détermination de la ration lipidique alimentaire optimale...

Mémoire présenté pour l’obtention du diplôme de

MAGISTER

En Gestion des Ressources Aquatiques

Laboratoire : Gestion des Ressources Aquatiques (Ge.Re.Aq.)

Thème :

Présenté par :

M. AL DILAIMI Ayed

Devant la commission du jury :

Président: M. ALABOUDY Abdulkadhum Professeur à l’Université d’Oran.

Promoteur: M. ABI-AYAD S.-M. El-amine Maître de Conférences A à l’Université d’Oran.

Examinateur: M. KERFOUF Sid-Ahmed Maitre de Conférences A à l’Université de Sidi Bel-Abbes.

Examinateur: M. BABA HAMED Med. Bey Maître de Conférences A à l’Université d’Oran.

Détermination de la ration lipidique alimentaire optimale chez les alevins

du tilapia du Nil (Oreochromis niloticus)

Année universitaire 2009 -

REMERCIREMERCIREMERCIREMERCIEEEEMENTSMENTSMENTSMENTS

Je tiens à remercier dieu en premier qui m’a donné la force pour accéder à ce niveau.

Je remercie le Dr. ABI AYAD Sidi–Mohammed El-amine, maître de Conférences au département de

Biotechnologie de la faculté des Sciences de l’université d’Oran d’avoir accepté de m’encadrer ainsi que

pour ses précieux conseils et ses encouragements et surtout sa grande compréhension qui m’ont incité à

persévérer dans mon travail.

Toutes mes reconnaissances vont à M. Abdel Kadem ALABOUDY, Professeur au département de

Biotechnologie de la faculté des Sciences de l’université d’Oran, pour l’honneur qu’il me fait en

acceptant de présider le jury malgré ses nombreuses tâches et responsabilités.

Je tiens à manifester ma gratitude au, Dr. BABA HAMED Mohamed Bey, maître de Conférences au

département de Biotechnologie de la faculté des Sciences de l’université d’Oran et au Dr. KERFOUF

Sid-Ahmed, Maître de conférences à la faculté des Sciences de l’université de Sidi Bel-Abbes, je les

remercie vivement d’avoir accepté de juger ce travail en dépit de leurs nombreuses occupations.

Un grand remerciement s’adresse à mes collègues ROUABHI Ikram et GHARBAOUI Nabil pour le

grand effort qui ma beaucoup aider pour achever ce travail.

Je remercie également ma très chère épouse Nouria pour son indéfectible soutien morale et ses

encouragements lors de mon travail de recherche.

A ma fille Fahima pour sa patience, ses connaissances et l’aide apportée pendant la réalisation de ce

travail.

Résumés

Détermination de la ration lipidique alimentaire optimale chez les alevins de tilapia

du Nil (Oreochromis niloticus).

Résumé

Le principal but de cette étude expérimentale est de déterminer la ration lipidique

alimentaire optimale chez les alevins d’Oreochromis niloticus dont le poids varie entre

1,35 ± 0,14 et 9,80 ± 2,54 g.

Les poissons sont nourris avec 5 régimes expérimentaux ne diffèrent que par la

composition en lipides totaux et contenant 6, 9, 12,15 et 18 % de lipides.

Plusieurs facteurs zootechniques (taux de survie, croissance pondérale, taux de

croissance spécifique, gain en poids moyen journalier, taux de conversion alimentaire et

coefficient d’efficacité protéique) et biochimiques (taux en lipides et en protéines

corporelles) sont utilisés pour suivre les performances de croissances des alevins.

La croissance, le taux de croissance spécifique (S.G.R) et le taux de conversion

alimentaire (T.C.A) sont en faveur des alevins de tilapias nourris avec le régime

alimentaire contenant 12% de lipides suivi par les alevins nourris avec 15 et 18% de

lipides et enfin, suivi par les alevins nourris avec 6 et 9% de lipides (p<0,05).

Concernant le gain moyen de poids journalier (G.M.P.J), nous remarquons qu’il est

toujours en faveur des alevins nourris avec le régime contenant 12% de lipides. Les

alevins nourris avec les régimes 6, 9, 15 et 18% de lipides présentent des G.M.P.J.

comparable (p>0,05).

Pour ce qui est du coefficient d’efficacité protéique (C.E.P) et du taux de lipides

musculaires, nous remarquons qu’ils sont en faveur des alevins nourris avec les régimes

contenant 12 et 18% de lipides suivis par les alevins nourris avec les autres régimes

lipidiques (6, 9 et 15% de lipides).

A partir de ces résultats, nous pouvons conclure que le régime alimentaire contenant

12% de lipides brutes répond le mieux aux besoins d’énergie et de croissance des

alevins d’O. niloticus.

Mots-clés : lipides, protéines, alevins, Oreochromis niloticus, croissance, survie.

Résumés

Determinations of the optimal dietary lipid ration in Nile tilapia fingerlings

(Oreochromis niloticus).

Abstract.

The aim of this experimental study was to determine the optimal dietary lipid intake

in fry of Oreochromis niloticus (weighed from 1.35 ± 0.14 to 9.80 ± 2.54 g). Fishes

were fed by 5 experimental diets differing only by the composition of total lipids and

contained 6, 9, 12.15 and 18 % fat.

Several zootechnical (survival, weight gain, specific growth rate, average daily

weight gain, feed conversion and protein efficiency ratio) and biochemical (lipid and

protein body levels) factors were used to follow the growth performance of fry. Growth,

specific growth rate (S.G.R.) and feed conversion ratio (F.C.R.) were better in tilapia

fingerlings fed diets containing 12 % fat, followed by the fry fed with 15 and 18 % lipid

and finally, followed by fry fed 6 and 9 % fat (p<0.05).

Regarding the daily average weight gain (D.A.W.G.), we note that this factor was

higher in tilapia fed diet containing 12 % fat. The D.A.W.G. in fry fed diets 6, 9, 15 and

18 % lipids were statistically comparable. In terms of protein efficiency ratio (P.E.R.)

and muscle lipid levels, we notice that they were better in fry fed diets containing 12 an

18 % fat by the fingerlings fed the other dietary lipid ration (6, 9 and 15 % fat).

Regarding these results, we conclude that Nile tilapia (O. niloticus) fingerlings need

12 % of dietary total lipid to satisfy their energetic and growth requirements.

Key-words: lipids, proteins, fingerlings, growth, energetic, Oreochromis niloticus.

Résumés

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Figure 1 : Production mondiale des pêches par capture (F.A.O., 2006).


Figure 2 : Production mondiale des pêcheries en millions de tonnes.

Figure 3 : Caractéristiques morphologiques d’Oreochromis niloticus.

Figure 4. Caractéristiques morphologiques spécifiques d’Oreochromis niloticus : papilles

génitales.

Figure 5 : Répartition géographique originelle et introductions d’Oreochromis niloticus

en Afrique.

Figure 6 : Production des différentes espèces de tilapias commerciales (F.A.O., 2000).

Figure 7 : Femelle d’O.niloticus incubant ses œufs dans sa bouche.

Figure 8: Unité d’élevage expérimentale fonctionnant en circuit fermé utilisé.

Figure 9 : Evolution de la concentration (ppm) en nitrites, nitrates et ammoniac dans le

circuit d’élevage du tilapia du Nil (Oreochromis niloticus) au cours des 28 jours de

nourrissage.

Figure 10 : Variation du poids moyen exprimé en g (moyenne ± écart type).

Figure 11 : Variation du taux de croissance spécifique ou S.G.R.

Figure 12 : Variation du gain moyen de poids journalier ou G.M.P.J.

Figure 13 : Variation du taux de conversion alimentaire ou T.C.A.

Figure 14 : Variation du coefficient d’efficacité protéique ou C.E.P.

Figure 15 : Variation de la concentration protéique musculaire exprimée en

µg/g de matière fraîche.

Figure 16 : Variation de la concentration lipidique musculaire exprimée en g/100g de

matière fraîche.

Figure 17 : Evolution de la concentration (ppm) en nitrites, nitrates et ammoniac dans le

circuit d’élevage.

Figure 18 : Variation du poids moyen exprimé en g (moyenne ± écart type).

Figure 19 : Variation du taux de croissance spécifique ou S.G.R. exprimé en % / jour.

Figure 20 : Variation du gain moyen de poids journalier ou G.M.P.J. exprimé en g / jour.

Figure 21 : Variation du taux de conversion alimentaire ou T.C.A. (moyenne ± écart

type).

Figure 22 : Variation du coefficient d’efficacité protéique ou C.E.P. (moyenne ± écart

type).

Figure 23 : Variation de la concentration protéique musculaire exprimée en µg/g de

matière fraîche.

L ISTE DES FIGURES

Figure 24 : Variation de la concentration lipidique musculaire exprimée en g/100 g de

matière fraîche.

L ISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Résumé des besoins alimentaires en protéines, lipides et glucides chez les

tilapias.

Tableau 2 : Composition des régimes alimentaires utilisés durant la 1ère expérience.


Tableau 4 : Performances de croissance des juvéniles.

Tableau 5: performances de croissance des juvéniles d’O. niloticus.

L ISTE DES ABREVIATIONS

°C

µg A.G.L.P.I

A.G.M.I.

A.G.P.I.

A.G.S.

C.E.P.

cm

D.H.A.

E.P.A.

g

G.M.P.J.

Ge.Re.Aq.

J

L

m

M.F.

NH3

NO2

NO3

P.F.R.D.V.

P.N.D.A.

ppm

Q.S.P.

S.G.R.

Degré Celsius

Microgramme

Acides gras longs poly insaturés

Acides gras mon insaturés

Acides gras poly insaturés

Acides gras saturés

Coefficient d’efficacité protéique

Centimètre

Acide docosahexaenoique

Acide eïcosapentaenoique

Gramme

Gains moyen du poids par jours

Gestion des ressources aquatique

Jours

Litres

mètre

Matière fraîche

Ammoniac

Nitrites

Nitrates

Pays à Faible Revenu et Déficit Vivier

Plan National du Développement Agricole

Particules par million

Quantité suffisante pour

Taux de croissance spécifié

T.C.A.

T.G.

U.I.

V

Taux de conversion alimentaire

Triglycéride

Unité internationale

Volume

Table des matières

ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

INTRODUCTION

I.1. IMPORTANCE DU POISSON ET SITUATION MONDIALE DU SECTEUR DE LA PECHE P01

I.1.a. Poissons et alimentation humaine P01

I.1.b. Situation mondiale du secteur de la capture P02

I.1.c. Situation mondiale du secteur aquacole P03

I.2. PRESENTATION DE L’ESPECE P04

I.2.a. Position systématique et taxonomie P05

I.2.b. Caractéristiques morphologiques P05

• Diagnose P05

• Dimorphisme sexuel P06

I.2.c. Répartition géographique originelle et actuelle P07

I.2.d. Géographie de la production des tilapias P08

I.2.e. Exigences ecologiques P10

1.2.f. Biologie de la reproduction P10

I.2.g. Croissance P11

I.2.h. Biologie de la nutrition P12

I.3. BESOINS NUTRITIONNELS DU TILAPIA DU NIL P13

I.3.a. Besoins en protéines P13

I.3.b. Besoins en hydrates de carbones P13

I.3.c. Besoins en vitamines et minéraux P14

I.3.d. Besoins en lipides P14

I.4. LIPIDES ET LEUR IMPORTANCE CHEZ LES POISSONS P14

I.4.a. Dépôts lipidiques P14

I.4.d. Rôle biologiques et nutritionnels des lipides P15

II. MATERIELS ET METHODES P17

II.1. Origine et répartition des poissons P17

II.2. Mise en place de l’infrastructure d’élevage P17

II.3. Préparation des régimes alimentaires et alimentation des poissons P19

II.4. Ration alimentaire et fréquence de nourrissage P19

II.5. Facteurs utilisés pour l’appréciation des aliments distribués P20

II.6.Facteurs zootechniques P20

II.7. Facteurs biochimiques P21

II.8. Analyse statistique des résultats P21

III. RESULTATS P22

III.1. RESULTATS DE LA PREMIERE EXPERIENCE P22

III.1.a. Variation dans la teneur en composés azotés du circuit d’élevage P22

III.1.b. Facteurs zootechniques P23

• Taux de survie P23

• Croissance : poids moyen P24

• Taux de croissance spécifique (S.G.R.) P24

• Gain moyen de poids journalier (G.M.P.J. g.j-1) P25

• Taux de conversion alimentaire (T.C.A.) P26

• Coefficient d’efficacité protéique (C.E.P.) P27

III.1.c. Facteurs biochimiques P28

• Concentration protéique musculaire (µg/g. M.F.) P28

• Concentration lipidique musculaire P29

III. 2. RESULTATS DE LA DEUXIEME EXPERIENCE P30

III.2.a. Variation dans la teneur en composés azotés du circuit d’élevage P30

III.2.b. Facteurs zootechniques P30

• Taux de survie P31

• Croissance : poids moyen P31

• Taux de croissance spécifique (S.G.R.) P33

• Gain moyen de poids journalier (G.M.P.J. g.j-1) P34

• Taux de conversion alimentaire (T.C.A.) P35

• Coefficient d’efficacité protéique (C.E.P.) P36

III.2.c. Facteurs biochimiques P37

• Concentration protéique musculaire (µg/g. M.F.) P37

• Concentration lipidique musculaire P38

IV. DISCUSSION ET CONCLUSION P40

V. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES P44

Annexe 1 P51

Annexe 2 P52

INTRODUCTION :

Le poisson est une source de protéines et de lipides peu coûteuse et de grande valeur

nutritionnelle (Kaushik, 2001).

Selon la F.A.O (Food And Agriculture Organisation, 2004) la consommation mondiale

individuelle de ces produits devrait passer de 16 kg actuellement à environ 20 kg par an en

2030. En effet, la demande globale en produits de la mer croit avec un taux annuel d’environ

2,1 tonnes et serait multipliée par près de 2 dans les 25 prochains années (tacon, 2005).

L’aquaculture fournit 60 % des poissons des eaux douces, 40 % des mollusques, 30 % des

crevettes et 5 % des poissons d’eau de mer.

En raison de la précarité des installations et des équipements, la pêche en Algérie souffre

jusqu’à présent d’une crise profonde à tous les niveaux. Le secteur se caractérise par

l’insuffisance des infrastructures portuaires, la vieillesse de la flotte et l’insuffisance des

capacités de production de glace et de stockage. Ce secteur connaît cependant, depuis peu un

essor notable grâce à la volonté du gouvernement d’en fixer les grandes lignes de

développement et d’ouvrir son accès aux investisseurs étrangers (Chedly, 2005). Depuis

quelques années, le Ministère de la Pêche et des Ressources Halieutiques a initié un plan de

développement de l’aquaculture en Algérie. En effet, que ce soit au niveau national (138.834 t

en 2008), régional ou mondial (environ 100 M.T.), la pêche par capture stagne et n’arrive plus

à satisfaire la demande des consommateurs.

En Algérie, les éleveurs trouvent de très grosses difficultés à s’approvisionner en aliments

pour assurer l’élevage des poissons. L’aliment est soit fabriqué au niveau même de la station

aquacole, soit acheté chez des importateurs spécialisés. L’aliment sec local est généralement

fabriqué sans norme et est de mauvaise qualité. L’aliment sec importé coûte très cher (500-

1200 DA) et son utilisation n’est généralement pas rentable, si elle l’est cela se répercute sur

le prix de vente du poisson au détail. Actuellement, il est impératif que l’on développe une

industrie des aliments, aux normes internationales, destinés à l’élevage aquacole.

Depuis quelques années, le laboratoire de Gestion des Ressources Aquatiques (Ge.Re.Aq)

s’intéresse à la mise au point de formules alimentaires destinées à l’élevage intensif du tilapia

du Nil. C’est dans ce cadre précis que s’inscrit notre travail expérimental et qui s’intéresse à la

ration lipidique optimale chez les alevins (de 1 g à 10 g) de tilapia du Nil (O. niloticus). En

effet, durant le grossissement l’aliment intervient à plus e 50 % dans le prix de revient du

poisson. De plus, les protéines destinées à la croissance des animaux d’élevage reviennent

chers notamment lorsqu’ils sont utilisés comme sources d’énergie. L’utilisation des lipides

selon la ration, au moins optimale, limiterait la voie catabolique des protéines qui sont

remplacés par les lipides, une source énergétique moins chère.

Notre choix s’est porté sur le tilapia du Nil (O. niloticus) en raison de son importance

économique mondiale. En effet, cette espèce constitue le troisième groupe de poisson le plus

cultivé au monde après les cyprinidés et les salmonidés. Il est produit dans plus de 100 pays,

sa productions mondiale a augmenté plus de 3 fois depuis 1984 et al demande mondiale en

tilapias est estimée à 1.260.000,00 tonnes en 2000. (Fishigen, 2002). De plus, ce poisson

possède beaucoup d’attributs le rendant très intéressant en aquaculture. Il résiste à beaucoup

de maladies communes chez les poissons et se produit facilement en captivité.

Le but de ce travail expérimental est de déterminer la ration lipidique alimentaire optimale qui

permettra d’obtenir la meilleure croissance chez les alevins du tilapia du Nil (Oreochromis

niloticus) et permettre un développement durable à l’aquaculture. De plus, Nous espérons que

ce mémoire qui, après un rappel succinct des caractéristiques biologiques de tilapia du Nil (O.

niloticus), présente les systèmes d'alevinage de cette espèce, intéressera les pisciculteurs et les

chercheurs ayant la charge et le devoir d'améliorer les niveaux de production de la pisciculture

Algérienne. En effet, celle-ci est encore loin des niveaux de production constatés dans la

région du Maghreb et de la méditerranée.

Le développement de cette industrie passe obligatoirement par la recherche et le

développement de formules alimentaires et nutritionnelles adaptées aux modes de vie des

animaux (animaux marins ou d’eaux douces) et à leurs régimes alimentaires (détritivores,

herbivores, omnivores ou carnivore).

ETUDE

BIBLIOGRAPHIQUE

Etude bibliographique

1

I.I. Importance du poisson et situation mondiale du secteur de la pêche

I. 1. a. Poissons et alimentation humaine

L’effet bénéfique d’un apport régulier en acides gras longs poly insaturés ou A.G.L.P.I. de

la série (n-3) sur la santé humaine est bien démontré (Gissi, 1999).

Les A.G.L.P.I. (n-3) comme les acides gras eicosapentaénoïque (EPA) et docosahexaénoïque

(DHA) sont impliqués dans diverses actions connues : amélioration de la fluidité

membranaire, diminution de l’agrégation plaquettaire et, par conséquent, diminution des

maladies cardiovasculaires, augmentation de la résistance immunitaire et à la cancérogenèse

(Simopoulos, 2001). Ces acides gras sont importants aussi pour la vision et le développement

cérébral. On considère, même, qu’ils ont joué un rôle dès l’origine de l’humanité (Broadhurst

et al., 1998 ; Crawford et al., 1999 ).

Bien que le volume total de la consommation de poisson, ait augmenté, pour se situer à

107 millions de tonnes, les disponibilités par habitant sont restées à peu près au même niveau

depuis 2004, et ce en raison du boom géographique auquel nous assistons. D’après les

premières estimations basées sur les données communiquées par certains des grands pays

pêcheurs, la part des pêches de capture dans la consommation humaine a baissé, mais celle de

l’aquaculture a augmenté, représentant ainsi 43 % de ce total.

Globalement, le poisson assure à plus de 2,6 milliards de personnes au moins 20 % de leurs

apports en protéines animales. La part des protéines de poisson dans le total mondial de

l’apport protéique d’origine animale est passée de 14,9 % en 1992 au chiffre record de 16 %

en 1996, pour retomber à environ 15,5 % en 2003. En dépit de la consommation relativement

faible de poisson, exprimée en poids, qui se situait en 2003 à 14,1 kg par habitant dans les

pays à faible revenu et à déficit vivrier (P.F.R.D.V.), la contribution du poisson dans l’apport

total de protéines animales est probablement supérieure à ce qu’indiquent les statistiques

officielles, étant donné la contribution non déclarée des pêches de subsistance. En effet, il est

a noter que, le poisson est une source de protéines peu couteuse et de grande valeur

nutritionnelle (Kaushik, 2001) et dont l’importance pour assurer la sécurité alimentaire des

populations dans le besoin a été démontré lors de la déclaration de Bangkok (Subasinghe et

al., 2000).


2

I.1.b. Situation mondiale du secteur de la capture

Depuis 1950, le nombre de prises de poissons a été multiplié par cinq. Ceci

démontre à la fois l'importance de la flotte mais aussi le perfectionnement des

techniques de pêche. Cependant, le volume de capture stagne autour de 90 – 100

millions de tonnes depuis le début des années 90, enregistrant ainsi une prise de 94

millions de tonnes en 2007 (F.A.O., 2008) (figure 1).


Les États-Unis d’Amérique, la Chine et le Pérou demeurent les principaux pays

producteurs. La production mondiale des pêches par capture est stable durant la dernière

décennie, si ce n’est les fluctuations importantes dues aux captures d’anchois au Pérou, une

espèce extrêmement sensible aux conditions océanographiques dictées par l’oscillation

australe d’El Niño. La Méditerranée et la mer Noire ont été les zones marines les plus stables

du point de vue de la production des pêches par capture. Les captures dans les eaux

continentales en Afrique et en Asie sont en augmentation légère mais régulière depuis 1950

(repeuplement des stocks).

Les derniers rapports de la F.A.O. font état d’une surexploitation qui mènera la pêche par

capture à son lent déclin (F.A.O., 2004). En effet, la moitié des stocks marins est à la limite de

la surexploitation, un quart est surexploité et en déclin et un quart seulement présente un

potentiel de progression.

50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 00 04

Chine Monde, Chine exclue

140

120

100

80

60

40

20

0

Millions de tonnes

Années


3

1.1.c. Situation mondiale du secteur aquacole

Le principal levier de croissance est le secteur aquacole dont l’accroissement très rapide de

la production a permit d’assurer une croissance continue des produits mis sur le marché. En

2006, la production aquacole mondiale est de 52 millions de tonnes ce qui représente environ

le tiers de tout le tonnage des produits de la mer mis sur le marché (Richard, 2006).

Cette tendance est appelée à se poursuivre, voire même à s’accélérer sous le double effet

de l’augmentation continue de la demande pour les produits de la mer et de la raréfaction des

prises dans de nombreux pays par suite de surpêche et d’épuisement des stocks. Le

développement de l’aquaculture est tel, qu’en 2007 la consommation humaine moyenne

mondiale de produits d’élevage égale pratiquement celle de poissons sauvages ; 8,5 kg/ hab /

an pour les poissons sauvages contre 8,1 kg/ hab. / an pour les poissons d’élevage (F.A.O.,

2008).

De tous les autres secteurs de production alimentaire d’origine animale, l’aquaculture

continue de croître le plus rapidement avec un taux moyen annuel de 8,8 % depuis 1970,

contre seulement 1,2 % pour la pêche par capture et 2,8 % pour l’élevage d’animaux

terrestres (figure 2). Divers éléments portent cependant à croire que le taux de croissance de

l’aquaculture dans le monde pourrait avoir atteint son maximum, même si des taux élevés

sont encore enregistrés pour certaines régions ou espèces. En 2004, la production aquacole se

serait établie à 45,5 millions de tonnes, pour une valeur de 63,3 milliards de Dollars US. Si

l’on tient compte des plantes aquatiques, cette production se porte à 59,4 millions de tonnes,

pour une valeur de 70,3 milliards de Dollars US. La Chine représente près de 70 % du total et

produit plus de 50 % de la valeur mondiale de la production aquacole. Toutes les régions ont

augmenté leur production entre 2002 et 2004, en particulier la région du Proche-Orient et de

l’Afrique du Nord et la région d’Amérique latine et des Caraïbes qui représentent

respectivement environ 14 % et 10 % de la croissance annuelle moyenne. L’aquaculture en

eau douce continue d’occuper la première place, suivie de la mariculture et de la culture en

eau saumâtre.


4

Figure 2 : Production mondiale des pêcheries en millions de tonnes provenant des pêches par

capture et de l’aquaculture de 1950 à 2002 (F.A.O., 2005).

La période 2000-2004 a été marquée par une forte poussée de la production de crustacés et,

dans une moindre mesure, de poissons de mer. Pendant la même période, la production des

pays en développement, hors Chine, s’est accrue au taux annuel de 11 %, contre 5 % pour la

Chine et environ 2 % pour les pays développés. À l’exception des crevettes marines, le gros

de la production aquacole des pays en développement, en 2004, est constitué de poissons

omnivores / herbivores ou d’espèces qui se nourrissent par filtration. En revanche, les trois

quarts, environ, de la production de poissons d’élevage des pays développés sont composés

d’espèces carnivores.

I.2. Présentation de l’espèce

Il est intéressant de noter qu’il y a des preuves selon lesquelles les Égyptiens élevaient le

tilapia dans des étangs il y a plus de 3.000 ans. Le tilapia est souvent appelé ‘saint-pierre’

parce que, selon la légende, ce serait ce poisson que Saint Pierre aurait capturé quand le Christ

lui a demandé de mouiller ses filets dans la mer de Galilée.

L’exploitation commerciale du tilapia commence en Afrique du Sud, par les colons belges

et anglais, en raison des pénuries de viande occasionnées par la seconde guerre mondiale. Les

colons belges et anglais creusent alors des milliers de petits étangs dans le but d’élever du

tilapia et d’autres espèces de poissons locales.


5

I. 2.a. Position systématique et taxonomiOreochromis niloticus, fait partie, comme tous

les autres tilapias, de la famille des Cichlidés, ordre des Perciformes.

Règne : Animal.

Embranchement : Chordatés.

Sous-embranchement : Vertebrés

Super classe : Gnathostomes.

Sous classe : Actinoptérygiens.

Super ordre : Téléostéens.

Ordre : Perciformes

Famille : Cichlidés.

Genre : Oreochromis.

Espèce : Oreochromis niloticus (Linné, 1758)

I. 2.b. Caractéristiques morphologiques

Oreochromis niloticus se distingue aisément par certaines caractéristiques morphologiques

typiques de la famille des cichlides, à savoir (figure 3):

• Tête portant une seule narine de chaque côté.

• Os operculaire non épineux.

• Corps comprimé latéralement, couvert essentiellement d'écaillés cycloïdes et parfois

d'écaillés cténoïdes.

• Longue nageoire dorsale à partie antérieure épineuse.

• Nageoire anale avec au moins les 3 premiers rayons épineux.

� Diagnose

La diagnose de cette espèce a fait l'objet d'études précises (Trewavas, 1983) recourant à

des caractéristiques morphométriques plus ou moins difficiles à examiner sur les organismes

vivants. Généralement, sur le terrain, le pisciculteur reconnaît les adultes de cette espèce

(figure 3) par :

• Une coloration grisâtre avec poitrine et flancs rosâtres et une alternance de bandes

verticales claires et noires nettement visibles notamment sur la nageoire caudale et la

partie postérieure de la nageoire dorsale.

• Un nombre élevé de branchiospines fines et longues (18 à 28 sur la partie inférieure du

premier arc branchial, et 4 à 7 sur la partie supérieure).


6

• Une nageoire dorsale longue à partie antérieure épineuse (17-18 épines) et à partie

postérieure molle (12-14 rayons).

• Un liséré noir en bordure de la nageoire dorsale et caudale chez les mâles.

Il est aussi possible de distinguer Tilapia nilotica d'une espèce très proche T. aurea, qui a

plus ou moins les mêmes caractéristiques citées ci-dessus mais qui, de plus, présente chez

les mâles un liséré rouge tout au long de la bordure des nageoires dorsales et caudales.

Figure 3 : Caractéristiques morphologiques d’Oreochromis niloticus.

1. Nageoire dorsale. 2. Nageoire caudale. 3. Nageoire anale. 4. Nageoires ventrales. 5. Nageoires pectorales. 6. Bouche. 7. Narine. 8. Œil.

� Dimorphisme sexuel

Il est assez difficile de reconnaître les mâles des femelles chez Oreochromis niloticus,

surtout quand ils sont petits. Il faut qu'ils pèsent plus de 30 grammes avant de les reconnaître à

l'œil nu de façon certaine.

On peut reconnaître le sexe des Oreochromis niloticus par l’examination de la papille

génitale. Chez les mâles, la papille est protubérante, en forme de cône et porte un pore

urogénital à l'extrémité. Chez la femelle, elle est petite, arrondie avec une fente transversale

au milieu (pore génital) et un pore urinaire à l'extrémité (figure 4).

5

1

4

3

2

6

7

8

Gé.Re.Aq., 2008


7

Figure 4. Caractéristiques morphologiques spécifiques d’Oreochromis niloticus : papilles

génitales (Huet, 1970).

Les différences sont :

• La hauteur du corps est plus grande chez le mâle que chez la femelle.

• La femelle a une couleur légèrement plus foncée et bleuâtre.

• Les bas des joues des femelles sont gonflés à cause de l'incubation buccale.

• La papille urogénitale est légèrement différente chez les deux sexes.

I. 2.c. Répartition géographique originelle et actuelle

Oreochromis niloticus présente une répartition originelle strictement africaine (figure 5)

couvrant les bassins du Nil, du Tchad, du Niger, des Volta, du Sénégal et du Jourdain, ainsi

que les lacs du graben est-africain jusqu'au lac Tanganika (Philippart et Ruwet, 1982).

Il faut savoir que l'espèce en question est divisée en sept sous-espèces à distribution

naturelle bien déterminée (Trewavas, 1983). Cette espèce a été largement introduite en

Afrique hors de sa zone d'origine pour compléter le peuplement des lacs naturels ou de

barrages déficients ou pauvres en espèces planctonophages, mais aussi pour développer la

pisciculture. Ainsi, Welcomme (1988) signale son introduction (figure 5) au Burundi et au

Rwanda en 1951, à Madagascar en 1956, en République Centrafricaine et en Côte d'Ivoire en

1957, au Cameroun en 1958, en Tunisie en 1966, en Afrique du Sud en 1976 et à des dates

inconnues au Zaïre et en Tanzanie. Elle a été introduite en Algérie en 2003 dans le cadre du

Plan National du Développement Agricole (P.N.D.A), à Aïn Skhouna (Saïda) ; depuis, elle

représente l’une des principales espèces en aquaculture.


8

A cela, on peut ajouter que cette espèce est également cultivée, hors de sa zone originelle

puisqu’elle a été introduite de part le monde et est couramment cultivée à travers les tropiques

et les sous-tropiques. On la trouve (Welcomme, 1988) dans les lacs, les fleuves et les

piscicultures aussi bien d'Amérique Centrale (Guatemala, Mexique, Nicaragua, Honduras,

Costa Rica, Panama), d'Amérique du Sud (Brésil), d'Amérique du Nord (Etats Unis, etc...) et

d'Asie (Sri Lanka, Thailande, Bengladesh, Vietnam, Chine, Hong Kong, Indonésie, Japon,

Philippines), ce qui lui vaut une distribution actuelle pan-tropicale. Enfin, cette espèce est

également cultivée dans les eaux chaudes industrielles en régions tempérées. C'est le cas en

Europe, en Allemagne, 1977 et en Belgique, 1980.

Figure 5 : Répartition géographique originelle et introductions d’Oreochromis niloticus en

Afrique (modifié d'après Philippart et Ruwet, 1982).

I. 2.d. Géographie de la production des tilapias

Le tilapia constitue le troisième groupe de poissons le plus cultivé au monde, après les

Cyprinidés et les Salmonidés. Avec un taux de croissance de la production annuelle d’environ

11,5 %, il est produit dans plus de 100 pays et sa production mondiale est multipliée par 3,

depuis 1984 (figure 6). En 2000, la demande en tilapia était estimée à 1.260.000 tonnes

(Fishgen, 2002).

Limite de l’aire naturelle de répartition de l’espèce Capture de spécimens identifiés formellement Lieux d’introduction de l’espèce


9

0

200,000

400,000

600,000

800,000

1,000,000

1,200,000

1970

1972

1974

1976

1978

1980

1982

1984

1986

1988

1990

1992

1994

1996

1998

Pro

duct

ion

(MT)

Tilapia du Nil

Autre tilapia

Tilapia blue

Tilapia du Mozambique

En 2009, le tilapia est produit dans plus de 75 pays. Les plus grands producteurs sont la

Chine, la Thaïlande, les Philippines, l’Indonésie, le Taïwan, l’Égypte, la Colombie, Cuba, le

Mexique.

Figure 6 : Production des différentes espèces de tilapias commerciales (F.A.O., 2000).

En termes de localisation géographique, l’Asie représente plus de 80 % de la production de

tilapia dans le monde et cette suprématie ne fait que s’accroître. La Chine est le plus grand

producteur avec 900.000 tonnes et une croissance soutenue. L’essentiel de la production est

commercialisé sur le marché national mais récemment ce pays est devenu le principal

exportateur de ce produit vers les Etats-Unis (140.000 tonnes équivalent poisson frais en

2005).

Bien que l’Afrique soit la terre d’origine des tilapias, la production sur ce continent reste

extrêmement limitée. Quelques fermes industrielles commencent à apparaître dans certains

pays d’Afrique tels que le Nigeria, le Zimbabwe, l’Ouganda mais tout reste à faire en termes

de développement de l’aquaculture en général et de la pisciculture du tilapia en particulier en

Afrique subsaharienne.

Actuellement, le taux de croissance de la production de tilapias le plus élevé est enregistré

en Amérique Centrale et du Sud. Ces dernières années, les producteurs de ces régions ont

captés des parts de marchés considérables aux Etats-Unis et cette dynamique a toutes les

raisons de se poursuivre. L’apparition du virus du ‘White Spot’ sur les crevettes élevées en

étang dans les pays d’Amérique Latine, en particulier en Equateur, a créé des conditions

favorables au développement de la pisciculture du tilapia dans ces étangs. Par ailleurs, les

mesures anti-dumping imposées aux élevages de crevettes en provenance du Brésil et de


10

l’Equateur constitueront un élément supplémentaire favorisant la conversion de la

crevetticulture vers la tilapia-culture.

I. 2.e. Exigences écologiques

De nombreuses études de terrain et de laboratoire (Pullin et Lowe-McConnel, 1982;

Fishelson et Yaron, 1983; Plisnier et al., 1988.) montrent que T. nilotica est une espèce

euryèce et eurytope, adaptée à de larges variations des facteurs écologiques du milieu

aquatique et colonisant des milieux extrêmement variés.

Ainsi Oreochromis niloticus, espèce thermophile, se rencontre en milieu naturel entre

13,5° et 33° C, mais l'intervalle de tolérance thermique observé en laboratoire est plus large:

7 à 41°C pendant plusieurs heures (Balarin et Hatton, 1979). Quant à la température optimale

de reproduction, elle se situe entre 26 et 28°C, le minimum requis étant 22°C.

L'euryhalinité de T. nilotica est également bien connue car, on le rencontre dans des eaux

de salinité comprise entre 0,015 et 30%concentration. Toutefois, au-delà de plus ou moins

20%, l'espèce subit un stress important qui la rend sensible à une série de maladies, réduisant

sa compétitivité par rapport à d'autres espèces (T. melanotheron). De plus, la reproduction

serait inhibée en eau saumâtre à partir de 15 à 18%. De même, la tolérance aux variations de

pH est très grande, puisque l'espèce se rencontre dans des eaux présentant des valeurs de pH

variant entre 5 et 11.

Du point de vue concentration en oxygène dissous, l’espèce tolère à la fois de nets déficits

et des sursaturations importantes. Ainsi jusqu'à 3 ppm d'oxygène dissous T. nilotica ne

présente pas de difficultés métaboliques particulières, mais au-delà de cette valeur, un stress

respiratoire se manifeste bien que la mortalité ne survienne qu'après 6 heures d'exposition à

des teneurs de l’ordre de 3,0 ppm. Il n'empêche que, grâce à son hémoglobine particulière à

haute affinité pour l'oxygène dissous (0,12 ppm), cette espèce peut supporter, sur de courtes

périodes, des concentrations aussi faibles que 0,1 ppm d'oxygène dissous.

I. 2.f. Biologie de la reproduction

Oreochromis niloticus fait partie du groupe des tilapias relativement évolués:

Les incubateurs buccaux uniparentaux maternels (figure 7). Lorsque les conditions abiotiques

deviennent favorables, entre autre quand la température de l'eau monte autour de 20°C, les

tilapias choisissent un partenaire pour la reproduction. La femelle garde les œufs fécondés

dans sa bouche jusqu'à l'éclosion. On appelle cela : "incubation buccale". Par le jeu des

mâchoires, les œufs sont mélangés avec de l'eau fraîche oxygénée.


11

Figure 7 : Femelle d’O.niloticus incubant ses œufs dans sa bouche.

Les larves de Tilapia nilotica écloses, restent dans la bouche de la mère jusqu'à ce qu'elles

soient capables de nager. La mère libère alors ses petits, mais ils restent à proximité des

parents et apprennent à se nourrir. En cas de danger, toutes les larves se refugient dans la

bouche de la femelle.

Une femelle mature (3 à 4 mois) peut pondre une fois toutes les 3 à 4 semaines. C'est pour

cela que les femelles de T. nilotica grossissent sensiblement moins vite que les mâles :

• Elles produisent une grande quantité d'œufs.

• Pendant toute la période de l'incubation buccale, la femelle se nourrit mal.

La période de reproduction de T. nilotica est potentiellement continue pendant toute

l'année, si la température de l'eau est supérieure à 22°C.

I. 2.g. Croissance

En général, T. nilotica est connu pour sa croissance rapide (Lowe-McConnell, 1982) et

présente un indice de croissance plus performant que les autres espèces de tilapia (Pauly et al,

1988). Sa durée de vie est relativement courte (4 à 7 ans), sa vitesse de croissance est

extrêmement variable selon les milieux. Ainsi, d'après Moreau (1979), T. nilotica grandit

plus vite dans le lac Albert (34 cm à 4 ans) que dans le lac Tchad (26 cm à 4 ans) ou le lac

Mariout (24 cm à 4 ans). La croissance la plus lente et la durée de vie la plus courte sont

observées dans le lac Alaotra (± 20 cm à 4 ans) où cette espèce est introduite. La croissance la

plus rapide et la longévité la plus longue (7 ans et 38 cm) sont observées dans le lac Albert.

Toutefois, le plus grand spécimen aurait été capturé dans le lac Turkana et mesurait 64 cm de

longueur totale (sous-espèce: O. niloticus vulcani, Trewavas, 1982).


12

Une autre caractéristique de T. nilotica concerne son dimorphisme sexuel lié à la

croissance. En effet, dès que les individus atteignent l'âge de maturité (1 à 3 ans selon le sexe

et le milieu), les individus mâles présentent une croissance nettement plus rapide que les

femelles et atteignent une taille nettement supérieure.

I. 2.h. Biologie de la nutrition

Les Tilapias seraient les seuls poissons véritablement herbivores grâce à l'adaptation de

leur système digestif, étant donné que leurs arcs branchiaux disposent de branchiospines fines,

longues et nombreuses et de microbranchiospines. L’eau qui y transite est véritablement

filtrée de son plancton. Cette espèce est essentiellement phytoplanctonophage (Moriarty et

Moriarty, 1973) et capable d'ingérer et de digérer de grandes quantités d'algues

phytoplanctoniques et de cyanobactéries (Trewavas, 1983 ; Dabbadie, 2006) et consomme de

multiples espèces de Chlorophycées, Cyanophycées, Euglenophycées, etc...; ce qui ne

l'empêche pas également d'absorber du zooplancton et même des sédiments riches en

bactéries et Diatomées. Quoi qu'il en soit, le degré d'opportunisme de l'espèce est très grand et

son régime alimentaire est souvent plus proche de celui des poissons omnivores-détritivores

que des herbivores stricts.

A l'instar d'autres poissons omnivores, Oreochromis niloticus prélève ses aliments aussi

bien en pleine eau que sur le fond ou sur des substrats selon trois modalités :

• Succion des particules : Lorsque les particules sont présentes dans le milieu, le

poisson les ingère en créant un courant d'eau (succion). C'est un mode de nutrition

largement répandu, mais dont les modalités d'exécution varient grandement suivant

les espèces (Dabbadie, 2006).

• Filtration : Dès le stade alevin, Oreochromis niloticus est capable de s'alimenter

par filtration ont démontré qu'à ce stade (2 à 4 g), il ingère des bactéries libres, en

suspension dans le milieu (Dabbadie, 2006).

• Broutage et raclage : c'est en raclant la couche oxygénée du sédiment que ce

poisson ingère le benthos. Comme la fraction digestible est souvent associée à des

particules inorganiques (sédiment, sable etc.), le poisson doit trier les éléments

ingérés avant de rejeter ceux qui sont inutilisables.


13

I. 3. Besoins nutritionnels du tilapia du Nil

I. 3.a. Besoins en protéines

En pratique d’élevage, les besoins en protéines alimentaires chez les poissons de manière

générale et chez le tilapia (O. niloticus) sont fonction de l’âge et la taille du poisson, de la

source protéique, de la qualité de l’eau et des conditions d’élevage. A titre d’exemple,

plusieurs études indiquent que pour des performances maximales durant les stades larvaires,

les besoins protéiques sont relativement élevés : (50%), mais ils diminuent quand la taille du

poisson augmente (tableau 1) (Winfree et Stickney, 1981 ; Jauncey et Ross, 1982 ; Siddiqui et

al., 1988 ; El-Sayed et Teshima, 1992). Concernant les juvéniles, ils requièrent entre 30 et

40%, tandis que les adultes nécessitent entre 20 et 30%, pour des performances maximales.

I. 3. b. Besoins en hydrates de carbones

Les composés carbonatés sont peu présents dans la ration des poissons. Ces molécules

servent généralement de liant aux granulés notamment avec la cellulose. Les aliments destinés

à la carpe ou au tilapia compte dans leur composition de l’amidon (sucre lents d’origine

végétale). Il permet des croissances à bon compte chez les poissons d’élevage. De plus,

l’apport de matière végétale en aquarium participe au bien être des poissons.

Les quelques études ayant évalués les besoins d’O. niloticus en hydrates de carbones

indiquent que celles-ci pourraient constituer des réserves importantes de protéines, mais il

n’empêche que les fibres (polysaccharides complexes constitués principalement de celluloses)

ne sont pas utilisables chez O. niloticus puisqu’il ne dispose pas de cellulases (Stickney,

1976).

Tableau 1 : Résumé des besoins alimentaires en protéines, lipides et glucides chez les tilapias

(Jauncey and Ross, 1982).

Nutriment < 0,5 g 0,5-10 g 10-35 g 35 g-taille

marchande Géniteurs

Protéines brutes 50 % 35-40 % 30-35 % 25-30 % 30 %

Lipides bruts 10 % 10 % 6-10 % 6 % 8 %

Glucides

digestifs 25 % 25 % 25 % 25 % 25 %


14

I. 3. c. Besoins en vitamines et minéraux

Certains aliments composés contiennent un supplément vitaminé et minéral appelé prémix.

Il et faut toutefois signaler que la vitamine B12 peut être synthétisée dans l’intestin d’O.

niloticus qui n’est donc pas nécessaire de l’inclure dans le régime (Lovell et Limsuwan,

1982).

I. 3. d. Besoins en lipides

Les lipides constituent la première source d’énergie. Le contenu énergétique d’un gramme

de lipide (9,1 kcal d’énergie brute) et deux fois plus élevé que celui d’un gramme de protéine

(5,5kcal) ou un gramme d’hydrate de carbone (4,1kcal) (Jauncey et Ross, 1982 ; New, 1987),

mais il semblerait toutefois que les tilapias n’utilisent pas des taux élevés en lipides (tableau

3). Comme les cyprinidés. Cette faible utilisation pourrait être due à un manque d’enzymes

(tels que les lipases) et/ou à un mécanisme d’absorption déficient. Les lipides sont également

utilisés comme source en certains acides gras essentiels.

I. 4. Les lipides et leur importance chez les poissons

Les lipides sont des biomolécules organiques insolubles dans l’eau et extractibles des

cellules et des tissus par des solvants organiques (non polaires) tels que le chloroforme,

l’éther ou le benzène (Lehninger, 1979). Les lipides peuvent être classés en différentes

familles selon des propriétés structurales ou fonctionnelles mais leurs propriétés communes

résultent de leurs chaines hydrocarbonées qui constituent la majeure partie de leur structure.

Chez les poissons, la teneur et la composition en lipides varient avec l’âge, le cycle sexuel

et les facteurs environnementaux tels que la température et la salinité de l’eau (Wood et

Lister, 1973 ; Gandemer, 1997). Elle est également sous le contrôle de facteurs nutritionnels

(Médale et al ., 2003), et de facteurs génétiques (Quillet et al., 2005).

Les lipides de poissons sont caractérisés par un haut degré d’insaturation. Ils incluent

jusqu’à 40% d’acides gras poly insaturés (14 à 22 atomes de carbone) (Medale, 2005), alors

que la graisse des mammifères contient rarement plus de deux doubles liaisons par molécule

d’acide gras avec une prédominance des A.G.P.I. de la série (n-6) et (n-9) (Abi-ayad, 1998).

I. 4.a. Dépôts lipidiques

Chez les poissons, comme chez les mammifères, les lipides non utilisés pour la fourniture

d’énergie sont stockés sous forme de lipides neutres (triglycérides essentiellement). Ces

lipides sont stockés sous forme de gouttelettes dans le cytoplasme des cellules. A la différence


15

des mammifères qui stockent les lipides principalement dans un seul tissu localisé dans les

cavités thoracique et abdominale, les poissons sont capables de stocker les graisses en

différents sites, au niveau péri-viscéral, sous-cutané, musculaire et hépatique (Sheridan,

1988). Ainsi, nous pouvons classer les poissons en :

• Poissons maigres : dont la teneur en lipides dans le muscle est inférieure à 1% et

déposent massivement les lipides dans le tissu hépatique (jusqu'à 75% du poids du

foie) ex. la morue (Gadus morhua), l’églefin (Melanigrammus aeglefinus) ou le turbot

(Psetta Maxima).

• Poissons gras : chez qui la teneur en lipides dans le muscle est supérieure à 15%, tels

que le hareng (Clupea harengus), le maquereau (Scomber scombrus) ou l’anguille

européenne (Anguilla anguilla).

• Poissons ‘intermédiaires’ ou semi- gras : qui déposent les lipides dans le muscle mais

aussi dans d’autres sites tels que le tissu adipeux péri-viscéral comme c’est le cas pour

les salmonidés par exemple (Henderson et Tocher, 1987; Sheridan, 1988 et 1994;

Ackman, 1995).

Les lipides sont présents dans les muscles des poissons sous deux formes :

• Lipides neutres ou lipides de réserve : essentiellement représentés par les

triglycérides. Ces derniers contiennent plusieurs acides gras avec cinq ou six doubles

liaisons, chez les poissons (Girard et Paquotte, 2003).

• Lipides polaires ou phospholipides : Ils sont principalement composés de

phosphatidylcholine (50 à 60 % des phospholipides) et de phosphatidyl éthanolamine

(20 à 30% des phospholipides) (Aursand et al., 1994). Ils se caractérisent par une

grande richesse (jusqu'à 60%) en A.G.P.I. à longue chaîne, avec une prépondérance de

l'acide eicosapentaénoïque (E.P.A. ou 20:5 (n-3)) et de l'acide docosahéxaénoïque

(D.H.A. ou 22:6 (n- 3)) (Henderson et Tocher, 1987).Ces acides gras permettent de

maintenir la fluidité membranaire, même à basse température (Richard, 2006).

I. 4.b. Rôle biologiques et nutritionnels des lipides

Les lipides présentent plusieurs fonctions biologiques importantes. Par ailleurs, l’utilisation

des lipides chez le poisson dépend de son statut physiologique ainsi que de ses besoins (Abi-

ayad, 1998) :

• Sources d’énergie : Parmi les acides gras, ce sont principalement les acides gras

saturés (A.G.S.) provenant de l’hydrolyse des triglycérides (T.G.) et secondairement


16

les acides gras mono-insaturés (A.G.M.I.) qui assurent ce rôle énergétique. Pendant le

développement embryonnaire, les lipides représentent la principale source d’énergie.

De plus, 70 % des lipides stockés sont mobilisés pour le développement ovarien.

• Rôle structural: Constituants des membranes cellulaires, sous forme de

phospholipides en général. On peut également citer l’importance particulière des A.G.

timnodonique et cervonique qui jouent un rôle important dans le maintien de la

structure et de l’intégrité de la membrane plasmique.

• : Précurseurs de prostaglandines et de leukotriènes Des voies métaboliques

conduisent à la formation de ces composés qui jouent un rôle important dans la

coagulation du sang, l’agrégation plaquettaire, la fonction rénale, les phénomènes

inflammatoires et immunitaires, (Navarro et al., 1988).

• Apport et véhicule des vitamines liposolubles A et D qui se trouvent principalement

dans le beurre, le lait, les œufs, les foies de poissons et leurs huiles, et E dont la

principale source sont les huiles végétales (Falk-Peterson et al., 1986 ; Goetz et al.,

1989).

• Rôle de protection à la surface : Ils participent à la reconnaissance cellulaire, à la

spécificité des espèces et à l’immunité cellulaire (Sandermann, 1978 ; Tocher et

Sargent, 1984 ; Bellatal, 1986).

• Rôle métabolique : quelques substances classées parmi les lipides sont douées

d’activités biologiques puissantes (vitamines, hormones). En effet, des travaux ont

montré que 8 % des lipides sont transférés aux gonades durant la maturation chez le

saumon (Oncorynchus nerka). Une diminution importante du taux de cholestérol est

observée, surement utilisé pour la synthèse des hormones (Sargent, 1995).


17

MATERIEL

ET

METHODES

Matériel et méthode

17

I. MATERIEL ET METHODES

Le but de ce travail expérimental est de déterminer la ration lipidique optimale qui permettra

d’obtenir la meilleure croissance chez les alevins du tilapia du Nil (Oreochromis niloticus).

Durant ce travail expérimental, nous avons réalisés 4 expériences différentes. En raison des

problèmes techniques survenus lors de nos manipulations (coupures de courant et d’eau de

manière intempestive, parfois pendant de courtes périodes et parfois pendant de longues

périodes) nous ne vous présentons dans le présent manuscrit que les résultats de 2 expériences

complètes. En effet, 2 expériences ont dues être arrêtées en raison des problèmes évoqués plus

haut.

Durant les 2 expériences réalisées, les alevins de tilapia du Nil (Oreochromis niloticus) ont

reçus 5 rations lipidiques alimentaires différentes, 6, 9, 12, 15, 18 % de lipides/matière sèche.

II.1. Origine et répartition des poissons

Les alevins utilisés durant ces expériences proviennent de deux fermes aquacoles, la

première ferme est située à Ain-Skhouna (à 80 km du sud de la wilaya de Saïda), la deuxième

se trouve à Oued-Boujamâa (située dans la Wilaya de Relizane). Au total, 333 alevins d’un

poids moyen de 2,48 ± 0,48 g sont utilisés.

A leur arrivée au laboratoire de Gestion des Ressources Aquatiques (Ge.Re.Aq.), les

poissons sont placés en stabulation dans un aquarium de 250 litres (L) pendant une semaine,

durée nécessaire à leur adaptation et acclimatation.

II.2. Mise en place de l’infrastructure d’élevage

Les expériences sont réalisées dans un système fonctionnant en circuit fermé. Le mode

d’élevage utilisé correspond à un élevage en mode intensif.

La structure d’élevage utilisée durant ces expériences, se compose de deux unités

principales. La première est destinée à l’élevage des poissons et la deuxième unité est utilisée

pour la filtration mécanique et biologique des eaux d’élevage (figure 8).

La première unité ou unité d’élevage se compose de 9 aquariums d’un volume utile de

40 L chacun (volume utile total : 360 litres).

L’unité de filtration se compose de 2 bacs cylindriques reliés l’un à l’autre par des tuyaux

en P.V.C. Les bacs de filtration ont un volume utile d’environ 100 L chacun. L’eau provenant

des aquariums, chargée en excréments et en nourriture non consommées, se déverse dans le

bac de filtration mécanique. L’eau ainsi filtrée, mécaniquement, se déverse dans le 2ème bac ou


18

bac de filtration biologique qui sert à débarrasser l’eau des ions nitrites nitrates et ammoniacs,

produits très toxiques pour les poissons. Ces produits étant principalement issus du

métabolisme protéique et des restes des protéines et acides aminés contenus dans la nourriture

et non consommées par les poissons. L’eau, ainsi, filtrée mécaniquement et biologiquement

est remise dans les aquariums d’élevage avec un débit moyen d’1 litre/minute grâce à une

pompe immergée de type vide cave (Espa Vigila 100 M ; Puissance : 0,22 kWh et débit 80

l/min). Environ 20 % de l’eau du circuit d’élevage est renouvelée quotidiennement ce qui

constitue un apport d’eau fraîche.

Figure 8: Unité d’élevage expérimentale fonctionnant en circuit fermé utilisé.

1-9 : aquariums d’élevage (unité d’élevage) ; 10-11 : unité de filtration ; 12 : Tuyau d’alimentation de l’eau filtrée ; 13 : Tuyau trop-plein d’évacuation des eaux usées ; 14 Thermoplongeur ; 15 : Pompe à eau submersible ; 16 : Oxygénateur (diffuseur d’oxygène dissout).

En condition d’élevage intensif en circuit fermé, la qualité physico-chimique de l’eau

(température, oxygène, qualité d’eau, etc….) doit être irréprochable pour pouvoir supporter

des densités de mise en charge importante, qui peuvent varier entre 20 et 100 kg/m3.

• Température : La température de l’eau d’élevage est vérifiée quotidiennement à

l’aide d’un thermomètre à mercure. L’eau est maintenue à 27 ± 1° C, grâce à des

résistances de type thermoplongeur (Visitherm, 300W).

• Oxygénation : La concentration en oxygène dissout dans le circuit est maintenue à un

minimum de 5 ppm, grâce à un oxygénateur (Resun : AC-4000, 12 l/min). La teneur

en oxygène dissout est vérifiée quotidiennement à l’aide d’un oxymètre (Hanna 9145).

2

3 4

5 7

8 9

6 10

11

12

13

15

14

16

1

Ge.Re.Aq., 2010


19

• Teneur en déchets azotés : La teneur en nitrites, nitrates et ammonium est maintenue

à un seuil minimal à l’aide du système de double filtration utilisé. Par ailleurs, la

concentration de ces ions est mesurée en début et milieu de chaque semaine à l’aide

d’un spectrophotomètre spécial aquaculture (Hanna 83203).

Pour éviter tous problèmes de pathologies, les aquariums sont nettoyés par siphonage tous

les jours avant le 1er nourrissage. Les pompes à eau sont nettoyées hebdomadairement.

II.3. Préparation des régimes alimentaires et alimentation des poissons

Pour chacune des deux expériences, 3 régimes alimentaires sont testés. Pour ce faire, les

poissons sont divisés en 3 lots et les expériences sont menées en triplicata (n = 3).

Les régimes alimentaires utilisés sont tous isoprotéiques contenant 40 % de protéines

brutes (51 % de protéines animales et 49 % de protéines végétales). Ces proportions sont

reconnues comme étant idéales pour assurer un maximum de croissance et de digestibilité.

Les ingrédients utilisés dans la préparation des régimes alimentaires la farine de poissons (27

%), la farine de tourteau de soja (40 %), la farine de maïs (10 %) et la farine de blé (10 %)

(Rouabhi, 2007). Les formules alimentaires utilisées durant la 1ère et 2ème expérience sont

reprises dans les tableaux 2 et 3.

II.4. Ration alimentaire et fréquence de nourrissage

Lors des deux expériences, la ration alimentaire journalière optimale était de 16 %, 14 %,

12 % et 10 % de la biomasse, respectivement, entre J1-J7, J8-J14, J15-J21 et J22-J28. Cette ration

est calculée à partir de la biomasse totale (g) en début de chaque semaine. Les alevins

d’Oreochromis niloticus sont nourris entre 9 et 16 heures, à raison de 8 nourrissage/jour.


Constituants (g) R1 R2 R3

Mélange des farines 785 785 785

Lipides totaux 60 120 180

Prémix vitaminé* 15 15 15

carboxyméthylcellulose 120 60 00

Agar 20 20 20

Total (g) 1000 1000 1000

R1 : Régime 1 : 6 % de lipides. R2 : Régime 2 : 12 % de lipides. R3 : Régime 3 : 18 % de lipides. *La composition du prémix vitaminé et des sels minéraux est détaillée dans l’annexe 1.


20


Constituants (g) R1 R2 R3

Mélange de farines 785 785 785

Lipides totaux 90 120 150

Prémix vitaminé* 15 15 15

Carboxyméthylcellulose 90 60 30

Agar 20 20 20

Total (g) 1000 1000 1000

R1 : Régime 1 : 9 % de lipides. R2 : Régime2 : 12 % de lipides. R3 : Régime3 : 15 % de lipides. *La composition du prémix vitaminé et des sels minéraux est détaillée dans l’annexe 1.

II.5. Facteurs utilisés pour l’appréciation de la qualité des aliments distribués :

Pour le suivi et le control des performances de survie, de croissance et d’assimilation de la

nourriture distribuée, nous avons utilisé un certain nombre de facteurs zootechniques et

biochimiques.

II.6. Facteurs zootechniques

• Poids moyen (Pm)

Durant les expériences, 10 poissons par aquarium (ou 30 poissons/régime) sont pesés

individuellement à jeun à J1, J7, J14, J21 et J28, à l’aide d’une balance électronique (Ohaus,

Scout pro ; Portée 200g et précision 0,01g).

• Taux de croissance spécifique (S.G.R.)

S.G.R = 100 (ln Pm2 –ln Pm1) ∆T-1

ln Pm1/ ln Pm2 : Logarithme népérien du poids moyen initial/final (g), ∆T : Temps (jours).

• Gain moyen de poids par jour (G.M.P.J.)

G.M.P.J = (Pm2-Pm1)/ ∆T-1

Pm1/Pm2: Poids moyen initial/final (g), ∆T : Temps (jours).

• Taux de conversion alimentaire (T.C.A.)

T.C.A = (Bm2-Bm1)-1 Qp.

Bm1/Bm2 : biomasse initiale/finale (g), Qp : Quantité d’aliments distribués entre les deux pesées (g).

• Coefficient d’efficacité protéique (C.E.P.)

C.E.P = (Bm2-Bm1) Pp-1.

Bm1/Bm2 : biomasse initiale/ finale (g), Qp : quantité d’aliments distribués entre les deux pesées (g), Pp :

quantité de protéines distribuées entre les deux pesées (g).


21

II.7. Facteurs biochimiques

Le dosage des paramètres biochimiques est réalisé en triplicata (n = 3) sur des alevins à J1,

J7, J14, J21 et J28.

• Dosage des protéines : Après extraction des protéines musculaire (protocole

d’extraction : voir annexe 2), le dosage des protéines est réalisé selon la méthode de

Bradford (1976) (voir annexe 3).

Le principe de cette méthode est basé sur la formation d’un complexe coloré entre le bleu

de Coomassie G-250 et les chaînes latérales des acides aminés basiques (lysine, arginine,

histidine) ainsi que sur les fonctions amines libres de la chaîne polypeptidique, formant un

complexe chromogène présentant un maximum d’absorption à 595 nm.

• Le dosage des lipides : La méthode utilisée pour l’extraction et la quantification des

lipides totaux musculaire est celle préconisée par Folch et al. (1957).Cette technique

repose sur le principe d’une extraction à froid des lipides par un solvant composé de

chloroforme et de méthanol (2/1 ; v/v). Le chloroforme extrait les lipides et le méthanol

dissocie les lipides des autres constituants membranaires. L’addition d’une solution

aqueuse de NaCl à 0,58% (p/v) favorise l’obtention d’un système biphasique. La phase

chloroformique inferieure est récupérée dans un ballon et évaporée à 39°C sous vide à

l’aide d’un évaporateur rotatif (Hahn shin Scientific Co, Modèle : Hanvapor).

La quantification de la teneur en lipides est réalisée par la pesée du ballon vide et après

évaporation (Ohaus Pioneer ; Capacité 210 g et précision 0,01 mg). La teneur en lipides est

exprimée en g de lipides pour 100 g d’échantillon frais (g/100 g M.F.).

II.8. Analyse statistique des résultats

Dans tous les cas les statistiques descriptives (moyenne ± écart type) sont utilisées pour

décrire l’ensemble des résultats. Avant toute analyse statistique nous avons vérifié

l’homogénéité des variances. Lorsque les variances sont homogènes, l’analyse statistique

consiste en un test paramétrique d’Anova 1. Lorsque les variances ne sont pas homogènes, le

test statistique consiste en un test non paramétrique de Kruskal-Wallis. Pour déterminer si les

différences entre les moyennes obtenues, sont significatives, nous utilisons le test de Fisher

(P.L.S.D.) dans le cas de l’ANOVA 1 et celui de Mann-Withney dans le cas du Kruskal-

Wallis.

RESULTATS

Résultats

22

III. RESULTATS

Les résultats obtenus sont présentés séparément que ce soit pour la première ou la

deuxième expérience.

III.1. RESULTATS DE LA PREMIERE EXPERIENCE

III.1.a. Variation dans la teneur en composés azotés du circuit d’élevage

Durant les 28 jours de nourrissage, la concentration en ammoniac (figure 9) varie entre

0,43 et 1,39 mg/L. Par ailleurs, nous remarquons que cette concentration augmente atteignant

des pics de 1,09 et 1,39 mg/L, respectivement à J17 et J24.

Concernant les nitrites (figure 9), nous remarquons que leur concentration reste stable

durant les 2 premières semaines d’élevage, entre J1 et J14, puis augmente brusquement durant

la troisième semaine pour atteindre un maximum de 0,92 mg/L à J17. A partir de J21, ce taux

diminue et atteint des valeurs comparables à celles enregistrées en début d’expérience.

Pour ce qui est des nitrates (figure 9), nous remarquons que leur concentration fluctue,

durant toute l’expérience, entre 12,40 et 21,70 mg/L.

Figure

9 : Evolution de la concentration (ppm) en nitrites, nitrates et ammoniac dans le circuit

d’élevage du tilapia du Nil (Oreochromis niloticus) au cours des 28 jours de nourrissage.

Résultats

23

III.1.b. Facteurs zootechniques

Les données mensuelles concernant les performances de croissance mesurées, après 28

jours de nourrissage, chez les alevins d’O. niloticus sont repris dans le tableau 4.

Tableau 4 : Performances de croissance des juvéniles d’O. niloticus, recevant 3 régimes

alimentaires contenant différentes proportions lipidiques.

Paramètres Régime 1

6 % lipides

Régime 2

12 % lipides

Régime 3

18 % lipides

Survie (%) 100 99,04 97,14

Poids initial (g) 1,35±0,14 1,39±0,1 1,42±0,14

Poids final (g) 6,1a±2,92 9,8b±2,54 7,13a±2,36

Biomasse initiale (g) 47,38±4,85 49,11±3,84 49,82±5,06

Biomasse finale (g) 146,4±54,47 231,79±14,12 213,88±2,36

Aliment distribué (g) 759,38±45,41 1002,6±21,62 903,86±6,12

S.G.R. (%) 2,75a±1,2 4,73b±0,44 3,73ab±0,25

G.M.P.J. (g/j) 0,17a±0,01 0,30b±0,02 0,20a±0,01

T.C.A. 6,96±3,62 2,54±0,46 3,27±0,18

C.E.P. 0,88±0,69 1,21±0,04 1,05±0,02

[P] (µg/g. M.F.) 80,53±18,4 70,23±11,43 69,29±7,5

[L] (g/100 g M.F) 0,67a±0,25 1,61b±0,76 1,12ab±0,36

S.G.R. : taux de croissance spécifique, T.C.A. : taux de conversion alimentaire, C.E.P. : coefficient d’efficacité protéique, G.M.P.J. gain moyen de poids par jour. [P] : teneur en protéines. [L] : teneur en lipides. M.F : matière fraîche. Les valeurs, de la même ligne portant des lettres différentes sont significativement différentes (p < 0,05).

• Taux de survie

Le taux de survie obtenu durant la première expérience est très élevé (supérieur à 98 %,

dans tous les cas). En effet, nous remarquons que les poissons nourris avec le régime R1(6 %

de lipides) présente un taux de survie de 100 % suivi par les poissons nourris avec le régime

R2 (12 % de lipides) avec 99,04 % puis les poissons nourris avec le régime R3 (18 % de

lipides) avec 97,14 % (tableau 4). D’après les valeurs mensuelles globales (tableau 4) et après

28 jours d’expérience, les poissons nourris avec l’aliment contenant 12 % de lipides

présentent un poids moyen final supérieur (p < 0,05) à celui mesuré chez les poissons nourris

avec les aliments contenant 6 et 18 % de lipides.

Résultats

24

• Croissance : Poids moyen

L’analyse de la variance à un critère de classification (Anova 1) montre un effet significatif

du régime alimentaire (p < 0,05) sur la croissance des alevins d’O. niloticus nourris avec

différentes rations alimentaire lipidiques.

D’après les valeurs hebdomadaires (figure 10) et durant la première semaine de

nourrissage, la croissance des alevins de tilapias est comparable quel que soit le régime

lipidique distribué. Après 14 jours de nourrissage, la croissance des poissons nourris avec les

aliments contenants 12 et 18 % de lipides est supérieure (p<0,05) à celle mesurée chez les

alevins nourris avec 6 % de lipides. A partir du 21ème jour, post nourrissage, le lot des

poissons nourris avec un aliment contenant 12 % de lipides présente une croissance

supérieure à celle observée chez les poissons nourris avec des régimes contenant 6 et 18 % de

lipides totaux.

Figure 10 : Variation du poids moyen exprimé en g (moyenne ± écart type) chez les alevins

d’Oreochromis niloticus nourris avec les 3 régimes expérimentaux (6, 12 et 18 % de lipides)

après un mois de nourrissage.


L’analyse de la variance à 1 critère de classification (Anova 1) montre un effet significatif

du régime alimentaire (p < 0,05) sur le taux de croissance spécifique des alevins

d’O. niloticus nourris avec les différentes rations alimentaire lipidiques.

D’après les données mensuelles (tableau 4), le S.G.R. mesuré chez les alevins nourris avec

12 % de lipides est supérieur à celui des alevins nourris avec 6 % de lipides.

Résultats

25

Les tilapias nourris avec un régime alimentaire contenant 18 % de lipides présentent un

S.G.R. intermédiaire.

D’après les valeurs hebdomadaires (figure 11), le S.G.R. ne présente de différences

significatives que durant la 2ème semaine (J8 - J14). En effet, nous remarquons que les poissons

nourris avec les régimes contenants 12 et 18 % de lipides présentent un S.G.R. supérieur

(p < 0,05) à celui mesuré chez les alevins nourris avec 6 % de lipides. En termes de valeurs

absolues, le S.G.R. est toujours en faveur des tilapias nourris avec 12 % de lipides durant la

première (J1-J7), la troisième (J15-J21) et la dernière semaine (J22-J28) de nourrissage.

Figure 11 : Variation du taux de croissance spécifique ou S.G.R. exprimé en % / jour

(moyenne ± écart type) chez les alevins d’Oreochromis niloticus nourris avec les 3 régimes

alimentaires expérimentaux contenants 6, 12 et 18 % de lipides. Les histogrammes portant des

lettres différentes sont significativement différents (p < 0,05).

• Gain moyen de poids journalier (G.M.P.J.)

L’analyse de la variance à 1 critère de classification (Anova 1) révèle un effet significatif

(p < 0,05) du régime alimentaire sur le gain moyen de poids journalier.

Les mesures mensuelles (tableau 4) montrent que les alevins nourris avec le régime

alimentaire contenant 12 % de lipides présentent un G.M.P.J. (0,30 ± 0,02 g/j) supérieur

(p < 0,05) à celui mesuré chez les alevins nourris avec les régimes alimentaires contenant 6 et

18 % de lipides (respectivement 0,17 ± 0,01 et 0,20 ± 0,01 g/j).

a

b

b

Résultats

26

D’après les mesures hebdomadaires (figure 12), le G.M.P.J., mesuré durant la 2ème semaine

de nourrissage (J8-J14), est plus élevé (p < 0,05) chez les poissons nourris avec 12 et 18 % de

lipides. De plus et en fin d’expériences (J22-J28), ce même facteur est le plus élevé

(p < 0,05) chez les animaux nourris avec l’aliment contenant 12% de lipides. Le G.M.P.J.

chez les tilapias nourris avec 6 et 18 % de lipides est comparable durant cette même période.

Figure 12 : Variation du gain moyen de poids journalier ou G.M.P.J. exprimé en g / jour





L’analyse de la variance à 1 critère de classification (Anova 1) révèle un effet significatif

(p < 0,05) du régime alimentaire sur le taux de conversion alimentaire.

D’après les mesures mensuelles globales (tableau 4), les valeurs du T.C.A. sont

statistiquement comparables. Cependant et en termes de valeurs absolues, le T.C.A. le plus

faible est mesuré chez les poissons nourris avec l’aliment contenant 12 % de lipides (2,54 ±

0,46) suivi des animaux ayant reçus un régime alimentaire renfermant 18 % de lipides

(3,27±0,18). Le T.C.A. le plus élevé étant mesuré chez les tilapias nourris avec 6% de lipides

(6,96 ± 3,62).

D’après les valeurs hebdomadaires (figure 13), quel que soit le régime lipidique distribué,

les valeurs les plus faibles sont enregistrées durant la 4ème et dernière semaine d’élevage.

a

b

b a

b

a

Résultats

27

D’après le test d’Anova 1, seul le T.C.A. mesuré durant la 2ème semaine de nourrissage (J8-

J14) présente des différences significatives en faveur des poissons nourris avec le régime

alimentaire contenant 18 % de lipides.

Par ailleurs et suite à de nombreux problèmes techniques, liés à des coupures de courant et

d’eau et à des augmentations brusques des composés azotés, la présentation des résultats du

T.C.A. des alevins nourris avec 6 % et 12 % de lipides durant, respectivement la 2ème et 3ème

semaine n’est pas possible.

Figure 13 : Variation du taux de conversion alimentaire ou T.C.A. (moyenne ± écart type)

chez les alevins d’Oreochromis niloticus nourris avec les 3 régimes alimentaires

expérimentaux contenants 6, 12 et 18 % de lipides. Les histogrammes portant des lettres

différentes sont significativement différents (p < 0,05).


L’analyse statistique à 1 critère de classification, Anova 1, n’a montré aucun effet

significatif (p ≥ 0,05) du régime alimentaire sur le coefficient d’efficacité protéique (C.E.P.).

D’un point de vue valeurs absolues, les résultats mensuels (tableau 4) du C.E.P. montrent que

les poissons nourris avec le régime contenant 12 % de lipides présentent le C.E.P. le plus

élevé (1,21) et les poissons nourris avec le régime 6% de lipides présentent le C.E.P. le plus

bas (0,88).Concernant les résultats hebdomadaires, aucun effet significatif du régime

alimentaire sur le C.E.P n’est décelé le long de l’expérience (figure 14).

Résultats

28

Figure 14 : Variation du coefficient d’efficacité protéique ou C.E.P. (moyenne ± écart type)




III.1.c. Facteurs biochimiques

• Concentration protéique musculaire

L’analyse statistique à un critère de classification (Anova 1) ne montre aucun effet

significatif (p ≥ 0,05) du régime alimentaire sur la concentration protéique musculaire

(tableau 4, figure 15). De manière générale et quel que soit le régime alimentaire distribué (6,

12 ou 18 % de lipides), nous remarquons que la concentration protéique musculaire augmente

durant les deux première semaines de nourrissage (J0-J14), puis diminue, légèrement, à partir

de J21 pour se stabiliser jusqu’à la fin des expériences (figure 15).

Résultats

29

Figure 15 : Variation de la concentration protéique musculaire exprimée en µg/g. de matière

fraîche (moyenne ± écart type) chez les alevins d’Oreochromis niloticus nourris avec les trois

régimes alimentaires expérimentaux contenants 6, 12 et 18 % de lipides.

Les histogrammes portant des lettres différentes sont significativement différents (p < 0,05).

• Concentration lipidique musculaire

L’analyse statistique (Anova 1) montre un effet significatif (p < 0,05) du régime

alimentaire sur la concentration lipidique mesurée au niveau musculaire. En effet, les poissons

nourris avec le régime contenant 12 % de lipides présentent la concentration la plus élevée (p

<0,05), suivi par les alevins nourris avec le régime contenant 18 % de lipides. Les poissons

nourris avec le régime 6 % de lipides présentent la concentration la plus basse (Tableau 4).

Concernant les résultats hebdomadaires (figure 16), la concentration lipidique au niveau

musculaire reste comparable durant les 2 premières semaines (J1 - J14) de nourrissage. Après

21 jours d’élevage, les alevins nourris avec les régimes alimentaires contenant 12 et 18 % de

lipides présentent une concentration lipidique musculaire élevée comparativement aux

poissons nourris avec le régime 6 % de lipides (p < 0,05). Durant la dernière semaine de

nourrissage, les tilapias recevant 12 % de lipides alimentaires présentent une concentration en

lipides musculaire de près de 1,5 et 2,5 plus élevée (p < 0,05) que celle mesurée chez,

respectivement, les poissons nourris avec les régimes alimentaires contenant 18 et 6 % de

lipides. Par ailleurs, la concentration en lipides musculaires mesurée chez les tilapias nourris

ave 18 % de lipides est 1,5 supérieure à celle mesurée chez les poissons nourris avec 6 % de

lipides (p < 0,05).

Résultats

30


matière fraîche (moyenne ± écart type) chez les alevins d’Oreochromis niloticus nourris avec

les trois régimes alimentaires expérimentaux contenants 6, 12 et 18 % de lipides.


III.2. RESULTATS DE LA DEUXIEME EXPERIENCE

III.2. a. Variation dans la teneur en composés azotés du circuit d’élevage

Durant toute la durée de l’expérience (J1-J28), la concentration en ammoniac (NH3) et en

nitrite (NO2) évolue de manière parallèle (figure 17). A savoir, des valeurs initiales de l’ordre

de 0,5 ppm et 0,1 ppm, respectivement pour le NH3 et le NO2 ; Des pics correspondant à un

maximum de concentration à J7 (1,26 et 1,08 ppm, respectivement, pour le NH3 et le NO2),

ensuite une diminution progressive jusqu’à J28 où ils atteignent leurs concentrations les plus

basses (0,02 et 0,03 ppm, respectivement, pour le NH3 et le NO2).

Concernant la concentration en nitrates (NO3), nous remarquons que les valeurs les plus

hautes sont enregistrées en début d’expérience (J1) puis la concentration diminue

progressivement pour atteindre un minimum de 9,03 ppm à J14 puis augmente à nouveau à J21

pour se stabiliser jusqu’en fin d’expérience (figure 17).

III.2. b. Facteurs zootechniques

Les résultats de croissance des alevins d’O. niloticus et d’assimilation des aliments

expérimentaux durant cette expérience, sont repris dans le tableau 7. Ces résultats concernent

les moyennes obtenues en début (J1) et/ou en fin (J28) d’expérience.

Résultats

31

Figure 17 : Evolution de

la concentration (ppm) en nitrites, nitrates et ammoniac dans le circuit d’élevage du tilapia du

Nil (Oreochromis niloticus) au cours des 28 jours de nourrissage.

• Taux de survie

Le taux de survie obtenu durant la deuxième expérience est très élevé (supérieur à 90 %,

dans tous les cas). En effet, nous remarquons que les poissons nourris avec le régime R1

(9 % de lipides) présente un taux de survie de 100 % suivi par les poissons nourris avec le

régime R2 (12 % de lipides) avec 98,24 % puis les poissons nourris avec le régime R3

(15 % de lipides) avec 94,73 % (tableau 5).

• Croissance : poids moyen (Pm)

L’analyse de la variance à 1 critère de classification (Anova 1) montre un effet significatif

du régime alimentaire (p < 0,05) sur la croissance des alevins d’O. niloticus nourris avec

différentes rations alimentaire lipidiques.

Résultats

32

Tableau 5: performances de croissance des juvéniles d’O. niloticus, recevant trois régimes

alimentaires contenant différentes proportions de lipidiques.

Paramètres Régime 1

9 % lipides

Régime 2

12 % lipides

Régime 3

15 % lipides

Survie (%) 100 98,24 94,73

Poids initial (g) 3,19 ± 1,12 3,08 ± 1,2 2,89 ± 0,86

Poids final (g) 5,41a ± 1,8 7,79b ± 2,39 5,86a ± 1,37

Biomasse initiale (g) 266,45 ± 20,27 251,37 ± 21,29 226,86 ±7,72

Biomasse finale (g) 341,15a ± 10,58 454,16b ± 22,12 315,54a ± 4,65

Aliment distribué (g) 815,95 ± 47,31 685,04 ± 56,64 605,11 ± 38,38

S.G.R. (%) 1,73a ± 0,49 3,72b ± 0,87 2,56ab ± 0,39

G.P.M.J. (g/j) 0,05a ± 0,01 0,16b ± 0,03 0,07a ± 0,01

T.C.A. 10,92a ± 0,63 3,38b ± 0,10 6,82ab ± 3,45

C.E.P. 0,09a ± 0,02 0,69b ± 0,16 0,15c ± 0,03

[P] (µg/g. M.F.) 115,64a ± 5,85 128,14b ± 3,42 119,58a ± 4,86

[L] (g/100 g M.F) 2,83a ± 0,85 8,56b ± 0,85 3,28a ± 2,68

S.G.R. : taux de croissance spécifique, T.C.A. : taux de conversion alimentaire, C.E.P. : coefficient d’efficacité protéique, G.M.P.J. gain moyen de poids par jour. [P] : teneur en protéines. [L] : teneur en lipides. M.F : matière fraîche. Les valeurs de la même ligne portant des lettres différentes sont significativement différentes (p<0,05).

D’après les résultats mensuels (tableau 5), les poissons nourris avec le régime R2

(12 % de lipides) présentent un poids final supérieur (p < 0,05) à celui des deux autres lots de

poissons (R1 : 9 % de lipides et R3 : 15 % de lipides).

Pour ce qui est des résultats hebdomadaires (figure 18), nous remarquons que les trois lots

de poissons présentent une croissance comparable durant la 1ère semaine d’élevage (J1 - J7).

A partir de J8, les alevins nourris avec le régime à base de 12 % de lipides (R2) présentent

le poids moyen le plus élevé (p < 0,05) et ce jusqu’à la fin de l’expérience. Durant la dernière

semaine (J22-J28). Par ailleurs, nous remarquons que la croissance des poissons nourris avec

les régimes R1 et R3 est comparable durant les 28 jours de nourrissage expérimental.

Résultats

33

Figure 18 : Variation du poids moyen exprimé en g (moyenne ± écart type) chez les alevins

d’Oreochromis niloticus nourris avec les 3 régimes expérimentaux (9, 12 et 15 % de lipides)

après un mois de nourrissage.


L’analyse de la variance à un critère de classification Anova 1 révèle un effet significatif (p

< 0,05) du régime alimentaire distribué sur le taux de croissance spécifique.

En effet, les mesures mensuelles de ce facteur (tableau 5) montrent que les poissons

nourris avec le régime R2 (contenant 12 % de lipides) présentent un S.G.R. supérieur

(p < 0,05) (3,72 ± 0,87) à celui mesuré chez les poissons nourris avec les régimes R1 et R3

(respectivement, 1,73 ± 0,49 et 2,56 ± 0,39).

Concernant les résultats hebdomadaires (figure 19), nous remarquons qu’aucune différence

significative n’est décelée durant les trois premières semaines (J1-J21) de nourrissage.

Cependant, en termes de valeurs absolues, nous remarquons que les alevins nourris avec le

régime R2 (12 % de lipides) présentent les S.G.R. les plus élevés durant cette même période.

Concernant la dernière semaine d’élevage (J22-J28), les poissons nourris avec les régimes R2

présentent un S.G.R. significativement plus élevé (p < 0,05) que celui mesuré chez les

poissons nourris avec le régime R1 et R3 (nourris avec respectivement 9 et 15 % de lipides).

Résultats

34

Figure 19 : Variation du taux de croissance spécifique ou S.G.R. exprimé en % / jour




• Gain moyen de poids journalier (G.M.P.J.)

L’Anova 1 révèle un effet significatif (p < 0,05) du régime alimentaire distribué sur le gain

moyen de poids journalier ou G.M.P.J.

Les résultats mensuels de ce facteur (tableau 5) montrent que les alevins nourris avec le

régime R2 (12 % de lipides) présentent un G.M.P.J. (0,16 ± 0,03) significativement plus élevé

(p < 0,05) que celui mesuré chez les poissons nourris avec les régimes R1 (0,05 ± 0,01) et R3

(0,07 ± 0,01).

Les résultats hebdomadaires (figure 20) de ce facteur montrent que durant la 1ère, 3ème et

4ème semaine d’élevage la valeur du G.M.P.J. est toujours plus élevée (p < 0,05) chez les

poissons nourris avec le régime R2, comparativement aux G.M.P.J. mesurés chez les tilapias

nourris avec les régimes R1 et R3. Par ailleurs, durant la 2ème semaine de nourrissage, les

valeurs du G.M.P.J. sont comparable quel que soit le régime lipidique distribué aux alevins

d’O. niloticus.

Résultats

35

Figure 20 : Variation du gain moyen de poids journalier ou G.M.P.J. exprimé en g / jour


alimentaires expérimentaux contenants 9, 12 et 18 % % de lipides. Les histogrammes portant

des lettres différentes sont significativement différents (p < 0,05).


L’analyse de la variance à un critère de classification Anova 1 montre un effet significatif

(p < 0,05) du régime alimentaire sur le taux de conversion alimentaire ou T.C.A.

Les mesures mensuelles (tableau 5) montrent que les poissons nourris avec le régime R2

présente le T.C.A. le plus bas (p < 0,05) (3,38 ± 0,10) comparativement aux animaux nourris

avec les régimes R1 (10,92 ± 0,63) et R3 (6,82 ± 3,45).

Par contre, les valeurs de T.C.A. hebdomadaires ne présentent pas de différences

significatives. Nous remarquons aussi que certaines valeurs de T.C.A manquent

(R3 : 1ère semaine ; R1 : 2ème et 3ème semaines et R1 et R3 : 4ème semaine) en raison de

problèmes techniques liés aux coupures de courant et d’alimentation en eau répétitives, ce qui

a provoqué une augmentation dans la teneur en nitrites, nitrates et ammoniac du circuit

d’élevage (figure 21).

Résultats

36

Figure 21 : Variation du taux de conversion alimentaire ou T.C.A. (moyenne ± écart type)





L’analyse statistique à un critère de classification (Anova 1) révèle un effet significatif

(p < 0,05) du régime alimentaire distribué sur le C.E.P.

Les résultats mensuels (tableau 5) montrent que les alevins nourris avec le régime R2

(12 % de lipides) présentent un C.E.P. (0,69 ± 0,16) significativement supérieur (p < 0,05) à

celui mesuré chez les alevins nourris avec le régime R1 (0,09 ± 0,02) et R3 (0,15 ± 0,03).

Notons enfin, que ce facteur est plus élevé chez les poissons nourris avec le régime R3

qu’avec le régime R1 (p < 0,05).

Concernant les résultats hebdomadaires (figure 22), durant la 1ère semaine de nourrissage le

C.E.P. est statistiquement comparable quel que soit le régime lipidique utilisé. A partir de la

2ème semaine de nourrissage le coefficient d’utilisation protéique est toujours en faveur des

poissons nourris avec le régime R2 (12 % de lipides). Les alevins nourris avec régimes R1 et

R3 (respectivement, 9 et 15 % de lipides) présentent des C.E.P. comparable durant toute la

durée de l’expérience.

Résultats

37

Figure 22 : Variation du coefficient d’efficacité protéique ou C.E.P. (moyenne ± écart type)




III.2.c. Facteurs biochimiques

• Concentration protéique musculaire

D’après les résultats mensuels (tableau 5), la concentration protéique musculaire est plus

élevée (p < 0,05) chez les poissons nourris avec le régime R2. Les tilapias nourris avec les

régimes R1 et R3 présentent des concentrations protéiques comparables.

En prenant en considération les valeurs hebdomadaires (figure 23), nous remarquons que

durant les 3 premières semaines de nourrissage, la concentration protéique musculaire est

comparable quel que soit le régime alimentaire lipidique distribué. Par contre, durant la

dernière semaine d’expérimentation, la concentration des protéines musculaire augmente

significativement (p < 0,05) chez les poissons nourris avec le régime R2. Les poissons nourris

avec les régimes R1 et R3 présentent des concentrations protéiques musculaires comparables.

Résultats

38

Figure 23 : Variation de la concentration protéique musculaire exprimée en µg/g de matière

fraîche (moyenne ± écart type) chez les alevins d’Oreochromis niloticus nourris avec les 3

régimes alimentaires expérimentaux contenants 9, 12 et 15 % de lipides. Les histogrammes

portant des lettres différentes sont significativement différents (p < 0,05).

• Concentration lipidique musculaire

L’analyse de la variance à un critère de classification (Anova 1) montre un effet significatif

(p < 0,05) du régime alimentaire sur la concentration lipidique musculaire.

Prise globalement (tableau 5), la concentration lipidique musculaire est supérieure

(p < 0,05) chez les tilapias nourris avec le régime R2 (8,56 ± 0,85) comparativement à celles

mesurées chez les alevins nourris avec les régimes R1 (2,83 ± 0,85) et R3 (3,28 ± 2,68).

Mesurée hebdomadairement (figure 24), nous remarquons tout d’abord que durant les

deux premières semaines d’élevage (J1-J14), les poissons nourris avec le régime R3 présentent

la concentration lipidique musculaire la plus élevée (p < 0,05). A partir de J15,

la concentration de ce nutriment augmente fortement chez les poissons nourris avec le régime

R2 et est supérieure à celle mesurée chez les alevins nourris avec les régimes R1 et R3

(p < 0,05).

Résultats

39


matière fraîche (moyenne ± écart type) chez les alevins d’Oreochromis niloticus nourris avec

les trois régimes alimentaires expérimentaux contenants 9, 12 et 15 % de lipides.


a

b

a

a

b

a a

b

ab

a

b

a

DISCUSSION

ET

CONCLUSION

Discussion

40

IV. DISCUSSION ET CONCLUSION

Les lipides sont des composés très importants dans la formulation des régimes

alimentaires destinés aux élevages aquacoles que se soit pour couvrir les besoins

énergétiques ou les besoins structuraux (Watanabe, 1982 ; Ackman, 1995; Parpoura and

Alexis, 2001; Sargent et al., 2002). De plus, ils permettent l’épargne protéique. Ces

derniers étant utilisés pour la croissance somatique. Cependant, des teneurs trop élevées

en lipides ont tendance à ‘engraisser’ les animaux aquacoles d’où la nécessité de

déterminer la ration lipidique alimentaire optimale lors de la formulation pour aboutir à

un maximum de croissance sans affecter la qualité du produit.

Le taux de survie observé durant ce travail est excellent. Ce taux, élevé, démontre la

l’adaptation des alevins d’O. niloticus aux régimes alimentaires expérimentaux utilisés.

De plus, il est probable que la mortalité observée soit causée par le stress engendré lors

des opérations de contrôles (pesées) et / ou nettoyage des aquariums, qui se manifeste

par le saut des poissons en dehors des aquariums. Par ailleurs, nos résultats sont

comparables à ceux obtenus par de Huang (2005), Rouabhi et al. (2007) et Abi-ayad et

Seddikioui (2007).

Les résultats de la croissance pondérale indiquent que les poissons nourris avec le

régime 12 % de lipides croissent plus vite que les tilapias nourris avec les autres

régimes lipidiques (6, 9, 15 et 18 % de lipides). Ces résultats concordent avec ceux du

taux de croissance spécifique (S.G.R.) et du gain moyen de poids par jour (G.M.P.J.),

qui sont en faveur des poissons nourris avec le régime R2. Comparativement aux

résultats de Chou and Shiau (1996) qui ont travaillé sur des alevins de la même espèce

et approximativement du même poids (1,40 g environ pour les 2 expériences), les

alevins issus de la présente expérience présentent une croissance plus élevée. Cette

différence est probablement due aux conditions expérimentales différentes appliquées

durant les expériences:

• ration alimentaire distribuée variant entre 10 et 16 % dans la présente étude

et 5 % dans les travaux de Chou and Shiau (1996),

• ration protéique distribuée dans la présente étude = 45 % vs 30 % dans les

travaux de Chou and Shiau (1996),

• température de l’eau d’élevage = 27 °C dans la présente étude vs 21 °C dans

les travaux de Chou and Shiau (1996).

Concernant le taux de conversion alimentaire, un facteur qui renseigne sur la qualité

de l’aliment, et en accord avec les résultats de Fagbenro, (1993), de Huang, (2004) et de

Discussion

41

Abi-ayad et al, (2009) nous remarquons que sa valeur diminue au fur et à mesure que

les poissons grandissent. En effet, le tube digestif chez les poissons atteint sa maturité

fonctionnelle complète avec l’âge. De plus et d’après Philippart et al. (1979) et

O’Connor et al., (1985), plus la valeur du T.C.A. est réduite mieux l’aliment est utilisé

et converti. Ceci est confirmé par les résultats du coefficient d’efficacité protéique

obtenus, qui sont plus élevés chez les poissons nourris avec le régime R2 (12 % de

lipides) et qui traduisent une meilleure utilisation et conversion des protéines

alimentaires pour la croissance somatique.

Concernant la concentration protéique mesurée au niveau tissulaire, nous

remarquons, qu’elle est comparable chez tous alevins ou légèrement supérieure chez les

tilapias nourris avec le régime R2 lors de la 2ème expérience, reflétant, ainsi, le caractère

isoprotéique des régimes distribués.

Une corrélation positive est généralement admise entre l’évolution des lipides

alimentaires et ceux mis en réserve chez les poissons (Chou and Shiau, 1996 ; Giléneau

et al., 2001). En effet, de nombreuses études montrent que les régimes à forte teneur en

lipides conduisent à des modifications dans la composition corporelle caractérisées par

un accroissement des lipides corporels accompagné d’une diminution de la teneur en

eau sans variation dans la teneur protéique (Watanabe, 1982 ; Corraze, 1999). En

pratique d’élevage de poissons destinés à la consommation, il est possible d’utiliser des

taux élevés en lipides alimentaires, ensuite, utiliser un régime hypocalorique durant

douze semaines avant la commercialisation du produit (Corraze and Kaushik, 2009).

Lors de cette étude, nous remarquons qu’une carence en lipides alimentaires (les

régimes R1) conduit à une baisse de la concentration en lipides musculaires. Par contre

aucune corrélation n’est mise en évidence entre des teneurs en lipides alimentaires

élevées et leur concentration au niveau musculaires. Ceci est du au fait que le tilapia (O.

niloticus), en qualité de poisson d’eaux douces, stocke les lipides en excès au niveau du

tissus adipeux péri-viscéral. En effet, le tissu adipeux chez les poissons varie en

fonction de l’espèce et peut être localisé au niveau hépatique, sous cutané, musculaire

ou au niveau péri-viscéral. Ce dernier constitue le tissu de stockage des graisses chez le

tilapia. (Corraze, 1999 ; Corraze and Kaushik, 2009).

De manière générale, d’après les résultats obtenus et quelle que soit l’expérience

considérée (1ère ou 2ème expérience), nous remarquons que le tilapia du Nil (O. niloticus)

présente un besoin en lipide alimentaire de l’ordre de 12 %. Chez le tilapia bleu

Discussion

42

(O. aureus) une espèce très proche d’O. niloticus, la ration lipidique alimentaire

optimale est estimée à 17 % (Hanley, 1991 ; Wille et al., 2002).

Les régimes alimentaires à hautes teneurs en lipides présentent sur le plan

commercial et environnemental des bénéfices significatifs réels (Wille et al., 2002) tels

que l’épargne des protéines, la réduction dans l’excrétion et les rejets de déchets azotés

(Hillestad and Johnsen, 1994 ) et, donc, une réduction de la pollution générée par les

stations d’élevages aquacoles.

Cependant, sur le plan biologique, leur principale contrainte est leur tendance à

augmenter la teneur en lipides des tissus du poisson aboutissant à une baisse de la

qualité (Rasmussen et al., 2000) et un risque élevé d’altération post-mortem.

D’après De Silva et al., (1991), des teneurs en lipides alimentaires supérieures à 18

% limite l’utilisation et l’assimilation des protéines chez le tilapia. En effet, des taux

élevés en lipides alimentaires entrainent la diminution dans l’efficacité d’utilisation des

protéines alimentaires (Page and Andrews, 1973 ; Watanabe, 1982 ; Daniels and

Robinson, 1986 et Ellis and Reigh, 1991), affectent la composition de la carcasse

(Bromley, 1980 ; Hillestad and Johnsen, 1994) et entrainent la diminution de l’activité

des lipases chez le tilapia du Nil (O. spp) (Shimeno et al., 1993 ; Chou and Shiau,

1996), la truite arc-en-ciel (Onchorhynchus mykiss) (Gélineau et al., 2001 ; Wang et al.,

2005) et le saumon coho (Lin et al., 1977). De plus et d’après Hanley (1991), les tilapias

sont incapables d’utiliser les lipides comme source d’énergie lorsque les protéines sont

présentes en teneur optimale dans la ration alimentaire.

A l’issue de ces expériences et comme nous l’avons clairement démontré par les

résultats obtenus, les besoins des alevins (pesant entre 1 et 10 g) du tilapia du Nil

(Oreochromis niloticus) en lipide alimentaire s’élèvent à 12 % de la matière sèche.

Cette quantité en lipide assure les différents besoins cataboliques et anaboliques chez

cette espèce et lui permet une croissance et une survie optimale.

Depuis quelques années déjà, le Ministère de la Pêche et des Ressources Halieutiques

a initié un plan de développement de l’aquaculture en Algérie. Plusieurs fermes

aquacoles ont vues le jour, certaines sont fonctionnelles et d’autres pas encore. Dans

tous les cas, les éleveurs trouvent de très grosses difficultés à s’approvisionner en

aliments pour assurer l’élevage des poissons, mollusques et crustacés. De manière

générale, l’aliment est soit fabriqué au niveau même de la station aquacole, soit acheté

chez des importateurs spécialisés. L’aliment sec local est généralement fabriqué sans

norme et est de mauvaise qualité (croissance et survie médiocre).

Discussion

43

L’aliment sec importé coute très cher (500-1200 DA) et son utilisation n’est

généralement pas rentable, si elle l’est cela se répercute sur le prix de vente du poisson

au détail. Actuellement, il est impératif que l’on développe une industrie des aliments,

aux normes internationales, destinés à l’élevage aquacole. Le développement de cette

industrie passe obligatoirement par la recherche au développement de formules

alimentaires et nutritionnelles adaptées aux modes de vie des animaux (animaux marins

ou dulcicoles) et à leurs régimes alimentaires (détritivores, herbivores, omnivores ou

carnivores). Le développement de ces formules passe par la détermination de besoins en

protéines, lipides, glucides, acides aminés, acides gras et un certain nombre de produits

additifs qui améliorent la qualité des aliments fabriqués. Dans le cas du tilapia du Nil

(O. niloticus), il reste à déterminer les besoins spécifiques en acides aminés et en acides

gras, notamment polyinsaturés et fabriqués, ainsi, des aliments locaux de qualité selon

les normes internationales.

.

REFERENCES

BIBLIOGRAPHIQUES

Réferences Bibliographiques

44

V. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES :

Abi-ayad S.M. E.A., 1998 - Etude expérimentale de la biologie de la reproduction de la

perche fluviatile (Perca fluviatilis).Effet de la composition en acides gras de la série (n-

3) de l’alimentation des géniteurs sur la qualité des œufs et des larves. Thèse de

Doctorat. Université de Liège, 147 pp.

Abi-ayad S.M. E.A., & Seddikioui L., 2007 - Détermination de la ration protéique

optimale alimentaire chez les alevins du tilapia du Nil (Oreochromis niloticus) en

élevage intensif. Mémoire de D.E.S. Université d’Oran. 24 pp.

Abi-ayad S.M. E.A., Bensahla Talet., Lamara S.-A., Boutiba Z. & Rouabhi F.I.,

2009 – Essai de subtitution des protéines animales par les protéines végétales dans la

ration alimentaire des tilapias du Nil (Oreochromis niloticus). Communication presentée

aux 11eme Journées Tunisiennes des sciences de la Mer. Nabeul (TUNISIE).

Ackman R. G., 1995 – Fatty acids in foods and their health implications. Anal.

Biochem. 230: 224–228.

Aursand M., Mabon F. & Martin G. J , 1994 - Characterization of farmed and wild

salmon. Pure Appl. Chem. 66: 273-276.

Balarin J. D. & Hatton J. D., 1979 - Tilapia: A guide to their biology and culture in

Africa. Stirling University, 174 pp.

Bellatal E. R., 1986 - Lipid dynamics in Fish : aspects of absorption, transportation,

deposition and mobilization. Comp.Biochem.Physiol. 90B: 676-690.

Bradford M. M., 1976 - A rapid and sensitive method for the quantification of

microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal.

Biochem. 72: 248-254.

Broadhurst C. L., Stephen C. C. & Crawford M. A. , 1998 - Dietary lipids and

evolution of the human brain–Reply. Br. J. Nutr. 79: 390-392.

Bromley P. J., 1980 - Effect of dietary protein, lipid and energy content on the growth

and body composition of Nile tilapia, Oreochromis niloticus (L.), Aquaculture 103: 55–

63.


45

Chedly Rais, 2005 - GENERAL FISHERIES COMMISSION, (annex 3). According to

the conclusions of the working group meeting in September 2005 in Tunis.

Chou Ben-Shan & Yen Shiau Shi ,1996 - Effect of Dietary Cod Liver Oil on Growth

and Fatty Acids of Juvenile Hybrid Tilapia, North American Journal of Aquaculture.

63: 277-284.

Corraze G. & Kanshik S., 2009 - Les lipides des poissons marins et d’eau douce.

O.C.L, 6: 111-115.

Corraze G., 1999 - Lipid nutrition in fish. Comp. Biochem. Physiol. 73: 3-15.

Crawford M. A., Bloom M., Broadhurst C. L, Schmidt W. F., Cunnane S. C., Galli

C., Gehbremeskel K., Linseisen F., Lloyd-Smith J. & Parkington J., 1999 - Evidence

for the unique function of docosahexaenoic acid during the evolution of the modern

hominid brain. Lipids. 34: 39-47.

Daniels W.H. & Robinson E.H., 1986 - Protein and energy requirements of juvenile

red drum (Sciaenops ocellatus), Aquaculture 53, pp. 243–252.

De Silva S., Gunaskera, R. M. & Shim, K. F., 1991 - Interactions of varying dietary

protein and lipid levels in young red tilapia: Evidence of Protein Sparing, Aquaculture

95: 305– 318.

Ellis S. C & Reigh, R. C, 1991 - Effects of dietary lipid and carbohydrate levels on

growth and body composition of juvenile red drum, Sciaenops ocellatus. Aquaculture,

97: 383-394.

El-Sayed A.-F .M. & Teshima, S., 1992 - Protein and energy requirement of Nile

tilapia, Oreochromis niloticus, fry. Aquaculture 103: 55-63.

F.A.O., 2000 – The State of World Fisheries and Aquaculture. Rome, Italy: 52-57.

F.A.O., 2002 - Fishstat Plus. Aquaculture production 1950-2002. Rome, Italy: 150 pp.

F.A.O., 2004 - Use of fishmeal and fish oil in aquafeeds: further thoughts on the fishmeal

trap. Rome, Italy: 975, 61 pp.

F.A.O., 2005 - Fishery statistics; Year book 2002. Rome, Italy: 69: 149-156.

F.A.O., 2006 – The state of world fisheries and aquaculture; Ecology letters. Rome,

Italy: 9:1-15.

F. A. O., 2008 - Fishery statistics; Year book 2007. Rome, Italy: 82: 187-188.


46

Fagbenro O. A., 1993 - Observations on macadamia press cake as supplemental feed

for monosex Tilapia guineensis (Pisces: Cichlidae). J. Aquacult. Tropics 7: 91-94.

Falk-Petersen S, Haug T., Haakon Hop E. L., Kjell T. Nilssen K. T. & Wold A.,

1986 - Transfer of lipids from plankton to blubber of harp and hooded seals off East

Greenland, Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography, 56: 21-22, In

the Proceedings of the ECONORTH Symposium on Ecosystem Dynamics in the

Norwegian Sea and Barents Sea. October 2009, Pages; 2080-2086.

Fishelson L. & Yaron, Z., 1983 - The First International Symposium on tilapia in

aquaculture, Nazareth, Israel, 8-13 May 1983. Tel Aviv University, Tel Aviv, Israel, 624

p.

Fishgen, 2002 - Tilapia en aquaculture. www.aquatrop.fr.

Folch J., Lees M. & Sloane- stanley G.M., 1957 - A simple method for the isolation and

purification of total lipids from animal tissues. Journal of Biological Chemistry, 276, 497-

509.

Gandemer G., 1997 - Lipids in muscles and adipose tissues, changes during processing

and sensory properties of meat products. Meat Science, 67: 309-321

Gélineau A, Corraze G, Boujard T, Larroquet L & Kau shik S., 2001 - Relation

between dietary lipid level and voluntary feed intake, growth, nutrient gain, lipid

deposition and hepatic lipogenesis in rainbow trout. Reprod. Nutr. Dev., 41 : 487-503.

Girard S. & Pacquotte P., 2003 - La consommation des produits de la pêche et de

l'aquaculture en France Cah. Nutr. Diet. 38, 1: 17-28.

Gissi P., 1999 - Dietary supplementation with n-3 polyunsaturated fatty In : La nutrition

humaine. J. Nutr. 111(6): 1001-1012.

Gotz F, Rohde W & Dorner G., 1989 - Obesity and enhanced diabetes . , Med. J. 298:

564-567.

Hanley F. C., 1991 - Freshwater Tilapia culture in Jamaica. World Aquacult. 22: 42-48.

Henderson R. J. & Sargent J. R., 1981 - Lipid biosynthesis in rainbow trout, Salmo

gairdnerii, fed diets differing in lipid content. Comp. Biochem. Physiol. 69: 31-37.

Henderson R. J. & Tocher D. F. R., 1987 - The lipid composition and biochemistry of

freshwater fish. Prog. Lipid Res. 26 : 281-347.


47

Hillestad M. & Johnsen F., 1994 - Long-term effects of dietary fat level and feeding

rate on growth, feed utilization and carcass quality of Atlantic salmon. Aquacult. Nutr. 4

: 89-97.

Huang C. H., 2004 - Replacement of fish meal with de-hulled soybean meal in diets on

growth of subadult hybrids tilapia, Oreochromis niloticus × O. aureus. J. Fish. Soc.

Taiwan, 31: 263-268.

Huang C. H., 2005 – Replacement of fish meal with de-hulled soybean meal in diets on

growth of subadult hybrids tilapia, Oreochromis niloticus×O. aureus. J. Fish. Soc.

Taiwan, 31 (4): 263 268.

Huet M., 1970 , Traité de pisciculture. Ed. Ch. de Wyngaert, Bruxelles, 718 pp.

Jauncey K. & Ross B., 1982 - A guide to tilapia feeds and feeding .Institute of

aquaculture, University of Stirling ,Scotland .111 pp.

Kaushik S. J., 2001 - Alimentation humaine, ressources halieutiques et avenir de

l’aquaculture. Aquaculture et environnement, INRA Edition, 26 : 20-25.

Lin, H., Romsos, D.R., Tack, P.I. & Leveille, G.A., 1977a - Influence of diet on in vitro

and in vivo rates of fatty acid synthesis in coho salmon [Oncorhynchus kisutch

(Walbaum)]. J. Nutr. 107 : 1677-1682.

Lovell R.T. & Limsuwan T., 1982 - Intestinal synthesis and dietary non-essentiality of

vitamin B12 for Tilapia nilotica. Trans. Amer. Fish. 48: 107– 109.

Lowe-Mcconnell, R.H., 1982 - Tilapia in fish communities. In : Pullin R.S.V. and

Lowe-McConnell R.H.Eds : The biology and culture of Tilapia. ICLARM Conference

Proceedding, 7, Manila, Philipinnes, 83-114.

Medale F., Lefevre F. & Corraze G., 2003 - Caractéristiques nutritionnelles des

poissons et facteurs de variations. Cahier de Nutrition et Diététique. 38: 37 44.

Medale F., 2005 - β-oxydation des acides gras dans le foie et le muscle de la truite arc-en-

ciel nourrie avec des aliments à base d’huile de poisson ou d’huiles végétales. 10eme Journées

d’Animation Scientifique du Département de Physiologie Animale et Systèmes d’Elevage,

15-16 mars, Tours, France, p.197.


48

Moreau J., 1979 - Biologie et évolution des peuplements de Cichlides (Pisces) introduits

dans les lacs malgaches d'altitude. Thèse de Doctorat, Institut Polytechnique de Toulouse,

301 pp.

MoriartyC.D. & Moriarty, D.J.W., 1973 - Quantitative estimation of the daily

ingestion of phytoplankton by Tilapia nilotica and Haplochromis niripinnis in Lake

George, Uganda. J .Zool. Lond., 171 (1), 15-23.

Navarro J.C., Mc Evoy L. A., Henderson R. J. & Amat A., 1999 - Lipid conversions

during enrichment of Artemia. Aquaculture. 174: 155-166.

New., 1987 - Feed and feeding of fish and shrimp. A manual on the preparation and

presentation of compound feeds for shrimp and fish in aquaculture. ADCP/REP, 87, 26,

275 pp.

O'Connor TP, Roebuck BD, Peterson F. & Campbell TC., 1985 - Effect of dietary

intake of fish oil and fish protein on the development of L-azaserine-induced

preneoplastic lesions in the rat pancreas. J. Nat Cancer Inst. 75: 959-62.

Page J.W. & Andrews J.W., 1973 - Interaction of dietary levels of protein and energy

on channel catfish (Ictalurus punctatus), J. Nutr. 103, pp. 1339–1346.

Parpoura A. C. R., & Alexis M. N., 2001 - Effect of different dietary oil in sea bass

(Dicentrarchus labrax) nutrition., Aquaculture International 9: 463-476.

Pauly H., Howlander, M.S., & Adam, A.A., 1988 - A comparison of overall growth

performance of Tilapia in open waters and aquaculture. In: Pullin R.S.V. and Lowe-

McConnell R.H.: The Second international Symposium on tilapia in Aquaculture.

ICLARM Conference Proceedings 15 : 469-479 (623p).

Philipart J. Cl., Mélard, C. & Ruwet, J. C., 1979 – La pisciculture dans les effluents

thermiques industriels. Bilan et perspectives d’une année de recherche à la centrale

nucléaire de Tihange sur la Meuse. in : In Calembert V. (Ed). Problématique et gestion

des eaux intérieures, Liège. 779-791.

Philippart J. Cl. & Ruwet J. C., 1982 - Ecology and distribution of Tilapia. In: Pullin

and lowe Mc Connell, (Eds): The biology and culture of tilapias, ICLARM Conference

Proceedings, 7, Manila, Philippines, 15-59.


49

Plisnier P.D., Micha, J. C1. & Frank, V., 1988 - Biologie et exploitation des poissons

du lac Ihema (Bassin de l'Akagera, Rwanda). Presses Universitaires de Namur, Namur,

Belgique, 212 pp.

Pullin R. S. V. & Lowe Mc Connell R.H., 1982 - The biology and culture of tilapias,

ICLARM. Conference Proceedings, 7 Manila, Philippines, 432 p.

Quillet E., Le Guillou, S.; Aubin, J. & Fauconneau, B., 2005 - Two-way selection for

muscle lipid content in pan-size rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquaculture 245

: 49-61.

Rasmussen R.S., Ostenfeld, T.H., Ronsholdt, B. & McLean, E., 2000 - Manipulation

of end product quality in rainbow trout with finishing diets. Aquacult. Nutr. 6, 17–23.

Richard N., 2006 - Effet du taux et de la nature des lipides alimentaires dans la constitution

des dépôts lipidiques (transport, captage et synthèse) chez la truite arc-en -ciel et le bar.

Thèse de Doctorat, Université de Bordeaux. 248 pp

Sandermann H., 1978 - The orientation of pigment-protein complexes seems to have

been influenced by lipid-protein and protein-protein interactions. J. Nutr. 103, pp.

1339–1346.

Sargent J. R., 1995 - Origins and functions of egg lipids: Nutritional implications. In:

Bromage N. R. & Roberts R. J. (Editors), Broodstock Management and Egg and Larval

Quality. Blackwell Sciences Ltd., Oxford, 353-372.

Sargent, J. R., Tocher, D. R. & Bell, J. G., 2002 - The lipids. In: Halver, J.E., Hardy,

R.W. (Eds.), Fish Nutrition. Academic Press, New York, pp. 181– 257.

Shimeno S. & Shikatan T.,1993 - Effects of feed restriction and starvation on fatty acid

synthesis and oxidation of glucose and alanine in carp hepatopancreas. Fish. Sci. 63 : 301-

303.

Sheridan A. A., 1988 - Lipid dynamics in fish: Aspects of absorption, transportation,

deposition and mobilization. Comp. Biochem. Physiol. 90 : 679-690.

Sheridan A. A., 1994 - Regulation of lipid metabolism in poikilothermic vertebrates.

Comparative Biochemistry and Physiology, 107: 495-508.


50

Siddiqui A. Q., Howlander, M. S., & Adam, A. A. 1988 - Effects of dietary protein

levels on growth, diet conversion and protein utilization in fry and young Nile tilapia,

Oreochromis niloticus. Aquaculture 70: 63-70.

Simopoulos A, 2001- Effects of feed restriction and starvation on fatty acid synthesis

and oxidation of glucose and alanine in carp hepatopancreas. Fish. Sci. 63 : 301-303.

Stickney, R. R., Wurts, W. A., 1976 - Growth response of blue tilapia to selected

levels of dietary menhaden and catfish oils, Prog, fish-cult, 48: 107– 109.

Subasinghe R. P., Bueno P., Phillips, M. J., Hough, C. Mc G., S.E. & Arthur, J.E.,

2000 - Aquaculture in the Third Millennium. Conference on Aquaculture in the Third

Millennium, Bangkok, Thailand. NACA, Bangkok and FAO, Rome, 471 p.

Tacon, 2005 - Salmon aquaculture dialogue: status of information on salmon

aquaculture feed and the environment. International Aquafeed 8 : 22-37.

Tocher D. R. & Sargent J. R. 1984 - Analyses of lipids and fatty acids in ripe roes of

some northwest European marine fish. lipids, 19: 492-499.

Trewavas, E., 1982 - Nomenclature of tilapia of Southern Africa. J. Limnol. Soc. Sth.

Afr.7, 42p.

Trewavas E., 1983 - Tilapiine fishes of the Genera Sarotherodon Oreochromis and

Danakilia. British Museum Nat. Hist., 583pp.

Wang K., Takeuchi T., & Watanabe, T., 1985 - Effect of dietary protein levels on

growth of Tilapia nilotica. Bull. Jpn. Soc. Sci. Fish. 51(l): 133.

Watanabe T, 1982 - Lipid nutrition in fish. Comp Biochem Physiol 1982 ; 73B : 3-15.

Welcomme R.L., 1988 - International introductions of inland aquatic species. F.A.O.

Fish Techn. Rep. 294: 318 pp.

Wille K., Mc Lean E., Goddard J. S. & Byatt J. C., 2002 - Dietary lipid level and

growth hormone alter growth and body conformation of blue tilapia Oreochromis

aureus. Aquaculture. 209: 219–232.

Winfree R. A. & Stickney, R. R., 1981 - Effects of dietary protein and energy on

growth, feed conversion efficiency and body composition of Tilapia aurea. J. Nutr. 111

: 1001-1012.


51

Wood D. & Lister D., 1973 - Lipids and fatty acids composition, J. Sci. Food Agric.

24: 1449.

REFERENCES WEBOGRAPHIQUES

Dabbadie D, 2006 - L’alimentation du tilapia du Nil. CIRAD Centre de Cooperation en Recherche Agronomique pour le Développement. www.cirad.fr Fishgen., 2002 - Tilapia en aquaculture. www.aquatrop.fr.

Shimeno S. & Shikata T.,1993 - www.springerlink.com/index/W53608T616384K48.pdf.

Annexes

Annexe

51

ANNEXE 1 : Composition du prémix vitaminé et du prémix minéral incorporé dans l'aliment, respectivement à 1 et 3% de la matière sèche (Jauncey and Ross, 1982).

Prémix vitaminé Prémix minéral

Vitamines g/kg de prémix Minéraux g/kg de prémix

Rétinol palmitate (A) 1000 000 U.I Iode 30

Cholécalciférol (D3) 200 000 U.I Lysine 6000

Acide ascorbique (C) 16000 mg Manganèse 5000

Tocophérols acétate (E) 15000 mg Zinc 5000

Ménadione (K) 1000 mg Fer 4500

Thiamine (B1) 1000 mg Iodure de Potassium

813,20

Riboflavine (B2) 1400 mg Cobalt 7,00

Acide pantothénique (B5) 3000 mg Cuivre 400

Pyridoxine (B6) 1000 mg Sélénium 25

Choline (B7) 80000 mg

Biotine (B8) 50 mg

Acide folique (B9) 400 mg

Cyanocobalamine (B12) 04 mg

Niacine (B3) 400 mg

Inositol 3000 mg

Méthionine 6000 mg

Annexe

52

ANNEXE 2 : Méthode d’extraction et de quantification des protéines totales selon la méthode de Bradford (1976). Principe : Le bleu de Coomassie G-250 forme un complexe avec les chaînes latérales des acides aminés basiques (lysine, arginine, histidine) ainsi que sur les fonctions amines libres de la chaîne polypeptidique, formant un complexe chromogène présentant un maximum d’absorption à 595 nm. Réactif de Bradford :

• Bleu de Coomassie G-250 100 mg • Ethanol à 95% 50 ml

• Acide phosphorique (H3PO4) à 85% 100 ml • Eau distillée Q.S.P. : 1 litre • Conservation à 4° C et à l’abri de la lumière.

Mode opératoire :

• Extraction des protéines dans du tampon Tris-Hcl à pH : 8,00.

• Pour chaque gramme de tissu dosé, 4 ml de tampon Tris-Hcl sont utilisés. • Récupération de l’échantillon (Tris-Hcl et tissu broyé) dans un tube Eppendorf,

• Centrifugation de l’échantillon pendant 15 à 20 minutes à 10.000 tours/minute, • Récupération du surnageant, • Mélanger 10 µl de surnageant, 490 µl d’eau distillée et 500 µl de réactif de

Bradford. • Incuber 15 minutes à température ambiante, • Lire l’absorbance à 595 nm.

Gamme étalon :

Témoin 1 2 3 4 5 6 7

SAB 200µg/ml

500 µl 100 µl 125 µl 250 µl 375 µl 500 µl 750 µl 1000 µl

Eau distillée

500 µl 900 µl 875 µl 750 µl 625 µl 500 µl 250 µl 0

[C] des Protéines

0 10 25 50 75 100 150 200

Volume Final (µl)

1000 µl 1000 µl 1000 µl 1000 µl 1000 µl 1000 µl 1000 µl 1000 µl

détermination de la ration lipidique alimentaire optimale...

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