these de doctorat de l’ecole pratique des hautes … · 2012-12-21 · entrant dans la station...

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THESE DE DOCTORAT DE

l’ECOLE PRATIQUE DES HAUTES ETUDES

Thèse préparée en partenariat avec l’Université Pierre et Marie Curie

(École doctorale 398 Géosciences et Ressources naturelles)

Présenté par

M. Quoc-Tuc DINH

Pour obtenir le grade de

DOCTEUR DE l’ECOLE PRATIQUE DES HAUTES ETUDES

Sujet de thèse :

Transferts et comportements d'antibiotiques à l'échelle

du bassin versant élémentaire

Soutenance le 29 Juin 2012 devant le jury composé de :

Jean-Marie MOUCHEL Professeur Université Pierre et Marie Curie

(France)

Précidence

Marc CHEVREUIL Directeur d’études EPHE (France) Directeur de thèse

Serge CHIRON Professeur Université de Montpellier I (France) Rapporteur

Olivier THOMAS Professeur EHESP (France) Rapporteur

Luiz Felippe De ALENCASTRO Maître d’enseignement et de recherche EPFL

(Suisse)

Examinateur

Elodie MOREAU-GUIGON Maître de Conférences EPHE (France) Examinateur

Pierre LABADIE Chargé de recherche CNRS (France) Examinateur

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Remerciements

Je tiens avant tout à remercier Messieurs les Professeurs Olivier Thomas et Serge

Chiron qui m'ont fait l'honneur d'accepter de juger ce travail en tant que rapporteurs.

Mes remerciements s'adressent également à Monsieur le Professeur Jean-Marie

Mouchel et Monsieur Luiz Felippe de Alencastro Maître d'Enseignement et de Recherche

d'avoir également accepté d'examiner mes travaux et pour leur participation à mon Jury de

thèse.

Je remercie Monsieur Marc Chevreuil, Directeur du Laboratoire Hydrologie et

Environnement de l'EPHE de m'avoir accueilli au sein de son équipe et d'avoir assuré la

direction de ces travaux de thèse avec les collaborations successives de Madame Jöelle Eurin,

Monsieur Pierre Labadie et Madame Elodie Moreau-Guigon.

Je suis également reconnaissant à tout personnel du Laboratoire et de l'UMR Sisyphe de

m'avoir aidé tout au long de la réalisation de ces travaux.

Merci à Fabrice Alliot qui a suivi l'ensemble des travaux expérimentaux de terrain et de

laboratoire, ainsi qu'à Catherine Bourges et Annie Desportes pour leur contribution technique.

Je remercie également Martine Blanchard et Marie-Jeanne Teil pour leurs conseils

avisés et l'aide qu'elles m'ont apporté dans la valorisation de mes résultats.

Mes remerciements s'adressent à toutes les personnes, chercheurs, enseignant-

chercheurs, ingénieurs, techniciens et étudiants, qui ont participé de près ou de loin à la

réalisation de ce travail, mais sans lesquelles il n'aurait pu aboutir à ce jour sous cette forme.

Ainsi, je remercie les responsables des stations d’épuration notamment Monsieur Long

(Adjoint de mairie), Monsieur Fauchon (Veolia) et Monsieur Hollander (Lyonnaise des eaux)

qui nous ont accordé l’accès à leurs installations techniques.

Par ailleurs, je remercie Monsieur Hervé (Chef de service du Laboratoire de Biologie) et

Monsieur Charles (Responsable des services techniques) de l’hôpital, qui nous ont procuré les

données de consommation d’antibiotiques et l’accès à la station de prétraitement du réseau

d’assainissement.

Enfin, mes pensées vont naturellement à tous mes proches en particulier, mes parents,

ma sœur Thu-Minh, mon beau frère Tran-Duc, madame et monsieur Tran-Minh et ma femme

Kim-Oanh et je leur suis reconnaissant de m’avoir prodigué leurs encouragements.

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Résumé

La présence de médicaments et notamment d'antibiotiques, dans les réseaux

hydrographiques dès les têtes de bassin, nécessite de mieux appréhender leurs origines, leurs

devenir et leur impact sur les écosystèmes aquatiques. Dans ce contexte, les objectifs de cette

de thèse étaient (i) de caractériser les apports d’antibiotiques (domestiques et hospitaliers) au

réseau d’assainissement et leur devenir après traitement des eaux usées, (ii) d’évaluer l’impact

des effluents de STEP sur la qualité des eaux de surface et le comportement des molécules

dans les cours d’eau, (iii) de définir l’impact potentiel des amendements par épandage de

boues urbaines et des risques de contamination des sols, des eaux de percolation, puis des

transferts vers le réseau hydrographique au droit des parcelles drainées et enfin, (iv) de

déterminer l’importance du transfert vers les organismes aquatiques invertébrés et vertébrés

en fonction de la biodisponibilité des molécules et de leur bioaccumulation.

Après une première étape de développement d'une méthode de dosage des antibiotiques

dans les différentes matrices environnementales, les travaux ont été réalisés au laboratoire et

sur deux petits bassins élémentaires (la Charmoise et la Prédecelle) situés dans l’Essonne (91)

en Île-de-France.

L’étude de la percolation sur des colonnes de sol remanié au laboratoire, a montré que les

sulfamides, les glycopeptides (vancomycine) et les nitro-imidazoles ne sont pas retenus dans

les sols et peuvent donc contaminer les eaux souterraines par infiltration. Tandis que les

fluoroquinolones, les quinolones, les tétracyclines et les macrolides sont fortement adsorbés

dans les sols et risquent plutôt de contaminer les eaux de surface par ruissellement.

Concernant l’étude de l’impact de l’épandage des boues urbaines sur les sols agricoles,

nous avons observé que les boues urbaines contiennent principalement des fluoroquinolones

(norfloxacine, ofloxacine et ciprofloxacine) avec des teneurs de l’ordre de quelques mg kg-1

.

Après épandage de ces boues sur une parcelle, ces antibiotiques sont rapidement adsorbés à la

surface des sols avec des teneurs de l’ordre de quelques µg kg-1

.

Les études sur les deux petits bassins, ont montré que les fluoroquinolones et les

sulfamides (sulfaméthoxazole) sont les molécules les plus fréquemment détectées avec de

7

fortes concentrations dans les effluents (domestiques et hospitaliers). Les β-lactamines sont

parmi les molécules les plus consommées en médecine humaine mais elles sont facilement

dégradées donc, peu de détectées dans les effluents. La vancomycine qui est strictement

réservée aux usages hospitaliers, est uniquement détectée dans les rejets de l'hôpital. Cela

semble confirmer la possibilité d'utiliser cet antibiotique comme traceur de rejets hospitaliers.

Les concentrations mesurées dans l’effluent de hôpital sont beaucoup plus fortes celles des

effluents domestiques. L’effluent de l’hôpital contribue ainsi à 90 % du flux des antibiotiques

entrant dans la station d’épuration du bassin de la Charmoise. Cependant, sur le bassin de la

Prédecelle, les rejets domestiques (représentant l'utilisation en médecine de ville), ayant des

débits plus élevés, constituent une source plus importante d'apport en antibiotiques aux eaux

superficielles.

Au niveau des rivières, les concentrations déterminées sont de l’ordre d'une centaine de ng

L-1

dans les eaux de surface et de quelques mg kg-1

dans les sédiments. Les concentrations

diminuent en aval du rejet et ces diminutions sont plus importantes en été, ce qui suggère une

augmentation de processus de dégradation qui reste toutefois, à préciser.

La bioaccumulation des antibiotiques a été étudiée chez différents organismes modèles : un

invertébré benthique, le gammaridé Gammarus pulex et deux espèces de poissons, la loche

franche (Nemacheilus barbatulus) et le goujon (Gobio gobio). Ces travaux ont montré que

selon les molécules, les antibiotiques sont peu ou non bioaccumulés dans les organismes. Les

fluoroquinolones et les diaminopyrimidines sont détectées à la fois dans les milieux et dans

les organismes. Dans le cas des gammares, les juvéniles sont plus contaminés que les adultes.

Dans le cas des poissons, une variabilité de leur contamination inter-individuelle et inter-sites

est observée.

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Abstract

Occurrence of drug molecules, especially antibiotics in hydrosystems from the start of the

basin heads requires a better understanding of their origins, fate and impact upon aquatic

ecosystems. The objectives of this thesis were to characterize the antibiotic inputs to the sewer

network, their fate and their transfer in the environment. Various research activities were

carried out in the laboratory and in two small catchments (Charmoise and Prédecelle, Île-de-

France, France).

In the wastewaters, fluoroquinolones and sulfonamides were the molecules most

commonly detected with high concentrations. The concentrations determined in the hospital

effluent (~ µg L-1

) were much stronger than domestic effluent (~ ng L-1

). However, domestic

effluent, with higher flow, was a more important source of antibiotic supply to surface water.

In rivers, the concentrations determined were about one hundred ng L-1

in surface waters and

a few mg kg-1

in sediments. Concentrations decreased downstream of the discharge.

Bioaccumulation of antibiotics was studied in three model organisms: gammarid, stone

loach and gudgeon. Antibiotics were poorly or not bioaccumulated in organisms (~ mg kg-1

).

Variabilities of their inter-individual and inter-site contaminations were observed.

The study of percolation of soil columns in the laboratory showed that the sulfonamides,

glycopeptides and nitro-imidazoles are not retained in the soils. While the fluoroquinolones,

quinolones, tetracyclines and macrolides are adsorbed in the soils. In the urban sludge

fluoroquinolones were prevailing with contents of a few mg kg-1

. After spilling upon sludge,

on agricultural soils, these antibiotics were detected in these soils, with concentrations of a

few µg kg-1

.

10

TABLE DES MATIERES

REMERCIEMENTS ------------------------------------------------------------------------------------ 4

RESUME ------------------------------------------------------------------------------------------------- 6

ABSTRACT---------------------------------------------------------------------------------------------- 8

LISTE DES TABLEAUX --------------------------------------------------------------------------- 14

LISTE DES FIGURES ------------------------------------------------------------------------------ 16

LISTE DES ANNEXE ---------------------------------------------------------------------------------- 19

LISTE DES ABRÉVIATIONS ----------------------------------------------------------------------- 20

INTRODUCTION : CONTEXTE ET OBJECTIFS SCIENTIFIQUES --------------------------- 22

CHAPITRE 1 : SYNTHÈSE BIBLIOGRAPHIQUE ------------------------------------------ 26 I.1. Les antibiotiques --------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 28

I.1.1. Définition ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 28 I.1.2. Propriétés physico-chimiques----------------------------------------------------------------------------------------------- 28

HI.2. Sources et devenir dans l’environnement ---------------------------------------------------------------------------------- 31 I.2.1. Usages et niveaux de consommation ------------------------------------------------------------------------------------- 31 I.2.2. Voies de diffusion des antibiotiques dans l’environnement -------------------------------------------------------- 32 I.2.3. Devenir dans les écosystèmes ---------------------------------------------------------------------------------------------- 33

I.2.3.1. Dégradation --------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 33 I.2.3.2. Persistance dans les sédiments -------------------------------------------------------------------------------------- 34 I.2.3.3. Mobilisation dans les sols --------------------------------------------------------------------------------------------- 34

I.2.4. Comportement dans les stations d’épuration -------------------------------------------------------------------------- 35 I.2.5. État de la contamination des milieux aquatiques --------------------------------------------------------------------- 35

I.3. Risques (sanitaire et environnemental) et cadre réglementaire ------------------------------------------------------- 37 I.3.1. Transfert et accumulation dans les organismes vivants ------------------------------------------------------------- 37

I.3.1.1. Processus biologiques et définitions ------------------------------------------------------------------------------- 37 I.3.1.2. Synthèse sur le risque de contamination des organismes vivants ------------------------------------------ 39

I.3.2. Impacts écotoxicologique et sanitaire ------------------------------------------------------------------------------------ 41 I.3.3. Cadre réglementaire----------------------------------------------------------------------------------------------------------- 42

CHAPITRE 2 : MATÉRIEL ET MÉTHODES ------------------------------------------------- 44 II.1. Prélèvement et conservation des échantillons ----------------------------------------------------------------------------- 46

II.1.1. Prélèvement des échantillons ---------------------------------------------------------------------------------------------- 46 II.1.2. Conservation des échantillons --------------------------------------------------------------------------------------------- 46

II.2. Étalons et solvants ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------ 47 II.3. Traitement des échantillons et analyse--------------------------------------------------------------------------------------- 51

II.3.1. Matrices liquides : ------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 51 II.3.1.1. Extraction sur phase solide (SPE classique) ---------------------------------------------------------------------- 51 II.3.1.2. Extraction SPE en ligne ------------------------------------------------------------------------------------------------ 51

II.3.2. Matrices solides : sols, boues et particules ----------------------------------------------------------------------------- 53 II.3.3. Matrices biologiques : Poissons et Crustacés : ------------------------------------------------------------------------ 53 II.3.4. Analyse par HPLC/MS/MS --------------------------------------------------------------------------------------------------- 55

II.3.4.1. Séparation par HPLC --------------------------------------------------------------------------------------------------- 55 II.3.4.2. Détection par spectrométrie de masse en tandem (MS/MS) ----------------------------------------------- 56

CHAPITRE 3 : DÉVELOPPEMENT ET VALIDATION D’UNE MÉTHODE ANALYTIQUE --------------- 58 III.1. Validation de l'analyse par spectrometrie de masse en tandem ----------------------------------------------------- 60

III.1.1. Principes et limites de la technique analytique ---------------------------------------------------------------------- 60 III.1.2. Optimisation des conditions de détection par LC-MS/MS --------------------------------------------------------- 61

III.1.2.1. Source d’ionisation ESI------------------------------------------------------------------------------------------------ 61 III.1.2.2. Optimisation des paramètres de MS/MS ------------------------------------------------------------------------ 61 III.1.2.3. Influence de la nature de la phase mobile ---------------------------------------------------------------------- 63 III.1.2.4. Séparation par chromatographie ---------------------------------------------------------------------------------- 63

III.2. Validation de l'extraction des matrices liquide ---------------------------------------------------------------------------- 65 III.2.1.Extraction sur phase solide (SPE) : généralités ------------------------------------------------------------------------ 65

11

III.2.2. Optimalisation des conditions d’extraction en phase solide en ligne ------------------------------------------ 67 III.2.2.1. Le choix de la cartouche ---------------------------------------------------------------------------------------------- 68 III.2.2.2. Influence du pH de l'échantillon sur les rendements d’extraction --------------------------------------- 69 III.2.2.3. Volume des échantillons --------------------------------------------------------------------------------------------- 71 III.2.2.4. Débit de chargement d’échantillon ------------------------------------------------------------------------------- 71 III.2.2.5. Rendements d’extraction et limites de détection ------------------------------------------------------------- 71 III.2.2.6. Effets de matrice et quantification par étalonnage interne ------------------------------------------------ 72 III.2.2.7. SPE en ligne (cartouche C18) et SPE classique (cartouche Oasis HLB) ------------------------------------ 74

III.2.3. SPE en ligne avec les cartouches Oasis HLB --------------------------------------------------------------------------- 75 III.3. Test de conservation des échantillons d'eau ------------------------------------------------------------------------------- 77 III.4. Validation de la methode d'extraction des matrices solides et biologiques -------------------------------------- 79 CHAPITRE 4 : TRANSFERT A PARTIR DES SOLS AGRICOLES AMENDES EN

BOUES URBAINES-------------------------------------------------------------------------------- 82 IV.1. Location des sites ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------ 84 IV.2. Etude de la contamination des boues urbaines --------------------------------------------------------------------------- 85

IV.2.1. Description des filières de traitmeent des différentes STEP ------------------------------------------------------ 85 IV.2.2. Résultats de la contamination des boues ------------------------------------------------------------------------------ 86

IV.3. Etude de la contamination des sols sur deux parcelles de l'Orgeval et du Liéton (Seine et Marne)------- 87 IV.3.1. Objectifs et choix du site --------------------------------------------------------------------------------------------------- 87 IV.3.2. Contamination des sols, eaux de drain et de fossé des deux parcelles ---------------------------------------- 89

IV.3.2.1. Contamination des sols agricoles par l'épandage de boues urbaines. ---------------------------------- 89 IV.3.2.2. Transfert des antibiotiques des sols contaminés vers le cours d’eau ------------------------------------ 91

IV.4. Etude de la contamination des sols sur une parcelle de la Charmoise (Essonne) ------------------------------- 94 IV.4.1. Description et prélèvement des échantillons ------------------------------------------------------------------------- 94 IV.4.2. Résultats ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------ 95

IV.5. Conclusions -------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 97

CHAPITRE 5 : ÉTUDE DE LA PERCOLATION SUR COLONNE DE SOL EN

LABORATOIRE ------------------------------------------------------------------------------------- 98 V.1. Protocole expérimental --------------------------------------------------------------------------------------------------------- 100

V.1.1. Échantillonnage et préparation d’échantillons ---------------------------------------------------------------------- 100 V.1.2. Dispositif expérimental des colonnes de sol ------------------------------------------------------------------------- 101

V.2. Résultats de l'expérience ------------------------------------------------------------------------------------------------------- 103 V.2.1. Caractéristiques du sol étudié ------------------------------------------------------------------------------------------- 103 V.2.2. Apport en antibiotiques --------------------------------------------------------------------------------------------------- 104 V.2.3. Courbe d’élution du traceur et des antibiotiques ------------------------------------------------------------------ 105 V.2.4. Distribution des antibiotiques dans les différents niveaux de sol ---------------------------------------------- 107 V.2.5. Bilan de masse --------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 111

V.3. Conclusion sur la mobilisation des antibiotiques à travers les sols ------------------------------------------------ 112 VI.1. Objectifs et choix des bassins versants de la Charmoise et de la Prédecelle (Essonne) --------------------- 116 VI.2. Protocole d’échantillonnage -------------------------------------------------------------------------------------------------- 119 VI.3. Transferts d’antibiotiques via le réseau d’assainissement dans le bassin de la Charmoise ---------------- 120

VI.3.1. Effluent de l'établissement hospitalier ------------------------------------------------------------------------------- 120 VI.3.1.1. Comparaison des concentrations dans l'effluent et des quantités d'antibiotiques consommées ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 124 VI.3.1.2. Répartition en fonction de la consommation d'antibiotique et du rejet ----------------------------- 125

VI.3.2. Eaux usées domestiques ------------------------------------------------------------------------------------------------- 126 VI.3.3. Effluent d'entrée de la STEP : Contribution des rejets domestique et hospitalier ------------------------ 128 VI.3.4. Comportement des antibiotiques en station d'épuration et bilan entrée sortie de la STEP ----------- 134

VI.3.4.1. Rendement d’épuration des antibiotiques par la STEP ---------------------------------------------------- 134 VI.3.4.2. Variation saisonnière du rendement d’épuration----------------------------------------------------------- 137 VI.3.4.3. Adsorption par les boues ------------------------------------------------------------------------------------------ 139

VI.3.5. Contamination de la Charmoise par le rejet de la STEP ---------------------------------------------------------- 139 VI.3.5.1. Impact du rejet sur la qualité des eaux de sur face --------------------------------------------------------- 139 VI.3.5.2. Devenir des antibiotiques dans la Charmoise ---------------------------------------------------------------- 143 VI.3.5.3. Adsorption des antibiotiques dans les sédiments----------------------------------------------------------- 144

VI.3.6. Répartition entre la phase aqueuse et la phase particulaire --------------------------------------------------- 147

12

VI.4. Transfert d’antibiotiques via le réseau d’assainissement du bassin de la Prédecelle ----------------------- 149 VI.4.1. La STEP de la Prédecelle -------------------------------------------------------------------------------------------------- 149

VI.4.1.1. Contamination du rejet de la STEP du Syndicat des communes de Limours ------------------------- 149 VI.4.1.2. Rendement dépuration des antibiotiques de la STEP de la Prédecelle-------------------------------- 152 VI.4.1.3. Concentrations totales et flux journalier des antibiotiques en entrée et en sortie de la STEP - 154

VI.4.2. Contamination de la Prédecelle par le rejet de la STEP ---------------------------------------------------------- 154 VI.5. Bilan des apports d’antibiotiques par les réseaux d’assainissements -------------------------------------------- 157

VI.5.1. Niveaux de présence des antibiotiques dans les eaux usées hospitalières, domestiques et contribution des sources à la contamination des eaux usées urbaines ---------------------------------------------------------------- 159 VI.5.2. Étude du comportement de molécules antibiotiques dans les traitements d’épuration --------------- 161 VI.5.3. Impact sur la contamination des milieux récepteurs ------------------------------------------------------------- 161

VI.6. Bilan des transferts d'antibiotiques dans les deux bassins versants ---------------------------------------------- 162

CHAPITRE 7 : TRANSFERT ET ACCUMULATION D’ANTIBIOTIQUES PAR DES

ORGANISMES VIVANTS ---------------------------------------------------------------------- 164 VII.1. Les modèles étudiés ------------------------------------------------------------------------------------------------------------ 166

VII.1.1. Les Invertébrés : le Gammare ------------------------------------------------------------------------------------------ 166 VII.1.2. Les Vertébrés : le poisson ----------------------------------------------------------------------------------------------- 166

VII.2. Échantillonnages et traitements -------------------------------------------------------------------------------------------- 167 VII.2.1. Échantillonnages ----------------------------------------------------------------------------------------------------------- 167 VII.2.2. Traitement ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 169

VII.3. Résultats --------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 170 VII.3.1. Contamination du milieu : colonne d’eaux et sédiment -------------------------------------------------------- 170 VII.3.2. Gammares ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 171

VII.3.2.1. Teneurs en antibiotiques des gammares --------------------------------------------------------------------- 171 VII.3.2.2. Comparaison des niveaux de contamination des gammares adultes et juvéniles ---------------- 174 VII.3.2.3. Variation saisonnière des concentrations -------------------------------------------------------------------- 176 VII.3.2.4. Facteurs BAF et BSAF----------------------------------------------------------------------------------------------- 176

VII.3.3. Poissons ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 179 VII.3.3.1. Contamination de la loche franche----------------------------------------------------------------------------- 179 VII.3.3.2. Contamination du goujon ----------------------------------------------------------------------------------------- 180 VII.3.3.4. Facteur de BAF et BASF -------------------------------------------------------------------------------------------- 182

VII.4. Conclusion ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 182

CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES ------------------------------------------------------- 184

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ----------------------------------------------------- 188

PUBLICATIONS ---------------------------------------------------------------------------------- 204

14

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Caractéristiques physico-chimiques des antibiotiques étudiées et leurs persistances dans

l’environnement ................................................................................................................................ 30

Tableau 2 : Taux d’excrétion de quelques antibiotiques sous forme inchangé ou métabolisé ............................. 33

Tableau 3 : Exemples de concentrations des antibiotiques mesurés dans les milieux aquatiques ....................... 36

Tableau 4 : Usages des antibiotiques étudiés en France selon (Six 2004; Tamtam 2008) .................................... 49

Tableau 5 : Gradient HPLC de la pompe binaire analytique .................................................................................. 55

Tableau 6: Paramètres d’ionisation optimisés pour le spectromètre de masse .................................................... 62

Tableau 7 : Rendements de récupération (%) de 25 molécules dans de l’eau de rivière dopée à des

concentrations de 50 et 200 ng L-1

(SPE en ligne sur les cartouches C18, n = 3, moyenne ± barre

d’erreur) ............................................................................................................................................. 72

Tableau 8 : Pourcentages d’effets matrices (%) dans les eaux de rivière dopées à des concentrations de 200 et

50 ng L-1

(moyenne ± S.D, n = 3) et standards internes utilisés pour la quantification....................... 74

Tableau 9 : Rendements d’extraction (%), limites de détection et limites de quantification des antibiotiques de

l’eau rivière dopée de 25 antibiotiques à concentration de 200 ng L-1

analysés par SPE en ligne

(Oasis HLB) –LC-MS/MS) (moyenne ± écart-type, n=3) ..................................................................... 76

Tableau 10 : Rendements de récupération (%) par extraction aux ultrasons de 25 antibiotiques avec une prise

d’essai de 2 g : sédiment et poisson dopés à 100 ng g-1

(n=3), moyenne ± écart-type) ..................... 79

Tableau 11 : Teneurs (µg kg -1

) en antibiotiques des boues des STEP de la Charmoise, de la Prédecelle, de Lagny

sur Marne et du SIAAP ....................................................................................................................... 86

Tableau 12 : Teneur (µg kg-1

) en antibiotiques à différentes profondeurs dans les sols à la perpendiculaire des

drains des parcelles 3 et 5 (n =3, prélèvement le 22 juillet 2009) ...................................................... 91

Tableau 13 : Concentrations (ng L-1

) en antibiotiques dans les eaux de drainage et dans les fossés ................... 93

Tableau 14 : Dates de prélèvement et pratiques agricoles de la parcelle expérimentale ..................................... 95

Tableau 15 : Récapitulatif des protocoles expérimentaux sur les colonnes de sol .............................................. 103

Tableau 16 : Caractéristiques des sols étudiés .................................................................................................... 103

Tableau 17 : Quantité réelle en antibiotiques dans les apports (µg) pour chaque colonne ................................ 104

Tableau 18 : Caractéristiques de l’assainissement sur les deux bassins versant ................................................. 118

Tableau 19 : Dates des prélèvements sur les bassins de la Charmoise et de la Prédecelle ................................. 120

Tableau 20 : Fréquence de détection (%) et concentrations minimales, moyennes, maximales et médianes des

antibiotiques étudiés (ng L-1

) dans l’effluent de l’hôpital et l’effluent domestiques de la Charmoise

......................................................................................................................................................... 121

Tableau 21 : Concentrations minimales, maximales (µg L-1

) des antibiotiques détectés dans les effluents

hôpitaux de notre étude et suivant la littérature ............................................................................ 124

Tableau 22 : Consommation (g an-1

), taux d’excrétion inchangé (%) et concentrations (µg L-1

) théoriques et

mesurées des principaux antibiotiques détectés dans l’effluent de l’hôpital .................................. 125

Tableau 23 : Fréquence de détection (%), concentrations minimales, moyennes, maximales et médianes des


) en entrée et en sortie de la STEP de la Charmoise ............................ 129

15

Tableau 24 : Flux moyen des antibiotiques (g J-1

), contribution (%) des rejets domestiques et de l’hôpital et dans

le mélange en entrée de la STEP et suivant les données de littérature ........................................... 134

Tableau 25 : Fréquence de détection (%) et concentrations minimales, moyennes, maximales et médianes des


) dans les eaux de la Charmoise en amont aval immédiat et aval éloigné

du rejet ............................................................................................................................................ 141

Tableau 26 : Teneurs (µg kg-1) en antibiotiques dans les sédiments dans la Charmoise en amont, aval et aval

éloigné du rejet de la STEP .............................................................................................................. 146

Tableau 27 : Fréquence de détection (%) et concentrations des antibiotiques étudiés (ng L-1

) dans les eaux en

entrée et en sortie de la STEP du bassin de la Prédecelle ................................................................ 151

Tableau 28 : Fréquence de détection (%), concentrations des antibiotiques (ng L-1

) dans les eaux de la Prédecelle

en amont et en aval du rejet ........................................................................................................... 155

Tableau 29 : Synthèse des fréquences de détection et des abondances des antibiotiques étudiés dans les

effluents et dans les rivières en aval des rejets des STEP des bassins versants de la Charmoise et de

la Prédecelle .................................................................................................................................... 158

Tableau 30 : Flux moyen journalier mg/1000 habitants/jour des antibiotiques les plus fréquemment détectés

dans les effluents domestiques (présente étude et donnés de la littérature ................................... 160

Tableau 31 : Caractéristiques morphologiques des individus de poisson échantillonnés ................................... 169

Tableau 32 : Concentrations des antibiotiques dans les eaux (ng L-1

) et les sédiments (µg kg-1

) aux points de

prélèvement des gammares dans la Charmoise et la Prédecelle .................................................... 171

Tableau 33 : Facteur de bioaccumulation (BAF) et facteur d'accumulation biote sédiment (BSAF) des

antibiotiques détectés dans les gammares ..................................................................................... 178

Tableau 34 : Facteur de bioaccumulation (BAF) et facteur d'accumulation biote sédiment (BSAF) des

antibiotiques détectés dans les poissons ......................................................................................... 182

16

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Parts des médicaments humains et vétérinaires dans les ventes des familles d’antibiotiques en France

en 2002. (d’après Guillemot, 2006) ......................................................................................................... 32

Figure 2 : structure chimique des 25 molécules l’étude ........................................................................................ 48

Figure 3: Procédure SPE en ligne : position 1 : extraction, position 2 : élution...................................................... 52

Figure 4 : Procédure d’extraction des matrices solide par ultrasons et SPE sur cartouches Oasis HLB ................. 54

Figure 5 : Séparation des composés à concentration de 0,05 ng mL-1

avec le gradient optimisé ......................... 64

Figure 6 : Étapes générales de l’extraction par SPE .............................................................................................. 65

Figure 7 : Rendements d’extraction (%) de 25 antibiotiques dans de l’eau ultra-pure dopée à la concentration de

200 ng L-1

, technique SPE en ligne sur deux cartouches C18 et Résine SH (n=3, ± barre d’erreur) ........... 68

Figure 8 : Chromatogrammes d’acide nalidixique et d’érythromycine obtenus par les cartouches C18 et Résine

SH (eau ultra-pure dopée 200 ng L-1) ..................................................................................................... 69

Figure 9 : Effets de pH d’échantillons sur les rendements d’extractions (%) des antibiotiques par la cartouche C18

(eau ultra-pure dopée à concentration de 200 ng mL-1

) (n=3, ± barre d’erreur) ..................................... 70

Figure 10 : Rendements d’extraction (%) des antibiotiques de l’eau ultra-pure dopée à concentration de 200 ng

L-1

: SPE classique (Oasis HLB) et SPE en ligne C18 (n=3, moyenne ± écart-type) ..................................... 75

Figure 11 : Pourcentages de dégradation (%) des antibiotiques dans l’eau de rivière filtrée à 0,2µm et dopée à

200 ng L-1

dans les différentes conditions de stockage : à 4 °C (Figure 11A) et à -18°C (Figure 11B) ..... 78

Figure 12 : Schéma récapitulatif des localisations des différents sites de prélèvement des échantiollons de boues

et de sol ................................................................................................................................................... 84

Figure 13 : Teneurs (µg kg-1

) des antibiotiques dans les sols de surface des parcelles 3 et 5 (prélèvement en

2009) ....................................................................................................................................................... 90

Figure 14 : protocole prévu et réalisé de prélèvement des échantillons de sol de la parcelle après d’épandage des

boues ....................................................................................................................................................... 94


) en antibiotiques détectées dans les sols de différents de profondeurs en fonction du

temps après épandage de boues de la STEP de la Charmoise et les données météorologiques

(Précipitations en mm et Température en °C) ......................................................................................... 97

Figure 16 : Schéma des colonnes de sol .............................................................................................................. 101

Figure 17 : Courbes d’élution de conductivité (µs cm-1

) et de concentration (ng L-1

) des antibiotiques détectés

dans les percolats : figures A1, A2 colonnes de sol de la couche 0-30 cm ; figures B1, B2 colonnes de sol

de la couche 50-80 cm........................................................................................................................... 105


) en antibiotiques dans les sols des colonnes selon les profondeurs : figure A1, A2

colonnes de sols de la couche 0-30 cm, figure B1, B2 colonnes de sols de la couche 50-80 cm ............. 110

Figure 19 : Pourcentages moyenne (%) de récupération des antibiotiques dans les colonnes de horizons 0-30 cm

et 50-80 cm ........................................................................................................................................... 112

Figure 20 : Localisation des rivières et situation des points d'échantillonnage sur les bassins de la Charmoise et

de la Prédecelle ..................................................................................................................................... 117

17

Figure 21 : Concentrations minimales, médianes et maximales (µg L-1

) d’antibiotiques les plus fréquemment

retrouvés dans l'effluent de l’hôpital (quartiles : 25 % - 75 %). ............................................................. 123

Figure 22 : Répartition (%) par familles d’antibiotique étudié dans la consommation d’hôpital et les familles

d’antibiotiques détectés dans l’effluent de l’hôpital. ............................................................................ 126

Figure 23 : Concentrations minimales, médianes et maximales (ng L-1


retrouvés dans l'effluent domestique (Charmoise) (quartile : 25 % - 75 %) .......................................... 127

Figure 24 : Concentrations minimales, maximales et médianes (µg L-1

) d’antibiotiques les plus fréquemment en

entrée de la STEP de la Charmoise (quartile : 25 %- 75 %) .................................................................... 131

Figure 25 : Concentration total des antibiotiques étudiés (µg L-1

) dans l’effluent de l’hôpital, effluent

domestiques et en entrée de STEP de différents jours de prélèvement ................................................ 132

Figure 26 : Flux journalier (g J-1

) des antibiotiques de différents effluents : domestique, hospitalier et mélange en

entrée de STEP....................................................................................................................................... 133

Figure 27 : Concentrations moyenne, médianes et maximales (µg L-1


retrouvés dans l’effluent de STEP de la Charmoise (quartile : 25-75 %)................................................ 135

Figure 28 : Concentrations moyennes (µg L-1

) en entrée et en sortie sur la base des prélèvements et

pourcentages moyens (%) d’abattement pour les molécules les plus détectées .................................. 136

Figure 29 : Les filières d’épuration de la STEP du bassin de la Charmoise .......................................................... 137

Figure 30 :Variation des rendements d’élimination de conductivité, de matière en suspension, des principaux

d’antibiotiques les plus fréquemment détectés en entrée et en sortie de la STEP et la température du

milieu ..................................................................................................................................................... 138

Figure 31 : Concentrations totales des antibiotiques (µg L-1

) dans les eaux de la Charmoise en amont, en aval et

en aval éloigné du rejet de la STEP ........................................................................................................ 140

Figure 32 : Concentration moyenne (ng L-1

) des antibiotiques les plus fréquemment détectés dans l’effluent de la

STEP et dans les eaux de la Charmoise en amont, en aval et en aval éloigné du rejet ......................... 142

Figure 33 : Dissipation (%) des concentrations dans les eaux de la Charmoise entre les points aval et aval éloigné

du rejet et la température (°C) .............................................................................................................. 143

Figure 34 : Teneur total (µg kg-1

) en antibiotiques dans les sédiments de la Charmoise en amont, aval et aval

éloigné du rejet de la STEP de Fonntenay-les-Briis ................................................................................ 145

Figure 35 : Répartition moyenne (%) des antibiotiques entre la phase dissoute et la phase particulaire en entrée

de la STEP (figure A) et dans la Charmoise en aval du rejet de la STEP (figure B), suivant l’évolution de la

charge solide en mg L-1

.......................................................................................................................... 148

Figure 36 : Répartition moyenne (%) des antibiotiques entre la phase dissoute et la phase particulaire des

antibiotiques les plus fréquemment détectés en entrée de la STEP de la Charmoise ........................... 149


) en antibiotiques les plus fréquemment

détectés en entrée (figure A) et en sortie (figure B) de la STEP de la Prédecelle (quartile : 25 % - 75 %)

.............................................................................................................................................................. 152

Figure 38 : Les filières d’épuration de la STEP du bassin de la Prédecelle (Source : Phytorestore) ..................... 152

18

Figure 39 : Concentrations moyennes (ng L-1

) en entrée, en sortie et les pourcentages (%) d’abattement des

molécules les plus fréquemment détectées de STEP de la Prédecelle ................................................... 153

Figure 40 : Concentrations totales en µg L-1

(figure A) et flux journalier (flux total) en g J-1

(figure B) des

antibiotiques à différentes dates de prélèvements en entrée et en sortie de la STEP de la Prédecelle. 154


) en antibiotiques les plus fréquemment

détectés dans les eaux de la Prédecelle en aval du rejet....................................................................... 156

Figure 42 : Concentrations totales (ng L-1

) en antibiotiques dans les eaux en amont, en aval du rejet de la STEP et

le débit (m3 s

-1) de la Prédecelle ............................................................................................................ 157

Figure 43 : Bilan des flux journalier des antibiotiques des bassin versant de la Charmoise et de la Prédecelle . 162

Figure 44 : Carte des points de prélèvement sur l’Orge et situation des stations d’épuration ........................... 168

Figure 45 : Teneurs minimales, médianes et maximales (µg kg-1

) d’antibiotiques détectées dans les gammares

adultes (figure A) et juvéniles (figure B) prélevées dans la Charmoise en aval du rejet de la STEP

(quartile : 25-75%) ................................................................................................................................ 172


) des antibiotiques dans les gammares adultes (bleu) et juvéniles (rouge) pendant la

période d’étude (mai 2010-mai 2010) .................................................................................................. 175

Figure 47 : Teneurs moyennes (µg kg-1) des antibiotiques détectés dans la loche franche en différents points de

prélèvement dans la Prédecelle et la Charmoise .................................................................................. 180

Figure 48 : Teneurs moyennes (µg kg-1

) des antibiotiques détectés dans la floche franche et le goujon ........... 181

19

LISTE DES ANNEXE

Annexe 1 : Teneurs minimales, moyennes, maximales et médianes en µg kg-1

des antibiotiques dans les

gammares adultes et juvéniles dans la Charmoise en aval 750 m du rejet de STEP .......................... 200

Annexe 2 : Caractéristiques des échantillons de l’eau du bassin versant de la Prédecelle .................................. 201

Annexe 4 : Teneurs en antibiotiques (µg kg-1

) détectés dans les poissons prélevés à différents points de la

Charmoise et de la Prédecelle ............................................................................................................ 203

20

LISTE DES ABRÉVIATIONS

AFSSA Agence nationale de sécurité sanitaire de l'alimentation

BAF Facteur de bioaccumulation

BSAF Facteur d’accumulation biote sédiments

CO Carbone organique

DT50 Temps de demi-vie

E Eau de surface

EI Étalon interne

ESI Electrospray ionization

H Constante de Henry

J Jour

KOC Coefficient de partage carbone organique/eau

KOW Coefficient de partition octanol/eau

LDD Limite de détection

LDQ Limites de quantification

m/z Rapport masse/charge

MES Matières en suspension

MO Matière organique

MS Spectrométrie de masse

ORDIF Observatoire Régional des Déchets d'Île-de-France

pKa Constante de dissociation d’une molécule

S Sol agricole

Séd Sédiment de rivière

SIAAP Syndicat Interdépartemental pour l'Assainissement de l'Agglomération

Parisienne

SPE Solid phase extraction, Extraction sur phase solide

STEP Station d’épuration des eaux usées

22

Introduction : Contexte et objectifs scientifiques

Le milieu scientifique s’est largement intéressé aux pollutions des milieux aquatiques

provenant des rejets de produits chimiques industriels et agricoles. Les effets de ces pollutions

sur les écosystèmes, sur la santé humaine ou animale ont été évalués et des réglementations

ont pu être décidées et mises en œuvre. Néanmoins, d’autres classes de contaminants des

milieux aquatiques sont apparues ces dernières années. Ainsi les perturbateurs endocriniens,

qui sont des contaminants agissant sur les systèmes hormonaux et les résidus médicamenteux

ont été identifiés comme potentiellement toxiques.

La France est le premier pays consommateur de médicaments en Europe. Ces derniers sont

consommés en médecine humaine de façon quotidienne sur tout le territoire en quantités

variables et sont rejetés dans le milieu naturel de façon continue. Les stations d'épuration des

eaux usées (STEP) qui permettent d’éliminer une partie importante de polluants ne sont pas

conçues pour traiter ce type de contamination et leur efficacité est plus ou moins importante

selon les molécules.

Ainsi, des résidus médicamenteux ont été retrouvés dans les eaux de surface à travers le

monde, l’Europe et la France. Les médicaments sont des substances actives sur les organismes

vivants, humains ou animaux. Leur présence dans l’environnement pose la question de leurs

actions potentielles sur des organismes non ciblés. Ces molécules présentent une toxicité pour

l'Homme à des doses plus ou moins fortes, elle est décrite lors de l’acceptation des dossiers

d’autorisation de mise sur le marché. Elles sont classées en fonction de leurs actions curatives

ou préventives : analgésiques, anti-épileptiques, hypolipémiants, anti-hypertenseurs,

antibiotiques … La dernière classe de médicaments fait plus particulièrement l’objet d’études

de par leurs effets produits sur les souches bactériennes.

En effet, celles-ci peuvent développer une résistance à un ou plusieurs antibiotiques de par

leurs mécanismes d’adaptation et de mutation. Ces bactéries deviennent alors insensibles à un

traitement utilisant les antibiotiques pour lesquels elles ont acquis une résistance et elles

peuvent se disséminer dans divers milieux. Ce phénomène d’apparition et de propagation de

souches antibiorésistantes relève alors non seulement de problématiques de santé publique

avec comme objectif, une meilleure gestion ou utilisation de ces molécules, mais il relève

23

aussi des problématiques environnementales écologiques, lorsque ces bactéries se disséminent

dans l’environnement.

Les études antérieures réalisées dans le cadre du programme PIREN-Seine ont permis de

mettre en évidence une contamination généralisée des eaux de surface du bassin versant de la

Seine. Bien qu’il n’existe pas actuellement de réglementation concernant leur niveau de

présence dans les rejets et l’environnement, les données acquises justifient l’intérêt et la

nécessité de définir les sources et le mode de transfert de ces substances pharmaceutiques afin

d’obtenir une meilleure caractérisation du danger potentiel sanitaire ou environnemental

résultant de leur présence dans l'environnement.

Dans ce cadre, une première thèse a concerné la contamination de la Seine par des rejets

directs de STEP en zone urbaine et de piscicultures en milieu rural, ainsi que l'évolution des

concentrations suivant les différentes filières d'épuration des eaux (Tamtam 2008). Des

molécules d'antibiotiques ont ainsi été mises en évidence dans les effluents liquides et dans les

boues résiduaires des STEP de l'agglomération parisienne.

Dans ce contexte, cette thèse se focalise principalement sur les petits bassins où l'impact de

l'assainissement peut etre importante que ce soit au niveau de la contamination des sols

épandus en boues urbaines, des rivières qui recoivent des effluents de STEP ou des biotes

présents au sein de ces rivières.

La thèse comprend ainsi quatre objectifs généraux :

- Définir l’impact potentiel des amendements par épandage de boues urbaines et les

risques de contamination des sols, des eaux de percolation, puis de transfert vers le

réseau hydrographique au droit de parcelles drainées.

- Caractériser les apports d’antibiotiques (domestiques et hospitaliers) au réseau

d’assainissement, ainsi que leur devenir après traitement des eaux usées.

- Évaluer l’impact des effluents de STEP sur la qualité des eaux de surface et le

comportement des molécules dans les cours d’eau.

- Déterminer l’importance du transfert vers les organismes aquatiques invertébrés et

vertébrés en fonction de la biodisponibilité des molécules et de leur bioaccumulation.

24

Ces quatre objectifs correspondent respectivement à quatre axes de recherche auxquels il

faut ajouter un axe méthodologique concernant le développement d’une méthode de dosage

des antibiotiques dans les différentes matrices à étudier : liquides (cours d’eau, effluents),

solide (matière en suspension, sédiments, boues urbaines, sols), biologique (poisson,

crustacé).

26

CHAPITRE 1 : SYNTHÈSE BIBLIOGRAPHIQUE

28

I.1. Les antibiotiques

I.1.1. Définition

Les antibiotiques sont des substances anti bactériennes d’activité sélective et non toxique

pour l’hôte. Ils ont un site d’action bien défini et un mécanisme précis permettant leur

utilisation dans le traitement de la majorité des infections (Bergogne-Berezi and Dellamonica

1999).

Actuellement, il existe plus de 10 000 molécules d'antibiotiques, mais seulement une

centaine (dont un quart sont des pénicillines) sont efficaces et utilisables pour des applications

thérapeutiques. Les autres sont trop toxiques, trop instables ou ont une biodisponibilité

insuffisante chez l'Homme. La plupart des antibiotiques sont des molécules naturelles,

synthétisées par des procaryotes, des champignons, des végétaux supérieurs, des animaux ou

des lichens.

Les antibiotiques sont classés en famille en fonction de leurs origines, nature chimique,

mode d’action. Parmi celles-ci, les ß-lactamines, les tétracyclines, les aminoglycosides, les

macrolides, les glycopeptides, les sulfamides et les fluoroquinolones sont les plus importants

(Kümmerer 2009).

I.1.2. Propriétés physico-chimiques

Les propriétés physico-chimiques des molécules sont déterminantes pour leur devenir dans

l'environnement. La solubilité, le coefficient de partage octanol/eau (Kow), le potentiel

d’adsorption, la volatilisation, degré d’ionisation et la bioacummulation sont des paramètres

qui permettent d’évaluer l'exposition potentielle à une substance chimique dans

l’environnement.

- Volatilisation : Les constantes de Henry des antibiotiques sont très faibles, de

négligeable à 2 x 10-26

Pa L mol-1

(Thiele-Bruhn 2003) indiquant que ceux-ci sont très peu

susceptible d’être volatilisés et cela même à partir d’une solution. Néanmoins, ceci n’exclu

29

pas la possibilité de transferts vers le compartiment atmosphérique à l'état absorbé sur des

aérosols particulaires.

- Hydrosolubilité : La solubilité des antibiotiques est très variable de l’ordre de quelques

mg (acide oxolinique : 4 mg L-1

) à quelques centaines de g L-1

(norfloxacine 178 g L-1

). Elle

n'est toutefois pas définie pour diverses molécules

- Liposolubilité : Les antibiotiques ont généralement des coefficients de partage

octanol/eau (LogKow) inférieurs à 3 (Tableau 1), seuil à partir duquel on considère qu’une

substance est lipophile et donc potentiellement bioaccumulable.

- Répartition phase dissoute/particulaire : Le Kd est le coefficient de partage d’une

molécule entre la phase particulaire et la phase dissoute. Plus la valeur est élevée plus la

molécule aura tendance à s’adsorber, et inversement, des valeurs faibles, traduit un caractère

hydrophile avec un risque accru d’infiltration dans sol. Les antibiotiques ont des valeurs Kd

très variables de 0,3 à 6310 L kg-1

selon les composés et la nature de sol (Tableau 1), donc

leurs adsorptions et leurs mobilités sont variables dans les sols.

30

Tableau 1 : Caractéristiques physico-chimiques des antibiotiques étudiées et leurs persistances dans l’environnement

Familles Antibiotiques pKa LogKow Kd (L kg-1

) Koc (L kg-1

) Solubilité (g L-1

) Persistance : TD50 (Jours)

Macrolides Tylosine 3,3 ; 7,1

a 3,5

a 8,3-128

a 550-7990

a 5

a S : 3-8

b

Érythromycine 8,9c 3,1 ; 2,5

d - 10

e 2

e S : 11

f

Tétracyclines Chlorotétracycline 3,3 ; 7,3 ; 9,1

c -0,4 ; -0,6 ; -0,7

d - - 0,6

f S : > 30

g

Tétracycline 3,3 ; 7,7 ; 9,7a -1,2

a 400-620

a 40x10

3g 1,7

a E : 3 heurs

b

β-lactamines Amoxicilline 3,4 ; 6,7 ; 9,4

c 1,0

d - 865

e 4

e S : 0,16-0,29

k

Céfotaxime - - - - - -

Diaminopyrimidines Triméthoprime 3,2 ; 6,7

c 0,7

d - 1680-3990

f 2,3

h Séd : 100

b, S : 110

f, E : > 42

b

Orméthoprime - - - -

Séd : < 30b, E > 42

b

Sulfamides Sulfaméthazine 2,7 ; 7,7

a 0,9

a 0,6-3,1

a 60-208

a 1,5

a S : 18,6

g

Sulfaméthoxazole 1,8 ; 5,6c 0,9

m - 60-300

h 3,9

h E : > 21

Quinolones

Acide oxolinique 6,9a 0,7

a 0,3-116

a 17-4510

a 0,004

a Séd : 150-1000

i, E : < 9

b

Acide nalidixique 6,1c 0,4 - - - -

Acide pipémidique 5,2 ; 2 ; 8,2c - - - - -

Fluoroquinolones

Enrofloxacine 6,2 ; 8,3a 1,1

a 7,7-5612

l 16500-77x10

4a 130

a -

Fluméquine 6,4a 1,7

a - 2450

h 0,07

a Séd : 60-300

g, E : < 9

g

Énoxacine 6,0 ; 8,5c - 230-6310

a - - S : 56

l

Loméfloxacine 5,0 ; 6,2 ; 9,0c - - - - -

Sarafloxacine 6,0 ; 8,6a - - - 0,1

a Séd : 83-300

b, S : 80

b

Norfloxacine 6,2 ; 8,3c -1,1

a - - 178

h -

Ciprofloxacine 5,9 ; 8,9a 0,4

a 430

a 61000

a 30

a E : 2 - 49

h

Ofloxacine 5,9 ; 8,3a 0,4

a 310

a 44100

a 28,3

h E : > 10,6

e

Nitro-imidazoles Ornidazole 2,4m - - - - -

Glycopeptides Vancomycine 2,2 ; 7 ; 9,6 ; 12,0j -0,3

o - - > 100

n -

Métabolistes N-sulfaméthoxazole - - - - - -

D-ciprofloxacine - - - - - -

(- : non déterminé ; E : eau, S : sol, Séd : sédiment)

a : (Tolls 2001), b : (Kümmerer 2004), c : (Sandra Babic 2007), d : (Pavlovic et al. 2007), e : (Bottoni et al. 2010), f : (Sarmah et al. 2006), g :

(Boxall et al. 2002), h : (Tamtam et al. 2007), i : (Halling-Sorensen et al. 1998), j : (Johnson and Yalkowsky 2006), k : (Boxall et al. 2006), l :

(Thiele-Bruhn 2003), m : (Singh et al. 2003), n : (Faustino 2008), m (Díaz-Cruz et al. 2006) ; o :(DrungBank).

31

HI.2. Sources et devenir dans l’environnement

I.2.1. Usages et niveaux de consommation

Les antibiotiques sont utilisés en médecine humaine et vétérinaire ainsi qu’en pisciculture à

des fins préventives ou curatives. Certaines molécules sont polyvalentes ou à large spectre

d’utilisation, d'autres sont spécifiques avec des usages en médecine humaine ou vétérinaire.

On a estimé que la quantité d’antibiotique utilisé au niveau mondial était de 100 000 à 200

000 tonnes par an (Wise 2002). En 1996, 10 200 tonnes d’antibiotiques ont été utilisés en

Europe, dont près de 50 % l’ont été en médecine vétérinaire (Kümmerer 2009).

En 2008, la France était le 4e consommateur européen d’antibiotiques pour la médecine de

ville avec une Dose Définie Journalière (DDJ) pour 1000 habitants de 28,0 g j-1

, après la

Grèce 45,2 g j-1

, Chypre 32,8 g j-1

et l’Italie 28,5 g j-1

(Batt et al. 2008).

Concernant l'usage des antibiotiques en médecine vétérinaire en 2004, 5 393 tonnes ont été

utilisées en Europe dont la France est le premier pays utilisateur avec 1 179 tonnes (Kools et

al. 2008). Depuis dix ans, la quantité d’antibiotiques utilisée en médecine vétérinaire en

France est presque inchangée, soit environ 1 200 tonnes par an (Guillemot 2006).

En France, en 2002, plus de 728 tonnes (37 %) d’antibiotiques ont été employées en

médecine humaine (médecine de ville et hospitalière) contre 1295 (63 %) tonnes en médecine

vétérinaire (Guillemot 2006). En médecine humaine, l'usage l’hospitalier représente environ

15 % des antibiotiques utilisés, le reste étant consommé en médecine de ville. En médecine

vétérinaire, seul 1 % environ est destiné aux animaux de compagnie, le reste étant destiné aux

animaux élevages (Guillemot 2006).

La comparaison des tonnages des différentes familles d’antibiotiques indique que les

familles les plus utilisées ne sont pas identiques en médecines humaine et vétérinaire. En

médecine humaine les antibiotiques les plus employés sont des β-lactamines (60 %), ensuite,

ce sont des macrolides, lincosamides et streptogramines et les fluoroquinolones représentent

environ 15 %. En médecine vétérinaire les tétracyclines représentent à elles seules près de la

32

moitié des ventes totales (40 %), ensuite, ce sont les associations des sulfamides et

triméthoprimes (20%) (Figure 1).

0

100

200

300

400

500

600

700

TonnesUsage vétérinaire

Usage humain

Figure 1 : Parts des médicaments humains et vétérinaires dans les ventes des familles

d’antibiotiques en France en 2002. (d’après Guillemot, 2006)

I.2.2. Voies de diffusion des antibiotiques dans l’environnement

Après administration, 5 % à 90 % des antibiotiques peuvent être excrétés inchangés ou

métabolisés par les enzymes de phase I et de phase II, dans les fèces et/ou dans les urines

(22). Les principaux antibiotiques utilisés en médecine humaine aboutissent aux stations

d’épuration (STEP) où ils ne sont pas complètement dégradés et par conséquent rejetés dans

les eaux de surface. Certaines de ces substances peuvent être adsorbées dans les boues de

STEP (les fluoroquinolones, les tétracyclines). Si ces boues sont épandues sur des sols

agricoles, ces substances peuvent également être entraînées par ruissellement vers les eaux de

surface (Halling-Sorensen et al. 1998). En pisciculture, les poissons traités éliminent

directement les médicaments non métabolisés et les métabolites dans le milieu aqueux, tandis

que les produits vétérinaires administrés aux autres animaux d’élevage sont rejetés dans

l’environnement directement par les excrétions des animaux ou indirectement par les effluents

d’élevage (Boxall et al. 2003).

33

Tableau 2 : Taux d’excrétion de quelques antibiotiques sous forme inchangé ou métabolisé

Taux d'excrétion (%)

Familles Antibiotiques Inchangé Métabolisé

Macrolides Tylosine 28 - 76

a -

Érythromycine > 60b -

Tétracyclines

Chlorophénicole 5 - 10a -

Tétracycline 80 - 90a -

Chlorotétracycline < 70a -

Oxytétracycline < 80a -

β-lactamines

Amoxicilline 80 - 90a 10 - 20

a

Ampicilline 30 - 60a 20 - 30

a

Pénicilline G 50 - 70a 30 - 70

a

bxfffffdxdSulfamides Sulfaméthoxazole 15

a -

Sulfaméthoxine ~ 15a -

Diaminopyrimidines Triméthoprime 50b -

Quinolones et

Fluoroquinolones

Acide nalidixique 20b -

Fluméquine 10b -

Norfloxacine 70b -

Ofloxacine 80b -

Ciprofloxacine 75 - 85b -

Imidazoles Ornidazole 5b -

Glycopeptides Vancomycine 90b -

Aminoglycosides Streptomycine < 66a -

(- non déterminé)

a : (Jjemba 2002), b : (Tamtam 2008)

I.2.3. Devenir dans les écosystèmes

I.2.3.1. Dégradation

La décomposition des antibiotiques dépend de nombreux facteurs : structure chimique, pH,

formation de ligands, présence de bactéries, photodégradation.

L’hydrolyse : l’hydrolyse serait une voie de dégradation majeure pour les pénicillines, ces

molécules sont rarement détecté dans l’environnement (Hirsch et al. 1999; Cha et al. 2006).

La photodégradation : la photodégradation est la voie principale de dégradation pour les

molécules photosensibles, tel que les quinolones, les sulfamides et les tétracyclines. Ce

phénomène dépend de l’ensoleillement, de la profondeur et de la turbidité (Tore Lunestad et

al. 1995). Les études de Verma et al (2007) sur le comportement de la tétracycline dans les

différents types d’eau ont montré que la demi-vie de tétracycline dépend du milieu et de

34

l’exposition à la lumière : en cas d’exposition à la lumière, les demi-vies sont respectivement

de 32, 2 et 3 jours dans l’eau distillée, l’eau de rivière et l’eau de marais alors qu’en absence

de lumière, les demi-vies sont respectivement de 83, 18 et 13 jours.

La biodégradation : les données relatives à la biodégradation des antibiotiques sont assez

nombreuses concernant les traitements d’épuration (Giger 2000; Göbel et al. 2007) par contre

la biodégradation dans les sols et les eaux naturelles est beaucoup moins bien documentées.

Alexy et al (2004) ont étudié la biodégradation de 18 antibiotiques en condition anaérobie, ces

résultats ont montré qu'il n’y a pas de biodégradation pour 17 antibiotiques des 18 molécules

étudiées dont l’érythromycine, la tétracycline, la chlorotétracycline, l’amoxicilline, la

triméthoprime, la sulfaméthoxazole, l’ofloxacine et la vancomycine. Une autre étude a

démontré que la tylosine est rapidement dégradé en milieu aérobie dans les excréta de bovins,

de poulets et de porcs avec les demi-vies sont respectivement de 6,2 - 7,6 - 7,6 jours (Teeter

and Meyerhoff 2003).

I.2.3.2. Persistance dans les sédiments

Les connaissances sur le devenir des antibiotiques dans les sédiments sont très limitées. Il

n'y a que quelques études sur la persistance des antibiotiques dans les sédiments. Jacobsen et

Berglind (1988) ont estimé que la demi-vie de l’oxytétracycline dans les sédiments dans les

fermes d’élevage de poissons est approximativement trois mois. Hektoen et al (1995) ont

montré que les demi-vies des quinolones et des tétracyclines sont de l’ordre de quelque

semaine à plusieurs mois dans les sédiments.

I.2.3.3. Mobilisation dans les sols

Dans les sols, la mobilité des antibiotiques est influencée par une combinaison de plusieurs

facteurs incluant leur structure chimique, leur solubilité dans l’eau, ainsi que le pH des sols,

leur capacité d’échanges de cations, leurs teneurs en calcaire, leur teneur en matière organique

et la température. Les quinolones et les tétracyclines sont considérées comme fortement

adsorbables, donc ayant une mobilité limitée. Aga et al (2003) ont montré dans les sols

amendés, les teneurs détectables auraient diminué de 225 µg kg-1

à 110 µg kg-1

après 7 jours

et à 5 µg kg-1

après 28 jours d’application. Contrairement, les sulfamides sont considérées

comme très mobiles (Tolls 2001; Thiele-Bruhn 2003).

35

I.2.4. Comportement dans les stations d’épuration

Des études ont montré que certains antibiotiques sont faiblement dégradés suivant les

filières de STEP, comme les fluoroquinolones, les diminopyrimidines et les sulfamides. Tunc

et Aksu (2005) ont montré que la pénicilline G est bien éliminée par les procédés de

traitement des eaux comme la biosorption et l’adsorption sur charbon actif. En fonction du

procédé de traitement, la sulfaméthoxazole a les taux d’élimination variant de 5 à 80 %

(Göbel et al. 2007), les macrolides ont les taux de dépuration inférieur à 33 % et les

quinolones sont fortement adsorbées sur les boues biologiques (Golet et al. 2003). Giger

(2000) a montré des taux de dégradation de la ciprofloxacine de l’ordre de 55 % à 75 % suite

au traitement aérobie des effluents municipaux.

I.2.5. État de la contamination des milieux aquatiques

Des nombreuses études ont monté la présence de résidus d’antibiotiques dans les eaux de

surfaces, des eaux souterraines et les effluents de STEP, dans les sédiments ainsi que dans les

organismes vivants (Tableau 3).

La sulfaméthoxazole et la triméthoprime font partie des antibiotiques les plus fréquemment

détectées dans les eaux de surface à des concentrations de l’ordre de quelques dizaines de ng

L-1

à plus de 1900 ng L-1

pour la sulfaméthoxazole (Hirsch et al. 1999; Kolpin et al. 2004;

Kümmerer 2009). Les fluoroquinolones sont également fréquemment détectées, notamment la

ciprofloxacine et la norfloxacine ou l’ofloxacine (Golet et al. 2002; Tamtam et al. 2008;

Kümmerer 2009). Certaines familles d’antibiotiques sont très peu retrouvées dans les eaux de

surface, principalement les β-lactames, en raison de leur forte sensibilité à l’hydrolyse (Hirsch

et al. 1999) ou les tétracyclines du fait de leur forte adsorption avec les matières organiques

(Yang and Carlson 2003). Les antibiotiques sont aussi détectés dans les eaux souterraines à

des concentrations de 22 ng L-1

à plus de 410 ng L-1

pour la sulfaméthoxazole (Lindsey et al.

2001; Sacher et al. 2001; Kümmerer 2009). Les sédiments peuvent affecter de manière

importante le devenir des antibiotiques, les teneurs en antibiotiques y sont souvent plus

importantes que dans l’eau (Kim and Carlson 2006), des teneurs maximales de 246 µg kg-1

et

de 578 µg kg-1

d’oxytétracycline et de fluméquine ont été mesurées dans les sédiments à

proximité des fermes aquacoles (Lalumera et al. 2004). La persistance prolongée dans les

sédiments (Hektoen et al. 1995) et un potentiel de désorption de ces composés vers la phase

36

aqueuse ont été reportés (Smith and Samuelsen 1996; Simon 2005). L’acide oxolinique et la

fluméquine ont aussi été retrouvés dans des poissons sauvages vivant à proximité des fermes

piscicoles avec des concentrations maximales de 4,9 µg kg-1

(Ervik et al. 1994).

Tableau 3 : Exemples de concentrations des antibiotiques mesurés dans les milieux

aquatiques

Familles Antibiotiques

Effluents

de STEP

(ng L-1

)

Eaux de

surface

(ng L-1

)

Eaux

souterraines

(ng L-1

)

Sédiments

(µg kg-1

)

Organismes

vivants

(µg kg-1

)

Pénicillines

Pénicilline > 200a 3

a - - -

Flucloxacilline - 7a - - -

Piperacilline - 48a - - -

Macrolides

Tylosine - > 280a - - -

Érythromycine-H2O > 6000a > 1700

a > 49

a - -

Roxithromycine > 1000a > 560

a > 26

a - -

Fluoroquinolones

Ciprofloxacine > 106a > 30

a - - -

Acide oxolinique - - - 4,9c

Fluméquine - - - 246b 2,0

c

Norfloxacine - > 120 a - - -

Ofloxacine > 82a - - - -

Sulfamides

Sulfaméthoxazole > 2000a > 1900

a > 470

a - -

Sulfaméthazine - > 220 a > 160

a - -

Sulfadiazine - - > 17a - -

Sulfaméthazine - > 7a > 23

a - -

Tétracyclines Tétracycline > 20

a > 110

a - - -

Chlorotétracycline - > 690a - - -

Diaminopyrimidines Triméthoprime > 660a > 710

a - - -

(- non étudié)

a : (Kümmerer 2009), b : (Calamari et al. 2003), c :(Ervik et al. 1994)

37

I.3. Risques (sanitaire et environnemental) et cadre réglementaire

I.3.1. Transfert et accumulation dans les organismes vivants

De nombreuses études ont montré que l’on retrouve des contaminants, métallique ou

organique lipophiles, dans les organismes aquatiques tels que les algues, les végétaux

supérieurs, les invertébrés, ou des espèces vertébrées telles que les poissons ou les

mammifères. Les concentrations en polluants peuvent être plus importantes dans ces

organismes que dans le milieu environnant (eaux et sédiments) ou la nourriture (Goldberg

1975; Chevreuil et al. 1996; Andral et al. 2004; Labadie et al. 2010; Li et al. 2012). Ces

phénomènes sont dénommés la bioaccumulation, bioconcentration ou biomagnification.

Plusieurs raisons conduisent à étudier la bioaccumulation de substances dans les

organismes. Tout d’abord, ces organismes "bioaccumulateurs" peuvent être utilisés pour

évaluer l’importance de la contamination environnementale. Ensuite, la consommation

d’organismes contaminés comme les poissons ou les mollusques peut avoir éventuellement

des impacts sur les consommateurs. Enfin, la réponse d’un organisme à une substance toxique

dépend de la quantité de cette substance qui atteint l’organe ou le tissu cible en fonction de sa

biodisponibilité.

I.3.1.1. Processus biologiques et définitions

- Les Processus biologiques

Voies d’accumulation d’une substance dans un organisme : La voie d’entrée pour une

substance dans un organisme est directe à partir de l’eau par adsorption sur la surface cutanée

de l’organisme ou par adsorption dans des zones d’échange telles que les branchies, les parois

digestives. L’adsorption peut être également indirecte par ingestion de proies contaminées.

Chez les organismes aquatiques simples, tels que le planton, la bioaccumulation se fait par des

processus d’absorption passive. Chez les organismes plus complexes, l’absorption résulte

principalement de la respiration et de l’alimentation (Papp 2009). Une fois dans l’organisme,

la substance peut diffuser vers les différents organes. Plus les substances sont lipophiles, plus

38

elles auront tendance à s’accumuler dans les tissus lipidiques. Par ailleurs, la part due à

l’alimentation augmente avec le niveau trophique (Deudero et al. 2007).

Voies d’élimination d’une substance dans un organisme : Les voies d’élimination d’un

contaminant d’un organisme peuvent être l’excrétion ou la dégradation (Livingstone 1998).

D’autres phénomènes participent à la diminution de la teneur en contaminants : la croissance

de l’individu qui entraîne une dilution du contaminant et la reproduction. En effet, la

libération des gamètes, la gestation et surtout l’allaitement chez les mammifères sont des

sources d’élimination du contaminant par l’individu adulte. En revanche, elle entraîne une

contamination originelle de la nouvelle génération. Quand un organisme est transféré d’un

environnement contaminé vers un environnement non contaminé, il se produit une

décroissance plus ou moins rapide de son niveau de contamination. La diminution peut être

due à la désorption de polluants faiblement liés, à la défécation des matières non assimilées, à

la libération de composés non métabolisés … L'élimination plus lente reflète quant à elle, une

perte provenant de comportement de l'organisme où le contaminant est plus étroitement lié au

tissu (Casas 2007).

- Définitions

La bioaccumulation : La bioaccumulation est le résultat net des phénomènes d’absorption

(uptake), de distribution et d’élimination de la substance dans l’espèce, du fait de toutes les

voies d’exposition (eau, nourriture,...) (Papp 2009). La bioaccumulation peut être

caractérisées par le facteur de bioaccumulation (BAF). Ce facteur de bioaccumulation ne peut

être véritablement déterminé et il est souvent confondu avec le facteur de bioconcentration et

estimé à partir de la teneur dans l’organisme (Cbiote) (µg kg-1

) et la concentration dans l’eau

brute (Ceb) (µg L-1

) soit BAF = Cbiote/Ceb.

La bioconcentration : La bioconcentration est le résultat net des phénomènes

d’absorption (uptake), de distribution et d’élimination de la substance dans l’espèce, du fait de

l’exposition de l’espèce dans l’eau (Papp 2009). La bioaccumulation peut être caractérisée par

le facteur de bioconcentration (BCF). BCF est défini par le ratio de la concentration en un

contaminant dans l’organisme (Cbiote) (µg kg-1

) sur la concentration dans le milieu aqueux

(Cma) (µg L-1

). BCF = Cbiote/Cma.

39

Cependant, le milieu aquatique présente d’autres matrices que l’eau telle que les sédiments

de rivière ou côtiers. Ces sédiments sont parfois plus chargés en polluants hydrophobes et

peuvent contenir une faune importante (larves, oligochètes…) qui sont une source de

nourriture pour les poissons. Les transferts du polluant du sédiment à ces espèces benthiques

est complexe car ces polluants sont souvent hydrophobes et donc fortement fixés sur le

carbone organique et peu biodisponible. Pour évaluer ces transferts, on a défini la notion de

facteur d'accumulation biote sédiment (BSAF). Le BSAF est mesuré par les concentrations

Cbiote de la substance dans l’espèce et Cséd dans le sédiment. Pour tenir compte du rôle

important de la teneur en carbone organique du sédiment et de la teneur en lipides de l’espèce,

on normalise les concentrations Cbiote et Cséd de la façon suivante : BSAF = (Cbiote/ƒl)/(Cséd/ƒoc)

dont Cbiote est la teneur en substance de l’espèce en µg kg-1

, Cséd est la concentration en

substance du sédiment en µg kg-1

, ƒl est la concentration en lipides de l’espèce g de lipides par

g de poids, ƒoc est la teneur en carbone organique du sédiment (Papp 2009).

La biomagnification : la biomagnification est la résultante du concept de l’accumulation

et du transfert de substances chimiques à travers la chaîne alimentaire (par exemple : algues -

invertébrés - poissons - mammifères) due à l’ingestion d’une espèce par l’autre. Le résultat est

l’augmentation du niveau de concentration de la substance dans les organismes successifs de

la chaîne trophique. Le facteur de biomagnification (BMF) est défini comme le ratio de la

concentration du contaminant dans l’organisme (Cbiote) sur la concentration dans son régime

alimentaire (Ca). BMF =Cbiote/Ca. En fait, la biomagnification n’est le plus souvent

qu’apparente et résulte de la durée de vie et/ou d’une teneur en lipides plus élevées chez les

espèces de niveau tropique supérieur. De plus, elle n’est pas systématique. Ainsi chez les

espèces piscicoles, les espèces piscivores peuvent ne pas être plus contaminées que les

espèces piscicoles (Chevreuil et al. 1995).

I.3.1.2. Synthèse sur le risque de contamination des organismes vivants

La bioaccumulation des substances pharmaceutiques est assez connue chez les animaux

d’élevages destinés à la consommation humaine en raison des normes fixant les teneurs

maximales en antibiotiques dans ces produits (Tamtam 2008). En 1991, l’oxytétracycline a

été détectée avec des concentrations inacceptables dans les crevettes importées de la

Thaïlande sur les marchés Japonais. Deux ans plus tard, en 1993, des résidus de la tétracycline

ont été détectés dans 24 % d’échantillons de crevettes exportées en Thaïlande (Gräslund and

40

Bengtsson 2001). En 2002, en Suisse, la nitrofurane, un antibiotique utilisé en médecine

vétérinaire, a été détecté dans 34 % des 157 d’échantillons de crevettes et 42 % des 74

échantillons de poissons d'élevage Suisses. Tandis que la sulfadiazine, la norfloxacine, la

danoxacine, l’enrofloxacine ont été détectées dans 24 % des cas sur 127 échantillons de

viandes, mais ils étaient cependant tous conformes à la législation (SDPC 2000). La présence

de résidus d’antibiotiques dans les denrées alimentaires peut avoir des risques pour le

consommateur et la Santé Publique tel que la toxicité directe, l’allergie ou le risque de

pathologie liée à la modification de la flore digestive, ou de sélection et de dissémination de

résistances bactériennes aux antibiotiques au sein des populations humaines et animales (Reig

and Toldra 2008).

A l’heure actuelle peu d’études concernent la contamination de la faune sauvage

dulçaquicole par les antibiotiques, exceptée une étude de Delépée et al (2004) qui a montré

qu’une bioaccumulation d’antibiotiques a pu être observée en laboratoire chez fontinalis

antipyretica, un bryophyte aquatique (mousse), avec des BCF variant entre 75 et 450 pour

l’acide oxolinique, la fluméquine et l’oxytétracycline.

Cependant, des études en milieu marin sont bien documentées. Des études, à proximité

d'élevages piscicoles, utilisant de l'oxytétracycline, de l'acide oxolinique ou de la fluméquine

ont mis en évidence une accumulation d’antibiotiques dans la chaire de poissons sauvages, de

crabes ou de moules pendant plusieurs jours après la fin du traitement piscicole avec des

teneurs pouvant aller jusqu’à 15 µg g-1

dans le foie de poisson pour l’acide oxolinique et

jusqu'à 2 μg g-1

dans les tissus de l’animal pour l’oxytétracycline (Hansen et al. 1992;

Samuelsen et al. 1992a; Ervik et al. 1994; Le Bris et al. 1995; Coyne et al. 1997). Capone et

al. (1996) et Pouliquen et al. (1996) ont montré que les huîtres et les moules sont capables

d'accumuler de l'oxytétracycline, et de l’acide oxolinique. Ils ont aussi montré que

l’oxytétracycline persiste plus longtemps que l'acide oxolinique dans les bivalves. Une autre

étude de Le Bris et al (1995) chez Crassostrea gigas, un autre bivalve a montré qu’un BCF de

3,4 a pu être déterminé après exposition à un effluent d’oxytétracycline, avec des teneurs

allant jusqu’à 1,42 µg g-1

d’oxytétracycline dans les tissus de l’animal. Au contraire, les

études de Tibbs et al (1989) et Peterson et al (1993) ont montré qu’il n’y a pas de

contamination d'huîtres placées dans une eau de mer contenant de la fluméquine ou de la

tétracycline. Une autre étude de Le Bris et Pouliquen (2004) a monté que les BCF sont très

faible (<2) pour l’acide oxolinique et l’oxytétracycline chez la moule bleue Mytilus edulis.

41

L’étude de Magliore et al (2000) a montré que la capacité d'accumulation de la fluméquine

par un macrophyte aquatique, Lythrum salicaria, conduit à une concentration maximale de

fluméquine dans la plante de 65 µg g-1

. L’étude en laboratoire de Touraki et al (1999) a mis

en évidence le transfert par la chaîne alimentaire de la contamination en triméthoprime,

sulfaméthoxazole et N-acetyle-sulfaméthoxazole des Artémias vers les poissons et les

crevettes.

L'utilisation des eaux usées traitées pour l'irrigation est une voie importante pour

l'introduction de composés xénobiotiques dans l'environnement. Il y a quelques études qui

indiquent que les résidus des antibiotiques, qui sont adsorbés au sol, peuvent être absorbés par

les plantes. Des études expérimentales sur l'absorption d’antibiotiques vétérinaires dans les

végétaux ont montré que la triméthoprime pouvait être adsorbée par les laitues, tandis que

l'enrofloxacine, et la triméthoprime étaient détectées dans les racines de carottes (Boxall et al.

2006). Kumar et al (2005) ont montré que le maïs, les choux ou les oignons verts cultivés sur

les sols ou l’on épandait du fumier contenant de la tylosine et la chlorotétracycline pouvaient

les contaminer. Hu et al (2010) ont aussi montré l’accumulation de la sulfaméthoxazole, la

sulfadoxine, la sulfachloropyridazine, l’oxytétracycline, la tétracycline, la chlorotétracycline,

la lincomycine et l’ofloxacine dans les végétaux cultivés sur les sols contaminés par ces

antibiotiques avec des teneurs de 0,1-532 µg kg-1

. L'absorption d’antibiotiques peut également

influencer le développement des plantes. L’étude de Kong et al (2007) concerne l'absorption

de l'oxytétracycline et sa toxicité pour la luzerne (Medicago sativa L.), les résultats ont montré

que l'oxytétracycline inhibe le développement de la luzerne et de ces racines jusqu'à 61 % et

85 %, respectivement.

I.3.2. Impacts écotoxicologique et sanitaire

Les antibiotiques peuvent se concentrer dans les chaînes trophiques. L’étude de la

bioconcentration pour une substance dans un organisme exposé permet de définir le Facteur

de Bioconcentration (BCF). Une valeur BCF > 2000 traduit une aptitude de la molécule à la

bioaccumulation. Si la plupart des antibiotiques ont un BCF autour de 3 (cas de l’amoxicilline

et de l’oxytétracycline dans Microcystis aeruginosa), d’autres comme l’érythromycine, ont

une capacité de bioconcentration plus élevée avec un BCF de 45,3 dans les organismes (Jones

et al. 2002).

42

La présence des antibiotiques dans l'environnement peut avoir des problèmes résidant dans

la présence de bactéries antibiorésistantes. Des études ont montré que 30 % de Campylobacter

résistants présentent dans des effluents d’élevage (Koenraad et al. 1994) ainsi qu’une

augmentation de la fréquence de bactéries résistantes aux médicaments dans des eaux

adjacentes à des fermes (Selvaratnam and Kunberger 2004). Ce phénomène est aussi observé

dans les rejets de cliniques (Volkmann et al. 2004), dans les eaux de marines (Junco et al.

2001), les eaux souterraines (MacKeon et al. 1995) ainsi les eaux potables (Leclerc and

Mizon 1978). Une autre étude de Munoz-Aguayo et al (2007) a mis en évidence in vitro que

de faibles doses de chlorotétracycline pouvaient sélectionner des souches de bactéries

aérobies résistantes dans des écosystèmes de rivière.

De faibles concentrations d’antibiotiques dans l’environnement peuvent sélectionner des

populations bactériennes résistantes lorsqu’elles se concentrent dans les sédiments. Des

échanges de gènes de résistance peuvent se produire entre les bactéries de l’environnement

des fermes piscicoles et les bactéries de l’environnement terrestre, y compris des bactéries

pathogènes pour les animaux et pour l’homme (Sorum 2006).

Ferreira et al (Ferreira et al. 2007) ont montré que la toxicité aiguë de l’oxytétracycline est

plus forte sur des microalgues que sur des crustacés. Les tests de toxicité aiguë permettent

aussi de montrer de grandes différences selon l’antibiotique et les organismes vivants :

l’ofloxacine, par exemple, est particulièrement toxique pour les bactéries, la sulfadiméthoxine

l’est pour les invertébrés tandis que la tylosine, la chlorotétracycline et l’érythromycine le

sont pour les algues (Hernando et al. 2006).

La présence d’antibiotiques peut aussi avoir des effets sur la qualité des sols. Ils agiraient

de deux manières conjointes: en perturbant la communauté bactérienne par leurs activités

antibiotiques et en créant des résistances parmi les bactéries environnementales ou en

apportant des bactéries résistantes transmises par les fumiers et purins, c’est-à-dire originaires

des systèmes digestifs des animaux traités (Kemper 2008).

I.3.3. Cadre réglementaire

L’impact environnemental des médicaments est déjà pris en considération dans la

réglementation européenne existante ou en préparation pour les autorisations de mise sur le

43

marché des médicaments à usage humain ou vétérinaire. Néanmoins, cette réglementation

n’envisage pas toutes les conséquences écologiques, notamment à long terme, des rejets de

résidus de ces substances médicamenteuses et de leurs métabolites. A l’heure actuelle il

n’existe aucune norme gouvernementale imposant des limites de concentrations

d’antibiotiques dans les eaux naturelles.

La directive cadre sur l’eau (DCE) : La directive du 23 octobre 2000 (directive

2000/60/EC) vise à donner une cohérence à l’ensemble de la législation avec une politique

communautaire globale dans le domaine de l’eau. Elle définit un cadre pour la gestion et la

protection des eaux par grand bassin hydrographique au plan européen avec une perspective

de développement durable. La DCE fixe des objectifs pour la préservation et la restauration de

l’état des eaux superficielles (eaux douces et eaux côtières) et pour les eaux souterraines.

L’objectif général est d’atteindre d’ici à 2015 le bon état des différents milieux sur tout le

territoire européen. Elle impose également de réduire les rejets des substances dites

« prioritaire » et de supprimer les rejets des substances dites « prioritaire dangereuses ». Cette

directive préconise une amélioration des connaissances sur les contaminants émergents.

44

CHAPITRE 2 : MATÉRIEL ET MÉTHODES

46

Ce chapitre décrit les techniques de prélèvements et de conservation des échantillons, la

méthologie utilisée pour l'extraction et l'analyse en LC/MS-MS des echantillons des

différentes études réalisées au cours de cette thèse. Le devellopement de la méthode

d'extraction et analyse pour les différentes matrices est detaillé dans le Chapitre 3.

La description des sites et les périodes d'echantillonnage seront présentés au début de chaque

étude.

II.1. Prélèvement et conservation des échantillons

II.1.1. Prélèvement des échantillons

Eaux : Les prélèvements d’eau ont été effectués avec un seau en inox. Pour chaque point

de prélèvement, 1 L d’eau est versé dans une bouteille en aluminium pour éviter la

photodégradation des molécules. La température des échantillons est mesurée sur place, le pH

et la conductivité sont mesurés au laboratoire.

Sédiments : Les sédiments sont prélevés avec une cuillère en inox dans la couche de 0 à

10 cm et placés dans des pots en polycarbonate de 150 mL.

Sols : Les sols sont prélevés avec une tarière (5 cm x 140 cm), par couches de 20 cm. Les

échantillons sont ensuite homogénéisés et placés dans des pots en polycarbonate de 150 mL.

Les profondeurs de carottage sont variables en fonction de la présence éventuelle de nappe

phréatique, avec une profondeur maximale de 100 cm.

Boues urbaines : Les boues résiduaires sont prélevées dans les aires de stockage, dans les

mêmes conditions que les échantillons de sol.

II.1.2. Conservation des échantillons

Au vu des résultats des tests de conservation effectués (Chapitre 3), les échantillons sont

conservés à 4 °C s’ils sont analysés dans un délai maximal de trois jours, sinon ils sont

conservés à - 18 °C pour pouvoir être analysés ultérieurement (< 1 mois pour les eaux).

47

II.2. Étalons et solvants

Pour ces travaux, nous avons choisi 23 molécules de 9 familles et 2 produits issus du

métabolisme de la ciprofloxacine et de la sulfaméthoxazole (Figure 2).

Ces composés ont été fournis par Sigma-Aldrich (St Quentin Fallavier, France).

- Sulfamides : la sulfaméthoxazole et la sulfaméthazine.

- Quinolones : l’acide oxolinique, l’acide pipémidique et l’acide nalidixique.

- Fluoroquinolones : l’enrofloxacine, la ciprofloxacine, l’ofloxacine, la norfloxacine,

l’énoxacine, la loméfloxacine, la sarafloxacine et la fluméquine.

- Tétracyclines : la tétracycline et la chlorotétracycline.

- Macrolides : la tylosine et l’érythromycine.

- β-lactamines : l’amoxicilline et la céfotaxime.

- Diaminopyrimidines : la triméthoprime et l’orméthoprime.

- Nitro-imidazoles : l’ornidazole.

- Glycopeptides : la vancomycine.

- Produits du métabolisme de ciprofloxacine : la déséthylene-ciprofloxacine (D-

ciprofloxacine) et de sulfaméthoxazole : la N-acétyle-sulfaméthoxazole (N-

sulfaméthoxazole).

Tous les étalons sont de puretés > 90 %, excepté la tylosine (> 78,9 %).

Les étalons internes deutérées (IS) sont : l’amoxicilline-d4 et la sulfaméthoxazole-d4 (TRC,

Toronto-Canada), la norfloxacin-d4 (Sigma-Aldrich). Tous IS sont de puretés > 99 %.

48

Quinolones Diaminopirymidimes

Acide pipémidique

Acide oxolinique

Acide nalidixique

Orméthoprime

Triméthoprime

Fluoroquinolones Sulfamides Nitro-imidazoles

Ornidazole

Énoxacine

Enrofloxacine

Sulfaméthazine

Sulfaméthoxazole

Loméfloxacine

Sarafloxacine

Tétracyclines

Tétracycline

Chlorotétracycline

Ciprofloxacine

Ofloxacine

β-lactamines

Amoxicilline

Céfotaxime

Norfloxacine

Fluméquine

Glycopeptides Métabolistes

Vancomycine

Déséthylene-ciprofloxacine

N-acétyle-sulfaméthoxazole

Macrolides

Érythromycine

Tylosine

Figure 2 : structure chimique des 25 molécules l’étude

49

Le choix de ces molécules a été effectué en fonction des quantités utilisées en France, de

leurs usages (Tableau 4), de leurs fréquences de détection dans l’environnement, de leurs

propriétés physico-chimiques ainsi que de leur persistance dans l’environnement. Enfin nous

avons intégré quelques antibiotiques présentant comme particularité de n’être dispensés que

dans les hôpitaux et d’autres qu’en médecine vétérinaire. Pour chaque famille, les molécules

les plus prescrites ont été choisies sous condition que les standards analytiques soient

disponibles et que la présence dans l'environnement ait été signalée.

Ces molécules sont, pour la plupart d'entre elles, communes aux emplois en médecine

humaine et en médecine vétérinaire. Cependant, quelques-unes sont plus spécifiques de l’un

ou de l’autre usage, et certaines sont réservées à des usages en milieu hospitalier. Cette

particularité des emplois peut permettre de différencier des apports domestiques d’apports

hospitaliers.

Tableau 4 : Usages des antibiotiques étudiés en France selon (Six 2004; Tamtam 2008)

Familles Antibiotiques Usages

Macrolides Tylosine vétérinaire

Érythromycine humaine

Tétracyclines Chlorotétracycline vétérinaire et humaine

Tétracycline vétérinaire, humaine et pisciculture

β-lactamines Amoxicilline vétérinaire et humaine

Céfotaxime humaine (unique en hospitalier)

Diaminopyrimidines Triméthoprime vétérinaire, humaine et pisciculture

Orméthoprime vétérinaire et humaine

Sulfamides Sulfaméthazine vétérinaire

Sulfaméthoxazole humaine (quasi-exclusif)

Quinolones

Acide oxolinique vétérinaire, humaine et pisciculture

Acide nalidixique vétérinaire et humaine

Acide pipémidique humaine

Fluoroquinolones

Fluméquine vétérinaire et pisciculture

Enrofloxacine vétérinaire et humaine

Énoxacine vétérinaire

Loméfloxacine vétérinaire et humaine

Sarafloxacine vétérinaire

Norfloxacine vétérinaire et humaine

Ciprofloxacine humaine

Ofloxacine vétérinaire et humaine

Nitro-imidazoles Ornidazole vétérinaire et humaine

Glycopeptides Vancomycine humaine (unique en hospitalier)

Métabolites D-ciprofloxacine métabolite principal de la ciprofloxacine

N-sulfaméthoxazole métabolite principal du sulfaméthoxazole

50

Les solvants, le méthanol (MeOH) (VWR), l’acétonitrile (ACN) (Merck) sont de qualité

LC-MS/MS. Les étalons, obtenus sous forme de poudre, sont dissous dans le méthanol pour

obtenir une solution à 1 mg mL-1

. Dans le cas de l’amoxicilline, de l’amoxicilline-d4, de la

vancomycine et de la céfotaxime, les solutions sont préparées dans de l’eau ultra-pure (Elga

LabWater, Le Plessis Robinson, France). Pour les fluoroquinolones, 0,1 % de NaOH 50 % est

ajouté afin d’augmenter leur solubilité dans le solvant (Feitosa-Felizzola et al. 2007). Ces

solutions mères sont conservées à -18 °C dans des flacons en verre ambré.

Un mélange étalon contenant tous les composés à une concentration de 10 μg mL-1

est

ensuite préparé par dilution des solutions mères. Cette solution de travail est conservée à 4 °C

pendant une période maximale d'un mois.

51

II.3. Traitement des échantillons et analyse

II.3.1. Matrices liquides :

II.3.1.1. Extraction sur phase solide (SPE classique)

Les échantillons d'eau sont filtrés sur fibre de verre 0,7 μm (GF/F, Whatman) afin

d’éliminer les matières en suspension, puis un volume de 200 mL des échantillons est prélevé,

puis acidifié à pH 4 avec de l’acide orthophosphorique 5 % après ajout de 20 µL Na2EDTA 1

M. Un pH acide (entre 3 et 4) est optimal pour l’extraction SPE des antibiotiques recherchés à

l’aide de cartouches Oasis HLB (Seifrtová et al. 2009).

Les filtrats sont concentrés et purifiées par une extraction en phase solide avec les

cartouches Oasis HLB (hydrophilic-lipophilic-balance, 150 mg, 6 mL, Waters). Les

cartouches sont conditionnées avec 3 mL de méthanol suivi de 3 mL d’eau ultra-pure. Après

percolation des échantillons à un débit entre 2 ml min-1

et 3 mL min-1

, les cartouches sont

rincées avec 5 mL d’un mélange eau/méthanol (95/5, v/v). Les cartouches sont ensuite

séchées sous vide pendant 10 minutes avant l’élution des analytes avec 6 mL de méthanol.

Les extraits sont évaporés à sec sous un flux d’azote (pureté > 99,9 %), avec un chauffage à

environ 40 °C et repris dans 0,5 mL du mélange eau/méthanol (90/10), 0,01 % acide

formique, dont la composition est identique à celle de la phase mobile utilisés lors de l'analyse

par chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse en tandem (HPLC-MS/MS).

II.3.1.2. Extraction SPE en ligne

Des volumes de 500 mL d'échantillons d’eau naturelle sont filtrés successivement sur deux

filtres : fibre de verre 0,7 μm (GF/F, Whatman) puis nylon 0,2 μm (Millipore). Pour les

échantillons chargés ou très chargés en matières en suspensions (MES), tels que les effluents

hospitaliers, effluents domestique et eaux usées, le volume filtré est réduit à 100 mL. Les

filtres sont conservés à -18 °C pour une analyse ultérieure de la phase particulaire.

Après filtration, les échantillons d’effluents hospitaliers, d’effluents domestiques et eaux

usées à forte charge sont dilués avec de l’eau ultra-pure (30 et 10 fois, respectivement). Ceci

52

permet de minimiser les effets matriciels (suppression de signal), tout en permettant de

conserver des limites de détection acceptables. Puis un volume de 7 mL d'échantillon est

prélevé, 7 µl de Na2EDTA 1 M est ajouté, et le pH est ajusté à 7 par ajout d'acide

orthophosphorique 5 % ou NaOH 5 %. Les filtrats sont concentrés et purifiés sur un système

en ligne d'extraction sur phase solide (SPE) à l'aide de cartouche Oasis HLB (10 x 2mm,

Waters).

Le système SPE en ligne est équipé d’une pompe quaternaire, d’un dégazeur, d’un passeur

automatique d’échantillons, ainsi que d'une unité de 6 valves automatiques qui permettent de

passer l’échantillon sur une cartouche d’extraction, puis d'éluer les analytes en les transférant

directement sur la colonne analytique permettant leur séparation avant leur détection par

MS/MS. Ce système permet d’injecter la totalité de l’échantillon dans le système (Figure 3).

Figure 3: Procédure SPE en ligne : position 1 : extraction, position 2 : élution

1 : Chargement d’échantillons ; 2 : Changement les valves ; 3 : élution par LC gradient

(Agilent application note 5989-0510EN)

Les cartouches Oasis HLB sont conditionnées avec 3 mL de méthanol et de 3 mL d'eau

ultra-pure, les deux solvants contenant 0,1 % d’acide formique. Un volume de 1800 µL

d’échantillon est injecté sur la cartouche par un passeur automatique (position 1). Après

injection, les extraits sont transférés directement sur la colonne analytique en utilisant le

gradient de solvant d'analyse (position 2).

53

Les procédures de « Blanc » consistent en de l’eau dopée avec les étalons internes et

analysée tous les vingt échantillons. Ceci permet de contrôler la contamination du système

analytique ainsi que son efficacité (rendement d’extraction).

II.3.2. Matrices solides : sols, boues et particules

Les échantillons de sols, sédiments et boues sont homogénéisés, puis tamisés sur un tamis

de 1 mm.

L'extraction des matrices solides est réalisée par ultrasons (Branson ultrasonic, 3510E-

MT ; Mexique). Le mélange des étalons internes est ajouté aux échantillons avant extraction

(100 ng g-1

).

Les échantillons solides humides (boues, sédiments, sols) dont les prises d’essai sont de 2

g, ainsi que les filtres, sont placés dans un tube à centrifugation en polypropylène de 45 mL,

avec 10 mL de solvant d’extraction (acide phosphorique 1 M/méthanol 20/80 v/v, + 100 µl

Na2EDTA 1 M). Après agitation (2 min), les échantillons sont placés dans un bain ultrasons

pendant 15 min, puis les tubes sont centrifugés (2500 tr/min pendant 5 min). Le surnageant est

récupéré dans un tube en verre de 50 mL. Les culots sont à nouveaux passés aux ultrasons

dans un solvant basique (NaOH 2,5 %/méthanol 20/80 v/v, + 100 µl Na2EDTA 1 M). Enfin,

les deux extraits sont combinés et évaporés jusqu’à environ de 5 mL sous flux d’azote,

chauffés à environ 40 °C. Ces extraits sont ensuite dilués dans 200 mL d’eau ultra-pure et mis

à pH 7 avec de l'acide orthophosphorique 5 % ou NaOH 5 %. Les extraits dilués sont purifiés

sur cartouches Oasis HLB selon la procédure décrite précédemment (cf. II.3.1.1).

Par ailleurs, on notera que le taux d’humidité des échantillons est réalisé par séchage de 2 g

d'échantillon à 105 °C pendant une nuit.

II.3.3. Matrices biologiques : Poissons et Crustacés :

Les crustacés et les poissons sont lavés avec de l’eau ultra-pure. Les crustacés sont triés sur

un tamis de 2 mm, ensuite les échantillons sont conservés à -18 °C avant d’analyse.

54

Les échantillons de poissons ou de crustacés (2 g) sont mis dans un tube à centrifugation en

plastique de 45 mL, avec 10 mL de solvant d’extraction (acide phosphorique 1 M/méthanol

20/80 v/v, + 100 µl Na2EDTA 1 M) puis broyés à aide d’un module Ultra-Turrax T25 (Junke-

Kunkel, IKA, Labortechnik). Puis les échantillons sont extraits par ultrasons avec les mêmes

procédures d’extraction des matrices solides précédemment décrite.

Ces extraits sont ensuite dilués dans 200 mL d’eau ultra-pure et mis à pH 7 avec de l'acide

orthophosphorique 5 % ou NaOH 5 %. Les extraits dilués sont purifiés sur cartouches Oasis

HLB selon la procédure décrite précédemment (cf.II.3.1.1).

Les étapes d’extraction les matrices solides par ultrasons et SPE sur cartouches Oasis HLB

sont présentés sur la Figure 4.

Figure 4 : Procédure d’extraction des matrices solide par ultrasons et SPE sur cartouches

Oasis HLB

Extraction par ultrasons

(Branson ultrasonic)

Matrices solides humides (2g) ou filtres

Acide

phosphorique

1M/méthanol

20/80 v/v, +

100µl

Na2EDTA 1M

Centrifugation

Culot

Surnageant

NaOH 5%

/méthanol

20/80 v/v, +

100µl

Na2EDTA 1M

Solvant d’extraction

Solvant d’extraction

2ère

extraction

Culot

Jeté

SPE

Analyse: finale

(LC-MS/MS)

55

II.3.4. Analyse par HPLC/MS/MS

II.3.4.1. Séparation par HPLC

La chromatographie liquide permet de séparer des constituants d’un mélange en fonction

de l’affinité des analytes pour une phase stationnaire et une phase mobile. Selon leurs

propriétés physico-chimiques, les composés sont inégalement retenus sur la colonne et la

traversent à des vitesses différentes permettant leur séparation et leur élution à des temps de

rétention différents. Différentes phases stationnaires sont disponibles pour de nombreux types

de colonnes chromatographiques. Les plus employées pour les antibiotiques sont les phases

stationnaires inverses (C18) en chromatographie de partage. Les solvants employés sont

généralement le méthanol, l’acétonitrile ou un mélange des deux. L’ajustement du pH de la

phase mobile est préconisé pour optimiser la séparation chromatographique des composés.

Le système HPLC est constitué d'un module de séparation (Agilent 1200 RRLC) d’une

pompe binaire (600 bar), d’un dégazeur à vide et d’un passeur automatique d’échantillons. La

séparation chromatographique est réalisée sur une colonne (Zorbax Eclipse Plus, 150 mm x

2,1 mm, 3,5 μm). Les phases mobiles sont : (A) l’eau ultra-pure + 0,1 % l’acide formique, (B)

l’acétonitrile + 0,1 % acide formique. La colonne est thermostatée à 35 °C et le gradient de

solvants utilisé est décrit dans le Tableau 5.

Tableau 5 : Gradient HPLC de la pompe binaire analytique

Solvants (%)

Temps

(min)

Débit

(mL min-1

)

A : eau ultra-pure

(0,1 % acide formique)

B : acétonitrile

(0,1% acide formique)

0,0 0,5 95 5

2,0 0,5 75 25

4,0 0,5 65 35

7,0 0,5 25 65

7,1 0,5 0 100

1,0 0,5 0 100

10,5 0,5 95 5

12,5 0,5 95 5

56

Pour éviter une contamination croisée pendant l'analyse en MS/MS, le système SPE en

ligne est lavé et conditionné par la chaîne LC pompe quaternaire avec un débit de 0,5 mL min-

1 avec le gradient suivant : 100 % d’eau ultra-pure pendant 2 min, 100 % de méthanol pendant

4 min. Le système est ensuite équilibré avec 100 % d’eau ultra-pure, tandis que la cartouche

d'extraction est lavée et conditionnée par le gradient de la pompe binaire (utilisé pour la

séparation des analytes sur la pompe binaire).

II.3.4.2. Détection par spectrométrie de masse en tandem (MS/MS)

Dans cette étude, la détection des composés est réalisée à l’aide d’un spectromètre de

masse de type triple quadripôle (6410 B, Agilent), avec une mode d’ionisation électrospray,

en mode positif (ESI +). Les données MS/MS sont acquises en mode MRM (Multiple

Reaction Monitoring). Le gaz de nébulisation est l’azote (11 L h-1

), tandis que l’argon est

utilisé comme gaz de collision. La température de la source est de 350 °C. L’optimisation des

paramètres MS/MS (fragmenteur (Frag) et l’énergie de collision (CE)) a été effectuée à l’aide

du logiciel Agilent Optimizer. Le détail de l'optimisation de cette technique est décrite au

chapitre 3.

58

CHAPITRE 3 : DÉVELOPPEMENT ET VALIDATION D’UNE MÉTHODE ANALYTIQUE

60

Ce chapitre décrit d'une part l'optimisation de la détection par spectrométrie de masse pour les

25 antibiotiques de cette thèse et d'autre part, la validation des methodes d'extraction pour les

différentes matrices (liquides, solides et biologiques)

III.1. Validation de l'analyse par spectrometrie de masse en tandem

III.1.1. Principes et limites de la technique analytique

Détection par spectrométrie de masse en tandem : le principe de fonctionnement d’un

spectromètre de masse repose sur l’action d’un champ électromagnétique sur une particule

chargée (un ion), afin d’en déterminer le rapport masse/charge (m/z). Cette technique permet

l’identification de molécules d’intérêt après leur transformation en ions. Un spectromètre de

masse est composé de différents éléments : la source d’ionisation, l’analyseur, le détecteur et

l’enregistreur. La source permet l’ionisation des composés et le transfert des ions vers

analyseur de l’instrument. Ce dernier trie ensuite les ions en fonction de leur rapport m/z.

Enfin, le détecteur collecte les ions en sortie d’analyseur en leur association leurs rapport m/z

et une intensité. L’enregistreur permet de traiter le signal et de convertir les informations en

chromatogrammes lors d’un couplage avec une technique chromatographique.

Mode d’ionisation : l’ionisation par nébulisation comme l’électro-nébulisation

électrospray (ESI : electrospray ionization) à pression atmosphérique. Cette technique est

basée sur la formation d’un brouillard de gouttelettes de type « electrospray ». L’électrospray

est obtenu par l’application d’un champ électrique intense sur la solution de molécules à

analyser. Celui-ci va entraîner la polarisation du liquide et séparation des charges positives et

négatives. Les gouttelettes enrichies en charge positives et/ou négatives sont finalement

pulvérisées en sortie d’un capillaire sous le flux d’un azote nébulisant.

Limites de la technique LC-MS/MS : une des limites de la LC-MS/MS est la suppression

du signal analytique par présence de la matrice. La source ESI est très sensible aux autres

composants de matrice. Il a été remarqué que la réduction du signal par effet de matrice était

moins prononcée par ionisation positive (Petrovic et al. 2006). Plusieurs stratégies ont été

proposées et expérimentées afin de compenser et/ou réduire les effets de matrices et améliorer

la sensibilité comme : la dilution de l’extrait obtenu par SPE (Gómez et al. 2007), l’utilisation

de standards internes (Petrovic et al. 2006; Batt et al. 2008), l’ajout d’une étape de rinçage

61

après passage de l’échantillon sur la cartouche pour éliminer certains interférents présents

dans la matrice (Santos et al. 2005; Hernando et al. 2006) ou l’utilisation de systèmes

d’extraction plus sélectifs dérivés de la SPE permettant une purification plus poussée des

échantillons (Quintana et al. 2004).

III.1.2. Optimisation des conditions de détection par LC-MS/MS

Les méthodes d’analyse par LC-MS/MS reposent sur l’exploitation des transitions ion

parent → ion de fragmentation. Il convient alors d’optimiser les paramètres de détection par

spectrométrie de masse et de définir les ions de fragmentation majoritaires correspondant à

l’ion moléculaire déterminé précédemment.

III.1.2.1. Source d’ionisation ESI

Lors de la mise au point de la détection de nouvelles molécules sur LC-MS/MS avec une

source ESI, différents paramètres doivent être optimisés. En premier, la tension appliquée à

l’aiguille métallique « spray voltage » est ajustée pour obtenir l’ionisation des molécules. Elle

dépend de la phase mobile et varie en fonction de sa force ionique et de la pression du gaz

auxiliaire qui permettent l’ionisation en asséchant la source. Le chauffage du capillaire à

haute température sert à compléter le processus d'élimination du solvant. La valeur de la

température dépend du débit, de la nature de la phase mobile, de la tension de la source, de la

pression du gaz de collision (Argon) ainsi que de l'énergie de collision. Tous ces paramètres

peuvent être classés en deux catégories lors d’une acquisition : d’une part les paramètres

fixes, qui sont communs à toutes les molécules et d'autre part les paramètres variables.

III.1.2.2. Optimisation des paramètres de MS/MS

Pour chaque molécule, l’ion majoritaire a été déterminé par infusion direct dans la source

ESI d’une solution de chacun des composés à 1 µg mL-1

. Cette étape a été effectuée en

l’absence de colonne chromatographique en utilisant une phase mobile composée d’eau et

d’acétonitrile (90/10, v/v), acidifiée à l’acide formique 0,1 % avec un débit de 0,5 mL min-1

.

L’optimisation des paramètres MS/MS (fragmenteur et de l’énergie de collision) est effectuée

62

à l’aide du logiciel Agilent Optimizer (Tableau 6). Toutes les molécules donnent un signal en

mode positif conduisant à un ion molécule protoné [M+H]+, sauf pour la vancomycine

[M+2H]2+

. Les ions les plus abondants sont utilisés lors de la quantification. En revanche, les

ions secondaires moins abondants permettent de définir une transition de confirmation.

Tableau 6: Paramètres d’ionisation optimisés pour le spectromètre de masse

Precursor

ions (m/z)

Product ions

(m/z)

Frag

(V)

CE

(eV)

Product ions

(m/z)

Frag

(V)

CE

(eV)

(M+H+) quantification confirmation

Tylosine 916,5 174,1 185 40 772,5 185 28

Érythromycine 734,5 158,1 175 28 116,1 175 48

Chlorotétracycline 479,1 444,1 140 28 462,1 140 12

Tétracycline 445,2 410,2 165 16 154,1 165 24

Amoxicilline 366,1 114,0 100 17 208,1 100 9

Céfotaxime 456,1 396,0 120 4 125,0 120 60

Triméthoprime 291,2 123,1 145 24 261,1 145 24

Orméthoprime 275,2 123,1 145 21 259,2 145 25

Sulfaméthazine 279,1 186,1 120 12 124,0 120 24

Sulfaméthoxazole 254,1 92,0 110 24 156,0 110 10

Acide oxolinique 262,1 243,7 110 12 216,0 110 28

Acide nalidixique 233,1 215,1 87 8 187,1 87 24

Fluméquine 262,1 244,1 115 16 202,1 115 32

Acide pipémidique 304,1 286,2 105 12 215,1 105 36

Enrofloxacine 360,2 316,2 140 16 342,2 140 16

Énoxacine 321,1 303,1 125 16 232,1 125 36

Loméfloxacine 352,2 265,1 140 20 308,1 140 12

Sarafloxacine 386,1 342,2 145 16 368,1 145 20

Norfloxacine 320,1 276,2 135 12 233,1 135 24

Ciprofloxacine 332,1 314,2 135 16 231,1 135 40

Ofloxacine 362,2 318,2 140 16 261,1 140 24

Ornidazole 220,0 128,1 97 12 82,1 97 28

Vancomycine* 725,0 144,1 135 8 100,1 135 40

D-ciprofloxacine 306,1 288,1 110 12 217 110 12

N-sulfaméthoxazole 296,1 65,0 125 20 134 125 12

Norfloxacine-d4 325,2 281,1 135 12 237,1 135 16

Sulfaméthoxazole-d4 258,1 96,1 100 24 160,0 100 12

Amoxicilline-d4 370,1 114,0 85 16 212,0 85 4

* Precursor ions (m/z) [M+2H]2+

63

III.1.2.3. Influence de la nature de la phase mobile

La colonne utilisée est de type Zorbax Eclipse Plus C18 (150 mm x 2,1 mm, 3,5 μm). Un

débit de 0,5 mL min-1

est appliqué. La phase mobile est importante pour la séparation des

composés, elle influe notamment sur les intensités des signaux observés. Une étude a été

effectuée sur l’influence du solvant organique et de l’agent acidifiant ajouté à la phase mobile

sur l’ionisation des composés.

Les compositions testées sont : une phase mobile composée d’une part d’acétonitrile et

d'eau acidifié à 0,1 % ou 0,01 % par de l’acide formique et d'autre part une phase mobile

composée de méthanol et acidifié à 0,1 % ou 0,01 % par de l’acide formique. Dans les deux

cas, un gradient linéaire d'élution a été utilisé pour séparer les différents composés. Le

gradient initial est de 10 % solvant organique et 90 % eau, puis après 15 min, le gradient est

100 % solvant organique et 0 % eau. L’influence de la composition de la phase mobile sur

l’intensité des signaux a été étudiée lors de l’injection d’une solution contenant les composées

à 1 µg mL-1

.

Les intensités d’aires et les transitions des ions précurseurs vers les ions primaires obtenus

sont observées par détection en mode MRM. La phase mobile composée d’eau et

d’acétonitrile acidifié à 0,1 % par de l’acide formique est favorable à l’ionisation des

composés et conduit à une augmentation générale des intensités observées. Ces observations

ont permis de retenir une phase mobile composée d’eau et d’acétonitrile, acidifiée à 0,1 % en

acide formique pour les études suivantes.

III.1.2.4. Séparation par chromatographie

Une solution contenant un mélange de composés à la concentration individuelle de 0,05 ng

mL-1

a été injecté, en utilisant une phase mobile composée d’acétonitrile/eau, acidifiés à 0,1 %

en acide formique pour optimiser la séparation des molécules. Le gradient représenté dans le

Tableau 5 a donné la meilleure séparation pour les 28 molécules cibles avec le plus court

temps d’analyse (12,5 min). Le chromatogramme obtenu dans ces conditions est présenté sur

la Figure 5.

64

1 : amoxiciline, amoxiciline-d4; 2 : vancomycine; 3 : acide pipémidique; 4 : triméthoprime, orméthoprime,

sulfaméthazine, enrofloxacine; 5 : céfotaxime, énoxacine, ciprofloxacine, déséthylene-ciprofloxacine; 6 :

loméfloxacine, ofloxacine, norfloxacine, nofloxacine-d4; 7 : sarafloxacine, ornidazole, tétracycline,

chlorotétracycline; 8 : sulfaméthoxazole, N-acétyle-sulfaméthoxazole; 9 : acide oxolinique; 10 : érythromycine;

11 : tylosine; 12 : fluméquine; 13 : acide nalidixique.

Figure 5 : Séparation des composés à concentration de 0,05 ng mL-1

avec le gradient optimisé

Le chromatogramme ne présente que treize pics du fait que les composés marqués ont le

même comportement chromatographique que les molécules à doser et donc des temps de

rétention identiques.

1 2

1

4

5

6

7

8

9 10

11

12

13

3

65

III.2. Validation de l'extraction des matrices liquide

III.2.1.Extraction sur phase solide (SPE) : généralités

L’analyse de traces de composés dans les matrices aqueuses complexes, a nécessité une

étape d’extraction qui permet de concentrer les composés cibles et d’éliminer d’éventuelles

interférences matricielles.

L’extraction sur phase solide est la principale méthode pour l’extraction des antibiotiques

dans les matrices environnementales aqueuses (Seifrtová et al. 2009). Cette technique permet

d’extraire les composés cibles présents dans les matrices liquides par adsorption de ceux-ci

sur une phase stationnaire solide. Elle se réalise en plusieurs étapes présentées sur la (Figure

6).

Figure 6 : Étapes générales de l’extraction par SPE

Filtration, ajustement pH et

force ionique

Chargement sur adsorbant

pré-conditionné

Rinçage de l’adsorbant pour

éliminer les interférences

Séchage

Elution

Evaporation et reconstitution

Analyse finale

66

Les échantillons sont filtrés dès leur arrivée au laboratoire pour éliminer les matières en

suspensions. Une acidification à pH 2 ou encore un ajout de Na2SO3 peuvent permettre de

limiter la biodégradation (Feitosa-Felizzola et al. 2007). La force ionique et le pH de

l’échantillon sont ajustés juste avant l'extraction pour favoriser la rétention des composés

cibles. L’ajout de Na2EDTA est systématique pour les tétracyclines et très fréquent pour les

fluoroquinolones afin d’éviter leur chélation aux ions métalliques et protéines présentes dans

la matrice (Hirsch et al. 1998; Hirsch et al. 1999; Lindsey et al. 2001; Sacher et al. 2001;

Seifrtová et al. 2009). Le choix du pH s’effectue par rapport au caractère acide ou basique des

antibiotiques, un pH acide (2-3) est préconisé pour les composés acides, un pH neutre ou

basique est préconisé pour les composés basiques, l’idée est en effet de maximiser l’extraction

des analytes lorsque ceux-ci sont présents sous forme neutre (non ionisée) dans l’échantillon.

Les cartouches d’extraction sont pré-conditionnées, à l’aide du solvant d’élution. Après le

conditionnellement de la cartouche d’extraction, l’échantillon est passé sur l’adsorbant afin de

retenir les composés. Le volume d’échantillon, compris entre 100 ml et 1000 ml, dépend du

type de matrice (un volume plus petit sera choisi pour les matrices plus complexes ou plus

contaminées). Une étape de rinçage avec solvant (5 % - 40 %) est effectuée pour éliminer les

constituants polaires de la matrice faiblement retenus sur la phase, afin de réduire le bruit de

fond analytique (Togola and Budzinski 2007). La cartouche est ensuite séchée sous vide afin

d’éliminer toute trace d’eau.

Les composés retenus par l’adsorbant sont récupérés par élution à l’aide d’un solvant

organique (méthanol, acétonitrile, acétone, l’acétate d’éthyle…) possédant une affinité avec

les composés suffisamment élevées pour perturber les interactions adsorbant-analyte et

permettre la récupération de ces derniers. Les extraits sont évaporés et reconstitués dans un

volume réduit permettant la concentration des molécules cibles à un niveau détectable lors de

l’analyse. Le facteur de concentration de l’ensemble du processus varie entre 100 et 1000.

Le choix de la phase adsorbant dépend du type de composé à extraire. Les cartouches

Oasis HLB (N-vinylpyrrolidone-divinylbenzène), qui possèdent des caractéristiques mixtes

hydrophiles et lipophiles, ont montré une grande efficacité pour l’extraction de composés

aussi bien basiques, acides ou neutres (Hilton and Thomas 2003; Bones et al. 2006; Van De

Steene et al. 2006). Les cartouches de silice greffées C18 sont plus souvent employées pour

l’extraction des composés neutres et basiques (Sacher et al. 2001; Ternes et al. 2001;

67

Calamari et al. 2003) mais moins efficaces pour les composées très polaires. Les phases

mixtes échangeuses de cations sont employées pour l’extraction des fluoroquinolones.

Le développement moderne de la SPE se tourne surtout vers la réduction de la

manipulation des échantillons. Les techniques SPE automatisées en ligne ont l’avantage de

permettre le traitement et l'analyse des échantillons à haut débit et à moindre coût (Pozo et al.

2006; Ding et al. 2009; García-Galán et al. 2010). La SPE en ligne permet de décupler le

facteur de concentration par rapport à la SPE classique, ce qui peut permettre de réduire les

limites de détection (Feitosa-Felizzola et al. 2007; Trenholm et al. 2009).

III.2.2. Optimalisation des conditions d’extraction en phase solide en ligne

L’essentiel du travail a consisté à optimiser les conditions de SPE en ligne. Les

antibiotiques sont présents à l’état de traces dans l’eau. Une étape de pré-concentration sur

phase solide avant leur analyse chromatographique et leur détermination est donc nécessaire.

La technique SPE classique est la plus utilisée pour l'extraction et la purification des

antibiotiques dans les eaux (Seifrtová et al. 2009). Toutefois, les quelques études qui ont été

publiées sur le développement de méthodes SPE en ligne montrent qu'elles présentent

l'avantage d'une réduction de temps de préparation des échantillons et d'une augmentation de

la productivité (Pozo et al. 2006; Choi et al. 2007; Feitosa-Felizzola et al. 2007; Ding et al.

2009; Trenholm et al. 2009).

Nous avons mis au point en partenariat avec Agilent technologie une méthode SPE en

ligne avec la cartouche C18, par ailleurs d'autres travaux antérieurs (Choi et al. 2007; Feitosa-

Felizzola et al. 2007) ont montré de bons résultats SPE en ligne des antibiotiques avec les

cartouches oasis HLB.

La mise au point de cette méthode a consisté à fixer : le choix des cartouches SPE, et à

rechercher un compromis cartouche/solvant/pH d’échantillon/débit de chargement et volume

d’échantillon injecté qui serait le mieux adapté à l’extraction de ces antibiotiques, et le plus

facilement mis en œuvres pour des échantillons d'eau.

68

III.2.2.1. Le choix de la cartouche

Deux cartouches d’extraction présentant des propriétés de rétention différentes ont été

testées : Résine SH (fonction S-DVB, 10 x 2 mm, 3,5 µm diamètre de particules) et C18 HD

(haut C densité, 10 x 2 mm, 7 µm diamètre de particules).

Les cartouches sont conditionnées avec 3 mL de méthanol suivi de 3 mL d'eau, puis 900

µL d'eau ultra-pure (pH~7) dopée avec 28 molécules à concentration de 200 ng L-1

sont

injecté dans la cartouche avec un débit de chargement de 1 mL min-1

. Les procédures SPE en

ligne et analytique sont détaillées précédemment. Les rendements d’extraction des 25

antibiotiques par les deux cartouches sont représentés sur la Figure 7.

Figure 7 : Rendements d’extraction (%) de 25 antibiotiques dans de l’eau ultra-pure dopée à

la concentration de 200 ng L-1

, technique SPE en ligne sur deux cartouches C18 et Résine SH

(n=3, ± barre d’erreur)

Les rendements d’extraction des fluoroquinolones et D-ciprofloxacine sont < 40 % pour les

deux cartouches. Les rendements d’autres molécules sont similaires pour les deux cartouches.

Cependant, les rendements d’extractions de cartouche C18 sont un peu meilleurs que ceux de

0

20

40

60

80

100

120

Ren

de

me

nt

d'e

xtr

ac

tio

n (

%) C18 HD Résin SH

69

la Résine SH, de plus les chromatogrammes de Résine SH sont peu exploitables (Figure 8).

Ainsi, les cartouches C18 ont été choisis pour la suite de l'étude.

Figure 8 : Chromatogrammes d’acide nalidixique et d’érythromycine obtenus par les

cartouches C18 et Résine SH (eau ultra-pure dopée 200 ng L-1)

III.2.2.2. Influence du pH de l'échantillon sur les rendements d’extraction

L’influence du pH de l’échantillon sur les rendements extractions des cartouches C18 a été

étudiée. Les cartouches sont conditionnées avec 3 mL de méthanol suivi de 3 mL d’eau

acidifiée différemment à pH 2, 4 et 7. Ensuite 900 µL d’eau ultra-pure (pH 2, 4 ou 7) dopée

avec tous les antibiotiques (200 ng mL-1

) sont chargés sur la cartouche.

Les résultats ont montré que les rendements d’extraction sont fortement affectés par le pH

de l'échantillon (Figure 9). A pH 2, les rendements d’extraction sont < 40 % pour tous les

composés. Les rendements d’extraction des quinolones et fluoroquinolones sont > 70 % à pH

4 mais < 50 % à pH 7. Au contraire, les rendements d’extraction des macrolides et β-lactames

Acide nalidixique C18

Acide nalidixique SH

SH

C18

Erythromycine

Erythromycine

70

sont < 50 % à pH 4 mais > 65 % à pH 7. Les rendements d’extraction des sulfamides,

tétracyclines, nitro-imidazoles, diaminopyrimidines et glycopeptides n’ont pas trop été

dépendants du pH de l'échantillon, les rendements d’extraction se situent dans une plage de 60

- 108 %.

Ainsi, l’extraction de chaque échantillon d’eau sur cartouches C18 est suivie de deux

analyses : une fois à pH 4 et un fois à pH 7. Ce dernier est considéré comme l’optimal pour

les sulfamides, les tétracyclines, les nitro-imidazoles, les diaminopyrimidines, les

glycopeptides, les macrolides et les β-lactamines, tandis que le pH 4 est retenu pour analyser

des quinolones et des fluoroquinolones.

Figure 9 : Effets de pH d’échantillons sur les rendements d’extractions (%) des antibiotiques

par la cartouche C18 (eau ultra-pure dopée à concentration de 200 ng mL-1

) (n=3, ± barre

d’erreur)

0

20

40

60

80

100

120

Ren

dem

en

ts d

'extr

acti

on

(%

)

pH 2 pH 4 pH 7

71

III.2.2.3. Volume des échantillons

Le volume de l'échantillon est un autre paramètre critique pour la méthodologie SPE en

ligne-LC-MS/MS. Il peut affecter le signal et conduire à la réduction des rendements

d’extraction.

L’eau ultra-pure est dopée avec les 25 antibiotiques à des concentrations de 200 ng L-1

. Les

volumes de 900, 1800 et 2700 µL sont successivement étudiés. Les rendements d’extraction

ont diminué (rendement d’extraction < 60 % de tous les analytes) quand le volume

d’échantillon est de 2700 µL. Cependant, les rendements d’extraction avec un volume de

1800 µL sont à peine plus faibles qu'avec un volume de 900 µL (moyenne 3 %). Comme, les

antibiotiques sont seulement présents à de faibles concentrations dans les eaux de surface, le

volume de 1800 µL a été choisi pour favoriser les limites de détection.

III.2.2.4. Débit de chargement d’échantillon

Deux débits de chargement des échantillons de 1 et 2 mL min-1

(1800 µL d’eau ultra-pure,

pH ajusté à 7 et dopée à de concentration de 200 ng L-1

) ont été étudiés. Les résultats ont

montré que les rendements d’extraction de 10 des 25 antibiotiques ont diminué pour le débit

le plus élevé. Ainsi, le débit de chargement de 1 mL min-1

est choisi pour cette étude.

III.2.2.5. Rendements d’extraction et limites de détection

Les rendements d’extraction des antibiotiques dans les eaux de surface ont été évalués sur

les eaux d'un site de référence peu contaminé de Marnay s/Seine qui a été dopé avec les 25

antibiotiques à deux concentrations différentes. Les rendements d’extraction obtenus sont de

64 % à 98 % (Tableau 7). Ils dépendent des molécules et de l'échantillon, les rendements

d’extraction sont similaires ou meilleurs que ceux reportés dans d'autres études de SPE en

ligne avec des cartouches oasis HLB et C18. De plus la précision est aussi satisfaisante,

puisque les déviations standard relatives (RSDs) sont seulement de 0,5 % à 7,1 % (n=5). Les

limites de détection (LDDs) sont de 0,5 à 13,7 ng L-1

. Les limites de quantification (LDQs)

sont de 1,7 à 46 ng L-1

et sont meilleures que celles rapportées par d’autre études (Feitosa-

Felizzola et al. 2007; Ding et al. 2009; Trenholm et al. 2009).

72

Tableau 7 : Rendements de récupération (%) de 25 molécules dans de l’eau de rivière dopée

à des concentrations de 50 et 200 ng L-1

(SPE en ligne sur les cartouches C18, n = 3, moyenne

± barre d’erreur)

Concentration de dopé (ng L-1

)

50 200

Rendement

(%)

RSDs

(%)

LDDs

(ng L-1

)

LDQs

(ng L-1

)

Rendement

(%)

RSDs

(%)

Macrolides Tylosine 87 ± 4 4,1 0,6 1,9 87 ± 2 2,7

Érythromycine 91 ± 1 0,7 0,8 2,5 86 ± 3 2,9

Tétracyclines Chlorotétracycline 78 ± 3 3,4 2,3 7,7 75 ± 4 4,6

Tétracycline 75 ± 3 4,2 1,8 6,0 76 ± 2 2,9

β-lactamines Amoxicilline 70 ± 1 1,9 12,0 39,2 64 ± 3 4,3

Céfotaxime 68 ± 3 4,4 13,7 45,6 66 ± 2 3,4

Diaminopyrimidines Triméthoprime 80 ± 0 0,6 1,5 4,8 90 ± 1 1,6

Orméthoprime 87 ± 0 0,5 1,9 6,2 88 ± 2 2,6

Sulfamides Sulfaméthazine 98 ± 2 2,4 1,4 4,7 96 ± 4 3,6

Sulfaméthoxazole 98 ± 1 1,0 0,6 2,0 94 ± 2 1,7

Quinolones

Acide oxolinique 80 ± 1 1,2 1,7 5,7 75 ± 1 1,3

Acide nalidixique 81 ± 1 0,9 1,3 4,3 76 ± 2 2,9

Acide pipémidique 78 ± 2 2,1 5,0 16,5 76 ± 2 3,0

Fluoroquinolones

Fluméquine 83 ± 0 0,1 1,1 3,5 79 ± 3 3,1

Enrofloxacine 84 ± 2 2,2 3,3 11,0 83 ± 2 2,5

Énoxacine 75 ± 3 3,6 2,6 8,7 78 ± 2 2,8

Loméfloxacine 88 ± 4 4,7 3,3 11,0 81 ± 5 6,4

Sarafloxacine 80 ± 1 1,6 1,1 3,6 79 ± 4 5,4

Norfloxacine 78 ± 4 4,6 2,1 7,0 76 ± 4 4,6

Ciprofloxacine 74 ± 2 2,2 1,0 3,3 76 ± 3 3,7

Ofloxacine 81 ± 2 2,8 0,5 1,7 81 ± 3 3,9

Imidazoles Ornidazole 84 ± 0 0,5 4,3 14,1 87 ± 2 2,1

Glycopeptides Vancomycine 85 ± 5 5,6 2,0 6,7 89 ± 6 7,1

Métabolites D-ciprofloxacine 80 ± 2 2,9 1,2 3,9 77 ± 4 5,1

N-sulfaméthoxazole 90 ± 2 2,7 3,0 9,9 94 ± 4 4,1

(LDD : limite de détection, LDQ : limite de quantification, RSDs : déviation standard

relative)

III.2.2.6. Effets de matrice et quantification par étalonnage interne

L’un des problèmes de la spectrométrie de masse est la suppression de signal qui est

communément observée en mode ESI. Plusieurs solutions sont proposées pour compenser ce

problème, telles que la dilution des extraits, l’ajout de nouvelles procédures de purification

des échantillons ou l’utilisation d’étalons internes (Gómez et al. 2006; Hernando et al. 2006;

Petrovic et al. 2006; Batt et al. 2008). Nous avons retenu cette dernière solution avec

l'utilisation d'étalons internes deutérés pour quantifier nos analyses par étalonnage interne.

73

Actuellement, il n’existe pas d’étalon interne marqué au deutérium pour chacune des 25

molécules retenues. Aussi, nous avons utilisé les trois étalons internes deutérés suivants :

SMX-d4, AMO-d4 et NOR-d4 pour la quantification des 25 antibiotiques.

Les effets de matrice ont été calculé par l’équation décrite ci-après par Ding et al (Ding et

al. 2009):

Effets de matrice (%) = [(Am+s – Am) / (A0 – 1)] × 100.

Am+s est la surface du pic d’analyte dans l’eau de rivière dopée.

Am est la surface du pic d’analyte dans l’eau de rivière non dopée

A0 la surface du pic d’analyte dans l’eau ultra-pure dopée.

La quantification des analyses a été validée pour un échantillon d’eau de rivière dopée avec

une solution comprenant les 25 antibiotiques et les 3 étalons internes. Les résultats ont montré

que nous pouvons utiliser le même standard interne pour quantifier les antibiotiques d'une

même famille, ou les antibiotiques d’autre famille s’ils ont les mêmes réponses malgré des

suppressions de signal de MS/MS. Les résultats montrent que les effets de matrice sont

inférieurs à 20 % pour la plupart des analyses, exceptés pour l'amoxicilline et la céfotaxime,

dont les effets de matrices sont supérieurs de 25 % (Tableau 8). Nous avons aussi observé que

les effets de matrice sont similaires pour des molécules de la même famille. Les résultats ont

aussi montré une bonne quantification des analytes par des standards internes.

74

Tableau 8 : Pourcentages d’effets matrices (%) dans les eaux de rivière dopées à des

concentrations de 200 et 50 ng L-1

(moyenne ± S.D, n = 3) et standards internes utilisés pour

la quantification

Effets de matrice (%)

Familles Antibiotiques 200 ng L-1

50 ng L-1

Standards

internes

Expérimental

(ng L-1

)

Macrolides Tylosine 14 ± 1 12 ± 2 SMX-d4 200 ± 12

Érythromycine 12 ± 2 13 ± 3 - 218 ± 14

Tétracyclines Chlorotétracycline 12 ± 3 11 ± 2 SMX-d4 220 ± 16

Tétracycline 14 ± 3 10 ± 2 - 196 ± 2

β-lactamines Amoxicilline 26 ± 3 24 ± 3 AMO-d4 194 ± 6

Céfotaxime 26 ± 4 23 ± 3 - 188 ± 16

Diaminopyrimidines Triméthoprime 8 ± 1 7 ± 1 SMX-d4 206 ± 16

Orméthoprime 5 ± 1 7 ± 2 - 208 ± 4

Sulfamides Sulfaméthazine 13 ± 2 13 ± 2 SMX-d4 194 ± 4

Sulfaméthoxazole 13 ± 1 13 ± 1 - 204 ± 4

Quinolones

Acide oxolinique 18 ± 2 18 ± 2 NOR-d4 196 ± 14

Acide nalidixique 21 ± 1 19 ± 1 - 192 ± 10

Acide pipémidique 19 ± 2 16 ± 2 - 218 ± 4

Fluoroquinolones

Fluméquine 17 ± 1 17 ± 1 NOR-d4 194 ± 14

Enrofloxacine 19 ± 3 18 ± 3 - 168 ± 2

Énoxacine 18 ± 2 19 ± 2 - 208 ± 8

Loméfloxacine 18 ± 2 16 ± 2 - 174 ± 2

Sarafloxacine 16 ± 3 17 ± 3 - 224 ± 18

Norfloxacine 18 ± 2 17 ± 2 - 186 ± 8

Ciprofloxacine 19 ± 3 19 ± 3 - 218 ± 2

Ofloxacine 19 ± 2 17 ± 2 - 184 ± 4

Nitro-imidazoles Ornidazole 11 ± 1 10 ± 1 SMX-d4 200 ± 12

Glycopeptides Vancomycine 12 ± 2 9 ± 2 SMX-d4 216 ± 10

Métabolites D-ciprofloxacine 18 ± 3 16 ± 3 NOR-d4 198 ± 6

N-sulfaméthoxazole 15 ± 6 16 ± 5 SMX-d4 190 ± 2

III.2.2.7. SPE en ligne (cartouche C18) et SPE classique (cartouche Oasis HLB)

Les échantillons d’eau ultra-pure dopée avec les molécules à des concentrations de 200 ng

L-1

et analysés par SPE en ligne (cartouche C18) - LC-MS/MS et SPE « classique » (cartouche

oasis HLB) – LC-MS/MS ont été comparés. Les résultats ont montré que les bons rendements

d’extraction obtenus pour les deux cartouches (toutes molécules sont > 60 %) (Figure 10).

Cependant, les rendements d’extraction de la procédure SPE en ligne sont meilleurs qu’avec

la technique SPE classique. Ces résultats sont en accord avec ceux d’une précédente étude

(Feitosa-Felizzola et al. 2007).

75

Figure 10 : Rendements d’extraction (%) des antibiotiques de l’eau ultra-pure dopée à

concentration de 200 ng L-1

: SPE classique (Oasis HLB) et SPE en ligne C18 (n=3, moyenne

± écart-type)

III.2.3. SPE en ligne avec les cartouches Oasis HLB

Un échantillon d’eau de la Charmoise prélevé en amont d'un rejet de STEP a été filtré puis

dopé avec la solution mélange de molécules à concentration de 200 ng L-1

et mis à pH 7 avec

de l'acide orthophosphorique 5% ou NaOH 5%. Les échantillons sont ensuite purifiés sur

cartouches Oasis HLB par les procédures SPE en ligne décrites précédemment, puis analysés

par LC/MSMS. Les rendements de récupérations des molécules, la limite de détection et la

limite de quantification sont représentés dans le Tableau 9.

0

20

40

60

80

100

120 R

en

dem

en

t d

'extr

acti

on

(%

) Hors ligne (Oasis HLB) En-ligne (C18)

76

Tableau 9 : Rendements d’extraction (%), limites de détection et limites de quantification des

antibiotiques de l’eau rivière dopée de 25 antibiotiques à concentration de 200 ng L-1

analysés par SPE en ligne (Oasis HLB) –LC-MS/MS) (moyenne ± écart-type, n=3)

Familles Antibiotiques Rendements

(%)

LDDs

(ng L-1

)

LDQs (ng

L-1

)

Macrolides Tylosine 87 ± 4 1,0 3,3

Érythromycine 85 ± 5 0,9 2,9

Tétracyclines Chlorotétracycline 74 ± 3 9,4 31,0

Tétracycline 70 ± 2 4,3 14,2

β-lactamines Amoxicilline 59 ± 3 13,2 43,9

Céfotaxime 58 ± 4 14,4 47,5

Diaminopyrimidines Triméthoprime 91 ± 5 0,6 2,0

Orméthoprime 93 ± 2 0,9 3,0

Sulfamides Sulfaméthazine 98 ± 3 2,3 7,6

Sulfaméthoxazole 85 ± 4 3,1 10,2

Quinolones

Acide oxolinique 70 ± 4 1,2 4,0

Acide nalidixique 67 ± 1 4,6 15,2

Acide pipémidique 81 ± 2 1,2 4,0

Fluoroquinolones

Fluméquine 73 ± 1 1,0 3,3

Enrofloxacine 68 ± 3 3,2 10,6

Énoxacine 68 ± 3 5,9 19,5

Loméfloxacine 68 ± 3 3,8 12,5

Sarafloxacine 72 ± 1 6,2 20,5

Norfloxacine 72 ± 1 0,6 2,0

Ciprofloxacine 87 ± 2 1,2 4,0

Ofloxacine 71 ± 2 0,4 1,3

Nitro-imidazoles Ornidazole 85 ± 3 2,1 6,9

Glycopeptides Vancomycine 86 ± 1 3,2 10,6

Métabolites D-ciprofloxacine 84 ± 1 4,2 13,9

N-sulfaméthoxazole 80 ± 3 2,3 7,6

Le rendement d’extraction est supérieur à 65 % pour la plupart des analytes et sont en

accord avec ceux rapportés dans la littérature avec le même adsorbant (Choi et al. 2007;

Feitosa-Felizzola et al. 2007). A l’exception de l’amoxicilline et de la céfotaxime, les

rendements d’extraction sont faibles (< 60 %). Ces faibles rendements d’extraction peuvent

être dus, soit à leur faible rétention sur Oasis HLB (Seifrtová et al. 2009), soit à leur

hydrolyse en cours d'expérimentation. Pour les autres familles de bons rendements sont

reportés par la littérature avec ce type de cartouche en SPE en ligne comme en SPE classique.

La comparaison des résultats entre les deux procédures SPE en ligne C18 et Oasis HLB

peut être faite à partir des résultats présentés dans les Tableau 7 et Tableau 9. On observe

77

qu’il n’y a pas de différence importante entre les rendements d’extraction (< 10 %), les limites

de détection et les limites de quantifications obtenues à partir des deux adsorbants. Par contre,

la cartouche Oasis HLB a été retenue car elle ne nécessite qu’une analyse à pH 7.

III.3. Test de conservation des échantillons d'eau

Les échantillons d’eau de rivière ont été filtrés à 0,2 µm et dopés avec le mélange de 25

molécules à concentration de 200 ng L-1

. Les échantillons ont ensuite été mis dans des tubes

en verre ambrés de 10 mL et divisés en 2 parts. Une partie est stockée à 4 °C et analysée

chaque jour pendant 1 semaine, l’autre partie est stockée à -18 °C et analysée chaque semaine

pendant 1 mois. Les résultats sont représentés à la Figure 11. Les résultats ont montré que la

température et la durée de stockage ont des effets sur la stabilité des antibiotiques. A 4 °C, la

plupart des antibiotiques sont stables pendant une période d’au moins 1 semaine (dégradation

< 10 %), exception faite de l'amoxicilline et de la céfotaxime, leur dégradation dépasse en

effet 20 % après 3 jours. La stabilité est supérieure quand les échantillons sont stockés à -18

°C. Cependant, même avec un stockage à -18 °C nous avons observé que l'amoxicilline et la

céfotaxime sont tout de même dégradées après 21 jours de stockage. Ainsi, il a été décidé

d’analyser les échantillons dan un délai 3 jours après 1 stockage à 4 °C, ou dans un délai 3

semaines à -18 °C.

78

50

60

70

80

90

100

0 1 2 3 4 5 6

Dé

gra

da

tio

n (%

)

Jours

Tylosine

Erythromycine

Chlorotétracycline

Tétracycline

Amoxciline

Céfotaxime

Triméthoprime

Orméthoprime

Sulfaméthazine

Sulfaméthoxazole

Acide oxolinique

Acide nalidixique

Fluméquine

Acide pipemidique

Enrof loxacine

Enoxacine

Loméf loxacine

Saraf loxacine

Norf loxacine

Ciprof loxacine

Of loxacine

Ornidazole

Vancomycine

A

50

60

70

80

90

100

0 7 14 21 28

Dé

gra

da

tio

n (%

)

Jours

B

Tylosine

Erythromycine

Chlorotétracycline

Tétracycline

Amoxciline

Céfotaxime

Triméthoprime

Orméthoprime

Sulfaméthazine

Sulfaméthoxazole

Acide oxolinique

Acide nalidixique

Fluméquine

Acide pipemidique

Enrof loxacine

Enoxacine

Loméf loxacine

Saraf loxacine

Norf loxacine

Ciprof loxacine

Ofloxacine

Ornidazole

Vancomycine

Figure 11 : Pourcentages de dégradation (%) des antibiotiques dans l’eau de rivière filtrée à

0,2µm et dopée à 200 ng L-1

dans les différentes conditions de stockage : à 4 °C (Figure 11A)

et à -18°C (Figure 11B)

79

III.4. Validation de la methode d'extraction des matrices solides et

biologiques

Afin de déterminer les rendements d’extraction sur des matrices solides, 2 g (en poids

humide) de sédiment et de poisson (loche franche) ont été dopés avec le mélange de 25

antibiotiques à la teneur de 100 ng g-1

puis agités et incubés pendant 2 heures dans l’obscurité

à température ambiante. Les échantillons sont ensuite extraits et analysés selon les procédures

précédemment décrites. Les rendements et les limites de détection sont indiqués le Tableau

10.

Tableau 10 : Rendements de récupération (%) par extraction aux ultrasons de 25

antibiotiques avec une prise d’essai de 2 g : sédiment et poisson dopés à 100 ng g-1

(n=3),

moyenne ± écart-type)

Sédiment Poisson

Rendement

(%)

LDDs

(ng g-1

)

Rendement

(%)

LDDs

(ng g-1

)

Macrolides Tylosine 74 ± 2 1,3 76 ± 3 1,7

Érythromycine 64 ± 1 3,5 68 ± 14 2,5

Tétracyclines Chlorotétracycline 91 ± 3 6,2 86 ± 4 3,4

Tétracycline 84 ± 6 2,1 80 ± 6 1,2

β-lactamines Amoxicilline 58 ± 2 25,0 27 ± 5 22,3

Céfotaxime 58 ± 2 19,0 48 ± 4 21,2

Diaminopyrimidines Triméthoprime 108 ± 2 0,5 84 ± 3 1,1

Orméthoprime 96 ± 5 0,4 90 ± 4 0,4

Sulfamides Sulfaméthazine 97 ± 2 1,4 87 ± 2 1,9

Sulfaméthoxazole 89 ± 3 1,5 83 ± 2 1,2

Quinolones

Acide oxolinique 87 ± 2 2,3 86 ± 3 2,0

Acide nalidixique 75 ± 1 3,2 73 ± 2 3,4

Acide pipémidique 79 ± 3 3,2 72 ± 2 2,4

Fluoroquinolones

Fluméquine 84 ± 4 2,1 90 ± 3 1,6

Enrofloxacine 99 ± 2 1,2 96 ± 5 1,3

Énoxacine 90 ± 4 4,2 93 ± 5 3,6

Loméfloxacine 75 ± 1 4,1 79 ± 3 3,5

Sarafloxacine 73 ± 4 4,6 78 ± 4 4,6

Norfloxacine 77 ± 5 1,4 80 ± 3 1,2

Ciprofloxacine 77 ± 5 1,6 76 ± 4 1,5

Ofloxacine 72 ± 6 1,2 74 ± 4 1,4

Nitro-imidazoles Ornidazole 63 ± 3 4,1 73 ± 4 3,5

Glycopeptides Vancomycine 74 ± 4 5,2 79 ± 5 4,2

Métabolites D-ciprofloxacine 77 ± 3 3,6 82 ± 4 2,6

N- sulfaméthoxazole 84 ± 4 2,5 86 ± 3 1,9

80

Les rendements d’extraction des 25 antibiotiques dans les sédiments sont de 56 à 108 % et

les limites de détection de 0,4 à 25 ng g-1

. Pour les poissons les rendements d’extraction sont

de 68 à 96 %, exception faite de l’amoxicilline et de la céfotaxime, ils sont inférieurs à 50 %,

et les limites de détection sont de 0,4 à 22,3 ng g-1

.

Les rendements d’extraction et les limites de détection sont satisfaisants pour permettre la

recherche de molécules d’antibiotiques dans toutes les matrices solides ou biologiques, à

l’exception de 2 molécules l’amoxicilline et la céfotaxime qui n’ont pas été quantifiées dans

les échantillons de poissons et crustacés.

82

CHAPITRE 4 : TRANSFERT A PARTIR DES SOLS

AGRICOLES AMENDES EN BOUES URBAINES

84

Ce chapitre s'interesse aux transferts des antibiotiques dans les sols. Ces sols sont

principalement contaminés à partir de l'épandage de boues urbaines ou d'élevage. Après la

présentation des différents sites, ce chapitre se compose de 3 parties. Le premier fait un bilan

de la contamination de boues urbaines provenant de différentes filières d'assainissement, le

deuxième et troisieme concerne l'etude de la contamination des sols sur des parcelles de deux

bassins versants.

IV.1. Location des sites

La contaminaton des boues de stations d'épuration ont étudié dans différents de stations

d’épuration en Île-de- France et la contamination des sols agricole ont étudé sur les deux site

d’étude : site du Liéton et site de la Charmoise.

La location des sites de prélèvement est donnée dans la Figure 12.

Figure 12 : Schéma récapitulatif des localisations des différents sites de prélèvement des

échantiollons de boues et de sol

PARIS STEP de Lagny

STEP Seine centre

STEP Seine aval

STEP Seine Grésillons

STEP de la Charmoise

STEP de la Prédecelle

Site du Liéton

Site de la Charmoise

Station d’épuration

Site d’étude

85

IV.2. Etude de la contamination des boues urbaines

IV.2.1. Description des filières de traitmeent des différentes STEP

Afin de connaître la variabilité de la contamination des boues de stations d'épuration en Île-

de- France, des échantillons de boues issues de différentes STEP ont été analysés. Trois boues

proviennent des stations du SIAAP (Syndicat Interdépartemental pour l'Assainissement de

l'Agglomération Parisienne) : Seine Aval (SAV), Seine Grésillons (SEG) et Seine Centre

(SEC) et ont été prélevés en 2009. Trois autres échantillons de boues ont été prélevés sur la

STEP de Lagny en Seine-et-Marne et sur celles du bassin versant de la Prédecelle et de la

Charmoise dans l'Essonne. Ces boues sont issues de différentes filières de production. A noter

que la boue prélevée sur la STEP de la Prédecelle correspond à l'ancienne installation qui est

actuellement détruite et a été remplacé par une filière comportant un affinage des eaux

épurées par phytorémédiation.

Les filières des stations du SIAAP ont été précédemment décrites par (Blanchard et al.

2009):

- SAV (site Seine Aval - Achères) correspond à des boues déshydratées qui ont subi une

digestion anaérobie suivi d'un conditionnement thermique (20 bars / 150°C) et d'une

déshydratation par filtre presse.

- SEG (site Seine Grésillons - Triel Sur Seine) : ce sont des boues séchées qui ont subi

une déshydratation par centrifugation suivie par un séchage thermique.

- SEC (site Seine Centre - Colombes) : ce sont des boues déshydratées qui ont subi une

centrifugation

La STEP de Lagny est située sur la commune de St Thibault les Vignes et gérée par le

SIARL. Cette STEP contient un système de bassins combinés pour les boues (décanteur/

boues biologiques), puis celles-ci sont déshydratées par centrifugation et stockées dans un silo

à fond plat avant d'être valorisées en agriculture (SIAM, 2010).

86

La STEP du bassin de la Charmoise présente la particularité de traiter les effluents

domestiques d'une petite ville et d'un hôpital. Cette STEP comporte un bassin combiné

(décanteur/boues activées), les boues sont ensuite séchées par dessiccation sur un lit de sable,

puis elles sont stockées sous abri avant leur épandage sur des parcelles agricoles proches de la

STEP.

IV.2.2. Résultats de la contamination des boues

Parmi ces cinq échantillons de boues, 12 antibiotiques sur 25 ont pu être quantifiés

(Tableau 11). Il s'agit de molécules utilisées en médecine humaine (domestiques et

hospitaliers) et vétérinaire : la tétracycline, la triméthoprime, l’érythromycine, la

sulfaméthoxazole, la vancomycine et 7 quinolones (fluméquine, acide pipémidique,

énoxacine, ofloxacine, loméfloxacine, norfloxacine et ciprofloxacine). A noter que parmi ces

molécules, la vancomycine est la seule strictement réservée à un usage en milieu hospitalier.

La triméthoprime est la plus fréquemment détectée. Elle est peu retenue par les processus

de traitement des eaux usées et se retrouve dans les effluents de sortie (Lindberg et al. 2006).

Les quinolones sont fortement retenues dans les boues de STEP en raison de leur constante

d'adsorption. Elles sont par ailleurs peu dégradées par digestion anaérobique (Golet et al.

2003; Vieno et al. 2007).

Tableau 11 : Teneurs (µg kg -1

) en antibiotiques des boues des STEP de la Charmoise, de la

Prédecelle, de Lagny sur Marne et du SIAAP

Teneurs en µg kg

-1

STEP de la

Charmoise

STEP de la

Prédecelle

STEP de

Lagny

STEP du SIAAP

SAV SEG SEC

Macrolides Tylosine - - - - - -

Érythromycine 86 ± 23 - - - - -

Tétracyclines Chlorotétracycline - - - - - -

Tétracycline 246 ± 58 4598 848 - - -

β-lactamines Amoxicilline - - - - - -

Céfotaxime - - - - - -

Diaminopyrimidines Triméthoprime 102 ± 30 40 16 5 3 19

Orméthoprime 13 ± 33 - - - - -

Sulfamides Sulfaméthazine - - - - - -

Sulfaméthoxazole - - - - - -

Quinolones Acide oxolinique - - - - - -

Acide nalidixique - - - - - -

87

Acide pipémidique - - - - 6 12

Fluoroquinolones

Fluméquine 32 ± 8 25 - 4 - -

Enrofloxacine - - - - - -

Énoxacine 2 603 ± 390 1041 88 - - -

Loméfloxacine 604 ± 113 - 54 - - -

Sarafloxacine - - - - - -

Norfloxacine 18 798 ± 1 590 7519 832 26 74 -

Ciprofloxacine 5 504 ± 1168 2201 456 25 81 -

Ofloxacine 5 817 ± 578 2326 1 224 38 91 -

Nitro-imidazoles Ornidazole - - - - - -

Glycopeptides Vancomycine 266 ± 65 - - - - -

Métabolites D-ciprofloxacine - - - - - -

N-sulfaméthoxazole - - - - - -

(- : inférieur aux limites de détection; n échantillon = 3 pour les boues de Fontenay-les-Briis)

Les boues urbaines de la STEP de la Charmoise, suivies de celles de la Prédecelle et de

Lagny/Marne contiennent le plus grand nombre d'antibiotiques avec des teneurs qui sont

beaucoup plus élevées que celles des 3 autres stations (SIAAP). Pour les boues de la STEP de

la Charmoise, ces fortes teneurs peuvent avant tout s'expliquer par la réception d'un effluent

hospitalier qui est mélangé à celui d'eaux usées domestiques.

Les boues provenant des stations du SIAAP présentent les teneurs les plus faibles en

antibiotiques par rapport à celles des deux autres STEP. Ces différences dépendent à la fois de

la nature des eaux usées épurées et des filières de traitement des STEP. Vu la teneur en

antibiotiques dans ces boues, il est intéressant de suivre la contamination des sols agricoles

ayant reçu des boues des STEP de Lagny et de la Charmoise.

IV.3. Etude de la contamination des sols sur deux parcelles de l'Orgeval et

du Liéton (Seine et Marne)

IV.3.1. Objectifs et choix du site

En Seine et Marne, 28 000 tonnes de boues de station d'épuration sont épandus chaque

année. Sur le territoire du GIS ORACLE (Irstea), autour du bassin versant expérimental de

l'Orgeval, il a été recensé 1500 ha de sols (soit 18 % de la Surface Agricole Utile - SAU) qui

ont reçus ou sont inscrits sur un plan d'épandage de boues de stations d'épuration.

88

Suite à une enquête de l'Irstea (Cemagref), nous avons pris contact avec un agriculteur qui

épand régulièrement des boues de stations d'épuration sur ses parcelles agricoles. Ces

parcelles sont proches du bassin de l'Orgeval sur la commune de Giremoutiers (près de

l’aérodrome de Coulommiers, Seine et Marne). L'exploitation agricole couvre 160 ha et

l'exploitant y cultive en alternance : 75 ha de blé, 25 ha de maïs, 19 ha de féveroles, 17 ha de

lin, 10 ha de pommiers acides avec environ 7 ha de jachères et de bandes enherbées.

L'épandage de boues est effectué généralement entre août et septembre et les boues

proviennent principalement de la station d'épuration de Lagny sur Marne. Avant l'épandage

sur parcelle, les boues sont déposées et mélangées régulièrement sur une aire de stockage

étanche munie d'un système de récupération des eaux de lixiviation.

La quantité de boues épandues a été actuellement abaissée de 20-25 t ha-1

à 16-17 t ha-1

en

raison de leur trop forte teneur en azote. La fréquence d'épandage sur une parcelle varie entre

7 et 10 ans. Ainsi, une parcelle ne reçoit qu’une fois tous les 7 à 10 ans des boues de stations

d’épuration. Généralement, l'épandage des boues s'effectue sur chaume avant culture de maïs.

Après discussion avec l’agriculteur, nous avons retenu deux parcelles (n°3 et n°5). Sur la

parcelle 3, les drains en poterie sont situés à environ 120 cm de profondeur et avec 15 à 20 m

d'écartement. Sur la parcelle 5, les drains sont à environ 80-100 cm de profondeur, avec un

écartement moyen de 10 m. Sur la parcelle 3 un épandage a été effectué en 2005 et sur la

parcelle 5 en septembre 2008 avant la culture de betterave.

Le 26 janvier 2009, un échantillon de boue provenant de l'aire de stockage et un

échantillon de sol de surface (0-20 cm) de la parcelle 5 ont été prélevés. Ce prélèvement a été

complété le 11 février par un échantillon composite du sol de surface de parcelle 3. Ensuite, le

22 juillet 2009, 4 carottes du sol ont prélevées sur les deux parcelles (profondeur de 0-100

cm) en 2 points correspondant au drain et à leur distance respective inter-drain.

De plus, des échantillons d'eau provenant des drains de ces parcelles ont également été

prélevés à trois dates (26 et 28 janvier, 11 février 2009). Lors du dernier échantillonnage, l'eau

du fossé qui réceptionne les drains a aussi été collectée.

89

IV.3.2. Contamination des sols, eaux de drain et de fossé des deux parcelles

IV.3.2.1. Contamination des sols agricoles par l'épandage de boues urbaines.

- Échantillons de surface

Le premier échantillon de surface du sol de la parcelle n°5 prélevé le 26 janvier 2009 est

faiblement contaminé en antibiotiques, comparativement à celui prélevé le même jour sur la

parcelle n°3 (Figure 13). La signature de celui-ci est comparable à celle de la boue épandue

provenant de Lagny sur Marne (Tableau 11), avec 4 molécules principales : la tétracycline,

l’ofloxacine, la ciprofloxacine et la norfloxacine qui présentent également les plus fortes

teneurs dans la boue. La teneur en norfloxacine du sol est cependant 100 fois plus faible que

celle des boues épandues. Ainsi, la triméthoprime qui est seulement présente à l'état de trace

dans les boues (16 µg kg-1

), n'est décelée dans aucun des sols amendés.

Paradoxalement c'est la parcelle 3 la plus anciennement amendée qui présente les plus

fortes teneurs. La parcelle n°5 ayant été amendée plus récemment, il se peut donc que la boue

ne soit pas encore bien homogénéisée avec le sol, contrairement à la parcelle n°3 ou que nous

n’ayons pas pu obtenir un échantillon moyen représentatif de la contamination du sol de la

parcelle 5 malgré notre échantillonnage en plusieurs points de la parcelle. De plus, un

phénomène de re-transformation de métabolites en produit parent peut se produire pour

certaines molécules (Göbel et al. 2004; Lindberg et al. 2006), induisant ainsi une

augmentation des teneurs dans les matrices. Il est également possible que la nature respective

des sols sur les parcelles 3 et 5 soit à l'origine de vitesses de transfert différentes des

antibiotiques vers les drains. Pour vérifier cette hypothèse, nous avons analysé des carottes de

sol prélevées sur ces deux parcelles.

90

0

20

40

60

80

100

µg kg-1

Parcelle 3 Parcelle 5


) des antibiotiques dans les sols de surface des parcelles 3 et 5

(prélèvement en 2009)

- Profils de contamination à travers le sol de parcelles amendées en boues urbaines

Les profils de contamination des carottes de sol prélevées le 22 juillet 2009 sur les

parcelles 3 et 5 sont représentés dans le Tableau 12. Nous avons retrouvés 5 antibiotiques : la

triméthoprime, l’ofloxacine, la norfloxacine, la ciprofloxacine et la tétracycline qui ont été

également décelés dans les boues (Tableau 11). Les teneurs en surface sont sensiblement plus

faibles sur la parcelle 3 et au contraire plus élevées sur la parcelle 5 que celles déterminées au

début de l'année lors du premier prélèvement. Ce qui tend à confirmer que la mise en culture

de betterave a conduit à une meilleure homogénéisation de l'amendement et une meilleure

représentativité de l'échantillonnage de surface. A cette date, c'est la parcelle 5 qui présente

les plus fortes teneurs en surface, notamment pour trois fluoroquinolones (ciprofloxacine,

norfloxacine et ofloxacine) dont les teneurs atteignent de 300 à 600 µg kg-1

.

Par leurs propriétés physico-chimiques, ces antibiotiques sont considérés comme fortement

adsorbables, et donc ayant une mobilité limitée (Tolls 2001). Dans l'horizon le plus profond

80-100 cm, seule la triméthoprime est décelée dans les deux parcelles. Cela pourrait

davantage s’expliquer par sa persistance élevée dans les sols (DT50 110 jours) que par les

valeurs de sa solubilité de l'ordre de 2 g L-1

et de celle de son Koc de 2000 à 4000 L kg-1

qui la

classe parmi les molécules moyennement mobiles. L'ofloxacine qui est relativement soluble

91

(28 g L-1

) et mobile (Kd = 310 L kg-1

) est également été décelée en profondeur au niveau de la

parcelle 5.

Il en est de même pour la ciprofloxacine, autre molécule relativement soluble (30 g L-1

) et

peu adsorbable (Kd = 430 L kg-1

) qui est détectée dans l'horizon le plus profond et ne l'est plus

en surface comme lors du premier prélèvement effectué en début d'année.

Il reste difficile de comparer les résultats des 2 parcelles entre elles car la mobilité des

antibiotiques dans le sol dépend de nombreux paramètres dépendant de la nature du sol (pH,

capacité d’échanges cationiques, teneurs en calcaire, teneur en matière organique), ainsi que

de la température. Toutefois, il ressort que plusieurs molécules sont suffisamment mobiles et

rémanentes pour atteindre les horizons profonds du sol où se situe la zone de battement de la

nappe phréatique superficielle. Ainsi, les études de dégradation et de mobilisation de ces

antibiotiques dans le sol seront développées en conditions contrôlées sur colonne en

laboratoire et au champ avec un suivi expérimental, d'un amendement sur parcelle.

Tableau 12 : Teneur (µg kg-1

) en antibiotiques à différentes profondeurs dans les sols à la

perpendiculaire des drains des parcelles 3 et 5 (n =3, prélèvement le 22 juillet 2009)

Parcelle Profondeur

(cm) Teneurs (µg kg

-1) en antibiotiques

Triméthoprime Ofloxacine Norfloxacine Ciprofloxacine Tétracycline

P 3

0-20 - 35 ± 3 - - 82 ± 9

40-60 13 ± 1 - - - -

80-100 11 ± 1 - - 215 ± 9 -

P 5

0-20 - 308 ± 56 643 ± 27 526 ± 63 112 ± 15

40-60 19 ± 2 52 ± 4 - - -

80-100 17 ± 1 50 ± 8 - - -

(- : inférieur aux limites de détection)

IV.3.2.2. Transfert des antibiotiques des sols contaminés vers le cours d’eau

Quatre antibiotiques ont été décelés dans les eaux de drainage avec des concentrations de 2

à 24 ng L-1

(Tableau 13). Les molécules détectées sont la triméthoprime, l'ofloxacine, la

tétracycline et la ciprofloxacine, par ordre décroissant de concentration et de fréquence de

détection. Ces molécules étaient également présentes dans les boues de Lagny sur Marne à

92

des teneurs relativement élevées. Cependant, la norfloxacine qui présentait la seconde plus

forte teneur dans les boues (832 µg kg-1

), n'est pas décelée dans les eaux de drainage, alors

qu'elle l'était dans les deux échantillons de sol des deux parcelles.

La triméthoprime n'est pas la plus soluble des quatre molécules détectées, par contre elle

présente la demi-vie la plus longue, ce qui peut favoriser son passage en phase aqueuse. Par

ailleurs, la migration des molécules dans les drains peut se produire à l'état adsorbé sur les

particules fines pouvant être entraînées.

Au contraire, la ciprofloxacine et l'ofloxacine sont solubles (30 g L-1

) et peuvent être

lessivée avec les premières eaux de drainage qui se sont écoulées quelques jours avant nos

prélèvements.

Dans les fossés de drainage, aucun antibiotique n'a été détecté. Cela peut s'expliquer par un

effet de dilution avec des eaux non contaminées et par l'adsorption de ces molécules dans le lit

du fossé.

Par ailleurs, les eaux de drainage prélevées aux trois dates sur les deux parcelles ne

présentent pas de différence significative de niveau de contamination, ce qui laisse supposer

que la contamination de la nappe superficielle diffère peu suivant les parcelles.

93

Tableau 13 : Concentrations (ng L-1

) en antibiotiques dans les eaux de drainage et dans les fossés

Parcelle 3 Parcelle 5

Drain Fossé Drain Fossé

26/01/2009 28/01/2009 11/02/2009 11/02/2009 26/01/2009 28/01/2009 11/02/2009 11/02/2009

Macrolides Tylosine - - - - - - - -

Érythromycine - - - - - - - -

Tétracyclines Tétracycline 10 - - - - 6 -

Chlorotétracycline - - - - - - - -

β-lactamines Amoxicilline - - - - - - - -

Céfotaxime - - - - - - - -

Diaminopyrimidines Triméthoprime 24 - - 6 2 2 -

Orméthoprime - - - - - - - -

Sulfamides Sulfaméthazine - - - - - 2 - -

Sulfaméthoxazole - - - - - - - -

Quinolones

Acide oxolinique - - - - - - - -

Acide nalidixique - - - - - - - -

Acide pipémidique - - - - - - - -

Fluoroquinolones

Fluméquine - - - - - - - -

Enrofloxacine - - - - - - - -

Énoxacine - - - - - - - -

Loméfloxacine - - - - - - - -

Sarafloxacine - - - - - - - -

Norfloxacine - - - - - - - -

Ciprofloxacine - - - - - - 6 -

Ofloxacine 4 - - - - 2 16 -

Nitro-imidazoles Ornidazole - - - - - - - -

Glycopeptides Vancomycine - - - - - - - -

Métabolites D-ciprofloxacine - - - - - - - -

N-sulfaméthoxazole - - - - - - - -


94

IV.4. Etude de la contamination des sols sur une parcelle de la Charmoise

(Essonne)

IV.4.1. Description et prélèvement des échantillons

Les échantillons de sol et d’eau de drainage ont été prélevés sur la parcelle agricole située

en amont de la Charmoise en 2010 et 2011 où les boues de la STEP de ce bassin versant

furent épandues fin novembre 2010 (12,3 t matières sèche ha-1

).

Afin d'étudier l’impact d’un épandage de boues sur la contamination d’un sol agricole et la

migration potentielle d’antibiotiques à travers le sol vers les drains en fonction du temps après

épandage, un planning prévisionnel avait été fixé : 1, 7, 15, 30, 45, 90, 180 et 360 jours après

d’épandage de boues. Cependant, en raison de mauvaises conditions météorologiques pour

l'épandage et un mauvais relais d'information avec l’agriculture, seulement quatre campagnes

de prélèvement de sol et de drain ont été effectuées sur la parcelle en 2011 (Figure 14).

Figure 14 : protocole prévu et réalisé de prélèvement des échantillons de sol de la parcelle

après d’épandage des boues

A chaque campagne, trois carottes de sol de 80 cm sont prélevées sur 3 points dans un

intervalle de 15 m. Les sols des carottes ont été mélangés avant d’analyse selon leur niveau de

profondeur (0-20 cm, 20-40 cm, 40-60 cm et 60-80 cm). Les eaux de drainage sont aussi été

prélevées à chaque campagne en sortie de drain. A noter qu’un échantillon de sol de la surface

du bois et des eaux de source en amont d’un lavoir situés à proximité de la parcelle ont

également été prélevés comme échantillons témoins (Tableau 14).

95

Tableau 14 : Dates de prélèvement et pratiques agricoles de la parcelle expérimentale

Profondeur

(cm)

Ép

an

da

ge

Culture de Blés

Réc

olt

e

La

bo

ur

03/03/2011 16/05/2011 11/07/2011 26/09/2011

Sol Eau Sol Eau Sol Eau Sol Eau

Parcelle Bois Drain Source Parcelle Drain Source Parcelle Dain Source Parcelle Drain Source

0-20 x

x x x

x

x x

x

x x

x

x x 20-40 x - x x

40-60 x - x x

60-80 x - x x

(x : échantillonné ; - : pas d’échantillon)

IV.4.2. Résultats

Dans le sol témoin de surface prélevé dans le bois mitoyen à la parcelle agricole, aucun

antibiotique n’a été détecté.

La Figure 13 présente les teneurs des antibiotiques détectés dans le sol de la parcelle à

différents niveaux de profondeur en fonction du temps après épandage des boues urbaines.

Trois antibiotiques de la famille des fluoroquinolones : la norfloxacine, l’ofloxacine et la

ciprofloxacine ont été détectés dans les sols avec des teneurs variables en fonction du temps et

de la profondeur. Ces trois molécules sont des molécules possédant les teneurs les plus

élevées dans les boues (cf.IV.1.2.1).

Nous avons observé que jusqu’à la fin de l’expérimentation, soit neuf mois après

l’épandage, les antibiotiques ne sont détectés que dans les couches 0-20 cm et 0-40 cm,

aucune molécule n’est détectée dans les couches de profondeur 40-60 cm et 60-80 cm. Les

plus fortes teneurs sont déterminées au niveau de la couche 0-20 cm avec des teneurs de

l’ordre d’une vingtaine de µg kg-1

pour les trois molécules, ces teneurs ont diminué d’environ

un facteur 0,5 entre chaque intervalle de deux mois (Figure 15). Cette diminution peut être

liée à la dégradation des molécules, mais également à la migration des molécules vers la

profondeur.

96

Pour la couche de 20-40 cm, seul l’ofloxacine a été détectée dans les sols après trois mois

d’épandage. Les autres molécules ont été mesurées à partir du 7ere

mois suivant l’épandage

avec des teneurs de l’ordre de 5 µg kg-1

.

Neuf mois après l'épandage, les teneurs en antibiotiques dans les sols de la couche 0-20 et

20-40 cm sont similaires, ce qui peut s’expliquer par le labourage des sols de la parcelle

effectué après la récolte du blé.

Dans les drains et les eaux de source aucun d’antibiotiques n’a été détecté. Ce qui montre

que les antibiotiques mesurés dans les boues sont fortement adsorbés par les sols où ils

peuvent être (bio) dégradés.

Les résultats sur la parcelle ont confirmé ceux obtenus sur les colonnes de sol en

laboratoire et sont en accord avec la littérature. Plusieurs mois après application des boues ou

des déchets élevages sur les sols, les antibiotiques de la famille fluoroquinolones, quinolones,

tétracyclines et macrolides sont encore présents au niveau de la surface (Poté et al. 2003;

Blackwell et al. 2007; Blackwell et al. 2009; Zhang et al. 2009; Tamtam et al. 2011; Yu et al.

2012).

97


) en antibiotiques détectées dans les sols de différents de

profondeurs en fonction du temps après épandage de boues de la STEP de la Charmoise et les

données météorologiques (Précipitations en mm et Température en °C)

IV.5. Conclusions

L’étude sur le transfert a partir des sols agricoles amendes en boues urbaines ont montré que

les fluoroquinolones sont prédominants dans les boues urbaine avec des teneurs détectés de

l’orde de mg kg-1

. Après d’épandage des boues urbaine les fluoroquinolones ont détecté à

faible de teneurs dans les sol agricol avec des teneurs de l’orde de µg kg-1

et elles sont

rapidements adsorbées dans les sols de la surface. Cette étude a aussi montré des risques

transfert vers les eaux de surface par infiltration et ruissellement.

0

5

10

15

20

25

30

35

-1 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

µg Kg-1

Mois

Norfloxacine

0-20 cm

20-40 cm

40-60 cm

60-80 cm

Épandage LabourRécolteCultive des Blé

0

5

10

15

20

25

-1 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

µg Kg-1

Mois

Ofloxacine

0-20 cm

20-40 cm

40-60 cm

60-80 cm


0

5

10

15

20

25

30

35

-1 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

µg Kg-1

Mois

Ciprofloxacine0-20 cm

20-40 cm

40-60 cm

60-80 cm


-5

0

5

10

15

20

25

30

35

40

0

5

10

15

20

25

30

35

-1 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Mois

Précipitation

Température

mm oC

98

CHAPITRE 5 : ÉTUDE DE LA PERCOLATION SUR

COLONNE DE SOL EN LABORATOIRE

100

Les résultats de l’étude préliminaire sur le bassin versant du Liéton ont justifié une étude

de la contamination des sols agricoles par les antibiotiques après épandage de boues urbaines

car certains de ces antibiotiques adsorbés sont susceptibles de migrer dans les horizons

profonds du sol et d’atteindre les drains qui alimentent les rus et les fossés agricoles.

Si les travaux concernant la présence des antibiotiques dans les sols et les eaux sont

nombreux, il existe par contre peu d’études concernant leur mouvement à travers les sols

(Thiele-Bruhn 2003; Sarmah et al. 2006). De plus, ces études ont été effectuées dans la limite

de quelques molécules d’une même famille ou de quelques familles (Rabolle and Spliid 2000;

Drillia et al. 2005; Kay et al. 2005a; Kay et al. 2005b). Dans ce contexte, les travaux de cette

étude ont pour objectif de parvenir à caractériser le potentiel de mobilisation des antibiotiques

sur colonne de sol remanié en pilote de laboratoire sous conditions contrôlées et sur une

parcelle expérimentale après épandage de boues urbaines. Les travaux sur la percolation sur

colonne de sol ont été effectués au laboratoire Hydrosystème et Bioprocédés, Irstea Antony.

V.1. Protocole expérimental

V.1.1. Échantillonnage et préparation d’échantillons

Avant épandage en août 2010, un prélèvement de sol sur la parcelle a été effectué pour

étudier les transferts verticaux sur colonne de sol en laboratoire. Les différents niveaux du sol

ont été prélevés à 6 m du chemin au milieu du champ en réalisant une tranchée à la pelle dans

les couches 0-30 cm et 50-80 cm. Pour chaque couche, un bac contenant une centaine de litres

de sol a été prélevé et transporté au laboratoire. Ensuite, les sols ont été séchés à l’air,

homogénéisés, broyés et tamisés sur un tamis de 2 mm de diamètre, puis stockés à

température ambiant dans une caisse fermée en plastique avant être mis dans les colonnes. Les

sols ont été envoyés au laboratoire d’analyses des sols d’Arras (France) pour analyse de leurs

caractéristiques.

101

V.1.2. Dispositif expérimental des colonnes de sol

La colonne est constituée d’un tube en PVC altuglas de 15,2 cm de diamètre (interne) et

d’une hauteur de 40 cm. La base de la colonne est composée d’un géotextile fin et d’une grille

afin d’empêcher les particules fines d’être entraînées par l’eau et fermée par un bouchon.

L’ouverture de celui-ci met la colonne en contact avec l’air libre, donc à la pression

atmosphérique. La mesure du débit de la solution sortant de la colonne se fait

automatiquement au moyen d’un système à auget basculeur. Chaque basculement correspond

à 20 ml. La conductivité de la solution en sortie de colonne a été mesurée grâce à un

conductimètre type (WTW®-LF 340). L’appareil est muni d’un mécanisme de compensation

automatique de la température. La sonde est directement plongée dans la solution à analyser.

L’appareil a été utilisé en acquisition continue, à un pas de temps constant. Les données sont

transférées vers un ordinateur. Ces mesures nous ont permis d’obtenir la courbe d’élution

instantanée. Un préleveur automatique nous permet de réaliser des prélèvements de la

solution en sortie de la colonne, avec une capacité de stockage de 24 échantillons de 320 ml.

L’analyse d’antibiotiques est effectuée sur chaque flacon (Figure 16).

Sol (30 cm)

Bouchon

Auget

basculeur

Conductimètre

Lame d’eau

Vase de Mariotte

Tuyau vers préleveur

automatique

Figure 16 : Schéma des colonnes de sol

Pour chaque niveau de sol, trois colonnes de 30 cm de hauteur sont remplies de sol sec.

Les colonnes sont nommées : A0, A1, A2 pour la couche de 0-30 cm et colonnes B0, B1, B2

pour la couche de 50-80 cm dont les colonnes A0 et B0 ont utilisé pour tester les systèmes de

102

chaque type de sol, les autres colonnes sont utilisées pour étudier les transferts d’antibiotiques

dans les sols.

Les colonnes sont saturées avec la solution CaCl2 0,005 M par palier en commençant par la

base de la colonne à l'aide d'un vase de Mariotte. Après plusieurs cycles de

saturation/ressuyage, la colonne subit le passage de plusieurs volumes d'eau pour compléter la

phase de consolidation.

Après la saturation, la solution est appliquée en tête de colonne. Les colonnes A0 et B0 sont

traitées avec la solution de traceur seul (200 ml CaCl2 0,01 M). Cette expérimentation nous a

permis de déterminer les volumes d’eau nécessaires pour assurer un transfert aqueux des

molécules en fonction de la porosité des sols reconstitués et de suivre la montée et la descente

des courbes d’élution, puis de vérifier la restitution complète du traceur en sortie du sol. Les

colonnes A1, A2, B1, B2 sont traitées avec la solution traceur dopée avec un mélange de 23

antibiotiques (sans les métabolites), correspondant à un apport de 100 µg de chaque

molécules. Le traçage s'est déroulé en appliquant une solution mère de 200 ml de 0,01 M de

CaCl2 diluée à 0,005 M de CaCl2 dans de l’eau de distribution. L’expérimentation a consisté à

établir un régime hydraulique permanent en maintenant une lame d'eau de 1,5 à 2 cm en

surface. Le volume d’eau traversant la colonne est au moins de 6 volumes de pores. Une

analyse de la solution d’apport en antibiotiques, en entrée des colonnes est également réalisée

pour connaître la quantité d’antibiotiques réellement apportés. Les caractéristiques

d’expérimentales des colonnes de sol sont présentées dans le Tableau 15.

À la fin de la percolation, les antibiotiques demeurant dans les sols sont analysés. Les

colonnes de sol sont découpées en 3 niveaux de 0-5 cm, 5-15 cm et de 15-30 cm de hauteur,

puis homogénéisés manuellement et stockées à -18 °C jusqu’à leur analyse.

103

Tableau 15 : Récapitulatif des protocoles expérimentaux sur les colonnes de sol

Sols horizon

0 - 30 cm 50 - 80 cm

A0 A1 A2 B0 B1 B2

Septembre

2010

Octobre

2010

Juin

2011

Septembre

2010

Janvier

2011

Janvier

2011

Hauteur de sol (cm) 30 29,5 29,6 30 30 30

Volume de sol (L) 5,6 5,5 5,5 5,6 5,7 5,7

Masse sec (Kg) 7,0 7,0 6,8 7,0 7,4 7,1

Solution appliquée

CaCl2

0,01M

CaCl2 0,01M

+

Antibiotiques

CaCl2 0,01M

+

Antibiotiques

CaCl2

0,01M

CaCl2 0,01M

+

Antibiotiques

CaCl2 0,01M

+

Antibiotiques

Durée de l'expérience (heure) « infinie » 170 51,5 « infinie » 188 325

Volume d'eau (L) 16,2 15,5 22,7 26,0

Volume de pores 6,6 6,3 9,1 10,6

Débit moyen (cm3/s) 0,03 0,09 0,04 0,03

pH (min-max)

7,1 - 7,3 7,5 - 8,0 7,6 - 8,0

V.2. Résultats de l'expérience

V.2.1. Caractéristiques du sol étudié

Les caractéristiques du sol des deux horizons ont été déterminées par le laboratoire INRA

des sols d'Arras (France) et sont présentés dans le Tableau 16. Nous avons observé que les

caractéristiques du sol sont relativement homogènes entre les deux niveaux.

Tableau 16 : Caractéristiques des sols étudiés

Horizons

0-30 cm 50-80 cm

Densité (brut) g/cm3 1,67 1,78

Granulométrie en g kg-1

- Argiles (< 2 µm)

- Limons fins (2/20 µm)

- Limons grossiers (20/50 µm)

- Sables fins (50/200 µm)

- Sables grossiers (200/2000 µm)

172

221

325

239

43

323

277

275

107

18

Matières volatiles à 550 °C (g/100g) 4,4 4,93

Carbone organique (g kg-1

) 10,5 3,77

Matière organique (g kg-1

) 18,2 6,53

CEC Metson (Cmol+ kg

-1) 9,18 12,8

104

V.2.2. Apport en antibiotiques

La quantité réelle apportée au sol pour chaque molécule d’antibiotiques a été contrôlée par

analyse de la solution d’ajout (Tableau 17).

On constate pour toutes les colonnes que la quantité d’apport de chaque molécule

antibiotique est plus faible que celle ayant été préparée. Pour la plupart des molécules, la

quantité réelle est d’environ 90 % de la quantité préparée. Les plus faibles quantités sont

celles de l’amoxicilline et de la céfotaxime. Ceci peut s’expliquer par la dégradation de ces

molécules surtout les β-lactamines, car les mélanges d’antibiotiques appliqués sont

nécessairement préparés dans l’eau ultra-pure 1 à 2 jours avant de leur application sur les

colonnes.

Tableau 17 : Quantité réelle en antibiotiques dans les apports (µg) pour chaque colonne

Antibiotiques 0 - 30 cm 50 - 80 cm

Colonne A1 Colonne A2 Colonne B1 Colonne B2

Tylosine 96,2 88,3 88,2 88,8

Érythromycine 82,3 95,4 94,1 96,6

Chlorotétracycline 92,4 92,3 91,2 92,1

Tétracycline 87,6 93,1 89,9 90,6

Amoxicilline 76,3 75,3 83,2 79,2

Céfotaxime 78,6 83,2 75,8 74,7

Triméthoprime 99,5 84,1 84,5 82,3

Orméthoprime 100,2 88,6 97,2 81,8

Sulfaméthazine 96,5 95,5 98,3 95,1

Sulfaméthoxazole 100,3 89,4 87,4 89,4

Acide oxolinique 98,7 91,2 93,2 98,2

Acide nalidixique 86,3 87,6 83,9 91,1

Fluméquine 96,5 91,3 93,0 98,1

Acide pipémidique 87,4 93,6 100,8 99,2

Enrofloxacine 95,3 87,1 83,5 98,7

Énoxacine 92,6 88,0 86,5 98,9

Loméfloxacine 93,4 87,2 84,6 81,3

Sarafloxacine 94,2 95,9 94,2 96,8

Norfloxacine 90,4 91,0 90,4 84,6

Ciprofloxacine 90,7 86,5 90,7 84,2

Ofloxacine 89,8 86,2 86,8 82,6

Ornidazole 93,2 83,5 83,1 86,3

Vancomycine 86,5 92,7 89,8 90,6

105

V.2.3. Courbe d’élution du traceur et des antibiotiques

La Figure 17, représente les courbes d’élution obtenues pour la conductivité électrique et la

concentration en antibiotiques détectés dans les percolats des colonnes en fonction du volume

de pores écoulé.

Figure 17 : Courbes d’élution de conductivité (µs cm-1

) et de concentration (ng L-1

) des

antibiotiques détectés dans les percolats : figures A1, A2 colonnes de sol de la couche 0-30

cm ; figures B1, B2 colonnes de sol de la couche 50-80 cm

a) Le traceur : Les conductivités électriques du traceur dans les percolats en fonction du

volume de pores écoulé sont différentes selon les deux colonnes d’un même horizon.

Cependant, sur chaque deux colonnes si le débit d’écoulement varie, le volume

correspondant au transfert du traceur est le même, soit de 0,5 à 1,5 volume de pores.

0

20

40

60

80

100

1350

1450

1550

1650

1750

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

ng L-1 µs cm-1

Volume de pores

A1

Conductivité

Sulfaméthoxazole

Vancomycine

Ornidazole

Sulfaméthazine

0

20

40

60

80

100

1 350

1 450

1 550

1 650

1 750

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

ng L-1 µs cm-1

Volume de pores

A2

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

1 450

1 550

1 650

1 750

1 850

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

ng L-1 µs cm-1

Volume de pores

B1

Conductivité

Vancomycine

Sulfaméthazine

Sulfaméthoxazole

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

1 450

1 550

1 650

1 750

1 850

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

ng L-1 µs cm-1

Volume de pores

B2

106

Les valeurs maximales des conductivités sont obtenues aux environs de 1,0 volume de

pores (Figure 17).

b) Les antibiotiques : Les concentrations en antibiotiques détectées dans les percolats en

fonction du volume de pores écoulé sont différentes selon les colonnes d’un même horizon.

Les colonnes de sols de la couche de 0-30 cm : Après écoulement d’un volume d’eau

équivalent à 6 volumes de pores seulement 4 antibiotiques ont été détectées dans les percolats:

la sulfaméthoxazole, la sulfaméthazine, la vancomycine et l’ornidazole. Le transfert de la

sulfaméthoxazole s'est terminé à partir de 0,6 et 3,2 volumes de pores respectivement, les

autres molécules ne sont plus détectées à partir de 0,8 et 1,8 pour l’ornidazole; pour la

sulfaméthazine de 1,0 et 4,4 et pour la vancomycine de 1,0 et 1,8. Les plus fortes de

concentrations pour la sulfaméthoxazole (77,8 ng L-1

), la sulfaméthazine (70,1), la

vancomycine (6,2) et l’ornidazole (24,1) correspondent à des volumes écoulés respectivement

de 0,9, 1,0, 1,3 et 1,2. En fin d’expérience, pour un volume moyen d’eau éluée de 6,4 volumes

de pores, les percolats de la sulfaméthoxazole, la sulfaméthazine, l’ornidazole et la

vancomycine contiennent respectivement 91 %, 94 %, 29 % et 7 % de la quantité appliquée.

Les colonnes de sols de la couche de 50-80 cm : Avec ces colonnes, les volumes de

percolats écoulé ont été augmenté jusqu’à 9 volumes de pore pour vérifier si les autres

molécules nécessitent un volume d'eau plus important pour être lixiviée.

Après écoulement d’un volume d’eau équivalent à 9 volumes de pores, seulement trois

antibiotiques ont été détectées dans les percolats : la sulfaméthoxazole, la sulfaméthazine et la

vancomycine. Ces molécules n'ont plus été mesurées dans les percolats à partir de 0,6 et 2,3

volumes de pores respectivement pour la sulfaméthoxazole, de 1,0 et 4,4 pour la

sulfaméthazine et de 1,0 et 1,8 pour la vancomycine. Les plus fortes de concentrations pour la

sulfaméthoxazole (162 ng L-1

), la sulfaméthazine (123) et la vancomycine (37 ng L-1

)

correspondent à des volumes écoulés respectivement de 1,2, 1,3 et 1,9. En fin d’expérience,

pour un volume moyen d’eau éluée de 9 volumes de pores, les percolats de la

sulfaméthoxazole, la sulfaméthazine et la vancomycine contiennent respectivement 84 %, 71

% et 75 % de la quantité appliquée.

107

Nous avons observé que malgré l’augmentation du volume de pores écoulé de 6 à 9 pour

les colonnes des sols de la couche 50-80 cm, le nombre d’antibiotiques détectés dans les

percolats n’augmentait pas, mais au contraire diminuait, car l’ornidazole n’a pas été détectée

dans les percolats des colonnes de l'horizon 50-80 cm. A la fin de l’expérimentation, la

quantité d’ornidazole, de sulfaméthoxazole et de sulfaméthazine dans les percolats des

colonnes de sol de la couche 0-30 cm demeure plus élevée que celle de la couche 50-80 cm,

sauf dans le cas de la vancomycine.

En comparaison avec le traceur, nous avons observé pour les deux types de sol que la

sulfaméthoxazole était éluée presque simultanément, les autres molécules sont éluées peu

après mais avec des ordres différents selon les deux niveaux. Pour le sol de la couche 0-30

cm, les ordres d’élution sont les suivants : la sulfaméthoxazole > l’ornidazole > la

vancomycine > la sulfaméthazine et pour la couche 50-80 cm : la sulfaméthoxazole > la

sulfaméthazine > la vancomycine. Nous avons aussi observé que les formes des pics d’élution

(traceur et antibiotiques) des colonnes de la couche 50-80 cm sont plus fins par rapport celles

de la couche 0-30 cm.

Ces résultats sont en accord avec leurs propriétés physico-chimiques et la littérature.

(Rabolle and Spliid 2000; Kurwadkar et al. 2011) ont montré que les antibiotiques de la

famille des sulfamides ne sont pas retenus dans les sols. Les macrolides, les tétracyclines, les

fluoroquinolones et les quinolones sont des molécules fortement adsorbées et très peu mobiles

dans les sols (Tolls 2001; Kümmerer 2004; Sarmah et al. 2006). Les glycopeptides

(vancomycine) sont très solubles dans l’eau (>100 g L-1

) et leurs logKow sont faibles donc ils

sont moins adsorbés dans les sols et ont tendance à migrer dans les sols. A l’heure actuelle,

aucune donnée de la littérature ne concerne la mobilité des nitro-imidazoles (ornidazole) et les

β-lactamines à travers dans les sols.

V.2.4. Distribution des antibiotiques dans les différents niveaux de sol

Les teneurs en antibiotiques dans les sols après percolation en fonction de la profondeur

sont représentées à la Figure 18.

108

a) Colonnes de la couche 0-30 cm

Cinq antibiotiques : l’amoxicilline, la céfotaxime, la sulfaméthoxazole, la sulfaméthazine,

et l’ornidazole n’ont pas été détectés dans les sols quel que soient les profondeurs ou la

colonne. La vancomycine est détectée dans les trois profondeurs avec les plus fortes teneurs

au niveau de la couche 5-15 cm.

Sur la colonne A1 (Figure 18 A1), la norfloxacine, la ciprofloxacine et l’ofloxacine ont été

entraînées par l’eau à toutes les profondeurs et la teneur diminue avec la profondeur.

L’énoxacine, la triméthoprime, l’orméthoprime et la tylosine n’ont été entraînées que jusqu’à

la couche 5-15 cm. Cependant, pour les sols de la colonne A2 (Figure 18 A2) seulement la

triméthoprime a été détectée dans la couche de 5-15 cm.

Les autres molécules sont retenues dans la couche 0-5cm.

b) Colonnes de la couche 50-80 cm

Six antibiotiques l’amoxicilline, la céfotaxime, la sulfaméthoxazole, la sulfaméthazine,

l’ornidazole et l’érythromycine ont été détectées dans aucun des niveaux étudiés.

Sur la colonne B1 (Figure 18 B1), la triméthoprime, l’orméthoprime et la vancomycine ont

été détectées dans les couches 0-5 cm et 5-15 cm avec des teneurs diminuant selon la

profondeur.

Pour les sols de la colonne B2 (Figure 18 B2) l’orméthoprime a été détecté dans les couches

0-5 cm et 5-15 cm. La triméthoprime n’a été détectée que dans la couche 5-15 cm et la

vancomycine n’a été détectée que dans la couche 15-30 cm

Les autres molécules sont retenues dans la couche 0-5cm.

Les résultats ont montré que les résultats peuvent différer pour la même molécule selon les

deux horizons et même selon la colonne expérimentale. Ces variations sont difficiles à

interpréter car la mobilité des antibiotiques dans les sols est influencée par plusieurs facteurs

incluant les propriétés physico-chimiques des molécules (Koc, Kow, solubilité, masse molaire,

109

etc.…), les caractéristiques des sols (matière organique, calcaire, le pH, capacité d’échanges

cationiques …), ainsi que les facteurs environnementaux (température, insolation,

précipitation…). Cependant, on constate que la rétention des antibiotiques dans le sol est

surtout liée à leur Koc : plus les molécules ont un Koc élevé, plus leur rétention dans le sol est

importante. Ceci s’explique simplement par le fait que plus une molécule présente un Koc

élevé, plus elle a une affinité pour la matière organique et s’adsorbe donc de façon plus

importante sur les particules organiques du sol. Cette observation logique valide une

cohérence dans les résultats.

Ces résultats sont en accord avec les données à la littérature. Thiele-Bruhn (2003) et

Kemper (2008) ont montré que la plupart des antibiotiques sont polaires, faiblement solubles

dans l’eau et donc fortement adsorbés dans les sols. Des études sur la mobilité des

antibiotiques sur les colonnes de sol ont montré que la majorité des antibiotiques est retenue

entièrement à la surface et à quelques centimètres de profondeur (Rabolle and Spliid 2000;

Boxall et al. 2002; Kay et al. 2004).

110


) en antibiotiques dans les sols des colonnes selon les

profondeurs : figure A1, A2 colonnes de sols de la couche 0-30 cm, figure B1, B2 colonnes de

sols de la couche 50-80 cm

0

20

40

60

80

Tyl

osin

e

Ery

thro

myc

ine

Chlo

roté

tracyc

line

Tétr

acyclin

e

Am

oxcili

ne

Céfo

taxim

e

Trim

éth

oprim

e

Orm

éto

prim

e

Sulfam

éth

azin

e

Sulfam

éth

oxazole

Acid

e o

xolin

ique

Acid

e n

alid

ixiq

ue

Flu

méquin

e

Acid

e p

ipem

idiq

ue

Enro

floxacin

e

Enoxacin

e

Lom

éfloxacin

e

Sara

floxacin

e

Norf

loxacin

e

Cip

rofloxacin

e

Ofloxacin

e

Orn

idazole

Vancom

ycin

e

µg kg-1

A1

15-30 cm 5-15 cm 0-5 cm

0

20

40

60

80

Tyl

osin

e

Ery

thro

myc

ine

Chlo

roté

tracyc

line

Tétr

acyc

line

Am

oxcill

ine

Céfo

taxim

e

Tri

méth

oprim

e

Orm

éto

prim

e

Sulfam

éth

azin

e

Sulfam

éth

oxazole

Acid

e o

xolin

ique

Acid

e n

alid

ixiq

ue

Flu

méquin

e

Acid

e p

ipem

idiq

ue

Enro

floxacin

e

Enoxacin

e

Lom

éfloxacin

e

Sara

floxacin

e

Norf

loxacin

e

Cip

rofloxacin

e

Ofloxacin

e

Orn

idazole

Vancom

ycin

e

µg kg-1 A2

15-30cm 5-15 cm 0-5 cm

0

20

40

60

80

Tyl

osin

e

Ery

thro

myc

ine

Ch

loro

tétr

acyc

line

Tétr

acyc

line

Am

oxcili

ne

Céfo

taxim

e

Trim

éth

oprim

e

Orm

éto

prim

e

Sulfam

éth

azin

e

Sulfam

éth

oxazole

Acid

e o

xolin

ique

Acid

e n

alid

ixiq

ue

Flu

méquin

e

Acid

e p

ipem

idiq

ue

Enro

floxacin

e

Enoxacin

e

Lom

éfloxacin

e

Sara

floxacin

e

Norf

loxacin

e

Cip

rofloxacin

e

Ofloxacin

e

Orn

idazole

Vancom

ycin

e

µg kg-1 B1

15-30 cm 5-15 cm 0-5 cm

0

20

40

60

80

Tyl

osin

e

Ery

thro

myc

ine

Chlo

roté

tracyc

line

Tétr

acyc

line

Am

oxic

illin

e

Céfo

taxim

e

Trim

éth

oprim

e

Orm

éto

prim

e

sulfam

éth

azin

e

Sulfam

éth

oxazole

Acid

e o

xolin

ique

Acid

e n

alid

ixiq

ue

Flu

méquin

e

Acid

e p

ipem

idiq

ue

Enro

floxacin

e

Enoxacin

e

Lom

éfloxacin

e

Sara

floxacin

e

Norf

loxacin

e

Cip

rofloxacin

e

Ofloxacin

e

Orn

idazole

Va

nco

myc

ine

µg kg-1

B2

15-30 cm 5-15 cm 0-5 cm

111

V.2.5. Bilan de masse

La Figure 19 représente les quantités totales d’antibiotiques retrouvés dans les percolats et

dans les sols des colonnes expérimentales. Elles varient selon les colonnes et les molécules,

de 0 % à 100 % de la quantité initiale de molécule appliquée.

Pour les deux couches de sols, 100 % des β-lactames (amoxicilline et céfotaxime)

appliquées ont disparu. Les macrolides (érythromycine) et les nitro-imidazoles (ornidazole)

ont également disparu à 100 % pour les deux colonnes de la couche de 50-80 cm et ils sont

faiblement récupérés pour les colonnes de la couche 0-30 cm avec des valeurs de 15 % et 37

% respectivement. Les rendements de récupération de la triméthoprime sont aberrants car ils

dépassent 130 % de la quantité apportée. Pour les autres molécules, les rendements de

récupération sont majoritairement supérieurs à 60 % de la quantité apportée.

Les faibles rendements de récupération peuvent s’expliquer par la dégradation des

molécules pendant la période d’expérimentation. Les β-lactamines sont facilement dégradées

par hydrolyse et l’érythromycine est très sensible au pH du milieu (Seifrtová et al. 2009; Le-

Minh et al. 2010). L’augmentation des rendements de récupération de certaines molécules

peut s’expliquer par des effets de matrice qui augmentent le signal et les étalonnages internes

ne sont pas suffisant de les compenser.

Les quantités de sulfaméthoxazole, sulfaméthazine et ornidazole sont uniquement

récupérées dans les percolats, la vancomycine est récupéré à la fois dans tous les horizons du

sol et dans les percolats. Les autres molécules sont majoritairement retrouvées à la surface des

sols. La distribution des antibiotiques dans les sols confirme leur relative mobilité dans les

percolats. Avec le même volume d’application d’eau, la migration des sulfamides, des

glycopeptides et des nitro-imidazoles est supérieure à celle des autres molécules pour chacun

des horizons. Ces résultats confirment ceux de Kay et al. (2005a; 2005b) quant à la plus

grande mobilité des sulfamides, par rapport à celle des tétracyclines ou des macrolides.

112

Figure 19 : Pourcentages moyenne (%) de récupération des antibiotiques dans les colonnes

de horizons 0-30 cm et 50-80 cm

V.3. Conclusion sur la mobilisation des antibiotiques à travers les sols

Les résultats comparatifs de la mobilité des antibiotiques avec le traceur chlorure de

calcium sur les colonnes de sol remanié au laboratoire ont démontré que, les sulfamides

(sulfaméthoxazole, sulfaméthazine) et les glycopeptides (vancomycine) étaient en général

mobiles et suivent la dynamique de progression du chlorure de calcium. Par rapport au

chlorure de calcium, les diaminopyrimidines et les fluoroquinolones semblent très peu

mobiles. Tandis que les tétracyclines, les macrolides (tylosine) et les quinolones ne le sont pas

dans tous les cas de figure. Les β-lactamines, les nitro-imidazoles (ornidazole) et les

macrolides (érythromycine) sont presque exclusivement dégradés dans les sols.

Ces résultats suggèrent que le transport des sulfamides et des glycopeptides dans les sols

est préoccupant particulièrement après l’épandage des boues urbaines ou des déchets élevage

sur les sols agricoles, elles peuvent potentiellement être transférées vers les eaux souterraines,

les eaux de surface et, éventuellement contaminer la ressource en eau potable. Mais, ces

molécules sont faiblement adsorbées dans les boues urbaines, donc les risques de

0 20 40 60 80 100 120 140

Triméthoprime

Orméthoprime

Sulfaméthoxazole

Sulfaméthazine

Vancomycine

Tylosine

Fluméquine

Ofloxacine

Enoxacine

Loméfloxacine

Acide pipemidique

Acide nalidixique

Sarafloxacine

Acide oxolinique

Ciprofloxacine

Norfloxacine

Enrofloxacine

Tétracycline

Chlorotétracycline

Ordinazole

Erythromycine

Amoxiciline

Céflotaxime

Pourcentage de récupération (%)

Sol horizon 0-30 cm

Sol 0-5 cm

Sol 5-15 cm

Sol 15-30 cm

Percolat

0 20 40 60 80 100 120 140

Triméthoprime

Orméthoprime

Sulfaméthoxazole

Sulfaméthazine

Vancomycine

Tylosine

Fluméquine

Ofloxacine

Enoxacine

Loméfloxacine

Acide pipemidique

Acide nalidixique

Sarafloxacine

Acide oxolinique

Ciprofloxacine

Norfloxacine

Enrofloxacine

Tétracycline

Chlorotétracycline

Ordinazole

Erythromycine

Amoxiciline

Céflotaxime

Pourcentage de récupération (%)

Sol horizon 50-80 cm

Sol 0-5 cm

Sol 5-15 cm

Sol 15-30 cm

Percolat

113

contamination des sols agricoles par ces molécules et leur risque de transferts vers les eaux

sont plutôt liées aux déchets d'élevages.

Les tétracyclines, les fluoroquinolones, les quinolones, les macrolides et les

diaminopyrimidines sont rapidement adsorbées à la surface des sols et elles peuvent aussi

contaminer les eaux de surface par ruissellement. Tandis que les β-lactamines, les nitro-

imidazoles et les macrolides (érythromycine) sont rapidement dégradées dans

l’environnement donc elles présentent moins de risques de contamination pour les sols et les

eaux.

114

CHAPITRE 6 : CONTAMINATION DU RESEAU

HYDROGRAPHIQUE EN TETE DE BASSIN PAR LE RESEAU

D’ASSAINISSEMENT

116

Ce chapitre traite de l'impact de l'assainissement sur une petite rivière dans deux bassins

versants. Le premier est caractérisé par la présence d'un hôpital dont les effluents sont

également traités par la station d'epuration. Le second possède une STEP récente qui supporte

une plus grande ville. Un bilan des quantités en antibiotiques entrant et sortant a été réalisé,

ainsi que l'étude de la contamination de la rivière en amont et aval du rejet de STEP.

VI.1. Objectifs et choix des bassins versants de la Charmoise et de la

Prédecelle (Essonne)

En médecine humaine les antibiotiques sont utilisés suivant deux circuits distincts :

- La médecine de ville qui dispense des antibiotiques à des patients ambulatoires et qui

contribue à un apport diffus de résidus dans le réseau d’assainissement urbain.

- Les antibiotiques à usage hospitalier qui sont prescrits aux patients hospitalisés.

L’importance de ces apports ponctuels est dépendante du nombre et de la dimension des

hôpitaux.

Afin de mieux caractériser la part respective des apports liés à la médecine hospitalière et à

la médecine de ville, nous avons choisi d'étudier l'impact des rejets d'assainissement urbain

sur deux bassins versants élémentaires de la zone amont du bassin de l'Orge, la Charmoise et

la Prédecelle (Figure 20). Ces deux petits cours d'eau sont des affluents de la Rémarde, un

affluent de l'Orge. La Charmoise et la Prédecelle se différencient l'une de l'autre, au niveau

des habitats, des infrastructures sanitaires et de celui des filières d'épuration d'eaux usées

présentes sur leurs bassins.

117

Eaux usées

domestiques

Paris

STEP

Hôpital

750 m

STEP

Amont

Aval

Aval

Amont

Bassin de la Prédecelle

Fossé

A

B

CDE

F

G

I JL

M

A : Rejet hôpital

B : Rejet domestique

C : Mélange en entrée de STEP

D : Sortie STEP

E : Amont du rejet

F, G : Aval et aval éloigné du rejet

I : Entrée STEP

J : Sortie STEP

L : Amont du rejet

M : Aval du rejet

Effluent

hôpital

Rivière Effluents

Bassin de la Charmoise

Effluents Rivière

Eaux usées

domestiques

Rivières

Réseaux d’eaux usées

Point de

prélèvement

Figure 20 : Localisation des rivières et situation des points d'échantillonnage sur les bassins

de la Charmoise et de la Prédecelle

Sur le bassin de la Prédecelle, une nouvelle station d'épuration a été mise en eau en 2009

pour le syndicat de l'assainissement des communes de Limours. Elle reçoit les eaux usées

d’une agglomération de 15 000 habitants et ne traite aucun effluent d’établissement de soins.

Cette dernière comporte une filière d'affinage des rejets par phyto-remédiation.

Le bassin versant de la Charmoise se différencie par la présence d'une structure

hospitalière dont le rejet est asservi à une mesure de débit. Le centre médical polyvalent,

comporte 360 lits répartis en cardiologie, dermatologie, diabétologie, médecine interne,

oncologie, pneumologie, hématologie, soins intensifs, maladies infectieuses, sanatorium,

gériatrie, soins de suite polyvalents et soins palliatifs.

118

La rivière reçoit le rejet de la STEP traitant les effluents domestiques du bourg voisin de 1

700 habitants et ceux de l'établissement hospitalier. Les deux effluents sont acheminés

séparément, et sont mélangés avant d’entrer dans la STEP. Cette séparation nous permet

d'effectuer des prélèvements correspondant aux sorties de l'hôpital et des réseaux

domestiques. Cette STEP consiste en un bassin combiné (décanteur/boues activées), les boues

sont ensuite séchées par dessiccation sur lit de sable, puis stockées avant épandage sur des

parcelles agricoles proches de la STEP. Les caractéristiques des deux STEP de cette étude

sont représentées dans le Tableau 18.

Tableau 18 : Caractéristiques de l’assainissement sur les deux bassins versant

Station d’épuration

Charmoise Prédecelle

Présence d'hôpital Oui Non

Capacité effective (E.H) 5 000 20 000

Nombre de communes 1 4

Nombre d’habitants raccordés 1700 15 000

Débit moyen journalier (m3 J

-1) 426 2900

Type de réseau Séparatif Séparatif

Type de filière

Prétraitement

Aération

Clarification

Boues activées

Prétraitement

Aération

Clarification

Charbon actif

Membrane micro-perforée

Phyto-remédiation

Milieu récepteur La Charmoise La Prédecelle

(EH : équivalent habitant)

Sur la Charmoise, une parcelle située en amont de la STEP a reçu fin 2011 des boues

provenant de cette installation. Cette parcelle nous a permis d'appréhender la dynamique de

migration de molécules d'antibiotiques à travers une formation superficielle limoneuse et

d'étudier l'impact éventuel d’un épandage de boues urbaines sur la qualité d'un sol agricole

(cf. IV.2.4).

119

VI.2. Protocole d’échantillonnage

Sur le bassin de la Charmoise, des échantillons des effluents en sortie de l'hôpital, en sortie

du réseau domestique, ainsi que de leur mélange en entrée de la STEP ont été prélevés afin

d'étudier les apports par les rejets domestiques et hospitaliers. Le devenir et le comportement

en rivière des molécules rejetées par la STEP ont été étudiés à partir de trois points de

prélèvement, dont un est situé en amont du rejet et les deux autres en aval immédiat et en aval

éloigné (à 15 m et 750 m du rejet de la STEP).

L'évolution de la contamination et de la répartition des molécules entre les phases soluble

et particulaire a aussi été étudiée dans les rejets et en rivière, dans la colonne d'eau, ainsi que

l'accumulation dans les sédiments suivant ces trois points.

Pour le site de la Prédécelle, les échantillons ont également été prélevés en entrée et en

sortie de STEP, ainsi que dans la rivière, en amont et à l’aval à 15 m du rejet de la STEP. Les

points d'échantillonnage sont présentés à la Figure 20.

Les prélèvements ont été effectués mensuellement de décembre 2009 à janvier 2011 pour

le site de la Charmoise et bimensuellement de février 2010 à janvier 2011 pour le site de la

Prédecelle. Les débits des cours d’eau sont aussi mesurés avec un courantomètre en amont et

en aval du rejet lors de chaque prélèvement. De même, le débit instantané du rejet hospitalier

a été relevé lors de chaque prélèvement. Les dates de prélèvement et les points

d'échantillonnage sont représentés à la Figure 20 et au Tableau 19. Les caractéristiques des

échantillons d’eau prélevés sont reportées Annexe 1 en et Annexe 2. Les antibiotiques sont

analysés dans la phase aqueuse et dans la phase particulaire.

120

Tableau 19 : Dates des prélèvements sur les bassins de la Charmoise et de la Prédecelle

Bassin de la Charmoise Bassin de la Prédecelle

Numéros

d’échantillons

Dates des

prélèvements Numéros

d’échantillons

Dates des

prélèvements

1 09 décembre 2009 2009

2 06 janvier

2010

1 10 février

2010

3 09 février

4 09 mars

2 14 avril 5 13 avril

6 15 mai

3 09 juin 7 08 juin

8 05 juillet

3 29 septembre

9 24 août

10 28 septembre

11 25 octobre

4 24 novembre 12 23 novembre

13 14 décembre

5 12 janvier 2011

14 11 janvier 2011

VI.3. Transferts d’antibiotiques via le réseau d’assainissement dans le

bassin de la Charmoise

VI.3.1. Effluent de l'établissement hospitalier

Les fréquences de détections, les concentrations minimales, moyennes, maximales et

médianes des antibiotiques détectées dans l’effluent de l’hôpital dans les phases aqueuse et

particulaire pour chaque molécule étudiée sont présentées dans le Tableau 20.

Les résultats ont révélé la présence de 15 antibiotiques dans l’effluent de l’hôpital, à des

concentrations individuelles de quelques centaines de ng L-1

et atteignant jusqu’à 46,7 µg L-1

pour la norfloxacine et l’ofloxacine.

121

Tableau 20 : Fréquence de détection (%) et concentrations minimales, moyennes, maximales et médianes des antibiotiques étudiés (ng L-1

) dans

l’effluent de l’hôpital et l’effluent domestiques de la Charmoise

Famille Antibiotique

Effluent de l’hôpital Effluent domestique

Fréquence de

détection (%)

Concentration (ng L-1

) Fréquences de

détection (%)


)

Minimale Moyenne Maximale Médiane Minimale Moyenne Maximale Médiane

Macrolides Tylosine nd - - - - 14 - 1 7 -

Érythromycine 86 - 800 3500 400 79 - 75 405 35

Tétracyclines Chlorotétracycline nd - - - - nd - - - -

Tétracycline 29 - - 100 - 50 - 127 453 6

β-lactamines Amoxciline 43 - 100 700 - 36 - 20 148 -

Céfotaxime nd - - - - nd - - - -

Diaminopyrimidines Triméthoprime 100 - 900 2500 600 57 - 37 316 2

Orméthoprime 50 - - 400 - 29 - 1 5 -

Sulfamides Sulfaméthazine nd - - - - 14 - - 3 -

Sulfaméthoxazole 100 300 2100 5500 1400 86 - 93 432 35

Quinolones

Acide oxolinique nd - - - - nd - - - -

Acide nalidixique nd - - - - 14 - 7 94 -

Acide pipémidique 21 - - - - 7 - 2 29 -

Fluoroquinolones

Fluméquine nd - - 200 - 14 - 32 453 -

Enrofloxacine nd - - - - 29 - 15 177 -

Énoxacine 79 - 800 2900 100 36 - 52 606 -

Loméfloxacine 36 - 200 1900 - 43 - 8 29 -

Sarafloxacine nd - - - - nd - - - -

Norfloxacine 100 900 1200 46800 8800 100 6 578 1 752 199

Ciprofloxacine 100 600 5800 20800 3100 79 - 246 1 184 58

Ofloxacine 100 2700 17900 46700 15500 100 29 312 1 202 203

Nitro-imidazoles Ornidazole nd - - - - nd - - - -

Glycopeptides Vancomycine 100 200 3600 10600 3100 nd - - - -

Métabolites N-sulfaméthoxazole 100 300 7100 21300 4100 50 - 11 42 2

D-ciprofloxacine 86 - 300 900 200 7 - - 15 -

(nd : non détecté ; - : inférieur aux limites de détection)

122

Les fréquences de détection des antibiotiques dans l’effluent de l’hôpital nous ont conduits

à distinguer 3 groupes de composés parmi les molécules étudiées.

- Groupe 1 : Ses molécules sont systématiquement retrouvées à des concentrations très

supérieures à 1 µg L-1

et elles varient en moyenne de quelques µg L-1

à une vingtaine de µg L-

1 et sont détectées dans la quasi-totalité des échantillons. Les fluoroquinolones : la

norfloxacine, la ciprofloxacine, l’ofloxacine. Les sulfamides : la sulfaméthoxazole. Les

macrolides : l’érythromycine. Les glycopeptides : la vancomycine. Les diaminopyrimidines :

la triméthoprime et la N-acétyle-sulfaméthoxazole (molécule issue du métabolisme de la

sulfaméthoxazole).

- Groupe 2 : Ses molécules sont présentes à de plus faibles concentrations de l’ordre de la

centaine de ng L-1

à quelques µg L-1

, avec une fréquence de détection inférieure à celles du

groupe 1. Les fluoroquinolones : l’énoxacine, l’acide pipémidique, la loméfloxacine. Les

tétracyclines : la tétracycline. Les β-lactamines : l’amoxicilline. Les diaminopyrimidines :

l’orméthoprime, et la déséthylene-ciprofloxacine (molécule issue du métabolisme de la

ciprofloxacine).

- Groupe 3 : Ses dernières molécules ne sont pas systématiquement retrouvées, voire non

décelées comme la tylosine, l’enrofloxacine et la sarafloxacine qui sont réservées aux usages

vétérinaires. Ces résultats seront comparés avec ceux de la pharmacie de l'hôpital afin

d'essayer d'établir un bilan entre la consommation et l'excrétion des molécules décelées. Les

fluoroquinolones : l’acide oxolinique, l’acide nalidixique, la fluméquine, l’enrofloxacine, la

sarafloxacine. Les sulfamides : la sulfaméthazine. Les macrolides : la tylosine. Les

tétracyclines : la chlorotétracycline. Les β-lactamines : la céfotaxime et les

diaminopyrimidines : l’ornidazole.

Ces résultats sont en accord avec la majorité des données bibliographiques. La

ciprofloxacine, l’ofloxacine, la sulfaméthoxazole, la vancomycine et la triméthoprime sont

des molécules les plus fréquemment détectées à de forte concentration, tandis que la tylosine,

la sulfaméthazine et la chlorotétracycline ne sont pas détectées dans les effluents hospitalier

(Ohlsen et al. 2003; Lindberg et al. 2004; Brown et al. 2006; Thomas et al. 2007; Duong et

al. 2008; Martins et al. 2008; Tamtam 2008; Passerat et al. 2010). Les β-lactamines sont

détectées occasionnellement à de faibles concentrations bien qu'elles soient les molécules les

123

plus consommées (Färber 2002; Christian et al. 2003). Cependant, certaines molécules telles

que la fluméquine et l’ornidazole ne sont pas détectées dans cette étude, par contre elles le

sont dans d’autres études effectuées en France (Tamtam 2008; Passerat et al. 2010). La

tétracycline n’a pas été détectée durant cette étude, ou une autre effectuée en Chine (Chang et

al. 2010), par contre elle a été détectée à de fortes concentrations en Norvège (Thomas et al.

2007). Enfin, la norfloxacine a été détectée dans toutes les études de la littérature, sauf dans le

cas d'une étude réalisée au Nouveau-Mexique aux États-Unis (Brown et al. 2006). Cela

montre la très grande variabilité de la qualité des rejets d'antibiotiques selon la réglementation

et la nature des infrastructures médicales des pays.

La Figure 21 regroupe les valeurs minimales, médianes et maximales pour les composés

les plus fréquemment retrouvés dans l'effluent de l’hôpital. L'ofloxacine et la norfloxacine

présentent la plus large gamme de concentrations parmi les molécules recherchées.

Figure 21 : Concentrations minimales, médianes et maximales (µg L-1

) d’antibiotiques les

plus fréquemment retrouvés dans l'effluent de l’hôpital (quartiles : 25 % - 75 %).

Les antibiotiques dans les eaux usées hospitalières présentent des concentrations très

variables (Tableau 21) et pouvant atteindre jusqu'à 155 μg L-1

pour la ciprofloxacine (Martins

et al. 2008). Les concentrations rapportées ici sont en accord avec la majorité des données

bibliographiques.

0

10

20

30

40

50

µg L-1

min

médiane

max

124

Tableau 21 : Concentrations minimales, maximales (µg L-1

) des antibiotiques détectés dans

les effluents hôpitaux de notre étude et suivant la littérature

Concentrations (µg L-1)

France Suède2

(non défini)

Espagne3

(75 lits)

Vietnam4

(non défini)

Brésil5

(415 lits)

Norvège6

(1200 lits)

États-Unis7

(non défini) Cette étude

(360 lit)

Île-de-France1

(non défini)

Min Max Min Max Min Max Min Max Min Max Min Max Min Max Min Max

Sulfaméthoxazole 0,3 5,5 1,8 12,2 0,4 12,8 - - - - - - <LDD 1,4 <LDD 2,1

Triméthoprime <LDD 2,5 0,8 21,4 0,6 7,6 0,001 0,003 - - - - 0,05 14,9 <LDD 2,9

Ofloxacine 2,7 46,7 1,0 2,0 0,2 7,6 - - - - - - - - <LDD 35,5

Norfloxacine 0,9 46,8 <LDD 0,4 - - - - 0,9 17,0 - - <LDD - - -

Ciprofloxacine 0,6 20,8 <LDD 0,2 3,6 101 - - 1,1 44,0 19,0 155,0 - 54,0 <LDD 2,0

Ornidazole <LDD <LDD 0,5 1,0 - - - - - - - - - - - -

Vancomycine 0,2 10,6 1,6 37 - - - - - - - - - - - -

Erythromicine <LDD 3,5 - - - - 0,01 0,03 - - - - - - - -

Tétracycline <LDD 0,1 - - - - - - - - - - <LDD <LDD - -

Chlorotétracycline <LDD <LDD - - - - - - - - - - <LDD <LDD - -

Tylosine <LDD <LDD - - - - - - - - - - - - <LDD <LDD

(LDD : inférieur aux limites de détection ; - : non étudié)

1 : (Passerat et al. 2010); 2 : (Lindberg et al. 2004); 3 : (Gómez et al. 2006), 4 : (Duong et al.

2008), 5 : (Martins et al. 2008), 6 : (Thomas et al. 2007) ; 7 (Brown et al. 2006).

VI.3.1.1. Comparaison des concentrations dans l'effluent et des quantités d'antibiotiques

consommées

Les concentrations dans l'effluent de l'hôpital ont été comparées aux données de

consommation de l’établissement. Celles-ci indiquent des consommations assez similaires

pour la ciprofloxacine, l’ofloxacine, la vancomycine et la sulfaméthoxazole (Tableau 22),

alors que leurs concentrations sont nettement différentes dans l’effluent (Figure 21). Ces

différences peuvent s'expliquer par celles des taux d’excrétion des molécules sous forme

active ou métabolisée. Les fluoroquinolones sont excrétées à plus de 70 % sous forme active

dans les urines. La sulfaméthoxazole est davantage excrétée sous forme de métabolites

(environ 80 %). Dans le cas de la vancomycine, les fortes concentrations mesurées dans

l’effluent sont cohérentes avec le taux d’excrétion urinaire de cette molécule (90 %).

Afin de pouvoir comparer les consommations et les concentrations de l'effluent, des

concentrations théoriques des principaux antibiotiques détectés dans l’effluent hospitalier ont

125

été estimées à partir des données de consommation et d’excrétion inchangées des molécules,

rapportées au débit moyen de l’effluent de l’hôpital (170 m3 J-1

). La moyenne des

concentrations mesurées dans l’effluent et les concentrations théoriques sont comparées dans

le Tableau 22.

Les niveaux de concentrations moyens dans l’effluent théorique varient de 3,9 μg L-1

(érythromycine) à 22 μg L-1

(ofloxacine). Les concentrations d’antibiotiques mesurées sont

globalement plus faibles que les valeurs théoriques, allant de 27 % à 131 % des

concentrations théoriques (Tableau 22). Ces différences peuvent provenir de différents

phénomènes : l’excrétion théorique ne tient pas compte de chacune des molécules, les

processus de dégradation chimique ou biologique pourraient également se produire et d'un

troisième élément, le temps de présence des patients traités à l’hôpital dans l’enceinte de

l’hôpital qui n'est pas forcement d'une durée égale ou supérieure à la durée d’élimination

complète des antibiotiques consommés.

Tableau 22 : Consommation (g an-1

), taux d’excrétion inchangé (%) et concentrations (µg L-

1) théoriques et mesurées des principaux antibiotiques détectés dans l’effluent de l’hôpital

Consommation Taux d’excrétion

inchangé (%)

Quantités

excrétées

(g J-1

)

Concentration

moyenne

Ratio

mesuré/

théorique

(%) Annuelle

(g an1)

Journalier

(g J-1

)

Littérature

(%)

Mesurés

(%)

Théorique

(µg L-1

)

Mesurés

(µg L-1

)*

Norfloxacine 1132 3 70 51 2,17 12,8 9,3 73

Ofloxacine 1343 4 80 25 2,94 17,3 5,4 31

Ciprofloxacine 1703 5 80 59 3,73 22 16,2 74

Érythromycine 407 1 > 60 78 0,67 3,9 5,1 131

Vancomycine 1495 4 90 36 3,69 21,7 8,7 40

Sulfaméthoxazole 4049 11 15 4 1,66 9,8 2,6 27

* calculée à partir de la consommation journalière, du taux d'excrétion inchangé et du débit

journalier.

VI.3.1.2. Répartition en fonction de la consommation d'antibiotique et du rejet

La Figure 22 représente la répartition par familles (%) des antibiotiques consommés à

l'hôpital et détectés dans l’effluent de l’hôpital. Les β-lactamines sont les molécules les plus

126

consommées (71 %), ensuite ce sont des fluoroquinolones, sulfamides (sulfaméthoxazole) et

glycopeptides (vancomycine) chacun représentant environ 10 %. Les macrolides

(érythromycine) ne représentent que 1 % de la quantité d'antibiotiques consommés dans

hôpital. Par contre, dans l’effluent, les fluoroquinolones sont retrouvés avec la plus forte

proportion (56 %) ensuite ce sont des produits du métabolisme (N-sulfaméthoxazole) et les

glycopeptides (vancomycine).

Les β-lactamines ne sont quasiment pas retrouvées dans l’effluent. Ces molécules peuvent

être hydrolysées et dégradées quasi-complètement par les micro-organismes présents dans les

réseaux d’assainissement (Bruno et al. 2001). Les concentrations de ces molécules en entrée

de STEP sont rarement détectables, alors qu’elles font partie des antibiotiques les plus

consommées et les moins métabolisés chez l’Homme avec habituellement plus de 80 %

d’élimination sous forme inchangée dans les urines (Bruno et al. 2001).

Figure 22 : Répartition (%) par familles d’antibiotique étudié dans la consommation

d’hôpital et les familles d’antibiotiques détectés dans l’effluent de l’hôpital.

VI.3.2. Eaux usées domestiques

Les fréquences de détections, les concentrations minimales, moyennes, maximales et

médianes des antibiotiques détectées dans l’effluent domestique dans les phases aqueuse et

particulaire pour chaque molécule étudiée sont présentées dans le Tableau 20 et représentées à

la Figure 23 pour les composés les plus fréquemment retrouvés.

0

20

40

60

80

100

Consommation Effluent

% Métabolites

Nitro-imidazoles

Quinolones

Glycopeptides

Fluoroquinolones

Sulfonamides

Diaminopyrimidines

β-lactamines

Tétracyclines

Macrolides

127



plus fréquemment retrouvés dans l'effluent domestique (Charmoise) (quartile : 25 % - 75 %)

Les résultats montrent que dix-neuf antibiotiques ont été détectés dans l’effluent

domestique à des concentrations de quelques ng L-1

et allant jusqu’à 1752 ng L-1

pour la

norfloxacine.

Les antibiotiques suivant : la norfloxacine, la ciprofloxacine, l’ofloxacine, la

sulfaméthoxazole et l’érythromycine sont des molécules détectées dans l’effluent domestique

à des concentrations de l’ordre de la centaine de ng L-1

à environ de 1 µg L-1

et sont détectées

dans la quasi-totalité des échantillons. Nous avons également observé que les

fluoroquinolones (norfloxacine, ciprofloxacine et ofloxacine) ont été mesurées aux

concentrations les plus élevés et avec de fortes variations, tandis que les autres molécules sont

détectées à des concentrations relativement faibles et peu variables. Cette différence peut

s’expliquer par la quantité de consommée (Figure 1), les taux d’élimination sous forme

inchangée (Tableau 2) et la persistance de ces composées dans le milieu qui reste plus élevée

que celle d’autres molécules (Tableau 1).

0

500

1000

1500

2000

ng L-1

min

médiane

max

128

Quelques antibiotiques d’usage vétérinaire ont été retrouvés ponctuellement dans les

effluents domestiques, à des concentrations relativement faibles par rapport à celle

d’antibiotiques à usage humain. Ces antibiotiques de la famille des fluoroquinolones

(enrofloxacine), des macrolides (tylosine) ont été mesurés avec des concentrations de l’ordre

de la dizaine de ng L-1

.

L’ornidazole, la vancomycine, la chlorotétracycline, la céfotaxime, l’acide oxolinique et la

sarafloxacine ne sont pas retrouvées, voire non décelées comme la vancomycine et la

céfotaxime qui sont réservées aux usages hospitaliers.

VI.3.3. Effluent d'entrée de la STEP : Contribution des rejets domestique et hospitalier

Les fréquences de détection, les concentrations minimales, moyennes, maximales et

médianes des antibiotiques mesurées dans l'effluent en entrée de la STEP, correspondant aux

mélanges des effluents domestiques et de celui de l'hôpital sont indiquées au Tableau 23 et à

la Figure 24.

129

Tableau 23 : Fréquence de détection (%), concentrations minimales, moyennes, maximales et médianes des antibiotiques étudiés (ng L-1

) en

entrée et en sortie de la STEP de la Charmoise

Familles Antibiotiques

Entrée de la STEP Sortie de la STEP

Fréquence de

détection (%)

Concentrations (ng L-1

) Fréquence

de détection

(%)


)


Macrolides Tylosine 14 - - 40 - 21 - 10 170 -

Érythromycine 86 - 420 1670 130 93 - 400 1490 290


Tétracycline 57 - 70 340 50 43 - 50 240 -

β-lactamines Amoxciline 57 - 120 840 20 36 - 20 190 -


Diaminopyrimidines Triméthoprime 93 - 690 3110 260 100 - 1570 5320 760

Orméthoprime 43 - - 20 - 50 - 10 50 -

Sulfamides Sulfaméthazine 14 - - 30 - 7 - - 10 -

Sulfaméthoxazole 100 160 1630 10440 920 100 410 3380 12850 2050

Quinolones


Acide nalidixique 7 - - 30 - 7 - - - -

Acide pipémidique 21 - 10 60 - 21 - 70 580 -

Fluoroquinolones

Fluméquine 14 - 50 650 - 14 - 10 70 -

Enrofloxacine 36 - 70 750 - 36 - 50 640 -

Énoxacine 79 - 450 1600 220 64 - 170 1630 10

Loméfloxacine 50 - 20 80 - 36 - - 20 -

Sarafloxacine nd - - - - 100 - - - -

Norfloxacine 100 570 5370 16970 3130 100 100 1540 9350 590

Ciprofloxacine 100 170 2680 9980 1360 100 90 820 3400 330

Ofloxacine 100 1080 8750 20240 7730 nd 810 4310 8640 3620

Imidazoles Ornidazole nd - - - - nd - - - -

Glycopeptides Vancomycine 100 150 2850 11480 2220 100 180 2410 851 1170

Métabolites N-sulfaméthoxazole 100 220 2900 8590 3000 100 20 410 1250 420

D-ciprofloxacine 57 - 80 490 30 36 - 20 130 -


130

La norfloxacine, l’ofloxacine, la ciprofloxacine, l’érythromycine, la vancomycine, la

sulfaméthoxazole, et la N-sulfaméthoxazole sont les molécules les plus fréquemment

détectées et présentant les plus fortes concentrations, de l’ordre du µg L-1

. Ces dernières

peuvent atteindre jusqu'à 20,2 µg L-1

pour l’ofloxacine. Ces résultats sont en accord avec les

données de la littérature. Ces molécules sont les plus fréquemment détectées avec des

concentrations élevées en entrée de STEP, en Australie (Watkinson et al. 2007), aux États-

Unis (Brown et al. 2006), en Italie (Andreozzi et al. 2003) en Chine (Chang et al. 2010) et

dans autres régions de France : en Île-de-France (Janex-Habibi et al. 2004; Paffoni et al.

2006; Tamtam 2008), en Rhône-Alpes (Andreozzi et al. 2003), et en Haute Normandie

(Togola and Budzinski 2007). Cependant, les concentrations ici détectées sont supérieures à

celles de la littérature.

Les autres molécules (amoxicilline, tétracycline, loméfloxacine, acide pipémidique) sont

détectées ponctuellement avec de faibles concentrations de l’ordre d'une vingtaine à une

centaine de ng L-1

. Les autres molécules ont été très peu ou pas détectés en entrée de la STEP.

Ces résultats sont en accord avec des recherches réalisées en Australie (Watkinson et al.

2007), sauf pour l’amoxicilline, qui était détectée en entrée de STEP dans 100 % des

échantillons, avec une concentration médiane de 190 ng L-1

.

On constate que les molécules retrouvées en entrée de STEP comprennent à la fois les

molécules détectées dans l’effluent domestique et celui de l’hôpital. Certaines molécules qui

n’ont pas été retrouvées (chlorotétracycline, céfotaxime, sarafloxacine, ornidazole), ne

l’étaient pas non plus dans les effluents domestiques ou hospitaliers.

131

Figure 24 : Concentrations minimales, maximales et médianes (µg L-1


plus fréquemment en entrée de la STEP de la Charmoise (quartile : 25 %- 75 %)

Le débit moyen en entrée de STEP du bassin de la Charmoise est de 426 m3 J

-1 dont 170

m3 provenant du rejet de l'hôpital et 256 m

3 du rejet domestique. Donc, en moyenne, cette

STEP traite en volume 40 % d’eau venant du rejet hospitalier et 60 % d’eau d’origine

domestique. Les concentrations totales des antibiotiques étudiés dans les différents effluents

sont représentées à la Figure 25. Les concentrations totales sont très variables de 0,1 à 3,4 µg

L-1

dans l’effluent domestique, de 17,0 à 97,8 µg L-1

dans l’effluent hôpital et de 10,8 à 49,7 4

µg L-1

dans le mélange en entrée de STEP. Les concentrations dans l’effluent de l'hôpital sont

très supérieures à celles de l’effluent domestique avec une valeur moyenne 90 fois plus élevée

et avec un rapport de 570 fois pour le maximum mesuré lors du prélèvement en novembre

2010. Elles sont également, en moyenne 2 fois plus fortes que celles du mélange en entrée de

STEP. Ces résultats sont cohérents avec le facteur de dilution entre le débit de l’hôpital et le

débit entrée STEP. Néanmoins, pour les deux prélèvements en janvier et mars 2010, les

concentrations en entrée de STEP sont légèrement plus fortes ou proches des concentrations

du rejet de l'hôpital.

0

5

10

15

20

25

µg L-1

min

médiane

max

132

Figure 25 : Concentration total des antibiotiques étudiés (µg L-1

) dans l’effluent de l’hôpital,

effluent domestiques et en entrée de STEP de différents jours de prélèvement

Les flux totaux (g J-1

) des antibiotiques dans les effluents sont calculés en multipliant les

concentrations totales avec le débit journalier pour chaque prélèvement, les résultats sont

représentés à la Figure 26. Les résultats ont montré que les flux totaux du rejet domestique

variaient de 0,3 à 1,2 g J-1

, les flux de l’hôpital sont de 3 à 17 g J-1

et les flux en entrée de

STEP de 5 à 21 g J-1

. Les flux moyens sont respectivement de 0,6, 8,8 et 11,1 g J-1

pour

l’effluent domestique, l'effluent hospitalier et celui de leur mélange en entrée de STEP. Nous

avons fait un test statistique (test de Kruskal-Wallis), les résultats ont montré qu’il y n’a pas

de variation saisonnière des flux des effluents de l’hôpital et domestiques. Cependant, des

données de la littérature ont montré que les niveaux des antibiotiques en entrée des STEP sont

plus élevées en hiver que durant les autres saisons, ce qui peut être mis en relation avec la

consommation plus élevée d'antibiotiques au cours de cette saison (Castiglioni et al. 2005;

Gobel et al. 2005b; Sui et al. 2011).

0

20

40

60

80

100

µg L-1

[C] Effluent domestique

[C] Effluent hospitalier

[C] Mélange entrée STEP

133

Figure 26 : Flux journalier (g J-1

) des antibiotiques de différents effluents : domestique,

hospitalier et mélange en entrée de STEP

Les contributions (%) des effluents ont été calculées par rapport au flux en entrée de STEP

pour chaque prélèvement. Le Tableau 24 représente les flux moyens et les contributions

moyennes des principales molécules détectées dans les effluents.

Compte tenu des incertitudes sur les mesures des molécules d'antibiotiques et notamment sur

celles des débits, la contribution des effluents à l’entrée des eaux usées de la STEP est de 50 à

150 % pour le rejet de l’hôpital et de 1 à 14 % pour le rejet domestique. En moyenne

l’effluent de l’hôpital contribue à hauteur de 90 % du flux d’antibiotiques entrant dans la

STEP.

Pour les molécules présentes dans les deux rejets, la contribution moyenne de l’effluent de

l’hôpital est globalement supérieure avec une valeur de 70 % (Tableau 24). Cette contribution

est plus élevée que celle trouvée dans l’étude de la région d’Oslo en Norvège sur une STEP

traitant les effluents domestiques de 440 000 habitants et les effluents d'un hôpital de 1200 lits

en Norvège (Thomas et al. 2007). Cette différence peut s’expliquer par la différence de

proportion entre habitants et lits, ainsi que de la nature de l’hôpital.

0

5

10

15

20

25

g J-1

Flux domestique

Flux hospitalier

Flux entrée STEP

134

Tableau 24 : Flux moyen des antibiotiques (g J-1

), contribution (%) des rejets domestiques et

de l’hôpital et dans le mélange en entrée de la STEP et suivant les données de littérature

Cette étude Données littérature (Thomas et al. 2007)

STEP (1700 hab)

Domestique

(1700 hab)

Hôpital

(360 lits)

STEP

(440 000 hab)

Hôpital

1200 lits

Hôpital

(non défini)

Proportion : 1000 hab / 211 lits Proportion : 1000 hab / 2,7 lits non défini

(g J-1

) (g J-1

) (%) (g J-1

) (%) (g J-1

) (g J-1

) (%) (g J-1

) (%)

Norfloxacine 2,21 0,165 8 2,04 92 -* - - - -

Ciprofloxacine 1,05 0,070 7 0,98 93 10,5 28,7 272 4,0 38

Ofloxacine 3,13 0,089 3 3,04 97 - - - - -

Érythromycine 1,42 0,020 2 1,40 98 - - - - -

Triméthoprime 0,17 0,011 7 0,16 93 20,7 2,2 11 0,76 3,7

Sulfaméthoxazole 0,39 0,030 8 0,36 92 54,4 0,3 0,6 0,31 0,6

N-Sulfaméthoxazole 0,053 0,003 6 0,05 94 - - - - -

Tétracycline 0,44 0,40 99 0,04 1 141,2 0,3 0,2 0,36 0,3

(- : non étudié, hab : habitant)

VI.3.4. Comportement des antibiotiques en station d'épuration et bilan entrée sortie de

la STEP

VI.3.4.1. Rendement d’épuration des antibiotiques par la STEP

Plusieurs antibiotiques ont été détectés dans l’effluent de la STEP avec des concentrations

très variables de quelques dizaines ng L-1

à quelques dizaines µg L-1

. La triméthoprime, la

sulfaméthoxazole, la N-sulfaméthoxazole, la norfloxacine, la ciprofloxacine, l’ofloxacine,

l’érythromycine et la vancomycine sont les molécules les plus fréquemment détectées avec

des concentrations de l’ordre de quelques μg L-1

(Tableau 23 et Figure 27).

135

Figure 27 : Concentrations moyenne, médianes et maximales (µg L-1

) d’antibiotiques les plus

fréquemment retrouvés dans l’effluent de STEP de la Charmoise (quartile : 25-75 %)

En observant les concentrations moyennes des antibiotiques en entrée et en sortie de la

STEP (Figure 28), on observe que les concentrations de plusieurs antibiotiques diminuent en

de fortes proportions : l’amoxicilline (-99 %), la N-sulfaméthoxazole (-86 %), l’énoxacine (-

80 %), la tétracycline (-74 %), la norfloxacine (-69 %), la loméfloxacine (-60 %), la

ciprofloxacine (-55 %), l’ofloxacine (-46 %), la vancomycine (-10 %). Par contre, ce n’est pas

les cas pour certaines molécules dont les concentrations augmentent paradoxalement en sortie

de STEP : l’érythromycine (+ 8 %), la triméthoprime (+78 %) et la sulfaméthoxazole (+191

%).

L’augmentation des concentrations de certaines molécules peut probablement s'expliquer

par la reformation des produits parents par déconjugaison des métabolites. Sur la Figure 28

nous avons observé que la concentration de sulfaméthoxazole augmente de 191 % cependant

la concentration de son produit de métabolisme la N-sulfaméthoxazole n’est diminué que de -

86 %, par ailleurs ces deux molécules ne sont pas adsorbées par les boues. Dans la STEP, il

est probable que, la N-sulfaméthoxazole soit retransformée en sulfaméthoxazole suivant

l'hypothèse précédemment proposée par (Gobel et al. 2005b; Lindberg et al. 2006; Göbel et

al. 2007).

0

2

4

6

8

10

12

14

µg L-1

min

médiane

max

136

0

2

4

6

8

10

12

14

16 Entrée Sortie

+ 8%

+ 78%

+ 191%

- 86%

- 80%

- 69%

- 55%

- 46%

- 10%

µg L-1

0

50

100

150

200

250

300

350

400

- 74%

- 99%

- 60%

ng L-1

Figure 28 : Concentrations moyennes (µg L-1

) en entrée et en sortie sur la base des

prélèvements et pourcentages moyens (%) d’abattement pour les molécules les plus détectées

Ces résultats concordent avec ceux de la littérature, pour les fluoroquinolones dont

l'abattement moyen est d'environ 80 % (Lindberg et al. 2005; Gao et al. 2012). L'abattement

n'est que de 3 % pour la triméthoprime (Lindberg et al. 2005), ou quasiment nul (Paxeus

2004; Gobel et al. 2005b; Lindberg et al. 2006). Les antibiotiques de la famille des

fluoroquinolones et des tétracyclines font partie des molécules plutôt adsorbées par les boues

(Golet et al. 2003; Algros and Jourdain 2007; Gao et al. 2012).

De plus l'efficacité de l'épuration dans les différentes STEP dépend des filières de

traitement mises en œuvre. La STEP du bassin de la Charmoise est peut-être moins efficace

que d'autres, car elle ne comporte qu’un bassin combiné à boues biologiques (Figure 29).

137

Figure 29 : Les filières d’épuration de la STEP du bassin de la Charmoise

(Source : commune)

VI.3.4.2. Variation saisonnière du rendement d’épuration

La Figure 30 représente la variation des rendements d’élimination des antibiotiques les

plus fréquemment détectées en entrée et en sortie de la STEP de la Charmoise ainsi que ceux

de conductivité, de matière en suspension et de la température du milieu.

Nous avons observé que les rendements d’élimination des antibiotiques ont beaucoup varié

selon les molécules et les dates de prélèvement, bien que le rendement d'élimination des MES

(>95 %). Nous avons observé qu’il n’y a pas de relation entre les rendements élimination des

antibiotiques avec la température du milieu, ainsi que les rendements d’élimination des MES

et la conductivité. Cependant, des données de la littérature ont montré que les rendements

d’élimination des antibiotiques des STEP peuvent être influencés par la température du milieu

(Vieno et al. 2007; Xu et al. 2007). Cette dernière peut en effet intervenir sur l’activité des

bactéries et la capacité d’adsorption d’antibiotiques dans les boues.

138

Figure 30 :Variation des rendements d’élimination de conductivité, de matière en suspension,

des principaux d’antibiotiques les plus fréquemment détectés en entrée et en sortie de la

STEP et la température du milieu

0

5

10

15

20

25

-600

-500

-400

-300

-200

-100

0

100

200

Te

mp

éra

ture

(C

)

Re

nd

em

en

t d

'ép

ura

tio

n (

%) Sulfaméthoxazole

Antibiotique Conductivité

MES Température

0

5

10

15

20

25

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

100

150

Triméthoprime

0

5

10

15

20

25

-60

-40

-20

0

20

40

60

80

100

120

Norfloxacine

0

5

10

15

20

25

-60

-40

-20

0

20

40

60

80

100

120 Ciprofloxacine

0

5

10

15

20

25

-60

-40

-20

0

20

40

60

80

100

120 Ofloxacine

0

5

10

15

20

25

-60 -40 -20

0 20 40 60 80

100 120

N-sulfaméthoxazole

139

VI.3.4.3. Adsorption par les boues

La teneur en antibiotiques des boues est représentée dans le Tableau 11. En moyenne la

teneur totale des antibiotiques dans les boues sèches est de 34 mg kg-1

dont 97 % sont des

fluoroquinolones. En 2010, 32 tonnes en matière sèche de boues ont été produites par la

STEP, soit 0,22 tonne par jour. La quantité journalière des antibiotiques adsorbés dans les

boues est de 3 g J-1

dont 2,9 g de fluoroquinolones.

Le flux journalier total des antibiotiques dans l'effluent de la STEP est calculé en

multipliant la concentration totale des antibiotiques de chaque prélèvement avec le débit

journalier de l’effluent. Celui-ci est variable de 2,1 à 9,1 g J-1

, et la valeur moyenne est de 5,6

g J-1

.

Globalement, cette STEP traite chaque jour 11,1 g d’antibiotiques. Après traitement, 3 g

sont adsorbés dans les boues, 2,7 g sont dégradés par les processus chimique et biologique

dans la STEP et 5,6 g sont rejetés par l’effluent. Soit un rendement moyen d’épuration des

eaux usées de l’ordre de 50 %.

VI.3.5. Contamination de la Charmoise par le rejet de la STEP

VI.3.5.1. Impact du rejet sur la qualité des eaux de sur face

Les antibiotiques non retenus ou dégradés dans la STEP aboutissent dans la Charmoise.

Les fréquences de détection et les concentrations des antibiotiques dans les eaux de la

Charmoise en amont et en aval et aval éloigné de la STEP sont présentées dans la Figure 31 et

au Tableau 25.

140

Figure 31 : Concentrations totales des antibiotiques (µg L-1

) dans les eaux de la Charmoise

en amont, en aval et en aval éloigné du rejet de la STEP

En amont quelques molécules sont déjà détectées à de très faibles concentrations ne dépassant

pas l’ordre de quelques ng L-1

, les concentrations totales en aval sont variables de 0,8 - 12,4

µg L-1

, puis de 0,6 - 6,0 µg L-1

en aval éloigné. La diminution des concentrations a été

observée pendant toute la période

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0

2

4

6

8

10

12

14

m3 s-1 µg L-1

Amont

Aval

Aval éloigné

Débit

141

Tableau 25 : Fréquence de détection (%) et concentrations minimales, moyennes, maximales et médianes des antibiotiques étudiés (ng L-1

) dans

les eaux de la Charmoise en amont aval immédiat et aval éloigné du rejet


Amont du rejet Aval immédiat du rejet Aval éloigné du rejet

Fréquence

de détection

(%)


) Fréquence de

détection

(%)


) Fréquence de

détection

(%)


)

Min Moy Max Méd Min Moy Max Méd Min Moy Max Méd

Macrolides Tylosine 7 - - 5 - 7 - - 5 - 8 - - 5 -

Érythromycine 14 - 1 12 - 93 - 293 913 129 92 - 115 572 62

Tétracyclines Chlorotétracycline nd - - - - nd - - - - nd - - -

Tétracycline 7 - 1 8 - 57 - 16 68 3 23 - 7 62 -

β-lactamines Amoxciline nd - - - 29 - 17 211 - nd - - - -

Céfotaxime nd - - - - nd - - - - nd - - - -

Diaminopyrimidines Triméthoprime 29 - 3 20 - 100 1 442 1 573 206 77 - 237 1 364 73

Orméthoprime 7 - - 1 - 43 - 3 28 - 23 - 4 45 -

Sulfamides Sulfaméthazine 14 - 1 7 - 14 - 1 8 - 8 - 1 7 -

Sulfaméthoxazole nd - - - - 100 41 1 119 3 066 1 045 100 30 609 2 708 215

Quinolones

Acide oxolinique nd - - - - nd - - - - nd - - - -

Acide nalidixique 7 - - 3 - 8 - - 3 - 8 - - 3 -

Acide pipémidique nd - - - - nd - 18 175 - 15 - 4 25 -

Fluoroquinolones

Fluméquine 14 - - 3 - 14 - 24 335 - 23 - 15 191 -

Enrofloxacine 7 - 1 9 - 21 - 26 355 - 23 - 10 101 -

Énoxacine 7 - 1 8 - 36 - 134 1 310 - 31 - 86 609 -

Loméfloxacine 7 - - 3 - 21 - 1 7 - 31 - 4 33 -

Sarafloxacine nd - - - - nd - - - - nd - - - -

Norfloxacine 43 - 8 30 - 100 14 289 1 261 108 100 1 76 187 43

Ciprofloxacine 21 - 6 39 - 100 5 296 1 523 70 100 - 123 414 59

Ofloxacine 43 - 12 74 - 100 100 1 209 2 888 1 310 100 38 404 855 427

Imidazoles Ornidazole nd - - - - nd - - - - nd - - - -

Vancomycine 14 - 7 60 - 100 49 1 192 5 164 573 100 38 613 1 791 321

Métabolites N-sulfaméthoxazole nd - - - - 100 4 124 406 87 77 - 35 111 13

D-ciprofloxacine 7 - - - - 29 - 11 71 - 23 - 14 108 -


142

La Figure 32 représente les concentrations moyennes (ng L-1

) des antibiotiques les plus

fréquemment détectés dans les effluents de la STEP, ainsi que dans les eaux de la Charmoise

en amont, en aval et en aval éloigné du rejet.

Figure 32 : Concentration moyenne (ng L-1

) des antibiotiques les plus fréquemment détectés

dans l’effluent de la STEP et dans les eaux de la Charmoise en amont, en aval et en aval

éloigné du rejet

En amont du rejet, nous avons retrouvé 15 des 25 antibiotiques étudiées avec de faibles

concentrations comprises entre 1 et 74 ng L-1

. Les faibles concentrations observées en amont

peuvent provenir d'apports diffus, suite à de précédents épandages de boues urbaines en

amont de cette STEP, ou bien à des habitations non ou mal raccordées à des installations

d'assainissement individuel ou collectif.

On a cependant observé une augmentation significative des concentrations immédiatement

en aval du rejet, ce qui confirme l'impact des rejets ponctuels de l'assainissement sur le niveau

de contamination d'un petit cours d'eau.

En aval de la STEP nous avons retrouvé au total 19 des 25 antibiotiques étudiées. Les plus

faibles concentrations sont de l’ordre de quelques ng L-1

pour la tylosine, la tétracycline,

0

1 000

2 000

3 000

4 000

5 000

6 000

7 000

8 000

Amont Aval Aval éloigné

ng L-1 Ofloxacine

Sulfaméthoxazole

Vancomycine

Triméthoprime

Norfloxacine

Ciprofloxacine

Erythromycine

Enoxacine

N-Sulfaméthoxazole

0

1 000

2 000

3 000

4 000

5 000

6 000

7 000

8 000

Effluent de STEP

143

l'orméthoprime, la sarafloxacine, l’acide nalidixique. Pour les autres composés décelés

(triméthoprime, érythromycine, ciprofloxacine, ofloxacine, norfloxacine et vancomycine), les

concentrations sont de l’ordre de quelques centaines ng L-1

, avec une valeur maximale

approchant 5200 ng L-1

pour la sulfaméthoxazole. En aval éloigné nous avons retrouvé les

mêmes antibiotiques qu’en aval mais à des concentrations plus faible.

Le débit de la Charmoise est variable entre 0,01 à 0,12 m3 s

-1 selon les saisons, le débit de

la STEP varie également de 0,003 à 0,008 m3 s

-1, on s’attend à voir un facteur de dilution

entre 3 à 15. Les rapports des concentrations mesurées dans l’effluent et dans le cours d’eau

en aval du rejet varient entre 1,6 et 7,8. Cette variabilité peut être difficilement imputée à

l’homogénéité des mélanges de l’effluent avec les eaux réceptrices et à l’incertitude

analytique, mais plutôt à celle sur la mesure du débit de la rivière.

VI.3.5.2. Devenir des antibiotiques dans la Charmoise

Entre les points en aval et aval éloigné du rejet, on observe une diminution de 20 % à 55 %

des concentrations dans les eaux de rivière (Figure 33).

Figure 33 : Dissipation (%) des concentrations dans les eaux de la Charmoise entre les

points aval et aval éloigné du rejet et la température (°C)

0

5

10

15

20

25

0

10

20

30

40

50

60 C % Dissipation Température

144

Plusieurs processus peuvent aboutir à une diminution des concentrations dans le cours

d’eau. Ces processus peuvent être biotiques (dégradation microbienne) ou abiotiques

(hydrolyse, adsorption, photodégradation). Nous avons aussi observés que les taux de

dissipation de la sulfaméthoxazole étaient inférieurs à 10 % pour toutes les dates de

prélèvement. En regardant les teneurs des antibiotiques dans les sédiments (voire la suite), il

est probable que la dissipation des fluoroquinolones dans le cours d’eau soit plutôt liée à un

processus adsorption sur les sédiments et/ou le lit de la rivière.

Nous avons également observé que la dissipation des concentrations tend à être plus rapide

en été qu'à d'autres périodes (régression r = 0,653, p < 0.05). Ce phénomène peut être lié à

l’augmentation la température de l’eau de rivière en été puisque la dégradation des

antibiotiques par l’activité bactérienne est augmentée avec la température, ou au processus de

photodégradation qui est aussi augmenté par un meilleur ensoleillement de la rivière, toutefois

en raison de la couverture végétale il semblerait que ce soit davantage lié à une activité

bactérienne.

VI.3.5.3. Adsorption des antibiotiques dans les sédiments

Les résultats d’analyse des antibiotiques dans les sédiments de la Charmoise ont montré

que seize antibiotiques sont retrouvés dans les sédiments en aval du rejet de la STEP, contre

six en amont (Figure 34 et Tableau 26).

y = 1,266x + 28,992 R² = 0,4266

0

10

20

30

40

50

60

0 10 20 30

Dis

sip

ati

on

(%

)

Température ( C)

Regression dissipation-température

145

Figure 34 : Teneur total (µg kg-1

) en antibiotiques dans les sédiments de la Charmoise en

amont, aval et aval éloigné du rejet de la STEP de Fonntenay-les-Briis

Les teneurs totaux en antibiotiques dans les sédiments en amont varient entre quelques µg

kg-1

et quelques dizaines de µg kg-1

. Des teneurs plus élevées sont observées à l’aval du rejet,

avec des valeurs variable de 1,7 mg kg-1

jusqu’à 3,5 mg kg-1

. Les fluoroquinolones

(norfloxacine, ciprofloxacine et ofloxacine) représentent plus de 97 % des teneurs en

antibiotiques des sédiments, les autres molécules sont détectées à des teneurs très faibles avec

des valeurs seulement de l’ordre de quelques µg kg-1

. Les faibles teneurs en antibiotiques

retrouvés dans les sédiments du site amont peuvent provenir de rejets d’eaux domestiques

dans le cours d’eau ou de transferts à partir de sols agricoles contaminés suite à des épandages

de boues urbaines.

Les teneurs en antibiotiques dans les sédiments diminuent rapidement entre les points aval

et aval éloigné. Au point aval éloigné, elles ne sont plus qu’environ 1,0 mg kg-1

. La

diminution de teneur n'est que d’environ de 60 %, mais reste cependant supérieure à celle du

point amont.

0

1 000

2 000

3 000

4 000

µg kg-1

Amont

Aval

Aval éloigné

146

Tableau 26 : Teneurs (µg kg-1) en antibiotiques dans les sédiments dans la Charmoise en amont, aval et aval éloigné du rejet de la STEP


Teneur (µg kg-1

)

Amont du rejet Aval du rejet Aval éloigné du rejet

Min Moy Max Méd Min Moy Max Méd Min Moy Max Méd

Macrolides

Tylosine - - - - - - - - - - - -

Érythromycine - - - - - 8 44 - - 3 15 -

Tétracyclines

Chlorotétracycline - - - - - - - - - - - -

Tétracycline - - - - - 18 102 2 - 2 13 -

β-lactamines

Amoxciline - - - - - - - - - - - -

Céfotaxime - - - - - - - - - - - -

Diaminopyrimidines

Triméthoprime - 3 16 1 - 46 103 42 - 20 54 16

Orméthoprime - - - - - - - - - - - -

Sulfamides

Sulfaméthazine - - - - - - - - - - - -

Sulfaméthoxazole - - - - - 4 9,7 3 - 1 4 -

Quinolones

Acide oxolinique - - - - - 4 15 2 - 2 4 2

Acide nalidixique - 13 79 4 - 45 223 21 - 58 275 25

Acide pipémidique - - - - - 24 140 7 - 9 28 2

Fluoroquinolones

Fluméquine - 1 7 - - 6 15 5 - 7 14 6

Enrofloxacine - - - - - 3 14 - - 2 7 -

Énoxacine - - - - - 20 44 14 - 7 20 -

Loméfloxacine - - - - - 3 13 1 - 1 3 -

Sarafloxacine - - - - - - - - - - - -

Norfloxacine - - - - 80 226 298 248 57 89 127 80,1

Ciprofloxacine - 1 5 - 10 570 1148 553 5 157 346 140

Ofloxacine - 4 8 44 1044 1498 1769 1572 341 603 854 577

Nitro-imidazoles Ornidazole - - - - - - - - - - - -

Glycopeptides Vancomycine - - - - - 79 176 86 - 17 38 17

Métabolites

N-sulfaméthoxazole - - - - - - - - - - - -

D-ciprofloxacine - 3 22 - - 11 35 6 - 8 19 3


147

Les différences de teneur des antibiotiques dans les sédiments en aval du rejet peuvent

s’expliquer par celles des concentrations observées dans la colonne d’eau et par leurs

propriétés physico-chimiques qui sont variables, notamment le Kow (coefficient de partage

octanol/eau) et le Koc (coefficient de partage carbone organique/eau), ainsi que par leur

différence de persistance dans l’environnement. Le Kow et le Koc sont deux paramètres

importants qui permettent de quantifier la tendance à l’adsorption des substances. Plus leur

valeur est élevée, plus la molécule aura tendance à s’absorber (Tolls 2001). Les

fluoroquinolones sont fortement adsorbées aux MES et aux sédiments (Tolls 2001), alors que

la sulfaméthoxazole et la triméthoprime sont considérés comme étant des molécules plutôt

hydrophiles et peu adsorbées (Tolls 2001; Batt et al. 2006). Cependant, les teneurs de

ciprofloxacine et d’ofloxacine sont beaucoup plus fortes que celles d’érythromycine, bien que

son Log Kow (3,06) soit supérieur à celui des deux autres molécules (0,4 et - 0,39). Le seul

Kow ne permet donc pas d’expliquer totalement les différences de teneurs observées entre les

deux points situés en aval du rejet.

Une variation saisonnière des teneurs en antibiotiques dans les sédiments a également été

observée. Les plus faibles teneurs sont déterminées en période estivale. Durant cette période,

la profondeur de la colonne d’eau est faible tandis que l’ensoleillement est plus élevé, la

dégradation par la photodégradation est plus facile qu’à d'autres périodes. En effet, Poiger et

al. (2001) a montré que les plus faibles concentrations de diclofénac dans les eaux de surface

étaient mesurées pour de faibles profondeurs et en période estivale.

VI.3.6. Répartition entre la phase aqueuse et la phase particulaire

En entrée de STEP, les charges solides minimales, moyennes et maximales sont de 66, 132

et 219 mg L-1

. En sortie de STEP, elles ne sont plus que de 1, 8 et de 16 mg L-1

. Dans la

rivière, elles sont de 14, 41 et 82 mg L-1

. Nous avons observé que les charges solides sont

variables selon les jours de prélèvement, la STEP de la Charmoise en élimine plus de 94 %

par temps sec. Cependant, si la charge solide en entrée de STEP (132 mg L-1

) est trois fois

supérieure à celle du cours d'eau (41 mg L-1

), celle du rejet est la plus faible (6 mg L-1

).

Compte tenu de la faible valeur de cette dernière, aucune molécule n’a pu être détectée dans la

phase particulaire.

148

La répartition (%) des antibiotiques entre la phase dissoute et la phase particulaire en

entrée de la STEP et dans les eaux en aval du rejet de la Charmoise, suivant l'évolution de la

charge solide en mg L-1

est représentée dans la Figure 35.

Dans les échantillons en entrée de la STEP, les antibiotiques dans la phase particulaire

représentent entre 3 % et 24 % (Figure 35 A) et dans les eaux de la Charmoise en aval du rejet

(Figure 35 B) celle-ci est de 1 % à 17 %. Ce résultat est cohérent avec les recherches de

Lindberg et al (2005) et Göbel et al (2005a). En effet, ils ont estimé qu’environ 20 % des

antibiotiques sont adsorbées dans les MES en entrée de STEP.

La proportion d'antibiotiques dans la phase particulaire des échantillons en entrée de la

STEP est supérieure à celle de la rivière. Ces différences peuvent être liées à la quantité des

MES dans les échantillons, aux concentrations des antibiotiques dans la phase aqueuse ainsi

qu'aux caractéristiques des échantillons (pH, conductivité, température), paramètres pouvant

influencer sur la capacité d’adsorption des molécules sur les MES (Tolls 2001; Lindberg et al.

2005).

Figure 35 : Répartition moyenne (%) des antibiotiques entre la phase dissoute et la phase

particulaire en entrée de la STEP (figure A) et dans la Charmoise en aval du rejet de la STEP

(figure B), suivant l’évolution de la charge solide en mg L-1

La Figure 36 représente la répartition moyenne entre la phase dissoute et la phase

particulaire des antibiotiques les plus fréquemment détectés en entrée de STEP de la

0

50

100

150

200

250

0

20

40

60

80

100

mg L-1 % A

Particulaire Dissoute MES

0

50

100

150

200

250

0

20

40

60

80

100

mg L-1 % B

Particulaire Dissoute MES

149

Charmoise. On a observé que celle-ci varie de 0 - 43 % en fonction des molécules. Les

fluoroquinolones sont fortement adsorbées sur les MES avec une répartition maximale de 43

%, la triméthoprime et la vancomycine sont moyennement adsorbées sur les MES avec des

répartitions moyennes de 7 et 18 % respectivement, et la sulfaméthoxazole, la N-

sulfaméthoxazole et l’érythromycine ne sont quasiment pas adsorbées dans les MES. Ces

résultats sont en accord avec leurs propriétés physico-chimiques (voire cf : I.1.2). Ces

résultats seront confirmés par les expérimentations de percolation d'antibiotiques sur colonnes

de sols en pilotes de laboratoire.

Figure 36 : Répartition moyenne (%) des antibiotiques entre la phase dissoute et la phase

particulaire des antibiotiques les plus fréquemment détectés en entrée de la STEP de la

Charmoise

VI.4. Transfert d’antibiotiques via le réseau d’assainissement du bassin de

la Prédecelle

VI.4.1. La STEP de la Prédecelle

VI.4.1.1. Contamination du rejet de la STEP du Syndicat des communes de Limours

Au total 18/25 molécules sont détectées dans les échantillons en entrée et 16/25 sont

détectées en sortie de la STEP, les plus fréquemment détectées sont des fluoroquinolones

0

20

40

60

80

100

% Phase particulaire Phase dissoute

150

(norfloxacine, ofloxacine, ciprofloxacine, loméfloxacine), des macrolides (érythromycine), les

tétracyclines (tétracycline), ainsi que la sulfaméthoxazole, la N-sulfaméthoxazole et la

triméthoprime (Tableau 27 et Figure 37). Des antibiotiques à usage vétérinaire (tylosine,

sulfaméthazine, enrofloxacine, sarafloxacine) sont détectés ponctuellement. Les β-lactamines

(amoxicilline, céfotaxime), les glycopeptides (la vancomycine) et les nitro-imidazoles

(ornidazole) ne sont pas détectés en entrée et en sortie de la STEP.

La norfloxacine, l’ofloxacine, la ciprofloxacine, l’érythromycine, la sulfaméthoxazole et la

N-sulfaméthoxazole sont des molécules qui présentent les plus fortes concentrations de

l’ordre du µg L-1

dans les échantillons en entrée et de l’ordre de la centaine ng L-1

en sortie

(Figure 37). Les autres molécules présentent des concentrations de l’ordre de la dizaine à la

centaine ng L-1

dans les eaux en entrée et de l’ordre quelque ng L-1

à dizaine ng L-1

en sortie

de la STEP. Ces résultats sont en accord avec la littérature (Brown et al. 2006; Xu et al. 2007)

En comparant la composition en antibiotique en entrée de la STEP du bassin de la

Prédecelle et dans le rejet domestique du bassin de la Charmoise, nous avons observé pour les

deux effluents que la norfloxacine, l’ofloxacine, la ciprofloxacine la sulfaméthoxazole, la

triméthoprime et la N-acétyle-sulfaméthoxazole sont dominantes, avec peu de différence de

concentrations entre les deux effluents. Cependant, les fréquences de détections des

antibiotiques en entrée de cette STEP sont plus élevées, ainsi que leurs concentrations qui

sont moins variables que celles du rejet domestique du bassin de la Charmoise. Ces

différences peuvent être liées à la population du bassin versant de la Prédecelle (15 000

habitants) qui est plus élevée que celle de la Charmoise (1 700 habitants), ce qui pondère

davantage la variabilité de la consommation par la médecine de ville.

151

Tableau 27 : Fréquence de détection (%) et concentrations des antibiotiques étudiés (ng L-1

) dans les eaux en entrée et en sortie de la STEP du

bassin de la Prédecelle


Entrée de la STEP Sortie de la STEP

Fréquence de

détection (%)


) Fréquence de

détection (%)


)


Macrolides Tylosine 17 - 6 38 17 - 1 6 -

Érythromycine 100 118 292 645 230 100 32 132 237 125

Tétracyclines Chlorotétracycline 17 33 198 - nd - - - -

Tétracycline 67 98 143 174 151 50 - 10 16 13

β-lactamines Amoxciline nd - - - - nd - - - -


Diaminopyrimidines Triméthoprime 100 98 143 174 151 100 13 90 222 72

Orméthoprime 33 - 7 38 - nd - - - -

Sulfamides Sulfaméthazine 17 - 5 30 - 17 - 1 6 -

Sulfaméthoxazole 100 49 538 833 613 83 14 162 297 160

Quinolones


Acide nalidixique 33 - 23 118 - 33 - 1 7 -

Acide pipémidique nd - - - - nd - - - -

Fluoroquinolones

Fluméquine 17 - 3 17 - 17 - - 2 -

Enrofloxacine nd - - - - nd - - - -

Énoxacine 50 4 42 99 33 33 - 5 12 3

Loméfloxacine 83 89 163 230 162 83 16 31 62 27

Sarafloxacine 33 - 16 47 - 33 - 16 47 -

Norfloxacine 100 578 1 237 1 923 1 160 100 141 205 307 190

Ciprofloxacine 100 21 745 1 840 567 100 14 149 354 126

Ofloxacine 100 1 130 1 729 2 370 1 709 100 71 227 548 182


Glycopeptides Vancomycine nd - - - - nd - - - -

Métabolites N-sulfaméthoxazole 100 162 918 1 367 944 nd - - - -

D-ciprofloxacine 17 - 11 66 - 17 - 2 14 -

(nd : non détecté ; - : inférieur aux limite de détection)

152


) en antibiotiques les

plus fréquemment détectés en entrée (figure A) et en sortie (figure B) de la STEP de la

Prédecelle (quartile : 25 % - 75 %)

VI.4.1.2. Rendement dépuration des antibiotiques de la STEP de la Prédecelle

La station d’épuration utilise les filières de traitement classiques avec un traitement

supplémentaire des micropolluants par du charbon actif en poudre et des boues qui sont

traitées par une filière de jardins filtrants (Figure 38). Les échantillons d’eau sont également

prélevés en entrée et en sortie de STEP.

1

23

4

5

5

5

5

1 : Prétraitement des eaux brutes

2 : Désodorisation de l’air

3 : Traitement biologique

4 : Décantation

5 : Traitement des boues par des jardins

filtrants

Figure 38 : Les filières d’épuration de la STEP du bassin de la Prédecelle (Source :

Phytorestore)

0

500

1000

1500

2000

2500

ng L-1 A

min

médiane

max

0

100

200

300

400

500

600

ng L-1 B

min

médiane

max

153

La Figure 39 représente les concentrations moyennes (ng L-1

) des principaux antibiotiques

détectés en entrée et en sortie ainsi que les pourcentages moyens (%) d’abattement de cette

STEP.

En sortie de cette STEP, on observe de bons rendements d'abattement pour plusieurs

antibiotiques: la N-sulfaméthoxazole (-99 %), l’énoxacine (-86 %), la norfloxacine (-69 %), la

ciprofloxacine (-55 %), l’ofloxacine (-88 %), la loméfloxacine (-80 %), la tétracycline (-92

%), la sulfaméthoxazole (-68 %) l’érythromycine (-50 %), la triméthoprime (-9 %). Aucune

augmentation des concentrations d’antibiotiques est observée en sortie. La technique de

traitement complémentaire des micropolluants par charbon actif semble rendre cette STEP

plus efficace que la précédente pour l’élimination des antibiotiques (cf : IV.3.3.4.1). Ce

résultat est en accord avec des recherches de la littérature, le traitement par du charbon actif

peut en effet éliminer de 50- 80 % des fluoroquinolones (Baumgarten et al. 2007; Coetsier

2009) et de 60 à 100 % des sulfamides et la triméthoprime (Adams et al. 2001). De plus les

rendements d’épuration des antibiotiques des STEP sont liés à plusieurs facteurs tels que le

temps de séjour (Clara et al. 2005), la température (Vieno et al. 2007), la contribution des

eaux de pluie en entrée de STEP (Tauxe-Wuersch et al. 2005). Par ailleurs, au sein d'une

même station, les rendements d'épuration peuvent varier selon la saison (Xu et al. 2007).

Figure 39 : Concentrations moyennes (ng L-1

) en entrée, en sortie et les pourcentages (%)

d’abattement des molécules les plus fréquemment détectées de STEP de la Prédecelle

0

500

1 000

1 500

2 000

2 500Entrée Sortie

0

50

100

150

200

250

-50 %

-68 %

-99 %

-82 %

-67 %

-88 %

-92 %-9 %

-80 %

-86 %

ng L-1 ng L-1

154

VI.4.1.3. Concentrations totales et flux journalier des antibiotiques en entrée et en sortie de

la STEP

Les concentrations totales des antibiotiques dans les échantillons en entrée et en sortie de la

STEP sont représentées à la Figure 40 A. Les concentrations varient de 3,5 à 6,8 µg L-1

en

entrée et de 0,6 à 1,2 µg L-1

en sortie. Pour une population desservie de 15 000 habitants, le

flux journalier (flux total) des antibiotiques en entrée est de l’ordre de 13 à 19 g J-1

et de 1,3 à

3,8 g J-1

en sortie (Figure 40 B). On constate qu’il y a des faibles variations saisonnières des

flux antibiotiques en entrée, comme en sortie de STEP.

Figure 40 : Concentrations totales en µg L-1

(figure A) et flux journalier (flux total) en g J-1

(figure B) des antibiotiques à différentes dates de prélèvements en entrée et en sortie de la

STEP de la Prédecelle

VI.4.2. Contamination de la Prédecelle par le rejet de la STEP

Les concentrations en antibiotiques dans les eaux de la Prédecelle en amont et en aval du

rejet de la STEP sont représentées à la Figure 41 pour les antibiotiques les plus fréquemment

détectés en aval du rejet. Les fréquences de détection sont indiquées au Tableau 28.

0

1 000

2 000

3 000

4 000

5 000

0 1 2 3 4 5 6 7 8

m3 J-1 µg L-1 A : Concentration

[C] entrée [C] sortie

Débit entrée Débit sortie

0

5

10

15

20

25

g J-1 B : Flux journalier

Flux entrée Flux sortie

155

Tableau 28 : Fréquence de détection (%), concentrations des antibiotiques (ng L-1

) dans les eaux de la Prédecelle en amont et en aval du rejet

Famille Antibiotiques Amont du rejet Aval du rejet

Fréquence de

détection (%)


) Fréquence de

détection (%)


)

Minimale Moyenne Maximale Médiane Minimale Moyenne Maximale Médiance

Macrolides Tylosine nd - - - - 17 - 1 8 -

Érythromycine 33 - - 100 16 37 60 8


Tétracycline nd - - - - nd - - - -

β-lactamines Amoxciline nd - - - - nd - - - -


Diaminopyrimidines Triméthoprime 17 - - - - 100 3 11 28 4

Orméthoprime 33 - 3 9 - nd - 0 2 -

Sulfamides Sulfaméthazine nd - - - - 17 - 1 5 -

Sulfaméthoxazole 17 - - - - 100 11 28 41 32

Quinolones

Acide oxolinique 17 - 3 7 3 nd - 1 4 -

Acide nalidixique 17 - 1 3 - 83 - 5 25 2

Acide pipémidique nd - - - - nd - - 1 -

Fluoroquinolones

Fluméquine 17 - 2 3 2 17 - - 3 -

Enrofloxacine nd - - - - nd - - - -

Énoxacine nd - - - - 17 - - - -

Loméfloxacine nd - - - - 67 - 2 6 2

Sarafloxacine nd - - - - 33 - - - -

Norfloxacine 33 - 8 30 - 100 6 26 61 1

Ciprofloxacine 17 - 1 5 - 83 - 25 71 20

Ofloxacine 83 - 13 32 15 100 24 72 104 75


Glycopeptides Vancomycine nd - - - - nd - - - -

Métabolites N-sulfaméthoxazole nd - - - - 33 - - 1 -

D-ciprofloxacine 17 - 2 8 - 17 - 1 5 -


156


) en antibiotiques les

plus fréquemment détectés dans les eaux de la Prédecelle en aval du rejet

On constate également en amont, de faibles concentrations en antibiotiques (quelques ng L-

1 à dizaine de ng L

-1). Ces faibles concentrations peuvent avoir comme origine une très petite

STEP (capacité de 400 EH) en amont de ce point de prélèvement car localisée en tête de

bassin, et/ou les activités agricoles via des processus du ruissellement en amont de la rivière.

En aval de cette STEP, les eaux de la Prédecelle sont contaminées par 15 des 25 antibiotiques

étudiés. La norfloxacine, la ciprofloxacine, l’ofloxacine, la triméthoprime, la

sulfaméthoxazole et l’érythromycine sont des molécules ayant les plus fortes concentrations

de l’ordre de 20 à 104 ng L-1

, les autres molécules sont présentes à des concentrations de

l’ordre de quelques ng L-1

.

Les concentrations totales des antibiotiques dans les eaux de la Prédecelle varient de

quelque ng L-1

à 45 ng L-1

en amont du rejet et de 154 à 265 ng L-1

en aval du rejet (Figure

42). Les plus faibles concentrations sont retrouvées lors des prélèvements de février 2010 et

de janvier 2011 où le débit de la Prédecelle est le plus élevé. Nous avons aussi observé

qu’avec les débits les plus importants, de l’ordre 0,6 m3 s

-1 que les concentrations dans la

rivière sont à peine inférieures à celle mesurées lors des périodes de basses eaux, ce qui

suggère la possibilité d'un dysfonctionnent du réseau séparatif, comme l'avait évoqué les

gestionnaires de ce syndicat d'assainissement.

0

20

40

60

80

100

120

µg L-1

min

médiane

max

157

Figure 42 : Concentrations totales (ng L-1

) en antibiotiques dans les eaux en amont, en aval

du rejet de la STEP et le débit (m3 s

-1) de la Prédecelle

VI.5. Bilan des apports d’antibiotiques par les réseaux d’assainissements

Le Tableau 29 synthétise les fréquences de détection et les abondances des antibiotiques

détectés dans les effluents et dans les rivières en aval des rejets des STEP des bassins versants

de la Charmoise et de la Prédecelle.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

0

50

100

150

200

250

300

m3 s-1 ng L-1

Amont Aval Débit

158

Tableau 29 : Synthèse des fréquences de détection et des abondances des antibiotiques étudiés dans les effluents et dans les rivières en aval des

rejets des STEP des bassins versants de la Charmoise et de la Prédecelle

Rejet Entrée STEP Rejet STEP Rivière

Hospitalier Domestique Charmoise Prédecelle Charmoise Prédecelle Charmoise Prédecelle

Macrolides Tylosine nd ө ө ө o ө o ө o ө ө o

Érythromycine ө ө ө ө o ө ө ө o o ө ө ө o o ө ө ө o o ө ө ө o o ө ө ө o o ө ө ө o o ө o o o o

Tétracyclines Chlorotétracycline nd nd nd ө o nd nd nd nd

Tétracycline ө o ө ө ө o ө ө o o ө ө ө o o ө o o ө o o ө o o o nd

β-lactamines Amoxciline ө o o o ө o o ө ө o o nd ө o o nd ө o nd

Céfotaxime nd nd nd nd nd nd nd nd

Diaminopyrimidines Triméthoprime ө ө ө ө o ө o o o ө ө ө ө o ө ө ө o ө ө ө ө ө ө ө o o o ө ө ө ө o ө o o o o

Orméthoprime ө o o o ө o o o ө o o o ө o o ө o o nd ө o o o nd

Sulfamides Sulfaméthazine nd ө ө ө o ө ө o ө o ө o

Sulfaméthoxazole ө ө ө ө ө ө o o o ө ө o o o ө ө ө ө o ө ө ө ө ө ө ө ө o o ө ө ө ө ө ө o o o o

Quinolones

Acide oxolinique nd nd nd nd nd nd nd nd

Acide nalidixique nd ө ө ө oo ө ө o o ө ө o

Acide pipémidique ө o ө o ө o o nd ө ө nd ө o nd

Fluoroquinolones

Fluméquine nd ө ө o ө o ө o ө o ө o ө o

Enrofloxacine nd ө o o ө ө o o nd ө o o nd ө o nd

Énoxacine ө ө ө ө o ө o ө ө ө o o ө ө o ө ө ө o ө o o ө ө ө ө o

Loméfloxacine ө ө o ө o o ө o o o ө ө ө o ө o o ө o o o o ө o ө o o o

Sarafloxacine nd nd nd ө o nd ө o nd ө o

Norfloxacine ө ө ө ө ө ө ө ө ө o ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө o o ө ө ө o o ө o o o o

Ciprofloxacine ө ө ө ө ө ө ө ө o o ө ө ө ө ө ө ө ө ө o ө ө ө ө o ө ө ө o o ө ө ө o o ө o o o o

Ofloxacine ө ө ө ө ө ө ө ө o o ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө ө o o ө ө ө ө ө ө ө o o o

Nitro-imidazoles Ornidazole nd nd nd nd nd nd nd nd

Glycopeptides Vancomycine ө ө ө ө ө nd ө ө ө ө ө nd ө ө ө ө ө nd ө ө ө o o nd

Métabolites N-sulfaméthoxazole ө ө ө ө ө ө o o ө ө ө ө ө ө ө ө ө o ө ө ө o o nd ө ө ө o o ө o o

D-ciprofloxacine ө ө ө o o ө ө ө o o ө ө o ө o o ө o ө o ө o

nd : non détecté

Fréquente de détection : о : < 10 % ; о о : 10-25 % ; о о о : 25-50 % ; о о о о : 50-75 % ; о о о о o > 75%


) : :< très faible ; - - : faible ; - - - : moyen ; - - - - : élevée ; - - - - - : très élevée

159

VI.5.1. Niveaux de présence des antibiotiques dans les eaux usées hospitalières,

domestiques et contribution des sources à la contamination des eaux usées urbaines

Plusieurs antibiotiques sont détectés dans les effluents avec des concentrations très

variables de quelque ng L-1

à une dizaine de μg L-1

. Les fluoroquinolones (norfloxacine,

ciprofloxacine, ofloxacine), les sulfamides (sulfaméthoxazole) et les macrolides

(érythromycine) sont des molécules les plus fréquemment détectées dans les effluents. La

vancomycine, qui est strictement réservée au milieu hospitalier, est uniquement retrouvée

dans les rejets de l'hôpital, ce qui semble confirmer que cet antibiotique peut être utilisé

comme traceur spécifique des rejets hospitaliers. Les β-lactamines sont les molécules les plus

consommées, nous ne les avons cependant jamais détectés, car elles sont rapidement

hydrolysées dans l’environnement.

Les concentrations d’antibiotiques mesurées dans les eaux usées de l’hôpital étudié sont

très élevées, de l’ordre de la dizaine de μg L-1

, du fait d’une utilisation importante et localisée

de ces substances, qui est de plus associée à une faible dilution de cet effluent. Elles étaient

environ 100 fois supérieures à celles observées dans des effluents domestiques. Dans ce cas

d'étude, l'effluent de l'hôpital contribue à 90 % des apports d’antibiotiques à la STEP.

Les concentrations totales des antibiotiques sont de 10-50 µg L-1

à l’entrée de STEP de la

Charmoise (5000 EH + hôpital 360 lits) et de seulement 4-7 µg L-1

pour la STEP de la

Prédecelle (20000 EH).

Cependant, même si les plus fortes concentrations sont retrouvées dans la STEP de la

Charmoise, les effluents domestiques de la STEP de la Prédecelle, qui présentent des débits

plus élevés, constituent la source majoritaire d'antibiotiques dans l’environnement. (Flux

moyen en entrée/sortie de 11/6 g J-1

pour la STEP de la Charmoise et 16/3 g J-1

pour la STEP

de la Prédecelle).

160

Tableau 30 : Flux moyen journalier mg/1000 habitants/jour des antibiotiques les plus

fréquemment détectés dans les effluents domestiques (présente étude et donnés de la

littérature

Antibiotiques Flux (mg/1000 hab/jour) en entrée de STEPs

Cette étude Littérature

Charmoise

(1,7 x103hab)

Prédecelle

(15 x103hab)

Suisse a

(26-52x103hab)

Chine b

(27-600x103hab)

Australie c

(700x103hab)

Italie d

(45-270x103hab)

Céfotaxime nd nd - nd - 37 - -

Sulfaméthoxazole nd - 54 12 - 168 39 - 188 26 - 98 72 - 100 nd-209

Sulfaméthazine nd - 1 nd - 6 - nd - 20 - -

Norfloxacine 1 - 279 161-352 - 2,1 - 110 34 - 42 -

Ciprofloxacine nd - 131 6 - 354 - 29 - 410 760 - 920 120-507

Ofloxacine 5 - 184 212 - 485 - 51 - 420 - 83-614

Tétracycline nd - 82 0 - 29 - 18 - 120 7,0 -

Chlortétracycline nd nd - 38 - nd - 49 1,0 -

Triméthoprime nd - 50 nd - 45 33-90 37 - 62 68 - 190 -

Vancomycine nd nd - nd - 24 - -

(- : non étudié ; nd : non détecté)

a : (Gobel et al. 2005b) ; b : (Li and Zhang 2011) ; c : (Watkinson et al. 2007) ; d :

(Castiglioni et al. 2005)

Le Tableau 30 représente le flux moyen journalier (mg/1000 habitants/jour) des

antibiotiques les plus fréquemment détectés dans les effluents domestiques selon cette étude

et la littérature. Kümmerer (2009) a souligné que la consommation régionale d’antibiotiques

peut être différente dans le même pays. Ce constat est conforme aux différences observées

entre les deux bassins voisins de cette étude : Charmoise et Prédecelle. Les flux moyens

journaliers de la sulfaméthoxazole, la norfloxacine, la ciprofloxacine, l'ofloxacine, la

chlorotétracycline du bassin de la Prédecelle étaient plus élevés que ceux de la Charmoise. Au

contraire, pour la tétracycline le flux transitant par la Prédecelle était plus faible que celui de

la Charmoise. Les exportations en triméthoprime, sufaméthazine, céflotaxime et vancomycine

entre les deux bassins étaient par contre comparables.

Les données sur les flux moyens journaliers des antibiotiques dans les effluents, rapportées

par la littérature sont relativement limitées (Tableau 30). Nous avons ici observé que les flux

moyens journaliers pour 1000 habitants en céfotaxime, sulfaméthoxazole, sulfaméthazine,

ciprofloxacine, ofloxacine et chlorotétracycline sont du même ordre de grandeur que ceux de

161

la littérature. Toutefois pour la norfloxacine le flux est ici plus fort que celui de la littérature,

tandis que les flux en tétracycline, triméthoprime et vancomycine sur nos deux bassins sont

relativement plus faibles.

VI.5.2. Étude du comportement de molécules antibiotiques dans les traitements

d’épuration

L’étude du devenir de ces molécules au cours des traitements d’épuration a mis en

évidence des comportements différents en fonction des propriétés physico-chimiques des

molécules et des filières de traitements du réseau d’eaux usées.

Les processus d’élimination mis en évidence pour les fluoroquinolones correspondent

majoritairement à des mécanismes d’adsorption, aboutissant à une contamination des boues

urbaines et potentiellement un risque de transfert vers les sols en cas d’épandage. Cependant,

certaines molécules comme la sulfaméthoxazole présentent des concentrations qui augmentent

après traitement, ce qui peut s'expliquer par des phénomènes de déconjuguaison des produits

métabolites vers les molécules mères.

Des différences sont observées dans la qualité des effluents épurés. Les concentrations

peuvent être jusqu'à 10 fois plus faibles dans la STEP de grande capacité de la Prédecelle par

rapport à celle de STEP de la Charmoise. Ces différences d’abattement peuvent être

considérées comme étant dues aux performances inégales des filières de traitements dans les

STEP échantillonnées, avec de meilleures performances dans les STEP modernes.

VI.5.3. Impact sur la contamination des milieux récepteurs

Dans les rivières, les concentrations retrouvées sont de l’ordre d'une centaine de ng L-1

dans les eaux de surface et de quelques mg kg-1

dans les sédiments. Les concentrations des

antibiotiques dans les eaux de la Prédecelle sont beaucoup plus faibles que celles de la

Charmoise. Ces faibles concentrations peuvent être liées d’une part, aux faibles

concentrations dans l'effluent de STEP et d'autre part, à une plus forte dilution par le débit de

la rivière.

162

Dans la Charmoise, les concentrations en fluoroquinolones ont diminué rapidement entre

l'aval et en l'aval éloigné du rejet. Ces diminutions sont plus importantes en été et moins

importantes pour les autres molécules. La dissipation des fluoroquinolones semble être plutôt

liée à leur adsorption dans les sédiments.

VI.6. Bilan des transferts d'antibiotiques dans les deux bassins versants

Le bilan des flux en antibiotiques sur les bassin versant de la Charmoise et da la Prédecelle et

représenté par la Figure 43.

Figure 43 : Bilan des flux journalier des antibiotiques des bassin versant de la Charmoise et

de la Prédecelle

STEP

Médecine de ville Hôpital

Eau de surface

Bassin de la Charmoise

~40 % éliminés

(30% boues)

[C] totale : eaux ~ µg/L

sédiments ~ mg/kg PS

~1 g/J ~9 g/J

~10 g/J

1700 H

Sols agricoles

Boues

~3 g/J

[C] totale : ~µg/kg PS

360 lits

~ 4 g/J

STEP

Médecine de ville

Bassin de la Prédecelle

~ 15 g/J

[C] totale : eaux ~ 0,2 µg/L

~ 70 %

éliminés

15 000 H

Eau de surface

Boues

Jardins filtrants

164

CHAPITRE 7 : TRANSFERT ET ACCUMULATION

D’ANTIBIOTIQUES PAR DES ORGANISMES VIVANTS

166

Dans les premières parties nous avons détecté de nombreux antibiotiques avec des

concentrations plus ou moins élevées dans les différents compartiments environnementaux :

eaux, sédiments et sols agricoles. Cependant, il y a peu de données dans la littérature sur la

possibilité de bioaccumulation des antibiotiques dans le biote. Dans ce contexte, nous nous

sommes intéressés à la contamination des organismes dulçaquicoles (invertébrés et vertébrés)

par les molécules étudiées, ainsi qu’aux variations spatiotemporelles et inter-espèces des

teneurs corporelles. Finalement, nous avons déterminé un facteur de bioconcentration de ces

antibiotiques dans les espèces retenues.

VII.1. Les modèles étudiés

VII.1.1. Les Invertébrés : le Gammare

Le gammare (Gammarus pulex) a été choisi en raison de son caractère ubiquiste, de sa

relative sédentarité et de sa sensibilité aux pollutions chimiques. De plus, c’est l’une des

familles d’invertébrés les plus répandues dans les cours d’eau européens (Felten 2003; Adam

et al. 2009). Par ailleurs, les gammares constituant une proie pour de nombreuses espèces de

poissons, représentent un maillon important dans la chaîne trophique (Geffard et al. 2007). En

raison de son mode de vie benthique, le gammare est en contact quasi-permanent avec les

sédiments, ce qui favorise son exposition aux micropolluants hydrophobes qui y sont

accumulés. Pour toutes ces raisons, le gammare est une espèce de choix pour l’écotoxicologie

des milieux aquatiques (Geffard et al. 2007).

VII.1.2. Les Vertébrés : le poisson

Les poissons sont fréquemment utilisés comme indicateurs de contamination (Dhainaut-

Courtois et al. 1991), en raison de leur teneur en lipides permettant une bioaccumulation

relativement importante (Nebeker et al. 1989). C'est notamment le cas d’espèces benthiques

qui accumulent les contaminants à partir des sédiments (Porte and Albaigés 1993). Dans cette

étude, la loche franche (Nemacheilus barbatulus) et le goujon (Gobio gobio) ont été choisis

en raison de leurs caractéristiques spécifiques et de leur ubiquité.

167

Le Loche franche : C’est une espèce benthique, sédentaire, relativement insensible à une

mauvaise qualité de l’eau. Elle passe généralement la journée cachée sous les pierres ou les

racines. Sa période de reproduction est d’avril à mai et les deux sexes sont présents. Elle se

nourrit d’animaux benthiques tels que petits crustacés et larves d’insectes (Muus and

Dahlström 1991).

Le Goujon : C’est une espèce benthique, sédentaire, avec une bonne sensibilité à la

pollution de l'eau. Il est donc considéré comme un des bioindicateurs de qualité de l'eau. Il

habite dans les eaux claires et rapides circulant sur des fonds sableux ou limoneux, et dans les

lacs non-pollués. Il apprécie aussi les endroits riches en matières organiques et les rives peu

profondes. Le goujon pond de mai à juin, dans les courants forts, parmi les pierres et la

végétation. Il se nourrit sur les fonds graveleux de larves d'insectes, de crustacés et de petits

mollusques (Muus and Dahlström 1991).

VII.2. Échantillonnages et traitements

VII.2.1. Échantillonnages

Gammares : Dans la Charmoise, les gammares ont été prélevés mensuellement à l’aide

d’un filet Surber sur une période d'un an de mai 2010 à mai 2011 au point I à 750 m en aval

du rejet de la STEP de ce bassin versant (Figure 44). A ce point, nous avons également étudié

le comportement en rivière des antibiotiques sur la même période (voir cf.IV.2.3.5).

168

Figure 44 : Carte des points de prélèvement sur l’Orge et situation des stations d’épuration

Poissons : Les prélèvements des poissons ont été effectués par l’équipe de l'Irstea

(Cemagref) d'Antony en juillet et août 2009 par la méthode de pêche à pied en continu. Pour

chaque station, un minimum de huit individus de chaque espèce a été prélevé chaque fois que

l'espèce était présente. Pour chaque point de prélèvement de poissons, un échantillon

composite de sédiment de surface et un échantillon d’eau de rivière, ont été prélevés pour

évaluer la contamination du milieu.

Les poissons ont été prélevés dans trois rivières situées dans le bassin versant de l’Orge

(Île-de-France - Essonne (91)) : la Charmoise, la Prédecelle et l’Orge. La Charmoise et la

Prédecelle sont deux rivières relativement contaminées par des antibiotiques (voir cf :

IV.2.3.5) mais l’Orge l’est moins avec seulement deux petites STEP (<2000 EH) sur un seul

bras du cours d’eau. Les points de prélèvement des poissons sont présentés sur la Figure 44.

Sur la Prédecelle, les poissons ont été prélevés en amont (A), à 0,2 km (B) et à 3,4 km (C) en

aval du rejet de la STEP de ce bassin versant. Sur la Charmoise, les poissons ont être prélevés

169

uniquement en aval à 2,2 km (D) du rejet de la STEP. Sur l’Orge, les poissons ont été

prélevés dans les secteurs situés en amont (E) et sur son cours moyen (F) et (G).

VII.2.2. Traitement

Les gammares ont été lavés à l’eau ultra-pure, afin d’éliminer les débris végétaux, les

particules et les sédiments adhérant à ces organismes benthiques. Ensuite, les gammares

adultes et juvéniles sont séparés par tamisage à 2 mm. Ils sont ensuite égouttés sur un tamis et

séchés sur du papier adsorbant. Après avoir pesé 2 g et ajouté les solvants d’extraction, les

gammares sont directement broyés avec un homogénéisateur Ultra-turrax T25 (Janke-Kunkel,

IKA Labortechnik).

Pour chaque espèce de poissons, huit individus présentant des différences morphologiques

plus ou moins importantes suivant les sites ont été choisis pour analyser la contamination par

les antibiotiques. Les poissons ont été lavés avec de l’eau ultra-pure puis découpés en petits

morceaux puis broyés dans les solvants d’extraction avec un homogénéisateur Ultra-turrax

T25 (Janke-Kunkel, IKA Labortechnik). Les antibiotiques ont été analysés sur des individus

entiers. Le Tableau 31 résume les caractéristiques morphologiques des individus choisis.

Tableau 31 : Caractéristiques morphologiques des individus de poisson échantillonnés

Rivière Points Date de

pêche Espèce Taille (mm) Masse (g)

Prédecelle

A 29/07/2009 Loche Franche (n=8) 108 ± 7 9,6 ± 1,7

B 29/07/2009 Loche Franche (n=8) 101± 13 8,9 ± 3,5

C 29/07/2009 Loche Franche (n=8) 89 ± 7 5,2 ± 1,4

Goujon (n=8) 126 ± 8 18,1 ± 3,8

Charmoise D 22/07/2009 Loche Franche (n=8) 81 ± 7 3,9 ± 1,3

Orge

E 07/08/2009 Loche Franche (n=8) 83 ± 4 4,6 ± 1,3

Goujon (n=8) 116 ± 5 13,4 ± 1,8

F 24/07/2009 Loche Franche (n=8) 87 ± 9 5,1 ± 1,5

Goujon (n=8) 96 ± 16 8,1 ± 4,4

G 28/07/2009 Loche Franche (n=8) 72 ± 4 2,9 ± 0,6

Goujon (n=8) 74 ± 6 3,5 ± 0,9

170

VII.3. Résultats

VII.3.1. Contamination du milieu : colonne d’eaux et sédiment

Les résultats ont montré que les antibiotiques ne sont pas détectés dans les échantillons

d’eau et de sédiment de l’Orge.

Dans la Charmoise et la Prédecelle, huit des vingt-cinq antibiotiques recherchés ont été

détectés.

Dans la Prédecelle en amont du rejet (point A), deux antibiotiques: la ciprofloxacine et

l’ofloxacine ont été détectées avec de faibles concentrations. En aval du rejet (point B et C),

les antibiotiques ont été retrouvés avec des concentrations de l’ordre de quelques ng L-1

jusqu’à 104 ng L-1

. La plupart des antibiotiques ont été retrouvés avec des concentrations de

l’ordre de la dizaine de ng L-1

. Les concentrations diminuent entre les points B et C.

Dans la Charmoise au point D, les antibiotiques sont retrouvés avec des concentrations de

l’ordre de la centaine de ng L-1

(Tableau 32).

Dans les sédiments, deux antibiotiques ont décelés avec de faibles teneurs en amont du

rejet dans la Prédecelle. En aval du rejet, huit antibiotiques sont retrouvés avec des teneurs

variables de quelques µg kg-1

à 158 µg kg-1

. Les teneurs dans les sédiments diminuent entre le

point B et C.

Au point D sur la Charmoise, sept antibiotiques sont retrouvés avec des concentrations

variant de la dizaine à la centaine de µg kg-1

(Tableau 32). Les discussions sur la présence

ainsi que les concentrations de ces antibiotiques dans les eaux et sédiments de ces deux

rivières ont déjà été présentées dans la section IV.2.3.5.

171

Tableau 32 : Concentrations des antibiotiques dans les eaux (ng L-1

) et les sédiments (µg kg-1

)

aux points de prélèvement des gammares dans la Charmoise et la Prédecelle

Prédecelle Charmoise

A B C D

Eau Sédiment Eau Sédiment Eau Sédiment Eau Sédiment

Érythromycine - - 16,0 4,4 ± 1,0 - - 20,2 4,8 ± 1,2

Triméthoprime - - 43,2 26,9 ± 2,9 23,2 3,9 ± 1,0 36,2 30,4 ± 7,6

Sulfaméthoxazole - - 15,0 - 9,2 - 113,1 -

Fluméquine - - - - - - 24,6 6,8 ± 0,3

Norfloxacine

- 15,9 69,8 ± 3,8 7,2 29,5 ± 2,5 67,1 100,8 ± 4,8

Ciprofloxacine 4,9 9,6 19,7 59,6 ± 2,6 12,1 20,8 ± 0,2 59,3 142,8 ± 2,4

Ofloxacine 6,7 15,1 ± 1,6 104,4 158,2 ± ,6 64,2 99,5 ± 7,6 97,7 181,2 ± 4,4

Vancomycine - - - - - - 68,1 14,3 ± 0,4

(- : inférieur aux limites de détection, n échantillons = 3 pour les sédiments)

VII.3.2. Gammares

VII.3.2.1. Teneurs en antibiotiques des gammares

Les teneurs des antibiotiques du sédiment et de la colonne d’eau sont présentées dans la

partie IV.2.3.5.

Les teneurs des antibiotiques détectés dans les gammares sont présentées sur la Figure 45

et l’Annexe 3. Les résultats ont montré que six antibiotiques: l’acide nalidixique, la

fluméquine, l’ofloxacine, la ciprofloxacine, la norfloxacine et la triméthoprime sont détectés à

la fois dans les gammares, les eaux et les sédiments.

172

Figure 45 : Teneurs minimales, médianes et maximales (µg kg-1

) d’antibiotiques détectées

dans les gammares adultes (figure A) et juvéniles (figure B) prélevées dans la Charmoise en

aval du rejet de la STEP (quartile : 25-75%)

Les teneurs en antibiotiques des gammares sont plus faibles que celles des sédiments. Dans

les eaux et les sédiments, la plupart des molécules détectées ont des niveaux de présence de

l’ordre de la centaine de ng L-1

et de µg kg-1

, tandis que dans les gammares, les teneurs varient

de quelques µg kg-1

jusqu’à 100 µg kg-1

. L’ofloxacine, la ciprofloxacine et la norfloxacine

sont majoritaires dans les gammares avec des concentrations de l’ordre de 20 à 100 µg kg-1

,

l’acide nalidixique, la fluméquine et la triméthoprime présentant des valeurs plus faibles de

l’ordre de quelques µg kg-1

(Tableau 32).

On a observé que l’ofloxacine, la norfloxacine et la ciprofloxacine qui ont les plus fortes

concentrations dans les sédiments et dans les eaux, ont également les plus fortes teneurs dans

les gammares. L’acide nalidixique et la fluméquine ont des faibles valeurs de concentrations

dans les sédiments et dans les eaux, elles ont également de faibles teneurs dans les gammares.

Cependant, la triméthoprime qui est détectée à de fortes concentrations dans les eaux et de

faibles teneurs dans les sédiments, reste à de faibles teneurs dans les gammares.

L’acide nalidixique et la fluméquine ne sont détectées qu'occasionnellement dans les eaux

et les sédiments. Cependant, ils sont détectés dans tous les échantillons de gammares. Cela

0

20

40

60

80

100

120

140

µg kg-1

A

min

médiane

max

0

20

40

60

80

100

120

140

µg kg-1

B

min

médiane

max

173

peut s’expliquer par leur persistance dans les organismes. Des études ont montré que l’acide

oxolinique, la fluméquine et l’oxytétracycline sont accumulés et persistent jusqu’à plusieurs

semaines dans les poissons (Ervik et al. 1994), dans les mollusques bivalves (Pouliquen et al.

1996) et dans les bryophytes (Delépée et al. 2004). Au contraire, certaines molécules telles

que la tétracycline, la loméfloxacine, l’enoxacine et l’enrofloxacine sont retrouvées

occasionnellement dans les eaux et les sédiments avec des faibles concentrations, mais ne sont

pas détectées dans les gammares. Ceci s’explique peut-être par leurs faibles concentrations

dans ces milieux, leurs faibles valeurs de BAF, ou leur facilité à être éliminées par les

organismes. Des études expérimentales ont montré que l'oxytétracycline et la tétracycline ne

sont pas accumulées par des huîtres placées dans une eau de mer contenant de

l'oxytétracycline ou de la tétracycline (Tibbs et al. 1989; Peterson et al. 1993).

La sulfaméthoxazole, et son métabolite, la N-acétyl-sulfaméthoxazole, l’érythromycine et

la vancomycine sont les molécules les plus fréquemment détectées dans les eaux avec de

fortes concentrations (centaine ng L-1

) (voir cf : IV.2.3.5), mais elles ne sont cependant pas

détectées dans les gammares, et peu décelées dans les sédiments. Dans le cas de la

sulfaméthoxazole et de la N-acetyl-sulfaméthoxazole, ces résultats sont en accord avec ceux

des études de Chair et al (1996), Touraki et al (1999) et Hou et al (2003). Ces auteurs ont

montré que la sulfaméthoxazole et la N-acetyl-sulfaméthoxazole sont rapidement éliminées

par les organismes. De plus, Hou et al (2003) ont montré que la sulfaméthazine (même

famille de la sulfaméthoxazole) et son métabolite la N-acétyl-sulfaméthazine sont très peu,

voire non accumulées dans les poissons en raison de leurs caractère hydrophile et de leur

rapide élimination. Au contraire, pour l’érythromycine, la capacité de bioaccumulation est

beaucoup plus élevée que pour les autres antibiotiques (Jones et al. 2002). A partir du log Kow,

ces auteurs ont estimé un BCF pour l’érythromycine dans les organismes de 45,31 (log Kow =

3,1), tandis que pour les autres antibiotiques (log Kow < 1) ont des BCF proches de 3 (Tableau

1). Cependant, d'autres études ont montré qu’il y a des différences notables entre les valeurs

de BCF mesurées et les valeurs calculées, ces différences deviennent plus prononcées lorsque

le log Kow augmente (Papp 2009). De plus l’érythromycine est très sensible au pH du milieu

(Yang and Carlson 2004; Seifrtová et al. 2009). Après administration par la voie orale, elle est

soumise à des conditions fortement acides dans l'estomac et elle est alors dégradée en

l’érythromycine-H2O (Yang and Carlson 2004). Concernant la vancomycine, il n’existe

aucune donnée à l’heure actuelle, concernant son devenir dans le biote. Cependant, avec ses

propriétés physico-chimique (faible logKow= -0,3, solubilité élevée = 200 g L-1

, masse molaire

174

élevée = 1450 g mole-1

), elle est peu adsorbée dans les sols, et selon (Papp 2009) elle est

théoriquement, faiblement accumulée par les organismes.

VII.3.2.2. Comparaison des niveaux de contamination des gammares adultes et juvéniles

La Figure 46 représente les teneurs des antibiotiques dans les gammares adultes et

juvéniles sur une période de 12 mois. On a observé que les teneurs dans les juvéniles sont plus

élevées que chez les adultes pour tous les composés détectés et dans tous les cas. Les

différences adultes-juvéniles sont encore plus importantes pour les composés qui présentent

les teneurs les plus élevées telles que la norfloxacine, la ciprofloxacine et l’ofloxacine, avec

un facteur moyen de l’ordre de 2,0. Elles sont moins importantes dans le cas de faibles teneurs

comme la fluméquine, l’acide nalidixique et la triméthoprime, le facteur étant alors d’environ

1,2.

Ces différences de teneurs entre adultes et juvéniles peuvent s'expliquer par différents

phénomènes. Pour les invertébrés, l’accumulation des composées xénobiotiques s'effectue

principalement par absorption directe à partir du milieu sur la surface de l’organisme. Les

juvéniles avec des tailles les plus petites présentent une surface de contact plus élevée que

chez les adultes et donc les échanges avec le milieu sont favorisés. De plus, les adultes ont des

systèmes enzymatiques plus complexes que ceux des juvéniles et ainsi, dégradent plus

efficacement les contaminants. La croissance de l’individu entraîne également un phénomène

de dilution des contaminants. Enfin, l’activité sexuelle lors de la libération des gamètes,

constitue un autre mécanisme d’élimination des contaminants (Delépée et al. 2004).

175

0

2

4

6

8

10

12

µg kg-1

Acide nalidixique

Adultes Juvéniles

0

2

4

6

8

10

12

µg kg-1

Triméthoprime

0

2

4

6

8

10

12

µg kg-1

Fluméquine

0

10

20

30

40

µg kg-1

Ciprofloxacine

0

20

40

60

80

100

120

µg kg-1 Ofloxacine

0

20

40

60

80

100

120

µg kg-1Norfloxacine


) des antibiotiques dans les gammares adultes (bleu) et juvéniles

(rouge) pendant la période d’étude (mai 2010-mai 2010)

176

VII.3.2.3. Variation saisonnière des concentrations

Un effet saisonnier a été observé pendant la période d’étude, cette variation étant

cependant de plus faible amplitude chez les juvéniles (Figure 46). De faibles teneurs sont

observées en été (de juin à août) et de fortes teneurs sont observées en fin d’automne et en

début d’hiver (d’octobre à janvier) avec des valeurs maximales en novembre. Ces variations

peuvent s’expliquer par des modifications physiologiques des gammares (teneur en lipides,

cycle de reproduction, ...) et des variations des conditions environnementales (température,

turbidité, pH, taille des particules de sédiment, ...). De nombreuses études ont montré que ces

paramètres peuvent avoir des effets sur la bioaccumulation dans l’organisme (Dhainaut-

Courtois et al. 1991; Thybaud and Caquet 1991; Ingersoll et al. 1995; Driscoll et al. 1997;

Forbes and Forbes 1997; Kaag et al. 1997; Lang 1997; Meador et al. 1997; West et al. 1997).

Chez les juvéniles, l’effet saisonnier est de plus faible amplitude que chez les adultes. Les

juvéniles sont influencés essentiellement par les effets des conditions environnementales,

tandis que chez les adultes, en plus de ces dernières, des effets physiologiques sont à prendre

en compte.

Les faibles teneurs observées en été, peuvent être liées aux faibles concentrations du

milieu, et aux conditions physico-chimiques (température, turbidité, pH, nutriment…). De

plus, ces périodes sont favorables à l’activité physiologique des gammares (développement,

reproduction...) et l’élimination des contaminants est plus efficace en été qu’au cours des

autres saisons. L’augmentation des teneurs des gammares en fin d’automne et en début

d’hiver (d’octobre à Janvier) peut être liée à celle des concentrations des antibiotiques dans le

milieu. De plus, à cette période, les gammares ont une faible activité physiologique et ne sont

pas en période de reproduction (Roux 1970).

VII.3.2.4. Facteurs BAF et BSAF

Le Tableau 33 présente les valeurs moyennes de BAF et BSAF des antibiotiques détectés

dans les gammares. Dans ce tableau, le BSAF a été calculé non normalisé par rapport au taux

de lipides dans les gammares et aux taux de carbone organique dans les sédiments. BSAF =

Cbiote/Cséd, où Cbiote est exprimée en µg kg-1

et Cséd est exprimée en µg kg-1

.

177

Pour tous les composés, nous avons observé que les BAF et les BSAF des juvéniles sont

supérieurs à ceux des adultes. Ces facteurs indiquent que l’accumulation des antibiotiques à

partir de l’eau et des sédiments chez les juvéniles, est plus élevée que chez les adultes.

Les valeurs de BAF varient de 18 à 1808 L kg-1

. La triméthoprime est la molécule qui

possède le plus faible BAF (18 L kg-1

) et l’acide nalidixique la plus forte valeur de BAF

(1808 L kg-1

). Pour les autres molécules, les BAF ont des valeurs proches de 200 L kg - 1

. Ces

valeurs montrent que les antibiotiques sont faiblement accumulés dans les gammares. Des

expérimentations de bioconcentration montrent qu’une substance qui a une valeur de BCF >

2000 traduit un potentiel de bioaccumulation moyen, et un BCF > 5000 place la substance

dans la catégorie « très bioaccumulable » (Papp 2009). Ces résultats sont cohérents avec les

données de la littérature : Le Bris et Pouliquen (2004) ont montré que les BAF de l’acide

oxolinique, la fluméquine et l’oxytétracycline est faible dans les moules. Seuls les BAF de

l’oxytétracycline dans les viscères atteignent 2,0. Delépée et al (2004) ont montré qu’une

bioaccumulation d’antibiotiques a été observée en laboratoire chez Fontinalis antipyretica,

une bryophyte aquatique (mousse), avec des BCF variant entre 75 et 450 pour l’acide

oxolinique, la fluméquine et l’oxytétracycline.

Nos valeurs de BSAF sont comprises entre 0,06 et 0,95. Actuellement aucune donnée n’est

disponible dans la littérature sur les BSAF des antibiotiques dans l’environnement.

Les Gammares sont connus pour leur capacité à accumuler des xénobiotiques (pesticides,

hydrocarbures, métaux, etc…). Cependant, nos résultats suggèrent que les antibiotiques

étudiés sont faiblement bioaccumulés. La bioaccumulation des xénobiotiques peut être

influencée par différents facteurs tels que l’affinité pour les lipides, exprimée par le

coefficient de partage octanol/eau (Kow), le degré de polarité des molécules et la solubilité

dans l’eau. La bioaccumulation est élevée pour les substances dont le log Kow est compris

entre 2 (gras insolubles) et 6 (liposolubles) (Connell 1988).

D'après Halling-Sorensen (Halling-Sorensen 2000), le faible log Kow (<2) des

antibiotiques comme les tétracyclines, les sulfamides et certains β-lactamines expliquerait leur

faible bioaccumulation dans les organismes. Cela est le cas pour la norfloxacine, la

ciprofloxacine et l’ofloxacine (Log Kow : -1,1, 0,4 et 0,4 respectivement). Au contraire, la

sulfaméthoxazole et la vancomycine, molécules ayant également une faible valeur de log Kow

178

(Log Kow : 0,9, et -0,3 respectivement) et de fortes concentrations dans l'eau, ne sont pas

bioaccumulés dans les gammares. Contrairement aux molécules précédemment mentionnés,

ces antibiotiques ne sont pas ou peu détectés dans les sédiments.

De plus, avec des LogKow élevés (> 2) les antibiotiques tels que certains macrolides (par

exemple, l'érythromycine, la tiamuline, etc…) seront théoriquement accumulés à des teneurs

plus élevées dans les organismes. Cependant, l’érythromycine n’est pas bioaccumulée dans le

cas de cette étude. Or celle-ci est mesurée dans la colonne d'eau mais pas dans les sédiments.

Il semblerait donc que la présence des antibiotiques dans les sédiments soit un paramètre à

prendre en compte pour la bioaccumulation des antibiotiques chez les gammares en milieu

naturel.

Tableau 33 : Facteur de bioaccumulation (BAF) et facteur d'accumulation biote sédiment

(BSAF) des antibiotiques détectés dans les gammares

BAF (L kg-1

) BSAF

Adultes Juvéniles Adultes Juvéniles

Acide nalidixique 1 630 1 808 0,08 0,09

Fluméquine 226 373 0,16 0,27

Ofloxacine 129 225 0,09 0,16

Norfloxacine 231 1 146 0,19 0,95

Ciprofloxacine 68 215 0,06 0,20

Triméthoprime 18 29 0,13 0,21

179

VII.3.3. Poissons

VII.3.3.1. Contamination de la loche franche

Les résultats des analyses n’ont montré aucune détection d’antibiotiques dans les poissons

prélevés dans l’Orge. Cinq antibiotiques : l’ofloxacine, la norfloxacine, la ciprofloxacine, la

fluméquine et la triméthoprime, ont été détectés dans les poissons prélevés dans la Charmoise

et la Prédecelle avec des teneurs de l’ordre de quelques µg kg-1

à 32,4 µg kg-1

.

L’érythromycine, la vancomycine et la sulfaméthoxazole sont trouvées dans le milieu mais

non dans les poissons (Annexe 4 et Figure 47).

Dans les loches franches prélevées dans la Prédecelle, quatre antibiotiques : l’ofloxacine, la

norfloxacine, la ciprofloxacine et la triméthoprime ont été détectés. En amont du rejet, 62 %

des poissons analysés sont déjà contaminés avec des teneurs inférieurs à 4 µg m kg-1

pour

toutes les molécules. En aval à 0,2 km du rejet, 100 % des poissons analysés sont contaminés

avec des teneurs de l’ordre de la dizaine µg kg-1

et en aval à 3,4 km du rejet, 82 % des

poissons analysés sont contaminés avec des teneurs d’environ 5 µg kg-1

. Ces teneurs sont

faibles par rapport aux teneurs en acide oxolinique, et en fluméquine détectées dans les

muscles de différentes espèces de poissons sauvages (de l’ordre du mg kg-1

) prélevées autour

de fermes d’élevage de poissons en Norvège (Ervik et al. 1994).

Une différence des teneurs en antibiotiques dans les poissons prélevés à différents points

de la Prédecelle est observée. Les teneurs dans les poissons qui sont très faibles en amont du

rejet de STEP, augmentent nettement en aval et diminuent ensuite, en aval éloigné. Cette

variation met en évidence l’impact de la STEP sur l’accumulation des antibiotiques dans ces

poissons. L‘évolution de la contamination des poissons est parallèle à celui de l’eau et des

sédiments de la rivière. Les faibles teneurs en antibiotiques trouvées dans le poisson en amont

du rejet peuvent s’expliquer par des faibles contaminations du milieu, ou encore, par

l’exixtence de poissons ayant vécu en aval du rejet puis migré vers l’amont du rejet en secteur

moins contaminé où ils ont pu éliminer lentement les contaminants (Casas 2007).

Dans les loches franches prélevées dans la Charmoise : Dans la Charmoise au point D,

100 % des poissons analysés sont contaminés par cinq antibiotiques : l’ofloxacine, la

180

norfloxacine, la ciprofloxacine, la fluméquine et la triméthoprime avec des teneurs d’environ

vingt µg kg-1

pour la plupart des molécules, excepté pour la fluméquine qui présente une

teneur de l’ordre de 5 µg Kg-1

. La fluméquine est détectée uniquement dans les poissons de la

Charmoise où cette molécule a été détectée.

Les teneurs des antibiotiques des poissons prélevés dans la Charmoise sont plus élevées

que celles des poissons de la Prédecelle et de l’Orge. Celles ci peuvent s’expliquer par des

niveaux de contamination du milieu différents qui interviennent dans la bioaccumulation des

antibiotiques dans l’organisme. Le site de prélèvement de la Charmoise est plus pollué que

ceux de la Prédecelle, tandis que les sites de prélèvement de l’Orge sont très peu voire non

contaminés. Ces résultats sont cohérents avec des études en laboratoire sur l’oxytétracycline,

la tétracycline, l’acide oxolinique et la fluméquine (Delépée et al. 2004; Le Bris and

Pouliquen 2004).

Figure 47 : Teneurs moyennes (µg kg-1) des antibiotiques détectés dans la loche franche en

différents points de prélèvement dans la Prédecelle et la Charmoise

VII.3.3.2. Contamination du goujon

Deux antibiotiques, l’ofloxacine et la triméthoprime, sont détectés sur 62 % des goujons

prélevé sur le point C de la Prédecelle avec des concentrations basses de l’ordre de 5 µg kg-1

(Figure 48). Aucun antibiotique n’est détecté dans les goujons prélevés dans l’Orge.

0

5

10

15

20

25

30

A B C D

µg Kg-1

Ofloxacine

Norfloxacine

Ciprofloxacine

Triméthprime

Fluméquine

La Prédecelle La Charmoise

Amont du rejet Aval 0,2 Km du rejet Aval 3,4 Km du rejet Aval 2,2 Km du rejet

La Prédecelle La Charmoise

Effluent de

STEP

181

VII.3.3.3. Comparaison de la contamination des deux espèces de poissons

Dans la Prédecelle, au point C, 82 % des loches franches sont contaminés par quatre

antibiotiques : l’ofloxacine, la ciprofloxacine, la norfloxacine et la triméthoprime, contre

seulement 62 % des goujons par deux antibiotiques : l’ofloxacine et la triméthoprime. Les

concentrations des antibiotiques dans les poissons sont inférieures à 10 µg kg-1

pour toutes les

molécules détectées chez les deux espèces. Les concentrations de l’ofloxacine dans les loches

franches sont supérieures à celles des goujons, cependant, les teneurs de la triméthoprime sont

similaires chez les deux espèces (Figure 48). Chez la loche franche les teneurs des

fluoroquinolones sont supérieurs à celles de la triméthoprime, alors que chez le goujon, les

teneurs des antibiotiques sont similaires entre l'ofloxacine (fluoroquinolones) et la

triméthoprime. Ces deux espèces de poissons ont des caractéristiques similaires, mais leur

contamination varie par le nombre de molécules et par les niveaux de présence. Cela pourrait

s’expliquer par une différence d’activité métabolique plus efficace chez le goujon que chez la

loche franche.

Figure 48 : Teneurs moyennes (µg kg-1

) des antibiotiques détectés dans la floche franche et le

goujon

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Ofloxacine Norfloxacine Ciprofloxacine Triméthoprime

µg kg-1

Loche France

Goujon

182

VII.3.3.4. Facteur de BAF et BASF

Les facteurs de BAF et BSAF des antibiotiques détectés dans les poissons sont présentés

dans le Tableau 34. Les fluoroquinolonnes, qui figurent parmi les molécules les plus stables et

les moins solubles, présentent les plus fortes valeurs de BAF dans la loche franche. A notre

connaissance, nous ne disposons pas de référence pour comparer ces résultats.

Tableau 34 : Facteur de bioaccumulation (BAF) et facteur d'accumulation biote sédiment

(BSAF) des antibiotiques détectés dans les poissons

Loche Franche Goujon

BAF (L kg-1

) BSAF BAF (L kg-1

) BSAF

Triméthoprime 141 ± 81 0,3 ± 0,1 86 0,5

Fluméquine - 0,7 - -

Norfloxacine 591 ± 264 0,2 ± -2 - -

Ciprofloxacine 422 ± 270 0,2 ± -6 - -

Ofloxacine 152 ± 68 0,1 ± -3 31 -2


VII.4. Conclusion

Dans notre zone d'étude, le profil moléculaire des antibiotiques dans les poissons et les

gammares, est dominé par l’ofloxacine, la ciprofloxacine et la norfloxacine. Ces trois

antibiotiques sont aussi majoritaires dans le sédiment, le profil de ces molécules dans les

organismes est très proche de celui du sédiment. Au contraire, la sulfaméthoxazole, son

métabolite la N-acétyl-sulfaméthoxaole, l’érythromycine, la vancomycine et la triméthoprime

sont des molécules largement majoritaires dans les eaux mais peu ou pas détectés dans les

organismes. Ces résultats ont montré qu’il y a une corrélation entre l’adsorption des

antibiotiques dans les sédiments et leur accumulation dans les gammares. En effet, les

antibiotiques ont tendance à être absorbés à la fois dans les sédiments et les gammares. Ces

résultats sont cohérents avec ceux de la littérature (Nebeker et al. 1989; Mulsow and Landrum

1995; Kaag et al. 1997; Delépée et al. 2004; Le Bris and Pouliquen 2004).

Nous avons observé que les teneurs des antibiotiques dans les poissons sont plus faibles

que celles des gammares. Les BAF des poissons sont également inférieurs à ceux des

183

gammares. Par contre, les BSAF des poissons sont supérieurs à ceux des gammares. Ce

constat est suprenant et ne peut s'expliquer du fait que les gammares vivent la plupart du

temps au contact du sédiment.

184

Conclusions et perspectives

Le principal objectif de cette thèse était de déterminer les apports d’antibiotiques aux

réseaux d’assainissement à l’échelle des petits bassins versants en Île-de-France et d’évaluer

les transferts entre les compartiments environnementaux. La stratégie initiale était donc de

pouvoir hiérarchiser l’importance des apports d’antibiotiques suivant les rejets domestiques et

les rejets hospitaliers au réseau assainissement, ensuite d'étudier leur devenir après traitement

des eaux usées, ainsi que leurs comportements dans les milieux récepteurs (rivières, sols

agricoles). L’accumulation chez des organismes aquatiques modèles constituait la dernière

problématique de ce sujet.

Pour atteindre ces objectifs, des méthodes de dosage de ces composés dans différentes

matrices (eaux, sédiments, sols et biotes) ont été développées. La mise au point de protocoles

analytiques, basés sur la technique de l’extraction en phase solide en ligne, a permis le

traitement d’un grand nombre d’échantillons, sur différents types de matrices allant de l’eau

de surface aux effluents de stations d’épuration (domestiques, hospitaliers et rejets).

Un procédé d’extraction par ultrasons a été optimisé pour le traitement de matrices plus

complexes, avec l’ajout d’une seconde étape de purification sur cartouche Oasis HLB, ce qui

a permis d’étendre son application aux matrices sols, sédiments et biotes.

L’analyse par LC-MS/MS a été développée pour l’étude des antibiotiques à des niveaux de

contamination très variables, allant de quelques ng L-1

(eau de surface) à plusieurs dizaines de

μg L-1

(rejet d’hôpital). L’ensemble des 25 composés ciblés a pu ainsi être quantifié par deux

analyses successives rapides (2x 12,5 min), robustes et reproductibles.

L’étude de la mobilisation des antibiotiques sur les colonnes de sol en laboratoire a montré

qu’en général les sulfamides et les glycopeptides sont très mobilisés dans les sols. Tandis que

les diaminopyrimidines, les fluoroquinolones, les tétracyclines, les macrolides (tylosine) et les

quinolones semblent être très peu ou non mobiles dans les sols. Ces résultats suggèrent que le

transport dans les sols des sulfamides, des glycopeptides et des nitro-imidazoles pourrait être

particulièrement préoccupant après l’épandage de boues urbaines ou des déchets d'élevage,

s’il est suivi de fortes précipitations sur les sols agricoles. Ces molécules peuvent être

185

transférées vers les eaux souterraines et les eaux de surface qui constituent des ressources en

eau potable. Les tétracyclines, les fluoroquinolones, les quinolones, les macrolides et les

diaminopyrimidines sont rapidement adsorbées sur les sols de surface donc elles peuvent

contaminer les eaux de surface plutôt par ruissellement. Les β-lactamines, les nitro-imidazoles

et les macrolides (érythromycine) sont dégradées presque complètement dans les sols.

L’étude de l’apport d’antibiotiques (rejet domestique et rejet hospitalier) aux réseaux

d’assainissement sur deux bassins versants élémentaires, a montré que plusieurs antibiotiques

sont détectés dans les effluents avec des concentrations très variables de l’ordre du ng L-1

à

une dizaine de µg L-1

. Les fluoroquinolones, les sulfamides (sulfaméthoxazole) et les

macrolides (érythromycine) sont des molécules les plus fréquemment détectées dans ces

effluents. La vancomycine, qui est strictement réservée au milieu hospitalier, est uniquement

retrouvée dans les rejets de l'hôpital, ce qui semble confirmer que cet antibiotique peut être

utilisé comme traceur spécifique des rejets hospitaliers. Les β-lactamines sont parmi des

molécules les plus consommées, mais nous ne les avons rarement détectées car elles sont

rapidement hydrolysées dans l’environnement.

Les concentrations d’antibiotiques mesurées dans les eaux usées de l’hôpital étudié sont

très élevées. Elles étaient environ 100 fois supérieures à celles observées dans les effluents

domestiques. L'effluent hospitalier contribue ainsi à 90 % des apports d’antibiotiques à la

STEP de la Charmoise. Cependant si les plus fortes concentrations sont retrouvées dans la

STEP de la Charmoise, les effluents domestiques de la STEP de la Prédecelle, ayant des

débits plus élevés, représentent des sources les plus importantes d'antibiotiques dans

l’environnement.

L’étude du devenir de ces molécules au cours des traitements d’épuration a mis en

évidence des comportements différents en fonction d’une part, des propriétés physico-

chimiques des molécules et d’autre part des filières de traitements du réseau d’eaux usées. Les

processus d’élimination mis en évidence pour les fluoroquinolones correspondent

majoritairement à des mécanismes d’adsorption, puis de décantation aboutissant à une

contamination des boues urbaines et potentiellement à un risque de transfert vers les sols en

cas d’épandage. Cependant, certaines molécules telles que la sulfaméthoxazole présentent des

concentrations qui augmentent après traitement ce qui pourrait s'expliquer par des

phénomènes de déconjugaison de métabolites qui restituent les molécules mères.

186

L’étude du comportement d’antibiotiques dans les rivières, a montré que les concentrations

retrouvées sont de l’ordre d'une centaine ng L-1

dans les eaux de surface et de quelques mg kg-

1 dans les sédiments. Dans la Charmoise, les concentrations en fluoroquinolones ont diminué

rapidement entre l'aval et en l'aval éloigné du rejet. Ces diminutions sont plus importantes en

été, néanmoins leur amplitude reste plus faible pour les autres molécules. La dissipation des

fluoroquinolones serait plutôt liée à leur adsorption dans les sédiments.

L’étude de la bioaccumulation des antibiotiques sur deux types d’organismes modèles : un

amphipode benthique le gammare (G. pulex) et deux espèces de poissons le goujon (Gobio

gobio) et la loche franche (Nemacheilus barbatulus) a montré que les antibiotiques sont

relativement faiblement bioaccumulés par rapport à la contamination du milieu. Dans le

gammare et les poissons, cette bioaccumulation est dominée par l’ofloxacine, la

ciprofloxacine et la norfloxacine, ces trois antibiotiques étant par ailleurs sont largement

majoritaires dans le sédiment.

Dans les gammares les niveaux de contamination chez les juvéniles sont largement

supérieurs. Une variation saisonnière a également été observée, bien que de plus faible

amplitude que chez les adultes. Ce qui suggère que, la contamination chez les juvéniles est

plutôt influencée par les conditions extérieures, tandis que chez les adultes l’accumulation

dépendrait à la fois de ces paramètres et de facteurs biologiques tel que le cycle de

reproduction.

L’étude de l’évolution spatiale de la contamination de la loche franche par les antibiotiques

a montré que les niveaux de contamination variaient selon les caractéristiques des sites de

prélèvement. Un gradient de contamination a ainsi été observé sur la Prédecelle, entre l’amont

et l’aval du rejet. Entre les deux espèces goujon et loche franche, une différence de niveau de

contamination a été observée, la loche franche vivant au contact permanent du sédiment étant

plus contaminé que le goujon.

Le degré de bioaccumulation varie selon l’embranchement (vertébré/invertébré). En effet,

les gammares bioaccumulent davantage les antibiotiques que les poissons (teneurs corporelles

plus forte, BAF et BSAF plus forts). Cependant les profils moléculaires observés chez le

gammare et chez les poissons étudiés sont différents. Les poissons ont vraisemblablement des

187

capacités métaboliques plus importantes que le gammare qui se situe à un niveau trophique

inférieur.

Des études ultérieures pourraient permettre de compléter les résultats obtenus dans le cadre

de ces travaux de thèse. Leurs problématiques concerneraient prioritairement les thèmes

suivants :

1) Modélisation de la mobilité des antibiotiques à travers le sol.

2) Accumulation biologique des antibiotiques par les plantes aquatiques

(bryophytes) et accumulation physique à partir de supports artificiels.

3) Répartition inter-tissulaire des antibiotiques chez le poisson.

188

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200

Annexe


des antibiotiques dans les gammares adultes et juvéniles dans la

Charmoise en aval 750 m du rejet de STEP

09/12/2009 06/01/2010 09/02/2010 10/03/2010 13/04/2010 18/05/2010 08/06/2010 05/07/2010 24/08/2010 28/09/2010 25/10/2010 23/11/2010 14/12/2010 11/01/2011

Température (°C)

Effluent hôpital - 16 17 17 21 22 25 22 27 24 21 18,5 20 18

Effluent domestique - 10 10 10 13 14,5 19 21 22 20 15 12,5 11 12

Entrée STEP - 10 11 12,5 15 17 20 21 22 21 17 16,5 11 10

Sortie STEP - 5 6 8 13 16 21 21 22,5 18 12 7 8 -

Amont du rejet - 2 2 3 12 12,5 18,5 20 19 14 7,5 6,5 4 4

Aval du rejet - 2 2 3,5 12,5 13 18 20 18 15 8,5 7 4 4

Aval éloigné du rejet - - 2 3,5 12 12,5 17,5 20 17,5 14 7,5 7 4 4

pH

Effluent hôpital 9,3 - - - 8,4 8 6,9 6,7 7,2 7,2 6,9 7,3 6,9 6,9

Effluent domestique 8,5 - - - 8,2 7,2 8,2 8,1 8 7,9 7,6 7,5 7,2 6,9

Entrée STEP 8 - - - 8 7,5 7,3 7,4 6,8 7,6 7 7,2 7,4 7,2

Sortie STEP 8 - - - 7,6 7,8 7,6 7,4 7,8 7,9 7,2 7,7 7,3 8,5

Amont du rejet 7,9 - - - 7,9 7,6 7,5 7,4 7,9 8,4 8,8 7,9 8,2 8,3

Aval du rejet 7,8 - - - 7,7 7,6 7,6 7,6 8,9 7,8 8,3 8,5 7,8 8,2

Aval éloigné du rejet 8 - - - 7,7 7,6 7,5 7,6 7,2 8,5 8,5 8,2 8,2 8,5

Conductivité

(µs/cm)

Effluent hôpital - 707 - - 966 1176 881 859 987 1284 827 972 1071 1007

Effluent domestique - 1247 - - 1456 1244 1302 1698 2050 1306 1483 886 1130 912

Entrée STEP - 1088 - - 1066 1291 1119 1207 1226 1039 1117 1154 1270 1041

Sortie STEP - 1115 - - 1531 1121 1095 1065 1199 1018 - 1041 1279 980

Amont du rejet - 675 - - 675 684 640 525 499 638 595 645 658 507

Aval du rejet - 838 - - 1012 924 830 659 606 727 - 704 765 669

Aval éloigné du rejet - - - - 920 835 802 950 605 680 676 - 898 667

(- nd : non déterminé)

201

Annexe 2 : Caractéristiques des échantillons de l’eau du bassin versant de la Prédecelle

10/12/2009 09/02/2010 13/04/2010 08/06/2010 29/09/2010 24/11/2010 01/01/2011

Température (°C)

Entrée STEP - 12 13 16,5 18 14 12

Sortie STEP - 10 13 18 19 14 11

Amont du rejet - 4 10 10,5 13 7,5 7

Aval du rejet - 4 12 14,5 11 9,5 6

pH

Entrée STEP 8,5 8,3 8,3 8,1 8,1 7,3 7,1

Sortie STEP 7,6 7,5 7,1 7 7,7 7,3 8,2

Amont du rejet 7,9 7,8 8,1 7,8 8,3 8,7 8,1

Aval du rejet 8 7,9 7,8 7,6 8,4 8,6 8,9

Conductivité

(µs/cm)

Entrée STEP - - 1367 1253 1272 1324 1196

Sortie STEP - - 1024 9837 967 927 947

Amont du rejet - - 770 791 663 660 614

Aval du rejet - - 885 695 824 770 610

(- nd : non déterminé)

202


des antibiotiques

dans les gammares adultes et juvéniles dans la Charmoise en aval 750 m du rejet de STEP

Teneur (µg kg-1

)

Adultes Juvéniles


Ofloxacine 26,6 52,3 75,6 49,0 74,8 87,9 100,5 88,2

Norfloxacine 5,3 17,6 43,9 9,7 78,2 83,4 90,5 81,9

Ciprofloxacine 4,9 8,4 14,6 7,3 24,0 26,5 28,9 26,2

Acide nalidixique 4,6 6,5 7,9 6,9 6,0 7,2 8,6 7,2

Triméthoprime 1,4 4,3 6,6 4,6 6,0 6,9 7,6 7,2

Fluméquine 2,1 3,4 5,3 3,5 4,2 5,6 6,5 5,6

203

Annexe 4 : Teneurs en antibiotiques (µg kg-1

) détectés dans les poissons prélevés à différents points de la Charmoise et de la Prédecelle

Rivière Points de

prélèvement Espèces Teneurs (µg kg

-1) Ofloxacine Norfloxacine Ciprofloxacine Triméthoprime Fluméquine

Prédecelle

A Loche franche

Fréquence de détection : 62 %

Minimale - - - - -

Moyenne 1,7 2,0 1,0 0,9 -

Maximale 3,9 4,0 2,8 2,5 -

Médiane 2,1 2,8 1,0 0,7 -

B Loche franche


Minimale 10,2 9,6 7,5 3,6 -

Moyenne 15,8 13,2 14,5 6,1 -

Maximale 25,9 17,2 23,5 8,7 -

Médiane 13,8 13,1 13,8 6,0 -

C

Loche franche


Minimale - - - - -

Moyenne 5,5 4,6 3,0 1,9 -

Maximale 12,9 10,4 6,0 3,4 -

Médiane 3,8 3,1 2,1 1,2 -

Goujon


Minimale - - - - -

Moyenne 2,0 - - 3,3 -

Maximale 5,4 - - 6,4 -

Médiane 1,8 - - 3,6 -

Charmoise D Loche franche


Minimale 15,6 4,7 4,9 3,4 2,4

Moyenne 21,8 14,9 12,7 10,9 4,9

Maximale 28,8 27,6 20,6 32,4 9,6

Médiane 21,0 10,9 13,7 8,6 3,8


204

Publications

Travaux de thèse :

Dinh Q.T., Alliot F., Moreau-Guigon E., Eurin J., Chevreuil M. et Labadie P. (2011)

Measurement of trace levels of antibiotics in river water using on-line enrichment and

triple-quadrupole LC-MS/MS. Talanta. 85 (3), 1238-1245.

Collaboration pendant la these

Yan C., Dinh T., Chevreuil M., Garnier J., Roose-Amsaleg C., Labadie P. et Laverman A.

Sub inhibitory antibiotic concentrations and effects on denitrification rates : fate of

antibiotics in rivers sediments. Soumis à Environmental Science and Technology.

Travaux de Master 2:

Dinh T., Tamtam F., Eurin J., Chevreuil M., Labadie P. Trace-level determination of

oxolinic acid and flumequine in soil, river water and bed sediment by microwave-assisted

extraction and high performance liquid chromatography with fluorimetric detection".

Soumis à International Journal of Environmental Analytical Chemistry

Tamtam F, Van Oort F., Le Bot B, Quoc Dinh T., Mompelat S., Chevreuil M., Lamy I.,

Thiry M. (2011) Assessing the fate of antibiotic contaminant in metal contaminated

soils four years after cessation of long-term waste-water irrigation. Science of the Total

Environment. 409(3), 540-547.

Tamtam F., Le Bot B., Dinh T., Mompelat S., Eurin J., Chevreuil M., Bonte P., Mouchel

J.-M. et Ayrault S. (2011) A 50-year record of quinolone and sulphonamide antimicrobial

agents in Seine River sediments. Journal of Soils and Sediments. 11 (5), 852-859.

Tamtam F., Mercier F., Le Bot B., Eurin J., Quoc Dinh T., Clément M. et Chevreuil M.,

(2008). Occurrence and fate of antibiotics in the river Seine in various hydrological

conditions. Science of the Total Environment 393 (1), 84-95.

these de doctorat de l’ecole pratique des hautes … · 2012-12-21 · entrant dans la station...

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