notions générales
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Notions générales
Auteur : Bruno Flamand, IUT de Dijon
COURS DE
PARASITOLOGIE
DUT ABB
NOTIONS GENERALES DE PARASITOLOGIE
Parasitisme: mode d’association permanente ou temporaire de 2 êtres vivants , l’hôte et le parasite, dont un seul, le parasite, tire bénéfice. L’association est plus ou moins néfaste à l’hôte.
Cycle évolutif: suite inéluctable de transformations, se déroulant dans un ordre précis, que doit subir un parasite pour passer d’une génération à la suivante, avec ou sans passage par le milieu extérieur.
Cycle direct-parasite monoxène: évolution parasitaire chez un seul hôte
Cycle indirect-parasite hétéroxène: évolution parasitaire chez plusieurs hôtes successifs
Ectoparasites: peau,cavités accessibles
Endoparasites: cavités profondes, tissus
Hôte définitif: héberge forme adulte et multiplication sexuée
Hôte intermédiaire: héberge forme larvaire et multiplication asexuée
Quelques maladies parasitaires humaines et leurs agents:
Helminthiases (vers)
Oxyurose: Oxyure Ascaridiase: Ascaris
Téniase: Taenia
Distomatoses: Douves Bilharzioses: Schistosomes
Onchocercose et Filarioses lymphatiques: Filaires
Protozooses (unicellulaires)
Paludisme: Plasmodiums
Amibiase: Amibe Entamoeba histolytica
Toxoplasmose: Toxoplasma gondii
Leishmanioses: Leishmania
Maladie du sommeil: Trypanosome
Parasitoses intestinales et/ou hépatiques,…:
Oxyurose, Ascaridiase, Trichocéphalose, Taeniase, Bothriocéphalose, Echinococcose, Distomatose, Bilharziose, Amibiase, Giardiase, Cyclosporose, Cryptosporidiose, Isosporose, …
Parasitoses uro-génitales: Trichomonase,…
Parasitoses pulmonaires: Pneumocystose,…
Parasitoses sanguines, ou lymphatiques, ou du système phagocytaire:
Paludisme, Trypanosomiases, Leishmanioses, Toxoplasmose, Filarioses
EXTRAIT DE LA CLASSIFICATION DES PARASITES HUMAINS
Embranchement Apicomplexa
Classe Sporozoasida
Plasmodiums
Toxoplasma gondii*
Sarcocystis hominis*
Tsospora belli*
Cryptosporidium parvum *
Cyclospora cyanetensis
Emb. Sarcomastigophora
Classe Lobosasida
Entamoeba histolytica*
Amibes non pathogènes*
Classe Zoomastogophorasida
Trypanosoma brucei
Trypanosoma cruzi
Leishmania*
Giardia intestinalis*
Chilomastix mesnili*
Trichomonas vaginalis*Emb. Ciliophora
Balantidium coli*
PROTOZOAIRES
*parasitoses autochtones: trouvées en France, en région tempérée…
Emb. Microspora
Encephalitozoon *
METAZOAIRES
Espèces Ovipares
Trichuris trichura*
Entérobius vermicularis*
Ascaris lumbricoides*
Ankylostoma duodenale*
Necator americanus*
Strongyloides stercoralis*
Toxocara canis/cati*
Espèces Vivipares
Trichinella spiralis*
Wuchereria bancrofti
Brugia malayi
Loa Loa
Onchocerca volvulus
Dracunculus médinensis
Embranchement Némathelminthes
Classe Nématodes
METAZOAIRES
Classe Trématodes (non segmenté)
Fasciola hépatica*
Dicrocoelium dendriticum
Clonorchis sinensis
Schistosoma
Classe Cestodes (segmenté)
Taenia saginata*
Taenia solium
Diphyllobothrium latum*
Hymenolepsis nana*
Echinococcus granulosus*
Echinococcus multilocularis*
Embranchement Plathelminthes
METAZOAIRES
Embranchement Arthropodes
Classe Insectes
Ordre des Anoploures
Pediculus corporis
Pediculus capitis
Ordre des Hémiptères
Cimex lectularius
Triatoma megista
Rhodnius prolixus
Ordre des Siphonaptères
Pulex irritans
Xenopsylla cheopsis
Ordre des Diptères
Anophèles
Phlebotomus
Glossina palpalis
COPROLOGIE PARASITAIRE
•Interrogatoire du patient indispensable: origine géographique, voyage, immuno-dépression, signes cliniques,…
•Prélèvement des selles:
-2 à 3 fois sur quelques jours (rareté parasitaire, émission discontinue d’éléments parasitaires)
-éviter alimentation riches en résidus (légumes verts, secs, fruits)
-transport rapide au labo
-si examen différé, fixation du prélèvement (eau formolée, milieu de conservation MIF)•Examen parasitologique:
-macroscopique des selles
-microscopique direct
-microscopique après techniques de concentration classique
-microscopique après techniques spéciales selon renseignements
COPROLOGIE PARASITAIRE
•Examen macro:
-aspect selles (dures, moulées, molles, pâteuses, liquides)
-couleur, présence de sang ou glaires
-présence d’éléments nutritionnels
-présence de parasites macroscopiques (vers ou fragments de vers: anneaux Ténia, ascaris, oxyures…)
•Examen micro (x10 et x40) :
-œufs ou larves de vers helminthes
-kystes ou forme végétative de protozoaires
-en NaCl 9g/L ou en Lugol
-coloration MIF (Merthiolate-Iode-Formol): fixation et conservation
TECHNIQUES DE CONCENTRATION ou D’ENRICHISSEMENT
But: obtenir à partir d’une grande quantité de selles, les éléments parasitaires (oeufs, larves, kystes) trop rares à l’examen direct dans un faible volume.
#Techniques physiques de sédimentation ou de flottation:
-Méthode de Faust,Ingalls (œufs Schistosoma,Ascaris, larves anguillule)
Diluer 5g de selles dans 300 ml d’eau glycérolée à 0,5%, Réaliser 3 sédimentations successives –1H, 45min., 30min.-en verre à pied, en jetant le surnageant , et Examiner le culot de sédimentation.
-Méthode de Willis (œufs Ankylostoma, Hymenolepsis)
Diluer les selles au 1/10 dans NaCl saturé (25%), filtrer sur chinois, verser la solution dans un tube à essai pour former un ménisque bombé, placer une lamelle dessus pendant 5 min., retirer la lamelle et déposer sur lame, observer rapidement avant cristallisation.
#Techniques physico-chimiques ou diphasiques (bonne techniques de concentration de tous les oeufs et kystes)
-MIF Concentration
Diluer les selles au 1/10 dans solution MIF, tamiser sur chinois, ajouter 10 ml de filtrat et 4 ml d’éther dans un tube à centrifuger, agiter énergiquement, laisser reposer 2 min., centrifuger 1min. à 1700 rpm
Après centrifugation 4 couches superposées, éther lipidique, résidus lipophiles, solution de dilution, et culot à examiner.
Retourner rapidement le tube, ajouter une goutte de NaCl 9g/L au culot, et examiner entre lame et lamelle.
-Technique de Ritchie
Diluer 3 g de selles dans 10 vol. de NaCl 9g/L, tamiser sur chinois, laisser sédimenter qq sec., centrifuger, éliminer le surnageant, et resuspendre le culot dans NaCl 9g/L. Recommencer cette opération jusqu’à obtention d’un surnageant clair, reprendre alors le culot dans formol à 10% en NaCl, laisser reposer, agiter énergiquement, ajouter 3 ml d’éther, centrifuger 2min à 1500 rpm, éliminer le surnageant, examiner le culot entre lame et lamelle
TECHNIQUES SPECIALES et COLORATIONS SPECIALES
-Méthode de Baermann et Lee modifiée: recherche larves d’anguillules
grâce à la propriété d’hydro-thermo-tropisme positif des larves
-Scotch-Test de Graham: mise en évidence œufs d’oxyures
-Numération des œufs: permet parfois d’apprécier le degré d’infestation par les vers adultes
-Culture de protozoaires: amibes et flagellés
-Coloration de Ziehl-Neelsen-Henriksen-Pohlenz: mise en évidence des oocystes de Cryptosporidium
-Coloration de Weber modifiée: recherche des microsporidies
AUTRES EXAMENS PARASITOLOGIQUES
•Urines œufs de Schistosoma haematobium (et parfois S.mansoni)
forme végétative Trichomonas vaginalis (coloration MGG)•LBA Pneumocystis carinii (coloration Gomori-Grocott)
Toxoplasma gondii (coloration Giemsa modifié)
Cryptosporidium (coloration Ziehl-Neelsen modifiée, IF acridine orange)
•Prélèvement génito-urinaire Trichomonas vaginalis (MGG)
•Moelle osseuse, ganglions, suc dermique Leishmania (MGG)
EXAMEN PARASITOLOGIQUE DU SANG
Principaux parasites recherchés: Plasmodiums, Microfilaires sanguicoles, Trypanosomes.
•Examen direct: mobilité des Trypanosomes et Microfilaires
•Frottis sanguin avec coloration MGG ou Giemsa
•Goutte épaisse colorée au Giemsa
ANALYSES IMMUNOLOGIQUES PARASITAIRES
• Toutes les techniques: IFI, ELISA, Agglutination, Immunodiffusion,
soit pour la recherche d’Ag parasitaires, soit pour la sérologie
Moins pratiqués mais existants, et indispensables (et parfois seule méthode de diagnostic) pour certaines parasitoses (Ex: sérologie toxoplasmose)
ANALYSES de BIOLOGIE MOLECULAIRE
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