxynucléotidique

: Amidon

API

ARA

: Appareil Pour Identification

: L-Arabinose

ATB : Antibiotique

ATCC : American Type Culture Collection

BCC

BHS :

: Bouillon Cœur Cervelle

: Bouillon Hypersalé

BLNAR

BNR

: Béta-lactamase Négative Ampicilline Résistante

: Bas Niveau de Résistance

CMI : Concentration Minimale Inhibitrice

CASFM : Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de

Microbiologie

C2G : Céphalosporine de deuxième Génération

C3G

CSB

ESC

GLY

: Céphalosporine de troisième Génération

: Conscience Scientifique pour le Bien-être

: Esculine

: Glycérol

GSC : Gélose au Sang Cuit

GSO

HNR

: Gélose au Sang Ordinaire

: Haut Niveau de Résistance

I

LAC

: Intermédiaire

: Lactose

MH : Muller Hilton

MLS : Macrolides Lincosamides Streptogramine

NAD : Nicotinamide Adenine Dinucleotide

NCCLS

OMS

PBP

PLP

: National Committee for Clinical Laboratory Standards

: Organisation Mondiale de la Santé

: Penicillin Binding Protein

: Penicillin Liant Proptéin

PRP : Pneumocoque Résistant à la Pénicilline

R

RAF

RIB

: Résistant

: Raffinose

: Ribose

S

SOR

SOS

TRE

VP

: Sensible

: Sorbitol

: Sorbose

: Trehalose

: réactionVoges-Proskaüer

WHONET

WHO

: World Health Organisation Network

: World Health Organisation

Liste des tableaux Tableau I : Principaux Virus responsables d’infections respiratoires [30]......... 10

Tableau II : Caractères biochimiques de Streptococcus pneumoniae et

Streptococcus pyogenes ................................................................ 12

Tableau III: Corrélation entre le nombre de colonies observées après dilution

au 1/1000 sur les milieux de culture et le nombre de bactéries par

ml de sécrétion [46]. ................................................................... 34

Tableau IV: Répartition des prélèvements selon les structures hospitalières .... 42

Tableau V: Répartition des prélèvements selon leur nature ............................. 42

Tableau VI : Répartition des souches .............................................................. 43

TableauVII : Sensibilité de S.pneumoniae ........................................................ 44

Tableau VIII: Sensibilités de Haemophilus influenzae ..................................... 46

Tableau IX : Sensibilité de Moraxella catarrhalis .......................................... 47

Tableau X: Sensibilité de Streptococcus pyogenes. ......................................... 49

Liste des FIGURES Figure 1: voies respiratoires supérieures ........................................................... 3

Figure 2: anatomie des fosses nasales ............................................................... 4

Figure 3 : pharynx et larynx .............................................................................. 4

Figure 4 : anatomie de l’oreille ......................................................................... 6

Figure 5: voies respiratoires inférieures ............................................................ 7

Sommaire INTRODUCTION .................................................................................................. 1

Première partie : Généralités ............................................................................. 1

I. APPAREIL RESPIRATOIRE .............................................................................. 3

I.1. VOIES AERIENNES SUPERIEURES ........................................................... 3

I.2. LES VOIES RESPIRATOIRES BASSES ........................................................ 7

II. PRINICPALES INFECTIONS ............................................................................ 8

III. ETIOLOGIES DES INFECTIONS RESPIRATOIRES .......................................... 8

III.1. LES VIRUS RESPONSABLES D’INFECTION RESPIRATOIRES ...................... 9

III.2. PRINCIPALES BACTERIES ...................................................................... 11

III.2.1. STREPTOCOQUES ........................................................................... 11

III.2.1.1. Taxonomie et nomenclature ................................................... 11

III.2.1.2. Streptococcus pneumoniae ..................................................... 13

III.2.1.2.1.Caractères bactériologiques ................................................. 13

III.2.1.2.2.Epidémiologie ...................................................................... 13

III.2.1.2.3.Facteurs de virulence .......................................................... 14

III.2.1.3. Streptococcus pyogenes ........................................................... 14

III.2.1.3.1.Caractères bactériologiques ................................................ 14

III.2.1.3.2.Epidémiologie ...................................................................... 15

III.2.1.3.3.Facteurs de virulence ......................................................... 16

III.2.2. Haemophilus influenzae ................................................................. 17

III.2.2.1. Taxonomie et Nomenclature .................................................. 17

III.2.2.2. Caractères bactériologiques ................................................... 18

III.2.2.3. Epidémiologie ......................................................................... 19

III.2.2.4. Facteurs de virulence .............................................................. 19

III.2.3. Moraxella catarrhalis ..................................................................... 20

III.2.3.1. Taxonomie et Nomenclature .................................................. 20

III.2.3.2. Caractères bactériologiques .................................................... 20

III.2.3.3. Epidémiologie ......................................................................... 21

III.2.3.4. Facteurs de virulence .............................................................. 21

IV. PROFIL DE SENSIBILITÉ DES GERMES EN CAUSE : .................................... 22

IV.1. Définition de l’antibiorésistance .......................................................... 22

IV.2. Types de résistance ............................................................................. 22

IV.3. Mécanismes de l’antibiorésistance ..................................................... 24

IV.4. Techniques d’études de l’antibiorésistance ........................................ 24

IV.4.1. Les méthodes de diffusions : .......................................................... 25

IV.4.2. Les méthodes de dilutions : ........................................................... 25

IV.5. Sensibilité des différents germes aux antibiotiques .......................... 26

IV.5.1. Streptococcus pneumoniae ........................................................... 26

IV.5.2. Streptococcus pyogenes ............................................................... 26

IV.5.3. Moraxella catarrhalis .................................................................... 27

IV.5.4. Haemophilus influenzae ................................................................ 27

Deuxième partie : Travail EXPERIMENTAL .......................................................... 1

I. Matériel et méthodes ................................................................................ 28

I.1. Matériel ............................................................................................... 28

I.1.1. Cadre et période de l’étude ........................................................... 28

I.1.2. Population d’étude ........................................................................ 28

I.1.3. Matériel d’étude ............................................................................ 28

I.1.3.1. Matériel de prélèvement ............................................................ 28

I.1.3.2. Matériel d’isolement .................................................................. 28

I.1.3.3. Matériel pour l’identification ...................................................... 29

I.1.3.4. Matériel pour l’antibiogramme .................................................. 30

I.1.3.4.1. Matériel pour la détection de la production de bêta –

Lactamase (méthode à la céfinase) ...................................................... 30

I.1.3.4.2. Matériel pour l’évaluation de la sensibilité ........................... 30

I.1.3.5. Matériel d’exploitation des résultats .......................................... 30

I.1.3.6. Matériel de conservation des souches ........................................ 31

I.1.3.7. Contrôle de stérilité et d’efficacité ............................................. 31

I.1.3.7.1. Contrôle de stérilité ............................................................... 31

I.1.3.7.2. Contrôle d’efficacité ............................................................... 31

I.2. Méthodes ............................................................................................ 31

I.2.1. Prélèvements ................................................................................. 31

I.2.1.1. Conditions de réalisation des prélèvements ............................... 31

I.2.1.2. Transport des prélèvements ....................................................... 32

I.2.1.3. Conservation des prélèvements .................................................. 32

I.2.2. Examen macroscopique ................................................................. 33

I.2.3. Examen microscopique après coloration de Gram et/ou au bleu de

méthylène .................................................................................................. 33

I.2.4. Isolements ..................................................................................... 33

I.2.4.1. Ensemencement ......................................................................... 33

I.2.4.2. Milieux de culture ....................................................................... 33

I.2.5. Identification ................................................................................. 35

I.2.5.1. Streptococcus pneumoniae ......................................................... 35

I.2.5.1.1. Examen macroscopique des colonies ..................................... 35

I.2.5.1.2. Examen microscopique des colonies ...................................... 35

I.2.5.1.3. Test à la catalase .................................................................... 35

I.2.5.1.4. Test à l’oxydase ...................................................................... 36

I.2.5.1.5. Test à la bile-esculine ............................................................. 36

I.2.5.1.6. Test de lyse par les sels biliaires ............................................. 36

I.2.5.1.7. Test de sensibilité à l’optochine ............................................. 37

I.2.5.1.8. Test d’agglutination au latex (Slidex pneumo kit®) ................. 37

I.2.5.2. Streptococcus pyogenes .............................................................. 38

I.2.5.2.1. Examen macroscopique des colonies ..................................... 38

I.2.5.2.2. Examen microscopique des colonies ...................................... 38

I.2.5.2.3. Test à la catalase .................................................................... 38

I.2.5.2.4. Test à l’oxydase ...................................................................... 38

I.2.5.2.5. Test à la bile-esculine ............................................................. 38

I.2.5.2.6. Test de sensibilité à la bacitracine .......................................... 38

I.2.5.2.7. Test d’agglutination au latex (Slidex strepto A®) ..................... 39

I.2.5.3. Haemophilus influenzae .............................................................. 39

I.2.5.3.1. Examen macroscopique des colonies ..................................... 39

I.2.5.3.2. Examen microscopique des colonies ...................................... 39

I.2.5.3.3. Test à la catalase .................................................................... 39

I.2.5.3.4. Test à la cytochrome oxydase ................................................ 40

I.2.5.3.5. Mise en évidence du phénomène de satellitisme .................. 40

I.2.5.3.6. Mise en évidence de l’exigence en facteur X (hémine) et en

facteur V(NAD) ..................................................................................... 40

I.2.5.4. Moraxella catarrhalis .................................................................. 41

I.2.6. Étude de la sensibilité aux antibiotiques ........................................ 41

I.3. Origines des souches ............................................................................ 42

I.4. Souches bactériennes isolées ............................................................... 43

II. RESULTATS ................................................................................................. 43

III. DISCUSSIONS........................................................................................... 51

Conclusion ........................................................................................................ 62

Références ....................................................................................................... 63

Annexes ........................................................................................................... 67

INTRODUCTION

1

Les infections respiratoires aiguës (IRA) représentent un groupe complexe de

maladies transmissibles pouvant affecter n’importe quelle partie de l’arbre

respiratoire. Elles constituent avec les maladies diarrhéiques et le paludisme les

trois principales causes de morbidité et de mortalité chez les enfants dans les

pays en développement [57].

La morbidité massive et persistante, ainsi que la mortalité élevée attribuable aux

infections respiratoires aiguës font d’elles un grave problème de santé publique

pour les pays en développement [57,61].

Selon l’OMS environ 18 % des nourrissons nés dans les pays en développement

ne survivent pas à leur cinquième anniversaire. Près d’un quart de la mortalité

infantile est attribuable aux IRA comme cause primaire ou cause contribuant

[57,56].

Dans la période avoisinant 2008, les données de 39 pays membres de

l’Organisation Mondiale de la Santé estimaient à quatre millions le nombre de

décès dus aux IRA par an chez les enfants de moins de 5ans dont environ 2,6

millions chez les nourrissons [57].

Les infections respiratoires aiguës sont la première cause de consultation aux

services de santé soit 30 à 50% de la fréquentation des services de santé

pédiatriques et responsables de 10 à 30% des hospitalisations d’enfants au

Sénégal [53].

Pour éviter ce drame aussi bien sanitaire qu’économique des efforts sont

consentis pour la mise en place d’une thérapeutique efficace.

Mais malgré ces efforts on assiste à des taux élevés de morbidité et de mortalité

liés :

- d’une part, aux difficultés d’identification formelle des germes en cause ;

2

- d’autre part, à l’apparition et à la dissémination de souches résistantes et

multi résistantes aux antibiotiques.

C’est dans ce contexte que nous avons mené cette étude dont les objectifs

étaient :

- d’isoler et d’identifier les bactéries (streptococcus pneumoniae,

streptococcus pyogenes, Haemophilus influenza et Moraxella

catarrhalis), afin de définir leur place dans l’étiologie des infections

respiratoires aiguës ;

- d’étudier le profil de sensibilité de ces germes à plusieurs antibiotiques

afin d’établir une antibiothérapie probabiliste basée sur les données

épidémiologiques locales.

Première partie :

Généralités

3

I. APPAREIL RESPIRATOIRE

I.1. VOIES AERIENNES SUPERIEURES [23]

Elles comprennent les fosses nasales, le larynx et la cavité oropharyngée. Elles

sont en communication avec le sinus osseux du massif craniofacial, ainsi

qu’avec l’oreille moyenne, par la trompe d’Eustache. L’ensemble est également

désigné sous le terme de sphère Oto-Rhino-Laryngologique ou sphère O. R. L.

Figure 1: voies respiratoires supérieures [70]

I.1.1. Fosses nasales [23]

Les fosses nasales sont deux cavités séparées par une cloison médiane. Elles

s’ouvrent vers l’avant par les narines et vers l’arrière, dans le pharynx, par les

choanes. Au niveau des narines, la cloison médiane est cartilagineuse. Les fosses

nasales peuvent être le siège des agents responsables d’IRA.

4

Figure 2: anatomie des fosses nasales [9]

I.1.2. Larynx (gorge) [23]

Figure 3 : pharynx et larynx [70]

I.1.3. Pharynx [23]

C’est un conduit musculo-membraneux, disposé verticalement en avant de la

colonne cervicale, derrière la face, étendu de la base du crâne à la partie

5

supérieure du cou. Il constitue un large vestibule où se croisent la voie

respiratoire et la voie digestive.

La partie supérieure du pharynx constitue le cavum nasopharyngien ou

rhinopharynx. L’oropharynx, centre du carrefour aéro-digestif, correspond à la

partie postérieure de la cavité buccale et comprend, de chaque côté, la loge de

l’amygdale palatine, entre les deux piliers du voile. L’hypopharynx, situé devant

les 5ème

et 6ème

vertèbres cervicales, au-dessous de l’oropharynx, est séparé de lui

par un plan fictif passant par l’os hyoïde. C’est une région essentiellement

digestive mais dont l’atteinte peut engendrer des troubles respiratoires.

I.1.4. Sinus de la face [25]

Ils constituent un ensemble de cavités pneumatiques dérivées des fosses nasales,

creusées à la périphérie des cavités orbitaires.

Il y a quatre types de sinus :

Le sinus maxillaire : l’ostium se situe à la partie supéro-médiale de

la cavité sinusienne, expliquant son éventuel mauvais drainage.

Les cellules ethmoïdales : elles sont situées entre la partie haute des

fosses nasales et l’orbite.

Le sinus sphénoïdal : il est situé en haut et en arrière des fosses

nasales, sous l’étage moyen de la base du crâne.

Le sinus frontal : Le développement varie beaucoup d’un sujet à

l’autre et chez un même sujet d’un côté à l’autre. L’agénésie n’est

pas exceptionnelle.

I.1.5. Oreille [9]

L'oreille habite à l'intérieur de l'un des os du crâne, le temporal ou, plus

précisément, dans une partie trapue et tourmentée de cet os : la pyramide

pétreuse ou rocher. On a coutume de décrire cet organe en trois parties : externe,

moyenne, interne. Ces différentes parties définissent les principaux types d’otite.

6

Figure 4 : anatomie de l’oreille [9]

L'oreille externe : elle répond à la partie visible de l'organe, et comporte

le pavillon bien sûr et le conduit auditif.

L'oreille moyenne : c’est une cavité remplie d'air. Elle a pour limite

extérieure le tympan, membrane qui la sépare du conduit auditif

externe. Vers l'avant se trouve la trompe d'Eustache qui fait

communiquer l'oreille moyenne avec l'arrière-gorge. Elle est traversée

par une chaîne d’osselets que sont : le marteau lié par son manche au

tympan, l'enclume et, finalement, l'étrier. Elle est le siège de nombreux

agents bactériens qui définissent l’otite moyenne aiguë []

L'oreille interne : son anatomie est complexe. On la compare à

un labyrinthe creusé dans l’os et garni d’un deuxième système

membraneux

et plus labyrinthique encore. [] C’est par son biais que l’on

diagnostique l’otite interne.

7

I.2. LES VOIES RESPIRATOIRES BASSES [23]

Elles sont formées par la trachée artère, les bronches et le parenchyme

pulmonaire.

Figure 5: voies respiratoires inférieures [71]

I.2.1. Trachée [71]

Conduit aérifère cartilagineux et membraneux interposé entre le larynx et les

bronches principales.

I.2.2. Bronches et bronchioles [71]

Ce sont des canaux semi-rigides de l’appareil respiratoire situés entre la trachée

et les alvéoles pulmonaires.

I.2.3. Poumons [71]

Organes invaginés permettant d’échanger des gaz vitaux, dont l’infection est

d’autant plus inquiétante chez les jeunes enfants.

8

II. PRINICPALES INFECTIONS [61, 65]

Rhinopharyngite : C’est une inflammation des muqueuses nasales et du cavum.

Angine : C’est une inflammation des amygdales. L’inflammation est surtout

virale, mais certaines bactéries peuvent être en cause (Streptocoques du groupe

A).

Otite : C’est une atteinte de l’oreille moyenne, consécutive à une infection du

nasopharynx qui s’étend à l’oreille moyenne, entraînant une otite aiguë.

Sinusite : C’est une inflammation d’un ou de plusieurs sinus de la face. Elle

survient souvent au cours d’une infection ORL, s’accompagnant d’une

composante allergique.

Trachéites : elles sont souvent d’origine virale et sont associées à une laryngite

et/ ou une bronchite aigue.

Bronchite aiguë : c’est une inflammation aiguë des bronches et des bronchioles

chez un sujet saint. Elle est souvent précédée d’une atteinte des voies aériennes

supérieures.

Pneumonie : c’est une infection du parenchyme pulmonaire d’origine aiguë.

III. ETIOLOGIES DES INFECTIONS RESPIRATOIRES [66,42]

Les infections respiratoires aiguës sont la plus part du temps dues à des virus.

Les bactéries sont généralement des agents de surinfection.

9

III.1. LES VIRUS RESPONSABLES D’INFECTION

RESPIRATOIRES [8]

Les virus représentent environ 80% des causes d’infections respiratoires chez les

enfants.

La gravité d’une infection virale est fonction du virus respiratoire et d’une

susceptibilité individuelle aux agents de surinfection qui sont souvent des

bactéries.

Les virus les plus fréquemment retrouvés sont : le Rhinovirus, le Virus Syntial

Respiratoire, le virus para influenzae 2 et l’Adénovirus.

Les virus plus rarement retrouvés sont : le virus Influenzae B et le virus Para

influenzae 1.

Ces virus peuvent provoquer des manifestations respiratoires associées à

d’autres manifestations cliniques.

Les virus les plus fréquemment retrouvés sont classés dans le tableau ci-dessous.

Les principaux virus responsables d’infections respiratoires sont représentés

dans le tableau I suivant :

10

Tableau I : Principaux Virus responsables d’infections respiratoires [30]

Virus VI

Virus Influenzae

VPI

VirusParainfluenzae

VRS

Virus Respiratoire

Syntial

AdV

Adénovirus

RV

Rinhovirus

CV

Coronavirus

Famille

Orthomyxo-

viridae

Paramyxo-viridae

Paramyxo-

viridae

Adeno-

viridae

Picornavir

idae

Corona-

viridae

Caractéristiques

ARN

Simple brin

segmenté

Enveloppé

ARN simple brin

Enveloppé

ARN simple

brin

Enveloppé

ADN

Non

enveloppé

ARN

simple

brin

Non

enveloppé

ARN simple

brin

Enveloppé

Pathogénicité

Syndrome

grippal

Laryngites

Bronchites

Bronchites

Rhumes

Pharyngites

Pneumonie

s

30-50%

des

rhumes

Rhume

Epidémiologie

Pandémies et

épidémies

Hiver

Variable

Très répandu

Hiver

Répandu

toute

l’année

Surtout

enfants

Automne-

hiver

Répandu

Fin automne

Incubation (J) 1-4 4-5 4-5 3-10 2-4 2-5

Transmission

3-5 j suivant le

début clinique

Plusieurs semaines

Plusieurs

semaines

Au cours

de la phase

aiguë

5 j après

le début

clinique

Convalescenc

e

Recherche d’Ag

IF, ELISA, EIA

sur membrane

IF IF, ELISA, EIA IF, ELISA Non faite

Rarement

faite

11

III.2. PRINCIPALES BACTERIES

Les principales bactéries retrouvées dans les infections respiratoires aiguës

sont :

Streptocoques

Moraxella

Haemophilus

III.2.1. STREPTOCOQUES

III.2.1.1. Taxonomie et nomenclature [25]

Les streptocoques peuvent être responsables d’infections et comportent plusieurs

genres :

Streptococcus et Enterococcus sont rencontrés très souvent en pathologie

humaine ;

Aerococcus, Gemella, Leuconostoc, bactéries opportunistes et rarement

signalées en pathologies humaines.

Le genre Streptococcus renferme beaucoup d’espèces (commensales ou

pathogènes) qui peuvent être classées en fonction de critères immunologiques,

de caractères métaboliques et bactériologiques.

Les caractères biochimiques de différenciation des Streptocoques sont

représentés dans le tableau suivant :

12

Tableau II : Caractères biochimiques de Streptococcus pneumoniae et

Streptococcus pyogenes

(-) = Caractère négatif (0 à 25%) des souches

(+) = Caractère positif (71 à 90%) des souches

(d) = Caractère variable (26 à 70%) des souches

Test VP ESC ADH BHS ARA MAN SOR TRE RAF SOS INU LAC RIB AMI GLY

S.

pneumoniae

- - D - - - - + + D D + - - d

S. pyogenes - - + - - - - + - - - + - - -

13

III.2.1.2. Streptococcus pneumoniae [25,47]

III.2.1.2.1. Caractères bactériologiques

Examen microscopique : Streptococcus pneumoniae se présente sous forme de

diplocoques en flamme de bougie, regroupés en courtes chaînettes. La coloration

de Gram montre des cocci Gram (+).

Culture bactérienne : Le pneumocoque est un germe exigeant. Les milieux

employés sont des milieux enrichis au sang. Sur ces milieux (gélose au sang

cuit), le germe développe une hémolyse alpha-viridan.

Aspect biochimique : Le pneumocoque ne possède ni catalase, ni peroxydase,

ce qui entraîne l’accumulation de peroxyde d’hydrogène responsable en partie

de son autolyse.

La sensibilité à l’optochine et la lyse par les sels biliaires sont spécifiques aux

pneumocoques.

III.2.1.2.2. Epidémiologie

L’homme est l’hôte habituel. La flore commensale du nasopharynx est

relativement constante chez le sujet sain.

Le plus souvent, il s’agit de souches peu virulentes de sérotypes 23, 6, 14 et 19.

La colonisation du nasopharynx se modifie au cours du temps et peut être

influencée par la vie en collectivité (crèche, jardin d’enfants) et l’âge (enfants et

vieillards).

Les pneumocoques sont responsables d’infections très sévères, surtout chez les

nourrissons et les vieillards (otites, sinusites).

14

III.2.1.2.3. Facteurs de virulence [15 ,26]

La capsule : Peu immunogène, la capsule constitue chez les pneumocoques le

facteur essentiel de virulence. Elle empêche l’opsonisation et l’ingestion du

germe par les cellules phagocytaires, en masquant les récepteurs pariétaux où se

fixent les fragments C3b du complément.

Les pneumocoques non capsulés ne sont pas virulents.

La pneumolysine : Elle est responsable de l’hémolyse alpha observée sur

gélose au sang.

Cette pneumolysine constitue aussi un facteur de pathogénicité. Elle a deux

modes d’action :

- une action cytotoxique, par activation du complément ;

- une modification de la fonction des cellules de l’immunité.

La pneumolysine induit également une baisse des battements ciliaires des

cellules épithéliales.

La protéine A de surface : La protéine A est présente sur la plupart des

souches de Streptococcus pneumoniae. Sa virulence découle de son pouvoir à

lier le facteur H du système complémentaire, qui est une protéase active sur le

composé C3 du complément.

III.2.1.3. Streptococcus pyogenes

III.2.1.3.1. Caractères bactériologiques [25 ,47]

Examen microscopique : Streptococcus pyogenes présente la morphologie

classique des streptocoques. Ce sont des coques sphériques ou ovoïdes

regroupés en chaînettes.

A la coloration de Gram, les souches jeunes apparaissent sous forme de cocci

Gram (+).

15

Culture bactérienne : Streptococcus pyogènes est cultivé sur milieu au sang

sous un pH ne dépassant pas 7,8. Les milieux de culture utilisés sont des

milieux nutritifs supplémentés de 5% de sang défibriné de mouton, de lapin ou

de cheval.

Sur gélose au sang ordinaire, le germe développe une hémolyse de type bêta.

Caractères biochimiques : Le streptocoque du groupe A ne présente ni

catalase, ni peroxydase. L’utilisation de micro méthode (galerie micro CSB)

permet l’identification biochimique de la bactérie.

L’identification peut être complétée par la détermination de la sensibilité à la

bacitracine et du groupage antigénique par un antisérum.

III.2.1.3.2. Epidémiologie [4, 23, 55]

L’homme est le principal hôte de la bactérie, chez qui elle colonise le

rhinopharynx, la peau et l’intestin.

Le streptocoque du groupe A est remarquable par les infections suppuratives et

les complications qu’il entraîne (Rhumatisme Articulaire Aigu, Glomérulo

Néphrite Aigues).

16

III.2.1.3.3. Facteurs de virulence [22]

Un grand nombre de constituants somatiques et de substances diffusibles

cellulaires rendent compte de la virulence du germe.

constituants somatiques

paroi

- protéine M

Elle a un rôle antiphagocytaire. Elle induit la production d’anticorps

immunisants et protecteurs.

- capsule

Elle a également un rôle antiphagocytaire et elle est non immunogène.

enzymes extracellulaires

Elles sont au nombre de deux (endo S et Spe B). Elles agissent sur les

Immunoglobulines G du système immunitaire de l’hôte.

fibronectine de surface

Elle agit par recrutement de collagène. Le germe est ainsi protégé de l’adhérence

des polynucléaires, en présence d’anticorps intervenant dans l’opsonisation.

substances diffusibles

streptolysine

Elle se lie au cholestérol cellulaire, entraînant la lyse de la membrane des

cellules sanguines (érythrocytes, leucocytes, thrombocytes). Elle est

immunogène et induit la production d’anticorps antistreptolysine (ASLO).

streptolysine S

Elle provoque la lyse des membranes cellulaires. Elle est responsable de

l’hémolyse bêta sur gélose au sang. Elle n’est pas immunogène.

17

hyaluronidase et streptokinase

Ce sont des enzymes dont les mécanismes favorisent la diffusion de l’infection.

toxines érythrogènes et pyogenes

Ce sont les toxines A, B, C, D immunogènes qui induisent un état

d’hypersensibilité retardée, avec production d’anticorps neutralisants. Elles sont

responsables des éruptions érythémateuses et de la fièvre.

III.2.2. Haemophilus influenzae

III.2.2.1. Taxonomie et Nomenclature [46]

Appartenant à la famille des Pasteurellacae et au genre Haemophilus,

Haemophilus influenzae est l’espèce type à côté de 15 autres espèces d’origine

humaine ou animale. Ces 16 espèces sont classées suivant leur exigence en

facteurs X (hémine) et V (NAD).

Les espèces exigeant les facteurs X et V :

Haemophilus influenzae,

Haemophilus aegyptius,

Haemophilus haemolyticus

Les espèces exigeant le facteur X seul :

Haemophilus haemoglobinophilus,

Haemophilus ducreyi

Les espèces exigeant le facteur V seul :

Haemophilus parainfluenzae

Haemophilus parahaemolyticus

Haemophilus pleuropneumoniae

Haemophilus paracuniculus

18

Haemophilus segnis

Haemophilus parasuis

Haemophilus paragallinarium

Haemophilus avium

Haemophilus aphrophilus présente une exigence en facteurs variable.

III.2.2.2. Caractères bactériologiques [30,46]

Examen microscopique : Haemophilus influenzae est un bacille à Gram

négatif, polymorphe, pouvant se présenter sous forme de coccobacilles. La

bactérie est aéro-anaérobie facultative.

Culture bactérienne : Haemophilus influenzae aime le sang, elle ne pousse que

sur gélose au sang et présente des exigences en facteurs X et V qui sont tous les

deux apportés par le sang cuit (15 minutes à 75 – 80°C). Le germe pousse donc

sur gélose au sang cuit à la température de 35 à 37°C.

Caractères biochimiques [30, 46,47] : Haemophilus influenzae possède une

oxydase, une nitrate réductase, une uréase et produit de l’indole.

En effet, huit biotypes ont été définis pour l’espèce, à partir des caractères

métaboliques suivants : production d’indole, activités enzymatiques (uréase et

ornithine décarboxylase).

Le biotypage se fait à l’aide de milieux usuels supplémentés ou de micro

méthode (API – NH) avec un inoculum lourd. Le biotype II d’Haemophilus

influenzae est le plus souvent impliqué dans l’étiologie des infections broncho-

pulmonaires et les otites.

19

III.2.2.3. Epidémiologie [55, 59]

Haemophilus influenzae est un commensal des voies respiratoires supérieures et

de la cavité buccale de l’homme (11% de la flore pharyngée du sujet normal).

Toutefois, les souches non capsulées plus fréquemment isolées de sécrétions

nasopharyngés, sont principalement incriminées dans les infections des

muqueuses (otite, bronchite)

III.2.2.4. Facteurs de virulence [62,40]

Plusieurs facteurs font que Haemophilus influenzae accuse des infections

sévères décrites à tous les âges (pneumonies, otites, sinusites, méningites ….).

La capsule : Elle est présente chez certaines souches encapsulées. La grande

majorité des pathologies invasives chez l’enfant (méningite, épiglottite, arthrite,

septicémie) est due aux souches encapsulées de type b, résistantes à la

phagocytose et à l’action lytique du complément.

Les infections de la sphère ORL, par contre, sont dues aux souches non

capsulées appartenant aux autres sérotypes (a, c, d, e, f).

Pili ou fimbriae : Ils participent à l’adhésion de la bactérie à la muqueuse

nasopharyngée. Leur rôle apparaît surtout dans la phase initiale de la

colonisation.

Les protéines membranaires : Les protéines HMW1 et HMW2 sont

identifiées comme des facteurs d’adhésion.

Les protéines de membrane externe (PEM) représentent des facteurs de

virulence, surtout chez les souches non capsulées d’Haemophilus influenzae ;

elles sont très immunogènes. Elles sont hétérogènes et leurs sérotypes sont utiles

en épidémiologie.

20

Les lipoglicosaccharides : Leur lyse entraîne la libération de lipide A, qui

possède une activité endotoxinique.

Immunoglobine A protéase : C’est une enzyme secrétée par la bactérie. Elle

empêche la production d’Immunoglobuline A sécrétoire, entraînant ainsi la

propagation de l’inflammation.

III.2.3. Moraxella catarrhalis

III.2.3.1. Taxonomie et Nomenclature [50]

Le genre Moraxella appartient à la famille des Neisseriaceae à côté d’autres

genres Neisseria, Acinetobacter, Kingella, Oligella.

L’espèce Moraxella catarrhalis est la seule espèce du genre Moraxella isolée

chez l’homme.

III.2.3.2. Caractères bactériologiques [66]

- Examen microscopique

Moraxella se présente sous forme de diplocoques à Gram négatif. La

morphologie est identique à celle de Neisseria ; ils sont aérobies strictes.

- Culture bactérienne

Moraxella catarrhalis pousse sur gélose au sang cuit supplémentée (polyvitex®,

Isovilatex®) à la température de 35 à 37°C, pendant 18 à 24 heures.

Toutefois, les souches de Moraxella catarrhalis peuvent tolérer des

températures plus basses : elles poussent bien à 28°C.

Les colonies de Moraxella catarrhalis apparaissent rosâtres à marron opaques,

de consistance friable, avec une surface rugueuse.

21

- Caractères biochimiques

Moraxella catarrhalis respirent les nitrates en anaérobiose. Ils possèdent un

cytochrome oxydase et une catalase.

Moraxella catarrhalis n’acidifie pas les sucres ; ceci est un critère essentiel pour

le diagnostic différentiel avec Neisseria meningitidis et Neisseria gonorrohae.

III.2.3.3. Epidémiologie [33,50]

Moraxella catarrhalis est responsable d’infections respiratoires hautes et

broncho-pulmonaires. Il est souvent associé à Haemophilus influenzae et / ou à

Streptococcus pneumoniae, dans certaines infections en ORL (otite, sinusite).

III.2.3.4. Facteurs de virulence [30]

Les mécanismes par lesquels Moraxella catarrhalis entraîne des infections ne

sont pas connus. Pour le moment, il n’a pas été mis en évidence des facteurs de

virulence.

Mais la survenue d’infections nécessite plusieurs étapes :

- l’adhésion bactérienne grâce à la présence de Pili ;

- la colonisation et l’invasion de la muqueuse ;

- l’apparition de manifestations cliniques signant une multiplication

importante des bactéries au niveau du site infectieux.

De plus, producteur de bêta-lactamases, Moraxella catarrhalis protégerait

d’autres pathogènes de l’action des antibiotiques (bêta-lactamines), entraînant la

prolongation de l’infection et la sélection de souches résistantes, malgré un

traitement à priori suffisant.

22

IV. PROFIL DE SENSIBILITÉ DES GERMES EN CAUSE :

La résistance bactérienne aux antibiotiques est apparue rapidement après leur

introduction dans le traitement des maladies infectieuses. Elle est un facteur

compliquant la chimiothérapie antibactérienne, le contrôle des maladies

infectieuses et la dissémination des souches résistantes [6,20].

IV.1. Définition de l’antibiorésistance

Une souche bactérienne est dite « résistante » lorsqu’elle peut croître en

présence d’une concentration d’antibiotiques plus élevée que celle qui inhibe

normalement le développement de la majorité des autres souches sensibles de la

même espèce.

IV.2. Types de résistance [6,61]

Avec le temps, les bactéries ont développé des systèmes ingénieux de résistance

à l’agression par les antibiotiques. Trois types de résistances ont été décelés : la

résistance naturelle ou intrinsèque, la résistance acquise et la résistance clinique.

- La résistance naturelle est présente dans toutes les souches de l’espèce

considérée et préexiste à l’usage des antibiotiques. Elle constitue une

caractéristique propre à l’espèce et délimite le spectre d’activité des

antibiotiques. Elle est portée par un chromosome, donc toujours

transmissible à la descendance et permet de définir le phénotype sauvage

ou sensible de l’espèce.

- La résistance acquise n’est présente que chez quelques souches d’une

espèce normalement sensible et apparaît à la suite de l’utilisation des

antibiotiques. Celle-ci peut se faire par mutation chromosomique ou par

acquisition d’information de résistance. Ce dernier résulte d’un transfert

23

de gènes (plasmides) d’une bactérie résistante à une bactérie sensible. Elle

définit également des phénotypes « résistants ».

- La résistance clinique est l’expression de la résistance in vivo par l’échec

thérapeutique. Plusieurs facteurs entrent en cause dans ce type de

résistance tels que des facteurs environnementaux (cations, protéines

inhibitrices), la pharmacocinétique, le choix judicieux de l’antibiotique ou

les mécanismes développés par les bactéries.

C’est l’ADN (acide désoxyribonucléique) qui est le support génétique de la

résistance. Au sein de la bactérie cet ADN se trouvera sous trois formes : le

chromosome, les plasmides et les transposons. C’est ainsi que l’on distinguera

deux autres types de résistance :

- La résistance chromosomique : Il peut s’agir d’une mutation ponctuelle

dans un gène de régulation entraînant par exemple une Hypersécrétion

d’enzymes inactivant les antibiotiques ou dans un gène de structure qui

modifie le spectre d’une enzyme.

Il peut s’agir aussi d’un remaniement du génome ; par exemple de l’insertion de

séquences apportant un promoteur permettant d’exprimer des gènes silencieux

ou alors de l’acquisition de fragments de chromosomes étrangers par

transformation.

- La résistance extra chromosomique : l’information génétique est portée

par des plasmides transférables à d’autres bactéries par conjugaison, par

transduction ou par transformation. L’ensemble de ces gènes peuvent être

sur des fragments d’ADN appelés transposons (éléments génétiques

mobiles) qui peuvent s’intégrer soit dans des plasmides, soit dans le

chromosome en allant de l’un à l’autre.

24

IV.3. Mécanismes de l’antibiorésistance [6,61]

Pour agir, l’antibiotique doit pénétrer dans la bactérie, trouver la cible

moléculaire de son action, y parvenir sous sa forme active et s’y maintenir à son

contact à une concentration suffisante.

Les mécanismes de la résistance reposent sur le blocage de ces différentes étapes

d’action d’un antibiotique : l’absence de pénétration de l’antibiotique par

diminution ou suppression de la perméabilité pariétale ou membranaire.

L’altération de la cible moléculaire soit par modification du site de fixation de la

cible ou par dégradation enzymatique de cette cible. Dans certains cas, la cible

peut avoir disparu ou être substituée par une autre molécule ; dans tous les cas

l’antibiotique ne pourra pas se fixer.

La sortie excessive de l’antibiotique hors de la bactérie va entraîner une

concentration insuffisante de l’antibiotique dans la bactérie

L’inactivation enzymatique de l’antibiotique : celui-ci pourra être détruit par les

bactéries soit par hydrolyse (pénicillinase, céphalosporinase) ou alors il peut être

modifié dans sa structure chimique et c’est ce qui se passe avec les aminosides si

la bactérie possède une acétylase, une adénylase ou une phosphorylase. Ces

enzymes d’inactivation sont très nombreuses et il en existe pour la plupart des

bactéries.

IV.4. Techniques d’études de l’antibiorésistance [19]

Plusieurs techniques peuvent être utilisées pour étudier la résistance d’une

bactérie à un ou plusieurs antibiotiques.

Parmi les techniques utilisées nous pouvons citer :

25

IV.4.1. Les méthodes de diffusions :

- Epsilometer- test (E- test)

Principe

Il est basé sur la détermination de la concentration minimale inhibitrice (CMI)

en utilisant des bandelettes imprégnées d’un gradient exponentiel continu de

l’antibiotique à tester.

Les bandelettes sont appliquées à la surface de la gélose préalablement

ensemencée avec un inoculum de la souche à étudier. Après incubation on

pourra lire la CMI.

Mode opératoire : (cf. annexe 1)

- L’antibiogramme standard

Principe :

L’antibiogramme standard utilise la technique de la diffusion en milieu gélosé. Il

permet d’apprécier la modification de la croissance d’une souche bactérienne en

présence de l’antibiotique testé.

Mode opératoire :( cf. annexe2)

IV.4.2. Les méthodes de dilutions :

- Dilution en milieux gélosé

Principe :

Cette méthode utilise un appareil dénommé "Inoculateur multipoint" qui

permet de déterminer la CMI d'un antibiotique incorporé à différentes

concentrations dans la gélose de culture.

Mode opératoire (cf. annexe3)

26

IV.5. Sensibilité des différents germes aux antibiotiques

IV.5.1. Streptococcus pneumoniae [20, 54]

La résistance des pneumocoques aux β-lactamines est due à la modification

d’affinité d’une ou de plusieurs cibles de type PLP (Protéines Liant la

Pénicilline) ou PBP (Penicillin Binding Protéine). Ce qui définit alors une

résistance de niveau variable : BNR (bas niveau de résistance) et HNR (haut

niveau de résistance). Celui-ci présente une sensibilité diminuée à la pénicilline

mais avec un bas niveau de résistance. De plus, les pneumocoques peuvent

acquérir dans leur matériel génétique des fragments d’ADN provenant d’autres

espèces bactériennes, notamment des streptocoques α-viridans commensaux du

nasopharynx. Ce qui conduit à l’altération des PLP et au développement de la

résistance aux antibiotiques. Une résistance aux céphalosporines de troisième

génération a également été observée. Celle-ci est souvent associée à la résistance

aux tétracyclines, aux macrolides (anciens et nouveaux) et au co-trimoxazole. La

résistance aux macrolides est due à une modification de la cible et à un efflux de

l’antibiotique à l’extérieur de la bactérie. Une résistance aux fluoroquinolones

est rare.

IV.5.2. Streptococcus pyogenes [11,13, 14,20]

Il présente une sensibilité à la pénicilline et aux céphalosporines. Une résistance

naturelle à bas niveau vis-à-vis des aminosides liée à son métabolisme

uniquement anaérobie est également notée. Par contre une résistance aux

macrolides est observée. Les streptocoques résistants aux anciens macrolides

sont aussi résistants aux nouveaux.

27

IV.5.3. Moraxella catarrhalis [20,51]

La majorité des souches est sensible aux céphalosporines, à l’association

amoxicilline-acide clavulanique, aux tétracyclines et au co-trimoxazole. Environ

90 % des Souches produisent une β-lactamase plasmidique TEM1 ; leur

sensibilité est alors restaurée par l’acide clavulanique.

IV.5.4. Haemophilus influenzae [20, 60,]

Celui-ci secrète des β-lactamases ce qui est à l’origine de sa résistance à

l’ampicilline. La résistance à l’amoxicilline peut être observée chez des souches

non productrices de β-lactamase mais par modification d’affinité de la cible des

PLP ou par diminution de la perméabilité de la membrane externe aux

antibiotiques. Il y a une émergence de la résistance au co-trimoxazole. La

résistance au chloramphénicol est rare dans la plupart des pays du monde. Les

macrolides classiques (érythromycine, spiramycine, lincomycine) sont peu actifs

sur Haemophilus contrairement aux nouveaux (azithromycine, clarithromycine).

Deuxième partie :

Travail EXPERIMENTAL

28

I. Matériel et méthodes

I.1. Matériel

I.1.1. Cadre et période de l’étude

Ce travail a été effectué à l’Unité de recherche et de biotechnologie microbienne

du laboratoire de Bactériologie-Virologie (Hôpital Aristide Le Dantec) à Dakar-

Sénégal entre Décembre 2016 et Décembre 2017 (1an).

I.1.2. Population d’étude

Le recrutement clinique des patients a eu lieu au niveau des services de

Pédiatrie de l’Hôpital Albert Royer, de l’hôpital Abass Ndao et de l’hôpital Roi

Baudouin.

La population d’études est constituée exclusivement d’enfants âgés de 0 à 5ans

et présentant des symptômes d’infection respiratoires aiguës (IRA).

Différents types de prélèvement ont été réalisés :

pus de l’oreille moyenne

prélèvements de gorge

pus de sinusites

prélèvements nasal

I.1.3. Matériel d’étude

I.1.3.1. Matériel de prélèvement

- Écouvillons stériles

- Tubes à hémolyse

- Seringues

- Eau physiologique

- Glacière

- Réfrigérant

I.1.3.2. Matériel d’isolement

29

- Anse de platine

- Boîtes de Pétri

- Bec Bunsen

- Gélose Müller-Hinton (MH)

- Gélose trypticase-soja

- Sang de mouton

- Sang de cheval

- Gentamicine

- Bacitracine

- Polyvitex

- Jarre d’incubation

- Générateur de CO2 ou bougie

- Etuve à 37°C

- Autoclave

I.1.3.3. Matériel pour l’identification

- Lames porte-objet

- Microscope optique

- Pipettes Pasteur

- Peroxyde d’hydrogène 3%

- Bâtonnets

- Disques d’optochine

- Desoxycholate de sodium 10%

- Slidex pneumo kit

- Disques de Bacitracine

- Slidex StreptoA

- Api NH

- Extrait d’hémine chlorhydrate à 200 µg/ml

- Galerie Micro CSB

30

I.1.3.4. Matériel pour l’antibiogramme

I.1.3.4.1. Matériel pour la détection de la production de

bêta – Lactamase (méthode à la céfinase)

- Pipette Pasteur

- Disques de Nitrocéfine

- Eau physiologique

- Lame porte-objet

- Pince

I.1.3.4.2. Matériel pour l’évaluation de la sensibilité

- Disques d’antibiotique

- Solvants et diluants appropriés selon l’antibiotique

- Poudre d’antibiotique

- Pinces

- Boîtes de Pétri

- Gélose Columbia sans ou avec sang cuit

- Gélose Müller-Hinton

- Sang de cheval

- Polyvitex

- Eau physiologique

- Eau distillée stérile

- Pipettes graduées

- Tubes Mac Farland 0,5

I.1.3.5. Matériel d’exploitation des résultats

Le logiciel WHONET 5.3 a été utilisé pour l’exploitation des résultats.

31

I.1.3.6. Matériel de conservation des souches

Les prélèvements ont été conservés dans du lait écrémé à -80°c.

I.1.3.7. Contrôle de stérilité et d’efficacité

I.1.3.7.1. Contrôle de stérilité

Nous avons incubé un échantillon des milieux déjà préparés dans l’étuve

pendant 24heures. Après nous avons vérifié si des germes ont poussés ou non

sur les milieux pour conclure de la stérilité ou non du milieu.

I.1.3.7.2. Contrôle d’efficacité

Nous avons repiqué les souches de référence sur un échantillon de milieux déjà

préparés. Et après 24heures d’incubation dans l’étuve, nous avons vérifié si les

germes ont poussé sur les milieux ou non pour conclure de l’efficacité des

milieux

I.2. Méthodes

I.2.1. Prélèvements

I.2.1.1. Conditions de réalisation des prélèvements

Le respect des règles d’asepsie et de stérilité était de rigueur. La qualité des

prélèvements joue un rôle important dans la suite de l’analyse et sur les résultats

obtenus.

Les prélèvements ont essentiellement été réalisés par écouvillonnage pour les

pus d’otites, les rhinorrhées et les sécrétions pharyngées et par ponction à la

seringue des pus de sinusites.

Les écouvillons ont ensuite été placés dans des tubes stériles contenant 0,5 ml

d’eau physiologique stérile.

32

Les otorrhées : elles ont été recueillies par écouvillonnage après nettoyage du

conduit auditif externe par un antiseptique.

Les prélèvements sinusiens : ils ont été effectués par aspiration à la seringue

des sécrétions purulentes de l’écoulement méatique ou par écouvillonnage dans

le pharynx postérieur.

Les prélèvements pharyngés : l’éviction des contaminations salivaires a été

réalisée au préalable. Le frottement d’un écouvillon sur la surface de chaque

amygdale et sur la muqueuse pharyngée a été effectué après abaissement de la

langue pour bien voir l’oropharynx et les amygdales.

Les rhinorrhées : elles ont été recueillies par écouvillonnage à l’aide d’un

spéculum nasal.

I.2.1.2. Transport des prélèvements

Les écouvillons ont été transportés dans une glacière contenant des réfrigérants

acheminés au laboratoire ou l’examen bactériologiques a été réalisé dans un

délai de quatre heures, car la flore commensale d’accompagnement se multiplie

rapidement, ce qui peut fausser les résultats.

De plus, les agents infectieux comme Streptococcus pneumoniae, Streptococcus

pyogenes, Haemophilus influenzae et Moraxella catarrhalis sont extrêmement

fragiles.

I.2.1.3. Conservation des prélèvements

Les écouvillons sont déchargés dans du lait écrémé et conservés à -80°C. Ceci

dans le but de pouvoir ré-isoler la bactérie identifiée en cas d’un résultat

douteux.

33

I.2.2. Examen macroscopique

Il consiste à apprécier l’aspect purulent ou non des prélèvements.

I.2.3. Examen microscopique après coloration de Gram et/ou au

bleu de méthylène

A partir des produits pathologiques, deux frottis ont été réalisés :

L’un coloré au Gram et l’autre au bleu de méthylène.

L’observation microscopique à l’objectif 100 a permis d’apprécier :

- Le nombre de polynucléaires

- L’aspect de la flore

- Le nombre de cellules épithéliales

I.2.4. Isolements

I.2.4.1. Ensemencement

Celui-ci a été fait à l’aide d’écouvillons pour les pus de sinusites et d’oreilles et

d’anses de platine pour les prélèvements pharyngés.

I.2.4.2. Milieux de culture

En vue d’obtenir des colonies des germes à identifier, les prélèvements ont été

ensemencés sur des milieux appropriés, incubés dans des conditions précises.

Pour Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae et Moraxella

catarrhalis, il s’agissait de milieux sélectifs et ces derniers étaient les suivants :

- Gélose Columbia + 5 % de sang de mouton pour Streptococcus

pyogènes

34

- Gélose Columbia + 5% de sang de cheval + Gentamicine ou GSC +

Polyvitex pour Streptococcus pneumoniae

- Gélose Columbia + 5% de sang de cheval + Bacitracine ou GSC +

Polyvitex pour Haemophilus influenzae

- GSC + Polyvitex ou supplément G pour Moraxella catarrhalis.

Des milieux d’enrichissement tels que le bouillon Schaeldler, le bouillon

thioglycolate et le bouillon glucosé et tamponné ont été également utilisés pour

faciliter l’isolement de certaines bactéries.

Il faut en outre préciser que les sécrétions rhinopharyngées ont été ensemencées

après dilution au 1/1000.

Pour ces prélèvements qui sont potentiellement contaminés par la flore salivaire,

on ne pourra affirmer que la culture est positive qu’après dénombrement du

nombre de bactéries par ml en plus de la cytologie.

Tableau III: Corrélation entre le nombre de colonies observées après dilution

au 1/1000 sur les milieux de culture et le nombre de bactéries par

ml de sécrétion [46].

Nombre de colonies sur les boîtes Nombre de bactéries/ml de sécrétions

Moins de 5 colonies Entre 105 et 10

6

de 5 à 50 colonies Entre 106 et 10

7

de 50 à 500 colonies Entre 107 et 10

8

Plus de 500 colonies De 108 et au-delà

35

I.2.5. Identification

I.2.5.1. Streptococcus pneumoniae

I.2.5.1.1. Examen macroscopique des colonies

Streptococcus pneumoniae donne sur gélose au sang cuit de petites colonies

mucoïdes ou à dépression centrale, transparentes, rondes, et développant une

hémolyse de type alpha (α-viridans).

I.2.5.1.2. Examen microscopique des colonies

Technique de la coloration au bleu de méthylène [cf. annexe4]

Technique de la coloration de Gram [cf. annexe5]

Interprétation :

Les bactéries colorées en violet sont dites à Gram positif (+)

Les bactéries colorées en rouge sont dites à Gram négatif (-)

Un frottis coloré au Gram à partir d’une colonie a été réalisé.

L’observation au microscope optique à l’objectif 100 avec une goutte d’huile à

immersion a montré des diplocoques Gram positif à forme lancéolée, en flamme

de bougie.

I.2.5.1.3. Test à la catalase

Principe :

La catalase est une enzyme qui décompose le peroxyde d’hydrogène 3% en

oxygène gazeux et en eau.

Technique : [cf. Annexe6]

36

I.2.5.1.4. Test à l’oxydase

Principe :

Sous l’action d’une cytochrome-oxydase, le di-méthyl-para-phénylène diamine,

incolore, est transformé en une semi-quinone violacée qui s’oxyde rapidement

pour donner un composé noirâtre.

Technique [cf. Annexe7]

Streptococcus pneumoniae est oxydase négative.

I.2.5.1.5. Test à la bile-esculine

Principe :

Ce milieu est destiné à l’isolement sélectif et à la différenciation des

Streptocoques D pour lesquels la tolérance à la bile et à l’hydrolyse de l’esculine

est considérée comme des caractères constants.

Résultats :

Si le milieu ne change pas de couleur, la bile-esculine est négative. Mais si on

observe un pigment noir, le test est positif.

Streptococcus pneumoniae est bile-esculine négative.

I.2.5.1.6. Test de lyse par les sels biliaires

Principe :

Les colonies de Streptococcus pneumoniae sont « dissoutes » ou lysées en 30

minutes en présence d’une suspension de bile.

Le rôle de la bile sur les bactéries peut être rapporté à celui des sels de sodium

d’acides organiques. Le desoxycholate de sodium à 10% agit comme la bile sur

les bactéries.

Technique : [cf. Annexe8]

37

I.2.5.1.7. Test de sensibilité à l’optochine

Principe :

Streptococcus pneumoniae est sensible à l’optochine (chlorhydrate

d’ethylhydrocupreine), alors que les autres streptocoques et en particulier les

streptocoques non groupables alpha hémolytiques ne le sont pas.

Technique [cf. Annexe9]

Résultats :

Pour les pneumocoques, une zone d’inhibition supérieure à 14 mm sera observée

alors que les autres streptocoques ne seront pas inhibés.

Si le diamètre est inférieur à 14 mm, des tests complémentaires sont effectués.

I.2.5.1.8. Test d’agglutination au latex (Slidex pneumo

kit®)

Principe :

Le Slidex pneumo-Kit® est un test d'identification rapide de S. pneumoniae par

agglutination de particules de latex.

Les antigènes capsulaires sont identifiés en utilisant des particules de latex

sensibilisées par des groupes spécifiques d'anticorps anti-pneumocoque. On note

la formation d'agrégats visibles lorsque les particules de latex réagissent avec les

antigènes. Le latex reste en suspension en cas d'absence d'antigènes.

Technique : [cf. Annexe10]

Résultats :

Une réaction positive se traduit par une agglutination visible en deux minutes

dans le cercle contenant le réactif R1.

38

I.2.5.2. Streptococcus pyogenes

I.2.5.2.1. Examen macroscopique des colonies

Sur gélose au sang ordinaire (GSO), Streptococcus pyogènes a donné des

colonies lisses, translucides développant une hémolyse de type bêta.

I.2.5.2.2. Examen microscopique des colonies

Il montre après coloration des cocci à Gram positif disposés en courtes

chaînettes.

I.2.5.2.3. Test à la catalase

Streptococcus pyogènes est catalase négative.

I.2.5.2.4. Test à l’oxydase

Streptococcus pyogènes est oxydase négative.

I.2.5.2.5. Test à la bile-esculine

Ce test est négatif pour Streptococcus pyogenes.

I.2.5.2.6. Test de sensibilité à la bacitracine

Principe :

Les streptocoques bêta-hémolytiques du groupe A sont en général sensibles à la

bacitracine. Toutefois ce test n’est pas fiable car les microcoques et les

stomatocoques sont sensibles à cet antibiotique. Il s’agit donc d’un test de

présomption.

Technique [cf. Annexe11]

Interprétation :

Une absence de zone d’inhibition a orienté vers des streptocoques β-

hémolytiques autres que ceux du groupe A.

39

I.2.5.2.7. Test d’agglutination au latex (Slidex strepto A®)

Principe :

Le Slidex Strepto A est un test d'agglutination au latex pour le groupage et

l'identification des streptocoques β-hémolytiques du groupe A.

L'extraction enzymatique de l'antigène spécifique de groupe, retrouvé au niveau

de la paroi bactérienne, est d’abord réalisée. Cet antigène est ensuite identifié

par des particules de latex sensibilisées par un antisérum anti-streptocoque

spécifique de groupe.

La réaction antigène-anticorps se matérialise par une agglutination visible à l'œil

nu. Le latex reste en suspension homogène si l'antigène n'est pas présent.

Technique [cf. Annexe12]

Résultats :

L'apparition d'une agglutination permet l'identification des streptocoques du

groupe A.

I.2.5.3. Haemophilus influenzae

I.2.5.3.1. Examen macroscopique des colonies

Les colonies sont fines, lisses, rondes en gouttelettes de rosée. Elles sont

volumineuses avec une tendance à s’étaler.

I.2.5.3.2. Examen microscopique des colonies

La coloration de Gram a montrée des bacilles à Gram négatif, isolés, de petite

taille, polymorphes avec parfois une prédominance de coccobacilles.

I.2.5.3.3. Test à la catalase

Haemophilus influenzae est catalase positive.

40

I.2.5.3.4. Test à la cytochrome oxydase

Haemophilus influenzae est oxydase positive.

I.2.5.3.5. Mise en évidence du phénomène de

satellitisme

L’exigence en facteur V a été confirmée par l’épreuve de la croissance en

satellitisme autour d’une strie de Staphylococcus aureus qui apporte le facteur V

et sur gélose au sang de cheval qui apporte le facteur X.

Mode opératoire [cf. Annexe13]

I.2.5.3.6. Mise en évidence de l’exigence en facteur X

(hémine) et en facteur V(NAD)

Le procédé sur milieu gélosé consiste à identifier la souche après repiquage sur

quatre milieux.

- GSC polyvitex contenant de l’hémine et du NAD

- Gélose au chocolat contenant de l’hémine

- Gélose trypticase soja + polyvitex contenant du NAD

- Gélose trypticase soja : sans facteur

Les géloses ont été incubées sous CO2 à 37°C sauf la gélose trypticase soja qui

est incubée sans CO2 à 37°C.

Au bout de 24 à 48 heures d’incubation on devra lire que :

- Haemophilus influenzae ne pousse que sur GSC polyvitex seulement.

- Haemophilus parainfluenzae pousse sur GSC polyvitex et sur trypticase

soja polyvitex.

41

I.2.5.4. Moraxella catarrhalis

I.2.5.4.1. Examen macroscopique des colonies

Celui-ci montre des colonies lisses, parfois rugueuses légèrement aplaties et

d’allure muqueuse.

I.2.5.4.2. Examen microscopique des colonies

Celui-ci se fera après coloration de Gram.

L’examen montrera des cocci à Gram négatif, à face adjacente aplatie, avec

tendance à résister à la décoloration.

I.2.5.4.3. Test à la catalase

Moraxella catarrhalis est catalase positive.

I.2.5.4.4. Test à la cytochrome oxydase

Moraxella catarrhalis est oxydase positive

I.2.6. Étude de la sensibilité aux antibiotiques

Elle a été basée sur la recherche des diamètres d’inhibition.

Pour notre étude nous avons utilisé la méthode de l’antibiogramme standard [cf.

généralités].

Détection de la production de bêta-lactamase (méthode à la cefinase)

Principe :

Elle est basée sur la mise en évidence de l’enzyme grâce à son pouvoir

d’hydrolyser le cycle bêta-lactame des bêta-lactamines.

La détection se fera grâce à une céphalosporine chromogène : la nitrocéfine,

jaune au départ qui vire au rouge si le cycle est ouvert.

Technique : [cf. Annexe14]

42

I.3. Origines des souches

Au total 285 prélèvements ont été réalisés, et sont répartis dans le tableau IV

suivant selon leur structure de provenance.

Tableau IV: Répartition des prélèvements selon les structures hospitalières

Structures Nombre de prélèvement

Hôpital Albert Royer 96

Hôpital Abass Ndao 55

Hôpital Roi Baudoin 134

La majorité des prélèvements étaient réalisés au niveau de l’hôpital Roi

Baudoin.

La répartition de ces prélèvements en fonction de leur nature est représentée

dans le tableau ci-dessous

Tableau V: Répartition des prélèvements selon leur nature

Nature du prélèvement Nombre de prélèvement

Expectorations 10

Gorge 102

Nasal 26

Pus de l’oreille 15

Nasale+gorge 131

Sang 01

43

I.4. Souches bactériennes isolées

Au total nous avons isolé et identifié 102 souches qui sont répartis dans le

tableau VI suivant.

Tableau VI : Répartition des souches

Germes Nombres Taux de pourcentage (%)

H. influenzae 27 26,47

M. catarrhalis 37 36,27

S. pyogenes 10 9,80

S.pneumoniae 28 27,45

Moraxella catarrhalis a été l’espèce le plus couramment isolé suivi de

Streptococcus pneumoniae et Haemophilus influenzae.

Les streptococcus pyogenes ont été isolés que 10fois.

Les souches isolées ont été conservées a -80c dans du lait écrémé.

II. RESULTATS

Des antibiotiques, appartenant à diverses familles, ont été testés sur les souches

de Streptococcus pneumoniae, Streptococcus pyogenes, Haemophilus influenzae

et de Moraxella catarrhalis.

II.1. Sensibilité des souches de Streptococcus pneumoniae

La sensibilité des souches de S. pneumoniae a été représentée dans tableau VII

ci-dessous :

44

TableauVII : Sensibilité de S.pneumoniae

R= résistance I= intermédiaire S= sensibilité

I.C= Intervalle de confiance

L’étude de la sensibilité des souches de S. pneumoniae a montré que toutes les

souches de S. pneumoniae ont été sensibles à l’amoxicilline /acide

clavulanique, à la cefixime, à l’imipenème et à la lévofloxacine.

Antibiotiques %R %I %S %R 95%I.C

Oxacilline 8,7 0 91,3 1,5-29,5

Amoxicilline/Acide clavulanique 0 0 100 0,0-16,0

Ceftriaxone 7,1 0 92,9 0,4-35,8

Céfotaxime 4,2 0 95,8 0,2-23,2

Cefixime 0 0 100 0,0-25,3

Imipenème 0 0 100 0.0-17,2

Ciprofloxacine 4,5 0 72,7 0,2-24,8

Lévofloxacine 0 0 100 0,0-19,2

Clindamycine 14,3 0 85,7 3,8-37,9

Erythromycine 20 0 80 7,6-41,3

Vancomycine 16,7 0 83,3 5,5-38,2

Chloramphénicol 12,5 0 87,5 2,2-39,6

45

De même que la Ceftriaxone, la cefotaxime et l’oxacilline ont eu également

une bonne action sur les souches S. pneumoniae avec des taux de sensibilités

respectives : 92,9%, 95,8% et 91,3%.

Les activités de la clindamycine, la vancomycine et le chloramphénicol ont été

bonne dans l’ensemble avec des pourcentages respectifs de 85,7%, 83,3%, et

87,5%.

Cependant 20% des souches de S. pneumoniae ont été résistantes à

l’érythromycine.

II.2. Sensibilité des souches de Haemophilus influenzae

Les résultats de l’étude de la sensibilité des souches de H. influenzae ont été

représentés dans le tableau VIII suivant:

46

Tableau VIII: Sensibilités de Haemophilus influenzae

Antibiotiques %R %I %S %R 95%I.C

Ampicilline 8,3 0 91,7 1,4-28,4

Amoxicilline/Acide clavulanique 0 0 100 0,0-17,8

Ceftriaxone 0 0 100 0,0-20,9

Céfotaxime 0 0 100 0,0-17,8

Cefépime 0 14,3 85,7 0,0-26,8

Cefixime 0 0 100 0,0-22,9

Imipenèm 5,9 0 94,1 0,3-30,8

Ciprofloxacine 0 0 100 0,0-20,0

Levofloxacine 5,9 0 94,1 0,3-30,8

Ofloxacine 0 0 100 0,0-25,3

Chloramphenicol 9,1 0 90,9 1,6-30,6

R= résistance I= intermédiaire S= sensibilité

I.C= Intervalle de confiance

Toutes les souches de Haemophilus influenzae ont été sensibles à la

ceftriaxone, à la cefixime, à l’amoxicilline/acide clavulanique, à la

ciprofloxacine et à l’ofloxacine.

Les autres antibiotiques utilisés tels que l’ampicilline (91,7%), l’imipenème

(94,1%), la lévofloxacine (94,1%) et le chloramphénicol (90,9%) ont également

une bonne activité sur les souches H. influenzae.

47

L’activité du chloramphénicol a été bonne (90,9%) avec un pourcentage de

résistance de 9,1%.

II.3. Sensibilité des souches de Moraxella catarrhalis

Dans le tableau IX suivant nous avons représenté les résultats de

l’antibiogramme des souches de M. catarrhalis.

Tableau IX : Sensibilité de Moraxella catarrhalis

Antibiotiques %R %I %S %R 95%I.C

Ampicilline 15,6 0 84,4 5,9-33,5

Amoxicilline/Acide

clavulanique

0 0 100 0,0-13,3

Ceftriaxone 0 4,5 95,5 0,0-18,5

Céfotaxime 0 0 100 0,0-14,1

Cefépime 0 36,8 63,2 0,0-20,9

Cefixime 0 0 100 0,0-16,6

Imipenèm 0 0 100 0,0-17,8

Ciprofloxacine 0 0 100 0,0-17,8

Levofloxacine 0 0 100 0,0-20,9

Ofloxacine 0 0 100 0,0-20,0

Erythromycine 0 0 100 0,0-14,6

Chloramphenicol 0 0 100 0,0-16,6

R= résistance

I= intermédiaire

S= sensibilité

I.C= Intervalle de confiance

48

L’ensemble des antibiotiques utilisés dans l’étude de la sensibilité des souches

de M. catarrhalis avaient une bonne activité sauf la cefépime, la ceftriaxone et

l’ampicilline qui ont montré des pourcentages de résistances de l’ordre de

36,%, 4,5% et 15,6% respectivement.

II.4. Sensibilité des souches de Streptococcus pyogenes

Dans le tableau X ci-dessous nous avons représenté les résultats de l’étude de la

sensibilité des souches S. pyogenes.

49

Tableau X: Sensibilité de Streptococcus pyogenes.

Aantibiotiques %R %I %S %R 95%I.C

Amoxicilline/Acide

clavulanique

20 0 80 3,5-55,8

Ceftriaxone 0 0 100 0,0-94,5

Céfotaxime 22,2 0 77,8 3,9-59,8

Cefépime 0 0 100 0,0-94,5

Cefixime 62,5 0 37,5 25,9-89,8

Imipenèm 0 0 100 0,0-60,4

Rifampicine 0 0 100 0,0-48,3

Ciprofloxacine 0 0 100 0,0-69,0

Levofloxacine 0 0 100 0,0-40,2

Clindamycine 11,1 0 88,9 0,6-49,3

Erythromycine 33,3 0 66,7 9,0-69,1

Chloramphenicol 0 0 100 0,0-80,2

R= résistance I= intermédiaire S= sensibilité

I.C= Intervalle de confiance

Toutes les souches de S. pyogenes ont été sensibles à la ceftriaxone, à la

cefixime, à l’imipenème, à la rifampicine, à la ciprofloxacine, à la lévofloxacine

et au chloramphénicol.

50

Des taux de résistance un peu élevées ont été notés avec l’érythromycine

(33,3%), la cefixime (62,5%), la céfotaxime (22,2%) et l’amoxicilline associé à

l’acide clavulanique (20%).

51

III. DISCUSSIONS

III.1. Prélèvements

Les prélèvements ont été réalisés en respectant le protocole en vigueur au niveau

du laboratoire et du délai de transport. Ceci pour éviter la multiplication de la

flore commensale et une perte éventuelle des germes prélevés vu l’extrême

fragilité de certaines espèces pathogènes en l’occurrence H. influenzae, S.

pneumoniae, S. pyogenes, M. catarrhalis. C’est dans ce contexte qu’une étude

antérieure en 2006 insistait sur l’utilisation de milieux de transports portagemR

pour permettre l’isolement de ces bactéries fragiles [30].

Les problèmes rencontrés concernaient surtout les prélèvements nécessitant une

coopération du patient : prélèvements de gorge (désagréables) et les

expectorations (nécessitant un effort de toux) qui se trouvaient dans de

nombreux cas contaminés par des prélèvements salivaires.

III.2. Examen microscopique direct

Celui-ci était nécessaire car il nous orientait sur le ou les milieux à ensemencer.

En effet l’examen direct est un étalement sur lame du prélèvement qui, après

fixation, est coloré au Gram et au bleu de méthylène.

Les germes étudiés ici n’étant pas les seules responsables d’IRA chez les

enfants. Cette coloration de Gram du produit pathologique était nécessaire pour

l’élimination d’un certain nombre de germes.

Ces colorations donnent également des précisions sur la morphologie des

germes, leur mode de groupement, l’abondance de la flore ainsi que sur la

présence ou l’absence de leucocytes, de cellules épithéliales, d’hématies ou de

levures.

52

III.3. . Milieux de culture et isolement

L’isolement d’une bactérie dépendait du bon choix du milieu à ensemencer.

Les bactéries que nous étudions ici étant des bactéries exigeantes, leur isolement

exige de milieux enrichis.

La recherche de S. pyogenes avait été effectuée sur gélose au sang ordinaire de

mouton. Certaines études préconisaient plutôt l’utilisation de GSO additionnée

d’acide nalidixique. Tandis que S. pneumoniae, H. influenzae et M.catarrhalis

avaient été isolées sur des géloses au sang cuit additionnées de Polyvitex ou de

supplément G. Les mêmes milieux avaient été utilisés lors de précédents travaux

[30,47].

Des bouillons d’enrichissement (bouillon au thioglycolate, Schaedler, bouillon

glucosé tamponné) avaient également été utilisés dans le but d’enrichir les

prélèvements en cas d’éventuelles cultures négatives.

III.4. Méthodes d’identification

Celles-ci ont été effectuées en recherchant les caractères bactériologiques

(morphologie, mode de groupement, coloration de Gram…) et biochimiques

(catalase, oxydase…) des différents germes.

Les streptocoques étaient différenciés en plus par la sensibilité à l’optochine, la

lyse par les sels biliaires et la solubilité dans la bile.

La confirmation des diagnostics bactériologiques a été réalisée grâce à des tests

d’agglutination et à l’étude d’autres caractères biochimiques à l’aide de galeries.

Ainsi la galerie API NH était utilisée pour l’identification de H. influenzae et de

M. catarrhalis.

53

III.5. L’antibiogramme standard

Cette technique de routine a permis d’étudier le profil de sensibilité des souches

de S. pneumoniae, d’H. influenzae, S. pyogenes et de M. catarrhalis.

Elle est de réalisation simple. Mais, ce qui apparait comme un avantage a

tendance à devenir un inconvénient. En effet, la mesure des diamètres

d’inhibition à l’aide d’une règle à coulisse est imprécise. Les mêmes remarques

avaient été faites par une étude antérieure. [30].

III.6. Cadre de l’étude

Les prélèvements provenaient de trois hôpitaux de Dakar : de l’HAR, de l’HAN

et de l’HRB.

Au cours de notre étude, nous avons remarqué que les parents qui amenaient en

consultation leurs enfants à l’hôpital attendaient que la maladie atteigne un

stade avancé avant de se décider à voir un médecin.

Par exemple chez l’enfant une otorrhée est considérée comme naturelle, en cas

de poussé dentaire. L’enfant n’est alors donc présenté à l’hôpital qu’en cas de

complications.

La population qui va à l’hôpital est le plus souvent pauvre, analphabète et fait

preuve d’obscurantisme. La maladie est volontairement considérée comme un

phénomène surnaturel et la première consultation a lieu bien souvent chez le

guérisseur, encore appelé « tradipracticien », d’autres s’auto- soignaient sans

diagnostic préalable. Ce qui fait que la maladie aura le temps de se compliquer

et les germes qui seront isolés sont la plus part des germes de surinfection.

54

III.7. Souches bactériennes

Streptococcus pneumoniae, Streptococcus pyogenes, Haemophilus influenzae et

Moraxella catarrhalis sont des germes fragiles.

Les souches que nous avons étudiées ont été collectées et conservées à – 80°C

dans du lait écrémé. Cette méthode de conservation permet la survie des souches

à long terme et présente beaucoup d’avantages, notamment dans la conservation

de l’authenticité des souches [21]. Après décongélation, une vérification des

caractères s’est imposée, pour s’assurer de la fiabilité des souches testées pour

notre étude.

III.8. Sensibilité générales des souches aux antibiotiques

III.8.1. Sensibilité des souches de S. pneumoniae

III.8.1.1. Sensibilité aux béta- lactamines

Le pneumocoque montre une résistance de 8,7% à l’oxacilline, ceci confirme la

résistance du pneumocoque à la pénicilline.

Une étude antérieure menée à Dakar en 2006 avait montré un taux de résistance

à la pénicilline de 6,1% [30].

Nous constatons donc qu’il y a une augmentation des souches de S. pneumoniae

résistantes à la pénicilline à Dakar.

En France, une étude avait révélé un taux de résistance de 22,7% et de 18,4% en

Grèce en 2005 [15,69].

En Tunisie en 2010, 32,5% des souches de pneumocoque étaient de sensibilité

diminuée à la pénicilline (PSDP). Nous remarquons donc une recrudescence de

ces pneumocoques [29, 64].

Ainsi, cette diffusion des pneumocoques à bas ou à haut niveau de résistance,

crée une situation d’émergence des S. pneumoniae résistantes dans le monde.

55

L’ensemble des souches de S. pneumoniae ont été sensible à la cefixime.

Quelques cas de résistances 4,2% et 7,1% ont été observés respectivement avec

la céfotaxime et la ceftriaxone.

Cette résistance un peu élevée avec la ceftriaxone pose problème, car elle a été

révélée dans une étude à Dakar en 2007 [30].

En Grèce une étude faite par Kanavaki S. avait montré que seules 0,3% des

souches de S. pneumoniae isolées étaient résistant à la ceftriaxone [41].

III.8.1.2. Sensibilité aux MLS

L’étude de la sensibilité du pneumocoque avait montré une résistance élevée à

l’érythromycine à 20%.

À Dakar en 2003, 94,1% des souches testées avaient été sensibles à

l’érythromycine contre 87,5% en 2004 [25,47].

On constate donc une augmentation progressive de la résistance des

pneumocoques à l’érythromycine.

Cette résistance pourrait s’expliquer par deux mécanismes : modification des

sites de liaison codée par le gène erm B ou un efflux de l’antibiotique codé par le

gène mef A [65].

Dans plusieurs pays, il avait été noté une variation proportionnelle entre le taux

de résistance à la pénicilline et les taux de résistance aux macrolides.

Aux USA, moins de 5% des souches sensibles à la pénicilline étaient

résistantes aux macrolides, contre 50% des souches résistantes [35].

56

Les mêmes variations ont été observées à Hongkong, où 38% des souches

sensibles à la pénicilline étaient résistantes à l’érythromycine, contre 92% des

souches intermédiaires et résistantes [28].

En se basant sur ces études, une proportionnalité peut s’établir entre la

sensibilité à la pénicilline et la sensibilité aux macrolides.

Seulement, dans certains pays, cette tendance pourrait être inversée.

En Italie il avait été noté un taux de résistance de 45% parmi les souches

pénicillines sensibles [68].

Dans notre étude 14,3% des souches de S. pneumoniae étaient résistantes à la

clindamycine contre 85,7% de souches sensibles.

Une étude effectuée à Dakar en 2004 avait conclu que toutes les souches de S.

pneumoniae étaient sensible à la clindamycine ce qui est en parfait

contradiction avec les résultats de notre étude [47]. Cela témoigne l’apparition

de souches de S. pneumoniae résistantes à la clindamycine.

III.8.1.3. Sensibilité aux Fluoroquinolones

Notre étude n’a révélé aucune résistance de S. pneumoniae à la lévofloxacine et

confirme les données du National Commettee for Clinical Laboratory Standard

qui conclut qu’il n’y a pas encore de résistance de S. pneumoniae à la

lévofloxacine à Dakar.

Ainsi, l’excellente activité antipneumococcique de la lévofloxacine est établie et

justifie son utilisation dans les infections à pneumocoque, notamment

respiratoires.

Seulement, il faudrait suivre l’épidémiologie de la résistance, afin de maintenir

l’efficacité de cette molécule dans le traitement des infections à pneumocoque.

57

III.8.2. Sensibilité des souches de S. pyogenes

III.8.2.1. Sensibilité aux béta-lactamines

L’étude de la sensibilité des souches de S. pyogenes avait montré une résistance

de S. pyogenes à l’amoxicilline à 20%.

Une étude antérieure menée à Dakar avait révélé une sensibilité à 100% à

l’amoxicilline [63]. Ceci nous amène à penser à l’apparition de nouvelles

souches résistantes aux béta-lactamines. Cela pourrait être dû à l’utilisation

abusive de l’amoxicilline dans le traitement des infections respiratoires.

Par ailleurs, plus de la moitié des souches de S. pyogenes étaient résistantes à la

cefixime (62,5%).

Ceci est en contradiction avec les résultats d’une étude antérieure menée à

Dakar, et qui avaient révélé une sensibilité de toutes les souches de S.

pyogenes à la cefixime [63].

Malgré cette résistance à la cefixime nous avons noté une bonne activité des

autres céphalosporines telles que la ceftriaxone et la céfépime sur les souches de

S. pyogenes.

III.8.2.2. Sensibilité aux MLS

L’érythromycine a eu une mauvaise activité sur les souches de S. pyogenes avec

33,3% de souches résistantes.

Ces résultats sont en apposition à ceux observés à Dakar en 2004 et 2006, [25,

63].

Par contre des résultats similaires avaient été observés dans d’autres pays tels

que la France, le Canada, qui affiche respectivement des taux de résistance de

20% et 9%. [12,49].

58

La résistance à l’érythromycine est apparue au Sénégal et comme un peu partout

dans le monde [17].

Ces chiffres témoignent de l’existence d’un haut niveau de résistance des

streptocoques de group A aux macrolides un peu partout dans le monde [49].

L’activité de la clindamycine sur les streptocoques de groupe A a été bonne avec

cependant quelques cas de résistances (11,1%).

Des études antérieures n’ont montrés aucune résistance mais des cas de souches

de sensibilité intermédiaire ont été notés [63].

Quand on sait qu’en antibiothérapie soit la bactérie est résistante soit elle est

sensible nous pouvons conclure que ces souches intermédiaire qui avaient

apparues ont évolué vers la résistance, d’où l’apparition de nouvelles cas de

résistances à Dakar.

De faibles taux de résistances ont été notés en Allemagne 1,1% et à Madrid

1,3% [4,65].

Il s’agissait le plus souvent d’une résistance de type MLS inductible.

III.8.2.3. Sensibilité aux Fluoroquinolones

Cette étude, avait montré une très bonne activité de la lévofloxacine avec 100%

de souches sensibles. Ce taux de sensibilité est nettement supérieur à celle

obtenu en 2004 (92,86%) [25,63].

Des pourcentages similaires ont été trouvés en France et en Belgique [12 ,68].

Ceci fait de la lévofloxacine une molécule alternative qui pourrait être utilisée en

cas d’allergie connue à la pénicilline et de résistance aux macrolides.

59

III.8.3. Sensibilité des souches de H. influenzae

III.8.3.1. Sensibilité aux béta-lactamines

L’amoxicilline seul a montré une bonne activité sur les souches de H. influenzae

avec quelques rares cas de résistance 8,9%. Ce taux de résistance est dû à la

production de béta-lactamase.

Ces souches béta-lactamase positive ampicilline résistante ont été trouvées

antérieurement à Dakar en 2004 [25].Ceci démontre, une fois de plus que les

souches d’H. influenzae sont de moins en moins sensibles à l’amoxicilline et à

l’ampicilline.

Cependant l’association amoxicilline/acide clavulanique avait montré une bonne

activité. Toutes les souches productrices de béta-lactamase ont été inhibées par

l’amoxicilline + acide clavulanique.

Toutes les céphalosporines mis à part la céfépime (85,7%) ont montré une bonne

sensibilité sur les souches de H. influenzae.

Cette forte sensibilité aux céphalosporines de troisième génération a été

observée dans des études antérieures aux Sénégal [25,30].

III.8.3.2. Sensibilité au fluoroquinolones

L’étude de la sensibilité de l’espèce Haemophilus influenzae à la lévofloxacine

avait montré une bonne action de ce dernier sur les souches étudiées. Ces

résultats ne confirment donc pas celles d’une étude antérieure réalisée à Dakar

qui n’avait révélé encore aucune résistance [30]. Cela témoigne une émergence

de nouvelles souches résistante à Dakar.

Par ailleurs on note un très bon pourcentage (100%) de souches sensibles à la

ciprofloxacine.

Les mêmes résultats ont été obtenus à Dakar en 2006[30].

60

III.8.4. Sensibilité des souches de M. catarrhalis

III.8.4.1. Sensibilité aux béta-lactamines

Contrairement aux résultats qui ont été obtenues par des études antérieures, 2000

et 2004 qui avaient révélé une production élevée de béta-lactamase [25,30],

notre étude avait montré une diminution de la sécrétion de cette enzyme avec

une bonne activité de l’amoxicilline (100%) et de l’ampicilline (84%).

En ce qui concerne les céphalosporines, le céfixime et le céfotaxime ont eu une

bonne activité. En effet, 100% des souches de Moraxella catarrhalis ont été

sensibles à ces antibiotiques. Ce taux observé n’est pas nouveau, car les souches

de Moraxella catarrhalis sont régulièrement sensibles aux céphalosporines de

3ème

génération [66].

Ainsi, l’excellente activité des céphalosporines de 3ème

génération est établie et

justifie leurs indications dans les infections respiratoires dues à Moraxella

catarrhalis.

III.8.4.2. Sensibilité aux MLS

L’érythromycine a été la seule molécule des macrolides testés sur Moraxella

catarrhalis. Ainsi elle a été active sur l’ensemble des souches.

En 2004 une étude faite à Dakar a eu les mêmes résultats [25]. Cette sensibilité

de M. catarrhalis a été observée un peu partout dans le monde [43]. Toutefois,

cela n’exclue nullement un suivi de l’évolution de la sensibilité des macrolides

sur ces germes.

61

III.8.4.3. Sensibilité aux fluoroquinolone

Dans notre étude, toutes les souches de M. catarrhalis étaient sensibles à la

lévofloxacine et à la ciprofloxacine. Une étude antérieure réalisée à Dakar en

2008 avait montré un résultat similaire. [30].

Ceci fait toujours des fluoroquinolones des molécules de références dans la prise

en charge des infections à M.catarrhalis.

Conclusion

63

Les infections respiratoires aiguës sont fréquentes chez l’enfant et peuvent

évoluer vers des complications en cas de mauvaise prise en charge.

Longtemps considérées comme des maladies des pays froids, les IRA dues à

S.pneumoniae, S.pyogenes, H.influenzae, et M. catarrhalis apparaissent

actuellement parmi les principales causes de mortalité des enfants dans les pays

en développement.

A cause de la prescription trop fréquente et très probabiliste d’antibiotiques

dans ces types d’infections, ces bactéries sont soumises à une forte pression de

sélectivité entrainant ainsi une résistance.

Dès lors la surveillance de l’évolution de ces résistances garantit la réussite

d’un traitement probabiliste surtout dans nos pays où un antibiogramme n’est

pas toujours disponible.

Afin de contribuer à l’amélioration de la prise en charge des infections

respiratoires à Dakar chez les enfants, nous avons, après l’isolement et

l’identification de ces quatre germes qui sont principalement mis en cause,

étudier leur sensibilité à divers antibiotiques.

Cette étude a été réalisée à Dakar, entre décembre 2016 et décembre 2017, sur

285 enfants.

Les enfants de moins de 5 ans étaient recrutés dans trois structures

hospitalières :

- Hôpital d’enfants Albert Royer;

- Hôpital Abass Ndao;

- Hôpital Roi Baudoin.

64

L’analyse bactériologique des échantillons prélevés a été effectuée à l’Unité de

Recherche et de Biotechnologie Microbienne du laboratoire de Bactériologie-

Virologie de l’hôpital Aristide Le Dantec.

Un total de 102 souches ont été isolées parmi lesquelles, nous avons :

- 27 souches d’H.influenzae (26,47%);

- 37 souches de M. catarrhalis (36,27%);

- 28 souches de S. pneumoniae (27,45%);

- 10 souches de S. pyogenes (9,80%).

Ces quatre espèces ont été isolées dans différentes pathologies de la sphère ORL

et de l’arbre bronchique, tel que les rhinopharyngites, les angines, les

amygdalites, les otites, les pneumonies…

La sensibilité de ces germes aux antibiotiques a été étudiée par la technique de

l’antibiogramme standard et a permis de montrer que :

L’amoxicilline /acide clavulanique, la lévofloxacine et le chloramphénicol ont

été très active sur les souches de S. pyogenes, S. pneumoniae, M. catarrhalis et

H. influenzae.

Aussi, la céfixime a été active sur les souches de S.pneumoniae, H. influenzae et

M.catarrhalis, la ceftriaxone sur les streptocoques A.

Cependant, quelques cas de résistance à l’ampicilline et à la pénicilline ont été

rencontrés avec les souches de Haemophilus influenzae et Moraxella catarrhalis

productrices de béta-lactamases.

Plus de la moitié des souches de S.pyogenes (62,5%) étaient résistantes à la

cefixime.

65

Le traitement des infections respiratoires aiguës n’est pas chose aisée. Toute

souche isolée devrait faire l’objet d’un antibiogramme, seul garant d’un

traitement rapide et efficace.

L’antibiogramme devrait être associé à des moyens de préventions adéquates qui

pourraient être :

- la sensibilisation des populations pour une politique d’hygiène et le

bannissement de l’automédication,

- la Réduction de la durée du traitement antibiotique pour les infections

moins grave,

- l’accentuation de la coopération scientifique entre biologiste et clinicien

dans l’intérêt de la santé publique.

Au terme de cette étude nous pouvons ainsi recommander en:

milieu urbain :

- l’établissement d’un diagnostic;

- faire un prélèvement adéquat;

- Ensemencer;

- Faire un antibiogramme

Avant de commencer un traitement antibiotique.

Milieu rurale :

Dans ces zones où des laboratoires d’analyses médicales ne sont pas tout temps

disponibles, une antibiothérapie probabiliste pourrait être préconisée en

prescrivant :

- de l’amoxicilline/acide clavulanique en premier intention;

- des céphalosporines de deuxièmes ou troisièmes générations en seconde

intention;

66

- en cas de récidive ou de chronicité prescrire la lévofloxacine.

Nous recommandons ainsi le gouvernement à travers le ministère de la santé et

de l’action sociale pour une bonne politique de santé de sensibiliser la

population sur l’intérêt de la vaccination. En plus d’équiper chaque structure

sanitaire d’un laboratoire d’analyse médicale avec un personnel qualifié.

Références

67

1-Acute Bronchitis: Symptoms, Cause, Treatment, and more. Disponible sur

le site: https://www.healthline.com/health/bronchitis. Consulté le 17/06/17.

2-Agence de la santé publique du Canada

Biosécurité et biosûreté en laboratoire. Fiche technique Santé- sécurité : Agent

pathogènes- Streptococcus pyogenes. Année 2010.

3-Agence National de Sécurité du Médicament et des Produit de Santé.

Antibiogramme d’une souche de Haemophilus influenza et de neisseria

gonorhoeae.

Annales du contrôle national de qualité des analyses de biologie médicale. Mars

2015.

4- Ajos J., Gomez Garces J. et al.

Significant in increase in the prevalence of erythromycin- resistant, clindamycin

and miocamycine (m phenotype) Streptococcus pyogenes in Spain.

J. antimicrob. Chemother. 2003; 56(5): 3215-3219.

5-Anales de biologie Clinique.

Actualité sur la sensibilité des Streptocoques aux antibiotiques (en dehors des

entérocoques et de Streptococcus pneumoniae). janvier- février 2003 ; 61 (1).

6-Antibiotiques III : Résistance bactérienne. Disponible sur le site :

http://www.microbes-edu.org/etudiant/antibio3.html. Consulté le 03/08/17.

7- Antibiogramme Des coques Gram+ : Enterococcus, Streptococcus

groupables et Streptococcus pneumoniae. Disponible sur le site :

Disciplines.ac-montpellier.fr /biotechnologies/sits/fils/pdf/06-

resistance_atb_strepto_et_enterococcus.Consulté le 23/02/ 2017

68

8- Anne fasey R., Robert M. Mccan. et al.

Acute respiratory tract infection in Daycare center for older personne. 2012;

42(1): 30-36.

9- Auriol B.

Anatomie et physiologie : l’écoute est vue. Disponible sur le site :

www.auriol.free.fr/clefsons/clefdessons/ecoute.htm. Consulté le 23/03/17

10- Ball P.

Antibiotic therapy of community respiratory tract infections. Strategic for

optimal outcomes and minimized resistance emergence.

Journal of antimicrobial therapy. 2002; 49: 31-40

11- Bidet P., Plainvert C. et al.

Infection à Streptococcus pyogenes ou Streptocoques du groupe A chez

l’enfant : données du centre national de référence.

Archives de pédiatrie février 2010, vol 17 (2): 201-208.

12- Bingen E., Fitoussi F., et al.

Resistance to macrolide in Streptococcus pyogenes in France in pediatrie

patient.

Journal of antimicrobiology 2006; 26-30.

13- Boukadida J., Hannechi N., et al.

β-haemolytic streptococci in acute pharyngitis.

Eastern Mediterranean Health Journal. 2003; 9(½):1-5.

69

14- Bouvet A., Aubry-Damon H., et al.

Émergence de la résistance aux macrolides des Streptococcus pyogenes ou

streptocoques bêta-hémolytiques du groupe A.

Bulletin Epidémiologique Hebdomadaire. 2004 ; 32-33 : 154-155.

15- Brigitta H., Elaine I.

The pneumococcus: Epidemiology, Microbiology, and pathogenesis.

Cold spring Harb perspect med.2013; 3 (7): ao10215.

16- Broussin B.; Carriere J. P.

Infection broncho-pulmonaires et ORL de l’enfant. Etude clinique de

l’efficacité et de la tolérance du céfixime (OROKEN®).

Revue internationale de pédiatrie. 1991 ; 3 : 3-7.

17- Cheikh S. B., Makhtar C., et al.

Antibiotic Susceptibility of Streptococcus Pyogenes Isolated from Respiratory

Tract Infections in Dakar, Senegal.

Journal microbiol. Insight. 2013; 6.

18- Chiu S., Lau Y., et al.

Nasopharyngeal carriage of antimicrobial-resistant Streptococcus pneumoniae

among young children attending 79 kindergartens and day care centers in Hong

Kong.

Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2001; 45(10): 2765-2770

70

19- Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie

Recommandations 2013. Disponible sur le site :

http://www.sfm-microbiologie.org. Consulté 10/01/17.

20 - Conseil scientifique de l’ONERBA.

Résistance bactérienne aux antibiotiques. Données de l’observatoire national de

l’épidémiologie de la résistance bactérienne (ONERBA).

Médecine et maladies infectieuses. March 2005; 35 (1) : 155-169.

21- Davies T., Dewasse B., et al.

In vitro development of resistance to Telithromycin (HMR) 3647, four

macrolides clindamycin and pristinamycin in Streptococcus pneumoniae.

Antimicrob. Agents. Chemother. 2000 ; 44 (2) : 414-417.

22- Dinkla k., Rohde M., et al.

Streptococcus pyogenes recruits collagen via surface-bound fibronectin: a novel

colonization and immune invasion mechanism.

Mol. Microbiol. 2003 ; 47 (3) : 861-9.

23- Diop E. M., Diouf R., et al.

Maladies tropicales oto-rhino-laryngologiques

Encyclopédie Médicale Chirurgicale, ORL. 2000; 20-925-A-10 : 16.

24- Doern G. V. and the Alexander project and collaborative Group.

Antimicrobial resistance among lower respiratory tract-isolates of Haemophilus

influenzae: result of a 1992-1993 Western Europe and USA collaborative

surveillance study.

Journal of antimicrobial chemotherapy.1996; 38: suppl. A. 59-69.

71

25- Données taxonomiques et identification des Streptocoques et

entérocoques. Disponible sur le site :

www.microbes-edu.org/étudiants/streptocoque.html. Consulté le 03/3/17

26- Douglass I., Johnson.

Contribution of autolysin to virulence of Streptococcus pneumoniae.

Bacterial pathogens and their virulence factors. 2010; 176-177.

27- Drugeon H. B., Juvin M. E., et al.

Sensibilité des trois principaux pathogènes respiratoires aux bêta-lactamines en

France en 2000-2001 : résultats d’une étude multicentrique. Antibiotiques.

2002; 4: 193-196.

28- Emmanuelle V., Claire J.

Centre national de référence des pneumocoques. Rapport d’activité

2016.Disponible sur le site: www.cnr-pneum.com/docs/rapports/CNRP2016.

Consulté le 28/10/17.

29- Epidemiologie de la résistance du pneumocoque. Disponible sur le site :

www.infectio-lill.com/Diaporomas/2011/wallet_duacai2011.pdf. Consulté le

03/03/17.

30- Epoté A.

Etude de la sensibilité des souches isolées d’infections de la sphère ORL à

Dakar.

Thèse pharma 2006 n°41.

72

31- Faibis F.; Fiacre A.; et al.

Actualité sur la sensibilité des streptocoques aux antibiotiques (en dehors des

entérocoques et de Streptococcus pneumoniae).

Ann. biol. clin. 2003; 61(1): 49-59.

32- Felmingham D., Gruenberg R. N., et al.

Study of the Antimicrobial susceptibility of community-acquired, lower

respiratory tract pathogens 1992-1993.

The Alexander Project journal of Antimicrobial chemotherapy.2013; 38, suppl.

A: 1-57.

33- Francisco S.C.

Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae et Moraxella catarrhalis

dans les infections respiratoires basses communautaires à Dakar.

Isolement bactérien et sensibilité aux antibiotiques.

Thèse Pharm., Dakar, 2000 n°81.

34- Fung C.-P., Hu B.-S., et al.

Antimicrobial resistance of Streptococcus pneumoniae isolated in Taiwan: an

island wide surveillance study between 1996 and 1997.

Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 2000 ; 45: 49-55.

73

35- Garcia-Rey C., Baquerot F., et al.

Importance of local variations in antibiotic consumption and geographical

differences of erythromycin and penicillin resistance in Streptococcus

pneumonia.

J. clin. Microbiol. 2002; 40 (1): 159-164.

36- Hamze M., Izard D.

Sensibilité des entérobactéries aux antibiotiques. Situation en 1997 au Nord du

Liban disponible sur le site :

http://www.atebba.org/mag3/sensibilité.htm. Consulté le 03/08/17.

37- Holstein A.,Amiraelt P. et al.

1997-2007, dix ans de suivi de l’évaluation de la Résistance de Streptococcus

pneumoniae aux antibiotiques en régions centre ; bilan de l’observation du

pneumocoque.

Pathologie biologie. février 2010 ; 58(1) : 62-66.

38- Infections respiratoires aiguës Actualités 2017. Disponible sur le site :

www.medecinetropicale.com. Consulté le 30/0317.

39- Jain A., Kumar P., et al.

High nasopharyngeal carriage of drug resistant Streptococcus pneumoniae and

Haemophilus influenzae in North Indian schoolchildren.

Tropical Medicine and International Health. 2005; 10(3): 234-239.

74

40- Joseph A., Kenneth L. et al.

Nontypeable Haemophilus influenzae releases DNA and DNABII protein via a

T4SS-lik complex and comE of the type IV pilus manchinery.

Proceeding of the National Academy of Sciences. 2017 august; 114 (32):

201705508.

41- Kanavaki S., Mantadakis E., et al.

Antimicrobial resistance of Streptococcus pneumoniae isolates in Athens. Eur.

J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2005; 24 : 693-696.

42- Karlowsky J. A., Critchey Ian A., et al.

Antimicrobial surveillance of Haemophilus influenzae in the United States

during 2000-2001. Leads to detection of clonal dissemination of a béta-

lactamase negative and ampicillin resistant strain.

JC.2002; 40 (3): 1063-1066.

43- KHemire. H., Smaoui. H., et al.

Etude de la sensibilité aux antibiotiques de 80 souches de Moraxella catarrhalis

isolées à l’hôpital d’enfants de Tunis.

Pathologie biologie. 2008; 56 (3): 158-161.

44- Kielhbauch J. A. , Hannett G. E., et al.

Use of the NCCLS guidelines for disk diffusion susceptibility testing in New-

York state laboratories. J. Clin. Microbiol. 2000; 38 (9): 3341-3348.

75

45-Kirk R., Jonathan S. et al.

Indoor air pollution in developing countries and acute lower respiratory

infections children.

Thorax 2000; 55 : 518-532.

46- Larry M. Bush., Charles E.et al.

Infections Haemophilus influenzae et espèces bactériennes apparentées.

Disponible sur le site: www.msdmanuals.com. Consulté le 22/02/17.

47- Mangane M.

Sensibilité aux antibiotiques de streptococcus pneumoniae, streptococcus

pyogenes, Haemophilus influenzea et moraxella catarrhalis isolés d’infections

respiratoires aiguës.

Thèse pharm. Dakar année 2004, N° 74.

48- Marie-line barbet.

Virulence et résistance des infections à pneumocoques.

Option/ Bio. Avril 2011 ; 22(453) : 11-13.

49 –Maria Rosarie A., Hamish M.

Molecular epidemiology of macrolide resistance in beta-hemolytic streptococci

of lancefield groups A, B, C and G and evidence for a new mef element in group

G streptococci that carries allelic varients of mef and msr (D).

Journal of antimicrobial chemotherapy. 2006; 57: 443-449.

76

50- Michael J., Cassie A., et al.

Characterization of the Moraxella catarrhalis Opa-Like Protein, OlpA, Reveals a

Phylogenetically Conserved Family of Outer Membrane Proteins.

J. Bacteriol. 2007; 189(1): 76-82.

51- Moraxella catarrhalis. Disponible sur le site :

http://umr5558_mq1.univ_lyon.fr/moinwiki/deslyon/moin.cgi/FichesBact_e9rie

s/Moraxellacatarrhalis. Consulté le 21/04/17.

52- Muhammed.S., MBBS. And al.

Otitis media treatment and management. Disponible sur le site:

https: //emedicine.medscape.com/article994656-treatement. Consulté

23/03/2017.

53- M.YOBOUET N’guessane H.

Analyse des déterminants socio-économiques du recours aux soins chez les

enfants de moins de 5ans du district sanitaire de Saint-Louis au Sénégal.

Mém. éco. Santé. CESAG : 2012.

54- Nagai K., Davies T. A., et al.

Activities of a new Fluoroketolide, HMR-3787, and its (des) - fluor derivate

RV-64399 compared to those of telithromycin, erythromycin, azithromycin,

clarithromycin and clindamycin againts macrolide – susceptible or macrolide-

resistant Streptococcus pneumoniae and Streptococcus pyogenes. Antimicrob.

Agents. Chemother. 2001 ; 45 (11) : 3242-3245.

77

55- Offredo C., Gehanno P., et al.

Epidémiologie de la flore naso-pharyngée au cours des otites moyennes aiguës

de l’enfant de décembre 2000 à mars 2001.

Med. et maladies infectieuses. 2003; 33 (2): 93-103.

56- Organisation Mondiale de la Santé.

Statistiques sanitaires mondiales 2011.

Partie 1. Objectifs pour un développement durable liés à la santé page 14.

57- Organisation Mondiale de la Santé.

Principes de bases de la lutte contre les infections respiratoires aiguës chez les

enfants des pays en développement. Déclaration commune OMS/FISE.

O.M.S Genève 1986.

58- Pinar A., Yenisehirli G., et al.

Molecular epidemiology of penicillin-resistant Streptococcus pneumoniae in a

University Hospital, Ankara, Turkey.

Clin.microb.infect.2004; 10(8): 718-723.

59- Programme Mondial de Vaccination.

Position de l’OMS sur les vaccins conjugués anti-Haemophilus influenzae type

b.

Relevé épidémiologique n°10; 2006: 64-68.

60- Robert. W., Assimoula. E., et al.

Epidemiology of invasive Haemophilus influenza Disease, Europe, 2007-2014.

March 2017; 23(3): 266-270.

78

61- RESISTANCE BACTERIENNE AUX ANTIBIOTIQUES. Disponible

sur le site:

http://nosobase.chulyon.fr/recommandations/cclin_arlin/cclinSudEst/2010_Resis

tanceAntibiotiques_CClinSE.pdf. Consulté le 20/04/17.

62- Sarr E.

Les déterminants de virulence des souches d’Haemophilus influenzae non B à

l’origine d’infections respiratoires.

Thèse pharm.2002 N°71.

63- Sarr N.

Etude de la sensibilité des souches de Streptococcus pyogenes dans les

infections respiratoires.

Thèse pharma 2006 n°51.

64- Sarr T. épouse Diandy.

Algorithmes d’identification des staphylocoques à coagulase négative et des

streptocoques non groupables.

Thèse Pharm. Dakar, 2004, n°84.

65- Sauermann R., Gattringer R.et al.

Phenotype of macrolide resistant of group A streptococci isolated from

outpatient in Bavaria and succetibility to 16 antibiotiques.

J. antimicrob. Chemother., 2003 ; 51(1) : 53-57.

79

66-Serge G., Henri P., et al.

Aspects cliniques, diagnostiques et thérapeutiques des infections: Moraxella

catarrhalis.

Cas Clinique en médicine générale. Médecine sciences. 2011 ; 2 : 24.

67- Trémolières F.

Épidémiologie microbienne des infections respiratoires basses actualités.

Médecine et Maladies Infectieuses. Novembre-décembre 2006 ; 36(11-12) : 546-

554.

68- Vachée A., Meunier D., et al.

Sensibilité aux antibiotiques chez les Streptocoques et les Enterocoques :

données de l’Onerba. Pathologie Biologie. Mai 2009 ; 57 (3) : 240-244.

69- Varon E., Gutmann L. Epidémiologie de la résistance aux antibiotiques

des pneumocoques. Rev Med Suisse 2004; 0. 23719.

70- Voies aériennes supérieures. Disponible sur le site :

Http:/fr. wikipédia.org/wiki/image : voies aériennes supérieure.png

Consulté le 23/03/2017.

71- Voies aériennes inférieures. Disponible sur le site

Http:/fr. wikipédia.org/wiki/image : voies aériennes inférieures.png

Consulté le 24/03/2017.

Annexes

ANNEXE1

Réalisation de la technique E-test

Préparation de l’inoculum

L’inoculum est préparé en réalisant une suspension de colonies viables obtenues

à partir d’une culture pure dans un bouillon MH (pour Streptocoques et

Moraxelles) ou dans de l’eau physiologique (Haemophilus influenzae).

La suspension est calibrée à l’échelle 0,5 Mac Farland.

Ensemencement

Les géloses utilisées ont été choisies en fonction des exigences de chaque

germe. L’ensemencement a été fait par écouvillonnage

ANNEXE2

Antibiogramme standard

Mode opératoire

Préparation de l’inoculum

Celui-ci est préparé en réalisant une suspension d’une ou de deux colonies

obtenues à partir d’une culture jeune (15 à 24 heures) pour Streptococcus

pyogènes et Moraxella catarrhalis.

Haemophilus influenzae et Streptococcus pneumoniae ont été testées en même

temps que les souches de contrôle de qualité.

Le premier jour, les souches de H. influenzae isolées et H. influenzae ont été

repiquées sur gélose au chocolat et incubées à 37°C sous 5% de CO2 pendant 20

à 24 heures.

Les souches de Streptococcus pneumoniae ainsi que la souche de contrôle

ATCC 49619 ont été repiquées sur gélose au sang agar et incubées à 5% de CO2

pendant 16 à 18 heures.

La suspension est calibrée à l’échelle 0,5 de la gamme Mac Farland.

Ensemencement et application des disques

Il a été fait par écouvillonnage. Les géloses utilisées ont été choisies en fonction

des exigences des espèces à tester : gélose au sang agar pour Streptococcus

pneumoniae, Gélose au sang de mouton pour Streptococcus pyogènes, GSC

polyvitex pour Moraxella catarrhalis et gélose HTM pour Haemophilus

influenzae.

Les boîtes ont été incubées à 37°C sous 5% de CO2 pendant 18 à 24 heures; 20

à 24 heures pour S. pneumoniae et 16 à 18 heures pour H. influenzae. Les

disques d’antibiotiques ont été appliqués à la surface de la gélose à l’aide d’une

pince en appuyant légèrement.

ANNEXE3

Méthode de diffusion sur milieux gélosé :

Mode opératoire :

Cette méthode utilise un appareil dénommé "Inoculateur multipoint" qui permet

de déterminer la CMI d'un antibiotique incorporé à différentes concentrations

dans la gélose de culture.

Cet appareil effectue sur la gélose un dépôt de la suspension bactérienne qui,

après 24 à 48 heures à l'étuve à 37°C, donne la CMI en comparant avec les

cultures des autres boîtes de Pétrie.

Il est plus aisé de commencer par la plus petite concentration d'antibiotique.

La valeur de la CMI va donc correspondre à la première boîte dont le dépôt n'a

pas donné de culture.

ANNEXE 4

Technique de la coloration au bleu de méthylène

- verser du bleu de méthylène sur la préparation séchée et fixée

- laisser agir pendant 30 secondes

- laver à l’eau

- sécher entre deux feuilles de papier buvard

- Lire au microscope, à l’objectif 100

ANNEXE5

Technique de la coloration de Gram

- Première phase de coloration : recouvrir la préparation de violet de

gentiane, laissé agir une minute

- Laver au lugol, puis recouvrir la lame de lugol et laisser agir 30

secondes et recommencer cette opération

- Phase de décoloration : laver successivement à l’eau et à l’alcool

jusqu’à ce que le liquide qui s’égoutte soit incolore

- Deuxième phase de coloration : recouvrir la lame de fuschine et

laisser agir 30 secondes

- Laver à l’eau et sécher entre deux feuilles de papier buvard, puis

lire au microscope à l’immersion à l’objectif 100

Interprétation :

Les bactéries colorées en violet sont dites à Gram positif (+)

Les bactéries colorées en rouge sont dites à Gram négatif (-)

Un frottis coloré au Gram à partir d’une colonie a été réalisé.

L’observation au microscope optique à l’objectif 100 avec une goutte d’huile à

immersion a montré des diplocoques Gram positif à forme lancéolée, en flamme

de bougie.

ANNEXE6

Test à la catalase

Technique :

Un frottis à partir des colonies isolées a été réalisé. Ensuite quelques gouttes

d’eau oxygénée (peroxyde d’hydrogène) y sont déposées.

La libération d’oxygène s’est matérialisée par la production de gaz

ANNEXE7

Test à l’oxydase

Technique

-Réactif (à conserver à + 4°C et à l’obscurité)

Solution aqueuse à 1% de chlorhydrate ou d’oxalate de di-méthyl-para-

phénylène diamine dont on imbibera un papier buvard blanc

Ou disques de papier buvard imprégnés de cette substance dans le commerce

-Placer le disque Ox sur une lame porte-objet et l’imbiber avec une goutte d’eau.

Prélever à la pipette boutonnée une parcelle de culture et la poser sur le disque.

La présence d’oxydase entraînera une coloration violette.

Streptococcus pneumoniae est oxydase négative.

ANNEXE8

Test de lyse par les sels biliaires

Technique :

Une ou deux gouttes d’une solution de désoxycholate de sodium à 10% sont

déposées sur une colonie alpha hémolytique. La boîte de Pétri a été incubée à

l’étuve à 35°C pendant deux heures avec le couvercle légèrement entrouvert

pour favoriser l’évaporation du réactif. L’examen de l’endroit où le réactif

déposé a été réalisé au bout de deux heures afin de rechercher la présence ou la

lyse de colonies présumées de Streptococcus pneumoniae. L’hémolyse alpha-

viridans demeure mais la colonie disparaît.

NB : La sensibilité à l’optochine et la lyse par les sels biliaires sont spécifiques

des pneumocoques.

Une suspension du germe isolé a été inondée sur une boîte de gélose au sang.

Après séchage, un disque d’optochine a été appliqué à l’aide d’une pince à la

surface de la gélose. L’incubation se fera à 35°C en atmosphère enrichi de CO2

pendant 18 heures au bout desquelles la présence ou non de zone d’inhibition

matérialisée par un halo clair a été recherché et le diamètre a été mesuré

ANNEXE9

Test de sensibilité à l’optochine

Technique :

Une suspension du germe isolé a été inondée sur une boîte de gélose au sang.

Après séchage, un disque d’optochine a été appliqué à l’aide d’une pince à la

surface de la gélose. L’incubation se fera à 35°C en atmosphère enrichi de CO2

pendant 18 heures au bout desquelles la présence ou non de zone d’inhibition

matérialisée par un halo clair a été recherché et le diamètre a été mesuré.

ANNEXE10

Test d’agglutination au latex (Slidex pneumo kit)

Technique :

Sur deux cercles différents d'une carte d'agglutination, une goutte d'eau

physiologique a été déposée. A l'aide d'une anse de platine, quelques colonies

prélevées ont été mises en suspension dans l'eau physiologique de manière à

obtenir dans chaque cercle une suspension opalescente.

-dans le premier cercle une goutte de latex anti-S.pneumoniae (R1) a été déposé,

et dans le second cercle une goutte de latex témoin (R2),

-la carte a été soumise à un mouvement rotatif pendant deux minutes au

maximum après avoir homogénéisé le contenu de chaque cercle à l'aide de deux

bâtonnets différents.

ANNEXE11

Test de sensibilité à la bacitracine

Technique :

Une culture pure de streptocoques bêta-hémolytiques a été mise en culture de

manière à obtenir une turbidité égale à celle du tube 0,5 de la gamme de Mac

Farland.

L’inoculum est ensemencé sur une gélose au sang et après séchage le disque de

bacitracine a été déposé.

Après 24 heures d’incubation à 35°C en atmosphère riche en CO2, la présence

ou non d’une zone d’inhibition a été noté.

ANNEXE12

Test d’agglutination au latex (Slidex strepto A)

•Préparation de l'extrait

0,4 ml d'enzyme d'extraction ont été introduits dans un tube à essai.

En cas de culture sur milieu solide, deux ou trois colonies ont été prélevées et

mises en suspension dans la solution d'enzyme.

Ce mélange a été incubé à 37°C pendant 10 à 15 minutes.

•Agglutination

Après avoir remis le latex en suspension en agitant énergiquement le flacon:

- Une goutte de la suspension de latex a été déposé dans un cercle d'une

carte d'agglutination ;

- à l'aide d'une pipette Pasteur, une goutte de l'extrait a été prélevée et

déposée à côté de la goutte de latex. Avec un bâtonnet, les deux gouttes ont été

mélangées de manière à répandre la suspension à la surface du cercle ;

- la carte a été agitée suivant un mouvement rotatif pendant deux

minutes au maximum.

ANNEXE 13

Mise en évidence du phénomène de satellitisme

Mode opératoire

Sur une boîte de gélose au sang de cheval,

- Faire une strie avec une souche viable de Staphylococcus aureus de

24 heures

- Ensemencer en stries serrées, la souche à étudier sur toute la boîte

de gélose au sang

de cheval

- Incuber 24 à 48 heures à 37°C sous une atmosphère à 5% de CO2

Lecture :

Les Haemophilus dépendants du facteur V se développent autour de la strie de

staphylocoques, alors que sur le reste de la boîte, on n’observe pas de culture.

Il peut s’agir de Haemophilus influenzae ou de Haemophilus parainfluenzae.

Un recoupement avec les résultats de la mise en évidence de l’exigence en

facteur X et ou V permet le diagnostic différentiel entre Haemophilus influenzae

et Haemophilus parainfluenzae.