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Manuscrit soumis le 4 mars 2012 Ann. Méd. Vét., 2012, 156, 7- 24

Le virus Schmallenberg ou l’émergence du premier Orthobunyavirus du sérogroupe Simbu en Europe

MARTINELLE L.1, DAL POZZO F.1, KIRSCHVINK N.2, DE LA gRANDIÈRE M.A.3, THIRY E.3, SAEgERMAN C.1

1 Unité de Recherche en Épidémiologie et Analyse de Risques appliquées aux Sciences vétérinaires (UREAR-ULg), Département des Maladies

infectieuses et parasitaires, Faculté de Médecine vétérinaire, Université de Liège, Boulevard de Colonster, 20, bâtiment B42, 4000 Liège, Belgique2 Unité de Recherche vétérinaire intégrée (URVI) - NARILIS (Namur Research Insitute for Life Sciences), Département de Médecine vétérinaire,

Faculté des Sciences, Université de Namur, Rue de Bruxelles, 61, 5000 Namur, Belgique3 Virologie vétérinaire et Maladies virales animales, Département des Maladies infectieuses et parasitaires, Faculté de Médecine vétérinaire,

Université de Liège, Boulevard de Colonster, 20, bâtiment B43b, 4000 Liège, Belgique

Correspondance : Prof. Claude Saegerman E-mail : claude.saegerman@ulg.ac.be

RÉSUMÉ : Le virus Schmallenberg (SBV) a été identifié en Allemagne en novembre 2011. Il s’agit d’un virus de la famille des Bunyaviridae, genre Orthobunyavirus, appartenant au sérogroupe Simbu. L’analyse métagénomique d’échantillons prélevés sur des bovins adultes a permis de rapprocher le SBV des virus Akabane, Aino et Shamonda. La maladie se manifeste chez le bovin adulte par une chute de la production laitière, de la fièvre, une diarrhée pouvant être sévère et parfois des avortements. Une atteinte congénitale de type arthrogrypose/hydranencéphalie est décrite chez des agneaux, des chevreaux et des veaux. La maladie causée par le SBV est considérée comme non contagieuse, à transmission vectorielle, vraisemblablement par des moucherons du genre Culicoides. L’atteinte clinique est décrite aux Pays-Bas et en Allemagne depuis l’été 2011 chez les bovins adultes, et c’est depuis décembre que des cas d’atteinte congénitale avec détection du SBV ont été rapportés d’abord en Allemagne, aux Pays-Bas, et en Belgique, puis au Royaume-Uni et en France et enfin, plus récemment, en Italie, au Grand-Duché de Luxembourg et en Espagne. Le SBV a été jusqu’à présent essentiellement diagnostiqué par réaction en chaîne par polymérase en temps réel. Des tests sérologiques ont été développés récemment. Le risque zoonotique est considéré comme très faible. L’émergence du SBV constitue un évènement majeur en santé animale et un nouveau défi pour les vétérinaires et chercheurs européens.

IntroductIon

Le virus Schmallenberg (SBV) a été découvert en novembre 2011 par le Friedrich Loeffler Institute (FLI, Ile de Riems, Allemagne) suite à l’analyse métagénomique d’un pool d’échan-tillons sanguins en provenance d’une ferme de la ville de Schmallenberg (Rhénanie du Nord-Westphalie, Allemagne). Ces analyses ont été menées à la suite de la constatation, par les éleveurs et vétérinaires de la région, d’une fréquence anormalement élevée de baisse de production laitière associée à de l’hyperthermie, de la diarrhée pouvant être sévère et parfois des avortements chez les bovins, et ce,

depuis le mois d’août 2011. Les pour-centages d’homologie nucléotidique présentés par les séquences généti-ques identifiées ont permis de classer ce nouveau virus dans la famille des Bunyaviridae, genre Orthobunyavirus, sérogroupe Simbu. Les virus apparte-nant à ce groupe sont non contagieux, transmis par des arthropodes hémato-phages, notamment des moustiques et des moucherons du genre Culicoides. Entre le mois de novembre 2011 et la mi-mars 2012, le virus a été mis en évi-dence chez des ovins, des caprins et des bovins en Allemagne, aux Pays-Bas, en Belgique, au Royaume-Uni et en France, chez une chèvre en Italie,chez des agneaux et des veaux au grand-

Duché de Luxembourg et chez un agneau en Espagne, constituant ainsi la première occurrence de circulation autochtone d’un Orthobunyavirus du sérogroupe Simbu en Europe occidentale. Cependant, d’autres Orthobunyavirus ont été identifiés en Europe, soit sporadiquement par l’analyse de pools de moustiques (cas du virus Batai en Allemagne) (Jöst et al., 2011), soit dû à une présence endé-mique (cas du virus Tahyna) (Bennett et al., 2011). La maladie associée à l’infection par le SBV se manifeste chez le bovin adulte par une baisse de la production laitière, de la fièvre, une diarrhée pouvant être sévère et parfois des avortements. Une atteinte congé-

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nitale est également décrite chez des agneaux, des veaux et des chevreaux, caractérisée par des malformations de type arthrogrypose/hydranencéphalie. Dans cette revue, la phylogénie, la pathogénie et les mesures applicables au contrôle des Orthobunyavirus du groupe Simbu sont présentées en y incluant les données disponibles à l’heure actuelle sur le SBV, arrêtées au 24 avril 2012. Les données épidémio-logiques relatives à la circulation du virus en Europe sont également résu-mées. Le risque zoonotique présenté par le SBV est enfin discuté.

taxonomIe et phylogénIe

Les virus de la famille des Bunyaviridae sont des virus enveloppés, à ARN monocaténaire de polarité négative, de forme sphérique et mesurant environ 100 nm de diamètre (Elliott, 2009). A l’heure actuelle, cette famille regroupe 95 espèces réparties en 5 genres, sur base de leurs propriétés sérologiques et biochimiques : Orthobunyavirus, Hantavirus, Nairovirus, Phlebovirus et

Tospovirus (International Committee on Taxonomy of Viruses, 2009). Les 4 premiers genres comprennent des virus qui infectent des hôtes vertébrés alors que le dernier infecte des plan-tes (Elliott, 1997). Leur génome est constitué de trois segments : S (Small), M (medium) et L (Large), ces appella-tions reflétant la longueur respective de ces segments en terme de nombre de nucléotides (Walter et Barr, 2011). Le segment S de tous les Bunyaviridae encode la protéine de nucléocapside N. Pour les Orthobunyavirus (ainsi que pour les Phlebovirus et Tospovirus), ce segment encode également une pro-téine NSs, non structurale, qui joue un rôle dans la médiation de la réponse antivirale des cellules infectées. Le segment M encode un précurseur pro-téique membranaire qui sera clivé par des protéases cellulaires pour former les deux glycoprotéines virales gn et gc, qui jouent un rôle essentiel dans la maturation des nouvelles particules virales et l’attachement aux cellules sensibles. Ces deux glycoprotéines étaient aussi dénommées respective-ment g1 et g2 (Saeed et al., 2001a).

Ce segment code encore une pro-téine NSm, issue du même précurseur protéique que gn et gc, qui semble également jouer un rôle dans la mor-phogénèse virale. Une seule protéine est encodée par le segment L, une grande protéine complexe qui consti-tue l’ARN polymérase virale dépen-dant de l’ARN (figure 1). À l’origine, sur base de données sérologiques, les Orthobunyavirus ont été séparés en 18 sérogroupes, parmi lesquels se trouve le sérogroupe Simbu (d’après le nom du virus-type du groupe, le virus Simbu). Ce groupe comprend 27 virus (sans tenir compte du SBV), qui ont été isolés jusqu’à présent sur tous les continents à l’exception de l’Europe. Les membres du sérogroupe Simbu présentent des réactions croisées au test de fixation du complément mais se distinguent par séroneutralisation (Kinney et Calisher, 1981) et par l’ana-lyse des séquences génétiques. Deux membres de ce groupe sont d’une importance médicale particulière, les virus Akabane et Oropouche, respec-tivement en médecine vétérinaire et humaine (tableau I). Les données issues du séquençage des trois segments génomique du SBV ont permis d’établir une homologie nucléotidique de 97 % avec le virus Shamonda, 71 % avec le virus Aino, et 69 % avec le virus Akabane res-pectivement pour les segments S, M et L (Hoffmann et al., 2012). Cette plus grande proximité phylogénique avec le virus Shamonda a conduit les chercheurs du FLI de parler de virus Shamonda-like pour caractéri-ser le SBV. À l’heure actuelle, seu-les les séquences nucléotidiques du segment S des virus Aino, Akabane, Tinaroo et Oropouche ont été complè-tement publiées, aussi toute caractéri-sation plus précise du SBV ne pourra se faire pour l’instant que sur base de ce segment.

Le virus Akabane

Le virus Akabane est un des Orthobunyavirus les plus étudiés, en raison de son impact économique par-fois considérable, à cause non seule-ment des pertes liées à la naissance de jeunes non viables mais également suite à la diminution de production laitière faisant suite à l’épisode clini-que, cette perte pouvant s’élever chez la vache laitière à plus de 25 % sur une lactation (Horikita et al., 2005). Il aura fallu plus de 15 ans pour parvenir à associer ce virus, initialement isolé

Figure I : Les virus de la famille des Bunyaviridae sont enveloppés et générale-ment sphériques, et les hétérodimères gn-gc sont extériorisés selon une matrice propre au genre du virus. Leur génome est constitué de trois segments d’ARN (S, M et L) adoptant une conformation circulaire en association avec les protéi-nes virales de nucléocapside N. Le segment S code la protéine de nucléocapside N et, pour la plupart des membres des genres Orthobunyavirus, Tospovirus et Phlebovirus, également la protéine NSs, qui intervient dans la modulation de la réponse antivirale des cellules infectées. Le segment M encode un précurseur polyprotéique membranaire, qui sera clivé en glycoprotéines virales gn et gc ainsi que, chez les Orthobunyavirus, Tospovirus et Phlebovirus, en une protéine NSm, impliquée dans la morphogénèse virale. Pour tous les Bunyaviridae, le seg-ment L code une unique protéine complexe, constituant l’ARN polymérase virale dépendant de l’ARN (d’après Thiry, 2007). .

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en 1959 dans le village japonais épo-nyme à partir de moustiques (Aedes vexans, Culex tritaeniorhynchus), avec le syndrome d’arthrogrypose-hydra-nencéphalie qui frappait régulièrement le Japon (Kurogi et al., 1975). Des anticorps spécifiques ont été décou-verts chez le bovin, le cheval, l’âne, le mouton, la chèvre, le dromadaire, le buffle (Bubalus bubalis) et le porc. La maladie a été décrite chez les bovins, ovins et caprins (Huang et al., 2003).La distribution géographique du virus Akabane s’étend sur une bande allant des latitudes 35° Nord à 35° Sud. La côte égéenne turque (Yonguc et al., 1982) jusqu’au Japon et l’Australie, en passant par la Malaisie et le sous-continent Indien sont concernés. Plusieurs études sérologiques prou-vent également la circulation du virus en Afrique (Kenya et Afrique du Sud), bien qu’aucune malformation congé-nitale n’ait été rapportée (Metselaar et Robin, 1976 ; Theodoridis et al., 1979). Les malformations congénitales caractéristiques de type arthrogrypose,

hydranencéphalie et microcéphalie ont été décrites en Australie, au Japon, à Taïwan, en Israël, en Corée et en Turquie (Kobayashi et al., 2007).Au sens large, les zones d’endémicité du virus Akabane et du virus de la fiè-vre catarrhale ovine (BTV, Bluetongue virus) sont globalement comparables, même si les espèces de culicoïdes vec-trices peuvent être localement différen-tes (Taylor et Mellor, 1994). Au sein de cette zone, les femelles des espèces de ruminants sensibles sont généra-lement atteintes avant leur première gestation, et ainsi les nouveau-nés sont habituellement indemnes de malfor-mations (Taylor et Mellor, 1994). Les atteintes cliniques sont surtout rappor-tées aux marges de cette zone, ou à l’occasion de l’importation de bétail naïf en zone endémique (Jagoe et al., 1993). Des souches d’origine géo-graphique distinctes, indiscernables sérologiquement, peuvent néanmoins présenter un pouvoir pathogène diffé-rent (McPhee et al., 1984 ; Parsonson et al., 1988).

Le virus Aino

Ce virus a été découvert en 1964 au Japon (Takahashi et al., 1968) et a été impliqué dans des cas de malforma-tions congénitales, d’avortements et de mortinatalités chez le bovin (Yoshida et al., 2000). Les lésions ont été repro-duites au cours d’infections expéri-mentales (Tsuda et al., 2004). Ce virus est largement répandu dans l’est et le sud-est de l’Asie ainsi qu’en Australie (Yanase et al., 2010). L’impact éco-nomique moindre du virus Aino expli-que une littérature nettement moins abondante que pour le virus Akabane. De plus, ce virus est réputé franchir la barrière placentaire moins fréquem-ment que le virus Akabane (Tsuda et al., 2004). Lors d’une infection par un Orthobunyavirus, les anticorps neutralisants sont dirigés contre cer-tains épitopes de la glycoprotéine gc. Cette dernière, encodée par le seg-ment M, est ainsi spécifique de cha-que espèce virale. C’est par ailleurs la protéine la plus variable chez les Orthobunyavirus (Briese et al., 2006). Par conséquent, le pourcentage d’ho-mologie nucléotidique modéré relevé

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tableau I : les 28 virus du sérogroupe Simbu, avec classification selon la lignée et l’embranchement, abréviation, année de premier isolement, et distribution géographique des isolements viraux positifs sur arthropodes vecteurs et hôtes vertébrés après infection naturelle (d’après Kinney et Calisher, 1981 ; Seymour et al., 1983 ; Aguilar et al., 2011 ; Saeed et al., 2001a; 2001b ; Hoffmann et al., 2012).Les lignées et embranchements ont été établis sur base de la séquence nucléotidique du cadre de lecture ouverte de la protéine N (voir Saeed et al., 2001a). En cas d’absence de données disponibles, la case a été laissée vide. Pour le virus Schmallenberg (SBV), la nomenclature est temporaire. Abrév. : Abréviation.

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entre les segments M des virus Aino et Schmallenberg n’a rien d’excep-tionnel.

Le virus Shamonda

Ce virus a été isolé pour la première fois au Nigeria en 1965, à partir de sang de bovin (Causey et al., 1972). Il a également été isolé au Nigeria quel-ques années plus tard chez Culicoides imicola (Lee, 1979). L’isolement viral le plus récent a été réalisé au Japon en 2002 à partir d’un mélange d’espèces de culicoïdes capturés au moyen de pièges lumineux (Yanase et al., 2005b). Il n’existe pas à l’heure actuelle de preuve directe d’un lien entre le virus Shamonda et des manifestations clini-ques chez l’homme ou l’animal, mais celui-ci a été suggéré sur bases sérolo-giques chez des veaux au Japon atteints d’arthrogrypose/hydranencéphalie (Yanase et al., 2005b). Le segment S du virus Shamonda présente le plus haut niveau d’homologie avec celui du SBV. Ce segment code notamment la protéine N, qui est la plus conservée au sein du sérogroupe Simbu. Sur base de la séquence de cette protéine, les virus du sérogroupe Simbu parta-gent une identité nucléotidique variant de 65 à 96 %. Cinq lignées phylo-génétiques ont ainsi pu être définies (I à V). Les virus Akabane, Aino et Shamonda ont tous les trois été classés dans la lignée I (respectivement aux embranchements Ib, Ia, Ic) (Saeed et al., 2001a) (tableau II).

VoIe de transmIssIon horIzontale et Vecteurs

Avec plus de 350 isolats disposant d’une nomenclature, la famille des Bunyaviridae est probablement la plus vaste des familles d’arbovirus (Hart et al., 2009). En effet, la plupart des Orthobunyavirus sont transmis par des

moustiques et des Culicoides. Les Nairovirus sont quant à eux trans-mis essentiellement par des tiques, les Phlebovirus par des phlébotomes, des moustiques ou des tiques. Les Tospovirus se transmettent aux plantes par l’intermédiaire des thysanoptères (petits insectes phytophages). Les Hantavirus ne se transmettent pas par l’intermédiaire d’arthropodes, mais se maintiennent dans la nature grâce à plusieurs espèces de rongeurs, réser-voirs de ces virus, et infectent leurs hôtes par voie aérogène, suite à l’in-halation par ces derniers d’aérosols de sécrétions de rongeurs contaminés (Ulrich et al., 2008). Comme pour d’autres virus à ARN segmenté, tels les Orthomyxoviridae ou les Reoviridae, il existe un risque réel de réassortiment entre bunyavirus présentant une homologie de séquence nucléotidique suffisante. Ainsi, le virus Ngari, responsable de cas de fièvres hémorragique chez l’homme, est un virus réassortant entre les virus Bunyamwera et Batai, responsables quant à eux d’une atteinte fébrile non hémorragique (gerrard et al., 2004 ; Briese et al., 2006). Le virus Iquitos, découvert en 1995 à Iquitos au Pérou, s’est avéré être un virus réassortant entre les segments S et L du virus Oropouche et le segment M d’un Orthobunyavirus inconnu à l’heure actuelle. Ce segment M est reconnu pour son rôle dans la dissé-mination systémique du virus de La Crosse (Orthobunyavirus, sérogroupe California) dans l’organisme du mous-tique Aedes triseriatus, vecteur natu-rel de ce virus (Beaty et al., 1982 ; 1985). Ainsi, la compétence vecto-rielle d’A. triseriatus est notamment déterminée par la séquence en aci-des aminés des protéines codées par le segment M (glycoprotéines virales et protéine NSm) et, de cette façon, le changement d’un nombre restreint d’acides aminés peut faire évoluer le

spectre de vecteurs que le virus peut infecter (Elliott, 2009). Par ailleurs, un taux élevé de réassortiment a été observé dans le vecteur après coin-fection simultanée ou à intervalle très proche (maximum 2 jours) avec dif-férents mutants du virus de La Crosse (Beaty et al., 1985).À l’instar des autres familles de virus à ARN monocaténaire, les ARN poly-mérases dépendant de l’ARN des Bunyaviridae sont enclines à produire des erreurs lors de la réplication du génome viral. Par conséquent, il est licite de postuler que la création de virus mutants favorise l’adaptation à de nouveaux vecteurs.

Vecteurs et transmission horizontale du virus Akabane

Le virus Akabane peut être transmis par des moustiques (Oya et al., 1961 ; Metselaar et Robin, 1976), mais surtout par des culicoïdes : Culicoides brevitar-sis en Australie (Doherty et al., 1972) et Culicoides oxystoma au Japon (Kurogi et al., 1987). La réplication du virus a été attestée chez Culicoides variipennis et Culicoides nubeculosus en conditions expérimentales (Jennings et Mellor, 1989). Le virus Akabane a également été isolé chez Culicoides imicola au Sultanat d’Oman (al-Busaidy et Mellor, 1991). Cette espèce est également présente en Turquie, où elle constitue le vecteur principal de la fièvre catar-rhale ovine (FCO) (Erturk et al., 2004). Cependant en Turquie, le virus Akabane ne s’est étendu ni sur la côte Nord-Est ni sur le plateau anatolien, contrairement au BTV. Il est ainsi probable que ces deux virus soient transmis par des vec-teurs différents, ou si Culicoides imi-cola est leur unique vecteur, que celui-ci soit plus compétent pour le BTV que pour le virus Akabane (Taylor et Mellor, 1994).

Vecteurs et transmission horizontale du virus Aino

Bien qu’initialement isolé chez des moustiques, le virus Aino pos-sède comme principaux vec-teurs des Culicoides, notamment Culicoides oxystoma au Japon (Yanase et al., 2005a).

Vecteurs et transmission horizontale du virus Shamonda

Culicoides imicola est un vecteur reconnu du virus Shamonda, mais d’autres espèces de culicoïdes sont impliquées. En effet, le virus est bien

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tableau II : foyers déclarés par espèce et pays atteints, arrêtés au 20 avril 2012, d’après Dominguez, 2012

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présent au Japon, en dépit de l’absence de Culicoides imicola sur l’archipel. Jusqu’à présent, seule la voie vecto-rielle a été décrite pour la transmission horizontale de ces virus. La brièveté de la virémie dans les espèces étudiées ne permet pas de définir d’espèce réservoir. La transmission verticale, suite au passage transplacentaire du virus, est certes prépondérante en ter-mes de pertes économiques et d’impact zootechnique, mais son rôle dans le maintien du virus dans la nature reste à préciser. En effet, le fœtus infecté in utero subit l’avortement ou a géné-ralement éliminé le virus une fois à terme, à moins d’une infection en fin de gestation. Dans le cas du SBV, si les espèces de culicoïdes paléarcti-ques endémiques d’Europe occidentale sont confirmées dans leur rôle de vec-teur, l’importance épidémiologique des ruminants en virémie congénitale est sans doute encore moindre. En effet, les petits ruminants, plus enclins à pré-senter de la virémie à la naissance en raison de leur gestation plus courte que celle du bovin, naissent en général en période d’inactivité vectorielle, rendant fortement improbable une transmission ultérieure. L’inactivité vectorielle dont il est question ici n’est pas absolue mais correspond à la définition fournie au Journal Officiel de l’Union Européenne du 27/10/2007, à savoir absence de capture de C. imicola et capture de moins de 5 femelles pares de culicoïde sur l’ensemble du territoire de l’État membre considéré (Commission of the European Communities, 2007). Les bovins qui naissent quant à eux plus tard dans la saison, même si l’activité vectorielle a repris, devraient en géné-ral avoir éliminé le virus à la naissance. Pour le virus Akabane, l’apparition d’anticorps neutralisants est décrite dès 76 jours de gestation chez le fœtus bovin, ce qui supporte l’hypothèse

d’une forte improbabilité de détection virale dans les tissus du nouveau-né à la naissance (Hartley et al., 1977).

Vecteurs et transmission horizontale du SBV

L’hypothèse d’un rôle central des espè-ces de culicoïdes paléarctiques dans la transmission du SBV est étayée par plusieurs études rétrospectives récen-tes. En effet, l’ARN du SBV a pu être détecté dans des culicoïdes cap-turés au Danemark en octobre 2011 (International Society for Infectious Diseases, 2012f), en Belgique dans un pool de C. obsoletus capturés début septembre 2011 et un pool de C. dewulfi capturés début octobre 2011 (International Society for Infectious Diseases, 2012g), ainsi qu’en Italie, sur six pools de culicoïdes appartenant au complexe obsoletus capturés entre septembre et novembre 2011 (Instituto G. Caporale, 2012). En Belgique, les RTqPCR ont été réalisées uniquement sur les têtes des culicoïdes. De cette façon, les insectes dont la positivité est liée à un repas sanguin récent pris sur des animaux virémiques sont écar-tés. Ainsi, un résultat positif suggère la présence du virus dans les glandes salivaires du culicoïde et reflète une possible transmission active du virus

avec amplification biologique par le vecteur. Par ailleurs, le rôle des moustiques ou d’autres arthropodes dans la trans-mission et l’épidémiologie du SBV ne peut être formellement écarté à l’heure actuelle.

epIdémIologIe descrIptIVe

Les sections suivantes détaillent la chronologie de l’épizootie, étape par étape, jusqu’à la notification des cas en Italie, au grand-Duché de Luxembourg et en Espagne. La situation épidémio-logique des pays affectés au 24 avril 2012 est synthétisée dans le tableau II (foyers déclarés), le tableau III (pré-valence des troupeaux suspects testés par RTqPCR en Belgique et aux Pays-Bas) et la figure 2 (distribution géo-graphique du SBV à travers l’Europe en fonction de l’espèce).

Premiers cas cliniques aux Pays-Bas

Depuis août 2011, le Service de Santé Animale néerlandais à Deventer enre-gistrait un nombre anormalement élevé de cas de diarrhée aqueuse, fièvre (jusqu’à 41°C), et baisse de la produc-tion laitière (International Society for Infectious Diseases, 2011d). Plus de

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tableau III : prévalences dans les troupeaux testés par RTqPCR, au 24 avril 2012, en Belgique et aux Pays-Bas, selon l’espèce considérée

Figure II : Régions NUTS (Nomenclature of Territorial Units for Statistics) européennes avec au moins un troupeau ovin (A), caprin (B) et bovin (C) confirmé atteint par le SBV au 19 mars 2012 (d’après l’European Food Safety Authority, 2012).

(A) (B) (C)

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80 élevages laitiers, situés à l’extrême est du pays, en zone frontalière avec l’Allemagne, avaient rapporté ce type d’atteintes touchant un pourcentage variable de leurs vaches (International Society for Infectious Diseases, 2011a). Les premiers soupçons des éleveurs de la région se sont dirigés vers l’Al-lemagne. En effet, début mai 2011, des déchets de cuves à méthanisation utilisés comme engrais verts et épan-dus sur les champs ont été incriminés dans des cas supposés de botulisme chronique. Une présentation clinique différente permit néanmoins d’écarter rapidement cette hypothèse. Les tests réalisés par le Service de Santé ani-male et l’Université de Wageningen sur des échantillons fécaux, incluaient des techniques de culture, la microscopie électronique, la RTqPCR, ainsi qu’un screening à l’aide de la biopuce Epizone Biochip 5.1 (reconnaissant plus de 2000 espèces virales), mais aucune de ces méthodes n’a permis d’identifier l’agent responsable des signes clini-ques décrits (International Society for Infectious Diseases, 2011d).

Premiers cas en Allemagne et identifi-cation du virus

En Allemagne également, depuis août 2011, des éleveurs et des méde-cins vétérinaires de Rhénanie du Nord-Westphalie (ouest du pays, en zone frontalière avec les Pays-Bas) avaient rapporté une fréquence inha-bituellement élevée d’atteintes clini-ques chez des bovins caractérisées par de la diarrhée sévère, de la fièvre (> 40°C) associées à une baisse de la production laitière et, dans quelques cas, des avortements. En Allemagne, c’est un nouvel épisode de FCO qui a été dans un premier temps envisagé (International Society for Infectious Diseases, 2011b). Les analyses menées au FLI ont per-mis d’écarter les virus de la FCO, de la maladie hémorragique épizootique, de la fièvre aphteuse, de la diarrhée virale bovine, de la rhinotrachéite infectieuse bovine ainsi que ceux res-ponsables de la fièvre de la vallée du Rift et de la fièvre éphémère bovine, comme agents étiologiques de cette maladie. Le 18 novembre 2011, c’est finalement grâce à une analyse méta-génomique d’un pool de 3 échantillons sanguins prélevés dans une ferme de la ville de Schmallenberg (d’où le nom – provisoire – de virus Schmallenberg) que des séquences génomiques vira-les présentant des homologies avec le

genre Orthobunyavirus de la famille des Bunyaviridae, ont pu être mises en évidence. Une RTqPCR nouvellement développée, ciblant le segment L et testée sur une centaine d’échantillons issus de 14 fermes où la maladie avait été rapportée a permis la détection de neuf cas positifs dans quatre fermes différentes (International Society for Infectious Diseases, 2011b).

Confirmation de la présence du virus aux Pays-Bas, premières atteintes congénitales

Pendant ce temps aux Pays-Bas, les données requises pour la réalisation de la RTqPCR de la FLI avait été trans-mises. L’Institut vétérinaire central (CVI, Lelystad) avait testé 50 échan-tillons issus de 8 fermes où des problè-mes de diarrhée avaient été rapportés. Simultanément, 115 échantillons de contrôle étaient testés. Le 8 décembre 2011, sur 50 échantillons testés, 15 se sont révélés positifs, alors que tous les contrôles étaient restés négatifs. Depuis décembre 2011, une augmenta-tion du nombre de naissances d’agneaux malformés avait été rapportée aux Pays-Bas, à travers tout le pays (International Society for Infectious Diseases, 2011e). Ces animaux, mort-nés ou non viables, présentaient des anomalies de type tor-ticolis, hydrocéphalie/hydranencépha-lie et/ou arthrogrypose. Malgré le fai-ble nombre d’échantillons testés alors, l’exclusion préalable des pathogènes classiques pouvant donner lieu à de telles lésions et la confirmation de la présence d’ARN du SBV chez deux agneaux malformés de la même ferme ont permis de renforcer l’existence d’un lien de causalité entre le virus et ces anomalies.

Premières atteintes congénitales en Belgique

En Belgique, c’est aussi à partir de décembre 2011 que les premiers cas d’anomalies congénitales chez des agneaux ont été signalés. La présence du SBV a été confirmée le 22 décem-bre 2011 par RTqPCR dans le thymus de 3 agneaux originaires d’une ferme de la province d’Anvers, près de la frontière hollandaise, qui présentaient de l’hydranencéphalie ou de l’hypo-plasie cérébrale. Dans cette ferme de 180 brebis, parmi les 60 qui mirent bas pendant cette période, 20 donnèrent des agneaux présentant des anomalies congénitales (International Society for Infectious Diseases, 2011c). Les

lésions observées étaient compara-bles à celles décrites aux Pays-Bas : torticolis, arthrogrypose, scoliose, hydranencéphalie ou hypoplasie céré-brale. Le 19 janvier 2012, le SBV était détecté pour la première fois en Wallonie dans le cerveau d’un avor-ton mâle blanc-bleu belge à 6 mois de gestation. L’animal, dépourvu de malformations évidentes, présentait néanmoins de l’œdème sous cutané et de l’hydranencéphalie à l’autopsie (International Society for Infectious Diseases, 2012d). Il était issu d’un élevage d’environ 300 têtes, essen-tiellement des blanc-bleu belges, ainsi que des vaches laitières, situé dans le sud du pays, près de la frontière fran-çaise. La brucellose, la diarrhée virale bovine – maladie des muqueuses, l’avortement mycotique et les princi-pales maladies bactériennes abortives ont été exclues de l’étiologie de cet avortement (International Society for Infectious Diseases, 2012c).

Bilan en Belgique (fin du mois de janvier)

Au 25 janvier 2011, 272 fermes ayant déclaré des épisodes d’avortement, de mortinatalité ou de malforma-tions congénitales ont été testées en Belgique. Parmi celles-ci, 189 éle-vages bovins (un résultat positif), 81 élevages ovins (55 élevages positifs) et deux chèvreries, toutes deux négati-ves. Au sein d’un troupeau de moutons positif, le pourcentage de brebis don-nant naissance à des agneaux infectés varie d’environ 32 %, à, dans une autre bergerie, 75 % (International Society for Infectious Diseases, 2012a).

Bilan aux Pays-Bas (fin du mois de janvier)

Au 26 janvier aux Pays-Bas, un total de 311 fermes a été testé, dont 159 troupeaux bovins, 136 ovins et 16 caprins. Deux troupeaux bovins, 73 troupeaux ovins et 3 caprins se sont révélés positifs (Nederlandse Voedsel - en Waren Autoriteit, 2012).

Bilan en Allemagne (fin du mois de janvier)

En Allemagne, d’août 2011 au 20 janvier 2011, le virus a été détecté dans 32 élevages au total (Friedrich-Loeffler-Institute, 2012a). Douze échantillons bovins ont été confirmés positifs (parmi lesquels un jumeau mort in utero 10 jours avant le terme), répartis dans 6 fermes. Des cerveaux

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d’agneaux malformés se sont révé-lés positifs dans 25 fermes (14 en Rhénanie du Nord-Westphalie, 10 en Basse-Saxe et une en Hesse). Enfin, une chèvrerie a également été tes-tée positive. De plus, le premier cas détecté en Rhénanie-Palatinat (24 jan-vier 2012) concerne une femelle bison et son avorton (International Society for Infectious Diseases, 2012e).

Premiers cas au Royaume-Uni

Le Royaume-Uni est le 4e pays à avoir détecté le SBV sur son territoire (International Society for Infectious Diseases, 2012d). En effet, la présence du virus a été confirmée le 23 janvier 2012 dans quatre fermes (deux fermes dans le comté de Norfolk, une dans les comtés de Suffolk et d’East Sussex), à partir d’échantillons d’ovins présen-tant des malformations congénitales comparables à celles observées dans les pays où le virus avait été précé-demment détecté.

Premiers cas en France

La France a suivi de peu, puisque les deux premiers cas d’infection au SBV chez des agneaux ont été confirmés le 25 janvier 2012. Ces cas sont issus des départements de la Meurthe-et-Moselle et de la Moselle, tous deux dans l’est de la France (Direction générale de l’Ali-mentation, 2012a).Premiers cas en Italie, au Grand-Duché de Luxembourg et en Espagne.Un premier cas de SBV a été confirmé en Italie le 16 février 2012 dans une petite exploitation de chèvres (World Animal Health Information System, 2012a) et le 17 février 2012 dans une exploitation ovine du grand-Duché de Luxembourg (World Animal Health Information System, 2012b). Le pre-mier, et pour l’instant unique cas de SBV en Espagne, a été déclaré à l’OIE le 13 mars 2012. Il s’agissait d’un agneau avorté le 06 mars 2012 présentant des lésions compatibles avec une atteinte par le SBV, dont la présence a été confir-mée par RTqPCR (World Animal Health Information System, 2012c).

éVolutIon de l’épIzootIe

Les zones où le virus a été détecté pour la première fois, quelque soit le pays considéré, sont remarquablement superposables avec celles où la FCO a également fait son apparition en 2006-2007, ce qui tend à accréditer l’hypo-

thèse d’une transmission vectorielle par les culicoïdes.Si les culicoïdes sont effectivement les vecteurs du SBV, compte tenu de la période d’inactivité vectorielle des Culicoides endémiques et du pic d’at-teinte clinique observé chez les bovins adultes, il est vraisemblable que la majorité des infections des mères ait eu lieu en août-septembre 2011. Par conséquent, en raison de la durée de gestation de la brebis (environ 147 jours), il était permis de postuler que la proportion d’agneaux atteints allait diminuer après le 1er février (International Society for Infectious Diseases, 2012c). De plus, les brebis infectées entre les 30e et 50e jours de gestation semblent être les plus sus-ceptibles de donner naissance à des agneaux malformés.Par contre, le service de santé de l’état de Rhénanie du Nord-Westphalie s’at-tendait pour les premiers mois de 2012 à un pourcentage de veaux nouveau-nés infectés de 15 à 20 % (International Society for Infectious Diseases, 2012b). En outre, selon cette hypothèse, le pic de naissance de veaux atteints de lésions congénitales aurait du se pro-duire autour du mois de février 2012, ce qui est cohérent avec les données issues du terrain (anonyme, 2012). Aux Pays-Bas, les premiers résultats de la première étude de séropréva-lence ont été rendus publics récemment (International Society for Infectious Diseases, 2012h). Les échantillons sanguins testés, prélevé sur 1123 vaches laitières entre le 1er novembre 2011 et le 1er février 2012 dans le cadre de la sur-veillance de la FCO, ont révélé qu’en-viron 70 % des bovins laitiers hollan-dais étaient séropositifs envers le SBV. La prévalence intra troupeau peut être très élevée. Dans deux exploitations ovines et deux exploitations bovines testées de manière exploratoire, entre 70 et 100 % des animaux possédaient des anticorps spécifiques dirigés contre le SBV. Le futur du SBV en Europe ne pourra être déterminé que lorsque la capacité du virus à passer l’hiver aura été établie, et que la séroprévalence du bétail à l’échelle européenne aura été précisée.

sIgnes clInIques et lésIons

Signes cliniques causés par le SBV chez le bovin adulte

Les premières descriptions de signes cliniques d’atteinte par le SBV chez le bovin adulte rapportaient une hyper-thermie (> 40°C) transitoire, une chute de production laitière signifi-cative (jusqu’à 50 %), une diarrhée sévère et parfois des avortements (International Society for Infectious Diseases, 2011b).

Première infection expérimentale de bovins avec le SBV

Très récemment, l’équipe allemande du Friedrich Loeffler Institute (FLI) qui a identifié le SBV pour la première fois, a publié des données relatives à la première infection expérimentale de bovins avec le SBV (Hoffmann et al., 2012). Trois veaux d’environ 9 mois ont été infectés par voie intraveineuse et/ou sous-cutanée. La virémie détec-tée par RTqPCR s’est étendue de 2 à 5 jours après l’infection, avec une viré-mie maximale au jour 4. Un animal a développé une hyperthermie (40,5°C) et un autre une diarrhée muqueuse persistant plusieurs jours. Le sérum testé à 21 jours s’est révélé positif par séroneutralisation.

Signes cliniques causés par le virus Akabane chez le bovin

De par la similarité des lésions causées et la proximité génétique avec le virus Akabane, un mécanisme pathogénique comparable peut être envisagé pour le SBV. Les lésions potentiellement pré-sentées par les veaux atteints in utero par le virus Akabane ont pu être distin-guées selon deux entités : un syndrome hydrocéphalie/hydranencéphalie et un syndrome torticolis/arthrogrypose. L’infection au cours des six premiers mois semble être critique : une atteinte du fœtus entre 76 et 104 jours donne généralement lieu à des lésions de type hydranencéphalie/porencéphalie, et de 103 à 174 c’est l’arthrogrypose qui prédomine (Kirkland et al., 1988). Les lésions les plus tardives ont pu être observées pour une infection à 249 jours de gestation, et il semble que les fœtus âgés de moins de 2 mois sont protégés (Kirkland et al., 1988). De la microphtalmie peut également être observée (Brenner et al., 2004). Lors d’épizootie, de 4 à plus de 40 % des veaux nouveau-nés peuvent être atteints (Inaba et al., 1975 ; Kalmar et al., 1975 ; Parsonson et al., 1981c). Une étude australienne rapporte une fréquence d’anomalies congénitales chez des veaux naïfs de 30 à 54 % (Jagoe et al., 1993). Dans un contexte

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expérimental, des lésions comparables ont pu être obtenues chez des veaux nouveau-nés dont les mères avaient été infectées entre 62 et 96 jours de gestation (Kurogi et al., 1977b). Dans cette dernière étude, des avortements vers 100-120 jours de gestation ont été décrits, alors que des infections plus tardives seront également à l’origine de mises-bas prématurées ou de veaux mort-nés, présentant éventuellement des lésions d’encéphalomyélite non suppurante (Charles, 1994). De manière plus synthétique, pour une période d’activité vectorielle donnée avec transmission du virus effective, les veaux à naître les premiers, et donc infectés en fin de gestation, pré-senteront éventuellement des lésions d’encéphalomyélite non suppurante ; les veaux nés vers le milieu de la période de vêlage, infectés vers la mi-gestation, présenteront des altérations musculaires avec arthrogrypose et réduction du nombre de neurones dans la corne ventrale de la moelle épinière. Ils pourront présenter également un épaississement des parois vasculaires du système nerveux central (SNC) et des cavités kystiques dans l’encéphale. L’hydranencéphalie occupe une place centrale dans le tableau clinique des veaux nés en fin de période de vêlage (et donc infectés tôt pendant la gesta-tion) (Konno et al., 1982). En se basant sur les données disponi-bles pour le virus Akabane, il est pos-sible d’estimer les conséquences d’une infection par le SBV, selon l’espèce, et

en fonction du stade de gestation où a lieu l’infection (figure 3).Le virus Akabane semble présenter un tropisme accru pour les cellules immatures en division rapide telles celles présentes dans le système ner-veux et les muscles squelettiques du fœtus, induisant directement de l’encéphalomyélite et de la polymyo-site nécrosante. Si le fœtus survit, ce sera en présentant à terme des lésions d’hydrocéphalie/hydranencéphalie, de porencéphalie, de microcéphalie, d’encéphalomyélite non suppurante, d’arthrogrypose ou de torticolis. Les lésions congénitales peuvent encore inclure de la dilatation des ventricules cérébraux, de la paralysie de la langue, de la cécité, de la surdité, une faiblesse générale, de la boiterie, des torsions de membres et de l’atrophie muscu-laire (Kurogi et al., 1977b ; Kitani et al., 2000). Une cyphose et des spina bifida peuvent s’observer à l’occasion (Rovid Spickler, 2010).Les lésions les plus sévères s’obser-vent suite à l’infection des mères aux stades plus précoces de la gestation, reflétant l’importante population de cellules vulnérables et l’absence de système immunitaire pleinement com-pétent. Parsonson et collaborateurs (1988) suggèrent que, chez le mouton, le virus passe de la mère au fœtus par les placentomes, qui pour cela doi-vent être suffisamment développés et vascularisés. Selon le même auteur, les cellules trophoblastiques fœtales constituent une cible privilégiée pour

la réplication du virus Akabane à ce stade de l’infection. De manière assez paradoxale, s’ils ne sont pas morts dès la mise-bas, les veaux présentant une atteinte nerveuse même sévère survivent régulièrement plus longtemps que ceux atteints d’arthrogrypose/torticolis. En effet chez ces derniers la mise-bas est sou-vent problématique et ils se révèlent rapidement incapables de téter.L’infection post-natale de veaux ou de bovins adultes par le virus Akabane est généralement asymptomatique, même si certaines souches (souche Iriki et apparentées) peuvent être la cause d’atteintes nerveuses, avec hyperes-thésie, tremblements, ataxie, nystag-mus et opisthotonos, en l’absence d’hyperthermie et avec conservation de l’appétit. Des épidémies de ce type, d’ampleur modérée, ont été décrites au Japon, en Corée et à Taïwan (Liao et al., 1996). Des lésions d’encéphalo-myélite ont pu être mises en évidence chez ces animaux (Kono et al., 2008 ; Lee et al., 2002). Les études d’infec-tion expérimentales indiquent, comme dans le cas de l’infection à SBV, une virémie transitoire de courte durée, présente entre les jours 1 et 6 et détec-table pendant quatre jours (Kurogi et al., 1977b).

Signes cliniques causés par le virus Akabane chez le mouton

En conditions expérimentales, jusqu’à 36 % des agneaux nés de mères infec-

Figure III : Conséquences hypothétiques d’une infection in utero par le virus Schmallenberg (SBV), pour les bovins et les petits ruminants.Les différentes fenêtres d’infection in utero par le SBV sont présentées, selon l’espèce concernée : bovins (A) ou petits ruminants (B). Les durées de gestation sont indiquées en jours. HE/Ag : hydranencéphalie/arthrogrypose. * : prématurité, mort-nés, jeunes faibles, mortinatalité.

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tées entre le 30e et le 36e jour de gesta-tion peuvent naître avec des anticorps neutralisants dans leur sérum avant prise de colostrum (Parsonson et al., 1977). Le lien entre les lésions et le virus n’est pas systématiquement évi-dent, puisque des agneaux présentant des malformations typiques peuvent naître dépourvus d’anticorps neutra-lisants. De même, des agneaux clini-quement sains et sans lésions anato-mopathologiques peuvent quant à eux naître avec des anticorps neutralisants, particulièrement si les mères ont été infectées à 50 jours de gestation ou plus tard. Les malformations peuvent être très fréquemment observées chez les agneaux infectés entre 30 et 36 jours de gestation (pouvant toucher jusqu’à 80 % des agneaux infectés d’après Parsonson et al., 1981a), et la présence d’anomalies congénitales suite à une infection après 50 jours de gestation est considérée comme improbable (Hashiguchi et al., 1979). Les lésions congénitales de l’agneau sont comparables à celles qu’il est possible d’observer chez le veau, mais les lésions nerveuses et musculo-sque-lettiques semblent plus fréquemment coexister : arthrogrypose et agéné-sie du cerveau ou hydranencépha-lie, porencéphalie, brachygnatisme (figure 4), scoliose, avec également dans certains cas de l’hypoplasie des poumons et de la moelle épinière. Au niveau histopathologique des lésions de dégénérescence et d’atrophie mus-culaire ont été rapportées, et dans le système nerveux central, atrophie cérébrale, épanchements kystiques et malacie, œdème généralisé, gliose sousépendymaire, manchons périvas-culaires et plaques minéralisées sont décrites. Des lésions semblables ont été retrouvées dans le cervelet, le tronc cérébral ainsi que dans la moelle épi-nière (Parsonson et al., 1981b).L’arthrogrypose, chez l’homme comme chez les espèces domesti-ques, est généralement neurogéni-que, secondaire à des lésions in utero des motoneurones ventraux du SNC (Mayhew, 1984 ; Edwards et al., 1989). Ces lésions consistent généra-lement en une réduction de la myéli-nisation et du nombre des neurones de la corne ventrale de la moelle épinière (Parsonson et al., 1977). D’autres virus tératogènes peuvent être à l’ori-gine d’importantes lésions du SNC, comme le BTV, le virus de la maladie des frontières (Border disease virus, BDV) et le virus de la diarrhée virale

Figure IV: Agneau né vivant à l’âge d’un jour, incapable de se mettre debout. L’animal présente un réflexe de tétée bien développé et une vision normale. La motricité des muscles de l’encolure et du dos ainsi que la sensibilité du tronc sont normales. Le membre antérieur droit [1] est normalement formé et présente une motricité et une sensibilité normales. Le membre antérieur gauche [2] présente une arthrogrypose au niveau du carpe et un déficit moteur (paralysie flasque) à partir de l’épaule alors que la sensibilité du membre est normale. Les deux mem-bres postérieurs [3 et 4] présentent un déficit moteur (paralysie flasque touchant tout le membre), un déficit sensoriel et de l’arthrogrypose touchant toutes les articulations

Figure V: Tête d’un agneau présentant du brachygnathisme et un hydrocéphale (A). Coupe sagittale de la tête du même animal (B). La cavité crânienne présente un volume accru. On note l’absence quasi-totale de l’encéphale et un tronc céré-bral de taille très réduite.

(A)

(B)

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bovine - maladie des muqueuses (bovine viral diarrhoea virus, BVDV), pour-tant l’arthrogrypose n’est que rare-ment rapportée en cas d’atteinte par ces virus (Clarke et Osburn, 1978 ; Edwards et al., 1989 ; Maclachlan et al., 2009). Le sérotype 8 européen et certaines souches vaccinales atténuées du BTV sont reconnues pour pouvoir induire de l’hydranencéphalie chez les ruminants domestiques (Vercauteren et al., 2008). Les lésions causées par les pestivirus BDV et BVDV sont caractérisées par de l’hypomyélinogé-nèse et de la dysplasie du SNC, avec comme dans les cas d’atteinte par le virus Akabane, réduction du nombre des motoneurones ventraux (Clarke et Osburn, 1978). Cependant, lors d’at-teinte par le BTV, le BDV ou le BVDV, les cas d’arthrogrypose ne sont ni aussi fréquents, ni aussi sévères qu’en cas d’atteinte par le virus Akabane. Par ailleurs, l’atteinte primaire des cellu-les musculaires a été prouvée chez le fœtus de mouton et de bovin infecté par le virus Akabane (Kurogi et al., 1976 ; 1977b ; Parsonson et al., 1988). Ainsi selon plusieurs auteurs, cette fréquence accrue de troubles muscu-losquelettiques en cas d’infection in utero par le virus Akabane pourrait s’expliquer notamment par l’atteinte primaire des muscles fœtaux (Kurogi et al., 1977b ; Edwards et al., 1989).Chez le mouton adulte l’infection au virus Akabane apparaît subclinique en conditions naturelles ou expérimenta-les. Chez la brebis gestante les anti-corps neutralisants sont détectables entre 5 et 10 jours après l’infection et la virémie est détectable entre les jours 1 et 5 après l’infection (Parsonson et al., 1981a).

Signes cliniques causés par le virus Akabane chez la chèvre

L’inoculation expérimentale de dix chèvres avec le virus Akabane a été réalisée entre 30 et 55 jours de ges-tation. Aucun signe clinique n’a pu être mis en évidence chez les adultes. Les mères ont présenté une virémie durant 2 à 4 jours après l’infection. Les anomalies fœtales se sont révé-lées rares, avec seulement quelques chevreaux faibles, une momification, et des malformations sur un avorton (mère infectée à 40 jours de gestation) récupéré in utero à 120 jours de gesta-tion (Kurogi et al., 1977a).

Pouvoir pathogène du virus Aino

Plus récemment, une infection expé-rimentale de bovins gestants avec le virus Aino a été réalisée (Tsuda et al., 2004). Le passage transplacen-taire n’a pu être démontré, mais l’ino-culation intra-utérine a conduit à la naissance de veaux prématurés, fai-bles ou avec des lésions congénitales comparables à celles décrites chez les agneaux atteints par le SBV. Ce virus reste associé à un syndrome d’arthro-grypose/hydranencéphalie proche de celui induit par le virus Akabane. En effet, des anticorps neutralisants contre le virus Aino ont été mis en évidence au Japon et en Australie chez des bovins présentant ce type de lésions, et des antigènes du virus Aino ont également été détectés dans des cellules gliales d’un avorton bovin au Japon. Le virus a été ensuite isolé à partir du même avorton (Coverdale et al., 1978 ; Noda et al., 1998; Uchinuno et al., 1998 ; Yoshida et al., 2000).

Pouvoir pathogène du virus Shamonda

À la connaissance des auteurs, il n’existe à l’heure actuelle aucune preuve formelle du pouvoir pathogène du virus Shamonda, quelle que soit l’espèce considérée.

dIagnostIc

Diagnostic clinique

Le contexte épidémiologique et clini-que peut faire suspecter une atteinte par le SBV. Chez le bovin, des épiso-des anormalement fréquents de diar-rhée, baisse d’appétit et de production laitière, hyperthermie associés éven-tuellement à des avortements, et suivi en période de vêlage par la naissance de veaux atteints d’arthrogrypose et/ou d’hydranencéphalie (ou de trou-bles nerveux associés), sont évoca-teurs. En admettant le très probable rôle des culicoïdes dans la transmis-sion du virus, l’atteinte clinique des adultes devrait pouvoir être observée pendant la période d’activité vecto-rielle, soit entre avril et novembre en Europe occidentale. L’atteinte préa-lable des mères peut passer inaperçue sans préjuger des conséquences sur la progéniture. En France, la plate-forme de surveillance épidémiologi-que en santé animale définit comme cas suspect, dans le bandeau nord-est (Alsace, Lorraine, Nord Pas de Calais,

Picardie, Champagne Ardennes), « tout bovin, ovin ou caprin, (i) avor-ton ou nouveau-né, malformé (arthro-grypose, raccourcissement des tendons du jarret, déformation de la mâchoire, hydranencéphalie torticolis, etc.) ou (ii) nouveau-né présentant des trou-bles neurologiques (paralysie flasque, mouvements exagérés, hyperexcita-bilité, difficulté à téter, ataxie,etc.) ». Pour le reste du pays il s’agit de tout second cas au cours du même trimes-tre dans une même exploitation pré-sentant les mêmes signes cliniques qui sera considéré comme suspect (Direction générale de l’Alimentation, 2012b).Chez les petits ruminants, l’atteinte des adultes n’a pas été décrite jusqu’à présent. La naissance d’agneaux et de chevreaux présentant de l’arthro-grypose, du brachygnathisme, de l’hy-dranencéphalie, mort-nés ou très fai-bles, justifie la poursuite d’analyses au niveau sérologique ou virologique (figures 4 et 5).Bien que les lésions observées chez les avortons et nouveau-nés ne puissent être considérées comme pathogno-moniques, elles demeurent tout à fait évocatrices et ont probablement une valeur prédictive positive supérieure à celle des tests visant à détecter le virus ou l’ARN viral. Des analyses épidé-miologiques complémentaires seront requises pour préciser cet aspect de la maladie.

Diagnostic différentiel

L’atteinte par le SBV doit être dis-tinguée d’une atteinte par d’autres Orthobunyavirus, tels les virus Akabane et Aino, ou le virus de Cache Valley (appartenant au sérogroupe Bunyamwera, circulant en Amérique du Nord). Des Orbivirus, comme le BTV ou le virus Chuzan, appartenant au sérogroupe Palyam, isolé au Japon à la suite d’une série de naissances de veaux malformés (goto et al., 1988), sont à inclure dans le diagnostic diffé-rentiel. En raison des malformations congénitales qu’ils sont susceptibles de provoquer, les BVDV, BDV et le virus de la maladie de Wesselsbron sont aussi à considérer (Rovid Spickler, 2010). Neospora caninum est un agent d’avortement d’importance chez les bovins à travers le monde, et peut éga-lementêtre à l’origine d’encéphalo-myélite non suppurante chez les veaux en cas d’atteinte congénitale. Dans ce

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cas, l’affection se manifeste par des troubles nerveux incluant des déficits proprioceptifs, de l’arthrogrypose, et pouvant conduire jusqu’à la paralysie complète de l’animal (De Meerschman et al., 2005). Des causes nutritionnelles (carences des mères en sélénium et/ou manga-nèse en début de gestation), toxiques (ingestion de lupins entre 40 et 70 jours de gestation) ou physiques (exposition à des radiations ionisantes) peuvent être envisagées (Oryan et al., 2011).

Diagnostic de laboratoire

Le FLI a développé et diffusé à travers l’Europe deux nouvelles RTqPCR, ciblant soit le segment S, soit le seg-ment L, utilisées actuellement pour détecter le SBV. La RTqPCR est cependant limitée par la brièveté de la virémie présentée par les animaux atteints par le SBV. En effet, lors d’atteinte congénitale, les malforma-tions peuvent être constatées bien que le virus ait pu être éliminé, rendant ainsi impossible la détection des anti-gènes ou des acides nucléiques du virus. En cas d’atteinte post-natale chez les bovins la virémie là aussi est brève, 2 à 5 jours d’après les premiè-res données expérimentales (cf. supra « Première infection expérimentale de bovins avec le SBV »). Différents kits, ciblant les segments S ou L, sont disponibles dans le commerce (AdiAvet™ Schmallenberg Virus, Adiagène® ; TaqVet™ Schmallenberg Virus – S gene - kit (SBVS), LSI® ; AnDiaTec® BoVir® Schmallenberg virus real time RT-PCR Kit, Andiatec®).L’isolement viral a, pour l’instant, été réussi à partir de sang de bovin adulte cliniquement atteint (Hoffmann et al., 2012). Il est probable que, comme c’est le cas pour le virus Akabane, cet isolement soit difficile en cas d’at-teinte congénitale, à moins qu’il soit réalisé sur un avorton expulsé simul-tanément à (ou peu de temps après) l’atteinte de sa mère ou suite à une infection in utero proche du terme. Actuellement, l’isolement viral est réalisé après un premier passage en aveugle sur cellules KC (cellules lar-vaires de Culicoides variipennis) suivi par l’inoculation de cellules BHK-21. L’effet cytopathogène est manifeste après 5 jours d’incubation (Hoffmann et al., 2012). Par analogie avec les virus Aino et Akabane, l’isolement sur souriceaux (âgés de 1 à 2 jours, après inoculation intracérébrale) et sur cellu-

les pulmonaires de hamster (HmLu-1) pourraient être des méthodes suffisam-ment sensibles pour le SBV (Kurogi et al., 1977c ; Yoshida et al., 2000). Le tropisme d’autres Orthobunyavirus pour les cellules neuronales et astro-gliales a été démontré, par immuno-histochimie ou immunofluorescence après infection naturelle (Noda et al., 1998 ; 2001) ou en cultures primaires (Kitani et al., 2000).De manière intéressante, les placen-tomes semblent constituer un tissu au sein duquel les Orthobunyavirus sont plus fréquemment isolés en cas d’in-fection in utero. Parsonson et colla-borateurs (1981a) ont émis l’hypo-thèse que l’interface fœto-maternelle pourrait constituer un environnement difficile d’accès pour les anticorps

neutralisants, et ainsi permettre une réplication accrue. Le système nerveux central est égale-ment constitué d’organes à privilégier en cas de recherche de SBV. Les pre-miers résultats tendent à prouver par exemple que la RTqPCR est plus sensi-ble lorsque réalisée sur le cerveau que sur le thymus (International Society for Infectious Diseases, 2012a).Le développement d’outils sérolo-giques devrait permettre de confir-mer l’implication du SBV dans de nombreux cas de malformations en l’absence de détection d’ARN viral. En effet, l’activité d’anticorps neu-tralisants contre le virus Akabane a pu être prouvée in utero chez le fœtus bovin dès 76 jours de gestation (Parsonson et al., 1981a), par consé-

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tableau IV : échantillons à prélever en cas de suspicion d’atteinte par le virus Schmallenberg (d’après Parsonson et al., 1981a ; Rovid Spickler, 2010 ; International Society for Infectious Diseases, 2012a).

En gras, les échantillons à prélever en priorité. IHC : immunohistochimie (non disponible pour le moment). La réaction en chaîne par polymérase en temps réel (RTqPCR) et l’isolement viral seront idéalement réalisés endéans les 24-48h.

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quent, la détection de ces anticorps dans le sérum du veau nouveau-né, prélevé avant la prise de colostrum, constituerait une preuve du passage transplacentaire du virus. Cela dit, ici encore par analogie avec la pathogénie du virus Akabane, l’absence d’anti-corps chez le nouveau-né ne devrait pas pour autant exclure le SBV du diagnostic étiologique (Parsonson et al., 1977). L’absence d’anticorps chez la mère par contre, compte tenu de la naïveté du cheptel européen envers le SBV, l’exclut évidemment. Lors d’une infection par le virus Akabane chez le veau, l’analyse de persistance des anticorps d’origine maternelle indique la baisse sensible de ces der-niers vers 4-5 mois (chez les veaux de race laitière et allaitante, respective-ment, d’après Tsutsui et collaborateurs (2009), et pourrait être comparable en cas d’infection par le SBV. Pour le virus Akabane, il existe en Europe un kit ELISA de compétition qui détecte les Igg1, commercialisé par la société ID Vet (Montpellier, France).

Démarche diagnostique

En cas de suspicion d’atteinte clinique causée par le SBV chez les adultes, l’étiologie pourra être confirmée par RTqPCR. Une ARNnémie négative, en raison de la brièveté de cette der-nière, ne permet pas d’écarter définiti-vement le SBV. Le suivi des anticorps spécifiques du SBV par sérologie cou-plée à trois semaines d’intervalle (test ELISA ou séroneutralisation) peut s’avérer nécessaire pour compléter le diagnostic.En cas de suspicion d’atteintes congé-nitales ou d’avortements causés par le SBV, les premiers examens à réali-ser seront : i) la détection d’anticorps spécifiques du SBV dans le sérum des avortons ou des nouveau-nés avant prise de colostrum (ELISA ou séroneutralisation), ii) la détection de l’ARN du SBV par RTqPCR à partir d’un morceau de placentome et si pos-sible de l’encéphale des avortons ou nouveau-nés. À défaut, le sang pré-levé sur EDTA et la rate peuvent être également testés par RTqPCR, mais le virus semble moins fréquemment détecté dans ces organes que dans le SNC (données personnelles).Si la démarche s’inscrit dans un dia-gnostic d’avortement sans suspicion particulière de SBV, il peut être utile te tester le sérum de la mère pour détec-ter les anticorps spécifiques du SBV, leur absence permettant d’écarter ce

virus de l’étiologie de l’avortement.Pour le SBV, le FLI a déjà mis au point des tests de séroneutralisation et d’immunofluorescence indirecte. Un test ELISA est également en cours de développement (Ministère fédéral de l’Alimentation, 2012), et un kit ELISA indirect du commerce (ID Vet, Montpellier, France) a été récemment validé par l’ANSES et est actuelle-ment disponible (International Society for Infectious Diseases, 2012i). Les chercheurs du CVI de Wageningen ont eux aussi mis au point un test de séro-neutralisation utilisé très récemment dans la première étude de séropréva-lence sur le bétail d’un des pays affecté (International Society for Infectious Diseases, 2012h). En cas de suspicion de SBV, les échantillons à prélever sont présentés dans le tableau IV.

contrôle

La transmission horizontale vecto-rielle est la seule décrite pour le SBV à l’heure actuelle, et compte tenu de la période d’inactivité vectorielle, il est vraisemblable que le SBV n’a pas circulé en Europe au cours de l’hi-ver 2011-2012. Aussi les mesures de contrôle sont vaines pour une maladie dont les conséquences se font ressen-tir en l’absence de circulation virale effective. En termes de désinfection, le SBV étant enveloppé, la plupart des désinfectants usuels sont suffi-sants pour l’inactiver, comme l’eau de Javel, la chlorhexidine, les détergents et les produits de nettoyage à base d’alcool et de phénol. Pour la saison à venir et en cas de persistance du virus au cours de la période hivernale, la seule mesure susceptible de diminuer les cas est un usage accru des répulsifs anti-insectes sur les animaux sensibles (Friedrich-Loeffler Institut, 2012b).Il n’existe pas de vaccin contre le SBV à l’heure actuelle. Seuls existent des vaccins contre le virus Akabane (sans aucune preuve de protection croisée contre le SBV, celle-ci est improbable en raison de la faible identité nucléoti-dique entre les deux virus). Des vac-cins atténués sont disponibles en Corée du Sud (Himmvac Bovine Akabane Live Vaccine, BoviShot® Akabane) et au Japon. Récemment, un vaccin trivalent inactivé contre les maladies causées par les virus Akabane, Aino et Chuzan a été développé et est com-mercialisé au Japon. Les souches vac-cinales utilisées ont été inactivées au

formol ou à l’éthylèneimine binaire et du Montanide IMS 1314 (Seppic, France) est utilisé comme adjuvant (Kim et al., 2011). Les vaccins atté-nués contiennent en général la sou-che TS-C2, issue de la souche OBE-1 (isolée à partir d’un fœtus bovin natu-rellement infecté en 1974) passée à basse température (30°C) sur cellules HmLu-1 (Kurogi et al., 1979).En date du début du mois d’avril 2012, le SBV n’est pas considéré comme un agent de maladie à déclaration obliga-toire, et ce, à travers toute l’Europe. En l’absence de réglementation, aucu-nes mesures ni barrières commerciales ne sont prévues pour le moment. Cela dit, dès le 1er février, la Fédération de Russie a commencé à imposer des res-trictions temporaires sur l’importation d’animaux et de matériel génétique en provenance de l’Allemagne, des Pays-Bas, de la Belgique et de la France. Les autorités russes ont maintenu en outre les restrictions imposées aupa-ravant sur l’importation d’animaux en provenance du Royaume-Uni et ont introduit à partir du 1er février les (mêmes) restrictions sur le matériel génétique en provenance de ce pays. Le Mexique de son côté a suspendu l’importation de matériel génétique de tous les ruminants en provenance des mêmes pays.

rIsque zoonotIque

À la fin du mois de décembre 2011, l’Institut national de Santé publique et d’Environnement néerlandais (RIVM) a publié un avis officiel concernant le risque présenté par le SBV pour l’homme (Braks et al., 2011). Ce ris-que a été évalué comme très faible, bien que ne pouvant pas être défini-tivement exclu. En effet, à l’heure actuelle, aucun cas humain n’a été à déplorer, tant chez les vétérinaires que chez les fermiers des régions concernées. Un rapport de l’Insti-tut fédéral allemand pour l’évaluation des risques (BfR) estime que, bien qu’il ne soit pas encore possible de délivrer des conclusions définitives, on ne doit pas s’attendre à ce que le SBV puisse être transmis à l’homme, soit par contact direct, soit par l’ali-mentation, qu’il s’agisse de viande ou de produits laitiers (Bundesinstitut für Risikobewertung, 2012). De plus, la plupart des virus du sérogroupe Simbu sont des pathogènes exclusifs des animaux. Cependant, les virus Oropouche et Iquitos (en fait, un réas-

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sortant du virus Oropouche (Aguilar et al., 2011)) sont reconnus pour avoir un potentiel zoonotique. Dans le cas du virus Oropouche, la maladie consiste essentiellement en un syndrome res-semblant à la dengue, associé éven-tuellement à de la photophobie et à un rash cutané (grimstad, 1988). La guérison survient généralement en 2 à 3 semaines, spontanément, sans séquelles ni mortalités rapportées jusqu’à présent (LeDuc et Pinheiro, 1989). Ce virus est à l’origine de plusieurs foyers en Amérique du Sud (Tesh, 1994). L’atteinte par le virus Iquitos peut inclure une composante digestive, avec vomissement, diarrhée et nausée (Aguilar et al., 2011).Or, au cours de l’hiver 2011-2012, les cas cliniques de SBV chez les bovins adultes ne sont plus rappor-tés. L’apparition plus récente d’at-teintes congénitales chez des veaux et agneaux correspond à une infection in utero contractée au cours des mois précédents. Par conséquent, compte tenu du mode de transmission retenu à l’heure actuelle (piqûre d’insectes et le plus vraisemblablement de culi-coïdes) et la saison, l’émergence de cas humains est hautement improbable pour le moment.

conclusIons

Il est particulièrement remarquable que le virus Schmallenberg et celui de la FCO, aient, apparemment, émergé à la même période de l’année, dans une zone géographique superposable. En Europe occidentale, le BTV et le SBV n’ont pas été retrouvés aux limi-tes de l’aire de répartition de virus homologue ou apparentés, mais sont tous deux apparus au cœur d’une zone où les troupeaux étaient naïfs, sans continuité géographique avec des zones d’endémicité (ou d’endémicité de virus apparenté pour le SBV). La question de leur introduction reste tout

à la fois importante et irrésolue. Rien n’exclut cependant pour l’instant une circulation du SBV non détectée, préa-lable à l’été 2011.Les virus du sérogroupe Simbu peu-vent infecter une grande variété d’es-pèces. Leur importance vétérinaire est liée aux pertes économiques consé-quentes qu’on peut leur imputer suite à l’infection du bétail domestique, mais il est également reconnu que plu-sieurs de ces virus peuvent toucher la faune sauvage. Sugiyama et colla-borateurs (2009) ont démontré qu’un peu plus de 10 % des sangliers dans la région de Kyushu au Japon étaient positifs aux virus Akabane et Aino. Par ailleurs aux États-Unis, chez plu-sieurs espèces d’oiseaux migrateurs (Progne subis, l’hirondelle noire, ou Agelaius phoeniceus, le carouge à épaulette, entre autres), il a été possi-ble d’isoler le virus Mermet, un autre Orthobunyavirus du sérogroupe Simbu (Calisher et al., 1969). Une évaluation sérologique des suidés sauvages et de certaines espèces d’oiseaux d’Europe envers le SBV serait intéressante et pourrait éventuellement fournir d’uti-les informations sur la circulation du virus préalablement au mois d’août 2011. À ce titre, l’application d’une démarche similaire à celle développée dans le cadre de la FCO, pour circons-crire le moment et le lieu d’émergence les plus probables du SBV pourrait se justifier (Saegerman et al., 2010). L’expérience acquise lors de l’émer-gence de la FCO aidant, il apparaît clairement que pour la gestion de ces maladies non contagieuses, transmises notamment par des moucherons du genre Culicoides, la vaccination, asso-ciée à un zonage circonstancié efficace, demeurent des options de gestion à ne pas négliger. Bien que la transmission à l’homme soit hautement improbable, vétérinaires et éleveurs doivent rester attentifs en cas de problèmes de santé inhabituels.

SUmmaRySchmallenberg virus (SBV) has been identified in Germany in November 2011. It belongs to the family Bunyaviridae, genus Orthobunyavirus, of the sero-group Simbu. Metagenomic analysis of samples taken from adult cattle allowed to esta-blish its close relationship with Akabane, Aino and Shamonda viruses. The main clinical signs in adult cattle are fever and a significant drop of milk yield for several days, in some cases also diarrhoea and abortions. A congenital arthrogyposis/hydra-nencephaly syndrome is also described in lambs, kids and calves. The infection is consi-dered as non contagious, most likely propagated among rumi-nants by biting midges of the genus Culicoides. Clinical cases were reported in adult cattle in Germany and the Netherlands since summer 2011, and conge-nital affections with SBV detec-tion since December, first from Germany, the Netherlands and Belgium, then United-Kingdom and France, and more recently in Italy, Luxembourg and Spain. So far SBV was most frequently diagnosed using real-time quan-titative polymerase chain reac-tion. Serological tests have been developed recently. Zoonotic risk cannot be excluded but is considered unlikely. SBV emer-gence is a major event in animal health and is a new challenge for European veterinarians and researchers.

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