préparations histologiques

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Procédure pour fixer un échantillon histologique sur une lame. Notes personnelles de mon cours pratique d'histologie de 2eme candi vétérinaire sous la direction du Dr Danguy à l'U.L.B.! (excellent professeur, un de ceux qui m'a laissé les meilleurs souvenirs).

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Page 1: Préparations histologiques

TP d’histologie

La méthode peut prendre entre 10 jours et 15 minutes.

But de la méthode : Débiter en coupe mince (5 à 6 m) un tissu, un

organe, de le colorer et qu’il résiste des dizaines d’années.

Les différentes étapes :

• Fixation• Rinçage• Inclusion

• Coupe• Coloration• Montage

La fixationLe tissu doit être le plus frais possible. Il peut venir de l’abattoir.On doit d’abord tuer les cellules en appliquant une coagulation

irréversible du cytoplasme. Ainsi, on empêche l’autolyse et la décompositionpost-mortem. Pour que le fixateur agisse correctement sur l’ensemble du tissu,celui-ci ne doit pas excéder les 10mm de diamètre.

Les différents fixateurs :• Ethanol 96%

Mais il provoque une brusque déshydratation du tissu entraînant

des artéfacts.• Formol

Il s’agit de formaldéhyde qui peut être pur : 40% ou bien à 10%. Il

pénètre vite et bien dans le tissu mais il a tendance à durcir cedernier, qui sera alors plus dur à couper.

• Acide picrique

Il s’agit de poudre jaune explosive qui est diluée dans de l’eaupicriquée saturée. Les protéines précipitent alors sous forme depicrate.

La coloration sera, par la suite, très bonne mais ce fixateur neconvient pas pour tous les tissus qui ont alors tendance a gonfler(surtout quand il présente beaucoup de collagène)

• Acide acétique glacial

Il est utilisé pur, à 100% (dans le vinaigre, il est a 80%). Il est trèsbon pour les structures nucléaires mais il a tendance à détruireces structures si on le laisse agir trop longtemps.

• Tétroxyde d’osmium (OsO4)Il est très bon pour tous les systèmes membranaires mais coûtetrès cher et est très toxique

Dans la pratique, on mélange ces différents fixateurs pour obtenir parexemple le liquide de Bouin de couleur jaune :

Page 2: Préparations histologiques

- 75 mL d’eau picriquée saturée

- 25 mL de formol 40%- 5 mL d’acide acétique glacial

Mais ce liquide lyse beaucoup de globules rouges et a tendance à fairegonfler le collagène.

Attention, la fixation n’est pas éternelle, à l’exception du formol qui estégalement un conservateur.

Le temps de la fixation varie en fonction de la taille de la pièce :- 5 mm de diamètre : 24heures de fixation

- 2 cm « 3 jours «Si la pièce est plus grosse, après quelques heures dans le fixateur, on fait uneincision dans le tissu pour que le fixateur rentre aussi par l’intérieur.

Le rinçageOn sort la pièce du fixateur puis on la baigne dans du carbonate de

lithium pour enlever la coloration jaune s’il y a lieu. Sinon, pour un fixateur

comme l’acide picrique, on passe juste la pièce sous l’eau courante.

L’inclusionOn inclut ensuite la pièce dans de la paraffine, substance à la fois dure

et molle, ou bien dans du cellomidine, de la gélatine, ou encore de la résinehypoxie, substance beaucoup plus dure, utilisée pour des coupes très minces.

Il faut d’abord déshydrater le tissu car la paraffine est très hydrophobe.

On utilise pour cela des alcools de degré croissant : 40% puis 90% et enfinl’alcool absolu. Mais la paraffine n’est pas non plus miscible avec l’alcool. Ilfaut donc laver le tissu. On le plonge alors dans trois bains successifs de 24h

d’hydrocarbures benzéniques (qui peuvent causer les leucémies). On peutégalement utiliser le butanol, qui a pour avantage de finir unedéshydratation, qui aurait été mal faite. Le butanol est pourtant un alcool,

mais il se mélange très bien avec la paraffine.On place ensuite la pièce déshydratée dans trois bains de paraffine

liquide, en étuve, à 58 ou 60°C, pendant trois fois 24h. Puis on coule la pièce

dans de la paraffine liquide qui va se solidifier. La pièce est conservable ainsipendant des siècles.

La coupeOn utilise un appareil très lourd et très coûteux : un microtome. On

récupère ensuite la coupe que l’on place sur une lame de verre. L’adhésiondoit être bonne. On peut utiliser divers liquide pour la faciliter, puis on laisse

sécher.

La colorationSi on ne colore pas, on ne peut rien observer du tout.Il existe différents types de coloration :

1/ La coloration topographique : trichrome de Masson

Page 3: Préparations histologiques

2/ La coloration histochimique : APS = Acide périodique réactif

de Schiff

1/ La coloration topographiqueElle fait appel à des colorants à base d’eau.

• Il faut d’abord enlever la paraffine, sinon, le colorant ne peut pas entrerdans le tissu. On utilise donc trois bains de toluol de 5 minutes.

• On réhydrate la coupe avec des bains d’alcool décroissants : 100%,90% et 70% puis un bain d’eau distillée.

• Le 1er colorant, basique, l’hématoxyline, colore tout ce qui est acide,comme le noyau, en bleu foncé : 5 minutes

• On lave a l’eau courante (si elle est basique) pour renforcer lacoloration qui deviendra bleue/noire.

• Le 2ème colorant, acide, la fuscine Ponceau, colore quasi toutes lesprotéines, en rose pour le cytoplasme, en rouge pour la kératine parexemple. 5 minutes.

• On rince ensuite à l’eau acidifiée, c'est-à-dire de l’eau distillée avec 1%d’acide acétique.

• On effectue un 2ème rinçage à l’eau acidifiée.

• On plonge la coupe dans un mélange : orange G (colorant acide qui

se fixe sur les globules rouges et les colore en orange) / acidephosphomolibdique (qui annule l’effet de la fuscine ponceau auniveau du tissu conjonctif et rend le collagène et l’élastine

transparente) : 5 minutes

• On rince deux fois la coupe à l’eau acidifiée.

• 3ème colorant, le vert lumière, se fixe au conjonctif, surtout le collagèneet le colore en vert : 5 minutes.

• On rince deux fois la coupe à l’eau acidifiée et on peut l’y laisser2heures.

2/ La coloration histochimique : APSElle met en évidence les glucides en général, mais sans précision. Les

deux 1ères étapes de cette coloration sont identiques à la précédente.

• Il faut d’abord enlever la paraffine, sinon, le colorant ne peut pas entrerdans le tissu. On utilise donc trois bains de toluol de 5 minutes.

Page 4: Préparations histologiques

• On réhydrate la coupe avec des bains d’alcool décroissants : 100%,90% et 70% puis un bain d’eau distillée.

• On plonge la coupe dans un bain d’acide périodique (Hi O4). Il va se

produire une oxydation modérée entraînant la formation d’aldéhydesà partir d’hydroxydes : 5 à 10 minutes.

• On lave la coupe à l’eau du robinet.

• On la plonge dans du réactif de Schiff où la fuscine est décolorée par

le dioxyde de souffre. Dès 10 minutes, les aldéhydes sont révélés enrouge magenta : 20 minutes

• On rince à l’eau distillée puis à l’eau du robinet

• Pour voir les noyaux, on effectue une contre coloration, avecl’hématoxine, ce qui permet de mieux discerner les cellules.

• On rince à l’eau courante.

Le montagePour éviter que la coupe ne s’abîme, on va la protéger par une lamelle

qui sera collée grâce à un baume synthétique. Mais ce dernier n’est pasmiscible à l’eau.

Il faut donc de nouveau déshydrater la coupe. Mais cette fois-ci, on labaignera rapidement dans deux bains successifs d’alcool à 100% pour éviterque le vert lumière ne diffuse.

On baignera ensuite la coupe dans un bain de toluol, miscible aubaume synthétique.

La coupe est maintenant prête à être montée :

On pose une lamelle sur la table, on y dépose au centre une goutte debaume et on applique délicatement la lame avec la préparation dessus. Unefois collée, on retourne rapidement la lame et on vérifie qu’il n’y ait pas de

bulles. Dans le cas contraire, on écrase un peu la lamelle pour faire échapperl’air qui se trouve en dessous.

Enfin, on place le tout en étuve pendant 24 heures.