thème etude sur les maladies dermatophytes du dromadaire dans

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des Sciences Biologique

Mémoire En vue de l’obtention du diplôme de

MASTER ACADEMIQUE

Domaine : Science de la Nature et de la Vie

Filière : Biologie

Spécialité : Microbiologie Appliquée

Présente par : SAADOUN AICHA

Thème

Etude sur les maladies Dermatophytes du dromadaire dans la

région d’Ouargla (cas de teigne de la peau)

Soutenu publiquement

Le : 11/06/2015

Devant le jury :

Année universitaire : 2014/2015

UKM Ouargla Président M .C.B Mme

BAYOUSSF ZAHIA.

UKM Ouargla Encadreur M.A. A Mr BEN SACI MASSAOUD BACHARA.

DSA Ouargla Examinateur MAGISTER Mr BABELHADJ BAAISSA.

Je tiens tout d’abord à remercier DIEU le tout puisant de m’avoir aidé à

réaliser ce modeste travail.

Nous tenons à remercier plus particulièrement :

Mr BEN SACI Messaoud Bachagha maître assistant chargé de cours à

la faculté des sciences de l’ingénieur, université KASDI MERBAH

Ouargla d’avoir diriger ce travail qui sans ses encouragements nous

n’aurions pas progressé.

nous le remercions Je remercie également les membres du jury, Mr

Babelhadj Baaissa et Mme

BAYOUSSF ZAHIA.

Pour avoir accepté de présider ce jury et de porter bayoucef zahia son

jugement à ce travail. d’avoir examiné et jugé ce modeste travail.

Nous le remercions

Tous qui sont contribué a la réalisation de ce travail.

Liste des figures

N° Titres pages

01 Systématique des camélidés 02

02 Fructification caractéristiques des trois genres de dermatophytes 13

03 Les mécanismes d'infection utilisés par ascomycète les agents

pathogènes des animaux 16

04 Test de Chlamydosporulation 32

05 Examen mycologique d’un prélèvement cutanée 33

06 Aspect clinique des lésions chez les dromadaires 34

07 Rapport entre les différentes espèces fongiques 36

08 Aspect microscopique Examen direct (Grossissement : ×100) 37

09 Aspect microscopique Examen direct (Grossissement : ×100) 38

10 Micrographe d’une cellule épidermique infectée par champignon 39

11 Trichophyton mentagrophyte 40

12 Aspergillus niger 41

13 Aspergillus flavus. 42

14 Aspergillus fumigatus. 43

15 Aspergillus versicoler 44

16 Aspergillus terreus 45

17 résultats de test de chlamydosporation 46

18 Levures 46

Liste des tableaux

N° Titres pages

01 Epaisseurs de l’épiderme observées dans différentes régions anatomiques du

dromadaire 05

02 Résume la répartition des principaux dermatophytes suivant leurs origines 18

03 Récapitulatif des critères discriminants macroscopiques et microscopiques de

principales espèces aspergillaires 25

04 Rapport entre les différentes espèces fongiques 35

05 représentation répartition les espèces fongique sur les dromadaires infectées 47

Liste des annexes

N° Titres

01 Drmatophytes commonly seen in human ane veterinary practice

02 Espèces d’Aspergillus opportunistes

03 Éléments de fruvtfication du champignon schéma d’un Aspergillus

04 Les composition des milieux du culture utilise

Tables des matières

Liste des tableaux

Liste des figures

Liste des annexes

Introduction 1

Partie bibliographique

Chapitre I : Généralité sur dromadaire

I.1. Généralité sur dromadaire 2

I.2. Classification des camélidés 2

I .3. Morphologie générale du dromadaire 3

I.4. Répartition géographique 3

I.4.1. Dromadaire en Algérie 3

I.5. Modes d'élevage du dromadaire en Algérie 3

I.5. 1. Systèmes pastoraux extensifs 4

I.6. Mode d'alimentation 4

I.7. Caractéristiques physiologiques 4

I.8. Histologie de la peau du dromadaire 5

I.8.1.Epaisseur de la peau du dromadaire 5

I.8.2. Structure de l’épiderme 5

I.8.2.1. Stratum basale 6

I.8.2.2. Le stratum spinosum 6

I.8.2.3. Le stratum granulosum 7

I.8.2.4. Stratum lucidum 7

I.8.2.5. Stratum corneum 7

I.8.3. Structure du derme 7

I.8.4. Annexes cutanées 8

I.8.4.1.Follicules pileux 8

I.8.4.1.1. Groupes de follicules pileux 8

I.8.4.1.2. Structure du follicule pileux 8

I.8.4.2. Le muscle arrectorpili 9

I.8.4.3. Les glandes sébacées 10

I.8.4.3.1. Les glandes sudoripares

ChapitreII : dermtophytose et les champignons responsables maladies

II. Dermatophytose du dromadaire 11

II.1. Définition 11

II.2. Agents pathogènes 11

II.3. Caractères généraux 13

II.3.1. Classification 13

II.3.2. Caractères morphologique 13

II.3.2.1. Les caractères macroscopiques 13

II.3.2.2. Les caractères microscopiques 13

II.4. Nutrition et croissance 14

II .5. Evolution des lésions 14

II .6. Mode de vie 16

II .7. Origine et contamination des dermatophytes 16

II .7.1. Contamination d'origine humaine 16

II .7. 2. Contamination animal 17

II .7. 3. Contamination d'origine tellurique 17

II .8. Physiopathologie 18

II .8.1. Le parasitisme fongique cutané 18

II .8.2. Le parasitisme fongique capillaire et pilaire 18

II .9. Aspects clinique 18

II .10. Traitement 19

II .10.1. Traitements Tonte du pelage 19

II .10.2. Traitements topiques (locaux) 20

II .10.3. Traitements systémique 20

II .11. Décontamination environnementale 20

III. Principaux champignons responsables 21

III.1. Aspergillus 21

III.1.1. Définition 21

III.1.2. Classification 21

III.1. 3. Epidémiologie 22

III.1. 3.1. Agents pathogènes 22

III.1. 3.2. Caractères généraux 22

III.1. 3. 3. Espèces pathogènes 23

III.1. 3. 4. Pouvoir pathogène 23

III.1. 3. 5. Modes de contamination 23

III.1. 3. 6. Caractères morphologiques 23

III.2. Candida 26

III.2. 1. Définition 26

III.2. 2. Classification 26

III.2. 3. Epidémiologie 26

III.2. 3.1. Caractères généraux du candida 26

III.2. 3.2. Les espèces pathogènes 26

III.2. 3.3. Pouvoir pathogène 26

III.2. 3.4. Source de contamination 26

III.2. 3. 5. Mode de contamination 27

III.2. 3.6. Caractères morphologiques 27

III.2. 3. 7. Caractères physiologiques 27

Partir pratique

Chapitre III : Matériel et méthodes

I.1. Lieu et période d’étude 28

I.2. Milieux de culture 29

I.2.1. Sabouraud simple 29

I.2.2. Sabouraud Chloramphénicol 29

I.2.3. Sabouraud Actidione 29

I.2.4. Pomme de Terre - Carotte- Bile (PCB) 29

I.3.1. Echantillons 30

I.3.2. Examen direct 30

I.3.3. Culture 30

I.3.3. 2. Isolement 30

I.3.3. 3.Identification 31

Chapitre IV : Résultats et discussion

II. Résultats 36

II.1.Lésions 36

II.1.2. Rapport de la positivité des échantillons 37

II.1.3. Résultats d’isolement et d’identification des germes 37

Discussion 49

Conclusion 51

Référence 53

Annexes

Introduction

Introduction

1

Introduction

Dans le monde, une grande part des zones consacrées à l’élevage se situe dans les régions

arides et semi-arides. Pour répondre au défi alimentaire mondial en développant la mise en valeur

de tels territoires, le dromadaire est un animal particulièrement adapté (Faye,1997).

Dans le Sud Est Algérien, son importance sur les plans économique et social est indiscutable.

Son élevage, majoritairement de type pastoral extensif constitue la source principale de revenus de

certaines populations, et est considéré comme la base sociale de certaines tribus Sahraouies (Abrak,

2000).

Le développement de l’élevage du dromadaire se heurte à différents problèmes d’ordre

zootechniques, sanitaires… d’autant plus que le mode d’élevage ne facilite pas le suivi vétérinaire.

Parmi les premiers l’alimentation, provenant essentiellement des parcours, reste tributaire des

conditions climatiques. Parmi les seconds, la trypanosomose, le parasitisme gastro-intestinal, les

diarrhées néonatales du chamelon, les affections cutanées sont responsables de pertes économiques

directes ou indirectes importantes (Blajan et al., 1989).

Les maladies cutanées constituent un des soucis majeurs des éleveurs dans Algérie. la plus

fréquemment évoquée est dermatophytose.

La teigne (dermatophytie, dermatophytose) est une infection causée par des fungi

(champignons) qui ont la particularité unique d’envahir et de proliférer dans les tissus kératinisés

tels les poils, la couche cornée de l’épiderme, les ongles et les griffes.

La teigne est une dermatose contagieuse due à des dermatophytes, les plus fréquemment

incriminés chez le dromadaire appartenant au genre Trichophyton. (El Jaouhari et al., 2004).

chez le dromadaire elle est due le plus souvent à des dermatophytes du genre trichophyton

mentagrophyte .Mais certaines forme généralisées ont des généralisées ont des répercussions sur

l’état de l’animal . Actuellement les traitements médicaux ou traditionnels restent fastidieux et

d’une efficacité relative (Faye 1997 ; Maallem et al ., 2002 ; El Jaouhari et al .,2004 ;) .

La lesion typique se presente sous la forme d’une lesion nummulaire d’evolution centrifuge

lente dont le diametre varie de 1 à 10 cm. ( Kumar et al., 1992 ; Khallaayoune et al., 2000).

Les lésions surviennent sur le cou, les épaules, la tête et les flancs. Elles se caractérisent par des

dépilations multifocales circulaires, peu ou pas prurigineuses, circonscrites. Les poils sont hérissés,

cassés et les zones touchées sont recouvertes secondairement par une croûte épaisse (Faye, 1997).

Le traitement de la teigne est long et fastidieux. Il requiert l’application répétée de solutions iodées

(Faye, 1997).

Notre étude avait donc pour objectifs :

Connaître les principales espèces fongiques responsables des dermatiphytoses .

Etablir le panorama des espèces de dermatophytes isolées des dermatophytes du dromadaire.

Partie bibliographique

Chapitre I Généralités sur dromadaire

Chapitre Généralités sur dromadaire

2

I.1 : Généralité sur le dromadaire

Le dromadaire est animal domestique par excellence des desserts caractérises par une longue

période sèche et chaude souvent supérieure a huit mois et par des précipitations rare et faibles

comprises entre 50et 550 mm par an (Ramet, 1993).

I.2 : Classification des camélidés

Le dromadaire appartient au genre Camelus et à la famille des Camélidés (Camelidae)

(Musa, 1990 ; Faye, 1997) Ont signalé que les Camélidés d’Asie, confrontés au froid et à l’aridité

comme dans le désert de Gobi, évoluèrent en chameau à deux bosses : le chameau de Bactriane.

Ceux qui se déplacèrent dans les régions chaudes et arides, Afrique et Moyen-Orient, évoluèrent en

chameau à une bosse : le dromadaire. La famille des camélidés ne comprend que deux genres

Camelus et Lama. Le genre Camelus occupe les régions désertiques de l’Ancien Monde (Afrique,

Asie et Europe) alors que le genre Lama est spécifique des déserts d’altitude du Nouveau

Monde(les Amériques) où il a donné naissance à quatre espèces distinctes (Musa, 1990 ; Faye

1997).

Règne Animal

Embranchement de Vertébrés

Classe de Mammifères

Ordre d’Artiodactyles

Famille de Camélidés

Genre Camelus Genre Lama

Espèce Camelus dromedarius Espèce Lama glama

Espèce Camelus bactrianus Espèce Lama guanacoe

Espèce Lama pacos

Espèce Lama vicugna

Fig1 : Systématique des camélidés (Musa, 1990 ; Faye, 1997)


3

I .3 : Morphologie générale du dromadaire

A rapporté que le dromadaire est très distinct des autres animaux domestiques, notamment par

la présence d’un long cou, de la bosse et de la callosité au niveau de sternum. La tête est large, le

cou large et fin, coussinet sternal maintenant l’abdomen légèrement au-dessus du sol, le dromadaire

ne possède pas de cornes, les oreilles sont petites, les yeux larges et saillants, les narines longues

peuvent être réormées pour les besoins de l’animal, la lèvre supérieure est divisée, fondue, poilue

extensible et très sensitive, la lèvre inférieure est large et pendante, les membres sont puissants.

L’animal a des glandes derrière la tête qui servent à la transpiration. La peau est souple recouverte

de poils. Le rallongement est souvent au niveau des épaules et de la bosse, la couleur des poils est

généralement brune variant au chocolat foncé à presque noir à rouge ou rouille fauve à presque

blanche chez quelques types (Wilson, 1989).

Ces particularités morphologiques et anatomiques pourraient expliquer la capacité d’adaptation

du dromadaire en milieu désertique que les autres herbivores domestiques.

A propos de l’anatomie digestive du dromadaire (Wilson, 1989).

I.4 : Répartition géographique

L’aire de répartition géographique du dromadaire, se situe, aux niveaux des zones tropicales et

subtropical et s’étende, aux régions arides et semi-aride du nord de l’Afrique (Mauritanie) jusqu’au

nord- ouest du continent (Siboukeur, 2007).

Selon les statistique FAO ,la population camelin mondiale s’élève à environ 19 millions de

têtes dont plus de 15 million sont recensées en Afrique et 3 ,6 million en Asia .la grande majorité de

cette population (84%) sont des dromadaire (camelus dromadaire)qui vivent dans les régions arides

du nord est de l’Afrique .Le reste (6%) sont des « bactrians » (Camelu sbatrianus) qui sont des

chameaux à deux bosses peuplant les de l’Asie .Ce nom leur a été donné par « Baktriane » .suitée

au nord de l’Afghanistan ; où cette espèce était initialement implantée (Farah ,1993) .

I.4.1 : Dromadaire en Algérie

Le dromadaire est présent dans 17 de ces wilayat (8 sahariennes et 9 steppique) avec 268 .560

têtes en 2005, 75% du cheptel dans les wilayat sahariennes (Ouargla Ghardaïa El-Oued

Tamanrasset Illizi Adrar Tindouf et Bechar et 25 % du cheptel dans neuf wilaya steppique (Biskra

Tébessa khenchela Batna Djelfa El-Bayad Naama Laghouat et M’sila) (Ben aissa, 1989).

I.5 : Modes d'élevage du dromadaire en Algérie

Système élevage pratique en Algérie est le système extensif bas sur la consommation des

plantes des parcours sahariens (Adamou, 2008).

http://www.jle.com/fr/recherche/recherche.phtml?dans=auteur&texte=Abdelkader+Adamou+


4

I.4. 1 : Systèmes pastoraux extensifs

Ce sont les plus répandus : il s’agit de déplacements réguliers ou aléatoires des troupeaux à la

recherche des meilleurs pâturages à proximité des points d’abreuvement. Le grand nomadisme est

un cas particulier peu répandu, caractérisé par un déplacement permanent sur de grandes distances.

Le dromadaire est un animal à cycle long, avec une puberté tardive, une croissance lente, une

productivité faible et un taux de mortalité qui peut être élevé. De fait l’élevage pastoral est un

élevage à risque, mais les chameliers développent des stratégies visant à sécuriser l’élevage des

dromadaires (Abaab et al ., 1995).

Tout d’abord la répartition des risques dans l’espace permet de lutter contre les aléas politiques

climatiques et sanitaires. Il y a aussi répartition des risques entre espèces, en associant l’élevage de

dromadaires avec celui des petits ruminants ou des bovins. Ainsi on sacrifie plus facilement un petit

ruminant, car son cycle sexuel est plus court, permettant un renouvellement plus rapide. Enfin il y a

une répartition des risques dans le temps en confiant les animaux à des proches ou des membres du

clan, ce qui tisse un réseau social de solidarité (Abaab et al ., 1995).

Cela permet de répartir les risques dans l’espace en multipliant les zones d’élevage, mais aussi

d’anticiper les coups durs car le rapatriement des bêtes vers leur cheptel d’origine est rapide.

I.6: Mode d'alimentation

Le mode d'alimentation le plus répandu chez les dromadaires est la pâture libre. Elle est la plus

avantageuse car l'animal choisit librement les espèces végétales existant dans la zone de pâture. Les

besoins alimentaires du dromadaire sont modestes et dans les conditions de sécheresse grave

l'animal peut limiter sa ration alimentaire (Gauthierpilters, 1974).

I.7: Caractéristiques physiologiques

Pour limiter ses pertes en eau et résister aux variations extrêmes de son état d'hydratation, le

dromadaire dispose d'une stratégie reposant essentiellement sur :

Le rein qui semble jouer un rôle primordial en permettant au dromadaire de concentrer ses

urines

La limitation des pertes fécales par réabsorption de l'eau au niveau intestinal.

La température corporelle qui varie selon la température extérieure, ce qui permet au

dromadaire de limiter les pertes par sudation.

Le faible rythme respiratoire.

Les globules rouges qui peuvent changer de volume selon l’état d’hydratation de l’animal

Ces caractéristiques physiologiques permettent au dromadaire d'avoir un rythme

D’abreuvement faible au vu des conditions de milieu (Faye, 1997).


5

I.8 : Histologie de la peau du dromadaire

I.8.1:Epaisseur de la peau du dromadaire

L’épaisseur moyenne de la peau du dromadaire est de 3,7 mm (Lee et al ., 1962). Elle est de

4,2 mm en moyenne au niveau du thorax et membre thoracique, et peut atteindre 6,5mm dans le

coussinet plantaire et 7,6 mm dans la callosité sternale (Khabous, 1987).

Dans la région abdominale et du membre pelvien, la moyenne se situe à 3,5 mm. L’épaisseur varie

entre 2,7 mm dans la région mammaire, 5,84 mm au niveau du grasset et 7,05 mm dans le coussinet

plantaire (Abi, 1987).

Le tableau ci-après reprend les valeurs de l’épaisseur de l’épiderme chamelle de deux ans :

Tab. 01: Epaisseurs de l’épiderme observées dans différentes régions anatomiques du

dromadaire (Khabous et al., 1987).

Thorax et membre thoracique Abdomen et membre pelvien

Epaisseur moyenne 39,5 μm 44,3 μm

38,3 μm pour l’abdomen

50,2 μm pour le membre

Pelvien

Valeurs maximales (site) 1,8 mm (callosité sternale)

0,080 mm (bosse)

2,7 mm (coussinet plantaire)

0,2 mm (grasset

Valeur minimale (site 25 μm (région axillaire)

L’épaisseur du derme est en moyenne de 4,13 mm pour la région anatomique du thorax et du

membre thoracique. Seul le sternum constitue une région où l’épaisseur du derme est

statistiquement et de manière significative supérieure à la moyenne, atteignant 6,8 mm (Khabous

1987).

Pour l’abdomen et le membre pelvien, l’épaisseur moyenne du derme est de 3,68 mm. Il existe

des variations significatives selon les régions, avec par exemple un derme assez fin dans la région

mammaire (2,67 mm) et bien plus épais au niveau du genou (5,57 mm) (Abi, 1987).

I.8.2 : Structure de l’épiderme

Chez le dromadaire, la structure histologique de l’épiderme ne présente pas de particularité par

rapport à celle des autres espèces domestiques. Elle consiste en un épithélium stratifié squameux

kératinisé, présentant 5 populations cellulaires. De la couche la plus profonde à la plus superficielle

se succèdent le stratum basale, le stratum spinosum, le stratum granulosum, le stratum lucidum


6

(inconstant) et le stratum corneum. L’épaisseur de ces différentes couches varie selon les régions du

corps (Ramiche, 2001).

I.8.2.1 : Stratum basale

Il est constitué chez le dromadaire d’une seule couche de cellules cubiques à cylindriques

perpendiculaire à la surface cornée. Les cellules basales cubiques se retrouvent plutôt dans les

régions à épiderme fin, les cellules cylindriques dans les régions à épiderme épais comme le

sternum, les coussinets plantaires. Des cellules basales de forme prismatique se retrouvent dans les

régions inguinale et mammaire (Khabous et al ., 1987).

Les figures de mitose sont fréquentes dans les cellules basales, à l’origine de la prolifération

des cellules épithéliales. L’analyse en microscopie électronique révèle la présence de nombreux

Hémidesmosomes aux jonctions intercellulaires, de tonofilaments et de granules mélaniques dans

les cytoplasmes cellulaires. Il existerait deux populations de cellules basales. Le premier est

constituée de cellules à base plate, comportant peu de tonofilaments cytoplasmiques. Laseconde est

constituée de cellules dont la base présente de nombreuses circonvolutions, s’entremêlant avec le

derme sous-jacent. Leurs cytoplasmes contiennent des congrégations de tonofilaments qui

s’étendent aux projections basales de cytoplasme dans le derme et se connectent aux hémi-

desmosomes. Ces cellules permettraient un ancrage solide de l’épiderme dans le derme, alors que

les premières seraient plutôt des cellules souches indifférenciées, impliquées seulement dans la

prolifération cellulaire (Pfeiffer et al. , 2005).

La couche germinative repose sur une membrane basale séparant l’épiderme du derme. Celle-

ci présente des ondulations très prononcées, notamment dans les zones à épiderme épais. Ceci

permettrait d’augmenter la surface de contact entre derme et épiderme, et diminuerait ainsi les

risques d’arrachement dans ces zones soumises à de fortes contraintes mécaniques. (Abi et al.,

1987).

I.8.2.2 : Stratum spinosum

Situé au dessus de la couche germinative, il est constitué de 2 à 4 couches cellulaires dans les

régions à épiderme mince comme le creux du flanc, les régions périnéale et péri anale, 5 à 10

couches dans les régions à épiderme épais comme le genou ou la région plantaire (Abi, 1987).

Dans la callosité sternale on observe jusqu’à 20 assises cellulaires composant le stratum

spinosum et jusqu’à 80 dans le coussinet plantaire (Khabous, 1987).

Les kératinocytes sont de forme irrégulière et joints entre eux par des hémidesmosomes. Les

cellules les plus externes présentent un aplatissement plus marqué (Pfeiffer et al ., 2005).


7

I.8.2.3 : Stratum granulosum

Le nombre d’assises cellulaires de cette couche varie selon les régions : de 2 dans les régions à

épiderme mince, jusqu’à 6 dans les régions à épiderme épais (Abi, 1987). Les cellules les plus

superficielles du stratum granulosum ont perdu leurs noyaux. Les autres présentent un noyau

elliptique à ovoïde et un cytoplasme contenant de nombreuses granulations denses de kératohyaline.

En microscopie électronique, les changements les plus frappants par rapport au stratum

spinosum sont : l’augmentation de l’aplatissement cellulaire, l’agrégation de tonofilaments en

groupe de filaments denses, des modifications nucléaires (Aplatissement du noyau, visualisation

d’hétérochromatine périphérique), augmentation du nombre de granules de mélanine.

Les tonofilaments cytoplasmiques sont connectés aux des mosomes aux jonctions

intercellulaires (Pfeiffer et al ., 2005).

I.8.2.4 : Stratum lucidum

Cette couche inconstante est observable uniquement au niveau du grasset, de la callosité sternale

et des coussinets plantaires. Elle se présente comme une couche homogène claire acidophile formée

de cellules sans noyau, représentant une zone de transition, comprimée entre la couche granuleuse

et la couche cornée (Abi et al ., 1987).

I.8.2.5 : Stratum corneum

Le stratum corneum est constitué de 6 à 10 couches de cornéocytes aplatis. La plus profonde

est bien attachée au stratum granulosum sous-jacent, alors que les espaces intercellulaires

augmentent lorsqu’on s’approche de la surface de l’épiderme. On peut y observer des vestiges de

grains de mélanine (Pfeiffer et al., 2005). La détermination précise de l’épaisseur de la couche

cornée est difficile, car une partie est souvent arrachée et perdue lors de la réalisation et de la

préparation histologique des prélèvements. Dans les régions plantaires et du genou, cette couche

représente environ les trois quarts de l’épaisseur totale de l’épiderme (Abi ; 1987). Elle est aussi

très développée dans la callosité sternale où elle mesurerait 1,4 mm environ (Khabous, 1987).

I.8.3 : Structure du derme

La structure histologique du derme du dromadaire ne comporte pas de particularités par rapport

à celle des autres espèces domestiques. Le derme se présente sous la forme d’une couche compacte

et épaisse de tissu conjonctif, contenant de nombreux capillaires, veines et artères, des follicules

pileux,… Ceux-ci constituent généralement des groupes de follicules pileux, auxquels sont associés

le muscle arrectorpili, des glandes sébacées et des glandes sudoripares (Pfeiffer et al., 2005).

Deux couches sont distinguables au sein du derme (Abi, 1987).


8

La première, superficielle et mince est la couche papillaire. Elle est constituée de fibres fines

lâchement arrangées entre elles, et envoie des papilles dermiques dans l’épiderme, notamment dans

les régions en contact fréquent avec le sol. La seconde, profonde et épaisse, est la couche réticulaire.

Elle est constituée de grosses fibres conjonctives irrégulièrement distribuées et orientées dans tous

les sens. Elle contient de nombreux fibroblastes. Dans la bosse, la callosité sternale et les coussinets

plantaires, on y observe des ilots d’adipocytes. Ces deux couches ne sont bien distinctes que dans la

région plantaire (Khabous, 1987).

I.8.4 : Annexes cutanées

I.8.4.1 : Follicules pileux

I.7.4.1.1 : Groupes de follicules pileux

Chez le dromadaire, les follicules pileux forment des groupes (Pfeiffer et al ., 2005),bien qu’il

en existe des isolés, notamment dans les régions lombaire et périnéale (Abi, 1987).

Un groupe folliculaire (GF) se compose de follicules pileux primaires (FPP), secondaires(FPS), de

glandes sébacées, de glandes sudoripares, le tout étant entouré d’une capsule conjonctive. Un

groupe folliculaire contient en moyenne 3, et jusqu’à 5 follicules pileux primaires, et en moyenne

18 follicules pileux secondaires (Abi, 1987). Ils se situent à des profondeurs de 100 à 350 μm. Leur

densité varie selon les régions du corps :

- 168 GF/cm² en moyenne sur l’abdomen et le thorax

- 78 GF/cm² dans la région du grasset

Ils sont par contre absents des coussinets plantaires des quatre membres.

La profondeur des follicules pileux primaires varie entre 600 et 1500 μm, alors que les secondaires

se situent rarement au-delà de 600 μm. La densité moyenne des follicules pileux primaires est de

483 FPP/cm² avec de larges variations régionales. Celles des follicules pileux secondaires est de

2747 FPS/cm² (Abi, 1987). Ces derniers joueraient un rôle dans la limitation de gain de chaleur à

partir de l’environnement.

I.8.4.1.2 : Structure du follicule pileux

Elle est identique à celle des autres espèces, de forme tubulaire, comprenant 4 couches

concentriques de cellules épithéliales : la gaine épithéliale interne, la gaine épithéliale externe, la

membrane vitrée, le sac fibreux du tissu conjonctif. Dans le bulbe pileux toutes ces couches

fusionnent.

La structure du poil de dromadaire ne présente pas de distinctions par rapport à celle des autres

espèces. Il existe chez cette espèce deux types de poils : permanents sur la queue, de couverture sur

le reste du corps (Ramiche, 2001).


9

I.8.4.2 : Le muscle arrectorpili

Il est constitué d’un faisceau de fibres musculaires lisses. Il s’insère d’une part sur le sac

fibreux du follicule pileux, sous les glandes sébacées. Son trajet est à peu près parallèle au follicule

pileux jusqu’au niveau des glandes sébacées, puis il devient oblique jusqu’à son insertion dans le

derme papillaire (Ramiche, 2001).

I.8.4.3 : Les glandes sébacées

Ce sont des glandes en grappe de type acineux simple : plusieurs acini convergent vers un

canal excréteur court se vidant dans le follicule pileux. L’épithélium glandulaire est une

invagination de la gaine épithéliale externe, amas de cellules polygonales. Près du canal on peut

observer des cellules distendues qui vont dégénérer pour expulser leur contenu, le sébum, qui

apparait comme un liquide translucide (Abi, 1987).

Situées dans les groupes folliculaires, à des profondeurs comprises entre 350 et1000μm, les

glandes sébacées sont grandes autour des follicules pileux primaires et plus petites autour des

follicules pileux secondaires (Abi, 1987). Leur densité sur l’abdomen et les membres pelviens est

en moyenne de 2350 glandes/cm². Elles sont très abondantes dans les régions axillaire et périnéale,

plus nombreuses sur le membre thoracique que sur le thorax (Khabous, 1987), soit l’inverse de la

distribution observée pour les follicules pileux.

Elles sont absentes des coussinets plantaires.

Leur ultra structure n’est pas spécifique, une membrane basale entoure les cellules les plus

externes de la glande (Pfeiffer et al., 2005).

I.8.4.3.1 : Les glandes sudoripares

Elles se répartissent sur tout le corps du dromadaire, contrairement à ce qui avait été décrit

dans des études plus anciennes (Lee et al ., 1962). Ce sont des glandes tubuleuses simples. La partie

sécrétoire se situe dans le derme profond. Leur répartition est hétérogène, la densité moyenne sur le

corps de l’animal étant proche de 500/cm². Les plus faibles densités se retrouvent au niveau

plantaire (140/cm²), les plus fortes densités sur les fesses, autour de l’anus (700/cm²) et dans la

région mammaire (627/cm²) (Abi et al ., 1987).

Les glandes sudoripares sont toujours associées aux follicules pileux primaires, situées sous les

glandes sébacées, sauf dans les régions plantaires où elles sont seules et présentent les plus grandes

dimensions par rapport aux autres régions.

La partie sécrétrice est semblable à celle des autres animaux, située sous le follicule pileux.

Situé dans le derme profond, le tubule sécrétoire se replie sur lui-même pour former le peloton

sécrétoire. L’épithélium comprend deux assises cellulaires, avec des cellules prismatiques


10

et cubiques, le cytoplasme contenant des gouttelettes de sécrétions claires. La différence de forme

de ces cellules traduit peut-être des stades d’activité glandulaire différents, ou différents états de

dilatations des tubules. Tout au long des tubules sécrétoires, on note la présence inhabituelle de

cellules myoépithéliales (Abi, 1987).

La surface apicale des cellules glandulaires est recouverte de microvillosités. Le contenu est

relargué par exocytose. A la base de cellules sécrétoires, des cellules myoépithéliales entourent la

glande (Abi et al ., 1987). Le canal excréteur présente un trajet droit, parallèle aux follicules pileux.

Il se situe en général dans le tissu conjonctif entourant le follicule pileux primaire, mais il peut aussi

être seul, comme c’est le cas au niveau plantaire. Il s’ouvre au niveau du collet du follicule pileux

au dessus du canal sébacé, comme chez les ruminants. Les canaux excréteurs sont constitués de

cellules basales myoépithélioïdes et de cellules proches de la lumière, recouvertes de microvillosités

(Pfeiffer et al., 2005).

Chapitre II Dermatophytose et les

champignons responsables

maladies

Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies

11

II : Dermatophytes du dromadaire

Le dromadaire est fréquemment et sévèrement infesté par des ectoparasites qui l’affaiblissent

et le rendent sensible aux surinfections (Faye et al ., 1997) .

II.1 : Définition

Les dermatophytes sont des affections causées par des champignons filamenteux

microscopiques qui ont une affinité pour la kératine (épiderme, ongles, poils, cheveux). Ils

provoquent chez l’homme et les animaux des lésions superficielles appelées dermatophyties :

épidermophyties (épiderme), intertrigo (plis), onyxis (ongles), teignes (cheveux), folliculites (poils).

ils attaquent avec prédilection la kératine de la couche cornée de la peau, des poils des

cheveux et des ongles de l'homme;

ils se cultivent en général facilement sur des milieux artificiels peptones ou sucrés;

ils sécrètent des produits antigéniques groupés sous les noms de trichophytine et

Epidennophytîne

ils sont sensibles à l'action fongistatique de la griséofulvine. (Bouchet et al ., 1989) .

Les mycoses sont des motifs fréquents de consultation en dermatologie.

II.2 : Agents pathogènes

Les genres de dermatophytes sont de définis d’après les caractères morphologie de l’élément

de reproduction asexuée rencontres en culture.

La reproduction asexuée s’effectue sur le mode thallique solitaire, et conduit à la formation

de deux types de spores asexuées ou conidies (également appelées aleuries) des spores

unicellulaires appelées microconidies ou microaleuries, et des spores pluricellulaires, à base

tronquée et cloisonnée transversalement, les macroconidies ou macroaleuries. On retrouve

également des chlamydospores, spores asexuées qui ne se Détachent pas du mycélium.

Le genre Microsporum, il existe la plupart du temps, des macroconidies fusiformes a paroi

épaisse et rugueuse, de grande taille (40 à 160 μm sur 8 à 20 μm ) et des microconidies

piriformes (parfois rondes) ils parasitent la peau et les cheveux et rarement les

ongles(Gruby, 1843) .

Le genre Trichophyton regroupe des espèces très différentes. Certaines (Trichophyton

verrucosum, Trichophyton schoenleinii, Trichophyton violaceum) donnent rarement des

spores. D'autres, donnent des macroconidies à paroi et cloisons minces et lisses, de petite

taille (10 à 50 μm sur 3 à 6 μm) et des microconidies rondes ou piriformes (Trichophyton

mentagrophytes, Trichophyton rubrum, Trichophyton,tonsurans)(Delorme et al. , 1997) .Ils

parasitent la peau et les phanères (Mamsten, 1845) .


12

Le genre Epidemophyton, seules les macroconidies sont présentes (20 35x 6-8 μm) en forme

de massues, à paroi et cloisons minces, elles sont disposées en bouquet (Euzeby ,2003).

Parasite uniquement la peau (Sabouraud, 1907).

Microsporum canis Microsporum audouinii

Microsporum gypseum

Trichophyton verrucosum Trichophyton mentagrophytes

Trichophyton rubrum Trichophyton tonsurans

Epidermophyton floccosum

Fig. 02 : Fructification caractéristiques des trois genres de dermatophytes (Delorme et

al. , 1997)


13

les principaux espèces touches les dromadaires sont :

Microsporum gypseum , Trichophyton verrucosum , Trichophyton tonsurans ,

Epidermophyton floccosum.

II.3 : Caractères généraux

II.3.1 : Classification

Les dermatophytes appartiennent à la classe des Ascomycètes ce qui suppose une reproduction

sexuée par l’intermédiaire de spores, à la famille des Arthrodermataceae et à l’ordre des

Onygénales. Cependant, en pratique de laboratoire, la forme sexuée de ces champignons est très

rarement observée. Ainsi, leur classification repose sur la reproduction asexuée. Les dermatophytes

sont alors classés dans le Phylum des Deutéromycètes (ou Fungi imperfectif, les champignons

imparfaits) et la classe des Hyphomycètes (De Hoog et al., 1989 ; Van Cutsem et al.,1992) .

La classification actuellement utilisée est la classification d’Emmons (1934), elle reconnaît trois

genres :

- Le genre Microsporum.

- Le genre Trichophyton.

- Le genre Epidermophyton. (Weitzmann et al., 1995).

II.3.2 : Caractères morphologique

Deux types de caractères morphologiques sont à envisager :

Les caractères macroscopiques concernant l’aspect des cultures ;

Les caractères microscopiques

II.3.2.1 : Les caractères macroscopiques

Sont des éléments d’orientation précieux dans l’identification des dermatophytes

II.3.2.2 : Les caractères microscopiques

L’examen microscopique entre lame et lamelle montre un mycélium cloisonne d’aspect régulier

(à bords parallèles) qui peut se transforme : mycélium en raquette ou en tige de bambou .Ces

mycélium porter des chlamydospores. Il peut également s’accompagner de formations ornementales

souvent caractéristique comme les villes, les organes nodulaires les organes pectinés (en forme de

peigne).

La distinction de genre repose sur la nature des spores qui se différencient sur les hyphes : les

micropores et macrospores.

Les micropores encore appelées microcondies, aleuries, ou aleuriospores correspondant à un

appareil cnidiens régressé ; rondes ou piriformes, elles se répartissent sur le mycélium selon des

aspects plus ou moins typiques.


14

Aspect en a cladium régulièrement de part et d’autre d’hyphe, aspect en croix de larraine. Les

macrospores, macroconidies, fuseaux ou dictyospores sont des conidies pluricellulaire de grande

taille (Bouchet et al., 1989).

II.4 : Nutrition et croissance

Les dermatophytes sont immobiles, dépourvus de flagelles et se nourrissent par absorption des

principes nutritifs dissous dans le milieu qui les entoure. Sans chlorophylle, ils utilisent le carbone

de composés organiques (Chermette et al ., 1993). Les dermatophytes pathogènes utilisent donc les

substances organiques d’espèces animales, ce qui est ainsi du parasitisme. Plus précisément, ils se

nourrissent de kératine jeune dans les poils, les phanères ou la couche cornée de l’épiderme. Le poil

n’est infecté que dans sa phase anagène de croissance. En général, ils ne survivent pas dans les

cellules vivantes (Wright, 1998). La kératine est dégradée grâce à des enzymes.

L’infection commence par la germination des conidies déposées à la surface de la peau de

l’hôte. Les filaments mycéliens ainsi formés cheminent dans le stratum corneum, pénètrent dans un

follicule pileux en formant un cône mycosique, descendent dans la gaine externe, puis pénètrent

dans la gaine interne du follicule et dans le poil en arrivant à l’infundibulum. Les filaments arrivent

alors dans l’espace virtuel entre la gaine interne et le poil, à la recherche de kératine jeune

nécessaire à leur développement. Ils passent ensuite dans le cortex du poil entre deux écailles de la

cuticule ou bien au travers d’une écaille. Le développement vers la racine du poil s’arrête lorsque la

kératine disparaît en constituant la frange d’adamson (Wright, 1998).

D’autres filaments pénètrent dans la gaine interne. Certains filaments se transforment en

arthroconidies. La croissance du poil se poursuit ensuite ce qui entraîne les portions infectées vers le

haut. L’expansion du dermatophytes s’arrête avec la production de kératine, en phase télogène

(Wright, 1998).

II .5 : Evolution des lésions

Les observations des lésions chimiques et l’expérimentation animal montrent qu’avant tout le

champignon est attire par le tissu épidermique. Ce tropisme serait du à la richesse en hyfroxyproline

du derme. D’autre facteurs interviennent en particulier la sécrétion d’exoprotéases variées qui

attaquent la kératine, ces enzymes sont d’ailleurs sécrétées en permanence même en l’absence de

leur substrat (Bouchet et al ., 1989) .


15

Fig. 03 : les mécanismes d'infection utilisés par ascomycète les agents pathogènes

des animaux (Sexton et al., 2006).

Se figure implique les mécanismes d’infection utilisé par ascomycète

Premier étape : l'attachement des conidies, ascospores (pathogènes), les cellules de levure,

hyphes ou arthrospores à une surface et la reconnaissance de l'hôte.

Deuxième étape :

La germination des ascospores, les conidies ou arthrospores.

Dimorphe commutation des agentspathogènes des animaux d'une phase de levure àun stade d'hyphe

pathogène ou des hyphes à une phase de levures pathogènes.


16

Troisième étape :

La pénétration de la surface de l'hôte ou les cellules de l'hôte peut impliquerune pression mécanique

Les ouvertures naturelles chez l'hôte, les blessures chez les animaux sont également des points

d'entrée pour les champignons pathogènes (Sexton et al., 2006).

II .6 : Mode de vie

Originellement, ces champignons mènent une vie libre, saprobiotique et se développent sur des

substrats kératinisés (kératinophilie) : poils, corne, laines… et sont géophiles, car fréquemment

isolés du sol.

Cependant, certains sont devenus parasites, obligés ou facultatifs, et colonisent les parties

kératinisées de la peau : épiderme et phanères (Bouchara et al. , 2004) .

II .7 : Origine et contamination des dermatophytes

Les dermatophytes isolés en pathologie peuvent avoir trois origines différentes :

Origine humaine (espèces anthropophiles), animal (espèces zoophiles), ou telluriques (espèces

géophiles).

II .7.1 : Contamination d'origine humaine

Les dermatophytes anthropophiles sont ceux qui nous intéresseront le plus. Ils sont à l'origine

de lésions discrètes habituellement bien tolérées et souvent ignorées. La contamination se fait par le

biais des spores que l'on peut trouver sur les lésions elles-mêmes mais également dans les débris

d’ongles, de squames, de cheveux et dans le milieu extérieur. Leur grande résistance permet à ces

spores de survivre très longtemps tout en gardant leur pouvoir infectant (plusieurs mois voire

années). De ce fait de nombreux objets peuvent jouer le rôle de réservoir encas de contamination

indirecte tels que des chaussures, vêtements, linges de toilette... Les espèces les plus fréquemment

retrouvées sont Trichophyton rubrum et Trichophyton mentagrophytes var. Interdigitale

Responsables de contamination des pieds que ce soit au niveau des ongles ou des espaces

interdigitaux, communément appelée pied d'athlète, notamment dans les milieux sportifs (Caquet,

2009).

La transmission de ces dermatophytes se fait toujours d’homme à homme selon un mode

direct ou indirect. La transmission indirecte transite via des objets contaminés par des spores tels

que des brosses à cheveux, des tapis de bain, des foulards, des chaussures qui seraient échangées,

des peignes, des rasoirs….

Ces champignons sont difficilement transmissibles aux animaux (zoonoses inversées rares (Caquet,

2009).


17

II .7. 2 : Contamination animal

Ils correspondent à une catégorie de dermatophytes adaptés spécifiquement aux animaux.

C'est à partir d'un animal infecté que la contamination humaine se fera dans la majorité des cas.

Les animaux contaminateurs pourront être des bovidés parasités par Trichophyton

ochracéum, Trichophyton mentagraphytes ou d'autres encore; les chats ou les chiens sont infectés

par Microsporum canis ; les cobayes sont porteurs de Trichophyton mentagraphyte les rougeurs

sont parasités par le Trichophyton guinkeanum (Crabos, 2013).

Cette contamination pourra se faire par contact direct avec l'animal ou par l'intermédiaire de

poils parasités abandonnés par lui sur les meubles ou sur le sol.

II .7. 3 : Contamination d'origine tellurique

Comme pour les espèces zoophiles, les personnes contaminées par une espèce tellurique ne

sont pas contagieuses pour leur entourage. La contamination par ces espèces reste rare

et accidentelle. En effet, elle nécessite un contact entre un hôte ayant un traumatisme et une

souillure tellurique. On a parfois observé des cas de contamination secondaire avec une espèce

tellurique véhiculée par un animal. Les espèces telluriques dans les rares cas où elles sont

contaminants entraînent des réactions inflammatoires intenses favorisant ainsi leur élimination.

Certaines espèces comme Trichophyton ajelloi bien que fréquemment présentes dans le sol ne

seront jamais pathogènes. (Weitzmann et al ., 1995)

Tab.02 : Ci-dessous résume la répartition des principaux dermatophytes suivant leurs

origines (Caquet, 2009).

Espèces anthropophiles

Genre Epidermophyton Epidermophyton Floccosum

Genre Microsporum Microsporum audouinii var. langeronii

Microsporum Ferrugineum

Genre Trichophyton Trichophyton Rubrum

Trichophyton mentagrophytes var. interdigitale

Trichophyton violaceum

Trichophyton soudanense

Trichophyton tonsurans

Trichophyton schoenleinii

Trichophyton Concentricum

Espèces zoophiles

Genre Microsporum Microsporum canis (chat, chien)


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Microsporum persicolor (souris)

Microsporum praecox (cheval)

Microsporum equinum (cheval)

Microsporum nanum (porc)

Genre Trichophyton Trichophyton. mentagrophytes (chat, lapin, cheval)

Trichophyton erinacei (hérisson)

Trichophyton verrucosum (bovin)

Trichophyton equinum (cheval)

Trichophyton. mentagrophytes var. porcellae (cochon d’inde)

Espèces telluriques

Genre Microsporum Microsporum Gypseum

Microsporum Fulvum

Genre Trichophyton Trichophyt . mentagrophytes (également zoophile)

Trichophyton Terrestre, Trichophyton. Ajelloi

II .8 : Physiopathologie

II .8.1 : Le parasitisme fongique cutané

L’inoculation du champignon est favorisée par une lésion cutanée préexistante ou une

excoriation, si minime soit-elle (piqûre d’insecte, égratignure, peau soumise à une macération ou à

des frottements). Une spore ou un fragment de mycélium pénètre dans la couche cornée de

l’épiderme et s’étend de façon circulaire et centrifuge. Au contact des filaments et de la peau saine,

se forment des vésicules qui se dessèchent en donnant des squames. Les lésions réalisées sont

arrondies, le champignon est actif à la périphérie de la lésion alors qu’il tend à disparaître au centre

(Koenig et al ., 1995.).

L’apparition des lésions se fait une à trois semaines après le contact infestant (Zagnoli et al. ,2005).

II .8.2 : Le parasitisme fongique capillaire et pilaire

L’atteinte du cheveu est secondaire à l’atteinte cutanée, le filament arrivant à un orifice

pilaire, progresse dans la couche cornée jusqu’à l’infundibulum. Au contact avec le cheveu, le

champignon soulève la cuticule et pénètre dans le cheveu qu’il envahi de la superficie vers la

profondeur. Sa progression s’arrête au niveau du collet du bulbe pilaire où il n’y a plus de kératine

et forme une ligne appelée « frange d’Adamson ». (koenig , 1995).


19

A ce niveau, deux mouvements contraires interviennent, d’une part la pousse pilaire de la

profondeur vers la superficie, qui fournit sans arrêt de la kératine, et d’autre part la pousse des

filaments mycéliens de haut en bas.

Ces deux mouvements s’équilibrent à la même vitesse, ce qui explique que, sans traitement les

teignes puissent avoir une durée indéfinie (Maclou, 2002).

L’évolution du champignon dans le cheveu dépend de l’espèce responsable :

- Les filaments se multiplient au point d’envahir entièrement le cheveu. Il n’y a pas d’éléments

autour du cheveu. Les nombreux filaments mycéliens sont segmentés en arthrospores remplissant le

cheveu. Très fragile, celui-ci se casse au ras du cuir chevelu : teigne endothrix ;

- Les filaments intrapilaires sont peu nombreux et ressortent du cheveu en formant autour de lui une

gaine : teignes ecto-endothrix. Si cette gaine est formée de petites spores très compactes : teigne

microsporique, ou si les spores sont dissociées en chaînettes : teigne microïde ou de spores plus

grosses : teigne mégasporique.

- Les filaments se multiplient peu dans le cheveu qui reste relativement long, les filaments

intrapilaires sont segmentés en élément courts : les « tarses faviques », dans la partie distale on

observe des vides laissés par la progression du filament : teigne favique (Maclou, 2002).

II .9 : Aspects clinique

De manière générale, même si des formes typiques sont décrites, les lésions de dermatophytose

sont extrêmement polymorphes et peuvent mimer toute une série d’autres affections cutanées (Scott

et al. 2001 ; Carlotti et al ., 2002). La teigne se présente le plus souvent sous forme de zones

dépilées, sèches, squameuses, peu inflammatoires et bien délimitées ; les poils sont souvent cassés

au ras de la peau, qui semble rasée. La localisation des lésions est variable, mais elles se situent le

plus souvent au niveau de la tête, des oreilles, des membres antérieurs et de la queue (Thomas

et al.., 1989 ; Mignon et al ., 1997). Des formes cliniques rares sont parfois rencontrées, comme

par exemple la dermatite miliaire féline, syndrome caractérisé par du prurit et de multiples petites

papules et croûtes disséminées sur le corps (Scott et al., 2001).

II .10. Traitement

La teigne est considérée comme une maladie autolimitante chez la plupart des animaux en

santé. Si la plupart des cas de teigne n’ont guère de conséquences pour la santé des animaux, on

peut observer des formes généralisées qui affectent l’état général. Ainsi, le traitement permet de

hâter la guérison de l’animal pour son propre bien-être.

Mais la vraie raison de traiter la teigne provient de la contagiosité de cette affection cutanée

tant aux autres animaux qu’aux humains (Caquet, 2009) ).


20

De nombreuses molécules antifongiques actives contre les dermatophytes sont à la disposition

du vétérinaire, aussi bien en traitement topique qu’en traitement systémique (administré par voie

orale). Les recommandations thérapeutiques actuelles chez le chat sont de combiner ces deux types

de traitements. Les traitements systémiques ont la capacité d'accélérer la guérison et d’atténuer la

gravité des lésions, tandis que les traitements topiques limitent efficacement la contagion et la

contamination de l’environnement (Caquet, 2009).

II .10.1. Traitements Tonte du pelage

La tonte d'un animal atteint de teigne permet l’élimination mécanique d’un maximum

d’éléments fongiques et facilite l’utilisation ainsi que l’action du traitement topique.

La tonte partielle ou totale de l’animal peut être importante pour la réussite du traitement surtout

chez les animaux à poils longs et lors d’infections généralisées. Le traitement doit idéalement être

accompagné d’un suivi sous forme de cultures fongiques effectuées régulièrement ; l’animal peut

être considéré comme définitivement guéri après deux ou trois cultures négatives à une ou deux

semaines d’intervalle (Moriello, 2004).

II .10.2 : Traitements topiques (locaux)

Le traitement topique doit être administré sous forme de bains afin d’imprégner toute la

surface corporelle, et ne peut être rincé. Les principes actifs les plus efficaces sont le polysulfure de

chaux (« bouillie soufrée »), le miconazole et l’énilconazole. En Europe, le plus souvent utilisé est

l’énilconazole (dilué à 2% et appliqué deux fois par semaine.

Certains effets secondaires tels que de l’hyper salivation, de l’anorexie, des vomissements, ou

encore une faiblesse musculaire, ont été rapportés, mais le médicament est globalement bien toléré

(Hnilica et al., 2002). Des shampooings vétérinaires à base de miconazole, ou associant miconazole

et chlorhexidine (Mason et al ., 2000), ont montré leur efficacité contre la dermatophytose à

Microsporum canis ; aucun n’est toutefois disponible en Belgique. Un effet synergique semble

exister entre le miconazole et la chlorhexidine, alors que la cette dernière n’a pas d’effet anti-

fongique contre Microsporum canis. La povidone iodine, un autre antiseptique, n’est pas plus

efficace (Rycroft et al ., 1991).

II .10.3 : Traitements systémique

Ceux-ci ont la capacité d'accélérer la guérison et d’atténuer la gravité des lésions de façon

significative. Plusieurs agents antifongiques oraux sont disponibles (griséofulvine, kétoconazole

itraconazole et terbinafine). Quelle que soit la thérapie systémique utilisée, celle-ci devrait être

administrée pendant une période minimale de six semaines et idéalement être poursuivie de deux à

quatre semaines après la disparition complète des signes cliniques. Une nouvelle forme de


21

traitement antifongique utilisée aux États-Unis chez les chats est la vaccination contre la teigne

causée par Microsporium canis. Toutefois, la valeur thérapeutique ou préventive de ce vaccin n’est

pas bien documentée à l’heure actuelle (Colombo et al., 2001).

II .11 : Décontamination environnementale

Celle-ci est aussi une composante cruciale d’un programme de traitement complet de la

teigne, en particulier lorsque plus d’un animal est affecté dans un même environnement.

L’enlèvement mécanique des spores avec un aspirateur avant un nettoyage avec les désinfectants

appropriés, demeure un des moyens efficaces de décontaminer l'environnement. Tous les objets en

contact avec les animaux (cages, brosses, litières, bols, jouets, tapis à griffes, harnais, séchoirs

rasoirs...) peuvent aussi être contaminés et il faut donc soigneusement et systématiquement les

désinfecter ou même s’en débarrasser. Les recommandations pour une décontamination de base

incluent l'utilisation de l'eau de Javel, idéalement pure ou diluée 1/10 pour nettoyer toutes surfaces

et objets pouvant supporter un tel traitement (planchers, murs, bouches d'aération, calorifères

cages...). L'émulsion d’énilconazole diluée à 0.2 ou 0.4% et appliquée en vaporisation, peut aussi

être utilisée, mais sa base légèrement huileuse n’en permet pas l’application sur toutes les surfaces.

Dans tous les cas, après discussion avec votre vétérinaire, le protocole de traitement choisi dépendra

de la situation et des attentes (Faure ,2011).

III : Principaux champignons responsables

Mycoses se défini comme étant une infection touchant l’épiderme et les muqueuses causée par

des champignons microscopiques dits micromycètes. ils sont aérobies, vivent entre 0° et 50°C bien

que la zone compris entre 25 et 30°C soit la plus favorable ; l’humidité nécessaire à leur

développement se situe entre 70 et 90 %, ils supportent des PH très acides et assimilent des

molécules soufrées, certaines vitamines, l’azote et carbone à partir des sucres.

Elles sont dues à trois types de micromycètes : les levures, les dermatophytes, et les

moisissures. (Murielle, 2011).

III.1 : Aspergillus

III.1.1 : Définition

Les champignons filamenteux du genre Aspergillus Sp sont saprophytes, cosmopolites et

opportunistes.

Le genre Aspergillus, est formé de champignons filamenteux, septés, très fréquents dans le

mi1ieu extérieur, Ce groupe comporte 276 espèces et variétés dont la répartition est très inégale.

A côté de leur intérêt dans le domaine industriel (Production d'acide citrique, processus

fermentaires), ils jouent un rôle non négligeable en pathologie humaine. En effet, ces Aspergillus


22

sont responsables d'affections appelées Aspergilloses et dont la gravité est variable (Ward et al.,

2006).

III.1.2 : Classification

Règne : Mycètes.

Phylum : Deuteromycotina.

Classe : Hyphomycetes.

Ordre : Moniliales.

Famille : Moniliaceae (hyalohyphomycetes).

Genre : Aspergillus (Georg, 1957).

III.1. 3 : Epidémiologie

III.1. 3.1 : Agents pathogènes

Famille Aspergillacées

Classe Ascomycètes : Reproduction sexuée (+)

Class Deuteromycétes : Reproduction sexuée (-) (Emmons et al ., 1977).

III.1. 3.2 : Caractères généraux

Sont des champignons saprophytes, c'est-à-dire qui tirent leur nourriture de substances

organiques en décomposition. Ce sont des moisissures à filaments hyalins, cloisonnés, et ils sont

haploïdes.

* Croissance

La croissance de ces champignons est rapide en général mais elle est parfois lente pour

certaines espèces (Emmons et al., 1977)

* Culture

Les Aspergillus présentent une croissance rapide sur milieu de Sabouraud additionné

d’antibiotiques.

Les Aspergillus se développent bien sur les milieux classiques de mycologie comme celui de

Sabouraud. Mais si nécessaire, leur fructification peut être stimulée par repiquage de la colonie sur

une gélose au malt, ou sur milieu de Capek qui constituent leurs milieux de référence (Emmons et

al., 1977)

* Température

Les cultures doivent être faites à 25°C. Cependant beaucoup d'espèces Aspergillaires sont

thermo tolérantes, puisque certaines d'entre elles, comme Aspergillus fumigatus se développent

encore à 57°C (Emmons et al., 1977).


23

* Couleur

Les Aspergillus donnent des cultures colorées. La coloration de ces cultures varie avec

l'espèce et l’âge de la culture (Emmons et al., 1977).

III.1. 3. 3 : Espèces pathogènes

Les espèces les plus fréquemment en mycologie médicale sont:

Aspergillus fumigatus.

Aspergillus nidulans.

Aspergillus flavus.

Aspergillus versicolor.

Aspergillus niger. (Lee et al., 2004).

III.1. 3. 4 : Pouvoir pathogène

Les Aspergillus sont des pathogènes accidentels. Les moisissures sont des organismes peu virulents

mais très opportunistes. Le développement des Aspergillus chez leur hôte nécessite l’existence de

conditions favorables.

facteurs environnementaux (comme l’abondance des spores aspergillaires dans l’air inhalé)

facteurs liés au champignon (comme la taille des spores, la thermo-tolérance, les facteurs de

virulence)

La production de toxine (Baudet, 1930)

III.1. 3. 5 : Modes de contamination

Les spores d’Aspergillus étant en suspension dans l’air, leur inhalation est obligatoire et

quotidienne. La voie principale de pénétration dans l’organisme est respiratoire, La contamination

habituelle se fait par inhalation des conidies, mais des formes localisées peuvent être liées à un

traumatisme ou même à une contamination superficielle sans traumatisme évident.

Les principales voies de contamination sont:

Voie Respiratoire

Voie Hématogène (Georg, 1957).

III.1. 3. 6 : Caractères morphologiques

Les Aspergillus sont caractérisés par un thalle végétatif formé de filaments mycéliens

hyalins, de diamètre fin et régulier, septés et ramifiés.l’identification du genre Aspergillus reposera

sur la mise en évidence des tête Aspergillaires à l’examen microscopique des colonies. Sur les

filaments végétatifs, prennent naissance des filaments dressés, non cloisonnés (conidiophores) qui

se terminent par une vésicule de forme variable sur la quelle sont disposées les cellules

conidiogènes ou phialides (Webster et al., 2007).


24

Tab .03 : Récapitulatif des critères discriminants macroscopiques et microscopiques des principal Les espèces aspergillaires ( Denning et al .,

2002).

A. Repens A. Versicolor A. Terreus A. Nidulans A .niger A. Flavus A. Fumigatus

Recto:

velouté à

poudreux, vert

,cannelle ou

brun –orange

Recto:

ocre puis de couleur

variée (jaune,

ocre,vert ,..)

Recto:

Duveteux à

poudreux,

beige à cannelle

Recto:

Duveteux à

poudreux, vert

foncé à jaunatre

Recto:

blanc-jaune,

puis

granuleux et

noiratre

Recto:

Duveteux à

poudreux, blanc

puis jaune à

jaune vert

Recto:

Blanc puis vert,

vert-gris puis

vert foncé à

gris-noirâtre Aspect

macroscopique

Verso:

incolore

Verso:

Incolore ou jaune à

brun- rougeâtre

Verso:

jaune à brun-

orange

Verso:

Rougeatre,

pourpre

Verso:

Incolore à

jaune pale

Verso: incolore,

rosé à brun

rouge foncé

Verso:

incolore, jaune,

vert ou brun-

rouge

Unisériée, radiée

ou en colonnes

lâches

Bisériée, radiée Bisériée, en

colonne longue

Bisériée, en

colonne courte

Bisériée,

radiée

Uni ou Bisériée,

radiée

Unisériée en

colonne Tête aspergillaire

Long (500 à

1000µl) Long (500-700µm) 100-250µm

Court (75-

100µm),

sinueux

Long (1,5-

3mm), large

(15-20µm)

Long (jusqu'à

2,5mm), sauvent

verruqueux

Court (300µm),

lisse, incolore

Conidiophore

Lisse, incolore Lisse, jaunatre Lisse,

incolore brun, lisse

Lisse,

incolore à

brun

Incolore, àparois

épaisses

Evasement

progressif

(aspect en

massue)


25

Ronde (6-8X3-

5µm de

diamètre)

Ovale (12-16µm) Hémisphérique

(10-15µm),

Hémisphérique

(08-10µm),

Sphérique

(30-100µm)

Sphérique (25-

45µm)

Hémisphérique

(20-30µm),

phialides au

sommet

Vésicule

Globuleuses ou

ovales

(5-6µm),

échaulées

Globuleuses (2-3,5

µm), échaulées

Petites (1,5-

2,5µm),

lisses,

rondes ou

elliptiques

Globuleuses

(3,5 µm), vertes

échaulées

Grosses et

Globuleuses

(3,5-5 µm),

brunes,

échaulées

Grosses (3,5-4,5

µm),

globuleuses,

vert-pale,

échaulées

Rondes (2,5-3

µm), vertes

échaulées ou

lisses

Conidies

Cléistothèces,

asques,

ascospores

Cléistothèces,

asques,

ascospores,

cellules en

noisettes

Forme sexuée


26

III.2 : Candida

III.2. 1 : Définition

Ces champignons sont des levures anascosporées produisant un pseudo ou un vrai myceluim

portant des verticilles réguliers et des blastopores. (ladder , 1971)

Les champignons du genre Candida peuvent provoquer des infections superficielles touchant

les muqueuses et la peau, et des infections viscérales : elles peuvent se limiter à un organe ou

disséminer à travers l'organisme. Parmi les 200 espèces de Candida connues, seule une vingtaine

est responsable d'infections humaines.

Les levures Candida sont souvent responsables d'infections nosocomiales systémiques.

(Anne-Lorraine pierquin , 2010).

III.2. 2. Classification

Règne : Mycètes.

Phylum : Deuteromycotina.

Classe : Blastomycétes.

Ordre : Cryptococcales.

Famille : Cryptococcaceae.

Genre : Candida (Del Palacio ,2009).

III.2. 3 : Epidémiologie

III.2. 3.1 : Caractères généraux du candida

Le genre Candida apparaît actuellement comme un groupe complexe, hétérogène rassemblant

selon les auteurs un nombre variable de champignons levuriformes.

III.2. 3.2: Les espèces pathogènes

L’espèce la plus pathogène est Candida albicans, suivie de, Candida glabrata, Candida

tropicalis, Candida parapsilosis, Candida dubliniensis, Candida guilliermondii, Candida krusei,

Candida rugosa, etc (Odds, 2000, et Del Palacio et al., 2009).

III.2. 3.3 : Pouvoir pathogène

Ils constituent l’exemple typique du champignons « opportunistes » c’est à dire qui, dans des

condition particulières, peuvent pulluler et devenir pathogènes (Bouchet et al ., 1989).

III.2. 3.4 : Source de contamination

Les Candida sont essentiellement des parasites humains ou animaux chez lesquels ils vivent à

l’état de saprophyte ou déterminent des phénomènes pathologiques (Chabasse et al ., 2002).


27

III.2. 3. 5 : Mode de contamination

Le Candida albicans et les autres espèces de cette famille peuvent être transmis d'homme à

homme ou par des sources extrahumaines: l'air, matériel médical souillé (pose de cathéters).

Le nouveau-né et le nourrisson se contaminent le plus souvent au contact de la mère.

L'infection à Candida chez l'homme est une infection transmise d'une manière endogène à

partir de la flore intestinale.

Le Candida peut se transmettre par voie sexuelle (Del Palacio et al ., 2009).

III.2. 3.6. Caractères morphologiques

Les Candida sont des levures de forme variées le plus souvent globuleuses arrondies ou

ovalaires de 2 à 4 µm à bourgeonnements multiples. Sur certains milieux et dans certaines

conditions les Candida peuvent se présenter soit sous formes allongées plus ou moins développées

appelées pseudo mycélium, soit sous forme de mycélium vrai cloisonné. Ce caractère

morphologique important qui a permis aux auteurs classiques de définir le genre Candida et de le

distinguer du genre Torulopsis n'est plus admis de nos jours par tous les mycologues (Barnett,

Kreger-van Rij) mais reste en pratique précieux pour identifier les espèces (Bouchet et al., 1989).

b, blastopore ; c, Chlamydospore ; f, filaments mycéliens ; L, forme Levures.

Selon les conditions de culture, les caractères des Candida varient:

sur milieu de Sabouraud, on n'observe que des formes levures (blastospores) ;

sur milieux pauvres en éléments nutritifs (milieu P.C.B., à base de pomme de terre, carotte,

bile) ce sont les formes filamenteuses, mycéliennes ou pseudo mycéliennes qui se

développent Après 48 heures de culture apparaissent, uniquement chez Candida albicans,

des chlamydospores de grande taille (lO-12µm de diamètre) à paroi épaisse;

sur milieux riches (sérum humain ou animal) Candida albicans est la seule espèce à donner

en 3 heures à 37°C un court filament ou tube germinatif (test de blastèse). Il faut remarquer

que c’est la seule qui se développe dans les tissus sous forme agressive mycélienne

(Bouchet et al., 1989).

III.2. 3. 7 : Caractères physiologiques

Les différentes espèces de Candida se distinguent par leurs caractères nutritionnels et

biochimiques. C’est ainsi que l’identification des diverses espèces repose sur l’établissement de

l’auxanogramme du carbone, du zymogramme, la recherche du pouvoir réducteur sur les sels de

tétrazolium et de la sensibilité à l’actidione (Bouchet et al., 1989).

Partie pratique

Chapitre III

Matériel et méthodes

Chapitre III Matériel et méthodes

28

I.1 : Lieu et période d’étude

Notre étude s’est déroulée du 04Mai à 28Mai 2015 et a consister à analyser par un examen

Mycologique 10 prélèvements cutané aux deux corrals de dromadaires le premier loin de ville

d’Ouargla à 45 Km contient 16 têtes de dromadaire et les deuxièmes corrals loin de ville

d’Ouargla à160Kmcontient 45 têtes de dromadaires comprises moins 2 ans sont infecté par le

dermatophytes de la wilaya de Ouargla .ces dromadaires sont élevage extensif.

Rapport de dromadaires infectés par dermatophytes.

Dans notre étude rapport de dromadaires infectés par dermatophytes 16.39%par port nombre total

des dromadaires 61 tête.

I.2 : Milieux de culture

Nous avons utilisé dans cette étude 04 milieux de culture :

un milieu de cultures nous les avons préparé Pomme de Terre - Carotte- Bile (PCB) ; et 3 milieux

de cultures( Sabouraud simple, Sabouraud Chloramphénicol , Sabouraud Actidione ) nous avons

acheté

I.2.1 : Sabouraud simple

I.2.1.2 : Préparation

-verser le glucose et la peptone chapoteaut dans 1 litre d’eau distillée, porter à l’ébullition puis

on ajoute l’agar, mélanger jusqu’à l’obtention d’une suspension homogène ;

-répartir dans des tubes à essai stériles ;

-stériliser à l’autoclave à 120°C, pendant 20 minutes.

I.2.1.3 : Utilisation

Est un milieu solide utilisé pour l’isolement, l’identification et la culture des levures et des

moisissures (Marchionini et al., 1962).

I.2.2: Sabouraud Chloramphénicol

I.2.2. 2 : Utilisation

Le chloramphénicol, antibiotique thermostable, à large spectre antibactérienne, permet

l’isolement des champignons par élimination des contaminants microbiens (Chabasse et al ., 2002).

Nombre des dromadaires Porceentage

Dromadaires sont infectés 10 16,39%

Dromadaires normales 51 83 ,60%

Total 61 100%


29

I.2.3 : Sabouraud Actidione (SA)

I.2.3.2 : Utilisation

L’actidione (Cycloheximide), inhibe la croissance des champignons saprophytes mais non celle

des champignons pathogènes (Chabasse et al ., 2002).

I.2.4 : Pomme de Terre - Carotte- Bile (PCB)

I.2.4. 2 : Préparation

-Les mettre dans 1litre d’eau et porter à l’ébullition pendant 1 heure, écraser, filtrer et compléter à

1litre ;

-Pour la préparation de l’extrait, laver et couper en petits cubes 20g Carottes et 20g Pomme de

terre ;

-Ajouter la bile, dissoudre l’agar à chaud, mélanger jusqu’à l’obtention d’une suspension

homogène.

-stériliser à l’autoclave à 120°C, pendant 20 minutes

I.2.4. 3.Utilisation

Est un milieu utilisées pour l’identification de levures du genre Candida (production de

Filaments) et de l’espèce C. albicans (production de chlamydospores caractéristiques), et permet

l’identification rapide du champignon. (pavlatou et al ., 1956).

I.3.1. Echantillons

Les prélèvements sont réalisés par le spécialiste mycologique. Après nettoyage des matériels

stériles, le prélèvement est effectué à l'aide d’un bistouri de stériles secs

- Le premier prélèvement pour l’examen direct ;

- Le deuxième prélèvement est destiné à la mise en culture.

I.3.2 : Examen direct

Il doit être réalisé immédiatement après le prélèvement de squames est poste entre lame et

lamelle, on ajoutant une goutte de colorant bleu coton ou Lactophénol puis observation au

microscopique optique, a grossissements(X10, X40 et X 100) (Nicola, 2010

I.3.3 : Culture

La mise en culture est une étape essentielle du diagnostic d’une dermatophytie, car elle va

permettre l’identification de l’espèce en cause.

Elle permet également de déclencher et orienter une enquête épidémiologique.

Etape obligatoire quelque soit le résultat de l’examen direct.

I.3.3.1 : Les milieux utilisés

Le milieu de base est le milieu de sabouraud (milieu glucosé à 2% peptone).


30

De ce milieu dérive les milieux à l’antibiotique

o Sabouraud chloramphénicol (chloramphénicol antibiotique permettent d’éliminer les

Bactéries saprophytes) ;

o Sabouraud actidione (actidione antibiotique permet d’éliminer les champignons

saprophytes).

Les prélèvement est effectué sur les dromadaires moins 3ans.

Les milieux de cultures qui on été utilisé à noter études sont :

- Sabouraud simples (03 tubes).

- Sabouraud Chloramphénicol (03 tubes).

- Sabouraud Actidtion (03 tube).

- les milieux de PCB (03 boites pétri).

I.3.3. 2 : Isolement se fait par Ensemencement

On pose chaque échantillons dans tubes a essai constituent l’eau physiologie pour et facilites

coupe les fragments.

Disposer les fragments les squames en 3 points a l aide pence et l’ance de platine de surfaces

des milieux de culture, les cultures sont incubées à 27°C (25-30°C), les champignons étant

aérobies, il conviendra de ne pas visser complètement les tubes,

Les cultures se développent en fonction du champignon incriminé en quelques jours à un mois

(Dexter , 2002).

L’observation de l’aspect macroscopique des cultures sont :

après 48 heures l’apparition de « Levure Sp ».

après 03 jours l’apparition de « l’Aspergilus Sp ».

après 06 jours l’apparition de « dermatophytes ».

La lecture des cultures se fait chaque semaine (Garcia-Agudo et al ., 2009)

I.3.3. 3 : Identification

Identification des isolats fongiques

L’identification est réalisée dans le but de classer les souches fongiques par genres et

espèces. Donc elle fait appel à des critères d’identification des moisissures, qu’ils sont basés sur

deux aspects :

I.3.3.3.1 : Aspects macroscopiques

L’analyse des boites s’effectue à l’œil nu, se basant sur des caractères morphologiques des

colonies. On note:

- La Vitesse de croissance : en mesurant le diamètre de la colonie.


31

- La Texture de colonie : velouté, laineux, poudreuse,…..etc.

- La Couleur : du recto et du verso de la boite de pétrie.

- La Pigmentation : présence ou l’absence d’un pigment diffusible dans le milieu.

- La forme de colonie : régulier, irrégulier, dentelé, filamenteux,…..etc.

- L’exsudat : présence ou absence des gouttelettes.

B : Aspects microscopiques

L’examen microscopique est basé sur des caractères plus loin de l’aspect morphologique, on

mentionne les organes de reproduction, aspect du thalle (cloisonné ou non cloisonné), types de

spores, disposition des spores,...etc.

La préparation du matériel fongique pour l’observation microscopique est réalisée dans des

conditions stériles comme suit :

- Prendre un fragment du thalle de la colonie à l’aide d’une anse de platine stérile, puis le disposer

dans une goutte du lactophénol sur une lame stérile.

- Dilacérer le fragment mycélien avec l’anse de platine pour le rendre moins dense et mieux

observable.

- Recouvrir la préparation à l’aide d’une lamelle, puis la mise à l’observation sous le microscope

optique.

les souches isolées ont été identifiées en se basant sur une bibliographie spécialisées à

l’identification des moisissures qui établit des clés de détermination complètes à partir des

caractères morphologiques, on cite (Shathele et al ., 2010 et Jong et al .,2003 et Pitt et al.,1994

et Melvin et al ,2012).

I.3.3.4 : Résultat

I.3.3.4.1 : Les formes filamenteuses (Moisissures)

On observe des filaments mycéliens ou des têtes aspergillaires.

Le diagnostic d’espèce d’aspergillus repose sur les données de l’examen macroscopique et la

description de la tête aspergillaire à l’examen microscopique.

I.3.3.4 .2 : Levuriforme leurs identification repose sur

o Les critères morphologiques (aspect macroscopique et microscopique) .

I.3.3.4 .2.1 : Aspect macroscopique des colonies crémeuses, blanchâtres et luisantes.

I.3.3.5 : Résultat de l’examen d’une colonie de culture

o Levures isolées plus ou moins bourgeonnantes : levures sp.

o Levures (ou blastospores) + filament mycélien ou pseudo filament : genre Candida.

o Levures (ou blastospores) + filament mycélien ou pseudo filament + chlamydospores c’est


32

l’espèce Candida.albicans.

L’identification se base sur les critères morphologiques:

A- Critères morphologique se fait par repiquage dans des milieux d’identification l

A-1 Test de Chlamydosporulation Repiquage Sur PCB (ou autre RAT, Rice cream……..)

Le milieu est coulé en boite pétri, on réalisé une suspension d’une colonie de levure dans 1m

d’eau distillée stérile.

Quelques gouttes de cette suspension sont étalées sur la gélose, ou dépose 2-3 lamelles, après

24 à 48 heures d’incubation 28-32°C, on observe directement la boite pétri au microscopique

optique (Feuilha et al ., 2005).

Chlamydospore

Fig. 05 : Test de Chlamydosporulation. (Bahji et al., 2006)

B- Critères physiologiques (Biochimiques)

L’identification des diverses espèces repose sur l’établissement de

o Auxanogramme (assimilation des sucres).

o Zymogramme (fermentation des sucres).

o Sensibilité à l’actidione.

o Réduction de tetrazolium ;

o Assimilation du nitrate de potassium ;

o Activité uréase.

Par faute de moyens (Auxalocolors et antifongigrammes) nous n’avons pas réaliser

l’identification des champignons qui nous isoler (Qureshi et al., 2004).


33

pppp

Fig. 06 : Examen mycologique d’un prélèvement cutanée

(Filament mycélien,

spore, levure)

Examen de cultures

(Attendre 1 mois avant de rendre

résultat) )=résultatrésultat négatif)

Bleu de coton au lactophénol

Lactophénol

Ensemencem

ent

Prélèvement cutanée

Sabouraud (simples, Chloramphénicol, actidtion)

Examen

direct

Résultat immédiat

Identification

Levures Champignons

filamenteux

Milieu PCB ou autre

Macroscopie

+ + - pseudo

mycélium Culture brune

à grisâtre

envahissante

Culture de

couleur

blanche à noir

Candida albican candida Sp levure Sp

Microscopie

Présence de

sporocyctes

avec endospores

Présence des

conidies

Identification des espèces

Auxanogramme zymogramme sensibilité reduction à

l’actidione de tétrazolium

Chapitre IV

Résultats et discussion

Chapitre IV Résultats et discussion

34

II. Résultats

II.1 : Lésions

Fig. .07 : Aspect clinique des lésions chez les dromadaires

A : Lésions petite taille Le spectacle est devenu gris.

B, C : Maladie couvre la peau avec des cheveux et l'aspect bourru.

E, D : lésions taille avec sédiment bourru.

Je me suis rendu avec un groupe d'éleveurs de dromadaires aux régions où se trouver pour noter les

symptômes de cette maladie (dermatophytes) et là j'ai pris ces photos de lui photographie.

A

D E

C B

Lésions

Lésions


35

II.2. Résultat de l’examen direct

Sur 10 prélèvements, 10 ont présenté des cultures positives, un cas d’examen direct de ces

cultures était positif.

II.2.2. Rapport de la positivité des échantillons

De 10 prélèvements, les 10 qui ont présente une infection fongique de derme cameline soit un

taux de prévalence globale de 100%.

II.2.3. Résultats d’isolement et d’identification des germes

Nous avant isolé 61 souches des 10 cultures positives avec 22 de dermatophytes (36.06%) 21 cas

de moisissures (36.06%) et 18 cas de levures (29.51%).six espèces fongiques ont été isolés.

Les agents fongiques le plus fréquemment rencontrés étaient Dematophytes « Trichophyton

mentagrophytes » (36 .06%), Cndida albicans (29.51%), Aspergillus flavus (27.87%) , Aspergillus

terreus , Aspergillus versiclor et Aspergillus niger ont le même porsentage (1.64 %), Aspergillus

fumigatus («3.28%).

Tab04 : Rapport entre les différentes espèces fongiques.

Espèces fongiques Nombre d'isolâtes Pourcentage

Trichophyton mentagrophytes 22 36 ,06%

Aspergillus flavus 17 27,87%

Aspergillus fumigatus 02 3.28%

Aspergillus niger 01 1,64%

Aspergillus terreus 01 1,64%

Aspergillus versicoler 01 1,64%

Candida albicans 18 29,50%

Totale 61 100%

Les résultats obtenus dans un tableau ci-dessus. Sont résumées dans le Cercle relative


36

Fig.08: Rapport entre les différentes espèces fongiques.

Cercle relative mentionné les proportions relatives de les espèces fongique qui infectée ies

dromadaires comme se la :

Trichophyton mentagrophytes » (36 .06%), Candida albicans (29.51%), Aspergillus flavus

(27.87%) , Aspergillus terreus , Aspergillus versiclor et Aspergillus niger ont le même porsentage

(1.64 %), Aspergillus fumigatus («3.28%).

36,06%

27,87%

3,28%1,64%

1;64%

1,64%

29,50%

Nombre d'isolâtes

Trichophyton mentagrophytes Aspergillus flavus

Aspergillus fumigatus Aspergillus niger

Aspergillus terreus Aspergillus versicoler

Candida albicans


37

II.3. Résultats de diagnostic mycologique

II.3. 1.Résultats d’examen directe

Fig.09 : Aspect microscopique examen direct (Grossissement : ×100)

A ,B : les spores et des levures.

C : Les filaments mycéliens et des levures.

D : Les levures.

A

D C

B

Levures

Mycélien


38

Fig.10: Aspect microscopique Examen direct (Grossissement : ×100)

E, F, G : Arthrospores et levures.

H : les sopors et levures.

I : les levures.

On observe, pour les dermatophytes, la présence de filaments mycéliens, plus ou moins

réguliers. La présence de levures bourgeonnantes signe une infection par Candida. On peut observer

également des spores de champignons qui sont généralement des contaminants. La différenciation

de ces divers éléments peut s’avérer délicate par le simple examen microscopique et nécessite une

certaine expertise

E

H I

F G

Arthrospore

s

Tète

Conidiennes

Spores

Conidiphore


39

Cellule infecte Cellules épidermiques

Mycélium Spores

Fig.11: Micrographe d’une cellule épidermique infectée par champignon.

On observe les cellules épidermiques entrant par les champignons.


40

II.3.2. Identification : dans ce cas prendre les photos recto et verso des colonies dans culture et

entre lame et lamelle microscopique. Comme les formats suivants :

Fig.12 : Trichophyton mentagrophyte

Trichophyton mentagrophyte

Aspect macroscopique

Recto : colonies duveteuses à

poudreuses, blanchâtres à crèmes .

Verso : jaunâtre à brun .

Aspect microscopique

Mycélium : souvent articulé en angle droit (croix de lorraine) +/- vrilles ou

spirales ;

Macroconidies : rares, forme de massue ,paroi lisse et mince logettes .

Microconidies : rondes, solitaire ou nombreuses disposées en buisson ou

pyriformes disposées en a cladium

(Grossissement: x40) (Grossissement:

x100)


41

Fig. 13 : Aspergillus niger

Aspergillus niger


Recto : Colonie aérienne, granuleuse

de teinte jaune en début de croissance

devenant très vite noir.

Verso : Incolore à jaune

pâle.

Conidiphor

e re

Mycélium cloisonné Tête aspergilaires bisériées radiées noir .

Conidiphore hyalin à brun, lisse, large, à paroi épaisse .

Vésicule globuleuse .

Aspect microscopique. (Grossissement: X100)

Tête aspergilaires


42

Fig. 14 : Aspergillus flavus.



Tête aspergilaires

Verso : incolore . Recto : colonie aérienne, poudreuse, de

Couleur blanches

puis jaune puis vert-jaune olive

caractéristique ;

recto ;

Conidiphore

Aspergillus flavus.

Mycélium cloisonné Têtes aspergilaires unisériées ou bisériées radiées ou en colonne .

Conidiphore hyalin, long .

Vésicule sphérique .

Grossissement: x100 Grossissement: x40


43

Fig. 15 : Aspergillus fumigatus.


Recto : Colonie plane, poudreuse, de

couleur verte, devenant gris noirâtre en

Quelque jour.

Aspergillus fumigatus.

Verso : incolore.

Conidiphor

e

Mycélium cloisonné Tête aspergilaires unisériée en colonne compact assez

grande.

Conidiophore courte, lisse et incolore.

Vésicule hémisphérique.

Aspect microscopique. Grossissement: x40

Tête aspergilaires


44

Fig.16 : Aspergillus versicoler

Aspect

macroscopique

Mycélium cloisonné Tête aspergillaire bisériée, radiée.

Vésicule ovale.

Conidiophore lisse, jaunâtre.

Recto : colonies polychromie

Verso : incolore .

Aspect microscopique

Aspergillus versicoler

Grossissement: x100 Grossissement: x40

Conidiphore

Tête aspergilaires


45

Fig.17 : Aspergillus terreus



Verso :jaune à brun-rougeâtre . Recto :Les colonies couleur brun-

cannelle

Conidiphore

Tête

aspergilaires

Grossissement: x40) Grossissement: x40)

Mycélium cloisonné Tête aspergilaires bisériée en Eventail .

Conidiophore courte, lisse incolore .

Vésicule globuleuse .

Aspergillus terreus


46

Fig.18 : résultats de test de chlamydosporation

A : Présence candida albican

Fig.19 : levures

Remarque : tout les colonies présentent dans les boités pétri au même forme.

A


Recto : Colonie astéroïdes (en

éclaboussure de Plâtre blanche). de

couleur crème

Jaunâtre caractéristique.

Verso : jaune brun.


47

Tab. 05 : Représentation répartition les espèces fongique sur les dromadaires infectées .

Trichophyton

mentagrophyte

Aspergillus

flavus

Aspergillus

fumigatus

Aspergillus

niger

Aspergillus

terreus

Aspergillus

versicoler

Candida

albicans

Dromadaire01 + + _ _ _ _ +

Dromadaire02 + _ _ _ _ _ +

Dromadaire03 + _ _ _ _ _ _

Dromadaire04 + + _ _ _ + +

Dromadaire05 + _ _ _ _ _ _

Dromadaire06 + + + _ _ _ +

Dromadaire07 + _ _ _ _ _ +

Dromadaire08 + + _ + _ _ _

Dromadaire09 + + _ _ _ _ +

Dromadaire10 + _ _ _ + _ +


48

Discussion

Sur 10 cultures positives aucun un présentait un examen direct négative c-t –dire tout positif

100% se qui indique la présence de filament mycélien, spores, levure et bonne sensibilité de cette

examen a moindre cout qui peut être facilement relise dans laboratoire.

Dans notre étude les dermatophytes était isolées dans (36.06 %) des cas qui est même celle,

moisissure (36,06%) et levure (29 .50%).

Nous avons isolées 61 souches réparties entre 7 espèces fongiques, avec une dominance de

trichophyton mentagrophytes au taux 36 ,06% suive candida albicans 29,51%, Aspergellus flavus

27 .87 , Aspergellus fumigatus 3 .28% , Aspergellus niger, Aspergellus terreus , et Aspergellus

versicolor ont le même porsentage (1.64 %), était dans toutes les associations d’agent fongique en

culture.

Selon les résultats qui obtenir après examen direct la teigne touchant 100% les dromadaires

moine deux ans

Les espèces Trichophyton mentagrophytes responsable de la majorité des cas d'infection à côté

autre les espaces.

Apres se étude on déduire que :

Les espèces responsable due à dermatophytes sont varies Cela est dû au facteur de

l'environnement. Maie même genre trichophyton.

Mélange d'autres animaux infectés par la maladie comme bovins ovins... Etc.

Densités de trémie chaque fois que les cheveux long ou épais être occasion pour une plus

grande blessure

Petit vieux infectés des maladies pour haute où peluches si épais

Le champignon peut pénétrer sous la peau un peu provoquant une douleur et une irritation

du chameau

dromadaires de malnutrition long voyage stress

L’automne et l’hiver sont les saisons où l’incidence est maximale, le climat doux et humide

étant favorable au développement fongique (Fadlelmula et al., 1994 ; Scott, 1988).

Par rapport à l'autre des études : on trouve que

Mais dans autre étude à l’Egypt., il a mentionné que la teigne dermatophytose se prévalence

généralement chez les jeunes dromadaires, tandis que les vieilles dromadaires ont été rarement

touchés (Raziq et al ., 2010).


49

Dans même étude Les dermatophytes isolats obtenus ont été identifiés par macromorphologie et

micromorphologie en (73,33%) Trichophyton mentagrophytes, (16,66%) Trichophyton

verrucosum (Raziq et al ., 2010).

Dans autre étude au Jordanie la teigne est considérée comme rarement signalés chez les chameaux

(Al-Ani,1997). La teigne due à Trichophyton dankaliense, Trichophyton verrucosum,

Trichophyton schoenleinii, Trichophyton mentagrophytes, Microsporum canis et Microsporum

Gypseum , Touchent tous les âges . (Al-Ani et al., 1995).

Sensibilité du dromadaire aux dermatoses reposent essentiellement sur des critères morphologiques

écologiques, et dans une moindre mesure , zootechniques ( Faye, 1997).

Le teigne est dermatose contagieuse due à des dermatophtes, les plus fréquemment incriminés

chez le dromadaire appartenant au genre trichophyton . (Jaouhair etal ., 2004).

La teigne est une dermatose dont la prévalence est élevée, notamment chez les individus jeunes

en mauvais état. Chez le dromadaire elle est due le plus souvent à des dermatophytes du genre

Trichophyton (Faye, 1997 ; Maallem et al., 2002 Jaouhari et al., 2004 ).

Lors d’infestations par certaines espèces de champignons kératophiles comme les Trichophyton,

les éléments fongiques peuvent être uniquement présents dans la kératine de surface

ou folliculaire et non dans les follicules pileux (Scott et al., 2001).

La teigne localise sur les les cheveux ou les épidermes pileux en générale (Bouchet et al.., 1989)

Les champignons du genre Aspergillus sont saprophytes et cosmopolites .certaines espèces

telles qu’Aspergillus fumigatus peuvent être à l’origine d’un ensemble de maladies allant de

mycoses localisées.

Les Aspergillus sont présents partout dans le monde, et en région tempérée plus à la fin de

L’été, en automne et en hiver. (Chabasse et al. 2002)

Les champignons du genre Candida peuvent provoquer des infections superficielles touchant les

muqueuses et la peau, et des infections viscérales : elles peuvent se limiter à un organe

Conclusion

Conclusion

50

Conclusion

Notre étude à permes de tirer les conclusion suivantes :

Dermatophytose sont des maladies cutanées de premier plan chez le dromadaire dans

Algérie.

Cette maladie donne des effets sur le plan éconimique et social .

Dermatophytose par la gravité de ses complications constituer un probléme de santé

cameline.

Dermatophytosis Camel (teigne) affecte principalement les jeunes chameaux moins de deux

ans tandis que la vieille rarement touchés.

Trichophyton mentagrophytes responsable de la majorité des cas d'infection à côté autre les

espaces.

L’examen mycologique est un diagnostique de certitude nécessaire avant d’instaurer un

traitement adéquat de ces affections.

Le diagnostic des dermatophyties s’effectue en plusieurs étapes. En premier lieu, le

prélèvement qui, selon les lésions, sera constitué de squames.

Puis, s’ensuivra l’examen direct, l’échantillon étant traité avec des agents éclaircissants et des

colorants, ceci offrant une bonne sensibilité et permettant l’orientation diagnostique. Enfin, la

mise en culture permettra, au bout de plusieurs jours voire plusieurs semaines, d’identifier l’espèce

en cause.

Il droit apporter la conformation de la pathogénécité de l’agent fongique en cause qui base sur les

critères suivant :

1. l’examen direct positif : la présence des levures et /ou des filaments mycélien ou

pseudofilaments.

2 . L’identification après d’isolement du champignon dans les milieux cultures (sabouraud simple

Chloramphénicol, actidione ).

Le dermatiphytes de espèces trichophyton mentagrophyte sont les germes principale en cause avec

un taux 36.06% puis candida albican avec un taux 29.50% .

Perspective

Nous espérons que dans les études futures se poursuivent par rapport à la maladie et que les

traitements sont disponibles ou d'autres alternatives pour protéger les cordes de cette maladie.

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Annexes

Annexes

(Anne-Lorraine ,2010).

Annexes

I.2.1 : Sabouraud simple

I.2.1.1 : Composition

Glucose ………………….20g

Peptone chapoteaut………10g

Agar……………………...15g

Eau distillée………………1000ml

PH………………………...5.6 (Marchionini et al., 1962) .

I.2.2: Sabouraud Chloramphénicol

I.2.2.1: Composition

Glucose massé………………….20g

Peptone chapoteaut……………..10g

Chloramphénicol ……………….0.5g

Agar…………………….............15g

Eau distillée …………………..1000ml

PH……………………………….6-6.3(Chabasse et al ., 2002).

I.2.3 : Sabouraud Actidione (SA)


Glucose massé……………………...20g

Peptone chapoteaut…………………10g

Actidione (Cycloheximide) ……….0.5g

Agar……………………..................15g

Eau distillée ……………………..1000ml

PH………………………………….6-6.3( Chabasse et al ., 2002).

I.2.4 : Pomme de Terre - Carotte- Bile (PCB)


Carottes épluchées et râpées……………………..20g

Pomme de terre épluchées et râpées……………..20g

Gélose…………………………………………….25g

Bile de bœuf récente……………………………150ml

Eau distillée…………………………………….1000ml.

(Pavlatou et al ., 1956).

Annexes

(Anne-Lorraine ,2010).

Annexes

( Zagnoli et al .,2005).

55

Etude sur les maladies Dermatophytes du dromadaire dans la région de Ouargla

(cas de Teigne de la peau).

Résume:

Cette étude a été réalisée sur un échantillon de dromadaires si pastoral extensif de deux zones du sud de

Ouargla afin d'identifier les types de champignons pathogènes causant les symptômes de dermatophytes

(teigne) de la peau. Cette étude a été d'un échantillon de 61 têtes de dromadaires de deux différentes zones

sud de Ouargla. la premier située' à 45 km avec 16 individu et l' autre à 160 km avec 45 individu, les moins

de deux sont les plus infectes .Identification en laboratoire, a expliqué par examen microscopique direct

que tous les échantillons prélevés représentent un résultat positif en observant le mycélium, Arthrospores,

levures et entourage le champignons les cellules de la peau infectée, la culture des échantillons sur les

milieux et l'observation les caractéristiques phénotypiques et l'examen microscopique des colonies

fongiques développes constaté que les champignons qui causent ces infections appartiennent à 07 espèces:

Trichophyton mentagrophytes,Candida albicans, Aspergillus flavus, Aspergillus fumigatus, Aspergillus

niger, Aspergillus terreus, Aspergillus versicolor, ces champignons représente les champignons la plus

causante de l' infection de la peau chez l'home et l'animal.

Mots clés: Ouargla, camlin , Teigne de la peau, Trichophyton, Candida, Aspergillus.

(حالة قوباء الجمد)دراسة حول االمراض الفطرية لمجمال بمنطقة ورقمة : ممخص

المسببات جنوب مدينة ورقمة بغرض التعرف عمى أنواعان تقعتين رعي موسع بمنطقةأجريت هذه الدراسة عمى عينة من الجمال في حال جنوب مدينة مختمفتين جمال من منطقتينال راس من 61 منةتمت عمى عينة مكون الدراسة هذه، قوباء الجمدالفطرية والمسببة ألعراض

ت مالحظة االعراض ان الجمال الصغيرة االقل أوضح رأس 45 بها كمم160 والثانية رأس ،16 بها كمم45عمى بعد تقع ورقمة احداهما المخبري من خالل أوضح التشخيص عينات من اصابات مختمفة من الجمد،10من سنتين هي االكثر عرضة لإلصابة ومنها تم تجميع

ألبواغ المفصمية والخمائر الميسميوم وا ان كل العينات التي تم جمعها تمثل نتيجة ايجابية من خالل مالحظة ،المباشرالمجهري الفحص حاطة الفطر لخاليا الجمد المصابة ، ب ة وبمالحظة المميزات المظهرية والفحص المجهري لممستعمرات ط الزراعياوساال في اتزرع العينوا

Trichophyton mentagrophytes انواع فطرية 07الى تنتمي تسبب هذه االصاباتيات التىفطرالالفطرية النامية وجد ان

Candida albicans، Aspergillus flavus ، Aspergillus fumigatus ، Aspergillus niger ، ،versicolor

Aspergillus ، هذه الفطريات تمثل الفطريات االكثر شيوعا لإلصابة الجمدية عند الحيوان واإلنسان.

، Trichophyton، Candida ، Aspergillusرقمة، الجمال، قوباء الجمد ، و :الكممات المفتاحية

Study on fungal diseases of camels in Ouargla region (the case of ringworm)

Abstract

This study was conducted on a sample of camels if extensive grazing of two southern areas of Ouargla in

order to identify types of fungal pathogens causing the symptoms of ringworm of skin.This study was a

sample of 61 individual of Camels from two different southern regions of Ouargla, one located just 45

kilometres by 16, and the second is 160 kilometres by 45 top symptoms explained that at least two small

camels are the most susceptible to infection and have been compiling 10 samples from various injuries of

the skin, the laboratory diagnosis by direct microscopy. All samples were collected represent a positive

result by observing the mycelium and Arthrospores , yeasts and mycelium to the infected skin cells, the

culture of samples on culture mediums phenotypic characteristics and microscopic examination of fungal

colonies developing found that fungi that cause these infections belong to 07 species are: Trichophyton

mentagrophytes,Candida albicans, Aspergillus flavus, Aspergillus fumigatus, Aspergillus niger, Aspergillus

terreus, Aspergillus versicolor, These fungi represent the most common fungus skin infection of human and

animal.

Key words: Ouargla, Camels, ringworm, Trichophyton, Candida, Aspergillus

thème etude sur les maladies dermatophytes du dromadaire dans

Documents