contribution à l’étude des helminthes parasites du...

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIREMINISTERE DE L’ENSEIGNEME

Faculté des Sciences

En vue de

Option

Thème :

Contribution à l’étude des helminthes parasites dutube digestif du poulet local,

domesticus, Linnaeus

Devant le jury composé de :

Président : Pr. BENSAHLA TALET A

Examinateurs : Pr. BAKI C

Dr. BEKKOUCHE Z

Encadreur : Dr. SENOUCI

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIREMINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE

SCIENTIFIQUEUNIVERSITE D’ORAN

Département de Biologie

Mémoire

n vue de l’obtention du diplôme de Magister

En Parasitologie

Option : Ecologie et Biodiversité des parasites

Présenté par :

Melle Fouzia YOUSFI

Contribution à l’étude des helminthes parasites dutube digestif du poulet local, (Gallus gallus

Linnaeus 1758) dans la région d’Oran.

Soutenu le 06/10/2012

:

BENSAHLA TALET Ahmed Université d’Oran

BAKI Chekib Arslane Université d

BEKKOUCHE Zohra. Université d’Oran

Dr. SENOUCI Kheira Université d’Oran

Année universitaire 2011/2012

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE

Département de Biologie

Contribution à l’étude des helminthes parasites duGallus gallus

dans la région d’Oran.

Université d’Oran

Université de Sétif



universitaire 2011/2012

Remerciements

Nous adressons nos sincères remerciements et notre reconnaissance à Monsieur le

Professeur BENSAHLA TALET Ahmed qui a bien voulu présider le jury de ce mémoire.

Nous sommes très sensible à sa prévenance et sa serviabilité. Hommages respectueux.

Madame SENOUCI Kheira nous a soutenue, encouragée et guidé nos premiers pas dans la

recherche scientifique. Ce travail a pu aboutir grâce à ses conseils éclairés, sa disponibilité et

sa bienveillance. Qu’elle soit assurée de nos sentiments profonds de gratitude et de

considération pour toute l’aide qu’elle nous a apportée. Que ce mémoire soit un modeste

témoignage de notre respectueux attachement.

Nous tenons à exprimer notre gratitude, nos vifs remerciements et notre profond respect à

Monsieur le Professeur BAKI Chekib Arslane qui nous a fait l’honneur d’accepter de juger ce

travail malgré ses nombreuses obligations.

Nous sommes également reconnaissante à Madame Bekkouche Z. qui a aimablement et

spontanément accepté d’examiner ce travail. Nous l’en remercions chaleureusement.

Nous remercions vivement Monsieur Medjouel Ilyes (Maitre Assistant en Parasitologie,

Département de Biologie) et Madame Merzoug Dounia (Maitre de Conférences en

Parasitologie, Département de Biologie) pour leur aide et leur collaboration scientifique.

DEDICACE

Je remercie DIEU de m’avoir accordé la santé et les moyens de réaliser ce travail

Je dédie ce modeste travail :

Aux êtres les plus chers à mon cœur, mes parents, qui m’ont tout offert dans la vie, pour leur

soutien, leurs encouragements et leurs conseils précieux, que Dieu les garde.

A mes sœurs, mes frères et ma grande famille.

A mon promoteur Dr : SENOUCI. K

Qui m’a guidée et éclaircie par ses précieux conseils et sa grande expérience et consacrer son

temps à m’aider a tout moment et à qui tous les mérites reviennent.

A mes meilleurs amies avec lesquelles j’ai partagé de beaux moments : « Hanene, Daouia,

Souhir, Touria, Amina, Assia, Kalida » et à ceux que je n’ai pas cités mais qui sont toujours

présents dans mes pensées.

A toutes les personnes qui m’ont aidée de près ou de loin à la réalisation de ce travail.

Table des matières

Résume

Liste des figures

Liste des tableaux

INTRODUCTION...................................................................................................................... 1

CHAPITRE I. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE ........................................................................ 4

1. Généralités sur le poulet domestique .................................................................................... 5

1.1. Caractères des galliformes................................................................................................... 5

1.2. Position systématique.......................................................................................................... 5

1.3. Origine................................................................................................................................. 6

1.4. Comportement et reproduction........................................................................................... 6

1.5. Morphologie ........................................................................................................................ 7

1.6. Tube digestif........................................................................................................................ 8

1.6.1. Anatomie .......................................................................................................................... 8

1.6.1.1. Bec…………………………………………………………………………………….8

1.6.1.2. Œsophage……………………………………………………………………………...9

1.6.1.3. Jabot …………………………………………………………………………………..9

1.6.1.4. Proventricule…………………………………………………………………………..9

1.6.1.5. Gésier………………………………………………………………………………….9

1.6.1.6. Intestin ……………………………………………………………………………….10

1.6.2. Histologie ....................................................................................................................... 10

1.7. Mœurs alimentaires ........................................................................................................... 12

1.8. Elevage de poulets............................................................................................................. 13

1.8.1. Production avicole.......................................................................................................... 13

1.8.2. Différents modes d'élevage ............................................................................................ 16

1.8.2.1. Elevage à l’échelle mondiale………………………………………………………...16

1.8.2.2. Modes d'élevage en Algérie………………………………………………………….16

1.8.3. Races élevées.................................................................................................................. 18

1.8.3.1. Races pures…………………………………………………………………………..18

1.8.3.2. Hybrides…………………………………………………………………………….22

2. Helminthes parasites de tube digestif du poulet domestique ............................................... 23

2.1. Nématodes ......................................................................................................................... 23

2.1.1 Trichuridés ...................................................................................................................... 23

2.1.1.1. Morphologie…………………………………………………………………………23

2.1.1.2. Biologie………………………………………………………………………………23

2.1.1.3. Pathogénie……………………………………………………………………………23

2.1.2. Hétérakidés……………………………………………………………………………..24

2.1.2.1. Morphologie... ……………………………………………………………………….24

2.1.2.2. Biologie………………………………………………………………………………24

2.1.2.3. Pathogénie……………………………………………………………………………24

2.1.3. Spiruridés ....................................................................................................................... 25

2.1.3.1. Morphologie....……………………………………………………………………….25

2.1.3.2. Biologie………………………………………………………………………………25

2.1.3.3. Pathogénie……………………………………………………………………………26

2.1.4. Acuariidés...................................................................................................................... 26

2.1.4.1. Morphologie.................................................................................................................26

2.1.4.2. Biologie………………………………………………………………………………27

2.1.4.3. Pathogénie……………………………………………………………………………27

2.2. Cestodes ............................................................................................................................ 28

2.2.1. Davainéidés .................................................................................................................... 28

2.2.1.1. Morphologie.................................................................................................................28

2.2.1.2. Biologie………………………………………………………………………………28

2.2.1.3. Pathogénie……………………………………………………………………………28

2.2.2. Hyménolépididés........................................................................................................... 29

2.2.2.1. Morphologie.................................................................................................................29

2.2.2.2. Biologie………………………………………………………………………………29

2.2.2.3. Pathogénie……………………………………………………………………………29

2.3. Trématodes ........................................................................................................................ 30

2.4. Acanthocéphales................................................................................................................ 31

CHAPITRE II. MATERIEL ET METHODES..................................................................... 32

1. Période d’étude et caractéristiques de l’échantillonnage ..................................................... 33

2. Méthodes .............................................................................................................................. 34

2.1. Dissection des poulets …………………………………………………………….…… 34

2.2. Recherche et prélèvement des parasites: ........................................................................... 35

2.3. Etude des parasites…………………………………………………………...………......38

2.3.1. Traitement et montage ………………………………………………………………...38

2.3.1.1. Nématodes……………………………………………………………………………38

2.3.1.2. Cestodes……………………………………………………………………...………38

2.3.1.3. Trématodes ………………………………………………………………………….39.

2.3.1.4. Acanthocéphales…………………………………………….……………………….39

2.3.2. Identification…………………………………………………………………………. 40

3. Analyse statistique…………………………………………………………………………40

CHAPITRE III. RESULTATS ET DISCUSSION ……………………………………..……41

1. Etude descriptive et systématique ........................................................................................ 42

1.1.Nématodes…………………………………………………………………………..….…42

1.2. Cestodes ............................................................................................................................ 67

1.3. Trématodes ........................................................................................................................ 83

1.4. Acanthocephales................................................................................................................ 92

2. Etude du parasitisme……………………………………………………………………….97

2.1. Résultats………………………………………………………………………………….97

2.1.1. Prévalence et abondance moyenne……………………………………………………..98

2.1.2. Variations de la prévalence…………………………………………………………….99

2.1.2.1. Variation de la prévalence des espèces en fonction du sexe……………………........99

2.1.2.2. Variations saisonnières de la prévalence des espèces……………………………....100

2.1.3. Répartition des parasites dans le tube digestif du poulet……………..........................106

2.1.4. Pathologie (symptômes et lésions) ………………………………………………...…108

2.2. Discussion………………………………………………………………………………108

CONCLUSION…………………………………………………………………………...…112

Références bibliographiques………………………………………………………………...114

Annexes…………………………………………………………………………….………..132

Résumé

Aucune étude sur le parasitisme du poulet de ferme notamment sur la systématique, n’a été

publiée jusqu’à présent en Algérie, bien que l’élevage de cette volaille sous forme

traditionnelle joue un rôle important dans l’économie rurale. De novembre 2010 à octobre

2011, 72 poulets fermiers élevés selon ce mode dans la région d’Oran ont été examinés dans

le but d’identifier les helminthes parasites du tube digestif. Tous les poulets étaient infestés,

quels que soient le sexe, le poids et la saison, soit un taux global de parasitisme de 100 % avec

une intensité d’infestation de 136,58 parasites par poulet.

La faune parasitaire, diversifiée, est composée de cestodes (prévalence de 98,61%), de

nématodes (prévalence de 97,22 %), de trématodes (prévalence de 20,83 %) et

d’acanthocéphales (prévalence de 2,7 %). Les résultats statistiques ont montré une différence

significative (p < 0,05).

L’identification de ces helminthes a mis en évidence :

- 8 espèces de nématodes : Capillaria annulata, C. Caudinflata, C. anatis, Gongylonema

ingluvicola, Ascaridia galli, Subulura brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura

hamulosa,

- 7 espèces de cestodes: Raillietina echinobothrida, R. tretragona, R. cesticillus, Davainia

proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca, Amoeboteania cuneata,

- une espèce et un genre de trématodes: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp,

- un genre d’acanthocephales: Prosthorhynchus sp.

Les taux de parasitisme et d’infestation varient d’une espèce à une autre, Raillietina

echinobothrida est l’espèce la plus répandue avec une abondance moyenne relativement

faible.

La distribution des helminthes et leurs localisations préférentielles ont été étudiées, la plupart

occupent l’intestin grêle.

Mots-clés : Poulet- Elevage traditionnel - Helminthes - Tube digestif- Région d’Oran.

Abstract

No studies have been published on the parasitism of chicken farm in particular on systematic,

although the farming chicken in the traditional form plays an important role into the rural

economy. 72 chickens rose using this mode in Oran region, were examined from November

2010 to October 2011, to identify the helminthes parasites of the digestive tract.

All chickens were infected, regardless of sex, weight and season, for an overall rate of

parasitism of 100% with an intensity of infestation of parasites 136.58 per chicken.

The diversified parasitic fauna consists of cestodes (prevalence of 98.61%), nematodes

(prevalence of 97.22%), trematodes (prevalence of 20.83%) and acanthocephalans

(prevalence of 2.7 %). The statistical results showed a significant difference (p <0.05).

The identification of these helminths showed:

- 8 species of nematodes: Capillaria annulata, C. Caudinflata, C. Anatis, Gongylonema


hamulosa,

- 7 species of cestodes: Raillietina echinobothrida, R. tretragona, R. cesticillus, Davainia

proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca Amoeboteania cuneata,

- A species and a genus of trematodes: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp

- A genus of Acanthocephala: Prosthorhynchus sp.

The rate of parasitism and infestation vary from one species to another, Raillietina

echinobothrida is he most common species with a relatively low average abundance.

The distribution of helminths and their locations were studied. The small intestine was the

most preferential.

Keywords: Chicken-Traditional Breeding - Helminthes - digestive Tract - Oran region.

الملخص

تلعب التربیة التقلیدیة للدجاج المحلي دورا ھاما في االقتصاد الریفي، ورغم ذلك حتى اآلن في الجزائر لم یتم نشر أي

.دراسة حول الطفیلیات الدجاج

دجاجة 72بمنطقة وھران، حیث ثم فحص 2011و أكتوبر 2010نوفمبر الفترة الممتدة بینأجریت ھذه الدراسة خالل

.بھدف التعریف باألنواع المختلفة للدیدان المتطفلة على األنبوب الھضمي

حیث تحتل % 100طیلة الفصول األربعة كل الدجاج كان مصابا باختالف جنسھ ووزنھ، إذ بلغت نسبة التطفل العامة

، ثم الدیدان )%97.22نسبة اإلصابة ( ، تلیھا الدیدان األسطوانیة %) 98.61نسبة اإلصابة ( الشریطیة الصدارة الدیدان

%) 2.7نسبة اإلصابة ( ومشوكات الرأس %) 20.83نسبة اإلصابة (الورقیة

ع الطفیلیة التي تم تحدیدھا أظھرت التحالیل اإلحصائیة وجود فروق معتبرة في نسبة اإلصابة لدى مختلف الطفیلیات أنوا

:ممثلة في

أنواع من الدیدان األسطوانیة 08

Capillaria annulata, C.anatis, C.caudinflata, Gongylonema ingluvicola,

Ascaridia galli, Subulara brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura hamulosa.

أنواع من الدیدان الشریطیة 07

Raillietina echinobothrida, R.tretragona, R.cesticillus, Davainia proglottina, Choanotaenia

infundibulum, Hymenolepis carioca, Amoebotaenia cuneata

: نوع واحد وجنس واحد من الدیدان الورقیة

Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp

جنس واحد من مشوكات الرأس

Prosthorhynchus sp

.طفیلي في الدجاجة 136.58قدر متوسط كثافة الطفیلیات ب

.تم تحدید توزع الدیدان على مختلف أجزاء األنبوب الھضمي ، مع تسجیل تواجد معتبر على مستوى المعي الدقیق

.منطقة وھران –األنبوب الھضمي –الدیدان –التربیة التقلیدیة –دجاجة : كلمات البحث

Liste des figures

Figure 1.Morphologie du coq (A) et de la poule (B)

Figure 2. Schéma d’une coupe de l’intestin grêle (Hodges, 1974)

Figure 3. Comparaison Internationale de la production du poulet

Figure 4. Principaux producteurs de viande blanche à l’échelle mondiale (Blin et al., 2011)

Figure 5. Principe d’hybridation (Bisimwa, 2004).

Figure 6. Stades évolutifs d’un acanthocéphale.

Figure 7. Différentes daïras et communes de la wilaya d’Oran

Figure 8. Différentes étapes de l’autopsie helminthique.

Figure 9. Capillaria annulata Molin, 1858

Figure 10. Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926

Figure 11. Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915

Figure 12. Ascaridia galli Schrank, 1788

Figure 13. Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Madsen, 1950

Figure 14. Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926

Figure 15. Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904

Figure 16. Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861

Figure 17. Davainia proglottina (Davaine, 1860) Blanchard 1891

Figure 18. Raillietina tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann 1920

Figure 19. Raillietina echinobothrida Megnin, 1881

Figure 20. Raillietina cesticillus Molin 1858

Figure 21. Hymenolepis carioca Linstow, 1872

Figure 22. Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779

Figure 23. Amoeboteania cuneata Linstow, 1872

Figure 24. Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923

Figure 25. Brachylaema sp. Dujardin, 1843

Figure 26. Prosthorhynchus sp. Kostylew, 1915

Figure 27. Abondance moyenne et prévalence des espèces recensées

Figure 28. Variations de la prévalence des espèces en fonction du sexe

Figure 29. Variations saisonnières de la prévalence des Capillariinés

Figure 30. Variations saisonnières de la prévalence des Hétérakidés

Figure 31.Variations saisonnières de la prévalence des Spiruroïdea

Figure 32.Variations saisonnières de la prévalence des Davainéidés

Figure 33.Variations saisonnières de la prévalence des Hyménolépididés

Figure 34.Variations saisonnières de la prévalence des deux espèces de trématodes

Liste des tableaux

Tableau I. Phénotypes avicoles rencontrés dans le Nord-Ouest algérien et performances de

ponte

Tableau II.Caractères morphométriques de Capillaria annulata Molin, 1858

Tableau III. Caractères morphométriques de Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa,

1926

Tableau IV. Caractères morphométriques de Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos,

1915

Tableau V. Caractères morphométriques d’Ascaridia galli Schrank, 1788

Tableau VI. Caractères morphométriques de Heterakis gallinarum (Schrank, 1788)

Tableau VII. Caractères morphométriques de Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram,

1926

Tableau VIII. Caractères morphométriques de Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904

Tableau IX. Caractères morphométriques de Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851)

Diesing, 1861

Tableau X. Caractères morphométriques des espèces de cestodes recensées

Tableau XI. Caractères morphométriques de Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923

Tableau XII. Caractères morphométriques de Brachylaima Dujardin, 1843

Tableau XIII. Caractères morphométriques de Prosthorhynchus Kostylew, 1915

Tableau XIV. Récapitulatif des espèces recensées et répartition géographique

Tableau XV. Distribution des helminthes dans le tube digestif du poulet

1

INTRODUCTION

2

Le poulet est considéré généralement comme un des oiseaux les plus anciennement

domestiqués. Il occupe une place économique et sociale particulière; sa production assure

actuellement plus de 86% des produits carnés d’origine volaille (Office de l’elevage, 2009).

Le mode d’exploitation varie selon les moyens disponibles. Les systèmes d’élevage intensif et

semi-intensif fournissent la majorité des offres sur le marché mondial. Ils sont répandus dans

les zones urbaines et périurbaines et prédominent dans les pays du Nord les plus développés.

Ils sont très exigeants des points de vue équipements, races élevées et contrôle sanitaire.

Cependant, près de 90% des volailles dans les pays en voie développement sont élevés sous le

système extensif (Branckaert et Guéye, 1999; Sharma, 2007). Celui-ci repose essentiellement

sur des modes d’exploitation traditionnels peu exigeants et qui conviennent aux milieux

villageois et même urbains et périurbains dans plusieurs pays africains et asiatiques.

En Algérie et jusqu'au début des années 1960, l’aviculture était essentiellement villageoise et

traditionnelle. Depuis l’indépendance, elle se dirige de plus en plus vers l’industrialisation

mais elle reste insuffisante et souffre de nombreux obstacles tels que le manque d’éleveurs

qualifiés et la forte dépendance de l’étranger (équipements, souches élevées, produits

alimentaires et vétérinaires). En 2001, l’observatoire des filières avicoles d’Algérie a recensé

29 316 exploitations de poulets de chair et de poules pondeuses, devant 150 000 exploitations

de poulets domestiques sous le système extensif (OFIAAL, 2001). Ceci met l’accent sur

l’importance de ce type d’élevage malgré sa très faible productivité. L’aviculture de ferme ou

familiale, pour laquelle il n'y a presque pas d'investissement ni de soins particuliers, se

caractérise par la simplicité de son équipement et son indépendance totale. Le poulet exploité

est d’origine locale et plus résistant aux conditions hostiles. Il participe essentiellement à

l’autosuffisance de viande et d’œufs dans les milieux ruraux et aide aussi à lutter contre la

pauvreté en assurant des chances d’emploi pour les personnes défavorisées. De plus, il fournit

une qualité en viande bien appréciée par la population algérienne, surtout lors des cérémonies.

Au niveau des marchés, il est rare et son prix est plus élevé que celui du poulet industriel.

Les maladies d’origines diverses (virale, bactérienne et parasitaire) représentent un des

obstacles les plus importants pour le développement de cette filière. Différentes espèces

ectoparasites (insectes et acariens), mésoparasites et endoparasites (protozoaires et

helminthes) affectent le poulet. Les espèces d’helminthes parasites du tube digestif sont très

répandues. L’impact économique peut se traduire par une baisse importante de la productivité

(retard de la croissance, diminution de la ponte..).

En diminuant la résistance des volailles, ces parasites jouent aussi un rôle favorable dans la

diffusion de maladies infectieuses mortelles.

3

Le parasitisme du poulet domestique a fait l’objet d’un grand nombre de travaux, en

Afrique, en Europe et en Amérique du sud. Nos références ont montré qu’aucune étude de ce

type n’a été entreprise jusqu’à maintenant à l’échelle régionale voire nationale. Notre travail a

pour but la connaissance de la faune helminthique du tube digestif du poulet de ferme élevé

dans la région d’Oran. Nous le complétons par une approche écologique.

Les deux premiers chapitres de ce travail sont consacrés respectivement à des généralités sur

le poulet domestique à partir d’une analyse bibliographique et aux matériels et méthodes

utilisés dans la partie expérimentale.

Nous présentons dans le troisième chapitre les résultats et leur discussion de l’étude:

- systématique ayant permis l’inventaire des helminthes récoltés,

- des variations du parasitisme.

4

CHAPITRE I

ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

5

1. Généralités sur le poulet domestique

La poule est un oiseau de l’ordre des galliformes ou gallinacés (Temminck, 1820) qui

regroupe environ 281 espèces d’oiseaux, réparties en 81 genres et classés (selon Sibley et

Ahlquist, 1990; Del Hoyo et al. 1994; Hockey et al., 2005) en 7 familles: Phasianidae,

Numididae, Méléagrididae, Tétraonidae, Mégapodiidae, Cracidae et Odontophoridae.

L’espèce poule, Gallus gallus, désigne souvent les deux sexes et par rapport aux

caractéristiques spécifiques des femelles ou des mâles, l’espèce est souvent définie par le nom

coq ou poule (Fosta, 2008). La poule domestique (ou poulet domestique) est une volaille mâle

ou femelle, de la sous espèce Gallus Gallus domesticus.

1.1. Caractères des galliformes

Les galliformes forment un des groupes d'oiseaux les plus importants pour la société

humaine et la recherche (Van Tuinen et Dyke, 2004). Ce sont des oiseaux terrestres, non-

migrateurs à l’exception des espèces de plus petite taille (Romanov et al., 2009) et capables

d’effectuer des vols à courte distance. La taille peut varier de 13 cm chez la caille chinoise à

117 cm chez le paon et le dindon, mais la plupart sont de taille moyenne et semblables à la

poule domestique (Romanov et al., 2009). Les pattes sont robustes avec quatre orteils armés

d’ongles solides, le pouce repose au sol, le bec est court et solide, adapté aux régimes

alimentaires. La majorité des espèces présentent un dimorphisme sexuel très marqué, en taille

ou en apparence.

1.2. Position systématique de Gallus gallus domesticus (Delacour, 1977; Howard et Moore,

1984; Singhapol, 2003)

Règne : Animalia

Sous.Règne : Metazoa

Embranchement: Chordata

Sous.Embranchement: Vertebrata

Classe : Aves

Ordre: Galliformes

Famille: Phasianidae

Sub-famille: Phasianinae

Genre: Gallus

Espèce: Gallus gallus

Sous-espèce: Gallus gallus domesticus (Linnaeus, 1758)

6

1.3. Origine

Il y a plus d’un million d’années, le genre Gallus était probablement constitué d’une

seule population s’étendant sur tout le continent eurasien puis se serait divisé pendant les

périodes de glaciation en trois groupes: le groupe indien, le groupe d’Asie de l’Est et le

groupe méditerranéen ou moyen-oriental. Seul le groupe indien aurait survécu et évolué pour

donner naissance aux quatre espèces reconnues actuellement (Harrisson, 1978):

- G. gallus (Linnaeus, 1758): coq rouge de jungle,

- G. varius (Shaw et Nodder, 1798): coq vert de jungle,

- G. sonneratii (Temminck, 1831): coq gris de jungle,

- G. lafayettei (Lesson, 1831): coq de jungle ou coq tacheté de Ceylan (Sri Lanka),

Le poulet domestique, Gallus gallus domesticus, est censé descendre d'une des quatre

espèces de coqs de jungle (Crawford, 2003; Stevens, 1991):

Des recherches en génétique moléculaire montrent que seule l’espèce Gallus gallus est

l'ancêtre de tous les poulets domestiques (West et Zhou, 1989; Fumihito et al., 1994,1996).

D’autres études indiquent que le coq gris de jungle, Gallus Sonneratii, est aussi inclus dans le

patrimoine héréditaire de ces oiseaux (Schneller, 2010).

Selon Yamada (1988), il est probable que la domestication du poulet eut lieu en Asie du Sud-

Est, depuis 8000 ans. Il fut domestiqué pour la première fois en chine vers 6000 ans AJ (West

et Zhou, 1989; Ketelaars et Saxena, 1992) et avec le mouvement des commerçants, il a envahi

différentes régions du monde (Moyen Orient, Europe de l’Ouest, Japon …) (Scanes, 2011).

A l’origine, cet oiseau avait été probablement employé pour le sacrifice dans des cérémonies

religieuses ou comme animaux d'agrément ou encore pour le combat. Son potentiel comme

animal agricole fut développé jusqu’à la période romaine avec même la création d’industries

mais celles-ci se sont vite effondrées avec l'empire romain. L'utilisation commerciale n'a

repris qu'au dix-neuvième siècle (Wood-Gush, 1959).

1.4. Comportement et reproduction

Le poulet de jungle est prédisposé par plusieurs caractéristiques à la domestication, il

présente des types complexes de comportement de cour, de nidification, de ponte,

d'incubation, de couvaison et de défense contre les prédateurs. Il s’agit d’une volaille

adaptable à divers environnements, ayant des conditions diététiques flexibles; elle forme, en

plus des jeunes, des groupes de 1 à 2 mâles et de 2 à 5 femelles (Appleby et al., 1992).

7

Le poulet domestique peut exprimer les mêmes comportements que ceux de ses

ancêtres de la jungle, ce qui n’est pas le cas de nombreuses souches d'hybrides (Conseil de

l’Europe, 1995).

La poule atteint sa maturité sexuelle à partir du 6ème au 9ème mois (selon la race) et peut

pondre même en l’absence du coq, mais n’étant pas fécondés, les œufs ne donnent pas de

poussins. La ponte est d’un œuf par jour ou tous les deux jours (soit 100 à 300 œufs par an)

selon la race et l'âge. En général il n’y a pas de relation entre la ponte et la saison à

l’exception des zones tempérées où la poule cesse de pondre quand les jours raccourcissent ou

quand son exposition à la lumière est faible. Selon Scanes (2011), il faut 14 heures de lumière

et 10 heures d’obscurité par jour pour que l’ovulation se déclenche.

Quand le nombre d’œufs dans le nid atteint 8 à 12, la poule change de comportement, se met à

glousser et se déplume au niveau du bréchet. Elle quitte le nid une seule fois par jour pour

s'alimenter et prendre un bain de terre. Pendant la couvaison, les œufs sont incubés à une

température de 38 à 39°C et les poussins sont prêts à éclore du 19ème au 21ème jour. Lorsque la

poule recommence à pondre, elle rejette les jeunes qui vont alors vivre en fratrie jusqu'à l'âge

adulte.

1.5. Morphologie

Le poulet domestique est adapté à la vie terrestre comme tous les gallinacés, il se

caractérise par un corps trapu, un sternum très développé, des membres abdominaux

solidement musclés et des ailes courtes et arrondies. La tête est ornementée par la crête, les

barbillons, les oreillons et souvent par une huppe de plumes colorées. Le bec est court et

épais, souvent un peu recourbé. Le corps est recouvert de plumes et les pattes d'écailles;

celles-ci se terminent par quatre doigts dont trois sont en avant et un vers l’arrière. Au niveau

du tarse se trouve l’éperon ou l’ergot qui est bien développé chez le coq adulte (Diop, 1982).

Le dimorphisme sexuel est bien marqué, le coq généralement plus volumineux que la poule,

se distingue par sa crête et ses barbillons plus développés et de couleur rouge vif, par son

plumage et sa queue en panache de plumes ainsi que par son cri (Fournier, 2005) (Fig.1).

8

A B

Fig.1.Morphologie du coq (A) et de la poule (B)

(www.gallinette.net/index.php?page=oeuf&news_page=5)

1.6. Tube digestif

C’est l’appareil le plus important de l’organisme, son bon fonctionnement se reflète

directement sur la croissance et même sur l’état sanitaire général du poulet. Il contient un

ensemble d’organes qui coopèrent à la digestion. Celle-ci exige une série d’actions physiques

et chimiques permettant d’obtenir à partir d’un bol alimentaire complexe des constituants

simples, assimilables par le sang. Les déchets issus de cette digestion sont expulsés par l'anus.

Selon Larbier et Leclercq (1992), les processus de la digestion se produisent dans tout le tube

digestif et l’absorption s’effectue essentiellement dans l’intestin grêle.

1.6.1. Anatomie

Le tube digestif de l’espèce aviaire est caractérisé par sa taille relativement courte

mais possède une grande efficacité de digestion vu la rapidité du transit digestif. Il mesure 85

cm de long chez le poussin et environ 2 m chez l'adulte (Alamargot, 1982). Les différents

organes qui le constituent sont:

1.6.1.1. Bec

Utilisé pour la capture des particules alimentaires; il comporte deux parties, la maxille

ou mandibule supérieure sur la face dorsale et la mandibule ou mandibule inférieure sur la

9

face ventrale (Beghoul, 2006). Sa partie visible est de nature cornée (rhamphothèque) et de

croissance continue (Bonou, 1987).

Le bec est suivi d’une cavité buccale dépourvue de voile du palais et de l’épiglotte de sorte

que la bouche et le pharynx forment une cavité unique souvent appelée bucco-pharynx

(Larbier et Leclercq, 1992). Cette cavité comporte des glandes salivaires qui assurent

l’humidification du bol alimentaire afin de faciliter son passage dans l’œsophage.

1.6.1.2. Œsophage

C’est un conduit musculo-muqueux à paroi mince et très dilatable; il assure le

transport des aliments de la cavité buccale à l'estomac. Sa sécrétion permet une imprégnation

des aliments et facilite leur transit. Il est composé de deux parties :

- une partie cervicale relativement longue, recouverte uniquement par la peau et située à droite

de la trachée,

- une partie thoracique plus courte où l'œsophage redevient médian et dorsal à la trachée

(Bonou, 1987).

Comme chez les autres Galliformes et les Columbiformes, l’œsophage se renfle, avant de

pénétrer dans la cavité thoracique, en un réservoir appelé jabot (Alamargot, 1982).

1.6.1.3. Jabot

Cet organe se caractérise par un épithélium riche en glandes à mucus et dans lequel les

aliments peuvent s’accumuler, s’humecter et se ramollir. Il s’y produit aussi l’initiation de

dégradation de l’amidon à l’aide de certaines bactéries amylolytiques, telles que les

lactobacilles (Champ et al., 1981, 1985).

1.6.1.4. Proventricule (ventricule succenturié ou estomac glandulaire)

Il s’agit d’un renflement fusiforme qui se situe en avant du gésier. La paroi interne,

très épaisse, contient des glandes bien développées qui sécrètent de la pepsine et du suc

gastrique (Alamargot, 1982; Moran, 1985).

1.6.1.5. Gésier (estomac musculaire)

C’est l’organe broyeur du tube digestif et dont la forme est à la fois aplatie et arrondie

comme une lentille biconvexe. La paroi musculaire, très épaisse et puissante, est formée de

quatre muscles principaux antéro-inférieurs et postéro-supérieurs, et de muscles

intermédiaires antéro-supérieurs et postéro-inférieurs (Larbier et Leclercq, 1992).

10

Intérieurement, l’organe est tapissé par une couche cornée constituée par une substance

protéique voisine de la kératine, la coaline.

Le gésier est séparé du proventricule et du duodénum respectivement par l'isthme et le pylore

(Rougière, 2010).

1.6.1.6. Intestin

Cet organe est le site de la digestion chimique et de l'absorption d’éléments nutritifs

assimilables par le sang et la lymphe. Il prend la forme d’un tube de calibre à peu près égal

sur toute son étendue. Chez les oiseaux, il est plus court par rapport à la longueur du corps

que celui des Mammifères herbivores. Il mesure environ 120 cm chez l’adulte (Larbier et

Leclercq, 1992; Rudeaux et Bastianelli, 2003) et comporte deux parties distinctes:

- l'intestin grêle, qui débute à partir du pylore, se divise en trois parties: le duodénum (du

pylore jusqu’à la portion distale de l’anse duodénale qui enserre le pancréas), le jéjunum (de

la portion distale de l’anse duodénale jusqu’au diverticule de Meckel) et l’iléon (du

diverticule de Meckel à la jonction iléo-caecale) (Rougière, 2010).

- le gros intestin qui est constitué par deux caeca (ou caecums) et le rectum, celui-ci se

termine par le cloaque.

Les caeca, qui se situent au niveau de la jonction entre l’iléon et le rectum (McNab,

1973), sont pairs et se présentent comme des sacs pouvant atteindre 20 cm de longueur chez

l’adulte (Larbier et Leclercq, 1992). Ils sont le siège de la fermentation bactérienne mais leur

rôle dans la digestion est négligeable, ils n’hydrolysent ni la cellulose, ni les autres polyosides

non amylacés (Rudeaux et Bastianelli, 2003; Larbier et Leclercq, 1992). Ils interviennent

cependant dans l'équilibre hydrominéral et dans les phénomènes immunologiques par les

amygdales disposées à leur entrée (Brugere-Picoux et Silim, 1992).

Le rectum, dépourvu de villosités, est plus large que l’iléon, avec une longueur d’environ 8 à

11cm. Il réabsorbe l’eau de son contenu (Alamargot, 1982).

Le cloaque occupe la dernière partie de tube digestif où s’accumulent les matières fécales

avant leur expulsion à travers l’anus. C’est aussi le carrefour des voies génitales, urinaires et

intestinales (Denbow, 2000; Moran, 1985).

1.6.2. Histologie

Le tube digestif est entièrement d'origine endodermique à l’exception de la partie

rostrale de la cavité buccale qui est d'origine ectodermique (Alamargot, 1982). Sa structure

histologique comporte quatre tuniques fondamentales:

11

- la muqueuse recouvrant la surface la plus interne des organes et selon la particularité

structurale de ces derniers, elle est formée d’un épithélium simple ou pluristratifié,

glandulaire. L’épithélium repose sur le chorion ou la lamina mucosea, qui elle-même se situe

sur une couche musculaire ou muscularis mucosae.

- la sous-muqueuse composée de tissu conjonctif lâche avec des cellules adipeuses et des

vaisseaux sanguins.

- la musculeuse, une couche formée uniquement de fibres musculaires lisses. Sur la face

externe, la musculature est disposée en un sens longitudinal et intérieurement en un sens

circulaire.

- la séreuse formée d'une couche de cellules adipeuses, bordée par un mésothélium (Bonou,

1987).

Chaque portion du tube digestif possède une structure particulière en relation avec sa forme

ou sa fonction spécifique.

L’œsophage et le jabot sont caractérisés par un épithélium pavimenteux pluristratifié qui

contient uniquement au niveau de l'œsophage post-ingluvial des glandes exo-épithéliales

incluses dans la lamina propria.

L’épithélium des autres organes est constitué par une seule assise de cellules cylindriques.

La muqueuse du proventricule présente de nombreuses glandes tubulaires qui sécrètent le suc

gastrique. Ces glandes s’enfoncent dans la sous-muqueuse et forment des lobes glandulaires

serrés les uns contre les autres. Ces derniers se jettent dans un canal commun et

communiquent avec la lumière de l’organe par l’intermédiaire d’un conduit excréteur. Le

chorion ou lamina propria mucosae est limité par une couche musculaire lisse composée de

deux couches minces de fibres longitudinales séparées par une couche plus épaisse de fibres

transversales.

La paroi du gésier est bien adaptée à la fonction de broyage. L'épithélium contient aussi des

glandes tubuleuses rectilignes. Celles-ci émettent du mucus qui, solidifié, forme une couche

anhiste blanchâtre, la couche cornée. La musculeuse est très épaisse et puissante, formée

d’une couche musculaire rouge striée, à noyaux périphériques dans les myocytes.

L’intestin grêle intervient principalement dans l’absorption des produits de la digestion et la

sécrétion enzymatique. Ces fonctions se traduisent structurellement par la présence des

villosités et des glandes intestinales. La muqueuse des villosités intestinales, très épaisse et

fortement vascularisée, est formée de trois feuillets. La face la plus interne est un épithélium

glandulaire simple constitué principalement d'entérocytes, de cellules à mucus et de cellules

endocrines ou cryptes de Lieberkuhn (Larbier et Leclercq, 1992; Rougière, 2010).

12

Cette face est suivie d’une couche intermédiaire riche en vaisseaux sanguins et en nerfs. Enfin

la couche externe est constituée de muscles lisses responsables de la motricité intestinale

(Larbier et Leclercq, 1992).

La muqueuse repose sur un tissu conjonctif contenant les vaisseaux sanguins et lymphatiques

vers lesquels sont transportés les nutriments après l’absorption (Duke, 1986). Ensuite se

trouve une musculeuse formée de deux couches de muscles et le tout est enveloppé d’une fine

couche membraneuse, la séreuse (Rougière, 2010) (Fig.2).

Fig.2. Schéma d’une coupe de l’intestin grêle (Hodges, 1974)

Les différentes portions de l’intestin grêle présentent une structure généralement semblable,

mais avec cependant quelques différences. Dans le duodénum, les villosités sont larges,

hautes et serrés les unes contre les autres et les glandes de Lieberkühn sont nombreuses. Elles

sont plus courtes et en nombre moindre au niveau du jéjunum, et plus dispersées les unes des

autres dans l’iléon (Bonou, 1987).

1.7. Mœurs alimentaires

Le poulet domestique ou poulet de ferme est un animal rustique, résistant et comme

son ancêtre le poulet sauvage de jungle, il est omnivore (Collias et Collias, 1967), passant la

majorité de la journée à chercher la nourriture sur le sol à l’aide de son bec et ses griffes. Il

s’alimente de graines, de vers, d’insectes, de limaces, d’herbes, de restes de légumes et de

fruits. Il avale aussi les petits cailloux pour remplir le gésier (estomac mécanique) qui sert à

broyer les aliments. Dans les conditions défavorables ou en cas de manque d’alimentation,

13

l’éleveur peut donner un complément d’aliments, des grains de céréales, du maïs, du sorgho

ou du mil, du son de mil ou du riz (Alassane, 2004). Les abreuvoirs peuvent être de vieux

récipients abandonnés ou tout simplement des flaques d’eau (Moula et al., 2009).

Dans le cas de l’élevage intensif et semi intensif, le coût alimentaire est estimé à 70% du coût

de production d’un poulet de chair. Les animaux doivent recevoir des rations déterminées en

fonction du niveau d’ingestion qui est sous l’influence de plusieurs facteurs, l’âge de l’animal,

la souche, la présentation physique de l’aliment et l’environnement (température,

ventilation…) (Rudeaux et Bastianelli, 2003).

L’aliment doit être donné en quantité suffisante et contenir un bon équilibre d’ingrédients afin

d’obtenir le maximum du potentiel de performances génétiques. Il peut renfermer les céréales

et leurs issues (maïs, mils, brisures de riz, sorgho, son de blé…), les sources de protéines

d’origine végétale (tourteaux de soja, coton, arachide, tourteau palmiste et grain de soja) et

d’origine animale (farine de poisson, de viande et d’os et termites). Des additifs couvrent les

besoins en vitamines, en oligo-éléments et en principes actifs tels que les antioxydants ou les

pigments. L’eau est servie dans des récipients propres et la quantité ne doit pas dépasser le

rapport eau/aliment afin de protéger la litière (Rudeaux et Bastianelli, 2003).

1.8. Elevage de poulets

1.8.1. Production avicole

A l’échelle mondiale, l'élevage des volailles représente un secteur très important dans

la production et la consommation des produits carnés. Selon la FAO, la production de volaille

a atteint 91,3 millions de TEC (tonne équivalent carcasse) en 2009, la portion de poulets en

représente plus de 87 % avec un taux de 79,6 millions de tonnes. Malgré l’épidémie de la

grippe aviaire de 2005-2006, la production de poulets a enregistré annuellement une

croissance régulière, de l’ordre de 3,4 % en moyenne (Office de l’élevage, 2009). Ceci est

probablement du à l’amélioration du niveau de vie dans certains pays, dont la Chine et à la

rationalisation des modes de production (Dorémus-Mege et al., 2004). De plus, le poulet

représente la volaille la plus appréciée par des populations issues de divers milieux culturels

et religieux (Ideris et al., 1990).

La plus grande part de la production est effectuée en Asie (32,2 %), suivie de l’Amérique du

Nord (26,9 %) et de l’Amérique centrale et du Sud (20,4 %). l’Europe et l’Afrique fournissent

respectivement 15,9 % et 4,5% de la production mondiale (Anonyme, 2006). Cette faible

productivité au niveau du continent africain est due à l’insuffisance marquée des ressources

alimentaires et des outils de production et d’organisation dans de nombreux pays. Par

14

conséquent, les systèmes de production traditionnels représentent 80% de l’aviculture

africaine (Rudeaux et Bastianelli, 2003; Horman, 2004) (Fig.3).

Fig.3. Comparaison Internationale de la production du poulet.

(www.itavi.asso.fr/economie/eco-filiere/volailles/prod_monde.gif)

Les principales zones de production en Afrique sont les pays du Nord avec comme

principaux producteurs en 2001, l’Egypte (650 000 tonnes), le Maroc (255 000 tonnes) et

l’Algérie (215 000 tonnes) ; l’Afrique australe avec l’Afrique du Sud (705 000 tonnes),

l’Afrique de l’Ouest Sub-Equatoriale avec le Nigéria (177 000 tonnes) et la région des grands

lacs avec l’Ethiopie (74 000 tonnes) et le Kenya (54 000 tonnes) (Rudeaux et Bastianelli,

2003).

Actuellement, les quatre plus grands producteurs mondiaux qui assurent plus des 2/3 de la

production mondiale sont les Etats-Unis, la Chine, l’Union Européenne et le Brésil (Office de

l’élevage, 2009) (Fig.4).

15

Fig.4. Principaux producteurs de viande blanche à l’échelle mondiale (Blin et al., 2011).

A l’échelle nationale, la filière avicole constitue un secteur très important. Ses produits

assurent 50% des viandes totales consommées (Abbas, 1996). Le prix de la viande blanche

étant relativement moins élevé que celui de la viande rouge, en fait un produit attractif pour la

ménagère algérienne.

L’aviculture était essentiellement villageoise et traditionnelle, et ce n’est qu’après la création

de l’Office National des Aliments du Bétail en 1969, qu’il y a eu la vraie installation de

l’aviculture moderne (Bouziani, 2009; Djerou, 2006). Ainsi, la production de viande blanche

a connue une croissance annuelle moyenne de 7%, allant de 24000 tonnes en 1968 à 200000

tonnes en 1999. Parallèlement la consommation est passée de 0,5 kg/an/habitant en 1968 à 9

kg/an/habitant en 1995 (Feliachi, 2003). Mais au cours de la dernière décennie et suite à la

levée du monopole étatique sur les importations et l’instauration de la vérité des prix (levée

des subventions) (Ferrah, 1993), la production a connue une régression et atteint 156 000

tonnes en 2003. Par contre la production des œufs de consommation a connu une progression,

elle est passée de 2020 .106 œufs en 2000 à 3 302. 106 œufs en 2003 (CICA, 2004)

16

1.8.2. Différents modes d'élevage

1.8.2.1. Elevage à l’échelle mondiale

L’aviculture à l’échelle mondiale se divise principalement en deux modes: le système intensif

moderne et le système extensif traditionnel. Il existe aussi d’autres systèmes d’élevages

supplémentaires compris entre les deux types précédents, résultant de l’introduction de

diverses modifications et améliorations (Permin et Hansen, 1998). On distingue :

- le système extensif traditionnel qui assure 80% de la production avicole mondiale (Sharma,

2007) et approximativement 90% des volailles dans les pays en voie de développement sont

élevés dans des zones rurales sous le système traditionnel (Branckaert et Guéye, 1999;

Sharma, 2007). Ce dernier a remarquablement diminué depuis 50 ans en Europe et en

Amérique du Nord, mais il n’a pas totalement disparu (Scanes, 2011). Ce type d’élevage

utilise le minimum d’instruments (bâtiments rudimentaires, peu de contrôle sanitaire…). Les

volailles doivent fouiller dans le sol et autour des maisons pour assurer leurs besoins

nutritionnels (Kwenkan, 2001). Le rendement est faible : 40-60 œufs par poule/an et le gain

de poids est lent, il faut six mois pour atteindre le poids d’abattage (Permin et Hansen, 1998).

- l’aviculture villageoise améliorée qui diffère de l’aviculture traditionnelle, son caractère

économique est plus affirmé,

- l’aviculture semi-industrielle qui se trouve à proximité des centres urbains et se caractérise

par une production plus importante que celle des deux premiers modes d’élevage. Elle

respecte les normes techniques modernes d’élevage (Traore, 2006).

- le système intensif qui est coûteux, plus sophistiqué en terme de bâtiments, d’alimentation et

de prophylaxie des maladies. Le rendement est important par rapport aux nombres d’œufs

(280-320 œufs par poule/an) et aux gains de poids (35-40 jours suffisent pour atteindre le

poids d’abattage) (Permin et Hansen, 1998).

1.8.2.2. Modes d'élevage en Algérie

En Algérie, le poulet est la volaille dominante. Selon une enquête nationale,

l’OFIAAL (2001), a dénombré 29.316 exploitations de taille moyenne, avec 3.000 têtes de

chair par bande, et 1500 têtes de poules pondeuses. D'autre part, les exploitations de poulets

domestiques sont au nombre de 150.000 unités, avec un effectif moyen de 12

têtes/exploitation, le total est de 1.800.000 têtes (OFIAAL, 2001).

17

1.8.2.2.1. Elevage extensif

Il s’agit d’un système d’élevage à l’air libre, dirigé par des méthodes traditionnelles,

représenté essentiellement par l’élevage familial (de basse cour) et aussi par celui des fermes.

Le cheptel à faibles effectifs est constitué par des poulets locaux ; il peut y avoir d’autres

volailles domestiques comestibles comprenant canards, pintades, oies, pigeons, dindons,

cailles, faisans etc… (Njue et al., 2002). Les races de poulet local sont les plus exploitées. Le

poids moyen de l’adulte en 6 mois est d’environ 1 kg chez la femelle et 1,5 kg chez le mâle

(Guèye et Besseiw, 1995; Zoungrana et Slenders, 1992). Cette croissance lente est compensée

par la qualité de la chair bien appréciée.

Les éleveurs libèrent les poulets le matin pour qu’ils aillent à la recherche de leur nourriture

dans la cour ou la ferme. Les poulaillers, s’ils existent, sont en général aménagés à partir de

matériaux locaux, de bois, de chaume, d’amiante et de terre.

Comme les pertes sont toujours très élevées à cause des maladies et des prédateurs, la

majorité des œufs sert à renouveler le cheptel. La production est donc très réduite et est

principalement destinée à l’autoconsommation (Belaid, 1993). Le gain commercial est faible,

limité à certaines occasions religieuses et cérémonies.

Ce type d’aviculture, exigeant peu de travail, convient le mieux dans les zones rurales et

lorsque les conditions de nourriture et de logement sont limitées.

1.8.2.2.2. Elevage intensif

Depuis les années 80, l’Etat a adopté une stratégie basée sur l’artificialisation du

secteur avicole. Ce dernier devient le plus intensif de toutes les productions animales, que soit

pour la viande ou pour l’œuf de consommation, il est basé sur l’exploitation des souches

exotiques (ISA, Tetra…) importées. Celles-ci sont caractérisées par leur rentabilité améliorée,

dans des galeries bien équipées selon le type d’élevage, soit de poulets de chair ou de poules

pondeuses, pouvant renfermer en moyenne 3000 à 5000 sujets par atelier respectivement. Ce

système couvre toutes les régions du pays y compris celles du Sud, mais se condense surtout

près des grandes villes du Nord (Feliachi, 2003) :

- au sol : ce type d’élevage est apparu en Algérie grâce aux efforts du Ministère de

l'Agriculture et de la Révolution Agraire qui a créé l'O.N.A.B (Office National des Aliments

du Bétail) et l'O.R.AVI. (Office Régional d'Aviculture) (O.R.A.V.I.E., 2004). Il concerne

l’aviculture du poulet de chair en grands effectifs, exploitée sous une technique d’élevage

simple utilisant un matériel fondamental peu onéreux (abreuvoirs, mangeoires, éleveuses). Il

demande une main d'œuvre réduite pour le nettoyage et la surveillance. Mais il exige des

18

bâtiments étendus pour éviter le surpeuplement et le contact des animaux avec leurs

déjections qui sont à l’origine de certaines maladies (Belaid, 1993).

- en batterie : dans le cadre de sa politique de la relance économique, l’Etat a encouragé les

éleveurs actifs dans ce type d’élevage, employé pour les poules pondeuses mais qui est plus

coûteux que le précédent. Cependant il fournit d’une part un état sanitaire plus favorable dû à

la limitation du contact des volailles, à la suppression des agents infectieux présents dans la

litière et à la diminution du risque du parasitisme. D’autre part le rendement est plus

important, comme les poulets ne se déplacent pas, la prise alimentaire sert uniquement à

assurer leur croissance et la prise de poids.

1.8.3. Races élevées

Il existe plus de 300 races de poulets domestiques dans le monde, classés en trois

catégories : races pures, races locales et hybrides (Van Eekeren et al, 2006).

1.8.3.1. Races pures

Une race est dite pure quand chaque groupe d’individus présente des caractères

communs conservés d'une génération à l’autre. La distinction entre les races est basée sur les

caractères de poids, de forme, de couleur et des aptitudes (De Pury, 1968).

De point de vue commercial ou d’utilité zootechnique, les races sont classées en races légères

(type ponte), en races lourdes (type chair) et en races mixtes (type chair et ponte) (Bisimwa,

2004). Selon l’origine, les différentes races sont les suivantes :

1.8.3.1.1. Race d’origine méditerranéenne :

- Race Leghorn : race légère, son poids est d’environ 1,5 kg pour la poule et 2,5 kg pour le

coq (De Pury, 1968) ; elle possède un plumage blanc, une crête simple bien développée et

penchée sur le côté et des pattes et une peau de couleur jaune.

Les poules pondent une grande quantité d’œufs blancs (300 œufs/an) (De Pury, 1968). Ce

sont les reines des pondeuses industrielles, leur instinct de couvaison est complètement perdu.

Leur viande est cependant de qualité médiocre (Bisimwa, 2004).

1.8.3.1.2. Races d’origine européenne

- La Bresse: race destinée à la production de chair; de poids moyen ; le plumage est blanc, les

pattes bleues et le squelette très fin; la poule pèse 2 kg, le coq 3 kg,

19

- la Marrons: race existant sous deux variétés: une variété blanche et l'autre noire barrée de

blanc; la ponte est d’environ 200 œufs par an, de couleur roux très foncé,

- la Bleue de Hollande: race française, caractérisée par sa rusticité. Son plumage est noir,

barré de blanc; les mâles sont, dès la naissance, plus clairs que les femelles. Ces dernières

pondent annuellement environ deux cents œufs relativement petits,

- la Sussex: race mixte originaire de la Grande Bretagne; la poule et le coq ont respectivement

un poids de 2,5 kg et de 4 kg. Le plumage est blanc avec un camail bordé de plumes noirâtres,

les pattes et la peau sont de couleur blanche.

- la Cornish: race anglaise, améliorée aux Etats-Unis; le poids du coq peut atteindre 3 à 4 kg,

son plumage est entièrement blanc, les pattes et la peau sont de couleur jaune. Cette race est

utilisée pour produire des poussins dont la croissance est très rapide et qui sont destinés à

l’élevage de poulet de chair dans le monde. La poule est une médiocre pondeuse. Les coqs

sont croisés avec d’autres races (De Pury, 1968).

1.8.3.1.3. Races d’origine américaine

- La Rhode Island Red: race caractérisée par un plumage roux foncé, des pattes et une peau

jaunes, une crête droite et simple, un poids moyen de 2,5 kg chez la poule et de 2,5 kg à 3,5

kg chez le coq. La chair est de bonne qualité. Les poules sont très bonnes pondeuses d'œufs

brun clair ou roux (230 œufs / an). Cette race est très bien acclimatée en Afrique, elle

représente ainsi le bon choix pour améliorer les élevages de basses-cours familiales dans les

villages (De Pury, 1968),

- la New Hampshire: race voisine de la précédente, présente une bonne acclimatation; sa

ponte est précoce (4.5 à 5 mois) (Bisimwa, 2004),

- la Wyandotte: avec un plumage blanc, des pattes et une peau jaunes, une crête, aplatie sur la

tête, en forme de rosé. C’est une race rustique, bien adaptée en Afrique Equatoriale et bonne

pondeuse, elle donne annuellement 220 œufs blancs ou peu colorés. (De Pury, 1968). La

poule peut peser de 2.5 à 3 kg. La chair est de qualité moyenne (Bisimwa, 2004).

- la Plymouth Rock: race lourde à croissance rapide, introduite surtout dans la production des

poulets de chair. Deux variétés ont été distinguées, une variété à plumage blanc et l’autre

noire barrée de blanc. Cette dernière est une bonne pondeuse et s’adapte bien au climat

d’Afrique (De Pury, 1968).

1.8.3.1.4. Races d’origine africaine

II n’existe pas de races autochtones africaines, mais des «populations» au plumage

varié avec quelques propriétés communes. Généralement, ce sont des volailles de taille

20

réduite avec un poids de 1,2 à 1,8 kg et une croissance lente. Les poules sont bonnes

couveuses et d’excellentes mères mais leur ponte est tardive et faible, ne dépassant pas 50 à

100 petits œufs /an (Bisimwa, 2004; De Pury, 1968). Elles sont très rustiques et résistent bien

au climat hostile et au mauvais type d’alimentation et d’engraissement. Leur exploitation se

fait sous des méthodes traditionnelles. La promotion de l’élevage et l’amélioration des

performances zootechniques de la population locale ont des avantages à la fois dans le

développement économique et dans la sauvegarde de la biodiversité (Moula et al., 2009;

Fotsa 2008).

Au Congo, existent des populations locales de divers phénotypes parmi lesquelles la poule

Batéké qui est la plus appréciée (Akouango et al., 2004; Akouango et al., 2010). Elle est

caractérisée par son phénotype fauve herminé. Son exploitation se fait essentiellement sous

élevage traditionnel et semi-intensif, mais sa croissance est très lente, elle atteint 1 kg de

poids vers l’âge de six mois (Akouango et al., 2010).

Plusieurs populations existent en Egypte telles que Fayoum et Dandarawi qui, selon Zaza

(1992), produisent respectivement 160 et 153 œufs par an. Les coquelets et les poules de la

première race peuvent atteindre respectivement 1950 g et 1 650 g, et ceux de la seconde race

1940 g et 1780 g (Hassan et Azzam, 2006). Comme autre poule locale, la Balady a joué

depuis longtemps un rôle socio-économique dans les zones rurales, récemment son

exploitation s’est étendue vers un élevage semi-intensif.

Au Maroc, le nom Beldi est donné au poulet local (Sarter, 2004; Faouzi et al, 2000; Barkok,

2008), une volaille très rustique, de petite taille, de poids moyen compris entre 1 et 1,5 Kg. La

poule est très couveuse, produit entre 60 et 100 œufs par saison (Barkok, 2008).

En Algérie, les populations avicoles locales montrent une large diversité phénotypique, elles

sont très mal connues. Très peu d’études de recensement ou de caractérisation génétique ont

été réalisées. Des essais d’alimentation et de travaux de caractérisation ont été initiés par

l’institut technique spécialisé (ITELV) (Feliachi, 2003). L’enquête de Halbouche et al. (2009)

a permis d’inventorier 19 phénotypes avicoles différents dans le Nord-Ouest algérien, connus

sous des noms vernaculaires locaux (donnés selon certains caractères: couleur,

emplumement…) (Tableau I).

21

Tableau I. Phénotypes avicoles rencontrés dans le Nord-Ouest algérien et performances de

ponte (Halbouche et al.,2009)

PhénotypePonte

Œufs /anRégions

Mazlout « Cou nu »

Koubia « Huppée »

Bayda ou herrouria « Poule blanche »

Djadja el kahla « Poule noire »

Ragta « poule sans queue »

Nouar el foul « Tacheté blanc et noir »

Mbarbcha

El hmamia « Poule naine »

M’chaouka « Poule frisée »

Dridri

Mchemel

M’serouel « Pattes emplumées »

Djelbaniya

Dordria

Mdeheb « Doré »

Tchiniya « Orangé »

Ragba el-hamra « Cou marron »

Kahwiya « Marron »

Hamra « Rouge »

120-150

120-140

90

100-140

80-100

120-170

130-160

160

140-160

140

60-80

100-120

130-160

140

110

110

120

120

130

MOSCT

MOSCT

MOSCT

MOSCT

MOSCT

MOSCT

MOSCT

MOS

OCT

SCT

MCT

SCT

MO

O

M

M

M

M

M

M: Mostaganem; O: Oued Rhiou; S: Sidi Ali; C: Chlef; T: Tiaret.

Les poules sont très rustiques, résistent aux conditions d’élevage et de climat difficiles.

Leur chair est très appréciée et la production d’œufs est comprise entre 60 et 170 œufs par an.

Une autre étude a eu lieu en Basse Kabylie, celle de Moula et al. (2009) qui a décrit une race

surnommé la poule Kabyle, bien appréciée localement malgré sa faible productivité. Son

phénotype est très hétérogène ce qui peut s’expliquer par l'introduction anarchique de gènes

exotiques chez la poule initiale.

22

1.8.3.2. Hybrides

Ils sont le résultat de sélections consanguines (dans lesquelles les proches parents sont

croisés entre eux pendant plusieurs générations) intercalées entre des croisements

perfectionnés (De Pury, 1968). L’hybridation est donc basée sur l’exploitation et la sélection

des aptitudes à la combinaison des caractères de grands-parents à partir de la performance des

petits-enfants encore appelée Sélection Récurrente-Réciproque, RRS. Les hybrides de ponte

exemples Hyline, Honneger, Heisdorf- Nelson (noms commerciaux) proviennent souvent de

croisements de quatre lignées et les hybrides de chair sont par contre issus de croisements de

trois lignées (Bisimwa, 2004) (Fig.5). Les hybrides sont chers et difficile à produire, ils

doivent donc être importés (De Pury, 1968).

Fig.5. Principe d’hybridation (Bisimwa, 2004).

23

2. Helminthes parasites du tube digestif du poulet domestique

Différents groupes d’helminthes peuvent coloniser le tube digestif du poulet,

nématodes, cestodes, trématodes et acanthocéphales. Nous donnons dans ce chapitre les

caractéristiques morphologiques et biologiques et la pathogénie des familles et sous-familles

auxquelles appartiennent les espèces que nous avons étudiées.

2.1. Nématodes

2.1.1 Trichuridés

2.1.1.1. Morphologie

Ce sont des nématodes très minces, ayant 10-50 mm de long sur 50-100 µm de

section. Le corps est divisé en deux parties, l’antérieure est plus fine et plus courte que la

postérieure, cette différence de calibre entre les deux portions est moins marquée chez la sous-

famille des Capillariinés (Euzeby, 1961).

Le mâle, équipé d’un appareil copulateur, est constitué soit d'un seul spicule rétractile

enveloppé d’une gaine spiculaire d’aspect variable (lisse, couverte d’épines plissées) ou de

deux petits appendices coniques caudaux. Chez la femelle, la vulve s'ouvre au niveau de la

terminaison de la partie amincie et le début de la partie dilatée (Euzeby, 1961).

2.1.1.2. Biologie

Les Capillariinés renferment des espèces qui occupent généralement le tube digestif

chez les ruminants, mais peuvent avoir aussi une localisation vésicale ou respiratoire chez les

carnivores, hépatique ou splénique chez les muridés et exclusivement digestive chez les

oiseaux (Mackerras, 1957).

Les espèces du genre Capillaria, prédominent chez le poulet et colonisent diverses portions

du tube digestif de l’hôte. Le cycle biologique varie en fonction des espèces, il peut être direct

ou indirect avec l’intervention d’un hôte intermédiaire, un ver de terre. Les œufs, non

embryonnés à la ponte, sont éliminés avec les fientes. Ils doivent subir une phase d’évolution

dans le milieu extérieur avant d’être ingérés par l’hôte intermédiaire ou définitif. La durée de

cette phase est de trois semaines à un mois, selon les conditions du milieu extérieur (Euzeby,

1961).

2.1.1.3. Pathogénie

Comme tous les Trichuridés, la partie antérieure des Capillaria s’enfonce dans la

mucosa. En cas d’infestation massive, une inflammation d’aspect diphtérique se produit,

24

accompagnée de diarrhée et menant à l'anorexie puis à l'émaciation. Le taux de mortalité peut

être élevé. L’infestation légère, inférieure à 100 individus, peut diminuer le gain de poids et

abaisser la production des œufs. Les sujets jeunes sont les plus touchés par les capillaires

(Urquhart et al., 1996).

2.1.2. Hétérakidés


Cette famille comporte des individus de taille moyenne (4-10 cm) ou petite (5-6 mm).

Le corps est de calibre uniforme, la bouche possède trois lèvres distinctes mais mal

différenciées ou totalement absentes chez les Subulurinés. Le stoma est court et plus ou moins

distinct. Chez les Hétérakinés et les Subulurinés, l’œsophage est pourvu d’un bulbe postérieur

renfermant un appareil valvulaire, chez les Ascaridinés le bulbe est absent.

Le mâle possède deux spicules et une ventouse pré-cloacale, souvent entourée par un anneau

chitineux. Le développement des ailes caudales varie selon les groupes. La femelle a une

queue courte et conique ou allongée et légèrement effilée; la vulve est située vers le milieu du

corps (Euzeby, 1963; Mônnig, 1950).

2.1.2.2. Biologie

Les Ascaridinés vivent dans la lumière de l’intestin grêle de leur hôte et les

Hétérakinés et les Subulurinés dans celle du gros intestin. Ils se nourrissent du contenu

intestinal ou de débris de la paroi intestinale.

Les œufs pondus sont rejetés dans le milieu extérieur où ils s’embryonnent. Ils sont ensuite

ingérés par l’hôte définitif chez les Hétérakinés et les Ascaridinés et par un hôte intermédiaire

chez les Subulurinés, un arthropode coprophage qui héberge les trois premiers stades larvaires

(Euzeby, 1963).

Les larves de certaines espèces d’Ascaridinés s’enfoncent dans la muqueuse intestinale avant

d’atteindre le stade adulte.


Les hétérakidoses des volailles ont une grande importance en médecine vétérinaire,

elles sont dues à des espèces des genres Ascaridia, Heterakis, Subulura, qui sont

respectivement les agents d’ascaridiose, d’hétérakiose et de subulurose (Euzeby, 1963).

L’ascaridiose se manifeste essentiellement par un affaiblissement progressif de l’état

général (amaigrissement, sécheresse du plumage, arrêt de la croissance, anémie) associé à des

25

troubles digestifs (parésie du jabot, diarrhée) et par des symptômes nerveux (attitudes

anormales, pseudo-paralysies) (Euzeby, 1963).

Les Ascaridia sont les plus grands nématodes du poulet d’où la survenue de complications

mécaniques et traumatiques (obstructions, perforations et déchirures de l’intestin) et de

perturbations métaboliques (hypoglycémie, hypovitaminose A) (Wetzel et al., 1958).

Les manifestations cliniques de l’hétérakiose sont peu marquées, sauf en cas

d’infestations sévères où on peut observer des troubles digestifs (diarrhée verdâtre) et une

cachexie. Les agents de cette affection peuvent avoir un autre rôle pathogène plus important

en assurant la dissémination de Histomonas meleagridis, protozoaire flagellé responsable de

l’histomonose. Celle-ci provoque une typhlo-hépatite très grave chez le dindon, rarement chez

le poulet, la perdrix et la caille (Euzeby, 1963).

Le parasitisme par les Subulura se traduit par une symptomatologie semblable à celle

des deux hétérakidoses précédentes, mais le rôle pathogène est assez faible, car les parasites

(aussi bien les larves que les adultes) ne pénètrent pas dans la muqueuse caecale et ne

provoquent pas de troubles inflammatoires (Euzeby, 1963).

2.1.3. Spiruridés


Ces nématodes sont munis d’une bouche, bordée ou non de deux pseudo-lèvres

généralement bien développées, trilobées, et de papilles cervicales situées au niveau de

l’anneau nerveux. Les cordons cuticulaires peuvent être présents ou absents.

Le mâle se caractérise par la présence de larges ailes caudales et de quatre paires de papilles

préanales pédonculées. Chez la femelle, la vulve s’ouvre dans la partie moyenne ou

postérieure du corps.

Parmi les quatre sous-familles appartenant aux Spiruridés, deux incluent des espèces du tube

digestif du poulet, les Spirurinés et les Gongylonéminés. Cette dernière est représentée par

des vers allongés, filiformes, dépourvus de pseudo-lèvres et ornementés de plaques

cuticulaires verruqueuses dans la partie antérieure du corps (Euzeby, 1961).

2.1.3.2. Biologie

Les Spiruridae parasites du poulet colonisent particulièrement les parties antérieures

du tractus digestif (œsophage, jabot, proventricule, gésier). Les vers vivent soit détachés dans

la lumière de l’organe, cachés dans le mucus, ou fixés dans la muqueuse ou alors totalement

enfoncés dans celle-ci et logés au sein de nodules inflammatoires.

26

Le cycle biologique est généralement dixène. Les femelles pondent souvent des œufs

embryonnés (contenant la larve L1) qui sont expulsés au milieu extérieur avec les déjections

des volailles. Les œufs sont ingérés par un hôte intermédiaire, un insecte coprophage dans la

plupart des cas (Coléoptères, Orthoptères, Diptères). Après éclosion, les larves se retrouvent

libres dans la cavité générale et deviennent infestantes (larves L3) après deux mues. Dans

certains cas, les larves L3 s’encapsulent chacune dans la dépouille de la larve L2 (Euzeby,

1961).

L’hôte définitif s’infeste par consommation de ces insectes. Les larves accomplissent, au

niveau de l’organe cible, leur développement avec deux mues qui les amènent vers la forme

adulte. La période prépatente varie en fonction des genres et des espèces (Euzeby, 1961).


Cette famille est responsable de deux types de spiruroses chez le poulet:

- la spirurose du proventricule due à la présence du genre Tetrameres. Les femelles,

hématophages, térébrantes, s’enfoncent dans la muqueuse. Les mâle restent dans la lumière de

l’organe mais peuvent induire une grave inflammation due à leurs épines cuticulaires

(Euzeby, 1961). Cette pathologie, rare chez les poulets, est très grave, la mortalité est parfois

très élevée (Krahnert, 1953; Marotel et al., 1947). Les manifestations cliniques se présentent

par une cachexie et une anémie, associées à des troubles digestifs (diarrhée verdâtre) (Robert,

1993; Euzeby, 1961).

- la spirurose de l’œsophage et du jabot due à diverses espèces de Gongylonema. Cette forme

est insignifiante par rapport à la précédente (Euzeby, 1961).

2.1.4. Acuariidés


Ces vers ont une bouche munie de deux lèvres latérales triangulaires, un vestibule

buccal allongé et cylindrique, à parois généralement striées transversalement, et un œsophage.

Celui-ci est formé d’une partie antérieure courte et musculaire suivie par une deuxième,

glandulaire et plus longue.

La région céphalique se caractérise par la présence de quatre cordons cuticulaires dirigés

postérieurement ou disposés en collerette.

Le mâle possède une queue spiralée, deux ailes caudales bien développées soutenues par

quatre paires de papilles précloacales longues et pédonculées, et deux spicules très inégaux et

27

dissemblables. Chez la femelle, la vulve débouche dans la partie moyenne ou postérieure du

corps (Euzeby, 1961).

2.1.4.2. Biologie

Les membres de ce groupe se localisent dans la paroi ou dans la lumière des portions

antérieures du tube digestif du poulet (œsophage, jabot, proventricule, gésier). Le cycle

biologique est indirect. Les œufs embryonnés à la ponte sont rejetés avec les fientes, peuvent

être absorbés par un insecte coprophage (Coléoptères, Orthoptères et Diptères) qui intervient

comme hôte intermédiaire. Dans l’organisme de ce dernier, l’éclosion libère des larves L1 qui

subissent deux mues pour donner le stade infestant L3.

L’hôte définitif s’infeste en dévorant l’insecte; le développement larvaire s’effectue au sein de

l’organe cible, sans migration et après deux mues le parasite atteint le stade adulte (Euzeby,

1961).


Comme tous les Spiruroïdea, les Acuariidae sont responsables d’affections regroupées

sous le terme de spiruroses imaginales qui touchent de façon isolée ou simultanée le

proventricule et le gésier du poulet (Euzeby, 1961). Les lésions occasionnées sont spécifiques

de l’organe parasité.

Des lésions nodulaires, dont le volume est celui d’un grain de mil, siègent au niveau de la face

interne ou externe du gésier et peuvent renfermer les vers ou leurs débris.

Dans certains cas, d’autres types de lésions apparaissent sous forme de plages congestives et

hémorragiques au niveau de la lame molle de l’épithélium du gésier. Ces lésions ne sont

visibles qu’après enlèvement de la couche cornée (Hermsdorff, 1929).

Le proventricule est également le siège de lésions nodulaires, mais surtout d’une importante

inflammation catarrhale. Ces atteintes consistent en une hypertrophie de l’organe, leur volume

peut atteindre parfois la moitié de celui du gésier (Marotel et al., 1947; Gibson et al.,1957).

L’occlusion de la lumière de l’organe se produit surtout lors d’infestation massive et

provoque le ralentissement du transit digestif voire son arrêt total (Euzéby, 1961).

L’animal est dans un état général affaibli, souffre d’anémie, d’un retard de croissance, voire

d’un amaigrissement malgré un appétit normal ou même augmenté. Les signes digestifs sont

représentés par des déjections diarrhéiques contenant des grains non digérés (Hermsdorff,

1929). La mort peut survenir au bout de 4-8 semaines après l’apparition des premiers

symptômes (Krahnert, 1953; Marotel et al., 1947).

28

2.2. Cestodes

2.2.1. Davainéidés


Les espèces de cette famille sont de taille petite (4-6 mm) ou moyenne (15-30 cm). Le

scolex porte 4 ventouses souvent épineuses et un rostre armé de 2 à 3 cercles de crochets en

forme de marteau. Les segments mûrs renferment des organes génitaux non dédoublés et les

pores génitaux peuvent être unilatéraux ou alternés. Dans les segments ovigères, l’utérus se

présente sous divers aspects selon les espèces :

- persistant et sacciforme,

- remplacé par un organe parutérin,

- résolu en capsules ovifères.

Les œufs sont entourés par 3 membranes et renferment un embryophore mince.

Deux genres regroupent les espèces les plus répandues chez le poulet: Davainea et Raillietina,

celui-ci est divisé en deux sous-genres :

- Raillietina : pores génitaux unilatéraux

- Skrjabinia : pores génitaux irrégulièrement alternés (Euzéby, 1966).

2.2.1.2. Biologie

Les Davaineidés occupent les différentes portions de l’intestin grêle. Le cycle

biologique est dixène. Les segments gravides sont éliminés avec les déjections, le stade

larvaire (cysticercoïde) est hébergé par l’hôte intermédiaire qui peut être un insecte ou un

mollusque terrestre. L’infestation du poulet se fait par voie orale par ingestion de l’hôte

intermédiaire.


Cette famille regroupe les espèces les plus pathogènes parmi les cestodes parasites du

poulet (Urquhart et al., 1996; Mônnig, 1950; Euzéby, 1966) mais la symptomatologie n’est

pas spécifique et dépend de l’état de nutrition, de l’âge et des conditions générales du poulet

(Mônnig, 1950 ). L’évolution est fonction de l’intensité de l’infestation: baisse de l’état

général, amaigrissement et diminution de la ponte (Euzéby, 1966). Ces signes sont

accompagnés parfois d’une hypoglycémie et d’une anémie hypochrome. Les lésions

occasionnées sont caractérisées par :

- une entérite chronique catarrhale avec un épaississement de la paroi intestinale et un mucus

abondant,

29

- une entérite traumatique d’apparence aiguë avec des congestions et des hémorragies,

- une entérite chronique pseudo-tuberculeuse.

Ces parasites peuvent déterminer aussi des troubles nerveux telles qu’une incoordination

motrice, une démarche anormale et une parésie voire une paralysie des pattes (Wetzel, 1957;

Eynard, 1956).

2.2.2. Hyménolépididés


Les vers adultes se caractérisent par une taille qui varie de 1 cm pour les petites

espèces à 20 voire 50 cm pour celles de taille moyenne. Le scolex est muni d’un rostre

rétractile souvent armé d’une seule couronne de crochets falciformes, fourchus ou en

aiguillons de rosier, et de ventouses arrondies, dépourvues d’épines.

Les segments sont nettement plus larges que longs et renferment en général 1 à 4 testicules et

un ovaire qui se situe transversalement, en avant ou au même niveau que les testicules. Les

pores génitaux sont marginaux et unilatéraux. L’utérus est sacciforme, souvent lobé, rarement

réticulé ou résolu en capsules ovifères. Les œufs sont entourés par trois enveloppes et

renferment un embryophore non strié (Euzéby, 1966).

2.2.2.2. Biologie

La localisation préférée de ces parasites est la partie antérieure ou moyenne de

l’intestin grêle (Euzéby, 1966); les segments gravides sont éliminés par voie anale. Leur cycle

biologique est indirect, l’évolution des larves a lieu chez un arthropode, un annélide ou un

mollusque. Le poulet s’infeste en ingérant l’hôte intermédiaire porteur des cysticercoïdes.


Les cestodoses provoqués par cette famille sont peu sévères, l’atteinte est souvent

asymptomatique sauf en cas d’infestation massive qui se traduit par des diarrhées (Euzéby,

1966; Robert, 1993).

30

2.3. Trématodes

Brachylaimidés (Joyeux et Foley, 1930)

- Morphologie

Le corps est allongé (rarement ovale ou sub-globulaire), couvert ou non de fines

épines. Les ventouses bien qu’assez développées, sont cependant de taille petite par rapport à

celle du corps. Elles se localisent généralement dans la partie antérieure du corps.

Le tube digestif comporte un pré-pharynx et un pharynx musculaire. L’œsophage est très

court ou absent. Les caecums sont longs et se terminent généralement près de l'extrémité

postérieure. Les gonades se situent postérieurement en se disposant en tandem ou en triangle

obtus avec l'ovaire situé entre les testicules. La poche du cirre est antérieure ou près du

testicule antérieur. Le pore génital est ventral, médian ou sub-médian, antérieur ou situé près

du testicule antérieur ou entre les testicules. Les glandes vitellogènes se répartissent

latéralement avec une extension variable. Les branches ascendantes et descendantes de

l’utérus s’enroulent dans le domaine inter-caecal en position antérieure par rapport aux

gonades et peuvent dépasser ou non la ventouse ventrale (Pojmavska, 2002).

- Biologie

Les espèces signalées chez cette famille sont parasites du tube digestif des oiseaux et

des mammifères, rarement des amphibies. Le cycle biologique est hétéroxène avec

l’intervention de deux hôtes intermédiaires qui sont des mollusques terrestres d’espèces

différentes. L’éclosion des œufs se produit dans l’intestin du premier hôte intermédiaire et

donne un miracidium. Les sporocystes et les sporocystes filles sont ramifiés. Les cercaires

munies d’une queue rudimentaire et trapue, quittent cet hôte et pénètrent dans le second. A

l’intérieur de celui-ci, les métacercaires vivent dans le rein ou dans le péricarde (Pojmavska,

2002).

- Pathogénie

Le rôle pathogène de ces vers est fonction des espèces et de leur localisation

spécifique.

31

2.4. Acanthocéphales

Prosthorhynchidés (Petrotschenko, 1956)

- Morphologie

Cette famille se caractérise par un tronc cylindrique dépourvu d’épines cuticulaires. Le

rostre est allongé, cylindrique ou sub-cylindrique, armé de crochets plus ou moins uniformes,

ceux de la base sont plus petits. Le réceptacle du rostre est cylindrique, à paroi double et

inséré à sa base. Les glandes copulatrices sont tubulaires et longues.

Les œufs sont de forme ovalaire, à coquille moyenne et très épaisse, dépourvue de

prolongations polaires. L’embryon est couvert d’épines fines et porte plusieurs crochets à son

extrémité antérieure (Yamaguti, 1963).

- Biologie

Le cycle biologique est hétéroxène. Le stade adulte vit dans l’intestin grêle des oiseaux

et des mammifères, tandis que les stades larvaires se forment chez l’hôte intermédiaire qui est

généralement un arthropode. L’hôte définitif s’infeste en dévorant ce dernier porteur de la

larve infestante. Ce cycle se caractérise par l’intervention très courante d’hôtes paraténiques

ou d’attentes dont leur rôle est de favoriser l’infestation de l’hôte définitif (Euzéby, 1963;

Grassé, 1961). Le schéma suivant (Fig. 6) montre les différents stades de développement d’un

acanthocéphale.

Milieu exterieur Hôte intermédiaire Hôte définitif

Œuf +Acanthor Acanthor Acanthella Juvénile Ver adulte

Fig.6. Stades évolutifs d’un acanthocéphale.

- Pathogénie

Les manifestations cliniques varient selon les espèces en cause. En général, le

parasitisme par ces helminthes peut causer des troubles de l’état général et des phénomènes

digestifs chez l’hôte qui peut mourir en état de cachexie. Les lésions se présentent sous forme

d’entérites, parfois nodulaires avec perforation (Euzéby, 1963; Robert, 1993).

Hôte

d’attente

32

CHAPITRE II

MATERIEL ET METHODES

33

1. Période d’étude et caractéristiques de l’échantillonnage

Les poulets ayant fait l’objet de notre étude, durant la période de novembre 2010 à octobre

2011, ont été achetés au niveau de 8 fermes pratiquant l’aviculture traditionnelle (extensive)

non contrôlée. Ces fermes relèvent de 8 communes de 5 daïras différentes de la wilaya

d’Oran.

L’échantillonnage était aléatoire car aucun paramètre (état général, âge et sexe des sujets) n’a

été pris en compte. Il s’agit de poulets de ferme élevés pour la production des œufs ou pour

être sacrifiés lors des cérémonies.

La répartition de l’échantillonnage selon les communes est la suivante (Fig.7):

Canastel: 5 poulets

Cap Falcon: 2 poulets

Bou-Sfer : 28 poulets

Mars El Kébir: 2 poulets

Es Sénia : 26 poulets

Misserghine : 4 poulets

Boutlélis: 3 poulets

Oued Tlélat: 2 poulets

Le plus grand nombre d’échantillons provient des fermes d’Es Senia et de Bou Sfer, où il

nous a été plus facile d’avoir régulièrement des poulets. Les caractéristiques phénotypiques de

l’ensemble des animaux sont les suivantes :

- plumage: de différentes couleurs, blanc, noir, tacheté noir et blanc, marron, tacheté marron,

tacheté blanc et marron, orange, doré, barré, gris foncé ; avec trois aspects (répartition

normale, cou nu, huppé, tarse emplumé),

- crête: simple droite et bien dentelée (forme dominante) tombante, frisée ou rosacée et

double,

- pattes : de diverses couleurs : noires, blanches, roses, vertes et jaunes.

Selon Halbouche et al., (2009), les poulets domestiques constituent des populations locales

car les critères phénotypiques restent insuffisants pour définir les races.

Le poids moyen était de 1173,66 g, avec un poids maximal de 2250 g et un poids minimal de

516 g (poulet jeune).

Ces échantillons ont été amenés au laboratoire de Parasitologie (Université d’Oran) où se sont

effectuées les différentes étapes du protocole expérimental.

34

Fig.7. Différentes daïras et communes de la wilaya d’Oran

2. Méthodes

2.1. Dissection des poulets

Les 72 échantillons de poulets (39 mâles et 33 femelles) ont été sacrifiés à raison de

six par mois et avant de procéder à leur dissection, nous avons noté sur une fiche (annexe 1)

la date, le numéro du poulet, l’origine, le sexe, le poids et d’autres observations concernant

l’état général de l’animal.

Les poulets sont abattus par injection d’une bulle d’air dans le cœur à l’aide d’une

seringue, pour réduire les risques d’hémorragies (Fig.8 A).

L’examen post-mortem est basé sur l’autopsie helminthique (McLaughlin, 2003). Son

principe repose sur la collecte mécanique des helminthes à partir des différentes portions du

tube digestif. Cet examen se fait le plus vite possible afin de réduire le risque d’altération des

parasites. Il est réalisé selon les étapes suivantes:

- déposer le cadavre dans un bac à dissection en le maintenant sur le dos avec les membres

postérieurs écartés le plus possible latéralement (jusqu'à la désarticulation des hanches) pour

rendre la carcasse plus stable (Fig. 8 B),

35

- pratiquer, à l’aide de ciseaux fins, une incision longitudinale dans la peau, de la région anale

jusqu’à la mandibule inférieure et deux autres incisions au niveau de la face interne des

cuisses (Fig. 8 C),

- décoller la peau à la main si le degré de solidité de celle-ci le permet ou en utilisant des

ciseaux, de sorte que le cou, la poitrine, l’abdomen et les cuisses soient exposés (Fig.8D).

- faire une incision médiane au niveau de la paroi abdominale derrière la pointe du bréchet,

puis de la face postérieure de la poitrine jusqu’à l’anus,

- pratiquer latéralement deux incisions, l’une des muscles abdominaux jusqu’à l’articulation

chondro-costale droite puis gauche et l’autre des muscles pectoraux (Fig.8E),

- sectionner les os coracoïdes, détacher ensuite le bréchet afin de visualiser les viscères en

place (Fig. 8F),

- enlever d’un seul coup le cœur et le foie,

- couper l’extrémité antérieure de l’œsophage et libérer le tissu conjonctif le long du cou et de

la trachée,

- débarrasser le tube digestif des tissus adjacents: ligaments, membranes du sac alvéolaire et

mésentères. Couper ensuite la peau autour de l’anus pour libérer le cloaque,

- retirer le tube digestif entier de la cavité corporelle (Fig. 8G).

- isoler les différentes potions de tube digestif à l’aide d’un bistouri: œsophage, jabot, estomac

glandulaire, gésier, intestin (duodénum, jéjunum et iléon), caecum et rectum,

- ouvrir longitudinalement ces organes et les placer séparément dans des boites de Pétri

contenant de l’eau physiologique ou de l’eau minérale. L’eau du robinet peut être aussi

utilisée sauf dans le cas des cestodes (Fig. 8H),

- laisser pendant quelques minutes les organes dans l’eau afin que les parasites se relâchent et

se détachent (Fig. 8 I).

2.2. Recherche et prélèvement des parasites

Des parasites appartenant à différents groupes (nématodes, cestodes, trématodes et

acanthocéphales) ont été trouvés et récoltés selon la démarche suivante :

- découper soigneusement l’organe à examiner en fragments plus petits et faciles à disséquer,

- examiner sous la loupe binoculaire à fond noir, en commençant par les fragments de

l’intestin et du caecum qui contiennent le plus grand nombre de parasites et qui peuvent être

endommagés rapidement après la mort du poulet. Les parasites plus résistants sont localisés

dans les autres organes qui peuvent être conservés intacts au réfrigérateur jusqu’à 24 heures

pour une étude ultérieure,

36

- examiner en premier la surface de la muqueuse à la recherche des spécimens fixés, en

essayant de les détacher à l’aide d’aiguilles fines. Dans le cas des cestodes, cette manipulation

doit se faire délicatement afin que le scolex ne se détache du strobile,

- racler la muqueuse intestinale avec un scalpel pour recueillir les parasites térébrants,

- rechercher les vers libérés dans l’eau,

- examiner l’eau de rinçage de l’organe ouvert,

- verser le surnageant dans une boite de Pétri et l’observer sous la loupe en prenant soin

d’examiner aussi le mucus flottant qui peut renfermer des helminthes de petite taille. Le

sédiment est plus dense, il doit être examiné en petites quantités diluées. Le fond noir de la

loupe binoculaire facilite l’observation des helminthes qui sont généralement blanchâtres,

- prélever les parasites de grande taille à l’aide d’une pince et ceux de plus petite taille avec

un pinceau ou les aspirer à l’aide d’une pipette Pasteur,

- laver les spécimens dans l’eau physiologique pour les débarrasser des débris alimentaires et

du mucus,

- fixer et conserver les parasites séparément dans des piluliers contenant de l’alcool éthylique

à 70° et portant une étiquette indiquant la date, l’organe examiné et le numéro du poulet

sacrifié. Dans le cas des cestodes, quelques spécimens ont été traités sur le vivant.

Les parasites récoltés sont classés dans un premier temps selon leurs caractères

morphologiques visibles à l’œil nu ou à l’aide de la loupe binoculaire. Le comptage est réalisé

directement à l’aide d’un compteur manuel. Les nématodes, les trématodes et les

acanthocéphales sont comptés par individus, et les cestodes par scolex. Ces informations sont

enregistrées pour chaque poulet sacrifié sur la fiche de renseignements (annexe 1).

37

Fig.8. Différentes étapes de l’autopsie helminthique.

A

C

E

G

I

B

D

F

H

J

38

2.3. Etude des parasites

2.3.1. Traitement et montage

Nous avons testé différentes méthodes de coloration, d’éclaircissement et de montage

des parasites récoltés en nous basant sur les protocoles de McLaughlin (2003), Prichard et

Kruse (1946) et Georgiev et al. (1986).

La préparation des réactifs est donnée en annexe 2.

2.3.1.1. Nématodes

Les spécimens ont été soit éclaircis soit colorés

►Eclaircissement

Trois méthodes d’éclaircissement ont été utilisées par passage dans:

- un bain de lactophénol de 2 à 12 heures,

- quatre bains de glycérol de concentrations croissantes (5%, 30%, 70% et 100%) dans de

l’éthanol 70° d’une durée de 15 mn chacun,

- un bain de glycérol à 5% dans l’éthanol pendant 2 à 3 jours jusqu’à évaporation totale de

l’éthanol.

►Coloration à l’éosine à 5%.

Après l’étape d’éclaircissement ou de coloration, tous les spécimens ont été montés entre

lame et lamelle dans de la gélatine glycérinée ou du glycérol à 30% dans l’éthanol 70°.

2.3.1.2. Cestodes

Deux types de traitements ont été employés: coloration des vers entiers ou des segments et

éclaircissement des scolex.

► Coloration :

- lavage à l’eau des spécimens fixés (pour éliminer les traces d’alcool) et coloration au

carmin acétique ou carmin ammoniacal ou carmin acétique ferrique (ion aceto carmin)

pendant 12 à 24 h, ou à l’ hématoxyline pendant 10 mn,

- coloration directement au carmin acétique ou au carmin acétique ferrique des spécimens

vivants,

- lavage à l’eau pendant 30 mn à 3h (selon la taille des spécimens) et éclaircissement dans de

l’acide acétique à 10% ou dans de l’alcool acidifié pendant quelques minutes,

- lavage à l’eau,

- déshydratation par passage:

39

- dans des bains d’alcool éthylique à concentration croissante (70°, 95° et 100°) d’une

durée de 15 mn chacun,

- puis dans deux bains de toluène de 10 mn chacun sauf en cas de montage dans le DMP.

- montage entre lame et lamelle dans le baume de Canada ou dans le DMP des spécimens

déshydratés (montage permanent) ou dans le glycérol à 30% de spécimens non déshydratés

(montage temporaire).

►Eclaircissement et montage de scolex, fixés et non lavés, entre lame et lamelle dans le

fluide de Hoyer afin d’observer les crochets et les épines. Les préparations sont ensuite lutées.

2.3.1.3. Trématodes

- aplatissement entre lame et lamelle,


- coloration au carmin acétique ou carmin ammoniacal pendant 12 à 24 h,


- éclaircissement dans de l’alcool éthylique acidifié pendant quelques minutes,


- déshydratation dans des bains d’alcool éthylique à concentration croissante d’une durée de

15 mn chacun puis dans deux bains de toluène de 10 mn chacun,

- montage entre lame et lamelle dans le baume de Canada.

2.3.1.4. Acanthocéphales

Les vers entiers ont été colorés ou éclaircis

► Coloration

- rinçage à l’eau,

- coloration au carmin acétique pendant 24 h,


- éclaircissement dans de l’alcool éthylique acidifié pendant quelques minutes,


- aplatissement entre lame et lamelle,

- déshydratation dans des bains d’alcool éthylique à concentration croissante d’une durée de

15 mn chacun puis dans deux bains de toluène de 10 mn chacun,

- montage dans le baume de Canada.

►Eclaircissement dans le fluide de Hoyer (pour l’observation des crochets et des organes

internes) et montage directement entre lame et lamelle.

40

Tous les spécimens ainsi traités ont été mesurés et dessinés sous microscope optique

étalonné et muni d’un tube à dessin.

2.3.2. Identification

La détermination des parasites s’est faite à partir de l’étude des caractères morpho-

anatomiques et sur la base des clés d’identification des helminthes établies par Euzeby (1961,

1963) pour les nématodes, Euzéby (1966) pour les cestodes, Gibson et al. (2002) pour les

trématodes et Yamaguti (1963) pour les acanthocéphales.

3. Analyse statistique

Des paramètres épidémiologiques définis par Margolis et al.(1982) et adoptés par

Bush et al.( 1997) (prévalence, intensité d’infestation et abondance moyenne) et la

distribution des espèces recensées ont été déterminés et analysés par le logiciel XLstat. 3.1.

2012 à un seuil de signification de p<0,05. Le test de Mann-Whitney a été employé pour la

comparaison de deux séries de valeurs et le test de Kruskal-Wallis pour plus de deux.

41

CHAPITRE III

RESULTATS ET DISCUSSION

42

1. Etude descriptive et systématique

Les helminthes identifiés dans le tube digestif du poulet domestique local se

répartissent en 8 espèces de nématodes, 7 espèces de cestodes, une espèce et un genre de

trématodes et un genre d’acanthocéphales.

1.1. Nématodes

D’après la clé de détermination d’Euzeby (1961, 1963), nous avons rattaché trois

nématodes à la famille des Trichuridae, trois à la famille des Heterakidae, un à la famille des

Spiruridae et un à la famille des Acuariidae.

Au sein de chaque famille, les caractères de diagnose des spécimens nous ont permis de les

identifier et de les placer dans différents genres et espèces. Les mensurations sont exprimées

sous forme de tableaux en comparaison avec celles indiquées dans la littérature.

Capillaria annulata Molin, 1858 (Fig. 9)

Trichuridae (Railliet, 1915)

Localisation : sous muqueuse de l’œsophage et du jabot

Nombre d’individus étudiés: 10 individus éclaircis et montés in toto

Description :

Il s’agit d’un ver très fin de couleur blanchâtre, caractérisé par une dilatation circulaire post-

céphalique suivie par des plis transversaux onduleux. Chez le mâle, le spicule est enveloppé

d’une gaine couverte de petites épines. La femelle possède une portion œsophagienne plus

courte que la portion dilatée, la vulve est circulaire et proéminente. Les œufs sont ellipsoïdes

et pourvus de bouchons polaires.

Tableau II.Caractères morphométriques de Capillaria annulata Molin, 1858

Source Présente étude Euzéby (1963) Yazwinski et Tucker (2003)

Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle

Longueur (mm) 11,37-20,25 23,97-57 10-25 30- 50 10-26 25-60

Largeur (mm) 0,065-0,07 0,10-0 ,12 0,05-0,07 0,1-0,12 0,052-0,074 0,077-0,12

Spicule (mm) 1,5 1,12-11,63

43

Position systématique

Règne: Animalia (Linnaeus, 1758)

Sous-Règne: Metazoa

Embranchement: Nemathelminthes

Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808)

Ordre : Trichosyringata (Ward, 1917)

Sous-ordre : Trichuroïdea

Famille : Trichuridae (Ransom, 1911)

Sous-famille : Capillariinae (Railliet, 1915)

Genre : Capillaria (Zeder, 1800)

Espèce : Capillaria annulata Molin, 1858

Discussion :

Synonymie : Eucoleus annulatum, Trichosomum anunlatum et Capillaria annulata (Molin

1858), T. strumosum (Reibish (1893), Capillaria strumosa (Eberth, 1863) et Capillaria

strumosa (Perroncito et Tomiolo, 1900).

Cette espèce est signalée chez le poulet, la perdrix, la caille, le faisan, l’oie et la dinde, chez

lesquels elle vit enfoncée dans la sous muqueuse de l’œsophage et du jabot.

44

Fig.9. Capillaria annulata Molin, 1858

A. Individu adulte femelle.

B. Fort grossissement de la partie antérieure.

C. Fort grossissement de la vulve.

D. Individu adulte mâle.

E. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle.

45

Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926 (Fig.10)


Localisation : duodénum et jéjunum

Nombre d’individus étudiés: 12 individus éclaircis et montés in toto

Description :

C’est un ver à aspect filiforme, avec une taille légèrement inférieure à celle de C. annulata. Le

mâle se caractérise par la cuticule de l’extrémité caudale qui forme une vésicule ellipsoïde

transparente. Le spicule est enveloppé d’une gaine tubuleuse striée transversalement. Chez la

femelle, la vulve à lèvres saillantes est munie d’un appendice caractéristique.

Tableau III. Caractères morphométriques de Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa,

1926

Source Présente étude Euzéby (1963)Yazwinski et Tucker

(2003)


Longueur (mm) 9,37-13,25 11,4-20,4 9-18 12-25 9-18 12-25

Largeur (mm) 0,03-0,045 0,05-0,055

Spicule (mm) 1,07 1,5 0.7-1.2

Œufs (µm) 42-45/ 22 50-60/20-25 47-58 /20-24


Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)

Sous-Règne : Metazoa



Ordre : Trichosyringata (Ward, 1917)



Sous-famille : Capillariinae (Railliet, 1915)


Espèce: Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926

46

Discussion:

Synonymie: Capillaria gallina (Goeze, 1732), Trichosoma longicolle (Mehlis, 1831),

Aonchotheca caudinflata (Molin, 1858), Calodium caudinflatum (Molin, 1858), T gallinum

(Kowalewski, 1894), Trichosomum papillosum (Blome, 1909), T. papilligera (Railliet et

Henry, 1911) et Capillaria blomeri (Travassos, 1915).

C’est un nématode très répandu, il occupe la muqueuse de l’intestin grêle de plusieurs espèces

de volaille: poulet, dinde, canard, oie, faisan, pigeon, caille, oie et perdrix.

47

Fig.10. Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926

A. Individu adulte femelle

B. Fort grossissement de la vulve

C. Individu adulte mâle

D. Fort grossissement de la partie antérieure

E. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle.

48

Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915 (Fig.11)


Localisation : caecum

Nombre d’individus étudiés : 11 individus éclaircis et montés in toto

Description:

Ce parasite a une région œsophagienne qui peut s’étendre jusqu’à la moitié du corps. Le mâle

possède un spicule couvert d’une gaine épineuse; son extrémité caudale est bilobée. Chez la

femelle, l’ouverture de la vulve se trouve légèrement en arrière de l’origine de l’intestin.

Tableau IV. Caractères morphométriques de Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos,

1915

Source Présente étude Euzéby (1963) Yazwinski et Tucker (2003)


Longueur (mm) 11,4-13,3 18,4-21,42 11-28 8-15 17-28

Largeur (mm) 0,04-0,045 0,06-0,07

Spicule (mm) 0,7-1,9

Œufs (µm) 50-63 46-67






Ordre : Trichosyringata Ward (1917)



Sous-famille : Capillariinae Railliet, 1915


Espèce : Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915

49

Discussion :

Synonymie: Trichocephalus analis (Schrank, 1790), Capillaria tumida (Zeder, 1803) et

Trichocephalus capillaris (Rud, 1809).

Espèce identifiée dans le caecum (parfois dans l’intestin) de poulet, de dinde, de canard,

d’oie, de faisan et de perdrix.

50

Fig.11. Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915


B. Fort grossissement de la partie antérieure

C. Fort grossissement de la vulve

D. Individu adulte mâle

51

Ascaridia galli Schrank, 1788 (Fig.12)

Heterakidae (Railliet et Henry, 1912)

Localisation: différentes parties de l’intestin grêle

Nombre d’individus étudiés : 11 individus colorés et montés in toto

Description :

Ce ver est de coloration blanc jaunâtre, possédant deux ailes latérales étroites qui s’étendent

sur toute la longueur du corps. La bouche porte trois lèvres trilobées, la dorsale étant plus

développée que les autres, le stoma est court, et l’œsophage est cylindrique et dépourvu de

bulbe.

Le mâle est pourvu d’une ventouse pré-cloacale circulaire entourée d’un anneau chitineux.

Son extrémité caudale est tronquée obliquement derrière le cloaque. Les ailes caudales sont

membraneuses, supportées par dix paires de papilles courtes et épaisses. Les spicules longs

apparaissent subégaux.

L’extrémité caudale de la femelle est conique, l’ouverture de la vulve est située en avant du

milieu du corps.

Tableau V. Caractères morphométriques d’Ascaridia galli Schrank, 1788

Source Présente étude Euzéby (1963)Vicente et al.,

(1995)

Yazwinski et

Tucker (2003)

Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle

Longueur

(mm)17,6-71 22,45-102 50-70 80-100 30-80 60-120 50-76

60-116

Largeur

(mm)0,41-1,22 0,46-1,5 0, 60 1,5

1,21 1,8

Spicule

(mm)0,60- 2,41 4 4,0

ø de la

ventouse0,11-0,26 0,22

52






Ordre : Myosyringata (Ward, 1917)

Sous-ordre : Ascaroïdea (Railliet et Henry, 1915)

Famille : Heterakidae (Railliet et Henry, 1912)

Sous-famille: Ascaridiinae (Travassos, 1919)

Genre : Ascaridia (Dujardin, 1845)

Espèce : Ascaridia galli Schrank, 1788

Discussion :

Synonymie : A. lineata (Schneider 1866); H. granulosa (Linstow, 1906).

Cette espèce vit dans le caecum du poulet, de la dinde, du pigeon, du canard et de l’oie.

53

Fig.12. Ascaridia galli Schrank, 1788

A. Fort grossissement de la partie antérieure.

B. Fort grossissement de la partie postérieure de la femelle.

C. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle

54

Heterakis gallinarum Schrank, 1788 (Fig.13)




Description:

C’est un petit ver, d’un blanc sale, muni de deux ailes cuticulaires latérales qui parcourent

toute l’étendue de son corps. La bouche est entourée de trois lèvres bien distinctes, le stoma

est réduit et vestibulaire, l’œsophage est équipé d’un bulbe postérieur renfermant un appareil

valvulaire.

L’extrémité postérieure du mâle est effilée et rectiligne, avec la présence latéralement de deux

ailes bien développées soutenues par douze paires de papilles. La ventouse pré-cloacale est

arrondie et entourée d’un anneau chitineux. Il n'y a pas de gubernaculum. Les spicules sont

inégaux et dissemblables, l’un mince, long et aptère; l’autre court, large et pourvu de larges

ailes. Chez la femelle, la partie caudale est très effilée et légèrement incurvée dans sa partie

distale. La vulve se trouve légèrement en arrière du milieu du corps.

Tableau VI. Caractères morphométriques de Heterakis gallinarum (Schrank, 1788)

Source Présente étude Euzéby (1963)Vicente et al.

(1995)

Yazwinski et

Tucker (2003)


Longueur

(mm)5,82-10,42 11,25-12 7-12 6,87-8.74

9,45-

11.05

7-13 10-15

Largeur

(mm)0,21-0,34 0,22-0,37 0,3-0,35 0,27- 0,34

0,38-

0,42

Spicule 1

(mm)1,33-2,12 2- 2,17 1,51-2,18

0,85-

2,8

Spicule 2

(mm)0,56-0,76

0,70-10,54- 0,80

0.3-

1,1

ø de la

ventouse0,06-0,08 0,083

55






Ordre : Myosyringata Ward (1917)

Sous-ordre : Ascaroïdea (Railliet et Henry, 1915)


Sous-famille : Heterakinae (Railliet et Henry, 1912)

Genre : Heterakis (Dujardin, 1845)

Espèce: Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Madsen, 1950

Discussion :

Synonymie : H. gallinae (Gmelin, 1790), H. vesicularis (Froelich, 1791), Ascaris gallinarus

(Schrank, 1788), A. gallinae (Gmelin, 1790), A. papillosa (Bloch, 1782) et H. papillosa

(Railliet, 1885).

Il s’agit d’un nématode très commun qui affecte le caecum de la plupart des volailles: poule,

dindon, canard, oie, tétras, perdrix, faisan, et caille.

56

Fig.13. Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Madsen, 1950


B. Individu adulte mâle

C. Fort grossissement de la partie antérieure

D. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle.

57

Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926 (Fig.14)


Localisation: caecum


Description:

Ver de coloration jaunâtre, l’extrémité antérieure est incurvée dorsalement. Les ailes

latérales ne dépassent pas le 1/6 antérieur du corps et sont finement striées transversalement.

La bouche est dépourvue de lèvres, le stoma est court, à paroi épaisse et divisée en deux

parties. L’œsophage possède un bulbe mais l’appareil valvulaire est absent.

Le mâle a des spicules longs et égaux et un gubernaculum de forme triangulaire La femelle

possède une queue effilée qui se termine par une pointe incurvée; la vulve s’ouvre légèrement

en avant du milieu du corps.

Tableau VII. Caractères morphométriques de Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram,

1926

Source Présente étude Euzéby (1963)Vicente et al

(1995)

Yazwinski et

Tucker (2003)


Longueur

(mm)7,88-11 15-17,3

7-14

6,9-

10,09-13,7

6.9-10 9-13.7

Largeur

(mm)

0,25-

0,290,34-0,37 0,42

0,47-

0,56

0,340-

0,420

0,460-

0,560

Spicules

(mm)

1,045-

1,251,3-1,5

1.22-

1.5

Gubernaculum

(mm)

0,14-

0,21

0,175-

0, 210

0,150-

0,210

Œufs (µm) 70-8082-86 /

66-76

58





Classe: Nematoda (Rudolphi, 1808)

Ordre : Myosyringata (Ward, 1917)

Sous-ordre : Ascaroïdea (Railliet et Henry, 1915


Sous-famille : Subulurinae Travassos (1914)

Genre: Subulura Molin, 1860

Espèce : Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926

Discussion

Synonymie : Allodapa suctoria (Molin, 1860), Subulura suctoria (Lopez -Neyra, 1922).

Selon Euzéby (1963), Seurat (1914) considère Subulura brumpti et S. suctoria comme deux

espèces différentes.

Subulura brumpti est aussi commune que l’espèce précédente avec laquelle elle partage le

même habitat chez l’hôte. Elle est rapportée chez le poulet, la dinde, la colombe, le canard, le

tétras, la perdrix, le faisan et la caille.

59

Fig.14. Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926





60

Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904 (Fig.15)

Spiruridae (Diesing, 1861)

Localisation : muqueuse du jabot


Description:

Il s’agit d’un nématode filiforme et allongé qui se distingue par la présence de formations

cuticulaires dans la région antérieure donnant un aspect verruqueux. Les pseudo-lèvres sont

absentes et remplacées par une membrane qui forme deux élevures trilobées ressemblant à de

petites lèvres. Le vestibule buccal est court, étroit, de forme cylindrique à parois épaisses.

L’œsophage est composé de deux parties : musculaire et glandulaire. Les ailes cervicales sont

étroites et symétriques.

Le mâle possède des ailes caudales étroites et asymétriques soutenues par des papilles longues

et pédonculées; les spicules sont inégaux.

Tableau VIII. Caractères morphométriques de Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904


(1995)

Yazwinski et

Tucker (2003)


Longueur

(mm)

17,07-

1917-55 17-20 32-55 17-20 32-55

Largeur

(mm)0,11-13 0,25-0,5

0,224-

0,479

0,32-

0,453

0,224-

0,250

0,320-

0,490

Spicule 1

(mm)17-19

17-19

/0,07-

0,09

Spicule 2

(mm)

0,95-

0,11

0,1-

0,12

10-12/

0,015-

0,020

61






Ordre : Myosyringata Ward (1917)

Sous-ordre : Spiruroïdea

Famille : Spiruridae (Diesing, 1861)

Sous-famille : Gongyloneminae

Genre : Gongylonema (Molin, 1857)

Espèce : Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904

Discussion:

Ce nématode est retrouvé dans la muqueuse du jabot chez le poulet, la dinde, la perdrix, le

faisan et la caille.

62

Fig.15. Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904

A. Individu adulte mâle.

B. Fort grossissement de la partie antérieure.

C. Fort grossissement de la partie postérieure.

63

Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861 (Fig.16)

Acuariidae (Railliet, Henry et Sisoff, 1912)

Localisation : musculature du gésier


Description :

Ce nématode est de coloration rougeâtre; son extrémité antérieure est tronquée et sa bouche

munie de deux pseudo-lèvres latérales saillantes avec quatre papilles submédianes bien

développées. La cuticule est striée transversalement, ornementée de quatre longs cordons

cuticulaires sinueux et irréguliers, non anastomosés, et s’étendant le long du corps. Le mâle

porte six papilles post-cloacales et deux spicules inégaux et dissemblables, l’un est allongé et

mince, l’autre est court et large. Chez la femelle, l’ouverture de la vulve se trouve directement

après le milieu du corps.

Tableau IX. Caractères morphométriques de Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851)

Diesing, 1861


(1995)

Yazwinski et

Tucker (2003)


Longueur

(mm)9,12 -13,4 14-27 8-20 12-14 16-25

9-1916-25

Largeur

(mm)0,29-0,41 0,7-0,49 0,30-0,50

Spicule 1

(mm)1,745-1,9 1,6-1,8

1,6-

1,8

Spicule 2

(mm)0,17-0,24 0,23-0,30

0,180-

0,200

Œufs

(µm)40 / 27

64





Classe: Nematoda (Rudolphi, 1808)

Ordre: Myosyringata Ward (1917)

Sous-ordre: Spiruroïdea

Famille : Acuariidae (Railliet, Henry et Sisoff, 1912)

Genre: Acuaria (Bremser, 1811)

Sous-genre: Cheilospirura (Diesing, 1861)

Espèce: Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861

Discussion :

Synonymie : Spiroptera hamulosa (Diesing, 1851), Dispharagus hamulosus (Diesing, 1851),

Acuaria hamulosa (Railliel, 1911) et S. perforans (Centoscudi, 1911).

Il s’agit d’un nématode retrouvé essentiellement au niveau de la musculature du gésier chez

plusieurs volailles, poulet, dindon, gélinotte, faisan et caille.

65

Fig.16. Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861





66

Discussion générale

Par leur morphologie, leur anatomie et leur habitat spécifique chez l’hôte, les

différents nématodes collectés correspondraient aux espèces signalées chez le poulet (et autres

espèces de volailles, galliformes, ansériformes et columbiformes) et décrites par Euzéby

(1961, 1963). La classification de référence est également celle de cet auteur.

Dans sa description des nématodes de vertébrés, Yamaguti (1961) mentionne 25 familles

(appartenant à 9 ordres) qui comportent des espèces parasites de volaille. Yazwinski et Tucker

(2003) ont repris la description des espèces cités par cet auteur et signalent l’appartenance:

- des trois espèces de Capillaria à la famille des Capillariidae

- de l’espèce Gongylonema ingluvicola à la famille des Gongylonematidae

- de l’espèce Ascaridia galli à la famille des Ascaridiidae

- de l’espèce Subulura brumpti à la famille des Subuluridae.

Par ailleurs et à l’exception de Subulura brumpti, des différences morphométriques existent

entre les individus que nous avons étudiés et ceux déjà décrits. En effet, dans la plupart des

cas, les espèces que nous avons identifiées sont représentées par des spécimens de taille

inférieure à celle indiquée par les auteurs particulièrement en ce qui concerne la taille

maximale.

Ces résultats pourraient s’expliquer en partie par le fait qu’à l’intérieur d’un même hôte, un

parasite peut ne pas trouver les conditions de milieu idéales pour son développement surtout

dans le cas d’un polyparasitisme où s’observe une compétition interspécifique pour les

ressources. Par ailleurs les infrapopulations parasitaires sont constituées d’individus jeunes

dont la présence se manifeste par l’apparition de tailles réduites.

Ces espèces de nématodes ont un éventail d’hôtes assez large et souvent la taille des parasites

est corrélée à celle de l’hôte et à celle de l’espace occupé.

La documentation dont nous disposions pour la systématique n’était pas suffisante mais les

travaux d’Euzéby sur lesquels nous nous sommes basés sont une référence en sciences

vétérinaires.

67

1.2. Cestodes

Selon la clé de détermination des familles de cestodes parasites du poulet (Euzeby,

1966), les spécimens étudiés (dont les mensurations sont données dans le tableau X)

appartiennent aux Davainéidés et trois aux Hyménolépididés et par rapport aux critères de

diagnose, ils correspondraient aux genres et espèces suivants :

Davainea proglottina (Davaine, 1860) Blanchard 1891 (Fig. 17)

Davaineidae

Localisation : muqueuse du duodénum


4 scolex

Description :

C’est un cestode dont le strobile renferme 3 à 5 segments. Le scolex quadrangulaire,

légèrement arrondi porte un rostre armé de nombreux crochets en marteau disposés sur deux

rangées et 04 ventouses armées aussi de 3 à 6 rangs de petites épines caduques. Les pores

génitaux sont régulièrement alternés et s’ouvrent dans l’angle antérieur des segments. Le

segment gravide est bien développé. Il est rempli de nombreuses capsules ovifères qui ne

renferment qu’un seul œuf.




Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)

Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849)

Ordre : Cyclophyllidea

Famille : Davaineidae

Sous-famille : Davaineinae

Genre : Davainea Blanchard, 1891

Espèce : Davainea proglottina Davaine, 1860

Discussion :

Synonymie : Taenia proglottina (Davaine, 1860); Davainea proglottina (Blanchard, 1891), D.

proglottina var. dublanensis (Kowalevsky, 1895), D. varians (Sweet, 1910), et D. dubius

(Meggitt, 1916).

68

Cette espèce est répandue dans le monde entier et affecte diverses espèces de galliformes

(Euzeby, 1966) ; elle est signalée aussi chez le pigeon (Soulsby, 1982; Reid, 1962).

Fig. 17. Davainia proglottina Davaine, 1860

A. Strobile

B. Scolex

C. Fort grossissement d’un crochet

D. Fort grossissement d’une épine

69

Raillietina (Raillietina) tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann, 1920 (Fig.18)

Davaineidae

Localisation : jéjunum et iléon

Nombre d’individus étudiés : 12 colorés et montés in toto

5 scolex

Description :

Espèce qui se caractérise par un scolex petit et tétragonal, portant un rostre armé d’un grand

nombre de crochets disposés en une seule couronne et 4 ventouses ovales bordées de 8 à 10

rangs de petites épines. Les segments sont plus larges que longs.

Les pores génitaux s’ouvrent unilatéralement dans le tiers antérieur du bord des segments. Les

capsules ovifères des segments gravides renferment 6 à 12 œufs.






Ordre: Cyclophyllidea

Famille: Davaineidae

Sous-famille: Davaineinae

Genre: Raillietina (Fuhrmann, 1920)

Sous-genre: Raillietina

Espèce: Raillietina (R.) tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann 1920

Discussion

Synonymie: Taenia tetragona (Molin, 1858), T. bothrioplitis (Filippi, 1892), Davainea

tetragona (Blanchard, 1891).

Cette espèce occupe la moitié postérieure de l’intestin grêle de la plupart des galliformes,

rarement les ansériformes et les columbiformes (Euzeby, 1966). C’est l’un des cestodes les

plus longs chez le poulet.

Les individus déjà décrits font 25 cm de long sur 1 à 4 mm de largeur selon Euzeby (1966), et

25cm/3mm selon McDougald (2003). Mônnig (1950) n’indique que la longueur totale qui

dépasse 25cm.

70

Fig. 18. Raillietina tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann 1920

A. Scolex

B. Fort grossissement d’un crochet

C. Fort grossissement des épines

D. Segment mûr

E. Segment gravide

71

Raillietina (Raillietina) echinobothrida Megnin, 1881 (Fig.19)

Davaineidae

Localisation : jéjunum et iléon, iléon et rectum.


4 scolex

Description:

Le ver possède un scolex pourvu de 4 ventouses circulaires très développées et

bordées de 8 à 10 rangs d’épines caduques. Le rostre est muni d’une double rangée de

crochets. Les segments sont plus larges que longs.

Les segments gravides sont saillants, donnant un aspect dentelé au strobile. Les pores

génitaux sont unilatéraux et s’ouvrent dans le tiers postérieur des segments. Les capsules

ovifères renferment plusieurs œufs.









Genre : Raillietina (Fuhrmann, 1920)

Sous-genre: Raillietina

Espèce: Raillietina (R.) echinobothrida Megnin, 1881

Discussion

Cette espèce, très répandue et classée parmi les cestodes les plus pathogènes, se

localise dans le jéjunum et l’iléon de son hôte. Elle parasite plus souvent les galliformes que

les ansériformes et les columbiformes (Euzéby, 1966). Selon cet auteur, sa taille est de 25 cm

/1 à 4 mm, pour McDougald la longueur atteint 34 cm avec une largeur de 4 mm.

72

Fig. 19. Raillietina echinobothrida Megnin, 1881

A. Scolex

B. Fort grossissement d’un crochet

C. Fort grossissement des épines

D. Segment mûr

E. Segment gravide

73

Raillietina cesticillus Molin, 1858 (Fig.20)

Davaineidae

Localisation : duodénum, jéjunum et iléon.


3 scolex

Description :

Le scolex de ce cestode est globuleux, déprimé dans sa partie antérieure. Le rostre est large et

aplati, sa face antérieure est convexe, il est armé de deux couronnes de crochets placées à la

base du rostre. Les ventouses sont petites, rondes et inermes.

Les segments sont plus larges que longs. Les pores génitaux sont irrégulièrement alternés et

s’ouvrent dans le tiers antérieur des segments. Les capsules ovifères contiennent un œuf

ovoïde.









Genre: Raillietina (Fuhrmann, 1920)

Sous-genre: Skrjabinia

Espèce: Raillietina (S.) cesticillus Molin 1858

Discussion

Synonymie : R. mutabilis

Il s’agit d’un cestode très fréquent et térébrant, son scolex se fixe profondément dans la

muqueuse du duodénum et du jéjunum chez les galliformes domestiques et sauvages. Euzéby

(1966) a décrit des individus longs de 10 à 50 mm et larges de 1 à 3 mm et selon McDougal

(2003), des individus qui atteignent une longueur de 15 cm.

74

Fig. 20. Raillietina cesticillus Molin 1858

A. Strobile

B. Scolex


D. Segment mûr

E. Segment gravide

75

Hymenolepis carioca Magalhaes 1898 (Fig.21)

Hymenolepididae

Localisation : duodénum et jéjunum


2 scolex

Description :

Ver filiforme dont le scolex est aplati et caduc et de petite taille. Le rostre est atrophié,

inerme, portant des ventouses circulaires peu profondes et inermes. Les segments sont

beaucoup plus larges que longs. Les pores génitaux s’ouvrent dans la partie antérieure des

bords. L’utérus, à aspect sacciforme, occupe la totalité des segments gravides. Les œufs sont

sub-globuleux, renfermant un embryophore ovoïde.







Famille: Hymenolepididae

Sous-famille: Hymenolepidinae

Genre: Hymenolepis (Weinland, 1858)

Sous-genre: Weinlandia

Espèce : Hymenolepis (W.) carioca Magalhaes 1898

Discussion

Synonymie : H. exilis et Davainea carioca

H. carioca est un parasite qui affecte les galliformes, plus souvent le poulet et occupe la partie

antérieure de l’intestin grêle (Euzeby, 1966). Pour cet auteur, la longueur est de 3 à 8 cm de

long sur 0,5 à 0,7 mm de large.

76

Fig. 21. Hymenolepis carioca Magalhaes 1898

A. Scolex

B. strobile

C. Segment mûr

D. Segment gravide

77

Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779 (Fig.22)

Hymenolepididae

Localisation : duodénum, jéjunum et iléon.


3 scolex

Description:

Cestode caractérisé par un scolex arrondi ou conoïde. Le rostre est armé d’une couronne de

16-22 volumineux crochets falciformes; les ventouses sont inermes, ovalaires, proéminentes,.

Le segment mûr est en forme d’entonnoir et plus large que long, il renferme un ovaire lobulé,

plus postérieurement 20 à 60 testicules. Les glandes vitellogènes sont situées entre l’ovaire et

les testicules, les pores génitaux sont irrégulièrement alternés et s’ouvrent dans le tiers

antérieur du segment. L’utérus est sacciforme et occupe la totalité des segments gravides.






Famille: Hymenolepididae

Genre: Choanotaenia (Railliet, 1896)

Espèce: Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779

Discussion:

Synonymie: Taenia influndilbuliformis (Goeze, 1782), Drepanidotaenia infundibulum

(Goeze, 1782), Taenia cuneata (Balsch, 1786).

Selon Euzeby (1966), cette espèce appartient à la famille des Hyménolépididés, mais elle est

classée par les helminthologistes parmi les Dilépididés, du fait qu’elle possède plus de trois

testicules et des pores génitaux irrégulièrement alternés.

Elle parasite surtout le poulet, rarement le dindon, mais peut affecter la plupart des

galliformes sauvages (Euzeby, 1966; Soulsby, 1982; McDougald, 2003). Elle se localise dans

la portion jéjunale de l’intestin grêle (Euzeby, 1966). Les différentes mensurations indiquées

dans la littérature sont :

- 5 à 25 cm de long sur 3,5 mm de large (Euzeby, 1966)

- plus de 20 cm de long (Mônnig, 1950)

- 23 cm de long (McDougald, 2003).

78

Fig. 22. Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779

A. Scolex

B. Fort grossissement du rostre


D. Segments mûrs

79

Amoebotaenia cuneata Linstow, 1872 (Fig.23)

Localisation : duodénum

Nombre d’individus étudiés : 2 colorés et montés in toto scolex

Description :

Cestode de très petite taille, de forme triangulaire, amincie dans sa partie antérieure. Son

scolex est équipé de ventouses circulaires inermes, et un rostre armé de 12 à 24 crochets

fourchus disposés en une seule couronne. Le strobile contient 12 à 24 segments plus larges

que longs.






Ordre: Cyclophyllidea (Van Beneden, 1850)

Famille: Hymenolepididae (Ariola, 1899)

Genre : Choanotaenia (Railliet, 1896)

Espèce : Choanotaenia infundibulum (Bloch, 1779)

Genre: Amoebotaenia (Cohn, 1899)

Espèce : Amoebotaenia cuneata Linstow, 1872

Discussion :

Synonymie :A. sphenoïdes (Railliet, 1892); Taenia cuneata

Le nombre insuffisant de spécimens récoltés (5 individus au total dont 3 ont été abimés lors

de la manipulation) ne nous a permis de voir les différents organes internes. Cependant la

forme particulière des segments, du scolex et des crochets du rostre, rapproche ce cestode de

la description d’Amoebotaenia cuneata par Euzeby (1966). Cet auteur classe cette espèce

parmi la famille des Hyménolépididés, mais selon les helminthologistes, elle appartient aux

Dilépididés qui se caractérisent par un rostre armé de crochets falciformes ou fourchus, des

ventouses inermes, des organes génitaux souvent dédoublés, de nombreux testicules et un

utérus sacciforme ou ramifié. La taille des individus décrits est, selon les auteurs :

- 3 à 4mm/1à 1,5 mm (Euzeby, 1966)

- 4 mm/1 mm (Mônnig, 1950)

- moins de 4 mm (McDougald, 2003)

80

Fig. 23. Amoeboteania cuneata Linstow, 1872

A. Strobile

B. Fort grossissement des crochets

81

Tableau X. Caractères morphométriques des espèces de cestodes recensées

EspècesScolex

(mm)

ø de la

ventouse

(mm)

Rostre

(mm)

Segment

mûr

(mm)

Segment

gravide

(mm)

Davainea

proglottina

0,11-0,210,02-0,03

0 ,056-

0,076

0,19-0,30/

0,23-0,31

0,55-0,76/

0,28-0,42

Raillietina

(Raillietina)

tetragona

0,44-0,35/

0,29-0,30

0,10-0,20/

0,06-0,080,049

0,37-0,57/

0,39-1,08

0,61-0,89/

1,06-2,3

Raillietina

(Raillietina)

echinobothrida

0,25-0,29/

0,27-0,390,13-0,17 0,06-0,1

0,32-0,57/

1,37-1,54

0,80-0,86/

1,94-2,93

Raillietina

cesticillus0,31-0,46 0,07-0,08 0,215

0,15-0,35/

0,61-0,97

0,17-1,90/

0,22-2,11

Hymenolepis

carioca

0,10-0,23/

0,11-0,21

0,07-0,11/

0,04-0,07

0,06-0,07/

0,23-0,26

0,10-0,17/

0,48-0,68

Choanotaenia

infundibulum

0,28-0,29/

0,33-0,35

0,19-0,23/

0,14-0,170,049

0,77-1,25/

1,26-1,72

Amoebotaenia

cuneata0,24-0,28 0,133 0,066

0,08-0,16/

0,36-0,56

82

Discussion générale

Les descriptions de ces différentes espèces rapportées dans la littérature mentionnent

une largeur sans précision si celle-ci concerne les segments mûrs ou les segments gravides.

Cependant, ni la longueur totale du cestode ni sa largeur ne sont prises en considération dans

la diagnose. Il faut tenir compte de la taille des segments mûrs et des segments gravides qui

sont plus larges que longs ou inversement selon les espèces. Nous avons fait appartenir nos

spécimens à ces espèces en tenant compte de ce critère et d’autres caractères morpho-

anatomiques cités dans la clé de détermination d’Euzéby (1966).

Les différences de taille des individus déjà décrits et ceux étudiés pourraient s’expliquer par

les mêmes hypothèses que nous avons émises précédemment dans le cas des nématodes.

83

1.3. Trématodes

Les caractères morpho-anatomiques des spécimens récoltés les font appartenir à une

seule famille, celle des Brachylaimidae. Les critères spécifiques nous ont permis d’identifier

une espèce et un genre.

P. (Postharmostomum) gallinum Witenberg, 1923 (Fig.24)

Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930)



Description :

Trématode à corps allongé, avec une extrémité antérieure arrondie et une extrémité

postérieure effilée rétrécie. La ventouse orale sub-terminale et le pharynx sont bien

développés; l’œsophage est absent. La ventouse ventrale est située dans le tiers antérieur du

corps. Les cæcums intestinaux sont très longs et sinueux. Les testicules sont irrégulièrement

globulaires, l’ovaire est arrondi. Les gonades occupent une portion postérieure formant un

triangle où l’ovaire s’installe entre les deux testicules plus ou moins dans la partie opposée du

testicule antérieur qui est latéral. En avant de ce dernier se trouve le pore génital. Le testicule

postérieur est médian. Les glandes vitellogènes s’étendent latéralement de la ventouse

ventrale jusqu’à l’ovaire. L’utérus occupe une vaste partie du corps atteignant antérieurement

la bifurcation caecale.

84

Tableau XI. Caractères morphométriques de Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923

Source

MensurationsPrésente étude

Newsome et

al. (1980)Yamaguti

(1971)

Pence (1994)

Longueur (mm) 3,85-9,02 1,3 3.5- 7,45.9- 11.3

Largeur (mm) 1,02-3 0,4 1.0-2,0 1.4- 2.8

Longueur de la ventouse

buccale (mm)0,47-0,9

Largeur de la ventouse

buccale (mm)0,62-0,93

Longueur du pharynx (mm) 0,26- 0,42

Largeur du pharynx (mm) 0,33-0,50

Longueur de l'acétabulum

(mm)0,55- 0,77

Largeur de l'acétabulum (mm) 0,60-1,02

Distance entre les ventouses

(mm)0,65-1,25

Distance entre l’acétabulum et

le testicule antérieur (mm)1,25-3,8

Longueur du testicule antérieur

(mm)0,37-1,08

Largeur du testicule antérieur

(mm)0,27-0,77

Longueur du testicule

postérieur (mm)0,33-0,94

Largeur du testicule postérieur

(mm)0,47-1,03

Longueur de la poche du cirre

(mm)0,29-0,58

85

Largeur de la poche du cirre

(mm)0,25-0,48

Longueur de l'ovaire (mm) 0,55-0,22

Largeur de l'ovaire (mm) 0,16-0,38

Dimensions des œufs (µm)30-32,5x15-

17,525.0 x 12.5

29.0-32.1 x

18.0

31.5-39.2 x

17.0-21.5





Classe : Trematoda (Rudolphi, 1808)

Sous-classe: Digenea (Carus, 1863)

Superfamille: Brachylaimoidea (Joyeux et Foley, 1930)

Famille: Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930)

Sous-famille: Brachylaiminae (Joyeux et Foley, 1930)

Genre: Postharmostomum (Witenberg, 1923)

Sous-genre: Postharmostomum Postharmostomum Witenberg, 1923

Espèce: Postharmostomum Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923

Discussion:

Synonymies: Distoma dimorphum (Wagener, 1852) Diesing,1858; D. commutatum Diesing,

1858); Brachylaemus commutatus Diesing, 1858; Clinostomum commutatum Looss, 1899;

Mesogonimus commutatus (Sonsino 1891, 1899) (Barbagallo, 1906), Galli-Valerio 1891,

1901; Harmostomum commutatum Joyeux, 1923; H. (Postharmostomum) commutatum

Witenberg, 1925; Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923; Harmostomum

(Postharmostomum) gallinum Witenberg, 1925; Postharmostomum commutatum MacIntosh,

1934, Harmostomum annamense Railliet, 1925; H. horizawai Ozaki, 1925, H.

(Postharmostomum) hawaiiensis Guberlet, 1928.

Le genre Postharmostomum est créé par Witenberg in 1923. Deux ans plus tard, il est

considéré comme sous-genre de Harmostomum mais de nombreux auteurs le considèrent

86

comme un genre caractérisé par la forme particulière des caecums (McIntosh, 1934; Miller,

1935; Robinson, 1949; Ulmer, 1951)

Postharmostomum gallinum est une espèce cosmopolite qui parasite la partie postérieure de

l’intestin grêle et le caecum et parfois la bourse de Fabricius des galliformes domestiques et

sauvages et les columbiformes.

Les mensurations des spécimens déjà décrits ne concernent que la longueur et la largeur du

corps et les œufs, les valeurs indiquées varient d’une étude à l’autre (tableau XI). Ce critère

n’est pas pris en compte dans la clé de détermination de Gibson et al. (2002).

87

Fig. 24. Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923

A. Individu adulte

B. Juvénile

88

Brachylaima Dujardin, 1843 (Fig.25)

Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930)

Localisation : jéjunum


Description :

Trématode à corps allongé, couvert de fines épines qui deviennent moins denses

postérieurement. Les ventouses orale et ventrale sont de taille équivalente et se localisent dans

le tiers antérieur du corps. Il y a présence d’un pharynx musculaire et d’un pré-pharynx court.

Les caecums sont longs, légèrement sinueux; ils s’étendent latéralement jusqu’à l’extrémité

postérieur du corps. Les gonades se situent dans la partie postérieure du corps. Elles se

placent l’une après l’autre, l’ovaire est inter-testiculaire. La poche du cirre et le pore génital se

trouvent en avant du testicule antérieur. L'utérus occupe un espace étendu atteignant la

bifurcation caecale antérieurement. Les glandes vitellogènes se prolongent latéralement dans

la région limitée entre le testicule antérieur et la ventouse ventrale. Les mensurations (en mm)

figurent dans le tableau suivant :

Tableau XII. Caractères morphométriques de Brachylaima Dujardin, 1843

Source

Mensuratoion en mm

Présente étude

Brachylaima

Butcher et Grove (2001)

Brachylaima cribbi

Longueur 2,88-3,02 3,80-6,01

Largeur 0,55-0,72 0,52-0,79

Longueur de la ventouse buccale 0,23-0,24 0,23-0,29

Largeur de la ventouse buccale 0,22-0,23 0,25-0,38

Longueur du pharynx 0,11-0,13 0,14-0,18

Largeur du pharynx 0,14-0,16 0,15-0,22

Longueur de l'acétabulum 0,2-0,24 0,24-0,32

Largeur de l'acétabulum 0,23-0,26 0,23-0,30

Distance entre les ventouses 0,5-0,56 0,30-0,81

Distance entre l'acétabulum et le

testicule antérieur1,07-1,22 1,76-3,23

Longueur du testicule antérieur 0,18-0,30 0,28-0,49

89

Largeur du testicule antérieur 0,18-0,34 0,24-0,45

Longueur du testicule postérieur 0,19-0,30 0,25-0,53

Largeur du testicule postérieur 0,26-0,35 0,20-0,42

Longueur de l'ovaire 0,15-0,17 0,15-0,26

Largeur de l'ovaire 0,17-0,20 0,17-0,32

Dimensions des œufs (µm) 25/17,5 26-32 / 16-17.5





Classe : Trematoda (Rudolphi, 1808)

Sous-classe: Digenea (Carus, 1863)

Superfamille: Brachylaimoidea (Joyeux et Foley, 1930)

Famille: Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930)

Sous-famille: Brachylaiminae (Joyeux et Foley, 1930)

Genre: Brachylaima (Dujardin, 1843)

Synonymies : Distoma Retzius, 1786; Distomum Diesing, 1849-1851; Harmostomum Braun,

1899; Heterolope Looss, 1899; Brachylaimus (Dujardin, 1843) Blanchard, 1847; Brachylaima

(Dujardin, 1843) Kruidenier et Gallicchio, 1959; Entosiphonus Sinitsin, 1931; Ectosiphonus

Sinitsin, 1931; Brachylaema Yamaguti, 1958.

Discussion :

En 1843, Dujardin a établi le genre Brachylaima en décrivant un trématode qu'il a trouvé dans

l'intestin d'une musaraigne. Plusieurs synonymes et façons d’écrire sont employés dans la

littérature (Yamaguti, 1971; Kamiya et Machida, 1977). Les helminthes adultes sont

représentés par deux types de spécimens (Gibson et al., 2002) :

- ceux qui sont longs et minces, tels que B. ruminae (Mas-Coma et Montoliu, 1986) et B.

delecta (Cribb, 1992),

- ceux qui sont larges et plus arrondis, tels que B. ishigakiense (Kamiya et Machida, 1977) et

B. simoni (Feliu et al., 1986).

90

Les espèces de ce genre parasitent généralement les mammifères et les oiseaux. Le premier et

le deuxième hôte intermédiaire sont des mollusques terrestres (Yamaguti, 1971; Yamaguti,

1975). Le cycle évolutif est semblable à celui du genre Postharmostomum. Les métacercaires

se trouvent dans le péricarde de leur deuxième hôte intermédiaire (Grassé, 1961).

Le poulet domestique de basse cour est l’hôte définitif de ce trématode (Cribb et O'

Callaghan, 1992) mais d’autres cas d’infestations animales ont été rapportés : la souris de

maison, Mus domesticus Linnaeus (Angel et Mutze, 1987; Cribb, 1990) et le grand rat

indigène, Leporillus conditor Sturt (Cribb, 1990).

L’infestation humaine est possible, deux enfants et un adulte ont été trouvés infestés en

Australie du sud (Butcher et al., 1996; Butcher et al., 1998).

L’espèce Brachylaima cribbi décrite par Butcher et Grove (2001) est signalée chez

l’Homme et les souris. Les oiseaux ne peuvent pas être exclus comme hôte, puisque Cribb et

O'Callaghan (1992) ont signalé un trématode du genre Brachylaima chez des poulets

domestiques morphologiquement identique à Brachylaima cribbi. Butcher et Grove (2001)

ont réalisé expérimentalement le cycle évolutif de cette espèce. Ils ont utilisé des œufs

récupérés à partir de fèces humaines, un mollusque terrestre Theba pisana comme premier

hôte intermédiaire et d’autres mollusques terrestres Cernuella virgata et Helix aspersa

comme deuxième hôte intermédiaire. Les formes adultes sont obtenues dans l’intestin grêle

des souries Mus musculus. Selon cette étude, Brachylaima cribbi est la première espèce du

genre Brachylaima signalé chez l’Homme, et qui peut parasiter le poulet domestique.

Probablement, cette espèce est d’origine européenne. Elle est introduite par les mollusques

infestés au Sud de l'Australie lors d'immigration à grande échelle après la guerre mondiale

Nos spécimens possèdent les caractéristiques morphologiques de Brachylaima cribbi

déterminées par Butcher et Grove (2001). Les valeurs morphométriques citées dans le tableau

précédent montrent une légère différence due probablement au nombre restreint de spécimens

étudiés. Les œufs sont de petites dimensions mais nous avons mesuré ceux proches du pore

génital alors que Butcher et Grove (2001) donnent les dimensions des œufs récupérés à partir

de fèces humaines.

Devant le manque d’informations concernant les caractéristiques des autres espèces

nous nous limitons à placer nos spécimens dans le genre Brachylaima sp.

91

Fig. 25. Brachylaema sp. Dujardin, 1843

92

1.4. Acanthocéphales

L’étude morpho-anatomique des vers prélevés a permis d’identifier un seul genre :

Prosthorhynchus Kostylew, 1915 (Fig.26)

Prosthorhynchidae (Petrotschenko, 1956)

Localisation : jéjunum, iléon et rectum.

Nombre d’individus étudiés : 2 individus colorés et montés

6 éclaircis et montés

Description

Ver blanchâtre, dont le corps est de forme allongée et cylindrique, dépourvu d’épines

cuticulaires. Le mâle mesure de 5,55-8 mm de long sur 1,25-1,60 mm de large, la femelle fait

5,22-7,32 mm de long sur 1,35-1,8 mm de large. Le rostre est cylindrique de 0,85-1,05 mm de

long, armé de 13-15 rangs longitudinaux portant chacun 12-14 crochets régulièrement

alternés, ceux de la base sont plus petits et dépourvus des racines. Le réceptacle du rostre est

cylindrique, à paroi double. Les lemnisques sont tubulaires et plus longs que le réceptacle.

Le mâle possède deux testicules ovalaires occupant le tiers moyen du tronc et disposés

l’un derrière l’autre. Les glandes copulatrices de forme tubulaire se prolongent en arrière du

testicule postérieur. A la base de ces glandes se trouve une poche volumineuse représentant

l’organe de Saeftigen. La bource copulatrice invaginée occupe l’extrémité postérieure.

La femelle possède des nombreuses masses ovariennes localisées en arrière du

réceptacle, suivies d’un appareil utéro-vaginal. Celui-ci est constitué d’un sac ligamentaire

dorsal soudé sur le pourtour du bord supérieur de la cloche utérine, suivie du tube utérin et du

vagin. L’ouverture de la vulve est sub-terminale. Nous n’avons pas observé d’œufs, les

individus récoltés étaient vraisemblablement immatures ou non fécondés.

93

Tableau XIII. Caractères morphométriques de Prosthorhynchus Kostylew, 1915

Source

Mensuration en mmPrésente étude

Schmidt et Olsen (1964)

Prosthorhynchus formosus

Parasite Mâle Femelle Mâle Femelle

Longueur 5,55-8 5,22-7,32 8-13 9-15mm

Largeur 1,25-1,60 1,35-1,8 1,5-2,5 2-3

Longueur/ rostre 0,95-0,96 0,85-1,05 0.80 - 1.10

Largeur/rostre 0,30-0,34 0,28-0,36Légèrement

petit0,25-0,29

N.R/N.C 13-15/13-14 13-15/12-14 15-18/11-18

Longueur/

réceptacle1,47-1,82 1,6-1,82 1.70-1.90

Largeur/ réceptacle 0,36-0,51 0,45-0,52 0,410 – 0,532

Longueur/

lemnisques2-2,15 2,25-2,62

Largeur/ lemnisques 0,07-0,13 0,07-0,31

Longueur/ testicule

antérieur0,52-0,74 - 0,80-0,90

Largeur/ testicule

antérieur0,35-0,50 - 0,40-0,50

Longueur/ testicule

postérieur0,46-0,73 -

Largeur/ testicule

postérieur0,36-0,46 -

Longueur/ glandes

copulatrices1,13-2,22 -

N.nombre ; R.rang ; C.crochet

94




Embranchement: Acanthocephala

Ordre: Gigantorhynchidea (Southwell et Macfie, 1925)

Famille: Prosthorhynchidae (Petrotschenko, 1956)

Genre: Prosthorhynchus Kostylew, 1915

Discussion :

Il y a eu beaucoup de confusion dans la détermination des genres Prosthorhynchus (Kostylew,

1915) et Plagiorhynchus (Lühe, 1911). Yamaguti (1963) a cité les deux genres séparément.

Cependant, Schmidt et Kuntz (1966) les considèrent comme des synonymes en maintenant la

différence (position du pore génital de la femelle et présence ou absence des prolongations

polaires de la membrane moyenne de l’œuf) au niveau de la détermination des sous-genres.

Amin et al., (1999) ont révisé le genre Plagiorhynchus et proposé Prosthorhynchus

(Kostylev, 1915) Schmidt et Kuntz, 1966, comme sous-genre, regroupant 21 espèces.

Prosthorhynchus renferme de nombreuses espèces parasites de mammifères et d’oiseaux.

Selon la littérature, l’espèce la plus rencontré chez le poulet domestique est :

Prosthorhynchus formosus : décrite pour la première fois par Van Cleave en 1918, sous le

nom de Plagiorhynchus formosus, à partir de 4 spécimens récoltés chez le pic flamboyant

Colaptes auratus. Travassos (1926) a redécrit le parasite et retenu la dénomination

Prosthorhynchus formosus.

Yamaguti (1963) a cité Prosthorhynchus formosus Van Cleave, 1918 et Plagiorhynchus

cylindraceus (Goeze, 1782) Schmidt et Kuntz, 1966, comme deux espèces différentes.

Cependant selon d’autres auteurs il s’agit de la même espèce (Crompton et Nickol, 1985) et

Amin (1985) l’a placée dans :

- la classe des Palaeacanthocephala (Meyer, 1931),

- l’ordre des Polymorphida (Petrochenko, 1956),

- la famille des Plagiorhynchidae (Golvan, 1960),

- la sous-famille des Plagiorhynchinae (Meyer, 1931).

C’est une espèce cosmopolite qui occupe l’intestin de nombreux oiseaux généralement

de l’ordre des Passeriformes (Khokhlova 1986; Amin et al. 1999; Dimitrova et al. 2000 ;

Smales 2003). Dans le cas du poulet domestique et de la dinde, l’infestation a été démontrée

expérimentalement (Jones, 1928; Cuvillier, 1934; Van Cleave, 1942; Chandler et Rausch,

1949; Hunter et Quay, 1953; Schmidt et Olsen, 1964).

95

Elle peut être retrouvée chez les mammifères carnivores (renards) (Richards et al., 1995),

insectivores (petits marsupiaux) et les rongeurs (rats australiens de l'eau) (Smales 2003) .

Les larves sont hébergées par des isopodes terrestres : Armadillidium vulgare (Sinitzin, 1929)

et Porcellio laevis et P. scaber (Schmidt et Olsen, 1964).

Nos spécimens sont de taille plus petite que celle des individus récoltés à partir d’un

rouge-gorge infecté et étudiés par Schmidt et Olsen en 1964 (Tableau XIII). Selon

McDougald (2003), le poulet domestique est un hôte accidentel. Des formes immatures ont

été trouvées au niveau de l’intestin grêle du poulet en Amérique du Nord. Schmidt et

Olsen(1964) affirment que le poulet et la dinde présentent un certain degré de résistance

contre ce parasite, l’infestation massive est donc rare à l’exception des régions riches en

isopodes infectés.

N’ayant pas pu disposer de données descriptives récentes de cette espèce, nous avons

utilisé la clé de détermination de Yamaguti (1963) pour l’identification de nos spécimens dont

les caractéristiques sont les mêmes que celles du genre Prosthorhynchus Kostylew, 1915.

96

Fig. 26. Prosthorhynchus sp. Kostylew, 1915

A. Individu mâle

B. Individu femelle

C. Fort grossissement de la rangée de crochets

D. Fort grossissement du rostre.

97

2. Etude du parasitisme

2.1. Résultats

Dans la première partie de ce chapitre, nous avons dressé à partir d’une étude

systématique un inventaire des helminthes récoltés dans le tube digestif du poulet local. Le

tableau suivant fait la synthèse de ces parasites et de leur répartition géographique.

Tableau XIV. Récapitulatif des espèces recensées et répartition géographique

Nématodes Cestodes

Espèces Répartition

géographique


géographique

Capillaria annulata Cosmopolite Hymenolepis carioca, Cosmopolite

Capillaria caudinflata

Europe,

Amérique du

Nord

Choanotaenia infundibulum Cosmopolite

Capillaria anatis Cosmopolite Amoebotaenia cuneata Cosmopolite

Gongylonema ingluvicola Cosmopolite Davainea proglottina Cosmopolite

Cheilospirura hamulosa Cosmopolite Raillietina cesticillus Cosmopolite

Ascaridia galli Cosmopolite Raillietina echinobothrida Cosmopolite

Heterakis gallinarum Cosmopolite Raillietina tetragona Cosmopolite

Subulura brumpti Cosmopolite

Trématodes Acanthocéphales


géographique

Genre Répartition

géographique

Postharmostomum

gallinumCosmopolite

Prosthorhynchus sp

Amérique du

NordBrachylaema sp

Europe

Amérique du

Nord

Dans cette partie, nous abordons l’étude des variations du parasitisme de l’abondance

moyenne et de la prévalence (globale, par groupe et par espèce) et de la localisation des

parasites dans le tube digestif des individus-hôtes examinés.

98

2.1.1. Prévalence et abondance moyenne

Cette étude a montré que les 72 poulets autopsiés étaient parasités par au moins deux

espèces d’helminthes quels que soient le sexe, le poids et la saison, soit un taux de parasitisme

global de 100%.

Les infracommunautés parasitaires de l’échantillonnage sont données en annexe 3. Nous

constatons:

- un effectif parasitaire annuel de 9834 helminthes,

- un parasitisme multiple chez la plupart des poulets.

L’intensité d’infestation est de 136,58 parasites par poulet.

L’évaluation de la prévalence pour chaque groupe montre une forte prédominance des

cestodes (98,61%) et des nématodes (97,22 %) par rapport aux trématodes (20,83%) et aux

acanthocéphales (2,7 %) avec une différence significative (P<0,05).

Les valeurs de la prévalence par espèce sont indiquées dans la figure 27. Selon Bush et

al. (1997), les espèces avec une prévalence < 30% sont considérées comme espèces rares,

celles avec une prévalence >30% comme communes et celles avec une prévalence >50%

comme les plus répandues. D’après les résultats obtenus, il semble que Raillietina

echinobothrida (87,5 %) est l’espèce la plus répandue, suivie par Heterakis gallinarum (81,94

%) puis par Subulura brumpti (68,05 %). Les espèces communes sont par ordre de

prévalence, Capillaria caudinflata, Ascaridia galli, Cheilospirura hamulosa, Hymenolepis

carioca et Capillaria annulata. Les autres espèces peuvent être considérées comme rares,

c’est le cas en particulier de Davainea proglottina (8,3 %), un des cestodes les plus

pathogènes.

Parmi les espèces les plus répandues, Raillietina echinobothrida est la moins abondante;

l’abondance moyenne la plus élevée s’observe chez Heterakis gallinarum et Subulura

brumpti. Capillaria annulata est l’espèce commune la plus abondante. Les espèces rares sont

peu abondantes (Fig. 27).

Les valeurs numériques de la prévalence et de l’abondance moyenne des espèces sont

reportées en annexe 4.

99

Fig. 27. Abondance moyenne et prévalence des espèces recensées

2.1.2. Variations de la prévalence

2.1.2.1. Variation de la prévalence des espèces en fonction du sexe

D’après la figure suivante qui représente la répartition des parasites selon le sexe du

poulet, la plupart des espèces sont plus répandues chez les coqs que chez les poules.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Po

urc

en

tage

Espèces

Abondance moyenne Prévalence

100

Fig. 28. Variations de la prévalence des espèces en fonction du sexe

Cependant cette différence n’est pas significative (p>0,05).

2.1.2.2. Variations saisonnières de la prévalence des espèces

Pour suivre l’évolution du parasitisme de chaque espèce au cours d’un cycle annuel,

nous avons calculé la prévalence des espèces pour chaque échantillon examiné

mensuellement. Les valeurs trouvées (indiquées en annexe 5) sont exprimées dans les figures

suivantes qui regroupent les espèces par famille ou par ordre (pour une lecture plus facile des

histogrammes) (Fig.29 à 34).

0102030405060708090

100P

our

cent

age

Espèce

coqs poules

101

Fig. 29. Variations saisonnières de la prévalence des Capillariinés

Cet histogramme fait ressortir :

- la présence tout au long de l’année de Capillaria caudinflata

- une prévalence maximale (66,67%) en avril pour C. caudinflata, mai et juillet pour C.

annulata et juillet pour C. anatis,

- une prévalence minimale (16,67%) en décembre et octobre pour C. caudinflata,

- une prévalence nulle en février et avril pour C. annulata et en novembre, décembre, février

et avril pour C.anatis.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

Nov Déc Jan Fév Mars Avr Mai Juin Juil Août Sep Oct

Po

urce

ntag

e

Mois

Capillaria annulata

Capillaria caudinflata

Capillaria anatis

102

Fig.30. Variations saisonnières de la prévalence des Hétérakidés

Cette figure traduit :

- la présence concomitante des trois espèces d’Hétérakidés tout au long de l’année à

l’exception du mois de janvier où Ascaridia galli est absent,

- le pourcentage de parasitisme le plus élevé aux mois de :

• décembre pour Ascaridia galli, (83,33%),

• février, avril et juin pour Heterakis gallinarum (100%),

• avril pour Subulura brumpti (100%),

- le pourcentage de parasitisme le plus faible aux mois de :

• décembre pour Heterakis gallinarum (50%) et Subulura brumpti (6%)

• juillet pour Ascaridia galli (16,67%)

- un pourcentage nul au mois d’avril pour Ascaridia galli

0

20

40

60

80

100

120

Po

urc

enta

ge

Mois

Ascaridia galli

Subulura brumpti

Heterakis gallinarum

103

Fig. 31.Variations saisonnières de la prévalence des Spiruroïdea

Selon cette figure :

- la prévalence la plus élevée de Cheilospirura hamulosa est de 66, 67% aux mois de mars et

septembre et la plus faible de 16,67% aux mois de février, juillet et octobre,

- la prévalence de Gongylonema ingluvicola est de 16,67% au mois de décembre et nulle le

reste de l’année.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

Po

urc

enta

ge

Mois

Gongylonema ingluvicola

Cheilospirura hamulosa

104

Fig. 32.Variations saisonnières de la prévalence des Davainéidés

L’histogramme montre:

- l’apparition simultanée des quatre espèces aux mois de janvier, février, mars et août,

- une prévalence maximale en:

• avril et septembre pour Raillietina echinobothrida (100%),

• novembre, janvier, février et juin pour R cestillus (50%),

• avril pour R. tetragona (66,67%),

• janvier à mars et juillet à septembre pour Davainea proglottina (16,67%),

- une prévalence minimale:

• de décembre à mars et de mai à août et en octobre pour R. echinobothrida (83,33%),

• de mars à mai et de juillet à septembre pour R. cestillus (16,67%,

•en décembre, février et mars pour R. tetragona,

• de janvier à mars et de juillet à septembre pour D. proglottina,

- une prévalence nulle en :

•octobre pour R. cestillus,

• juillet et septembre pour R. tetragona,

• novembre, décembre, avril à juin et octobre pour D. proglottina.

0

20

40

60

80

100

120

Po

urc

enta

ge

Mois

Raillietina cesticillus

Raillietina tetragona

Raillietina echinobothrida

Davainea proglottina

105

Fig.33.Variations saisonnières de la prévalence des Hyménolépididés

La figure illustre,

- l’association des trois espèces au mois de mai,

- la disparition d’Amoebotaenia cuneata le reste de l’année, de Choanotaenia infundibulum

au cours des mois de février, mars et août et celle d’Hymenolepis carioca au mois de

septembre,

- les prévalences, maximale (66,67%), minimale (16,67%) et nulle respectivement au mois

de février; aux mois de mars et d’avril et au mois de septembre pour Hymenolepis carioca.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

Po

urc

etag

e

Mois

Hymenolepis carioca

Choanotaeniainfundibulum

106

Fig. 34.Variations saisonnières de la prévalence des deux espèces de trématodes

La plus forte prévalence de Postharmostomum gallinum, se voit en décembre et mars (50%),

la plus faible en novembre, juin août et octobre (16,67%). Pour les mois restants; la

prévalence est nulle.

La prévalence de Brachylaema est nulle pendant dix mois de l’année, un taux faible (16,67%)

est enregistré aux mois de décembre et mars.

Pour l’ensemble des espèces, les variations saisonnières de la prévalence des espèces,

ne sont pas significatives (p >0,05).

2.1.3. Répartition des parasites dans le tube digestif du poulet

Les 18 espèces et genres d’helminthes se distribuent de façon hétérogène le long du

tube digestif et occupent ses différentes parties: œsophage, jabot, gésier, duodénum, jéjunum,

caecum et rectum avec une différence très significative (p<0,05) (Tableau XV)

0

10

20

30

40

50

60

Po

urc

enta

ge

Mois

Postharmostomumcommutatum

Brachylaema sp

107

Tableau XV. Distribution des helminthes dans le tube digestif du poulet

Localisation

Espèces

Tube digestif (%)

œsophage jabot gésier duodénum jéjunum caecum rectum

Capillaria annulata 55 45

Capillaria caudinflata 32 68

Capillaria anatis 100

Gongylonema ingluvicola 50 50

Cheilospirura hamulosa 100

Ascaridia galli 15 85

Subulura brumpti 100

Heterakis gallinarum 100

Davainea proglottina 100

Hymenolepis carioca 86 14

Amoebotaenia cuneata 100

Choanotaenia infundibulum 9 91

Raillietina cesticillus 9 91

Raillietina tetragona 97 3

Raillietina echinobothrida 0,46 86 13,85

Postharmostomum gallinum 100

Brachylaema sp 100

Prosthorhynchus sp 84 16

La plupart des parasites montrent des affinités particulières pour certains sites :

- 100 % des Heterakis gallinarum, Subulura brumpti, Capillaria anatis et Postharmostomum

gallinum sont localisées au niveau du caecum.

- Davainea proglottina (100 %), Amoebotaenia cuneata (100 %) et Hymenolepis carioca (86

%) dominent au niveau du duodénum.

- Gongylonema ingluvicola et Capillaria annulata occupent préférentiellement l’œsophage et

le jabot.

108

Nous n’avons pas observé de changements de répartition des parasites puisqu’ils occupent les

microhabitats signalés dans la littérature. Il apparait par ailleurs que deux à cinq espèces

partagent le même site.

2.1.4. Pathologie (symptômes et lésions)

De façon générale, l’état de santé des poulets était visiblement bon, les animaux

étaient actifs et de comportement normal. Cependant quelques sujets présentaient des signes

particuliers comme plumage ébouriffé ou arraché, attitude anormale. Les troubles digestifs

étaient représentés essentiellement par des diarrhées souvent hémorragiques.

L’autopsie a révélé la présence de certaines anomalies (déviation de la crête sternale, carcasse

cachectique, ascite) et de plusieurs types de lésions à divers niveaux du tube digestif :

- jabot et œsophage: inflammation catarrhale, muqueuse épaisse, plissée et rugueuse plus ou

moins fétide.

- proventricule: épaississement de la paroi, hypersécrétion de mucus, présence de taches

rougeâtres (ulcérations). Nous n’avons cependant pas rencontré de parasites à ce niveau,

- gésier: inflammations nodulaires, couche cornée nécrosée.

- intestin grêle: entérite catarrhale souvent hémorragique, inflammation nodulaire, présence de

caillots sanguins, intestin ballonné, paroi intestinale épaissie, et un mucus abondant parfois

orangé.

- caecum: paroi épaissie ou très dilatée avec une couleur rouge-brun, des hémorragies et des

caillots de sang dans la lumière cæcale.

2.2. Discussion

La prévalence élevée et la diversité de la faune helminthique parasite du tractus

digestif du poulet fermier de la région d’Oran seraient essentiellement liées au mode

d’élevage traditionnel. Celui-ci soumet les animaux à un risque permanent d’infestation par

l’ingestion régulière de terre ou d’aliments souillés par les œufs d’helminthes et divers

invertébrés (insectes, vers de terre…) susceptibles d’intervenir comme hôtes intermédiaires.

Ces possibilités d’infestation s’expliquent en effet par les cycles biologiques des espèces en

cause :

- L’infestation par les espèces de nématodes à cycle monoxène (Heterakis gallinarum et

Ascaridia galli) est due à l’ingestion des œufs (contenant la larve infestante L2) qui sont

disséminés dans le milieu extérieur, puis :

éclosion dans le tube digestif

109

libération des larves L2

évolution vers la forme adulte

L’infestation par les espèces à cycle dixène est due :

- dans le cas des nématodes, à l’ingestion de vers de terre (Capillaria annulata et C.

caudinflata) ; d’un insecte coléoptère ou dictyoptère (Subulura brumpti); d’un insecte

coléoptère ou orthoptère (Gongylonema ingluvicola) et d’un insecte orthoptère ou coléoptère

(Cheilospirura hamulosa) :

libération des larves L3


Quant à Capillaria anatis, sa biologie n’est pas connue.

- dans le cas des cestodes, à l’ingestion d’un mollusque (gastéropode pulmoné, terrestre :

limacidés ou hélicidés) (Davainea proglottina); d’un insecte hyménoptère (Raillietina

tetragona et Raillietina echinobothrida), d’un insecte coléoptère (Raillietina cestillus et

Hymenolepis carioca), d’un insecte coléoptère, hyménoptère ou orthoptère (Choanotaenia

infundibulum) et d’un ver de terre (Amoebotaenia cuneata):

libération du cysticercoïde


L’infestation par les espèces à cycle hétéroxène, cas des trématodes (Postharmostomum

gallinum et Brachylaima), à l’ingestion d’un mollusque terrestre :

dékystement de la métacercaire


Comme la plupart de ces helminthes parasitent d’autres espèces de volaille domestique, les

sources de contamination sont nombreuses, hormis la possibilité qu’un poulet parasité puisse

se réinfester à partir de ses fientes. La période prépatente étant en général de quelques jours à

quelques semaines.

Les espèces inventoriées ont été enregistrées avec des prévalences différentes qui sont

difficiles à interpréter. Le degré de résistance des œufs varie selon les espèces et le milieu

extérieur, ce dernier peut réunir ou non les conditions favorables (température, degré

hygrométrique…) à leur survie ou à leur développement. Quant aux différents invertébrés qui

interviennent comme intermédiaires, ils sont très répandus et omniprésents dans le sol et leur

contact avec le poulet est quasi permanent.

La forte prévalence de Raillietina echinobothrida a été rapportée par Ashenafi et Eshetu

(2004) dans une étude réalisée en Ethiopie.

110

D’autres espèces n’ont pas été rencontrées au cours de cette étude telle que Hymenolepis

cantaniana citée par Abdelqader et al (2008), dont les travaux menés dans l’Est de la

Jordanie, ont mis en évidence 11 espèces. C’est le cas aussi de Notocotylus gallinarum et du

genre Tetrameres sp signalés au Maroc par Hassouni et Belghyti (2006) parmi les 13 espèces

d’helminthes identifiées.

Selon les données bibliographiques, le poulet domestique est l’hôte de plusieurs autres

espèces d’helminthes que nous avons citées en annexe 6.

Des taux de parasitisme élevés ont été constatés chez les poulets de race locale élevés

sous le système extensif en Afrique, 100% dans l’Est de Ghana (Poulsen et al., 2000) et à

Lusaka en Zambie (Ziela, 1999), 95.2% dans le centre de la Zambie (Phiri et al., 2007),

95,7% à Zaria au Nigeria (Fatihu et al., 1991) et 89.9% dans la région du Gharb au Maroc

(Hassouni et Belghyti, 2006).

Des taux aussi importants ont été signalés dans plusieurs pays d’Asie : 72.0% en Inde (Katoch

et al., 2012), 100% au Bangladesh (Rabbi et al., 2006), 83.71% en Thaïlande (Na Ayudhya et

Sangvaranonda, 1997); 96% en Iran (Eslami et al., 2009) et 73,1% au Nord de la Jordanie

(Abdelqader et al., 2008). Köse et ses collaborateurs (2009) ont signalé un taux de 58% en

Turquie.

Selon plusieurs études comparatives, le taux de parasitisme est remarquablement plus faible

chez les poulets exotiques exploités sous le système intensif et semi-intensif que celui

constaté chez les poulets locaux élevés sous le système traditionnel. Ziela (1999) a enregistré

une valeur de 12,5% pour l’élevage semi-intensif et 2,5% chez les poulets exploités sous le

système intensif en Zambie, avec comme espèces les plus prévalentes Ascaridia galli et

Heterakis gallinarum. Ce taux est de 11,8% pour les poulets importés au Nigeria, les espèces

en cause sont Ascaridia galli et Raillietina. tetragona (Fatihu et al., 1991).

L’évaluation statistique a indiqué que la saison et le sexe du poulet n’ont pas d’effet

sur le taux de parasitisme total et par espèce d’helminthes. Ce résultat serait en partie lié à

l’échantillonnage insuffisant. Cependant Poulsen et al., (2000) n’ont observé aucune relation

entre le sexe des hôtes et la prévalence des espèces d’helminthes parasites lors de leurs

travaux effectués en Ethiopie. La même constatation a été faite par Hassouni et Belghyti

(2006) et Mpoame et Agbede (1995). Ces derniers ont toutefois noté une différence

significative des prévalences d’Ascaridia. galli selon le sexe, cette espèce étant plus répandue

chez les sujets mâles que femelles. Pour Abdelqader et al (2008), A. galli et Raillietina.

cesticillus ont des prévalences plus importantes chez les mâles, à l’inverse C. infundibulum et

H. carioca sont plus répandus chez les femelles. Martin et al., (1987) ont émis l’hypothèse

111

que ces différences de prévalence entre les deux sexes seraient liées à un phénomène

hormonal.

La dispersion des parasites au sein des hôtes, telle que nous l’avons notée, crée une

hétérogénéité de la compétition interspécifique pour l'espace et les ressources au sein de

chaque infrapopulation (Gbessi, 1998). Cette hypothèse expliquerait la variation de

l’abondance moyenne des espèces.

Les manifestations cliniques et histologiques que nous avons observées dans le tube

digestif, sont dues à la présence des helminthes mais probablement aussi à d’autres affections

digestives, bactériennes (colibacillose, salmonellose), fongiques (candidose) ou parasitaires

(coccidiose, histomonose) vu l’absence de contrôle sanitaire qui caractérise ce type d’élevage.

Selon Soulsby (1982), la plupart des espèces d’helminthes sont pathogènes pour la volaille et

peuvent causer entérite, ulcération, anorexie, émaciation voire mort en cas d’infestation

massive.

Il est difficile de faire le lien entre le parasitisme par les helminthes du tube digestif et

le poids des poulets de ferme. Ces derniers sont déjà sous l’influence de divers paramètres,

conditions climatiques, malnutrition, présence d’autres groupes d’agents pathogènes

(endoparasites et ectoparasites, virus, bactéries). Euzéby (1966) a rapporté l’effet de

quelques espèces de cestodes (Davainea proglottina, Raillietina cesticillus…) sur la

croissance des poulets.

L’effet des helminthoses sur le gain du poids a été démontré par Ziela (1999) et Katoch et al

(2012). Ces auteurs ont administré un anthelminthique à un groupe de poulets élevés sous le

système traditionnel et comparé leur poids avec celui de poulets témoins. Les résultats ont

montré que ces derniers sont de poids plus faible.

112

CONCLUSION

113

Le poulet domestique (Gallus gallus domesticus) est la volaille la plus répandue à

l’échelle mondiale. Son élevage revêt une grande importance économique et nutritionnelle.

L’état sanitaire des poulets représente un obstacle majeur dans l’aviculture et

particulièrement l’élevage traditionnel où les affections parasitaires sont très fréquentes.

Notre étude a concerné le parasitisme par les helminthes du tube digestif chez le poulet

de ferme, responsable de fortes mortalités chez la jeune volaille et de baisses de rendement

chez les adultes.

Nous rapportons pour la première fois à l’échelle nationale l’inventaire de 8 espèces de

nématodes, 7 espèces de cestodes, une espèce et un genre de trématodes et un genre

d’acanthocéphales. Plusieurs espèces signalées dans la littérature n’ont pas été rencontrées. Le

taux de parasitisme global a été de 100% avec une intensité d’infestation de 136,58 parasites

par poulet. Ces résultats, qui mettent en évidence une riche faune helminthique, sont en

relation avec les conditions d’élevage constatées dans les fermes, absence de poulaillers, de

mesures d’hygiène et de contrôle sanitaire. La volaille est livrée à elle-même et bien que des

restes d’aliments lui sont distribués (pain sec, couscous, .…) elle se nourrit principalement

d’aliments prélevés par fouille (insectes, vers de terre, herbes…).Nous avons abordé aussi une

étude écologique en suivant les variations de l’abondance moyenne et de la prévalence des

espèces. L’analyse statistique montre l’absence d’effet du sexe et de la saison sur le taux de

parasitisme. Les différences de prévalence des groupes d’helminthes sont par contre

significatives, les cestodes (98,61 %) et les nématodes (97,22 %) prédominent sur les

trématodes (20,83 %) et les acanthocéphales 2,7 %). Ces différents vers occupent les mêmes

microbiotopes que ceux déjà indiqués dans la littérature.

Ces résultats mettent en évidence l’intérêt de l’étude des parasites du poulet local en général

et de poursuivre en particulier notre recherche avec un échantillonnage plus large. Ceci

permettrait de compléter l’inventaire des helminthes parasites du tube digestif et de mieux

cerner les aspects liés à leur bio-écologie. Une infestation par les vers pourrait être facilement

contrôlée par des mesures sanitaires simples et par l’utilisation d’anthelminthiques efficaces.

Selon Ziela (1999) et Katoch et al (2012), l’administration de ces produits chez les jeunes

sujets peut améliorer le rendement de l’élevage traditionnel. Pour une meilleure rentabilité de

leurs exploitations qui n’exigent que peu d’investissement, les éleveurs doivent être

sensibilisés sur l’intérêt des mesures prophylactiques. Celles-ci doivent combiner hygiène de

l’habitat, amélioration des techniques d’élevage et contrôle sanitaire. Les autorités devraient

contribuer à impulser une nouvelle dynamique à ce système d’élevage pour répondre aux

besoins du consommateur et sauvegarder la biodiversité locale.

114

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132

ANNEXES

133

Annexe 1

Fiche de renseignements des animaux sacrifiés

Date : Origine : Sexe :

Echantillon N° : Poids : Note :

Parasites/organes Cestodes Nématodes Trématodes Acanthocéphales

Œsophage

Jabot

Proventricule

Gésier

Duodénum

Jéjunum et iléon

Caecum et rectum

Total

134

Annexe 2

Préparation des colorants, des éclaircissants et des produit de montage

(Ash et Orihel, 1991; McLaughlin, 2003; Prichard et Kruse, 1946)

Fluide de Hoyer

Solution-mère :

- mélanger 30 g de gomme arabique, 20 ml de glycérol, 50 ml d'eau distillée et 200 g

d'hydrate de chloral.

- filtrer à travers un tamis.

- s’en servir non diluée.

Glycérine à 5 % dans de l'éthanol à 70 %

Mélanger 5 ml de glycérol dans 95 ml d'éthanol à 70 %

Glycérine à 30 % dans de l'éthanol à 70 %

Mélanger 30 ml de glycérol dans 70 ml d'éthanol à 70 %

Carmin acétique :

-mélanger 45ml d’acide acétique, 55 ml d’eau distillée et 5g de poudre de carmin

- faire bouillir le mélange pendant 15 minutes,

- après refroidissement, filtrer la solution et la conserver dans un flacon opaque.

- diluer la solution dans de l’alcool 70° ou de l’eau distillée avant l’utilisation.

Solution d’éosine

- mélanger 1g d’éosine en poudre avec 100 ml d’alcool éthylique à 70°.

- ajouter 0,2 ml d’acide acétique pour intensifier la coloration.

Hématoxyline de Harris (Harris, 2000)

Composition :

Hématoxyline ………………5g

Ethanol ……………………..50 ml

Alun de potassium ………….100 ml

Faire bouillir le mélange

Oxyde mercurique ………….2,5 g

Chauffer la solution et filtrer avant usage

135

Gélatine glycérinée

8 g de gélatine granulée

52 ml d’eau distillée

50 ml de glycérol

0,1g de phénol cristallisé (facultatif)

- mettre la gélatine dans l’eau pendant 1 heure ou plus, puis la mettre dans un bain marie de

65°-75°

- ajouter le glycérol et le phénol

- mettre au bain marie pendant 30 minutes

- stocker la préparation dans un flacon au réfrigérateur

- avant utilisation, la préparation doit être chauffée dans un bain marie

136

Annexe 3

Effectif des parasites retrouvés par poulet (infracommunautés parasitaires)

Poulets Effectif global desparasites

Poulets Effectif global desparasites

1 141 37 693

2 72 38 91

3 100 39 45

4 243 40 87

5 51 41 88

6 126 42 366

7 137 43 145

8 70 44 107

9 59 45 69

10 252 46 76

11 74 47 110

12 448 48 35

13 22 49 196

14 70 50 152

15 50 51 18

16 253 52 67

17 11 53 66

18 67 54 224

19 710 55 138

20 270 56 134

21 50 57 39

22 87 58 9

23 115 59 42

24 2 60 61

25 182 61 70

26 121 62 62

27 426 63 108

28 80 64 45

29 12 65 517

30 73 66 4

31 156 67 77

32 17 68 3

33 262 69 184

34 55 70 87

35 119 71 40

36 552 72 44

Total 9834

137

Annexe 4

Effectif maximal, prévalence et abondance moyenne des espèces

Espèces Maximum Abondance Prévalence

Capillaria annulata 393 13,75 31,94

Capillaria caudinflata 41 4,38 41,67

Capillaria anatis 115 3,48 20,83

Gongylonemaingluvicola

2 0,028 1,39

Cheilospirura hamulosa 21 1,25 34,722

Ascaridia galli 62 4,56 40,28

Subulura brumpti 662 40,01 68,05

Heterakis gallinarum 601 40,42 81,94

Davainea proglottina 66 1,74 8,33

Hymenolepis carioca 40 4,72 31,94

Amoebotaenia cuneata 5 0,07 1,39


53 1,93 23,61

Raillietina cesticillus 57 2,56 27,78

Raillietina tetragona 119 5,78 27,78

Raillietinaechinobothrida

49 9,12 87,5

Postharmostomumcommutatum

40 2,44 20,83

Brachylaema sp 1 0,028 2,78

Prosthorhynchus sp 20 0,35 2,78

138

Annexe 5

Prévalences mensuelles des espèces

MoisEspèce

Nov Déc Jan Fév Mars Avr Mai Juin Juil Août Sep Oct

Capillariaannulata

16,67 16,67 16,67 0 50 0 66,67 50 66,67 33,33 33,33 33,33

Capillariacaudinflata

50 16,67 33,33 50 50 66,67 50 50 33,33 33,33 50 16,67

Capillaria anatis 0 0 16,67 0 16,67 0 16,67 50 66,67 50 16,67 16,67Gongylonemaingluvicola

0 16,67 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Cheilospirurahamulosa

0 50 33,33 16,67 66,67 50 50 50 16,67 0 66,67 16,67

Ascaridia galli 33,33 83,33 0 50 33,33 33,33 33,33 50 16,67 50 66,67 33,33Subulura brumpti 83,33 6 66,67 50 50 100 66,67 66,67 33,33 66,67 66,67 66,67Heterakisgallinarum

83,33 50 83,33 100 83,33 100 83,33 100 83,33 83,33 66,67 66,67

Davaineaproglottina

0 0 16,67 16,67 16,67 0 0 0 16,67 16,67 16,67 0

Hymenolepiscarioca

33,33 50 33,33 66,67 16,67 16,67 33,33 33,33 33,33 33,33 0 33,33

Amoebotaeniacuneata

0 0 0 0 0 0 16,67 0 0 0 0 0


33,33 16,67 50 0 0 50 16,67 16,67 16,67 0 50 33,33

Raillietinacesticillus

50 33,33 50 50 16,67 16,67 16,67 50 16,67 16,67 16,67 0

Raillietinatetragona

33,33 16,67 33,33 16,67 16,67 66,67 33,33 33,33 0 50 0 50

Raillietinaechinobothrida

6 83,33 83,33 83,33 83,33 100 83,33 83,33 83,33 83,33 100 83,33

Postharmostomumgallinum

16,67 50 33,33 16,67 50 0 0 16,67 33,33 16,67 0 16,67

Brachylaema sp 0 16,67 0 0 16,67 0 0 0 0 0 0 0Prosthorhynchussp.

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 33,33 0

139

Annexe 6

Autres espèces d’helminthes parasites du tube digestif du poulet

Espèce Hôte

Cyclebiologique

(Hôteintermédiaire)

Répartitiongéographique

Organeparasité

Références

Nématodes

Capillaria bursataGalliformes,

oieIndirect

(ver de terre)Cosmopolite Intestin grêle

Norton etRuff (2003)

Capillaria contorta GalliformesDirect

(ou ver deterre)

CosmopoliteŒsophage,

jabotNorton et

Ruff (2003)

Capillaria obsignataGalliformes,pigeon, oie

Direct CosmopoliteIntestin grêle,

caecum

Wakelin, D.(1965) ;

Chubb et al.,(1964)

Capillariamontevidensis

Poulet Inconnu Uruguay caecumNorton et

Ruff (2003)Capillariauruguanensis

Poulet Inconnu Uruguaycaecum, large

intestineNorton et

Ruff (2003)Cheilospiruraspinosa

GalliformesIndirect

(sauterelle)Cosmopolite Gésier


Dispharynx nasuta

Poulet, dinde,pintade,perdrix,

faisan, caille,pigeon

Indirect Cosmopolite Proventricule

Norton etRuff (2003) ;Menezes etal., (2003) ;

Gomes et al.,(2004)

Hartertia gallinarumPoulet, autres

espècesd’oiseaux

Indirect(arthropodes)

Afrique Intestin grêle Cram (1931)

Histiocephaluslaticaudatus

Poulet Inconnu Europe Gésier

Soulsby(1982);


Tetrameresamericana

Poulet, caille,dinde,pigeon,canard

Indirect(sauterelles,

blattes)

Afrique,Amérique

ProventriculeNorton et

Ruff (2003) ;Cram (1931)

Tetrameres confusa

Poulet, dinde,perdrix,

caille, canard,oie, pigeon

IndirectAsie,

Amérique duSud

ProventriculeNorton et

Ruff (2003)

Tetrameresfissispina

Poulet, canard,oie, dinde,

perdrix, caille,pigeon

Indirect(amphipodessauterelles,blattes, vers

de terre)

Cosmopolite Proventricule

Norton et Ruff(2003);Tsvet-aeva (1960);Endo et Inoue

(1989)

140

Trichostrongylustenuis

Poulet, dinde,perdrix,

caille, pigeonDirect Cosmopolite

Intestin grêle,caecum

Shaw etMoss (1990)

Subulura suctoria GalliformesIndirect

(arthropodes)Amérique duSud, Russe


Norton etRuff (2003);

Barus etBlazek(1970)

Subulura strongylinaPoulet,

perdrix, cailleIndirect

(arthropodes)Amérique Caecum


Subulura minetti Poulet Inconnu Inde Caecum Cram (1931)

Subulura differens GalliformesIndirect

(arthropodes)Cosmopolite Intestin grêle Cram (1931)

Heterakis isoloncheFaisan,

poulet, caille,canard

Direct(ou ver de

terre)Cosmopolite Caecum

Griner et al.,(1977)

Heterakis dispar Canard, oieDirect

(ou ver deterre)

Asie CaecumNorton et

Ruff (2003)

Ascaridia dissimilis Dinde, pouletDirect

(ou insecte)Amérique du

NordIntestin grêle

Seaton et al.,(2001)

Ascaridia numidae PintadeDirect

(ou insecte)Afrique



Ascaridia comparFaisan, caille,

perdrixDirect

(ou insecte)

Asie, Europe,Amérique du

NordIntestin grêle

Vassilev(1987)

Ascaridia columbae Pigeons Direct CosmopoliteIntestin grêle

foie,poumons


Strongyloides aviumPoulet, autres

espècesd’oiseaux

DirectAmérique,

AsieIntestin grêle,

caecumCram (1930)

Cestodes

Cotugniadigonopora

Poulet, autresespèces

d’oiseaux

Indirect(fourmi)

Afrique,Asie, Europe

IntestinMcDougald

(2003)

Fimbriariafasciolaris

Ansériformespoulet

Indirect(copépodes)

Cosmopolite Intestin grêleMcDougald

(2003)

HymenolepisCantaniana

PouletIndirect

(coléoptères)

Asie, Europe,Amérique du

NordIntestin grêle

McDougald(2003)

Metroliasthes lucidaDinde, autres

espècesd’oiseaux

Indirect(sauterelles,coléoptères)

Afrique,Asie, Améri-que du Nord

Intestin grêleMcDougald

(2003)

Raillietinageorgiensis

Dinde, pouletIndirect(fourmi)

Inconnu Intestin grêleMcDougald

(2003)

141

Trématodes

Catatropis verrucosaPoulet, autres

espècesd’oiseaux

Indirect(mollusque)

Europe,Amérique du

Nord

Caecum etrectum

Soulsby(1982)

Echinoparyphiumrecurvatum


d’oiseaux

Indirect(mollusque)

Cosmopolite Intestin grêleSoulsby(1982)

Echinostoma spp.Poulet, autres

espècesd’oiseaux

Indirect(mollusque)

Cosmopolite IntestinSoulsby(1982)

Hypoderaeumconoideum


d’oiseaux

Indirect(mollusque)

Cosmopolite Gros intestinSoulsby(1982)

Notocotylusattenuatus


d’oiseaux

Indirect(mollusque)

Asie, EuropeCaecum,rectum

Soulsby(1982)

Notocotylusthienemanni


d’oiseaux

Indirect(mollusque)

Europe CaecumSoulsby(1982)

Ribeiroia ondatraePoule, autres

espècesd’oiseaux

Indirect(poisson)

Amérique duNord

ProventriculeSoulsby(1982)

Acanthocéphales

Mediorhynchusgallinarum

Poulet Inconnu Asie Intestin grêleNorton et

Ruff (2003)

Polymorphusminutus

Poulet, canard,autres espèces

d’oiseaux

Indirect(crustacés,poissons)

Europe,Amérique du

NordIntestin grêle


Prosthorhynchusformosus

Passeriformes,poulet

Indirect(isopodes)

Amérique duNord

Intestin grêleNorton et

Ruff (2003)

142

Annexe 7.

Glossaire

Niveau d’ingestion : est l'aptitude d'un animal à consommer plus ou moins un aliment

distribué à volonté. Il varie avec l'espèce, le poids vif, l'état physiologique, le niveau de

production et les besoins énergétiques de l'animal. D'autres facteurs sont le type génétique, la

fréquence des repas, la température, la quantité d'eau à disposition, l'équilibre de la ration, les

troubles digestifs ou métaboliques ou encore le stress que peut subir l'animal.

Inflammation d’aspect diphtérique : inflammation dont la forme ressemble à celle

provoquée par les bacilles de Klebs-Löffler, Corynebacterium diphteriæ.

Histomonose : ou maladie de la tête noire, maladie parasitaire infectieuse propre aux

galliformes, due à Histomonas meleagridis, un protozoaire flagellé, présent dans les caecums.

Inflammation catarrhale : inflammation du tractus intestinal associée à une congestion

vasculaire, un œdème de la muqueuse et à l’effusion accrue de mucus dans la lumière

intestinale.

Anémie hypochrome : définie par la diminution de la concentration en hémoglobine des

globules rouges, ces derniers apparaissent plus clairs, donc hypochromes.

Prévalence ou taux de parasitisme : rapport entre le nombre d’hôtes infestés sur le nombre

d’hôtes examinés, exprimée en pourcentage.

Abondance moyenne ou taux d’infestation: rapport entre le nombre total de parasites

récoltés dans un échantillon sur le nombre d’hôtes examinés.

Résumé

Aucune étude sur le parasitisme du poulet de ferme notamment sur la systématique, n’a été

publiée jusqu’à présent en Algérie, bien que l’élevage de cette volaille sous forme

traditionnelle joue un rôle important dans l’économie rurale. De novembre 2010 à octobre

2011, 72 poulets fermiers élevés selon ce mode dans la région d’Oran ont été examinés dans

le but d’identifier les helminthes parasites du tube digestif. Tous les poulets étaient infestés,

quels que soient le sexe, le poids et la saison, soit un taux global de parasitisme de 100 % avec

une intensité d’infestation de 136,58 parasites par poulet.

La faune parasitaire, diversifiée, est composée de cestodes (prévalence de 98,61%), de

nématodes (prévalence de 97,22 %), de trématodes (prévalence de 20,83 %) et

d’acanthocéphales (prévalence de 2,7 %). Les résultats statistiques ont montré une différence

significative (p < 0,05).

L’identification de ces helminthes a mis en évidence :

- 8 espèces de nématodes : Capillaria annulata, C. Caudinflata, C. anatis, Gongylonema


hamulosa,

- 7 espèces de cestodes: Raillietina echinobothrida, R. tretragona, R. cesticillus, Davainia

proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca, Amoeboteania cuneata,

- une espèce et un genre de trématodes: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp,

- un genre d’acanthocephales: Prosthorhynchus sp.

Les taux de parasitisme et d’infestation varient d’une espèce à une autre, Raillietina

echinobothrida est l’espèce la plus répandue avec une abondance moyenne relativement

faible. La distribution des helminthes et leurs localisations préférentielles ont été étudiées, la

plupart occupent l’intestin grêle.

Mots-clés :

Poulet; Elevage traditionnel; Helminthes; Tube digestif; Région d’Oran; Nématodes;

Trématodes; Acanthocéphales; Cestodes; Parasitisme .

contribution à l’étude des helminthes parasites du...

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