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Agence universitaire de la francophonie (AUF)
Bureau Moyen- Orient
UNIVERSITE LIBANAISE (UL)
UNIVERSITE SAINT- JOSEPH (USJ)
UNIVERSITE SAINT- ESPRIT DE KASLIK (USEK)
et
INSTITUT NATIONAL AGRONOMIQUE PARIS- GRIGNON (INA P- G)
en partenariat avec
L'INSTITUT DE RECHERCHES AGRONOMIQUES LIBANAIS (IRAL)
L'INSTITUT NATIONAL DE LA RECHERCHE
AGRONOMIQUE-France (INRA)
Mémoire de Diplôme d'Etudes Approfondies (DEA)
CONTRÔLE ET GESTION DE LA QUALITE
« application à l'agroalimentaire »
Présenté par : Diana GHATTAS
Effectué à : L'IRAL
Directeur de mémoire : M. Ali BASSAL
Membres de Jury : M. Christian DUCAUZE
Mme. Dalida CHOUBAYA DARAZY
M. Gérard PASCAL
M. Michel AFRAM
M. Rachad SALIBA
Mlle. Yolla GHORRA
Valorisation des margines par digestion anaérobie
2004
iii
Dédicaces
A ceux qui m'ont tout donné sans rien en retour
A ceux qui m'ont encouragée et soutenue dans
mes moments les plus difficiles
Et ceux à qui je dois tant
A mes chers parents pour leur amour et leur
support continu
Que ce travail soit le témoignage sincère et
affectueux de ma profonde reconnaissance pour
tout ce que vous avez fait pour moi
iii
REMERCIEMENTS
Je tiens à remercier avec sincérité:
Dr. Ali BASSAL, qui m'a attribué beaucoup de son temps. Je le remercie
pour l'aide qu'il m'a apporté pour guider ce travail.
Mesdames et Messieurs, Christian DUCAUZE, Dalida CHOUBAYA
DARAZY, Gérard PASCAL, Michel AFRAM, Rachad SALIBA et Yolla
GHORRA, membres de jury, d'avoir accepté de juger ce travail.
Enfin, merci à toute personne qui a pu, de près ou de loin, contribuer à
l'accomplissement de ce travail.
iii
RESUME
Les eaux de végétations ou margines résultantes de l’extraction d’huile d’olive,
constituent le problème majeur de l’oléiculture à cause de leur pouvoir polluant (riches en
matières organiques et minérales) et leur pH acide.
Le but de cette étude porte sur la valorisation des ces margines en présence du fumier
de bovins ou de volailles par fermentation anaérobique en vue de produire un biogaz et de
réduire leur effet toxique.
Des essais ont été effectués en fermentant des margines avec et sans polyphénols en
présence des fumiers de volailles ou de bovins à deux températures différentes (42ºC et
52ºC).
Le pouvoir de ce traitement est évalué par une mesure de biogaz produit et par une
détermination des différents paramètres physico-chimiques du milieu de fermentation (pH,
DCO, N-NH3 et polyphénols).
Les résultats obtenus ont montré que le pH diminue au cours de la fermentation à
42ºC et augmente au cours de la fermentation à 52ºC.
La réduction la plus importante de demande chimique en oxygène (DCO) (de 407,68
à 192,08 g/l) a été obtenue au cours du traitement des margines en présence du fumier de
volailles à 42ºC ainsi que la dégradation la plus élevée de taux de polyphénols totaux
(de10,62 à 1,45 g/ mL) a été obtenue en présence du fumier de bovins à 52ºC.
La production de biogaz la plus importante est de l’ordre de 366,8 mL, elle est
obtenue au cours d’une fermentation pendant une semaine en présence du fumier de bovins
à 42ºC.
Mots cl és:
Margines; digestion anaérobie; fumier; production de gaz; polyphénols; température; pH.
iii
ABSTRACT
The olive mill waste waters (OMWW) generated from olive oil extraction process
constitutes a major environmental concern since they are characterized by their role as
pollutant (high organic and mineral matters) and their pH acid.
The aim of this study was to valorize OMWW by anaerobic fermentation in the
presence of poultry or bovine manure, in order to produce biogas and to reduce their toxic
load.
Many tests were carried out by fermenting OMWW with and without polyphenols in
the presence of poultry or bovine manure at two different temperatures (42ºC and 52ºC).
The performance of this treatment was valuated through measurements of biogas
production and by the determination of different parameters of fermented media (pH, COD,
N-NH3 and polyphénols).
The results obtained show that the pH decreased during fermentation at 42ºC and
increased during fermentation at 52ºC.
The best reduction of chemical oxygen demand (COD) (from 407,68 to 192,08 g/l)
was obtained after fermentation OMWW in the presence of poultry manure and the most
important degradation of polyphenols (from 10,62 to 1,4 g/mL) was obtained in the
presence of bovine manure at 52ºC.
Furthermore the gas production is important, order of 366,8 mL by fermentation
during one week in the presence of bovine manure at 42ºC.
Key words:
Olive mill waste waters; anaerobic digestion; manure; gas production; polyphenols;
temperature, pH.
iii
TABLE DES MATIERES
LISTE DES FIGURES ……………………………………………. viii
LISTE DES TABLEAUX …………………………………………. viii
INTRODUCTION ………………………………………………… 1
CHAPITRE I: PROBLEMATIQUE ……………………………... 3
I.1. Composition et caractéristiques physico-chimiques de la margine … 3
I.2. Effets des margines sur l’environnement …………………………… 3
I.2.1.Pollution de l’air …………………………………………………... 3
I.2.2. Pollution des eaux ……………………………………………….. 3
I.2.3. Pollution du sol ………………………………………………….. 4
I.3. Valorisation des margines ………………………………………….. 4
I.4. La digestion anaérobie ou méthanisation des margines …………. 5
I.5. Les étapes métaboliques ……………………………………………. 6
I.5.1. Hydrolyse et acidogénèse ……………………………………….. 6
I.5.2. Acétogénèse ……………………………………………………... 6
I.5.3. Méthanogénèse ………………………………………………….. 6
I.6. Paramètres influençant la digestion anaérobie ……………………. 7
I.6.1. La nature du substrat ……………………………………………… 7
I.6.2. Les polyphénols …………………………………………………… 7
I.6.3. La température ……………………………………………………. 7
I.6.4. Le pH ……………………………………………………………… 8
I.6.5. La Flore bactérienne ………………………………………………. 8
I.6.5.1.Origine et nature de l’inoculum ………………………………… 9
I.6.5.2.Les organismes dans l’inoculum ……………………………...... 9
I.7. Atouts et contraintes du traitement anaérobique ……………………. 10
iii
CHAPITRE II: MATERIELS ET METHODES GENERAUX ……. 12
II.1. Support expérimental ………………………………………………….. 12
II.1.1. Matières premières ………………………………………………… 12
II.1.1.1. Margine ……………………………………………………. 12
II.1.1.2. Fumier ……………………………………………………… 12
II.1.2. Produits chimiques ………………………………………………….. 13
II.2. Appareillage …………………………………………………………….. 13
II.3. Extraction des polyphénols de la margine …………………………….. 15
II.3.1. Traitement de la margine …………………………………………… 15
II.3.2. Extraction à l’acétate d’éthyle ……………………………………… 16
II.4. Analyses chimiques ……………………………………………………… 16
II.4.1. Mesure de pH ………………………………………………………. 16
II.4.2. Détermination de la demande chimique en oxygène (DCO) ……….. 16
II.4.3. Dosage de l’azote par Kjeldahl ……………………………………… 17
II.4.4. Extraction et Dosage des polyphénols totaux ……………………….. 18
II.4.4.1. Préparation de l’échantillon ………………………………….. 18
II.4.4.2. Extraction à l’acétate d’éthyle ………………………………... 19
II.4.4.3. Dosage des polyphénols totaux par colorimétrie ……………... 19
CHAPITRE III: RESULTATS ET DISCUSSION …………………….. 20
III.1. Digestion anaérobie des margines ………………………………………… 20
III.2. Source de l'inoculum ………………………………………………………. 21
III.3. Fermentation de la margine en présence du fumier ……………………... 22
III.4. Influence des polyphénols …………………………………………………. 23
III.5. Influence du taux de fumier ……………………………………………….. 25
III.6. Influence de la température ……………………………………………….. 26
CONCLUSION ……………………………………………………………. 28
ANNEXES …………………………………………………………………. 30
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES …………………………………32
iii
viii
LISTE DES FIGURES
Figure 1: Appareillage utilisé lors de l’étude…………………………………………… 13
Figure 2: Evolution de la quantité du méthane en présence du fumier de volailles
seul et du fumier de bovins seul à T=42°C…………………………………... 22
Figure 3: Influence du fumier (bovins et volailles) sur la productivité en gaz
à T=42°C ……………………………………………………………………. 23
Figure 4: Influence des polyphénols en présence du fumier de volailles à T=42ºC……. 24
Figure 5: Influence des polyphénols en présence du fumier de bovins à T=42ºC……… 25
Figure 6: Influence de taux du fumier de bovins sur la production en méthane
à T=42ºC et T=52ºC………………………………………………………….. 25
Figure 7: Evolution de la productivité en gaz en présence du fumier de bovins à
T=42ºC……………………………………………………………………….. 26
Figure 8: Evolution de la productivité en gaz en présence du fumier de bovins
à T=52ºC……………………………………………………………………… 27
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1: Caractéristiques des margines utilisées avant et après fermentation
à T=42ºC en présence du fumier de volailles………………………............. 20
Tableau 2: Caractéristiques des margines utilisées avant et après fermentation
à T=42ºC en présence du fumier de bovins…………….................................. 20
Tableau 3: Caractéristiques des margines utilisées avant et après fermentation
à T=52ºC en présence du fumier de bovins……...…………………………... 21
INTRODUCTION
Les margines sont obtenues lors de l’extraction de l’huile d’olive, à partir de l’eau de
fruit et de l’eau ajoutée au cours de broyage et de séparation.
La qualité et la quantité des margines dépendent de l’opération d’extraction d’huile d’olive,
elles sont aussi influencées par la variété d’olive, la saison de cueillette, le taux de
maturation des fruits et les conditions climatiques (Fiorentino et al., 2003).
On estime généralement qu’un kg d’olive fournit 1 à 1,5 litres de margines (Léger,
1999); en fonction de système d’extraction utilisé.
Le volume de ces effluents est en progression continuelle. La production d’huile
d’olive dans le monde atteint les 2.500.000 tonnes par an (FAO, 2003) ce qui équivaut à
3.750.000 litres d’eaux de végétations.
Au Liban, la production des margines augmente au cours des années, à cause de
l’augmentation progressive de la superficie cultivée de l’olivier qui est passée de 50 à 51 ha
(selon le Ministère de l'agriculture, 1999).
Dans le bassin méditerranéen (Grèce, Italie, Liban, Syrie, Portugal, Espagne, Tunisie,
Turquie), les quantités des margines produites dépassent 30 millions m3 par an (Zouari et
Ellouz, 1996).
Les margines sont caractérisées par une concentration élevée en sucres, lipides,
protéines, acides, polyphénols et en matière organique (Camurati et al., 1984).
Alors, une fois rejetées sans avoir subi des traitements préalables, ces margines auront un
impact négatif sur l’environnement, dû à leur pouvoir d’inhiber le développement des
plantes et de certains microorganismes (Filidei et al., 2003).
La phytoxicité des margines est attribuée à la présence des lipides et des polyphénols
(Hamdi, 1993).
Ainsi la fermentation anaérobique est l’un des principaux traitements permettant de
réduire le contenu des margines en matières organiques, en substances toxiques, et de
générer, en même temps, de l’énergie sous forme de biogaz, utilisée pour la production de
l’électricité et de la chaleur (Angeldaki et al., 1997).
Introduction
Cette fermentation anaérobique a été l’objectif de travail de plusieurs auteurs. Elle a
permis une réduction de la DCO (demande chimique en oxygène) approximativement de
80% (Tsonis et Grigoropoulos, 1993).
Toutefois, ce processus semble être instable à cause de l’effet inhibiteur des
polyphénols (Beccari et al., 1999), du déficit en ammoniaque (Ranalli et al., 1998) et de la
faible alcalinité des margines (pH varie entre 4,5 et 5).
Pour surmonter ces problèmes, plusieurs solutions ont été suggérées:
- l’une était de diluer la margine par de l’eau et d’ajouter de l’urée comme source d’azote
(Boari et al., 1984a, b). Cette démarche génère des volumes d’effluents plus grands ce qui
n'est ni économique, ni écologique.
- l’autre solution était de codigester ensemble margine et fumier (Angeldaki et al., 1997).
Dans ce processus l’alcalinité et le contenu élevé d’ammoniaque offert par le fumier,
compense les faibles valeurs de la margine et contribue, en même temps, à la production de
biogaz à potentiel élevé (Ghougassian, 2000).
Ainsi, le présent travail traite "la fermentation anaérobique des margines en présence
du fumier" en vue d’évaluer, à l’aide des tests expérimentaux, l’efficacité de ce processus à
réduire l’effet nuisible de la margine.
2
Introduction
CHAPITRE I
PROBLEMATIQUE
I.1. Composition et caractéristiques physico-chimique de la margine
(Rivas et al., 2000)
La margine est un liquide légèrement acide (pH = 4,5 à 5), de couleur violet foncé
intense qui vire vers le noir; d’odeur forte de l’huile d’olive, de goût amer, de degré élevé
de pollution organique (protéines, lipides, glucides et polyphénols peu biodégradable); de
demande chimique en oxygène: DCO > 220 g/L avec un rapport de DCO/DBO entre 2,5 et
5 (donc difficilement dégradable); et de concentration élevée de matière solide totale (ST)
20 g/L (cf. Annexe 1).
I.2. Effets des margines sur l’environnement (Lacomelli, 2000)
Le rejet des margines des industries productrices d’huile d’olives est un problème
majeur surtout pour les pays du bassin méditerranéen du fait qu’elles renferment une
fraction organique importante.
I.2.1. Pollution de l’air
Les mauvaises odeurs posent des problèmes de pollution de l’air par le taux élevé
d’ammoniaque et d’autres gaz produits lors du traitement des ces effluents.
I.2.2. Pollution des eaux
Les résidus métalliques et organiques, la demande biologique et chimique en
oxygène constituent une source de pollution de l’eau qui se transmet vers les eaux
souterraines et superficielles du globe terrestre (Fiorentino et al., 2003) puisque les
margines sont le plus souvent rejetés dans les récepteurs naturels des cours d’eau, sans
aucun traitement préalable, ce qui empêche ces eaux de s’autoépurer.
En effet les margines contiennent des concentrations élevées en phosphores et en tannins,
en plus, une large quantité de nutriments:
3
Introduction
- Les phosphores accélèrent le développement des algues et augmentent la probabilité d’une
eutrophisation entraînant un déséquilibre écologique dans les eaux naturelles.
- La présence des tannins, provenant de l’olive et se trouvant dans les margines, provoque
une décoloration de ces eaux.
- Alors que, les nutriments entraînent une augmentation des microorganismes qui infectent
les eaux et les rendent dangereuses pour la vie aquatique.
De plus, la margine contient des quantités élevées de sucres et de lipides. Les sucres
provoquent une augmentation de la population microbienne, par conséquent une
augmentation de la consommation d’oxygène dissout, donc une réduction de sa
disponibilité pour d’autres organismes vivants. Les lipides forment un film imperméable,
ce qui empêche la pénétration des rayons lumineux et de l’oxygène.
I.2.3. Pollution du sol
Les composés phénoliques, les acides organiques, le pigment catécholamélaninique
et la haute salinité (conductivité élevée) peuvent causer des effets phytotoxiques sur les
oliviers (F.A.O, 1983); ils provoquent une diminution de la matière sèche en diminuant la
disponibilité de l'azote, en plus de leur toxicité pour certains micro- organismes (Filidei et
al., 2003)
Les acides, les éléments minéraux et les substances organiques aboutissent à une
destruction de la capacité d’échange cationique du sol (CEC), par suite, une réduction de la
fertilité du sol.
I.3. Valorisation des margines
Malgré les problèmes posés par les margines sur l'environnement, ces dernières
peuvent être valorisées en subissant des traitements préalables permettant de produire des
sous produits présentant des rôles bénéfiques diverses:
- Les huileries fonctionnent généralement dans des zones rurales et d'une manière
saisonnière, alors il paraît utile de déverser les margines dans des bassins pour
l'élimination par évaporation (Javier Bentiez, 1997a).
4
Introduction
- Les substances organiques et les polyphénols peuvent être éliminés par un traitement
aérobique (Aggelis et al., 2001)ou par extraction (Nefzaoui, 1999).
- Les polymères phénoliques colorés sont dégradés en monomères par des moisissures
diverses (Yesilada et al., 1998): on parle de la décoloration.
- L'ozonation permet de réduire le contenu des margines en polyphénols afin de les utiliser
dans l'un des traitements de fermentation (Beltran et al., 1999).
- Pour diminuer la DCO et les concentrations en polyphénols, l'adsorption- qui est une
liaison entre les composés dissous (adsorbés) sur la surface d'une matière solide
(adsorbant), tels que le charbon actif (Improlive, 2000), ou l'argile inactivé (Al-Malah,
2000)- est l'un des traitements utilisés.
- L'un des principaux traitements, celle de "la fermentation anaérobique des margines", sera
développé dans ce travail. Ce processus est une bioconversion transformant la matière
organique des margines en biogaz (méthane 60% à 75%) et anhydride de carbone (17.5%),
(Mossa, 2000).
De même une perte plus importante en DCO, matières organiques et polyphénols
peut être atteinte par une combinaison d'une ozonation avec une digestion anaérobique
(Andreozzi et al., 1998) ou d'une digestion aérobique avec une autre anaérobique (Borja et
al., 1994).
Le but de la plupart de ces traitements, est de réduire le contenu des margines en
matières organiques et en polyphénols, par suite l'obtention des effluents moins toxiques
utilisables comme fertilisants.
I.4. La digestion anaérobie ou méthanisation des margines
La fermentation méthanique se déroule naturellement en anaérobiose, dans les
milieux pauvres en sulfates et nitrates et de faible potentiel redox (Couturier et Galtier,
2004). Elle est l’œuvre d’une microflore bactérienne présente comme un bio- film et / ou
des agrégats granulaires dans le milieu de culture (Van Lier et al., 1997).
5
Introduction
La décomposition anaérobie des résidus organiques par les microorganismes
responsables de cette chaîne de transformation produit un mélange de biogaz (Ghougassian,
2000) (cf. Annexe2).
I.5. Les étapes métaboliques (Speece et Parkin, 1983)
La digestion anaérobique est un processus complexe qui se déroule généralement en
4 étapes; les deux premières sont souvent regroupées car effectuées par les mêmes
populations de microorganismes (Couturier et Galtier, 2004).
I.5.1. Hydrolyse et Acidogénèse
Cette première étape est effectuée par un ensemble varié de microorganismes, la
plupart anaérobies strictes. Généralement, l’hydrolyse est le fait d’enzymes extra-
cellulaires (cellulases, hydrolases, amylases, etc) qui libèrent des produits de poids
moléculaire plus faible (monomères) qui vont pénétrer dans la cellule où ils seront dégradés
selon les voies classiques du catabolisme. Ces monomères sont transformés en acides
organiques et alcools avec libération d’ammonium (NH4+); de dioxyde de carbone (CO2) et
d'hydrogène (H2): Acidogénèse (Filidei et al., 2003).
C’est la phase d’hydrolyse qui est souvent l’étape limitante dans la digestion anaérobie. En
effet, la nature biochimique du substrat dépend de la vitesse réactionnelle.
I.5.2. Acétogénèse
C’est pendant cette phase que sont produits, à partir des étapes précédentes, les
principaux substrats de la méthanogénèse: acide acétique (CH3COOH), CO2 et H2. L’acide
acétique est un intermédiaire clé de la transformation de la matière organique dans
l’environnement. De nombreuses bactéries sont capables de faire de l’acétate par
fermentation et sont souvent qualifiés «d’acétogènes».
I.5.3. Méthanogénèse
C’est l’étape finale et spécifique de la fermentation méthanique. Elle conduit à la
réduction du carbone en méthane et elle est réalisée par des microorganismes très
6
Introduction
spécialisés, anaérobies strictes, qui se subdivisent en méthanobactériales, méthanococcales
et méthanomicrobiales.
Il existe deux grandes voies de formation du méthane:
- La voie acétoclastique où l’acide est transformé en méthane:
CH3COOH → CH4 + CO2
- La voie hydrogénophile où c’est le mélange CO2/H2 qui est utilisé:
2H2 + CO2 → CH4 + O2
D’autres réactions existent à partir de différents composés comme le méthanol, l’acide
formique, la méthylamine ou encore le diméthylsulfure.
Ces phases sont étroitement liées mais présentent des cinétiques des réactions différentes.
Selon le substrat de départ, la vitesse globale de transformation dépendra d’une éventuelle
étape limitante.
Comme présentée, la voie principale de formation de méthane provident de l’acétate. Il
existe d’autres voies de formation à partir d’autres substrats (méthanol, formate…) mais
leur importance quantitative est négligeable par rapport aux deux voies précédentes.
I.6. Paramètres influençant la digestion anaérobie
I.6.1. La nature du substrat
La digestion anaérobie est un procédé qui s’applique à des situations extrêmement
diverses: multiplicité des substrats concernés, variétés des procédés industriels, taille et
stade de développement (cf. Annexe 3).
I.6.2. Les polyphénols
La présence des polyphénols dans les margines varient suivant la variété et le degré
de maturité des olives, en plus des procédés d’extraction des huiles d’olives. Ces
polyphénols sont toxiques pour certaines bactéries (Fiorentino et al., 2003), représentent un
effet inhibiteur de la digestion anaérobie (Beccari et al., 1999) d’où la nécessité d’un
prétraitement réduisant la concentration de ces composés.
7
Introduction
I.6.3. La température
La fermentation anaérobie peut se dérouler entre 5 et 65°C. On définit classiquement
trois plages de températures autour d’une valeur optimale relative.
- La zone psychrophile de 4 à 25°C.
- La zone mésophile de 35 à 45°C.
- La zone thermophile de 55 à 65 °C.
La première englobe les fermentations dans les sédiments marins mais également les fosses
septiques. La plus largement étudiée est la zone mésophile.
L’augmentation de la température entraîne une augmentation des vitesses de dégradation,
en particulier de la phase d’hydrolyse, sans influence particulière sur la biodégradabilité ou
le rendement en méthane car les voies métaboliques restent les mêmes jusqu’à 65°C.
I.6.4. Le pH
La gamme des pH permettant un déroulement normal de la fermentation méthanique
est liée aux conditions optimales de vies des microorganismes responsables des différentes
réactions métaboliques.
On observe des différences entre les populations bactériennes. Ainsi les acétogènes sont les
plus sensibles aux variations de pH (optimum de croissance de 7,2), alors que les
méthanogènes peuvent accepter des variations de pH entre 6 et 8. Les bactéries acidogènes
s’adaptent facilement à des pH aux alentours de 4.
Généralement, on considère que les variations doivent être maintenues dans une fourchette
située entre 6,4 et 7,8 pour que les fermentations soient stables.
La régulation du pH est assurée principalement par les bicarbonates (HCO3-)
(Morelli et Rindome, 1990) et dans une faible mesure par les ions phosphates (HPO3-)
(Florencio et al., 1996).
A un pH voisin de la neutralité, la formation des ions HCO3- est principalement due
à l’interaction entre les ions NH4+ provenant de la dégradation des protéines et le CO2
dissous, suivant les réactions :
Protéines → NH3 + H2O → NH4+ + OH-
CO2 + OH- → HCO3-
Ces ions permettent de neutraliser les acides organiques, libérés.
8
Introduction
I.6.5. La Flore bactérienne
Pour maintenir les conditions d'anaérobioses nécessaires au déroulement de la
digestion méthanique, la présence des bactéries anaérobies strictes et méthanogènes est
indispensable. Puisque cette étude porte sur la digestion des margines en présence de
fumier qui, quelque soit sa nature, contient des microorganismes actifs dans les processus
bio-physico-chimiques de digestion des effluents, ainsi que des germes pathogènes et des
parasites.
La variabilité des germes pathogènes et des parasites est un reflet de l’origine et de la
nature de l’inoculum utilisé.
I.6.5.1. Origine et nature de l’inoculum
Plusieurs types d’inoculum de la fermentation méthanique des margines existent,
parmi les plus étudiés, nous pouvons citer:
Des biomasses de margines diluées et neutralisées (Borja et al., 1992b), des margines
fermentées par Aspergillus terrus (Borja et al., 1992a), des margines traitées par H3PO4 et
Ca(OH)2 ou par Ca2CO3 et NH3, des substrats méthanogéniques (margines concentrées et
des eaux industrielles issues d’une digestion aérobie (Filidei et al., 2003), des acétates
riches en Methanosarcina (Demirer et al., 1998), des boues issues d’une digestion
anaérobie (Beccari et al., 1996) ou d’une digestion aérobie (Hamdi et al., 1992) et des
déjections d’élevage comme ceux des porcins (Marques et al., 1998) ou des bovins
(Angelidaki et al., 1997). Cependant, l’action d’un inoculum est liée à sa concentration, sa
richesse en microorganismes méthanogéniques, ainsi qu’aux conditions physico-chimiques
du milieu (pH, temps de séjour et température).
I.6.5.2. Les organismes dans l’inoculum
Vu la nature des effluents, les microorganismes dominants seront :
- Des bactéries anaérobies strictes et facultatives, avec une domination des bactéries Gram+
et un faible pourcentage en Clostridium, enterocoques et streptocoques (Clostridum
botulinum, Clostridum coccoides, Enterococcus, Streptococci et Lactobacilli) (Michael et
al., 2003) et d’autres microorganismes (virus, protozoaires, ...) (Cotta et al., 2003).
9
Introduction
- Des bactéries méthanogéniques dont les espèces présentes sont les Methanothrix
thermoacetophila, Methanosarcina thermophila, Methanobacterium thermoformicium et
Methanosarcina majei. Ces espèces utilisent tous les précurseurs du méthane et jouent un
rôle principal lors d’une fermentation anaérobie (Nozhevnikova et al., 1988).
D’autres facteurs influencent la fermentation anaérobique mais en moindre effet:
- Le potentiel redox qui doit être inférieur à -330 mV pour un développement normal des
méthanogènes (Couturier et Galtier, 2004).
- Pour un bon fonctionnement du métabolisme des méthanogènes, la pression partielle en
hydrogène doit être comprise entre 0,1 et 10 Pa (Dolfing et Tiedje, 1988).
- Pour leurs activités, les micro-organismes ont besoin d’un apport équilibré entre les
différents éléments (C, N, P, S) et les éléments traces intervenant dans les réactions
enzymatiques (minéraux, vitamines) (ASTM, 1987).
- La fermentation anaérobique peut être inhibée par les oxydants (oxygène, nitrate,
sulfate…); les acides gras volatils, les antibiotiques, l’ammoniac, les détergents (Couturier
et Galtier, 2004).
I.7. Atouts et contraintes du traitement anaérobique
Plusieurs auteurs ont développé durant les dernières 20 années des modèles de la
digestion anaérobique (Siergist et al., 1993) mais très peu ont dirigé l'attention sur la
digestion anaérobique en présence du fumier (Angeldaki et al., 1997).
La fermentation anaérobique présente plusieurs avantages, elle permet:
- une réduction des germes présents dans la margine (Filidei et al., 2003).
- une réduction de la matière organique de 80% à peu près (Aveni, 1984).
- une production d'énergie (Ubay et Ozturk, 1997).
- une production d'un bio fertilisant (Georgacakis et Dalis, 1993).
-une diminution de la principale source de nutriments des bactéries pathogènes
(Ghougassian, 2000).
- une diminution des mauvaises odeurs produites (Ghougassian, 2000).
10
Introduction
Ces désavantages portent sur son processus qui:
- est instable, dû à la présence des polyphénols (Beccari et al. , 1999) et à la faible
alcalinité.
- nécessite des conditions d'anaérobiose précises.
- nécessite une équipe de travail bien entraînée.
- nécessite une précision du couple température et temps de séjour pour assurer une bonne
gestion des produits traités.
En conclusion, le problème environnemental, dérivé de la production saisonnière de la
margine, serait minimisé par un traitement anaérobique en présence du fumier, traitement
qui réduit la concentration élevée des margines en matières organiques et en polyphénols.
11
Introduction
CHAPITRE II
MATERIEL ET METHODES GENERAUX
Dans ce chapitre, on décrit le matériel et les méthodes généraux utilisés lors des
protocoles expérimentaux.
II.1. Support expérimental
Cette partie sert à décrire le matériel utilisé tout au long de l’expérimentation.
II.1.1. Matières premières
II.1.1.2. Margine
La margine utilisée dans notre étude a été obtenue à partir des olives mi-vertes et mi-
noires, pressées dans une huilerie semi-automatique selon un processus d’extraction:
pression puis centrifugation. La margine est stockée dans un réfrigérateur pendant 6 mois à
4 °C pour des utilisations ultérieures
Une partie de cette margine a subi une extraction des polyphénols; de façon à obtenir deux
types de margines pour l’étude:
- Margine avant extraction de polyphénols
- Margines après extraction de polyphénols
II.1.1.2. Fumier
Il s’agit davantage de sous-produits que de déchets à proprement parler, qui ont une
valeur intrinsèque en tant qu’amendement organique (on parle même d’engrais de ferme).
Ces produits sont composés des excrétas des animaux associés plus ou moins des éléments
carbonés constitutifs des litières (paille, sciure, …).
Les deux types de fumier utilisés lors de ce travail sont:
- fumier des bovins
- fumier des volailles
D’abord, ces produits sont tamisés et répartis en échantillon de 15 g et de 30 g, ensuite, ils
sont mélangés successivement à 50 mL et 100 mL d’eau distillée dans des bouteilles
12
Introduction
étanches. Finalement, les bouteilles sont incubées à 37°C pour déclencher une fermentation
anaérobique. L’inoculum est ainsi préparé pour des utilisations ultérieures.
II.1.2. Produits chimiques
Acétate d’éthyle (BDH Merck); acide acétique glacial 100% (BDH); acide sulfurique
(BDH Analar); acide p-hydroxybenzoïque (Sigma); acide borique (BDH); bicarbonates de
sodium; carbonate de sodium Na2CO3 (M & B); dichromate de potassium (K2Cr2O7); eau
oxygénée H2O2 (Laboratory chemicals); Hexane (Fluka chemika); hydroxyde de sodium
(NaOH) en pastilles (Acros organics); orthophénantroline; réactif de folin ciocaltieu (sigma
Aldrich); bleu de méthylène; rouge de méthyle; sulfate de fer FeSO4; sulfate de potassium
K2SO4; sulfate de mercure HgSO4 (Acros Organics); sulfate de cuivre CuSO4; sulfate
d’argent Ag2SO4 (BDH); sulfate ferreux d’ammonium Fe(NH4)2(SO4)2 (BDH Analar).
II.2. Appareillage
Figure 1 : Appareillage utilisé lors de l’étude
1 : Solution (bicarbonates de sodium + acide acétique) produisant du CO2 qui sert au
dégazage du mélange présent dans le ballon 3.
2 : bain-marie.
13
Introduction
3 : ballon contenant le mélange à fermenter.
4 : solution d’acide sulfurique 0,1N pour capter NH3.
5 : solution (NaOH 5M + eau de chaux) pour capter CO2 et H2S.
6 : Burette qui permet de détecter le volume des gaz résiduels dégagés.
7 : Pompe à vide.
8 : Robinet.
Le ballon 3 contient:
- soit un mélange de 100 mL de fumier + 50 g de bicarbonates: (F).
- soit un mélange de 100 mL de fumier + 50 g de bicarbonates + 50 mL de margines avant
extraction de polyphénols: (MAP1).
- soit un mélange de 100 mL de fumier + 50 g de bicarbonates + 50 mL de margines après
extraction de polyphénols: (MSP).
- soit un mélange de 50 mL de fumier + 50 g de bicarbonates + 50 mL de margine:
(MAP2).
Ensuite le volume de chacun de ces mélanges est ajusté à 1000 mL par de l’eau distillée.
Notons que l’addition de bicarbonates sert à ajuster le pH entre 7 et 8.
Une fois le ballon 3 est prêt, il est mis au bain- marie. Ce ballon est muni d’un joint reliant
l’échantillon à deux sorties. L’une est reliée à un erlenmeyer contenant un mélange de
bicarbonate et d’acide acétique (solution productrice de CO2), ce mélange est utilisé au
début de l’expérience pour chasser l’air des espaces vides (assurer les conditions
d’anaérobioses), pendant 5 min.
L’autre est utilisée pour recueillir les gaz produits au cours de la fermentation anaérobique.
Les gaz produits sont barbotés dans une solution de NaOH (5M) et de Ca(OH)2 afin de
capter le CO2, H2S, NH3, produits au cours de la fermentation anaérobique, le reste (O2, H2,
CH4) est récupéré dans une burette étanche et renversée.
Enfin, la pompe à vide utilisée au début de l’essai, sert à aspirer le gaz de la burette jusqu’à
ce que la solution 5 (NaOH + eau de chaux) atteint le bout supérieur de la burette graduée.
Une fois terminé, on laisse fermenter le mélange se trouvant dans le ballon 3 durant 6 à 7
jours. L’expérience est arrêtée quand la production de gaz devient faible (1 mL /24h).
14
Introduction
Au cours de la fermentation, on mesure, chaque jour, le volume du gaz dégagé se trouvant
dans la burette. Ce volume sert à calculer le nombre de moles de biogaz obtenu, ce dernier
supposé être un gaz parfait.
Un échantillon du milieu de fermentation est prélevé, au début et à la fin de la fermentation,
sur lequel les tests expérimentaux seront effectués: détermination du pH, de la demande
chimique en oxygène, du nombre de moles du gaz dégagé, de la teneur en protéines et en
polyphénols.
Au cours de l’expérience, les conditions suivantes, ont été variées:
- Température: maintenue soit à 42ºC, soit à 52ºC
- fumier: on a utilisé 2 types de fumier
- Bovins
- Volailles
II.3. Extraction des polyphénols de la margine
En vue de préparer la margine exempte de polyphénols; cette partie s’avère être une
étape préliminaire de notre travail.
II.3.1. Traitement de la margine
Cette étape consiste à délipider la margine:
- Mettre la margine brute dans un bécher.
- Faire reposer pendant quelques minutes.
- Aspirer le surnageant d’huile à la surface de la margine.
- Répartir le volume restant de la margine dans des tubes à centrifugation, veiller à
l’équilibre statistique et dynamique.
- Centrifuger pendant 15 minutes à une vitesse de 3200 x g.
- Trois phases sont ainsi obtenues : phase huileuse, phase aqueuse et un culot précipité.
- Ajouter au volume de la partie aqueuse un volume analogue d’hexane.
- Mélanger au mixer électrique (ultra- turrax) pendant 3 minutes à une vitesse de 13500
tours / min.
- Recentrifuguer le mélange pendant 12 minutes.
15
Introduction
- Recueillir la margine après séparation complète en deux phases: l’hexane surnageant et la
margine au fond.
- Récupérer l’hexane pour une utilisation ultérieure.
La margine est ainsi délipidée, prête à une extraction liquide-liquide.
II.3.2. Extraction à l’acétate d’éthyle
Cette étape consiste à extraire les polyphénols de la margine:
- Mélanger au mixer électrique (ultra- turrax) 100 mL de la margine délipidée avec 100 mL
d’acétate d’éthyle pendant 3 min.
- Répartir le mélange dans des tubes à centrifugation.
- Centrifuger pendant 10 min à une vitesse de 3200 x g.
- Recueillir la margine après séparation complète en deux phases: l’acétate d’éthyle
surnageant et la margine au fond.
Les composés phénoliques sont ainsi récupérés dans l’acétate d’éthyle, et la margine est
prête à l’utilisation.
II.4. Analyses chimiques
Les analyses chimiques ont été effectuées sur les fumiers et sur les deux types de
margines avant et après fermentation.
II.4.1. Mesure de pH (Clesceri et al., 1989)
La mesure est effectuée à l’aide d’un pH- mètre (Jenway) après avoir plonger
l’électrode dans une solution bien homogénéisée.
II.4.2. Détermination de la demande chimique en oxygène (DCO) (AOAC, 1990).
Cette méthode titrimétrique nécessite l’application des étapes suivantes:
- Introduire 50 mL de l’échantillon dilué à 1/10000 dans un ballon de 500 mL.
- Ajouter 1 g de sulfate de mercure HgSO4 (pour éliminer l’interférence du chlore).
- Plonger le ballon dans de la glace a fin de réduire l’effet exothermique des réactions.
- Ajouter 5 mL d’acide sulfurique H2SO4 pour dissoudre le HgSO4 sulfate de mercure.
16
Introduction
-Ajouter avec précaution et en agitant 25 mL de dichromate de potassium K2Cr2O7 (0,25
N).
- Ajouter attentivement 70 mL H2SO4-Ag2SO4.
- Porter le ballon à 150°C d’ébullition pendant 2 heures sous réfrigérant à reflux adapté au
ballon.
- Laisser refroidir.
- Ajuster le volume à 300 mL avec de l’eau distillée.
- Introduire 8 à 10 gouttes de ferroïne jusqu’à l’obtention de la couleur bleu-vert.
- Titrer avec le sulfate ferreux d’ammonium (0,25N) jusqu’à changement de la coloration
(virage au rouge violacé), soit S le volume de Fe(NH4)2(SO4)2 versé.
- Dans les mêmes conditions, préparer une solution témoin en utilisant 50 mL d’eau
distillée, soit (B) le volume de Fe(NH4)2(SO4)2 versé, et nécessaire pour titrer K2Cr2O7.
- COD mg/l = [(B – S) x T x 8000] / V
Où T : titre de Fe(NH4)2(SO4)2
V : volume de l’échantillon utilisé
Notons que le titre de la solution de Fe(NH4)2(SO4)2 doit être vérifié tous les jours:
- Diluer 25 mL de K2Cr2O7 (0,25N) jusqu’à 250 mL.
- Ajouter 75 mL de H2SO4 de densité1,83.
- Introduire 10 gouttes de ferroïne.
- Titrer avec Fe(NH4)2(SO4)2 jusqu’au virage du bleu vert au rouge violacé.
T = mL K2Cr2O7 x 0,25 N / mL Fe(NH4)2(SO4)2
II.4.3. Dosage de l’azote par Kjeldahl (standard methods of examination of water and
waste water, 1992)
- Prélever à l’aide d’une pipette 5 mL de l’échantillon et les introduire dans le matras de
Kjeldhal.
- Ajouter 7,5 g du catalyseur (CuSO4 + K2SO4).
- Ajouter 10 mL de H2SO4.
- Ajouter 10 mL d’eau oxygénée 30% (H2O2); utilisé comme anti-moussant.
- Ajouter quelques billes de verres (anti-choc).
- Disposer le tube sur le bloc de minéralisation.
17
Introduction
- Mettre la coiffe et ouvrir le robinet d’eau.
- Chauffer avec modération pour éviter que la mousse monte dans le tube.
- Continuer à chauffer doucement jusqu’à disparition de la mousse et carbonisation de la
masse.
- Chauffer plus fort jusqu’à ébullition régulière du liquide (420°C) et obtention d’un liquide
clair et limpide.
- Poursuivre le chauffage encore 30 minutes.
- Laisser refroidir.
- Régler sur l’appareil de distillation automatique le volume de soude 35% (50 mL), le
volume d’eau distillée (50 mL) et le temps nécessaire pour la distillation (5 min).
- Brancher le tube sur l’appareil.
- Le distillat est récupéré dans une fiole d’erlenmeyer contenant environ 25 mL de la
solution d’acide borique 4% et quelques gouttes de l’indicateur coloré Tashiro (2 V de
rouge de méthyle 0,2 % + 1 V bleu de méthylène 0,2 %).
- Titrer rapidement l’ammoniac recueilli dans la solution d’acide borique par la solution
d’acide chlorhydrique (0,1N) jusqu’à changement de la coloration (virage au violet).
% N2 (g) = (V1 x 0.014 x 100 x N) / V0
Où N : Normalité de la solution d’acide chlorhydrique utilisée pour l’échantillon = 0,1N.
V0 : Le volume en mL, de l’échantillon = 5 mL.
V1 : Le volume en mL, de la solution d’acide chlorhydrique utilisée pour l’échantillon.
II.4.4. Extraction et Dosage des polyphénols totaux
II.4.4.1. Préparation de l’échantillon
- Centrifuger pendant 10 min à 3200 x g, 20 mL de l’échantillon
- Filtrer par gravité sur papier filtre l’échantillon centrifugé
- Transférer 10 mL du filtrat dans un bêcher
- Ajouter au filtrat une quantité double d’hexane; 20 mL
18
Introduction
- Mélanger au mixer électrique (ultra- Turrax) pendant 3 min à une vitesse de 3500
tours/min.
- Laisser reposer pendant 15 min
- Recueillir l’échantillon après séparation complète en deux phases. L’hexane surnageant et
l’échantillon au fond.
L'échantillon est ainsi délipidé et prêt à une extraction liquide-liquide
II.4.4.2. Extraction à l’acétate d’éthyle
- Mélanger au vortex 1,5 mL de l’échantillon et 2 mL d’acétate d’éthyle.
- Laisser reposer pendant 15 min.
- lorsque la séparation en 2 phases est complète, récupérer le surnageant d’acétate d’éthyle,
et recueillir l’échantillon.
- Remélanger au vortex l’échantillon recueilli avec 2 mL d’acétate d’éthyle.
- Répéter le processus décrit ci-dessus.
- Ajouter le surnageant d’acétate d’éthyle au volume recueilli précédemment.
II.4.4.3. Dosage des polyphénols totaux par colorimétrie (Ryan et al., 1999)
En milieu alcalin, les polyphénols réduisent l’acide phosphomolybdique du réactif
Folin Ciocalteu (Catalano et al., 1999), cette réduction se traduit par l’apparition d’une
coloration bleue foncée. Ainsi, une lecture de la densité optique à 765 nm permet de
déterminer la concentration des polyphénols, en se référant à une courbe étalon dressée à
partir d’une série de solutions standard de l’acide p-hydroxybenzoïque ayant les
concentrations suivantes : 0,8µg/mL; 3,2µg/mL; 4,8µg/mL; 6,4µg/mL (cf. Annexe 4).
A l’extrait concentré en polyphénols, obtenu, par extraction liquide-liquide, on procède aux
étapes suivantes:
- Introduire 0,5 mL de l’extrait dans une fiole de 25 mL.
- Ajouter 0,5 mL du réactif de Folin Ciocalteu.
- Ajouter après 3 min, 4 mL de Na2CO3 (1M).
- Compléter le volume, jusqu’au trait de jauge, par de l’eau distillée.
- Préparer un blanc, dans les mêmes conditions, en éliminant l’extrait.
- Maintenir les fioles préparées à l’obscurité pendant 90 minutes.
19
Introduction
- Lire les densités optiques à 765 nm à l’aide d’un spectrophotomètre (Pharmacia LKB-
Ultrospec II).
CHAPITRE III
Résultats et discussions
Dans ce chapitre, on illustre les résultats des tests expérimentaux obtenus au cours de
nos expériences ainsi que leurs interprétations.
III.1. Digestion anaérobie des margines
Les tableaux 1, 2 et 3 résument les caractéristiques des milieux de culture et les
résultats des tests physico-chimiques effectués avant et après fermentation anaérobique.
Ces tableaux représentent les valeurs des analyses effectuées avant et après une
fermentation anaérobie des margines avec polyphénols (MAP), sans polyphénols (MSP), et
du fumier (F). Ainsi ils montrent une modification des milieux de culture qui serait la
résultante d’une variation de pH, une diminution des matières organiques, une réduction de
polyphénols, de protéines et une production de gaz.
Tableau 1:caractéristiques des margines utilisées avant et après fermentation à T=42ºC en présence du fumier de volailles.
Paramètres MAP MSP F
avant après avant après avant aprèspH 7,91 7,62 7,91 7,52 8,17 7,81
Polyphénols (g/mL) 6,27 4,83 4,34 2,9 3,86 2,9
DCO g/L 407,68 192,08 331,12 268,48 288,16 101,92
% d'azote total 9,38 7,89 9,17 8,19 8,82 7,98
Volume total (mL) 285,2 151,8 96,4
Biogaz (mmoles) 11,4 6,1 3,85
Tableau 2: caractéristiques des margines utilisées avant et après fermentation à T=42ºC en présence du fumier de bovins.
20
Introduction
Paramètres MAP1 MAP2 MSP Favant après avant après avant après avant après
pH 7,89 7,69 7,76 7,64 7,99 7,72 8,2 7,84
Polyphénols (µg/mL) 7,72 5,3 10,62 5,3 4,34 3,38 3,38 2,9
DCO (g/L) 486,08 388,08 561,76 348,88 309,68 251,68 250,88 172,48
% d'azote total 3,64 2,42 3,86 2,29 3,78 2,57 3,55 2,38
Volume total (mL) 209,8 355,2 366,8 157,1
Biogaz (mmoles) 8,3 14,21 14,72 6,26
Tableau 3: caractéristiques des margines utilisés avant et après fermentation à T=52ºC en présence du fumier de bovins.Paramètres MAP1 MAP2 MSP F
avant après avant après avant après avant aprèspH 8,06 8,07 7,83 7,96 8 8,15 7,72 8,11
Polyphénols (µg/mL) 9,16 1,93 10,62 1,45 3,86 0,85 2,9 0,48
DCO (g/L) 368,48 215,6 486,08 152,88 466,48 282,24 329,28 133,28
% d'azote total 3,36 2,24 3,88 2,38 3,18 2,5 3 2,24
Volume total (mL) 42,4 160,4 105 84,2
Biogaz (mmoles) 1,68 6,4 4,18 3,36
III.2. Source de l'inoculum
Plusieurs sources de l'inoculum ont été testés: décharge des margines en cours de
fermentation, fumier de volailles et fumier de bovins.
Puisque la margine est caractérisée par une concentration élevée en DCO, un pH acide et un
déficit en azote (Ranalli, 1988); alors l'accumulation des acides gras volatils au cours de la
fermentation et un pH faible peuvent être des effets inhibiteurs de la digestion anaérobique
(Annesini et Gironi ,1991); ceci est prouvé par les résultats qui ont montré l'absence de la
production de gaz, pendant toute la semaine de fermentation, de l'inoculum provenant de la
décharge de margines.
Par contre, les résultats de la figure 2 montrent une production de biogaz qui, dès le premier
jour de fermentation pour les deux fumiers seuls, augmente progressivement jusqu'au
septième jour. Cette production est plus importante pour le fumier de bovins et elle est liée
à la nature des nutriments et des microorganismes présents dans ces deux fumiers qui sont
en grande partie anaérobiques et méthanogènes.
Vu ceci, une fermentation des margines en présence du fumier compense ces déficits et les
faibles valeurs de pH et donne des conditions favorables pour la fermentation.
21
Introduction
Alors, pour éviter n'importe quel déséquilibre au cours de la digestion anaérobie, une
régulation de pH est nécessaire (Beccari et al., 1995); cela a été effectué par une addition de
bicarbonates de sodium (Georgacakis et al., 1985) qui maintient le pH entre 7 et 8, pourtant
l’addition d’un produit alcalin ou non, n’a aucun effet sur le volume de gaz produit (Beccari
et al., 1996), mais les ions HCO3- permettent une neutralisation des acides organiques
libérés et préviennent une accumulation des acides gras volatiles (Florencio et al., 1996).
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1
2
3
4
5
6
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ole
CH
4
Fvolailles
Fbovins
Figure 2: Evolution de la quantité du méthane en présence de fumier de volailles seul et du
fumier de bovins seul à T=42°C.
III.3. Fermentation de la margine en présence du fumier
En se basant sur les résultats obtenus (figure3); la fermentation des margines avant et
après extraction des polyphénols produisent plus de gaz en présence de fumier de bovins
qu'en présence de fumier de volailles; puisque pour ce fumier le taux de gaz produit est dès
le début important pour MAP et MSP et croît progressivement tout le long de l'expérience
alors que pour le fumier de volailles, la production de MAP en gaz est tout d'abord minime
mais au second jour on assiste à une augmentation brusque de ce taux, puis le gaz libéré
augmente considérablement jusqu'au septième jour, alors que pour MSP l'augmentation de
gaz est brusque dès le premier jour, mais elle devient progressive au cours du temps et
atteint une stade de production stable et minime (sixième et septième jour). De ce fait, on
peut conclure que le fumier de bovins présente des conditions de survie (nutriments) et du
développement des bactéries méthanogènes plus favorables.
22
Introduction
02468
10121416
0 2 4 6 8
t(j)
mm
ole
CH
4 MAPbo
MSPbo
MAPvo
MSPvo
Figure 3: Influence du fumier (bovins et volailles) sur la productivité en gaz à T=42°C.
Symbols: MAPbo: margine avant extraction des polyphénols pour le fumier de bovins, MSPbo: margine après
extraction des polyphénols pour le fumier de bovins, MAPvo: margine avant extaction des polyphénols pour
le fumier de volailles, MSPvo: margine après extraction des polyphénols pour le fumier de volailles.
III.4. Influence des polyphénols
La margine contient d'une part des produits facilement fermentescibles ex: sucre et
glucose, et d'une autre part des composés difficilement dégradables ex: acides gras et
polyphénols (Hamdi, 1992).
Ces polyphénols ont un effet inhibiteur sur la digestion anaérobique (Wang et al., 1991)
mais en présence d'activités méthanogéniques, ils peuvent être partiellement dégradables à
pH voisin de 8,5 (Beccari et al., 1995); alors suivant la nature de fumier (activité
méthanogénique) et la nature de margine, la production de gaz diffère.
- En présence du fumier de volailles, ces polyphénols sont dégradés par des bactéries
acétogènes (Mountfort et Bryant, 1985) et des bactéries oxydantes de l'hydrogène (Roy et
al., 1985), ce qui pourrait augmenter la production de gaz chez MAPvo plus que MSPvo
(figure4).
23
Introduction
0
2
4
6
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10
12
0 2 4 6 8
t(j)
mm
ole
CH
4MAPvo
MSPvo
Figure 4: Influence des polyphénols en présence du fumier de volailles à T=42ºC.
- En présence du fumier de bovins, l'activité méthanogénique est apparemment inhibée par
la présence des polyphénols alors leur élimination a pour effet d'améliorer la digestion
(Sayadi et Ellouz, 1991). Puisque l’extraction des polyphénols rend les margines riches en
méthanol et acétate qui sont des substrats des bactéries méthanogéniques (Hamdi, 1993)
ceci se manifeste par une légère augmentation de la production de gaz MSPbo>MAPbo
(figure5).
02468
10121416
0 2 4 6 8
t(j)
mm
ole
CH
4
MAPbo
MSPbo
Figure 5: Influence des polyphénols en présence du fumier de bovins à T=42ºC.
Comme présenté dans la figure 5 la différence dans la productivité de gaz n'est pas
trop significative, alors de ce point de vue, n'importe quelle margine peut être utilisée MSP
24
Introduction
ou MAP, mais si on désire minimiser en plus l'effet nuisible de la margine, il est préférable
d'extraire les polyphénols, alors d'utiliser MSP.
Puisque la margine libère en présence du fumier de bovins plus de biogaz qu'en
présence du fumier de volailles, les facteurs étudiés par la suite porteront sur ce fumier.
III.5. Influence du taux de fumier
Ce facteur a été étudié sur le fumier de bovins et aux deux températures; les résultats
de la figure 6 montrent qu'à n'importe qu'elle température, MAP2 produit plus de gaz que
MAP1, puisque la quantité du fumier présente est double, de même la perte en DCO,
protéines et polyphénols est plus efficace pour MAP2 à T=42ºC et à T=52ºC car
l'introduction d’une quantité de fumier comme source d’azote est un important stabilisateur
de pH et de la digestion anaérobie (Angelidaki et al., 1997 ) ce qui contribue à une activité
bactérienne et méthanogénique plus intense dans MAP2, par suite une dégradation de la
matière organique et une production de gaz plus importante.
02468
10121416
0 2 4 6 8
t(j)
mm
ole
CH
4 MAP1(42)
MAP2(42)
MAP1(52)
MAP2(52)
Figure 6: Influence de taux du fumier de bovins sur la production en méthane à T=42ºC et
à T=52ºC.
25
Introduction
III.6. Influence de la température
Les résultats des figures 7 et 8 montrent une production de gaz plus élevé à température
42oC, mais la perte en DCO, polyphénols et en protéines est plus importante à 52oC pour
MAP1, MAP2, MSP, F (tableau 2 et 3).
Pour le fumier de bovins et à T=42°C, le taux de gaz produit est dès le début important pour
MAP1, MAP2, MSP, et F, et il croît progressivement tout le long de l'expérience (figure7).
0
5
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15
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mm
ole
CH
4 MAP1
MAP2
MSP
F
Figure 7: Evolution de la productivité en gaz en présence du fumier de bovins à T=42ºC.
Or à T= 52°C, on remarque une croissance progressive dans la production de gaz pour
MAP1 tout le long de l'expérience de même pour MAP2 et F, alors que pour MSP une
augmentation subite se manifeste dès le premier jour ensuite la production de gaz devient
progressive jusqu'au cinquième et sixième jour, ou elle atteint un niveau stable de
production (fiigure8).
Cela peut être dû à la sélection des germes thermotolérants et au contrôle des populations
bactériennes en phase thermophile (Van Lier et al., 1997).
Alors de point de vue productivité de gaz, il est préférable de manipuler à 42oC, mais de
point de vue, protection de l'environnement il est préférable de manipuler à52oC.
26
Introduction
01
2345
67
0 2 4 6 8
t(j)
mm
ole
CH
4 MAP1
MAP2
MSP
F
Figure 8: Evolution de la productivité en gaz en présence du fumier de bovins à T=52ºC.
Par contre le pH varie différemment:
- à T:42°C, on remarque sa diminution avec la fermentation qui résulte de l'accumulation
des intermédiaires de la fermentation: acides gras volatils (AGV) qui se trouvent sous
forme protonée (non ionisée) (Mawson et al., 1991).
Cette accumulation peut être dû à différents phénomènes comme l'inhibition des étapes
ultérieures ou la biodégradation trop rapide d'un substrat organique.
- à T: 52°C, on remarque une augmentation du pH au cours du temps cela est expliquée par
la production de l'ammoniaque. Or la diminution de DCO est expliquée par la dégradation
des substances organiques qui seraient transformés en produits intermédiaires (AGV,
CO2...).
27
Introduction
CONCLUSION
Cette étude révèle l'importance de la fermentation anaérobique des margines en
présence du fumier puisqu'elle minimise leur effet indésirable sur l'environnement; par sa
capacité à dégrader, d'une part, sous l'action de l'activité des bactéries de la biomasse, la
matière organique néfaste (diminuer le taux de DCO et de polyphénols), et d’autre part de
produire de l'énergie sous forme de biogaz. Ce gaz est estimé être le méthane puisque les
autres gaz libérés: NH3, H2S, CO2,…sont absorbés soit par la solution d'acide sulfurique,
soit par la solution d'hydroxyde de sodium.
Puisque le coefficient de production de biogaz varie en fonction de la nature des
effluents à traiter et le temps nécessaire pour une fermentation complète alors le gaz libéré
devient faible à la fin de chaque expérience suite à la diminution de la teneur en matières
organiques présentes (diminution de DCO), et/ou à l’accumulation probable des composés
inhibant la méthanisation (acides gras volatiles, CO2…).
La performance et l’efficacité de la digestion anaérobie par rapport aux différents
fumiers, types de margines et procédés de gestion de la matière organique ont été étudiées.
Tout d'abord en présence du fumier bovins, l'élimination des polyphénols à pour effet
d'améliorer la digestion et d'augmenter la production de gaz chez MSP jusqu'à 14,72
mmoles, mais en présence du fumier de volailles, la flore méthanogène n’est pas inhibée
par les polyphénols et même elle contribuerait à leur dégradation ce qui se traduit par une
augmentation de gaz libéré chez MAP jusqu'à 11,4 mmoles; sachant que la diminution de la
DCO est à peu près du même ordre pour ces deux fumiers.
Enfin le fumier de bovins favorise une production de gaz plus élevée pour les
différents types des margines (MSP et MAP), ce qui nous permet de privilégier son
utilisation sur celui de volailles.
De même en présence de ce fumier mais à températures différentes le comportement
varie du fait que de point de vue productivité de gaz, il est préférable de manipuler à 42oC,
mais de point de vue, protection de l'environnement il est préférable de manipuler à 52oC
(perte en DCO plus significative).
Malgré plusieurs points mal précis (le temps de séjour et les conditions du milieu de
culture….) ce traitement reste un moyen pour valoriser ces effluents reconnus pour leur
28
Introduction
effet nocif sur l’environnement, et pour produire, en même temps, une source d’énergie.
Enfin cette étude pourrait être poursuivie en:
- effectuant un prétraitement, biologique ou chimique, des margines avant de faire la
digestion anaérobique.
- Déterminant la phytotoxicité des résidus obtenus.
- utilisant uniquement la flore anaérobique stricte du fumier.
Annexes
29
Introduction
Annexe1: Composition et caractéristiques des margines (Vlyssides et al., 1998).
Paramètres minimum maximum
Solides totaux (g/l) 28,85 99,70
Solides totaux suspendus (g/l) 3,27 4,51
solides Totaux volatiles (g/l) 27,57 87,20
Cendre (g/l) 2,58 9,69
pH 0,60 4,50
DBO (g/l) 12,64 68,71
DCO (g/l) 32,63 158,18
Conductivité (mS/cm) 5,00 18,00
Protéines (g/l) 9,95 28,30
Composés phénoliques 4,55 17,15
Annexe 2: Nature et pourcentage des gaz produits lors d’une digestion anaérobie
(Ghougassian, 2000).
Gaz Pourcentage
Méthane CH 4 54-70
Dioxyde de carbone CO2 27-45
Azote N2 0,5-3
Hydrogène H2 1-10
Monoxyde de carbone CO 0,1
Oxygène O2 0,1
Sulfure d’hydrogène H2 S Traces
30
Introduction
Annexe 3: caractéristiques des margines avant et après une fermentation anaérobie
(borja et al., 1992b).
Paramètres
Margine
Avant
fermentation
Après
fermentation
pH 5,2 5,4
DCO (g/l) 60,0 22,0
Solides totaux (g/l) 97,2 46,4
Matières sèches (g/l) 13,4 10,0
VS (g/l) 83,8 36,4
TSS(g/l) 49,5 14,1
Alcalinité (CaCO3) (g/l) 1,46 1,24
N- NH3 (g/l) 0,06 0,04
Polyphénols (acide caféique) (g/l) 0,30 0,103
Annexe 4: Droite d'étalonnage de l’acide p-hydroxybenzoïque.
31
Introduction
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
Aggelis, G.G., Gavala, H. N. and Lyberatos, G., 2001. Combined and Separate aerobic and
anaerobic bio- treatment of green olive debittering wastewater. Journal of
Agricultural Engineering Research, 80 (3), 283 – 292.
AL-Malah, K., Azzam, M.O.J. and Abu-Lail, N.I., 2000. Olive mill effluents (OME)
wastewater post- treatment using activated day. Separation and purification
technology, 20, 225- 234
Andreozzi, R., Longo, G., Majone, M. and Modesti, G., 1998. Integrated treatment of olive
oil mill effluents (OME): study of ozonation coupled with anaerobic digestion. Water
Research, 32, 2357- 2364.
Andreozzi, R., Caprio, V., D'Amore, M.G. and Insola, A., 1994. Phenylenediamine
abatement in aqueous solution by ozone. Environmental Technology, 15, 189- 193
Andreozzi, R., Insola, A., Caprio, V. and D'Amore, M.G., 1992. Quinoline ozonation in
aqueous solution. Water Research, 26, 639- 643.
Angeldaki, I. and Ahring, B.K., 1997. Codigestion of olive oil mill wastewaters with
manure, household waste or sewage sludge. Biodegradation, 8, 221- 226.
Angeldaki, I., Ellegaard, L., and Ahring, B.K., 1997. Modeling anaerobic codigestion of
manure with olive mill effluent. Water Science and Technology, 36, 263- 270.
Annesini, M.C. and Gironi, F., 1991. Olive oil mill effluent: Ageing effects on evaporation
behavior . Water Research (G.B.), 25, 1157.
AOAC, Official method of analysis 1990.Chemical oxygen demand, 937- 940.
32
Introduction
ASTM (1987) Standard Test Method for Determining the anaerobic Biodegradation
Potential of Organics Chemicals. E 1196- 87.
Beccari, M., Bonemazzi, F., Majone, M. and Riccardi, C., 1996. Interactions between
acidogenesis and methanogenesis in the anaerobic treatment of olive oil mill
effluents. Water Research, 30, 183- 189.
Beccari, M., Carucci, G., Majone, M. and Torrisi, L., 1999. Role of lipids and phenolic
compounds in the anaerobic treatment of olive oil mill effluents. Environmental
Technology, 20, 105- 110.
Beltran F, J., Garcia- Araya J, F., Frades, J., Alvarez, P. and Gimeno, O., 1999. Effects of
single and combined ozonation with hydrogen peroxide or UV radiation on the
chemical degradation and biodegradability of debittering table olive industrial
wastewaters . Water Research, 33(3), 723- 732.
Benitez F, J., Beltran Heredia, J., Acero, J.L. and Maria Pinella ., 1997b. Ozonation kinetics
of phenolic acids present in wastewaters from olive oil mills. Industrial and
Engineering Chemistry Research, 36, 638- 644
Boari, G., Brunetti,A., Passino, R., and Rozzi, A., 1984a. Anaerobic digestion of olive oil
mill wastewater. Agriculture wastes, 10,161- 175.
Boari, G., Mancini, I. M., and Trulli, E., 1984b. Anaerobic digestion of olive oil mill
effluent pretreated and stored in municipal solid waste sanitary landfills. Water,
Science and Technology, 28, 27- 34.
Borja, R., Alba, J., Garrido, S. Martinez, L., Garcia, M., Monteoliva, M. and Romanos-
Cormenzana, A., 1992a. Effect of aerobic pretreatment with Aspergillus terrus on the
anaerobic digestion of olive mill wostewater. Biotechnical Applied Biochemestry, 22,
233- 246.
33
Introduction
Borja, R., Martin, A. and Garrido, A., 1993. Anaerobic digestion of black-olive wastewater.
Bio- resource Technology, 45, 27 – 32.
Borja, R., Martin, A., Maestro, R., Alba, J., and Fiestas, J. A., 1992b. Enhancement of the
anaerobic digestion of olive mill wastewater by the removal of phenolic inhibitors.
Process Biochemistry, 27, 231- 237.
Borja, R., Padilla, R., Martin, A., Alonso, V., Garcia, I., and Banks, C. J., 1995. Influence
of different aerobic pretreatments on the kinetics of anaerobic digestion of olive mill
wastewater. Water Research, 29(2), 489- 495.
Camurati, F., Lanzani, A., Arpino, A., Ruffo, C. and Fedeli, E., 1984. Le acque di
vegetazione della lavorazione delle olive: tecnologie ed economie di recupero di
sottoprodotti. Riv. Ital. Sostanze Grasse, 61, 283- 292.
Clesceri, L., Greenberg, A. and Rhodes, T., 1989. Standard methods for the examination of
water and wastewater, 17th edition American Public Health Association, American
Water works Association and Water Pollution Control Federation, Washington, D.C.
Cotta, M., Whitehead, T. and Zeltwanger, R., 2003. Isolation, characterization and
comparison of bacteria from swine faeces and manure storage pits. Environmental
Microbiology, 5 (9), 737 – 745.
Couturier, C. et Galtier, L., 2004. Etat des connaissances sur le devenir des germes
pathogènes et des micro- polluants au cours de la méthanisation des déchets et sous-
produits organiques. Programme ADEME.Santé- Déchets, Solagro. Avril 2004.
http:// www.Solagro.org/site/im_user/ 034impacts.pdf.
De Caro, M. and Ligori, M. G., 1959. Acttività antibiotica di un estrato desunto dalle acque
di vegetazione delle olive. Rend. Ist. Super Sanita (Ital. Edn.), 22, 223- 243.
34
Introduction
Demirer, G.N. and Speece, R.E., 1998. Anaerobic bio- transformation of four – 3 – carbon
compounds (Acrolein, Acrylic acid, Allyl alcohol and N-Propanol) in UABS
reactors. Water research, 32 (3), 747 – 759.
Dolfing, J. and Tiedje, J., 1988. Applied Microbiology and biotechnology, 22, 77- 81.
F.A.O., 1983. Valorisation des produits de l’olivier, reunion du comité technix de Madrid. 4
Septembre 2004.
www.fao.org/DOCREP/004/X6545F/X6545FO4.htm.
F.A.O., 2003. Graines, noix et amandes oléagineuses. Bulletin FAO de statistiques, 4(2),
75.
Filidei, S., Masciandro, G. and Ceccanti, B., 2003. Anaerobic digestion of olive oil mill
effluents: Evaluation of wastewater the organic load and phytotoxicity reduction.
Water, Air and Soil pollution, 145, 79 – 94.
Fiorentino, A., Gentili, A., Isidori, M., Monaco, P., Nardelli, A., Parrella, A., and Temussi,
F., 2003. Environmental effects caused by olive mill wastewaters: Toxicity
comparison of low-molecular-weight phenol components. Journal of Agricultural
Food Chem., 51, 1005 – 1009.
Florencio, l., Field, J.A., Van Langerak, A. and lettinga, O., 1996. pH-stability in anaerobic
bioreactors treating methanolic wastewaters. Water Science Technology, 33 (3), 177
– 184.
Folin, O. and ciocalteu, V., 1927. On tyrosine and tryptophane determinations in protein.
Journal of Biological and Chemistry, 73, 627- 650.
Georgacakis, D., Dalis, D., 1993. Controlled anaerobic digestion of settled olive oil
wastewater. Bioresource Technology, 46, 221- 226.
35
Introduction
Georgacakis, D., Kyritisis, S., Manios, B., and Vlysidis, A., (1986). Economic
optomisation of energy production from olive oil wastewater, Peza Heraklion (Crete).
Paper presented at proceedings of the 2nd International Conference Energy and
Agriculture, Sirmione, Breccia, Italy, 13- 16 Oct.1986.
Georgacakis, D., Sievers, D. and Iannoti, E., 1985. Buffer stability in manure digesters.
Agriculture wastes, 4, 427- 441.
Ghougassian, B., 2000. Low cost technologies for profit and cleaner environment. UNIDO.
4 – 6 December 2000.
Hamdi, M., 1992. Toxicity and Biodegradability of olive mill wastewaters in batch
anaerobic digestion. Applied Biochemistry and Biotechnology, 37, 155- 163.
Hamdi, M., 1993. Thermoacidic precipitation of Darkly Coloured Polphenols of Olive mill
wastewaters. Environmental Technology, 14, 495- 500.
Hamdi, M., and Garsia, J. L., 1991. Comparison between anaerobic filter and anaerobic
contact process for fermented olive mill wastewater. Bioresource Technology , 38,
23- 29.
Improlive, 2000. 24 septembre 2004.
www.oliveworld.it/improlive_eng/imp_menu.htm.
Lacomelli A., 2000, Olive mill waste water & SAP adopted by BACRON contracting
parties. Work Shop on Agro- industry development in the coastal areas, with special
focus on the olive oil industry. Beirut –Lebanon 4- 6 December.
Leger, C. L., Co- produits de l'huilerie d'olive: les composés phénoliques et leurs propriétés
biologiques. OCL, Oléagineux, Corps gras et Lipides, 1999, 6, 60- 63.
36
Introduction
Marques, I. P., Teixeira, A., Rodrigues, L. Martins Dias, S. and Novais, J.M., 1998.
Anaerobic treatment of olive mill wastewater with digested piggery effluent. Water
Environmental Research, 70, 1056- 1081.
Mawson , A. J., Earle, R. L. and Larsen, V. F., Degradation of acetic and propionic acids in
the methane fermentation. Water research, 1991, 25, 1549- 1554.
Michael A. Cotta, Terence R. Whitehead and Rhonda L. Zeltwanger, Isolation
characterization and comparison of bacteria from swine faeces and manure storage
pits. Environmental Microbiology, 2003, 5(9), 737- 745.
Ministère de l'agriculture libanaise, Statistique agriculture courante rapport annuel, 1998,
Beyrouth –Lebanon.
Morelli, A. and Rindome, B. (1990) Fatty acids monitoring in the anaerobic depuration of
olive oil mill wastewater. Biological Wastes, 32, 253- 263.
Mossa, M.I., 2000. Agro Industry in Jordan & treatment of olive mills wastewater.
Work shop on Agro Industry in coastal areas. Beyrouth –Lebanon 4- 6 December.
Mountfort, D. O. and Bryant, M. P., 1982. Architecture and Microbiology, 133, 249- 256.
Nozhevnikova, A.N., Zhilina, T.N., and Sokolova, T.G., Species composition of methane
bacteria in ferment cattle manure. Pirkl Biokhim Mikrobiol, 1998, 24(4), 555- 560.
Nefzaoui, Olive tree by products, 1999, ICARDA.
Ranalli, A., Ricerche Sull Impiego dei fermenti Selezionati Biologico Delle Acque Reflue
dei Frantoi .Nota preliminarre .Sostanze Grasse, 1998, LXV, 529.
37
Introduction
Rivas, J., Beltran, F., Acedo, B. and Gimeno, O., 2000. Two step waste water treatment:
Sequential ozonation –Aerobic biodegradation. Ozone Science and Engineering, 22,
617- 636.
Roy, F., Albagnac, G. and Samain, E., 1985. Applied Environmental and Microbiology, 49,
702- 705.
Ryan, D., Robardo, K. and Lavee, S., 1999. Changes in phenolic content of olive oil during
maturation.International Journal of Food Science &Technology, 34, 265- 274.
Selene, F., Grazia, M., and Ceccanti, B., 2003. Anaerobic digestion of olive oil mill
effluents: Evaluation of wastewater organic load and phytotoxicity reduction.Water,
air and soil pollution, 145, 79- 94.
Siergist, H., Renggli, D. and Gujer, W., 1993. Mathematical modeling of anaerobic
mesophlic sewage sludge treatment Water Science and Technoogy, 27, 25- 36.
Speece, R.E. and Parkin, G.F., 1983. Proceeding 3rd International Symposium on Anaerobic
Digestion, Boston, Massachusetts, 23- 25.
Standard methods for the examination of water and wastewater, American Public Health
Association 17th edition, 1992.
Sayadi, S. and Ellouz, R., Screening of white rot fungi for the treatment of olive mill
wastewater .Journal of Chemical, Technology and Biotechnology, 1993, 57, 141-
146.
Ubay, G. and Ozturk, I., 1997. Anaerobic treatment of olive mill effluents. Water science
and technology, 35, 287- 294.
38
Introduction
Van Lier, J., Rebac, S. and Lettinga, G., 1997. High- rate anaerobic wastewater treatment
under Psychrophilic and Thermophilic conditions. Water science and technology, 35
(10), 199 – 206.
Vazquez, A., Maestro, R. and Graciani, E., Componentes fenolicos de la aceituna II.
Polifenoles del alpechin. Grasas y Aceites, 1974, 25, 341- 345.
Vlyssides. A.G. Loizidore, M., Gimouhopoulos, U. and Zorpas, A., 1998. Olive oil
processing wastes production and their characteristics in relation to olive oil
extraction methods. Fresenius Envir. Bull., 7, 308- 313.
Wang, Y. T., Gabbard, H. D. and Pai, P. C., Inhibition of acetate methanogenesis by
phenols. Journal of Environmental and Engineering, 1991, 117, 487- 500.
Yesilada O.,Sik S.and Sam M., Biodegradation of olive oil mill waste water by coriolis
versicolor and fumalia trogii: effects of agitation, initial COD concentration,
inoculum size and Immobilization. World Journal of Microbiology & Biotechnology,
1998, 14, 37- 42.
39