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République Algérienne Démocratique et Populaire

Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des Sciences Biologiques

Mémoire

MASTER ACADEMIQUE

Domaine : Sciences de la Nature et de la Vie

Filière: Biologie

Spécialité: Biochimie appliquée

Présenté par :

Mr ABISMAIL Mohammed

Mr CHIKH SALAH Abdelaziz

Soutenu publiquement

Le : 31/05/2016

Devant le jury :

Président OULD EL HADJ Mohamed Didi Pr. Univ. Ouargla

Encadreur TELLI Alia MAA Univ. Ghardaïa

Co-Encadreur BOUAL Zakaria MCA Univ. Ouargla

Examinateur ANNOU Ghania MAA Univ. Ouargla

Année Universitaire : 2015/2016

Activités biologiques des différents extraits de Marrubium deserti (Lamiaceae) récoltée dans la région de Ghardaïa

Remerciements

Nous tenons tout d’abord à remercier Dieu « le tout Puissant » de nous avoir

accordé la force et le courage afin de réaliser ce modeste travail.

Au terme de ce travail, nous tenons tout particulièrement à témoigner notre profonde

gratitude à notre promotrice M elle TELLI Alia,Maître de Conférences au Département

de Biologie à la Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie de l’Université de

Ghardaïa, pour l'honneur qu'elle nous a fait en acceptant de diriger ce travail. Nous la

remercions infiniment pour son ouverture d’esprit, ses conseils judicieux dans tout au

long de notre cursus universitaire et la confiance qu'elle nous a accordée.

Nos sincères remerciements iront également à Monsieur BAOUL Zakaria, Co-

promoteur de ce mémoire. qui a bien voulu accepter de nous prendre en charge pour

réaliser ce travail dont le mérite lui revient grâce à son aide, ses conseils

précieux et sa vision de la recherche scientifique.

Nous exprimons nos profondes reconnaissances à Monsieur OULD EL HADJ

Mohamed Didi, Professeur au Département des Sciences biologiques à la Faculté

des Sciences de la Nature et de la Vie de l’Université Kasdi Merbah-Ouargla, qui

nous fait l’honneur de présider ce jury.

Nous présentons nos remerciements les plus sincères à Madame ANOU Ghania

d’avoir accepté d’examiner ce travail.

Un grand merci est adressé à Monsieur BEN SAMOUAN Youcef Chef de

Département de Biologie à l’Université de Ghardaïa de nous avoir donné accès aux

laboratoires de l’Université de Ghardaïa. Sans oublié les techniciens de laboratoire :

MESIDFA Nouradin, BEN HAMADI Hicham, ZAHOUANI AHLAM, MOULAI

ALI Omar

Nous remercions chaleureusement Monsieur AIDOUD, et Monsieur KRIMAT

Mohamed pour leurs soutiens et leurs aides.

I

Nous tenons à adresser nos vifs remerciements à Monsieur Dr.AMMI SAÏD

Mustapha, médecin biologiste de laboratoire des analyses médicale « IBN ROCHD »

et tout son équipe pour nous avoir accueillis dans son laboratoire.

Nous remercions le centre « HAYAT » de fertilité Ghardaïa, et en spécialement son

Directeur, Dr. BAHADDI Mustapha et Monsieurs Bakalli Djaber, CHIKH SALAH

Mahfoud

Un grand merci à toutes les personnes qui nous ont soutenues de près ou de loin au

cours de la réalisation de ce modeste travail, particulièrement nos collègues de

promotion de Master Biochimie appliquée (2016)

Enfin, pour leur soutien sans faille et permanent, nous tenons à remercier de tout cœur

nos parents.

Merci

II

DédicaceJe dédie ce modeste travail :

A mes chers parents, mon père Daoud, et ma mère Zohra qui n’ont jamais

cessé de me Soutenir et de m’encourager non seulement pour que

j’atteigne ce niveauMais dans toute ma vie

J’exprime mes belles salutations, pour vos prières qui éclairent mon chemin.A ma mariée Sara, qu’as toujours cru

en moi et su me redonner confiance lorsque la

Motivation n’était plus au rendez-vous. A ma sœur : Halima et mes frère :

Mustapha, Djaber, Bahmed, qui sont des vrais assesseurs pour terminer ce

travail vous avez des pures salutations, merci.

A toute ma familleA tous mes amis qui me connaissent, Surtout : Mohamed, Seddik, Mahfoud.

A tous mes collègues de la promotion 2015/2016

A tous ceux qui adorent la science et participent à son évolution

Dédicace

Ma mère, qui a œuvré pour ma réussite, de par son amour, son

soutien, tous les sacrifices consentis et ses précieux conseils.

Mon père, qui peut être fier et trouver

ici le résultat de longues années de

sacrifices et de privations pour m'aider

à avancer dans la vie.

À tous mes proches de la famille ABISMAIL, et plus

CHIKH SALAH Abdelaziz

spécialement, mes sœurs et mes frères tout à son nom

À tous mes chers amis et mes collègues de l’Université de

Ouargla ; spécialement à Nour El Houda ; Aziz ; seddik ; mahfoud ;

Bahmani

Et à tous ceux qui m’ont enseigné le long de ma vie scolaire

ABISMAIL MOHAMMED

Liste des tableaux

Tableau 1 : Les indications thérapeutiques majeures et les modes de

préparation de M. Deserti....................................................................................7

Tableau 2: composés isolé a partir de Marrubium deserti(Zaabat, et al., 2010)

.............................................................................................................................8

Tableau 3: position systématique (Quézel, et al., 1963)..................................11

Tableau 4: Description des souches testés (Beddou, 2015; Grosjean, et al.,

2011)..................................................................................................................13

Tableau 5: classes des antibiotiques utilisés (C.A.S.F.M, 2010).....................19

Tableau 6:Résultats de screening phytochimique réalisé sur la partie aérienne

de Marrubium deserti........................................................................................26

Tableau 7 : Activité antioxydante des extraits de M. desserti déterminée par

les tests DPPH et des standards.........................................................................31

Tableau 8 : Résultats de l'activité antioxydante évaluée par les tests de FRAP

des extraits M. desserti et des standards............................................................33

Tableau 9 : Activité antiradicalaire des des extraits de M deserti, et des

standards evalue par la méthode d’ABTS.........................................................34

Tableau 10 : résultats des antibiogrammes......................................................36

Tableau 11 : résultats des antibiogrammes......................................................37

Tableau 12 : Concentrations minimales inhibitrices (CMI en mg /ml) des

extraits aqueux de Marrubium deserti..............................................................38

III

Liste des figures

Figure 1:Marrubuim deserti dans la zone de Touzouz-Oued M'zab de la région

de Ghardaïa (Photo Originale)..........................................................................12

Figure 2 : plan d’étude.....................................................................................23

Figure 3 : Rondement d’extraction des différents extraits aqueux de

Marrubium deserti.............................................................................................25

Figure 4: Teneur en polyphénols totaux des différentes préparations de M.

deserti................................................................................................................26

Figure 5: Teneur en flavonoïdes des différentes préparations de M. deserti.. .28

Figure 6: Teneurs en tanins condensés des différentes préparations de M.

deserti................................................................................................................29

Figure 7: Teneur en acides phénolsdes différentes préparations de M. deserti.

...........................................................................................................................30

IV

Liste des annexes

Annexe 1 : Gamme d'étalonnage d'acide gallique pour le dosage des polyphénols totaux…………….……….…………………………………….54

Annexe 2 : Courbe d’étalonnage de la rutine pour le dosage des flavonoïdes……………………………………………………………………54

Annexe 3 : Courbe d'étalonnage de la catéchine pour le dosage des tanins……………………………….…………………………………………54

Annexe 4 : Courbe d'étalonnage de l'acide caféique pour le dosage d'acide phénol………………………………………………………………………....55

Annexe 5 : Résultats de variabilité de teneur en polyphénol totaux (mg/g)…………………………………………………………………....…....55

Annexe 6 : Résultats de variabilité de teneur en flavonoïde (mg/g)…......….55

Annexe 7 : Résultats de variabilité de teneur en tanins condensés (mg/g)………………….……………………………………………………...56

Annexe 8 : Résultats de variabilité de teneur en acide phénol (mg/g)…….....56

Annexe 9 : Résultats de variation du potentiel antioxydant DPPH (µM)……56

Annexe 10 : Résultats de variation de la capacité antioxydant FRAP

(µM)……………………………………………………………………...…..57

Annexe 12 : Résultats de variabilité de l’activité antioxydante ABTS (µM)……………………………………………………………………...…...57

Annexe 13 : Corrélation entre les activités antioxydants et la teneur en composés Phénoliques…………………………………………….……….….57

V

Table des matières

Remerciements I

Liste des tableaux III

Liste des figures VI

Liste des annexes V

Introduction 1

Chapitre I.- Matériels et méthodes

I.1.- Matériel biologique........................................................................................................11

I.1.1.- Matériel végétal...................................................................................................................11

I.1.1.1.- Choix du matériel végétal ou de l’espèce étudiée.........................................................11

I.1.1.2.- Description botanique...................................................................................................11

I.1.1.3.- Répartition géographique..............................................................................................12

I.1.1.4.- Echantillonnage.............................................................................................................12

I.1.1.5.- Séchage.........................................................................................................................12

I.1.2.- Souches testées.....................................................................................................................13

I.2.- .Méthodes......................................................................................................................14

I.1.3.- Extraction.............................................................................................................................14

I.2.1.1.-Décoction.....................................................................................................................14

I.1.3.1.- Infusion.........................................................................................................................14

I.1.4.- Détermination de rendement................................................................................................14

I.1.5.- Screening phytochimique de Marrubium deserti................................................................14

I.1.5.1.- Métabolites primaires....................................................................................................14

I.1.5.2.- Métabolites secondaires................................................................................................15

I.1.6.- Analyse quantitative.............................................................................................................16

I.1.6.1.- Dosage des polyphénols totaux.....................................................................................16

I.1.6.2.- Dosage des flavonoïdes.................................................................................................16

I.1.6.3.- Dosage des acides-phénols...........................................................................................17

I.1.6.4.- Dosage des tanins condensés........................................................................................17

I.1.7.- Détermination des activités biologiques..............................................................................17

I.1.7.1.- Evaluation de l'activité antioxydant..............................................................................17

I.1.7.2.- Evaluation de l'activité antimicrobienne.......................................................................18

I.1.7.2.1.- Préparation des précultures........................................................................18

1.1.1.1.1 Préparation de la gamme des dilutions des extraits...................................18

1.1.1.1.2 Sensibilité des souches vis-à-vis des antibiotiques....................................19

1.1.1.1.3 Méthode de microdilution..........................................................................21

I.1.8.- Analyse statistique :.............................................................................................................22

I.1.9.- Plan d’étude.........................................................................................................................23

Chapitre II.- Résultats et discussions

II.1.- Rendement d’extraction...............................................................................................25

II.2.- Analyses phytochimiques de Marrubium Deserti........................................................25

II.3.- Analyses quantitative...................................................................................................26

II.3.1.- Teneur en polyphénols totaux.............................................................................................26

II.3.1.1.- Teneur en flavonoïdes..................................................................................................28

II.3.1.2.- Teneur en Tanins condensés........................................................................................29

II.3.1.3.- Teneur en acides phénols.............................................................................................30

II.4.- Activités biologique.....................................................................................................31

II.4.1.- Activités Antioxydantes.....................................................................................................31

II.4.1.1.- Inhibition de radical de DPPH.....................................................................................31

II.4.1.2.- Résultats du test de réduction de radical FRAP (Ferric Reducing Antioxidant Power or

Plasma).......................................................................................................................................32

II.4.1.3.- Résultats du test de réduction de radical ABTS..........................................................34

II.4.2.- Activité antimicrobienne....................................................................................................35

II.4.2.1.- Pouvoir antimicrobien de l’antibiotique......................................................................35

II.4.3.- Pouvoir antimicrobien des extraits.....................................................................................38

Conclusion et perspectives……………………………………………………………………44

Références bibliographiques……………………………………………………………...…..46

Annexes

Résumés

Introduction

Introduction

Pendant longtemps, les remèdes naturels et surtout les plantes médicinales qui sont à la

fois un produit fini destiné à la consommation et une source inépuisable de molécules à

activités biologique et pharmacologique très variées, furent le principal recours de la médecine

de nos grands-parents, malgré l’important développement de l’industrie pharmaceutique qui a

permis à la médecine moderne de traiter un grand nombre de maladies souvent mortelles.

Environ 80% de la population mondiale profite des apports de la médecine traditionnelle à base

des plantes reconnaissant ainsi les savoirs empiriques de nos ancêtres(Bougandoura, 2011 ;

Hamai, et al., 2014).

En effet, les plantes possèdent des milliers de substances actives contenant dans leurs

organes (feuilles, fleurs, fruits, racines,...) et nous pouvons, selon divers techniques de les

extraire et de les utiliser pour soigner divers maladies. Ces remèdes naturels sont bien souvent

très efficaces avec moins d'effets secondaires que les médicaments de synthèse, mais peuvent

néanmoins être mortels ou toxiques pour l'organisme lorsqu'ils sont mal utilisés(Bougandoura,

2011).

Cependant, le potentiel des plantes comme sources pour la production de nouveaux

médicaments est largement inexploité par rapport au nombre d’espèces de plantes

supérieures (angiospermes et gymnospermes) sur la planète estimé à 250.000. En effet, sur ce

nombre, seulement, 6% ont été testés pour leur activité biologique et 15 % ont été évalués sur le

plan phytochimique(Bidie, et al., 2011).

Récemment, un problème majeur lié aux conditions de l’environnement et au mode de

vie de l’être humain est à l’origine d’une augmentation de stress oxydant dans l’organisme. Ce

stressse traduit par une production importante des espèces réactives oxygénées (ERO). Malgré

leur importance pour l’organisme, car elles interviennent en particulier dans la défense de

l’organisme contre les invasions microbiennes, mais le déséquilibre entre la génération de ces

ERO et la capacité du corps à les neutraliser et à réparer les dommages oxydatifs installés au

niveau des tissus est le stress oxydant, et comme conséquences l’apparition des dégâts souvent

irréversibles pour les cellules(Aravodis, 2005).

Le stress oxydant est impliqué dans de très nombreuses maladies chroniques humaines

comme facteur déclenchant ou associé à des complications, telle que le cancer, le diabète, la

maladie d’Alzheimer, les rhumatismes et les maladies cardiovasculaires et neurodégénérative,

inflammation, et vieillissement ; qui apparaissent avec l’âge car le vieillissement diminue les

défenses anti-oxydantes et augmente la multiplication mitochondriale de radicaux libres(Bidie,1

ALIA, 23/05/16,

Les références doivent être écries de la même façon

Introduction

et al., 2011). Ces dommages oxydants sont réalisés par l’attaque des radicaux libres sur de divers

biomolécules, en particulier les protéines (modification structurales et fonctionnelles), les lipides

(peroxydation lipidique) et l’ADN (modification des bases, cassure des brins), ayant finalement

comme conséquence la dégradation et la mort de cellules. Pour minimisé les effets de stress

oxydant, l’homme à fournir d’autre sources d’antioxydants de synthèse à l’organisme comme l ’

hydroxyanisole butylé (BHA) et l’hydroxytoluène butylé (BHT), qui peuvent être inadéquats

pour la consommation humaine chronique car les publications récentes ont avertir leurs

propriétés toxiques possibles pour la santé humaine et l’environnement(Ghedadba, et al., 2015).

Donc, il est important d’orienté les recherches vers d’autre source d’antioxydants naturels en

particulier d’origine végétale.

Actuellement, plusieurs problèmes liés à la santé sont apparus ou émergés de nouveau

comme la résistance développée soit par les microorganismes ou l’être humain, conduisent à la

recherche des nouvelles molécules ayant la capacité de traiter ces problèmes et en même temps

sont moins toxique.L’efficacité des médicaments destinés aux traitements des contaminations

microbiennes comme les antibiotiques (considérés comme la solution quasi universelle aux

infections graves) décroît(Harrar, 2012), à cause de la résistance développée par les

microorganismes. Donc, il est indispensable de revient aux plantes médicinales qui sont riches

en métabolites secondaires pour chercher d’autre molécules bioactives pour la lutte contre ces

contaminations.

Les métabolites secondaires sont le fruit d’un métabolisme complexe. Ils sont synthétisés

en réponse aux contraintes de l’environnement, à des stades précis du développement ; et

permettent à la plante de se défendre contre les pathogènes ou des prédateurs. Certains

d’entre eux assurent une protection contre les radiations solaires et d’autres encore facilitent

la dispersion du pollen et des graines(Hopkins, 2003).Les métabolites secondaires sont en

revanche très nombreux et variés (>100000) mais produits souvent en très faibles

quantités(Hopkins, 2003).Les composés du métabolisme secondaire sont classés en trois grandes

classes : les composés aromatique ou polyphénols (acides phénoliques, flavonoïdes,

anthocyanidines, tanins), les terpénoïdes et leurs dérivés et enfin les alcaloïdes(Hopkins, 2003).

Les composés phénoliques est une famille de métabolites secondaires issues des

acides aminés aromatiques est habituellement connue sous le terme de composés

phénoliques, polyphénols ou dérivés phénylpropanoïdes et représentent plus de 8000 espèces

moléculaires connues(Hopkins, 2003).Ces composés suscitent un grand intérêt de par leurs

2

aziz, 24/05/16,

J’ai pas une référence pour ça, c’est mon expression, si il est juste

ALIA, 23/05/16,

Référence

Introduction

nombreux effets bénéfiques pour la santé : prévention et traitement de certains cancers,

traitement des maladies inflammatoires, cardiovasculaires et neurodégénératives .Certains

d’entre eux sont également utilisés comme additifs pour les industries agroalimentaire,

pharmaceutique et cosmétique(Hadj Salem, 2009).

Les polyphénols sont communément subdivisés en tanins, lignines, flavonoïdes et

anthocyanes qui dérivent tous de l'assemblement d’unités phénoliques. En particulier, les

flavonoïdes sont connus pour leurs propriétés anti-oxydantes, antibactériennes, antivirales,

antiinflammatoires, antiprolifératives, régulatrices de systèmes enzymatiques … Ces activités

ont très souvent un lien avec leur activité antioxydante et notamment leur capacité à piéger

les radicaux libres, chélater les ions métalliques ou inhiber les enzymes responsables de la

formation de radicaux(Hadj Salem, 2009). (Diallo, 2005).

Les flavonoïdes sont des pigments quasiment universels des végétaux. Presque toujours

hydrosoluble, ils sont responsable de la coloration des fleurs, des fruits et parfois des

feuilles. Tel est le cas des flavonoïdes jaunes (chalcones, aurones, flavonols jaunes), des

anthocyanosides rouges, bleus ou violets(BRUNETON, 1999). Les flavonoïdes peuvent agir de

différentes façons dans les processus de la régulation du stress oxydant: par capture directe

des espèces réactives de l’oxygène, par chélation des métaux de transition comme le fer le

cuivre ou par inhibition de l’activité de certaines enzymes responsables de la production des

espèces réactives de l’oxygène comme la xanthine oxydase(Lahouel, et al., 2006).

Les tanins naturels sont des molécules polyphénoliques soit hydrosolubles soit condensés,

de masse moléculaire comprise entre 500 et 3000 , qui présentent, à côté des réactions classiques

des phénols, la propriété de précipiter les alcaloïdes, la gélatine et d’autres

protéines(BRUNETON, 1999).

Les tanins sont des donneurs de protons aux radicaux libres lipidiques produits au

cours de la peroxydation. Des radicaux tanniques plus stables sont alors formés, ce qui a pour

conséquence de stopper la réaction en chaîne de l’auto-oxydation des lipides(Diallo, 2005).

Le Sahara, qui occupe 10% de la surface du continent africain, est le plus grand désert

chaud du monde. Ce milieu désertique est caractérisé par des conditions environnementales très

contraignantes et très rudes à la survie spontanée des êtres vivants(Chehma, et al., 2011). Cette

écorégion comprend la partie septentrionale du Sahara, où les précipitations se produisent

pendant l’hiver, nourrissant ainsi une variété de plantes qui fleurissent avant l’été chaud et

3

ALIA, 23/05/16,

Références

Introduction

sec(Chenchouni, 2012). Ce milieu est caractérisé aussi par un sol à texture sableuse à sablo-

limoneuse avec une forte perméabilité, structure particulière, un fort degré de salinité et un taux

faible de matière organique. Il est caractérisé également par la présence de nappe phréatique

proche de la surface(Chenchouni, 2012).

La flore saharienne, apparaît comme très pauvre si l’on compare le petit nombre

d’espèces qui habitent ce désert à l’énormité de la surface qu’il couvre. D’où leur végétation

diffuse et clairsemée (Ould el hadj, et al., 2003).Par contre, on signale que le nombre de genre

est relativement élevé, car il est fréquent qu’un genre est représenté par une seule espèce ; alors

que la flore spontanée constitue environ 500 espèces de plantes supérieures, où une partie reste

de nos jours utilisée par les populations comme plantes médicinales(Maiza, et al., 1993), et grâce

aux conditions extrême de disert (les températures élevé, la sécheresse, …) ; ces plantes seront

les plus riche en ces métabolites secondaire bénéfique (polyphénols, flavonoïdes, tanin,…).

Une partie important des populationsautochtones sahariennes reste attachée aux plantes

dans la pharmacopée traditionnelle, et ne préfèrepartir aux médecins qu’après avoir passé par des

moyens traditionnels (guérisseurs, taleb, …etc.)(Azzouz, 2007).

Mais ces connaissances dans la pharmacopée traditionnelle des plantes de Sahara restent

détenues surtout par les personnes âgées dont la relève n’est pas toujours assurée. Pour

sauvegarder et bénéficier de ces banques de donnée il est nécessaire de multiplier et

d’approfondir les études ethnobotaniques et les élargir les régions d’étude, tout en essayant de

compléter les informations par des études phytochimiques afin de s’assurer des vrais effets de

ces plantes.

D’autre part, l’étude floristique est indispensable pour connaître les vraies potentialités

du terrain en vue d’une stratégie de préservations et de prolifération de ces ressources

naturelles sahariennes.

Parmi les familles des espèces sahariennes on cite la famille des Lamiaceae (labiées) du

Latin (Labia), est l'une des premières familles à être distinguées par les botanistes et ceci par la

particularité de ses caractères(Hammoudi, 2015). C’est une famille très diversifiée avec 224

genres et environ 4000 espèces. En Algérie, cette Famille comprend 29 genres et 140

espèces(NOUIOUA, 2012) ; dont la plupart ont une importance économique due à leur

production d'huiles essentielles. Elle est aussi bien répandue dans les zones tropicales que

dans les zones tempérées du monde. La plus grande diversité est rencontrée selon cet ordre: le

4

Introduction

bassin méditerranéen, l'Asie centrale, le continent Américain, les Iles du pacifique,

l'Afrique équatoriale et la Chine(Kabouche, 2005).

La forme de la fleur, la présence d’huiles essentielles et la couverture en poils glanduleux

renfermant une huile essentielle signent cette famille. Ces plantes sont des herbacées odorantes

(ou plus ou moins ligneuses), à feuilles en général opposées sans stipule, à tige

quadrangulaire ; Le plus souvent hermaphrodites, les fleurs pentamères sont généralement

réunies en cymes axillaires plus ou moins contractées simulant souvent des verticilles, ou encore

condensées au sommet des tiges, et simulant des épis fruit constitué par 4 akènes plus ou moins

soudés par leur face interne (Ayaidai, 2011). Et simulant des épis fruit constitué par 4 akènes

plus ou moins soudés par leur face interne(Hammoudi, 2015).

Cette famille est donc caractérisée par :

- une corolle gamopétale irrégulière à deux lèvres, la supérieure formée de deux

Pétales, l'inferieure de trois.

- quatre étamines dont deux plus longues.

- ovaire de deux carpelles recoupés par une cloison et comprenant ainsi quatre loges à une

graine chacun (tétrachaine).

- des feuilles opposées et, souvent, une tige de section carrée(Hammoudi, 2015).

Un très grand nombre de genres de la famille des Lamiaceae sont des sources

riches en terpènoides, flavonoïdes et iridiodes glycosylés(DJAHRA, 2014).La famille des

Lamiaceae reprisent une source importante de flavonoides : L'apigénine, la lutéoline, le

chrysoériol, le kaempférol, l'isorhamnétine et leurs dérivés glycosylés ont été détectés dans

un grand nombre d'espèces Lamiaceae. Un des traits les plus caractéristiques de cette famille

réside dans le fait que plusieurs genres renferment des terpènes qui sont responsables de l'odeur

aromatique de ces plantes et qui sont utilisés dans la médecine traditionnelle et dans les plats de

cuisine(Kabouche, 2005).

Les plantes de la famille Lamiaceae sont très connue dans la pharmacopée traditionnelle

africaine, dont ils sont utilisées comme diurétique, anti-syphilitique, anti-diarrhéique,

cicatrisante, antiseptique et dans le traitement de nombreuses affections telles que les

problèmes intestinaux ou encore le météorisme (ballonnement du ventre, dû à des gaz)

(Hammoudi, 2015).

5

Introduction

Marrubium deserti de Noé est une des espèces de la famille de Lamiaceae de la région

saharienne. C’est une espèce aromatique très utilisée en médecine traditionnelle pour traiter

différentes maladies (Tableau 1). Les parties utilisées par ordre décroissant, sont les feuilles, les

tiges, les fruits, les racines et les inflorescences. La prédominance d’utilisation d’un organe

par rapport à un autre dans le domaine thérapeutique dérive de la concentration en principes

actifs dans cet organe. Les feuilles sont les plus utilisées car elles sont en même temps siège des

réactions photochimiques et réservoirs de matières organiques qui en dérivent(Ould el hadj, et

al., 2003).

6

Introduction

7

Tableau 1 : Les indications thérapeutiques majeures et les modes de préparation deM. Deserti

ALIA, 23/05/16,

Ajouter un tableau et non une image aussi il faut ajuter le titre de tableau avant le tableau

ALIA, 23/05/16,

Pour le diabète tu peux m’ajouter aussi comme référence

Introduction

Le genre Marrubium avec environ 30 espèces réparties dans un grand nombre de pays du

globe(DJAHRA, 2014) est riche en polyphénols, en particulier les flavonoïdes et les

phénylpropanoïdes. Il convient aussi de signaler la présence d’acides phénoliques (dérivés

d’acide cinnamique) et de certains polymères comme les lignanes; et aussi des diterpènoïdes

labdanes qui sont les plus explorée dans le genre Marrubium(Chebrouk, 2009).

Quatre composés ont été isolés et identifiés dans le tableau 2 :

Tableau 2: composés isolé a partir de Marrubium deserti(Zaabat, et al., 2010)

Famille chimique Structure

Un diterpène original:

le 9,16–15,16 -diépoxy-13,14-dihydroxy,

15-méthoxylabdan-6,19-olide

un flavonoїde glycosylé :

l’apigénine-7-O-β-néohespéridoside

deux phénylpropanoïdes :

l’actéoside (Actéoside R1=R2=H),

et le fosythoside B

(Apigénine-7-O-β-néohesperidoside)

8

Introduction

D’après les résultats de la chromatographie sur couche mince (CCM) réalisé par Ghedadba et al

(2015), plusieur composants ont été caractérisées dans les extraits de M-déserti telle que : l ’

acide gallique, la quercétine, la rutine, et la kaempférol 3-O-glucoside. De plus, trois nouveaux

métabolites ont été révélés pour la première fois qui sont: l ’ acide trans-cinnamique : C 9 H 8 O

2, l’acide 4-hydroxybenzoïque : C 7 H 6 O 3; et le 4-méthyl-Catéchol : C 7 H 8 O 2(Ghedadba,

et al., 2015).

Enfin, nous signalons qu’aucune étude n’a évoqué la toxicité du genre Marrubiumchez

l’homme (Chebrouk, 2009).

Dans la littérature, il y a peu ou pas des études réalisées sur les activités biologiques des

extraits aqueux obtenus selon les modes traditionnels de préparation de Marrubium deserti de

Noé. Pour cela, l’objectif de cette étude vise à évaluer les activités biologiques (anti-oxydante et

antimicrobienne) des extraits aqueux de cette espèce qui est largement utilisée en médecine

traditionnelle en Algérie.

Ce travail comporte deux chapitres précédés par une introduction :

Le premier chapitre est consacré à la présentation du matériel végétal étudié, puis on va

détaillerons les différentes méthodes du travail expérimental ainsi que le matériel utilisé.

Le deuxième chapitre sera réservé à la présentation de tous les résultats obtenus dans

notre étude, suivi d’une discussion.

Enfin, à l’issu de ce manuscrit, une conclusion générale sera présentée portera sur une

lecture attentive des différents résultats obtenus et des perspectives qui sont un ensemble de

réflexions achèvent ce travail.

9

Chapitrer I :

Matériels et méthodes


1.1.-Matériel biologique

I.1.1.- Matériel végétal

I.1.1.1.- Choix du matériel végétal ou de l’espèce étudiée

Marrubium deserti de Noé est une espèce endémique de l’Afrique de Nord, très utilisée

en médecine traditionnelle pour traiter différentes maladies, en particulier les maladies

respiratoires et gastro-intestinales (Zaabat, et al., 2010). En plus, les activités biologiques des

extraits aqueux de cette espèce sont peu ou pas étudiées. Pour cela, cette espèce a été choisie afin

d’évaluer les activités biologiques (anti-oxydante et antimicrobienne) des extraits aqueux

obtenus selon les modes traditionnels de préparation (infusion et décoction).

I.1.1.2.- Description botanique

C’est un petit arbuste éternel, avec une hauteur de 20 à 30 centimètres. Les tiges droites

nombreuses couvertes de poils blancs donnent à la plante un aspect laineux. Les feuilles sont

petites, opposées, avec des nervures évidentes. Les fleurs roses dégageant une forte odeur et sont

généralement réunies en glomérules compacts espacées sur la tige(Ghedadba, et al., 2015).

Tableau 3: position systématique(Quézel, et al., 1963)

11

Règne Plantes

Embranchement Phanérogames ou Spermaphytes

Sous embranchement Angiospermes

Classe Endicots.

Sous classe Astéridées

Ordre Lamiales

Famille Lamiacées ou Labiées

Genre Marrubium

Espèce Marrubium deserti de Noé

ALIA, 14/05/16,

La description vient avant la répartition


I.1.1.3.- Répartition géographique

Marrubium deserti De Noé, c’est une espèce endémique poussant fréquemment dans les

lits d’oueds et vallées, leur nom vulgaire : « Djaida, Djaâda »(Maiza, et al., 1993) ; « Merriouet

sahraui »(Boudjelal, etal., 2013) ; occupe la totalité du Sahara centrale, répondue beaucoup plus

dans les wilayas d ’Ouargla, Ghardaïa, El-Goléa et Bechar. Cette espèce pousse également au

Sahara du Maroc et dans les régions arides en Tunisie. Le nom Tamahaq (targuie) de M. deserti

est « Telhert ».

I.1.1.4.- Echantillonnage

La partie aérienne de Marrubium desertide Noé a été récoltée durant deux périodes

différentes. La première récolte a été effectuée au mois de juin 2015, alors que la deuxième

récolte a été faite au mois de novembre 2015 dans la région de Touzouz – Oued M’zab (3° 62’

de longitude et 32°51’ de latitude), Wilaya de Ghardaïa (Algérie).

I.1.1.5.- Séchage

L’espèce récoltéeest coupée à l’aide d’une lame tranchante, puis déposés sur papier kraft

dans une salle foncée (pour empêcher la photo-oxydation), à l’abri de la chaleur, sous ventilation

à l'air libre et à température ambiante jusqu’à l’obtention d’un poids sec.Les échantillons ainsi

séchées sont conservées à température ambiante (15 à 20 °C) dans des boîtes dans un milieu sec

à l'abri de la lumière jusqu'à leur utilisation(Zeghad, 2009).

Figure 1:Marrubuim deserti dans la zone de Touzouz-Oued M'zab de la région de

Ghardaïa (Photo Originale)

12

ALIA, 14/05/16,

Le nom de m’espèce est en italique


I.1.2.- Souches testées

Les souches microbiennes utilisées pour évaluer l’activité antimicrobienne ont été fournies par le

laboratoire d’analyses médicales Ibn Rochd de Ghardaïa. Sept souches bactériennes :

Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Proteus mirabilis,

Staphylococcus aureus, Serratia marcescens, Entérobacter. De même, Candida albicans, une

levureesttestée.

germes Souches Références Habitat Infections

Bacille gram -

Escherichia coli ATCC25922•Matières fécales•Aliments.•Eaux usées

•Infections urinaires•Plaies septicémies•Infections respiratoires

Klebsiella pneumoniae

ATCC35657•Matières fécales•Voies aériennes supérieures•Aliments.

•Infections pulmonaires et urinaires•Plaies septicémies

Pseudomonas aeruginosa ATCC27853

•Sol, eau, plantes•Voies respiratoires•Matières fécales•Appareils sanitaires

•Infections pulmonaires et urinaires•Brûlures•Plaies septicémies

Proteus mirabilis ATCC35659•Intestin •Infections urinaires

•Infections des voies respiratoires•Septicémies

Cocci

gram +Staphylococcus aureus ATCC25923

•Peau, cheveux•Nasopharynx Périnée•Poussières, air•Aliments

•Infections cutanées, plaies, abcès•Ostéites, ostéomyélites•Infections pulmonaires•Intoxications alimentaires

Levures Candida albicans 7002•Tube digestif •Septicémies et

infections viscérales•Candidoses superficielles

bâtonnet gram -

Serratia marcescens 5307761

•divers végétaux•sol, eau ainsi•système digestif

•Infections nosocomiales•Infections circulation sanguine•Infections voies respiratoires inférieures

Coccoïde Gram +

Enterobacter cloaceae

ATCC13047 •eaux usées, douces et de mer•sol,•végétaux

•Infections urinaires basses,•pyélonéphrites, Bactériémies,

13

Tableau 4: Description des souches testés(Beddou, 2015; Grosjean, et al., 2011).


•Endocardites ,Surinfections de plaies

1.2.-.Méthodes

I.1.-

I.1.3.- Extraction

L’extraction est effectuée par décoction et infusion de matériel végétalrécolté dans deux

saisons estivaleet automnale.

Chapitre II.1.-

I.2.-

I.2.1.-

I.2.1.1.- Décoction

Le matériel végétal est mélangé avec de l’eau distillée à un rapport de 1/20 (g/ml) puis

bouillent à 98±2 °C pendant 5 min. Le mélange est laissé reposer 15 min ensuite filtré et

centrifugé à 4000g pendant 10 min(Ouedraogo, et al., 2015).

I.1.3.1.- Infusion

Le matériel végétal est mélangé avec de l’eau distillée bouillant à un rapport de

1/20 (g/ml). Le mélangé est bien agité et reposé 15 min ensuite filtré et centrifugé à 4000g

pendant 10 min(Rodrigues, et al., 2016).

I.1.4.- Détermination de rendement

Le rendement de l’extraction est déterminé après évaporation de l’eau à 103±2 °C d’un

échantillon pendant 24 heures à l’étuve (TRADE RAYPA N˚ :53485), il est exprimé en

pourcentage par rapport à la masse initiale du matériel végétal soumise à l’extraction.

I.1.5.- Screening phytochimique de Marrubium deserti

Des tests ont été réalisés sur les poudres végétales afin de déterminer de manière

préliminaire les classes phytochimiques contenues dans les plantes analysées. Il s’agit d’une

analyse qualitative basée sur des réactions de coloration et/ou de précipitation(Beddou, 2015).

14

ALIA, 05/14/16,


I.1.5.1.- Métabolites primaires

a. Protéines

La mise en évidence des protéines est effectuée par le test biuret. Chaque extrait a été

dilué avec de l'eau distillée et traitée avec du réactif du Biuret. L'apparition de la couleur rose

indique la présence de la protéine(Zakia, et al., 2015; Yves, et al., 2007).

b. Sucres réducteurs

La présence des sucres réducteurs est montrée par l’utilisation de la liqueur de Fehling.

Pour cela, 5 ml de décocté aqueux à 10 % sont évaporés au bain-marie jusqu’à l’obtention des

résidus secs. Un volume de 1 ml de réactif de Fehling a été ajouté aux résidus. La formation

d’un précipité rouge brique indique la présence des composés réducteurs(Chebrouk, 2009).

I.1.5.2.- Métabolites secondaires

a. Tannins

Pour déterminer la présence des tanins, environ 0,5 g des échantillons en poudre séché a

été bouillie dans 20 ml d'eau dans un tube à essai, puis filtré. Quelques gouttes de chlorure

ferrique (0,1%) ont été ajoutées. L’apparition de la couleur verte brunâtre ou bleue-noire indique

la présence des tanins (Edeoga, et al., 2005).

b. Saponines

Le test de Foam a été utilisé pour mettre en évidence les saponines. Ce test consiste à

dissoudre les résidus secs dans de l’eau distillée, ensuite le mélange est dilué dix fois avec de

l’eau distillée puis il est agité vigoureusement jusqu’à la formation d’une mousse. Si la mousse

formée persiste plus de 10 min, celle-ci prouve la présence des saponines dans la plante

étudiée(Munmi, et al., 2013).

c. Flavonoïdes

La présence des flavonoïdes est mise en évidence par l’ajout de quelques gouttes

d'hydroxyde de sodium aux extraits pour donner une couleur jaune intense. Si l’ajout d’un

volume d’acide chlorhydrique dilué au mélange conduit à la disparition de cette couleur, cela

indique la présence des flavonoïdes (Zakia, et al., 2015).

d. Polyphénols totaux

La mise en évidence des phénols totaux dans les extraits est réalisée par l’utilisation

d’une solution de FeCl3. Quelques gouttes de la solution alcoolique de FeCl3 (2%) sont ajoutées à

15

ALIA, 14/05/16,

J’ai pas compris pourquoi Figure II intervient ici ?????


un volume de 2 ml de l’extrait. L’apparition d’une coloration bleue noirâtre ou verte plus ou

moins foncée prouve la présence des polyphénols totaux. L’acide gallique est utilisé comme

témoin(Bidie, et al., 2011).

e. Terpènoïdes

Le résidu de chaque extrait est dissout dans 2 ml d’anhydride acétique et 0.5 ml

d’acide sulfurique concentré. L’apparition à l’interphase d’un anneau virant au bleu ou au vert

indique leurs présences(Savithramma, et al., 2011).

16


f. Stérols insaturés

La présence des stérols insaturés est mise en évidence selon la méthode décrite par

Chebrouk (2009). Les stérols insaturés sont mis en évidence par ajout de 1 ml d’anhydride

acétique au résidu du 10 ml d’extrait du plant, macéré et évaporé, Puis 1 ml de chloroforme est

ajouté. La solution obtenue et partagée dans deux tubes à essais, ensuite 1 à 2 ml de H2SO4

concentré sont ajoutés au fond de l’un des tubes, l’autre servira de témoin. La formation d’un

anneau rouge brunâtre ou violet à la zone de contact des deux liquides, révèle leur présence.

(Chebrouk, 2009).

g. Stéroïdes

La présence de stéroïdes est mise en évidence par la réaction de Libermann, quelques

gouttes d’acide sulfurique concentré et d’anhydride acétique sont ajoutées à 1 ml de l’extrait.

L’apparition d’une coloration violette puis bleue et enfin verte montre la présence des

stéroides(Olfa, et al., 2012).

I.1.6.- Analyse quantitative

I.2.2.-

I.2.3.-

I.2.4.-

I.1.6.1.- Dosage des polyphénols totaux

Le dosage des polyphénols totaux par le réactif de Folin-Ciocalteau a été décrit dès 1965

(Singleton et Rossi, 1965 ; Boizot et Charpentier, 2006).Son utilisation s’est largement répandue

pour caractériser les extraits végétaux d’origine la plus diverse. Le réactif est constitué par un

mélange d’acide phospho-tungstique (H3PW12O40) et d’acide phospho-molybdique (H3PMo12O40).

Il est réduit, lors de l’oxydation des phénols, en un mélange d’oxydes de tungstène et de

molybdène (Ribereau-Gayon, 1968).La coloration bleue produite est proportionnelle à la

quantité des polyphénols présents dans les extraits végétaux. La mesure de l’absorbance est

effectuée à 765 nm par un spectrophotomètre (DIALAB DTN-410) après une heure de repos à

l’obscurité. Une courbe d’étalonnage est effectuée en prenant l’acide gallique comme référence.

17

ALIA, 14/05/16,

reformuler

ALIA, 18/05/16,

J’ai pas bien compris ça


Les résultats sont exprimés en mg équivalent d’acide gallique pour 1g de poids sec de

Marrubium deserti (mg EAG/g de matière sèche) (Telli, 2009).

I.1.6.2.- Dosage des flavonoïdes

Les flavonoïdes totaux sont déterminés selon le test colorimétrique de Kim et al (2003)

avec quelques modifications. L’absorbance de développement de la couleur rose est déterminée à

510 nm par un spectrophotomètre (DIALAB DTN-410). La préparation de la courbe

d’étalonnage est faite avec la rutine et les résultats sont exprimés en mg équivalent en rutine par

1 g du poids sec d’échantillon (mg ER/gde matière sèche) (Telli, 2009).

I.1.6.3.- Dosage des acides-phénols

L’estimation du taux des acides-phénols est effectuée selon la méthode D’ARNOW

(Szaufer-Hajdrych, 2004). 1 ml d’échantillon est mélangé avec 5 ml de l’eau distillée, 1 ml

HCl (0,5 M), 1 ml de réactif D’ARNOW et 1 ml de NaOH (1 M) et le volume est accompli à 10

ml par l’eau distillée. L’absorbance est mesurée à 490 nm (DIALAB DTN-410). La teneur en

acides-phénols est exprimée en mg en équivalent d’acide caféique (EAC) par gramme du pois

sec.

I.1.6.4.- Dosage des tanins condensés

La teneur en tannins condensés est effectuée selon la méthode décrite par SUN et al.

(1998). A 0,2 ml d’extrait, 1 ml de réactif de vanilline 1% fraichement préparé est additionné.

Après incubation pendant 20 min à 30 °C, l’absorbance est mesurée à 510 nm (DIALAB DTN-

410). Les tannins condensés sont calculés en mg équivalent de (+) catéchine par gramme poids

sec.

I.1.7.- Détermination des activités biologiques

I.2.5.-

I.1.7.1.- Evaluation de l'activité antioxydant

I.1.7.1.1.-Test d’ABTS[acide 2,2’ azinobis (3-éthyl-benzothiazoline-6-sulfonique]

L’activité anti-oxydante a été mesurée en utilisant une méthode améliorée d’ABTS

comme décrit par Cai et al. (2004). La solution de radical cation (ABTS•+) est préparée par la

réaction d’ABTS (7 mM) et persulfate de potassium (2,45 mM) pendant 16 heures en obscurité

et à 23 °C. La solution d’ABTS•+ obtenue est diluée avec de l’éthanol (80%) afin d’obtenir une

18


absorbance de 0,700±0,02 à 734 nm. A 3,9 ml de la solution d’ABTS•+ (0,700±0,02) est

additionné 0,1 ml d’échantillon testé et mélangés vigoureusement. Le mélange réactionnel est

laissé reposer à 23 °C pendant 6 min et l’absorbance à 734 nm (DIALAB DTN-410) est

immédiatement enregistrée. Une courbe d’étalonnage est préparée en utilisant le Trolox comme

standard à différentes concentrations (50 à 500 µM). Les résultats sont exprimés en µM en

équivalent de Trolox par g du poids sec.

19


I.1.7.1.2.- Test de DPPH (2,2’-diphényl-1-picrylhydrazyl)

Le test de DPPH est fait selon la méthode de Brand-Williams et al. (1995) avec quelques

modifications. La solution de DPPH est préparée par dissolution de 25 mg de DPPH avec 100 ml

de méthanol (80%). La solution utilisée est diluée par le méthanol afin d’obtenir une absorbance

de 1,700±0,02 à 515 nm. Les extraits de Marrubium deserti (100 µl) sont réagis avec 3900 µl de

la solution de DPPH pendant 30 min à l’obscurité, puis l’absorbance de mélange est lu à 515 nm

(DIALAB DTN-410). Le Trolox est utilisé comme standard pour la préparation de la courbe

d’étalonnage (50 à 500 µM). Les résultats sont exprimés en µM ET/g du poids sec.

I.1.7.1.3.-Test de FRAP (pouvoir réducteur de fer ferrique)

Le test de FRAP est fait selon la méthode de Benzie et Strain (1996) avec des petites

modifications. La solution de FRAP est fraichement préparée par mélange de 10 ml de 300 mM

de tampon acétate (pH 3,6), 1 ml d’une solution de 10 mM TPTZ (2, 4, 6-tripyridyl-s-triazine) et

1 ml d’une solution de FeCl3.6H2O et après chauffé à 37 °C avant l’utilisation. 150 µl des

extraits ont été réagis avec 2850 µl de la solution de FRAP pendant 30 min à l’obscurité. La

lecture de produit coloré (le complexe tripyridyltriazine ferreux) a été effectuée à 593 nm

(DIALAB DTN-410). La courbe d’étalonnage de Trolox est linéaire entre 50 et 800 µM. Les

résultats ont été exprimés en µM équivalent de Trolox ET/g du poids sec de matériel végétal.

20


I.1.7.2.- Evaluation de l'activité antimicrobienne

I.3.-

I.3.1.-

I.3.2.-

I.3.3.-

I.3.4.-

I.3.5.-

I.3.5.1.-

I.3.5.2.-

I.1.7.2.1.- Préparation des précultures

Les souches microbiennes à tester ont été cultivées dans des boites de pétrie contenant de

la gélose nutritive. Après 18h d’incubation à 37°C, des suspensions microbiennes d’une densité

optique de 0.5 Mc Farland a été préparées, pour chaque microorganisme, dans le bouillon

nutritif Muller Hinton (Mohammedi, 2006).

I.1.7.2.2.-Préparation de la gamme des dilutions des extraits

La gamme des dilutions a été préparée dans quatre tubes à essais stérile numérotés de 1 à

1/8 par la méthode de la double dilution selon une progression géométrique de raison 1/2.

21


I.1.7.2.3.-Sensibilité des souches vis-à-vis des antibiotiques

A.- Choix des antibiotiques

Un antibiogramme permet de tester sur milieu de culture l’action des antibiotiques sur les

souches bactériennes pour le but d'identification. Le choix des antibiotiques a été fait en fonction

des germes testés.

Tableau5: classes des antibiotiques utilisés (C.A.S.F.M, 2010)

22


Suite de tableau5

23


B.- Principe

Les méthodes de diffusion ou antibiogrammes standards sont les plus utilisées par les

laboratoires de diagnostic. Des disques de papier buvard, imprégnés des antibiotiques à tester,

sont déposés à la surface d'un milieu gélosé, préalablement ensemencé avec une culture purede la

souche à étudier. Dès l'application des disques, les antibiotiques diffusent de manièreuniforme si

bien que leurs concentrations sont inversement proportionnelles à la distance dudisque. Après

incubation, les disques s'entourent des zones d'inhibition circulairescorrespondant à une

absence de culture (Mohammedi, 2006).

Plus le diamètre de cette zone d'inhibition est grand plus la souche est sensible à

l'antibiotique, et vice versa. On peut alors classer la souche étudiée en : sensible (S),

intermédiaire (I) ou résistante (R). En comparant le diamètre d'inhibition à des valeurs critiques

établies expérimentalement et diffusées par la (C.A.S.F.M, 2010).

I.1.7.2.2.- I.1.7.2.3.- Méthode de microdilution

A. Principe

La méthode utilisée est décrite par le Comité de l’antibiogramme de la Société française

de microbiologie (CASFM, 2007) avec quelque modification. Elle est réalisée en milieu liquide,

sur microplaque de 96 puits. Le composé à tester est dilué dans du milieu de culture MH (milieu

Mueller-Hinton) qui est la solution mère. Une dilution en série de cette solution mère,

également dans du milieu MH, permet d’obtenir diverses solutions filles (réalisation d’une

gamme de concentrations, 1, 1/2, 1/4, 1/8). À partir d’une préculture de bactéries (24 heures à 37

°C) sur milieu gélosé MH, une suspension bactérienne contenant une concentration de 0.5

Mc Farland est réalisée. Chaque puits mélangé contient alors : 100 μl de la suspension

bactérienne, 50 μl d’une solution de la gamme de dilution du composé testé et 50 μl de MH.

Après 18–24 heures d’incubation à 37 °C, les densités optiques bactériennes sont

déterminées par un spectrophotomètre de plaque (Mindray MR-96A). Pour lesquelles il n’y a

aucun développement bactérien (absence de trouble du milieu de culture). On détermine la

CMI comme étant la différence des absorbances avant et après 24 heures d’incubation est

proche à 0 (Zaabat, et al., 2010)

24


B. Pourcentage d'inhibition

Le pourcentage de l’inhibition de la croissance cellulaire a été calculé par l’équation :

Inhibition = (A control – A test) / A control x 100%

A control: est la densité optique à 625 nm du témoin sans extrait

A test: la densité optique à 625 nm du test(Mohammedi, 2006).

I.1.8.- Analyse statistique :

Les résultats sont été exprimés en moyenne ± écart type de trois réplicas analytiques.

L’ANOVA a été réalisée pour évaluer la variabilité entre les paramètres étudiés. La régression

linéaire a été utilisée comme model afin de déterminer IC50. Pour déterminer la corrélation entre

les méthodes de l’activité antioxydant et de la contribution de déférents composés phénoliques à

la capacité anti-oxydante de coefficient de corrélation de Person a été calculée. Toutes les

analyses ont été réalisées par XLSTAT 2009.

On classer les différences de variabilité en fonction de P (probabilité de mettre en

évidence des différences significatives) :

P ˃ α = 0,05 : différence non significatives.

P ≤ α = 0,05 : différence significatives.

P ≤ α = 0,01 : différence hautement significatives.

P ≤ α = 0,001 : différence très hautement significatives(Ali Boutlelis, 2014).

25

ALIA, 22/05/16,

Même remarque pour les références

Partie aérienne de Marrubium deserti

Décoction Infusion

(1/20 : p/v)98±2 °C5 min

Récolté période automneRécolté période été

Décoction Infusion

(1/20 : p/v) distilléebouillie

(1/20 : p/v)98±2 °C 5min

(1/20 : p/v) distilléebouillie

Centrifugation4000g/10min

Ext décoction été Ext infusion été Ext décoction automne Ext infusion automne

Chaque extrait

Analyses

Détermination de rendement

Screening phytochimique

Analyse quantitative

Evaluation d’activité biologique

Activité antimicrobienne

Activité antioxydante

Centrifugation4000g/10min

Analyse statistique


I.1.9.- Plan d’étude

26

Figure 2 : plan d’étude

Chapitrer II :

Résultats et discussions


IIII.1.- Rendement d’extraction

Les résultats de rendement d’extraction des différents extraits aqueux de Marrubium

deserti sont représentés dans la figure 3.

été automne0

1

2

3

4

5

6

7

8

InfusionDécoction

Saison de récolte

Ren

dem

ent d

'ext

ract

ion

(%)

Figure 3 : Rondement d’extraction des différents extraits aqueux de Marrubium deserti.

Ces résultats ont montré que l’infusion d’été a le rendement le plus élevé qui est de

l’ordre de (7,1%), suivi par celui de l’infusion d’automne avec un taux de (5.17%), alors que les

décoctions d’été et d’automne ont des rendements faibles en comparaison avec l’infusion et qui

sont (4.54%) et (4.32 %) respectivement.

Les résultats obtenus par Zaabat (2010), ont reporté que le rendement de l’extrait

méthanolique de Marrubium deserti est(10%) qui est plus élevé par rapport à nos extraits, ce qui

signifié que le rendement d’extraction varient non seulement d’une plante à une autre de la

même famille mais également en fonction des paramètres de l’extraction : rapport solide-

liquide, la température, le coefficient de diffusion de solvant et surtout la nature de solvant

d’extraction (Bougandoura, 2011).

II.2.- Analyses phytochimiques de Marrubium Deserti

La présence de certains métabolites (primaires et secondaires) dans l’espèce étudiée

(Marrubium deserti) est déterminée par des tests appropriés. Les résultats obtenus présentés dans

25

ALIA, 21/05/16,

Il faut mentionner l’espèce


le tableau 6, ont montré que la partie aérienne de Marrubium deserti est riche en différents

composés pouvant actifs.

Tableau 5:Résultats de

screening phytochimique

réalisé sur la partie aérienne de Marrubium

deserti.

II.3.- Analyses quantitative

II.3.1.- Teneur en polyphénols totaux

Les polyphénols sont des molécules bioactives très recherchées parce qu’elles sont

réputées pour leurs excellentes propriétés antioxydantes et antimicrobiennes. Le dosage de ces

composés a été effectué par la méthode colorimétrique de Folin-Ciocalteu(Annexe01). La figure

4 représente les teneurs en polyphénols totaux des différentes préparations de M. deserti.

26

Familles chimiques Présence dans le matériel végétal

Polyphénols totaux +Tanins condensés +

Flavonoïdes +Saponines +

Terpènoïdes +Stérols insaturés +

Stéroïdes +Sucre Réducteurs +

Protéines +


été automne0

2

4

6

8

10

12

14

InfusionDécoction

Saison de récolte

Tene

ur e

n po

lyph

énol

s tot

aux

(mg

GAE/

g)

Figure 4: Teneur en polyphénols totaux des différentes préparations de M. deserti.

Il ressort de ces résultats que les teneurs en polyphénols les plus importantes sont

enregistrées pour les infusions d’automne et d’été avec des taux de 12.46 mg GAE/g et 11.58 mg

GAE/g respectivement. En ce qui concerne la décoction, nous constatons que la plante récoltée

en été a une teneur en polyphénols supérieure à celle de la plante récoltée en automne (10.72 mg

GAE/g et 8.17 mg GAE/g respectivement).

Les taux des polyphénols trouvés dans cette étude sont supérieurs à ceux trouvés par

(Djeridane, et al., 2010), où ils ont trouvé une concentration de 03.67 mg GAE/g des

polyphénols totaux dans l’extrait méthanolique de M. deserti; mais ils sont inférieurs à ceux

obtenus par (Belyagoubi Né Benhammou, 2011) dans l’extrait méthanolique : 235.185 mg

EAG/g MS.

La comparaison des teneurs en polyphénols totaux des deux saisons fait ressortir que la

saison de récolte a un effet sur le taux des polyphénols. Les extraits d’automne possèdent une

teneur plus élevée par rapport aux extraits d’été. En effet, la teneur en phénols totaux se

diffère selon l’état de développement physiologique de la plante car la plante qu’on a récolté

en automne est riche en feuilles et porte des fleurs en comparaison avec la plante récoltée en été.

Il est à noter que les feuilles sont le siège des réactions photochimiques et réservoirs de matières

organiques qui en dérivent(Ould el hadj, et al., 2003 ; Maria, et al., 2009).

En ce qui concerne le mode de préparation, nous constatons que l’infusion donne les

meilleurs rendements des polyphénols par rapport à la décoction. Celle-ci peut être expliquée par

la différence de la température d’extraction.

27


Ces variabilité des teneurs en polyphénols peut être due au : Facteurs édaphiques de la

plante étudiée(Djahra, 2014 ; Belyagoubi Née Benhammou, 2011) ; type du microclimat et aussi

des étages bioclimatiques où poussent la plante(Belyagoubi Née Benhammou, 2011) ; conditions

de récolte(Belyagoubi Née Benhammou, 2011 ; Hammoudi, 2015) ; séchage et conservation de

la plante ; génotype de la plante parce qu’elle est endémique(Belyagoubi Née Benhammou,

2011 ; Hammoudi, 2015) ; stade de développement et maturité et l’étape physiologique de la

plant lors de la récolte(Mahmoudi, et al., 2013 ; Belyagoubi Née Benhammou, 2011 ;

(Hammoudi, 2015) ; facteurs environnementaux du plant , sécheresse, nature du sol, agressions

et maladies ; méthode d'extraction (Hammoudi, 2015).

D’après les résultats de l’analyse de variance à deux facteurs (facteur 1 : la saison, facteur

2 : le mode de préparation ), aucun variation significative de teneur en polyphénol totaux en

fonction des deux facteurs et même l’intersection entre eaux(Annexe05).

II.3.1.1.- Teneur en flavonoïdes

Le dosage des flavonoïdes est réalisé par la méthode colorimétrique au chlorure

d’aluminium (AlCl3) décrite par (Kim et al., 2003) avec quelques modifications (Annexe02).

La figure 5 représente les teneurs en flavonoïdes des différentes préparations de M. deserti.

été automne0

2

4

6

8

10

12

14

InfusionDécoction

Saison de récolte

Tene

ur e

n fla

vono

ïdes

(m

g ER

/g)

Figure 5: Teneur en flavonoïdes des différentes préparations de M. deserti.

Ces résultats révèle que la teneur en flavonoïdes varie entre les deux méthodes de

préparation (infusion, décoction) et même en fonction de saisons de récolte (été, automne). En

effet, la teneur la plus élevée est enregistrée pour la décoction de la plante récoltée en été

(11,48mg ER /g), suivie par l’infusion de la même saison (9,25 mg ER /g), alors que la saison

28


d’automne est caractérisée par un taux faible de flavonoïdes en comparaison avec la saison d’été

pour les deux préparations (9,08 mg ER /g pour la décoction et 7,77mg ER/g pour l’infusion).

La concentration des flavonoïdes dans les extraits de la plante dépend de la polarité des

solvants utilisés dans la préparation d’extrait(Ghedadba, et al., 2015), et en tant que nos extraits

sont aqueux, donc on a une égalité relative entre eux. Aussi l’inégalité du teneur en flavonoïdes

entre les deux saisons presque négligeable.

Nos extraits aqueux donne les teneurs les plus élevé en flavonoïdes on comparaison avec

les extraits méthanolique (Belyagoubi Né Benhammou, 2011), (Djeridane, et al., 2010).

Il a été prouvé que les teneurs en flavonoïdes sont élevées lorsque le milieu de vie de la

plante n'est pas adéquat, dans ce cas la plante favorise la synthèse des métabolites

secondaires afin de s'adapter et de survivre(Hammoudi, 2015).

Les résultats de l’analyse de variance à deux facteurs (facteur 1 : la saison, facteur 2 :

mode de préparation) sont portés dans (Annexe06). D’après ces résultats, il ressort que les

facteurs 1 et 2 ainsi que leur interaction ont des effets non significatifs sur les teneurs en

flavonoïdes.

II.3.1.2.- Teneur en Tanins condensés

La quantification des tanins condensés a été effectuée par une méthode adaptée par

Sun et al 1998(Annexe03). La figure 6 représente les teneurs en tanins condensés des

différentes préparations de M. deserti.

été automne0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

InfusionDécoction

Saison de récolte

Tene

ur e

n ta

nins

cond

ensé

s(m

gEC/

g)

Figure 6: Teneurs en tanins condensés des différentes préparations de M. deserti.

29


Les teneurs en tanins condensés des extraits aqueux de M. deserti varient de 0.064 à

0.21 mg EC /g, dont les infusions des deux saisons (été et automne) sont les plus riche en tanins

condensés ; avec 0.21 mg EC /g pour l’été, suivi par 0.14 mg EC /g pour l’automne ; alors que

les décoctions extraite moins des tanins ; avec une concentration de 0.09 mg EC /g pour l’été, et

0.064 mg EC /g pour l’automne.

Si on fait la comparaison des teneurs en tanins condensés de nos extraits avec celle

deBelyagoubi et al. (2011) ; nous remarquons qu’il y a une différence assez important, et que

nos extraits n’a réussi d’extraire qu’une faible quantité des tanins condensés ;dont ils ont trouvé

25.021 mg EC/g MS ; qui peut être expliqué probablement par l’état de la plante lors de la

récolte. étant donné que le stade de dévloppementde la plante a une influence sur les résultats de

dosage des tanins. En effet, plus la plante est mature, plus il y a diminution de la teneur en

tanins(Mahmoudi, et al., 2013).

D’autres facteurs peuvent influencer les résultats de dosage des tanins parmi lesquels on

peut citer : la sensibilité des tanins à des plusieurs voies de dégradation (la lumière,

l’oxydation), les conditions culturales, climatiques, ainsi que la nature chimique des tanins

(hydrolysables, condensés) et les conditions opératoires(Mahmoudi, et al., 2013).

Afin de montrer l’influence du mode de préparation des extraits et al saison de récolte

sur la teneur en tanins condensés, une analyse de variance à deux critères de variation est faite. A

partir des résultats de cette analyse de variance (Annexe07), il ressort que le facteur (mode de

préparation) a une influence significative sur les taux des tanins condensés.

30


II.3.1.3.- Teneur en acides phénols

La détermination quantitative des acides phénols par la méthode D’ARNOW décrit par Szaufer-

Hajdrych en 2004(Annexe04). La figure 7 représente les teneurs en acides phénols des

différentes préparations de M. deserti.

été automne0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

InfusionDécoction

Saison de récolte

Tene

ur e

n ac

ides

phé

nols

(mg

EAC/

g)

Figure 7: Teneur en acides phénolsdes différentes préparations de M. deserti.

Les teneurs en acide phénol des différents extraits de Marrubium deserti montre que la

saison d’été présente les concentrations les plus élevé en acides phénols, elles sont de l’ordre de

0.50 mg EAC/g pour la décoction et 0.23 mg EAC/g pour l’infusion ; alors que la saison

d’automne 0.29 mg EAC/g pour l’infusion et 0.26 mg EAC/g pour la décoction.

Nos résultats sont faibles en comparaison avec celui de Djeridane et al. (2010), qui ont

reporté que la teneur en dérivés hydroxybenzoïque dans extrait méthanolique de M. deserti est

de l’ordre de 1.24 mg EAC/g.

D’après une analyse de variance à deux critères de variation, la saison et le mode de

préparation a été réalisé. L’annexe08, montre qu’il y na pas une variance significative de teneur

en acide phénol en fonction de ces paramètres a comparés.

La contribution entre les déférents composés phénoliques est détermine à l’aide d’un

matrice de corrélation, les résultats (Annexe12)montre une forte contribution entre les

polyphénols totaux et les tanins condensés d’un part et entre les flavonoïdes et les acides phénols

d’autre part, R est compris entre 0.696 et 0.7678 respectivement.

31


II.4.- Activités biologique

II.4.1.- Activités Antioxydantes

L'activité antioxydante invitro de nos extraits a été évaluée partrois tests à savoir le

DPPH, ABTS, et FRAP.

II.4.1.1.- Inhibition de radical de DPPH

L’activité anti-radicalaire des différents extraits deMarrubiumdeserti vis-à-vis du radical

DPPH (1,1-diphényl-2-picrylhydrazyle).

L’évaluation de l'activité antioxydante des extraits de M. deserti a été faite en

comparaison avec deux antioxydants standards : le trolox (acide-6-hydroxy-2,5,7,8-

tetramethylchroman-2 carboxylique)(Hammoudi, 2015)(analogue structural hydrosoluble de la

vitamine E) et le BHT.

L’activité anti-radicalaire des différents extraits de M. dessertiainsi que les standards sont

exprimée en IC 50 (la concentration du substrat qui inhibe50% de l’activité de DPPH)(Zaabat,

2010) ; présentées dans le tableau6 ; où plus l’IC 50 d’une substance est faible plus leur activité

antioxydante est importante.

Tableau 6 : Activité antioxydante desextraits deM. dessertidéterminée par les tests DPPH et des standards.

saison mode de préparation IC50 (mg/ml)

étéInfusion 0,70

Décoction 0,48

automneInfusion 0,38

Décoction 0,62

standardsTrolox 0,56BHT 0,39

Selonle tableau 7, nous constatons que les extraits deM. desertiont un effet bénéfique

contre les dommages des radicaux libres ;et leurs activité antiradicalaire est dose

dépendante(Ghedadba, et al., 2015) . Le meilleur résultat obtenu est celui de l’infusion automne

qui a donné un IC 50 de l’ordre de 0.38 mg /ml suivi par ladécoction été0.48 mg /ml et décoction

automne 0.62 mg/ml, puis l’infusion été vient au dernier avec une IC 50 égale à 0.70 mg/ml.

Les extraits de M deserti ont une activité antiradicalaire plus puissante que le trolox

(antioxydant de référence), qui est de l’ordre de 0.56 mg/ml. Car les IC 50 des deux meilleurs

32

ALIA, 23/05/16,

La phrase ne commence jamais par dont

ALIA, 23/05/16,

Il s’agit de matériel et méthodes


extraits de M deserti sont inferieur à celle trolox. Mais en termes de comparaison avec l’autre

standard(BHT), nos extraits sont moins actifs à l’exception de l’infusion automne qui a un IC50

inferieur à celle de BHT.

Les composés phénoliques semblent être de bons candidats pour leurs activités

antioxydantes du fait de la présence de nombreux groupements hydroxyles, pouvant réagir

avec les radicaux libres(Chekhar, et al., 2015).L’activité antiradicalaire des extraits de M deserti

est probablement liée à leurs contenus en polyphénols, flavonoïdes et en tanins. Selon les travaux

deGhedadba et ses collaborateurs (2014) sur l’espèce M. vulgare, cette activité est due aux

phénylpropanoïdes glycosides(Ghedadba, et al., 2014), qui sont capables d’inhiber in vitro

l’oxydation des LDL par le cuivre Cu2+ (Ghedadba, et al., 2015).

D’après les résultats de l’analyse de variance à deux facteurs (facteur 1 : la saison,

facteur 2 : mode de préparation) illustré dans annexe 9. On observe une variation significative

de potentiel antioxydant DPPH en fonction de mode de préparation.

II.4.1.2.- Résultats du test de réduction de radical FRAP(Ferric Reducing

Antioxidant Power or Plasma)

Les résultats de l’activité antioxydant évaluée par les tests de FRAPdes différents extraits

aqueux de M. dessertiainsi que les standards, ont été exprimée en IC 50 et illustrés dans le

tableau 8.

Tableau 7 : Résultats de l'activité antioxydante évaluée par les tests de FRAP des extraits M.

desserti et des standards.

saison mode de préparation IC50 (mg/ml)

été Infusion 0,14

Décoction 0,23

automne Infusion 0,19

Décoction 0,22

trolox 0,22

33

ALIA, 23/05/16,

atériel et méthodes n’a rien avoir avec résultats et discussions

ALIA, 23/05/16,

Essaye d’introduire les analyses statistiques ANOVA et corrélation pour chaque test


D’après le tableau 7, on constate que la majorité les extraits de M deserti ont montré une

activité antiradicalaire puissante que l’antioxydant de référence (trolox) ; dont trois extraits ont

des IC50 inférieur à celle de trolox, et le quatrième est légèrement supérieur à ce dernier ; qui

sont par ordre croissant : 0.14 mg/ml pour l’infusion été, 0.19 mg/ml pour l’infusion automne,

0.22 mg/ml pour la décoction automne, 0.22 mg/ml pour le trolox, et 0.23 mg/ml pour la

décoction été.

Si on compare les IC50 des extraits entre eux d’un point de vue saison de récolte, on remarque

que les extraits d’été ont les IC50 les plus bas, sachant que les extraits d’été ont les teneurs les

plus élevé en flavonoïdes par apport aux extraits d’automne ; donc on estime que cette activités

antiradicalaire est due au flavonoïdes ; et ça est en accord avec ce qu’est décrite par Ghedadba, et

al. En (2015) ;où ils ont dit : Cette activité est peut interpréter par la richesse de ces extraits en

composés phénoliques, on peut déduire alors de ce test que les polyphénols notamment les

flavonoïdes jouent un rôle très important dans la chélation des métaux de transition impliqués

dans la réaction de Fenton (formation de radicaux hydroxyles résultant de la réaction du fer avec

le peroxyde d’hydrogène) (Ghedadba, et al., 2015).

La complexation des ions métalliques par les polyphénolsinduit typiquement un

déplacement bathochrome de leurs bandes d’absorption dans le domaine UV-Visible. Les

étudesmenées par Van Acker et al sur la chélation des ions du ferpar certains flavonoïdes ont mis

en évidence les sites essentiels pour la chélation des ions métalliques :

• Les groupes 3 ’ -hydroxy et 4 ’ -hydroxy du cycle B (lesfonctions catéchol),

• les groupes 3-hydroxy et 4-oxo du cycle C (le motifénone),

• les groupes 4-oxo et 5-hydroxy en position 3. Ainsi, laquercétine qui combine tous ces

substituants est un complexant métallique particulièrement efficace(Ghedadba, et al., 2015).

Ce processus d’autoxydation dépend de multiples paramètres tels que la concentration de

l’ion métallique et du polyphénol, la température, le pH, la présence d’agents

complexants(Ghedadba, et al., 2015).

L’organisme d’un humain adulte possède 4 g de fer dontenviron 2/3 sous forme

d’hémoglobine (transport de O 2 dansle sang). Dix pourcents supplémentaires sont sous forme

demyoglobine (transport de O 2 dans les muscles) et une faiblequantité dans plusieurs enzymes

contenant du fer (Ex : lesmon-oxygénases à cytochromes P 450). Le fer existe dansl’alimentation

sous la forme oxydée Fe+3. L’acide chlorhydrique sécrété par la paroi de l’estomac permet sa

34

ALIA, 23/05/16,

Tu ne peux pas utiliser ça (bibliographie)


solubilisation et la vitamine C et/ou les polyphénols de l’alimentationréduisent une partie du

Fe+3en Fe+2 et facilitent son absorption. Ils existent des maladies impliquant des anomalies

dumétabolisme de fer. En dessous du taux optimal, il y a risqued’anémie et au-dessus risque de

stress oxydant(Ghedadba, et al., 2015).

Pour déterminer la variabilité de la capacité antioxydant FRAP, une l’analyse de

variance à deux critères de classification est effectuée, et les résultats sont résumés dans l’annexe

10. Cette analyse met en évidence l’effet significatif de la variation en fonction de la saison,

mode de préparation et leur interaction.

II.4.1.3.- Résultats du test de réduction de radical ABTS

L’évaluation de pouvoir antioxydant des extraits de M.desrti via le test d’ABTS a été fait

selon la méthode améliorée décrit par Cai et al. (2004).

Les résultats de l’activité antioxydant évaluée par les tests d’ABTS des différents extraits

aqueux de M. dessertiainsi que les standards, ont été exprimée en IC 50 et illustrés dans le

tableau 9.

Tableau 8 : Activité antiradicalaire des des extraits de M deserti, et des standards evalue par la

méthode d’ABTS

saison mode de préparation IC50 (mg/ml)été Infusion 0,18

Décoction 0,21automne Infusion 0,29

Décoction 0,21trolox 0,35

D’après le tableau 9, on constate que les IC 50 de nos extraits sont inférieur à celle de

trolox ; donc l’activité antiradicalaire des extraits de M deserti est très puissante que

l’antioxydant de référence (trolox) ; où le meilleur résultat obtenu est enregistré dans l’infusion

été 0.18 mg/ml (presque la moitié d’IC50 de trolox), suivi par la décoction des deux saisons (été

et automne) 0.21 mg/ml, puis l’infusion automne 0.29 mg/ml, et finalement le trolox 0.35 mg/ml.

D’après la comparaison des IC50 des deux saisons on voit que les IC50 les plus bas sont

obtenue dans les extraits d’été.

Les résultats d’analyse de variance de pouvoir antioxydant ABTS à deux facteurs

obtenus dans l’annexe 11, où le premier facteur est la saison de récolte, alors que le deuxième

35


facteur est le mode de préparation, révèlent que aucune variation signification de l’activité

antioxydant ABTS en fonction de ces facteurs.

D’après la matrice de corrélation entre les méthodes de l’activité antioxydant et de la

contribution de déférents composés phénoliques à la capacité anti-oxydante, en calcule le

coefficient de corrélation de Pearson (annexe 12.), nous pouvons ensuite ressortir que les

différentes variables étudiées sont fortement corrélées. Donc Une forte corrélation entre la

teneur en polyphénol totaux et l’activité antioxydantes DPPH avec R de l’ordre 0.8668 et avec

un R de 0.5859 pour le balayage des radicaux libres de FRAP.

De même cette corrélation montre une contribution de la teneur en tanins condensés avec

l’activité antioxydant DPPH et surtout la capacité anti-oxydante FRAP par un R de l’ordre

0.9555.En fin la teneur en acide phénol a une forte corrélation avec l’activité antioxydant ABTS

par un R de 0.7222.

II.4.2.- Activité antimicrobienne

II.4.2.1.- Pouvoir antimicrobien de l’antibiotique

L’antibiogramme a pour but de l’identification et de prédire la sensibilité d’un

microorganisme vis-à-vis d’un ou plusieurs antibiotiques. Cette sensibilité est exprimée par

l’apparition de zones d’inhibition autour de ces disques. Les mesures de celles-ci sont

présentées dans les :tableau 9 ettableau 10 suivante :

Tableau 9 : résultats des antibiogrammes

Proteus mirabilis

Escherichia coli

Serratia marcescens

Klebsiella pneumoniae

Enterobacter cloaceae

Amoxcilline Résistant Résistant Résistant Résistant RésistantAmpicilline Résistant Résistant Résistant Résistant Résistant

Amoxicilline + Acide clavulanique

Résistant Résistant Résistant Résistant Résistant

Céfalotine sensible Résistant Intermédiai Intermédiaire Sensible

36


reCefazoline sensible Résistant Intermédiai

reIntermédiaire Sensible

Cefuroxime sensible sensible sensible Sensible Sensible

Cefoxitine sensible sensible sensible Sensible sensible

Céfotaxime sensible sensible sensible Sensible sensible

Ceftazidime Sensible Sensible Sensible Sensible Sensible

Cefixime sensible sensible Sensible Sensible sensible

Gentamicine sensible sensible Sensible Sensible sensible

Amikacine sensible sensible Sensible Sensible sensible

Péfloxacine Sensible sensible Sensible Sensible sensible

Ciproflaxacine sensible sensible Sensible Sensible sensible

Fosfomycine sensible sensible Sensible Sensible sensible

Triméthoprine +Sulfaméthoxaole

sensible sensible Sensible Sensible sensible

Furanes sensible sensible Sensible Sensible sensible

Imipénème sensible sensible Sensible Sensible sensible

Tableau 10 : résultats des antibiogrammes

Antibiotiques Staphylococcus

aureus

Antibiotiques Pseudomonas

aeruginosa

Pénicilline Sensible Ticarcilline Résistant

Oxacilline Sensible Ticarcilline +

A,calvulanique

Résistant

Céfoxitine Sensible Pipéracilline Résistant

Céfotaximine Sensible Céftazidime Résistant

Céfixime Sensible Rifampicine Résistant

37


Gentamicine Sensible Aztreonam Résistant

Kanamycine Sensible Gentamycine Sensible

Erythromycine Sensible Amikacine Sensible

Clindamycine Sensible Nétilimicine Sensible

Pristinamycine Sensible Tobramycine Sensible

Teicoplanine Sensible Ciprofloxacine Sensible

Ofloxacine Sensible Lévofloxacine Sensible

Vancomycine Sensible Fosfomycine Sensible

Tétracycline Sensible Imipénème Sensible

Rifampicine Sensible Colistine Sensible

Fosfomycine Sensible

Acide fusidique Sensible

Triméthoprime

+sulfaméthoxazole

Sensible

Chloramphénicol Sensible

Amikacine Sensible

II.4.3.- Pouvoir antimicrobien des extraits

Les concentrations minimales inhibitrices (CMI) desextraits aqueux de Marrubium

deserti contre les microorganismes testés sont présentées dans le tableau12.

Eté AutomneInfusion Décoction Infusion Décoction

Escherichia coli 8,73 10,58 10,05 11,77Staphylococcus aureus 17,47 - - 5,88Pseudomonas aeruginosa - - - -

38

Tableau11 :Concentrations minimales inhibitrices (CMI en mg /ml) des extraits aqueux de

Marrubiumdeserti.

ALIA, 20/05/16,

Tu dois mettre le titre avant le tableau


Serratia marcescens 8,73 21,17 20,10 11,77Enterobacter cloaceae 8,73 10,58 - 11,77Klebsiella pneumoniae - 10,58 - -Proteus mirabilis 17,47 21,17 - -Candida albicans 4,37 10,58 5,03 5,88

Les résultats illustrés dans le tableau 12, indiquent que : les extraits aqueux de

Marrubium deserti ont une activité antimicrobienne très importante. Ils inhibent la croissance de

la majorité des souches microbiennes testées mais avec des CMI différentes. Il apparait que

Candida albicans et Staphylococcus aureussont les souches les plus sensibles car elles ont les

CMI les plus faibles qui sont 5.03 et5.88mg/ml, respectivement. A l’opposé, Serratia

marcescens et Proteus mirabilis ont montré les valeurs de CMI les plus élevées (21.17mg/mL).

Néanmoins Pseudomonas aeruginosaest la souche la plus résistante, aucun extrait n’a réussi à

atteindre une concentration minimale inhibitrice.

Il ressort de ces résultats aussi que les extraits de la plante récoltée en été (infusion,

décoction) sont les plus actifs vue le nombre des souches inhibées ; dont l’infusion a inhibé la

croissance de toutes les souches testées à l'exception de Pseudomonas aeruginosa etKlebsiella

pneumoniae ; tandis que la décoction a inhibé la croissance de toutes les souches testées sauf

Pseudomonas aeruginosaet Staphylococcus aureus.

Cependant, les extraits de la plante récoltée en automne sont les moins actifs en

comparaison avec les extraits de la plante récoltée en été. Entre les deux modes de préparation, il

est à noter que la décoction est plus active par apport à l’infusion, car elle a inhibé la croissance

de toutes les souches testées sauf trois qui sont : Pseudomonas aeruginosa,Klebsiella

pneumoniaeetProteus mirabilis, alors que l’infusion n'aproduit aucun effet sur Cinq souches, les

trois précédentes plus Enterobacter cloaceae et Staphylococcus aureus.

Cette variabilité de l'inhibition de la croissance microbienne des extraits entre les deux

saisons semble être due à la richesse des extraits obtenus en été en composés ayant la capacité

d'inhiber la croissance des microorganismes, en particulier les tanins qui exercent un effet

bactériostatique sur les souches microbienne(Djahra, 2014) ; le taux élevé des tanins dans les

plantes récoltée en été due aux conditions climatiques extrêmes de l’habitat de la plante. En

effet, les plantes résistent le stress biotique ou abiotique par la production des métabolites

secondaires d’inhiber les radicaux libres et/ou les microorganismes .

Pseudomonas aeruginosa(la plus résistante),Proteus mirabilis (moyennement résistante)

etEnterobacter cloaceae (faiblement résistante) sont des bactéries à Gram négatif, possèdent une

39

ALIA, 20/05/16,

référence


couche additionnelle ala membrane externe, qui se compose des phospholipides, des protéines et

des lipopolysaccharides, cette couche est imperméable à la plupart des molécules actives telles

que les terpènes hydrophobes d'adhérer à celle-ci(Hammoudi, 2015 ; Ghedadba, et al., 2015).

La souche Staphylococcus aureusqui est une bactérie à Gram positif résiste aux deux

extraits décoction été et infusion automne ; et ça peut être expliquée par la structure de la paroi

hétérogène de la bactérie : la présence de l'exopolysaccharide contenant une couche externe

(glycocalyxe), la présence de certains composants comme l'acide teichoïque et quelques

liens entre les divers composants donnent au polymère fortement réticulé de parois cette

résistance(Hammoudi, 2015).

Les résultats de l'activité antimicrobienne des extraits aqueux de Marrubium deserti sont

comparables, dans la plupart des cas, aux résultats décrits dans la littérature à titre d’exemple

(Ali Boutlelis, Zaabat, et al.,Ghedadba, et al..) pour les activités antimicrobiennes des autres

espèces du genre Marrubium et avec Marrubium deserti elle-même.Ces résultatsconfirment une

fois de plus l’efficacité des extraits des plantes médicinales et leur pouvoir antiseptique

qui vient rivaliser celui des antibiotiques(Djahra, 2014).

L’activité antimicrobienne des extraits aqueux de Marrubium desertipourrait être

expliquée par la richesse de cette plante, en flavonoïdes(Ghedadba, et al., 2015).

Selon AliBoutlelis(2014), les tanins exercent un effet bactériostatique sur différentes

souches et notamment sur Escherichia coli, Staphylococcus aureus et Pseudomonas aeruginosa.

En effet, l’infusion d’été qui contient le taux le plus élevé en tanin présente un fort pouvoir

antibactérien sur ces souches mais pas le cas sur Pseudomonas aeruginosa; et cela peut être dû à

une mutation de la bactérie qui le rend plus résistante(Khanama, et al., 2015).

En outre, les extraits aqueux de Marrubium desertiexercent un effet inhibiteurcontre

Escherichia coli (agent causatif de la diarrhée), on peut déduirealors que M. deserti possède une

activité anti-diarrhéique. Cette activité pourrait êtredue à la diterpéne(marrulibacétalA)

(Ghedadba, et al., 2015).

Les labdanes bicycliques qui appartient à la classe des diterpénessont décrits comme

très actifs sur Klebsiella pneumoniae, Staphylococcus aureuset Pseudomonas

aeruginosa(Zaabat, et al., 2010), mais dans ce travail lesdifférentsextraitsaqueux ont des

moyennes activitésantimicrobiennes voire nulle sur Staphylococcus aureus, Klebsiella

pneumoniaeet Pseudomonas aeruginosa ; cette faible activité inhibitrice de la croissance

40

ALIA, 20/05/16,

Même question

ALIA, 20/05/16,

A quelle classe des métabolites appartient-elle cette molécules ?

ALIA, 20/05/16,

Qui dis ça ?

ALIA, 20/05/16,

Signifie quoi ?

ALIA, 20/05/16,

Met seulement le nom de l'auteur

ALIA, 20/05/16,

tu es sûr


bactérienne semble être due à la faible capacité de l’eau à extraire les labdanes bicycliques ou

peut être à la dégradation de ces molécules par la température élevée d’extraction ou aussi à la

présence d’une autre classe de molécule qui a un effet antagonisme sur cette molécule.

La souche condida albicans est sensible aux extraits de M deserti, et ça peut être due au

changement de conformation de leur membrane, une perturbation chémo-osmotique et une

fuite d’ions (K+) est provoqué par les composés phénolique (El amri, et al., 2014)

La principale cible de composés naturels est la membrane bactérienne, l’activité

antibactérienne des substances naturelles s’explique par la lyse de ces membranes. Les huiles

essentielles, flavonoïdes, alcaloïdes voire même les tanins pourraient induire une fuite d’ions

potassium au niveau de la membrane et par voie de conséquences des lésions

irréversibles au niveau de cette membrane. Cette perméabilité au potassium est un effet

précurseur de leur mort(Djahra, 2014).

Les mécanismes d’action des composés naturels sont expliqués de différente manière

selon les auteurs. Les travaux de Sarker et al., (2005), ont montré que l’effet d’un extrait

est probablement due à la synergie entre le nombre de composants, qui, lorsqu’ils sont séparés

deviennent inactifs individuellement.Ceci est interprété par le fait que les plantes produisent une

variété énorme de petites molécules antibiotiques ayant un large spectre de structures

telles que les térpénoïdes, les glycostéroïdes, les flavonoïdes et les polyphénols. De plus

l’activité des principes actifs serait liée aux conditions de séchage et de broyage de la plante.

Donc, il est recommandé de faire le broyage avec le nitrogène liquide, car le broyage est aussi

à l’origine de la génération de la chaleur responsable de la perte des molécules volatiles

ainsi que la décomposition et l’oxydation des molécules thermolabiles(Djahra, 2014).

Les polyphénolssont doués d'activités antimicrobiennes importantes et diverses,

probablement due à leurs diversités structurales. Les sites et le nombre des groupes hydroxyles

sur les groupes phénoliques sont supposés être reliés à leur relative toxicité envers les

microorganismes, avec l’évidence que le taux d’hydroxylation est directement proportionnel à la

toxicité. Il a été aussi rapporté que plus les composés phénoliques sont hydroxylés et plus

ils sont inhibiteurs des microorganismes(Djahra, 2014).

Les polyphénols notamment les flavonoïdes et les tannins sont reconnus par leur toxicité

vis-à-vis des microorganismes. Le mécanisme de toxicité peut être lié à l'inhibition des enzymes

hydrolytiques extracellulaires (les protéases et les carbohydrolases) ou d'autres interactions pour

41


inactiver les adhésives microbiens, les protéines de transport et d'enveloppe cellulaire(Cowan,

1999).

Les flavane-3-ols, les flavonols et les tanins ont reçu plus d’attention du à leur large

spectre et forte activité antimicrobienne par rapport aux autres polyphénols, à leur capacité de

supprimer un nombre de facteurs de virulence microbienne telle que l’inhibition de la

formation de biofilms, la réduction de l’adhésion aux ligands de l’hôte et la neutralisation

des toxines bactériennes ainsi qu’à leur capacité d’établir une synergie avec certains

antibiotiques(Djahra, 2014).il ont estimé aussi que l’activité antimicrobienne des plant peut être

due au flavonoïdes qui sont desbons inhibiteurs des sortases (enzymes trouvés dans la membrane

cytoplasmique des bactéries à Gram positif qui catalysent l’ensemble des protéines de surface,

par exemple adhésines et internalines) ; ou au Rutine qui inhiber sortases A et B. En effet,la

totalité des bactéries de Staphylococcus aureus traités avec Rutine ontmontré une diminution de

liaison au fibrinogène, l’un des ligands d’accueil à laquelle les bactéries se fixent lors de

l’infection (Ghedadba, et al., 2015).

D’autre part, la capacité de Staphylococcus aureusde provoquer une maladie est

largement attribuable à sa capacité àsécréter des enzymes et des toxines. Des études récentesont

montré que les flavonoïdes inhibent la libération de facteurs de virulence de cette bactérie.

Cushnie et Lamb constatent que l’épigallocatéchine empêche la sécrétion dela coagulase et α -

toxine(Ghedadba, et al., 2015).

Les résultats ont indiqué que plusieurs paramètres peuvent influencer la

détermination de l'activité antimicrobienne comme : le type des micro-organismes ciblés, la

méthode d'évaluation de l'activité, la concentration et le type de l'extrait, la nature et la structure

des molécules bioactives(Hammoudi, 2015).

42

Conclusion et perspective

Conclusion et perspective

Dans ce travail, on s’est intéressé à l’analyse phytochimique et à l’étude des activités

biologiques (antioxydante et antimicrobienne)des extraits queux obtenu selon les modes

traditionnels de préparation du Marrubium deserti, plante endémique spontanée de Sahara

septentrional, à caractère médicinale ; largement utilisées dans la pharmacopée traditionnelle ;

récoltée dans la région du touzouz –oued M’Zab- Ghardaïa.

Comme il y a peu des études effectuées sur cette espèce et en particulier ses extraits

aqueux, cela nous conduit à analyser cette plante et mis en évidence la présence de diverses

familles de produits naturels à savoir les flavonoïdes, les tanins, les stérols et les terpènes. Dans

une deuxième étape, nous avons fait la quantification de certaines classes des composés

phénoliques (polyphénols totaux, flavonoïdes, acides phénols et tanins condensés). La

concentration la plus élevée des composés phénoliques a été obtenue avec l’infusion d’automne

(12.46 mg GAE/g). La décoction d’été a donné la teneur la plus importante en flavonoïdes

(11,48mg ER /g). L’infusion d’été a donné la teneur la plus élevée en tanins condensés(0.21 mg

EC /g), tandis que la décoction d’été a donné la valeur la plus élevée en acides phénols(0.50 mg

EAC/g).

L’évaluation de l’activité antioxydantede la plantea été réalisée par trois tests qui sont le

test d’ABTS, de DPPH, et de FRAP, où la totalité des extraits indiquent une forte activité

antioxydant, et parfois plus que l’antioxydant de référence.

La dernière étape, nous avons étudié l’activité antimicrobienne de M. deserti, dans lequel

les quatre extraits révélés actifs envers la majorité des souches microbiennes testées. Il est à

noter aussi que les deux extraits d’été (infusion, décoction) sont les plus actifs.

Finalement, Pour une meilleure évaluation des activités biologiques de M. deseri :

antioxdante, et antimicrobienne. il serait intéressant d’analyser la composition chimique des

extraits de M-deserti, par chromatographie en phase gazeuse couplée à une spectrométrie et

HPLC à fin d’identifier les molécules responsable à ces deux activités.

Des études plus approfondie invivo sur l’activité antidiabétique, anti-inflammatoire et

antiproléfirative seraient nécessaires dans les années à venir pour mieux comprendre le

mécanisme d’action des molécules bioactives de cette plante, leur dose thérapeutique ainsi que

leur site d’action au niveau de la cellule. Cela permettrait de préparer des produits

pharmaceutiques de grand intérêt thérapeutique.

44

ALIA, 23/05/16,

Même remarque

ALIA, 23/05/16,

Même remarque

ALIA, 23/05/16,

Mets la valeur en parenthèses

Référence bibliographie


Aravodis E ; 2005 .-Antioxidante potential of africain médicinal plants. Journal of biotechnologie, vol 4: 128-133.

Azzouz Messaouda ; 2007.-étude ethnologique de la flore spontanée médicinale dans la région d'el golia (el meniaa). Mémoire d’ingenieura de l’université Kasdi MERBAH, Ouargla:54p.

Beddou Fawzia ; 2015.-Etude phytochimique et activités biologiques de deux plantes médicinales sahariennes Rumex vesicarius L. et Anvillea radiata Coss. & Dur. Thèse De Doctorat de l’Université De Abou Bekr Belkaid, Telmcen:144p.

Belyagoubi Né; Benhammou Nabila ; 2011. -Activité antioxydante des extraits des composés phénoliques de dix plantes médicinales de l’Ouest et du Sud-Ouest Algérien. Thèse De Doctorat de l’Université De Abou Bekr Belkaid, Telmcen:109p.

Benzie I. F. F., & Strain J. J., 1999.- Ferric reducing/antioxidant power assay: Direct measure of total antioxidant activity of biological fluids and modified version for simultaneous measurement of total antioxidant power and ascorbic acid concentration. Methods in Enzymology, 299: 15–27.

Bidie Alain Dit Philippe; N’guessan Banga B ; Yapo Adou F ; Et N’guessan Jean David ; 2011.- Activités antioxydantes de dix plantes medicinales de la pharmacopée ivoirienne. Sciences & Nature,vol. 8:1-11.

Boudjelal Amel; Cherifa Henchiri; Madani Sari; Djamel Sarri ; Noui Hendel ; Abderrahim Benkhaled ; Giuseppe Ruberto ; 2013. -Herbalists and wild medicinal plants in M'Sila (North Algeria): An ethnopharmacology survey. Journal of Ethnopharmacology : 395–402.

Bougandoura Nabila ; 2011. - Pouvoir antioxydant et a ntimicrobien des extraits d'espèces végétales Saturejacalaminthasspnepta (nabta) et Ajugaiva L . ( chendgoura ) de l'ouest d'algerie. Mémoire de magisterde l’université de Abou BakrBelkaid, Tlemcen :76p.

Boutheina Ayaidai ; 2011. -etude comparative de trois varietes d'huiles essentielles de menthe dans la region de ouargla. mémoire de master de UNIVERSITE de KASDI MARBAH, OUARGLA:48p.

Brands-Williams W., Cuvelier M. E., Berset C., 1995.- Use of free radical method to evaluate antioxidant activity. Lebens Wiss. Technol., 18: 25-30.

BRUNETON Jean ; 1999. -Pharmacognosie Phytochimie Plantes médicinales. 3èmeéd.

C.A.S.F.M. ; 2010. - Société Française de Microbiologie, COMITE DE L’ANTIBIOGRAMME DE LA SOCIETE FRANCAISE DE MICROBIOLOGIE :114p.

Cai Y., Luo Q., Sun M., & Corke H., 2004.- Antioxidant activity and phenolic compound of 112 traditional Chinese medicinal plants associated with anticancer. Life Sciences, 74: 2157–2184.

Chebrouk Farid ; 2009. -Caractérisations analytiques de quelques composés polyphénoliques et terpéniques issus de la plante Marrubium deserti de la région de Ghardaïa. memoire de magister de l’Université Kasdi Merbah, Ouargla :76p.

46


Chehma A ; M.R Djebar ; 2011. -les ressources floristiques spontanees de l environnement oasien. une biodiversite a preserver. Journées Internationales sur la Désertification et le Développement Durable :129-142.

Chekhar Hammou ; Sid 'Ahmed Ould Nagi ; 2015. - étude de l'activité antioxydante des extraits des feuilles de marrubium deserti de la région de M'Zab. Mémoire de master de l’ UNIVERSITE -EL HADJ LAKHDER, BATNA:69p.

Chenchouni Haroun ; 2012. -DIVERSITÉ FLORISTIQUE D’UN LAC DU BAS-SAHARA ALGÉRIEN. Acta Botanica Malacitana, vol. 37 :33-44.

Cowan M ., 1999. -Plante products antimicrobial agents. Clinical microbiology reviews, vol 12: 564-570.

DIALLO D., SANOGO R., YASAMBOU H., TRAORE A., COULIBALY K., MAIZA A ; 2004.-Etude des constituants des feuilles de Ziziphus mauritiana Lam (Rhamnaceae) utilisées traditionnellement dans le traitement du diabète au Mali, C.R.Chimie, 7:1073-1080.

DJAHRA Ali Boutlelis ; 2014. -Etude phytochimique et activité antimicrobienne, antioxydante, antihépatotoxique du Marrube blanc ou Marrubium vulgare L. Thèse De Doctorat de l’Université De BADJI MOKHTAR, ANNABA:73p.

Djeridane Amar; Mohamed Yousfi; Jean Michel Brunel; Pierre Stocker; 2010. -Isolation and characterization of a new steroid derivative as a powerful antioxidant from Cleome arabica in screening the in vitro antioxidant capacity of 18 Algerian medicinal plants. Food and Chemical Toxicology,vol.48:2600-2606.

Edeoga H.O; Okwu D. E; Mbaebie B.O;2005. -Phytochemical constituents of some Nigerian medicinal plants. African Journal of Biotechnology, vol. 4, n° 7: 685-688.

El amri Jalila; Elbadaoui Khalid; bouharb Hayate; chakir Saïd; Taj lmolk Alaou; 2014. -Étude de l’activité antibactérienne des huiles essentielles de Teucrium capitatium Let l’extrait de Siléne vulgarissur différentes souches testées. Jornal. Appl. Biosci, vol. 82 :7481– 7492.

Ghedadba N., 2015.- Polyphenols content, antioxidant and antimicrobial activities of leaf extracts of Marrubium deserti de Noé ex Coss. Phytothérapie : vol.13 ; 118-129

Ghedadba N., Bousselsela H., Hambaba L., et al . ;2014.- Évaluationde l’activitéantioxydante et antimicrobienne des feuilles et des sommités fleuries de Marrubium vulgareL. Phytothérapie : vol.12 ; 15–24

Grosjean J ., 2011. - Bactériologie et Virologie pratique . France : DE BOECK, 2e : 290p.

Hadj Salem Jamila., 2009.- extraction, identification, caracterisation des activites biologiques de flavonoides de nitraria retusa et synthese de derives acyles de ces molecules par voie enzymatique ; p. 250.

Hamia Chahrazed.,Amel GUERGAB., Nour elhouda RENNANE., Meriem BIRACHE et al., 2014.- Influence des solvants sur le contenu en composés phénoliques et l'activité antioxydante des extraits du Rhanterium adpressium ; Annales des Sciences et Technologie,.33-39.

47


Hammoudi Roukia., 2015. - Activités biologiques de quelques métabolites secondaires extraits de quelques plantes médicinales du Sahara méridional algérien:thèse de doctorat., Universite Kasdi Merbah - Ouargla,. 152 p.

Harrar Abd El Nacer., 2012.- Activités antioxydante et antimicrobienne d’extraits de Rhamnus alaternus ., thèse de magister .éniversité ferhat abbas ..73 p.

Hopkins W., 2003.- Physiologie végétale .- Bruxelles : De boeck,. - 2e :. 495 p.

Kabouche Ahmed., 2005.- Etude phytochimique de plantes médecinales appartenant à la famille des Lamiaceae:thèse de doctorat. Universite Mentouri-Constantine 310.p..

Khanama Zakia., Chew Shwu Wen et Irshad Ul Haq Bhatb., 2015. - Phytochemical screening and antimicrobial activity of root and stem extracts of wild Eurycoma longifolia Jack (Tongkat Ali) : King Saud ,: Vol. 27: 23-30.

Kim D.-O., Jeong S. W. & Lee C. Y., 2003. - Antioxidant capacity of phenolic phytochemicals from various cultivars of plums. Food Chemistry, 81: 321-326.

Lahouel M ., 2006.- The interaction of new plante flavonoides with rat liver mithochonderia relation between the anti-therapie.

Mahmoudi S., Khali M et Mahmoudi N., 2013.- Etude de l’extraction des composés phénoliques de différentes parties de la fleur d’artichaut (Cynara scolymus L.) .Nature & Technologie.35-39.

Maiza K, Brace de laprière R.A et Hammich., 1993. - Pharmacopée traditionnelle saharienne : Sahara septentriona .7-12.

Maria Atanasova et Fani Ribarova.,2010.- Phénols et flavonoïdes totaux dans les extraits

secs des feuilles des bouleaux argentés bulgares (Betula pendula) ., Génie Industriel., 21-25.

Mohammedi Zohra., 2006.- Etude du povoire antimicrobien et antioxydant des huile essentielle et flavonoides de quelque plantes de la régione de tlemcen [Ouvrage]. - Tlemcen (Algerie) : Université Abou Bakr Belkaïd, 103 p.

Munmi Borkataky, Bibhuti Bhusan Kakoty et Lakhi Ram Saikia., 2013. - Antimicrobial Activity and Phytochemical Screening of Some Common Weeds of Asteraceae Family - India : International Journal of Pharmaceutical Sciences Review and Research, Vol. 23.116-120.

Nouioua Wafa., 2012.- biodiversite et ressources phytogenetiques d’un ecosysteme forestier « paeonia mascula (L) mill.thèse de magister. université Ferhat Abbas – setif –,. 78 p.

Olfa Houta ., Hanène Chouaeb.,Mohamed Neffati., Hassen Amri., 2012. - criblage chimique preliminaire des proteines et carotenoides presents dans un crithmum maritimum cultive en tunisie: Société Chimique de Tunisie, 77-82.

Ouerdraogo Rasmané Abdou ; Moumouni Koala., Constantin Dabire.,Adama Hema., Valérie B.E.J.T. Bazie.,Lamoussa Paul Ouatta., 2015.- Teneur en phénols totaux et activité antioxydante des extraits des troisprincipales variétés d’oignons (Allium cepaL.) cultivées dans la région du Centre-Nord du Burkina Faso .Biol. Chem. Sci., Vol. 1. 281-291.

48


Ould El Hadj, M.D., Hadj-Mahammed., M.Zabeirou., H. Chehma A., 2003.- Importance Des Plantes Spontanees Medicinales Dans La Pharmacopee Traditionnelle De La Region De Ouargla(Sahara septentrional - Est algérien), 47–51.

Quezel P., Santa S. ; 1963.-Nouvelle flore de l’Algérie et des régions désertiques méridionales.Tome II. Edition du Centre National de la Recherche Scientifique. Paris, 788-789.

Rodrigues Maria João.,Vanessa Neves., Alice Martins., Amélia P. Rauter., 2016. - In vitro antioxidant and anti-inflammatory properties ofLimonium algarvenseflowers’ infusions and decoctions: A comparison with greentea (Camellia sinensis). : Food Chemistry, 322–329.

Savithramma N., Linga Rao M et Suhrulatha D., 2011. - Screening of Medicinal Plants for Secondary Metabolites .- India : IDOSI Publications, Vol. 8 : 579-584.

Singleton V.L. et Rossi J.A., 1965.- Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic phosphotungstic acid reagents. Am. J. Enol. Viticult., 16: 144-158.

Sun B., Ricardo-da-Silva J. M. & Spranger I., 1998.- Critical factors of vanillin assay for catechins and proanthocyanidins. J Agric. Food Chem., 46 (10): 4267-4274.

Telli A., 2009.- Extraction, identification et activité biologique des polyphénols des dattes au cours de différents stades phénologiques (varietéGhars). Thèse De Magister De l’Université KasdiMerbah-Ouargla, Algerie: 77 p.

Yves Alain BÉKRO., Janat A MAMYRBEKOVABÉKRO et Boua B BOUA., 2007.- Étude ethnobotanique et screening phytochimique de Caesalpinia benthamiana (Baill.) Herend. et Zarucchi (Caesalpiniaceae).Sciences & Nature,. Vol. 4.217 – 225.

Zaabat N., 2010-. Détermination structurale et évaluation biologique de substances naturelles de deux espèces de la famille des lamiacées : Marrubium deserti de Noé et phlomis bovei de Noé. Thèse de doctorat. Université mantouri – Constantine. 282p.

Zaabat N., Darbour N., Bayet C., et al .,2010.-Étude préliminaire de Marrubium deserti de Noé, une Lamiaceae endémique algérienne. Phytothérapie :1–6.

Zakia Khanama., Chew Shwu Wen et Irshad Ul Haq Bhatb.,2015. - Phytochemical screening and antimicrobial activity of root and stem extracts of wild Eurycoma longifolia Jack (Tongkat Ali) - King Saud : Science Direct, Vol. 27 :23–30

Zeghad Nadia., 2009. - Etude du contenu polyphénolique de deux plantes médicinales - Constantine(Algerie) : Université Mentouri, 96 p.

49


50

Annexes

Annexes

Annexe 01

Annexe02

Courbe d’étalonnage de la rutine pour le dosage des flavonoïdes.

Annexe03

0 100 200 300 400 500 600 700 800 9000

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

f(x) = 0.000273910652920962 xR² = 0.999298964995297

Concentration en catéchine (µg/ml)

DO

51

Gamme d'étalonnage d'acide gallique pour le dosage des polyphénols totaux.

0 100 200 300 400 500 600 700 800 9000

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

f(x) = 0.00130010996563574 xR² = 0.999402811628092

Concentration d'acide gallique (µg/ml)

DO

Annexes

Courbe d'étalonnage de la catéchine pour le dosage des tanins.

Annexe04

0 50 100 150 200 2500

0.02

0.04

0.06

0.08

0.1

0.12

0.14

f(x) = 0.00057948717948718 xR² = 0.985704391506438

Concentration de l'acide caféique (µg/ml)

DO

Courbe d'étalonnage de l'acide caféique pour le dosage d'acide phénol.

Annexe05

Résultats de variabilité de teneur en polyphénol totaux(mg/g).

degrés liberté

Somme des carrés

Moyenne des carrés F Pr > F

Saison 1 11,2986 11,2986 21,7718 0,0016mode de préparation 1 9,4239 9,4239 18,1594 0,0028saison*mode de préparation

1 0,6573 0,6573 1,2665 0,2930

Annexe06

degrés liberté

Somme des carrés

Moyenne des

carrésF Pr > F

Saison 1 2,0811 2,0811 6,9378 0,0300mode de préparation 1 19,8374 19,8374 66,1332 < 0,0001saison*mode de préparation 1 8,8323 8,8323 29,4446 0,0006

Résultats de variabilité de teneur en flavonoïde(mg/g).

52

Annexes

Annexe07

Résultats de variabilité de teneur en tanins condensés(mg/g).

degrés

liberté

Somme des carrés


Saison 1 0,0063 0,0063 42,0397 0,0002mode de préparation 1 0,0282 0,0282 189,672

6 < 0,0001

saison*mode de préparation 1 0,0011 0,0011 7,2943 0,0270

Annexe08

Résultats de variabilité de teneur en acide phénol(mg/g).

degrés liberté

Somme des carrés

Moyenne des carrés

F Pr > F

Saison 1 0,0249 0,0249 30,4008 0,0006mode de préparation

1 0,0442 0,0442 53,8501 < 0,0001

saison*mode de préparation

1 0,0692 0,0692 84,3643 < 0,0001

Annexe 9

Résultats de variation du potentiel antioxydant DPPH(µM).

degrés liberté

Somme des carrés


Saison 1 100833,3333 100833,3333 2,1716 0,1788mode de préparation 1 5603333,3333 5603333,3333 120,6748 < 0,0001saison*mode de préparation 1 1056133,3333 1056133,3333 22,7452 0,0014

53

Annexes

Annexe 10

Résultats de variation de la capacité antioxydant FRAP(µM).

degrés liberté

Somme des carrés


Saison 1 121005,9088 121005,9088 2905,9837 < 0,0001

mode de préparation 1 192784,3357 192784,3357 4629,7585 < 0,0001

saison*mode de préparation 1 26254,3620 26254,3620 630,5043 < 0,0001

Annexe11

Résultats de variabilité de l’activité antioxydante ABTS(µM).

degrés liberté

Somme des carrés


Saison 1 582057,8231 582057,8231 1,5183 0,2529mode de préparation 1 245,5782 245,5782 0,0006 0,9804saison*mode de préparation 1 12981181,028

0 12981181,0280 33,8613 0,0004

Annexe 12

Corrélation entre les activités antioxydants et la teneur en composés phénolique

atrice de corrélation (Pearson):Variables PPT

(mg/g)FLV (mg/g)

TC(mg/g)

Ac-Ph (mg/g)

ABTS(µM)

DPPH(µM)

FRAP(µM)

PPT (mg/g)

1

FLV (mg/g)

-0,2174 1

TC (mg/g)

0,6960 -0,2835 1

Ac-Ph 0,0372 0,7678 -0,4272 1

54

Annexes

(mg/g)ABTS (µM)

0,5084 0,2941 -0,0564 0,7222 1

DPPH (µM)

0,8668 -0,5529 0,6439 -0,2700 0,3463 1

FRAP (µM)

0,5859 -0,1081 0,9555 -0,3625 -0,1297 0,4855 1

55

Résumé

Résumé

Marrubium deserti, espèce endémique du Sahara septentrional à caractère

médicinal, est largement utilisée dans la pharmacopée traditionnelle pour traiter diverses

maladies. Cette étude s’intéresse aux activités biologiques des extraits aqueux obtenus selon les

modes traditionnels de préparation (infusion et décoction) de cette espèce qui a été récoltée en

deux périodes différentes (été et automne). Le screening phytochimique a mis en évidence la

présence des phénols totaux, tanins, flavonoïdes, terpènoïdes et des alcaloïdes. Les polyphénols,

les flavonoïdes, les acides phénols et les tanins condensés ont été quantifiés. Les taux les plus

élevés des flavonoïdes, acides phénols et tanins condensés ont été obtenus avec les préparations

de la plante récoltée en été (11,48mg ER /g, 0.50 mg EAC/g et 0.21 mg EC /g) respectivement,

alors que la teneur la plus importante des polyphénols est enregistrée pour la décoction de la

plante récoltée en automne (12.46 mg GAE/g). L’activité anti-oxydante des extraits aqueux de

Marrubium deserti a été évaluée par trois tests qui sont : ABTS, DPPH et FRAP. Les résultats

obtenus ont montré que les différents extraits manifestés des pouvoirs antioxydants très

intéressants en comparaison avec le standard (Trolox). Les analyses statistiques réalisées (test de

corrélation) ont prouvé la participation des composés phénoliques dans la capacité des extraits à

inhiber les radicaux libres et à réduire le fer. En ce qui concerne l’activité antimicrobienne, les

extraits aqueux de M deserti ont réussi à inhiber la croissance de la majorité des souches testées ;

Il est à noter aussi que les deux extraits d’été (infusion, décoction) sont les plus actifs.

Mots clés : Marrubium deserti, Sahara septentrional, activité antioxydante, activité

antimicrobienne, composés phénoliques.

56

ALIA, 23/05/16,

Même remarque

Résumé

Absract

Marrubiumdeserti, an endemic species of the northern Sahara with medicinal character, is

widely used in traditional medicine to treat various diseases. This study focuses on the biological

activities of aqueous extracts obtained according to the traditional modes of preparation (infusion

and decoction) of this species which was collected in two different periods (summer and

autumn). The phytochemical screening showed the presence of total phenols, tannins, flavonoids,

terpenoids and alkaloids. The polyphenols, flavonoids, phenolic acids and condensed tannins

were quantified. The highest rate of flavonoids, phenolic acids and condensed tannins were

obtained with preparations of the plant harvested in summer (respectively), whereas the higher

content of polyphenols is recorded for the decoction of the plant collected in autumn ( ). The

antioxidant activity of aqueous extracts of Marrubiumdeserti was assessed by three tests that are:

ABTS, DPPH and FRAP. The obtained results showed that different extracts exhibited very

interesting antioxidant power compared to the standard (Trolox). The statistical analyzes

performed (correlation test) demonstrated the participation of phenolic compounds in the ability

of extracts to inhibit free radicals and to reduce the iron. Regarding to antimicrobial activity, the

aqueous extracts of M. deserti were able to inhibit the growth of the majority of the strains

tested; It should also be noted that both extracted (infusion, decoction) of plant harvested in

summer are the most active.

Key words: Marrubium deserti, northern Sahara, antioxidant activity, antimicrobial activity,

phenolics compounds.

57

Résumé

الملخص ( من النباتات الطبية للمناطق الصحراويةMarrubium desertiتعتبر نبتة المريوة )

الجافة المستخدمة على نطاق واسع لعالج بعض األمراض في الطب التقليدي. وهذه الدراسة تهتم بتقييم الخصائص البيولوجية للمستخلصات المائية المتحصل عليها وفق طرق التحضير

التقليدية )نقع، غلي( للنبتة التي تم حصدها في موسمين مختلفين )الصيف والخريف(. الفحص الكيميائي للنبتة أظهر وجود المركبات الفينولية، الفالفونويدات، الدباغ،

التيربانويدات واأللكالويدات. تمت معايرة المركبات الفينولية، الفالفونويدات، الدباغ و األحماض الفينولية فتحصلنا على

المعدالت المرتفعة من الفالفونويدات، األحماض الفينولية،و الدباغ, في مستخلصات النبتة التي تم ملغ مكافئ حمض الكافييك/غرام،0.50ملغ مكافئ ريتين/غرام، 11,48حصدها في الصيف )

( بالتتابع، بينما أعلى تركيز من البوليفينوالت تم تسجيله في ملغ مكافئ كاتيشين/غرام 0.21 ملغ مكافئ حمض12.46النبتة التي تم حصدها في الربيع و المحضرة بطريقة الغلي )

(.الغاليك/غرام تم تقييم الخاصية المضادة لألكسدة للمستخلصات المائية لنبتة المريوة باستعمال ثالثة

، والتي أظهرت امتالك هذه المستخلصات لنشاط مهم مقارنةFRAP وABTS، DPPH اختبارات:بمضادات األكسدة المعيارية.

التحاليل اإلحصائية المنجزة أثبتت الدور الفعال للمركبات الفينولية في إعطاءالمستخلصات القدرة على تثبيط الجذور الحرة وإرجاع الحديد.

فيما يخص الخاصية المضادة للميكروبات، المستخلصات المائية لنبتة المريوة نجحت في تثبيط تكاثر معظم األنواع البيكتيرية المختبرة، ويجدر الذكر أن مستخلصات النبتة التي تم حصدها

في الصيف بطريقتي التحضير )النقع والغلي( هم األكثر نشاطا. الكلمات المفتاحية: المريوة، شمال الصحراء، الخاصية المضادة لألكسدة، الخاصية

.المضادة للميكروبات، المركبات الفينولية

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