thÈse - u-bordeaux.frori-oai.u-bordeaux1.fr/pdf/2011/abou_mrad_ninette_2011.pdf · par ninette...
Post on 08-Jul-2020
4 Views
Preview:
TRANSCRIPT
Université Bordeaux 1
Les Sciences et les Technologies au service de l’Homme et de l’environnement
N° d’ordre : 4423
THÈSE
PRÉSENTÉE A
L’UNIVERSITÉ BORDEAUX 1
ÉCOLE DOCTORALE DES SCIENCES CHIMIQUES
Par Ninette ABOU MRAD
POUR OBTENIR LE GRADE DE
DOCTEUR
SPÉCIALITÉ : CHIMIE ANALYTIQUE ET ENVIRONNEMENT
Développements méthodologiques pour l’échantillonnage et
l’analyse des hydrocarbures dans les systèmes aquatiques Application dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées et dans le milieu
environnemental
Directrice de recherche : Hélène BUDZINSKI
Soutenue le : 15 Décembre 2011
Devant la commission d’examen formée de :
Mme FENET, Hélène Maître de Conférences, Université Montpellier 1 Rapporteur
Mr MARMIER, Nicolas Professeur, Université Nice Sophia Antipolis Rapporteur
Mme GOURLAY, Catherine Chercheur, CEMAGREF Antony Examinateur
Mr VILLENAVE, Eric Professeur, Université Bordeaux 1 Examinateur
Mme BUDZINSKI, Hélène Directrice de recherche CNRS, UMR 5805, Talence Directrice de thèse
2
3
Résumé
Les hydrocarbures provenant des décharges telluriques et des déversements accidentels dans
les écosystèmes aquatiques constituent une source de pollution majeure de ces milieux. Ils ont
la particularité d’être présents à des teneurs très faibles dans la phase dissoute au vu de leur
hydrophobicité et/ou de leur volatilité, et sont caractérisés par des teneurs variables dans les
masses d’eau en fonction des apports discontinus et/ou épisodiques que l’environnement
reçoit, des phénomènes de dilution, des marées…Ainsi, afin de répondre aux « challenges »
analytiques et environnementaux engendrés par les hydrocarbures dans les systèmes
aquatiques, ces travaux de thèse sont axés sur : i) des développements méthodologiques pour
l’extraction et l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils (aromatiques et saturés) dans la
phase dissoute mais aussi dans la phase sédimentaire, dans le but de caractériser la présence et
le devenir d’une contamination pétrolière dans les milieux aquatiques, et ii) des
développements de nouveaux outils d’échantillonnage passif permettant d’échantillonner les
hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP) au caractère toxique avéré, tout en intégrant
la variabilité des concentrations de ces contaminants dans la phase dissoute. Ces outils
doivent être les plus universels possibles et doivent être caractérisés par une « simplicité »
analytique plus importante que celles des autres échantillonneurs passifs hydrophobes
existants. Afin de réaliser l’ensemble de ces études, un protocole d’extraction des
hydrocarbures volatils par microextraction sur phase solide en mode espace de tête (HS-
SPME) et une méthode d’analyse par chromatographie en phase gazeuse couplée à la
spectrométrie de masse simple (GC-MS) et en tandem (GC-MS/MS) ont été développés aussi
bien pour la phase dissoute que pour la phase sédimentaire. Ces méthodes assurent de bonnes
limites de détection et de quantification compatibles avec les analyses environnementales et
les critères de présence de contamination pétrolière dans un milieu, une bonne précision,
justesse, sélectivité et robustesse, et ont été appliquées pour la caractérisation des
hydrocarbures volatils des produits raffinés du pétrole (essence et kérosène) dans des
expérimentations en conditions semi-contrôlées. Concernant le développement de nouveaux
outils d’échantillonnage passifs pour les HAP, des modifications du « Polar Organic Chemical
Integrative Sampler » ou POCIS ont été réalisées afin d’adapter cet outil aux composés
hydrophobes, à travers des expérimentations au laboratoire, en conditions semi-contrôlées et
dans l’environnement. Ces modifications ont porté sur le remplacement des membranes en
polyéthersulfone de 0,1 µm de diamètre de pores de la configuration « pharmaceutique »
d’origine du POCIS (POCIS-PES 0,1 µm) en membranes de même nature mais avec des
pores de 0,45 µm de diamètre (POCIS-PES 0,45 µm) ; en membranes de polyéthylène basse
densité (POCIS-PE) ; et en membranes de nylon de 30 µm (POCIS-Nylon 30 µm) ou de
0,1 µm (POCIS-Nylon 0,1 µm) de diamètre de pores. Ces versions modifiées du POCIS sont
désignées par le terme POCIS-« like ». Il ressort des développements en laboratoire que : i)
les quantités de HAP accumulés dans le POCIS-PES 0,1 µm et le POCIS-PES 0,45 µm sont
très faibles et les vitesses d’accumulation sont variables à cause de la résistance au transfert de
masse imposée par les membranes ; ii) les POCIS-PE et les POCIS-Nylon 30 µm assurent une
accumulation linéaire en fonction du temps pour les HAP de faibles masses moléculaires
(128 ≤ MM ≤ 234 g.mol-1
) révélant ainsi leurs potentiels quantitatifs ; iii) les HAP de masses
moléculaires élevées (MM ≥ 252 g.mol-1
) atteignent l’équilibre dans les POCIS-Nylon 30 µm
et leur vitesse d’accumulation est caractérisée par une phase de latence dans les POCIS-PE ;
et iv) l’ajout d’eau dans l’espace interstitiel du POCIS-PE réduit partiellement ou totalement
la phase de latence observée. Les expérimentations en conditions semi-contrôlées ont montré
d’une part la performance des POCIS-Nylon 0,1 µm à échantillonner de façon intégrative les
4
HAP de masses moléculaires élevées à travers une accumulation linéaire du benzo(a)pyrène
(MM = 252 g.mol-1
), et d’autre part la perte du caractère intégratif des POCIS-« like »
développés dans certaines conditions environnementales conduisant à une atteinte rapide du
régime curvilinéaire ou de l’équilibre. Les déploiements en parallèle des POCIS-Nylon
30 µm, des POCIS-PE et des membranes semi-perméables (SPMD) dans le bassin
d’Arcachon appuient leur capacité à estimer les concentrations dans l’eau des HAP de faibles
poids moléculaires (128 ≤ MM ≤ 234 g.mol-1
), à condition que des taux d’échantillonnage in-
situ soient utilisés dans les calculs. Enfin, des suivis environnementaux pour la caractérisation
des HAP dans deux écosystèmes aquatiques français (le bassin d’Arcachon et l’estuaire de la
Gironde) ont été menés en utilisant des échantillonneurs passifs existants tels que les SPMD
et les gommes de silicone afin d’accéder à des concentrations moyennées des contaminants, et
d’évaluer les limites ainsi que les capacités biomimétiques de ces types d’échantillonneurs
passifs.
Mots-clés : HS-SPME, échantillonnage passif, POCIS-« like », HAP, hydrocarbures
pétroliers volatils.
5
SUMMARY
Hydrocarbons originating from telluric discharges and accidental spills constitute a major
source of pollution in the aquatic systems. These compounds are present at trace levels in the
dissolved phase due to their hydrophobicity and/or their volatility, and are characterized by
variable concentrations in the water body depending on discontinuous inputs, dilution
phenomena, tidal cycles…Therefore, in order to raise the analytical and environmental
challenges generated by the hydrocarbons in the aquatic systems, the present phD work
focused on: i) methodological developments for the extraction and analysis of volatile
petroleum hydrocarbons (aromatics and aliphatics) for both the dissolved and the sedimentary
phases, in order to characterize the presence and fate of a petroleum contamination in these
media, and ii) developments of new passive sampling tools for the sampling of polycyclic
aromatic hydrocarbons (PAHs) which have proved their toxic character, while integrating the
variability in the contaminant concentrations in the dissolved phase. These tools should be
characterized by an analytical “simplicity” and a universal aspect more important than those
of other hydrophobic passive samplers. In order to realize these studies, an extraction protocol
of volatile hydrocarbons by headspace solid phase microextraction (HS-SPME) and a method
of analysis by gas chromatography coupled to simple mass spectrometry (GC-MS) and
tandem mass spectrometry (GC-MS/MS) have been developed in both the dissolved and the
sedimentary phases. These methods ensure good detection and quantification limits
compatible with the environmental analysis and the criteria of oil presence in a medium, a
good precision, accuracy, selectivity, robustness and performance, and have been applied for
the characterization of volatile hydrocarbons corresponding to petroleum refined products
(gasoline, kerosene) in semi-controlled condition experiments. Concerning the development
of new passive samplers for PAHs, modifications of the Polar Organic Chemical Integrative
Sampler (POCIS) have been conducted in order to adapt this tool to hydrophobic compounds
through experiments in the laboratory, in semi-controlled conditions and in the environment.
The modifications consisted of replacing the 0.1 µm pore size polyethersulfone membranes of
the original « pharmaceutical » configuration of the POCIS (POCIS-PES 0.1 µm) with
membranes with the same nature but with 0.45 µm of pore size diameter (POCIS-PES
0.45 µm); with low density polyethylene membranes (POCIS-PE); with 30 µm pore size
nylon membranes (POCIS-Nylon 30 µm); and with 0.1 µm pore size nylon membranes
(POCIS-Nylon 0.1 µm). These modified POCIS versions are designated by the term POCIS-
“like”. The laboratory developments show that: i) the PAH accumulation in the POCIS-PES
0.1 µm and in the POCIS-PES 0.45 µm is very low and variable due to the resistance to mass
transfer imposed by the membranes; ii) the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm ensure a
linear accumulation with time for low molecular weight PAHs (128 ≤ MM ≤ 234 g.mol-1
)
thus revealing their quantitative potentials ; iii) high molecular weight PAHs (MM ≥
252 g.mol-1
) reach equilibrium in the POCIS-Nylon 30 µm and their accumulation is
characterized by a lag phase in the POCIS-PE ; and iv) the water addition in the inner space of
the POCIS-PE reduces partially or totally the lag phase observed with high molecular weight
PAHs. Semi-controlled condition experiments have shown on one hand the performance of
the POCIS-Nylon 0.1 µm to sample integratively PAHs with high molecular weights through
the linear accumulation of benzo(a)pyrène (MM = 252 g.mol-1
), and on the other hand the loss
of the integrative character of the developed POCIS-« like » under certain environmental
conditions leading to a rapid attainment of the curvilinear or equilibrium regimes in these
samplers. In-situ field deployments of the POCIS-Nylon 30 µm and the POCIS-PE in
Arcachon’s bay in parallel to those of semipermeable membrane devices (SPMD) support
6
their capacity to estimate water concentrations of low molecular weight PAHs (128 ≤ MM ≤
234 g.mol-1
) if in-situ sampling rates were used in the calculation. Finally, environmental
monitorings for the characterization of PAHs in two french aquatic ecosystems (Arcachon’s
bay and the Gironde estuary) were conducted using existing passive samplers such as the
SPMDs and the silicone rubbers in order to access to representative time-weighted average
contaminant concentrations in these media, and to evaluate the limits as well as the
biomimetic capacities of these types of passive samplers.
Keywords : HS-SPME, passive sampling, POCIS-« like », PAHs, petroleum volatile
hydrocarbons.
7
8
« La vie est ténèbres, si elle n’est pas animée par un élan.
Et tout élan est aveugle, s’il n’est pas guidé par le savoir.
Et tout savoir est vain, s’il n’est pas accompagné de labeur.
Et tout labeur est futile, s’il n’est pas accompli avec amour.
Et lorsque vous travaillez avec amour, vous resserrez vos liens avec vous-mêmes,
avec autrui et avec Dieu ».
Gibran Khalil Gibran
J’ai voulu préparer une thèse pour illuminer ma vie. J’ai vu beaucoup d’étoiles naître
pendant le long parcours, des étoiles qui brilleront certes pour longtemps encore. Tout
l’amour que j’ai eu pour ce travail émanait du profond de mon être, mais fleurissait de jour en
jour suite au soutien des proches, à la force et à la richesse du travail d’équipe, aux conseils
des plus expérimentés et à la présence des personnes qui ont lutté pour et avec moi. Merci à
tous !!!
Particulièrement,
Je tiens à remercier Madame Fenet, maître de conférences à l’Université Montpellier 1
et Monsieur Marmier, professeur à l’Université de Nice Sophia Antipolis, d’avoir accepté
d’évaluer ce travail de thèse. Merci également pour leurs observations et conseils avisés sur ce
manuscrit. Je souhaite également exprimer ma gratitude à Madame Gourlay, chercheur à
l’Institut National de Recherche en Sciences et Technologies pour l’Environnement et
l’Agriculture (IRSTEA) et Monsieur Villenave, professeur à l’Université Bordeaux 1 pour
avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse. Merci pour leurs échanges constructifs et
leur intérêt pour ces travaux.
Je tiens à exprimer toute ma gratitude à Monsieur Servant, responsable de l’école
doctorale de Chimie, pour avoir rendu cette thèse possible. Merci aussi pour tous ses conseils.
Je remercie Hélène pour m’avoir donné une chance d’effectuer ma thèse dans le ciel
du LPTC. Atterrir au second étage du bâtiment A12 était planifié mais rester ne l’était point.
Je la remercie pour tous les efforts qu’elle a déployés pour que je puisse intégrer son équipe.
Et « rester » ne fut que le commencement. Le LPTC était pour moi un milieu où j’ai grandi
scientifiquement mais aussi une maison qui a permis à mon rêve d’aboutir et qui m’a donné la
9
possibilité d’affirmer ma volonté dans le chemin académique malgré toutes les difficultés.
Merci Hélène bien évidemment pour avoir dirigé ce travail de thèse, mais surtout pour
m’avoir donné confiance en moi à plusieurs reprises, pour m’avoir appris que la peur
d’échouer est paralysante. Merci de m’avoir révélé mes capacités à des moments très
critiques. J’ai appris beaucoup de choses au LPTC qui ne font que mûrir, et je crois fortement
que cette « aventure » vécue dans ce laboratoire constitue un trésor pour la suite du chemin.
Et pour ceci, grand merci !
Je remercie tous les membres du LPTC pour leur expérience transmise et leur
contribution à ces travaux de thèse. Merci particulièrement à Karyn pour nos péripéties avec
le GC-MS et les composés organiques volatils dans les programmes TOTAL et TOXPROF.
Merci également à Laurent pour son aide avec les échantillons du bassin d’Arcachon. Merci à
Patrick pour m’avoir aidé à dompter les caprices du GC-MS/MS. Merci à Sylvie et Maylis
pour l’aide dans la vie du laboratoire. Je remercie Thomas, Jonathan, Angel et Fred pour
toutes les bouteilles de CO2 qu’ils ont transportées à ma place et ont gentiment accepté que je
ne fasse que les accompagner. Je remercie Nathalie pour son aide terrain, Amélie et Marie-
Hélène pour l’initiation à la HPLC et Nadia pour sa chaleur humaine. Je tiens également à
remercier Justine, Yann, Perrine, Nicolas C, Julie, Jonathan, Caroline, Hugues et Hoï pour
leur amitié sincère. Merci à Rémi pour son aide précieuse avec le projet EMESTOX. Spécial
merci à Coralie avec qui j’ai partagé beaucoup de moments : je pense au mal de mer à bord de
l’« Europe » à Marseille, aux calibrations et au projet EMESTOX. Je la remercie pour le
quotidien de la 210 et surtout pour les doux moments partagés avec sa famille.
Je tiens aussi à remercier le groupe TOTAL, spécialement Kévin Cailleaud avec lequel
nous avons travaillé sur les expérimentations aux Rivières Pilotes. Je remercie aussi tous les
partenaires et toutes les personnes qui ont travaillé sur le projet EMESTOX.
Je reviens à une époque révolue, je n’oublie pas Nora qui m’a beaucoup aidé
administrativement. Je remercie Marion-Justine pour les bons moments passés ensembles,
Fred et Nicolas Armstrong pour leurs amitiés sincères. Je remercie Chloé pour son initiation à
la SPME et l’aventure de la publication méthodologique sur les HAP. Et enfin, en ce qui
concerne le fin du fin (et là je reprends exactement ce qu’elle dit), moults merci à Alexia.
Merci pour son amitié, pour son soutien, pour sa compréhension et sa sincérité. Merci pour
tout ce que tu es Alexia.
10
Plus personnellement, je remercie mes amis qui ont eu confiance en moi et qui m’ont
aidé à leur façon, qui m’ont soutenu et qui ont respecté mon parcours. Merci à la famille
d’Angel pour tout l’amour et le soutien qu’elle m’a apportés.
Et enfin, merci à Angel pour tout ce qu’on a vécu et tout ce qu’on vivra, merci à ma
mère qui a tant sacrifié, à Rachel et Nibal mes sœurs et mon havre de paix intérieure et
éternelle, pour ce qu’elles sont et pour tout leur amour inconditionnel et leur soutien
infaillible.
Merci à toute personne que j’ai involontairement oubliée et qui a contribué à ce travail.
Merci à mon père pour tout ce que je suis.
Ninette
11
Table des matières
RESUME ................................................................................................................................................ 3
SUMMARY ............................................................................................................................................ 5
TABLE DES MATIERES .................................................................................................................. 11
LISTE DES FIGURES ....................................................................................................................... 17
LISTE DES TABLEAUX ................................................................................................................... 18
ABREVIATIONS, ACRONYMES, SYMBOLES, UNITES ............................................................ 20
INTRODUCTION GENERALE ........................................................................................................ 27
CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ....................................................................... 33
I- Evaluation du risque des substances chimiques dans les systèmes aquatiques ........................................... 33
I- A- Généralités ................................................................................................................................................ 33
I- B- Cas de mélanges pétroliers ....................................................................................................................... 36
I- B- 1- Méthode de Blocs d’Hydrocarbures ou « HBM » ............................................................................. 37
I- B- 2- Méthode d’hydrocarbures pétroliers totaux ou « TPH » .................................................................. 38
I- B- 3- Comparaison des méthodes HBM et TPH ......................................................................................... 41
I- B- 4- Quelques hydrocarbures pétroliers et leurs propriétés physico-chimiques..................................... 43
II- Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques .......................................................................................... 47
II- A- Nature ...................................................................................................................................................... 47
II- B- Origine des HAP et étude de sources ....................................................................................................... 49
II- B- 1- Formation ........................................................................................................................................ 49
II- B- 1- a- Origine pyrolytique .................................................................................................................. 49
II- B- 1- b- Origine pétrogénique .............................................................................................................. 50
II- B- 1- c- Origine diagénétique ............................................................................................................... 51
II- B- 2- Identification de sources.................................................................................................................. 52
II- B- 2- a- Profils moléculaires ................................................................................................................. 52
II- B- 2- b- Indices moléculaires ................................................................................................................ 53
II- C- Cycle biogéochimique .............................................................................................................................. 55
II- C- 1- Entrée dans l’environnement aquatique ......................................................................................... 55
II- C- 2- Distribution dans les différents compartiments du système aquatique.......................................... 55
II- C- 2- a- Propriétés intrinsèques des molécules et caractéristiques du milieu .................................... 55
II- C- 2- b- Dégradation ............................................................................................................................. 56
II- C- 2- b- i- Dégradation abiotique ..................................................................................................... 57
II- C- 2- b- ii- Dégradation biotique ...................................................................................................... 58
II- C- 2- c- Biodisponibilité ........................................................................................................................ 59
12
II- C- 2- d- Bioaccumulation ...................................................................................................................... 61
II- C- 2- e- Biotransformation et transfert trophique ............................................................................... 62
II- D- Toxicité ..................................................................................................................................................... 64
II- D- 1- Toxicité aiguë et effets létaux .......................................................................................................... 64
II- D- 2- Toxicité chronique et effets sub-létaux ........................................................................................... 64
II- D- 3- Phototoxicité ................................................................................................................................... 67
III- Méthodologies analytiques : dosage des hydrocarbures dans les systèmes aquatiques............................ 68
III- A- Généralités .............................................................................................................................................. 68
III- B- La MicroExtraction sur Phase Solide (SPME) ........................................................................................... 69
III- B- 1- Principe et fonctionnement ............................................................................................................ 69
III- B- 2- Nature du revêtement .................................................................................................................... 71
III- B- 3- Application de la SPME pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils et des hydrocarbures
aromatiques polycycliques ........................................................................................................................... 72
IV- Méthodologies analytiques : échantillonnage des hydrocarbures dans les systèmes aquatiques ............. 75
IV- A- Généralités .............................................................................................................................................. 75
IV- B- Echantillonnage biologique ..................................................................................................................... 75
IV- C- Echantillonnage passif dans les systèmes aquatiques ............................................................................ 77
IV- C- 1- Théorie de l’échantillonnage passif ................................................................................................ 78
IV- C- 1- a- Principe................................................................................................................................... 78
IV- C- 1- b- Approche Composé Référence de Performance « PRC » ....................................................... 82
IV- C- 2- Outils d’échantillonnage passif pour les composés hydrophobes tels les HAP dans les systèmes
aquatiques .................................................................................................................................................... 83
IV- C- 2- a- Membranes semi-perméables « SPMD » .............................................................................. 84
IV- C- 2- a- i- Description et principe .................................................................................................... 84
IV- C- 2- a- ii- Intérêts de l’outil ............................................................................................................ 85
IV- C- 2- a- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 86
IV- C- 2- b- Membrane enfermant un revêtement adsorbant « MESCO »............................................... 87
IV- C- 2- b- i- Description et principe ................................................................................................... 87
IV- C- 2- b- ii- Intérêts de l’outil ........................................................................................................... 88
IV- C- 2- b- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 89
IV- C- 2- c- Dosimètre céramique ............................................................................................................. 90
IV- C- 2- c- i- Description et principe .................................................................................................... 90
IV- C- 2- c- ii- Intérêts de l’outil ............................................................................................................ 91
IV- C- 2- c- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 92
IV- C- 2- d- Microextraction sur Phase Solide « SPME » ........................................................................... 92
IV- C- 2- d- i- Description et principe ................................................................................................... 92
IV- C- 2- d- ii- Intérêts de l’outil ........................................................................................................... 94
IV- C- 2- d- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 94
IV- C- 2- e- Chemcatchers ® ...................................................................................................................... 95
IV- C- 2- e- i- Description et principe ................................................................................................... 95
IV- C- 2- e- ii- Intérêts de l’outil............................................................................................................ 96
IV- C- 2- e- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 96
IV- C- 2- f- Les membranes polymériques ................................................................................................ 96
IV- C- 2- f- i- Les membranes en polyéthylène basse densité : « LDPE » ............................................. 97
IV- C- 2- f- i- α- Principe et description ............................................................................................ 97
IV- C- 2- f- i- β- Intérêts de l’outil ..................................................................................................... 98
IV- C- 2- f- i- γ- Limites de l’outil ...................................................................................................... 98
13
IV- C- 2- f- ii- Gommes de silicone ou « Silicone Rubbers » (SR) .......................................................... 99
IV- C- 2- f- ii- α- Principe et description ........................................................................................... 99
IV- C- 2- f- ii- β- Intérêts de l’outil .................................................................................................... 99
IV- C- 2- f- ii- γ- Limites de l’outil ................................................................................................... 100
IV- C- 3- Echantillonnage des composés polaires dans les systèmes aquatiques : le POCIS ...................... 100
IV- C- 3- a- Description et principe ......................................................................................................... 101
IV- C- 3- b- Intérêts de l’outil .................................................................................................................. 101
IV- C- 3- c- Limites de l’outil ................................................................................................................... 102
IV- D- Comparaison d’outils pour l’échantillonnage des hydrocarbures ........................................................ 102
IV- E- Couplage échantillonnage passif/échantillonnage biologique/ échantillonnage ponctuel : intérêts et
limites ............................................................................................................................................................. 108
OBJECTIFS DE THESE .................................................................................................................. 109
CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES ............................................................................. 115
I- Choix des molécules cibles ........................................................................................................................ 115
II- Matériel ................................................................................................................................................... 115
III- Développement en laboratoire ............................................................................................................... 116
III- A- Développement méthodologique pour l’extraction et l’analyse des hydrocarbures volatils (aromatiques
et saturés) ....................................................................................................................................................... 117
III- A- 1- Extraction de la phase dissoute : la microextraction sur phase solide en mode espace de tête ou
« headspace » ............................................................................................................................................. 117
III- A- 2- Extraction de la phase sédimentaire : la microextraction sur phase solide en mode espace de tête
ou « headspace »........................................................................................................................................ 117
III- A- 3- Analyse des hydrocarbures volatils par GC-MS ............................................................................ 118
III- A- 4- Analyse des hydrocarbures volatils par GC-MS-MS ...................................................................... 118
III- B- Extraction des HAP de la phase dissoute : la microextraction sur phase solide en mode immersion .. 119
III- C- Extraction des HAP des matrices solides (sédiments, particules, huîtres) ............................................ 119
III- C- 1- Préparation des échantillons ........................................................................................................ 119
III- C- 2- Extraction des échantillons ........................................................................................................... 120
III- D- Développement méthodologique pour l’extraction des HAP à partir de différents échantillonneurs
passifs utilisés dans le cadre de ces travaux ................................................................................................... 121
III- D- 1- Les membranes semi-perméables (SPMD) ................................................................................... 121
III- D- 2- Les gommes de silicone (SR) ......................................................................................................... 123
III- D- 3- POCIS et versions adaptées du POCIS ........................................................................................... 124
III- E- Technique d’analyse des HAP dans les différentes matrices................................................................. 125
III- E- 1- Méthodologie de séparation......................................................................................................... 125
III- E- 2- Méthodologie de détection : spectrométrie de masse ................................................................. 126
III- E- 3- Méthodologie de détection : spectrométrie de masse en tandem .............................................. 126
III- E- 4- Méthodologie de quantification : l’étalonnage interne ................................................................ 127
III- F- Développement des versions adaptées de POCIS ou POCIS-« like » pour l’échantillonnage des HAP :
expérimentations de calibration..................................................................................................................... 128
III- F- 1- Objectifs des expérimentations .................................................................................................... 128
III- F- 2- Déroulement des expérimentations ............................................................................................. 130
14
IV- Développement, validation et application des méthodologies de dosage et d’échantillonnage en
conditions semi-contrôlées (systèmes pilotes ou « mésocosmes ») ............................................................. 135
IV-A- TOTAL ..................................................................................................................................................... 135
IV- A- 1- Contexte et objectifs du projet TOTAL ......................................................................................... 135
IV- A- 2- Description du site expérimental ................................................................................................. 136
IV- A- 3- Expérimentations ......................................................................................................................... 137
IV- A- 3- a- Expérimentation « essence » (2008) .................................................................................... 138
IV- A- 3- a- i- Essence ......................................................................................................................... 138
IV- A- 3- a- ii- « Water Accomodated Fractions » ou WAFs ............................................................... 139
IV- A- 3- a- iii- Expérimentation préliminaire ..................................................................................... 139
IV- A- 3- a- iv- Expérimentation « essence » proprement dite : organisation des canaux et campagnes
de prélèvement ................................................................................................................................. 140
IV- A- 3- b- Expérimentation « kérosène » (2009) ................................................................................. 141
IV- A- 3- b- i- Kérosène ....................................................................................................................... 141
IV- A- 3- b- ii- WAFs ............................................................................................................................ 141
IV- A- 3- b- iii- Expérimentation préliminaire ..................................................................................... 141
IV- A- 3- b- iv- Expérimentation « kérosène » proprement dite : organisation des canaux et
campagnes de prélèvement .............................................................................................................. 142
IV-B- EMESTOX ................................................................................................................................................ 143
IV- B- 1- Contexte et objectifs du projet EMESTOX .................................................................................... 143
IV- B- 2- Expérimentation préliminaire ....................................................................................................... 145
IV- B- 3- Expérimentations proprement dites ............................................................................................ 146
IV- B- 3-a- Expérimentation « continue » ............................................................................................... 147
IV- B- 3- a- i- Objectifs et description ................................................................................................. 147
IV- B- 3- a- ii- Détail des échantillonneurs ......................................................................................... 147
IV- B- 3- a- iii- Campagnes de prélèvement ....................................................................................... 148
IV- B- 3-b- Expérimentation « discontinue » .......................................................................................... 150
IV- B- 3- b- i- Objectifs et description ................................................................................................ 150
IV- B- 3- b- ii- Détail des échantillonneurs ......................................................................................... 150
IV- B- 3- b- iii- Campagnes de prélèvement ....................................................................................... 151
IV- B- 3- c- Expérimentation « accidentelle » ......................................................................................... 153
IV- B- 3- c- i- Objectifs et description ................................................................................................. 153
IV- B- 3- c- ii- Détail des échantillonneurs.......................................................................................... 153
IV- B- 3- c- iii- Campagnes de prélèvement ....................................................................................... 154
V- Validation et application des méthodologies de dosage et d’échantillonnage in-situ des HAP dans le milieu
environnemental .......................................................................................................................................... 155
V- A- Le Bassin d’Arcachon ............................................................................................................................. 156
V- A- 1- Généralités sur le bassin d’Arcachon ............................................................................................ 156
V- A- 2- Objectifs de l’étude ....................................................................................................................... 157
V- A- 3- Stratégie d’étude et campagnes d’échantillonnage ...................................................................... 158
V- B- L’estuaire de la Gironde ......................................................................................................................... 162
V- B- 1- Généralités sur l’estuaire de la Gironde ........................................................................................ 162
V- B- 2- Objectifs de l’étude ....................................................................................................................... 163
V- B- 3- Stratégie d’étude et campagnes d’échantillonnage ...................................................................... 163
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ........................................................................................ 169
15
CHAPITRE III : RESULTATS ....................................................................................................... 187
Liste des publications ................................................................................................................................... 187
I- Publication n° 1 : Optimisation, validation et application d’une méthodologie de microextraction sur phase
solide en mode espace de tête couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la spectrométrie de
masse (HS-SPME-GC-MS) et à la spectrométrie de masse en tandem (HS-SPME-GC-MS-MS) pour l’analyse des
hydrocarbures pétroliers volatils dans les phases dissoute et sédimentaire du système aquatique ............. 188
Démarche et principaux résultats de la publication n° 1 ................................................................................ 225
II- Publication n°2 : Développements des versions adaptées du « Polar Organic Chemical Integrative
Sampler » (POCIS) pour l’échantillonnage des Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques dans le système
aquatique ..................................................................................................................................................... 228
Démarche et principaux résultats de la publication n° 2 ................................................................................ 267
III- Publication n° 3: Etude du comportement des versions adaptées du POCIS pour l’échantillonnage des HAP
à travers leurs applications dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées. Effets d’une
contamination discontinue ou accidentelle .................................................................................................. 270
Démarche et principaux résultats de la publication n° 3 ................................................................................ 297
IV- Publication n° 4 : Etude de la contamination en HAP dans le bassin d’Arcachon durant l’été 2010.
Couplage des approches d’échantillonnage passif et d’accumulation biologique. ........................................ 300
Démarche et principaux résultats de la publication n° 4 ................................................................................ 345
V- Publication n° 5 : Etude de la contamination en HAP dans la phase dissoute de l’estuaire de la Gironde.
Couplage avec une approche intégrative au cours du temps pour la détermination des concentrations
« libres » dissoutes et moyennées ............................................................................................................... 348
Démarche et principaux résultats de la publication n° 5 ................................................................................ 379
VI- Publication n° 6 : Application environnementale des versions adaptées de POCIS développées en
laboratoire ou POCIS-« like » pour l’échantillonnage des HAP dans les systèmes aquatiques. Comparaison
avec les SPMD .............................................................................................................................................. 382
Démarche et principaux résultats de la publication n° 6 ................................................................................ 407
CONCLUSION GENERALE & PERSPECTIVES ......................................................................... 413
ANNEXES ......................................................................................................................................... 421
Liste des annexes ............................................................................................................................................ 421
Annexe I : Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés dans la phase dissoute et la
phase sédimentaire par GC-MS ...................................................................................................................... 422
Annexe II : Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés dans la phase dissoute par
GC-MS-MS ....................................................................................................................................................... 425
Annexe III : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans la phase dissoute par GC-
MS ................................................................................................................................................................... 429
Annexe IV : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les matrices solides et les
échantillonneurs passifs par GC-MS ............................................................................................................... 431
Annexe V : Solubilisation des HAP dans l’éthanol pour la contamination des canaux dans EMESTOX .......... 434
Annexe VI : Paramètres physico-chimiques au cours des expérimentations EMESTOX ................................ 435
16
Annexe VII: Indices de condition des huîtres déployées dans le bassin d’Arcachon durant l’été 2010 ......... 438
Annexe VIII : Différents sites suivis au niveau du bassin d’Arcachon ............................................................. 439
Annexe IX : Différents sites suivis au niveau de l’estuaire de la Gironde ....................................................... 440
17
Liste des figures
Figure 1 : Cadre de l'évaluation du risque écologique (US-EPA, 1998). ............................................................. 35
Figure 2: Structure des HAP étudiés (* : classés prioritaires par l’agence US-EPA). ........................................ 48
Figure 3: Représentation schématique de la SPME (d’après De Perre et al., 2009). .......................................... 70 Figure 4 : Courbe d’accumulation d’un composé dans un outil d’échantillonnage passif (d’après Vrana et al.,
2005 a). ................................................................................................................................................................. 79
Figure 5: Représentation schématique d’une SPMD (d’après Huckins et Alvarez, 2004). .................................. 84 Figure 6 : Comparaison des teneurs en HAP obtenues par l’échantillonnage ponctuel et l’échantillonnage passif
utilisant des SPMD dans un suivi environnemental (d’après Tusseau-Vuillemin et al., 2007). ............................ 85
Figure 7: Représentation schématique d’un MESCO (adaptée de Vrana et al., 2001). ....................................... 88
Figure 8: Représentation schématique d’un dosimètre céramique (d’après Kot-Wasik et al., 2007). ................. 91
Figure 9: Représentation schématique de la nd-SPME (d’après Ouyang et al., 2007 b). .................................... 93
Figure 10: Représentation schématique d’un Chemcatcher®
(d’après Vrana et al., 2006 a). .............................. 95
Figure 11: Représentation schématique d’un POCIS (d’après Kot-Wasik et al., 2007). .................................... 101 Figure 12 : Echantillonneurs passifs utilisés dans le cadre de ces travaux : les membranes semi-perméables (a) ;
les POCIS et versions adaptées de POCIS (b) ; et les gommes de silicone (c). .................................................. 121 Figure 13 : Rendements d'extraction des HAP natifs à partir des SPMD (niveau de dopage : 1 µg par
membrane) pour n = 3. ....................................................................................................................................... 123 Figure 14 : Rendements d'extraction des composés références de performance « PRC » à partir des SPMD
(niveau de dopage : 1 µg par membrane) pour n = 3. ........................................................................................ 123 Figure 15 : Rendements d'extraction des HAP à partir des gommes de silicone (niveau de dopage : 0,9 µg par
échantillonneur) pour n = 3. ............................................................................................................................... 124 Figure 16 : Représentation schématique d’un GC-MS-MS de modèle Varian (a) (d’après Bouchonnet et Libong,
(< http:// www.dcmr.polytechnique.fr/spip/IMG/pdf/couplage.pdf >)), et celle du GC-MS-MS de modèle Agilent
Technologies (GC 7890 A série C, MS 7000 A) utilisé au cours de ces travaux de thèse (b). ............................ 127
Figure 17: Représentation schématique d’une calibration en flux continu au laboratoire. ............................... 132 Figure 18: Vérification de la stabilité des concentrations en HAP dans un système à flux continu au laboratoire.
............................................................................................................................................................................ 133 Figure 19: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier la capacité et les limites des POCIS pour
l’échantillonnage des HAP. ................................................................................................................................ 134 Figure 20: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier l’influence de la porosité des membranes en
polyéthersulfone des POCIS sur l’échantillonnage des HAP. ............................................................................ 134 Figure 21: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier l’effet du changement de la nature des
membranes en polyéthersulfone des POCIS sur l’échantillonnage des HAP. .................................................... 134 Figure 22: Description schématique du site des Rivières Pilotes de TOTAL « petrochemicals » à Mont Lacq
(d'après Champeau, 2005). ................................................................................................................................. 137
Figure 23: Calendrier d’échantillonnage de l’expérimentation « essence ». ..................................................... 140
Figure 24: Calendrier d’échantillonnage de l’expérimentation « kérosène ». ................................................... 142
Figure 25 : Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « continue ». ................................ 149
Figure 26: Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « discontinue ». ............................ 152
Figure 27: Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « accidentelle ». ........................... 154
Figure 28 : Localisation du bassin d’Arcachon par rapport à la France........................................................... 157
Figure 29 : Sites du bassin d’Arcachon suivis pendant la période estivale 2010. .............................................. 159
Figure 30: Cage où sont placés les échantillonneurs passifs au moment du déploiement environnemental. ..... 160
Figure 31 : Localisation de l’estuaire de la Gironde par rapport à la France. ................................................. 162
Figure 32 : Sites de l’estuaire de la Gironde suivis au cours des années 2009/2010. ........................................ 164
Figure 33: Calendrier d’échantillonnage des sites étudiés dans l’estuaire de la Gironde. ................................ 165
18
Liste des tableaux
Tableau 1 : Schéma des blocs d’hydrocarbures sélectionné par van de Meent et al., 2009. ................................ 38 Tableau 2: Les fractions choisies par le TPHCWG ainsi que leurs propriétés physico-chimiques représentatives
et modélisées. (Source : TPHCWG, 1997). ........................................................................................................... 40
Tableau 3: Comparaison des méthodes TPH et HBM. ......................................................................................... 42 Tableau 4: Classification et propriétés physico-chimiques de quelques hydrocarbures pétroliers. (Sources:
TPHCWG, 1997; *Irwin et al., 1997; ** WHO, 1998). ........................................................................................ 44 Tableau 5: Pourcentage massique de quelques HAP dans le pétrole brut et ses produits raffinés. (Source :
TPHCWG, 1997). .................................................................................................................................................. 51
Tableau 6: Indices moléculaires pour l’étude de sources des HAP (selon l’étude de Yunker et al, 2002). .......... 54 Tableau 7: Classification cancérigène des HAP individuels et des mélanges de HAP selon l’IARC, l’UE et l’US-
EPA. (Source : INERIS, 2003). ............................................................................................................................. 66
Tableau 8: PNEC de quelques HAP dans la phase dissoute et la phase sédimentaire. (Source : INERIS, 2005). 67 Tableau 9: Application environnementale de la SPME pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils et
des HAP. ............................................................................................................................................................... 73
Tableau 10 : Equations décrivant la théorie de l’échantillonnage passif. ............................................................ 81 Tableau 11: Temps d’échantillonnage requis pour atteindre une bonne sensibilité avec le dosimètre
céramique (d’après Weiβ et al., 2007). ................................................................................................................ 92
Tableau 12: Coefficients de partage échantillonneurs passifs - eau (log Ksw). ................................................... 103
Tableau 13: Taux d’échantillonnage des HAP obtenus par différents outils d’échantillonnage passif. ............. 105 Tableau 14: Quelques caractéristiques des principaux échantillonneurs passifs utilisés pour les contaminants
organiques dans les systèmes aquatiques. .......................................................................................................... 106
Tableau 15 : Membranes testées lors du développement des versions adaptées de POCIS. .............................. 130 Tableau 16: Objectifs et caractéristiques des expérimentations de développement des POCIS-« like » en
laboratoire. ......................................................................................................................................................... 131 Tableau 17: Attribution des canaux du site expérimental de TOTAL au cours de l’expérimentation « essence ».
............................................................................................................................................................................ 141 Tableau 18 : Attribution des canaux du site expérimental de TOTAL au cours de l’expérimentation « kérosène ».
............................................................................................................................................................................ 143 Tableau 19: Normes de Qualité Environnementale (NQE) des HAP sélectionnés dans le programme EMESTOX.
............................................................................................................................................................................ 145
Tableau 20 : Expérimentations du projet EMESTOX. ........................................................................................ 147
Tableau 21: Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « continue ». ................. 149
Tableau 22: Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « discontinue ».............. 152
Tableau 23 : Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « accidentelle ». ........... 155
Tableau 24 : Stratégie d’échantillonnage dans le bassin d’Arcachon pendant la période estivale 2010. .......... 161
19
20
Abréviations, Acronymes, Symboles, Unités
13C : carbone 13
% : pourcentage
® : “registered”
°C : degré Celsius
µg : microgramme
µg.Kg-1
: microgramme par kilogramme
µg.L-1
: microgramme par litre
µL : microlitre
µm : micromètre
µs.s-1
: microsiemens par seconde
η : viscosité
δb : épaisseur effective du biofilm
δm : épaisseur effective de la membrane
δw : épaisseur effective de la couche limite d’eau
a : année
A : aire
Å : angström
Acte : acénaphtène
Acty : acénaphtylène
ADN : acide désoxyribonucléique
An : anthracène
Atm : atmosphère
B(b,j,k)F : benzo(b,j,k)fluoranthène
BaA : benz(a)anthracène
BaP : benzo(a)pyrène
BbF : benzo(b)fluoranthène
BCF : facteur de bioconcentration
BeP : benzo(e)pyrène
BkF : benzo(k)fluoranthène
BNT : benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène
BP : benzo(g,h,i)perylène
BTEX : Benzène, Toluène, Ethylbenzène, Xylènes
C0 : composé sans ramification alkyle
C1 : composé avec 1 ramification alkyle
C5 à C18 : chaîne contenant 5 à 18 carbones
CAR/PDMS : carboxen/polydiméthylsiloxane
CAS : “Chemical Abstracts Service”
Cemagref : Centre National du Machinisme Agricole, du Génie Rural, des Eaux et Forêts
Cereve : Centre d'Enseignement et de Recherche sur l'Eau, la Ville et l'Environnement
Chrys : chrysène
cm : centimètre
cm3.cm
-3 : centimètre cube par centimètre cube
cm.s-1
: centimètre par seconde
CONCAWE : “CONservation of Clean Air and Water in Europe” (Association européenne des
industries pétrolières pour l’environnement, la santé et la sécurité dans les processus de raffinage et de
distribution)
Cs : concentration d’un contaminant dans un échantillonneur passif
CS0 : concentration à t = 0 d’un contaminant dans un échantillonneur passif
21
Cw : concentration d’un contaminant dans l’eau
CW/DVB : carbowax/divinylbenzène
CYP : Cytochrome P
CYP P450 : Cytochrome P450
CYP1 A : Cytochrome P450 1A
Db : coefficient de diffusion dans le biofilm
Dm : coefficient de diffusion dans la membrane
Dw : coefficient de diffusion dans la couche limite d’eau
Da : dalton
DacA : dibenz(a,c)anthracène
DahA : dibenz(a,h)anthracène
D(ah,ac)A : dibenz(ah,ac)anthracène
DBT : dibenzothiophène
DCE : Directive Cadre Eau
DLLME : “Dispersive Liquid Liquid Microextraction” (microextraction liquide-liquide dispersive)
DMP : diméthylphénanthrène
DVB : divinylbenzène
DVB/CAR/PDMS : divinylbenzène/carboxen/polydiméthylsiloxane
E : exposant
ECN : “Equivalent Carbon Number” (nombre de carbone équivalent)
EINECS : “European INventory of Existing Commercial chemical Substances” (INventaire Européen
des Substances chimiques Commerciales Existentes)
EMESTOX : Echantillonneurs passifs pour la MEsure des Substances chimiques et de la TOXicité
associée de l’eau et des effluents industriels
eV : electron-volt
Fe : fluorène
FID : détecteur à ionization de flamme
Fluo : fluoranthène
g : gramme
g.L-1
: gramme par litre
g.mol-1
: gramme par mole
GC : chromatographie en phase gazeuse
GC-FID : chromatographie en phase gazeuse couplée à un détecteur à ionisation de flamme
GC-ITMS : chromatographie en phase gazeuse couplée à un spectromètre de masse à trappe ionique
GC-MS : chromatographie en phase gazeuse couplée à un spectromètre de masse
GC-MS-MS : chromatographie en phase gazeuse couplée à un spectromètre de masse en tandem
GF/F : “Glass Microfiber Filter”
H : constante de Henry
h : heure
HAP : Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques
HBM : “Hydrocarbon Block Method” (Méthode de blocs d’hydrocarbures)
HOMO : “Highest Occupied Molecular Orbital” (orbitale moléculaire haute occupée)
HS : “headspace”
HS-SPME : “Headspace Solid Phase microextraction” (microextraction sur phase solide en mode
espace de tête)
HS-LPME : “Headspace Liquid Phase microextraction” (microextraction sur phase liquide en mode
espace de tête)
IARC : Centre International de Recherche sur le Cancer
IFREMER : Institut Français de Recherche pour l'Exploitation de la MER
IP : indéno(1,2,3-cd)pyrène
j : jour
k0 : coefficient de transfert de masse d’un composé dans un échantillonneur passif
kb : coefficient de transfert de masse dans le biofilm
Kbw : “Biofilm Water partition coefficient” (coefficient de partage biofilm-eau)
22
ke : constante de vitesse d’élimination
ke* : facteur de réponse d’un étalon interne
ki : facteur de réponse d’un composé
Ki : facteur de réponse d’un composé en fonction du facteur de réponse d’un étalon interne
Km : Kilomètre
km : coefficient de transfert de masse dans la membrane
Kmw : “Membrane Water partition coefficient” (coefficient de partage membrane-eau)
Koc : coefficient de partage carbone organique/eau
Kow : coefficient de partage octanol/eau
KPEW : “Polyethylene-Water partition coefficient” (coefficient de partage polyéthylène-eau)
Ksw : “Sampler Water partition coefficient” (coefficient de partage échantillonneur-eau)
kw : coefficient de transfert de masse dans l’eau
L : litre
L.h-1
: litre par heure
L.j-1
: litre par jour
LC50 : concentration létale 50.
LDPE : “Low Density Polyethylene” (polyéthylène basse densité)
LLE : “Liquid Liquid Extraction” (extraction liquid-liquide)
LOD : “Limit of Detection” (limite de détection)
log : logarithme
LPME : “Liquid Phase Microextraction” (microextraction sur phase liquide)
LPTC : Laboratoire de Physico-ToxicoChimie des systèmes naturels
LRSAE : Laboratoire de Radiochimie, Sciences Analytiques et Environnement
LUMO : “Lowest Unoccupied Molecular orbital” (orbitale moléculaire basse vacante)
m : mètre
m/z : masse/charge
m3.h
-1 : mètre cube par heure
mbars : millibars
MESCO : “Membrane Enclosed Sorptive Coating” (membrane renfermant un polymère adsorbant)
mg.L-1
: milligramme par litre
mi : quantité d’un composé
min : minute
mL : millilitre
mL.j-1
: millilitre par jour
mm : millimètre
MM : masse molaire
mmHg : millimètre de mercure
MOD : matière organique dissoute
MRM : “Multiple Reaction Monitoring”
MS : spectromètre de masse
Ms : quantité de contaminants accumulés dans un échantillonneur passif
n : nombre
N : naphtalène
NAPL : “Non Aqueous Phase liquid ” (phase liquide non aqueuse)
nd-SPME : “non-depletive Solid Phase Microextraction”
ng.L-1
: nanogramme par litre
nm : nanomètre
NOEL : “No Observable Effect Level” (dose sans aucun effet)
NQE : Norme de Qualité Environnementale
OH : hydroxyl
OSPAR : convention Oslo-Paris
p,p’-DDT : p,p’-dichlorodiphényltrichloroéthane
PA : polyacrylate
Pa : pascal
23
PCB : polychlorobiphényles
PDMS : polydiméthylsiloxane
PDMS/CW : polydiméthylsiloxane-carbowax
PDMS/DVB : polydiméthylsiloxane-divinylbenzène
PE : polyéthylène
PEC : “Predicted Exposure Concentration” (concentration prédite)
Per : pérylène
PES : polyéthersulfone
pg.L-1
: picogramme par litre
Phe : phénanthrène
PNEC : “Predicted No-effect Concentration” (concentration la plus forte probablement sans effet)
POCIS : “Polar Organic Chemical Integrative Sampler”
POM : polyoxyméthylène
PRC : “Performance Reference Compound” (composé référence de performance)
PTFE : polytétrafluoroéthylène
PV : pression de vapeur
Pyr : pyrène
R2 : coefficient de corrélation
RCR : Ratio de Caractérisation du Risque
REACH : enRegistrement, Evaluation, Autorisation et Restrictions des Substances Chimiques
RP : Rivières Pilotes
rpm : rotation par minute
Rs : “Sampling rate” ou taux d’échantillonnage
RSD : “Relative Standard Deviation” (écart-type relatif)
S : solubilité
SBSE : “Stir Bar Sorptive Extraction” (extraction sur barreau)
SIM : “Single Ion Monitoring”
SPE : “Solid Phase Extraction” (extraction sur phase solide)
SPMD : “Semipermeable Membrane Device” (membrane semi-perméable)
SPME : “Solid Phase Microextraction” (microextraction sur phase solide)
SR : “Silicone Rubber” (gomme de silicone)
t : temps
T : temps de prélèvement
T°: température
t1/2 ou t50 : “half time” (demi-temps)
TPH : “Total Petroleum Hydrocarbons” (hydrocarbures pétroliers totaux)
TPHCWG : “Total Petroleum Hydrocarbons Criteria Working Group”
UE : Union Européenne
uma : unité de masse atomique
US-EPA: “United States Environmental Protection Agency” (agence de protection de l’environnement
des Etats-Unis)
UV : ultraviolets
v : vitesse
V : volume
Vs : volume d’un échantillonneur passif
WAF : “Water Accommodated Fraction”
WBL : “Water Boundary Layer” (couche limite d’eau)
Z : longueur de trajet de diffusion
24
25
Introduction générale
26
Introduction générale
27
Introduction générale
Selon les estimations des Nations Unies, les milieux aquatiques sont déjà pour la
plupart très perturbés et leurs ressources sont surexploitées ou en passe de l’être (FAO, 2000).
Durant les dernières décennies, de nombreux projets, conventions, réglementations et
directives pour la protection de l’environnement aquatique ont été établis et mis en place, tels
que la directive cadre eau ou DCE (Communautés Européennes, 2000), le système intégré
d’enregistrement, d’évaluation, d’autorisation et de restrictions des substances chimiques ou
système REACH (<http://www.reachonline.eu/REACH/EN/contents.html>) et la commission
OSPAR pour protéger et conserver l’Atlantique du Nord-Est et ses ressources
(<http://www.ospar.org>). Cependant face aux dangers qui continuent d’émerger et à la
croissance des activités humaines, les progrès menés pour la réduction de la nuisance aux
systèmes aquatiques sont dépassés dans certaines régions par l’ampleur de la détérioration.
Nombre de xénobiotiques et de produits émis suites aux activités humaines sont déversés dans
les systèmes aquatiques à chaque seconde, tels les produits pharmaceutiques, d’hygiène et de
beauté, les stéroïdes hormonaux, les pesticides, les détergents, et les composés hydrophobes
caractérisés par leur persistance et faible dégradabilité tels les polychlorobiphényles et les
hydrocarbures.
Parmi ces derniers, les hydrocarbures pétroliers sont la source la plus récurrente des
problèmes de pollution épisodiques et chroniques observés dans les systèmes aquatiques.
« Une bouteille plastique d'un litre et demi d'eau nécessite 30 grammes de pétrole pour sa
fabrication et 100 grammes pour l'acheminer vers son utilisateur »1. Ceci n’est que le reflet de
la consommation non-dimensionnée des hydrocarbures qui induit des déchets et rejets aussi
bien industriels que domestiques. L’essentiel de la contamination marine par les
hydrocarbures pétroliers provient des apports telluriques (rejets industriels, urbanisation)
évalués à 70 % (Marchand, 2003; Troyat, <http: // www. afcan. org/ dossiers_juridiques/
pollution_transport. html>), et le reste se partage entre la pollution naturelle, celle générée par
l’extraction du pétrole « off-shore » et la pollution accidentelle en mer qui est généralement
associée aux naufrages de navires pétroliers et aux marées noires. Cette dernière source est
1 Yves Cochet, 2005. Pétrole apocalypse. Edition Fayard
Introduction générale
28
responsable d’un faible apport d’hydrocarbures pétroliers dans les systèmes aquatiques
(16 %) (Marchand, 2003). Afin d’évaluer l’impact des hydrocarbures déversés dans les
écosystèmes, il est nécessaire de documenter leur présence dans le milieu naturel, de les
quantifier et de déterminer leur origine, distribution et devenir. Il n’est pas de moindre
importance de caractériser ces substances à leurs points d’émission tels les effluents
industriels et pétrochimiques afin de prendre des mesures préventives et/ou correctives visant
à réduire les émissions et à surveiller les effluents pour la protection de l’environnement.
Outre les hydrocarbures pétroliers, les hydrocarbures aromatiques polycycliques
(HAP) sont une classe d’hydrocarbures ubiquistes et persistants dans les milieux aquatiques,
dont la toxicité ainsi que le potentiel cancérigène, mutagène et tératogène ont été largement
documentés. Ces composés sont présents dans le pétrole brut, émis lors de la production de
carburants et issus de la combustion incomplète de la matière organique (activités
industrielles, chauffage domestique, trafic, feux de forêts). Comme tous les autres
contaminants dans les masses d’eau, les HAP sont sujets à une variabilité dans leurs
concentrations, résultante d’une multitude de facteurs tels que les cycles tidaux, les décharges
industrielles et urbaines discontinues, les évènements épisodiques... Ainsi, et afin d’assurer
une représentativité des « mesures » de la contamination, il s’avère indispensable d’avoir
recours à des méthodologies d’échantillonnage qui permettraient d’intégrer la variabilité
temporelle de la concentration dans un milieu donné. De plus, une particularité des molécules
hydrophobes dans les environnements aquatiques est leur faible solubilité aqueuse, qui
conditionne leur accumulation prédominante dans les sédiments, leur sorption à la matière
particulaire en suspension et au carbone organique dissous, et qui fait que leurs concentrations
« libres » dissoutes sont extrêmement faibles. Dans une logique de l’évaluation du risque, les
méthodologies d’échantillonnage et/ou d’analyse adoptées pour le suivi des composés
hydrophobes doivent assurer des sensibilités suffisantes pour permettre la détection de ces
faibles concentrations qui peuvent être toxiques, mais aussi doivent donner accès à la fraction
« libre » dissoute plutôt qu’à la concentration totale comprenant les formes associées des
molécules ; la forme « libre » contrôlant en partie la bioconcentration et les effets toxiques
(Heringa et Hermens, 2003; Reichenberg et Mayer, 2006). L’échantillonnage passif introduit
ces dernières années se présente comme une triple solution en une pour résoudre les
problèmes déjà cités des composés organiques et spécialement des composés hydrophobes
(tels les hydrocarbures) dans les systèmes aquatiques : les outils de l’échantillonnage passif
Introduction générale
29
sont capables d’estimer les concentrations moyennées des contaminants avec le temps
pendant la période de leur exposition dans le milieu ; ils assurent un facteur de pré-
concentration important résultant en une amélioration des limites de détection analytiques ; et
excluent l’échantillonnage des formes associées des molécules suite aux propriétés inhérentes
aux outils eux-mêmes.
Plusieurs outils d’échantillonnage passifs sont utilisés dans les suivis
environnementaux de la contamination du système aquatique, et sont sélectifs pour un
domaine ou une gamme d’hydrophobicité spécifique. Les outils les plus largement utilisés
pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes et dans lesquels l’accumulation des
contaminants est la plus décrite et la plus modélisée sont les membranes semi-perméables
(SPMD). Elles ont montré à travers leur application dans les études environnementales leur
grande capacité de pré-concentration, mais aussi leurs limites concernant leur capacité
intégrative pour les composés de faibles poids moléculaires (Louch et al., 2003; Harman et
al., 2009) et leur grande consommation de temps et de solvants organiques au cours de la
procédure de leur extraction/purification (Petty et al., 2000).
Dans ce contexte, les objectifs de ces travaux ont été d’une part le développement et
l’optimisation des méthodologies analytiques permettant l’identification et la quantification
des hydrocarbures pétroliers aussi bien dans la phase dissoute que dans la phase sédimentaire,
et d’autre part le développement de nouveaux outils d’échantillonnage passif pour les
hydrocarbures aromatiques polycycliques dans la phase dissoute. L’objectif ultime étant
l’amélioration de la surveillance chimique permettant de documenter la présence, l’origine et
le devenir de ces contaminants dans les milieux aquatiques.
Dans un premier chapitre, la procédure d’évaluation du risque des mélanges
complexes d’hydrocarbures est présentée suivie d’une synthèse sur les connaissances
actuelles d’une classe spécifique d’hydrocarbures : les hydrocarbures aromatiques
polycycliques. Ce chapitre fait aussi un point sur l’état de l’art des méthodologies d’analyse
des hydrocarbures en général et des méthodologies d’échantillonnage des hydrocarbures
aromatiques polycycliques. Le second chapitre décrit les développements en laboratoire ainsi
que ceux menés in-situ en conditions semi-contrôlées pour la mise en œuvre des
méthodologies d’analyse et d’échantillonnage des hydrocarbures. Il présente aussi les
validations et les applications des méthodologies développées dans des systèmes pilotes afin
Introduction générale
30
d’évaluer leurs performances et leurs limites. Il aborde enfin l’échelle ultime qu’est le milieu
environnemental avec une présentation des deux écosystèmes aquatiques français dans
lesquels les HAP ont été suivis au cours de ces travaux (le bassin d’Arcachon et l’estuaire de
la Gironde). Le troisième chapitre présente les résultats obtenus dans le cadre de cette thèse
sous la forme d’articles. Le premier présente les développements méthodologiques par
microextraction sur phase solide (SPME) de l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils,
les plus abondants dans le pétrole et ses produits raffinés, ainsi que leurs validations et
applications dans des pilotes en conditions semi-contrôlées dans différentes matrices : l’eau,
les « Water Accomodated Fractions » ou « WAF » et les sédiments. Le second détaille les
développements méthodologiques pour la conception et l’évaluation de nouveaux outils
d’échantillonnage des hydrocarbures aromatiques polycycliques désignés sous le terme
« Polar Organic Chemical Integrative Samplers-like » ou POCIS-« like ». Le troisième décrit
l’évaluation de la performance et des limites des outils d’échantillonnage développés pour
intégrer la variabilité de la concentration dans le milieu. Le quatrième expose une approche
multi-compartiments pour la caractérisation de la présence et du devenir des hydrocarbures
aromatiques polycycliques dans le bassin d’Arcachon. Le cinquième expose le couplage de la
SPME et de l’échantillonnage passif pour le suivi des hydrocarbures aromatiques
polycycliques dans la phase dissoute de l’estuaire de la Gironde. Le sixième présente une
application des POCIS-« like » développés au laboratoire dans un milieu naturel qu’est le
bassin d’Arcachon avec leur couplage aux SPMD pour l’échantillonnage et la mesure des
hydrocarbures aromatiques polycyliques. Enfin la conclusion ainsi que les perspectives de ces
travaux sont présentées.
31
Chapitre I :
Synthèse bibliographique
Ce chapitre présente un résumé de la procédure d’évaluation du risque des mélanges
complexes d’hydrocarbures dans l’environnement, puis s’intéresse en particulier à une classe
spécifique de composés : les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques (HAP). Il expose
leurs principales sources, leur cycle biogéochimique et leur toxicité. L’utilisation de la
microextraction sur phase solide comme méthodologie d’extraction des HAP et des
hydrocarbures pétroliers volatils dans les différents compartiments du système aquatique y est
aussi abordée. Il présente enfin l’état de l’art des méthodologies d’échantillonnage passif des
contaminants organiques dans la phase dissoute, et leur couplage à l’échantillonnage
biologique et ponctuel.
32
Chapitre I : Synthèse bibliographique
33
Chapitre I : Synthèse bibliographique
I- Evaluation du risque des substances chimiques dans les systèmes
aquatiques
I- A- Généralités
Les écosystèmes aquatiques sont des milieux complexes et dynamiques, soumis à des
variations temporelles et spatiales, continuellement sujets à de nombreux « stresseurs »
naturels et anthropiques. Bien que responsable d’une grande partie de la contamination
observée dans ces systèmes, l’homme se trouve obligé d’en tenir compte, et de prendre des
décisions pour réduire l’utilisation et limiter l’impact que peuvent avoir les substances
dangereuses sur le vivant. La prise de décision ainsi que les actions de gestion associées
reposent sur une procédure d’évaluation du danger et du risque écologique des composés
chimiques en suivant une démarche connue sous « Hazard and Risk Assessment », l’objectif
étant de réguler l’usage de ces substances chimiques via des directives et réglementations, et
de gérer les sites de déchets ainsi que les zones polluées. Cette démarche constitue un
véritable « challenge » si l’on considère la complexité de l’écosystème, et consiste à
déterminer les effets néfastes des composés chimiques dans le cadre de l’évaluation du danger
et à évaluer le potentiel d’exposition dans le cadre de l’évaluation du risque (Tarazona et
Vega, 2002).
L’évaluation du risque écologique est un processus à trois étapes dont un schéma
général est présenté figure 1 (US-EPA, 1998):
Formulation du problème : détermination des objectifs et des principaux critères de
l’évaluation du risque, préparation des modèles conceptuels et développement des
plans d’analyse. La mauvaise connaissance du fonctionnement de l’écosystème, la
négligence de certains effets secondaires et l’échec dans l’identification de certains
Chapitre I : Synthèse bibliographique
34
paramètres engendrent une incertitude qui affecte les modèles conceptuels et par
conséquent l’évaluation du risque.
Analyse : étude des sources d’exposition, détermination de la distribution ainsi que la
mise en présence des contaminants avec les récepteurs écologiques. En d’autres
termes c’est une caractérisation des effets écologiques soit en évaluant les relations
facteurs de stress-récepteurs, soit en mettant en évidence que l’exposition aux facteurs
de stress cause une réponse observée.
Caractérisation du risque : estimation du risque par comparaison entre l’exposition et
les profils facteurs de stress-réponses. Les résultats de la caractérisation des effets et
de l’exposition sont d’une importance primordiale pour la prise de décision, mais n’en
constituent qu’une partie suite à des considérations politiques, sociales, économiques
et techniques.
En pratique, l’évaluation du risque environnemental d’une substance chimique se fait
par le calcul d’un quotient de risque, connu sous le nom de «Ratio de Caractérisation du
Risque» ou RCR et explicité par la formule suivante :
(1)
Où la PEC est la concentration prédite ou mesurée de la substance dans l’environnement et la PNEC
est la concentration prédite de la substance sans effet.
Si le rapport PEC/PNEC est inférieur ou égal à 1, il n’y a pas de risque perçu pour
l’écosystème, mais si le rapport est supérieur à 1, des données supplémentaires sont
nécessaires pour affiner l’évaluation, ou des mesures de réduction de risque doivent être
considérées. Dans le cas d’un risque causé par un mélange de substances, de nombreuses
études ont permis de mettre en évidence une additivité des toxicités des composés individuels.
Ainsi, le risque environnemental d’un mélange est assimilé à la somme des quotients de
risque des composés qui le constituent (van de Meent et al., 2009).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
35
Figure 1 : Cadre de l'évaluation du risque écologique (US-EPA, 1998).
Les rectangles désignent des apports, les hexagones indiquent des actions et les cercles représentent des
productions ou sorties.
Parmi les substances à risque, les hydrocarbures constituent une menace très
importante pour l’environnement à l’échelle mondiale. Ces composés organiques sont classés
Gestion du risque et communication des résultats aux parties intéressées
Communication des résultats au responsable de l’évaluation de risques
CA
RA
CT
ER
ISA
TIO
N
DU
RIS
QU
E
Estimation du
risque
Description
du risque
Plannification
Evaluateur de
risque
Responsable
d’évaluation
Parties
intéressées
Dialogue
FO
RM
UL
AT
ION
DU
PR
OB
LE
ME
Evaluation des
« endpoints »
Modèles
conceptuels
Plan
d’analyse
Intégration des informations disponibles
Co
mm
un
ication
des résu
ltats au resp
on
sable d
e l’évalu
ation
de risq
ues
AN
AL
YS
E
Profile de
l’exposition
Profile facteur
de stress-réponse
Analyse de l’exposition Analyse des réponses écologiques
Caractérisation de l’exposition Caractérisation des effets écologiques
Mesure de
l’exposition
Mesure des
caractéristiques de
l’écosystème et des
récepteurs
Mesure des
effets
Chapitre I : Synthèse bibliographique
36
en hydrocarbures aliphatiques, alicycliques, aromatiques simples, aromatiques polycycliques
et aromatiques soufrés. Ils ont une origine fossile mais proviennent aussi de la combustion
incomplète de la matière organique (feux de forêts, activités industrielles, trafic..) comme en
est le cas pour les hydrocarbures aromatiques polycycliques. Dans les années 80, les
déversements d’hydrocarbures dans le milieu marin ont été évalués à 2,4 millions de
tonnes/an, dont 0,2 million de tonnes provenant des sources naturelles ; 0,2 million de tonnes
des retombées atmosphériques ; 0,1 million de tonnes des exploitations pétrolières « off-
shore » ; 0,4 million de tonnes du transport maritime et la plus grande part est réservée aux
apports industriels et à l’urbanisation, estimés à 1,5 millions de tonnes (Marchand, 2003).
Evaluer le risque qu’engendrent ces substances sur l’environnement est basé principalement
sur le suivi des HAP qui ont montré à travers de nombreuses études leurs potentiels toxique,
cancérigène et mutagène, mais aussi sur le suivi des hydrocarbures pétroliers déversés
principalement lors des décharges industrielles et du transport maritime, responsables dans
certains cas de catastrophes écologiques telles les marées noires. La dernière en date est celle
du 20 Avril 2010 due à l’explosion de la plateforme pétrolière « Deepwater Horizon »,
exploitée par la firme « British Petroleum » à 70 Km des côtes de Louisiane et de ses réserves
naturelles, au cours de laquelle entre 350 et 700 millions de litres de pétrole auraient été
déversés dans le golfe du Mexique.
I- B- Cas de mélanges pétroliers
Evaluer la toxicité d’un mélange complexe comme un mélange d’hydrocarbures,
provenant d’un déversement de substances pétrolières dans le milieu aquatique n’est pas
simple. En effet, les substances pétrolières, bien que décrites et répertoriées dans
l’ « Inventaire Européen des Substances chimiques Commerciales Existentes » par des
numéros EINECS spécifiques, sont des mélanges complexes dont les composants individuels
ont des propriétés physico-chimiques spécifiques et différentes ainsi que des potentiels de
dégradation dans l’environnement différents. Par conséquent, chaque composant est sujet à
une distribution et à un devenir dans l’environnement qui lui sont propres, et atteindra sa
propre concentration dans chaque compartiment de l’environnement. Ainsi, une PEC pour
une substance pétrolière n’existe pas. Théoriquement, il est possible de la déterminer mais
cette approche demande un degré de résolution analytique non réalisable pour la majorité des
Chapitre I : Synthèse bibliographique
37
substances pétrolières du fait de leur complexité et diversité (millions de molécules)
(CONCAWE, 1996). Pour cette raison, et afin de faciliter la modélisation du devenir, de la
distribution et de la toxicité des constituants d’un produit pétrolier, des méthodes de
groupement des constituants d’un mélange en pseudo-constituants ont été mises en place par
deux organismes : le « CONservation of Clean Air and Water in Europe » ou CONCAWE et
le « Total Petroleum Hydrocarbon Criteria Working Group » ou TPHCWG.
I- B- 1- Méthode de Blocs d’Hydrocarbures ou « HBM »
Le CONCAWE (CONservation of Clean Air and Water in Europe) a publié un rapport
dans les années 1990 dont l’objectif est de décrire une approche pour évaluer le risque
environnemental des substances pétrolières connue sous le nom de « Méthode de Blocs
d’Hydrocarbures » ou HBM. Cette approche a été approuvée par les membres de l’Union
Européenne, incorporée et adoptée dans le guide technique de l’Union Européenne sur
l’évaluation du risque des composés chimiques (CONCAWE, 1996; European Commission,
2003). La méthode consiste à grouper ensembles des composés constituant le pétrole
présentant des structures, propriétés physico-chimiques et tailles similaires ainsi que des
comportements, des distributions et des devenirs dans l’environnement similaires dans un
groupe ou bloc. Les composés d’un même bloc doivent avoir des modes d’action similaires.
Un bloc pourrait contenir un seul composé. La toxicité d’un mélange pétrolier définie par le
RCRproduit sera alors évaluée comme étant la somme des quotients de risque de chaque bloc et
dans chaque compartiment de l’environnement et non la somme des quotients de risque des
composés individuels. Les concentrations environnementales étant proportionnelles à des taux
d’émission, l’exposition est modélisée en termes de concentration par unité d’émission et la
proportion de chaque composante est prise en compte.
Selon van de meent et al. (2009), ∑
(2)
Le terme hb désigne un bloc d’hydrocarbures et mhb désigne la masse de chaque bloc
d’hydrocarbures.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
38
La valeur de PEC assignée à chaque bloc regroupant donc principalement des
isomères d’hydrocarbures est affectée d’une incertitude plus importante que celle pour des
composés individuels. Plus le nombre de blocs d’hydrocarbures est grand, plus la variation
des propriétés physico-chimiques intra bloc devient faible et par conséquent la valeur de la
PEC attribuée au bloc sera représentative et affectée d’une faible incertitude. Par contre, si le
bloc est trop « étroit », le nombre de composés disponibles pour le calcul d’une valeur
moyenne de PEC devient plus petit et par conséquent l’incertitude augmente.
Cette incertitude associée aux valeurs de PEC a été évaluée par van de Meent et al. (2009) qui
ont testé 6 schémas différents de blocs pour une coupe de gazole, qui diffèrent par le nombre
de classes d’hydrocarbures et le nombre de domaines de points d’ébullition. Leur étude
conclue que l’incertitude dans la moyenne des blocs est jugée satisfaisante (< 32 %) quel que
soit le schéma de blocs testé. Le schéma de blocs qui a montré la plus faible incertitude
comprend 2 classes (aromatique et aliphatique) subdivisées en 7 gammes de points
d’ébullition (tableau 1). Il correspond au modèle de regroupement des hydrocarbures présenté
par le « Total Petroleum Hydrocarbon Criteria Working Group », et connu sous le nom de
« méthode de fractionnement TPH » (TPHCWG, 1998) qui est résumée section I-B-2.
Tableau 1 : Schéma des blocs d’hydrocarbures sélectionné par van de Meent et al., 2009.
Température d’ébullition (°C)
Classe chimique
Aliphatiques (nombre de
composés)
Aromatiques (nombre de
composés)
< 69 1 1
69-126 18 1
126-174 58 13
174-216 63 20
216-287 178 96
287-357 107 223
> 357 79 458
I- B- 2- Méthode d’hydrocarbures pétroliers totaux ou « TPH »
Cette méthode a été adoptée par le « Total Petroleum Hydrocrabon Criteria Working
Group » ou TPHCWG en 1997 et vise à modéliser le partage et le devenir des hydrocarbures
dans les sols par un système triphasique air-sol-eau, en se basant sur leurs facteurs de
volatilisation et facteurs de lixiviation (TPHCWG, 1997). Ces facteurs sont déterminés par de
Chapitre I : Synthèse bibliographique
39
nombreuses propriétés physico-chimiques inhérentes aux substances telles que la masse
moléculaire, le coefficient de partage octanol-eau, la constante de Henry, la solubilité
aqueuse, la pression de vapeur, le point d’ébullition... Afin de simplifier la modélisation, des
fractions ont été définies (tableau 2) regroupant les composés ayant des facteurs de
volatilisation et de lixiviation similaires, et des propriétés typiques de transport et de devenir
leur ont été attribuées en se basant sur des relations empiriques entre le devenir de ces
composés dans chaque fraction et leurs points d’ébullition. Les propriétés physico-chimiques
représentatives des fractions peuvent être obtenues par plusieurs méthodes. Le TPHCWG a
retenu une approche corrélant les propriétés physico-chimiques des fractions au nombre de
carbone équivalent, ce dernier étant lié au point d’ébullition d’un composé normalisé par
rapport au point d’ébullition de l’alcane ayant le même nombre d’atomes de carbone
(TPHCWG, 1997). Par exemple la solubilité du groupe des composés aromatiques (S) est
donnée par la formule (3) et celle des composés aliphatiques est donnée par la formule (4).
(3)
(4)
Où ECN est le nombre de carbone équivalent des composés constituant une fraction donnée.
Les propriétés des fractions ainsi obtenues sont utilisées pour estimer leur partage dans
le système sol-eau-air dans les sites contaminés. La méthode TPH a été validée en laboratoire
et aussi dans l’environnement, en comparant les concentrations mesurées dans les trois
compartiments du système sol-eau-air aux concentrations prédites en utilisant les propriétés
de devenir et de transport des fractions définies par le TPHCWG.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
40
Tableau 2: Les fractions choisies par le TPHCWG ainsi que leurs propriétés physico-chimiques représentatives et modélisées. (Source : TPHCWG, 1997).
Fraction : plage de
nombre de carbone
équivalent (ECN)
PE
(°C) ECN*
MM
(g.mol-1
)
S
(mg.L-1
)
PV
(atm)
H
(cm3.cm
-3)
log Koc
ALIPHATIQUES
ECN 5-6 5,1E+01 5,5E+00 8,1E+01 3,6E+01 3,5E-01 4,7E+01 2,9E+00
ECN > 6-8 9,6E+01 7,0E+00 1,0E+02 5,4E+00 6,3E-02 5,0E+01 3,6E+00
ECN > 8-10 1,5E+02 9,0E+00 1,3E+02 4,3E-01 6,3E-03 5,5E+01 4,5E+00
ECN > 10-12 2,0E+02 1,1E+01 1,6E+02 3,4E-02 6,3E-04 6,0E+01 5,4E+00
ECN > 12-16 2,6E+02 1,4E+01 2,0E+02 7,6E-04 4,8E-05 6,9E+01 6,7E+00
ECN > 16-21 3,2E+02 1,9E+01 2,7E+02 2,5E-06 1,1E-06 8,5E+01 8,8E+00
AROMATIQUES
ECN 5-7 8,0E+01 6,5E+00 7,8E+01 2,2E+02 1,1E-01 1,5E+00 3,0E+00
ECN > 7-8 1,1E+02 7,6E+00 9,2E+01 1,3E+02 3,5E-02 8,6E-01 3,1E+00
ECN > 8-10 1,5E+02 9,0E+00 1,2E+02 6,5E+01 6,3E-03 3,9E-01 3,2E+00
ECN > 10-12 2,0E+02 1,1E+01 1,3E+02 2,5E+01 6,3E-04 1,3E-01 3,4E+00
ECN > 12-16 2,6E+02 1,4E+01 1,5E+02 5,8E+00 4,8E-05 2,8E-02 3,7E+00
ECN > 16-21 3,2E+02 1,9E+01 1,9E+02 6,5E-01 1,1E-06 2,5E-03 4,2E+00
ECN > 21-35 3,4E+02 2,8E+01 2,4E+02 6,6E-03 4,4E-10 1,7E-05 5,1E+00
ECN* est le nombre de carbone équivalent moyen de chaque fraction. Il est donné par la formule suivante : ECN = 4,12+0,02 (PE) +6,5E-5 (PE) 2
où PE est le point
d’ébullition ; MM désigne la masse moléculaire, S désigne la solubilité, PV désigne la pression de vapeur, H désigne la constante de Henry et Koc désigne le coefficient de
partage carbone organique-eau.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
41
I- B- 3- Comparaison des méthodes HBM et TPH
Que ce soit la méthode TPH ou la méthode HBM, l’approche d’évaluation du risque
pour la contamination des écosystèmes avec des mélanges de composés tels que les produits
pétroliers suit le même schéma général, basé sur la détermination de la composition du
mélange et le regroupement de ses composants en groupes selon un choix de critères justifié.
Les propriétés de chaque groupe sont ensuite calculées et leur devenir environnemental
évalué. Cependant, ces deux méthodes utilisent des moyens différents dans leurs démarches,
résumés tableau 3.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
42
Tableau 3: Comparaison des méthodes TPH et HBM.
Méthode TPH (TPHCWG, 1997)
Méthode HBM (CONCAWE, 1996)
Objectif principal de
mise en place de la
méthode
Modélisation du devenir des mélanges d’hydrocarbures dans
l’environnement : estimation des concentrations des hydrocarbures dans
les différents compartiments de l’environnement.
Détermination de la toxicité des hydrocarbures dans un
mélange.
Application
secondaire
Couplage des modèles de devenir des hydrocarbures avec des modèles de
bioaccumulation pour évaluer les concentrations en contaminants dans les
organismes et par conséquent mener une évaluation du risque (Mac Leod,
2004).
Utilisation et adaptation de la méthode pour le développement
des facteurs de devenir des hydrocarbures dans l’environnement
(van de Meent et al., 2009).
Principe
Grouper les hydrocarbures ayant des facteurs de lixiviation ainsi que des
facteurs de volatilisation similaires. Ces facteurs dépendent de la nature du
sol contaminé.
Grouper les hydrocarbures ayant des propriétés physico-
chimiques, des comportements dans l’environnement ainsi que
des propriétés de toxicité similaires.
Critères de
classification et de
groupement
En fonction du nombre de carbone équivalent et le groupe des composés
chimiques.
En fonction du point d’ébullition des composés ainsi que de leur
classe chimique (exemple : alcanes, alcènes, aromatiques…).
Une librairie du CONCAWE comporte des structures
d’hydrocarbures individuels ainsi que leurs propriétés physico-
chimiques pour définir les structures représentatives des blocs,
www.cem-nl.eu (concawe HB calculation 20081222.xlsm)
Chapitre I : Synthèse bibliographique
43
I- B- 4- Quelques hydrocarbures pétroliers et leurs propriétés physico-
chimiques
Dans les blocs ou groupes déjà définis dans les deux méthodes TPH et HBM, figurent
les différentes classes structurales des composés constituant les mélanges pétroliers distillés
ou bruts (hormis les additifs et les composés qui ne sont pas des hydrocarbures) : les alcanes
linéaires, les alcanes ramifiés, les cycloalcanes, les alcènes linéaires, les alcènes ramifiés, les
cycloalcènes, les alkylbenzènes, les naphténobenzènes, les alkylnaphtalènes et les composés
aromatiques polynucléaires (TPHCWG, 1997). Parmi les composés regroupés dans ces
classes (liste non exhaustive et propriétés physico-chimiques données tableau 4), certains
peuvent être utilisés comme traceurs moléculaires pour caractériser une empreinte pétrolière
dans l’environnement, afin d’évaluer les sources du pétrole déversé ainsi que sa composition,
d’élucider les processus de transformations et d’altérations qu’il subit dans le milieu,
d’évaluer le devenir des substances ainsi que de prédire leur impact sur l’écosystème (Barakat
et al., 2002; Stout, 2003). Les méthodologies d’analyse des traceurs pétroliers sont exposées
dans la section III de ce chapitre.
Parmi les différentes classes structurales des composés appartenant à des mélanges
pétroliers, les hydrocarbures aromatiques polycycliques (alkylnaphtalènes, composés
aromatiques polynucléaires, composés soufrés et naphténobenzènes) font l’objet d’une
attention particulière dans les réglementations et dans les procédures d’évaluation du risque
bien que minoritaires dans les coupes pétrolières, suite à leur toxicité, leur solubilité et
mobilité relativement importantes qui les rendent plus biodisponibles et plus toxiques. Les
sections suivantes dans ce chapitre font le point d’une part sur leurs multiples sources,
devenirs et impacts (section II) et d’autre part sur les principales méthodes pour leur analyse
(section III) et pour leur échantillonnage (section IV).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
44
Tableau 4: Classification et propriétés physico-chimiques de quelques hydrocarbures pétroliers. (Sources: TPHCWG, 1997; *Irwin et al., 1997; ** WHO, 1998).
Composés CAS Carbone ECN MM
(g.mol-1
) PV (Pa)
S
(mg.L-1
)
H
(cm.cm-3
) log Kow Koc
Alcanes linéaires
Hexane 110-54-3 6 6,00 86,17 1,99E-01 9,5 7,39
E+01 4,11 3,41
E+03
Heptane 142-82-5 7 7,00 100,21 6,03E-02 2,93 8,43
E+01 5,00 1,83
E+04
Octane 111-65-9 8 8,00 114,23 1,78E-02 0,66 1,26
E+02 5,15 2,43
E+04
Nonane 111-84-2 9 9,00 128,26 5,64E-03 0,22 1,34
E+02 5,65 6,25
E+04
Décane 124-18-5 10 10,00 142,29 1,73E-03 0,052 1,93
E+02 6,25 1,94
E+05
Undécane 1120-21-4 11 11,00 156,32 5,15E-04 0,04 7,49
E+01 6,94 7,14
E+05
Dodécane 112-40-3 12 12,00 170,33 1,55E-04 0,0037 3,17
E+02 7,24 1,26
E+06
Tridécane 13 13,00 185,36 9,54E-05 7,57 2,35
E+06
Tetradécane 14 14,00 198,40 3,83E-05 0,0007 1,56
E+02 7,20 1,17
E+06
Pentadécane 15 15,00 212,42 1,53E-05 8,63 1,74
E+07
Hexadécane 544763 16 16,00 226,40 6,30E-06 5
E-05 1,57
E+02 8,25 8,47
E+06
Heptadécane 17 17,00 240,40 2,68E-06 9,69 1,28
E+08
Octadécane 18 18,00 254,40 1,14E-06 4
E-06 2,51
E+02 9,32 6,39
E+07
Nonadécane 19 19,00 268,53 4,99E-07 10,74 9,33
E+08
Alcanes ramifiés
2,2,5-triméthyméthylhexane 3522-94-9 9 7,87 128,26 2,18E-02 1,15 9,95
E+01 5,06 3,48
E+04
2-méthylnonane 10 9,72 5,85 9,12E+04
2-méthyldécane 11 6,38 2,48E+05
2-méthylundécane 12 6,78 5,28E+05
Alcanes cycliques
Méthylcyclohexane 108-87-2 7 7,22 98,19 6,10E-02 14 1,75
E+01 3,88 2,21
E+03
1,1,3-triméthylcyclohexane 3073-66-3 9 8,45 126,24 1,46E-02 1,77 4,26
E+01 4,91 1,55
E+04
Alkylbenzènes
Chapitre I : Synthèse bibliographique
45
Composés CAS Carbone ECN MM
(g.mol-1
) PV (Pa)
S
(mg.L-1
)
H
(cm.cm-3
) log Kow Koc
Benzène 71-43-2 6 6,5 78,11 1,25E-01 1780 2,25
E-01 2,13 8,12
E+01
Toluène 108-88-3 7 7,58 92,13 3,75E-02 515 2,74
E-01 2,69 2,34
E+02
Ethylbenzène 100-41-4 8 8,5 106,2 1,25E-02 152 3,58
E-01 3,13 5,37
E+02
m-xylène 108-38-3 8 8,6 106,2 1,09E-02 160 2,95
E-01 3,20 6,12
E+02
p-xylène 106-42-3 8 8,61 106,2 1,15E-02 215 2,33
E-01 3,18 5,90
E+02
o-xylène 95-47-6 8 8,81 106,2 1,15E-02 220 2,28
E-01 3,15 5,57
E+02
Isopropylbenzène 98-82-8 9 9,13 120,2 6,02E-03 50 5,92
E-01 3,63 1,38
E+03
n-propylbenzène 103-65-1 9 9,47 120,2 4,44E-03 52 4,20
E-01 3,69 1,54
E+03
3-éthyltoluène 620-14-4 9 9,55 120,2 3,86E-03 3,63 1,38
E+03
1,3,5-triméthylbenzène 108-67-8 9 9,62 120,2 3,21E-03 50 3,15
E-01 3,58 1,25
E+03
Terbutylbenzène 98-06-6 10 9,84 134,22 2,82E-03 30 5,17
E-01 4,11 3,41
E+03
1,2,4-triméthylbenzène 95-63-6 9 9,84 120,2 2,66E-03 57 2,30
e-01 3,60 1,30
E+03
Sec-butylbenzène 135-98-8 10 9,98 134,22 2,37E-03 17 7,63
E-01 4,10 2,83
E+03
Isopropyltoluène 10 4,10 3,35E+03
n-butylbenzène 104-51-8 10 10,50 134,22 1,35E-03 13,8 5,38
E-01 4,26 4,53
E+03
n-pentylbenzène 538-68-1 11 11,49 148,25 4,34E-04 3,85 6,84
E-01 4,9 1,52
E+04
n- hexylbenzène 1077-16-3 12 12,5 162,28 1,34E-04 1,02 8,74
E-01 5,52 4,89
E+04
Naphténobenzènes
Acénaphtylène 208-96-8 12 15,06 152,2 4,09E-05 16,1 3,39
E-03 4 2,77
E+03
Acénaphtène 83-32-9 12 15,50 154,21 1,50E-05 3,8 4,91
E-03 3,92 2,38
E+03
Fluorène 86-73-7 13 16,55 166,2 7,06E-06 1,9 3,19
E-03 4,18 3,90
E+03
Fluoranthène 206-44-0 16 21,85 202,3 8,61E-08 0,26 4,17
E-04 5,22 2,78
E+04
Benzo(b)fluoranthène 205-99-2 20 30,14 252,32 6,67E-08 0,0015 5,80 8,30
E+04
Benzo(k)fluoranthène 207-08-09 20 30,14 252,32 4,07E-11 0,0008 6,46
E-06 6,00 1,21
E+05
Indéno(1,2,3-cd)pyrène 53-70-3 21 35,01 276,3 1,00E-09 0,062 2,07
E-11 7,00 8,00
E+05
Alkylnaphtalènes
Naphtalène 91-20-3 10 11,69 128,19 3,63E-04 31 1,74
E-02 3,37 8,44
E+02
2-méthylnaphtalène 91-57-6 11 12,84 142,2 1,11E-04 25 2,07
E-02 3,86 2,13
E+03
1- méthylnaphtalène 90-12-0 11 12,99 142,2 8,72E-05 28 1,81
E-02 3,87 2,17
E+03
Chapitre I : Synthèse bibliographique
46
Composés CAS Carbone ECN MM
(g.mol-1
) PV (Pa)
S
(mg.L-1
)
H
(cm.cm-3
) log Kow Koc
Composés aromatiques polynucléaires
Phénanthrène 85-01-8 14 19,36 178,2 1,12E-06 1,1 1,31
E-03 4,57 8,14
E+03
Anthracène 120-12-7 14 19,43 178,2 7,68E-07 0,045 1,60
E-03 4,54 7,69
E+03
Pyrène 129-00-0 16 20,80 202,3 1,17E-07 0,132 3,71
E-04 5,18 2,57
E+04
Benz(a)anthracène 56-55-3 18 26,37 228,3 5,98E-09 0,011 2,34
E-04 5,91 1,02
E+05
Chrysène 218-01-9 18 27,41 228,3 1,06E-09 0,0015 1,80
E-04 5,79 8,14
E+04
Triphénylène 217-59-4 18 26,61 228,3 1,19E-09 0,043 4,84
E-06 5,49 4,62
E+04
Benzo(e)pyrène 192-97-2 20 31,17 252,3 2,38E-10 0,004 8,07
E-06 6,44 2,78
E+05
Benzo(a)pyrène 50-32-8 20 31,34 252,3 2,10E-10 0,0038 1,86
E-05 6,04 1,31
E+05
Pérylène 198-55-0 20 31,34 252,3 5,3E-09* 0,0004 1,21
E-06 6,25 1,94
E+05
Benzo(g,h,i)pérylène 191-24-2 21 34,01 268,36 2,22E-10 0,0003 3,03
E-05 6,5 3,11
E+05
1,2,5,6-dibenzanthracène 53-70-3 22 33,92 278,4 1,33E-08 0,0005 3,07
E-06 6,75 4,99
E+05
Composés soufrés
Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène 239-35-0 16 234,32
Dibenzothiophène 132-65-0 12 184,26 1,03** 4,49*
ECN est le nombre de carbone équivalent de chaque fraction, MM désigne la masse moléculaire, S désigne la solubilité, PV désigne la pression de vapeur, H désigne la
constante de Henry, Kow désigne le coefficient de partage octanol-eau et Koc désigne le coefficient de partage carbone organique-eau.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
47
II- Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques
II- A- Nature
Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques sont des composés organiques de
structure planaire et constitués de deux à plusieurs cycles aromatiques fusionnés. Ils sont
principalement formés des atomes de carbone et d’hydrogène, mais peuvent contenir des
hétéroatomes tels que le soufre et des ramifications alkylées. Seize d’entre eux ont été classés
prioritaires par l’agence de protection de l’environnement des Etats-Unis et les structures des
molécules étudiées dans ces travaux sont présentées figure 2 (Neff, 1979).
Dans toute démarche d’évaluation du risque des contaminants chimiques des différents
écosystèmes, l’étude de leurs sources, ainsi que l’étude de leur devenir et leur impact sont des
étapes cruciales, permettant de prendre les décisions adéquates dans les processus
d’abattement de la pollution.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
48
Figure 2: Structure des HAP étudiés (* : classés prioritaires par l’agence US-EPA).
Naphtalène (N) * Acénaphtylène (Acty) * Acénaphtène (Acte) * Fluorène (Fe) *
S
Phénanthrène (Phe) * Anthracène (An) * Dibenzothiophène (DBT)
S
Benzo(b)naphto(2,1,-d)thiophène (2,1 BNT) Fluoranthène (Fluo) * Pyrène (Pyr) *
Chrysène (Chrys) * Triphénylène (Triph) Benzo(a)anthracène (BaA) * Benzo(k)fluoranthène (BkF) *
Benzo(b)fluoranthène (BbF) * Pérylène (Per) Benzo(a)pyrène (BaP) * Benzo(e)pyrène (BeP)
Indéno(1,2,3-cd)pyrène (IP) * Dibenzo(a,h)anthracène (DahA) * Benzo(g,h,i)pérylène (BP) *
Chapitre I : Synthèse bibliographique
49
II- B- Origine des HAP et étude de sources
II- B- 1- Formation
Les HAP sont principalement formés lors de la combustion incomplète de la matière
organique à haute température (Suess, 1976) et lors de la lente maturation de la matière
organique accumulée dans les milieux sédimentaires profonds qui conduit à la formation du
pétrole et du charbon, à des températures basses à modérées (100-150 °C). Une troisième voie
de formation minoritaire est la biosynthèse directe par les plantes et les microbes (Neff,
1979). Les sources de HAP sont regroupées en 3 catégories : pyrolytique, pétrogénique et
diagénétique, et sont exposées ci-dessous avec un intérêt particulier pour l’origine des HAP
dans les systèmes aquatiques sur lesquels les travaux de cette thèse sont basés.
II- B- 1- a- Origine pyrolytique
Les HAP pyrolytiques peuvent provenir de la combustion incomplète de la matière
organique naturelle (feux de forêts ; éruptions de volcans…) ou anthropogénique liée aux
activités industrielles ; aux activités domestiques (chauffage, four…) ; à l’incinération de
déchets ; aux fumées de cigarettes ; aux installations de production de l’électricité ; au
crackage catalytique du pétrole brut ; à la production et l’utilisation du créosote , bitume et
goudron… (Boitsov et al., 2009). Dans l’environnement marin, les HAP pyrolytiques peuvent
aussi provenir des émissions liées aux activités des bateaux (Neff, 1979) ; au transport en
zones terrestres et aux rejets des plateformes pétrolières (Neff, 1979; Boitsov et al., 2009).
La composition isomérique des HAP pyrolytiques est gouvernée par des facteurs
cinétiques (De Luca et al., 2005). Leur distribution est dépendante des conditions de pyrolyse
(Padban et Odenbrand, 1999). La pyrolyse naturelle au cours des feux de forêt, aussi bien que
la fumée de cigarettes permettent la formation de dérivés alkylés, alors qu’avec la pyrolyse
d’origine anthropique liée à l’activité industrielle où les températures peuvent atteindre 1500-
2000 °C, uniquement les composés parents persistent (4-6 cycles) (Laflamme et Hites, 1978).
Cette distribution relative peut être aussi dépendante des caractéristiques physiques et
chimiques du substrat (Padban et Odenbrand, 1999). Un crackage thermique à haute
Chapitre I : Synthèse bibliographique
50
température favorise la formation des HAP à 2, 3 et 4 cycles aromatiques. Le phénanthrène
est le plus abondant des HAP détectés dans les produits de condensat du crackage thermique
de goudrons dérivés de la cellulose et des pectines, l’anthracène quant à lui est le plus détecté
dans les produits de condensat de l’acide chlorogénique.
II- B- 1- b- Origine pétrogénique
Dans l’environnement marin, les HAP pétrogéniques proviennent soit de sources
naturelles comme les suintements naturels de pétrole, les fuites des réservoirs ou des roches
sources d’hydrocarbures, soit de sources anthropogéniques qui résultent des déversements de
pétrole lors des activités de transport, des extraction du pétrole « off-shore » et des marées
noires (Boitsov et al., 2009).
La composition isomérique des HAP pétrogéniques est gouvernée par les propriétés
thermodynamiques des processus à faibles températures caractéristiques de la formation du
pétrole (De Luca et al., 2005). Typiquement, la contamination pétrogénique est caractérisée
par la prédominance des composés de faibles poids moléculaires (2-3-4 cycles aromatiques)
tels que le naphtalène, le fluorène et l’acénaphtène, et des composés alkylés comme les
méthylnaphtalènes et les alkylphénanthrènes (Marr et al., 1999; Boitsov et al., 2009). Ces
derniers sont généralement présents à des concentrations plus élevées que les HAP parents
dans le pétrole brut ou raffiné (Neff, 1979). Les HAP pétrogéniques varient énormément dans
leur composition, chaque type de pétrole étant caractérisé par un profil spécifique (tableau 5).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
51
Tableau 5: Pourcentage massique de quelques HAP dans le pétrole brut et ses produits raffinés. (Source :
TPHCWG, 1997).
Composés
% massique
Pétrole
brut Diesel
Fioul lourd # 2 (pour
le chauffage
domestique)
Naphténobenzènes
Acénaphtène
0,013-0,022
Acénaphtylène
0,006
Fluorène 0,003-0,06 0,034-0,15 0,004-0,045
Fluoranthène
0,0000007-0,02 0,000047-0,00037
Benzo(b)fluoranthène
0,0000003-0,000194 < 0,0024
Benzo(k)fluoranthène
0,0000003-0,000195 <0,00006
Indéno(1,2,3-cd)pyrène
0,000001-0,000097 <0,0012
Alkylnaphtalènes Naphtalène 0,02-0,09 0,01-0,8 0,009-0,4
Aromatiques
polynucléaires
Anthracène
0,000003-0,02 0,00010-0,011
Phénanthrène 0,003-0,05 0,000027-0,30 0,009-0,170
Pyrène
0,000018-0,015 0,00-0,012
Benz(a)anthracène
0,0000021-0,00067 0,000002-0,00012
Chrysène
0,000045 0,000037-0,00039
Triphénylène
0,00033 0,00002-0,00014
Benzo(a)pyrène
0,000005-0,00084 0,000001-0,000060
Benzo (e)pyrène
0,0000054-0,000240 0,0000020-0,000010
II- B- 1- c- Origine diagénétique
La biomasse marine, les plantes continentales supérieures ainsi que les bactéries et
champignons peuvent synthétiser des HAP à partir des précurseurs biogéniques (Neff, 1979).
Ces HAP ne sont pas aussi variés dans leurs structures chimiques que les HAP pétrogéniques
à cause des voies limitées dans les réactions biosynthétiques (Boitsov et al., 2009). Le
benzo(a)pyrène peut être synthétisé par des bactéries aérobiques planctoniques à partir de
substrats tels que les acides gras, les stérols, les pigments de plantes et les terpènes
aliphatiques (Neff, 1979). Le pérylène semble être principalement issu de processus
diagénétiques et est utilisé comme marqueur d’apports continentaux naturels et/ou
autochtones (Venkatesan, 1988), même si des sources de combustion du pérylène sont aussi
connues (Wang et al., 1999). La biosynthèse contribue très peu au bruit de fond en HAP
observé dans l’environnement, mais peut être une de leurs sources localisées dans les
Chapitre I : Synthèse bibliographique
52
sédiments sous certaines conditions (sédiments anoxiques riches en planctons lipidiques)
(Neff, 1979) ou même leur source dominante (Budzinski et al., 1997; Savinov et al., 2000).
II- B- 2- Identification de sources
Deux principales méthodes sont utilisées pour identifier les sources de HAP dans le
milieu environnemental : l’utilisation des profils moléculaires et l’utilisation des indices
moléculaires.
II- B- 2- a- Profils moléculaires
Les matrices environnementales traduisent à travers leur composition et leur
distribution en HAP leurs principales sources de contamination. Les milieux marqués par une
contamination pétrolière sont caractérisés par la prédominance des HAP de faibles poids
moléculaires (2-3 cycles aromatiques) (Marr et al., 1999), ainsi que par la prédominance des
homologues alkylés du naphtalène, phénanthrène et dibenzothiophène par rapport à leurs
composés parents (Budzinski et al., 1997). Au contraire, la prédominance des HAP de hauts
poids moléculaires par rapport aux HAP alkylés est signe d’une origine pyrolytique: Les HAP
à 5-6 cycles aromatiques sont détectés dans les combustions de charbon et des émissions
automobiles (le benzo(b)fluoranthène, le benzo(k)fluoranthène, le benzo(a)pyrène, le
benzo(e)pyrène, le dibenz(a,h)anthracène, le benzo(g,h,i)perylène et l’indéno(1,2,3-
cd)pyrène) (Levendis et al., 1998). Le rapport HAP de faibles poids moléculaires (2-3 cycles
aromatiques) / HAP de hauts poids moléculaires (4-6 cycles aromatiques) indique une
prédominance des sources de combustion s’il est inférieur à 1 (Soclo et al., 2000; Rocher et
al., 2004; Wang et al., 2006) et reflète une contamination pétrolière s’il est supérieur à 1.
L’empreinte des HAP de combustion est discriminante vis-à-vis des différentes sources
pyrolytiques puisqu’elle varie en fonction de la source d’émission et des conditions de
formation : des profils de combustion différents ont été décrits dans la littérature, comme
celui des feux de forêts (Khalili et al., 1995; Olivella et al., 2006), des émissions automobiles
(Masclet et al., 1995), de la combustion du charbon (Harrison et al., 1996; Zuo et al., 2007) et
de la combustion des pneus à 1000 °C (Levendis et al., 1998).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
53
Pour certains HAP, par leur présence à des teneurs relativement importantes, ils
peuvent discriminer leurs sources. Le pérylène suggère une origine naturelle (Venkatesan,
1988) ; le benzo(k)fluoranthène peut suggérer des émissions de véhicules diesel (Larsen et
Baker, 2003); l’indénopyrène se trouve dans les émissions de moteur diesel et gaz (Larsen et
Baker, 2003; Boonyatumanond et al., 2007); le benzo(g,h,i)pérylène est un traceur des
émissions automobiles (Larsen et Baker, 2003)… Dans la série des homologues HAP alkylés,
une teneur importante en composés ayant des ramifications contenant 1 atome de carbone ou
plus est signe d’un apport de matière organique naturelle ou de pétrole, alors qu’un maximum
correspondant à des composés non ramifiés indique généralement un apport lié à la
combustion (Laflamme et Hites, 1978).
II- B- 2- b- Indices moléculaires
Une autre façon pour déterminer les sources de HAP dans l’environnement est
l’utilisation des indices moléculaires (Yunker et al., 1996) qui sont définis par des rapports
d’isomères de HAP, ou des rapports de composés parents de HAP et de leurs formes alkylées.
Les ratios des HAP parents utilisent des composés de même masse moléculaire pour éviter les
différences entre isomères dues à la volatilisation, solubilisation et sorption. Ils ont été
largement utilisés pour détecter les HAP dérivés des processus de combustion (Budzinski et
al., 1997; Baumard et al., 1998). Les sources de combustion et/ou les apports anthropiques
sont mis en évidence par une augmentation de la proportion de l’isomère HAP cinétique,
relativement à l’isomère thermodynamique plus stable (Yunker et Macdonald, 1995). Les
ratios qui assurent le maximum de fiabilité et qui permettent la différentiation la plus nette
entre les sources pétrogéniques et pyrolytiques sont les ratios de HAP de masses moléculaires
202 et 276 uma, au vu de la très grande différence de stabilité thermodynamique entre les
isomères. Quant aux masses moléculaires 178 et 228 uma, la différence d’énergie entre les
isomères est plus faible et par conséquent ils répondent moins bien pour les différences de
sources pétrogéniques et pyrolytiques (Yunker et al., 2002). Un autre critère de fiabilité dans
le choix des indices moléculaires est que la composition en HAP reflétée par les ratios ne doit
pas changer entre la source et le milieu d’étude. Ainsi, les informations obtenues sur la source
de HAP se basant sur des composés tels que le benzo(a)pyrène, le benz(a)anthracène et
l’anthracène ne sont pas fiables (Behymer et Hites, 1988), puisque ces composés se dégradent
Chapitre I : Synthèse bibliographique
54
plus vite que leurs isomères, altérant ainsi la composition en HAP de la source (Gogou et al.,
1996). Les rapports Fluo/Pyr et IP/BP ne présentent pas ce problème car les vitesses de
dégradation photolytiques des isomères au sein d’un couple sont similaires (Behymer et Hites,
1988).
Le choix des indicateurs moléculaires est important pour une évaluation précise de
l’origine de la contamination. Dans leur étude bibliographique, Yunker et al. (2002)
préconisent l’application de 7 ratios surtout dans des zones où les sources sont mixtes :
An/178 ; les homologues alkylés Phe/An et Fluo/Pyr pour distinguer le pétrole de la
combustion ; 1,7/2,6+1,7-DMP pour identifier la combustion du bois ; Fluo/(Fluo+Pyr) pour
discriminer la combustion du pétrole d’autres types de combustion ainsi que les ratios
BaA/228 et IP/(IP+BP). Les ratios de HAP résumés par Yunker et al. (2002) sont présentés
tableau 6. Cependant, les limites entre le domaine pétrogénique et pyrolytique sont moins
nettes pour certaines sources de HAP. Quelques exceptions existent, comme par exemple le
rapport An/(An+Phe) caractérisant l’huile de schiste avec une valeur de 0,26 bien qu’étant
une source pétrogénique, ou alors un rapport Fluo/(Fluo+Pyr) caractérisant la combustion de
l’essence avec une valeur de 0,44 bien qu’associée à une source pyrolytique (Yunker et al.,
2002).
Tableau 6: Indices moléculaires pour l’étude de sources des HAP (selon l’étude de Yunker et al, 2002).
Origine An/(An+Phe) Fluo/(Pyr+Fluo) BaA/Chrys IP/(IP+BP) C0/C0+C1
[178]
C0/C0+C1
[202]
Pétrogénique < 0,1 < 0,50 < 0,20 < 0,20 < 0,50 < 0,50
Pyrolytique > 0,1 > 0,50 > 0,35 > 0,50 > 0,50 > 0,50
Chapitre I : Synthèse bibliographique
55
II- C- Cycle biogéochimique
II- C- 1- Entrée dans l’environnement aquatique
Les HAP sont introduits dans l’environnement marin soit via les décharges des
rivières, le lessivage continental, les eaux usées, les déversements de pétrole et les trafics de
bateaux (Bouloubassi et Saliot, 1991), soit via les dépôts atmosphériques secs/humides ou les
échanges gazeux air-eau (Dachs et al., 2002). La première voie d’introduction des HAP
atmosphériques dans le milieu aquatique est dominante pour les HAP pyrolytiques de hauts
poids moléculaires qui ont une très grande affinité pour les particules (principalement les
particules de suie), alors que les échanges air-eau concernent surtout le dépôt des HAP de
faibles poids moléculaires, notamment les HAP sous forme de gaz (Gigliotti et al., 2005).
II- C- 2- Distribution dans les différents compartiments du système
aquatique
La distribution des HAP dans les différents compartiments du système aquatique (eau,
particules, sédiments) dépend d’une combinaison de facteurs regroupant les propriétés
physico-chimiques des molécules, la source de leur introduction dans l’environnement, les
caractéristiques du milieu et les processus de dégradation biotiques et abiotiques qui peuvent
avoir lieu pendant leur transport ou leur résidence dans le milieu. Ces facteurs déterminent la
persistance de ces molécules, leur biodisponibilité et leur bioaccumulation par les organismes
de l’écosystème et par conséquent contrôlent leur toxicité.
II- C- 2- a- Propriétés intrinsèques des molécules et
caractéristiques du milieu
Les propriétés physico-chimiques des HAP, notamment leurs faibles solubilités, leurs
hydrophobicités ainsi que leurs coefficients de partage carbone organique/eau élevés
favorisent leur sorption sur la matière particulaire en suspension (Karickhoff et al., 1979). Les
particules finissent par se déposer sur les sédiments du fond où les HAP peuvent persister
longtemps dans de tels milieux anoxiques. Des phénomènes tels que la lixiviation, la
Chapitre I : Synthèse bibliographique
56
resuspension ainsi que l’activité biologique dans le sédiment peuvent remettre une fraction
des HAP dans la colonne d’eau (Neff, 1979).
La sorption des HAP impacte le transport physique, le devenir et la réactivité chimique
de ces composés dans l’environnement. L’adsorption des HAP sur les particules est d’autant
plus importante en présence de carbone organique et de suie (Mader et Pankow, 2002). La
sorption des HAP aux acides humiques varie proportionnellement au contenu en carbone
aromatique, probablement à cause des interactions spécifiques Π- Π (Gauthier et al., 1987).
Les processus de sorption/désorption sont aussi influencés par d’autres caractéristiques du
milieu qui incluent des facteurs physiques tels que la salinité (Means, 1995), les propriétés des
particules et la température (Neff, 1979).
En présence de particules de faible capacité de sorption telles que les particules
minérales et les particules des effluents des eaux usées, c’est le biofilm qui accumule les
HAP, influençant ainsi leur distribution et par conséquent leur temps de résidence, mobilité et
devenir dans les systèmes aquatiques (Wicke et al., 2007). Les coefficients de diffusion des
HAP dans le biofilm sont 4 fois plus faibles que ceux dans l’eau, mais plus élevés que ceux
trouvés dans la matière organique du sol (Wicke et al., 2007). Le biofilm en tant que réservoir
de contaminants provoque la biodégradation des composés en augmentant leurs temps de
contact avec les bactéries.
Ainsi, la déposition atmosphérique, la volatilisation, la lixiviation, la sorption sur les
particules, la sorption sur la matière organique et le matériel biogénique gouvernent la
distribution des HAP dans les systèmes aquatiques (Witt, 2002; Countway et al., 2003). Les
sources de HAP influencent aussi le devenir de ces contaminants puisqu’en fonction de leur
nature, elles induisent des comportements chimiques différents et contrôlent en partie la
dégradation microbienne : par exemple, les HAP pyrolytiques de part leurs structures et leurs
associations à différents types de particules résistent plus à la dégradation microbienne que les
HAP pétrogéniques (McGroddy et Farrington, 1995).
II- C- 2- b- Dégradation
Les HAP présents dans les systèmes aquatiques sont sujets à des dégradations à travers
une variété de processus tels que la photo-oxydation et la transformation biologique par les
Chapitre I : Synthèse bibliographique
57
animaux, bactéries et champignons. Ces réactions nécessitent de l’oxygène moléculaire,
rendant ainsi les HAP très persistants dans les milieux hypoxiques et les sédiments anoxiques
(Neff, 1979).
II- C- 2- b- i- Dégradation abiotique
Les HAP absorbent les radiations ultra-violettes (longueurs d’onde : 300-800 nm)
(Kong et Ferry, 2004) résultant parfois en leur photo modification, qui est généralement une
oxydation (Huang et al., 1993). Cette dégradation photochimique rend les composés plus
polaires augmentant ainsi leur solubilité et probablement leur biodisponibilité (Mill et al.,
1981), et certains photo-produits peuvent être plus toxiques que leurs composés parents
(McConkey et al., 1997).
Le partage des HAP entre la phase dissoute et la phase particulaire joue un rôle sur la
photoréactivité qui est plus importante pour les HAP adsorbés à la surface des particules que
pour les HAP en solution (Kong et Ferry, 2003). La photodégradation diminue avec
l’augmentation de la salinité (Kong et Ferry, 2003) et dépend aussi d’autres caractéristiques
du milieu telles que la présence de la matière organique. En effet, la plupart des HAP dans les
eaux naturelles peuvent absorber la radiation solaire de surface permettant ainsi une
photodégradation directe. L’association des HAP à la matière organique dans les eaux
naturelles provoque un « quenching » de fluorescence (Schlautman et Morgan, 1993) qui peut
inhiber ou augmenter leur photodégradation en fonction du mécanisme de
« quenching » (Fasnacht et Blough, 2002). Si le « quenching » produit un HAP intermédiaire
réactif, la photodégradation est augmentée, par contre si le « quenching » augmente la vitesse
de relaxation de l’état excité vers l’état non excité, la photodégradation est inhibée
(Schlautman et Morgan, 1993). La nature de la matière organique semble posséder une
influence plus importante que celle de sa concentration sur la photodégradation (Xia et al.,
2009).
Plusieurs produits de photo-oxydation sont instables et d’autres sont facilement
dégradés par des microbes. La photooxydation fonctionne en tandem avec la biodégradation
pour éliminer les hydrocarbures des systèmes aquatiques. La photo-oxydation du pétrole
produit des composés oxydés polaires tels que les cétones aliphatiques et aromatiques,
Chapitre I : Synthèse bibliographique
58
époxydes, sulfoxydes, sulfones, phénols, anhydrides, quinones, alcools aliphatiques et
aromatiques (Payne et Phillips, 1985) qui sont solubles, instables et beaucoup plus rapidement
dégradés par les microbes résidants dans l’eau que les composés parents (Lee, 2003). A cause
de leur rapide dégradation, les produits de photo-oxidation contribuent à la toxicité du pétrole
sur uniquement 1 à 2 jours (Lee, 2003).
II- C- 2- b- ii- Dégradation biotique
La dégradation microbienne des HAP peut se faire par des organismes procaryotes
(bactéries) ou eucaryotes (champignons). Les caractéristiques du milieu telles que la salinité,
l’oxygène et la présence de biofilm jouent un rôle important dans la dégradation biotique de
ces composés (Amellal et al., 2001). Cette dégradation est plus importante avec la diminution
de la salinité (Minai-Tehrani et al., 2009) et est limitée par plusieurs facteurs tels que
l’oxygène, dont la diminution de la biodisponibilité avec la profondeur fait que la
biodégradation est plus importante dans les eaux de surface. La biodégradation dépend aussi
de la nature des contaminants et de leurs sources. Les molécules de faibles poids moléculaires
(3-4 cycles aromatiques) ainsi que celles caractérisant une contamination pétrolière sont
facilement biodégradables (McGroddy et Farrington, 1995; Gustafsson et al., 1997 a; Amellal
et al., 2001), alors que les HAP pyrolytiques associés au matériel particulaire et sédimentaire
sont moins biodisponibles à la dégradation (Yamada et al., 2003). A part des facteurs propres
au milieu et d’autres intrinsèques aux molécules, la biodégradation des HAP dépend
fortement des différentes capacités que peuvent avoir les bactéries à dégrader les
xénobiotiques hydrophobes, surtout ceux associés aux adsorbants solides et à la phase liquide
non aqueuse « NAPL » (essence, carburant…) (Puglisi et al., 2007): certaines souches sont
incapables de dégrader des HAP adsorbés, alors que d’autres peuvent dégrader une fraction
adsorbée des composés et facilitent la désorption de la fraction adsorbée restante pour la
dégradation. Les vitesses de biodégradation dépendent de la biodisponibilité des HAP, de la
présence des organismes ayant une capacité métabolique à dégrader les composés en question
et des facteurs d’activité et de croissance tels que le pH, la température, les nutriments… qui
influencent les dynamiques des populations microbiennes (de Jonge et al., 1997).
Concernant la biodégradation des hydrocarbures dans le pétrole, deux cas se
présentent : le pétrole au moment du déversement dans le milieu aquatique se trouve
Chapitre I : Synthèse bibliographique
59
principalement sous forme de « NAPL », et la biodisponibilité des hydrocarbures pour les
bactéries est contrôlée par la solubilisation « NAPL »-eau et non par la solubilité aqueuse des
contaminants. Dans ce cas de figure, c’est l’oxygène et non la biodisponibilité qui est le
facteur limitant pour la biodégradation. Quand la concentration en hydrocarbures diminue, la
majorité des hydrocarbures se trouvent adsorbés sur les matrices solides, et la biodisponibilité
est alors principalement contrôlée par les processus de désorption/diffusion. A ce stade, la
biodisponibilité devient un facteur limitant important pour la biodégradation (de Jonge et al.,
1997).
II- C- 2- c- Biodisponibilité
La biodisponibilité est un paramètre clef dans l’exposition des organismes aquatiques
aux contaminants de l’écosystème. Elle dépend des propriétés intrinsèques des molécules
ainsi que des propriétés du milieu.
La biodisponibilité des HAP associés aux sédiments est gouvernée par plusieurs
facteurs qui incluent les caractéristiques du sédiment telles que le contenu en carbone
organique et en suie (Di Toro et al., 1991), la taille des particules (Kukkonen et Landrum,
1996) et le temps de contact sédiment-contaminant (Van Hoof et al., 2001). De nombreuses
études rapportent une biodisponibilité décroissante avec l’augmentation du temps de contact
composé-sédiment (Reid et al., 2000). La nature et l’étendue de ce processus connu sous le
nom d’« aging » dépendent des interactions physiques, chimiques et biologiques entre le
sédiment et les composés (Northcott et Jones, 2001). Les mécanismes les plus importants
incluent l’association des composés organiques à la matière organique du sédiment et la
pénétration et séquestration des composés dans ses pores (Northcott et Jones, 2001). La
richesse des sédiments en suies augmente la sorption des HAP sur ces matrices solides.
Cependant, il semblerait que la présence de suies n’affecte que la biodisponibilité des HAP
pyrogéniques (Thorsen et al., 2004). En effet, ces derniers sont formés en même temps que les
suies et pourraient être introduits dans l’environnement déjà associés, à l’opposé des HAP
pétrogéniques qui sont probablement introduits dans l’environnement dissous dans l’eau ou
adsorbés au carbone organique, et qui n’entrent en contact avec les suies que quand tous les
sites de liaisons de ces dernières sont largement saturés (Thorsen et al., 2004). D’autres
facteurs tels que les propriétés des composés (hydrophobicité et solubilité) et les facteurs
Chapitre I : Synthèse bibliographique
60
biotiques (mode d'alimentation de l’organisme) interviennent aussi dans la détermination de la
biodisponibilité des contaminants associés au sédiment (Conrad et al., 2002).
Les HAP dans la phase dissoute sont plus biodisponibles que ceux adsorbés sur les
matrices sédimentaires et particulaires, mais leur biodisponibilité est elle aussi contrôlée par
de nombreux paramètres, parmi lesquels, la nature de la matière organique dissoute, son
aromaticité et sa biodégradabilité (De Paolis et Kukkonen, 1997; Haitzer et al., 1998;
Gourlay et al., 2003) ainsi que les propriétés physico-chimiques des HAP. En effet, vu leurs
hydrophobicité et solubilité, les HAP ont une grande tendance à être associés à la matière
organique dissoute, ce qui modifie leur biodisponibilité dans la colonne d’eau (Haitzer et al.,
1998). L’interaction avec la matière organique dépend de sa nature et de ses caractéristiques.
La matière organique naturelle, riche en substances humiques, a un très grand potentiel
d’association avec les HAP (De Paolis et Kukkonen, 1997), mais la biodisponibilité de ces
composés se trouve aussi affectée par la présence de matières organiques naturelles de faible
aromaticité et qui contient peu de substances humiques (Akkanen et al., 2001). La matière
organique anthropogénique, moins stable et plus biodégradable que la matière organique
naturelle (Tusseau-Vuillemin et Le Réveillé, 2001), introduite dans les systèmes aquatiques
via les effluents urbains, réduit la biodisponibilité des HAP mais à un degré plus faible que
celui de la matière organique naturelle (Gourlay et al., 2003).
Les sources d’introduction des HAP dans l’environnement doivent être examinées
pour la prédiction de la biodisponibilité de ces contaminants dans les écosystèmes (Haitzer et
al., 1999; Thorsen et al., 2004). Les HAP pétrogéniques sont plus biodisponibles que les HAP
pyrogéniques indépendamment du milieu (eau douce ou eau marine, différentes
concentrations de HAP…) (Thorsen et al., 2004). La différence dans la biodisponibilité des
HAP accordée à leurs sources suggère que la biodisponibilité est à un certain degré
indépendante de l’hydrophobicité. En effet, même si l’association des HAP sur la matière
organique est principalement basée sur des interactions hydrophobes, et l’hydrophobicité d’un
composé augmente probablement sa sorption et réduit sa biodisponibilité, des études ont
rapporté que les coefficients de partage carbone organique/eau varient énormément pour des
HAP qui ont des propriétés hydrophobes similaires mais qui ont des origines différentes
(Haitzer et al., 1999): par exemple des HAP pétrogéniques de log Kow > 5 sont plus
Chapitre I : Synthèse bibliographique
61
biodisponibles que ceux provenant d’une source pyrogénique et ayant des coefficients de
partage octanol-eau similaires (Thorsen et al., 2004).
II- C- 2- d- Bioaccumulation
Les HAP étant hydrophobes et lipophiles, leur transfert de la phase aqueuse vers les
compartiments lipidiques tels que les membranes biologiques, les macromolécules et les
lipides des organismes est favorisé. Plusieurs facteurs influencent la bioaccumulation des
HAP dans les organismes aquatiques notamment ceux jouant un rôle dans leur
biodisponibilité.
Les caractéristiques des espèces ainsi que leur mode de vie, leur voie d’alimentation et
leur capacité de métabolisation sont des facteurs importants à considérer pendant l’évaluation
du risque d’exposition aux HAP puisqu’ils contrôlent la bioaccumulation de ces contaminants
à partir de l’environnement (Rust et al., 2004 b). En effet, les bivalves mollusques marins et
les poissons accumulent préférentiellement les HAP dissous plutôt que les HAP particulaires
dans la colonne d’eau (Narbonne et al., 1992). Cependant, les bivalves peuvent aussi
accumuler des HAP de hauts poids moléculaires moins solubles à partir de l’ingestion des
particules contaminées en HAP. Les organismes déposivores quant à eux accumulent les HAP
associés aux suies et adsorbés au sédiment de façon plus importante que les organismes
filtreurs (Rust et al., 2004 a) à cause de leur faible capacité de métabolisation (Rust et al.,
2004 b) ainsi que de la présence de surfactants à un niveau élevé dans leur lumière intestinale
qui solubilisent les HAP ingérés (Weston et Mayer, 1998).
Les caractéristiques des sédiments et la turbidité dans la colonne d’eau jouent un rôle
primordial dans la bioaccumulation. En milieux peu turbides, les organismes filtreurs sont
exposés à la fraction dissoute des contaminants hydrophobes (HAP de faibles poids
moléculaires) (Foster et al., 1987). Dans des zones très turbides, une accumulation des HAP
lourds dans les moules à des concentrations légèrement supérieures à celles des HAP de
faibles poids moléculaires a été mise en évidence (Baumard et al., 1999). Malgré l’association
des HAP particulaires et sédimentaires aux suies, leur bioaccumulation est significative pour
des espèces différentes d’invertébrés benthiques ainsi que pour des mollusques bivalves (Rust
et al., 2004 a).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
62
La présence de la matière organique dissoute dans la colonne d’eau réduit la
biodisponibilité des HAP, et par conséquent leur accumulation dans les poissons (Freidig et
al., 1998) et les organismes benthiques (Haitzer et al., 1999). Même la hauteur d’exposition
des bivalves dans la colonne d’eau influence la distribution des HAP accumulés (Baumard et
al., 1999), avec les HAP les plus solubles accumulés dans des moules exposées à l’interface
air-eau et les HAP de hauts poids moléculaires accumulés dans des moules placées à
proximité des sédiments.
D’autres caractéristiques telles que l’hydrophobicité des molécules affectent leur
accumulation dans les organismes biologiques. Des études bibliographiques ont montré que
les facteurs de bioaccumulation des HAP atteignent des valeurs maximales pour des log Kow
de 5-5,4 (Rust et al., 2004 a). La bioaccumulation réduite constatée pour les composés de log
Kow élevés (> 5,4) peut être dûe à une sorption plus importante des molécules au sédiment
(Lamoureux et Brownawell, 1999), alors que la bioaccumulation réduite des composés de
faibles log Kow résulte des taux de dépuration plus rapides pour ces molécules (Chung et
King, 1999). Cependant, et rejoignant le fait que la biodisponibilité dépend plutôt de la source
des composés, une accumulation des HAP pétrogéniques avec des log Kow > 5 tels que les
triméthyl et tétraméthylphénanthrènes plus importante que celle des HAP pyrogéniques moins
hydrophobes tels que le benzo(k)fluoranthène a été observée dans des moules (Thorsen et al.,
2004).
II- C- 2- e- Biotransformation et transfert trophique
La majorité des organismes possèdent un système de détoxification qui biotransforme
les composés organiques hydrophobes en métabolites solubles dans l’eau qui peuvent être à
leur tour facilement excrétés. La biotransformation des xénobiotiques pour les vertébrés est
reliée à l’activité de la monooxygénase CYP1A (Willett et al., 2001) et est associée à la
régularisation de plusieurs CYP gènes/CYP enzymes chez les invertébrés tels les polychètes
(Jørgensen et al., 2005). Le processus de biotransformation comprend deux étapes : la
première consiste en une introduction dans la molécule d’un groupe fonctionnel (OH par
exemple) catalysée par l’enzyme cytochrome CYP P450. Cette étape est suivie d’une
conjugaison avec le groupe fonctionnel réactif ayant une moitié polaire catalysée par une
transférase. La biotransformation des HAP produit généralement des composés non toxiques.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
63
Cependant, au cours de la première étape, des métabolites intermédiaires avec des
groupements fonctionnels réactifs peuvent être produits. Ces groupes peuvent être davantage
oxydés, réagissent avec les composants cellulaires et causent des dommages à l’ADN
(Palmqvist et al., 2008).
Les capacités de biotransformation varient en fonction des espèces (McElroy et al.,
2000), des composés et de la nature du mélange auquel les organismes sont exposés
(Palmqvist et al., 2008). En effet, la co-exposition à plus d’un HAP influence l’induction du
système de détoxification chez les poissons et chez les invertébrés (Palmqvist et al., 2008).
Par exemple, les poissons exposés simultanément au fluoranthène et au benzo(a)pyrène
montrent une inhibition de l’induction de la détoxification observée pour le benzo(a)pyrène
seul de 48-55 % (Willett et al., 2001) ; le fluoranthène améliore la biotransformation du
benzo(a)pyrène sur « capitella sp I » alors que le benzo(a)pyrène n’a aucun effet sur la
biotransformation du fluoranthène (Palmqvist et al., 2008) ; les polychlorobiphényles
augmentent la capacité des enzymes hépatiques à convertir les HAP en intermédiaires
métaboliques carcinogènes et mutagènes (Egaas et Varanasi, 1982)… Ainsi, il est d’une
importance cruciale de considérer la présence d’un mélange de contaminants au niveau de
l’évaluation du risque (Palmqvist et al., 2008), puisque des co-expositions modifient la
métabolisation et les facteurs de bioaccumulation des HAP (Palmqvist et al., 2008).
Au niveau du transfert trophique, la biotransformation limite le processus de
bioamplification qui résulte généralement de la bioaccumulation des polluants organiques.
Ainsi, des concentrations en HAP décroissantes sont observées avec l’augmentation du niveau
trophique et de l’activité métabolique. Même la composition des HAP tout au long de la
chaîne alimentaire varie suite à la capacité de biotransformation sélective des différents
organismes et vis-à-vis des différents HAP. Cependant, la réduction de la bioamplification
n’épargne pas l’écosystème de la toxicité des HAP tout au long du transfert trophique, à cause
des métabolites intermédiaires mutagènes et cancérigènes pouvant être issus de la
biotransformation (Broman et al., 1990).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
64
II- D- Toxicité
II- D- 1- Toxicité aiguë et effets létaux
La toxicité aigüe des HAP est déterminée par le type de HAP (masse moléculaire,
structure, substitution alkyle…) et l’espèce exposée. Elle induit généralement une narcose et
est exprimée par des valeurs de concentrations létales 50 ou LC50, qui correspondent aux
valeurs de concentrations des composés chimiques aboutissant à la mort de 50 % de la
population. Dans la colonne d’eau, la LC50 augmente avec l’augmentation de la masse
moléculaire des HAP (US-EPA, 2003). La valeur minimale de LC50 pour les HAP les plus
solubles (≤ 3 cycles aromatiques) a été observée pour les truites arc-en-ciel « Oncorhynchus
mykiss » avec le phénanthrène (LC50 = 30 µg.L-1
) (Nagpal, 1993). Les HAP de hauts poids
moléculaires tels que le benzo(a)pyrène et le benz(a)anthracène montrent aussi une toxicité
aigüe à de faibles concentrations (5-10 µg.L-1
) pour les invertébrés (Nagpal, 1993). Les HAP
alkylés sont généralement plus toxiques pour la vie aquatique que les composés parents : la
toxicité observée chez « Daphnia pulex » exposée à l’anthracène est plus faible que celle
obtenue pour ces organismes exposés au méthylanthracène ou au 9-métoxyanthracène
(Nagpal, 1993).
II- D- 2- Toxicité chronique et effets sub-létaux
La toxicité chronique résulte en une exposition prolongée et/ou des expositions
répétées aux contaminants. La toxicité chronique des HAP de faibles poids moléculaires est
plus faible que celle des HAP de hauts poids moléculaires. Les concentrations minimales de
naphtalène et de phénanthrène causant des anomalies aux truites arc-en-ciel sont de
230 µg.L-1
et de 85 µg.L-1
respectivement, supérieures à celle du benzo(a)pyrène qui est de
0,2 µg.L-1
(Nagpal, 1993). Les HAP méthylsubstitués ont tendance à être plus mutagènes que
les composés parents (Nagpal, 1993), et avec l’augmentation de la substitution alkyle, les
composés deviennent moins toxiques suite à la diminution de leur capacité à traverser les
membranes cellulaires. Les valeurs des toxicités chroniques des HAP rapportées par l’US-
EPA, (2003) sont comprises entre 970 µg.L-1
pour le naphtalène et 0,01 µg.L-1
pour les
tétraméthylchrysènes. Quant à la toxicité observée dans les sédiments, elle est affectée par les
Chapitre I : Synthèse bibliographique
65
propriétés physico-chimiques des HAP. Ainsi, les HAP de hauts poids moléculaires sont
moins biodisponibles pour les organismes aquatiques à cause de leur sorption sur le sédiment
ou les particules de combustion riches en suies (Gustafsson et al., 1997 b) et par conséquent
posent moins de risque pour la vie aquatique.
Les effets toxiques principaux des HAP sont la cancérogénicité, la génotoxicité et la
tératogénicité. Le tableau 7 présente les degrés cancérigènes des HAP selon l’Agence
Internationale de la Recherche sur le Cancer (IARC), l’Union Européenne (UE) et l’Agence
de Protection de l’Environnement des Etats-Unis (US-EPA) ainsi que les degrés cancérigènes
de certains produits contenant des mélanges de HAP. Le tableau 8 quant à lui expose quelques
valeurs de PNEC des HAP individuels dans la phase dissoute et la phase sédimentaire.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
66
Tableau 7: Classification cancérigène des HAP individuels et des mélanges de HAP selon l’IARC, l’UE et
l’US-EPA. (Source : INERIS, 2003).
Substances/Mélanges UE IARC US-EPA
Substances individuelles
Naphtalène nc 2B C
Acénaphtylène nc
Acénaphtène nc
Fluorène nc 3 D
Phénanthrène nc 3 D
Anthracène nc 3 D
Fluoranthène nc 3 D
Pyrène nc 3 D
Benz(a)antharcène 2 2A B2
Chrysène 2 3 B2
Triphénylène nc 3
Benzo(b)fluoranthène 2 2B B2
Benzo(k)fluoranthène 2 2B B2
Benzo(j)fluoranthène 2 2B B2
Benzo(e)pyrène 2 3 C
Benzo(a)pyrène 2 2A B2
Pérylène nc 3
Indéno(1,2,3-cd)pyrène nc 2B B2
Benzo(g,h,i)pérylène nc 3 D
Dibenz(a,h)anthracène 2 B2
Dibenz(a,c)anthracène nc 3
Mélanges de HAP
Diesel léger 3
Diesel marin 2B
Essence 2B
Huile brute 3
Huile de fioul léger 2B
Huile de fioul lourd 2B
Pétrole raffiné
Echappement diesel
Echappement essence
Fumée de tabac
Goudrons de houille
1
2A
2A
2B
1
1
A
Suies 1
L’Union Européenne (UE) (JOCE L110A du 04/05/1993): nc : non cancérigène ; catégorie 1 : substance que
l’on sait être cancérigène pour l’homme ; catégorie 2 : substance pouvant être assimilée à une substance
cancérigène pour l’homme. Centre International de Recherche sur le Cancer (IARC) (CIRC/IARC/OMS):
groupe 1 : l’agent (ou le mélange) est cancérigène pour l’homme ; groupe 2A: l’agent ou le mélange est
probablement cancérigène pour l’homme ; groupe 2B : l’agent ou le mélange pourrait être cancérigène pour
l’homme ; groupe 3 : l’agent ou le mélange ne peut être classé pour sa cancérogénicité pour l’homme. L’Agence
de Protection de l’Environnement des Etats-Unis (US-EPA) : classe A : substance cancérigène pour l’homme ;
classe B2 : substance probablement cancérigène pour l’homme ; classe C : cancérigène possible pour
l’homme ; classe D : substance non classifiable quant à sa cancérogénicité pour l’homme.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
67
Tableau 8: PNEC de quelques HAP dans la phase dissoute et la phase sédimentaire. (Source : INERIS,
2005).
Substances PNEC eau (µg.L-1
) PNEC sédiment
(µg.kg-1
poids sec)
Naphtalène
12
2,4
770,4
174,7
Acénaphtène 3,7 44,4
Anthracène 0,12
0,063
45,2
81,1
Fluoranthène
0,1
0,12 (eau douce)
0,12 (eau marine)
2,3
Benzo(k)fluoranthène 0,036 1800
Benzo(a)pyrène 0,05
Indéno(1,2,3-cd)pyrène 0,0027 (provisoire)
Phénanthrène 0,3
II- D- 3- Phototoxicité
La lumière solaire, spécialement la portion UV du spectre électromagnétique,
augmente significativement la toxicité de plusieurs HAP (Krylov et al., 1997). La toxicité
photoinduite est un effet intégré des facteurs moléculaires et des facteurs d’exposition en
relation avec l’énergie et l’intensité de la lumière d’irradiation (Veith et al., 1995). C’est la
structure moléculaire (espace HOMO-LUMO entre 6,7 et 4,5 eV) qui détermine la capacité
d’un composé à absorber la lumière ainsi que sa stabilité (Veith et al., 1995). Les HAP de
faibles poids moléculaires semblent ne pas être phototoxiques (Lampi et al., 2006). Le pyrène
est parmi les HAP les plus phototoxiques. L’anthracène est fortement phototoxique, le
phénanthrène quant à lui et malgré la similitude de sa structure avec celle de l’anthracène, ne
l’est pas (Veith et al., 1995). Plusieurs caractéristiques de l’eau jouent un rôle significatif mais
complexe dans la toxicité photoinduite des HAP. La présence de matière organique dissoute
(MOD) réduit la pénétration de la lumière et par conséquent la photomodification des
composés parents libres (Nikkila et al., 1999). Des études ont montré que la présence de la
MOD réduit significativement les effets de la toxicité du pyrène induite par les ultraviolets
(Nikkila et al., 1999) alors que d’autres montrent que c’est plutôt l’association du pyrène aux
substances humiques qui induit la réduction de sa biodisponibilité et par conséquent du risque
qu’il génère pour le vivant (Chin et al., 1997).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
68
III- Méthodologies analytiques : dosage des hydrocarbures dans les
systèmes aquatiques
III- A- Généralités
L’analyse des hydrocarbures dans la phase dissoute est cruciale de par l’importance
que joue cette phase dans le transport des contaminants de leurs sources à leurs récepteurs, et
surtout puisqu’elle contient la majeure partie des contaminants biodisponibles qui posent le
plus grand risque pour les organismes vivant dans le milieu. Cependant, l’extraction des
hydrocarbures de la phase dissoute des systèmes aquatiques est difficile en raison des faibles
concentrations dans les milieux aqueux de ces molécules hydrophobes à solubilité réduite.
Les méthodes d’extraction doivent par conséquent être très sensibles, mais aussi simples, peu
coûteuses et suffisamment rapides pour permettre l’analyse de routine d’un nombre
conséquent d’échantillons pendant les campagnes de prélèvement environnemental. Les
principales méthodes d’analyse des HAP regroupent l’extraction liquide-liquide ou LLE,
l’extraction sur disque de phase solide (Michor et al., 1996), l’extraction sur barreau ou SBSE
(Kolahgar et al., 2002), la microextraction sur phase liquide ou LPME (Hou et Lee, 2002),
l’extraction sur phase solide ou SPE (Ma et al., 2010), la microextraction liquide-liquide
dispersive ou DLLME (Pena et al., 2009) et la microextraction sur phase solide SPME (Hii et
al., 2009). Chacune de ces méthodes peut présenter des inconvénients, comme un temps
d’extraction long (SBSE, LLE), des limites de détection élevées (LPME), une importante
consommation de solvants (LLE), une perte des composés et un volume important
d’échantillon nécessaire pour assurer de bonnes limites de détection (SPE), des effets
matriciels (DLLME)… Concernant les hydrocarbures volatils, les techniques les plus utilisées
sont les techniques d’extraction d’espace de tête statiques ou dynamiques (Bianchi et al.,
2002), la microextraction sur phase liquide en mode espace de tête (headspace) ou HS-LPME
(Aguilera-Herrador et al., 2008), la méthode d’injection directe (Kubinec et al., 2005) et
l’extraction sur phase solide. Les principaux inconvénients de ces techniques sont la nécessité
d’une instrumentation complexe et des interférences possibles avec la vapeur d’eau (espace de
tête), des problèmes d’interférences matricielles, de sensibilité et d’incompatibilité avec la
majorité des systèmes chromatographiques (injection directe), la non automatisation (HS-
Chapitre I : Synthèse bibliographique
69
LPME), la perte de composés au cours du protocole d’extraction (SPE)…La microextraction
sur phase solide en mode espace de tête (HS-SPME) est une technique largement utilisée pour
les composés volatils et est détaillée dans la section suivante.
III- B- La MicroExtraction sur Phase Solide (SPME)
III- B- 1- Principe et fonctionnement
Parmi toutes les méthodologies d’extraction des contaminants organiques dans la
phase dissoute, la SPME a prouvé au cours des dernières années ses atouts dans l’analyse des
contaminants organiques. C’est une technique simple combinant les étapes de prétraitement,
d’extraction et d’injection chromatographique, réduisant ainsi la durée de l’analyse des
échantillons. C’est une technique sensible, qui n’utilise pas de solvants, automatisable et
caractérisée par un coût d’opération réduit suite à la réutilisation des fibres d’extraction. Elle
est non seulement utilisée pour l’analyse environnementale des contaminants organiques
(Potter et Pawliszyn, 1992), mais aussi pour l’échantillonnage in-situ des polluants (Ouyang
et al., 2005). Son concept a été introduit dans les années 1990 par Arthur et Pawliszyn,
comme une amélioration de la technique d’extraction SPE des matrices aqueuses.
La SPME consiste à plonger une fibre en silice fondue (1-2 cm de long) revêtue d’un
polymère adéquat et attachée à un piston en acier inoxydable dans un échantillon donné, et est
basée sur la distribution des analytes entre la fibre et l’échantillon jusqu’à atteinte de
l’équilibre. Une fois ce dernier atteint, la quantité de composés extraits est directement
proportionnelle à leurs concentrations dans l’échantillon (Lord et Pawliszyn, 2000). La
méthodologie SPME inclue deux modes d’extraction principaux :
- une extraction directe ou « par immersion » où la fibre est directement plongée dans
l’échantillon, et les analytes sont transportés directement de l’échantillon à la phase
d’extraction. C’est le mode d’extraction principal des HAP de la phase dissoute. Dans
ce processus, l’extraction est régie par l’équilibre des analytes entre la phase dissoute
et la fibre (Ulrich, 2000).
- une extraction de l’espace de tête « headspace », où les analytes sont transportés à
travers un volume d’air avant d’atteindre la fibre. Le transfert de masse à la fibre est
Chapitre I : Synthèse bibliographique
70
limité par la vitesse de transfert de masse des composés de l’échantillon à l’espace de
tête. Les temps d’équilibre avec la HS-SPME (SPME en mode espace de tête ou
« headspace ») sont plus faibles qu’en mode immersion principalement à cause des
coefficients de diffusion plus importants dans l’air que dans l’eau. Ce mode
d’extraction est utilisé pour les composés volatils ayant une pression de vapeur élevée.
Dans ce processus, l’extraction est régie par deux équilibres : le premier entre les
composés de la phase dissoute et l’espace de tête, qui dépend de la volatilité des
composés et de la nature de la matrice ; le second entre les analytes dans la phase gaz
et la fibre, qui lui dépend de l’affinité des composés avec la fibre (Zhang et Pawliszyn,
1993).
A la fin de l’étape d’extraction, la fibre est retirée de l’échantillon et est désorbée
thermiquement dans l’injecteur d’un chromatographe gazeux pour les composés volatils ou
semi-volatils (Arthur et al., 1993) (figure 3), ou plus récemment les analytes peuvent être
chimiquement désorbés par un solvant organique lorsque la SPME est couplée à la
chromatographie en phase liquide (Lord et Pawliszyn, 2000). Ce couplage est utilisé pour
l’analyse des composés non volatils et/ou thermiquement instables, et évite ainsi une pré-
étape de dérivatisation (Chen et Pawliszyn, 1995)
Figure 3: Représentation schématique de la SPME (d’après De Perre et al., 2009).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
71
III- B- 2- Nature du revêtement
Quel que soit le mode d’extraction, la nature du revêtement de la fibre ainsi que son
épaisseur conditionnent l’efficacité, la sélectivité et la sensibilité de l’extraction. Les
paramètres opérationnels tels que la température, le temps d’extraction, l’agitation, le pH, le
« salting out », les conditions de désorption ainsi que les volumes de l’échantillon et de
l’espace de tête influencent aussi l’efficacité de l’extraction (Pawliszyn, 1997). Le revêtement
des fibres est généralement un liquide polymérique tel que le polydiméthylsiloxane (PDMS)
et le polyacrylate (PA) (Gorecki et al., 1999) ou un adsorbant solide poreux tel que le
divinylbenzène (DVB) (Lord et Pawliszyn, 2000). Avec les polymères solides, l’extraction a
lieu par interaction avec la surface du revêtement (Π-Π, interactions hydrophobes…). Puisque
la surface d’adsorption est limitée, les quantités extraites à l’équilibre sont modifiées au cas
où des phénomènes de déplacement des analytes ayant une faible affinité pour le revêtement
ont lieu. Avec les polymères liquides, les analytes se partagent dans la phase d’extraction où
ils sont solvatés par les molécules du revêtement. Dans ce cas, les quantités extraites à
l’équilibre sont uniquement modifiées si les propriétés du revêtement changent,
principalement suite à une saturation de la fibre en présence d’une forte concentration
d’analytes. Pour éviter les phénomènes de saturation et de déplacements d’analytes, ainsi que
pour réduire le temps d’analyse, la SPME peut être utilisée à des temps inférieurs à ceux
nécessaires pour atteindre l’équilibre, mais les paramètres d’échantillonnage doivent être
contrôlés et parfaitement reproductibles (température, temps, agitation…) pour garder la
fiabilité de l’étude quantitative (Lord et Pawliszyn, 2000).
Plusieurs polymères de revêtements de fibres existent dans le commerce et diffèrent
par leur polarité, épaisseur, mécanisme d’extraction et domaine de température d’utilisation.
Le choix du polymère adéquat dépend non seulement de la polarité des analytes, mais aussi de
leurs masses moléculaires, de leurs concentrations et de la complexité de l’échantillon
(Gorecki et al., 1999). Ainsi, des composés hydrophobes tels les hydrocarbures sont
efficacement extraits par des fibres non polaires telles que les fibres à base de PDMS. Les
composés volatils sont mieux extraits par des revêtements épais, alors que les composés semi-
volatils et les composés lourds sont mieux extraits par des revêtements fins (Stashenko et
Martinez, 2007). Le polymère le plus répandu est le polydiméthylsiloxane (PDMS) et a
Chapitre I : Synthèse bibliographique
72
montré son efficacité pour l’extraction des composés non polaires semi-volatils et volatils
(Yang et Peppard, 1995). Associé avec d’autres polymères adsorbants tels que le
divinylbenzène (PDMS/DVB) et le carbowax (PDMS/CW…), le PDMS permet
l’échantillonnage d’une gamme plus large de molécules avec plus de sélectivité (Mani, 1999).
III- B- 3- Application de la SPME pour l’analyse des hydrocarbures
pétroliers volatils et des hydrocarbures aromatiques polycycliques
La SPME présente un intérêt particulier pour l’analyse environnementale des
composés hydrophobes tels les hydrocarbures caractérisés par une faible solubilité et une forte
tendance d’association à la matière organique colloïdale et particulaire. Leurs concentrations
dans la phase dissoute inférieures au ng.L-1
nécessitent des techniques d’extraction très
sensibles et de faibles limites de détection, ce que la microextraction sur phase solide (SPME)
peut assurer. La microextraction sur phase solide permet aussi d’étudier la distribution des
analytes dans un système complexe multi-phases (Poerschmann et al., 1997 a) et de
différencier les différentes formes d’un analyte dans un échantillon (Mester et Pawliszyn,
1999). Contrairement à des techniques d’extraction plus conventionnelles telles que
l’extraction liquide-liquide et l’extraction sur phase solide, la SPME permet d’évaluer la
fraction biodisponible capable de causer un risque pour les organismes de l’écosystème
aquatique en permettant de quantifier la fraction « libre » dissoute des contaminants
(Poerschmann et al., 1997 b; Porschmann et al., 1998; De Perre, 2009). Son application
environnementale pour les hydrocarbures ne couvre pas uniquement la phase dissoute, mais
aussi les sédiments, les sols et les fractions pétrolières (tableau 9), que ce soit pour des études
de « monitoring » de la contamination et de son évolution dans les différents compartiments
de l’environnement ou pour des études de sources de contamination ainsi que pour des
caractérisations de composition du pétrole et des « water accomodated fractions » ou WAFs.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
73
Tableau 9: Application environnementale de la SPME pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils et des HAP.
Composés Matrices Mode d’extraction Conditions Mode de détection Références
HAP
Eaux potables (eaux
souterraines et eaux
traitées)
Immersion
Fibre 70 µm CW/DVB
Ou 65 µm PDMS/DVB
t extraction : 50 min
t désorption : 5 min
T° incubation : 45 °C
v rotation : 500 rpm
GC-ITMS (Stiles et al., 2008)
HAP Eaux pluviales Immersion
Fibre 100 µm PDMS
t extraction : 60 min
T° incubation : 65 °C
v rotation : 720 rpm
Ajout de sel
pH = 7
GC-MS (Rianawati et
Balasubramanian, 2009)
HAP (mono, di et
éthylméthylnaphtalènes,
triméthylnaphtalènes, phénanthrène,
anthracène, méthylanthracène)
Pétrole, neige, eau,
sédiment Espace de tête
Fibre 100 µm PDMS
t extraction : 10 min
T° incubation : 40 ±1 °C
GC-MS (Jaraula et al., 2008)
HAP, HAP alkylés et composés
hétérocycliques
Sols (pollués par du
goudron de houille,
diésel, huile
lubrifiante, mazout)
Espace de tête
Fibre 100 µm PDMS
t incubation : 2 h
t extraction : 40 min
T° incubation : ambiante
GC-MS (Havenga et Rohwer,
1999)
Chapitre I : Synthèse bibliographique
74
Composés Matrices Mode d’extraction Conditions Mode de détection Références
BTEX + C3 benzènes
(isopropylbenzène ; propylbenzène ;
3-éthyltoluène ; 4-éthyltoluène ;
1,3,5-triméthylbenzène ; 2-
éthyltoluène, 1,2,4-triméthylbenzène,
1,2,3-triméthylbenzène)
+ autres composés
(isobuthylbenzène ; 1-méthyl-2-
isopropylbenzène 1,2-diméthyl-4-
éthylbenzène,
n-hexylbenzène )
Eaux souterraines Espace de tête
Fibre 75 µm CAR/PDMS
t extraction : 30 min
T° incubation : ambiante
GC-MS (Wang et al., 2002)
BTEX, propylbenzène, butylbenzène-
naphtalène WAF Espace de tête
Fibre 100 µm PDMS
t extraction : 20 min
T° extraction : ambiante
GC-MS (Llompart et al., 1998)
Hydrocarbures du gazole (C5-C12) :
structures linéaires, ramifiées et
cycliques + hydrocarbures
monoaromatiques : benzène, toluène
et xylènes
Sédiments marins Espace de tête
Fibre 100 µm PDMS
50/30 µm ou
DVB/CAR/PDMS
Ajout de sel à l’échantillon
t extraction : 20 min
t désorption : 5 min
T° incubation : 45 °C
GC (Abrams et al., 2009)
Hydrocarbures C5-C10 Pétrole Espace de tête
Fibre 100 µm PDMS
t extraction : 15 min
T° incubation : ambiante,
(après 1 h d’équilibre
liquide-vapeur)
T° désorption : 260 °C
GC-FID (Harris et al., 1999)
Diesel d’aviation (JP5-AN8) : alcanes
linéaires C7-C18, isoprénoïdes,
alkylbenzènes C8-C16 et
monométhylalcanes
Pétrole, neige, eau,
sédiment Espace de tête
Fibre 100 µm PDMS
t extraction : 10 min
T° incubation : 40±1 °C
GC-MS (Jaraula et al., 2008)
Avec t : durée, T° : température et v : vitesse
Chapitre I : Synthèse bibliographique
75
IV- Méthodologies analytiques : échantillonnage des hydrocarbures
dans les systèmes aquatiques
IV- A- Généralités
Le suivi environnemental des polluants constitue un défi majeur en raison de la
sensibilité élevée requise pour détecter et/ou quantifier des composés se trouvant à l’état de
traces ou même d’ultra-traces dans le milieu. Afin de satisfaire cette exigence, la majorité des
techniques analytiques requièrent d’importants volumes d’échantillons, conduisant à des
méthodes lourdes et consommatrices de temps. D’autre part, les polluants dans le milieu
naturel ont une concentration fluctuante suite à des évènements de contamination épisodiques,
des décharges discontinues ainsi qu’à des phénomènes de dilution… L’échantillonnage dit
« ponctuel » ne donne accès qu’à la contamination à l’instant du prélèvement; avoir une
vision plus globale sur la contamination d’un milieu nécessite une fréquence de prélèvement
trop importante ou la mise en place de préleveurs automatiques, ce qui est logistiquement
difficile et consommateur de temps.
IV- B- Echantillonnage biologique
Une alternative à l’échantillonnage ponctuel a été introduite il y a quelques décennies
pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes de faible solubilité telles que les
hydrocarbures et les polychlorobiphényles par des organismes biologiques, afin de surveiller
la qualité de l’eau (Booij et al., 2006) et d’identifier les sources de pollution (Murray et al.,
1991). Ces organismes de « biomonitoring » concentrent les contaminants hydrophobes
présents dans le milieu tout au long de leur période d’exposition, et par conséquent sont plus
représentatifs de la contamination d’un milieu et plus sensibles que l’échantillonnage
ponctuel. Les organismes permettent une estimation de la concentration dans l’eau à partir des
quantités de contaminants accumulés dans leurs tissus, soit en utilisant une approche basée sur
l’état d’équilibre entre l’organisme et l’eau, soit en utilisant une approche basée sur
l’accumulation intégrative et cinétique pendant la période d’exposition (Neff et Burns, 1996).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
76
Selon la théorie du partage à l’équilibre, la vitesse d’accumulation des HAP dans les
organismes est égale à leur vitesse de dépuration, la teneur en HAP dans les tissus est alors
proportionnelle au rapport de la solubilité des HAP dans ces tissus et leurs concentrations
dans l’eau ambiante. Ce rapport est approximé par le coefficient de partage octanol-eau et
peut être modélisé par la formule suivante (Neff et Burns, 1996) :
(
) (5)
Le BCF étant le facteur de bioconcentration, Ct est la concentration du composé dans le tissu à
l’équilibre, Cw est la concentration du composé dans la phase dissoute à l’équilibre, a étant la pente
de la régression linéaire et b étant l’ordonnée à l’origine (Neely et al., 1974).
Pour les composés les plus hydrophobes, une longue période est nécessaire pour
atteindre l’équilibre entre le tissu des organismes et l’eau. Dans le cas de la non atteinte de
l’équilibre, le facteur de bioconcentration est alors exprimé non seulement en fonction du log
Kow mais aussi en fonction du temps d’exposition (Connell et Hawker, 1988). Une étude
bibliographique menée par Booij et al. (2006) rassemblant plusieurs données de
bioaccumulation a permis la modélisation d’une relation permettant de calculer la
concentration dans l’eau dans un régime intégratif à partir de la concentration retrouvée dans
les organismes biologiques (équation 6).
(6)
k2 étant la constante de vitesse de dépuration, Cm étant la concentration des contaminants dans les
moules, Cw étant la concentration des contaminants dans l’eau et t étant le temps d’expostion des
organismes dans le milieu.
Avec
(7)
k1 étant la constante de vitesse d’accumulation.
Avec (8)
Et (9)
a0 étant une constante qui dépend de l’espèce. Pour M. edulis: a0 = - 0,58 ; pour E. complanata, D.
polymorpha, P. viridis : a0 = - 0,08.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
77
Cependant, et malgré les capacités intégratives des organismes biologiques,
l’application de l’échantillonnage biologique est limitée par plusieurs facteurs de faisabilité et
de fiabilité. En premier lieu, les organismes biologiques ne peuvent pas survivre dans toutes
les conditions environnementales possibles, d’où la nécessité de déployer des espèces
différentes en fonction des sites d’études rendant les inter-comparaisons entre sites
géographiques limitées (O’Connor, 2002), et peuvent initialement contenir un niveau de
contamination non négligeable. Le second inconvénient est lié à la dépendance du facteur de
bioaccumulation des conditions environnementales telles que la température, la salinité, la
disponibilité de la nourriture, le niveau d’oxygène et de toxines et aussi de la nature de
l’espèce (Gunther et al., 1999, Booij et al., 2006). Cette dépendance du facteur de
bioaccumulation introduit une incertitude dans les concentrations estimées dans l’eau à partir
des quantités de contaminants accumulés dans les organismes et rend aussi les études de
comparaison entre sites et études difficiles. Le troisième facteur est lié à l’activité du système
de métabolisation enzymatique chez les mollusques bivalves, qui bien que faible a été mise en
évidence (Suteau et Narbonne, 1988). De plus, les matrices biologiques sont complexes et
présentent des difficultés de mise en œuvre au niveau des techniques d’analyses
chromatographiques (nécessité d’extraction/purification).
IV- C- Echantillonnage passif dans les systèmes aquatiques
Durant les deux dernières décennies, une alternative d’échantillonnage pour pallier les
problèmes déjà exposés pour l’échantillonnage ponctuel et biologique a été recherchée, et a
aboutit à la mise en place des méthodes d’échantillonnage passif qui sont très prometteuses
pour la mesure des concentrations aqueuses moyennées dans le temps. Les capacités de
préconcentration des outils de l’échantillonnage passif les rendent très sensibles, permettant
ainsi de détecter certains composés alors qu’ils ne le sont pas avec l’échantillonnage ponctuel.
A l’opposé de la majorité des techniques d’échantillonnage ponctuel, les échantillonneurs
passifs permettent d’échantillonner uniquement la fraction « libre » dissoute des
contaminants, en d’autres termes la fraction biodisponible. Ils réduisent les effets matriciels
parfois observés dans le cas des échantillons aqueux. Les premières applications de
l’échantillonnage passif dans le suivi des contaminants organiques dans la phase dissoute ont
été rapportées dans les années 1990 (Vrana et al., 2005 a). Depuis, de nombreux travaux de
Chapitre I : Synthèse bibliographique
78
recherche sont menés pour adapter les outils en fonction des caractéristiques très variées des
polluants et des milieux dans lesquels ils sont utilisés.
IV- C- 1- Théorie de l’échantillonnage passif
IV- C- 1- a- Principe
L’échantillonnage passif est basé sur le transfert des analytes de l’eau vers un milieu
récepteur induit par la différence du potentiel chimique des analytes entre les deux
compartiments (Branislav Vrana et al., 2005 a). L’accumulation des composés par les
échantillonneurs passifs suit généralement une cinétique du premier ordre, qui est caractérisée
par une phase intégrative initiale, suivie par une phase curvilinéaire puis un équilibre (figure
4). Pour toutes les phases d’accumulation, les taux d’échantillonnage et les coefficients de
partage phase réceptrice-eau sont indépendants des concentrations d’exposition (Huckins,
2006). Au cours du processus d’accumulation, les analytes doivent passer de l’eau à travers
une couche limite statique d’eau entourant l’échantillonneur, connue sous le nom de « Water
Boundary Layer » (WBL), dont l’épaisseur dépend des conditions hydrodynamiques et à
travers laquelle les molécules sont transportées par un processus de diffusion. Ensuite, les
composés doivent traverser la couche de biofilm qui peut « se déposer » sur l’outil pendant
son exposition dans le milieu environnemental. La troisième barrière au transfert des analytes
vers la phase réceptrice de l’échantillonneur est la membrane de l’échantillonneur, et une fois
traversée, les composés sont accumulés dans la phase réceptrice. Ce schéma général
d’accumulation peut différer d’un outil à l’autre : d’autres compartiments peuvent séparer la
membrane de la phase réceptrice dans des échantillonneurs tels que la membrane renfermant
un revêtement adsorbant ou « Membrane Enclosed Sorptive Coating » (MESCO) et le
Chemcatcher®
(décrits dans la section IV- C- 2) ; le biofilm peut ne pas exister ; et la
membrane elle-même peut jouer le rôle de phase réceptrice dans certains outils (membranes
en polyéthylène basse densité ou LDPE, gommes de silicones ou « Silicone Rubbers » (SR),
fibres SPME (décrites dans la section IV- C- 2).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
79
Figure 4 : Courbe d’accumulation d’un composé dans un outil d’échantillonnage passif (d’après Vrana et
al., 2005 a).
Les formules décrivant la théorie des échantillonneurs passifs sont présentées tableau
10. L’équation différentielle qui gouverne le processus d’accumulation des composés
organiques dans la phase réceptrice de l’échantillonneur passif est donnée par la formule
(10) (Booij, 2007). Une forme générale de l’équation (10) obtenue en primitivant cette
dernière est donnée par l’équation (11) (Booij et al., 2007). Le premier terme de cette
équation correspond à l’accumulation du composé dans l’échantillonneur alors que le second
correspond à l’élimination du composé de l’échantillonneur vers l’eau. Dans cette équation, le
terme k0A représente le taux d’échantillonnage Rs des composés (L.j-1
), qui correspond au
volume équivalent d’eau épuré par l’échantillonneur d’un composé par unité de temps, calculé
selon l’équation (12). Conventionnellement, le taux d’échantillonnage est le paramètre le plus
utilisé dans l’approche de l’échantillonnage passif, et il est indispensable pour l’estimation
des concentrations des contaminants dans l’eau à partir des quantités de contaminants
accumulées dans l’échantillonneur. Ce taux d’échantillonnage est inversement proportionnel à
la résistance au transfert de masse des composés de l’eau vers la phase réceptrice de l’outil
qu’engendrent l’outil lui-même et les paramètres du milieu. La résistance au transfert de
masse (équation 13) dépend intimement des coefficients de diffusion des contaminants à
travers le biofilm, de la couche limite d’eau, de la membrane de l’échantillonneur ainsi que de
l’épaisseur de ces trois compartiments (équation 14). Pour une concentration initiale dans
l’échantillonneur nulle, et étant donné que la constante d’élimination d’un composé est
définie selon l’équation (15), l’équation (11) peut être alors réduite sous la forme de
Chapitre I : Synthèse bibliographique
80
l’équation (16), et par conséquent, la concentration dans l’eau estimée à partir de la quantité
de contaminants accumulés dans l’échantillonneur passif s’exprime selon l’équation (17).
Dans la phase initiale de l’accumulation (temps d’exposition de l’échantillonneur dans
le milieu court), le terme exponentiel dans l’équation (17) peut être simplifié selon l’équation
(18). Cette dernière peut s’écrire sous la forme de l’équation (19) en introduisant le terme de
la quantité de contaminants accumulés dans l’échantillonneur (Ms). Pendant cette phase, le
régime d’accumulation est linéaire ; l’échantillonneur se comporte comme un réservoir infini
de contaminants et permet une estimation de la moyenne des concentrations pendant la
période de l’exposition (Vrana et al., 2005 a). Au cours de cette phase aussi, le flux des
contaminants qui désorbent de la phase réceptrice vers l’eau est négligeable. L’équation du
régime linéaire est considérée valide jusqu’au moment où les concentrations des contaminants
dans l’échantillonneur atteignent la moitié de leurs concentrations à l’équilibre. Ce temps est
noté t ½ ou t50, et est donné par l’équation (20).
Pour de longues périodes d’exposition et une concentration dans l’eau constante,
l’échantillonneur atteint l’équilibre thermodynamique entre l’eau et la phase réceptrice
(Cw-Cs/Ksw = 0) et l’équation (17) est réduite à l’équation (21) caractérisant un
échantillonneur exploité à l’équilibre. Il est par conséquent indispensable de connaître les
coefficients de partage échantillonneur-eau afin de pouvoir estimer la concentration d’un
polluant dans l’eau à partir de sa concentration dans l’échantillonneur à l’équilibre.
L’approche de l’échantillonnage à l’équilibre nécessite que des concentrations stables aient eu
lieu durant l’exposition. De plus, l’outil ne doit pas causer une réduction dans les
concentrations environnementales (Vrana et al., 2005 a).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
81
Tableau 10 : Equations décrivant la théorie de l’échantillonnage passif.
Numéro
de
l’équation
Equation Termes de l'équation
10
(
)
Ms: quantité de contaminants accumulés
dans l’échantillonneur.
Cs: concentrations des contaminants dans
l’échantillonneur (kg.m-3
).
Cw: concentrations des contaminants dans
l'eau moyennées dans le temps (kg.m-3
).
Vs: volume de l’échantillonneur (m3).
A: aire de l'échantillonneur (m2).
Ksw: coefficient de partage échantillonneur-
eau.
ko: coefficient de transfert de masse des
composés du milieu vers la phase réceptrice.
11 ( (
))
(
)
CS0: concentration à t = 0 dans
l’échantillonneur.
12 Rs: taux d'échantillonnage.
13
kw, kb et km: coefficients de transfert de
masse dans la couche limite d’eau, le biofilm
et la membrane de l’échantillonneur
respectivement.
Kbw et Kmw: coefficients de partage biofilm-
eau et membrane-eau respectivement.
14
δw, δm et δb: épaisseurs effectives de la
couche limite d’eau, de la membrane et du
biofilm respectivement.
Dw ,Dm, Db: coefficients de diffusion dans la
couche limite, la membrane et le biofilm
respectivement.
15
ke: constante de vitesse d'élimination.
16 ( )
17
[ ]
18
19
20
21
Chapitre I : Synthèse bibliographique
82
IV- C- 1- b- Approche Composé Référence de Performance
« PRC »
Afin d’estimer les concentrations dans l’eau à partir des échantillonneurs passifs
fonctionnant dans leur régime intégratif (équation 19), il est nécessaire de déterminer le taux
d’échantillonnage de l’outil pour chaque molécule (la quantité accumulée dans
l’échantillonneur Ms étant déterminée par des méthodes analytiques). Cette détermination se
fait en laboratoire par des expérimentations de calibration, dans des conditions spécifiques et
sous concentration d’eau constante. Une autre alternative consiste à utiliser des taux
d’échantillonnage des molécules rapportés dans la littérature. Dans les deux cas, et afin
d’accéder à une estimation fiable des concentrations dans l’eau, les conditions utilisées pour
la détermination des taux d’échantillonnage (conditions hydrodynamiques, température,
« biofouling »…) doivent être similaires à celles qui se trouvent sur le site de déploiement des
échantillonneurs. En effet, des changements dans les conditions hydrodynamiques
d’exposition influencent l’épaisseur effective de la couche limite d’eau qui entoure
l’échantillonneur passif ; et étant donné que la résistance au transfert de masse est directement
proportionnelle à l’épaisseur de cette couche limite (14), les taux d’échantillonnage des
analytes sont par conséquence modifiés. Outre les conditions hydrodynamiques, des
paramètres tels que la température (Huckins et al., 1999) et le « biofouling » affectent aussi
les cinétiques d’échange dans les outils. En effet, la température influence la diffusion des
composés aussi bien dans la couche limite d’eau que dans l’échantillonneur lui-même et
affecte les propriétés thermodynamiques telles que les coefficients de partage échantillonneur-
eau (Huckins et al., 2002). Quant à la couche de biofilm, elle constitue une barrière
supplémentaire au transfert de masse des composés vers la phase réceptrice de
l’échantillonneur, et pourrait donc rendre inutilisables les taux d’échantillonnage calculés en
laboratoire.
Vu la méconnaissance et l’impossibilité de simuler toutes les conditions
environnementales qui influent sur le taux d’échantillonnage des molécules, l’approche
« Composé Référence de Performance » ou PRC a été développée par Huckins et al. (2002)
afin de corriger les effets du « biofouling » sur les taux d’échantillonnage. D’autres études ont
montré l’utilité du composé référence de performance pour évaluer les conditions
Chapitre I : Synthèse bibliographique
83
hydrodynamiques et la température (Booij et al., 1998; Huckins et al., 1999). Les composés
références de performance sont des composés organiques ne se trouvant pas dans le milieu
naturel (composés deutérés, isotopes stables 13C…) et possédant des propriétés et structures
similaires aux composés d’intérêt. Ils sont généralement de polarité moyenne à élevée et sont
ajoutés dans le milieu récepteur de l’outil d’échantillonnage passif avant le début
d’exposition. La dissipation du composé référence de performance dans le milieu est
comparée à celle obtenue en laboratoire pendant des expérimentations de calibration. Cette
approche de calibration in-situ est basée sur le fait que la constante de dissipation du composé
référence de performance est reliée à la constante d’accumulation des analytes dans
l’échantillonneur en supposant que des cinétiques d’échange isotropes gouvernent
l’accumulation des composés dans les échantillonneurs passifs (Booij et al., 1998). Le choix
des PRC dépend non seulement de la similitude de leurs structures avec les composés
d’intérêt, mais aussi de leurs taux de dissipation, qui dans l’idéal devraient être compris entre
20-80 % (de sorte à ce que la quantité restante dans l’outil après exposition soit quantifiable
tout en permettant de distinguer une désorption) (Huckins, 2006). Grâce à l’utilisation des
composés références de performance, les taux d’échantillonnage déterminés en laboratoire
sont corrigés pour correspondre aux conditions environnementales. Les taux
d’échantillonnage in-situ ainsi obtenus sont alors utilisés pour estimer les concentrations des
polluants dans le milieu selon l’équation 19.
IV- C- 2- Outils d’échantillonnage passif pour les composés
hydrophobes tels les HAP dans les systèmes aquatiques
Plusieurs outils d’échantillonnage passif sont commercialisés et utilisés dans les suivis
environnementaux, chacun caractérisé par un domaine d’application spécifique.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
84
IV- C- 2- a- Membranes semi-perméables « SPMD »
IV- C- 2- a- i- Description et principe
Les membranes semi-perméables (SPMD) ont été introduites par Huckins dans les
années 1990. Elles sont constituées d’un tube en polyéthylène basse densité (LDPE) rempli
d’un lipide de haut poids moléculaire, la trioléine (figure 4). Le principe d’accumulation dans
cet outil est la diffusion passive des composés à travers les membranes non poreuses en
polyéthylène basse densité ayant des cavités de 1 nm de diamètre avant qu’ils ne soient piégés
dans la trioléine. Cette phase réceptrice est caractérisée par une très grande affinité pour les
molécules ayant un log Kow > 3 (Huckins et al., 1993) comme les hydrocarbures aromatiques
polycycliques (Huckins et al., 1999), les pesticides organochlorés, les polychlorobiphényles
(Hofelt et Shea, 1997), les polychlorodibenzo-p-dioxines et les furanes (Rantalainen et al.,
2000). Les SPMD sont largement appliquées pour l’échantillonnage des hydrocarbures
aromatiques polycycliques dans différents milieux : les eaux usées (Gourlay-Francé et al.,
2008), les eaux souterraines (Gustavson et Harkin, 2000), les eaux de surface (Crunkilton et
DeVita, 1997) et les rejets des plateformes pétrolières (Harman et al., 2011).
Figure 5: Représentation schématique d’une SPMD (d’après Huckins et Alvarez, 2004).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
85
IV- C- 2- a- ii- Intérêts de l’outil
Les membranes en polyéthylène basse densité excluent l’accumulation de grandes
molécules ainsi que les composés adsorbés sur les colloïdes ou sur la matière organique à
cause du faible diamètre de leurs cavités (1 nm). En effet, des expérimentations en laboratoire
(Gourlay et al., 2005), dans des effluents de station d’épuration (Gourlay-Francé et al., 2008)
ainsi que dans le milieu naturel (Tusseau-Vuillemin et al., 2007) ont montré que les
concentrations moyennées estimées par les SPMD sont inférieures aux concentrations
dissoutes totales, indiquant que ces outils n’échantillonnent que la fraction « libre » dissoute
des composés non ionisés (figure 6). Ce fait est d’une importance primordiale vis-à-vis de
l’évaluation de la biodisponibilité et du risque des contaminants qui peuvent être adsorbés sur
les particules, colloïdes, matières en suspension et autres.
Figure 6 : Comparaison des teneurs en HAP obtenues par l’échantillonnage ponctuel et l’échantillonnage
passif utilisant des SPMD dans un suivi environnemental (d’après Tusseau-Vuillemin et al., 2007).
* symbolise une différence significative entre les concentrations en HAP dissous et celles disponibles aux
SPMD.
Cet outil intégratif possède des taux d’échantillonnage très importants pour les
composés hydrophobes. Pour les HAP, ils peuvent atteindre quelques dizaines de litres par
jour (tableau 12) (Gourlay-Francé et al., 2008). Cette capacité de préconcentration procure à
l’outil une très bonne sensibilité, caractéristique cruciale pour l’échantillonnage des composés
à l’état de traces dans la phase dissoute. Les concentrations moyennées dans l’eau estimées
Chapitre I : Synthèse bibliographique
86
via ce type d’échantillonneurs sont fiables sous réserve d’un temps de déploiement inférieur
au t1/2 des molécules et grâce à l’approche PRC permettant d’utiliser des taux
d’échantillonnage in-situ des composés dans le calcul des concentrations (Huckins et al.,
2002)
IV- C- 2- a- iii- Limites de l’outil
Les variations des concentrations de polluants dans un milieu affectent d’un certain
biais les concentrations moyennées estimées à partir des SPMD : un pic de contamination en
début d’une période d’exposition engendre une sous-estimation de la concentration moyenne
réelle, alors qu’un pic en fin de période d’exposition conduit à sa surestimation. Cet écart est
inversement relié aux t 1/2 des substances (Gourlay-Francé et al., 2008). En effet, dans le cas
d’un régime d’accumulation intégratif, l’échantillonneur passif reflète une concentration
moyenne des contaminants pendant la période d’exposition, alors qu’à l’équilibre, il reflète
les conditions finales d’exposition. Ainsi, dans le cas d’un régime curvilinéaire,
l’échantillonneur donnera un résultat intermédiaire entre la moyenne de la concentration et la
concentration finale en contaminants, résultant en une surestimation de la concentration d’un
contaminant si le pic de contamination a lieu en fin d’exposition et en une sous-estimation si
le pic de contamination a lieu en début d’exposition. Le degré de la curvilinéarité étant évalué
par le t1/2, le biais dans l’estimation des concentrations dans l’eau est d’autant plus important
que le t1/2 des composés est faible.
Une sous-estimation des concentrations ambiantes en utilisant les SPMD est observée
dans les forages d’eaux souterraines puisque les taux d’échantillonnage des SPMD sont
supérieurs au taux de renouvellement de l’eau dans ce type de milieu. Pour pallier ce
problème, une estimation des concentrations dans l’eau en utilisant le volume d’eau auquel les
SPMD sont exposées au cours de leur déploiement dans le puits d’eau souterraine est
nécessaire (Gustavson et Harkin, 2000). En effet, vu l’importante capacité de séquestration
des HAP dans les SPMD, ces outils piègent l’intégralité de la quantité de ces contaminants
dissous dans le puits. Ainsi, pour obtenir les concentrations dans l’eau, la démarche consiste à
diviser la quantité accumulée dans ces outils par le volume d’eau (produit du débit et de la
durée d’exposition) auquel ils ont été exposés dans le puits (Gustavson et Harkin, 2000).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
87
Les SPMD montrent aussi certaines limites au niveau du déploiement
environnemental, puisque l’endommagement des membranes et la perte de trioléine peuvent
avoir lieu (Petty et al., 2000). Analytiquement, l’extraction des SPMD nécessite du temps et
un volume important de solvant. Des étapes de purification sont indispensables pour éliminer
les interférents de la trioléine. La chromatographie d’exclusion stérique élimine les
oligomères du polyéthylène mais de faibles quantités d’acide oléique et de méthyloléate
peuvent persister et poser des problèmes analytiques (Lebo et al., 2004).
IV- C- 2- b- Membrane enfermant un revêtement adsorbant
« MESCO »
IV- C- 2- b- i- Description et principe
La membrane enfermant un revêtement adsorbant ou « Membrane Enclosed Sorptive
Coating » (MESCO) est une adaptation de l’extraction sur barreau ou « Stir Bar Sorptive
Extraction » (SBSE) développée par Baltussen pour l’échantillonnage intégratif (Baltussen et
al., 1999). Cet outil existe en deux versions. La première (MESCO I) est constituée d’un
barreau en polydiméthylsiloxane Gerstel®
Twister®
utilisé pour la SBSE, placé à l’intérieur
d’une membrane en cellulose régénérée (coupure de poids moléculaire de 1000 Da). La
seconde (MESCO II) est constituée d’un barreau de silicone placé à l’intérieur d’une
membrane en polyéthylène basse densité (membrane non poreuse mais possédant des cavités
de 1 nm), avec une couche d’air ou d’eau séparant le barreau de la membrane (figure 7). Dans
ce type d’outil, les composés diffusent à travers la membrane avant d’être piégés par la phase
réceptrice (Vrana et al., 2001).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
88
Figure 7: Représentation schématique d’un MESCO (adaptée de Vrana et al., 2001).
IV- C- 2- b- ii- Intérêts de l’outil
Le MESCO est adapté pour la préconcentration des composés hydrophobes présents
dans les systèmes aquatiques tels que l’hexachlorocyclohexane, l’hexachlorobenzène, les
hydrocarbures aromatiques polycycliques et les polychloropbiphényles. Avec sa configuration
en cellulose, il permet aussi l’échantillonnage des molécules hydrophiles telles que l’atrazine,
le diazinon, le 17α-éthynylestradiol et le diuron de log Kow < 4, élargissant ainsi la gamme des
molécules échantillonnées par rapport aux SPMD (Vrana et al., 2001). Le MESCO I est
intégratif sous réserve d’une courte durée d’exposition (1 semaine). Avec le MESCO II, la
période intégrative est plus longue de par la plus grande résistance au transfert de masse de
ses membranes et son plus grand volume de phase réceptrice (> 100 µL) en comparaison à
celui du twister®
du MESCO I (24 µL) (Paschke et al., 2007). Le MESCO épure un faible
volume d’eau (60-300 mL d’eau pendant 20 jours) (Vrana et al., 2001) en comparaison avec
d’autres types d’échantillonneurs comme les SPMD qui épurent 20-160 L d’eau pendant la
même période (Huckins et al., 1999), mais ceci lui permet d’extraire les contaminants sans
réduire leurs concentrations dans le milieu. Cette propriété associée à la géométrie
miniaturisée de l’outil encourage son utilisation dans les eaux souterraines où le
renouvellement d’eau est faible (Gustavson et Harkin, 2000).
®
Chapitre I : Synthèse bibliographique
89
Analytiquement, le MESCO permet l’analyse directe des composés accumulés sur le
barreau par thermodésorption couplée en ligne avec la chromatographie en phase gazeuse,
évitant ainsi les méthodes laborieuses d’extraction et de purification des analytes, ainsi que
l’utilisation de solvants. La désorption thermique de la phase réceptrice du MESCO peut être
remplacée par une extraction avec un faible volume de solvant (Popp et al., 2001) évitant ainsi
la nécessité d’avoir un système de thermodésorption, permettant de ré-analyser l’échantillon
et d’appliquer les tests de bioessais sur l’extrait liquide. Des fibres en PDMS peuvent être
utilisées à la place des barreaux, rendant aussi possible une analyse avec des systèmes
chromatographiques conventionnels, mais elles sont plus fragiles et moins sensibles que les
barreaux.
D’un point de vue quantitatif, le MESCO est un échantillonneur très sensible
atteignant des limites de détection de l’ordre du ng-pg.L-1
(4 pg.L-1
pour le PCB 28 et
140 pg.L-1
pour le benzo(g,h,i)perylène pour une durée d’exposition de 20 jours) (Vrana et al.,
2001). Cette sensibilité, principalement dûe au fait que la totalité de la quantité de
contaminants séquestrés dans le MESCO est transférée au système chromatographique, est
similaire à celle des SPMD qui possèdent des taux d’échantillonnage très importants mais
uniquement une fraction de leurs extraits est analysée. L’approche PRC a été appliquée à cet
outil, et son efficacité a été démontrée pour la détermination des taux d’échantillonnage in-
situ des HAP (Vrana et al., 2006 b).
Au niveau économique, le Twister®
peut être réutilisé pour plusieurs analyses, et son
remplacement par un matériau meilleur marché comme les barreaux en silicone a montré son
efficacité dans l’extraction des chlorobenzènes, polychlorobiphényles et hydrocarbures
aromatiques polycycliques (Montero et al., 2004).
IV- C- 2- b- iii- Limites de l’outil
Le déploiement dans l’environnement du MESCO I est sujet à des problèmes de
dégradation de la cellulose, limitant ainsi sa durée d’exposition dans le milieu. Le
remplacement de la cellulose par des membranes polymériques non poreuses plus stables
évite ce problème mais la sensibilité de l’outil diminue et le transfert de masse devient plus
complexe à appréhender (Wennrich et al., 2003). L’analyse des MESCO I présente parfois
Chapitre I : Synthèse bibliographique
90
des problèmes d’interférences et de « bleeding » du revêtement polydiméthylsiloxane pendant
la thermodésorption.
IV- C- 2- c- Dosimètre céramique
IV- C- 2- c- i- Description et principe
Les dosimètres céramiques conçus par Grathwohl, (1999) sont constitués d’une
membrane en céramique poreuse sous forme de tube de 5 cm de longueur, 1 cm de diamètre
et 1,5 mm d’épaisseur qui contient un adsorbant solide saturé en eau et fermé par des capsules
en polytétrafluoroéthylène (PTFE) (figure 8). Le diamètre des pores du revêtement interne du
tube est de 5 nm. Pour l’échantillonnage des HAP, les dosimètres céramiques sont utilisés
avec une phase solide « Amberlite IRA-743 » (résine échangeuse d’ions en polystyrène)
(Bopp et al., 2005) alors que pour l’échantillonnage des BTEX, naphtalènes, alkylnaphtalènes
et hydrocarbures chlorés, l’adsorbant « Dowex Optipore L-493 » (polymère de styrène-
divinylbenzène) est utilisé (Martin et al., 2003). Dans cet échantillonneur, les molécules
diffusent à travers la membrane selon la loi de Fick avant d’être piégées dans l’adsorbant
(Weiβ et al., 2007). La grande épaisseur de la membrane fait que la couche limite d’eau
entourant l’échantillonneur n’influence pas l’accumulation des molécules, même dans des
conditions de faible agitation, rendant la performance du dosimètre céramique indépendante
des conditions hydrodynamiques. Par conséquent, l’utilisation des composés références de
performance ainsi que la calibration de l’outil ne sont pas nécessaires (Bopp et al., 2005). Le
seul paramètre à prendre en compte est la température suite à son influence sur la diffusion
des polluants à travers la membrane (Bopp et al., 2005). Pour le calcul des concentrations
moyennées dans le temps, d’autres paramètres tels que les caractéristiques de la membrane
(épaisseur, surface, porosité, taille de pores) et les caractéristiques spécifiques des analytes
(coefficients de diffusion dans l’eau et quantités accumulées dans l’échantillonneur) sont à
prendre en compte (Bopp et al., 2005).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
91
Figure 8: Représentation schématique d’un dosimètre céramique (d’après Kot-Wasik et al., 2007).
IV- C- 2- c- ii- Intérêts de l’outil
Le dosimètre céramique peut être utilisé pour une large gamme de molécules, en
fonction des propriétés de l’adsorbant utilisé. Il permet d’accéder aux concentrations
moyennées sans nécessité de calibration préalable. Pour l’échantillonnage des hydrocarbures
aromatiques polycycliques, les dosimètres sont très robustes et ont démontré une très grande
capacité d’accumulation, l’échantillonnage restant intégratif pendant plusieurs mois (Bopp et
al., 2005). Ces outils échantillonnent uniquement la fraction « libre » dissoute des
contaminants, et présentent une très bonne corrélation avec l’échantillonnage ponctuel dans la
majorité des cas ; de légères différences sont observées dans les milieux turbides (Bopp et al.,
2005). La répétabilité de cet outil entre réplicats est inférieure à 10 % (Bopp et al., 2005).
A l’opposé des SPMD qui trouvent leurs limites pour l’échantillonnage des
hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les eaux souterraines (Vrana et al., 2005 c), les
dosimètres céramiques ont prouvé leur efficacité dans ce type d’environnement,
principalement à cause de leurs faibles taux d’échantillonnage qui leur permettent d’être
exposés pendant de longues durées tout en restant intégratifs, et d’éviter la diminution des
concentrations en contaminants dans ces endroits où le renouvellement d’eau est faible (Bopp
et al., 2005).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
92
IV- C- 2- c- iii- Limites de l’outil
Vu les faibles taux d’échantillonnage des dosimètres céramiques (Bopp et al., 2005),
une longue durée d’exposition est indispensable pour l’obtention de bonnes limites de
détection (1 mois dans des environnements très peu contaminés). Les limites de détection des
HAP avec cet outil varient entre 0,6 et 1,2 µg.L-1
pour le premier mois d’exposition et entre
0,1- 0,3 µg.L-1
pour 12 mois d’exposition. L’utilisation des dosimètres céramiques se trouve
ainsi limitée à des eaux fortement contaminées ou à des durées d’exposition longues. Les
durées d’exposition minimales pour assurer une sensibilité satisfaisante sont rapportées par
Weiβ et al. (2007). Elles peuvent varier de 1,4 années pour le phénanthrène dans une eau à
0,1 µg.L-1
à 5 jours dans une eau à 10 µg.L-1
(tableau 11).
Tableau 11: Temps d’échantillonnage requis pour atteindre une bonne sensibilité avec le dosimètre
céramique (d’après Weiβ et al., 2007).
HAP
Naphtalène Phénanthrène
Masse minimale (µg) 0,09 0,12
Concentration aqueuse
(µg.L-1)
Temps d’échantillonnage prédit
0,1 330 j 1,4 a
1 33 j 53 j
10 3 j 5 j
100 0,3 j 0,5 j
Temps calculés à T° = 10 °C et une porosité de la membrane en céramique de ε = 0,305. Ces valeurs dépendent
aussi d’autres paramètres tels que la longueur du trajet de diffusion, l’aire de diffusion…
IV- C- 2- d- Microextraction sur Phase Solide « SPME »
IV- C- 2- d- i- Description et principe
Connue sous le nom de nd-SPME (« non-depletive » SPME), la technique de
microextraction sur phase solide « non depletive » est une application environnementale de la
SPME, qui vise à calculer des concentrations moyennées dans le temps des contaminants
présents dans l’air (Martos et Pawliszyn, 1999) et dans l’eau (Ouyang et al., 2005). Le
principe de l’échantillonnage dans l’eau repose sur une extraction d’une fraction négligeable
Chapitre I : Synthèse bibliographique
93
de polluants sous forme « libre » tout en gardant l’équilibre entre la fraction libre et la fraction
associée des contaminants dans le milieu. La quantité extraite par la fibre est proportionnelle à
la concentration en polluants « libres » (Heringa et Hermens, 2003). Pratiquement, cette
technique consiste à utiliser une fibre rétractée d’une distance connue dans une aiguille
pendant la période de son exposition (figure 9). Les molécules accèdent au revêtement de la
fibre uniquement par diffusion à travers l’espace d’eau statique entre l’ouverture de l’aiguille
et la fibre (Ouyang et Pawliszyn, 2007 a). La résistance totale au transfert de masse réside
dans cette couche d’eau. Ainsi, la première loi de diffusion de Fick peut être utilisée pour
déduire les concentrations des analytes dans l’eau selon l’équation 22 :
(Ouyang et al., 2007 b) (22)
Avec
(23)
Où Cw est la concentration de contaminants dans l’eau, Ms est la quantité de contaminants accumulés
dans l’outil, t est le temps d’exposition de l’outil dans le milieu, Rs est le taux d’échantillonnage, A est
l’aire transversale du trajet de diffusion, Z est la longueur du trajet de diffusion et D est le coefficient
de diffusion moléculaire de l’analyte dans l’eau qui dépend de la viscosité de l’eau à la température
voulue et du volume molaire de l’analyte (Chen et Pawliszyn, 2007).
Figure 9: Représentation schématique de la nd-SPME (d’après Ouyang et al., 2007 b).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
94
Plusieurs modifications de l’outil nd-SPME ont été effectuées (Ouyang et al., 2005;
Ouyang et Pawliszyn, 2007 a) pour mieux l’adapter au déploiement environnemental. La
dernière consiste à rajouter un tube dans lequel s’emboite l’aiguille de la fibre commerciale
PDMS 100 µm et couvrir l’ouverture de l’outil par un grillage en cuivre pour réduire le
« biofouling » (Ouyang et al., 2007 b).
IV- C- 2- d- ii- Intérêts de l’outil
En plus des avantages classiques de la technique SPME, cet outil n’est pas affecté par
les conditions hydrodynamiques grâce au diamètre interne très faible de l’aiguille rendant
ainsi les étapes de calibration non indispensables. C’est un avantage très important
particulièrement quand les conditions de convection de l’eau sont difficiles à mesurer et à
calibrer (Ouyang et al., 2007 b).
Cet outil est adaptable à l’échantillonnage d’une grande gamme de molécules car la
nature du revêtement de la fibre peut être modulée. La position de la fibre SPME dans la
gaine peut être ajustée à différentes longueurs de trajets de diffusion afin d’être adaptée à une
grande gamme de concentration de polluants. Ouyang et al. (2007 b) ont montré que
l’utilisation de la fibre PDMS pour l’échantillonnage in-situ des HAP dans les systèmes
aquatiques révèle une bonne précision pendant 130 jours d’exposition (coefficients de
variation < 20 % sauf pour le naphtalène), une bonne corrélation avec l’échantillonnage
ponctuel et des limites de détection de l’ordre du ng.L-1
(Ouyang et al., 2007 b).
IV- C- 2- d- iii- Limites de l’outil
La sensibilité est le principal inconvénient de la nd-SPME. En effet, cet outil piège
uniquement un faible pourcentage de la quantité totale de polluants pour analyse (Heringa et
Hermens, 2003). Des données d’échantillonnage in-situ montrent une plus faible sensibilité
pour certains polychlorobiphényles et pour le dichlorodiphényldichloroéthane en comparaison
de la sensibilité obtenue avec les SPMD (Zeng et al., 2004).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
95
IV- C- 2- e- Chemcatchers ®
IV- C- 2- e- i- Description et principe
Les Chemcatchers®
ont été introduits au cours de l’année 2000 pour l’échantillonnage
de différentes classes de polluants dans les systèmes aquatiques grâce aux nombreuses
combinaisons membrane-milieu récepteur possibles (Kingston et al., 2000). Les
Chemcatchers®
consistent en un corps en polytétrafluoroéthylène (PTFE) qui est le support
d’une membrane et d’une phase réceptrice solide. De l’eau ultrapure remplit l’espace entre la
membrane et la phase réceptrice, et une grille en acier peut couvrir la surface extérieure pour
éviter l’endommagement de l’outil pendant le déploiement environnemental (figure 10). Le
Chemcatcher®
existe en deux versions : La première spécifique des composés de log Kow > 3,
constituée d’une phase adsorbante C18 (disque Empore de 47 mm de diamètre) avec une
membrane non poreuse en polyéthylène basse densité (version hydrophobe), alors que la
seconde est spécifique des composés de log Kow < 3 constituée d’une phase adsorbante C18
mais avec une membrane microporeuse en polysulfone (version hydrophile) (Greenwood et
al., 2007). L’échantillonnage est basé sur la diffusion des composés à travers les membranes
et l’accumulation subséquente dans la phase réceptrice. Une optimisation de la conception de
l’échantillonneur a été effectuée afin d’améliorer ses cinétiques d’accumulation et sa précision
pour l’échantillonnage des molécules de log Kow > 5 (Vrana et al., 2005 b). Cette optimisation
s’est traduite par l’ajout du n-octanol (solvant caractérisé par une perméabilité très élevée et
une faible volatilité) dans l’espace interstitiel entre la phase réceptrice et la membrane.
Figure 10: Représentation schématique d’un Chemcatcher® (d’après Vrana et al., 2006 a).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
96
IV- C- 2- e- ii- Intérêts de l’outil
Les Chemcatchers®
sont sélectifs mais peuvent être utilisés pour de nombreux
composés au vu de la grande gamme d’adsorbants commercialisés. L’ajout du n-octanol dans
l’espace interstitiel réduit la résistance au transfert de masse dans l’outil et par conséquent
augmente les taux d’échantillonnage (Vrana et al., 2005 b). Cette augmentation permet
d’améliorer la sensibilité des molécules hydrophobes se trouvant à l’état de traces dans la
phase dissoute qui peut ainsi atteindre 0,03-25,2 ng.L-1
pour les HAP (Vrana et al., 2006 a).
Au niveau quantitatif, l’approche PRC a été efficacement appliquée avec la version
hydrophobe de ces outils permettant d’estimer les concentrations des contaminants dans l’eau
(Vrana et al., 2006 a). Le domaine intégratif des Chemcatchers®
est compris entre 1 et 10
semaines de déploiement (selon la température et le niveau de turbulence du milieu) pour les
composés d’hydrophobicité similaire au fluorène, et peut s’étendre à 3 mois pour les
composés très hydrophobes (log Kow > 5). Enfin, cet outil est économique et simple à
manipuler.
IV- C- 2- e- iii- Limites de l’outil
Les taux d’échantillonnage des Chemcatchers®
sont très faibles en comparaison de
ceux des SPMD (tableau 12) (Vrana et al., 2006 a) et cela même en présence du n-octanol
ajouté.
IV- C- 2- f- Les membranes polymériques
Suite aux faibles taux d’échantillonnage de certains échantillonneurs passifs pour les
composés hydrophobes tels que les MESCO et les Chemcatchers®
, et aux problèmes
analytiques rencontrés avec les SPMD, les recherches se sont orientées vers des
échantillonneurs monophasiques constitués uniquement par des membranes polymériques
(sans phase réceptrice solide ou lipidique), tels que les gommes de silicone, le polyéthylène
basse densité (LDPE), le polyoxyméthylène… Ces outils ont montré à travers plusieurs études
une affinité similaire à celle des SPMD vis-à-vis des composés hydrophobes (Booij et al.,
Chapitre I : Synthèse bibliographique
97
1998; Allan et al., 2009). Les matériaux choisis pour ces outils sont sélectionnés en fonction
de leur résistance mécanique, de façon à avoir les taux d’échantillonnage les plus élevés
possibles et les quantités d’interférents dans le polymère les plus faibles (Rusina et al., 2007).
D’autres paramètres sont aussi pris en compte tels que la susceptibilité au « biofouling », la
contamination de la surface des membranes par des particules et la biodégradabilité du
polymère lui-même avec le temps. Les membranes polymériques sont de construction simple,
ont un faible prix et peuvent être réutilisées (Rusina, 2009). L’incertitude sur les
concentrations dans l’eau estimées à partir de ces outils est plus faible que celle engendrée par
les SPMD, probablement suite à une détermination plus précise des coefficients de partage
échantillonneur-eau (Allan et al., 2009). Les deux types de membranes polymériques les plus
utilisées pour les composés hydrophobes sont les membranes en polyéthylène basse densité et
les gommes de silicone.
IV- C- 2- f- i- Les membranes en polyéthylène basse
densité : « LDPE »
IV- C- 2- f- i- α- Principe et description
Parmis les outils d’échantillonnage passif, les membranes en polyéthylène basse
densité (LDPE) ont montré une capacité de rétention des composés organiques hydrophobes
(Gale, 1998; Carls et al., 2004; Cornelissen et al., 2008). Leurs premières utilisations en tant
qu’échantillonneurs passifs et non en tant que membranes dans un outil ont été reportées en
1998 (Booij et al., 1998). Ces membranes peuvent avoir des épaisseurs variables et peuvent
être découpées en plusieurs dimensions. En fonction de leur masse et de la durée de leur
exposition dans le milieu, les membranes LDPE peuvent être exploitées dans le régime
d’accumulation linéaire ou à l’équilibre. L’équilibre peut être atteint en quelques jours ou
semaines en fonction des conditions environnementales. Les concentrations dans l’eau sont
alors calculées à partir des coefficients de partage membrane-eau (KPEW), qui ont été
modélisés par exemple par Adams et al. (2007) selon la formule suivante :
avec R2 = 0,89 (24)
Chapitre I : Synthèse bibliographique
98
IV- C- 2- f- i- β- Intérêts de l’outil
L’absence de lipides (en comparaison avec les SPMD) n’affecte pas la capacité des
membranes LDPE à accumuler les composés organiques hydrophobes (Anderson et al.,
2008). Les concentrations en contaminants dans les membranes LDPE sont statistiquement
comparables à celles dans les SPMD pour la majorité des composés (PCB, p,p’-DDT) et
aucune différence significative n’a été observée pour les HAP dans les deux outils (Anderson
et al., 2008) que ce soit dans des expérimentations en laboratoire ou dans le milieu
environnemental (Booij et al., 1998). Les taux d’échantillonnage des membranes LDPE sont
élevés (tableau 12) et leur confèrent une très grande sensibilité : pour 1 g de membrane LDPE,
la limite de détection est de 10 pg.L-1
(Anderson et al., 2008). La ligne de base
chromatographique plus « faible » avec ces outils qu’avec les SPMD accentue davantage leur
sensibilité, qui peut aussi être améliorée en augmentant leurs dimensions. Au niveau
quantitatif, l’approche PRC dans les membranes LDPE a été appliquée avec succès permettant
d’estimer les concentrations des contaminants dans l’eau à partir de la quantité de
contaminants accumulés dans ces outils (Anderson et al., 2008). Les membranes LDPE
combinent les avantages des SPMD et de la SPME (Adams et al., 2007): elles donnent accès à
la fraction « libre » dissoute des contaminants puisque les cavités du polymère (9-10 Å)
résistent à la diffusion des molécules associées aux particules et aux matières colloïdales
(Huckins, 2006) ; elles sont mécaniquement plus robustes que les SPMD et les fibres SPME
(de Fatima Alpendurada, 2000) ; et leur sensibilité est supérieure à celle de la technique
SPME qui offre une faible quantité de polymère adsorbant.
IV- C- 2- f- i- γ- Limites de l’outil
L’exploitation des membranes LDPE dans le régime d’accumulation linéaire est
réduite car l’atteinte de l’équilibre est rapide (Gale, 1998). Un autre inconvénient concerne la
répétabilité de l’outil puisque des variations des taux d’échantillonnage des molécules de log
Kow élevés ont été observées dans certaines études (Anderson et al., 2008).
Chapitre I : Synthèse bibliographique
99
IV- C- 2- f- ii- Gommes de silicone ou « Silicone
Rubbers » (SR)
IV- C- 2- f- ii- α- Principe et description
Les gommes silicones connues sous le nom de « Silicone Rubbers » regroupent une
multitude de matériaux qui se différencient par la nature des groupements fonctionnels greffés
sur des unités de siloxanes. Parmi eux figure le polydimétylsiloxane (Rusina, 2009). Le
processus d’accumulation des contaminants dans ces polymères est dû à la différence de
l’activité chimique des analytes dans l’eau et l’échantillonneur initialement exempt des
analytes en question (Vrana et al., 2005 a). De même que pour les membranes LDPE, les
gommes de silicone peuvent être exploitées dans le régime d’accumulation linéaire ou à
l’équilibre en fonction de leur masse et de leur durée d’exposition dans le milieu (Allan et al.,
2010). Les coefficients de partage membrane-eau (Kmw) pour le PDMS sont calculés selon
l’équation suivante :
(Doong et Chang, 2000) (25)
IV- C- 2- f- ii- β- Intérêts de l’outil
Pour des rapports aire d’échantillonneur/volume d’échantillonneur identiques entre les
membranes LDPE et les gommes de silicone, ces dernières offrent une meilleure sensibilité
pour les HAP. En effet, les coefficients de diffusion de ces contaminants dans les gommes de
silicone sont supérieurs à ceux dans les membranes en LDPE, entraînant une réduction de la
résistance au transfert de masse et de meilleurs taux d’échantillonnage (Allan et al., 2009;
Rusina, 2009). Ces derniers varient entre 0,7 et 25,6 L.j-1
en fonction des conditions
environnementales (tableau 12) (Rusina, 2009) et peuvent atteindre 63 L.j-1
sous forte
agitation (Bauer, 2008). En comparaison avec des outils biphasiques classiques comme le
MESCO utilisant la même nature de polymère (polydiméthylsiloxane), les gommes de
silicone offrent un volume d’échantillonnage plus important permettant ainsi une meilleure
sensibilité, un échantillonnage intégratif pendant des périodes plus longues et une intégration
conséquente des évènements épisodiques qui peuvent avoir lieu pendant l’exposition.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
100
L’utilisation du polydiméthylsiloxane comme phase réceptrice représente une approche
prometteuse pour élargir la gamme des polluants organiques échantillonnés (Bauer, 2008) en
comparaison avec les membranes LDPE qui sont sélectives pour les composés apolaires.
IV- C- 2- f- ii- γ- Limites de l’outil
L’exploitation des gommes de silicone dans le régime d’accumulation linéaire est
limitée à cause de la rapide atteinte de l’équilibre (durée encore plus faible que celle des
membranes LDPE au vu des plus faibles coefficients de partage échantillonneur-eau, à
rapports aire d’échantillonneur/volume d’échantillonneur identiques et dans les mêmes
conditions d’exposition) (Rusina, 2009).
Analytiquement, les gommes de silicone contiennent plus d’interférents que les
membranes LDPE, et une purification est souhaitable. Cependant, la technique de purification
adoptée pour ce type de polymère (la SPE sur C18) (Rusina, 2009) est moins laborieuse et
moins consommatrice de solvants que les techniques de purification des SPMD rapportées
dans la littérature comme la perméation sur gel (Petty et al., 2000).
IV- C- 3- Echantillonnage des composés polaires dans les systèmes
aquatiques : le POCIS
Les échantillonneurs passifs exposés dans la partie IV- C- 2 pour l’échantillonnage des
hydrocarbures dans les systèmes aquatiques représentent les principaux outils développés et
optimisés au cours des dernières décennies pour l’échantillonnage des polluants et la
surveillance de la qualité chimique des eaux. Cependant, il subsiste un outil très répandu pour
l’échantillonnage des composés polaires développé par Alvarez et al. (2004), et appliqué pour
l’échantillonnage des pesticides (Mazzella et al., 2007), des susbtances pharmaceutiques
(Togola et Budzinski, 2007), des stéroïdes (Arditsoglou et Voutsa, 2008)… Son application
s’est avérée non adaptée pour l’échantillonnage des composés de log Kow > 4 tels les HAP
(Harman et al., 2011). Néanmoins, une description rapide de son principe est détaillée ci-
dessous puisque l’un des objectifs des travaux de cette thèse est basé sur le développement et
l’optimisation de cet outil pour l’échantillonnage des composés hydrophobes dans les
systèmes aquatiques.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
101
IV- C- 3- a- Description et principe
Le POCIS consiste en un milieu de séquestration solide placé entre deux membranes
microporeuses en polyéthersulfone de 0,1 µm de diamètre de pores et jointes par deux
supports métalliques (figure 11). Cet outil existe sous deux configurations : la configuration
« pharmaceutique » avec un adsorbant solide de type OASIS-HLB (copolymère de
divinylbenzène et de N-vinylpyrrolidone) et la configuration générique qui contient un
mélange de 3 adsorbants : ENV (copolymère hydroxylé de polystyrène-divinylbenzène),
polystyrène divinylbenzène et Ambersorb 1500 (préparé par pyrolyse d’une résine
échangeuse d’ions sulfonée de styrène/divinylbenzène). Le transfert des analytes à travers les
membranes poreuses du POCIS constitue un mécanisme biphasique, basé sur leur transport à
travers les pores remplis d’eau et la matrice membranaire (Alvarez et al., 2004).
Figure 11: Représentation schématique d’un POCIS (d’après Kot-Wasik et al., 2007).
IV- C- 3- b- Intérêts de l’outil
Plusieurs études ont montré la performance des POCIS pour le suivi des composés
polaires à l’état de traces dans les eaux de surface et les eaux des stations d’épuration (Petty et
al., 2004; Mills et al., 2007; Zhang et al., 2008). De plus, les premières applications des PRC
avec ce type d’outil sont très prometteuses (Mazzella et al., 2010). Analytiquement, les
POCIS sont des outils faciles à extraire, qui ne nécessitent pas de purification préalable à
Chapitre I : Synthèse bibliographique
102
l’analyse chromatographique et requièrent un faible volume de solvants organiques pour leur
extraction (en comparaison aux SPMD par exemple).
IV- C- 3- c- Limites de l’outil
Le domaine d’utilisation des POCIS ne s’étend pas au-delà de log Kow > 4, et par
conséquent ils ne sont pas adaptés pour l’échantillonnage des hydrocarbures. Ce fait est
probablement intimement lié à la nature hydrophile de la membrane en polyéthersulfone
utilisée.
IV- D- Comparaison d’outils pour l’échantillonnage des hydrocarbures
Devant le grand panel d’échantillonneurs passifs pour les hydrocarbures, le choix de
l’outil adéquat pour le suivi environnemental repose sur plusieurs critères, dont le premier est
son aspect intégratif. Cependant, les conditions du milieu influencent le temps nécessaire pour
atteindre la moitié de la capacité maximale de l’échantillonneur pour une molécule donnée
(t1/2), par conséquent il est indispensable de se baser sur des calibrations préalables dans des
conditions proches de celles de l’exposition, ou sur des données de la littérature pour déployer
les outils pendant des périodes ne dépassant pas le t1/2 des molécules ciblées. En effet, cette
condition est indispensable pour que l’accumulation dans l’outil reste linéaire tout au long de
l’exposition, réduisant l’incertitude sur l’aspect quantitatif. Il est possible que pour une
période donnée, quelques molécules soient encore dans le domaine intégratif alors que
d’autres ont déjà atteint l’équilibre. C’est le cas par exemple des SPMD et des gommes de
silicone qui atteignent l’équilibre pour les composés de hauts poids moléculaires de
log Kow > 5-5,2 après une longue période (51 jours d’exposition dans une rivière) ce qui n’est
pas le cas des composés légers qui atteignent l’équilibre au bout de quelques jours (Allan et
al., 2010). Si l’outil atteint l’équilibre, une connaissance des coefficients de partage
échantillonneur-eau est indispensable pour estimer la concentration dans l’eau, qui ne sera pas
alors une concentration moyennée, mais plutôt une concentration reflétant la contamination au
cours de la période finale de l’exposition de l’outil. Une étude menée par Booij et Smedes,
(2010) rassemble les formules modélisant le coefficient de partage des composés en fonction
de leur coefficient de partage octanol-eau (log Kow) ou en fonction de leurs masses
Chapitre I : Synthèse bibliographique
103
moléculaires (MM) dans différents outils. Les coefficients de partage échantillonneur-eau
obtenus par application de ces formules sont présentés tableau 12.
Même exploités dans leur régime intégratif, l’aspect quantitatif des échantillonneurs nécessite
l’utilisation des taux d’échantillonnage in-situ, d’où l’utilité de choisir des outils contenant
des PRC afin de garantir la fiabilité de l’estimation des concentrations moyennées dans l’eau.
L’application des PRC a montré son efficacité dans tous les outils d’échantillonnage des
hydrocarbures (à l’exception de la nd-SPME et du dosimètre céramique qui n’ont pas besoin
de calibration et qui sont très peu influencés par les conditions hydrodynamiques).
Tableau 12: Coefficients de partage échantillonneurs passifs - eau (log Ksw).
Composés SR (Altec) PDMS LDPE SPMD Chemcatcher®
Naphtalène 3,10 2,21 2,98 3,41 2,93
Acénaphtylène 3,63 2,92 3,68 4,16 3,85
Acénaphtène 3,59 2,77 3,53 4,00 3,65
Fluorène 3,88 3,06 3,82 4,28 4,03
Phénanthrène 4,12 3,49 4,24 4,64 4,59
Anthracène 4,12 3,45 4,21 4,62 4,55
Fluoranthène 4,62 4,14 4,89 5,10 5,44
Pyrène 4,62 4,10 4,85 5,07 5,39
Benz(a)anthracène 5,15 4,56 5,30 5,32 5,98
Chrysène 5,15 4,87 5,62 5,46 6,40
Triphénylène 5,15 4,39 5,13 5,23 5,76
Benzo(b)fluoranthène 5,64 5,10 5,84 5,53 6,69
Benzo(j)fluoranthène 5,64 5,10 5,84 5,53 6,69
Benzo(k)fluoranthène 5,64 5,86 6,59 5,70 7,68
Benzo(e)pyrène 5,64 5,44 6,17 5,63 7,13
Benzo(a)pyrène 5,64 5,50 6,24 5,64 7,21
Pérylène 5,64 4,23 4,98 5,15 5,55
Indéno(1,2,3-cd)pyrène 6,18 5,50 6,24 5,64 7,21
Benzo(g,h,i)pérylène 6,18 6,14 6,87 5,71 8,04
Dibenz(a,h)anthracène 6,13 5,58 6,32 5,66 7,32
Ces coefficients sont obtenus en appliquant les formules modélisées rassemblées par Booij et Smedes, (2010) et
qui correspondent à: log Ksw = 1,06 log Kow - 1,39 (PDMS) ; log Ksw = 0,0205 MM+ 0,47 (Silicone Altec) ; log
Ksw = 1,382 log Kow - 1,77 (Chemcatchers®
) ; log Ksw = 1,05 log Kow - 0,59 (LDPE) ; et log Ksw = - 0,1618 (log
Kow)2 + 2,321 log Kow - 2,61(SPMD).
Le deuxième critère de choix d’un échantillonneur pour les hydrocarbures est la
sensibilité requise pour ces composés. En effet, les hydrocarbures se trouvant à l’état de traces
dans la phase dissoute requièrent des outils permettant une très grande capacité de pré-
concentration. Même si tous les outils d’échantillonnage déjà décrits offrent cet avantage, ils
le font à des degrés plus ou moins élevés. Les SPMD et les membranes polymériques sont les
Chapitre I : Synthèse bibliographique
104
outils qui montrent les quantités accumulées les plus élevées et par conséquent possèdent la
meilleure sensibilité pour ce type de molécules (tableau 13). Cependant, dans les milieux où
le renouvellement d’eau est très faible, les taux d’échantillonnage élevés ne sont plus un atout
puisqu’ils conduisent à la diminution des concentrations des contaminants sur le site et par
conséquent à une mauvaise estimation des concentrations moyennées dans l’eau. Dans ce cas,
des outils comme les dosimètres céramiques et les MESCO semblent être le choix le plus
judicieux, quitte à augmenter la durée d’exposition pour atteindre les sensibilités requises.
Le troisième critère de choix repose sur la méthodologie analytique appliquée pour
l’extraction des contaminants échantillonnés dans ces outils. Malgré leur sensibilité, le choix
des SPMD doit se faire au dépens de la simplicité du protocole de leur extraction, d’où
l’avantage des membranes polymériques qui offrent une sensibilité équivalente (ou même
supérieure car leurs dimensions sont modulables) tout en évitant les inconvénients associés à
l’extraction des SPMD.
Plusieurs autres paramètres influencent le choix de l’outil : dans des campagnes de
surveillance de la qualité environnementale, un choix d’échantillonneurs polyvalents
s’impose. Ainsi, choisir des versions modulables telles que les Chemcatchers®
, ou des outils
échantillonnant une grande gamme de composés (hydrocarbures mais aussi composés plus
polaires) comme la nd-SPME, les gommes de silicone et le dosimètre céramique semble être
la solution idéale pour la réduction du prix du matériel et de l’espace nécessaire pour le
déploiement dans le milieu. Enfin, le prix des outils ainsi que la possibilité de leur
réutilisation incitent à l’utilisation des échantillonneurs passifs monophasiques tels que les
gommes de silicone et les membranes en polyéthylène basse densité, et ce d’autant plus qu’ils
ont montré de grandes capacités d’accumulation. Tous ces critères sont résumés dans le
tableau 14.
Des études environnementales ont été menées pour comparer les concentrations en
HAP estimées dans l’eau à partir de différents types d’échantillonneurs passifs disponibles
(Allan et al., 2009; Allan et al., 2010). Les résultats observés sont caractérisés par une
variabilité proche d’un facteur 2, ouvrant la piste pour des études supplémentaires de
compréhension et de réduction des écarts observés.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
105
Tableau 13: Taux d’échantillonnage des HAP obtenus par différents outils d’échantillonnage passif.
Référence (Huckins et al., 1999) (Gourlay-Francé
et al., 2008)
(Anderson et al.,
2008) (Rusina, 2009) (Vrana et al., 2001) (Vrana et al., 2006 b) (Vrana et al., 2006 a)
Type d’échantillonneurs SPMD (sans PRC) SPMD (avec
PRC)
LDPE (avec
PRC) SR (avec PRC)
MESCO : PDMS +
membrane cellulose
regénérée + 3mL eau (sans PRC)
MESCO : PDMS + membrane cellulose regénérée + 3mL eau
(avec PRC)
Chemcatchers (C18 Empore + membranes LDPE + n-
octanol) (avec PRC)
Taux d’échantillonnage Rs (L.j-1)
Composés Conditions Conditions Conditions conditions conditions conditions conditions
Calibration laboratoire-
C nominale : 1-100
ng.L-1
Débit d’eau : 6L.h-1 Vélocité : 0,004 cm.s-1
Agitation : toutes les 10
min Exposition : 21 jours
n = 3 à T0, 4, 7, 14 et
21 jours
Calibration in-
situ
6 jours dans des eaux usées
n = 17
Calibration in-
situ (rivière)
21 jours T = 22 °C
n = 13
Calibration
laboratoire
T = 18 ± 2 °C Vélocité de
l’eau = 0,14
cm.s-1 63 jours
n = 12
Calibration laboratoire
T = 30 ± 2 °C
Vélocité de l’eau = 9 cm.s-1
93 jours
n = 22
Calibration laboratoire
Vélocité de l’eau = 0,6 cm.s-1
7 jours
C nominale : 20 ng.L-1
Calibration laboratoire
jusqu’à 10 jours
T = 19 °C C nominale : 20 ng.L-1
Vélocités différentes
Calibration laboratoire : C nominale 100 ng.L-1
Débit d’eau : 2 L.h-1
14 jours T : 6, 11 et 18 °C
Vitesse de rotation : 0, 40 et 70
rpm
10 °C 18 °C 26 °C 19 °C
0-166 h
N = 16
14 °C 0-165 h
N = 12
8 cm
min-1
0-233 h N = 15
35 cm
min-1
0-163 N = 16
68 cm
min-1
0-168 h N = 12
*moyenne des résultats pour les différentes températures et
vitesses de rotation
Naphtalène 1,9 0,9a 0,5a - 13,9 - 16,6 - - - - -
Acénaphtylène 2,3 1,4 1,7 - 24,5 0,9 15,2 0,012 0,017 0,005 0,015 0,015
Acénaphtène 2,7 2,3 2,4 - 26,1 0,7 12,4 0,007 0,006 0,008 0,013 0,016 *0,162±0,106
Fluorène 3,0 1,7 2,8 22 29,5 1,1 14,6 0,009 0,012 0,01 0,016 0,016 *0,272±0,177
Phénanthrène 3,8 3,6 5,0 23 35,8 1,5 15,5 0,008 0,006 0,011 0,018 0,024 *0,394±0,281
Anthracène 2,9 3,6 4,6 23 35,4 1,5 12,7 0,011 0,013 0,013 - 0,024 *0,295±0,200
Fluoranthène 3,6b 4,5b 6,8 27 40,0 1,9 15,3 0,009 0,005 0,008 0,017 0,007 *0,484±0,495
Pyrène 4,5 5,2 7,6 26 40,0 2,0 14,2 0,012 0,006 0,008 0,009 0,006 *0,419±0,464
Benz(a)anthracène 3,2 3,2 4,7 23 35,9 1,5 9,4 0,014 0,005 0,007 - 0,008 *0,193±0,208
Chrysène 3,7 4,8 7,6 25 35,3 1,7 12,6 0,015 0,005 0,002 0,015 0,005 *0,206±0,203
Benzo(b)fluoranthène 2,8 3,0 3,3 24 36,5 1,8c 11,1 0,011 0,006 0,005 - 0,007 *0,112±0,135
Benzo(k)fluoranthène 2,9 3,9 5,5 21 34,2 - - 0,012 0,005 0,005 - 0,007 *0,048±0,041
Benzo(a)pyrène 3,2 3,7 5,4 20 33,7 - 9,2 0,009 0,007 0,011 - 0,011 *0,044±0,042
Indéno(1,2,3-cd)pyrène 3,0 3,8 4,7 18 20,2 1,1 6,1 0,007 - 0,007 - 0,006 0,038 (70 rpm , 11°C)
Benzo(g,h,i)pérylène 1,8 1,9 2,4 14 27,3 1,3 9,1 0,006 - 0,006 - 0,006 *0,029±0,018
Dibenz(a,h)anthracène 2,0 3,0 3,4 16 - 0,9 6,3 - - 0,004 - 0,004 *0,033±0,028
a: au-delà du domaine linéaire, b: n = 2, c : somme du benzo(b)fluoranthène et du benzo(k)fluoranthène.
Chapitre I : Synthèse bibliographique
106
Tableau 14: Quelques caractéristiques des principaux échantillonneurs passifs utilisés pour les contaminants organiques dans les systèmes aquatiques.
SPMD MESCO nd-SPME Dosimètre céramique Chemcatchers® Gomme de silicone LDPE POCIS
Domaine d’application Log Kow ≥ 3
variable en fonction
de la nature de l’adsorbant
variable en fonction
de la nature de l’adsorbant
variable en fonction
de la nature de l’adsorbant
variable en fonction
de la nature de l’adsorbant
composés
hydrophobes
composés
hydrophobes log Kow < 3
Régime d’accumulation intégratif intégratif équilibre intégratif intégratif intégratif (peut être
exploité à l’équilibre)
intégratif (peut être
exploité à l'équilibre intégratif
Economie prix élevé
faible prix en utilisant
des barreaux en
silicone
peu coûteuse prix moyen prix moyen faible prix faible prix prix moyen
Utilisation multiple non oui oui oui non oui oui non
Durée d’exposition
(variable en fonction des
conditions hydrodynamiques)
1-4 semaines 2 semaines quelques heures à
quelques mois jusqu’à 1 an
1-10 semaines en fonction de la
température et de
l’hydrodynamisme. La majorité des
études : 14-30 jours
2 semaines-1 mois 2 semaines-1 mois jusqu’à 2 mois
Extraction (temps,
consommation de solvant…)
consommation
importante de
solvant
sans solvant sans solvant faible consommation
de solvant faible consommation
de solvant faible consommation
de solvant faible consommation
de solvant faible consommation
de solvant
temps d’extraction
longs
analyse directe sans
extraction préalable
temps d’extraction
courts
temps d’extraction
courts
temps d’extraction
courts
temps d’extraction
moyen
temps d’extraction
moyen
temps d’extraction
courts
possibilité
d'extraction avec un solvant permettant
ainsi la réinjection de
l’échantillon
extraction facile extraction facile extraction facile extraction facile extraction facile extraction facile
Purification nécessaire oui non non non non oui non non
Taux d’échantillonnage très importants :
dizaine de L.j-1 faibles - faibles faibles
très importants :
dizaine de L.j-1, ou
faibles à faible
agitation
très importants :
dizaine de L.j-1
très faibles et très
variables pour les
HAP
Sensibilité très bonne
sensibilité pg.L-1
bonne sensibilité :
pg.L-1 pour 20 jours
d’exposition
LOD : ng.L-1, mais
moins sensible que
les SPMD
faible sensibilité-
LOD : 0,1-0,3 µg.L-1 pour 12 mois
d’exposition
LOD : 0,03-25,2 ng.L-1
très bonne sensibilité pg.L-1
très bonne sensibilité : pg.L-1
bonne sensibilité : ng.L-1
Chapitre I : Synthèse bibliographique
107
SPMD MESCO nd-SPME Dosimètre céramique Chemcatchers® Gomme de silicone LDPE POCIS
PRC : correction RS in-situ
oui oui non non oui oui oui oui
Suivi quantitatif/qualitatif qualitatif -
quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif-quantitatif
Autres avantages
(couplage bioessais…)
outil miniaturisé technique de
préconcentration et
extraction
calibration non
nécessaire
faible incertitude sur les concentrations
estimées dans l’eau.
faible incertitude sur les concentrations
estimées dans l’eau.
extraction qui ne
réduit pas la concentration des
contaminants dans un
milieu
très faible
dépendance des
conditions hydrodynamiques
couplage possible aux
bioessais robuste robuste
couplage possible aux bioessais
couplage aux
bioessais si l’extraction se fait par
un solvant
robuste
la masse de silicone peut être augmentée
pour améliorer
davantage la sensibilité
la masse du polyéthylène peut être
augmentée pour
améliorer davantage la sensibilité
adapté pour des
suivis à longs termes
Autres inconvénients
possède une
membrane en
cellulose dégradable
temps d’exposition
long pour atteindre de
bonnes LOD
interférences et
"bleeding" du barreau
PDMS pendant la thermodésorption
Chapitre I : Synthèse bibliographique
108
IV- E- Couplage échantillonnage passif/échantillonnage biologique/
échantillonnage ponctuel : intérêts et limites
De nos jours, l’échantillonnage biologique est souvent couplé à des outils
d’échantillonnage passif, principalement les SPMD (Utvik et Johnsen, 1999), mais aussi à
d’autres types d’échantillonneurs tels que les gommes de silicone (O’Hara, 2009) et les
Chemcatchers®
(El-Shenawy et al., 2010). L’utilisation des outils d’échantillonnage passif,
notamment les SPMD, pallie le problème d’incertitude dans les concentrations dans l’eau
estimées avec les organismes biologiques. En effet, avec de tels outils, le taux
d’échantillonnage influencé par des variables environnementales telles que la température, les
conditions hydrodynamiques… est corrigé in-situ par l’utilisation de composés références de
performance, à l’opposé des organismes biologiques qui ont des facteurs de bioaccumulation
variables. De même, les échantillonneurs passifs sont de meilleurs outils pour mesurer la
biodisponibilité que les moules elles-mêmes par exemple puisqu’ils ne métabolisent pas les
polluants, leur concentration initiale en contaminants est négligeable, ils peuvent être
déployés dans toutes les salinités et leurs accumulations peuvent être plus facilement
comparées à celles d’autres études. Les échantillonneurs passifs sont aussi des outils de choix
pour les comparaisons annuelles et spatiales ainsi que pour le suivi des variations spatio-
temporelles (Harman et al., 2011).
Cependant, les échantillonneurs passifs ne miment pas tous les processus biologiques
comme la dépuration et la métabolisation qui augmentent ou diminuent le risque des
contaminants sur le vivant et n’échantillonnent que la fraction « libre » dissoute des
contaminants alors que les organismes biologiques peuvent être aussi exposés à la phase
particulaire. Ainsi, un déploiement simultané d’échantillonneurs biologiques et passifs semble
être la meilleure solution pour évaluer le risque et les concentrations des polluants dans le
milieu, et établir des liens possibles concentrations-risques (Booij et al., 2006; Bayen et al.,
2009). Néanmoins, ni l’échantillonnage passif ni l’échantillonnage biologique ne peuvent
indiquer les jours où les pics de contamination épisodiques ou au contraire les diminutions
dans les concentrations d’un milieu ont lieu. Pour cette raison, la majorité des études de suivi
environnemental couplent les techniques d’échantillonnage passif/biologique à
l’échantillonnage ponctuel.
Objectifs de thèse
109
Objectifs de thèse
Les travaux de recherche conduits dans le cadre de cette thèse sont axés sur le
développement méthodologique de l’analyse des hydrocarbures volatils pétroliers dans
différentes matrices et le développement méthodologique de l’échantillonnage des HAP dans
la phase dissoute. Ces développements ont été conduits, validés et appliqués dans trois
systèmes de complexité croissante : le laboratoire, le milieu à conditions semi-contrôlées plus
connu sous les termes « pilote » et « mésocosme », et le milieu environnemental lui-même. Le
but étant de caractériser les hydrocarbures dans les différents compartiments du système
aquatique, avec un intérêt particulier porté à la phase dissoute en raison de son importance
primordiale comme vecteur de contamination entre les sources et les réceptacles.
Dans un premier temps, ces travaux sont axés sur le développement, l’optimisation et
la validation d’une méthodologie ou procédure analytique pour l’analyse des hydrocarbures
pétroliers volatils saturés et aromatiques dans la phase dissoute, dans les « WAFs » et dans la
phase sédimentaire. Les composés sélectionnés pour cette étude sont représentatifs des blocs
de deux coupes pétrolières : l’essence et le kérosène. L’objectif étant la mise au point d’une
méthode de « screening » rapide, qui peut être appliquée en routine et à grande échelle,
quantitative et fiable pour caractériser les rejets industriels en ces contaminants. Elle doit
aussi permettre de déterminer la présence d’une contamination pétrolière dans le milieu
naturel afin d’évaluer le risque auquel ce dernier est exposé suite à des décharges telluriques
ou autres. La méthodologie ainsi développée (la microextraction sur phase solide ou SPME) a
servi à caractériser les hydrocarbures dans les différents compartiments de systèmes pilotes
contaminés artificiellement (systèmes connus sous le nom de « Rivières Pilotes » du groupe
TOTAL Petrochemicals, France), et simulant une contamination d’un milieu naturel par des
effluents industriels pétroliers (publication n° 1).
Dans un second temps, des travaux ont été conduits pour le développement d’un
nouvel outil d’échantillonnage passif pour les HAP. Ce travail vise à répondre aux limites des
outils les plus fréquemment utilisés pour l’échantillonnage des HAP qui sont les SPMD. En
effet, ces dernières n’échantillonnent pas de façon intégrative les HAP de faibles poids
Objectifs de thèse
110
moléculaires comme le montrent les déploiements environnementaux de ces présents travaux
de thèse (publications n° 4 et 5) ainsi que certaines études bibliographiques (Louch et al.,
2003 ; Gourlay et al., 2008). De plus ces outils nécessitent beaucoup de temps et de solvant
pour leur extraction et requièrent une étape de purification avant l’analyse
chromatographique. L’objectif était de trouver un échantillonneur qui pallie ces problèmes.
Ainsi, de nouveaux outils ont été développés en laboratoire (publication n° 2) et évalués pour
l’échantillonnage de 20 HAP. La configuration initiale de ces outis est celle du POCIS, choisi
pour sa facilité d’extraction, sa faible consommation de solvant et la possibilité de ne pas faire
de purification avant l’analyse chromatographique. Plusieurs versions adaptées de POCIS ont
été conçues et désignées sous le terme POCIS-« like » (publication n° 2). Elles ont été
appliquées et validées en conditions semi-contrôlées dans le cadre du projet EMESTOX afin
d’évaluer leurs capacités et leurs limites pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes,
dans des conditions d’exposition variées telles des contaminations continues, discontinues et
accidentelles (publication n° 3). La dernière étape a consisté en leur application
environnementale et leur comparaison aux SPMD (publication n° 6). In fine l’objectif était de
trouver un échantillonneur le plus universel possible dont le domaine d’application est assez
large et qui pourrait être utilisé en routine dans des programmes de surveillance de la qualité
chimique de l’eau.
Dans un troisième temps, la caractérisation des HAP de deux écosystèmes aquatiques
français a été menée : le bassin d’Arcachon et l’estuaire de la Gironde. La publication n° 4 a
fait l’objet d’une approche multi-compartiments afin d’étudier la présence et la distribution
des HAP dans la phase dissoute, particulaire, sédimentaire et dans les huîtres « cultivées » du
bassin d’Arcachon. Un « focus » sur la phase dissoute a été effectué dans le but d’évaluer la
concordance des concentrations estimées dans l’eau à partir d’outils d’échantillonnage passifs
largement utilisés tels que les gommes de silicone et les SPMD avec les concentrations en
HAP obtenues par échantillonnage ponctuel et mesurées par microextraction sur phase solide.
Une étude de la capacité des échantillonneurs passifs à évaluer la biodisponibilité des
contaminants et à mimer l’exposition des organismes a aussi été menée en procédant à un
déploiement simultané des échantillonneurs passifs et des huîtres. La publication n° 5 expose
un suivi spatio-temporel de la teneur en HAP dans la phase dissoute de l’estuaire de la
Gironde en appliquant la SPME. Un couplage de l’échantillonnage ponctuel avec
Objectifs de thèse
111
l’échantillonnage passif a aussi été réalisé dans ce milieu à très forte charge en matières
particulaires et organiques.
112
113
Chapitre II :
Matériels et Méthodes
Ce chapitre expose les moyens mis en œuvre dans ces travaux de thèse pour l’étude des
hydrocarbures dans les systèmes aquatiques. Ils sont basés sur le développement
méthodologique pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils dans les différents
compartiments du système aquatique ainsi que le développement méthodologique pour
l’échantillonnage des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans la phase dissoute. La
première partie expose les développements effectués au sein du laboratoire ; la seconde décrit
les développements, la validation et l’application des méthodologies dans des systèmes pilotes
en conditions semi-contrôlées (mésocosmes) ; la troisième présente l’application in-situ des
méthodologies d’échantillonnage pour la caractérisation des hydrocarbures aromatiques
polycycliques dans l’environnement.
114
Chapitre II : Matériel et Méthodes
115
Chapitre II : Matériel et Méthodes
I- Choix des molécules cibles
Les hydrocarbures aromatiques polycycliques qui ont fait l’objet de ces travaux de
thèse ont été sélectionnés pour leur représentativité en termes de modes d’action, de
persistance et de potentiels toxiques pour l’environnement. Ils comportent les 16 HAP classés
prioritaires par l’agence de protection de l’environnement des Etats-Unis, et quelques autres
molécules telles que le benzo(e)pyrène, le pérylène et deux molécules soufrées (le
dibenzothiophène et le benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène). Leurs structures et propriétés
physico-chimiques sont présentées dans la partie synthèse bibliographique (sections I-B-4 et
II-A).
En ce qui concerne les hydrocarbures volatils saturés et aromatiques, ils ont été
sélectionnés en partie en fonction de leurs potentiels toxiques mais principalement en fonction
de leurs abondances et de leur représentativité dans les blocs des coupes pétrolières utilisées
dans le cadre de cette thèse (se référer à la section I-B-1 du chapitre I pour la définition des
blocs) : l’essence et le kérosène (section IV-1). Les propriétés physico-chimiques de ces
molécules sont présentées dans la partie synthèse bibliographique (section I-B-4).
II- Matériel
La pureté, les caractéristiques, la marque et le fournisseur de tous les solvants,
composés étalons, échantillonneurs passifs et tout le matériel utilisé lors des protocoles
d’extraction des différentes matrices figurent dans la partie matériel et méthode des six
publications. Il est cependant important de signaler que le matériel est « nettoyé » avant
utilisation afin d’éliminer les traces de HAP qu’il peut contenir. Les filtres utilisés pour la
filtration des échantillons d’eau sont calcinés à 450 °C pendant 6 heures. Les membranes
utilisées pour les POCIS et versions adaptées de POCIS sont nettoyées par immersion dans du
méthanol pendant 15 minutes, le solvant est par la suite jetté et remplacé par du méthanol
Chapitre II : Matériel et Méthodes
116
propre (processus répété trois fois) et les membranes sont ensuite séchées durant 2 h dans une
étuve à 50 °C. La phase réceptrice des POCIS est nettoyée par immersion dans du
dichlorométhane pendant 15 minutes, le solvant est par la suite jetté et remplacé par du
dichlorométhane propre (processus répété trois fois) et la phase « propre » est séchée sous
vide et puis sous hotte pendant quelques heures. Les phases alumine et silice utilisées pour la
purification des extraits organiques sont nettoyées aux ultrasons par immersion dans du
dichlorométhane pendant 30 minutes, le solvant est renouvelé et le processus est répété 3 fois,
les phases sont par la suite séchées sous vide et puis sous hotte pendant quelques heures. Les
frittés utilisés pour l’extraction des POCIS sont nettoyés par immersion dans du méthanol
pendant 15 minutes, le solvant est par la suite jetté et remplacé par du méthanol propre
(processus répété trois fois) et les frittés sont par la suite séchés sous hotte pour quelques
heures. Enfin les gommes de silicone sont nettoyées par dialyse dans l’éthylacétate pendant
24 h puis dans le méthanol pendant une semaine (en changeant le solvant 2 fois durant cette
période) afin d’éliminer les oligomères du polymère de silicone en même temps que
l’élimination des traces de HAP. Toute la verrerie utilisée est dédiée en fonction du niveau de
contamination attendu dans les matrices, nettoyée au détergent ainsi qu’à l’acide acétique et
calcinée avant usage à 450 °C pendant 6 heures.
III- Développement en laboratoire
Les développements menés au sein du laboratoire sont regroupés en deux axes : le
premier étant le développement méthodologique pour l’extraction et l’analyse des
hydrocarbures volatils (aromatiques et saturés) dans la phase dissoute et la phase
sédimentaire ; et le second étant le développement méthodologique pour l’échantillonnage des
HAP dans la phase dissoute.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
117
III- A- Développement méthodologique pour l’extraction et l’analyse des
hydrocarbures volatils (aromatiques et saturés)
III- A- 1- Extraction de la phase dissoute : la microextraction sur phase
solide en mode espace de tête ou « headspace »
L’extraction des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés se fait par
microextraction sur phase solide en mode espace de tête (HS-SPME). Pour ce, 10 mL
d’échantillon d’eau sont placés dans un flacon SPME de 22 mL, auxquels une solution
d’étalons internes dans le méthanol est ajoutée gravimétriquement. Une extraction
automatique est effectuée en utilisant l’autoéchantillonneur “CombiPal (CTC Gerstel
MPS2XL)” avec un plateau mélangeur aimanté à température contrôlée. L’échantillon est
incubé pendant 5 min sous agitation à 50 °C (250 rpm, agitateur « on time » : 20 s, agitateur
« off time »: 5 s). L’extraction est effectuée par une fibre PDMS 100 µm Merlin, qui est
préconditionnée avant toute utilisation selon les instructions du fabriquant (pendant 30 min et
à 250 °C). Elle est par la suite exposée à l’espace de tête de l’échantillon pendant 40 min à
50 °C avec une agitation de 250 rpm. Une fois l’extraction terminée, la fibre est retirée de
l’espace de tête, rétractée dans l’aiguille et transférée sans délai dans l’injecteur d’un
chromatographe gazeux où la désorption a lieu à 220 °C. Ce protocole développé et optimisé
au laboratoire a fait l’objet d’une validation en laboratoire et d’une application in-situ dans
des expérimentations en conditions semi-contrôlées menées sur le site expérimental de
TOTAL « petrochemicals » dans la publication n° 1.
III- A- 2- Extraction de la phase sédimentaire : la microextraction sur
phase solide en mode espace de tête ou « headspace »
L’extraction des composés volatils aromatiques et saturés de la phase sédimentaire se
fait selon le même protocole que celui décrit pour la phase dissoute dans la section III-A-1. La
prise d’essai correspond à 3 g d’un sédiment humide homogénéisé placé en présence d’étalons
internes dans un flacon SPME de 10 mL. Le sédiment est extrait humide pour éviter toute
perte de composés volatils pendant la lyophilisation. De plus, l’eau est un promoteur de la
Chapitre II : Matériel et Méthodes
118
désorption des composés volatils à partir des sédiments vers l’espace de tête. Ce protocole
développé et optimisé au laboratoire a fait l’objet d’une validation en laboratoire et d’une
application in-situ dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées menées sur le site
expérimental de TOTAL « petrochemicals » dans la publication n° 1.
III- A- 3- Analyse des hydrocarbures volatils par GC-MS
La caractérisation et la quantification des hydrocarbures volatils aussi bien saturés
qu’aromatiques se fait par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de
masse (GC-MS). Le développement de cette méthode (conditions de séparation, ions
sélectionnés, paramètres de détection) est présenté dans la publication n° 1 et dans l’annexe I.
Le principe de la séparation chromatographique en phase gazeuse et celui de la détection par
un spectromètre de masse sont brièvement présentés dans les sections III-E-1 et III-E-2.
III- A- 4- Analyse des hydrocarbures volatils par GC-MS-MS
La présence de composés interférents pouvant affecter l’analyse quantitative et même
qualitative des composés d’intérêt par GC-MS n’est pas improbable si l’on considère la
complexité des matrices pétrolières. Pour pallier ce problème, le développement
méthodologique de l’analyse de la fraction C6-C10 d’hydrocarbures (hydrocarbures ayant 6 à
10 atomes de carbones) a été effectué par chromatographie en phase gazeuse couplée à la
spectrométrie de masse en tandem (GC-MS-MS). Cette fraction a été choisie puisqu’elle
représente à elle seule entre 20 et 40 % du pétrole brut, et puisque la majorité des fractions
pétrolières sont raffinées pour cracker leurs molécules en des molécules appartenant à la
fraction C5-C10.
Le développement de cette méthode (transitions de quantification et de confirmation
sélectionnées, paramètres de détection…) est présenté dans la publication n° 1 et dans
l’annexe II. Le principe de la détection par un spectromètre de masse en tandem est
brièvement présenté dans la section III-E-3.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
119
III- B- Extraction des HAP de la phase dissoute : la microextraction sur
phase solide en mode immersion
Les HAP sont extraits par microextraction sur phase solide en mode immersion selon
le protocole optimisé au laboratoire par De Perre et al. (2009). L’échantillon d’eau est filtré en
utilisant des filtres en fibre de verre GF/F (0,7 µm) et un aliquote de 9 mL est placé dans un
flacon SPME de 10 mL. Des étalons internes dans l’éthanol (20 µL) sont ajoutés à
l’échantillon avant extraction. L’échantillon est incubé dans le four d’un autoéchantillonneur
CombiPal (CTC Gerstel MPS2XL) pendant 3 min à 40 °C avec une agitation de 250 rpm.
Ensuite l’extraction est assurée en plongeant une fibre PDMS 100 µm de type Merlin dans
l’échantillon d’eau pendant 1 heure à 40 °C avec une vitesse d’agitation de 250 rpm, période
durant laquelle les analytes se partagent entre l’échantillon et la fibre. Une fois l’extraction
terminée, la fibre est retirée dans son aiguille et est désorbée dans l’injecteur d’un
chromatographe gazeux pendant 5 min à 270 °C (publications n° 2, 3, 4, 5 et 6).
III- C- Extraction des HAP des matrices solides (sédiments, particules,
huîtres)
Les HAP sont extraits des particules, des sédiments et des huîtres selon le même
protocole avec quelques légères modifications (publication n° 4).
III- C- 1- Préparation des échantillons
Les sédiments sont collectés dans des barquettes en aluminium à l’aide d’une cuillère
en acier inoxydable et sont stockés à - 20 °C dès leur retour au laboratoire. Ils sont ensuite
lyophilisés pour éliminer l’eau et tamisés à 2 mm afin d’éliminer les plus gros débris,
végétaux et coquillages. Les échantillons d’huîtres sont décoquillés, et leurs corps mous
entiers sont récupérés dans des barquettes en aluminium après égouttage sur du papier
absorbant puis stockés à - 20 °C. Ils sont ensuite lyophilisés et broyés à l’aide d’un mini-
hachoir standard afin d’homogénéiser la matrice. Les particules sont récupérées sur des filtres
GF/F (0,7 µm) préalablement calcinés et tarés, après filtration d’un volume important d’eau
(8 L en général). Les filtres sont placés dans une barquette en aluminium et conservés à
Chapitre II : Matériel et Méthodes
120
- 20 °C jusqu’à lyophilisation puis analyse. La masse de particules est déterminée par
soustraction de la masse des filtres tarés vierges de celle des filtres lyophilisés contenant la
charge particulaire.
III- C- 2- Extraction des échantillons
L’extraction des HAP des matrices solides s’effectue par microondes focalisées à
pression atmosphérique selon le protocole adapté de Budzinski et al. (1997) et Baumard et al.
(1999) en utilisant le dichlorométhane comme solvant d’extraction. 0,2 à 10 g de matrice sont
pesés dans des matras en verre, auxquels on ajoute les étalons internes (section III-E-4 pour la
méthode de quantification par étalonnage interne), 20 mL de dichlorométhane et 20 µL d’une
solution de β-mercaptoéthanol pour éviter l’oxydation des HAP. La masse d’échantillon est
choisie de sorte à assurer une bonne sensibilité d’analyse tout en évitant les interférences
matricielles. Pour l’analyse des particules, les filtres entiers (de 5 à 10 par échantillon, suivant
la teneur en matières en suspension de l’eau) sont introduits et pesés dans des matras en verre.
30 mL de solvant peuvent être nécessaires pour recouvrir entièrement les filtres. L’extraction
est effectuée pendant 10 minutes à 15 Watts. Les extraits organiques sont ensuite filtrés sur
coton en fibre de verre et reconcentrés grâce à un système automatisé d’évaporation sous vide
(51 °C, 900 mbars). Les extraits sont purifiés des nombreux interférents (soufre,
macromolécules organiques, hydrocarbures saturés) grâce à des micro-colonnes d’alumine et
de silice contenant du cuivre activé, puis évaporés jusqu’à environ 100 µL sous flux d’azote.
Des étalons d’injection (pyrène-d10 et benzo(b)fluoranthène-d12) sont introduits et pesés
dans les extraits avant l’analyse chromatographique pour quantifier les étalons internes placés
au début du protocole d’extraction et estimer ainsi la perte des HAP au cours du protocole.
L’extraction des tissus biologiques est similaire au protocole décrit ci-dessus pour les
sédiments et particules mais sans utilisation de cuivre pendant la purification.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
121
III- D- Développement méthodologique pour l’extraction des HAP à partir
de différents échantillonneurs passifs utilisés dans le cadre de ces travaux
Dans les présents travaux, trois types d’échantillonneurs passifs ont été utilisés en
laboratoire et/ou en conditions semi-contrôlées et dans les déploiements environnementaux :
les membranes semi perméables (SPMD), les gommes de silicone (SR) et les POCIS (figure
12). Ces derniers ont été utilisés sous leur forme « pharmaceutique » d’origine ou sous une
forme adaptée à l’échantillonnage des molécules hydrophobes (section III-F).
(a) (b) (c)
Figure 12 : Echantillonneurs passifs utilisés dans le cadre de ces travaux : les membranes semi-perméables
(a) ; les POCIS et versions adaptées de POCIS (b) ; et les gommes de silicone (c).
III- D- 1- Les membranes semi-perméables (SPMD)
Avant extraction, les SPMD retirées du milieu sont essuyées en utilisant des tissus
imbibés avec de l’eau osmosée, de l’acétone et de l’isopropanol consécutivement. Le
protocole d’extraction utilisé consiste en une dialyse dans du cyclohexane (125 mL par
SPMD) pendant 24 h à température ambiante et après ajout des étalons internes (section III-E-
4 pour la méthode de quantification par étalonnage interne). Toutes les SPMD utilisées dans
le cadre de cette thèse contiennent des composés références de performance (PRC), parmi
lesquels 5 HAP deutérés : acénaphtène-d10, fluorène-d10, phénanthrène-d10, chrysène-d12 et
benzo(e)pyrène-d12. Par conséquent, les étalons internes ajoutés pour quantifier les HAP
natifs sont exempts de ces 5 composés. Un second cycle de dialyse est effectué avec 125 mL
Chapitre II : Matériel et Méthodes
122
de solvant propre et pendant 24 h. Les deux dialysats sont combinés, réduits en volume
jusqu’à 5 mL en utilisant un évaporateur rotatif sous vide avec une température du bain d’eau
de 60 °C et une vitesse de rotation du ballon contenant l’échantillon de 90 rpm. L’évaporation
est poursuivie jusqu’à 1 mL sous flux d’azote. Afin d’éviter des purifications qui consomment
beaucoup de solvants comme la chromatographie d’exclusion stérique généralement
appliquée pour les extraits de SPMD, un protocole de purification basé sur la
chromatographie sur microcolonnes d’alumine et de silice est adopté. Ce protocole est le
même que celui utilisé pour la purification des matrices solides (section III-C-2) mais sans
l’utilisation de cuivre. Il consiste à déposer l’extrait de SPMD sur une microcolonne
d’alumine préalablement conditionnée avec 5 mL de dichlorométhane. Les composés sont
alors élués avec 3 x 5 mL de dichlorométhane sous vide (< 5 mmHg). L’extrait organique est
évaporé sous flux d’azote, déposé ensuite sur une microcolonne de silice préalablement
conditionnée avec 5 mL de pentane. Les hydrocarbures saturés sont élués avec 2 mL de
pentane et les HAP sont élués avec 3 x 5 mL d’un mélange de pentane/dichlorométhane
(65:35, V/V) sous vide (< 5 mmHg). L’extrait est ensuite évaporé sous flux d’azote et
transféré dans un restricteur en verre (volume de l’extrait de 100 µL). Des étalons d’injection
(pyrène-d10 et benzo(b)fluoranthène-d12) sont ajoutés à l’extrait avant analyse pour
quantifier les étalons internes placés au début du protocole d’extraction et estimer ainsi la
perte des composés au cours du protocole (publications n° 4, 5 et 6).
Le protocole ainsi développé aboutit à une extraction quasi-totale des HAP à partir des
SPMD (rendements d’extraction compris entre 89 et 114 % pour la majorité des composés).
La répétabilité de l’extraction est démontrée avec des écarts types relatifs inférieurs à 10 %
(n = 3) (figure 13). Ce protocole assure aussi une très bonne extraction des composés
références de performance dont la quantification est cruciale pour l’estimation de la
concentration dans l’eau à partir des quantités de contaminants accumulés dans les SPMD.
Les rendements d’extraction des PRC varient entre 92 et 115 % pour la majorité des
composés, avec une variabilité inférieure à 8 % (figure 14). La méthode de quantification et
d’estimation des concentrations dans l’eau à partir des SPMD est exposée dans la publication
n° 5.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
123
Figure 13 : Rendements d'extraction des HAP natifs à partir des SPMD (niveau de dopage : 1 µg par
membrane) pour n = 3.
Figure 14 : Rendements d'extraction des composés références de performance « PRC » à partir des SPMD
(niveau de dopage : 1 µg par membrane) pour n = 3.
III- D- 2- Les gommes de silicone (SR)
Les gommes en silicone (14 cm x 2,5 cm x 2 mm) sont nettoyées avec de l’eau
osmosée avant extraction et essuyées avec un papier en tissu. Chaque échantillonneur est plié,
placé dans un ballon en verre de 100 mL auquel les étalons internes et 125 mL de méthanol
sont ajoutés. Les gommes de silicone sont dialysées dans du méthanol durant 12 heures. Le
0
20
40
60
80
100
120R
eco
uvr
em
en
ts (
%)
HAP natifs
0
20
40
60
80
100
120
140
Acte-d10 Fe-d10 Phe-d10 Chrys-d12 BeP-d12
Re
cou
vre
me
nts
(%
)
PRC
Chapitre II : Matériel et Méthodes
124
solvant est ensuite remplacé par du méthanol propre et la dialyse est poursuivie pendant
8 heures. Les deux dialysats sont combinés, évaporés jusqu’à 5 mL en utilisant un évaporateur
rotatif sous vide (température du bain: 55 °C, vitesse de rotation 90 rpm) et l’évaporation est
poursuivie jusqu’à 1 mL sous flux d’azote. L’échantillon ainsi obtenu est purifié sur une
cartouche C18 afin d’éviter la présence d’oligomères des gommes de silicone dans
l’échantillon final. Pour ce, 1 mL de l’extrait méthanolique est placé sur une cartouche SPE
contenant 500 mg de phase C18, préconditionnée avec 10 mL d’un mélange
méthanol/acétonitrile (1:2, V/V). Les analytes sont par la suite élués avec 4 x 2,5 mL du
mélange méthanol/acétonitrile (1:2, V/V) (Rusina, 2009). L’éluat est concentré sous flux
d’azote jusqu’ à 1 mL, puis est transféré dans du 2-propanol (publication n° 4). Ce protocole
assure d’excellents rendements d’extraction compris entre 90 et 110 %, avec une très bonne
répétabilité (RSD < 7 %) (figure 15).
Figure 15 : Rendements d'extraction des HAP à partir des gommes de silicone (niveau de dopage : 0,9 µg
par échantillonneur) pour n = 3.
III- D- 3- POCIS et versions adaptées du POCIS
Le POCIS (ou la version adaptée du POCIS) (section III-F) est démonté, la phase
réceptrice est transférée dans une cartouche SPE en verre de 6 mL en utilisant 4 mL d’eau
0
20
40
60
80
100
120
Re
cou
vre
me
nts
(%
)
Chapitre II : Matériel et Méthodes
125
Vittel et placée entre deux frittés en téflon. La phase est séchée sous vide (5 mmHg) pendant
deux heures. Les HAP sont élués de la phase réceptrice avec 4 x 5 mL de dichlorométhane
sous vide (< 3 mmHg) après ajout des étalons internes dans le flacon récupérateur de l’éluat.
Ce dernier est ensuite évaporé sous flux d’azote et le solvant est remplacé par de l’isooctane
(150 µL). Les cartouches en verre sont pesées vides (avec les deux frittés en téflon) et aussi
après élution des HAP afin de déterminer la masse exacte de phase récupérée de l’outil et par
conséquent pouvoir calculer les concentrations des analytes dans la phase réceptrice des
POCIS ou versions adaptées de POCIS rapportées par gramme d’adsorbant. Dans les
expérimentations de calibration (section III-F), les membranes des POCIS et versions
adaptées de POCIS ont aussi été analysées pour évaluer leur teneur en HAP : les membranes
d’un POCIS sont pliées et placées dans un flacon de 22 mL en présence d’étalons internes
ainsi que de 10 mL de cyclohexane. L’extraction est effectuée aux ultrasons pendant
30 minutes. Le solvant est remplacé par du cyclohexane propre et un autre cycle d’extraction
identique au premier est conduit. Les deux extraits sont par la suite combinés et évaporés sous
flux d’azote jusqu’à un volume de 150 µL avant remplacement du solvant par de l’isooctane.
Le développement de ce protocole d’extraction a fait partie du développement de l’outil dans
la publication n° 2, et a été appliqué dans les publications n° 2, 3 et 6.
III- E- Technique d’analyse des HAP dans les différentes matrices
III- E- 1- Méthodologie de séparation
Les extraits organiques des matrices solides et des échantillonneurs passifs ainsi que la
phase dissoute sont analysés par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie
de masse. Son principe est basé sur la séparation des composés selon leurs propriétés physico-
chimiques en fonction de leur partage entre une phase stationnaire et une phase mobile. La
phase stationnaire utilisée dans cette étude est apolaire (méthylpolysiloxane greffé à 5 % avec
des groupes phényles) et la phase mobile est l’hélium. La colonne chromatographique est
placée dans un four au sein duquel l’augmentation de la température provoque pour les
composés ayant le moins d’affinité pour la phase stationnaire une migration plus rapide vers
la sortie de la colonne.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
126
III- E- 2- Méthodologie de détection : spectrométrie de masse
En sortie de colonne, les composés traversent une interface thermostatée couplant le
chromatographe au détecteur, qui dans la présente étude est un spectromètre de masse dont la
source d’ionisation est l’impact électronique. Dans la chambre d’ionisation, les composés à
l’état de gaz sont fragmentés sous vide par un faisceau d’électrons conduisant à la formation
d’ions radicalaires. Les ions produits dans la source seront séparés par l’analyseur
quadripolaire du spectromètre de masse en fonction de leur rapport masse/charge (m/z). Un
multiplicateur d’électrons amplifie le courant ionique avant qu’il ne soit convertit en un signal
électrique qui est proportionnel au nombre d’ions détectés. Les analyses peuvent se faire en
mode balayage ou « full scan » qui enregistre tous les ions produits dans la source à un instant
donné, ou en mode « Single Ion Monitoring » ou SIM où le spectromètre de masse est
programmé pour détecter uniquement les ions caractéristiques des composés d’intérêt. Cette
détection sélective permet d’améliorer la sensibilité de l’analyse suite à une augmentation du
temps de détection de chaque ion et suite à la réduction du bruit de fond chromatographique
par l’élimination des ions indésirables. Le mode SIM convient particulièrement pour l’analyse
des composés à l’état de traces dans les matrices environnementales. Les méthodes d’analyse
par GC-MS ont été développées pour les hydrocarbures pétroliers volatils (publication n° 1),
pour les HAP (De Perre et al., 2009) et appliquées à l’analyse de tous les échantillons
(publications n° 1, 2, 3, 4, 5 et 6). Ces méthodes figurent dans les annexes I, III et IV.
III- E- 3- Méthodologie de détection : spectrométrie de masse en
tandem
La détection par spectrométrie de masse en tandem comporte trois étapes (figure 16).
La première s’apparente au mode SIM d’un spectromètre de masse simple, où un ion
précurseur est sélectionné correspondant à un rapport m/z donné. Dans un triple quadripôle, la
seconde étape est dite « de collision » durant laquelle les ions sélectionnés dans le premier
quadripôle subissent des collisions avec des atomes de gaz (généralement l’argon, pour rendre
les collisions plus efficaces tout en ne donnant lieu à aucune réaction) introduits dans le
second quadripôle. Un balayage classique du troisième quadripôle permet de séparer les ions
Chapitre II : Matériel et Méthodes
127
fragments issus du second quadripôle. Pour un maximum de sensibilité, le troisième
quadripôle est aussi opéré en mode SIM pour quelques fragments de chaque molécule. On
parle alors de mode « MRM » pour « Multiple Reaction Monitoring ».
(a) (b)
Figure 16 : Représentation schématique d’un GC-MS-MS de modèle Varian (a) (d’après Bouchonnet et
Libong, (< http:// www.dcmr.polytechnique.fr/spip/IMG/pdf/couplage.pdf >)), et celle du GC-MS-MS de
modèle Agilent Technologies (GC 7890 A série C, MS 7000 A) utilisé au cours de ces travaux de thèse (b).
III- E- 4- Méthodologie de quantification : l’étalonnage interne
Les composés d’intérêt analysés au cours de ces travaux sont quantifiés par étalonnage
interne. Cette méthode consiste à ajouter à l’échantillon au début du protocole d’extraction et
en quantité connue des composés non présents naturellement dans les échantillons et ayant
des structures proches de celles des composés à analyser, qui sont généralement des composés
deutérés. Le but étant de quantifier les composés d’intérêt par rapport à la quantité d’étalons
internes ajoutés permettant ainsi de s’affranchir des pertes potentielles ayant lieu au cours des
différentes étapes du protocole d’extraction et d’analyse. La quantité injectée (mi) d’un
composé dans un chromatographe gazeux par exemple est donnée par :
(26)
Où Ai est l’aire du composé i et ki est le facteur de réponse du composé i.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
128
Afin de pouvoir calculer la quantité injectée d’un composé en mode d’étalonnage interne, il
est indispensable de calculer le facteur de réponse du composé (ki) en fonction du facteur de
réponse du composé étalon (ke*). Ce facteur est noté Ki, et est obtenu en injectant dans le
chromatographe une solution standard contenant les HAP et les étalons (HAP deutérés) en
quantités connues. Il est calculé en utilisant la formule suivante :
(27)
Où Ae et me sont l’aire et la quantité injectée d’étalons internes dans la solution standard
respectivement et Ai et mi sont l’aire et la quantité injectée des composés natifs dans la solution
standard respectivement.
Le facteur Ki est spécifique à chaque composé mais est également dépendant de l’état du
système chromatographique, il est par conséquent déterminé lors de chaque série d’analyse.
La concentration de la solution étalon servant à le déterminer ne doit pas dépasser d’un
facteur 10 la concentration attendue dans les échantillons pour rester dans le domaine de
linéarité instrumentale du GC-MS. L’équation 27 est aussi utilisée pour le calcul de la
quantité injectée d’un composé (mi) dans un échantillon corrigée par l’étalon interne (Ai, Ae
étant obtenus du chromatogramme de l’échantillon, me étant ajoutée en quantité connue dans
l’échantillon et Ki ayant été déterminé par la même formule mais dans une solution étalon).
III- F- Développement des versions adaptées de POCIS ou POCIS-« like »
pour l’échantillonnage des HAP : expérimentations de calibration
III- F- 1- Objectifs des expérimentations
Plusieurs calibrations ont été conduites en laboratoire durant la période 2009/2011 afin
de comprendre les capacités et les limites du POCIS dans sa configuration
« pharmaceutique » à échantillonner des molécules hydrophobes, et surtout de développer de
nouveaux outils basés sur la configuration du POCIS pour l’échantillonnage des HAP. En
effet, en comparaison avec les échantillonneurs passifs pour les composés hydrophobes tels
que les gommes de silicone et les SPMD, les POCIS permettent une extraction plus facile des
composés, moins consommatrice de temps et de solvant, et ne nécessitent pas de purification
Chapitre II : Matériel et Méthodes
129
avant analyse chromatographique. Le but étant de trouver un échantillonneur qui soit le plus
universel possible, qui échantillonnerait une large gamme de composés avec différentes
hydrophobicités. Les outils développés au laboratoire (publication n° 2) seront par conséquent
étudiés dans des pilotes expérimentaux en conditions semi-contrôlées (publication n° 3) et
appliqués aussi dans l’environnement où leurs performances seront évaluées et comparées à
celle des SPMD exposées simultanément (publication n° 6).
Les premières expérimentations menées en laboratoire montrent de très faibles
quantités accumulées de HAP dans la configuration « pharmaceutique » des POCIS, et surtout
des cinétiques d’accumulation variables caractérisées par un temps de latence au début de
l’exposition (résultats détaillés dans la publication n° 2). Ce temps de latence est
probablement dû à la résistance au transfert de masse des HAP imposée par l’outil, provenant
entre autres des membranes et/ou de l’espace interstitiel entre les membranes et la phase
réceptrice. Dans le but de réduire la résistance au transfert de masse des composés vers l’outil,
les modifications apportées au POCIS consistent principalement à changer ses membranes,
tant dans leur nature que dans leur porosité, deux paramètres pouvant influencer les cinétiques
d’accumulation (tableau 15, publication n° 2). Les outils développés gardent la même phase
réceptrice que celle de la configuration « pharmaceutique » du POCIS : la phase OASIS-HLB.
En effet, cette dernière est constituée par un copolymère de N-vinylpyrrolidone et de
divinylbenzène. Les sous-unités de N-vinylpyrrolidone améliorent la sorption des composés
polaires alors que les sous-unités de divinylbenzène ont des interactions spécifiques avec les
groupements aromatiques tels ceux des HAP. Après modification, les POCIS ainsi constitués
sont désignés par versions adaptées de POCIS ou POCIS- « like ». La première membrane
testée diffère de la membrane polyéthersulfone (PES) avec 0,1 µm comme diamètre de pores
(membrane de la configuration d’origine du POCIS) uniquement par le diamètre des pores.
Au lieu de 0,1 µm, la membrane utilisée possède des pores de 0,45 µm. Le POCIS- « like »
ainsi formé est désigné par POCIS-PES 0,45 µm. La deuxième membrane testée est le nylon
avec 30 µm comme diamètre de pores, le POCIS-« like » ainsi obtenu est le POCIS-Nylon
30 µm. La dernière membrane sélectionnée est le polyéthylène basse densité (membrane non
poreuse mais ayant des cavités de 10 Å), et le POCIS-« like » ainsi obtenu est le POCIS-PE.
Les critères de sélection de ces membranes sont exposés dans la publication n° 2. Une
modification du POCIS-PE est aussi évaluée en ajoutant 2 mL d’eau « milli-Q » (eau ultra
Chapitre II : Matériel et Méthodes
130
pure produite par un système de filtration et d’osmose inverse de la société Millipore) dans
l’espace interstitiel entre la phase réceptrice et les membranes du POCIS-PE, et l’outil ainsi
constitué est désigné par POCIS-PEW. Cette modification est effectuée pour répondre à des
besoins d’amélioration des cinétiques d’échange dans l’outil exposés dans la publication n° 2.
Dans une étape subséquente aux développements en laboratoire, les versions adaptées de
POCIS seront appliquées dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées, où un
nouveau POCIS-« like » sera aussi testé : le POCIS avec des membranes en nylon de 0,1 µm
de diamètre, désigné par POCIS-Nylon 0,1 µm (publication n° 3). Son introduction dans ces
expérimentations constitue la suite des développements menés sur le POCIS-Nylon 30 µm en
laboratoire, exposés dans la publication n° 2.
Tableau 15 : Membranes testées lors du développement des versions adaptées de POCIS.
Membrane évaluée Structure (Alvarez, 1999) Polarité Porosité testée
(µm)
Polyéthersulfone
Hydrophile 0,1
0,45
Nylon
Hydrophile 30
0,1
Polyéthylène basse
densité Hydrophobe
Non poreux
(cavités : 10 Å)
(Huckins et al.,
1993)
III- F- 2- Déroulement des expérimentations
Afin de réaliser les développements des versions adaptées de POCIS, 4
expérimentations complémentaires majeures ont été conduites (tableau 16) (publication n° 2).
S*
O
O *
O
n
* N N*
O O
4 6 n
* *n
Chapitre II : Matériel et Méthodes
131
Tableau 16: Objectifs et caractéristiques des expérimentations de développement des POCIS-« like » en
laboratoire.
Expérimentation Objectif
Débit
d’eau
(L.j-1)
Débit de la
solution
contaminante
(mL.j-1)
Concentration
expérimentale
(ng.L-1) dans les
bacs d’exposition
des
échantillonneurs
passifs
1
Tester la stabilité des concentrations dans l’eau
avec un système en flux continu.
13,5 206 13-62
2
Tester la performance du POCIS dans sa
configuration « pharmaceutique » d’origine à
échantillonner les HAP et comprendre ses
limites.
23 110 30-170
3
Tester les effets de la porosité de la membrane
en polyéthersulfone sur l’accumulation des
HAP (0,1 µm et 0,45 µm comme diamètre de
pores).
36 50 246-1076
4
Adapter le POCIS à l’échantillonnage des HAP,
principalement en évaluant de nouvelles
membranes telles que le nylon (30 µm comme
diamètre de pores) et le polyéthylène basse
densité.
33 153 217-1152
Les calibrations sont conduites dans des systèmes d’exposition en flux continu afin de
maintenir constante la concentration des composés étudiés (figure 17). De l’eau est pompée et
évacuée de façon continue dans le bac en verre où sont exposés les POCIS et les POCIS-
« like ». Une agitation constante est assurée par deux pales tournantes placées dans les bacs
d’exposition. La solution méthanolique de HAP alimente de façon continue le système. Cette
solution est préparée dans une bouteille en verre de 250 mL sous agitation magnétique. Pour
la quatrième calibration (tableau 16), la solution est introduite dans le système par
l’intermédiaire d’un pousse seringue, dont le principal avantage est la reproductibilité quasi-
parfaite des débits. L’eau du bac d’exposition passe à travers le trop-plein vers une pompe
remplie de charbon actif, où elle est recyclée pendant 48 heures avant d’être rejetée vers
l’évier.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
132
Figure 17: Représentation schématique d’une calibration en flux continu au laboratoire.
Au début de chaque exposition, un dopage initial pour atteindre la concentration visée
est effectué, afin d’éviter une longue période d’attente pour atteindre cette concentration dans
le bac d’exposition. Ainsi, si le bac d’exposition des échantillonneurs est de 27 L, et la
concentration visée est de 100 ng.L-1
pour chaque composé, 2700 ng sont nécessaires pour
obtenir cette concentration initiale. Pour ce, un dopage par une pipette pasteur de 2700 ng de
chaque composé dissous dans du méthanol est réalisé, en plongeant la pipette dans l’eau du
bac au moment du dopage. Après le dopage initial, le système est laissé pendant quelques
jours afin d’assurer la stabilité de la concentration après des pertes par adsorption sur le
matériau en verre du bac et des pertes par volatilisation, tout en maintenant l’apport continu
d’eau et de la solution de contamination (figure 17). L’expérimentation n° 1 (tableau 16)
montre que 3 jours sont nécessaires pour que la concentration en HAP dans les bacs
d’exposition des échantillonneurs soit stabilisée (figure 18). Ainsi, dans toutes les
expérimentations menées ultérieurement, ce délai est pris en compte avant d’exposer les
échantillonneurs.
Bac d’exposition
HAP
Pompe Pompe
H2O
Vers une pompe à charbon actif puis déchet
POCIS
Chapitre II : Matériel et Méthodes
133
Figure 18: Vérification de la stabilité des concentrations en HAP dans un système à flux continu au
laboratoire.
Afin d’éviter toute diminution dans les concentrations d’exposition suite à la présence
des échantillonneurs dans le milieu, le débit d’eau est choisi de façon à renouveler presque la
moitié de l’eau du bac d’exposition chaque jour (par exemple, si le bac d’exposition des
échantillonneurs est de 27 L, le débit d’eau choisi est de 13,5 L.j-1
). Le débit de la solution de
contamination est fixé de façon à ce que le pourcentage du méthanol dans le bac d’eau soit
inférieur ou égal à 2 % afin d’éviter des changements dans la solubilité des composés dans la
phase dissoute (tableau 16). Après la période de stabilisation, les POCIS sont placés dans les
bacs d’exposition et des échantillons d’eau sont collectés tous les deux jours, dans le but
d’évaluer la stabilité de la concentration et surtout afin de calculer une concentration moyenne
d’exposition qui est indispensable pour la détermination des taux d’échantillonnage selon
l’équation 19 (tableau 10, page 76). Afin de déterminer les cinétiques d’accumulation des
composés dans les outils, des réplicats de POCIS et de POCIS-« like » (n = 3 sauf pour les
POCIS-PES 0,45 µm où n = 2) sont retirés après 5, 10 et 15 jours d’exposition. Ce schéma
général est appliqué pour toutes les expérimentations (figures 19, 20 et 21). La première
expérimentation a été conduite dans un bac de 27 L, la seconde dans un bac de 60 L et les
deux dernières dans des bacs de 100 L, toutes à température ambiante (entre 20 et 23 °C).
0
10
20
30
40
50
60
70
0 1 2 3 4 5 6 7 8
ng.
L-1
temps (j)
Naphtalène
Benzo( b)fluoranthène
Anthracène
Pyrène
Fluoranthène
Benzo (g,h,i)pérylène
Benzo (a) pyrène
Phénanthrène
Chapitre II : Matériel et Méthodes
134
Figure 19: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier la capacité et les limites des POCIS
pour l’échantillonnage des HAP.
Figure 20: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier l’influence de la porosité des
membranes en polyéthersulfone des POCIS sur l’échantillonnage des HAP.
Figure 21: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier l’effet du changement de la nature des
membranes en polyéthersulfone des POCIS sur l’échantillonnage des HAP.
Retrait POCIS-PES 0,1 µm (n = 3)
Retrait POCIS-PES 0,1 µm (n = 3)
Retrait POCIS-PES 0,1 µm (n = 3)
Dopage initial+ 3-4 jours de
stabilité
Dépôt POCIS-PES 0,1µm (n = 9)
Début expérimentation
T0 T5 T10 T15
Performance POCIS-PES 0,1 µm
Retrait POCIS-PES 0,1 µm (n = 3)
+POCIS-PES 0,45
µm (n = 2)
Retrait POCIS-PES 0,1 µm (n = 3)
+POCIS-PES 0,45
µm (n = 2)
Retrait POCIS-PES 0,1 µm (n = 3)
+POCIS-PES 0,45
µm (n = 2)
Dopage initial+ 3-4 jours de
stabilité
Dépôt POCIS-PES 0,1µm (n = 9)
+POCIS-PES 0,45
µm (n = 6)
Début expérimentation
T0 T5 T10 T15
Comparaison POCIS-PES 0,1 µm et POCIS-PES 0,45 µm
Retrait POCIS-Nylon 30 µm (n = 3)
+POCIS-PE (n = 3)
+POCIS-PE-eau (n = 3)
Dopage initial+ 3-4 jours de
stabilité
Dépôt POCIS-Nylon 30 µm (n = 9)
+POCIS-PE (n = 9)
+POCIS-PE eau (n = 9)
Début expérimentation
T0 T5 T10 T15
Performance POCIS-Nylon 30 µm, POCIS-PE et POCIS-PE eau
Retrait POCIS-Nylon 30 µm (n = 3)
+POCIS-PE (n = 3)
+POCIS-PE-eau (n = 3)
Retrait POCIS-Nylon 30 µm (n = 3)
+POCIS-PE (n = 3)
+POCIS-PE-eau (n = 3)
Chapitre II : Matériel et Méthodes
135
IV- Développement, validation et application des méthodologies de
dosage et d’échantillonnage en conditions semi-contrôlées (systèmes
pilotes ou « mésocosmes »)
Les méthodologies d’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils ainsi que les
méthodologies d’échantillonnage des HAP développées au laboratoire ont été validées et
appliquées dans un environnement en conditions semi-contrôlées, les Rivières Pilotes (RP) du
site de TOTAL « petrochemicals » à Mont Lacq (France), dans le cadre de deux projets : le
projet TOTAL et le projet EMESTOX. Ces deux projets ont des objectifs différents mais qui
convergent dans la caractérisation des contaminants dans les effluents industriels pétroliers.
IV-A- TOTAL
IV- A- 1- Contexte et objectifs du projet TOTAL
Le projet TOTAL s’intitule « Etude pour la caractérisation chimique et toxicologique
de la contamination de « mésocosmes » dans le cadre d’un suivi de l’impact d’une coupe
pétrolière ». Il regroupe plusieurs participants : TOTAL « petrochemicals » France (pôle de
recherche et développement Mont Lacq), l’Université Bordeaux 1, le Centre National pour la
Recherche Scientifique, l’Association pour le Développement de l’enseignement et des
Recherches auprès des universités et des centres de recherche et des entreprises d’Aquitaine.
Ce projet a consisté en deux expérimentations menées dans la plateforme expérimentale du
site de Lacq. La première en 2008 avait pour but de tester l’impact des produits pétroliers,
plus particulièrement une fraction essence (distillat léger), sur des truites introduites dans les
Rivières Pilotes et exposées à la coupe pétrolière. La caractérisation écotoxicologique a fait
l’objet de la thèse d’Anne Laure Scelo (2009). Une partie des travaux de la présente thèse a
consisté en la caractérisation de la composition chimique de la coupe pétrolière (essence) ainsi
qu’en la détermination des hydrocarbures volatils pétroliers dans les compartiments dissous et
sédimentaire du milieu d’exposition des truites. Cette caractérisation a regroupé tant la phase
dissoute que la phase sédimentaire des Rivières Pilotes. La seconde expérimentation menée en
2009 avait pour but la caractérisation chimique des différents compartiments des Rivières
Chapitre II : Matériel et Méthodes
136
Pilotes contaminées avec un kérosène (distillat intermédiaire). Le choix des composés étudiés
dans les deux expérimentations s’est fait en fonction de leur abondance, de leur
représentativité dans les blocs de l’essence et du kérosène définis par le CONCAWE, de leur
toxicité et dans le mesure du possible « analytiquement » concernant surtout l’important
nombre d’isomères présents dans le pétrole brut et ses produits raffinés. Les méthodologies
d’analyse des hydrocarbures volatils saturés et aromatiques développées au laboratoire pour la
phase dissoute et la phase sédimentaire ont été appliquées dans les Rivières Pilotes de
TOTAL aussi bien qualitativement que quantitativement pour l’étude de la distribution des
« traceurs » pétroliers et l’étude du devenir des rejets industriels pétroliers dans le milieu
(publication n° 1). Les hydrocarbures aromatiques polycycliques ont également été suivi dans
les deux expérimentations malgré leur faible abondance dans le pétrole et ses produits
raffinés, tant dans la phase dissoute que dans les phases particulaire et sédimentaire au vu de
leur caractère toxique avéré.
IV- A- 2- Description du site expérimental
Ce paragraphe reprend la description de Champeau, (2005) du site expérimental de
TOTAL à Mont Lacq. Les Rivières Pilotes sont une série de 16 « mésocosmes » ou rivières
dynamiques parallèles ouvertes, alimentées en eau douce, à Lacq (Pyrénées Atlantiques). Ces
rivières sont exposées aux conditions naturelles. L’eau (non filtrée et non traitée) provient
d’une dérivation provenant d’un barrage sur le gave de Pau permettant d’alimenter (avec un
débit de 200 m3.h
-1) ces rivières ou canaux par gravité. Chaque canal mesure 40 m, 50 cm de
large et de profondeur. Une pépinière constituant une réserve d’organismes vivants est
installée en amont des 16 canaux favorisant ainsi leur colonisation. L’eau est parfaitement
distribuée dans les 16 Rivières Pilotes par des déversoirs installés à la même hauteur, de façon
à maintenir un débit identique dans chaque canal. Les substances à étudier sont délivrées par
des pompes situées dans des cabinets en amont des canaux. En fonction de la nature des
produits injectés, ces pompes peuvent être simples pour les produits facilement hydrosolubles
ou à cisaillement. Ces dernières permettent l’injection des produits faiblement hydrosolubles à
liposolubles sous forme de micro-gouttes afin de ne pas faire intervenir de solvants porteurs et
aboutissent à l’obtention d’une émulsion mécanique stable. Le diamètre des filtres à
cisaillement a été déterminé afin que les micro-gouttes aient un temps de résidence maximal
Chapitre II : Matériel et Méthodes
137
dans les canaux. L’eau peut être évacuée de 3 façons différentes: directement dans une rivière,
vers une lagune à macrophytes ou vers la station d’épuration de l’usine de Lacq en fonction
des produits utilisés (figure 22) (Champeau, 2005).
Les paramètres physico-chimiques (pH, O2, température, conductivité, débit) sont mesurés
automatiquement et en continu en fin de chaque canal par des sondes immergées en
permanence.
Figure 22: Description schématique du site des Rivières Pilotes de TOTAL « petrochemicals » à Mont
Lacq (d'après Champeau, 2005).
1 : barrage ; 2 : compteur d’eau ; 3 : régulation de débit ; 4 : pépinière d’organismes aquatiques ; 5 : ouvrage
de distribution ; 6 : déversoirs ; 7 : 16 canaux d’expérimentation ; 8 : coffrets de pompes : 9 : coffrets de
capteurs physico-chimiques ; 10 : déversoirs aval ; 11 : rejets ; 12 : lagune à macrophytes ; 13 : rejet vers
station d’épuration ; 14 : vannes à cisaillement.
IV- A- 3- Expérimentations
De façon globale, les deux expérimentations ont nécessité dans un premier temps de
qualifier la coupe pétrolière utilisée pour la contamination des différents canaux, tant en
composés volatils que semi-volatils, de composés saturés et de composés aromatiques. Une
étape clef a consisté en la définition des marqueurs moléculaires de type hydrocarbures qui
permettent de suivre tant qualitativement que quantitativement la contamination des différents
canaux d’exposition. Par la suite et sur la base des marqueurs définis, la seconde étape a
consisté à comparer les Rivières Pilotes à des milieux conventionnels de type « Water
Accomodated Fractions » (WAFs). Avant les expérimentations proprement dites, des
Chapitre II : Matériel et Méthodes
138
expérimentations préliminaires désignées par « Rivières Pilotes Tests » ont été menées, au
cours desquelles des prélèvements d’eau à différentes distances du point d’injection dans les
canaux ainsi qu’à différents temps à compter du moment du début de la contamination dans
les pilotes ont été réalisés afin d’évaluer l’homogénéité des concentrations dans les canaux et
leur stabilité. Le dernier volet est basé sur le suivi des milieux d’exposition tout au long des
expérimentations essence et kérosène (28 jours de contamination et 14 jours de « dépuration »
pendant lesquels aucune injection de substance dans les rivières pilotes n’a été effectuée).
Dans ces deux expérimentations, les concentrations d’injection prévues dans les canaux sont
de 0 (témoin) ; 0,01 ; 0,2 ; 2 et 20 mg.L-1
d'essence sans plomb 95 ou de kérosène (jet A1),
sachant que la dose sans aucun effet (NOEL) est comprise entre 0,2 et 5 mg.L-1
. Les suivis
qualitatifs et quantitatifs des hydrocarbures dans les canaux ont couvert les classes de
composés saturés et aromatiques, aussi bien volatils que semi-volatils.
IV- A- 3- a- Expérimentation « essence » (2008)
IV- A- 3- a- i- Essence
L’essence est analysée pour les HAP en déposant un aliquote (5-200 µL) sur une
microcolonne d’alumine suivi d’une élution des composés d’intérêt au dichlorométhane
(15 mL). L’extrait est évaporé, déposé sur une microcolonne de silice et les HAP sont élués
en utilisant 15 mL d’un mélange pentane/dichlorométhane (65 :35, V/V) (Il s’agit du même
protocole que celui de la purification des matrices solides figurant dans la section III- C de ce
chapitre). L’extrait ainsi obtenu est concentré, transféré dans de l’isooctane et analysé par
chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse. Pour l’analyse des
composés volatils dans l’essence, un aliquote de l’essence pure (une vingtaine de microlitres)
est dilué dans du méthanol (100-200 µL), et après ajout des étalons internes, 1 µL est injecté
dans un GC-MS en mode split, et l’analyse est effectuée selon la méthode décrite dans
l’annexe IV. Au cours de l’expérimentation, la stabilité de l’essence servant pour la
contamination des canaux a été évaluée en effectuant des analyses à T0, T14 et T28 jours (à
partir du début de la contamination) de l’essence servant à la contamination d’un canal à
20 mg.L-1
(canal 13) et à T14 et T28 jours de celle d’un canal à 0,01 mg.L-1
(canal 4) (tableau
17).
Chapitre II : Matériel et Méthodes
139
IV- A- 3- a- ii- « Water Accomodated Fractions » ou
WAFs
Des WAFs à différentes concentrations en essence ont été préparées par TOTAL en
ajoutant une fraction de la coupe pétrolière (essence) dans une bouteille contenant 11 L d’eau
distillée et munie d’un robinet dans sa partie inférieure. Les concentrations visées sont de
0,01 ; 0,2 ; 2 et 20 mg.L-1
. Les WAFs ont été agitées pendant 48 h par un barreau magnétique
de sorte à générer un début de vortex dans la bouteille fermée et protégée de la lumière. Après
48 h d’agitation, des prélèvements (à l’aide du robinet) ont été effectués correspondant au T0.
Au bout de ces 48 h, l’agitation a été arrêtée et un autre prélèvement a été effectué (24 h après
arrêt de l’agitation) correspondant à T0+24 heures. Ces deux prélèvements ont été effectués
pour l’étude de la stabilité des concentrations et la dissolution des composés dans les WAFs,
dans un but de comparaison avec les Rivières Pilotes. Les échantillons de WAFs (triplicats de
10 mL dans des flacons SPME de 20 mL) ont été conservés à - 20 °C jusqu’à l’analyse des
composés volatils selon le protocole d’analyse des hydrocarbures dans la phase dissoute
(section III-A-1).
IV- A- 3- a- iii- Expérimentation préliminaire
L’homogénéité des concentrations ainsi que leur stabilité dans les Rivières Pilotes ont
été vérifiées dans une expérimentation préliminaire, où un canal à 0,01 mg.L-1
a été suivi à
différentes distances du point d’injection de la substance (15 m, 22 m et 30 m) à T0 et T+2 h
après le début de la contamination ; un canal à 0,2 mg.L-1
a été suivi à 15 m, 22 m et 30 m à
T+67 h et T+68 h ; un canal à 2 mg.L-1
a été suivi à 15 m, 22 m et 30 m à T+2 h et
T+22 h 30 min ; et un canal à 20 mg.L-1
a été suivi à 15 m, 22 m et 30 m à T+2 h et
T+23 h 15 min après le début de la contamination. Les échantillons d’eau des rivières pilotes
tests (triplicats de 9 mL dans des flacons SPME de 10 mL pour l’analyse des HAP et triplicats
de 10 mL dans des flacons SPME de 20 mL pour l’analyse des composés volatils) ont été
conservés à - 20 °C jusqu’à analyse, et analysés pour les HAP selon le protocole décrit dans la
section III-B, et pour les composés volatils selon le protocole décrit dans la section III-A-1.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
140
IV- A- 3- a- iv- Expérimentation « essence » proprement
dite : organisation des canaux et campagnes de
prélèvement
Dix canaux ont servi pour l’expérimentation « essence » (tableau 17). Dans chaque
canal, des prélèvements d’eau et de sédiments ont été effectués hebdomadairement à T0, T7,
T13, T21 et T28 jours pendant la période d’exposition et à T35 et T42 jours pendant la
période de décontamination (figure 23).
Figure 23: Calendrier d’échantillonnage de l’expérimentation « essence ».
Les échantillons prélevés dans chacun des 10 canaux et au cours de chacune des 7
campagnes d’échantillonnage ont engendré 8 L d’eau qui ont été filtrés pour la récupération
de la phase particulaire, un triplicat d’eau de 9 mL pour l’analyse des HAP en SPME, un
triplicat d’eau de 10 mL pour l’analyse des composés volatils en HS-SPME et 150 g de
sédiments. Tous les échantillons ont été conservés à - 20 °C jusqu’à leur analyse selon les
protocoles d’extraction décrits dans les sections III-A, III-B et III-C et les méthodes
chromatographiques décrites dans les annexes I, III et IV.
02
/10
/20
08
09
/10
/20
08
15
/10
/20
08
23
/10
/20
08
29
/10
/20
08
07
/11
/20
09
T0 T7 T13 T21 T28 T35 T43
15
/11
/20
09
Avant contamination
Contamination Décontamination
Chapitre II : Matériel et Méthodes
141
Tableau 17: Attribution des canaux du site expérimental de TOTAL au cours de l’expérimentation
« essence ».
Concentration Témoin
0 mg.L-1
0,01
mg.L-1
0,2
mg.L-1
2
mg.L-1
20
mg.L-1
Canal 3 10 2 14 11 15 4 9 7 13
IV- A- 3- b- Expérimentation « kérosène » (2009)
Les composés étudiés au cours de l’expérimentation « kérosène » regroupent les
composés suivis au cours de l’expérimentation « essence » et un nombre additionnel de
molécules correspondant à cette fraction pétrolière plus lourde que l’essence. L’analyse de ces
composés est développée dans la publication n° 1, et les étalons internes utilisés pour la
quantification des molécules d’intérêt sont aussi présentés dans la publication n° 1.
IV- A- 3- b- i- Kérosène
La coupe kérosène a été analysée selon la même méthodologie que celle de la coupe
essence (section IV-A-3-a-i). Le suivi de la stabilité du kérosène qui a servi pour la
contamination a été effectué en analysant le kérosène d’un canal à 20 mg.L-1
(canal 5) à T0,
T14 et T28 jours après le début de l’expérimentation (tableau 18).
IV- A- 3- b- ii- WAFs
Le même protocole et les mêmes concentrations ont été ciblés pour la préparation des
WAFs de kérosène que ceux décrits pour les WAFs de l’essence (section IV-A-3-a-ii). A
l’opposé de l’expérimentation « essence », les WAFs de kérosène ont été analysées pour les
HAP en plus des hydrocarbures volatils selon le protocole décrit dans la section III-B.
IV- A- 3- b- iii- Expérimentation préliminaire
L’homogénéité des concentrations ainsi que leur stabilité dans les rivières pilotes ont
été vérifiées dans une expérimentation préliminaire, où un canal à 0,01 mg.L-1
a été suivi à
12 m, 22 m et 32 m du point d’injection à T+45 h et T+46 h après le début de la
contamination ; un canal à 0,2 mg.L-1
a été suivi à 12 m, 22 m et 32 m à T +3 h et T+23 h ; un
Chapitre II : Matériel et Méthodes
142
canal à 2 mg.L-1
a été suivi à 12 m, 22 m et 32 m à T0 h et T+ 24 h ; et un canal à 20 mg.L-1
a
été suivi à 12 m, 22 m et 32 m à T0 h et T+22 h après le début de la contamination. Les
mêmes conditionnements d’échantillons et les mêmes protocoles d’extraction que ceux décrits
pour l’expérimentation « essence » ont été utilisés.
IV- A- 3- b- iv- Expérimentation « kérosène »
proprement dite : organisation des canaux et campagnes
de prélèvement
Treize canaux ont servi pour l’expérimentation « kérosène » (tableau 18). Dans chaque
canal, des prélèvements d’eau et de sédiments ont été effectués hebdomadairement à T0, T7,
T14, T21 et T28 jours pendant la période d’exposition et à T35 et T42 jours pendant la
période de décontamination (figure 24).
Figure 24: Calendrier d’échantillonnage de l’expérimentation « kérosène ».
Les échantillons prélevés dans chacun des 13 canaux et au cours de chacune des 7
campagnes d’échantillonnage ont engendré 8 L d’eau qui ont été filtrés pour la récupération
de la phase particulaire, un triplicat d’eau de 9 mL pour l’analyse des HAP en SPME, un
triplicat d’eau de 10 mL pour l’analyse des composés volatils en HS-SPME et 200 g de
sédiments. Tous les échantillons ont été conservés à - 20 °C jusqu’à leur analyse selon les
protocoles d’extraction décrits dans les sections III-A, III-B et III-C et les méthodes
chromatographiques décrites dans les annexes I, II, III et IV.
02
/09
/20
09
09
/06
/20
09
16
/06
/20
09
23
/06
/20
09
29
/06
/20
09
07
/07
/20
09
T0 T7 T14 T21 T28 T35 T43
15
/07
/20
09
Avant contamination
Contamination Décontamination
Chapitre II : Matériel et Méthodes
143
Tableau 18 : Attribution des canaux du site expérimental de TOTAL au cours de l’expérimentation
« kérosène ».
Concentration Témoins
0 mg.L-1
0,01
mg.L-1
0,2
mg.L-1
2
mg.L-1
20
mg.L-1
Canal 3 8 12 4 14 11 15 2 9 10 5 7 13
Les résultats des expérimentations de TOTAL, que ce soit ceux de l’expérimentation
essence ou ceux de l’expérimentation kérosène sont CONFIDENTIELS. L’étude de la
composition des coupes pétrolières utilisées ; l’évaluation de la fabrication des milieux
d’exposition par des vannes à cisaillement et leur comparaison quantitative et qualitative avec
des milieux conventionnels tels que les WAFs ; la distribution des hydrocarbures volatils
(aromatiques et saturés) et des HAP provenant des rejets industriels pétroliers dans les
différents compartiments du système aquatique (eau, particules, sédiments) ; et le suivi
temporel des « traceurs » pétroliers ainsi que de leur devenir dans l’environnement aquatique
après un arrêt de contamination ne seront par conséquent pas présentés dans ce manuscrit vu
le caractère confidentiel du projet. Cependant, le développement méthodologique de l’analyse
des hydrocarbures volatils dans les phases dissoute et sédimentaire avec quelques exemples
d’application des méthodologies développées pour l’analyse des hydrocarbures dans les
Rivières Pilotes seront présentés dans la publication n° 1.
Dans ce qui suit est présenté un autre programme s’intéressant aux effluents industriels
pétroliers, avec comme axe principal l’échantillonnage des molécules provenant de ces
effluents et se trouvant dans les masses d’eau : le projet EMESTOX
IV-B- EMESTOX
IV- B- 1- Contexte et objectifs du projet EMESTOX
Dans un objectif de suivi de la qualité chimique de l’eau, le projet EMESTOX (ANR
PRECODD 2008) (Echantillonneurs passifs pour la MEsure des Substances chimiques et de
la TOXicité associée dans l’eau et les effluents industriels) a pour objectif de proposer des
méthodes alternatives à l’échantillonnage ponctuel pour la surveillance des rejets et des
masses d'eau. Ces méthodes devraient améliorer la surveillance chimique et permettre une
Chapitre II : Matériel et Méthodes
144
meilleure prise en compte de la variabilité temporelle de la contamination. Simultanément à
cet aspect « chimique », les méthodes proposées devraient renseigner sur les risques toxiques
et écotoxiques associés aux substances présentes dans le milieu, identifiées ou non identifiées,
par le biais de bio-essais et d’indicateurs écologiques. Ce projet regroupe plusieurs
participants : le LPTC (Université Bordeaux I), le CEMAGREF, le CEREVE, le LRSAE,
TOTAL et IFREMER. Les études menées au sein des différents groupes ciblent le
développement de nouveaux matériaux et/ou l’amélioration des outils d’échantillonnage
passifs existants en les adaptant à des rejets industriels de type pétrolier. Elles visent aussi
l’amélioration de l’aspect quantitatif de ces échantillonneurs, leur calibration, la
généralisation de l’approche PRC (Performance Reference Compound), l’élargissement de la
gamme des composés étudiés et échantillonnés par un même échantillonneur en terme de log
Kow, l’amélioration de la résistance des membranes, l’abaissement du coût des outils, la
diminution des phénomènes de « biofouling » et le couplage d’une approche chimie et
biologie afin d’évaluer les impacts des activités anthropiques sur le milieu naturel. Tous ces
travaux amèneront à l’application des échantillonneurs passifs comme outils aidant à la
surveillance des milieux et des rejets, avec un couplage aux bio-tests.
Le choix des composés faisant l’objet d’étude dans le projet EMESTOX s'est fait en
fonction de leur occurrence dans les rejets industriels pétroliers et les milieux récepteurs, de
leur aspect réglementaire dans la Directive Cadre Eau (2000/60/CE) (Communautés
Européennes, 2000) et dans la Directive 2008/105 du 16 Décembre 2008 (Union Européenne,
2008), ainsi qu’en fonction de la faisabilité de leur analyse liée aux problèmes analytiques.
Ces composés englobent des hydrocarbures aromatiques polycycliques (tableau 19), des
composés volatils (xylènes, toluène), des alkylphénols (nonylphénol et octylphénol), un
pesticide (diuron) et des métaux (zinc, nickel, plomb). Dans le cadre de cette thèse, nous nous
intéresserons uniquement aux hydrocarbures aromatiques polycycliques sélectionnés, trois
parmi eux sont classés comme substances prioritaires dangereuses selon la Directive Cadre
Eau (2000/60/CE) (le naphtalène, l’anthracène et le benzo(a)pyrène), alors que le chrysène est
choisi comme marqueur potentiel de contamination pétrolière (tableau 19).
Chapitre II : Matériel et Méthodes
145
Tableau 19: Normes de Qualité Environnementale (NQE) des HAP sélectionnés dans le programme
EMESTOX.
Substances
NQE (Moyenne Annuelle) - Eau de
Surface
Directive 2008/105 (Union
Européenne, 2008)
------------------------------
Concentration en µg.L-1
Anthracène 0,1
Benzo(a)pyrène 0,05
Naphtalène 1,2
Chrysène 0,4*
*composé ne figurant pas dans la liste des substances dangereuses
Les expérimentations du projet EMESTOX se sont déroulées aux Rivières Pilotes du
site expérimental de TOTAL « petrochemicals » (se référer à la section IV-A-2 pour la
description du site). Les travaux présentés sont axés sur le développement de nouveaux outils
d’échantillonnage des HAP. Ils consistent en la validation et l’application in-situ des POCIS-
« like » développés en laboratoire (section III-F, publication n° 2) ainsi qu’en l’évaluation de
leurs performances et de leurs limites pour l’échantillonnage des HAP (publication n° 3).
Trois types de POCIS-« like » en parallèle à la configuration « pharmaceutique » du POCIS
ont été testés: les POCIS-PE, les POCIS-Nylon 30 µm et les POCIS-Nylon 0,1 µm. Cette
dernière version n’a pas fait partie des expérimentations de calibration en laboratoire, et son
introduction dans les expérimentations en conditions semi-contrôlées complète les recherches
menées sur le POCIS-Nylon 30 µm et les résultats observés avec cet outil en laboratoire
(publication n° 2).
IV- B- 2- Expérimentation préliminaire
Avant toute expérimentation, des prélèvements ont été effectués dans les rivières
pilotes pour vérifier le bruit de fond des composés d’intérêt. Ensuite, une expérimentation
préliminaire a été menée afin d’étudier la faisabilité de réaliser des concentrations aussi
faibles que le tiers de la norme de qualité environnementale (NQE) des composés d’intérêt.
Au cours de cette expérimentation qui s’est déroulée au mois de Janvier 2011, les molécules
(dissoutes dans l’éthanol) ont été injectées en continu dans un canal durant 24 heures. Des
prélèvements ont été réalisés au niveau de 3 positions du point d’injection (15 – 25 – 35 m)
Chapitre II : Matériel et Méthodes
146
après 1, 5 et 24 heures d’injection, afin d’évaluer la stabilité et l’homogénéité des
concentrations dans le canal. La solubilité des HAP dans l’éthanol (solvant dans lequel les
HAP sont dissous avant injection dans les canaux) a aussi été évaluée et les résultats sont
présentés dans l’annexe V.
IV- B- 3- Expérimentations proprement dites
A l’opposé du projet TOTAL où des coupes pétrolières ont été directement injectées
dans les Rivières Pilotes, des solutions des composés d’intérêt dans l’éthanol ont servi pour la
contamination dans le cadre du projet EMESTOX afin de s’affranchir de la complexité
matricielle qui caractérise une coupe pétrolière complexe. Une expérimentation sur des
effluents industriels pétroliers est prévue afin de valider les outils développés (Octobre 2011),
mais ne sera pas intégrée dans le cadre de la présente thèse.
Deux canaux du site expérimental de TOTAL (canal 4 et canal 5) ont été mobilisés
pour les HAP dans le cadre des expérimentations EMESTOX, correspondant aux deux
concentrations visées : la NQE dans les eaux de surface (tableau 19) et le tiers de la NQE. Au
cours des expérimentations, les POCIS et POCIS-« like » ont été immergés dans l’eau des
canaux, accrochés sans cage protectrice à l’aide d’un fil de fer. La hauteur d’eau utile était
comprise entre 20 et 30 cm et la vitesse du courant était de 2 cm.s-1
. Les paramètres physico-
chimiques de l’eau ainsi que les débits de l’eau et de la solution de contamination dans toutes
les expérimentations menées sont reportés dans l’annexe VI. La documentation de ces valeurs
est importante puisqu’elles affectent dans leur majorité les cinétiques d’échantillonnage des
échantillonneurs passifs. Trois expérimentations consécutives ont eu lieu en Mars, Avril et
Mai 2011 (publication n° 3) (tableau 20). Les objectifs, particularités et détails de chacune
sont présentés dans les paragraphes suivants.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
147
Tableau 20 : Expérimentations du projet EMESTOX.
Expérimentations Schéma de contamination
« Continue » 21 jours de contamination
« Discontinue » 3 cycles de 3 jours d’injection et de 4 jours d’arrêt d’injection chacun
« Accidentelle » 3 jours de non contamination suivis de 3 jours de contamination simulant
une contamination accidentelle, puis 15 jours de non contamination
IV- B- 3-a- Expérimentation « continue »
IV- B- 3- a- i- Objectifs et description
Cette expérimentation vise principalement à évaluer la capacité des outils développés
au laboratoire à mesurer la concentration en HAP dans le compartiment dissous, par la
comparaison de la concentration obtenue par échantillonnage ponctuel à la concentration
moyenne estimée par les échantillonneurs passifs. Pour ce, une solution de HAP dans
l’éthanol a été injectée en continu pendant 21 jours dans deux canaux à concentrations
d’exposition différentes. Ces dernières ont été maintenues constantes tout au long de
l’expérimentation. Dans le canal 4, la concentration visée était celle de la NQE des HAP
étudiés, alors que celle dans le canal 5 correspondait au tiers de la NQE pour les composés en
question (tableau 19).
IV- B- 3- a- ii- Détail des échantillonneurs
La démarche suivie a consisté à placer un certain nombre d’échantillonneurs passifs au
début de l’expérimentation dans chaque canal et d’en retirer une partie à différents temps afin
de déterminer les cinétiques d’accumulation in-situ. Au total, 24 POCIS et versions adaptées
de POCIS en duplicats ont été disposés dans le canal 4 avec 1 POCIS en amont du point
d’injection servant pour la détermination du bruit de fond de l’eau du gave de Pau en HAP.
Un nombre réduit de POCIS ont été déployés dans le canal 5, au total 4 en duplicats, avec 1
POCIS en amont pour la détermination du bruit de fond (tableau 20).
Chapitre II : Matériel et Méthodes
148
IV- B- 3- a- iii- Campagnes de prélèvement
L’expérimentation d’exposition « continue » s’est déroulée en Mars 2011. La
cinétique de prélèvement des échantillonneurs passifs dans le canal 4 a prévu 1 prélèvement
par semaine, soit à T7 jours, T14 jours et T21 jours (prélèvement avant arrêt de la
contamination (figure 25, tableau 21). Celle du canal 5 a consisté à prélever les
échantillonneurs en fin d’expérimentation (T21 jours, avant arrêt de la contamination (figure
25). Dans les deux canaux, les POCIS « bruit de fond » ont été retirés à T21 (figure 25,
tableau 21). Afin de calibrer in-situ les outils, des prélèvements d’eau ponctuels ont été
effectués à T3, T7, T10, T14, T17 et T21 jours pour calculer la concentration moyenne réelle
en HAP dans les canaux (figure 25). Des prélèvements d’eau en amont du point d’injection
ont été effectués simultanément à chaque prélèvement en aval de l’injection dans les deux
canaux, afin de suivre de façon continue la contamination initiale de l’eau des Rivières
Pilotes.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
149
Figure 25 : Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « continue ».
Tableau 21: Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « continue ».
Canal Type de POCIS
Dépôt
échantillonneurs Retraits échantillonneurs
T0 jours T7 jours T14 jours T21 jours
Canal 4- NQE
POCIS-PES x6 x2 x2 x2
POCIS-PE x6 x2 x2 x2
POCIS-Nylon 0,1 µm x6 x2 x2 x2
POCIS-Nylon 30 µm x6 x2 x2 x2
Amont canal 4 POCIS-Nylon 0,1 µm x1
x1
Canal 5- 1/3
NQE
POCIS-PES x2
x2
POCIS-Nylon 0,1 µm x2
x2
Amont canal 5 POCIS-Nylon 0,1 µm x1
x1
8/3 9/3 10/3 11/3 12/3 13/3 14/3 15/3 16/3 17/3 18/3 19/3 20/3 21/3 22/3 23/3 24/3 25/3 26/3 27/3 28/3 29/3
Date (2011)
Exposition continue- Canal 4- NQE
Prélèvement ponctuel Concentration visée-NQE Prélèvement échantilonneurs passifs
Dépôt des échantillonneurs passifs
8/3 9/3 10/3 11/3 12/3 13/3 14/3 15/3 16/3 17/3 18/3 19/3 20/3 21/3 22/3 23/3 24/3 25/3 26/3 27/3 28/3 29/3
Date (2011)
Exposition continue- Canal 5- 1/3NQE
Prélèvement ponctuel Concentration visée-1/3 NQE Prélèvement échantillonneurs passifs
Dépôt des échantillonneurs passifs
Chapitre II : Matériel et Méthodes
150
IV- B- 3-b- Expérimentation « discontinue »
IV- B- 3- b- i- Objectifs et description
Cette expérimentation a principalement visé à montrer la capacité des échantillonneurs
passifs (dans la présente étude les versions adaptées de POCIS) à intégrer une variation de
concentration en contaminants dans l’eau, en ayant recours à l’injection de substances à
concentrations stables et connues pendant des plages de temps déterminées, suivies par des
plages d’arrêt de contamination. Pour ce, une concentration constante d’une solution de HAP
dans l’éthanol a été injectée dans les canaux pendant 3 jours, période suivie d’un arrêt
d’injection pendant 4 jours. Ce cycle a été répété 3 fois consécutives jusqu’à T21 jours dans
les canaux où sont exposés les échantillonneurs. Ainsi, les périodes où l’injection avait lieu
T0-T3, T7-T10, T14-T17 jours ont alterné avec des périodes d’arrêt d’injection T3-T7, T10-
T14 et T17-T21 jours (figure 26). Ce schéma a été appliqué à deux concentrations
d’exposition différentes dans le canal 4 et le canal 5. Les échantillonneurs ont été exposés à
des concentrations telles que la quantité de contaminants injectés dans chaque canal au cours
des 3 périodes de contamination (de 3 jours chacune) correspond à la quantité de
contaminants injectés pendant les 21 jours de l’expérimentation « continue », dans le but de
déterminer si les échantillonneurs sont capables de traduire une même « exposition réelle ».
IV- B- 3- b- ii- Détail des échantillonneurs
Les échantillonneurs passifs ont été placés au début de l’expérimentation dans chaque
canal et retirés à différents temps de prélèvements. Au total, 24 POCIS et versions adaptées de
POCIS en duplicats ont été disposés dans le canal 4 avec 1 POCIS en amont du point
d’injection servant pour la détermination du bruit de fond de l’eau du gave en HAP. Un
nombre réduit de POCIS et de POCIS « like » ont été déployés dans le canal 5, au total 4 en
duplicats, avec 1 POCIS en amont pour la détermination du bruit de fond (tableau 22).
Chapitre II : Matériel et Méthodes
151
IV- B- 3- b- iii- Campagnes de prélèvement
L’expérimentation d’exposition « discontinue » s’est déroulée pendant 21 jours en
Avril 2011. La cinétique de prélèvement des échantillonneurs passifs dans le canal 4 a prévu 3
prélèvements au cours de l’expérimentation, de façon à encadrer un cycle complet
d’injection/arrêt de contamination. Pour ce, le troisième cycle d’injection/arrêt de
contamination (période T14-T17 suivie de T17-T21 jours) a été suivi. Le premier lot
d’échantillonneurs a été prélevé à T14 jours, juste avant le démarrage du troisième cycle
d’injection, le second a été prélevé à T17 jours, juste avant arrêt de l’injection et le
prélèvement final a été effectué en fin d’expérimentation (T 21 jours) (figure 26, tableau 22).
Le choix s’est porté sur ce troisième cycle puisque les échantillonneurs devaient à priori avoir
accumulé plus de contaminants que pendant les cycles précédents et surtout puisque le
prélèvement final (T21) représente le résultat de toute l’expérimentation. La cinétique de
prélèvement du canal 5 s’est basée sur un unique prélèvement des échantillonneurs en fin
d’expérimentation (T21 jours) (figure 26). Dans chaque canal, le POCIS-Nylon 0,1 µm « bruit
de fond » a été retiré à T21 (figure 26, tableau 22). Des prélèvements ponctuels d’eau ont été
effectués avec une cadence qui a permis de couvrir les périodes d’injection et les périodes
d’arrêt de contamination, dans le but de caractériser la concentration moyenne réelle en HAP
dans les canaux (T1, T3, T8, T10, T15 et T17 jours pendant les périodes d’injection et T7,
T14 et T21 jours pendant les périodes d’arrêt de contamination (figure 26)). Des prélèvements
d’eau en amont du point d’injection ont été effectués simultanément à chaque prélèvement en
aval dans les deux canaux, afin de suivre de façon continue la contamination initiale de l’eau
des Rivières Pilotes.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
152
Figure 26: Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « discontinue ».
Tableau 22: Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « discontinue ».
Canal Type de POCIS
Dépôt
échantillonneurs Retraits échantillonneurs
T0 jours
T14 jours
(avant départ
injection)
T17 jours
(avant arrêt
injection)
T21 jours
Canal 4
POCIS-PES x6 x2 x2 x2
POCIS-PE x6 x2 x2 x2
POCIS-Nylon 0,1 µm x6 x2 x2 x2
POCIS-Nylon 30 µm x6 x2 x2 x2
Amont canal 4 POCIS-Nylon 0,1 µm x1
x1
Canal 5 POCIS-PES x2
x2
POCIS-Nylon 0,1 µm x2
x2
Amont canal 5 POCIS-Nylon 0,1 µm x1
x1
5/4 6/4 7/4 8/4 9/4 10/4 11/4 12/4 13/4 14/4 15/4 16/4 17/4 18/4 19/4 20/4 21/4 22/4 23/4 24/4 25/4 26/4
Date (2011)
Exposition discontinue- Canal 4
Prélèvement ponctuel Période de contamination Prélèvement échantilonneurs passifs
5/4 6/4 7/4 8/4 9/4 10/4 11/4 12/4 13/4 14/4 15/4 16/4 17/4 18/4 19/4 20/4 21/4 22/4 23/4 24/4 25/4 26/4
Date (2011)
Exposition discontinue- Canal 5
Prélèvement ponctuel Période de contamination Prélèvement échantillonneurs passifs
Chapitre II : Matériel et Méthodes
153
IV- B- 3- c- Expérimentation « accidentelle »
IV- B- 3- c- i- Objectifs et description
Cette troisième expérimentation dans les pilotes dynamiques contrôlés a consisté à
tester l’effet d’une exposition accidentelle sur la réponse des échantillonneurs passifs (dans la
présente étude les POCIS-« like »). Pour ce, et après le déploiement des POCIS-« like »
pendant 3 jours dans le milieu, ces derniers ont été exposés pendant 3 jours à une
concentration constante et continue (simulant un pic de contamination) des molécules
d’intérêt, période suivie d’un arrêt de contamination pendant 15 jours avec le maintien des
échantillonneurs dans le milieu. L’expérimentation accidentelle s’est déroulée à une
concentration unique d’exposition, au cours de laquelle la quantité de contaminants injectés
pendant les trois jours de contamination correspond à la quantité totale injectée pour le
scénario d’exposition « continue » dans le canal 4 (correspondant à la concentration NQE)
pendant les 21 jours de contamination. Cette stratégie a été adoptée afin de comparer la
réponse des échantillonneurs entre les deux expérimentations et dans le but de déterminer si
les POCIS-« like » dépurent les contaminants piégés après un pic épisodique de
contamination.
IV- B- 3- c- ii- Détail des échantillonneurs
Les échantillonneurs passifs ont été placés au début de l’expérimentation dans le canal
4 avant le démarrage de la contamination (tableau 23), et retirés au fur et à mesure. Au total,
24 POCIS et versions adaptées de POCIS en duplicats ont été déployés avec 1 POCIS en
amont de la contamination servant pour la détermination du bruit de fond de l’eau du gave en
HAP.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
154
IV- B- 3- c- iii- Campagnes de prélèvement
L’expérimentation d’exposition « accidentelle » s’est déroulée pendant 21 jours en
Mai 2011. La cinétique de prélèvement des échantillonneurs passifs dans le canal 4 a prévu 3
prélèvements au cours de l’expérimentation, de façon à suivre le pic de contamination. Le
premier lot d’échantillonneurs a été prélevé à T3 jours avant le démarrage de l’injection, le
second a été prélevé à T6 jours à la fin de la période d’injection et le prélèvement final a été
effectué en fin d’expérimentation (21 jours) (figure 27, tableau 23). Le POCIS-Nylon 0,1 µm
« bruit de fond » a été retiré à T21 (figure 27, tableau 23). Des prélèvements ponctuels d’eau
ont été effectués à T3 jours avant le démarrage de l’injection, T6 jours pendant le pic de
contamination (juste avant arrêt de l’injection) et puis à T10, T14, T17 et T21 jours en période
d’arrêt de contamination (figure 27) pour permettre le calcul de la concentration moyenne
réelle d’exposition. Des prélèvements d’eau en amont du point d’injection ont été effectués
simultanément à chaque prélèvement en aval, afin de suivre la contamination initiale de l’eau
des Rivières Pilotes.
Figure 27: Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « accidentelle ».
6/5 7/5 8/5 9/5 10/5 11/5 12/5 13/5 14/5 15/5 16/5 17/5 18/5 19/5 20/5 21/5 22/5 23/5 24/5 25/5 26/5 27/5
Date (2011)
Exposition accidentelle- Canal 4
Prélèvement ponctuel Pic de contamination Prélèvement échantilonneurs passifs
Dépôt des échantillonneurs passifs
Chapitre II : Matériel et Méthodes
155
Tableau 23 : Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « accidentelle ».
Canal Type de POCIS
Dépôt
échantillonneurs Retraits échantillonneurs
T0 jours
T3 jours
(avant départ
injection)
T6 jours
(avant arrêt
injection)
T21 jours
Canal 4
POCIS-PES x6 x2 x2 x2
POCIS-PE x6 x2 x2 x2
POCIS-Nylon 0,1 µm x6 x2 x2 x2
POCIS-Nylon 30 µm x6 x2 x2 x2
Amont canal 4 POCIS-Nylon 0,1 µm x1
x1
En conclusion, les deux projets TOTAL et EMESTOX de part leur déroulement dans
des milieux en conditions semi-contrôlées ont permis de valider dans des effluents industriels
pétroliers toutes les méthodes d’analyse et d’échantillonnage des hydrocarbures développées
en laboratoire. Le premier traitant des différents compartiments du système aquatique a
permis d’un côté d’évaluer la performance des techniques analytiques développées vis-à-vis
de leur application dans des matrices complexes telles les matrices pétrolières et d’un autre
côté d’étudier la distribution et le devenir des hydrocarbures pétroliers provenant des rejets
industriels dans le système aquatique. Quant au projet EMESTOX, axé uniquement sur la
phase dissoute, vecteur principal de la contamination aquatique entre les sources et les
réceptacles, il a permis la validation des outils d’échantillonnage développés au laboratoire
dans une logique d’amélioration de la surveillance chimique des effluents industriels et des
masses d’eau. Le fait que ces projets se soient déroulés en « systèmes pilotes » est crucial
pour valider les méthodologies avant de passer de la petite échelle (laboratoire) à la grande
échelle représentée par le milieu environnemental.
V- Validation et application des méthodologies de dosage et
d’échantillonnage in-situ des HAP dans le milieu environnemental
Afin de compléter les approches d’analyse et d’échantillonnage des hydrocarbures
développées et validées en laboratoire et dans les Rivières Pilotes, la troisième partie des
travaux présentés concerne l’application de ces méthodologies à l’environnement pour les
hydrocarbures aromatiques polycycliques. Une focalisation sur les principales techniques
Chapitre II : Matériel et Méthodes
156
d’échantillonnage des hydrocarbures, leurs performances et leurs limites (publications n° 4, 5
et 6) et une comparaison des techniques d’échantillonnage passif, biologique et ponctuel
(publication n° 4) ont été menées dans deux milieux à caractéristiques différentes : le bassin
d’Arcachon et l’estuaire de la Gironde. Dans une démarche de validation et de compréhension
des POCIS-« like » développés en laboratoire et étudiés in-situ dans les rivières pilotes, ces
échantillonneurs ont été appliqués dans le milieu environnemental. Leur performance en tant
qu’outils de « screening » des HAP et leur capacité à estimer la concentration des
contaminants dans l’eau ont été évaluées et comparées à celles des SPMD (publication n° 6).
L’intérêt du couplage des POCIS-« like » avec des SPMD pour la mesure d’une grande
gamme d’hydrophobicité des HAP a aussi été évalué dans la publication n° 6. Les 3 échelles
laboratoire, systèmes pilotes et environnement sont interconnectées, et tous les travaux menés
en laboratoire et en conditions semi-contrôlées ont permis de mieux comprendre ce qui se
passe dans l’environnement. Ainsi, la contamination en HAP du bassin d’Arcachon
(publication n° 4) et celle de l’estuaire de la Gironde (publication n° 5) ont été suivies, avec la
phase dissoute comme principal centre d’intérêt.
V- A- Le Bassin d’Arcachon
V- A- 1- Généralités sur le bassin d’Arcachon
Le bassin d’Arcachon est une vaste étendue d’eau salée située dans le sud-ouest de la
France dans le département de la Gironde (figure 28). Le bassin est limité à l’ouest par la
flèche sableuse du Cap-Ferret, au nord-ouest par les formations sableuses des Landes, et au
sud par des formations dunaires récentes telles que la dune du Pyla. Cette baie semi-fermée
constitue une véritable petite mer intérieure, dont la superficie varie entre 180 Km2
à marée
haute et environ 50 Km2 à marée basse. Les masses d’eau de la lagune sont sous l’influence
combinée des apports d’eaux continentales, d’eaux marines, et/ou de potentielles remises en
suspension du matériel sédimentaire de surface. Le bassin d’Arcachon est le siège de
nombreuses activités tant touristiques que professionnelles (DRAM-Aquitaine, 2010).
Chapitre II : Matériel et Méthodes
157
Figure 28 : Localisation du bassin d’Arcachon par rapport à la France.
Cet écosystème présente une très grande richesse faunistique et floristique, et subit une
pression anthropique dûe à l’urbanisation, le tourisme et les activités nautiques. Il a servi
comme terrain d’étude dans la présente thèse pour répondre à plusieurs questions
environnementales, pour comparer plusieurs approches d’échantillonnage des HAP dans les
systèmes aquatiques et pour valider les méthodologies développées.
V- A- 2- Objectifs de l’étude
Les travaux menés dans le bassin d’Arcachon pendant la période estivale 2010 avaient
plusieurs objectifs :
la caractérisation de la contamination en HAP et l’étude de leur distribution dans les
différents compartiments de ce milieu naturel (publication n° 4).
la comparaison des informations données par l’échantillonnage ponctuel, passif,
biologique et sédimentaire quant à la mesure des HAP dans l’environnement
(publications n° 4 et 6).
Chapitre II : Matériel et Méthodes
158
la comparaison de différents outils d’échantillonnage passif existants pour la
détermination des concentrations moyennées au cours du temps des HAP dans la
phase dissoute (publication n° 4).
la validation des POCIS-« like » développés en laboratoire et leur positionnement par
rapport à d’autres types d’échantillonneurs passifs tels que les SPMD (publication
n° 6).
l’évaluation des échantillonneurs passifs quant à leur capacité à mesurer la fraction
libre dissoute des HAP, à traduire leur biodisponibilité et à mimer l’exposition des
organismes dans un milieu riche en matières particulaires (teneur en matières en
suspension comprise entre 1 et 10 mg.L-1
(Crespo, 2009)) (publication n° 4).
V- A- 3- Stratégie d’étude et campagnes d’échantillonnage
Afin de répondre aux objectifs visés, des organismes ont été transplantés dans
différents sites d’étude. Ils ont ensuite fait l’objet de plusieurs suivis pour mesurer leurs
teneurs en HAP pendant la période estivale 2010. En parallèle, des suivis de la phase
sédimentaire et particulaire ont été menés pour la caractérisation globale du système. Des
échantillonneurs passifs ont été déployés simultanément aux organismes biologiques, et un
« focus » sur la phase dissoute a été effectué pendant le premier mois de suivi, que ce soit
pour la comparaison des différentes techniques d’échantillonnage abiotiques des
hydrocarbures dans les systèmes aquatiques ou pour l’évaluation de la performance des
échantillonneurs passifs à mimer l’exposition des organismes.
L’huître creuse japonaise, Crassostrea gigas a été choisie comme organisme sentinelle
pour cette étude au vu de sa forte exploitation dans le bassin d’Arcachon. Des huîtres
diploïdes et des huîtres triploïdes ont été sélectionnées (calibre : type 3 ; masse : 66-85 g ;
âge : 3 mois). Un lot initial « contrôle » de chaque type d’huître a été analysé pour la
détermination du niveau de contamination initial des bivalves. Pour chaque site, 3 lots de 20
organismes diploïdes et 3 lots de 20 organismes triploïdes ont été placés dans des boites
grillagées en plastique (30 cm de hauteur, 20 cm de diamètre), de façon à retirer à chaque
Chapitre II : Matériel et Méthodes
159
prélèvement 1 lot d’huîtres de chaque type (les indices de condition des huîtres figurent dans
l’annexe VII et la publication n° 4). Les sites étudiés sont dotés de caractéristiques variées et
comprennent le port d’Arcachon (44°39’40.69’’Nord 1°9’1.72’’Ouest) et la jetée
d’Eyrac (44°39’53.75’’Nord 1°9’49.19’’Ouest) dans la zone côtière, l’Ile aux
oiseaux (44°41’31.25’’Nord 1°9’36.03’’Ouest) et le banc d’Arguin (44°35’21.87’’Nord
1°13’44.08’’Ouest) dans le secteur intra-bassin (figure 29) (annexe VIII). Les huîtres ont été
accrochées sur un ponton en face de la station essence au port d’Arcachon, sur la structure de
la jetée d’Eyrac, sur les tables des parcs à huîtres à l’Ile aux oiseaux et sur une bouée au banc
d’Arguin. Les échantillonneurs passifs (SPMD, SR, POCIS-PE, POCIS-Nylon 30 µm) ont été
placés dans des cages en acier inoxydable cylindriques (figure 30) au même endroit que les
huîtres sur chaque site et de façon à ce que l’ensemble soit tout le temps immergé même à
marée basse.
Figure 29 : Sites du bassin d’Arcachon suivis pendant la période estivale 2010.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
160
Figure 30: Cage où sont placés les échantillonneurs passifs au moment du déploiement environnemental.
La première campagne s’est déroulée en Juillet 2010 au niveau des 4 sites d’étude, au
cours de laquelle les huîtres et les échantillonneurs passifs ont été déployés (tableau 24). Des
prélèvements d’eau ont été réalisés en sub-surface (profondeur 0,1 m) par l’intermédiaire de
bouteilles ambrées de 4 L. Parallèlement, des prélèvements de sédiments de surface ont été
effectués à l’aide d’une spatule métallique. Les campagnes successives qui ont suivi ont eu
lieu en Août, Septembre et Octobre. Les prélèvements de sédiments et d’eau ont eu lieu
durant toutes ces campagnes. Les échantillonneurs passifs ont été retirés en Août, alors que
les organismes biologiques ont été retirés pendant les campagnes d’Août, de Septembre et
d’Octobre, mais suite à des problèmes de vols ou des problèmes logistiques, elles n’ont pas pu
être récupérées sur tous les sites aux différents temps de prélèvements prévus (tableau 24).
Les échantillons ont été conservés à - 20 °C jusqu’à leur analyse. Les échantillonneurs
passifs ont été extraits selon les protocoles décrits dans la section III-D ; la phase dissoute a
été extraite selon le protocole décrit dans la section III-B ; et les matrices solides (huîtres,
sédiments et particules) ont été extraites selon le protocole détaillé dans la section III-C. Tous
les extraits organiques ainsi obtenus ont été analysés par chromatographie en phase gazeuse
couplée à la spectrométrie de masse selon les méthodes décrites dans les annexes III et IV.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
161
Tableau 24 : Stratégie d’échantillonnage dans le bassin d’Arcachon pendant la période estivale 2010.
Port d'Arcachon Jetée d'Eyrac Ile aux Oiseaux Banc d'Arguin
01/07/2010
Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L
Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g
Dépôt de 4 lots d'huîtres, chacun composé
de 20 huîtres diploïdes et de 20 huîtres
triploïdes
Dépôt de 4 lots d'huîtres, chacun composé
de 20 huîtres diploïdes et de 20 huîtres
triploïdes
Dépôt de 4 lots d'huîtres, chacun composé
de 20 huîtres diploïdes et de 20 huîtres
triploïdes
Dépôt de 4 lots d'huîtres, chacun composé
de 20 huîtres diploïdes et de 20 huîtres
triploïdes
SPMD: dépôt d'un duplicat SPMD: dépôt d'un duplicat SPMD: dépôt d'un duplicat SPMD: dépôt d'un duplicat
POCIS-PES: dépôt d'un triplicat POCIS-PES: dépôt d'un triplicat POCIS-PES: dépôt d'un triplicat POCIS-PES: dépôt d'un triplicat
POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat
POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat
04/08/2010
Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L
Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g
Retrait d'1 lot d'huîtres Retrait d'1 lot d'huîtres Retrait d'1 lot d'huîtres Retrait d'1 lot d'huîtres
SPMD: retrait du duplicat SPMD: retrait du duplicat SPMD: retrait du duplicat SPMD: retrait du duplicat
POCIS-PES: retrait du triplicat POCIS-PES: retrait du triplicat POCIS-PES: retrait du triplicat POCIS-PES: retrait du triplicat
POCIS-Nylon 30 µm: retrait du triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat
POCIS-PE: retrait du triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat
20/09/2010
Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L
Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: problème dans récupération Sédiments: 500 g
perte des huîtres dans le milieu Retrait d'1 lot d'huîtres Retrait d'1 lot d'huitres Perte des huîtres dans le milieu
11/10/2010
Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L
Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: problème dans récupération Sédiments: 500 g
Perte des huîtres dans le milieu Perte des huîtres dans le milieu Récupération des huîtres diploïdes
uniquement Perte des huîtres dans le milieu
Chapitre II : Matériel et Méthodes
162
V- B- L’estuaire de la Gironde
V- B- 1- Généralités sur l’estuaire de la Gironde
L’estuaire de la Gironde est l’estuaire le plus large de France et recouvre 625 Km2 à
marée haute (figure 31). Il constitue la partie estuarienne de deux rivières : la Garonne et la
Dordogne qui drainent un bassin versant de 71 000 Km2. Il s’étend sur une longueur de
70 Km depuis le Verdon jusqu’à Bec d’Ambès, point de rencontre des deux rivières (David et
al., 2005). L’estuaire de la Gironde est l’un des estuaires les plus turbides en Europe, la
moyenne annuelle de la teneur en matières en suspension peut dépasser 500 mg.L-1
(Sautour
et Castel, 1995). Le gradient de salinité observé dans l’estuaire limite l’expulsion des matières
en suspension vers l’océan, par conséquent une particule rentrant dans ce système peut rester
un an dans la couche la plus turbide avant d’être expulsée. Ce milieu constitue une zone de
transition entre les eaux douces et les eaux marines et joue un rôle important en tant que zone
de reproduction, de nourricerie et d’alimentation.
Figure 31 : Localisation de l’estuaire de la Gironde par rapport à la France.
Chapitre II : Matériel et Méthodes
163
V- B- 2- Objectifs de l’étude
L’estuaire de la Gironde a été sélectionné dans le cadre de ces travaux au vu de sa
forte teneur en matières organiques et particulaires. Il offre des conditions spécifiques pour
l’étude de la performance des échantillonneurs passifs pour l’échantillonnage des HAP dans
les systèmes aquatiques. Les travaux menés dans l’estuaire de la Gironde ont ciblé trois
objectifs principaux et sont présentés dans la publication n° 5.
l’étude de la contamination spatiale et saisonnière de la phase dissoute de ce système
en HAP.
la détermination de la fraction « libre » dissoute des HAP dans ce milieu macrotidal
riche en matière organique.
l’évaluation des limites des SPMD pour l’estimation des concentrations moyennées
dans le temps des contaminants hydrophobes.
V- B- 3- Stratégie d’étude et campagnes d’échantillonnage
Afin de répondre à ces objectifs, l’échantillonnage ponctuel a été couplé à des
techniques d’échantillonnage passif afin d’accéder à la concentration moyennée des
contaminants dans l’eau mais surtout à la fraction « libre » de ces contaminants. Quatre sites
ont fait l’objet du suivi mensuel depuis le printemps 2009 jusqu’à l’été 2010: Libourne
(44°54’50.22’’Nord 0°14’56.58’’Ouest) situé sur la Dordogne, le port autonome de Bordeaux
(44°51’51.22’’Nord 0°32’43.97’’Ouest) et Cadaujac (44°44’25.39’’Nord 0°30’23.29’’Ouest)
situés sur la Garonne, et Pauillac (45°13’4.87’’Nord 0°44’45.93’’Ouest) en aval de Bec
d’Ambès, point de confluence des deux fleuves (figure 32) (annexe IX).
Chapitre II : Matériel et Méthodes
164
Figure 32 : Sites de l’estuaire de la Gironde suivis au cours des années 2009/2010.
Deux campagnes ont eu lieu chaque saison : la première a consisté à prélever de l’eau
en sub-surface à l’aide de bouteilles ambrées de 2,5 L et d’un préleveur manuel, et à exposer
simultanément les outils de l’échantillonnage passif. La seconde campagne (en moyenne 3
semaines après la première) avait pour but de retirer les échantillonneurs déployés et
d’effectuer un autre prélèvement d’eau ponctuel pour avoir une idée quant à la variabilité de
la concentration en contaminants. Ce schéma a été reproduit pendant toutes les saisons de
suivi (figure 33). Les échantillonneurs passifs exploités dans le cadre des travaux menés dans
ce milieu sont les SPMD (une membrane par site pendant la campagne estivale 2009 et la
campagne printanière 2010) et les POCIS dans leur configuration « pharmaceutique »
d’origine (un triplicat par site et pendant toutes les campagnes de prélèvement). Les résultats
concernant les POCIS ne seront pas présentés dans la publication n° 5 puisqu’ils ont servi
comme tests préliminaires pour comprendre les limites de ces outils pour l’échantillonnage
des HAP avant d’être optimisés (publications n° 2 et 3).
Chapitre II : Matériel et Méthodes
165
Figure 33: Calendrier d’échantillonnage des sites étudiés dans l’estuaire de la Gironde.
22
/04
/20
09
14
/05
/20
09
31
/07
/20
09
22
/03
/20
10
25
/08
/20
09
19
/11
/20
09
09
/12
/20
09
02
/03
/20
10
04
/06
/20
10
22
/06
/20
10
02
/09
/20
10
01
/10
/20
10
Printemps 2009
Eté 2009 Automne 2009
Hiver 2010Printemps
2010Eté 2010
166
167
Références bibliographiques
168
Références bibliographiques
169
Références bibliographiques
Abrams M. A., Dahdah N. F., Francu E., 2009. Development of methods to collect and analyze gasoline range
(C5-C12) hydrocarbons from seabed sediments as indicators of subsurface hydrocarbon generation and
entrapment. Applied Geochemistry 24(10): 1951-1970.
Adams R. G., Lohmann R., Fernandez L. A., MacFarlane J. K., Gschwend P. M., 2007. Polyethylene devices:
passive samplers for measuring dissolved hydrophobic organic compounds in aquatic environments.
Environmental Science & Technology 41(4): 1317-1323.
Aguilera-Herrador E., Lucena R., Cardenas S., Valcarcel M., 2008. Ionic liquid-based single-drop
microextraction/gas chromatographic/mass spectrometric determination of benzene, toluene,
ethylbenzene and xylene isomers in waters. Journal of Chromatography A 1201(1): 106-111.
Akkanen J., Penttinen S., Haitzer M., Kukkonen J. V. K., 2001. Bioavailability of atrazine, pyrene and
benzo[a]pyrene in European river waters. Chemosphere 45(4-5): 453-462.
Allan I. J., Booij K., Paschke A., Vrana B., Mills G. A., Greenwood R., 2009. Field performance of seven
passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environmental Science &
Technology 43(14): 5383-5390.
Allan I. J., Harman C., Kringstad A., Bratsberg E., 2010. Effect of sampler material on the uptake of PAHs into
passive sampling devices. Chemosphere 79(4): 470-475.
Alvarez D.A., 1999. Development of an integrative sampling device for hydrophilic organic contaminants in
aquatic environments. Thèse: Université de Missouri-Columbie, Columbie, Etats-Unis.
Alvarez D. A., Petty J. D., Huckins J. N., Jones-Lepp T. L., Getting D. T., Goddard J. P., Manahan S. E., 2004.
Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic
environments. Environmental Toxicology and Chemistry 23(7): 1640-1648.
Amellal N., Portal J. M., Berthelin J., 2001. Effect of soil structure on the bioavailability of polycyclic aromatic
hydrocarbons within aggregates of a contaminated soil. Applied Geochemistry 16(14): 1611-1619.
Anderson K. A., Sethajintanin D., Sower G., Quarles L., 2008. Field Trial and Modeling of Uptake Rates of In
Situ Lipid-Free Polyethylene Membrane Passive Sampler. Environmental Science & Technology
42(12): 4486-4493.
Arditsoglou A., et Voutsa D., 2008. Passive sampling of selected endocrine disrupting compounds using polar
organic chemical integrative samplers. Environmental Pollution 156(2): 316-324.
Arthur C. L., Chai M., Pawliszyn J., 1993. Solventless injection technique for microcolumn separations. Journal
of Microcolumn Separations 5(1): 51-56.
Baltussen E., Sandra P., David F., Cramers C., 1999. Stir bar sorptive extraction (SBSE), a novel extraction
technique for aqueous samples: theory and principles. Journal of Microcolumn Separations 11(10):
737-747.
Barakat A. O., Mostafa A. R., Qian Y., Kennicutt II M. C., 2002. Application of petroleum hydrocarbon
chemical fingerprinting in oil spill investigations - Gulf of Suez, Egypt. Spill Science & Technology
Bulletin 7(5-6): 229-239.
Bauer U., 2008. Evaluation of silicone-based passive samplers for monitoring organic aquatic pollutants. Thèse:
Université Griffith, Brisbane, Australie.
Références bibliographiques
170
Baumard P., Budzinski H., Garrigues P., Narbonne J. F., Burgeot T., Michel X., Bellocq J., 1999. Polycyclic
aromatic hydrocarbon (PAH) burden of mussels (Mytilus sp.) in different marine environments in
relation with sediment PAH contamination, and bioavailability. Marine Environmental Research 47(5):
415-439.
Baumard P., Budzinski H., Michon Q., Garrigues P., Burgeot T., Bellocq J., 1998. Origin and bioavailability of
PAHs in the Mediterranean sea from mussel and sediment records. Estuarine, Coastal and Shelf
Science 47(1): 77-90.
Bayen S., Ter Laak T. L., Buffle J., Hermens J. L. M., 2009. Dynamic exposure of organisms and passive
samplers to hydrophobic chemicals. Environmental Science & Technology 43(7): 2206-2215.
Behymer T. D., et Hites R. A., 1988. Photolysis of polycyclic aromatic hydrocarbons adsorbed on fly ash.
Environmental Science & Technology 22(11): 1311-1319.
Bianchi F., Careri M., Marengo E., Musci M., 2002. Use of experimental design for the purge-and-trap-gas
chromatography-mass spectrometry determination of methyl tert.-butyl ether, tert.-butyl alcohol and
BTEX in groundwater at trace level. Journal of Chromatography A 975(1): 113-121.
Boitsov S., Jensen H. K. B., Klungsoyr J., 2009. Natural background and anthropogenic inputs of polycyclic
aromatic hydrocarbons (PAH) in sediments of South-Western Barents Sea. Marine Environmental
Research 68(5): 236-245.
Booij K., Sleiderink H. M., Smedes F., 1998. Calibrating the uptake kinetics of semipermeable membrane
devices using exposure standards. Environmental Toxicology and Chemistry 17(7): 1236-1245.
Booij K., et Smedes F., 2010. An improved method for estimating in situ sampling rates of nonpolar passive
samplers. Environmental Science & Technology 44(17): 6789-6794.
Booij K., Smedes F., Van Weerlee E. M., Honkoop P. J. C., 2006. Environmental monitoring of hydrophobic
organic contaminants: the case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environmental
Science & Technology 40(12): 3893-3900.
Booij, K., Vrana, B., Huckins, J. N., 2007. Theory, modelling and calibration of passive samplers used in water
monitoring. In Comprehensive Analytical Chemistry, Vol. 48: Passive Sampling Techniques in
Environmental Monitoring, pp 141-169. Edited by: Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first
edition).
Boonyatumanond R., Murakami M., Wattayakorn G., Togo A., Takada H., 2007. Sources of polycyclic aromatic
hydrocarbons (PAHs) in street dust in a tropical Asian mega-city, Bangkok, Thailand. Science of The
Total Environment 384(1-3): 420-432.
Bopp S., Weiβ H., Schirmer K., 2005. Time-integrated monitoring of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs)
in groundwater using the ceramic dosimeter passive sampling device. Journal of Chromatography A
1072(1): 137-147.
Bouchonnet S., et Libong D., Le couplage chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse, [en ligne],
< http:// www.dcmr.polytechnique.fr/spip/IMG/pdf/couplage.pdf > (consulté le 04 Septembre 2011).
Bouloubassi I., et Saliot A., 1991. Composition and sources of dissolved and particulate PAH in surface waters
from the Rhone delta (NW Mediterranean). Marine Pollution Bulletin 22(12): 588-594.
Broman D., Näuf C., Lundbergh I., Zebühr Y., 1990. An in situ study on the distribution, biotransformation and
flux of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in an aquatic food chain (seston- Mytilus edulis L.-
Somateria mollissima L.) from the Baltic: An ecotoxicological perspective. Environmental Toxicology
and Chemistry 9(4): 429-442.
Références bibliographiques
171
Budzinski H., Jones I., Bellocq J., Piérard C., Garrigues P., 1997. Evaluation of sediment contamination by
polycyclic aromatic hydrocarbons in the Gironde estuary. Marine Chemistry 58(1-2): 85-97.
Carls M. G., Holland L. G., Short J. W., Heintz R. A., Rice S. D., 2004. Monitoring polynuclear aromatic
hydrocarbons in aqueous environments with passive low-density polyethylene membrane devices.
Environmental Toxicology and Chemistry 23(6): 1416-1424.
Champeau O., 2005. Biomarqueurs d’effets chez C. Fluminea: du développement en laboratoire à l’application
en mésocosme. Thèse: Université Bordeaux I, Bordeaux, France.
Chen J., et Pawliszyn J. B., 1995. Solid phase microextraction coupled to high-performance liquid
chromatography. Analytical Chemistry 67(15): 2530-2533.
Chen Y., et Pawliszyn J., 2007. Theory of solid phase microextraction and its application in passive sampling. In
Comprehensive Analytical Chemistry, Vol.48: Passive Sampling Techniques in Environmental
Monitoring, pp 3-32. Edited by: Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first edition).
Chin Y. P., Aiken G. R., Danielsen K. M., 1997. Binding of pyrene to aquatic and commercial humic
substances: the role of molecular weight and aromaticity. Environmental Science & Technology 31(6):
1630-1635.
Chung W. K., King G. M., 1999. Biogeochemical transformations and potential polyaromatic hydrocarbon
degradation in macrofaunal burrow sediments. Aquatic microbial ecology 19(3): 285-295.
Communauté Européenne. 2000. Directive 2000/60/CE du parlement européen et du conseil du 23 octobre 2000
établissant un cadre pour une politique communautaire dans le domaine de l’eau. Journal officiel des
Communautés européennes L327/1.
Connell D. W., et Hawker D. W., 1988. Use of polynomial expressions to describe the bioconcentration of
hydrophobic chemicals by fish. Ecotoxicology and Environmental Safety 16(3): 242-257.
Conrad A. U., Comber S. D., Simkiss K., 2002. Pyrene bioavailability; effect of sediment-chemical contact time
on routes of uptake in an oligochaete worm. Chemosphere 49(5): 447-454.
CONservation of Clean Air and Water in Europe (CONCAWE). 1996. Environmental risk assessment of
petroleum substances: the hydrocarbon block method. Report no. 96/52.
Cornelissen G., Pettersen A., Broman D., Mayer P., Breedveld G. D., 2008. Field testing of equilibrium passive
samplers to determine freely dissolved native polycyclic aromatic hydrocarbon concentrations.
Environmental Toxicology and Chemistry 27(3): 499-508.
Countway R. E., Dickhut R. M., Canuel E. A., 2003. Polycyclic aromatic hydrocarbon (PAH) distributions and
associations with organic matter in surface waters of the York River, VA estuary. Organic
Geochemistry 34(2): 209-224.
Crespo A., 2009. Présence et sources des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans le bassin d’Arcachon.
Thèse: Université Bordeaux I, Bordeaux, France.
Crunkilton R. L., et DeVita W. M., 1997. Determination of aqueous concentrations of polycyclic aromatic
hydrocarbons (PAHs) in an urban stream. Chemosphere 35(7): 1447-1463.
Dachs J., Lohmann R., Ockenden W. A., Méjanelle L., Eisenreich S. J., Jones K. C., 2002. Oceanic
biogeochemical controls on global dynamics of persistent organic pollutants. Environmental Science &
Technology 36(20): 4229-4237.
David V., Sautour Benoît, Chardy P., Leconte M., 2005. Long-term changes of the zooplankton variability in a
turbid environment: The Gironde estuary (France). Estuarine, Coastal and Shelf Science 64(2-3): 171-
184.
Références bibliographiques
172
De Fatima Alpendurada M., 2000. Solid-phase microextraction: a promising technique for sample preparation in
environmental analysis. Journal of Chromatography A 889(1-2): 3-14.
De Jonge H., Freijer J. I., Verstraten J. M., Westerveld J., van der Wielen F. W. M., 1997. Relation between
bioavailability and fuel oil hydrocarbon composition in contaminated soils. Environmental Science &
Technology 31(3): 771-775.
De Luca G., Furesi A., Micera G., Panzanelli A., Piu P. C., Pilo M. I., Spano N., Sanna G., 2005. Nature,
distribution and origin of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in the sediments of Olbia harbor
(northern Sardinia, Italy). Marine Pollution Bulletin 50(11): 1223-1232.
De Paolis F., et Kukkonen J., 1997. Binding of organic pollutants to humic and fulvic acids: Influence of pH and
the structure of humic material. Chemosphere 34(8): 1693-1704.
De Perre C., 2009. Etude des interactions matière organique dissoute-contaminants organiques dans
l’environnement aquatique. Thèse: Université Bordeaux I, Bordeaux, France.
De Perre C., Crespo A., Abou Mrad N., Le Menach K., Jaber F., Parlanti E., Budzinski H., 2009. Intérêt de la
micro-extraction sur phase solide couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la spectrométrie
de masse pour l’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les eaux. Spectra Analyse
(266): 28-35.
Direction régionale des affaires maritimes-Aquitaine (DRAM-Aquitaine). 2010. Etude de la fréquentation
nautique du Bassin d’Arcachon. Rapport du Service départemental Arcachon Géomer, UMR 6554
LETG – Université de Bretagne Occidentale.
Di Toro D. M., Zarba C. S., Hansen D. J., Berry W. J., Swartz R. C., Cowan C. E., Pavlou S. P., Berry W. J.,
Swartz R. C., Cowan C. E., Pavlou C. E., Allen H. E., Thomas N. A., Paquin P. R., 1991. Technical
basis for establishing sediment quality criteria for nonionic organic chemicals using equilibrium
partitioning. Environmental Toxicology and Chemistry 10(12): 1541-1583.
Doong R.-an, et Chang S.-min., 2000. Determination of distribution coefficients of priority polycyclic aromatic
hydrocarbons using solid-phase microextraction. Analytical Chemistry 72(15): 3647-3652.
Egaas E., et Varanasi U., 1982. Effects of polychlorinated biphenyls and environmental temperature on in vitro
formation of benzo[a]pyrene metabolites by liver of trout (Salmo gairdneri). Biochemical
Pharmacology 31(4): 561-566.
El-Shenawy N. S., Nabil Z. I., Abdel-Nabi I. M., Greenwood R., 2010. Comparing the passive and active
sampling devices with biomonitoring of pollutants in Langstone and Portsmouth harbour, UK. Journal
of Environmental Science and Technology 3(1): 1-17.
European Commission. 2003. Technical guidance document on risk assessment in support of Commission
Directive 93/67/EEC on risk assessment, Commission Regulation (EC) number 1488/94 on risk
assessment for existing substances, Directive 98/18/EC of the European Parliament and of the Council
concerning the placing of biocidal products on the market, part III.
Fasnacht M. P., et Blough N. V., 2002. Aqueous photodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons.
Environmental Science & Technology 36(20): 4364-4369.
Food and Agricultural Organization (FAO), 2000. State of world fisheries and aquaculture, [en ligne],
< http://www.fao.org/sof/sofia/index_en.htm> (consulté le 15 Septembre 2011).
Foster G. D., Baksi S. M., Means Jay C., 1987. Bioaccumulation of trace organic contaminants from sediment by
Baltic clams (Macoma balthica) and soft-shell clams (Mya arenaria). Environmental Toxicology and
Chemistry 6(12): 969-976.
Références bibliographiques
173
Freidig A. P., Artola Garicano E., Busser F. J. M., Hermens J. L. M., 1998. Estimating impact of humic acid on
bioavailability and bioaccumulation of hydrophobic chemicals in guppies using kinetic solid-phase
extraction. Environmental Toxicology and Chemistry 17(6): 998-1004.
Gale R. W., 1998. Three-compartment model for contaminant accumulation by semipermeable membrane
devices. Environmental Science & Technology 32(15): 2292-2300.
Gauthier T. D., Seitz W. R., Grant C. L., 1987. Effects of structural and compositional variations of dissolved
humic materials on pyrene Koc values. Environmental Science & Technology 21(3): 243-248.
Gigliotti C. L., Totten L. A., Offenberg J. H., Dachs J., Reinfelder J. R., Nelson E. D., Glenn IV T. R.,
Eisenreich S. J., 2005. Atmospheric concentrations and deposition of polycyclic aromatic hydrocarbons
to the mid-Atlantic east coast region. Environmental Science & Technology 39(15): 5550-5559.
Gogou A., Stratigakis N., Kanakidou M., Stephanou E. G., 1996. Organic aerosols in eastern Mediterranean:
components source reconciliation by using molecular markers and atmospheric back trajectories.
Organic Geochemistry 25(1-2): 79-96.
Gorecki T., Yu X., Pawliszyn J., 1999. Theory of analyte extraction by selected porous polymer SPME fibres.
Analyst 124(5): 643-649.
Gourlay C., Miège C., Noir A., Ravelet C., Garric J., Mouchel J. M., 2005. How accurately do semi-permeable
membrane devices measure the bioavailability of polycyclic aromatic hydrocarbons to Daphnia magna?
Chemosphere 61(11): 1734-1739.
Gourlay C., Tusseau-Vuillemin M. H., Garric J., Mouchel J. M., 2003. Effect of dissolved organic matter of
various origins and biodegradabilities on the bioaccumulation of polycyclic aromatic hydrocarbons in
Daphnia magna. Environmental Toxicology and Chemistry 22(6): 1288-1294.
Gourlay-Francé C., Lorgeoux C., Tusseau-Vuillemin M. H., 2008. Polycyclic aromatic hydrocarbon sampling in
wastewaters using semipermeable membrane devices: accuracy of time-weighted average concentration
estimations of truly dissolved compounds. Chemosphere 73(8): 1194-1200.
Grathwohl P., 1999. Dosimeter. German Patent DE19830413-A1.
Greenwood R., Mills G.A., Vrana B., Allan I., Aguilar-Martinez R., Morrison G., 2007. Monitoring of priority
pollutants in water using Chemcatcher passive sampling devices. In Comprehensive Analytical
Chemistry, Vol.48: Passive Sampling Techniques in Environmental Monitoring, pp 199-229. Edited by:
Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first edition).
Gunther A. J., Davis J. A., Hardin D. D., Gold J., Bell D., Crick J. R., Scelfo G. M., Sericano J., Stephenson M.,
1999. Long-term bioaccumulation monitoring with transplanted bivalves in the San Francisco estuary.
Marine Pollution Bulletin 38(3): 170-181.
Gustafsson O., Gschwend P.M., Buesseler K. O., 1997 b. Using 234
Th disequilibria to estimate the vertical
removal rates of polycyclic aromatic hydrocarbons from the surface ocean. Marine Chemistry 57(1-2):
11-23.
Gustafsson Ö., Haghseta F., Chan C., MacFarlane J., Gschwend Philip M., 1997 a. Quantification of the dilute
sedimentary soot phase: implications for PAH speciation and bioavailability. Environmental Science &
Technology 31(1): 203-209.
Gustavson K. E., Harkin J. M., 2000. Comparison of sampling techniques and evaluation of semipermeable
membrane devices (SPMDs) for monitoring polynuclear aromatic hydrocarbons (PAHs) in
groundwater. Environmental Science & Technology 34(20): 4445-4451.
Références bibliographiques
174
Haitzer M., Abbt-Braun G., Traunspurger W., Steinberg C. E. W., 1999. Effects of humic substances on the
bioconcentration of polycyclic aromatic hydrocarbons: correlations with spectroscopic and chemical
properties of humic substances. Environmental Toxicology and Chemistry 18(12): 2782-2788.
Haitzer M., Hoss S., Traunspurger W., Steinberg C., 1998. Effects of dissolved organic matter (DOM) on the
bioconcentration of organic chemicals in aquatic organisms - a review. Chemosphere 37(7): 1335-1362.
Harman C., Brooks S., Sundt R. C., Meier S., Grung M., 2011. Field comparison of passive sampling and
biological approaches for measuring exposure to PAH and alkylphenols from offshore produced water
discharges. Marine Pollution Bulletin 63(5-12): 141-148.
Harman C., Thomas K. V., Tollefsen K. E., Meier S., Bøyum O., Grung M., 2009. Monitoring the freely
dissolved concentrations of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) and alkylphenols (AP) around a
Norwegian oil platform by holistic passive sampling. Marine Pollution Bulletin 58(11): 1671-1679.
Harris S. A., Whiticar M. J., Eek M. K., 1999. Molecular and isotopic analysis of oils by solid phase
microextraction of gasoline range hydrocarbons. Organic Geochemistry 30(8): 721-737.
Harrison R. M., Smith D. J. T., Luhana L., 1996. Source apportionment of atmospheric polycyclic aromatic
hydrocarbons collected from an urban location in Birmingham, U.K. Environmental Science &
Technology 30(3): 825-832.
Havenga W. J., Rohwer E. R., 1999. Chemical characterization and screening of hydrocarbon pollution in
industrial soils by headspace solid-phase microextraction. Journal of Chromatography A 848(1-2): 279-
295.
Heringa M. B., Hermens J. L. M., 2003. Measurement of free concentrations using negligible depletion-solid
phase microextraction (nd-SPME). TrAC- Trends in Analytical Chemistry 22(9): 575-587.
Hii T. M., Basheer C., Lee H. K., 2009. Commercial polymeric fiber as sorbent for solid-phase microextraction
combined with high-performance liquid chromatography for the determination of polycyclic aromatic
hydrocarbons in water. Journal of Chromatography A 1216(44): 7520-7526.
Hofelt C. S., et Shea D., 1997. Accumulation of organochlorine pesticides and PCBs by semipermeable
membrane devices and Mytilus edulis in New Bedford harbor. Environmental Science & Technology
31(1): 154-159.
Hou L., Lee H. K., 2002. Application of static and dynamic liquid-phase microextraction in the determination of
polycyclic aromatic hydrocarbons. Journal of Chromatography A 976(1-2): 377-385.
Huang X.-D., Dixon D. G., Greenberg B. M., 1993. Impacts of UV radiation and photomodification on the
toxicity of PAHs to the higher plant Lemna gibba (duckweed). Environmental Toxicology and
Chemistry 12(6): 1067-1077.
Huckins J., Alvarez D., 2004. Semipermeable membrane device. Description and application, [en ligne],
< http://www.cerc.usgs.gov/pubs/center/pdfDocs/SPMD.pdf> (consulté le 20 Juillet 2011).
Huckins J. N., Manuweera G. K., Petty J. D., Mackay D., Lebo J. A., 1993. Lipid-containing semipermeable
membrane devices for monitoring organic contaminants in water. Environmental Science & Technology
27(12): 2489-2496.
Huckins J. N., Petty J. D., Lebo J. A., Almeida F. V., Booij K., Alvarez D. A., Cranor W. L., Clark R. C.,
Mogensen B. B., 2002. Development of the permeability/performance reference compound approach
for in situ calibration of semipermeable membrane devices. Environmental Science & Technology
36(1): 85-91.
Huckins J. N., Petty J. D., Orazio C. E., Lebo J. A., Clark R. C., Gibson V. L., Gala W. R., Echols K. R., 1999.
Determination of uptake kinetics (sampling rates) by lipid-containing semipermeable membrane
Références bibliographiques
175
devices (SPMDs) for polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in water. Environmental Science &
Technology 33(21): 3918-3923.
Huckins J. N., Petty J. D., Booij K., 2006. Monitors of Organic Chemicals in the Environment: Semipermeable
Membrane Devices. Editor: Springer, New York.
Institut National de l’Environnement industriel et des RISques (INERIS). 2005. Fiches de données
toxicologiques et environnementales des substances chimiques : Naphtalène, Acénapthène, Anthracène,
Phénanthrène, Fluoranthène, Benzo(a)pyrène, Benz(k)fluoranthène, Indéno(1,2,3-cd)pyrène.
Institut National de l’Environnement industriel et des RISques (INERIS). 2003. Hydrocarbures Aromatiques
polycycliques (HAPs). INERIS-DRC-03-47026-ETSC-BDo-N°03DR177.doc.
Irwin R. J., Van Mouwerik M., Stevens L., Seese M. D., Basham W., 1997. Environmental Contaminants
Encyclopedia. National Park Service, Water Resources Division, Fort Collins, Colorado. Distributed
within the Federal Government as an Electronic Document.
Jaraula C. M. B., Kenig F., Doran P. T., Priscu J. C., Welch K. A., 2008. SPME-GCMS study of the natural
attenuation of aviation diesel spilled on the perennial ice cover of Lake Fryxell, Antarctica. Science of
The Total Environment 407(1): 250-262.
Jørgensen A., Giessing A. M. B., Rasmussen L. J., Andersen O., 2005. Biotransformation of the polycyclic
aromatic hydrocarbon pyrene in the marine polychaete Nereis virens. Environmental Toxicology and
Chemistry 24(11): 2796-2805.
Karickhoff S. W., Brown D. S., Scott T. A., 1979. Sorption of hydrophobic pollutants on natural sediments.
Water Research 13(3): 241-248.
Khalili N. R., Scheff P. A., Holsen T. M., 1995. PAH source fingerprints for coke ovens, diesel and, gasoline
engines, highway tunnels, and wood combustion emissions. Atmospheric Environment 29(4): 533-542.
Kingston J. K., Greenwood Richard, Mills Graham A., Morrison G. M., Bjorklund Persson L., 2000.
Development of a novel passive sampling system for the time-averaged measurement of a range of
organic pollutants in aquatic environments. Journal of Environmental Monitoring 2(5): 487-495.
Kolahgar B., Hoffmann A., Heiden A. C., 2002. Application of stir bar sorptive extraction to the determination
of polycyclic aromatic hydrocarbons in aqueous samples. Journal of Chromatography A 963(1-2): 225-
230.
Kong L., et Ferry J. L., 2003. Effect of Salinity on the Photolysis of Chrysene Adsorbed to a Smectite Clay.
Environmental Science & Technology 37(21): 4894-4900.
Kong L., Ferry J. L., 2004. Photochemical oxidation of chrysene at the silica gel-water interface. Journal of
Photochemistry and Photobiology A: Chemistry 162(2-3): 415-421.
Kot-Wasik A., Zabiegala B., Urbanowicz M., Dominiak E., Wasik A., Namiesnik J., 2007. Advances in passive
sampling in environmental studies. Analytica Chimica Acta 602(2): 141-163.
Krylov S. N., Huang X. D., Zeiler L. F., Dixon D. G., Greenberg B. M., 1997. Mechanistic quantitative
structure–activity relationship model for the photoinduced toxicity of polycyclic aromatic
hydrocarbons: I. Physical model based on chemical kinetics in a two-compartment system.
Environmental Toxicology and Chemistry 16(11): 2283-2295.
Kubinec R., Adamuscin J., Jurdakova H., Foltin M., Ostrovsky I., Kraus A., Sojak L., 2005. Gas
chromatographic determination of benzene, toluene, ethylbenzene and xylenes using flame ionization
detector in water samples with direct aqueous injection up to 250 µl. Journal of Chromatography A
1084(1-2): 90-94.
Références bibliographiques
176
Kukkonen J., et Landrum P. F., 1996. Distribution of organic carbon and organic xenobiotics among different
particle-size fractions in sediments. Chemosphere 32(6): 1063-1076.
Laflamme R. E., et Hites R. A., 1978. The global distribution of polycyclic aromatic hydrocarbons in recent
sediments. Geochimica et Cosmochimica Acta 42(3): 289-303.
Lamoureux E. M., et Brownawell B. J., 1999. Chemical and biological availability of sediment-sorbed
hydrophobic organic contaminants. Environmental Toxicology and Chemistry 18(8): 1733-1741.
Lampi M. A., Gurska J., McDonald K. I. C., Xie F., Huang X. D., Dixon D. G., Greenberg B. M., 2006.
Photoinduced toxicity of polycyclic aromatic hydrocarbons to Daphnia magna: Ultraviolet-mediated
effects and the toxicity of polycyclic aromatic hydrocarbon photoproducts. Environmental Toxicology
and Chemistry 25(4): 1079-1087.
Larsen R. K., et Baker J. E., 2003. Source apportionment of polycyclic aromatic hydrocarbons in the urban
atmosphere: a comparison of three methods. Environmental Science & Technology 37(9): 1873-1881.
Lebo J. A., Almeida F. V., Cranor W. L., Petty J. D., Huckins J. N., Rastall A., Alvarez D. A., Mogensen B. B.,
Johnson B. T., 2004. Purification of triolein for use in semipermeable membrane devices (SPMDs).
Chemosphere 54(8): 1217-1224.
Lee R. F., 2003. Photo-oxidation and photo-toxicity of crude and refined oils. Spill Science & Technology
Bulletin 8(2): 157-162.
Levendis Y. A., Atal A., Carlson J. B., 1998. On the correlation of CO and PAH emissions from the combustion
of pulverized coal and waste tires. Environmental Science & Technology 32(23): 3767-3777.
Llompart M., Li K., Fingas M., 1998. Headspace solid-phase microextraction for the determination of volatile
and semi-volatile pollutants in water and air. Journal of Chromatography A 824(1): 53-61.
Lord H., Pawliszyn J., 2000. Evolution of solid-phase microextraction technology. Journal of Chromatography
A 885(1-2): 153-193.
Louch J., Allen G., Erickson C., Wilson G., Schmedding D., 2003. Interpreting results from field deployments of
semipermeable membrane devices. Environmental Science & Technology 37(6): 1202-1207.
Ma J., Xiao R., Li J., Yu J., Zhang Y., Chen L., 2010. Determination of 16 polycyclic aromatic hydrocarbons in
environmental water samples by solid-phase extraction using multi-walled carbon nanotubes as
adsorbent coupled with gas chromatography-mass spectrometry. Journal of Chromatography A
1217(34): 5462-5469.
Mader B. T., et Pankow J. F., 2002. Study of the effects of particle-Phase carbon on the gas/particle partitioning
of semivolatile organic compounds in the atmosphere using controlled field experiments.
Environmental Science & Technology 36(23): 5218-5228.
Mani V., 1999. Properties of commercial SPME coatings. In Applications of solid phase microextraction, pp 57-
72. Editor: RSC Chromatography Monographs, The Royal Society of Chemistry: Cambridge, UK.
Marchand M., 2003. Les pollutions marines accidentelles. Au-delà du pétrole brut, les produits chimiques et
autres déversements en mer. Les Annales des Mines, Responsabilité & Environnement 31:70-92, [en
ligne], < http: //www.annales.org/re/tab-re.html > (consulté le 4 Septembre 2011).
Marr L. C., Kirchstetter T. W., Harley R. A., Miguel A. H., Hering S. V., Hammond S. K., 1999.
Characterization of polycyclic aromatic hydrocarbons in motor vehicle fuels and exhaust emissions.
Environmental Science & Technology 33(18): 3091-3099.
Références bibliographiques
177
Martin H., Patterson B. M., Davis G. B., Grathwohl P., 2003. Field trial of contaminant groundwater
monitoring: comparing time-integrating ceramic dosimeters and conventional water sampling.
Environmental Science & Technology 37(7): 1360-1364.
Martos P. A., et Pawliszyn J., 1999. Time-weighted average sampling with solid-phase microextraction device:
implications for enhanced personal exposure monitoring to airborne pollutants. Analytical Chemistry
71(8): 1513-1520.
Masclet P., Cachier H., Liousse C., Wortham H., 1995. Emissions of polycyclic aromatic hydrocarbons by
savanna fires. Journal of Atmospheric Chemistry 22(1): 41-54-54.
Mazzella N., Dubernet J. F., Delmas F., 2007. Determination of kinetic and equilibrium regimes in the operation
of polar organic chemical integrative samplers: application to the passive sampling of the polar
herbicides in aquatic environments. Journal of Chromatography A 1154(1-2): 42-51.
Mazzella N., Lissalde S., Moreira S., Delmas F., Mazellier P., Huckins J. N., 2010. Evaluation of the use of
performance reference compounds in an Oasis-HLB adsorbent based passive sampler for improving
water concentration estimates of polar herbicides in freshwater. Environmental Science & Technology
44(5): 1713-1719.
McConkey B. J., Duxbury C. L., Dixon D. G., Greenberg B. M., 1997. Toxicity of a PAH photooxidation
product to the bacteria Photobacterium phosphoreum and the duckweed Lemna gibba: Effects of
phenanthrene and its primary photoproduct, phenanthrenequinone. Environmental Toxicology and
Chemistry 16(5): 892-899.
McElroy A., Leitch K., Fay A., 2000. A survey of in vivo benzo[α]pyrene metabolism in small benthic marine
invertebrates. Marine Environmental Research 50(1-5): 33-38.
McGroddy S. E., et Farrington J. W., 1995. Sediment porewater partitioning of polycyclic aromatic
hydrocarbons in three cores from Boston harbor, Massachusetts. Environmental Science & Technology
29(6): 1542-1550.
Means J. C., 1995. Influence of salinity upon sediment-water partitioning of aromatic hydrocarbons. Marine
Chemistry 51(1): 3-16.
Mester Z., Pawliszyn J., 1999. Electrospray mass spectrometry of trimethyllead and triethyllead with in-tube
solid phase microextraction sample introduction. Rapid Communications in Mass Spectrometry 13(20):
1999-2003.
Michor G., Carron J., Bruce S., Cancilla D. A., 1996. Analysis of 23 polynuclear aromatic hydrocarbons from
natural water at the sub-ng/L level using solid-phase disk extraction and mass-selective detection.
Journal of Chromatography A 732(1): 85-99.
Mill T., Mabey W. R., Lan B. Y., Baraze A., 1981. Photolysis of polycyclic aromatic hydrocarbons in water.
Chemosphere 10(11-12): 1281-1290.
Mills G., Vrana B., Allan I., Alvarez D., Huckins J., Greenwood R., 2007. Trends in monitoring pharmaceuticals
and personal-care products in the aquatic environment by use of passive sampling devices. Analytical
and Bioanalytical Chemistry 387(4): 1153-1157.
Minai-Tehrani D., Minoui S., Herfatmanesh A., 2009. Effect of salinity on biodegradation of polycyclic aromatic
hydrocarbons (PAHs) of heavy crude oil in soil. Bulletin of Environmental Contamination and
Toxicology 82(2): 179-184-184.
Montero L., Popp P., Paschke A., Pawliszyn J., 2004. Polydimethylsiloxane rod extraction, a novel technique for
the determination of organic micropollutants in water samples by thermal desorption-capillary gas
chromatography-mass spectrometry. Journal of Chromatography A 1025(1): 17-26.
Références bibliographiques
178
Murray A., Richardson B., Gibbs C., 1991. Bioconcentration factors for petroleum hydrocarbons, PAHs, LABs
and biogenic hydrocarbons in the blue mussel. Marine Pollution Bulletin 22(12): 595-603.
Nagpal N. K., 1993. Ambient water quality criteria for polycyclic aromatic hydrocarbons. Water Quality Branch
Water Management Division, Ministry of Environment, Lands and Parks.
Narbonne J. F., Ribera D., Garrigues P., Lafaurie M., Romana A., 1992. Different pathways for the uptake of
benzo(a)pyrene adsorbed to sediment by the mussel Mytilus galloprovincialis. Bulletin of
Environmental Contamination and Toxicology 49(1): 150-156.
Neely W. B., Branson D. R., Blau G. E., 1974. Partition coefficient to measure bioconcentration potential of
organic chemicals in fish. Environmental Science & Technology 8(13): 1113-1115.
Neff J. M., 1979. Polycyclic aromatic hydrocarbons in the aquatic environment - Sources, Fates and Biological
Effects. Editor: Applied Science Publishers LTD.
Neff J. M., et Burns W. A., 1996. Estimation of polycyclic aromatic hydrocarbon concentrations in the water
column based on tissue residues in mussels and salmon: An equilibrium partitioning approach.
Environmental Toxicology and Chemistry 15(12): 2240-2253.
Nikkila A., Penttinen S., Kukkonen J. V. K., 1999. UV-B-induced acute toxicity of pyrene to the waterflea
Daphnia magna in natural freshwaters. Ecotoxicology and Environmental Safety 44(3): 271-279.
Northcott G. L., et Jones Kevin C., 2001. Partitioning, extractability, and formation of nonextractable PAH
residues in soil. 1. Compound differences in aging and sequestration. Environmental Science &
Technology 35(6): 1103-1110.
O’Connor T. P., 2002. National distribution of chemical concentrations in mussels and oysters in the USA.
Marine Environmental Research 53(2): 117-143.
O’Hara S., 2009. Silicone rubber passive samplers for water quality monitoring of persistent organic pollutants
in the marine environment. Thèse: Institut de technology de Dublin, Dublin, Irlande.
Olivella M. A., Ribalta T. G., de Febrer A. R., Mollet J. M., de las Heras F. X. C., 2006. Distribution of
polycyclic aromatic hydrocarbons in riverine waters after Mediterranean forest fires. Science of The
Total Environment 355(1-3): 156-166.
OSPAR, [en ligne], < http://www.ospar.org> (consulté le 10 Septembre 2011).
Ouyang G., Chen Y., Pawliszyn J., 2005. Time-weighted average water sampling with a solid-phase
microextraction device. Analytical Chemistry 77(22): 7319-7325.
Ouyang G., Pawliszyn J., 2007 a. Configurations and calibration methods for passive sampling techniques.
Journal of Chromatography A 1168(1-2): 226-235.
Ouyang G., Zhao W., Alaee M., Pawliszyn J., 2007 b. Time-weighted average water sampling with a diffusion-
based solid-phase microextraction device. Journal of Chromatography A 1138(1-2): 42-46.
Padban N., et Odenbrand I., 1999. Polynuclear aromatic hydrocarbons in fly ash from pressurized fluidized bed
gasification of fuel blends. A discussion of the contribution of textile to PAHs. Energy & Fuels 13(5):
1067-1073.
Palmqvist A., Rasmussen L. J., Forbes V. E., 2008. Relative impact of coexposure compared to single-substance
exposure on the biotransformation and toxicity of benzo[a]pyrene and fluoranthene in the marine
polychaete Capitella sp. I. Environmental Toxicology and Chemistry 27(2): 375-386.
Paschke A., Vrana B., Popp P., Wennrich L., Paschke H., Schuurmann G., 2007. Membrane enclosed sorptive
coating for the monitoring of organic compounds in water. In Comprehensive Analytical Chemistry,
Références bibliographiques
179
Vol.48: Passive Sampling Techniques in Environmental Monitoring, pp 231-249. Edited by:
Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first edition).
Pawliszyn J., 1997. Solid Phase Microextraction: Theory and Practise. Editor: Wiley-VCH, Inc.
Payne J., Phillips C., 1985. Photochemistry of petroleum in water. Environmental Science & Technology 19(7):
569-579.
Pena M. T., Casais M. C., Mejuto M. C., Cela R., 2009. Development of an ionic liquid based dispersive liquid-
liquid microextraction method for the analysis of polycyclic aromatic hydrocarbons in water samples.
Journal of Chromatography A 1216(36): 6356-6364.
Petty J. D., Huckins J. N., Alvarez D. A., Brumbaugh W. G., Cranor W. L., Gale R. W., Rastall A. C., Jones-
Lepp T. L., Leiker T. J., Rostad C. E., Furlong E. T., 2004. A holistic passive integrative sampling
approach for assessing the presence and potential impacts of waterborne environmental contaminants.
Chemosphere 54(6): 695-705.
Petty J. D., Orazio C. E., Huckins J. N., Gale R. W., Lebo J. A., Meadows J. C., Echols K. R., Cranor W. L.,
2000. Considerations involved with the use of semipermeable membrane devices for monitoring
environmental contaminants. Journal of Chromatography A 879(1): 83-95.
Poerschmann J., Kopinke F. D., Pawliszyn J., 1997 a. Solid phase microextraction to study the sorption of
organotin compounds onto particulate and dissolved humic organic matter. Environmental Science &
Technology 31(12): 3629-3636.
Poerschmann J., Zhang Z., Kopinke F. D., Pawliszyn J., 1997 b. Solid phase microextraction for determining the
distribution of chemicals in aqueous matrices. Analytical Chemistry 69(4): 597-600.
Popp P., Bauer C., Wennrich L., 2001. Application of stir bar sorptive extraction in combination with column
liquid chromatography for the determination of polycyclic aromatic hydrocarbons in water samples.
Analytica Chimica Acta 436(1): 1-9.
Pӧrschmann J., Kopinke F. D., Pawliszyn J., 1998. Solid-phase microextraction for determining the binding state
of organic pollutants in contaminated water rich in humic organic matter. Journal of Chromatography A
816(2): 159-167.
Potter D. W., et Pawliszyn J., 1992. Detection of substituted benzenes in water at the pg/ml level using solid-
phase microextraction and gas chromatography- ion trap mass spectrometry. Journal of
Chromatography A 625(2): 247-255.
Puglisi E., Cappa F., Fragoulis G., Trevisan M., Del Re A. A. M., 2007. Bioavailability and degradation of
phenanthrene in compost amended soils. Chemosphere 67(3): 548-556.
Rantalainen A. L., Cretney W. J., Ikonomou M. G., 2000. Uptake rates of semipermeable membrane devices
(SPMDs) for PCDDs, PCDFs and PCBs in water and sediment. Chemosphere 40(2): 147-158.
REACH, [en ligne], < http://www.reachonline.eu/REACH/EN/contents.html> (consulté le 10 Septembre 2011).
Readman J. W., Mantoura R. F. C., Rhead M. M., 1987. A record of polycyclic aromatic hydrocarbon (PAH)
pollution obtained from accreting sediments of the Tamar estuary, U.K.: Evidence for non-equilibrium
behaviour of PAH. The Science of The Total Environment 66: 73-94.
Reichenberg F., et Mayer P., 2006. Two complementary sides of bioavailability: Accessibility and chemical
activity of organic contaminants in sediments and soils. Environmental Toxicology and Chemistry
25(5): 1239-1245.
Références bibliographiques
180
Reid B. J., Jones K. C., Semple K. T., 2000. Bioavailability of persistent organic pollutants in soils and
sediments- a perspective on mechanisms, consequences and assessment. Environmental Pollution
108(1): 103-112.
Rianawati E., Balasubramanian R., 2009. Optimization and validation of solid phase micro-extraction (SPME)
method for analysis of polycyclic aromatic hydrocarbons in rainwater and stormwater. Physics and
Chemistry of the Earth, 34(13-16): 857-865.
Rocher V., Azimi S., Moilleron R., Chebbo G., 2004. Hydrocarbons and heavy metals in the different sewer
deposits in the 'Le Marais' catchment (Paris, France): stocks, distributions and origins. Science of The
Total Environment 323(1-3): 107-122.
Røe Utvik T. I., Johnsen S., 1999. Bioavailability of polycyclic aromatic hydrocarbons in the North Sea.
Environmental Science & Technology 33(12): 1963-1969.
Rusina T., 2009. New methods of sampling and sample preconcentration of hydrophobic compounds in aquatic
ecosystems. Magnifying passive sampling aspects. Thèse: Centre de Recherche de Chimie
Environnementale et d'Ecotoxicologie (RECETOX), Brno, République Tchèque.
Rusina T. P., Smedes F., Klanova J., Booij K., Holoubek I., 2007. Polymer selection for passive sampling: a
comparison of critical properties. Chemosphere 68(7): 1344-1351.
Rust A. J., Burgess R. M., Brownawell B. J., McElroy A. E., 2004 b. Relationship between metabolism and
bioaccumulation of benzo[α]pyrene in benthic invertebrates. Environmental Toxicology and Chemistry
23(11): 2587-2593.
Rust A. J., Burgess R. M., McElroy A. E., Cantwell M. G., Brownawell B. J., 2004 a. Influence of soot carbon
on the bioaccumulation of sediment-bound polycyclic aromatic hydrocarbons by marine benthic
invertebrates: an interspecies comparison. Environmental Toxicology and Chemistry 23(11): 2594-
2603.
Sautour B., et Castel J., 1995. Comparative spring distribution of zooplankton in three macrotidal European
estuaries. Hydrobiologia 311(1-3): 139-151.
Savinov V. M., Savinova T. N., Carroll J., Matishov G. G., Dahle S., Naes K., 2000. Polycyclic aromatic
hydrocarbons (PAHs) in sediments of the White Sea, Russia. Marine Pollution Bulletin 40(10): 807-
818.
Schlautman M. A., et Morgan J. J., 1993. Effects of aqueous chemistry on the binding of polycyclic aromatic
hydrocarbons by dissolved humic materials. Environmental Science & Technology 27(5): 961-969.
Soclo H. H., Garrigues P., Ewald M., 2000. Origin of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in coastal
marine sediments: case studies in cotonou (Benin) and Aquitaine (France) areas. Marine Pollution
Bulletin 40(5): 387-396.
Stashenko E. E., Martinez J. R., 2007. Sampling volatile compounds from natural products with headspace/solid-
phase micro-extraction. Journal of Biochemical and Biophysical Methods 70(2): 235-242.
Stiles R., Yang I., Lippincott R. L., Murphy E., Buckley B., 2008. Measurement of drinking water contaminants
by solid phase microextraction initially quantified in source water samples by the USGS.
Environmental Science & Technology 42(8): 2976-2981.
Stout S. A., 2003. Applications of petroleum fingerprinting in known and suspected pipeline releases-two case
studies. Applied Geochemistry 18(6): 915-926.
Suess M. J., 1976. The environmental load and cycle of polycyclic aromatic hydrocarbons. Science of The Total
Environment 6(3): 239-250.
Références bibliographiques
181
Suteau P. M., et Narbonne J. F., 1988. Preliminary data on PAH metabolism in the marine mussel Mytilus
galloprovincialis from Arcachon Bay, France. Marine Biology 98(3): 421-425.
Tarazona J. V., Vega M. M., 2002. Hazard and risk assessment of chemicals for terrestrial ecosystems.
Toxicology 181-182: 187-191.
Thorsen W. A., Cope W. G., Shea D., 2004. Bioavailability of PAHs: effects of soot carbon and PAH source.
Environmental Science & Technology 38(7): 2029-2037.
Togola A., et Budzinski H., 2007. Development of polar organic integrative samplers for analysis of
pharmaceuticals in aquatic systems. Analytical Chemistry 79(17): 6734-6741.
Total Petroleum Hydrocarbon Criteria Working Group Series (TPHCWG). 1998. Analysis of petroleum
hydrocarbons in environmental media. Vol. 1.
Total Petroleum Hydrocarbon Criteria Working Group Series (TPHCWG). 1997. Selection of representative
TPH fractions based on fate and transport considerations. Vol. 3.
Troyat J. D., Pollution par hydrocarbures et transport maritime, [en ligne], <http: // www. afcan. org/
dossiers_juridiques/ pollution_transport. html> (consulté le 15 Septembre 2011).
Tusseau-Vuillemin M. H., Gourlay C., Lorgeoux C., Mouchel J. M., Buzier R., Gilbin R., Seidel J. L., Elbaz-
Poulichet F., 2007. Dissolved and bioavailable contaminants in the Seine river basin. Science of The
Total Environment 375(1-3): 244-256.
Tusseau-Vuillemin M. H., et Le Réveillé G., 2001. Le carbone organique biodégradable dans les eaux traitées
des stations d’épuration du bassin de la Seine. Ingénieries, 25: 3-12.
Union Européenne. 2008. Directive 2008/105/CE du parlement européen et du conseil du 16 décembre 2008
établissant des normes de qualité environnementale dans le domaine de l’eau, modifiant et abrogeant les
directives du Conseil 82/176/CEE, 83/513/CEE, 84/156/CEE, 84/491/CEE, 86/280/CEE et modifiant la
directive 2000/60/CE. Journal officiel de l’Union européenne L 348/84.
US-EPA. 1998. Guidelines for ecological risk assessment. EPA/630/R-95/002F, Federal Register 63(93):26846-
26924.
US-EPA. 2003. Procedures for the derivation of equilibrium partitioning sediment benchmarks (ESBs) for the
protection of benthic organisms: PAH Mixtures. EPA/600/R-02/013.
Ulrich S., 2000. Solid-phase microextraction in biomedical analysis. Journal of Chromatography A 902(1): 167-
194.
van de Meent D., Hollander A., Comber M., Parkerton T., 2009. Environmental fate factors and human intake
fractions for risk assessment of petroleum products. Integrated Environmental Assessment and
Management 6(1): 135-144.
Van Hoof P. L., Kukkonen J. V. K., Landrum P. F., 2001. Impact of sediment manipulation on the
bioaccumulation of polycyclic aromatic hydrocarbons from field-contaminated and laboratory-dosed
sediments by an oligochaete. Environmental Toxicology and Chemistry 20(8): 1752-1761.
Veith G. D., Mekenyan O. G., Ankley G. T., Call D. J., 1995. A QSAR analysis of substituent effects on the
photoinduced acute toxicity of PAHs. Chemosphere 30(11): 2129-2142.
Venkatesan M. I., 1988. Occurrence and possible sources of perylene in marine sediments-a review. Marine
Chemistry 25(1): 1-27.
Références bibliographiques
182
Vrana B., Allan I. J., Greenwood R., Mills G. A., Dominiak E., Svensson K., Knutsson J., Morrison J.,
Greenwood R., 2005 a. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC- Trends
in Analytical Chemistry 24(10): 845-868.
Vrana B., Mills G. A., Dominiak E., Greenwood R., 2006 a. Calibration of the Chemcatcher passive sampler for
the monitoring of priority organic pollutants in water. Environmental Pollution 142(2): 333-343.
Vrana B., Mills G., Greenwood R., Knutsson J., Svensson K., Morrison G., 2005 b. Performance optimisation of
a passive sampler for monitoring hydrophobic organic pollutants in water. Journal of Environmental
Monitoring 7(6): 612-620.
Vrana B., Paschke. H., Paschke. A., Popp P., Schuurmann G., 2005 c. Performance of semipermeable membrane
devices for sampling of organic contaminants in groundwater. Journal of Environmental Monitoring
7(5): 500-508.
Vrana B., Paschke A., Popp P., 2006 b. Calibration and field performance of membrane-enclosed sorptive
coating for integrative passive sampling of persistent organic pollutants in water. Environmental
Pollution 144(1): 296-307.
Vrana B., Popp P., Paschke A., Schüürmann G., 2001. Membrane-enclosed sorptive coating. An integrative
passive sampler for monitoring organic contaminants in water. Analytical Chemistry 73(21): 5191-
5200.
Wang X. C., Sun S., Ma H. Q., Liu Y., 2006. Sources and distribution of aliphatic and polyaromatic
hydrocarbons in sediments of Jiaozhou Bay, Qingdao, China. Marine Pollution Bulletin 52(2): 129-138.
Wang Z., Fingas M., Page D. S., 1999. Oil spill identification. Journal of Chromatography A 843(1-2): 369-411.
Wang Z., Li K., Fingas M., Sigouin L., Ménard L., 2002. Characterization and source identification of
hydrocarbons in water samples using multiple analytical techniques. Journal of Chromatography A
971(1-2): 173-184.
Weiβ H., Schirmer K., Bopp S., Grathwohl P., 2007. Use of ceramic dosimeters in water monitoring. In
Comprehensive Analytical Chemistry, Vol. 48: Passive Sampling Techniques in Environmental
Monitoring, pp 279-293. Edited by: Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first edition).
Wennrich L., Vrana B., Popp P., Lorenz W., 2003. Development of an integrative passive sampler for the
monitoring of organic water pollutants. Journal of Environmental Monitoring 5(5): 813-822.
Weston D. P., et Mayer L. M., 1998. Comparison of in vitro digestive fluid extraction and traditional in vivo
approaches as measures of polycyclic aromatic hydrocarbon bioavailability from sediments.
Environmental Toxicology and Chemistry 17(5): 830-840.
WHO. 1998. Selected non-heterocyclic polycyclic aromatic hydrocarbons. Environmental Program on Chemical
Safety, Environmental Health Criteria monograph 202.
Wicke D., Bockelmann U., Reemtsma T., 2007. Experimental and modeling approach to study sorption of
dissolved hydrophobic organic contaminants to microbial biofilms. Water Research 41(10): 2202-2210.
Willett K. L., Wassenberg D., Lienesch L., Reichert W., Di Giulio R. T., 2001. In vivo and in vitro inhibition of
CYP1A-dependent activity in Fundulus heteroclitus by the polynuclear aromatic hydrocarbon
fluoranthene. Toxicology and Applied Pharmacology 177(3): 264-271.
Witt G., 2002. Occurrence and transport of polycyclic aromatic hydrocarbons in the water bodies of the Baltic
Sea. Marine Chemistry 79(2): 49-66.
Références bibliographiques
183
Xia X., Li G., Yang Z., Chen Y., Huang G. H., 2009. Effects of fulvic acid concentration and origin on
photodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons in aqueous solution: Importance of active
oxygen. Environmental Pollution 157(4): 1352-1359.
Yamada M., Takada H., Toyoda K., Yoshida A., Shibata A., Nomura H., Wada M., Nishimura M., Okamoto K.,
ohwada K., 2003. Study on the fate of petroleum-derived polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) and
the effect of chemical dispersant using an enclosed ecosystem, mesocosm. Marine Pollution Bulletin
47(1-6): 105-113.
Yang X., Peppard T., 1995. Solid-phase microextraction flavor compounds- a comparison of two fiber coatings
and a discussion of the rules of thumb for adsorption. LC.GC 13(11): 882-886.
Yunker M. B., et Macdonald R. W., 1995. Composition and origins of polycyclic aromatic hydrocarbons in the
Mackenzie river and on the Beaufort sea shelf. Arctic 48(2): 118-129.
Yunker M. B., Macdonald R. W., Vingarzan R., Mitchell R. H., Goyette D., Sylvestre S., 2002. PAHs in the
Fraser River basin: a critical appraisal of PAH ratios as indicators of PAH source and composition.
Organic Geochemistry 33(4): 489-515.
Yunker M. B., Snowdon L. R., Macdonald R. W., Smith J. N., Fowler M. G., Skibo D. N., McLaughlin F. A.,
Danyushevskaya A. I., Petrova V. I., Ivanov G. I., 1996. Polycyclic aromatic hydrocarbon composition
and potential sources for sediment samples from the Beaufort and Barents seas. Environmental Science
& Technology 30(4): 1310-1320.
Zeng E. Y., Tsukada D., Diehl D. W., 2004. Development of a solid-phase microextraction-based method for
sampling of persistent chlorinated hydrocarbons in an urbanized coastal environment. Environmental
Science & Technology 38(21): 5737-5743.
Zhang Z., et Pawliszyn J., 1993. Headspace solid-phase microextraction. Analytical Chemistry 65(14): 1843-
1852.
Zhang Z., Hibberd A., Zhou J. L., 2008. Analysis of emerging contaminants in sewage effluent and river water:
Comparison between spot and passive sampling. Analytica Chimica Acta 607(1): 37-44.
Zuo Q., Duan Y. H., Yang Y., Wang X. J., Tao S., 2007. Source apportionment of polycyclic aromatic
hydrocarbons in surface soil in Tianjin, China. Environmental Pollution 147(2): 303-310.
184
185
Chapitre III :
Résultats
Ce chapitre présente les résultats des travaux de thèse effectués sous forme de publications.
Les deux premières concernent les développements méthodologiques réalisés au laboratoire
pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils dans les phases dissoute et sédimentaire
(publication n° 1) ; et ceux pour l’échantillonnage des Hydrocarbures Aromatiques
Polycycliques (HAP) dans la phase dissoute (publication n° 2). La troisième publication
présente une étude en conditions semi-contrôlées des échantillonneurs passifs développés au
préalable en laboratoire (POCIS-« like ») pour les HAP. Les trois dernières publications
s’intéressent à la caractérisation des HAP dans deux écosystèmes aquatiques français (le
bassin d’Arcachon et l’estuaire de la Gironde) avec un intérêt particulier pour l’utilisation des
échantillonneurs passifs dans le but de mesurer la contamination de la phase dissoute. La
publication n° 4 s’intéresse à l’application des membranes semi-perméables (SPMD) et des
gommes de silicone dans l’environnement ainsi qu’à l’évaluation de leurs capacités
biomimétiques. La publication n° 5 expose la démarche d’utilisation des SPMD. La
publication n° 6 présente la validation in-situ des POCIS-« like » et leur comparaison avec les
SPMD.
186
Chapitre III : Résultats
187
Chapitre III : Résultats
Liste des publications
PUBLICATION n° 1 : Optimisation, validation et application d’une méthodologie de
microextraction sur phase solide en mode espace de tête couplée à la chromatographie en
phase gazeuse et à la spectrométrie de masse (HS-SPME-GC-MS) et à la spectrométrie de
masse en tandem (HS-SPME-GC-MS-MS) pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers
volatils dans les phases dissoute et sédimentaire du système aquatique.
PUBLICATION n° 2 : Développements des versions adaptées du « Polar Organic
Chemical Integrative Sampler » (POCIS) pour l’échantillonnage des Hydrocarbures
Aromatiques Polycycliques dans le système aquatique.
PUBLICATION n° 3 : Etude du comportement des versions adaptées du POCIS pour
l’échantillonnage des HAP à travers leurs applications dans des expérimentations en
conditions semi-contrôlées. Effets d’une contamination discontinue ou accidentelle.
PUBLICATION n° 4 : Etude de la contamination en HAP dans le bassin d’Arcachon
durant l’été 2010. Couplage des approches d’échantillonnage passif et d’accumulation
biologique.
PUBLICATION n° 5 : Etude de la contamination en HAP dans la phase dissoute de
l’estuaire de la Gironde. Couplage avec une approche intégrative au cours du temps pour la
détermination des concentrations « libres » dissoutes et moyennées.
PUBLICATION n° 6 : Application environnementale des versions adaptées de
POCIS développées en laboratoire ou POCIS-« like » pour l’échantillonnage des HAP dans
les systèmes aquatiques. Comparaison avec les SPMD.
Chapitre III : Résultats
188
I- Publication n° 1 : Optimisation, validation et application d’une
méthodologie de microextraction sur phase solide en mode espace de
tête couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la
spectrométrie de masse (HS-SPME-GC-MS) et à la spectrométrie de
masse en tandem (HS-SPME-GC-MS-MS) pour l’analyse des
hydrocarbures pétroliers volatils dans les phases dissoute et
sédimentaire du système aquatique
Chapitre III : Résultats
189
Optimization, validation and application of a Headspace Solid-Phase
Microextraction method coupled to gas chromatography-mass
spectrometry (HS-SPME-GC-MS) and tandem mass spectrometry (HS-
SPME-GC-MS-MS) for the analysis of volatile petroleum hydrocarbons in
the dissolved and sedimentary phases of the aquatic system
Ninette ABOU MRAD1, Karyn LE MENACH
1, Kévin CAILLEAUD
2, Hélène
BUDZINSKI1*
1Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS),
Equipe Laboratoire de Physico- et Toxico-Chimie de l’Environnement (LPTC), CNRS, university
Bordeaux 1, 351, cours de la Libération, 33405 Talence cedex, France.
2 TOTAL Petrochemicals, pôle de Recherche et de Développement Mont Lacq, BP 47-64170 Lacq,
France.
*Corresponding author. Tel: 33 5 56 84 69 98; Fax: 33 5 56 84 69 98
E-mail address: h.budzinski@epoc.u-bordeaux1.fr
Abstract
This paper describes the development and validation of the Headspace Solid Phase
Microextraction (HS-SPME) coupled to gas chromatography and mass spectrometry (GC-
MS) and tandem mass spectrometry (MS-MS) for the analysis of the gasoline fraction
hydrocarbons (C6-C10) in water and sedimentary phases. The extraction efficiency of water
samples, spiked with 21 aromatic and saturated compounds at three concentration levels
(100 ng.L-1
, 500 ng.L-1
and 1000 ng.L-1
) ranged between 66 and 110 % with relative standard
Chapitre III : Résultats
190
deviations below 13 % for concentrations higher than detection limits, while recoveries in
sediment samples, spiked with the same compounds at 10 ng.g-1
and 100 ng.g-1
ranged
between 95 and 114 % with relative standard deviations below 23 %. A good linearity was
established in the range between 10 ng.L-1
and 1500 ng.L-1
in the water phase and in the range
between 5 and 200 ng.g-1
in the sedimentary phase, with R2
> 0.999 for the majority of the
studied compounds. Detection limits were below 4 ng.L-1
for most of the aromatics and
between 4 and 590 ng.L-1
for aliphatics in the water phase. In the sedimentary phase,
detection limits were below 6 ng.Kg-1
wet weight for most of the aromatics and below
90 ng.Kg-1
wet weight for aliphatics. Compared to GC-MS, the developed GC-MS-MS
method showed enhanced selectivity and overcame interference problems issued from
complex petroleum mixtures found in the environmental samples. The HS-SPME method was
extended to 21 other compounds characterizing mid-distillate fraction hydrocarbons, and
showed good performances. The method demonstrated its successful application in the
screening and quantitative analysis of volatile hydrocarbons in the water and sedimentary
phases during experiments under semi-controlled conditions, where petroleum products were
injected in flow through systems at different concentrations.
Keywords: Petroleum hydrocarbons, volatile organic compounds (VOCs), headspace solid
phase microextraction (HS-SPME), water, sediments.
Chapitre III : Résultats
191
I- Introduction
Release of crude oil and its refined products is the most common source of both
episodic and chronic hydrocarbon pollution problems in the oceans, lakes, rivers and
groundwaters. Under Hazard and Risk Assessment procedures, as well in routine monitoring
programs or emergency spill situations, these hazardous substances need to be monitored in
the different compartments where they partition after their introduction into the aquatic
system. The analytical methodologies used in an environmental site evaluation should on one
hand identify the presence of the contaminants and their profile distribution pattern, and on
another hand determine their concentrations after the oil weathering. These steps are crucial
since they allow characterizing the contamination sources and measuring exposure
concentrations, two key parameters in the site remediation procedures and ecotoxicological
risk assessment.
Oil composition varies widely according to the oil source and the geologic
environment in which they migrated (Wang et al., 2002). Their refined products are typically
constituted of C3-C12 carbon range when it comes to light distillates like automotive
gasoline, or of a broader carbon range (C6-C26) when it comes to mid-range distillates like
kerosene and jet fuel. In order to have a comprehensive picture of the contamination status, it
is relevant to study the whole range or spectrum of compounds. However, the gasoline range
hydrocarbons C5-C10 typically constitutes between 20 and 40 % of most crude oils, and
many of the higher petroleum fractions are refined to break their larger molecules into
constituent products of the gasoline range (Harris et al., 1999). For these reasons and for a
rapid screening but effective purpose, it is sufficient to identify and characterize this fraction
range, which is mainly constituted of linear, branched and cyclic aliphatic structures, as well
as monoaromatic compounds (Abrams et al., 2009).
Different methodologies have been applied for the analysis of volatile hydrocarbons in
environmental matrices, mainly headspace analysis (< C5), and solvent extraction (> C15+)
(Abrams, 2005). Harris et al. (1999) were the first to report Headspace Solid Phase
Microextraction (HS-SPME) for the analysis of gasoline range hydrocarbons in crude oil
mainly to avoid losses of the high vapor pressure compounds relatively to the C15+
compounds by solvent extraction, and to improve the method effectiveness for compounds in
the C8-C12 range which have higher boiling points than the compounds in the C1-C5 range
Chapitre III : Résultats
192
(Abrams & Dahdah, 2010) and whose analysis by conventional headspace does not seem
effective. This interesting approach was then applied in the analysis of volatile compounds in
complex matrices containing petroleum. Studies reported its application in environmental
monitoring and laboratory studies with water accommodated fractions (Llompart et al., 1998),
water samples (Wang et al., 2002; Jaraula et al., 2008), ice samples (Jaraula et al., 2008), soil
and clay samples (Zhang & Pawliszyn, 1993 a), sludge samples (Zhang & Pawliszyn, 1993 a)
and sediment samples (Jaraula et al., 2008; Abrams et al., 2009). HS-SPME is a non-
exhaustive extraction method, based on the partitioning of analytes between the matrix and
the fiber coating till equilibrium is reached (Lord & Pawliszyn, 2000). It depends on the
equilibrium between the matrix and the analytes in the gas phase thus on the compound
volatilities and the matrix properties, and depends also on the equilibrium between the gas
phase and the fiber coating that is related to the compounds affinity for the fiber coating
(Zhang & Pawliszyn, 1993 b).
The present study aims to optimize and validate the performance of the HS-SPME
coupled to gas chromatography with a mass spectrometer detector (GC-MS) for the analysis
of the gasoline fraction in the dissolved and sedimentary compartments of the aquatic system.
The method is applied in a further step on a wider range of petroleum hydrocarbons reaching
C19. Nevertheless, and even though HS-SPME-GC-MS procures resolved peaks in the range
of the hydrocarbons studied, its use may be restricted by the presence of complex petroleum
mixtures leading to interferences in sample analysis. To overcome this problem, a second part
of this paper reports the development of an HS-SPME-GC methodology for the gasoline
hydrocarbons range coupled to tandem mass spectrometry (MS-MS). Applications of the
developed methodologies are described in a case study including different petroleum
contaminated sample types such as Water Accomodated Fractions (WAFs) as well as water
and sedimentary compartments of a semi-controlled condition experiments.
II- Experimental
II-1- Materials
Aromatic compounds and saturated aliphatics < C10 were acquired from Cluzeau Info
Labo (Sainte Foy La Grande, France). Aromatics were purchased in a mixture of “Volatile
Chapitre III : Résultats
193
aromatics and unsaturated organic compounds Mix1” in methanol at 200 mg.L-1
for each
compound: (benzene, toluene, ethylbenzene, o-xylene, p+m-xylene, isopropylbenzene, n-
propylbenzene, 1,3,5-trimethylbenzene, terbutylbenzene, 1,2,4-trimethylbenzene, sec-
butylbenzene, 4-isopropyltoluene, butylbenzene, naphthalene and other compounds not
studied herein), while saturated aliphatics < C10 were purchased pure liquids (hexane,
heptane, methylcyclohexane, octane, nonane, decane). Other aliphatics such as undecane,
dodecane, tridecane, tetradecane, pentadecane, hexadecane, heptadecane, octadecane,
nonadecane were purchased in a mixture of “DRO” in hexane and individual internal
standards were purchased pure from Cluzeau Info Labo (Sainte Foy La Grande, France).
1,4- dimethyltetraline; 1,1,6-trimethyltetraline; 2,6,10-trimethyldodecane; trans-decaline;
2- methylundecane; hexylbenzene; 2-methylundecane and 1-methyldecaline were purchased
in isooctane individual solutions; 2,2,5-trimethylhexane; 2-methylnonane and
1,1,3- trimethylcyclohexane were purchased in cyclohexane individual solutions;
3 ethyltoluene was purchased as a pure liquid and pentylbenzene in hexane solution, all from
Chiron (Trondheim, Norway). All standards had purities exceeding 98 %. Working solutions
were prepared in HPLC gradient grade methanol acquired from J.T.Baker (Atlantic Labo,
Bruges, France) or in HPLC grade 2-propanol acquired from Scharlau (Atlantic Labo, Bruges,
France). The SPME (PDMS 100 µm Merlin and PDMS/DVB 65 µm) were purchased from
Supelco (Sigma Aldrich, Saint Quentin Fallavier, France).
II- 2- Laboratory developments
II- 2- a- Preparation and extraction protocol: HS-SPME
The same extraction protocol and the same method of analysis were applied for both
water and sediment samples. 10 mL of water (milli Q) were placed in a 22 mL SPME vial,
while 3 g of wet homogenized sediment were placed in a 10 mL SPME vial. Sediments were
left wet to avoid losses of volatiles during the freeze-drying step, and to improve the
extraction efficiency since water promotes the release of volatiles from the sediment into the
headspace (Llompart et al., 1999). Prior to extraction, samples were spiked gravimetrically
with a solution of internal standards in methanol. Automated extraction was carried out using
a CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL) with a temperature controlled simple
Chapitre III : Résultats
194
magnet mixer tray. The sample was shaken for 5 min at 50 °C in the agitator of the
autosampler for incubation (250 rpm, agitator on time: 20 s, agitator off time 5 s). After the
fiber preconditioning under helium flow according to the manufacturer’s instructions: 30 min,
250 °C (either for PDMS 100 µm or PDMS/DVB 65 µm which were both tested), the fiber
was exposed to the headspace of the sample, where the extraction lasted 40 min at 50 °C. The
extraction was performed with agitation at 250 rpm in cycles of 20 s on and 5 s off. Once the
extraction completed, the fiber was immediately retracted back into the needle and transferred
without delay to the GC injector where it was desorbed for 20 min at 220 °C. Many fiber
blanks were run during sample analysis sequences to reduce the presence of contaminants and
ensure the absence of carry over.
The application of HS-SPME parameters such as temperature, extraction time and
rotation speed obtained from the literature gave satisfactory results either in the water phase
or the sediments (see section II-3-a). For this reason no further optimization steps in these
parameters were established. However, many fiber coatings have been reported in the
literatures for the sampling of volatile hydrocarbons in environmental samples. To determine
the effect of the fiber coating on the overall performance of the extraction of target
compounds in this study, replicate (n = 3) spiked milli-Q water samples at 700 ng.L-1
of each
compound were extracted with two fiber types: the PDMS 100 µm Merlin and the
PDMS/DVB 65 µm. The first was chosen due to its wide application for the sampling of
petroleum hydrocarbons (SUPELCO, 1998; Harris et al., 1999; Jaraula et al., 2008; Abrams et
al., 2009). Its important thickness enhances the retention of highly volatile compounds
(Stashenko & Martinez, 2007). The second was tested based on previous internal laboratory
studies where it showed a high sensitivity for volatile compounds.
II- 2- b- GC-MS analysis
Analyses were conducted with a gas chromatograph (model GC 7890 A, MS 5975 C
inert XL EI/CI triple axis detector, Agilent Technologies) (Waghaeusel, Germany). The
injector temperature was maintained at 220 °C. Separation of analytes was achieved using a
DB-624 capillary column (6 % cyanopropyl-phenyl, 94 % dimethylsiloxane phase; 30 m
x 0.32 mm i.d. x 1.8 µm film thickness) purchased from Agilent Technologies (Massy,
France). The temperature program started at 30 °C and was held for 10 min, was then
Chapitre III : Résultats
195
increased at the rate of 10 °C/min to 100 °C and held for 5 min, subsequently raised at the rate
of 25 °C/min to 260 °C and kept isothermal for 11 min. The GC-MS transfer line temperature
was set at 260 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization
mode. The signal was collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of
230 °C and a quadrupole temperature of 150 °C. The mass spectrometer was operated in the
selected ion monitoring mode (SIM), with a dwell time of 40 ms.
Separated analytes including the gasoline fraction hydrocarbons as well as other
abundant and critical hydrocarbons of the mid-distillate fractions are presented in table 1,
which groups their retention times, their selected quantification and confirmation ions and the
internal standards used for their quantification.
Table 1: GC-MS developed method for the analysis of volatile petroleum hydrocarbons.
Compound Retention time
(min)
Quantification
ion (m/z)
Confirmation
ion (m/z) Internal standard
Hexane 2.9 57 86 Hexane-d14
Benzene 7.7 78 - Benzene-d6
Heptane 9.3 43 100 Heptane-d16
Methylcyclohexane 11.4 83 98 Methylcyclohexane-d11
2,2,5-trimethylhexane 14.3 57 128 o-xylene-d6
Toluene 14.5 91 92 Toluene-d8
Octane 15.0 43 114 Octane-d18
1,1,3-trimethylcyclohexane 16.3 111 126 o-xylene-d6
Ethylbenzene 17.4 91 106 Ethylbenzene-d10
p+m-xylene 17.7 91 106 o-xylene-d6
Nonane 17.9 57 128 Nonane-d20
o-xylene 18.5 91 106 o-xylene-d6
Isopropylbenzene 19.5 105 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12
2-methylnonane 20.1 43 142 Naphtalene-d8
n-propylbenzene 20.7 91 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12
3-ethyltoluene 21.1 105 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12
1,3,5-trimethylbenzene 21.3 105 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12
Decane 21.6 57 142 Decane-d22
Terbutylbenzene 22.4 119 134 1,3,5-trimethylbenzene-d12
1,2,4-trimethylbenzene 22.6 105 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12
Sec-butylbenzene 22.9 105 134 Isopropyltoluene-d14
4-isopropyltoluene 23.3 119 134 Isopropyltoluene-d14
2-methyldecane 23.6 43 156 Decane-d22
Trans-decaline 23.8 138 81 o-xylene-d6
Butylbenzene 24.0 91 134 Isopropyltoluene-d14
Chapitre III : Résultats
196
Compound Retention time
(min)
Quantification
ion (m/z)
Confirmation
ion (m/z) Internal standard
Undecane 24.2 57 156 Dodecane-d26
1-methyldecaline 24.7 152 67 Dodecane-d26
2-methylundecane 25.1 43 170 Dodecane-d26
n-pentylbenzene 25.3 91 148 Dodecane-d26
Dodecane 25.5 57 170 Dodecane-d26
Naphtalene 26.3 128 - Naphtalene-d8
1-hexylbenzene 26.3 91 162 Tetradecane-d30
Tridecane 26.3 57 184 Tetradecane-d30
1,4-dimethyltetraline 26.6 145 160 Tetradecane-d30
2,6,10-trimethyldodecane 26.9 57 212 Tetradecane-d30
Tetradecane 27.0 57 198 Tetradecane-d30
1,1,6-trimethyltetraline 27.1 159 174 Tetradecane-d30
Pentadecane 27.6 57 212 Pentadecane-d32
Hexadecane 28.2 57 226 Hexadecane-d34
Heptadecane 28.7 57 240 Hexadecane-d34
Octadecane 29.3 57 254 Eicosane-d42
Nonadecane 29.9 57 268 Eicosane-d42
Internal standards
Hexane-d14 2.6 66 100 -
Benzene-d6 7.5 84 - -
Heptane-d16 8.4 50 116 -
Methylcyclohexane-d11 11.0 94 109 -
Toluene-d8 14.4 98 100 -
Octane-d18 14.6 50 132 -
o-xylene-d6 18.4 94 112 -
Ethylbenzene-d10 17.3 98 116 -
Nonane-d20 17.5 50 148 -
Decane-d22 20.9 66 164 -
1,3,5-trimethylbenzene-d12 21.0 114 132 -
Isopropyltoluene-d14 23.1 130 148 -
Naphtalene-d8 26.0 136 - -
Dodecane-d26 25.2 66 196 -
Tetradecane-d30 26.9 66 228 -
Pentadecane-d32 27.5 66 244 -
Hexadecane-d34 28.0 66 260 -
Eicosane-d42 30.3 66 324 -
Chapitre III : Résultats
197
II- 2- c- HS-SPME-GC-MS-MS
The complexity of petroleum matrices may cause interferences in the identification
and quantification of target analytes. For this purpose, an HS-SPME-GC-MS-MS
methodology was developed for the gasoline hydrocarbons range to increase the selectivity in
sample analysis. The same extraction procedure as well as the GC parameters previously
detailed with the HS-SPME-GC-MS were also applied with the GC-MSMS method (model
GC 7890 A, C series, MSD 7000 A triple quadrupole Electronic Impact, Agilent
Technologies) (Waghaeusel, Germany). Method development included the selection of
precursor ions which were among the most intense characteristic ions in the mass spectrum of
the compounds obtained when the GC-MS-MS was operated in the SIM mode. The second
step consisted of determining product ions by conducting daughter scan analysis at different
energy collisions. The most efficient MS/MS precursor ion → product ion transitions (the
most abundant and those ensuring unambiguous identification of target analytes) were then
selected, one transition for the quantification and one for the qualification of target
compounds (table 2). The electronic energy impact was maintained at 70 eV. However, and
due to the low energy fragmentation of the saturated aliphatics, a reduction of the electronic
energy impact to 50 eV was tested, but no significant differences were observed in the
sensitivity of the multiple reaction monitoring (MRM) transitions.
Method performance was assessed on replicate spiked wet sediments (n = 3) at
50 ng.g-1
and at 250 ng.g-1
, and the stability of ion ratios for all target analytes as well as the
injection repeatability mainly for saturated aliphatics were assessed by standard solution
replicate injections (n = 3) at different concentrations in 2-propanol, ranging from 5 ng.g-1
to
5 µg.g-1
.
Chapitre III : Résultats
198
Table 2: GC-MS-MS developed method for the analysis of volatile petroleum hydrocarbons.
Compound Retention
time (min)
Quantification transition
product ion>precursor ion Dwell (ms)
Collision
energy (V)
Confirmation transition
product ion>precursor ion Dwell (ms)
Collision
energy (V)
Ratio quantification
transition
area/confirmation
transition area
Benzene-d6 6.5 84>56 10 17 84>82 10 20 26
Benzene 6.7 78>52 10 17 78>77 10 15 43
Heptane-d16 7.3 82>50 10 5 50>46 10 5 54
Heptane 8.1 71>43 10 2 100>43 10 1 10
Methylcyclohexane-d11 9.6 94>62 10 7 109>94 10 1 57
Methylcyclohexane 10.2 83>55 10 5 98>83 10 1 69
Toluene-d8 13.7 100>98 10 15 98>70 10 17 54
Toluene 13.8 92>91 10 10 91>65 10 17 62
Octane-d18 14.0 98>50 10 5 82>50 10 5 67
Octane 14.4 85>43 10 5 71>43 10 5 55
Ethylbenzene-d10 16.8 98>70 10 17 116>98 10 5 88
Ethylbenzene 16.9 106>91 10 10 91>65 10 17 87
Nonane-d20 17.0 50>46 10 5 98>50 10 5 91
p+m-xylene 17.1 106>91 10 10 91>65 10 17 68
Nonane 17.3 85>43 10 5 57>41 10 5 76
o-xylene-d6 17.7 112>95 10 10 94>67 10 15 58
o-xylene 17.8 106>91 10 10 91>65 10 17 68
Isopropylbenzene 18.5 105>77 10 15 120>105 10 5 76
n-propylbenzene 19.7 91>65 10 17 120>91 10 5 65
1,3,5-triméthylbenzene-d12 19.9 132>114 10 15 114>82 10 15 97
Decane-d22 19.9 82>50 10 5 66>46 10 7 78
1,3,5-trimethylbenzene 20.2 120>105 10 10 105>77 10 15 114
Decane 20.5 71>43 10 2 85>43 10 5 71
Terbutylbenzene 21.2 119>91 10 10 91>65 10 17 29
Chapitre III : Résultats
199
Compound Retention
time (min)
Quantification transition
product ion>precursor ion Dwell (ms)
Collision
energy (V)
Confirmation transition
product ion>precursor ion Dwell (ms)
Collision
energy (V)
Ratio quantification
transition
area/confirmation
transition area
1,2,4-trimethylbenzene 21.4 120>105 10 10 105>77 10 15 85
Sec-butylbenzene 22 105>77 10 15 105>79 10 12 69
Isopropyltoluene d14 22.2 130>98 10 15 148>130 10 7 48
4-isopropyltoluene 22.5 119>91 10 10 119>117 10 10 39
Butylbenzene 23.4 92>91 10 10 91>65 10 17 63
Naphtalene d8 25.5 136>136 10 10 136>108 10 10 17
Naphtalene 25.6 128>128 10 15 128>102 10 15 34
Chapitre III : Résultats
200
II- 3- Method validation
Validation of the HS-SPME protocol for the gasoline fraction hydrocarbons was
conducted on the GC-MS system, and included the determination of method accuracy
(precision and trueness), extraction recoveries, linearity range, limits of detection, limits of
quantification and matrix effect assessment.
II- 3- a- Accuracy, Precision and Recovery
Recovery studies were performed at three different levels of analyte concentrations in
the dissolved phase: 100 ng.L-1
, 500 ng.L-1
and 1000 ng.L-1
. For this purpose, two 60 mL
milli-Q water sample batches A and B were spiked with parent and deuterated compounds,
and then dispatched each into 6 samples. A fraction of 10 mL water sample was placed in a
22 mL headspace vial. The first triplicate of samples A was analyzed on day T and used to
calculate analytes’ response factors while the first triplicate of samples B was used to
calculate analytes’ recoveries at the same day. These samples were also used to assess the
intra-day repeatability of the method. In the same manner, the three other triplicates of A and
B were analyzed at T+1 to evaluate the reproducibility or inter-day precision of the method.
The repeatability limit (r) was calculated following equation 1, and the reproducibility limit
(R) was calculated using equation 2 (CITAC & EURACHEM, 2002).
(1)
Where SDr is the repeatability standard deviation.
(2)
Where SDR is the reproducibility standard deviation.
Concerning the sedimentary phase, recovery studies were performed at two different
concentration levels: 10 ng.g-1
and 100 ng.g-1
wet weight. Three samples were analyzed on
day T to calculate response factors and three others to calculate recoveries and method
repeatability. The same procedure was repeated at day T+1 to evaluate the inter-day precision.
The spiking protocol included the homogenization of the wet sample sediment, placing an
Chapitre III : Résultats
201
aliquote of 3 g (wet weight) in a 10 mL SPME vial, and fortifying it with native and
deuterated compounds.
II- 3- b- Linearity
To verify the linear range of the method in the dissolved phase, 6 concentration levels
were each measured three times (prepared from independent solutions and not each level
measured three times): 10 ng.L-1
, 50 ng.L-1
, 100 ng.L-1
, 500 ng.L-1
, 1000 ng.L-1
and
2000 ng.L-1
. Concerning the sedimentary phase, the same procedure as the one of the water
phase was applied, but with 5 calibration levels: 5 ng.g-1
, 10 ng.g-1
, 50 ng.g-1
, 100 ng.g-1
and
200 ng.g-1
wet weight sediment.
II- 3- c- Limit of detection (LOD) and limit of quantification (LOQ)
The limit of detection is the lowest concentration of an analyte that can be detected
with a reasonable statistical certainty. The limit of quantification corresponds to the lowest
concentration determined quantitatively with acceptable trueness and repeatability (Taverniers
et al., 2004). Detection limits and quantification limits were calculated based on
chromatographic measures using the signal to noise ratio (S/N) and following equations 3 and
4:
⁄
(3)
C is the lowest calibration curve level for which an analyte is detected.
⁄
(4)
These measures were repeated three times since each calibration point was measured in
triplicate.
Chapitre III : Résultats
202
II- 3- d- Matrix effects and Ruggedness
The matrix effects were assessed by comparing the response of target analytes in milli-
Q water to those obtained with natural fresh water at three concentration levels: 100 ng.L-1
,
500 ng.L-1
and 1000 ng.L-1
. Each concentration level was replicated (n = 3) with both water
sample types.
The ruggedness of the method was studied through the test of matrix effects, by the
evaluation of the resulting incidence of matrix changing on the precision and trueness
(EURACHEM, 1998; Thompson et al., 2002).
II- 4- Extended application of the validated method
The application of the method developed initially for the gasoline fraction
hydrocarbons was extended to cover a wider range of compounds, mainly those characterizing
mid-distillate petroleum refined products such as kerosene. For this purpose, GC-MS
development was carried out to determine individual components, and spiked water samples
at 1600 ng.L-1
were used to calculate the extraction efficiency of the method regarding these
new compounds.
II- 5- Application in semi-controlled conditions
To ascertain the performance of the developed method for the analysis of volatiles in
different environmental samples with various characteristics, degrees of complexity and
contaminant concentration levels, its applicability was tested in semi-controlled condition
experiments. These latter were held in open dynamic artificial rivers or channels known as
“Rivières Pilotes” at the experimental site of TOTAL “petrochemicals” (Mont Lacq, France).
These channels contain a sediment layer and natural fresh water that flows under a constant
and controlled flow through rate. In this system, contamination solutions can be injected at a
constant flow via simple or sizzling pumps placed upstream the channels. At the end of the
channels, contaminated water is evacuated either directly into a river current, towards a
Chapitre III : Résultats
203
macrophyte laguna or a wastewater treatment plant, depending on the water contamination
level or the used compounds/products.
Samples used in this study to test the applicability of the developed method were
obtained during two experiments conducted in 2008 and 2009. The first consisted of injecting
a light distillate gasoline fraction in the channels, while in the second, a mid-distillate
petroleum fraction (kerosene jet A) was used. In both experiments, the contamination spanned
a wide range of concentrations. Target concentrations in the channels were of 0.01 mg.L-1
,
0.2 mg.L-1
, 2 mg.L-1
and 20 mg.L-1
. Control channels (channels where no petroleum fractions
were injected) were performed in parallel of the contaminated channels, which were
duplicated at all concentration levels in both experiments, except for the 2 mg.L-1
and the
20 mg.L-1
channels in the kerosene experiment that were triplicated. Experiments lasted 28
days, where the contamination solutions were continuously injected in the channels, followed
by a two weeks decontamination phase, in which the system was left to “depurate”. Water and
sediments were sampled at T0, T7, T14, T21, T28, T35 and T42 days of the experiments.
Water accommodated fractions (WAFs) were also prepared in the context of the study to test
the soluble fraction of each injected product and compare the results obtained with those of
the flow through dynamic pilot systems. WAF samples constituted also a test matrix for the
SPME evaluation.
III- Results
III-1- Performance of the HS-SPME: fiber coating selection
The examination of the extraction efficiency of both fibers tested shows that the best
performance in terms of sensitivity for the whole range of volatilities and polarities is given
by the PDMS/DVB 65 µm coating (figure 1). However, sensitivity is not the only aspect to be
considered when choosing a fiber. The extraction repeatability with the PDMS/DVB 65 µm
fiber ranges between 4 and 22 % for the aromatic compounds, and between 30 and 82 % for
the aliphatic compounds (except for hexane and heptane for which the relative standard
deviations exceed 100 %). This is worse than what is obtained with the PDMS 100 µm fiber,
which shows an excellent repeatability for aromatic compounds (between 2-4 %), and a good
precision for aliphatic compounds for which the relative standard deviations range between
Chapitre III : Résultats
204
7 and 30 %, except for hexane and heptane for which a bad precision is still observed
(> 100 %), probably due to the extremely high volatility of these two analytes.
Figure 1: Selection of fiber coating: comparison of sensitivities (n = 3).
Moreover, the divinylbenzene (DVB) is a porous polymer that retains target analytes
by adsorption onto the surface (i.e. Π-Π interactions) or by capture inside the polymer pores.
It is convenient for relatively clean matrices, otherwise competition phenomena and analyte
displacements from the fiber can occur (Lord & Pawliszyn, 2000), thus introducing a bias in
the quantitative analysis. PDMS/DVB desorbs less easily target compounds than the PDMS,
leading to sample carry overs especially after the extraction of highly concentrated samples
(figure 2). For all these considerations, and according to the overall performance of both
fibers, the PDMS 100 µm was chosen and subsequently used in all further experiments.
1
10
100
1 000
10 000
100 000
1 000 000
10 000 000
100 000 000
Are
a
PDMS 100 µm PDMS/DVB 65 µm
Chapitre III : Résultats
205
Figure 2: Selection of fiber coating: carryover phenomenon (n = 4).
III-2- HS-SPME validation for the analysis of the gasoline fraction
hydrocarbons
III-2-a- Method accuracy
Method accuracy is one of the most important validation criteria, evaluated by both
repeatability and trueness studies. These parameters are intimately related to the uncertainty
that affects SPME measurements.
Precision and reproducibility:
The precision of the method has been evaluated on the basis of its repeatability and
reproducibility (Currie & Svehla, 1994) which have been ascertained by performing three
sample extractions at each concentration level on the same day and three other extractions the
following day. In the dissolved phase, intra-day variation coefficients for aromatic compounds
are below 8.1 % for the lowest tested concentration, below 7.5 % for the 500 ng.L-1
level and
do not exceed 7.4 % at the highest tested concentration. Concerning the inter-day precision or
reproducibility, the relative standard deviations of the method range between 1.1 and 10.5 %,
which are attributed to butylbenzene and n-propylbenzene respectively, except for benzene
that reaches 23 % at the lowest tested concentration (table 3). This fact may be related to the
closeness of this concentration level to the detection limit of benzene. Omitting this
compound, the repeatability limit (equation 1) and the reproducibility limit (equation 2) reach
their maximum for terbutylbenzene (r = 23) and n-propylbenzene (R = 31) respectively,
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
80000
90000
100000
Are
a
Fiber blanks PDMS 100 µm
Fiber blanks PDMS/DVB 65 µm
Chapitre III : Résultats
206
meaning that the absolute variation between the independent results may exceed the values of
the repeatability and the reproducibility limits in a maximum of 5 % of the cases (CITAC &
EURACHEM, 2002). Concerning the saturated compounds, their repeatability in the
dissolved phase is below 14.9 %, and their inter-day precision does not exceed 22.3 %.
Globally, the variability observed with the saturated aliphatics tested is higher than the one
observed with aromatic compounds, with repeatability limits and reproducibility limits
reaching their maximum for decane (r = 47) and methylcyclohexane (R = 57) respectively.
Table 3: Precision of HS-SPME for the analysis of selected analytes in the water phase.
RSD (%)
Compounds Intra-day (n = 3) Inter-day (n = 6)
100 ng.L-1 500 ng.L-1 1000 ng.L-1 100 ng.L-1 500 ng.L-1 1000 ng.L-1
Benzene 8.1 3.1 7.4 23.0 5.0 9.8
Toluene 2.4 0.6 3.0 3.7 3.8 5.8
Ethylbenzene 1.8 0.4 2.1 1.5 4.3 1.9
p+m-xylene 0.9 2.3 1.6 2.1 5.7 3.0
o-xylene 0.9 2.0 4.5 2.4 4.2 3.3
Isopropylbenzene 0.8 1.5 0.5 1.9 4.8 5.2
n-propylbenzene 7.3 4.9 7.4 5.7 6.6 10.4
1,3,5-trimethylbenzene 3.0 0.8 3.2 5.5 5.3 3.0
Terbutylbenzene 3.3 7.5 1.9 2.9 8.4 6.3
1,2,4-trimethylbenzene 5.0 0.2 4.6 3.8 7.5 3.8
Sec-butylbenzene 0.6 1.7 0.5 2.2 4.9 5.4
4-isopropyltoluene 1.5 1.3 1.9 1.4 4.7 1.8
Butylbenzene 1.3 2.9 0.2 1.1 4.5 1.8
Naphtalene 1.9 0.4 7.1 1.9 4.3 4.8
Methylcyclohexane < LOD 5.9 13.8 < LOD 16.1 22.2
Octane < LOD 8.8 4.1 < LOD 9.8 10.2
Nonane 2.6 6.7 6.7 10.8 5.4 7.7
Decane 14.8 7.2 9.0 14.7 5.6 8.7
< LOD: below detection limit
As for the sedimentary phase (table 4), the intra-day precision for aromatic compounds
ranges between 0.8 and 16.7 %, while the inter-day precision varies between 2.7 and 17.3 %.
The saturated hydrocarbons tested show intra-day variabilities comprised between 4 and
23 %, and inter-day precision between 14 and 25 % at the 100 ng.g-1
level. A problem has
occurred in the analysis of saturated hydrocarbons at T+1 day of the sediments spiked at
10 ng.g-1
, for this reason no values of the inter-day precision at this concentration level for
these compounds are reported. The overall precision of HS-SPME for the analysis of
aromatics in the sediments is characterized by a maximum repeatability limit (r) of 47 and a
maximum reproducibility limit (R) of 49. These limits are higher for saturated compounds,
Chapitre III : Résultats
207
the repeatability limit reaching 71 for heptane. Values of toluene at 10 ng.g-1
are not reported
since they are lower than those of the “blank” sediment (not fortified) characterized prior to
spiking. All other validation parameters studied later do not include this compound at this
concentration level.
Table 4: Precision of the HS-SPME for the analysis of target analytes in the sedimentary phase.
RSD (%) (wet sediment)
Intra-day (n = 3) Inter-day (n = 6)
10 ng.g-1 100 ng.g-1 10 ng.g-1 100 ng.g-1
Benzene 1.2 3.9 7.9 4.1
Toluene < LOQ 4.4 < LOQ 3.2
Ethylbenzene 3.9 8.4 3.8 5.6
p+m-xylene 0.8 3.5 16.2 4.7
o-xylene 3.2 9.7 2.8 7.0
Isopropylbenzene 2.3 11.1 10.1 10.9
n-propylbenzene 5.7 2.6 7.2 11.1
1,3,5-trimethylbenzene 8.6 3.3 6.1 7.5
Terbutylbenzene 8.9 9.3 9.1 5.9
1,2,4-trimethylbenzene 2.7 12.8 11.3 13.8
Sec-butylbenzene 4.7 5.7 13.41 3.8
4-isopropyltoluene 5.5 12.7 12.5 9.2
Butylbenzene 16.7 12.3 17.2 11.6
Naphtalene 1.4 3.2 2.9 2.7
Hexane 23.0 8.2 - 14.2
Heptane 5.5 21.4 - 24.4
Methylcyclohexane 4.3 20.5 - 25.0
Octane 11.3 9.0 - 17.2
Nonane 14.8 20.7 - 19.8
Decane 20.8 14.2 - 17.1
Trueness:
The trueness is expressed in terms of the bias or difference between the mean value
determined for the analyte of interest and the accepted true value or known level actually
present in the sample (Fleming et al., 1996). Since no certified reference material is available,
the recovery is measured as an alternative to trueness. The difference between the test result
and the true known value of the fortified sample is evaluated in the following section.
Chapitre III : Résultats
208
III- 2- b- Recovery
The efficiency of a method to detect all the analytes present in the sample is assessed
through recovery studies. Figure 3 shows the recoveries of the volatile aromatic compounds
and the volatile saturated compounds in the water phase at the different tested concentration
levels. For aromatic compounds, recoveries range between 96 and 108 %, with relative
standard deviations between 0.2 and 8.3 %, at the exception of benzene that reaches 33 %.
Considering the aliphatic compounds, recoveries range between 66 and 110 % for the medium
and highest concentrations, with relative standard deviations between 4.1 and 13 %. For the
lowest concentration (100 ng.L-1
), recoveries are comprised between 118 and 149 %, and
relative standard deviations reach 44 %.
(a)
(b)
Figure 3: Extraction efficiency of HS-SPME for volatile aromatic (a) and saturated (b)
hydrocarbons in the water phase (n = 3).
0
20
40
60
80
100
120
140
Rec
ove
ries
(%
)
100 ng/L 500 ng/L 1000 ng/L
0
50
100
150
200
250
methylcyclohexane octane nonane decane
Rec
ove
ries
(%
)
100 ng/L 500 ng/L 1000 ng/L
Chapitre III : Résultats
209
For the sedimentary phase (figure 4), recoveries of aromatic compounds range
between 100 and 114 %, with relative standard deviations between 1 and 23 %. For saturated
hydrocarbons, recoveries range between 95 and 105 %, with variation coefficients below
23 %.
(a)
(b)
Figure 4: Extraction efficiency of HS-SPME for volatile aromatic hydrocarbons (a) and aliphatic
hydrocarbons (b) in wet sediments (n = 3).
0
20
40
60
80
100
120
140
Rec
ove
ries
(%
)
10 ng/g 100 ng/g
0
20
40
60
80
100
120
140
Rec
ove
ries
(%
)
10ng/g 100 ng/g
Chapitre III : Résultats
210
III- 2- c- Linearity, limits of detection and limits of quantification
Calibration curves obtained for both dissolved and sedimentary phases are linear for
all compounds in a wide range of concentrations (tables 5 and 6). These dynamic measuring
ranges of the analytical method are important in the analysis of volatile hydrocarbons in
environmental samples where they can be present as well at trace levels as at high
concentrations such as after an oil spill for example. In the dissolved phase (table 5), the
variability of the three replicates injected at each concentration level of the calibration curve
is below 18 % for all aromatics except for toluene for which the variability reaches 32 %.
However, larger variabilities are obtained for saturated compounds mainly at the lowest
concentration levels. In the sedimentary phase, repeatability at all concentration levels is
below 20 % for the majority of aromatic compounds, and larger variations are observed for
saturated compounds, especially at the lowest concentrations. Limits of detection of the
aromatic gasoline fraction hydrocarbons are below 4 ng.L-1
for the majority of compounds,
except for benzene which average limit of detection reaches 142 ng.L-1
; whereas saturated
hydrocarbon detection limits vary between 4 and 590 ng.L-1
. Quantification limits are far
below the concentration levels reported by the US-EPA for water quality benchmarks for oil
related products (i.e. 5 300 µg.L-1
for benzene, 420 µg.L-1
for isopropylbenzene and 91 µg.L-1
for methylcyclohexane) (US-EPA a), lower than the lethal concentration LC 50 summarized
by the MDEP, (2007) and much lower than the maximum contamination level (MCL)
established by the US-EPA in drinking water (i.e. 5 µg.L-1
, 700 µg.L-1
, 1 000 µg.L-1
and
10 000 µg.L-1
for benzene, ethylbenzene, toluene and total xylenes respectively) (US-EPA b).
Despite the higher quantification limits obtained for saturated compounds, method
performance is still very satisfactory considering the WHO guidance where the environmental
screening criterium for the aliphatic C5-C6 fraction is of 15 000 µg.L-1
, similar to the one of
the aliphatic C6-C8 fraction, while the value of 300 µg.L-1
is set as an environment screening
criterium for the C8-C10 fraction (WHO, 2005). Therefore, quantification limits of the
method allow its use in routine screening and quantification of volatile hydrocarbons in
environmental water samples. It is worth noting that this method sensitivity is ensured using
only 10 mL of water, which is convenient and advantageous for screening programs.
Chapitre III : Résultats
211
Table 5 : Linearity, limits of detection and limits of quantification of studied compounds in the
water phase (n = 3).
Linear range
(ng.L-1) Regression equation R2
LOD
(ng.L-1)
LOQ
(ng.L-1)
Benzene 9.5-1586.6 57.4 a + 3979.6 0.9994 142.0 ± 8.5 426.1 ± 25.4
Toluene 9.5-1586.6 181.4 a - 417.1 0.9998 3.7 ± 0.3 11.2 ± 0.8
Ethylbenzene 9.5-1586.6 542.4 a - 1440.5 0.9999 1.3 ± 0.1 3.9 ± 0.4
p+m-xylene 9.5-1586.6 882.2 a - 3462.9 0.9998 0.8 ± 0.0 2.4 ± 0.2
o-xylene 9.5-1586.6 468.07 a - 848.7 0.9997 1.7 ± 0.2 5.1 ± 0.7
Isopropylbenzene 9.5-1586.6 1001.1 a - 5317.7 0.9997 0.6 ± 0.0 1.8 ± 0.1
n-propylbenzene 9.5-1586.6 1388.4 a - 4219.5 0.9990 1.1 ± 0.1 3.3 ± 0.1
1,3,5- trimethylbenzene 9.5-1586.6 1166.3 a - 12348.1 0.9991 0.6 ± 0.1 1.9 ± 0.1
Terbutylbenzene 9.5-1586.6 1374.4 a - 9917.5 0.9992 3.3 ± 0.7 9.9 ± 2.2
1,2,4- trimethylbenzene 9.5-1586.6 1278.0 a + 931.7 0.9991 0.5 ± 0.1 1.4 ± 0.1
Sec-butylbenzene 9.5-1586.6 2156.1 a - 18398.9 0.9994 0.3 ± 0.0 0.9 ± 0.1
4- isopropyltoluene 9.5-1586.6 2238.9 a - 31770.0 0.9988 0.2 ± 0.0 0.7 ± 0.0
Butylbenzene 9.5-1586.6 2238.1 a - 30659.7 0.9986 0.4 ± 0.0 1.1 ± 0.0
Naphtalene 9.5-1586.6 1725.1 a - 194.9 0.9977 0.2 ± 0.0 0.6 ± 0.0
Heptane 9.5-1593.6 10.9 a + 460.9 0.8986 590.4 ± 127.8 1771.1 ± 383.4
Méthylcyclohexane 10.6-1779.6 11.4 a - 416.6 0.9696 161.7 ± 25.4 485.1 ± 76.2
Octane 9.8-1646.1 4.2 a - 68.3 0.9917 397.5 ± 57.3 1192.4 ± 172.0
Nonane 10.0-1674.7 6.5 a + 441.2 0.9899 11.2 ± 2.4 33.6 ± 7.3
Decane 10.1-1689.0 12.1 a + 1357.6 0.9914 4.0 ± 0.3 12.0 ± 0.9
a: slope of the regression curve
In the sedimentary phase (table 6), detection limits are below 6 ng.Kg-1
(wet weight)
for aromatic compounds, except for benzene which reaches 30 ng.Kg-1
. For saturated volatile
compounds, detection limits range between 4 and 90 ng.Kg-1
, except for hexane for which the
limit of detection reaches 332 ng.Kg-1
. Quantification limits characterizing the method are
much lower than those needed for environmental evidence of oil discharge at an oil storage
facility (i.e. benzene 500 ng.Kg-1
, C5-C8 aliphatics 1 400 000 ng.Kg-1
) (Bureau of
Remediation & Waste Management, 2010). Based on these information, method sensitivity
allows its use in environmental applications and risk assessment procedures for sediment
contamination with volatile petroleum hydrocarbons, and makes a small amount of wet
sediments (3 g) sufficient to detect and quantify most target compounds.
.
Chapitre III : Résultats
212
Table 6: Linearity, limits of detection and quantification of studied compounds in the sedimentary
phase (n = 3).
Linear
range
(ng.g-1)
wet
sediment
Regression equation R2
LOD
(ng.Kg-1 wet
sediment)
LOQ
(ng.Kg-1 wet
sediment)
Benzene 5-194 40147 a - 269024 0.9721 30.0 ± 7.2 90.1 ± 21.8
Toluene 5-194 94678 a + 562606 0.9636 6.0 ± 1.0 18.1 ± 3.0
Ethylbenzene 5-194 225280 a - 1000000 0.9880 2.1 ± 0.1 6.5 ± 0.3
p+m-xylene 5-194 184868 a - 1000000 0.9923 4.3 ± 1.0 13.0 ± 3.0
o-xylene 5-194 192403 a - 630832 0.9947 4.3 ± 1.0 13.0 ± 3.0
Isopropylbenzene 5-194 349252 a - 1000000 0.9935 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.4
n-propylbenzene 5-194 479545 a - 2000000 0.9952 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.4
1,3,5-trimethylbenzene 5-194 314860 a - 698273 0.9977 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.4
Terbutylbenzene 5-194 360045 a - 675059 0.9977 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.47
1,2,4-trimethylbenzene 5-194 328106 a - 567057 0.9986 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.47
Sec-butylbenzene 5-194 579285 a - 691514 0.9982 0.9 ± 0.0 2.8 ± 0.1
4-isopropyltoluene 5-194 486535 a - 409891 0.9990 0.9 ± 0.0 2.8 ± 0.1
Butylbenzene 5-194 491378 a + 204382 0.9998 0.9 ± 0.0 2.8 ± 0.1
Naphtalene 5-194 274625 a + 601909 0.9994 1.7 ± 0.2 5.2 ± 0.6
Hexane
Heptane
Methylcyclohexane
2-149
5-201
5-224
51603 a - 402483
32899 a - 99914
15032 a - 55561
0.9766
0.9857
0.9689
332.9 ± 199.0
89.9 ± 16.0
39.81 ± 6.9
998.7 ± 597.0
269.8 ± 47.2
119.4 ± 20.9
Octane 5-208 78258 a + 190524 0.9979 12.13 ± 2.7 36.3 ± 8.0
Nonane 5-211 106055 a + 729843 0.9951 6.47 ± 1.15 19.4 ± 3.4
Decane 5-213 160913 a + 2000000 0.9794 4.98 ± 1.60 14.9 ± 4.7
III- 2- d- Matrix effects and method ruggedness
Figure 5 shows that increasing the complexity of the dissolved phase matrix by
replacing “milli-Q” water with natural freshwater does not have a significant influence on the
sensitivity of the method for target aromatic analytes. Differences observed at the lowest
concentration tested are below 7 % for all compounds except for benzene for which the
difference reaches 13 %, below 4.8 % at the 500 ng.L-1
level and below 5.2 % at 1 000 ng.L-1
.
Chapitre III : Résultats
213
(a)
(b)
Figure 5: Matrix effects on HS-SPME sensitivity for target analytes (a: aromatics, b: aliphatics) in
the water phase (n = 3).
In addition, changing the composition of the sample matrix does not induce significant
differences on method recoveries (figure 6). At the 1 000 ng.L-1
concentration level,
recoveries obtained with “milli-Q” water and natural freshwater range between 93 and 108 %,
those at the 500 ng.L-1
level range between 98 and 116 %. At the lowest concentration level,
0
500
1000
1500
2000
2500
Pe
ak a
rea/
sam
ple
co
nce
ntr
atio
n
100 ng/L milli Q water
100 ng/L natural water
500 ng/L milli Q water
500 ng/L natural water
1000 ng/L milli Q water
1000 ng/L natural water
0
50
100
150
200
250
Pe
ak a
rea/
sam
ple
co
nce
ntr
atio
n
500 ng/L milli Q water
500 ng/L natural water
1000 ng/L milli Q water
1000 ng/L natural water
Chapitre III : Résultats
214
recoveries range between 96 and 143 %, and the highest difference in the recoveries observed
between both sample matrices (“milli-Q” water and natural freshwater) reaches 15 % for
benzene. The use of internal standards compensates for matrix effects if present and thus
preserves extraction efficiency.
(a)
(b)
Figure 6: Matrix effects on HS-SPME extraction efficiency for target analytes (a: aromatics, b:
aliphatics) in the water phase (n = 3).
Considering aliphatics, matrix effects lead to differences in the extraction recoveries at
the 500 ng.L-1
level below 11 %, value attributed to octane, while these differences are
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
Re
cove
rie
s (%
)
100 ng/L milli Q water
500 ng/L milli Q water
1000 ng/L milli Q water
100 ng/L natural fresh water
500 ng/L natural fresh water
1000 ng/L natural fresh water
0
20
40
60
80
100
120
140
160
Re
cove
rie
s (%
)
500 ng/L milli Q water
1000 ng/L milli Q water
500 ng/L natural fresh water
1000 ng/L natural fresh water
Chapitre III : Résultats
215
comprised between 3 and 10 % at the 1 000 ng.L-1
level except for heptane which shows a
19 % difference (figure 6).
As for the method precision, only small variations are induced by modifying the
matrix type at the different tested concentrations. Considering both matrices, relative standard
deviations range between 2 and 22 % for almost all aliphatic volatile compounds, while their
values are comprised between 0.31 and 19 % for almost all aromatic compounds, except for
the BTEX at the lowest concentration level (100 ng.L-1
) which show higher variabilities
ranging between 10 and 48 % in the natural freshwater.
The developed method has shown its ruggedness for the analysis of the gasoline
fraction hydrocarbons in the dissolved phase through the non-significant influence of the
matrix type on method sensitivity, recovery and precision. Moreover, its overall performance
is characterized by inter-day relative standard deviations globally below 25 % (section III-2-
a). However, further work still needs to be done to evaluate other types of water sample
matrices such as marine water and organic material rich water (i.e. wastewaters), as well as
other sediment matrices with different characteristics and their effects on method sensitivity,
accuracy and trueness.
III-3- Application of the HS-SPME for the analysis of other volatile
hydrocarbons in the dissolved phase
After the HS-SPME validation for the analysis of the main gasoline fraction
hydrocarbons, the method was further applied for other heavier compounds characterizing
mid-distillate fractions such as kerosene. The development has led to the separation and
identification of 21 new compounds reaching C19, selected mainly due to their abundance
and representativeness in kerosene products. Their characteristic ions and retention times are
added to those of the gasoline fraction hydrocarbons in table 1.
Recoveries of these compounds at the 1 600 ng.L-1
concentration level range between
83 and 129 % with repeatability RSD between 1 and 29 %. Some of these target analytes are
not quantified using their deuterated homologues but other internal standards which may lead
to the non-total recovery observed (80 %). However, the obtained recoveries are satisfactory
Chapitre III : Résultats
216
and repeatable, allowing the application of this method for the environmental screening of a
wide range of volatile hydrocarbons.
Figure 7: Extraction efficiency of the HS-SPME applied to mid-distillate fraction hydrocarbons
(n = 3).
III-4- Selectivity of the method and development of a tandem mass
spectrometry detection
The present method has shown its capacity to detect compounds individually, but
considering its scope of application, it is not unexpected regarding the complexity of
petroleum matrices to have endogenous compounds in the sample leading to the deterioration
of method selectivity. For method development, MRM transitions were chosen after
optimization of the conditions ensuring the best sensitivity and selectivity. Selected precursor
→ product ion transitions are reported in table 2. The low energy collisions characterizing the
volatile saturated hydrocarbons do not dismiss the injection repeatability of the GC-MS-MS:
variabilities of triplicate solution standards covering the concentration range of 50 ng.g-1
to
5 µg.g-1
are below 10 %. Ion ratios either in liquid injections or SPME injections do not show
a dependance on the concentration with an ion ratio tolerance of 20 %.
0
20
40
60
80
100
120
Re
cove
rie
s (%
)
Chapitre III : Résultats
217
Figure 8 shows examples of sediments contaminated with a kerosene fraction sampled
from the lowest concentration channel (0.01 mg.L-1
) during TOTAL experiments, analyzed by
GC-MS (a) and GC-MS-MS (b). When using a simple mass spectrometer, chromatographic
interferences are observed with internal standards (figure 8 first row) as well as with target
analytes (figure 8 last row) and a total signal suppression also occurrs in some cases (figure 8
middle row). These matrix effects make it impossible sometimes to identify and confirm the
presence of a compound and introduce errors in the quantitative aspect of the HS-SPME. The
GC-MS-MS overcomes these problems for the majority of studied analytes (figure 8 b).
(a) (b)
Figure 8: Selectivity enhancement with the GC-MS-MS method (b) in comparison to the GC-MS
method (a).
Chapitre III : Résultats
218
Method performance is evaluated on replicate spiked sediments at 50 ng.g-1
and
250 ng.g-1
. Recoveries range between 104 and 126 % at the lowest concentration level, and
between 94 and 102 % at the highest concentration level. Repetability RSD are below 16 % at
50 ng.g-1
with the highest variability observed for the saturated hydrocarbons, and below 3 %
at the 250 ng.g-1
concentration level.
IV- Application
The applicability of the developed HS-SPME coupled to GC-MS and GC-MS-MS was
assessed through the determination of petroleum volatile hydrocarbons during experiments
under semi-controlled conditions. Method application to different matrices such as water
(figure 9), water accomodated fractions (figure 9) and even more complex matrices such as
sediments (figure 10) has been shown successful: key oil volatile hydrocarbon classes are
detected and identified in the different kinds of samples tested: alkanes, cyclic alkanes,
branched alkanes and alkylbenzenes (figure 9). The developed HS-SPME can thus be used to
determine the distribution profile of compounds in the different environmental compartments
after the introduction of a petroleum product (gasoline, kerosene) in the aquatic system.
Figure 9: Examples of different volatile hydrocarbon classes analyzed by HS-SPME.
1
10
100
1000
10000
100000
1000000
0H 24 H 0H 24 H 0H 24 H 0H 24 H
0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L
ng/
L
Alkylbenzenes in WAFs of kerosene
1,2,4trimethylbenzene
p+m xylene
sec-butylbenzene
4isopropyltoluene
1
10
100
1000
10000
100000
0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L
ng/
L
Dissolved linear alkanes in channels contaminated with kerosene after 7 days of contamination
Decane
Undécane
Dodécane
Tridécane
Tetradecane
1
10
100
1000
10000
0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L
ng/
L
Dissolved branched alkanes in channels contaminated with kerosene after 7 days of contamination
2 methylnonane
2 methyldecane
2 methylundecane
1
10
100
1000
10000
0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L
ng/
L
Dissolved cyclic alkanes in channels contaminated with kerosene after 7 days of contamination
Methylcyclohexane
1,1,3trimethylcyclohexane
Chapitre III : Résultats
219
The sensitivity of the HS-SPME method in the environmental screening of petroleum
“tracers” is reflected through the very low concentration levels detected in the sediments
(figure 10) and the dissolved phase (0.01 mg.L-1
target concentration in figure 9). This
sensitivity enables the spotting of a petroleum contamination even after the weathering
processes which occur rapidely after an oil spill and contribute to the reduction of
compounds’ concentrations to trace levels in the environment. The use of a highly selective
methodology based on MS-MS analysis allows to overcome matrix interferences found in
kerosene contaminated sediments (section III-4) without affecting method sensitivity. Figure
10 represents sediments from the 0.2 mg.L-1
channel (C15 at 28 days of exposure) in the
kerosene (figure 10 a) and gasoline (figure 10 b) experiments. Excellent and comparable
sensitivities are ensured when using simple MS or MS-MS with the different petroleum
fractions studied (figure 10).
(a) (b)
Figure 10: Concentrations of few volatile hydrocarbons in the sediment of the 0.2 mg.L-1
channel
after 28 days of contamination, in the kerosene experiment analyzed by GC-MS-MS (a) and the
gasoline experiment analyzed by GC-MS (b).
An example of the GC-MS chromatogram of few compounds in the sediment of the
0.2 mg.L-1
channel after 28 days of exposure to the gasoline fraction (corresponding to the
results given in figure 10 b) is represented in figure 11.
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
ng/
g w
et
we
igh
t se
dim
en
t
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
1.4
ng/
g w
et
we
igh
tse
dim
en
t
Chapitre III : Résultats
220
Figure 11: GC-MS chromatogram of few volatiles in the sediment of the 0.2 mg.L-1
channel after 28
days of contamination in the gasoline experiment.
The analysis of the channel samples in the TOTAL experiments pintpoints the
performance of the HS-SPME for the analysis of petroleum volatile hydrocarbons in a wide
range of concentrations. Target concentrations in the channels vary from 0.01 mg.L-1
to
20 mg.L-1
, and the calculated water concentrations using the HS-SPME follow
proportionnally the target concentrations for the 42 analyzed compounds (figure 12). Method
performance with environmental samples is also highlighted by its reproducibility. Due to the
excellent reproducibility obtained for the majority of compounds in the natural spiked water
and sediment samples, the channel samples were not analyzed in replicates. However, the
reproducibility in the analysis of environmental samples can be assessed by comparing results
obtained with the replicate channels. An example is illustrated in figure 12 where mean
concentrations of the replicate channels are represented with their corresponding
reproducibility RSD at two sampling times: T7 and T28 days. Results are homogeneous and
in the same order of magnitude between the replicate channels, and reproducibility RSD vary
between 4 % for the 0.01 mg.L-1
channels at the beginning of the exposure (T7) and 62 % for
the 0.2 mg.L-1
channels at the end of the exposure (T28).
Chapitre III : Résultats
221
Figure 12: HS-SPME reproducibility in replicate channels at the beginning (T7) and at the end
(T28) of the kerosene experiment (n = 2 for the 0.01 and 0.2 mg.L-1
target concentration channels
and n = 3 for the 2 and 20 mg.L-1
target concentration channels).
V- Conclusion
In the context of environmental monitoring of petroleum contaminated sites and of the
assessment of industrial petroleum discharges, the present study validates the use of HS-
SPME to evaluate the contamination of water and sediments with the gasoline fraction
volatile hydrocarbons (C6-C10). Its application has been extended for other mid-distillate
hydrocarbons from C11 to C19. Method selectivity has also been optimized by developing a
GC-MS-MS method in the case of petroleum interferences on target compounds. 42
molecules could be detected individually in the different compartments of the studied system.
This solventless and extremely rapid technique (80 min per sample covering extraction and
analysis) allows the routine monitoring of volatile hydrocarbons at very low concentration
levels both in the water (< 4 ng.L-1
for the majority of aromatic compounds) and the
sedimentary phases (< 6 ng.Kg-1
wet weight for the majority of aromatic compounds and
< 90 ng.Kg-1
wet weight for the majority of aliphatic compounds), thus meeting the
requirements of water quality benchmarks of the studied compounds and those of oil evidence
in sediments. Good recoveries (between 95 and 114 % in the sediments and between 66 and
110 % in the water phase, with the recovery of aromatics in this compartment ranging
between 96 and 108 %) and a good precision are also yielded (below 13 % in the dissolved
phase and below 23 % in the sediments) making the HS-SPME a very suitable method for the
determination of exposure concentrations and distribution profiles of volatile hydrocarbons in
the aquatic system.
1
10
100
1000
10000
100000
1000000
0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L
ng/
L
T 7 T 28
Chapitre III : Résultats
222
Acknowledgements
Région Aquitaine, CPER A2E and TOTAL are acknowledged for financial support.
References
Abrams M. A., 2005. Significance of hydrocarbon seepage relative to petroleum generation and entrapment.
Marine and Petroleum Geology 22(4): 457-477.
Abrams M. A., Dahdah N. F., 2010. Surface sediment gases as indicators of subsurface hydrocarbons -
examining the record in laboratory and field studies. Marine and Petroleum Geology 27(1): 273-284.
Abrams M. A., Dahdah N. F., Francu E., 2009. Development of methods to collect and analyze gasoline range
(C5-C12) hydrocarbons from seabed sediments as indicators of subsurface hydrocarbon generation and
entrapment. Applied Geochemistry 24(10): 1951-1970.
Massachusetts Department of Environmental Protection (MDEP). 2007. Sediment Toxicity of Petroleum
Hydrocarbon Fractions.
Bureau of Remediation & Waste Management, Maine Department of Environmental Protection. 2010. Interim
guidelines: Notification of Environmental Evidence of an Oil Discharge at an Oil Storage Facility
When Using the Volatile Petroleum Hydrocarbon (VPH) and Extractable Petroleum Hydrocarbon
(EPH) Laboratory Methods.
CITAC and EURACHEM. 2002. CITAC/Eurachem Guide: Guide to Quality in Analytical Chemistry. An Aid to
Accreditation.
Currie L. A., & Svehla G., 1994. Nomenclature for the presentation of results of chemical analysis (IUPAC
Recommendations 1994). Pure and Applied Chemistry 66(3): 595-608.
EURACHEM. 1998. The Fitness for Purpose of Analytical Methods. A Laboratory Guide to Method Validation
and Related Topics.
Fleming J., Neidhart B., Albus H., Wegscheider W., 1996. Glossary of analytical terms (III)*. Accreditation and
Quality Assurance: Journal for Quality, Comparability and Reliability in Chemical Measurement 1(3):
135.
Harris S. A., Whiticar M. J., Eek M. K., 1999. Molecular and isotopic analysis of oils by solid phase
microextraction of gasoline range hydrocarbons. Organic Geochemistry 30(8, Part 1): 721-737.
Jaraula C. M. B., Kenig F., Doran P. T., Priscu J. C., Welch K. A., 2008. SPME-GCMS study of the natural
attenuation of aviation diesel spilled on the perennial ice cover of Lake Fryxell, Antarctica. Science of
The Total Environment 407(1): 250-262.
Llompart M., Li Ken, Fingas Merv., 1998. Headspace solid-phase microextraction for the determination of
volatile and semi-volatile pollutants in water and air. Journal of Chromatography A 824(1): 53-61.
Chapitre III : Résultats
223
Llompart M., Li Ken, Fingas Merv., 1999. Headspace solid phase microextraction (HSSPME) for the
determination of volatile and semivolatile pollutants in soils. Talanta 48(2): 451-459.
Lord H., Pawliszyn J., 2000. Evolution of solid-phase microextraction technology. Journal of Chromatography
A 885(1-2): 153-193.
Stashenko E. E., Martinez J. R., 2007. Sampling volatile compounds from natural products with headspace/solid-
phase micro-extraction. Journal of Biochemical and Biophysical Methods 70(2): 235-242.
SUPELCO. 1998. Solid Phase Microextraction of volatile compounds. Application Note 11.
Taverniers I., De Loose M., Van Bockstaele E., 2004. Trends in quality in the analytical laboratory. II.
Analytical method validation and quality assurance. TrAC Trends in Analytical Chemistry 23(8): 535-
552.
Thompson M., Ellison S. L. R., Wood R., 2002. Harmonized guidelines for single laboratory validtaion of
methods of analysis (IUPAC technical report). Pure and Applied Chemistry 74(5): 835-855.
US-EPA a. Water Quality Benchmarks for Aquatic Life [on line], <http://www.epa.gov/bpspill/water-
benchmarks.html>, (accessed on July 21, 2011).
US-EPA b. Drinking water contaminants [on line], <http://water.epa.gov/drink/contaminants/index.cfm#List>,
(accessed on July 21, 2011).
Wang Z., Li K., Fingas M., Sigouin L., Ménard L., 2002. Characterization and source identification of
hydrocarbons in water samples using multiple analytical techniques. Journal of Chromatography A
971(1-2): 173-184.
WHO. 2005. Petroleum Products in drinking water. Background document for development of WHO Guidelines
for Drinking-water Quality. WHO/SDE/WSH/05.08/123.
Zhang Z., Pawliszyn J., 1993 a. Analysis of organic compounds in environmental samples by headspace solid
phase microextraction. Journal of High Resolution Chromatography 16(12): 689-692.
Zhang Z., & Pawliszyn J., 1993 b. Headspace solid-phase microextraction. Analytical Chemistry 65(14): 1843-
1852.
Chapitre III : Résultats
224
Chapitre III : Résultats
225
Démarche et principaux résultats de la publication n° 1
Les hydrocarbures pétroliers provenant majoritairement des décharges industrielles et
des déversements accidentels de pétrole dans les systèmes aquatiques constituent un
« challenge » analytique de dosage, au vu de leur volatilité et du nombre important d’isomères
se trouvant dans les produits pétroliers. Cependant et afin d’évaluer le danger et le risque des
substances pétrolières sur l’écosystème aquatique, des organismes tels le CONCAWE
(CONservation of Clean Air and Water in Europe) et le TPHCWG (Total Petroleum
Hydrocarbon Criteria Working Group) ont proposé le regroupement des composés du pétrole
et de ses produits raffinés ayant des structures et des propriétés similaires en groupes ou blocs,
et d’évaluer la toxicité des mélanges pétroliers à travers la somme des toxicités de chaque
bloc d’hydrocarbures. Dans ce contexte, l’objectif de cette publication est de développer,
d’optimiser et de valider une méthodologie analytique pour l’extraction et l’analyse des
hydrocarbures pétroliers volatils, les plus représentatifs en termes d’abondance et de toxicité
dans les blocs de deux échantillons pétroliers caractéristiques (essence et kérosène), aussi bien
dans la phase dissoute que dans la phase sédimentaire. La méthodologie d’extraction
sélectionnée est la microextraction sur phase solide en mode espace de tête (HS-SPME)
couplée à la chromatographie en phase gazeuse. Cette technique permet d’éviter la perte des
composés volatils au cours de la préparation et de l’extraction de l’échantillon en comparaison
avec les méthodes conventionnelles telles que l’extraction par un solvant organique et
l’extraction sur phase solide (SPE). La validation de la méthodologie a porté sur sa
répétabilité, sa reproductibilité, son exactitude, ses limites de détection et de quantification
ainsi que sur l’évaluation de sa robustesse et de son domaine de linéarité. Les molécules
sélectionnées pour la validation de la méthode sont des molécules aromatiques et aliphatiques
appartenant à la fraction C6-C10 qui est la fraction la plus abondante dans le pétrole brut et
ses produits raffinés.
La validation de la HS-SPME dans la phase dissoute pour des concentrations allant de
10 à 1 600 ng.L-1
montre une bonne répétabilité, la variabilité entre un réplicat d’échantillons
(n = 3) étant inférieure à 15 % aux trois niveaux de concentrations testées (100, 500 et
1000 ng.L-1
), et une bonne reproductibilité, la variabilité inter-jour étant inférieure à 23 % aux
trois niveaux de concentrations testées (100, 500 et 1000 ng.L-1
). La méthodologie développée
Chapitre III : Résultats
226
assure de bons rendements d’extraction qui sont compris entre 96 et 108 % pour les composés
aromatiques et entre 66 et 110 % pour les composés aliphatiques à des niveaux supérieurs à
leurs limites de détection. Concernant la sensibilité, la HS-SPME permet l’analyse des
composés aromatiques volatils à l’état de traces dans la phase dissoute, les limites de
détection étant inférieures à 4 ng.L-1
pour tous les composés sauf pour le benzène
(142 ng.L-1
). Sa sensibilité pour les composés saturés est satisfaisante, les limites de détection
sont comprises entre 4 et 590 ng.L-1
. Ces limites de détection pour les composés saturés et
aromatiques sont inférieures aux repères de la qualité de l’eau établis par l’Agence de
Protection de l’Environnement des Etats-Unis (US-EPA), appuyant ainsi l’utilisation de cette
méthodologie dans les programmes de surveillance environnementale. De plus, la HS-SPME
révèle sa robustesse pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils puisque sa sensibilité
ainsi que son exactitude ne sont pas affectées de façon significative en passant d’une eau
ultrapure (eau milli Q) à une eau douce naturelle (la différence sur la sensibilité est inférieure
à 13 % et la différence sur les rendements d’extraction est inférieure à 19 %).
La méthodologie développée a aussi prouvé sa performance pour l’extraction des
hydrocarbures pétroliers volatils des matrices sédimentaires dans une gamme de
concentrations allant de 5 à 200 ng.g-1
de sédiment humide, la répétabilité obtenue sur un
réplicat (n = 3) de sédiments fortifiés avec les composés d’intérêt est inférieure à 23 %, la
reproductibilité est inférieure à 25 % et les rendements d’extraction sont compris entre 95 et
114 % (poids humide). La HS-SPME appliquée à la phase sédimentaire permet de mettre en
évidence la présence de contamination pétrolière avec des limites de détection inférieures à
6 ng.Kg-1
pour les composés aromatiques (sauf pour le benzène pour qui la limite de détection
est de 30 ng.Kg-1
) et comprises entre 4 et 90 ng.Kg-1
pour les composés aliphatiques.
La HS-SPME couplée à la chromatographie en phase gazeuse (HS-SPME-GC-MS) est
une méthode rapide (80 min couvrant l’extraction et l’analyse d’un échantillon), et nécessite
un très faible volume d’échantillon (10 mL pour les échantillons d’eau et 3 g de sédiments
humides). Sa performance est démontrée pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils
(C6-C10) dans la phase dissoute et la phase sédimentaire, et son application est étendue pour
l’analyse des composés plus lourds allant de C11 à C19 (rendements d’extraction compris
entre 83 et 129 %, avec une répétabilité inférieure à 29 %). Cependant, la HS-SPME-GC-MS
ne surmonte pas certains problèmes d’interférences que posent les matrices « pétrolières »
complexes comme des sédiments contaminés au kérosène. Ainsi, afin d’améliorer sa
Chapitre III : Résultats
227
sélectivité, un développement d’une méthodologie d’analyse par chromatographie en phase
gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem a été effectué. Les résultats obtenus
sont prometteurs vis-à-vis de l’affranchissement des effets matriciels, permettant ainsi à la
méthode développée d’être appliquée à tout type de matrice, même les plus complexes.
Dans le cadre de la validation des méthodologies développées, leur évaluation est
conduite dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées aux « Rivières Pilotes » de
TOTAL « petrochemicals » (Mont-Lacq, France). La HS-SPME-GC-MS et la HS-SPME-GC-
MS-MS ont prouvé leur performance pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils dans
différentes matrices pétrolières (« Water Accomodated Fractions », sédiments, eau)
contaminées à l’essence et au kérosène, dans une large gamme de concentrations. En
conclusion, la performance de la méthode, sa rapidité et le faible volume d’échantillon
nécessaire pour l’extraction des composés volatils justifient l’intérêt de cette méthode pour le
suivi environnemental des hydrocarbures pétroliers volatils et pour l’évaluation du danger des
substances pétrolières déversées dans le milieu aquatique.
Chapitre III : Résultats
228
II- Publication n°2 : Développements des versions adaptées du « Polar
Organic Chemical Integrative Sampler » (POCIS) pour
l’échantillonnage des Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques dans
le système aquatique
Chapitre III : Résultats
229
Suitability of adapted versions of Polar Organic Chemical Integrative
Samplers (POCIS) for the sampling of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons
in the aquatic system
Ninette ABOU MRAD, Angel BELLES, Coralie SOULIER, Hélène BUDZINSKI*
Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS),
Equipe Laboratoire de Physico- et Toxico-Chimie de l’Environnement (LPTC), CNRS, university
Bordeaux 1, 351, cours de la Libération, 33405 Talence cedex, France.
*Corresponding author. Tel: 33 5 56 84 69 98; Fax: 33 5 56 84 69 98
E-mail address: h.budzinski@epoc.u-bordeaux1.fr
Abstract
This study addressed the development and evaluation of a new passive sampling tool
for the measuring of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons (PAHs) in the aquatic system,
through the adaptation of Polar Organic Chemical Integrative Sampler devices. The first step
consisted in understanding the low and variable accumulation of PAHs observed with the
“pharmaceutical” configuration of POCIS constituted by an OASIS-HLB sorbent between
microporous polyethersulfone membranes (PES) of 0.1 µm pore size. Accumulation kinetics
of PAHs into the POCIS showed a lag phase due to the resistance to mass transfer imposed by
the hydrophilic polyethersulfone membrane for compounds having molecular weights (MM)
below or equal to 234 g.mol-1
, while higher molecular weight compounds reached equilibrium
in the device, denoting the low affinity of the OASIS-HLB sorbent for very hydrophobic
compounds (log Kow ≥ 6). Increasing the porosity of the PES membrane reduced the lag phase
but it was still significantly pronounced for almost all of the studied compounds. Changing
Chapitre III : Résultats
230
the original PES to a nylon membrane with very high porosity (30 µm) led to integrative or
linear accumulations for PAHs with molecular weights below or equal to 234 g.mol-1
while
heavier compounds reached equilibrium in the device under the laboratory calibration
conditions. For compounds in the linear uptake, sampling rates ranged between 0.31 and
2.12 L.d-1
. Changing the original PES to a non-porous hydrophobic low density polyethylene
membrane (PE) resulted also in an integrative accumulation for PAHs with molecular weights
below or equal to 234 g.mol-1
, and sampling rates ranged between 0.66 and 1.86 L.d-1
.
Heavier compounds showed a lag phase in their accumulation probably due to the low
diffusion of these compounds in the inner space of this version of the device, and an attempt
to improve inner space diffusion consisted of adding 2 mL of water between the sorbent and
the polyethylene membrane. Results showed the elimination of the lag phase for certain
compounds such as benzo(e)pyrene, benzo(a)pyrene and perylene, but its persistence for the
heaviest compounds such as indeno(1,2,3-cd)pyrene (MM of 276 g.mol-1
). The integrative
uptake obtained with both nylon 30 µm and PE membranes for the most occurring compounds
in the dissolved phase and the much higher accumulations observed in these versions
relatively to the original configuration of the POCIS are promising results regarding the use of
these samplers in the environmental monitoring of PAHs in the aquatic system.
Keywords: POCIS, PAHs, passive sampling.
Chapitre III : Résultats
231
I- Introduction
The Polar Organic Chemical Integrative Sampler (POCIS) is a passive sampling tool
developed at the United-States Geological Survey by Alvarez et al. (2004) for the monitoring
of hydrophilic contaminants in the aquatic system. Since then, many studies have reported the
use of the POCIS in the sampling of emerging hydrophilic contaminants with log Kow < 4 in
surface waters, groundwaters and in wastewater effluents, such as pesticides (Lissalde et al.,
2011), pharmaceuticals (Togola & Budzinski, 2007; Bartelt-Hunt et al., 2009) and endocrine
disrupting compounds (Arditsoglou & Voutsa, 2008; Tapie et al., 2011). This device consists
of a solid sequestration medium enclosed within two microporous membranes for the
integrative sampling of organic chemicals (Alvarez et al., 2004). Two configurations of
POCIS are nowadays commercialized and commonly used (Alvarez et al., 2004; Vrana et al.,
2005): the “pharmaceutical” configuration with an OASIS-HLB solid-phase sorbent designed
for the sampling of drug residues and the generic configuration which contains a mixture of
three solid-phase sorbents (Isolute ENV, polystyrene divinylbenzene and Ambersorb 1500
carbon dispersed on S-X3 Biobeds) designed for the sampling of pesticides, hormones and
many wastewater chemicals (Alvarez et al., 2004; Vrana et al., 2005). In both of these
configurations, polyethersulfone with 0.1 µm pore size is used as a diffusion limiting
membrane, chosen by Alvarez due to its physical and chemical properties (i.e. durability,
minimal surface biofouling) along with its demonstrated potential for the uptake of
hydrophilic chemicals (Alvarez et al., 2004).
Even though configured for hydrophilic compounds, Harman et al. (2008 a) were the
first, and to our knowledge the only ones, who have reported accumulation of pyrene, a
polycyclic aromatic hydrocarbon with log Kow of 5.3 in the POCIS during a laboratory
calibration study where concentrations of test compounds in the exposure tank ranged
between 50 - 120 ng.L-1
(Harman et al., 2008 a). Under the study conditions, pyrene’s
sampling rate was of 0.024 L.d-1
, lower than the sampling rate of DDT for example
(0.120 L.d-1
) which has a similar hydrophobicity. Another laboratory study conducted by
Harman et al. (2008 b) did not report any value for PAHs in the POCIS but mentioned very
low and variable uptakes for these compounds including pyrene. Furthermore, field
deployments of POCIS did not show any PAH accumulation (Harman et al., 2011).
Chapitre III : Résultats
232
The main objectives of this work were to study the limitations of the POCIS to sample
hydrophobic compounds represented by PAHs and to propose optimized POCIS
configurations in an attempt to adapt this tool to the sampling of hydrophobic analytes. Our
interest in the POCIS tool was primarily due to its simplicity in comparison to semipermeable
membrane devices (SPMDs) which are the most commonly used passive samplers for
hydrophobic compounds in the aquatic systems (Huckins et al., 2002; Gourlay-Francé et al.,
2008). POCIS are less time consuming and less solvent consuming during the extraction
protocol and do not require further purification steps like it is the case with SPMDs. Adapting
the POCIS to other compound classes relies on the understanding of the main factors affecting
its behavior and its sampling capacity. Contaminant accumulation into passive samplers is
known to be a diffusive process driven by a gradient in the chemical activity of analytes of
interest in the water and the sampler initially free of analytes (Vrana et al., 2005). The
efficiency and behavior of passive sampling tools depend on many factors among which their
design and geometry, their affinity for the compounds of interest described by the sampler-
water partition coefficients Ksw, the diffusion coefficients of analytes of interest in the tool
membranes and the resistance to analyte mass transfer from the surrounding water to the bulk
medium. The latter is mainly determined by the stagnant water-filled membrane pores (if the
membrane is porous) and the polymer matrix of the membrane (Alvarez, 1999). Other barriers
to mass transfer do not depend on the device itself but on the environmental medium and
exposure conditions during the deployment period of the samplers such as the aqueous
boundary layer surrounding the tool known as water boundary layer (WBL), as well as the
particulate matter, colloïds and biofilm formed on the tool membrane surface during
environmental deployment (Booij et al., 2007). The resistance to mass transfer for each
compartment is additive (Booij et al., 2007). Changing one or more of the POCIS constituents
(membrane nature, sorbent type, design…) will change the behavior of the tool, its affinity
towards target analytes and the kinetics of compound accumulation. Herein are presented the
first results concerning the change of the porosity and the nature of the POCIS membranes in
the “pharmaceutical” configuration device and their incidence on hydrophobic compound
accumulation.
Chapitre III : Résultats
233
II- Theory and modeling
Details on passive sampling theory are reported elsewhere (Vrana et al., 2005;
Huckins et al., 2006; Booij et al., 2007). Shortly, accumulation of chemicals by passive
samplers typically follows a first-order kinetic, which is characterized by an initial integrative
phase, followed by curvilinear and equilibrium partitioning phases (figure 1).
Figure 1: Accumulation regimes of passive sampling devices (Vrana et al., 2005).
The differential equation that governs the uptake process in passive samplers is expressed
following equation 1 (Booij et al., 2007):
(
) (1)
Where Ns is the accumulated amount of the contaminant in the sampler, Vs is the sampler volume, Cs
and Cw are the volume-based contaminant concentrations in the sampler and in the water respectively,
ko is the overall mass-transfer coefficient, A is the sampler surface area and Ksw is the sampler-water
partition coefficient.
The product k0A is the apparent water sampling rate that corresponds to the volume of water
cleared of analyte per unit of exposure time by the device (Vrana et al., 2005):
(2)
And the uptake rate constant ku of a passive sampling tool is given by
(3)
Chapitre III : Résultats
234
Where t is the exposure time.
1/k0 represents the resistance to mass transfer and is given by
(4)
Where kw, kb and km are the mass transfer coefficients for the WBL, the biofilm and the membrane of
the sampler respectively. Kbw and Kmw are the biofilm-water and the membrane-water partition
coefficients respectively.
Acknowledging that a mass transfer coefficient is equal to the ratio of the diffusion coefficient
and the effective phase thickness, equation 4 can be written:
(5)
Where δw, δm and δb are the effective thicknesses of the WBL, membrane and biofilm respectively and
Dw, Dm, Db are the diffusion coefficients in the WBL, membrane and biofilm respectively.
In the initial phase of the exposure, the sampler works in the linear uptake regime and the
accumulated quantity in the device increases linearly with time and is proportional to the
difference in the chemical activity of the contaminant between the water and the receiving
phase. The accumulation is considered linear to the time that sampler concentrations reach
about half their equilibrium concentrations (t1/2) in the device.
t1/2 is defined by
(Alvarez et al., 2007) (6)
For the kinetic or time-integrative sampling, equation 1 is reduced to
(7)
And which can be written:
(8)
Where Ms is the mass of the receiving phase or sorbent in the POCIS.
Chapitre III : Résultats
235
For very long exposure periods, the sampler reaches thermodynamic equilibrium between the
water and the receiving phase. Equation 1 is reduced to equation 9, which is used to estimate
water concentrations from equilibrium passive samplers.
(9)
II- Materials and Methods
II- 1- Chemicals
Naphtalene, acenaphtylene, acenaphtene, fluoranthene, benzo(e)pyrene, fluorene,
benzo(b)fluoranthene, benzo(g,h,i)perylene , phenanthrene, benzo(k)fluoranthene, chrysene,
benz(a)anthracene, perylene, naphthalene, dibenz(a,c)anthracene, dibenzothiophene, pyrene,
benzo(a)pyrene, indeno(1,2,3-cd)pyrene, anthracene and benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene
were acquired from Sigma Aldrich (Saint Quentin Fallavier, France). All standards had
purities exceeding 97 %. PAH mixture in cyclohexane 10 ng.µL-1
“PAH mix 45” was
purchased from Cluzeau Info Labo (Sainte Foy La Grande, France).
Naphtalene-d8, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, chrysene-d12, phenanthrene-d10,
anthracene-d10, benzo(b)fluoranthene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, benzo(e)pyrene-d12,
benzo(a)pyrene-d12, dibenz(a,h)anthracene-d14, benzo(g,h,i)perylene-d12, pyrene d10,
benz(a)anthracene-d12, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10 and perylene-d12
were purchased from Cluzeau Info Labo (Sainte Foy La Grande, France). All internal and
surrogate standards had purities exceeding 98 %.
HPLC gradient grade methanol (Lichrosolv) was acquired from Merck (Strasbourg, France).
Dichloromethane (for residue and pesticide analysis, Acros Organics) and HPLC gradient
grade isooctane (Scharlau) were acquired from ICS (Belin-Béliet, France). Cyclohexane (ultra
resi-analyzed, J.T.Baker) was acquired from Atlantic Labo (Bruges, France).
Nylon membranes (30 µm, 90 mm membrane diameter) were purchased from Fisher
Scientific (Illkirch, France). Polyethersulfone membranes (0.1 μm, 90 mm membrane
diameter) were purchased from VWR (Fontenay-sous-bois, France). Polyethylene roll (100
µm thickness, 10 Å cavity diameter, cut into 90 mm membrane diameter) was purchased from
Manutan (Gonasse, France). OASIS HLB bulk sorbent (60 µm) was purchased from Waters
Chapitre III : Résultats
236
(Guyancourt, France). Empty glass SPE tubes and polyethylene frits (SUPELCO) were
provided by Sigma Aldrich (Saint Quentin Fallavier, France).
II- 2- Membranes tested
Developments consisted in replacing the polyethersulfone membrane (0.1 µm pore
size) of the original configuration of POCIS to a higher porosity membrane (0.45 µm). Two
other membrane types were also evaluated: the nylon 30 µm pore size and the non porous low
density polyethylene. The characteristics of these membranes as well as their general
applications are presented in table 1.
Table 1: Characteristics of the membranes evaluated.
Membrane evaluated Structure (Alvarez, 1999) Polarity Porosity
tested (µm)
Other
applications
Polyethersulfone
Hydrophilic 0.1
0.45
-Filtration
-Original configuration of
POCIS (Alvarez, 1999)
Nylon
Hydrophilic 30
- Filtration of HPLC
samples and mobile
phases (Alvarez, 1999)
Low density
polyethylene Hydrophobic
Non porous-
transient
cavities
(10 Å)
(Huckins et
al., 1993)
- Membrane of
hydrophobic passive
samplers such as SPMDs
(Huckins et al., 1993),
Chemcatchers®
(Vrana et
al., 2006), or single phase
polymeric passive
samplers (Anderson et
al., 2008)
II- 3- Elution protocols of the POCIS sorbent
II- 3- a- POCIS sorbent
Before going any further, tests to evaluate the extraction efficiency of target analytes
from the POCIS OASIS-HLB sorbent were conducted. For this purpose, 0.2 g of the POCIS
sorbent were placed in a glass SPE cartridge between two teflon frits, and spiked at 350 ng
with a PAH solution in isooctane. Two elution protocols were then tested, each in triplicates.
The first consisted of 20 mL of dichloromethane (DCM) and the second of 10 mL of
S*
O
O *
O
n
* N N*
O O
4 6 n
* *n
Chapitre III : Résultats
237
methanol (MeOH) followed by 10 mL of a mixture MeOH/DCM (50/50, v/v) (the same
elution protocol as the one used in the laboratory for pesticides and alkylphenols, so it was an
attempt to see if the same POCIS extract can be used for multiple compound classes). Internal
standards were placed in the eluate receiving vials prior to elution.
II- 3 -b- POCIS membranes
Quantifying residual amounts of PAHs in the membranes after exposure is necessary
to understand their roles in analyte accumulation into the POCIS device. For this reason, an
extraction protocol was developed consisting of ultrasonic extraction of the membranes with
10 mL of cyclohexane during 30 minutes. Internal standards were added to a 22 mL vial
containing the folded membranes. After extraction, the solvent was then separated from the
membranes, and another extraction cycle was conducted using 10 mL of fresh cyclohexane.
Both solvent extracts were then combined and evaporated under nitrogen flow to almost
200 µL.
II- 4- Laboratory calibrations
The understanding of the limitations of the POCIS for the sampling of hydrophobic
compounds as well as the evaluation of their new adapted versions were accomplished
through laboratory calibrations. These calibrations were conducted in flow through exposure
systems to maintain constant the water concentrations of test chemicals. Fresh water was
continuously pumped in the exposure tank where POCIS were deployed and agitation was
ensured using two rotation blades. PAHs were dissolved in methanol and the stock solution
was fed into the system using either a peristaltic pump or a syringe. At the beginning of the
experiment, the exposure tank was spiked with the PAH solution to reach the target
concentrations of analytes thus avoiding long periods to attain steady water concentrations in
the system. After this initial spiking, the system was left to stabilize for a couple of days
(around 4 days, period selected according to the results of experiment n° 1 described in table
2) with continuous pumping of the test solution and fresh water. To avoid depletion of the
exposure concentrations, the water flow was chosen in order to renew each day almost half of
Chapitre III : Résultats
238
the water volume of the tank where the POCIS were exposed. The flow rate of the
contamination solution was fixed in a way that the relative percentage of methanol in the
exposure tank was kept below 5 %. After the stability period, the POCIS were placed in the
water tank and water samples were collected approximately each two days during the
experiments in order to calculate average water concentrations of target analytes and to check
the stability of analytes’ water concentrations. Replicate POCIS (n = 3 in all experiments
except with POCIS-PES 0.45 µm where n = 2) were retrieved after 5, 10 and 15 days of
exposure. This general scheme was applied for all experiments that were conducted during the
last two years. Their objectives as well as the exposure set up characteristics are resumed in
table 2. All experiments were conducted at ambient temperature. The first experiment was
held in 27 L exposure tank, the second in a 60 L tank, while the third and the fourth were held
in 100 L exposure tanks.
Table 2: Experimental set up of flow through exposures.
Experiment Objective
Water
flow
(L.d-1)
Analytes
flow
(MeOH)
(mL.d-1)
Experimental
water
concentrations in
the tank (ng.L-1)
1
Testing the stability of target analytes’ water
concentrations with the flow through system.
13.5 206 13-62
2
Testing the performance of the POCIS in its
“pharmaceutical” configuration to sample PAHs
and understand its limitations.
23 110 30-170
3
Testing the effect of the porosity of PES
membranes on PAH accumulation in the POCIS
sorbent.
36 50 246-1076
4
Adapting the POCIS to the sampling of PAHs,
mainly by evaluating new membrane types such as
polyethylene and nylon.
33 153 217-1152
II- 5- POCIS handling
II- 5- a- POCIS preparation
Prior to deployment, the OASIS-HLB phase was cleaned by soaking in methanol for
15 min (repeated three times), and separated from the rinsing solvent by vaccum drying. All
membranes used were soaked in methanol for 15 min (repeated three times) and dried at
Chapitre III : Résultats
239
50 °C. Teflon frits were also cleaned with methanol for 15 minutes (repeated three times) and
dried under hood for a couple of hours.
II- 5- b- POCIS extraction
The POCIS was disassembled and the sorbent was transferred into a glass 6 mL SPE
cartridge using 4 mL of Vittel water and placed between two teflon frits. The sorbent was left
to dry under vacuum (5 mmHg). PAH residues were then recovered from the sorbent using
4 x 5 mL of dichloromethane under vaccum (< 3 mmHg). The vial receiving the eluate
already contained internal standards. The extracts were reduced in volume under a gentle
nitrogen stream and finally solvent exchanged to isooctane. Glass cartridges were weighed
empty (with the two teflon frits) and after the elution of the POCIS sorbent in order to
determine the exact mass of the sorbent recovered from the device and by this means calculate
the concentrations of target analytes in the POCIS sorbent. The POCIS membranes were
extracted according to II-3-b.
II- 6- Water samples extraction
Water samples (tap water) were extracted by Solid Phase Microextraction (SPME)
according to De Perre et al. (2009). A 100 µm SPME fiber with PDMS coating was immersed
in a 9 mL water sample for 60 min at 40 °C during which the analytes partitioned between the
sample and the fiber. Before extraction, internal standards in ethanol (20 µL) were added
gravimetrically to the water sample (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10,
fluorene-d10, phenanthrene-d10, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10,
pyrene-d10, benz(a)anthracene-d12, chrysene-d12, perylene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12,
benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-
d12, benzo(g,h,i)perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14) .
Chapitre III : Résultats
240
II- 7- Sample Analysis: gas chromatography with mass selective detection
(GC/MS)
The POCIS were analyzed with a gas chromatograph coupled to a mass spectrometer
(model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL EI/CI triple axis detector, Agilent Technologies)
purchased from Waghaeusel, Germany. The injector temperature was maintained at 280 °C. A
sample aliquote of 1 µL was injected via pulsed-splitless mode (25 psi) using Helium as
carrier gas (Purity 6.0) at 1.3 mL/min constant flow rate. The separation of analytes was
achieved using an HP-5MS UI capillary column ((5 %-phenyl)-methylpolysiloxane phase;
30 m x 0.25 mm i.d. x 0.25 µm film thickness) (Agilent Technologies, Massy, France). The
temperature program started at 50 °C and was held for 2 min, was then increased at the rate of
10 °C/min to 300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature was
set at 300 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization mode.
Mass spectra were collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of
300 °C and a quadrupole temperature of 180 °C. The molecular ions of PAHs were monitored
using the SIM mode with a dwell time of 40 ms.
Water samples were analyzed by SPME with the same gas chromatograph. The
automated sampling was carried out using a CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL)
with a temperature-controlled simple magnet mixer tray. The sample was shaken for 3 min at
40 °C in the agitator of the autosampler for incubation (250 rpm, agitator on time: 10 s,
agitator off time 1 s). Once the extraction completed (section II-6), the fiber was immediately
retracted back into the needle and transferred without delay to the GC injector where it was
desorbed for 5 min at 270 °C.
II- 8- Quality control/Quality assurance
To test the accuracy and the validity of the quantification method, standard solutions
of target PAHs mixed with the related internal standards are regularly run on the GC/MS
system. These solutions are used to calculate response factors of the compounds. Other
independent solutions are used to test the precision of the quantification which has been
evaluated to be comprised between 95 % and 105 % depending on the compounds, with
reproducibilities not exceeding 5 %. Good recoveries and precision were obtained for the
Chapitre III : Résultats
241
extraction and analysis of PAHs from the POCIS sorbent and the POCIS membranes (section
III-1). Recoveries of the SPME procedure in water samples ranged between 90 and 116 %.
For the purpose of analytical quality control, procedural blanks as well as a spiked sample
were run with each batch of samples. Solvent blanks were also injected during liquid sample
injections and many fiber blanks were run during water sample analysis sequences to reduce
the presence of contaminants and ensure the absence of carry over. Internal calibration was
used to quantify PAHs in the different matrices; the used internal standards allowed to
estimate PAH losses during the analytical procedure and to correct their recoveries. Injection
standards in the POCIS samples (benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were used to
determine variations in sample volumes and injections as well as to calculate internal standard
recoveries.
III- Results
III- 1- Development of extraction protocols
III- 1- a- POCIS sorbent
The different extraction protocols tested give similar recoveries for the majority of
target analytes, ranging between 96 % and 120 % (figure 2). Acenaphtylene, acenaphtene and
fluorene show the lowest but still satisfactory recoveries (between 85 and 95 % for the
dichloromethane protocol and between 44 and 66 % for the MeOH/DCM protocol), probably
because they are not quantified with their deuterated analogues. Relative standard deviations
are below 4 % for the dichloromethane protocol, except for acenaphtylene, acenaphtene and
fluorene for which a higher variability was observed (8 % maximum variation, attributed to
acenaphtene). Variations are much higher with the MeOH/DCM protocol, range between 7
and 17 % for the majority of the tested compounds and reach 31 % for acenaphtylene. In
addition, MeOH is not compatible with GC columns, so when using the MeOH/DCM
protocol, a solvent exchange should be done which requires excessive evaporation of the
methanolic extract, thus leading to potential losses of labile and low molecular weight
compounds. For the already exposed reasons, the DCM protocol has been selected instead of
the mixed protocol for PAH elution from the OASIS-HLB sorbent.
Chapitre III : Résultats
242
Figure 2: Tested protocols for the elution of PAHs from the OASIS-HLB sorbent (n = 3).
III- 1- b- POCIS membranes
Recoveries of PAHs from the POCIS membranes range between 80 and 111 % (figure
3). A good precision is obtained with this elution protocol since relative standard deviations
for almost all compounds tested are below 5 %, except for acenaphtylene and acenaphtene for
which the precision reaches 12 %.
Figure 3: Tested protocols for the elution of PAHs from the different membrane types (n = 3).
0
20
40
60
80
100
120
140
Rec
ove
ries
%
20 mL DCM 10 mL MeOH 10 mL MeOH/DCM (50/50, V/V)
0
20
40
60
80
100
120
Re
cove
rie
s (
%)
Nylon 30 µm PE PES 0.1 µm
Chapitre III : Résultats
243
III- 2- Influence of the membrane nature and membrane porosity on PAH
accumulation
Results observed with the various tested membranes are quite different regarding the
accumulation shapes, the accumulation kinetics and the sensitivity of the device towards the
hydrophobic compounds. Figure 4 represents the concentration factors “Cf” of the studied
compounds in both the POCIS sorbent (ratios of the concentration of analytes in the sorbent to
the concentration of analytes in the water) (a) and in the tool membranes (ratios of the
concentration of analytes in the membrane to the concentration of analytes in the water) (b).
Chapitre III : Résultats
244
(a) (b)
y = 7.9316xR² = 0.9978
y = 10.609xR² = 0.9541
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Naphtalene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Naphtalene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
y = 4.206xR² = 0.9829
y = 4.3983xR² = 0.9243
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Acenaphtylene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Acenaphtylene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
y = 5.9822xR² = 0.9721
y = 4.905xR² = 0.9957
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Acenaphtene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Acenaphtene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
y = 9.314xR² = 0.9906
y = 5.5398xR² = 0.9967
0
5
10
15
20
25
0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Fluorene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Fluorene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
Chapitre III : Résultats
245
(a) (b)
y = 7.9962xR² = 0.9901
y = 4.1212xR² = 0.9613
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
0
20
40
60
80
100
120
140
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Dibenzothiophene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Dibenzothiophene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
y = 6.0303xR² = 0.9722
y = 3.1898xR² = 0.9659
0
2
4
6
8
10
12
14
16
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Phenanthrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Phenanthrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
y = 8.9364xR² = 0.9365
y = 5.2756xR² = 0.9694
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Anthracene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Anthracene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
y = 5.4925xR² = 0.9693
y = 3.4229xR² = 0.9709
0
5
10
15
20
25
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Fluoranthene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Fluoranthene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
Chapitre III : Résultats
246
(a) (b)
y = 4.7924xR² = 0.9522
y = 2.9484xR² = 0.9578
0
5
10
15
20
25
30
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Pyrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Pyrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
y = 3.3081xR² = 0.9852
y = 1.5667xR² = 0.9758
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
1.4
0
10
20
30
40
50
60
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benz(a)anthracene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
100
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benz(a)anthracene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
y = 3.599xR² = 0.9866
y = 1.6096xR² = 0.9875
0
0.5
1
1.5
2
2.5
0
10
20
30
40
50
60
70
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Chrysene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
100
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Chrysene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
y = 4.2068xR² = 0.9747
y = 1.7962xR² = 0.9798
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
1.4
1.6
1.8
2
0
10
20
30
40
50
60
70
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(b)naphto(2,1-d) thiophene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
100
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(b)naphto (2,1,-d) thiophene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
Chapitre III : Résultats
247
(a) (b)
0
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(b)fluoranthene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(b)fluoranthene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0.9
1
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(k)fluoranthene
PE NYLON 30 µm
0.01
0.1
1
10
100
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(k)fluoranthene
PE NYLON 30 µm
0
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(e)pyrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(e) pyrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
0
0.005
0.01
0.015
0.02
0.025
0.03
0.035
0
2
4
6
8
10
12
14
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(a)pyrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
100
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(a)pyrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
Chapitre III : Résultats
248
(a) (b)
Figure 4: Accumulation kinetics in the POCIS sorbent with the different membranes tested (a) and
in the membranes (b) (n = 3 for the POCIS-PE, the POCIS-Nylon 30 µm and the POCIS-PES 0.1
µm; n = 2 for the POCIS-PES 0.45 µm).
0
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0.07
0.08
0.09
0
2
4
6
8
10
12
14
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Perylene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
100
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Perylene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
0
0.005
0.01
0.015
0.02
0.025
0.03
0.035
0
1
2
3
4
5
6
7
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Indeno(1,2,3-cd)pyrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Indeno(1,2,3-cd)pyrene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3.5
4
4.5
5
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Dibenz(a,c)anthracene
PE NYLON 30 µm
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Dibenz(a,c)anthracene
PE NYLON 30 µm
0
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0.07
0.08
0
1
2
3
4
5
6
7
0 5 10 15
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
ES 0
.1 µ
m-P
ES 0
.45
µm
)
Co
nce
ntr
atio
n f
acto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(g,h,i)perylene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm
0.01
0.1
1
10
0 5 10 15
Co
nce
ntr
ati
on
fa
cto
r (L
.g-1
)(P
E-N
ylo
n 3
0 µ
m)
days
Benzo(g,h,i)perylene
PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm
Chapitre III : Résultats
249
III- 2- 1- POCIS with polyethersulfone 0.1 µm pore size membranes (POCIS-PES 0.1
µm)
For PAH abbreviations and their physical/chemical properties (molecular weight and log Kow), refer
to table 2.
During the laboratory experiments, the POCIS in its “pharmaceutical” configuration
has demonstrated its capacity to accumulate all studied analytes despite their
hydrophobicities. Results are reproducible between replicates (n = 3, RSD < 14 %), and the
highest accumulation is observed with compounds having the lowest hydrophobicities such as
naphtalene, acenaphtylene, acenaphtene and fluorene (highest concentration factors in the
POCIS-PES 0.1 µm, figure 4). Considering closely the accumulation kinetics, the
concentration factor in the sorbent does not show a linear relationship with exposure time as
expected for passive sampling devices (figure 1). Instead, either an equilibrium or a lag phase
are observed in the accumulation of the majority of the studied compounds.
For the low molecular weight and moderately high molecular weight PAHs
(MM ≤ 202 g.mol-1
corresponding to pyrene, log Kow ≤ 5.2), a lag phase defined as the
“delay time” before the accumulation in the sorbent becomes significant and linear is
observed in the POCIS PES-0.1 µm. The main disadvantage of this type of accumulation is a
variable sampling rate with exposure time, thus there is no possibility to estimate accurate and
time- weighted average water concentrations based on the accumulated amounts of
compounds in the device (following equation 8). Understanding the origin of the lag phase is
the key to the device improvement for the accumulation of PAHs. The low affinity of the
hydrophilic PES membrane to the hydrophobic compounds is most likely responsible of the
observed accumulation behavior by resisting to the mass transfer of these compounds into the
POCIS sorbent. A closer look to the accumulation of PAHs in the membrane itself and its
comparison to the one observed in the sorbent reveals that the lag phase disappears and the
accumulation becomes linear when the concentrations of target analytes in the membrane
reach a steady state (figure 5). This observation is consistent with the definition of the lag
phase given by Huckins, (2006) as being the time required to reach steady state flux across the
membrane barrier.
Chapitre III : Résultats
250
Figure 5: Example of PAH accumulation in the OASIS-HLB sorbent and in the PES membrane of
the original “pharmaceutical” configuration of POCIS.
Equilibrium in the sorbent of the POCIS-PES 0.1 µm is observed with high molecular
weight compounds (MM ≥ 228 g.mol-1
corresponding to chrysene) (figure 4), and is mainly
due to the low affinity of the OASIS-HLB sorbent towards these compounds (figure 6). The
saturation of the OASIS-HLB sorbent with heavy PAHs is well shown by the low
concentration factors observed in comparison to those obtained with lighter PAHs (i.e. at T15,
Cf = 0.03 L.g-1
for benz(a)pyrene (MM of 252 g.mol-1
) while Cf = 20 L.g-1
for acenaphtene
(MM of 154 g.mol-1
)). Probably, the lag phase occurs also with high molecular weight PAHs
since they have less affinity for the membrane than low molecular weight ones (lower
concentration factors in the membrane, figure 6), but equilibrium is reached so fast to the
point that the lag phase is no longer observed on the first sampling time (5 days).
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Mem
bra
ne
qu
anti
ty (
ng)
Rec
eiv
ing
ph
ase
co
nce
ntr
atio
n (
ng/
g)
Time (d)
Naphtalene
Receiving phase (ng/g) Membrane (ng)
Chapitre III : Résultats
251
Figure 6: Concentration factors of PAHs in the OASIS-HLB sorbent and in the PES membrane
after 15 days of exposure (n = 2) (PAHs abbreviations along with their physical/chemical properties
are listed in table 4).
III- 2- 2- POCIS with polyethersulfone 0.45 µm pore size membranes (POCIS-PES 0.45
µm)
Analyte transfer through porous membranes such as PES does not only depend on the
membrane nature, but also on its porosity, since the transfer follows a biphasic mechanism
consisting of analyte transport through the membrane water-filled pores, dissolution into the
polymer matrix and diffusion through the polymer before reaching the POCIS sorbent
(Alvarez, 1999). Theoretically, increasing the porosity of the PES membrane should reduce
the resistance to mass transfer towards the sorbent. With the POCIS-PES 0.45 µm, the lag
phase is still observed for compounds such as dibenzothiophene, anthracene, fluoranthene,
pyrene, benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene, but with a reduced duration (figure 4) in comparison
to the POCIS-PES 0.1 µm. For the lightest PAHs (naphtalene, acenaptylene and acenaphtene)
a burst effect is observed instead of the lag phase shown with the 0.1 µm pore size
membranes, probably due to the uptake of these low hydrophobicity PAHs during the first
wetting of the tool by passage through the membrane pores into the sequestration medium
instead of actual partitioning with the membrane matrix (Alvarez, 1999). Between the group
of compounds showing the burst effect and the other group showing the lag phase, fluorene
shows a linear accumulation curve with the POCIS-PES 0.45 µm membrane (R2 = 0.99).
Similarly to the POCIS-PES 0.1 µm, equilibrium or near equilibrium status is observed for
high molecular weight compounds such as benzo(a)pyrene, perylene, benzo(b)fluoranthene,
indeno(1,2,3-cd)pyrene and benzo(g,h,i)perylene. Differences in accumulation shape curves
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
1.8
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Cf
me
mb
ran
e T
15
(L.
g-1)
Cf
sorb
en
t T1
5 (
L.g-1
)Sorbent Membrane
Chapitre III : Résultats
252
are observed with benz(a)anthracene, chrysene and benzo(e)pyrene between the two POCIS-
PES types since a lag phase is observed with the 0.45 µm porosity while an equilibrium status
is reached with the 0.1 µm porosity membrane. In all case figures, higher concentration
factors are observed in the sorbent of the POCIS-PES 0.45 µm in comparison to the POCIS-
PES 0.1 µm, leading to a better sensitivity (figure 7).
Figure 7: Concentration factors of PAHs in the sorbent using the PES 0.1 µm and the PES 0.45 µm
membranes (n = 3 for the POCIS-PES 0.1 µm and n = 2 for the POCIS-PES 0.45 µm) (PAH
abbreviations are listed in table 4 along with their physical/chemical properties).
III- 2- 3- POCIS with nylon 30 µm pore size membranes (POCIS-Nylon 30 µm)
As the PES membrane, the tested hydrophilic nylon 30 µm shows higher affinities for
low molecular weight PAHs (higher concentration factors in the membrane, figure 8), but it
accumulates much higher quantities of PAHs (1.3 to 11.4 times) than the PES due its high
porosity. Concentration factors at the end of the POCIS exposure reach a maximum average
of 2.8 L.g-1
(corresponding to anthracene) in the nylon membrane (figure 8), while the
maximum average concentration factor reached with the PES membrane is of 1.6 L.g-1
corresponding to the value of naphtalene (figure 6).
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
N
AC
TY
AC
tE FE
DB
T
PH
E
AN
FLU
O
PY
R
BA
A
CH
RY
S
2,1
BN
T
Cf
in t
he
so
rbe
nt-
T15
(L.g
-1)
POCIS PES 0.45 µm POCIS PES 0.1 µm
Chapitre III : Résultats
253
Figure 8: Concentration factors of PAHs in the OASIS-HLB sorbent and in the nylon 30 µm
membrane after 15 days of exposure (PAHs abbreviations are listed in table 4).
However, the POCIS-nylon 30 µm membrane and despite its hydrophilic nature does
not show a lag phase in the accumulation of the PAHs studied. Instead, a linear uptake of the
least and moderate hydrophobic PAHs (MM ≤ 234 g.mol-1
corresponding to BNT) is observed
(figure 4), which allows to use this tool in a quantitative aspect through the estimation of
water concentrations based on accumulated amounts of contaminants in the sorbent. Among
the compounds in the linear uptake, naphtalene and acenaphtylene are in the early stage of the
curvilinear regime under the study conditions. The high porosity of the nylon membrane
seems to reduce the influence of its hydrophilic nature on the accumulation of hydrophobic
compounds and allows a higher transfer of compounds into the POCIS sorbent. However, and
similarly to the POCIS-PES 0.1 µm, an equilibrium or a near-equilibrium regime is observed
for heavier compounds (MM ≥ 252 g.mol-1
). In all cases, accumulated quantities of PAHs in
this tool are significantly higher than those found in the POCIS-PES configurations (figure 4),
with the highest uptakes observed for naphthalene, fluorene and anthracene (figure 8).
Considering the linear accumulation of the 2, 3, and 4 rings PAHs with
MM ≤ 234 g.mol-1
corresponding to BNT, sampling rates are determined under the specific
laboratory conditions (section II- 4), and range between 0.31 L.d-1
to 2.12 L.d-1
(table 3).
These sampling rates are found to be correlated to compound hydrophobicity. They decrease
with the increase of the octanol-water partition coefficient of the studied compounds (figure
9) which is consistent with the lowest affinity of high molecular weight PAHs (which are the
most hydrophobic) towards the sorbent (figure 8). The determined sampling rates can
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
3.0
3.5
4.0
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
Cf
me
mb
ran
e T
15
(L.
g-1)
Cf
sorb
en
t T1
5 (
L.g-1
)
Sorbent Membrane
Chapitre III : Résultats
254
therefore be used to estimate water concentrations following equation 8, and these estimations
are expected to be reliable when samplers are deployed in environmental conditions close to
those of the calibration experiments.
Figure 9: Sampling rates of PAHs in the POCIS-nylon 30 µm in function of compounds
hydrophobicity (n = 3).
For the high molecular weight PAHs (MM ≥ 252 g.mol-1
corresponding to BbF), the
POCIS-Nylon 30 µm works as an equilibrium passive sampler and dissolved analyte
concentrations can be estimated using the sampler-water partition coefficients KSW following
equation 9. The logarithm of the average Ksw obtained with the POCIS-Nylon 30 µm (n = 3)
range between 2.9 and 3.9 (figure 10), which are lower than those obtained by modelling with
SPMDs, SRs, Chemcatchers® and LDPE passive samplers that range between 5 to 8
depending on the tool (Huckins et al., 2006; Vrana et al., 2006; Smedes et al., 2009; Lohmann
& Muir, 2010). This fact shows the lower sensitivity of the POCIS- Nylon 30 µm regarding
the high molecular weight PAHs (MM ≥ 252 g.mol-1
) in comparison to other available
hydrophobic passive samplers.
y = 17.525e-0.678x
R² = 0.87560
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3 4 5 6
Sam
plin
g ra
te (
L.d
-1)
log kow
POCIS-Nylon 30 µm
Chapitre III : Résultats
255
Figure 10: Logarithm of sampler-water partition coefficients for PAHs reaching equilibrium in the
POCIS-nylon 30 µm (PAHs abbreviations are listed in table 4).
However, the use of the POCIS-Nylon 30 µm in its equilibrium regime for heavy compounds
requires that the capacity of the tool is kept well below the capacity of the sample to avoid
depletion during extraction and that the device response time remains below any fluctuation in
environmental concentrations (Vrana et al., 2005), otherwise estimated water concentrations
will more reflect final exposure concentrations rather than time-weighted average
concentrations.
III- 2- 4- POCIS with low density polyethylene membranes (POCIS-PE)
The PAH distribution in the polyethylene membrane is described by a bell shape,
demonstrating increasing accumulated quantities of PAHs with the increase of log Kow until a
log Kow of 5.5 where the affinity of the polyethylene membrane towards the studied PAHs
reaches its maximum. From this turning point, a decrease in the accumulated quantity of
PAHs in the membrane is observed with the increase of hydrophobicity (figure 11).
Concentration factors of PAHs in the polyethylene membrane vary by almost 10 folds
between compounds, on the opposite of those in the hydrophilic membranes
(polyethersulfone, nylon) which are more homogeneous. The sorbent in the POCIS-PE
exhibits the same tendency as the one observed with the POCIS Nylon-30 µm and PES, with
the lowest accumulations observed for high molecular weight compounds (figure 11).
0 1 2 3 4 5
BbF
BkF
BeP
BaP
PER
IP
BP
DacA
log Ksw
Chapitre III : Résultats
256
Figure 11: Concentration factors of PAHs in the OASIS-HLB sorbent and in the low density
polyethylene membrane after 15 days of exposure (n = 3) (PAHs abbreviations are listed in table 4).
Similarly to the POCIS-Nylon 30 µm, linear accumulations of the least and moderate
hydrophobic PAHs (log Kow ≤ 5.7 corresponding to chrysene) are observed in the
polyethylene version of POCIS, but unlike with both POCIS-Nylon 30 µm and POCIS-PES),
the uptake of heavier compounds (MM ≥ 252 g.mol-1
corresponding to benzo(b)fluoranthene)
is characterized by a lag phase during the early accumulation period (figure 4). For linear
accumulations, calculated sampling rates range between 0.66 L.d-1
and 1.86 L.d-1
, which are
in the same order of magnitude than those of the POCIS-Nylon 30 µm. The regression curve
of these sampling rates (omitting the naphthalene) in function of compound hydrophobicity
shows an increase of sampling rates until log Kow of 4.6 (corresponding to anthracene)
followed by a decrease (figure 12) with the increase of hydrophobicity.
Figure 12: Sampling rates of PAHs in the POCIS-PE in function of compounds hydrophobicity
(n = 3) (The dotted line is only a guide to the eye).
0
2
4
6
8
10
12
14
16
0
20
40
60
80
100
120
140
160
Cf
me
mb
ran
e T
15
(L.
g-1)
Cf
sorb
en
t T1
5 (
L.g-1
)
Sorbent Membrane
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3 3.5 4 4.5 5 5.5 6
Sam
plin
g ra
te (
L.d
-1)
log kow
Chapitre III : Résultats
257
Indeed, for compounds having log Kow < 4.6, the membrane controls the uptake at this range
of hydrophobicity due its relatively low affinity for these compounds in comparison with the
more hydrophobic ones (figure 11). In this low hydrophobicity range, membrane-water
concentration factors increase with log Kow (figure 12) reducing mass transfer and leading to
the increase in the sampling rates till the control of the mass transfer switches to the water
boundary layer (Kow = 4.6). In this phase, sampling rates depend on the water diffusion of
compounds rather than on their Kmw since km.Kmw is no longer negligible relatively to kw
(equation 4) (Huckins, 2006). A gradual increase in the resistance to mass transfer is expected
due to the low water diffusion of high molecular weight PAHs (Gustafson & Dickhut, 1994)
and a decline of the sampling rates is observed with the increase of hydrophobicity (figure
12).
Concerning high molecular weight compounds (MM ≥ 252 g.mol-1
corresponding to
benzo(b)fluoranthene, log Kow ≥ 6.14), the lag phase observed in the accumulation in the
POCIS-PE is probably due to the low water diffusion of these compounds in the inner space
of the tool constituted of a non-porous membrane. It is only when water gets inside the tool
that the accumulation in the sorbent becomes significant. An attempt to understand this
phenomenon has been conducted by deploying simultaneously to the POCIS-PE devices a
modified version consisting of adding 2 mL of bidistilled water between the sorbent and the
membrane prior to deployment (designated as POCIS-PEW). The lag phase observed with the
POCIS-PE is still visible with the POCIS-PEW for the higher molecular weight compounds
such as indeno(1,2,3-cd)pyrene and benzo(g,h,i)perylene (indeno(1,2,3-cd)pyrene given as
example in figure 13), however it no longer exists with lighter compounds such as
benzo(e)pyrene, benzo(a)pyrene and perylene which are characterized by a linear
accumulation (benzo(e)pyrene given as example in figure 13). The water addition in the inner
space reduces the internal resistance to mass transfer of the device, thus facilitates the
diffusion into the sorbent and reduces partially or totally the lag phase. For the heaviest
compounds, a higher water volume or the addition of an organic solvent instead of the
bidistilled water might prevent the variable accumulation. For compounds with log Kow < 5.7
(fluorene given as example in figure 13) that are characterized by a linear accumulation in the
POCIS-PE, adding water to the device does not change the form of accumulation which
remains linear during the exposure period.
Chapitre III : Résultats
258
Figure 13: Accumulation kinetics in the POCIS-PEW with water added in the inner space in
comparison to the POCIS-PE (n = 3) (PAHs abbreviations are listed in table 4).
III- 3- Tool comparison
Since all compounds have reached equilibrium or pseudo-equilibrium in the three types of
membranes after 15 days of exposure under the study conditions (figure 4), the membrane
water-partition coefficients are calculated and plotted against compounds’ hydrophobicity
(figure 14). A threshold value of log Kow of 4.6 corresponding to anthracene is determined,
above which compounds are the most accumulated in the polyethylene membrane and below
which the nylon 30 µm membrane has the highest affinity for the studied compounds
(phenanthrene has very similar accumulations in low density polyethylene and nylon
membranes). However, differences observed in the membrane affinities to PAHs do not
explain all the differences in the sorbent accumulation of these compounds. Many other
factors influence the resistance to mass transfer, and by that, accumulated quantities in the
sorbent such as mass transfer coefficients in water, biofilm and membrane (equation 4);
diffusion coefficients in water, membrane and biofilm (equation 5); diffusion in the inner
space of the device; membrane porosity and effective thicknesses of the WBL, membrane and
biofilm (equation 5).
y = 785,19xR² = 0,9935
y = 577,4xR² = 0,9741
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
0 5 10 15
qu
anti
ty in
th
e s
orb
en
t (n
g)
days
Fe (POCIS-PE) Fe (POCIS-PEW)
y = 74,023xR² = 0,9631
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 5 10 15
qu
anti
ty in
th
e s
orb
en
t (n
g)
days
BeP (POCIS-PE) BeP (POCIS-PEW)
0
20
40
60
80
100
120
140
0 5 10 15
qu
anti
ty in
th
e s
orb
en
t(n
g)
days
IP (POCIS-PE)
IP (POCIS-PEW)
Chapitre III : Résultats
259
Figure 14: Membrane-water partition coefficients of the PES 0.1 µm, the PE and the Nylon 30 µm
membranes (n = 3).
Considering PAH uptake curves in the different tested configurations, the two versions
of adapted POCIS, the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm show linear accumulations
for the same compounds and thus can be used for quantitative monitoring of the least
hydrophobic and moderately heavy PAHs going from naphthalene (MM = 128 g.mol-1
,
log Kow = 3.2) to chrysene (MM = 228 g.mol-1
, log Kow = 5.7). Nevertheless, constant
accumulation rates are higher using the POCIS-PE, leading to higher quantities of PAHs
accumulated in this device thus better sensitivity, except for acenaphtylene for which kinetic
constants are almost equivalent in both devices and for naphthalene for which a higher
accumulation rate constant is observed with the POCIS-Nylon 30 µm. The laboratory
determined sampling rates obtained for compounds accumulated integratively or linearly in
the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm are too low in comparison with those obtained
with the SPMDs which may reach 20 L.d-1
(Gourlay-Francé et al., 2008), but in the same
order of magnitude for some compounds and slightly lower for others in comparison to
silicone rubbers exposed in low hydrodynamic conditions (Rusina, 2009) and higher than
those obtained with the MESCO (Vrana et al., 2006 a) and the hydrophobic version of the
Chemcatcher® (Vrana et al., 2006 b) (under the specific conditions detailed in table 3),
demonstrating the affinity and sensitivity of the developed POCIS-“like” for compounds with
MM ≤ 234 g.mol-1
.
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
3 4 5 6 7
Km
w
log Kow
PE
Nylon 30 µm
PES 0.1 µm
Chapitre III : Résultats
260
Table 3: Comparison of PAH sampling rates obtained with the developed tools with those of
different hydrophobic passive samplers reported in the literature.
Reference Present study
Gourlay-
Francé et
al.
(2008)
Rusina, 2009 (Vrana et al.
(2006 a)
Vrana et al.
(2006 b)
Sampler type POCIS-
PE
POCIS-
Nylon
30 µm
SPMD Silicone rubbers
MESCO : PDMS +
regenerated cellulose
membrane + 3 mL
water
Chemcatchers®
(C18 Empore +
PE membranes +
n-octanol)
Compounds a b c d e f
Naphtalene 1.59 2.12 - - 16.6 - -
Acenaphtylene 0.84 0.88 - 0.9 15.2 0.012 0.017
Acenaphtene 1.19 0.98 - 0.7 12.4 0.007 0.006 0.162±0.106
Fluorene 1.86 1.11 22 1.1 14.6 0.009 0.012 0.272±0.177
Phenanthrene 1.21 0.64 23 1.5 15.5 0.008 0.006 0.394±0.281
Anthracene 1.79 1.06 23 1.5 12.7 0.011 0.013 0.295±0.200
Fluoranthene 1.10 0.68 27 1.9 15.3 0.009 0.005 0.484±0.495
Pyrene 0.96 0.59 26 2.0 14.2 0.012 0.006 0.419±0.464
Benz(a)anthracene 0.66 0.31 23 1.5 9.4 0.014 0.005 0.193±0.208
Chrysene 0.72 0.32 25 1.7 12.6 0.015 0.005 0.206±0.203
a) In situ calibration (wastewaters), t = 6 days, n = 17; b) Laboratory calibration, T = 18 °C ± 2 °C, water
velocity = 0.14 cm s-1
, t = 63 days, n = 12; c) Laboratory calibration, T = 30 °C ± 2 °C, water velocity = 9 cm
s-1
, t = 93 days, n = 22; d) Laboratory calibration, T = 19 °C, water velocity = 0.6 cm s-1
, t = 7 days, n = 16; e)
Laboratory calibration, T = 14 °C, water velocity = 0.6 cm s-1
, t = 7 days, n = 12; f) Laboratory calibration,
average values of T = 6 °C, 11 °C and 18 °C, rotation: 0, 40, 70 rpm, water flow = 2 L.h-1
.
Concerning high molecular weight compounds (MM ≥ 252 g.mol-1
corresponding to
benzo(b)fluoranthene), they show limited affinity towards the OASIS-HLB phase
independently of the nature and porosity of the membrane tested in this study. Equilibrium is
reached in the POCIS-PES and the POCIS-Nylon 30 µm but at different levels (figure 4)
depending on the membrane nature which seems to have a significant influence on sorbent
saturation. The equilibrium observed is shown to be “proportional” to the membrane affinity
to target compounds. It would be interesting to see if the reduction in exposure time leads to
integrative uptake of high molecular weight compounds in the POCIS-Nylon 30 µm. The lag
phase observed with the POCIS-PE for these compounds is probably due to the membrane
non-porous nature inhibiting the wettability of the tool in the early exposure period as
discussed earlier, but since polyethylene has approximately twice the affinity for the high
molecular weight PAHs than the Nylon-30 µm, it is expected that a higher equilibrium with
the POCIS-PE will be reached, highlighting the sensitivity of the device.
The accumulation shapes as well as the accumulation constants and the affinity of the
compounds to the membranes and to the sorbent are summarized in table 4, along with the
major physical/chemical properties of the studied compounds.
Chapitre III : Résultats
261
Table 4: Summary of PAH accumulation shapes, kinetic constants and partition coefficients in the different tools tested.
Physical/chemical
properties Accumulation shapes Kinetic constants Equilibrium constants
MM
(g.mol-1)
log
Kow
POCIS-PES
0.1 um
POCIS-PES
0.45 um
POCIS-nylon
30 um
POCIS-
PE Membrane
RS
(L.d-1)
ku
(L.d-1.g-1) Ksw Kmw
Naphtalene (N) 128.19 3.29 Lag phase Burst effect Linear Linear
PE
Nylon30
PES 0.1
1.59 ± 4 %
2.12 ± 15 %
-
7.93 ± 4 %
10.61 ± 15 %
-
-
-
-
103 ± 17 %
2961 ± 27 %
3213 ± 49 %
Acenaphtylene (Acty) 154.21 3.93 Lag phase Burst effect Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
0.84 ± 8 %
0.88 ± 19 %
-
4.20 ± 4 %
4.40 ± 15 %
-
-
-
-
233 ± 19 %
2500 ± 27 %
475 ± 16 %
Acenaphtene (Acte) 152.20 4.02 Lag phase Burst effect Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
1.19 ± 11%
0.98 ± 8%
-
5.95 ± 4 %
4.91 ± 15 %
-
-
-
-
421 ± 16 %
2107 ± 24 %
456 ± 15 %
Fluorene (Fe) 166.20 4.23 Lag phase Linear Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
1.86 ± 8 %
1.11 ± 4 %
-
9.31 ± 4 %
5.54 ± 15 %
-
-
-
-
686 ± 17 %
2627 ± 22 %
609 ± 17 %
Dibenzothiophene (DBT) 184.26 4.57 Lag phase Lag phase Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
1.60 ± 8%
0.82 ± 14%
-
8.00 ± 4 %
4.12 ± 15 %
-
-
-
-
1268 ± 17 %
2724 ± 13 %
806 ± 2%
Phenanthrene (Phe) 178.23 4.62 Lag phase Lag phase Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
1.21 ± 27%
0.64 ± 31%
-
6.03 ± 4 %
3.19 ± 15%
-
-
-
-
1419 ± 21 %
1990 ± 5 %
676 ± 4 %
Anthracene (An) 178.23 4.64 Lag phase Lag phase Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
1.79 ± 20 %
1.06 ± 12 %
-
8.90 ± 4 %
5.28 ± 15 %
-
-
-
-
2049 ± 15 %
3392 ± 15 %
693 ± 2 %
Fluorenthene (Fluo) 202.26 5.12 Lag phase Lag phase Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
1.10 ± 13 %
0.68 ± 11 %
-
5.49 ± 4 %
3.43 ± 15 %
-
-
-
-
4249 ± 12 %
2703 ± 8 %
343 ± 5 %
Pyrene (Pyr) 202.26 5.22 Lag phase Lag phase Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
0.96 ± 13 %
0.59 ± 14 %
-
4.79 ± 4 %
2.95 ± 15 %
-
-
-
-
4650 ± 12 %
2474 ± 8 %
371 ± 10 %
2,1 Benzo(b)naphto(2,1-
d)thiophene (BNT) 234.32 5.55 Lag phase Lag phase Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
0.84 ± 21 %
0.36 ± 10 %
-
4.21 ± 4 %
1.80 ± 15 %
-
-
-
-
10613 ± 9 %
2568± 5 %
227 ± 2 %
Benz(a)anthracene (BaA) 228.29 5.62 Lag phase Lag phase Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
0.66 ± 18 %
0.31 ± 12 %
-
3.31 ± 4 %
1.57 ± 15 %
-
-
-
-
8708 ± 8 %
2025 ± 1 %
252 ± 1 %
Chapitre III : Résultats
262
Physical/chemical
properties Accumulation shapes Kinetic constants Equilibrium constants
MM
(g.mol-1)
log
Kow
POCIS-PES
0.1 um
POCIS-PES
0.45 um
POCIS-nylon
30 um
POCIS-
PE Membrane
RS
(L.d-1)
ku
(L.d-1.g-1) Ksw Kmw
Chrysene (Chrys) 228.29 5.71 Lag phase Lag phase Linear Linear
PE
Nylon30
PES0.1
0.72 ± 18 %
0.32 ± 8 %
-
3.6 ± 4 %
1.61 ± 15 %
-
-
-
-
9414 ± 8 %
2182 ± 1 %
194 ± 1 %
Benzo(b)fluoranthene (BbF) 252.31 6.14 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase
PE
Nylon30
PES0.1
-
-
-
-
-
-
-
7653 ± 4 %
-
6699 ± 7 %
885 ± 3 %
98 ± 1 %
Benzo(k)fluorenthene (BkF) 252.31 6.15 -* -* Equilibrium Lag phase
PE
Nylon30
PES0.1
-
-
-
-
-
-
-
8938 ± 6 %
-
7692 ± 7 %
937 ± 4 %
-
Benzo (e )pyrene (BeP) 252.31 6.25 Equilibrium Lag phase Equilibrium Lag phase
PE
Nylon30
PES0.1
-
-
-
-
-
-
-
7352 ± 11 %
-
6701 ± 8 %
896 ± 5 %
106 ± 2 %
Benzo (a)pyrene (BaP) 252.31 6.27 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase
PE
Nylon30
PES0.1
-
-
-
-
-
-
-
6416 ± 5 %
-
7224 ± 11 %
771 ± 3 %
92 ± 3 %
Perylene (Per) 252.31 6.28 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase
PE
Nylon30
PES0.1
-
-
-
-
-
-
8533 ± 11 %
-
7513 ± 9 %
1020 ± 5 %
143 ± 4 %
Indeno(1,2,3-cd)pyrene (IP) 276.33 6.66 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase
PE
Nylon30
PES0.1
-
-
-
-
-
-
-
4508 ± 5 %
-
3075 ± 11 %
360 ± 5 %
60 ± 5 %
Dibenz(a,c)anthracene
(DacA) 278.35 6.67 -* -* Equilibrium Lag phase
PE
Nylon30
PES0.1
-
-
-
-
-
-
-
968 ± 43 %
-
2476 ± 11 %
290 ± 1 %
-
Benzo (g,h,i)perylene (BP) 276.35 6.75 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase
PE
Nylon30
PES0.1
-
-
-
-
-
-
-
4583 ± 3 %
-
2504 ± 10 %
335 ± 1 %
50 ± 4 %
*: BkF and DacA were not added to the exposure tank containing the POCIS-PES 0.1 µm and the POCIS-PES 0.45 µm.
Chapitre III : Résultats
263
IV- Conclusion
The present study shows the first results of the development of a new passive sampler
based on the POCIS configuration for the sampling of PAHs in the aquatic system. Results
are promising when the original polyethersulfone is replaced with a non-porous polyethylene
membrane or a Nylon membrane with 30 µm pore size. Higher concentration factors are
obtained in both the POCIS-Nylon 30 µm and the POCIS-PE in comparison to the original
configuration of POCIS thus improving PAH detection limits. Accumulated quantities in the
POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm are in the same order of magnitude but higher with
the POCIS-PE for the majority of compounds. Unlike the original configuration of POCIS,
integrative accumulations are achieved with both POCIS-PE and POCIS-nylon 30 µm for
compounds having a molecular weight ≤ 234 g.mol-1
(2, 3 and 4 rings PAHs), which are the
major PAHs found in the dissolved phase. Heavier compounds reach equilibrium with the
POCIS-nylon 30 µm, while a lag phase in their accumulation is observed in the POCIS-PE.
The addition of water in the inner space of the POCIS-PE to eliminate the lag phase is
successful for few of these compounds (i.e. benzo(e)pyrene, benzo(a)pyrene, perylene). For
hig molecular weight compounds, the POCIS-Nylon 30 µm works as an equilibrium sampler.
However, a special attention should be given to the high porosity regarding the simultaneous
sampling of PAHs associated to colloïds, particles and dissolved organic matter. Perspectives
of this work include the environmental application of these tools and the in-situ calibrations to
determine field sampling rates, the reduction of the nylon membrane porosity to extend the
integrative range of the device, the optimization of the liquid of the inner space in the POCIS-
PE to eliminate the lag phase and the change of the nature of the sorbent to improve samplers
affinity towards high molecular weight PAHs.
Acknowledgments
ANR EMESTOX (ANR PRECODD 2008) is acknowledged for financial support.
Chapitre III : Résultats
264
References
Alvarez A., Petty J. D., Huckins J. N., Jones-Lepp T. L., Getting D. T., Goddard J. P., Manahan S. E., 2004.
Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic
environments. Environmental Toxicology and Chemistry 23(7): 1640-1648.
Alvarez D.A., 1999. Development of an integrative sampling device for hydrophilic organic contaminants in
aquatic environments. Thesis: University of Missouri-Columbia, Columbia, United states.
Alvarez D.A., Huckins J.N., Petty J.D., Jones-Lepp T., Stuer-Lauridsen F., Getting D.T., Goddard J.P., Gravell
A., 2007. Tool for monitoring hydrophilic contaminants in water: polar organic chemical integrative
sampler (POCIS). In Comprehensive Analytical chemistry, Vol.48: Passive Sampling Techniques in
Environmental Monitoring, pp 171-197. Edited by: Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first
edition).
Anderson K. A., Sethajintanin D., Sower G., Quarles L., 2008. Field Trial and Modeling of Uptake Rates of In
Situ Lipid-Free Polyethylene Membrane Passive Sampler. Environmental Science & Technology
42(12): 4486-4493.
Arditsoglou A., & Voutsa D., 2008. Passive sampling of selected endocrine disrupting compounds using polar
organic chemical integrative samplers. Environmental Pollution 156(2): 316-324.
Bartelt-Hunt S. L., Snow D. D., Damon T., Shockley J., Hoagland K., 2009. The occurrence of illicit and
therapeutic pharmaceuticals in wastewater effluent and surface waters in Nebraska. Environmental
Pollution 157(3): 786-791.
Booij, K., Vrana, B., Huckins, J. N., 2007. Theory, modelling and calibration of passive samplers used in water
monitoring. In Comprehensive Analytical chemistry, Vol.48: Passive Sampling Techniques in
Environmental Monitoring, pp 141-169. Edited by: Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first
edition).
De Perre C., Crespo A., Abou Mrad N., Le Menach K., Jaber F., Parlanti E., Budzinski H., 2009. Intérêt de la
micro-extraction sur phase solide couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la spectrométrie
de masse pour l’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les eaux. Spectra Analyse
(266): 28-35.
Gourlay-Francé C., Lorgeoux C., Tusseau-Vuillemin M. H., 2008. Polycyclic aromatic hydrocarbon sampling in
wastewaters using semipermeable membrane devices: Accuracy of time-weighted average
concentration estimations of truly dissolved compounds. Chemosphere 73(8): 1194-1200.
Gustafson K. E., & Dickhut R. M., 1994. Molecular Diffusivity of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons in
Aqueous Solution. Journal of Chemical & Engineering Data 39(2): 281-285.
Harman C., Bøyum O., Tollefsen K. E., Thomas K., Grung M., 2008 a. Uptake of some selected aquatic
pollutants in semipermeable membrane devices (SPMDs) and the polar organic chemical integrative
sampler (POCIS). Journal of Environmental Monitoring 10(2): 239-247.
Harman C., Tollefsen K. E., Bøyum O., Thomas K., Grung M., 2008 b. Uptake rates of alkylphenols, PAHs and
carbazoles in semipermeable membrane devices (SPMDs) and polar organic chemical integrative
samplers (POCIS). Chemosphere 72(10): 1510-1516.
Chapitre III : Résultats
265
Harman C., Brooks S., Sundt R. C., Meier S., Grung M., 2011. Field comparison of passive sampling and
biological approaches for measuring exposure to PAH and alkylphenols from offshore produced water
discharges. Marine Pollution Bulletin 63(5-12): 141-148.
Huckins J. N., Petty J. D., Lebo J. A., Almeida F. V., Booij K., Alvarez D. A., Cranor W. L., Clark R. C.,
Mogensen B. B., 2002. Development of the permeability/performance reference compound approach
for in situ calibration of semipermeable membrane devices. Environmental Science & Technology
36(1): 85-91.
Huckins J. N., Manuweera G. K., Petty J. D., Mackay D., Lebo J. A., 1993. Lipid-containing semipermeable
membrane devices for monitoring organic contaminants in water. Environmental Science & Technology
27(12): 2489-2496.
Huckins J. N., Petty J. D., Booij K., 2006. Monitors of Organic Chemicals in the Environment: Semipermeable
Membrane Devices. Editor: Springer, New York.
Lissalde S., Mazzella N., Fauvelle V., Delmas F., Mazellier P., Legube B., 2011. Liquid chromatography
coupled with tandem mass spectrometry method for thirty-three pesticides in natural water and
comparison of performance between classical solid phase extraction and passive sampling approaches.
Journal of Chromatography A 1218(11): 1492-1502.
Lohmann R., Muir D., 2010. Global Aquatic Passive Sampling (AQUA-GAPS): Using Passive Samplers to
Monitor POPs in the Waters of the World1. Environmental Science & Technology 44(3): 860-864.
Rusina T., 2009. New methods of sampling and sample preconcentration of hydrophobic compounds in aquatic
ecosystems. Magnifying passive sampling aspects. Thesis: Research Center for Environmental
Chemistry and Ecotoxicology (RECETOX), Brno, Czech Republic.
Smedes F., Geertsma R. W., van der Zande T., Booij K., 2009. Polymer−Water Partition Coefficients of
Hydrophobic Compounds for Passive Sampling: Application of Cosolvent Models for Validation.
Environmental Science & Technology 43(18): 7047-7054.
Tapie N., Devier M. H., Soulier C., Creusot N., Le Menach K., Aït-Aïssa S., Vrana B., Budzinski H., 2011.
Passive samplers for chemical substance monitoring and associated toxicity assessment in water. Water
Science & Technology 63(10): 2418-2426.
Togola A., & Budzinski H., 2007. Development of polar organic integrative samplers for analysis of
pharmaceuticals in aquatic systems. Analytical Chemistry 79(17): 6734-6741.
Vrana B., Allan I. J., Greenwood R., Mills G. A., Dominiak E., Svensson K., Knutsson J., Morrison J.,
Greenwood R., 2005 a. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC- Trends
in Analytical Chemistry 24(10): 845-868.
Vrana B., Mills G. A., Dominiak E., Greenwood R., 2006 b. Calibration of the Chemcatcher passive sampler for
the monitoring of priority organic pollutants in water. Environmental Pollution 142(2): 333-343.
Vrana B., Paschke A., Popp P., 2006 a. Calibration and field performance of membrane-enclosed sorptive
coating for integrative passive sampling of persistent organic pollutants in water. Environmental
Pollution 144(1): 296-307.
Chapitre III : Résultats
266
Chapitre III : Résultats
267
Démarche et principaux résultats de la publication n° 2
Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques (HAP) sont présents à l’état de traces
et d’ultra-traces dans la phase dissoute, et constituent un « challenge » analytique pour leur
dosage et leur échantillonnage. L’approche par échantillonnage passif permet d’améliorer la
détection des contaminants et d’intégrer la variabilité de leurs concentrations dans le temps.
Parmi les échantillonneurs passifs, les membranes semi-perméables ou SPMD sont les outils
les plus utilisés pour l’échantillonnage des composés non-ioniques de log Kow > 3 tels les
HAP. Cependant, les SPMD nécessitent une consommation importante de solvants et de
temps pour leur extraction, et requièrent une étape de purification préalable à l’analyse
chromatographique. Ces inconvénients ont motivé la recherche d’un nouvel échantillonneur
passif pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes qui serait à la fois caractérisé par sa
simplicité et sa rapidité d’extraction. Les « Polar Organic Chemical Integrative Samplers » ou
POCIS sont des outils conçus pour les composés polaires de log Kow < 4, cependant ils
présentent un certain nombre d’avantages par rapport aux SPMD tels que le faible volume de
solvant nécessaire pour l’extraction des contaminants de leur phase réceptrice, la non
nécessité d’une purification des extraits avant l’analyse chromatographique, le temps réduit de
l’étape d’extraction… L’objectif de cette publication est d’adapter la configuration du POCIS
pour l’échantillonnage des HAP.
Des expérimentations de calibration conduites au laboratoire pour évaluer la capacité
de la version « pharmaceutique » du POCIS (POCIS-PES 0,1 µm) à échantillonner les HAP
ont montré de très faibles quantités accumulées de ces derniers dans l’outil, et surtout une
vitesse d’accumulation variable au cours du temps, caractérisée par une phase de latence en
début de l’exposition pour les composés de faibles masses moléculaires (MM ≤ 202 g.mol-1
correspondant au pyrène de log Kow ≤ 5,2). Cette phase de latence correspond au temps
nécessaire pour que l’accumulation dans les échantillonneurs soit linéaire, et peut être
attribuée à la nature et à la porosité de la membrane de l’outil. En effet, les membranes des
POCIS sont des membranes en polyéthersulfone de 0,1 µm de diamètre de pores, leur
caractère hydrophile peut être à l’origine d’une résistance au transfert de masse importante
des composés hydrophobes de l’eau vers la phase réceptrice des POCIS qui se traduit par la
phase de latence. Les composés de masses moléculaires élevées (MM ≥ 228 g.mol-1
Chapitre III : Résultats
268
correspondant au chrysène) atteignent l’équilibre dans l’outil, reflétant la faible affinité de la
phase réceptrice du POCIS pour ces composés.
L’augmentation de la porosité de la membrane de 0,1 µm à 0,45 µm (POCIS-PES
0,45 µm) permet d’augmenter les quantités accumulées dans l’échantillonneur, mais les
vitesses d’accumulation restent variables au cours du temps : la phase de latence persiste pour
les composés de faibles poids moléculaires mais est réduite en comparaison de celle observée
dans les POCIS de 0,1 µm de diamètre de pores, et l’équilibre est atteint pour les composés de
hauts poids moléculaires. Une particularité des POCIS-PES 0,45 µm par rapport à la version
d’origine des POCIS est le « burst effect » correspondant à la rapide accumulation en début
d’exposition pour le naphtalène, l’acénaphtylène et le fluorène, phénomène résultant du
premier mouillage de la phase réceptrice du POCIS avec l’augmentation du diamètre des
pores de la membrane, qui entraînerait les contaminants « mécaniquement » plutôt que par
diffusion dans l’échantillonneur.
Afin de réduire la résistance au transfert de masse des composés vers la phase
réceptrice, le remplacement de la membrane en polyéthersulfone de 0,1 µm de diamètre de
pores par une membrane nylon (hydrophile) de 30 µm de diamètre de pores (POCIS-Nylon
30 µm) a été envisagé. L’augmentation de la porosité améliore nettement la quantité de
composés accumulés dans l’outil et par conséquent la sensibilité de l’échantillonneur vis-à-vis
des HAP, et conduit à l’élimination totale de la phase de latence pour les composés de faibles
masses moléculaires (2, 3, 4 cycles aromatiques, MM ≤ 234 g.mol-1
correspondant au
benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène). La linéarité de l’accumulation en fonction du temps
observée pour ces composés permet l’utilisation du POCIS-Nylon 30 µm dans un but
quantitatif. Les taux d’échantillonnage des composés varient entre 0,31 L.j-1
et 2,12 L.j-1
et
diminuent avec l’augmentation de l’hydrophobicité, reflétant les facteurs de concentration
plus importants de cet outil pour les composés de faibles poids moléculaires. Les composés de
masses moléculaires élevées (MM ≥ 252 g.mol-1
correspondant au benzo(b)fluoranthène)
atteignent l’équilibre dans les POCIS-Nylon 30 µm. Dans ce cas, l’échantillonneur peut être
utilisé dans son régime à l’équilibre pour estimer les concentrations des contaminants dans
l’eau, qui ne reflèteront pas les concentrations moyennes mais plutôt les concentrations en fin
d’exposition de l’outil dans le milieu environnemental.
Chapitre III : Résultats
269
Le remplacement de la membrane de la version « pharmaceutique » du POCIS par une
membrane hydrophobe en polyéthylène basse densité (membrane non poreuse mais ayant des
cavités de 10 Å) (POCIS-PE) aboutit à des résultats similaires que ceux obtenus avec le
POCIS-Nylon 30 µm pour les composés de faibles masses moléculaires (MM ≤ 234 g.mol-1
).
L’accumulation linéaire obtenue permet d’utiliser l’outil dans son aspect intégratif, et les taux
d’échantillonnage déterminés varient entre 0,66 L.j-1
et 1,86 L.j-1
. Cependant, au lieu d’un
équilibre dans l’accumulation des composés de masses moléculaires élevées (MM ≥
252 g.mol-1
correspondant au benzo(b)fluoranthène), une phase de latence est observée et
attribuée à la faible diffusion des composés en question dans l’espace interstitiel de l’outil.
L’ajout de l’eau distillée dans cet espace permet l’amélioration de la diffusion des composés
et par conséquent assure une linéarité dans l’accumulation. Tel est le cas pour le
benzo(e)pyrène, le benzo(a)pyrène et le pérylène, alors que les composés les plus lourds tels
que l’indéno(1,2,3-cd)pyrène montrent encore la phase de latence, mais qui est réduite en
comparaison de celle observée dans la version du POCIS-PE sans eau.
Ainsi, les POCIS-Nylon 30 µm et les POCIS-PE ont montré leur potentiel quantitatif
pour les HAP de faibles masses moléculaires (2, 3, 4 cycles aromatiques, MM ≤ 234 g.mol-1
),
avec une capacité de pré-concentration plus importante du POCIS-PE pour la majorité des
composés (à l’exception du naphtalène et de l’acénaphtylène). Ces résultats sont très
prometteurs vis-à-vis de l’utilisation de ces outils dans le suivi environnemental des HAP
dans la phase dissoute.
Chapitre III : Résultats
270
III- Publication n° 3: Etude du comportement des versions adaptées
du POCIS pour l’échantillonnage des HAP à travers leurs
applications dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées.
Effets d’une contamination discontinue ou accidentelle
Chapitre III : Résultats
271
Understanding the behavior of adapted versions of POCIS for the sampling
of PAHs through their application in semi-controlled condition
experiments. Effects of a discontinuous and accidental contamination
Ninette ABOU MRAD1, Coralie SOULIER
1, Angel BELLES
1, Karyn LE MENACH
1,
Véronique LOUSTALOT2, Kevin CAILLEAUD
2, Hélène BUDZINSKI
1*
1Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS),
Equipe Laboratoire de Physico- et Toxico-Chimie de l’Environnement (LPTC), CNRS, university
Bordeaux 1, 351, cours de la Libération, 33405 Talence cedex, France.
2 TOTAL Petrochemicals, pôle de Recherche et de Développement Mont Lacq, BP 47-64170 Lacq,
France.
*Corresponding author. Tel : 33 5 56 84 69 98 ; Fax : 33 5 56 84 69 98
E-mail address : h.budzinski@epoc.u-bordeaux1.fr
Abstract
This paper describes the application of newly developed tools designated as POCIS-
“like”, based on the “pharmaceutical” configuration of POCIS, for the sampling of polycyclic
aromatic hydrocarbons in semi-controlled condition experiments. The aim of this study was to
evaluate the qualitative/quantitative performance of the developed tools to sample PAHs
under different contamination patterns. Test compounds were selected among the priority
substances listed by the water framework directive 2000/60/CE and included naphthalene,
anthracene and benzo(a)pyrene. Chrysene was also selected as a petroleum contamination
tracer. These four compounds were also chosen for their presence in industrial petroleum
Chapitre III : Résultats
272
effluents. Experiments were conducted by deploying the samplers in artificial flow through
water channels fed by a PAH solution in ethanol according to different scenarios. The first
experiment consisted of exposing the samplers to a continuous flow of contaminants during
21 days at two concentration levels; one corresponding to the environmental quality standards
of the test compounds and the other to the third of these values. PAH accumulations in the
samplers could be described and accumulation kinetics determined in the different POCIS-
“like” tested: the POCIS-PE (with a polyethylene membrane instead of the original
polyethersulfone one), the POCIS-Nylon 30 µm (with a 30 µm pore size nylon membrane),
and the POCIS-Nylon 0.1 µm (with a 0.1 µm pore size nylon membrane). The second
experiment lasted also 21 days and consisted of exposing the samplers to a discontinuous
contamination pattern where 3 injection/injection interruption periods alternated. The third
experiment consisted of exposing the samplers to an accidental contamination peak in the
early exposure followed by a long period (till day 21) of non-contamination. Results of the
continuous exposure have shown an equilibrium state in the accumulation for naphthalene.
Linear or integrative accumulations were observed for anthracene which in-situ sampling
rates ranged between 0.06 and 0.34 L.d-1
, and for chrysene which in-situ sampling rates
ranged between 0.001 and 0.080 L.d-1
in the three types of POCIS-“like” tested (under the
conditions of the experiment). Benzo(a)pyrene showed a linear accumulation only with the
POCIS-Nylon 0.1 µm, with a sampling rate of 0.0007 L.d-1
. In both the discontinuous and the
accidental experiments, samplers showed an increase in the accumulated quantities of PAHs
following the injection periods and a release of compounds during non-contamination periods.
Keywords: POCIS-“like”, PAHs, discontinuous exposure, accidental contamination
Chapitre III : Résultats
273
I- Introduction
In the aim of improving the chemical quality of water and to restore a good ecological
and chemical state of the aquatic systems by the year 2015, the European Community adopted
in the year 2000 the water framework directive 2000/60/CE (European Communities, 2000)
that imposes the surveillance of priority listed substances in the different water bodies and
discharges, mainly in the industrial effluents. In this context, the EMESTOX project (Passive
samplers for chemical substance monitoring and associated toxicity assessment in water and
industrial effluents) has been implemented in 2008, in one hand to improve chemical
surveillance of water bodies with the accounting for the temporal variability of contaminant
concentrations, and on the other hand to inform on toxicological and ecotoxicological risks
associated to the identified or non-identified substances present in the aquatic system.
Fulfilling these objectives requires the development of new passive samplers or the
optimization of existing ones, mainly to improve their quantitative aspect and to widen their
hydrophobicity application ranges.
Within the context of the EMESTOX project, internal laboratory researches led to the
development of new passive sampling tools based on the “pharmaceutical” configuration of
POCIS for the sampling of polycyclic aromatic hydrocarbons. The performance and
limitations of these adapted versions of POCIS designated as POCIS-“like” for the sampling
of hydrophobic compounds were evaluated in laboratory calibrations and reported elsewhere
(Abou Mrad , 2011). However, before applying these tools for the environmental monitoring,
there is a need to understand their accumulation “behavior”, to assess their integrative aspect
and capacity to estimate time-weighted average concentrations of contaminants and to study
the influence of the variability in water concentrations on their responses. To answer and
clarify these problematic issues, a part of the EMESTOX project is based on the application
of the developed or optimized passive samplers under semi-controlled conditions. Different
model compounds covering organic compounds such as PAHs, pesticides and alkylphenols,
as well as inorganic compounds such as metals were included in these experiments, and were
selected from the list of priority substances defined by the water framework directive
(European Communities, 2000).
The present study describes the application of the laboratory developed POCIS-“like”
for the sampling of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) under semi-controlled
Chapitre III : Résultats
274
condition exposures. Studied compounds included naphthalene, anthracene and
benzo(a)pyrene which environmental quality standards (EQS) in surface waters are set at
1200 ng.L-1
, 100 ng.L-1
and 50 ng.L-1
respectively (European Communities, 2000). Chrysene
was also added to these compounds for its potential to trace petroleum contamination (EQS
set at 40 ng.L-1
). Along with the original “pharmaceutical” configuration of POCIS
constituted of an OASIS-HLB sorbent comprised within two polyethersulfone membranes
(POCIS-PES) (Alvarez et al., 2004), three types of POCIS-“like” were used, and consisted of
the same sorbent and geometry than the original POCIS, but with a membrane modification.
Polyethersulfone membranes were replaced by nylon membranes of 30 µm pore size (POCIS-
Nylon 30 µm), by nylon membranes of 0.1 µm pore size (POCIS-Nylon 0.1 µm) and by non-
porous low density polyethylene membranes with transient cavity diameters of 10 Å (POCIS-
PE). A continuous, discontinuous and accidental contaminations were simulated, and their
effects on contaminant accumulations in the samplers as well as on the quantitative aspect of
these tools were evaluated.
II- Materials and Methods
II- 1- Experimental site
The semi-controlled condition experiments were conducted at the experimental site of
Mont Lacq (TOTAL petrochemicals, France) which contains sixteen 40 m artificial channels
of 50 cm of width and 50 cm of height, with a water level comprised between 20 and 30 cm.
Among these channels, two were attributed to the contamination with PAHs: channel 4 for the
highest target concentration and channel 5 for the lowest target concentration. The freshwater
of the “gave de Pau” is discharged by weirs into the channels in order to maintain the same
flow in each (200 m3.h
-1). Physical-chemical parameters such as temperature, dissolved
oxygen, pH, conductivity, flow and suspended particulate matter are measured continuously
and automatically at the end of each channel by submersible probes. Test compounds are
delivered with a controlled flow through shear pumps that allow the injection of poorly water
soluble compounds and result in obtaining a mechanistic stable emulsion of test compounds in
the channels. The “contaminated” water of the channels is evacuated either by direct
Chapitre III : Résultats
275
discharge into a river, into a macrophytes lagoon, or into the wastewater treatment plant of
Mont Lacq according to the nature of products used (Champeau, 2005).
II- 2- Preliminary steps
Before conducting the experiments, the stability and the homogeneity of PAH
concentrations in the channels were evaluated. Water samples were collected at different
distances from the injection point (i.e. 15, 25 and 35 m) and after different periods from the
injection start (1, 5 and 24 h). Target concentrations of test compounds in the channel were
the third of their environmental quality standards.
II- 3- Experiments under semi-controlled conditions
Fulfilling the study objectives required three experiments: a continuous exposure
experiment, a discontinuous exposure and an accidental exposure, simulating the different
cases to which samplers in surface waters are confronted to.
II- 3- a- Continuous exposure
The objective of this experiment was to evaluate the performance of the developed
POCIS-« like » to estimate water concentrations. For this purpose, an ethanolic solution of
PAHs was injected continuously at a flow rate of 261 mL.h-1
in channel 4 and of 87 mL.h-1
in
channel 5. Target concentrations in channel 4 correspond to the environmental quality
standards (EQS) of the test compounds in surface waters (European Communities, 2000).
Target concentrations in channel 5 correspond to the third of the environmental quality
standards’ values. The total quantities of PAHs introduced at the end of the experiment in
channel 4 are of 635 mg, 325 mg, 7578 mg and 251 mg for anthracene, benzo(a)pyrene,
naphthalene and chrysene respectively, while those introduced in channel 5 are of 212 mg,
108 mg, 2526 mg and 84 mg for anthracene, benzo(a)pyrene, naphthalene and chrysene
respectively. The experiment lasted 21 days from the 8th
to the 29th
of March 2011, during
which spot water samples were collected at days 3, 7, 10, 14, 17 and 21 in both channels,
Chapitre III : Résultats
276
accompanied each time by a sampling upstream the injection point to measure the
contamination “background”. The POCIS and adapted versions of POCIS were deployed at
the beginning of the experiment. In channel 4, 6 POCIS-PES, 6 POCIS-Nylon 30 µm, 6
POCIS-Nylon 0.1 µm and 6 POCIS-PE were deployed, with one POCIS-Nylon 0.1 µm
deployed upstream the injection point to measure the contamination “background” of the
analytes of interest in the natural water of the experimental site. Replicate POCIS from each
type (n = 2) were retrieved at days 7, 14 and 21 before the interruption of the contamination.
The POCIS-Nylon 0.1 µm deployed upstream the injection point was retrieved at the end of
the exposure. Unlike in channel 4, the monitoring of the accumulation kinetics was not
conducted in channel 5, and only 2 POCIS-PES and 2 POCIS-Nylon 0.1 µm were deployed in
this channel at the beginning of the exposure and retrieved at day 21. Similarly to the channel
4, a POCIS-Nylon 0.1 µm was deployed at the beginning of the exposure upstream the
injection point in channel 5 and retrieved at the end of the exposure. All POCIS and water
samples were frozen at - 20 °C until analysis.
II- 3- b- Discontinuous exposure
The objective of this experiment was to evaluate the capacity of the developed POCIS-
« like » to integrate the variability in water concentrations. For this purpose, an ethanolic
solution of PAHs was injected at stable concentrations during three days, followed by a four
days period of contamination interruption. The flow rate of the contamination solution was of
609 mL.h-1
in channel 4 and of 203 mL.h-1
in channel 5. The contamination/contamination
interruption cycle was repeated three times till day 21. In this way, contamination periods
were between T0-T3, T7-T10, and T14-T17 days. The experiment was conducted from the
5th
to the 26th
of April 2011. An important aspect allowing the comparison of the continuous
and the discontinuous experiments lies in the fact that during the three injection cycles in the
discontinuous experiment, the total amount of contaminants injected in the channel
corresponds to the total quantity of PAHs delivered during 21 days in the same channel during
the continuous exposure. This protocol was applied in both channels 4 and 5. Water samples
were collected during both injection and non-injection periods (T1, T3, T7, T8, T10, T14, T17
and T21 days) to access the “realistic” average water concentrations of target analytes,
accompanied by a simultaneous water sampling upstream the injection point. In channel 4, 6
Chapitre III : Résultats
277
POCIS-PES, 6 POCIS-Nylon 30 µm, 6 POCIS-Nylon 0.1 µm and 6 POCIS-PE were
deployed at T0 day, and replicate POCIS of each type (n = 2) were retrieved at days 14
(before the start of the third injection cycle), 17 (before the interruption of the contamination)
and 21 in order to cover the third injection/injection interruption cycle. One POCIS-Nylon
0.1 µm was placed upstream the injection point at the beginning of the experiment to measure
the background contamination, and retrieved at the end of the exposure. Only 2 POCIS-PES
and 2 POCIS-Nylon 0.1 µm were deployed in the channel 5 at the beginning of the exposure
and retrieved at day 21. Similarly to the channel 4, a POCIS-Nylon 0.1 µm was deployed at
the beginning of the exposure upstream the injection point in channel 5 and retrieved at the
end of the exposure. All POCIS and water samples were frozen at - 20 °C until analysis.
II- 3- c- Accidental exposure
The third experiment aimed to test the effect of an accidental contamination on the
response given by the newly developed passive samplers. It was only conducted in channel 4
from the 6th
to the 27th
of May 2011. The scheme of this experiment started with a non-
injection period of three days (T0-T3), followed by a voluntary accidental input during three
days (T3-T6), then a non-contamination period till day 21 (T6-T21). During the three days
contamination peak, the total amount of target analytes was delivered into the system with a
flow rate of 1826 mL.h-1
and corresponds to the total quantity injected in 21 days during the
continuous experiment in channel 4. Water samples were collected before, during and after
the contamination peak during both injection and non-injection periods (T3, T6, T10, T14,
T17 and T21 days) with the sampling at T3 days before the injection process and the one at
T6 days before the interruption of the injection. Simultaneous water sampling was conducted
upstream the injection point. 6 POCIS-PES, 6 POCIS-Nylon 30 µm, 6 POCIS- Nylon 0.1 µm
and 6 POCIS-PE were deployed at T0, and replicate POCIS of each type (n = 2) were
retrieved at days 3 (before the injection), 6 (before the interruption of the injection) and 21 in
order to cover the contamination peak and the final “status” of the POCIS that were subject to
an accidental contamination followed by a long decontamination period. One POCIS-Nylon
0.1 µm was placed upstream the injection point at the beginning of the experiment to measure
the contamination “background” and was retrieved at the end of the exposure. All POCIS and
water samples were frozen at - 20 °C until analysis.
Chapitre III : Résultats
278
II- 4- Experimental
Naphtalene-d8, chrysene-d12, anthracene-d10, pyrene d10, benzo(b)fluoranthene-d12
and benzo(a)pyrene-d12 were obtained from Promochem (Cambridge Isotope Laboratories)
(Molsheim, France). All internal and surrogate standards had purities exceeding 98 %. PAH
mixture in cyclohexane 10 ng.µL-1
“PAH mix 45” was purchased from Cluzeau Info Labo
(Sainte Foy La Grande, France).
Dichloromethane (DCM) (for residue and pesticide analysis, Acros Organic) and isooctane
(HPLC gradient grade, Scharlau) were acquired from ICS (Belin-Béliet, France).
Nylon membranes (30 µm and 0.1 µm pore size, 90 mm membrane diameter) were purchased
from Fisher Scientific (Illkirch, France). Polyethylene roll (100 µm thickness) was purchased
from Manutan (Gonasse, France), and cut in circles of 90 mm diameter. OASIS HLB bulk
sorbent (60 µm) was purchased from Waters (Guyancourt, France). POCIS metal rings were
“homemade”. Empty glass SPE tubes and polyethylene frits (SUPELCO) were provided by
Sigma Aldrich (Saint Quentin Fallavier, France).
II- 5- Sample extraction and analysis
II- 5- a- POCIS-“like” extraction
The POCIS-“like” were disassembled and the sorbent was transferred into a glass
6 mL SPE cartridge using 4 mL of Vittel water and placed between two teflon frits. The
sorbent was left to dry under vacuum (5 mmHg). PAH residues were then recovered from the
sorbent using 4 x 5 mL of DCM under vaccum (< 3 mmHg). The vial receiving the eluate
already contained the internal standards (naphtalene-d8, anthracene-d10, chrysene-d12,
benzo(a)pyrene-d12). The extracts were reduced in volume under a gentle nitrogen stream and
finally solvent exchanged to isooctane. Glass cartridges were weighed empty (with the two
teflon frits) and after the elution of the POCIS-“like” sorbent in order to determine the exact
mass of the sorbent recovered from the device and by this means calculate concentrations of
target analytes in the POCIS-“like” per gram of sorbent. Surrogate internal standards (pyrene-
d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were added to the sample before chromatographic
analysis.
Chapitre III : Résultats
279
II- 5- b- Spot water samples
Filtered water samples (from the channels) were extracted by Solid Phase
Microextraction (SPME) according to De Perre et al. (2009). A 100 µm SPME fiber with
PDMS coating was immersed in the 9 mL sample for 60 min at 40 °C, during which the
analytes partitioned between the sample and the fiber. Before extraction, internal standards in
ethanol (20 µL) (naphtalene-d8, anthracene-d10, chrysene-d12, benzo(a)pyrene-d12) were
added to the water sample.
II- 5- c- Sample Analysis: gas chromatography with mass selective detection (GC/MS)
Passive samplers were analyzed with a gas chromatograph coupled to a mass
spectrometer (model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL EI/CI triple axis detector, Agilent
Technologies) (Waghaeusel, Germany). The injector temperature was maintained at 280 °C.
A sample aliquote of 1 µL was injected via pulsed-splitless mode (25 psi) using Helium as
carrier gas (Purity 6.0) at 1.3 mL.min-1
constant flow rate. Separation of analytes was
achieved using an HP-5MS UI capillary column ((5 %-phenyl)-methylpolysiloxane phase;
30 m x 0.25 mm i.d. x 0.25 µm film thickness) (Agilent Technologies, Massy, France). The
temperature program started at 50 °C and was held for 2 min, was then increased at the rate of
10 °C.min-1
to 300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature
was set at 300 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization
mode. The signal was collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of
300 °C and a quadrupole temperature of 180 °C. Molecular ions of PAHs and their deuterated
standards were monitored in the SIM mode with a dwell time of 40 ms.
Water samples were shaken for 3 min at 40 °C in the agitator of a CombiPal
autosampler (CTC Gerstel MPS2XL) with a temperature-controlled simple magnet mixer tray
for incubation (250 rpm, agitator on time: 10 s, agitator off time 1 s). The extraction was
carried out according to II-5-b. Once the extraction completed, the fiber was immediately
retracted back into the needle and transferred without delay to the GC injector where it was
desorbed for 5 min at 270 °C.
Chapitre III : Résultats
280
II- 5- d- Quality control/quality assurance
To test the accuracy and the validity of the quantification method, standard solutions
of target PAHs mixed with the related internal standards are regularly run on the GC/MS
system. These solutions are used to calculate response factors of the compounds. Other
independent solutions are used to test the precision of the quantification which has been
evaluated to be comprised between 95 % and 105% depending on the compounds, with
reproducibilities not exceeding 5 %.
Recoveries of the studied PAHs from the POCIS and POCIS-“like” sorbent were of 105 %,
104 %, 105 % and 102 % for naphthalene, anthracene, chrysene and benzo(a)pyrene
respectively with a variability below 7 %, while their recoveries in water ranged between 99
and 102 % with a variability below 4 %. For the purpose of analytical quality control,
procedural blanks as well as spiked samples were run with each batch of samples. Solvent
blanks (liquid injections) and fiber blanks (SPME) were also injected to detect carry over
effects.
Internal calibration was used to quantify PAHs in the different matrices; the used internal
standards allowed to estimate PAH losses during the analytical procedure and to correct their
recoveries. Injection standards (benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were added to the
sample to determine variations in sample volumes and injections and to calculate internal
standards recoveries. Replicate passive samplers were analyzed, thus taking into account the
variability in sampling and analysis.
III- Results
III- 1- Preliminary experiments
Samplers in the experimental channels are not deployed at the same location because
their number does not allow a side by side deployment in the 50 cm width channels. It is
therefore necessary to test the homogeneity of target analytes’ concentrations in the channels
at different distances from the injection point. A small variability in water concentrations of
test compounds ranging between 3 and 16 % is observed for water samples collected at 15 m,
25 m and 35 m from the injection point, reflecting the homogeneity of concentrations in the
experimental channels (figure 1). Another important issue is the time required for the water
Chapitre III : Résultats
281
concentrations to stabilize in the channels. Samples collected one hour after the “injection
start” show differences from those collected 5 h and 24 h after the “injection start” that do not
exceed 15 %, indicating that the samplers can be rapidly deployed in the channels after the
beginning of the contamination.
Figure 1: Spatial homogeneity and temporal stability of some of the target analytes’ concentrations
in the experimental channels.
0.000
0.005
0.010
0.015
0.020
0.025
0.030
0.035
0.040
Anthracene Chrysene Benzo(a)pyrene
ng.
L-1
15 m- 24 h
25 m- 24 h
35 m- 24 h
target concentration ofanthracene
target concentration ofchrysene
target concentration ofbenzo(a)pyrene
0.000
0.005
0.010
0.015
0.020
0.025
0.030
0.035
0.040
Anthracene Chrysene Benzo(a)pyrene
ng.
L-1
15 m- 1 h
15 m- 5 h
15 m- 25 h
target concentration ofanthracene
target concentration ofchrysene
target concentration ofbenzo(a)pyrene
Chapitre III : Résultats
282
III- 2- Continuous exposure
III- 2- a- Water concentrations
Stable PAH concentrations are maintained in both channels during the 21 days
experiment (figure 2), which is a very important criterion for the determination of
accumulation kinetics in the samplers. In the highest concentration channel (channel 4),
experimental concentrations are 0.6 to 0.7 times their target EQS concentrations: naphtalene
concentrations range between 710 and 996 ng.L-1
, those of anthracene are comprised between
57 and 71 ng.L-1
, those of chrysene between 24 and 29 ng.L-1
, and those of benzo(a)pyrene
between 19 and 49 ng.L-1
. In the lowest concentration channel (channel 5), experimental
concentrations are 0.4 to 0.5 times their target 1/3 EQS values: naphtalene concentrations
range between 222 and 365 ng.L-1
, those of anthracene are comprised between 12 and
21 ng.L-1
, those of chrysene between 4 and 9 ng.L-1
, and those of benzo(a)pyrene between 3
and 7 ng.L-1
. The ratios of experimental/target concentrations range between 0.55 and 0.75,
and the differences observed between the target and experimental concentrations may result
from the volatilization of target analytes or the incomplete dissolution of test compounds in
the water phase. Control water samples collected upstream the injection point show trace level
PAH contamination of the “gave de Pau” freshwater feeding the channels (< 6 ng.L-1
for each
compound), and total PAHs upstream the injection point do not exceed 5 % of the total PAH
concentrations measured in each channel.
Chapitre III : Résultats
283
Figure 2: Experimental concentrations of test compounds found in channels 4 and 5 during the
continuous exposure experiment.
III- 1- b- Accumulation kinetics in the POCIS-“like”
The POCIS-Nylon 0.1 µm measuring the background contamination in channels 4 and
5 has not detected benzo(a)pyrene, has accumulated trace levels of anthracene and chrysene
(< 3 ng.g-1
) and a higher concentration of naphthalene (259 ng.g-1
and 264 ng.g-1
in channels 4
and 5 respectively). This latter is negligible in comparison to the concentrations found
downstream the injection point (4.2 ng.L-1
downstream channel 5 and 5.1 ng.L-1
downstream
channel 4). In the highest concentration channel (channel 4), the progressive retrieval of the
POCIS-“like” and the original configuration of POCIS allows the determination of PAH
accumulation kinetics in the devices (figure 3). The original POCIS shows very low
accumulated quantities (below the quantification limits in most cases) which is consistent
with other studies (Abou Mrad, 2011; Harman et al., 2008), therefore it is not represented in
figure 3. Naphtalene has reached equilibrium in the three adapted versions of POCIS under
the experiment conditions, with the highest concentration factors Cf (ratios between analytes’
concentrations in the sampler to their concentrations in water) obtained with the POCIS-
Nylon 30 µm. Anthracene is characterized by a linear accumulation in the POCIS-Nylon
30 µm, and has reached equilibrium in both the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 0.1 µm at
0
20
40
60
80
0 3 6 9 12 15 18 21
ng.
L-1
days
Channel 4: EQS target concentrations
Anthracene Chrysene Benzo(a)pyrene
0
5
10
15
20
25
0 3 6 9 12 15 18 21
ng.
L-1
days
Channel 5: 1/3 EQS target concentrations
Anthracene Chrysene Benzo(a)pyrene
0
200
400
600
800
1000
1200
0 3 6 9 12 15 18 21
ng.
L-1
days
Naphtalene (channel 4) Naphtalene (channel 5)
Chapitre III : Résultats
284
the end of the exposure. However, and if we consider the first 15 days of the experiment,
anthracene’s accumulation in both these tools is linear, which is consistent with previous
laboratory results (Abou Mrad, 2011). Chrysene demonstrates a linear accumulation in the
three developed POCIS-“like” devices. Lastly, benzo(a)pyrene reaches equilibrium in the
POCIS-Nylon 30 µm which is consistent with laboratory calibration results (Abou Mrad,
2011), while a linear accumulation is observed in the POCIS-Nylon 0.1 µm. In the POCIS-
PE, benzo(a)pyrene is not quantified at T5 days, therefore we are not sure if its accumulation
in the sorbent is linear as represented in figure 3 or characterized by a lag phase in the early
exposure period as demonstrated during internal calibration experiments (Abou Mrad, 2011).
Globally, accumulation curves in both the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm in
the present experiment under semi-controlled conditions are similar to those obtained during
laboratory calibrations, but with equilibrium being reached more often or more rapidly,
probably due to the longer exposure period of the samplers and/or to differences in the
exposure conditions (hydrodynamics, temperature, biofouling…).
Figure 3: Concentration factors of test compounds in the POCIS-« like » during the continuous
exposure experiment.
0
5
10
15
20
25
0 7 14 21
Cf
(L.g
-1)
time (d)
Naphtalene
POCIS-PE POCIS-Nylon 0.1 POCIS-Nylon 30
y = 45.66xR² = 0.9583
0
500
1000
1500
2000
0 7 14 21
Cf
(L.g
-1)
time (d)
Anthracene
POCIS-PE POCIS-Nylon 0.1 POCIS-Nylon 30
y = 0.3745xR² = 0.931
y = 0.2668xR² = 0.9741y = 0.0065x
R² = 0.99980
0.05
0.1
0.15
0.2
0.25
0
2
4
6
8
10
0 7 14 21
Cf
(L.g
-1)
PO
CIS
-N
ylo
n 0
.1 µ
m
Cf
(L.g
-1)
PO
CIS
-PE
and
PO
CIS
-N
ylo
n 3
0 µ
m
time (d)
Chrysene
POCIS-PE POCIS-Nylon 30 POCIS-Nylon 0.1
y = 0.0036xR² = 0.9968
0
0.02
0.04
0.06
0.08
0.1
0
1
2
3
4
5
0 7 14 21
Cf
(L.g
-1)
PO
CIS
-N
ylo
n 0
.1 µ
m
Cf
(L.g
-1)
PO
CIS
-PE
and
PO
CIS
-N
ylo
n 3
0 µ
m
time (d)
Benzo(a)pyrene
POCIS-PE POCIS-Nylon 30 POCIS-Nylon 0.1
Chapitre III : Résultats
285
Linear accumulations allow the determination of in-situ sampling rates, which are used to
estimate water concentrations based on accumulated amounts of contaminants in the samplers
following equation 1
(Huckins et al., 2002) (1)
Where Cs and Cw are the concentrations of the analyte in the sampler and water respectively, Ms is
the mass of the sorbent in the sampler, t is the exposure time of the sampler in the medium and Rs is
the sampling rate, defined as the volume of water epurated by the sampler per unit of exposure time.
The sampling rates calculated for target compounds depend on environmental conditions, and
range between 0.0007 and 0.34 L.d-1
in this study (table 1).
Table 1: In-situ sampling rates of test compounds in the POCIS-« like » under the conditions of the
continuous exposure experiment (n = 2).
Compounds In-situ sampling rates (L.d-1)
POCIS-Nylon 30 µm POCIS-Nylon 0.1 µm POCIS-PE
Naphtalene ND ND ND
Anthracene 0.1300 0.0660* 0.3400*
Chrysene 0.0600 0.0010 0.0800
Benzo(a)pyrene ND 0.0007 ND
ND: not determined since no linear accumulation is observed; *: linear accumulation until 14 days of exposure
only.
III- 1- c- Using in-situ sampling rates for estimating water concentrations
In order to validate the capacity of the developed tools to estimate water
concentrations, the sampling rates determined in channel 4 via the following of accumulation
kinetics are applied to estimate water concentrations from the POCIS-“like” deployed in the
lowest concentration channel (channel 5). Since the same environmental conditions
(temperature, hydrodynamics, biofouling…) characterize both channels, and since sampling
rates are independent of external concentrations, compound sampling rates in both channels
are theoretically the same and applying in-situ sampling rates determined in one channel in
another should not introduce any significant uncertainty factor. The only common POCIS-
“like” samplers between channels 4 and 5 are the POCIS-Nylon 0.1 µm, and the approach is
applied only for anthracene since other compounds like chrysene and benzo(a)pyrene are
below quantification limits in the samplers of channel 5 and since no in-situ sampling rate for
Chapitre III : Résultats
286
naphthalene can be determined (section III-1-b). Thus, using the sampling rate of anthracene
(0.066 L.d-1
) and its concentration in the sorbent of the POCIS-Nylon 0.1 µm in channel 5
gives an estimation of water concentrations of this target analyte of 19.6 ng.L-1
(following
equation 1). This value is consistent with the average water concentration determined by the
spot sampling in channel 5 (18 ng.L-1
), demonstrating the integrative capacity of the
developed tools to estimate average water concentrations of compounds being in the linear
uptake during exposure.
III- 2- Discontinuous exposure
III- 2- a- Water concentrations
During injection periods, water concentrations in the highest concentration channel
(channel 4) range between 948 and 2270 ng.L-1
for naphthalene, between 98 and 159 ng.L-1
for anthracene, between 50 and 69 ng.L-1
for chrysene and between 34 and 60 ng.L-1
for
benzo(a)pyrene (figure 4). Non injections periods (T3-T7, T10-T14 and T17-T21 days) are
characterized by individual PAH water concentrations below 6 ng.L-1
, and the total PAH
concentrations (corresponding to the sum of the four studied compounds) during these periods
are 30 % higher than the total PAH content upstream the injection point. In channel 5,
naphtalene concentrations range between 233 and 711 ng.L-1
, those of anthracene are
comprised between 15 and 48 ng.L-1
, those of chrysene between 6 and 22 ng.L-1
, and those of
benzo(a)pyrene between 2 and 19 ng.L-1
(figure 4). Non-injection periods are characterized by
individual PAH water concentrations below 4.7 ng.L-1
, and the total PAH concentrations
during these periods are 56 % higher than the total PAH content upstream the injection point.
Chapitre III : Résultats
287
Figure 4: Experimental concentrations of test compounds found in channels 4 and 5 during the
discontinuous exposure experiment.
III- 2- b- Influence of a discontinuous exposure on PAH accumulations in the POCIS-
“like”
The POCIS-Nylon 0.1 µm measuring the background contamination in channels 4 and
5 do not detect benzo(a)pyrene, accumulate trace levels of anthracene and chrysene
(< 3.5 ng.g-1
) and a higher concentration of naphthalene (88 ng.g-1
and 76 ng.g-1
in channels 4
and 5 respectively). This latter is negligible in comparison to the concentrations found
downstream the injection point. In this experiment, the first replicates of samplers retrieved at
T14 days carry the information of two previous injection/injection interruption cycles. Those
retrieved at T17 days have experienced an additional three days contamination period,
illustrated by an increase in the accumulated quantity of PAHs in the sorbent of the devices
(figure 5). The period between T17 and T21 days is a non-contamination period, and
accumulated quantities in the sampler at T21 days are lower than those found in the samplers
after the injection period T14-T17 days. To understand this release of contaminants, the
continuous exposure serves as the best example. Indeed, when water concentrations are
constant (which is the case in the continuous exposure), contaminants’ accumulation in the
0
50
100
150
200
1 3 7 8 10 14 15 17 21
ng.
L-1
days
Channel 4
Anthracene Chrysene Benzo(a)pyrene
0
10
20
30
40
50
60
1 3 7 8 10 14 15 17 21
ng.
L-1
days
Channel 5
Anthracene Chrysene Benzo(a)pyrene
0
500
1000
1500
2000
2500
1 3 7 8 10 14 15 17 21
ng.
L-1
days
naphtalene (channel 5) naphtalene (channel 4)
Chapitre III : Résultats
288
sorbent of the samplers is linear and a very low dissipation of compounds occurs. When the
sorbent’s capacity for target compounds is reached, the desorption of analytes becomes
significant and the accumulation in the sorbent switches to curvilinear and then reaches
equilibrium. Under this condition, when ambient water concentrations are drastically
decreased, as it is the case in the discontinuous exposure when the injection of the
contamination solution is interrupted, the contaminants are released from the sampler in order
to maintain equilibrium with the water phase and the desorption process is very “visible”
since no longer simultaneous accumulation occurs in the sorbent. Faster is the equilibrium,
higher are the accumulation and elimination constants of the sampler and more significant is
the desorption process. The release of contaminants at day T21 is observed with all studied
compounds, as much with those that have reached equilibrium in the continuous exposure
experiment that is conducted under the same environmental conditions (i.e. naphthalene in
figure 5) but also and unexpectedly with those that are in the linear uptake in the continuous
exposure experiment (i.e. anthracene and chrysene in the POCIS-Nylon 30 µm, figure 5), may
be due to the closeness of accumulation of these compounds to the curvilinear regime.
Figure 5: Examples of PAH accumulation in the sorbent of the POCIS-« like » subject to a
discontinuous contamination. The two red lines delimit the injection period between T14 and T17
days.
When comparing accumulated quantities of contaminants in the sorbent of the POCIS-
“like” in both the continuous and discontinuous experiments in channel 4 (the comparison is
possible since the same quantity of contaminants is injected in the continuous and
discontinuous exposure experiments), similar quantities are found at the end of the
experiments (T21 days) when all the quantity of PAHs has been injected. This observation is
0
2000
4000
6000
8000
10000
0 3 6 9 12 15 18 21
qu
anti
ty in
so
rbe
nt
(ng)
days
Naphtalene
POCIS-PE
POCIS-nylon 30µm
0
50
100
150
200
250
300
350
0 3 6 9 12 15 18 21
qu
anti
ty in
so
rbe
nt
(ng)
days
POCIS-Nylon 30 µm
Chrysene
Anthracene
Benzo(a)pyrene
Chapitre III : Résultats
289
independent of the accumulation regime in the samplers. Figure 6 illustrates examples of
chrysene which accumulation is maintained linear in the POCIS-Nylon 30 µm during the
whole exposure period in the continuous exposure experiment, and the benzo(a)pyrene which
reaches equilibrium in the final stage of exposure in the same experiment (section III-1-b).
The similarity of accumulated quantities between the discontinuous and the continuous
exposure experiments is observed with the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm tested
and for the four target analytes. Accumulated quantities are 1.3-1.4 and 1.1-1.7 folds higher in
the discontinuous experiment than in the continuous one at T21 days in the POCIS-PE and in
the POCIS-Nylon 30 µm respectively. The POCIS-Nylon 0.1 µm show differences in the
accumulated quantities between both the continuous and the discontinuous experiments where
the ratios range between 0.1 to 2.3.
Figure 6: Comparison of accumulated PAH quantities between the continuous and the
discontinuous exposure experiments. CE designates the continuous exposure and DE designates the
discontinuous exposure.
Independently of the variability in the water concentrations, similar accumulation and
elimination kinetic constants govern each type of samplers in both the continuous and the
discontinuous experiments since they are subject to the same environmental conditions (i.e.
flow, temperature …). This property combined to the fact that the samplers have been
exposed to the same amounts of contaminants at T21 days in both experiments lead to the
similar PAH quantities observed in the samplers at the end of the exposure in the continuous
and discontinuous experiments.
y = 1.388xR² = 0.978
0
20
40
60
80
100
120
0 7 14 21
qu
anti
ty in
so
rben
t (n
g)
days
Chrysene, POCIS-Nylon 30 µm, CE
Chrysene, POCIS-Nylon 30 µm, DE
0
10
20
30
40
50
60
70
0 7 14 21
qu
anti
ty in
so
rben
t (n
g)
days
Benzo(a)pyrene,POCIS-Nylon 30 µm,CE
Benzo(a)pyrene,POCIS-Nylon 30 µm,DE
Chapitre III : Résultats
290
III- 2- c- Using in-situ sampling rates from the continuous exposure for the estimation of
water concentrations
In order to compare the POCIS-“like” derived water concentrations to those of the
average spot water sampling, the approach consists of using the in-situ sampling rates
obtained in the continuous exposure (only for compounds in the linear uptake) (table 1) to
estimate water concentrations in the discontinuous exposure experiment based on the
accumulated amounts of PAHs in the deployed samplers following equation 1. This approach
is possible since the same environmental conditions characterize the continuous and
discontinuous experiments. Figure 7 illustrates the example of anthracene and chrysene in
channel 4 of the discontinuous experiment that show a very good consistence between the
POCIS-Nylon 30 µm derived water concentrations and the average spot water sampling, and
the differences between the two approaches (average spot water sampling and passive
sampling estimates) for the measuring of water concentrations do not exceed 21 %.
Figure 7: Comparison between the average spot water sampling and the POCIS-“like” derived
water concentrations in the discontinuous exposure experiment (channel 4).
The fact that the POCIS-“like” derived water concentrations are similar to the average
spot water sampling, and the similarity observed with the accumulated quantities in the
samplers exposed to the same amount of contaminants (at the end of the exposure) but under
constant or discontinuous concentrations show the capacity of the developed samplers to
“successfully” estimate contaminant water concentrations. However, the desorption process
observed when no longer injection of the test substances in the channel is insured still needs
to be verified, understood and documented (see section III-2-b).
0
50
100
150
200
0 10 20
ng.
L-1
days
Anthracene
spot sampling
average spotwater sampling
POCIS-nylon 30µm derivedwaterconcentrations
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 10 20
ng.
L-1
days
Chrysene
spot sampling
average spotwater sampling
POCIS-nylon 30µm derivedwaterconcentrations
Chapitre III : Résultats
291
III- 3- Accidental exposure
III- 3- a- Water concentrations
The contamination peak that has endured three days (T3-T6) is reflected by very high
concentrations observed in the water samples collected at day 6 (figure 8). Naphtalene reaches
7236 ng.L-1
, anthracene reaches 552 ng.L-1
, chrysene reaches 240 ng.L-1
and benzo(a)pyrene
reaches 232 ng.L-1
. All other water samples during the non-contamination period show trace
level PAH content (below 1.7 ng.L-1
) similar to the one found in the channel before the
beginning of the contamination (T3 days), and to those found upstream the injection point
during the whole duration of the experiment (figure 9).
Figure 8: Experimental concentrations of test compounds found in channel 4 during the accidental
exposure experiment.
Figure 9: Example of comparison between the upstream and downstream concentrations measured
in the channel of the accidental exposure.
1
101
201
301
401
501
601
3 6 10 14 17 21
ng.
L-1
days
Anthracene Chrysene Benzo(a)pyrene
1
10
100
1000
10000
3 6 10 14 17 21
ng.
L-1
days
Naphtalene
0
1
10
100
1000
10000
0 6 12 18 24
ng.
L-1
days
Naphtalene
upstream the injection point
downstream the injection point
Chapitre III : Résultats
292
III- 3- b- Influence of an accidental exposure on PAH accumulations in the POCIS-
“like”
When exposed to an accidental contamination, the POCIS-“like” tools show an
increase in their PAH accumulated quantities, followed to some extent by a release of the
retained analytes when concentrations in the exposure medium decrease (figure 10). Similarly
to the case of the discontinuous exposure, this phenomenon is attributed to the desorption
resulting from the high elimination constants of the samplers, which are reflected by the
“near” curvilinear regime or the equilibrium regime reached in the continuous exposure
conducted under the same environmental conditions. This desorption is emphasized since it is
no longer accompanied by a simultaneous accumulation because water concentrations
drastically decrease to the baseline level after the injection peak (figure 9).
Figure 10: Examples of PAH accumulation in the sorbent of the POCIS-« like » subject to an
accidental contamination. The two red lines delimit the injection period between T3 and T6 days.
Higher and steeper accumulation slopes are observed in the accidental experiment than
in the continuous one, reflecting the response of the samplers to the accidental contamination
(figure 11). Since the same quantities of contaminants are injected in the channels in both the
continuous and accidental experiments, we expect similar quantities in the samplers at T21
days when all the quantity of PAHs has been injected in the channel. Ratios of the quantities
of individual PAHs accumulated at T21 days between the accidental and the continuous
experiments range between 1 and 2.5 in the POCIS-PE and between 0.3 and 2.4 in the
POCIS-Nylon 30 µm (figure 11), independently of the accumulation regime and kinetics in
the developed samplers. Thus amounts of PAHs are found to be in the same order of
0
100
200
300
400
500
600
700
800
0 5 10 15 20
qu
anti
ty in
so
rben
t (n
g)
days
Anthracene
POCIS-PE
POCIS-nylon 30 µm
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
16000
0 5 10 15 20
qu
anti
ty in
so
rben
t (n
g)
days
Naphtalene
POCIS-nylon 30 µm
Chapitre III : Résultats
293
magnitude at T21 days in the continuous and accidental experiments, but differences are not
negligible, unlike the case observed between the continuous and the discontinuous
experiments.
Figure 11: Comparison of accumulated PAH quantities between the continuous and the accidental
exposure experiments. CE designates the continuous exposure and AE designates the accidental
exposure.
III- 3- c- Using in-situ sampling rates for estimating water concentrations
Following the same approach as the one described in the discontinuous experiment, in-
situ sampling rates obtained from the continuous experiment are applied to derive water
concentrations from the accumulated amounts in the samplers of the accidental experiment. In
this way, the estimated water concentration of chrysene based on the POCIS-Nylon 30 µm
accumulated quantities is of 29 ng.L-1
, while average spot sampling of this compound is of
38 ng.L-1
(figure 12).
Figure 12: Comparison between the average spot water sampling and the POCIS-“like” derived
water concentrations in the accidental exposure experiment.
y = 1.388xR² = 0.978
0
5
10
15
20
25
30
35
40
0 5 10 15 20 25
qu
anti
ty in
so
rbe
nt
(ng)
days
Chrysene, POCIS-Nylon 30 µm, CE
Chrysene, POCIS-Nylon 30 µm, AE
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
0 5 10 15 20 25q
uan
tity
in s
orb
en
t (n
g)days
Naphtalene, POCIS-PE, CE
Naphtalene, POCIS-PE, AE
0
50
100
150
200
250
300
0 3 6 9 12 15 18 21
ng.
L-1
days
Chrysene
spot sampling
average spotwater sampling
POCIS-nylon 30µm derivedwaterconcentrations
Chapitre III : Résultats
294
Similarly to the discontinuous exposure, the POCIS-“like” has shown their capacity to
“successfully” estimate water concentrations even when a contamination peak occurs during
their exposure. The similarity of PAH accumulated quantities in the samplers exposed to the
same amounts of contaminants but under a constant or a pulsed concentration support the
quantitative characteristics of the tools. However, further work still needs to be done to
understand and confirm the desorption of contaminants observed when external
concentrations drastically decrease.
IV- Conclusion
This study presented the first results consisting of understanding the behavior of the
laboratory developed POCIS-“like” for the sampling of polycyclic aromatic hydrocarbons
through their application in experiments under semi-controlled conditions. These tools
showed their capacity to estimate water concentrations when the accumulation of compounds
in their sorbent was linear, not only when they were exposed to a constant contamination, but
also under a discontinuous exposure or when a contamination peak occured during their field
deployment. When exposed to a discontinuous or accidental contamination, the samplers
reflected the contamination period by an increase in the accumulated amounts of compounds
in their sorbent, nevertheless they seemed to release to some extent the retained contaminants
under specific environmental conditions (temperature, hydrodynamics, biofouling…) when
external water concentrations dropped out. It is therefore important to conduct further tests to
understand this desorption process and its influence on the quantitative potential of the
samplers.
Acknowledgments
ANR EMESTOX (ANR PRECODD 2008) and Région Aquitaine are acknowledged for
financial support. Authors would like to thank Rémi Gabriel for his precious help in sample
treatment.
Chapitre III : Résultats
295
References
Abou Mrad N., 2011. Développements méthodologiques pour l'échantillonnage et l'analyse des hydrocarbures
dans les systèmes aquatiques: application dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées et
dans le milieu environnemental. Thesis: University Bordeaux I, Bordeaux, France.
Alvarez D. A., Petty J. D., Huckins J. N., Jones-Lepp T. L., Getting D. T., Goddard J. P., Manahan S. E., 2004.
Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic
environments. Environmental Toxicology and Chemistry 23(7): 1640-1648.
Champeau O., 2005. Biomarqueurs d’effets chez C. Fluminea: du développement en laboratoire à l’application
en mésocosme. Thesis: University Bordeaux I, Bordeaux, France.
De Perre C., Crespo A., Abou Mrad N., Le Menach K., Jaber F., Parlanti E., Budzinski H., 2009. Intérêt de la
micro-extraction sur phase solide couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la spectrométrie
de masse pour l’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les eaux. Spectra Analyse
(266): 28-35.
Harman C., Tollefsen K. E., Bøyum O., Thomas K., Grung M., 2008. Uptake rates of alkylphenols, PAHs and
carbazoles in semipermeable membrane devices (SPMDs) and polar organic chemical integrative
samplers (POCIS). Chemosphere 72(10): 1510-1516.
Huckins J. N., Petty J. D., Prest H. F., Clark R. C., Alvarez D. A., Orazio C., Lebo J. A., Cranor W. L., Johnson
B.T., 2002. A Guide for the Use of Semipermeable Membrane Devices (SPMDs) as Samplers of
Waterborne Hydrophobic Organic Contaminants. American Petroleum Institute (API), API publication
number 4690, Washington DC, USA.
European Communities, 2000. Directive 2000/60/CE of the European parliament and of the council of 23
october 2000 establishing a framework for Community action in the field of water policy. Official
Journal of the European Communities L327/1.
Chapitre III : Résultats
296
Chapitre III : Résultats
297
Démarche et principaux résultats de la publication n° 3
Dans le cadre du projet EMESTOX, les POCIS-« like » (POCIS-Nylon 30 µm et
POCIS-PE déjà développés en laboratoire et un nouveau type introduit: le POCIS-Nylon
0,1 µm) sont validés in-situ dans des conditions semi-contrôlées, afin d’évaluer leur aspect
quantitatif vis-à-vis des Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques (HAP). Les molécules
sont sélectionnées dans cette étude en fonction de leur présence dans les effluents industriels
pétroliers ; trois parmi elles sont classées comme substances dangereuses dans la liste de la
Directive Cadre Eau (naphtalène, benzo(a)pyrène, anthracène) et une est considérée comme
potentiel « traceur » de contamination pétrolière (chrysène). Trois expérimentations se sont
déroulées dans les « Rivières Pilotes » du site expérimental de TOTAL « petrochemicals »,
France. La première désignée par le terme « Expérimentation continue » vise à évaluer la
capacité intégrative des POCIS-« like » exposés à une contamination continue. La seconde
dite « expérimentation discontinue » cible l’évaluation de la performance des POCIS-« like »
à estimer des concentrations moyennées dans l’eau quand ils sont soumis à des « décharges »
de contamination discontinues dans le temps. La troisième connue sous le terme
« expérimentation accidentelle » s’intéresse à l’influence des pics épisodiques de
contamination sur les concentrations des contaminants dans l’eau obtenues à partir des
échantillonneurs passifs.
Les résultats de l’expérimentation continue montrent une accumulation linéaire pour
l’anthracène (MM = 178 g.mol-1
) pendant 14 jours dans le POCIS-Nylon 0,1 µm et le POCIS-
PE et pendant 21 jours dans le POCIS-Nylon 30 µm. L’accumulation du chrysène
(MM = 228 g.mol-1
) est linéaire pendant 21 jours dans les trois types de POCIS-« like »
testés. Les taux d’échantillonnage varient entre 0,06 et 0,34 L.j-1
pour l’anthracène dans les
trois types de POCIS-« like » avec la valeur la plus élevée pour le POCIS-PE, reflétant une
sensibilité plus importante. Les taux d’échantillonnage du chrysène varient entre 0,001
et 0,08 L.j-1
avec la plus grande valeur attribuée aussi au POCIS-PE. Ces résultats concordent
avec ceux obtenus en laboratoire où les POCIS-PE ont montré des taux d’échantillonnage plus
importants que ceux des POCIS-Nylon 30 µm. Le benzo(a)pyrène révèle une accumulation
linéaire dans le POCIS-Nylon 0,1 µm, montrant l’intérêt de cet outil qui offre une possibilité
d’échantillonner de façon intégrative les HAP de masses moléculaires élevées
(MM ≥ 252 g.mol-1
). En effet, ces derniers ne sont pas accumulés linéairement dans le
Chapitre III : Résultats
298
POCIS-Nylon 30 µm ni dans le POCIS-PE comme le montrent ces expérimentations in-situ
ainsi que les expérimentations déjà menées en laboratoire. L’utilisation du taux
d’échantillonnage de l’anthracène dans le POCIS-Nylon 0,1 µm (déterminé dans le canal le
plus concentré) pour estimer les concentrations moyennées dans l’eau à partir des POCIS-
Nylon 0,1 µm déployés dans le canal à plus faible concentration aboutit à des concentrations
estimées dans l’eau qui ne diffèrent pas de plus de 8 % de la moyenne des concentrations des
échantillons d’eau ponctuels, démontrant le potentiel quantitatif des échantillonneurs
développés. Quant au naphtalène, il atteint l’équilibre presqu’une semaine après exposition
dans les conditions environnementales du milieu pour les trois types de POCIS-« like ».
Quand les outils développés sont soumis à une concentration d’exposition variable,
que ce soit dans l’expérimentation discontinue ou dans l’expérimentation accidentelle, les
POCIS-« like » reflètent une augmentation de la quantité de contaminants accumulés dans
leurs phases réceptrices une fois exposés à la contamination dans le milieu. L’utilisation des
taux d’échantillonnage déterminés dans l’expérimentation continue permet d’accéder aux
concentrations des contaminants estimées dans l’eau à partir des POCIS-« like » dans les
expérimentations discontinue et accidentelle (approche possible dans la mesure où les trois
expérimentations se sont déroulées dans des conditions environnementales similaires). Les
concentrations ainsi obtenues présentent une bonne corrélation avec la moyenne des
concentrations des échantillons ponctuels d’eau, la différence ne dépassant pas 21 % dans le
cas du POCIS-Nylon 30 µm par exemple dans l’expérimentation discontinue. De plus, les
mêmes quantités de contaminants sont injectées dans les trois expérimentations au bout des 21
jours. Indépendamment des variations des concentrations externes, des quantités similaires de
HAP sont retrouvées dans les POCIS-« like » retirés à T21 jours dans les trois
expérimentations. En effet, les POCIS-PE dans l’expérimentation discontinue contiennent en
moyenne 1,3 fois plus de contaminants que leurs homologues dans l’expérimentation
continue, ce facteur est de 1,4 pour les POCIS-Nylon 30 µm et de 1,2 pour les POCIS-Nylon
0,1 µm. Ainsi, le fait que les outils développés puissent estimer des concentrations en
contaminants dans l’eau proches de celles obtenues par échantillonnage ponctuel même si la
concentration externe est variable, et le fait que les quantités de contaminants accumulés dans
les outils de chaque type soient similaires quand ces derniers sont mis en présence d’une
même quantité de contaminants indépendamment de la variabilité des concentrations externes,
appuient le potentiel quantitatif des outils développés. Cependant, les POCIS-« like »
Chapitre III : Résultats
299
semblent « relarguer » ou « désorber » une fraction de leurs contaminants quand les
concentrations externes sont réduites. Ce phénomène est probablement dû aux constantes
d’élimination élevées de ces outils dans les conditions d’exposition (hydrodynamisme,
température, biofouling…), reflétées par un équilibre ou un régime proche du régime
curvilinéaire atteint au cours de l’expérimentation continue.
Chapitre III : Résultats
300
IV- Publication n° 4 : Etude de la contamination en HAP dans le bassin
d’Arcachon durant l’été 2010. Couplage des approches d’échantillonnage
passif et d’accumulation biologique.
Chapitre III : Résultats
301
Measuring PAH contamination in Arcachon’s Bay during summer 2010.
Coupling of passive sampling approaches and biological accumulation.
Ninette ABOU MRAD, Angel BELLES, Laurent PELUHET, Edith PARLANTI, Hélène
BUDZINSKI*
Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS).
Equipe Laboratoire de Physico- et Toxico-Chimie de l’Environnement (LPTC), CNRS, university
Bordeaux 1, 351, cours de la Libération, 33405 Talence cedex, France.
*Corresponding author. Tel: 33 5 56 84 69 98; Fax: 33 5 56 84 69 98
E-mail address: h.budzinski@epoc.u-bordeaux1.fr
Abstract
Polycyclic Aromatic Hydrocarbons (PAHs) were monitored in two locations in the
coastal zones and two locations in the intra basin sector of Arcachon’s bay during the summer
2010. Water, suspended particulate matter (SPM) and sediments were sampled each month
from July to October. Data showed homogeneous trace level dissolved PAHs with ∑PAHs
ranging between 4 and 7 ng.L-1
, while heterogeneous concentrations were detected in the
sediments and the suspended particulate matter, with ∑PAHs ranging between 1 ng.g-1
to
10 000 ng.g-1
dry weight for the sediments and between 96 ng.g-1
to 1 230 ng.g-1
dry weight
for the particulate phase. The multi-compartments PAH characterization assessed
environmental concentrations to which the biota was exposed to. A second part of this study
consisted of demonstrating the field performance of semipermeable membrane devices
(SPMDs) and silicone rubbers (SRs) to determine PAHs in water samples. Estimated water
concentrations based on PAHs accumulated in the SPMDs were correlated with
concentrations of spot water samples analyzed by solid phase microextraction (R2
= 0.88,
Chapitre III : Résultats
302
n = 57) and a good correlation was also observed between SPMDs and SRs (R2 = 0.94,
n = 64). The mimetic capacity of passive samplers to infer exposure to biota was also
evaluated through the simultaneous deployment of passive samplers and oysters, and results
showed that passive samplers underestimated the contamination to which oysters were
exposed to in Arcachon’s bay.
Chapitre III : Résultats
303
I- Introduction
Polycyclic Aromatic Hydrocarbons (PAHs) are widespread contaminants of the
marine environment and partition in the different compartments of the aquatic system based
on their physico-chemical properties such as vapor pressure, solubility and sorption
coefficients, as well as on medium characteristics. They can be freely dissolved, associated to
the dissolved organic matter and the suspended particulate matter and associated to the
sedimentary phase (Zhou et al., 1999; Shi et al., 2007). Characterizing the contamination of a
system requires thus to provide an overall picture of each of its compartments. However, the
water phase has a crucial importance in the environmental monitoring since it is the main
vector of PAHs from their emission sources to the biota. Due to their low water solubility and
the important dilution to which contaminants are subject to after their discharge into the
receiving waters, PAHs are present at trace levels in the water phase; therefore sensitive
monitoring techniques are required in order to assess waterborne contamination. A great
challenge to have a representative measure of the water phase contamination has also gained
the attention of the scientific community, since conventional water sampling techniques allow
the assessment of the contamination only at the time of sampling. To compensate for
fluctuating discharges, tidal cycles and possible episodic events, the passive sampling seems a
promising approach to measure time integrated concentrations (Gale, 1998; Vrana et al.,
2005; Gourlay-Francé et al., 2008; Hawker, 2010). Passive sampling tools accumulate
contaminants by diffusive and partitioning processes and sample only the truly dissolved
compounds (Huckins et al., 1993; Gourlay et al., 2003; Tusseau-Vuillemin et al., 2007),
which is a key property for bioavailability and exposure studies. Indeed, when evaluating
effects of contaminants on the biota, only the bioavailable fraction of the contaminants should
be taken into account; and in most cases, it is the freely dissolved fraction. The widely used
semipermeable membrane devices (SPMDs) as well as the silicone rubber samplers (SRs)
have been shown to give better assessment of exposure concentrations to bio-organisms than
the bio-organisms themselves (Booij et al., 2006; Smedes, 2007). These latter may metabolize
and depurate PAHs; they cannot be deployed in every sampling medium, and their
contaminant accumulation depends on environmental conditions such as salinity, temperature,
food availability, levels of oxygen and toxins, as well as on physiological parameters such as
feeding rate, reproductive status and handling stress (Gilek et al., 1996; Gunther et al., 1999;
Huckins et al., 2004). However, risk evaluation is mainly based on internal concentrations
Chapitre III : Résultats
304
found in organisms not external concentrations detected in the medium, and since passive
samplers and organisms have different accumulation kinetics (Bayen et al., 2009), it is not
recommended to replace biota with passive samplers, even though biotests have started to be
applied on passive sampling extracts (Popp et al., 2001). In addition, certain species like
bivalves can filter and adsorb the particulate matter (Baumard et al., 1998), thus a part of
adsorbed PAHs is bioavailable for them and cannot be predicted using the passive sampling
approach (Harman et al., 2011).
This study aims on one hand to characterize the overall contamination and measure the
global distribution of PAHs in the biotic and abiotic compartments of few locations in
Arcachon’s bay during summer 2010. A particular interest is given to the water compartment
and two passive samplers have been applied to access time-weighted average PAH
concentrations in the bay. The first sampler is the widely used semi permeable membrane
device fortified with performance reference compounds, and the second is the silicone rubber,
more robust than the SPMD and can be reused from one deployment to another. Estimated
water concentrations derived from these samplers were compared to the results of the spot
water samples analyzed by solid-phase microextraction. On the other hand, the mimetic
capacity of passive samplers is evaluated in the bay which is a turbid medium characterized
by an important suspended particulate matter charge (40-160 mg.L-1
) (Crespo, 2009). For this
purpose, co-deployment of SPMDs, silicone rubbers and oysters (diploid and triploid) has
been conducted to detect similarities and/or discrepancies in PAH uptake.
II- Materials and methods
II- 1- Study area and sampling sites
Arcachon’s bay is situated on the southwest seashore of France. It is fed with both
continental waters and the Atlantic Ocean. It covers an area of 150 Km² at high tide and
40 Km² at low tide. 4 sites with various characteristics and exhibiting different pollution
levels were monitored in this study (figure 1) to represent a global overview of the multiple
environmental types of the lagoon.
Chapitre III : Résultats
305
Figure 1: Sampling sites in Arcachon’s bay. Star : Arguin; circle : Eyrac; diamond : Ile aux
oiseaux ; triangle: Arcachon harbor.
Sites covering the intra-basin sector:
“Arguin”: a sand bank communicating the bay to the Atlantic Ocean.
“Ile aux oiseaux”: oyster farm, touristic area.
Sites covering the Coastal zone:
“Arcachon harbor”: anchorage area, marina, sampling near a fuel station.
“Eyrac”: the oldest jetty in Arcachon’s bay, anchorage area for touristic tour boats,
fishing activities, pleasure beach.
II- 2- Sample deployments, collection and handling
Sampling was conducted during summer 2010 through 4 campaigns. The first was
held on the first of July and consisted of exposing diploid and triploid oysters cultivated in
oyster basins (outside the study sites) in four batches each at every monitored location, in
order to follow the accumulation kinetics of PAHs in these organisms during three months (3
campaigns besides the deployment campaign). For this purpose, one batch of each type of
Chapitre III : Résultats
306
oysters was planned to be retrieved each month. Oysters were recovered on the second
campaign (04/08/10) at all sites. Due to robbery problems, only oysters at “Ile aux oiseaux”
and “Arguin” were recovered on the third campaign (20/09/10), and only triploid oysters at
“Ile aux oiseaux” could be found on the fourth campaign (11/10/10). Sediments and water
were sampled during the four campaigns at all sites. There was no sampling of the sediments
at “Ile aux oiseaux” during the campaign of September, due to important tidal waves during
the mission. Hydrophobic passive samplers (SPMDs and SRs) were deployed during the first
monitoring month at all sites. Measured parameters on the four sites are presented in table 1.
Table 1: Physical and chemical properties of water samples.
Sampling site Date pH Salinity
(PSU)
Dissolved organic
carbon (mg.L-1)
Suspended
particulate
matter (mg.L-1)
Arcachon
harbor
01/07/2010 7.0 31.6 39
04/08/2010 7.9 33.0 6.3 24
20/09/2010 7.9 33.6 2.0 32
11/10/2010 8.0 33.3 31
Eyrac 01/07/2010 8.0 31.8 27
04/08/2010 8.0 33.5 2.7 36
20/09/2010 7.9 33.8 1.6 62
11/10/2010 7.8 33.2 176
Ile aux oiseaux 01/07/2010 8.0 31.8 60
04/08/2010 7.9 33.0 5.9 27
20/09/2010 8.0 34.0 1.9 39
11/10/2010 8.1 33.7 44
Arguin
01/07/2010 7.9 34.0 13
04/08/2010 8.1 34.0 1.7 18
20/09/2010 8.0 34.6 1.2 42
11/10/2010 8.1 34.1 32
II- 2- a- Spot water sampling
8 liters of water were sampled at each site using amber glass bottles, transported to the
laboratory where they were filtered using GF/F 0.7 µm. 9 mL aliquots of the filtered water
were put into 10 mL SPME vials and kept frozen at – 20 °C until analysis. The particulate
phase recuperated after the 8 L water filtering was also conserved at – 20 °C until extraction.
Chapitre III : Résultats
307
II- 2- b- Passive sampling tools (abiotic integrative sampling)
Passive sampling devices for the monitoring of hydrophobic contaminants were
deployed at each site in protective canisters: duplicate standard SPMDs spiked with
performance reference compounds (PRCs) (see section II-3-a) and triplicate silicone rubbers
(3 mm thickness). Prior to deployment, silicone rubber sheets were cut into pieces of
14 cm x 2.5 cm. In order to remove any contaminant that may be present, as well as oligomers
contained in the silicone polymer and to avoid damaging the measuring equipment, the
samplers were placed in a glass bottle and pre-extracted through shaking with ethylacetate
where they were immersed in for a week. Ethylacetate was replaced with fresh solvent twice
during this period. Silicone rubbers were then transferred into 1 L glass bottle containing
methanol and shaken overnight.
After exposure, biofouling was removed from the passive sampling devices by wiping with a
paper tissue imbibed with reversed osmosis water. Samplers were then stored at – 20 °C until
analysis.
II- 2- c- Biological sampling with oysters as sentinel organisms
The bivalve caging experiment was carried out using the japanese oyster, Crassostrea
gigas (type 3, 66-85 g, 3 months), a diploid species heavily exploited in Arcachon’s bay, and
a cultured hybrid line (type 3, 66-85 g, 3 months), the triploid oyster, which is more robust to
environmental conditions. Batches of each type of oysters exposed on every site were
constituted of 25 oysters. After exposure, oysters were transported to the laboratory where
they were separated from their shells, and stored frozen at – 20 °C until extraction. 10 oysters
from each batch were pooled and analyzed for PAH content, while the rest was used to
determine the condition indexes of the oysters.
II- 2- d- Sediment sampling (long term passive sampling)
Almost 500 g of the top-layer surface sediment were carefully collected using a clean
stainless steel spoon, transported back to the laboratory on ice and stored frozen at – 20 °C
until extraction.
Chapitre III : Résultats
308
II- 3- Experimental
II- 3- a- Materials
Naphtalene-d8, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, perylene-d12 and chrysene-
d12 were acquired from MSD isotopes (Molsheim, France). Phenanthrene-d10, anthracene-
d10, benzo(b)fluoranthene-d12, acenaphtene-d10, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12,
benzo(g,h,i)perylene-d12, pyrene d10, acenaphtylene-d8, fluorene-d10, benzo(a)anthracene-
d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12 and dibenz(ah)anthracene-d14
were obtained from Promochem (Cambridge Isotope Laboratories) (Molsheim, France). All
internal and surrogate standards had purities exceeding 98 %.
Pentane (ultra resi-analyzed J.T.Baker), methanol (Lichrosolv), cyclohexane (ultra resi-
analyzed J.T.Baker) and dichloromethane (DCM) (for residue and pesticide analysis, Acros
Organic) were acquired from ICS (Belin-Béliet, France). Acetonitrile, ethylacetate, acetone,
isooctane and 2-propanol were all HPLC gradient grade solvents (Scharlau) and were also
acquired from ICS (Belin-Béliet, France).
Canisters for passive sampler deployment as well as the SPMDs (91.4 cm x 2.5 cm LDPE
tubing containing 1mL triolein and spiked with performance reference compounds among
which five deuterated PAH (acenaphtene-d10, fluorene-d10, phenanthrene-d10, chrysene-d12
and benzo(e)pyrene-d12) were obtained from ExposMeter (Tavelsjo, Sweden) (batch number,
ET. 100. 320). Silicone rubber sheets were obtained from Fischer scientific (Illkirch, France).
The SPME fiber (PDMS 100 µm Merlin, Supelco) was purchased from Sigma Aldrich (Saint
Quentin Fallavier, France). The SPE cartridges (Bakerbond C18, 500 mg, 3 mL) were
acquired from Antlantic Labo (Bruges, France). The filters GF/F (0.7 µm) (Whatman) were
obtained from VWR (Strasbourg, France). The alumina (150 basic, type T, 0.0063-0.2 mm)
and the silica (silica gel 60, 0.0063-0.2 mm) were obtained from Merck (Strasbourg, France).
The copper (40 mesh, 99.5 % purity) was obtained from Sigma Aldrich (Saint Quentin
Fallavier, France).
Chapitre III : Résultats
309
II- 3- b- Water samples
Filtered water samples were extracted by Solid Phase Microextraction (SPME)
according to De Perre et al. (2009). A 100 µm SPME fiber with PDMS coating was immersed
in the 9 mL sample for 60 min at 40 °C, during which the analytes partitioned between the
sample and the fiber. Before extraction, internal standards in ethanol (20 µL) were added to
the water sample (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10,
phenanthrene-d10, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, pyrene-d10,
benzo(a)anthracene-d12, chrysene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12,
benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12,
benzo(g,h,i)perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14). After extraction, the SPME fiber
was thermodesorbed in the GC injection port.
II- 3- c- Sediments, particles, oysters
Sediments, particles and oysters were extracted according to the same protocol
(adapted from Budzinski et al. (1997) and Baumard et al. (1999)), with slight differences
described below.
Prior to extraction, sediment samples were freeze-dried, ground and homogenized by
passing through a stainless steel mesh sieve (2 mm). For the extraction, and dependently on
the sediment nature (muddy to sandy), 0.6 to 8 g of sediment were required to ensure good
sensitivities while preventing interferences. Internal standards in isooctane solution were
added to the sample matrix (naphtalene-d8, phenanthrene-d10, anthracene-d10,
dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, chrysene-d12, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-
d12 and benzo(g,h,i)perylene-d12). 30 mL of dichloromethane (DCM) and 20 µL of
β-mercaptoethanol were also added to the sample, and the extraction was performed using a
microwave extractor at atmospheric pressure (MaxiDigest, Prolabo) (Fontenay-sous-bois,
France) at 15 W and during 10 min. The extracts were then filtered on glasswool pre-cleaned
with DCM under sonication (3 times during 30 min each and dried overnight at 150 °C). The
organic fraction was concentrated to about 1 mL under nitrogen flow. After concentration,
samples were purified using alumina and silica glass micro columns (L = 10 cm, i.d. 0.5 mm)
to eliminate organic macromolecules, sulfur and saturated hydrocarbons (His et al., 1997). In
Chapitre III : Résultats
310
a first step, the sample was deposited on the alumina micro column containing activated
copper at its bottom. The alumina phase was pre-cleaned with DCM and conditioned with
5 mL of DCM prior to sample deposition. Compounds were then eluted using 3 x 5 mL DCM
under vaccum (< 5 mmHg), the organic extract was evaporated under nitrogen and the solvent
exchanged into isooctane. In a second step, the sample was deposited on the silica micro
column. The silica was pre-cleaned with DCM and conditioned with pentane prior to sample
deposition. Saturated hydrocarbons were eluted with 2 mL of pentane and PAHs were then
eluted with 3 x 5 mL of a pentane/DCM mixture (65:35, v/v) under vaccum (< 5 mmHg). The
extract was then evaporated under nitrogen and transferred to a glass restrictor (100 µL).
Surrogate internal standards (pyrene-d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were added to the
sample before chromatographic analysis.
As for particle samples, the filters containing the particulate matter (5 to 10 filters
depending on the suspended particulate matter in water samples) were placed in microwave
glass vessels and were extracted following the same protocol just detailed for the sediments.
Oyster samples were freeze-dried, ground and homogenized. Samples of about 0.5 g
were extracted according to the same protocol described above for the sediments, with only a
slight difference in the purification step where no copper was required.
II- 3- d- Semipermeable membrane devices
Prior to extraction, the SPMDs were wiped with tissue papers containing water,
acetone and 2-propanol (Petty et al., 2000). The extraction of the cleaned SPMDs consisted of
dialysis in cyclohexane (125 mL of cyclohexane per standard SPMD) for 24 hours at ambient
temperature, followed by a second dialytic period of 24 hours (with 125 mL of fresh
cyclohexane). Internal PAH standards in isooctane were added at the beginning of the dialysis
procedure (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8,
fluoranthene-d10, pyrene-d10, benzo(a)anthracene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12,
Benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12,
benzo(g,h,i)perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14). The two dialysates were then
combined, reduced in volume to about 5 mL using a rotary evaporator under vaccum
(Heidolph laborotta 4000, Sigma Aldrich) (Saint Quentin Fallavier, France) with a water bath
Chapitre III : Résultats
311
temperature of 60 °C and a rotation speed 90 rpm, and then down to almost 1 mL under
nitrogen flow. Purification of SPMD extracts followed the same procedure as the one of the
sediments (without the use of activated copper).
II- 3- e- Silicone Rubbers
Prior to extraction, the silicone samplers were cleaned with reversed osmosis water
and wiped with a paper tissue. A cold extraction procedure was then applied to the samplers:
each silicone rubber was placed in 100 mL glass balloon and internal standards (the same as
those used for the sediment extraction) were dripped on the passive sampling tools before the
addition of 125 mL of methanol. The dialysis lasted 12 hours, then the solvent was poured off
and the extraction was repeated with fresh methanol for 8 hours. The extracts were then
combined, evaporated to almost 5 mL with a rotary evaporator under vaccum (water bath
temperature: 55 °C, rotation speed 90 rpm) and then down to almost 1 mL under nitrogen
flow. A non-specific cleanup using C18 bounded silica was then applied to ensure that no
silicone oligomer was present in the organic extract. For this purpose, the 1 mL methanolic
extract was applied on a SPE cartridge containing 500 mg of C18 bounded-silica,
preconditioned with 10 mL of a methanol/acetonitrile mixture (1:2, v/v). The analytes were
then eluted using 4 x 2.5 mL of the methanol/acetonitrile mixture (Rusina, 2009). The eluate
was then concentrated under nitrogen flow to 1 mL followed by solvent exchange into 2-
propanol.
II- 4- Sample Analysis: gas chromatography with mass selective detection
(GC/MS)
Passive samplers as well as oysters, sediments and particles were analyzed with a gas
chromatograph coupled to a mass spectrometer (model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL
EI/CI triple axis detector) purchased from Agilent Technologies (Waghaeusel, Germany). The
injector temperature was maintained at 280 °C. A sample aliquote of 1 µL was injected via
pulsed-splitless mode (25 psi) using Helium as carrier gas (Purity 6.0) at 1.3 mL.min-1
constant flow rate. Separation of analytes was achieved using an HP-5MS UI capillary
Chapitre III : Résultats
312
column ((5 %-phenyl)-methylpolysiloxane phase; 30 m x 0.25 mm i.d. x 0.25 µm film
thickness) purchased from Agilent Technologies (Massy, France). The temperature program
started at 50 °C and was held for 2 min, was then increased at the rate of 10 °C.min-1
to
300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature was set at
300 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization mode. The
signal was collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of 300 °C and
a quadrupole temperature of 180 °C. The molecular ions of PAHs were monitored using the
SIM mode with a dwell time of 40 ms (Baumard et al., 1999).
Water samples were analyzed by SPME with the same gas chromatograph. The
automated sampling was carried out using a CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL)
with a temperature-controlled simple magnet mixer tray. Samples were shaken for 3 min at
40 °C in the agitator of the autosampler for incubation (250 rpm, agitator on time: 10 s,
agitator off time 1 s). After preconditioning under helium flow according to the
manufacturer’s instructions (30 min, 250 °C), the PDMS fiber was immersed in the sample
for extraction following the protocol described in section II-3-b. Once the extraction
completed, the fiber was immediately retracted back into the needle and transferred without
delay to the GC injector where it was desorbed for 5 min at 270 °C.
II- 5- Quality control/quality assurance
To test the accuracy and the validity of the quantification method, standard solutions
of target PAHs mixed with the related internal standards were regularly run on the GC/MS
system. These solutions were used to calculate response factors of the compounds. Other
independent solutions were used to test the precision of the quantification which was
evaluated to be comprised between 95 % and 105 % depending on the compounds, with
reproducibilities not exceeding 5 %.
SPMD extraction recoveries ranged between 89 % and 114 %, those of the silicone rubbers
ranged between 89 % and 112 % and SPME extraction recoveries ranged between 90 % and
116 %. The entire analytical procedure of the solid matrices (sediments, oysters) was applied
several times to the certified marine sediment, SRM 1944 (NIST, Gaithersburg, MD, USA).
The recoveries for five replicates on this SRM were between 85 % and 105 % with
Chapitre III : Résultats
313
reproducibilities ranging between 5 % and 15 % depending on the compounds. It was also
applied to the certified mussel tissue, SRM 2974 (NIST, Gaithersburg, MD, USA). The
recoveries for five replicates on this SRM were between 70 % and 110 % with
reproducibilities ranging between 10 % and 20 % depending on the compounds.
For the purpose of analytical quality control, procedural blanks were run with each batch of
samples. Solvent blanks (liquid injections) and fiber blanks (SPME) were also injected to
detect carry over effects.
Internal calibration was used to quantify PAHs in the different matrices; the internal standards
used allowed to estimate PAH losses during the analytical procedure and to correct their
recoveries. Injection standards (benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were used to
determine variations in sample volumes and injections and to calculate internal standards
recoveries.
Field blank SPMDs accompanied the samplers during transport, deployment and retrieval to
account for the contamination of the samplers by airborne chemicals. They were also used to
determine the initial quantity of PRCs in the samplers. The initial contamination of oysters
was also assessed by analyzing a non-exposed batch of these organisms (further called
“control”). Replicate passive samplers were analyzed, thus taking into account the variability
in sampling and analysis.
III-Results
PAH abbreviations used in this paper are as followed: naphthalene (N), acenaphtylene
(Acty), acenaphtene (Acte), fluorene (Fe), dibenzothiophene (DBT), phenanthrene (Phe),
anthracene (An), fluoranthene (Fluo), pyrene (Pyr), benz(a)anthracene (BaA), chrysene
(Chrys), triphenylene (Triph), benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene (BNT), benzo(b) fluoranthene
(BbF), benzo(k)fluoranthene (BkF), benzo(j)fluoranthene (BjF), benzo(e)pyrene (BeP),
benzo(a)pyrene (BaP), perylene (Per), indeno(1,2,3-cd)pyrene (IP), benzo(g,h,i) perylene
(BP), dibenz(a,h)anthracene (DahA) and dibenz(a,c)anthracene (DacA).
Chapitre III : Résultats
314
III-1- Water compartment
III- 1- a- Spot sampling
Homogeneous total dissolved PAH concentrations are observed in the surveyed sites
during the studied period and range between 4 and 7 ng.L-1
, except for “Arcachon harbor”
where the mean concentration is 36 ng.L-1
(figure 2). This homogeneity in PAH
concentrations reveals a homogeneous impact of the oceanic dilution on PAH contamination
in the dissolved phase at the different studied sites in the bay. Taking a closer look, the
concentration at “Arcachon harbor” on the August campaign (6.8 ng.L-1
) is similar to the one
of the other sites (figure 2b), demonstrating that the high average PAH concentration
observed at “Arcachon harbor” (figure 2a) results from a contamination peak occurring on the
first of July. Indeed, the total PAH concentration has reached 66 ng.L-1
during the July
campaign, which is a value ten times higher than the average concentration observed in the
bay during the summer survey.
(a) (b)
Figure 2: Average water concentrations during the campaigns of July and August (a) (n = 2), and
average water concentrations except for “Arcachon harbor” where only the value of the August
campaign is depicted (b). Only positive standard deviations are represented.
Dissolved PAHs are composed of more than 99 % of low molecular weight
compounds (MM < 228 g.mol-1
) with occasional traces of penta and hexa aromatic
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
Arcachonharbor
Eyrac Ile auxoiseaux
Arguin
C w
ater
(n
g.L-1
)
0
2
4
6
8
10
12
Arcachonharbor 4-
Aug
Eyrac Ile auxoiseaux
Arguin
C w
ate
r (n
g.L-1
)
Chapitre III : Résultats
315
compounds. The major observed PAHs are represented figure 3a. Naphtalene is the most
abundant compound (minimum 1.8 ng.L-1
, maximum 43 ng.L-1
, median 2.9 ng.L-1
, mean
7.8 ng.L-1
) and constitutes on average 52 % of the total dissolved PAHs in a water sample,
followed by pyrene, fluorenthene and phenanthrene (figure 3c). When the values of
“Arcachon harbor” corresponding to the first of July are omitted from the PAH profile, this
latter is still mainly dominated by naphtalene, phenanthrene, fluoranthene and pyrene (figure
3b), and the PAH distribution profile remains unchanged (figure 3d), indicating that a
similitude between the origin of the contamination on the first of July at “Arcachon harbor”
and the governing PAH inputs in the bay during the summer period cannot be excluded.
Chapitre III : Résultats
316
(a) (b)
(c) (d)
The cross represents the mean value, the upper and lower dashes represent the maximum and the minimum
values respectively while the intermediate dash represents the median value.
Figure 3: PAH profile in the dissolved water compartment, during the July and August campaigns
at the different sites (a) with their relative distribution (c), and PAH profile without the values of
“Arcachon harbor” of the first of July (b) with their relative distribution (d).
PAH levels in the dissolved phase obtained during summer 2010 are in the same order
of magnitude than those reported by Crespo, (2009) in the bay (between 4 and 13 ng.L-1
during a whole tidal cycle and at different depths in the water column) with also a similar
distribution profile. However, these levels correspond to the contamination at the time of
sampling, thus are intimately related to tidal cycles, continental water supply and episodic
events such as the contamination peak observed at “Arcachon harbor” on the first of July. To
integrate the variability in water concentrations, spot sampling has been coupled to the
0.01
0.1
1
10
100
N (
n=
8)
Acty
(n=
8)
Acte
(n
=8
)
Fe (
n=
8)
DB
T (
n=
8)
Ph
e (
n=
8)
An
(n
=8
)
Flu
o (
n=
8)
Pyr
(n=
8)
BaA
(n
=8)
Ch
rys+
Tri
ph
(n=
8)
BN
T (
n=
8)
ng
.L-1
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3.5
4
N (
n=
7)
Acty
(n
=7
)
Acte
(n
=7
)
Fe (
n=
7)
DB
T (
n=
7)
Ph
e (
n=
7)
An
(n
=7
)
Flu
o (
n=
7)
Pyr
(n=
7)
BaA
(n
=7)
Ch
rys+
Tri
ph
(n=
7)
BN
T (
n=
7)
ng
.L-1
0
10
20
30
40
50
60
70
80
N (
n=
8)
Ac
ty (
n=
8)
Ac
te (
n=
8)
Fe
(n
=8
)
DB
T (
n=
8)
Ph
e (
n=
8)
An
(n
=8
)
Flu
o (
n=
8)
Pyr
(n=
8)
Ba
A (
n=
8)
Chrys+triph…
B(b
,j,k
)F (
n=
8)
Be
P (
n=
8)
Ba
P (
n=
8)
Per
(n=
8)
IP (
n=
8)
C c
om
po
un
d/C
to
tal
PA
H (
%)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
N (
n=
7)
Ac
ty (
n=
7)
Ac
te (
n=
7)
Fe
(n
=7
)
DB
T (
n=
7)
Ph
e (
n=
7)
An
(n
=7
)
Flu
o (
n=
7)
Pyr
(n=
7)
Ba
A (
n=
7)
Chrys+triph…
B(b
,j,k
)F (
n=
7)
Be
P (
n=
7)
Ba
P (
n=
7)
Per
(n=
7)
IP (
n=
7)
BP
(n
=7)
C c
om
po
un
d/C
to
tal
PA
H (
%)
Chapitre III : Résultats
317
passive sampling approach through the deployment of two types of hydrophobic passive
samplers: the SPMDs and the SRs.
III- 1- b- Passive sampling
The duplicate SPMDs deployed at each site show an excellent reproducibility, with
relative standard deviations below 8 %. The estimation of water concentrations based on
accumulated quantities of PAHs in the SPMDs lies in the calculation of compound sampling
rates. These latter are determined in-situ by the use of PRCs and an empirical model,
described in details by Huckins et al. (2006). Among the analyzed PRCs, both acenaphtene-
d10 (log Kow of 4.15) and fluorene-d10 (log Kow of 4.20) are only just detectable, with < 1 %
of initial concentrations remaining in the samplers after exposure. Chrysene-d12 (log Kow of
5.90) and benzo(e)pyrene-d12 (log Kow of 6.44) are present at > 98 % of starting
concentrations except at “Arguin” where they are present at > 65 % (figure 4), thus cannot be
used in the determination of the compound sampling rates to reduce the uncertainty on the
elimination constant values (Huckins et al., 2006). Phenanthrene d10 (log Kow of 4.60) is
chosen as PRC since almost 10 % of its initial concentration remains after exposure in the
SPMDs (figure 4). This indicates that compounds having log Kow ≤ log Kow of phenanthrene-
d10 have reached equilibrium in the sampler, and their estimated water concentrations given
by the SPMDs reflect the final stage of exposure rather than average concentrations. Sampling
rates derived through the dissipation of phenanthrene-d10 range between 5 and 29 L.d-1
and
differences in sampling rates between the sites do not exceed 19 % (figure 5).
Figure 4: Remaining PRCs in the SPMDs after a month of exposure (n = 8).
0
20
40
60
80
100
120
3 4 5 6 7
PR
C r
em
ain
ing
afte
r e
xpo
sure
(%)
log Kow
Arcachon Harbor
Eyrac
Iles aux oiseaux
Arguin
Chapitre III : Résultats
318
Figure 5: PAHs sampling rates at the four studied sites (n = 8).
Estimated water concentrations given by the SPMDs are correlated with spot water
sampling (R2
= 0.88, n = 57) (figure 6). For almost all compounds, values given by the
SPMDs are slightly lower than those obtained with spot sampling. Since SPMD estimates are
not randomly distributed of both sides of the line corresponding to equivalent concentrations
between the spot and the passive sampling (solid line in figure 6), the hypothesis of variable
water concentrations is unlikely. Nevertheless, SPMDs give access only to the freely
dissolved PAH fraction (Gourlay et al., 2003; Tusseau-Vuillemin et al., 2007) and do not
consider PAHs associated to dissolved organic matter, on the opposite of SPME with internal
standard quantification that reflects total PAH concentrations in the water sample (free and
dissolved organic matter associated PAHs) (Poerschmann et al., 1997).
0
5
10
15
20
25
30
Sam
plin
g ra
tes
(L.d
-1)
Chapitre III : Résultats
319
Figure 6: Correlation between the spot sampling (SPME analysis) and the passive sampling
(SPMDs) during the first and second campaigns at all studied sites (n = 57). The dashed line
represents the correlation between the SPME and the SPMD-derived water concentrations and the
solid line represents the correlation between both techniques if they gave the same values of water
concentrations.
When using the SPME with external calibration, free dissolved PAHs can be
quantified but with non negligible variability (De Perre, 2009). To overcome this problem,
Hawthorne et al., 2005 suggested the use of a deuterated standard that does not bind to
dissolved organic matter (DOM) and whose interactions towards the SPME fiber is therefore
the same independently of the quantity of DOM present in the sample. Quantifying
contaminants by this internal standard leads to the determination of free dissolved
concentrations. De Perre, (2009) has reported the use of naphthalene-d8 for this purpose, but
has shown that the determination of the free dissolved fraction can be overestimated for low
molecular weight PAHs until perylene (MM of 252 g.mol-1
) by 20-30 % and for higher
molecular weight PAHs by 60 %. Indeed the high molecular weight PAHs are structurally
very different from naphthalene-d8 and therefore have a different behavior towards the DOM
and SPME fiber. In this study, when quantifying PAHs from naphthalene (MM of
128 g.mol-1
) to benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene (MM of 234 g.mol-1
) with naphthalene-d8 as
internal standard in the spot water samples, the values obtained are lower than those given by
the SPME with specific internal standard for each compound, but still higher than those given
by SPMDs (supplementary information 1). A possible explanation lies in the fact that the
SPME extraction time of water samples (60 min) is long enough to cause a disturbance in
PAH-DOM equilibrium since bounded PAHs are shifted to the free fraction because of the
y = 1.4217x + 0.0841R² = 0.8849
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
0 0.5 1 1.5
C S
PM
E (n
g.L-1
)
C SPMD (ng.L-1)
Chapitre III : Résultats
320
depletion of freely dissolved PAHs with time (Oomen et al, 2000), and this shift causes the
overestimation of free PAHs by SPME (with naphthalene-d8 quantification) (De Perre, 2009).
Another reason is related to the uncertainty (20-30%) of the SPME procedure when
compounds are not quantified with their specific homologous internal standards.
Silicone rubbers show similar PAH trends to those observed with SPMDs. Profiles for
the most abundant compounds in the water phase are represented for both samplers figure 7.
The cross represents the mean value, the upper and lower dashes represent the maximum and the minimum
values respectively and the circle represents the median value.
Figure 7: Trends of the most abundant compounds in the water phase, observed in SPMD and SR
samples at all studied sites.
Deployed silicone rubber devices do not contain any performance reference compounds,
therefore water concentrations cannot be estimated from the accumulated PAH quantities in
the samplers as it is done with SPMDs. A key parameter in this procedure would require the
knowledge of SR sampling rates for target compounds. These latter are available in the
literature but their use implies significant uncertainties in PAH measurements since they
depend on environmental conditions and thus differ from actual in-situ sampling rates.
However, since silicone rubbers have been deployed at each site in the same conditions and
for the same period than SPMDs, their in-situ sampling rates can be derived from the in-situ
sampling rates of SPMDs. A correlation is observed between these two passive samplers at
the four studied sites (R2 = 0.94, n = 64) (figure 8).
1
10
100
1000
Nap
hta
len
e(n
=8)
Ac
en
ap
hte
ne
(n=
8)
Ph
en
an
thre
ne
(n=
8)
Flu
ore
nth
en
e(n
=8)
Pyre
ne (
n=
8)
ng
.sa
mp
ler-
1
SPMD
0
1
10
100
1 000
Na
ph
tale
ne
(n=
12
)
Ac
en
ap
hte
ne
(n=
12
)
Ph
en
an
thre
ne
(n=
12
)
Flu
ore
nth
en
e(n
=12
)
Pyre
ne
(n
=1
2)
ng
.sa
mp
ler-
1
SR
Chapitre III : Résultats
321
Figure 8: Correlation between SPMDs and SRs at all studied sites.
Resulting from the correlation between both samplers, we can deduce that PAH sampling
rates in the silicone rubbers in their deployment configuration (14 cm x 2.5 cm x 3 mm) are
almost 0.22 times their values in the SPMDs. Since these latter are well correlated with spot
sampling, estimated water concentrations using silicone rubbers fit also spot sampling results
as expected. Derived water concentrations from both SPMDs and SRs are presented in the
supplementary information 1 (IS 1) together with the values of the spot sampling.
The correlation observed with the hydrophobic passive samplers used and their
consistence with spot sampling results demonstrate their robustness to characterize dissolved
PAH water contamination in the environment. Similarities in PAH water concentrations
obtained with both spot and passive sampling emphasize the temporal homogeneous water
contamination in the bay. However, and as expected, episodic events like the contamination
peak at “Arcachon harbor” on the first of July cannot be distinguished in SPMDs and SRs. It
is thus important in environmental monitoring and risk assessment to couple spot and passive
sampling techniques in order to integrate the variability of the water contaminant
concentrations and to detect episodic events to which aquatic organisms are exposed.
y = 0,2263x + 3,328R² = 0,9428
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
0 100 200 300 400 500 600 700 800
accu
mu
late
d q
uan
tity
in S
R (
ng)
accumulated quantity in SPMD (ng)
Fluorenthene
Pyrene
BaA
Chrys+Triph
Bbf+BkF+BjF
BeP
Acenaphtylene
Acenaphtene
Fluorene
DBT
Anthracene
BaP
Per
IP
Chapitre III : Résultats
322
III- 2- Sediment compartment
The sediment compartment is the source of contamination of the water column under
certain circumstances such as desorption and partitioning with the water phase as well as re-
suspension that leads to an increase of PAH bioavailability mainly for benthic organisms. It is
therefore important to study this compartment to have an overall vision of the contamination
in a medium. A heterogeneous contamination in the sediments is observed between the four
studied sites in the bay (figure 9). Total PAH concentrations range from levels below 1 ng.g-1
to 10 000 ng.g-1
dry weight (values are given in IS 2). These results are in the same order of
magnitude as those obtained by Crespo, (2009) during a three years monitoring survey in the
bay (from 2007 to 2009), where total PAH concentrations in the sediments ranged between
4.4 and 10 839 ng.g-1
dry weight. In the summer 2010, the lowest concentrations are observed
at the site of “Arguin”, mainly due to the sandy nature of the sediment and its location far
from continental and harbor anthropogenic and natural inputs. The highest concentrations are
observed at “Arcachon harbor” and “Ile aux oiseaux”. The first site concentrates plaisance
boats and professional activities, and is situated next to the Arcachon urban city and at close
proximity of a fuel station, while “Ile aux oiseaux” experiences oyster farming, and is a high
anchorage area for plaisance boats especially during the summer season. In addition, “Ile aux
oiseaux” is characterized by muddy sediments favoring PAH trapping (Crespo, 2009). The
site of “Eyrac” is not subject to direct continental inputs but experiences important summer
activities. It shows intermediate PAH concentration levels between “Ile aux oiseaux” and
“Arguin” (3-34 ng.g-1
dry weight). Considering the temporal scale, the highest difference in
sediment concentrations is observed at “Arcachon harbor” between the July and August
campaigns, probably due to a spatial heterogeneity of the sediments at this site (differences in
the sediment characteristics) (figure 9).
Chapitre III : Résultats
323
Figure 9: Total PAH sediment content at the different sites surveyed and during the different
campaigns.
In the sediments, the average concentrations of high molecular weight compounds
between all sites and sampling periods are higher than those of the low molecular weight ones
(di and tri aromatics) (figure 10 a). However, the maximum values of low molecular weight
compounds can reach 25 % of the total PAH content found in the sediment samples, and they
are attributed to the sediment of “Arguin” (figure 10 a). Concentrations of PAHs in this
sediment independently of the sampling time are close to detection limits and most of high
molecular weight compounds are not detected. Discarding concentrations found at “Arguin”
gives a distribution profile where low molecular weight compounds do not exceed 2.1 % of
total PAHs (figure 10 b), which is logic considering their low hydrophobicities and high
solubilities in comparison to high molecular weight PAHs (Bouloubassi & Saliot, 1991; Shi et
al., 2007). When considering the ratio of low molecular weight PAHs (di and tri aromatics)
over high molecular weight PAHs (tetra, penta and hexa aromatics), values are below 1 and
range between 0.02 and 0.6 during all campaigns surveyed and at the different sites,
indicating a predominance of combustion sources in the bay (Soclo et al., 2000; Rocher et al.,
2004; Wang et al., 2006).
0.1
1
10
100
1000
10000
1-J
ul
4-A
ug
20
-Se
p
11
-Oct
1-J
ul
4-A
ug
20
-Se
p
11
-Oct
1-J
ul
4-A
ug
11
-Oct
1-J
ul
4-A
ug
20
-Se
p
11
-Oct
Arcachon Harbour Eyrac Ile aux Oiseaux Arguin
C s
ed
ime
nt
(ng.
g-1d
ry w
eig
ht)
Chapitre III : Résultats
324
(a)
(b)
The cross represents the mean value, the upper and lower dashes represent the maximum and the minimum
values respectively while the intermediate dash represents the median value
Figure 10: PAH distribution profile in the sediments during the four campaigns: (a) at all sites
surveyed; (b) at “Arcachon harbor”, “Ile aux oiseaux” and “Eyrac” sites.
III- 3- Particulate compartment
Due to their physico-chemical properties, polycyclic aromatic hydrocarbons in the
dissolved phase tend to sorb on the particulate matter present in the system. The particles are
transported in the different zones of the bay with tidal cycles and constitute a vector for PAH
contamination, especially to organisms that ingest them. For this reason it is important to
analyze PAHs in the particulate phase of the water column. Concentrations of the total studied
PAHs in the particulate phase (values given in Supplementary Information IS 3) are in the
0
5
10
15
20
25
30
N (
n=
14)
Ac
ty (
n=
14
)
Ac
te (
n=
14
)
Fe (
n=
14)
DB
T (
n=
14)
Ph
e (
n=
14)
An
(n
=14)
Flu
o (
n=
14)
Pyr
(n=
14
)
Ba
A (
n=
14)
Ch
rys+
trip
h (
n=
14)
B(b
,j,k
)F (
n=
14
)
Be
P (
n=
14)
Ba
P (
n=
14)
Per
(n=
14
)
IP (
n=
14)
BP
(n
=1
4)
C c
om
po
un
d/C
to
tal
PA
Hs
(%
)
0
5
10
15
20
25
N (
n=
11)
Ac
ty (
n=
11
)
Ac
te (
n=
11
)
Fe (
n=
11)
DB
T (
n=
11)
Ph
e (
n=
11)
An
(n
=11)
Flu
o (
n=
11)
Pyr
(n=
11
)
Ba
A (
n=
11)
Ch
rys+
trip
h (
n=
11)
B(b
,j,k
)F (
n=
11
)
Be
P (
n=
11)
Ba
P (
n=
11)
Per
(n=
11
)
IP (
n=
11)
C c
om
po
un
d/C
to
tal
PA
Hs
(%
)
Chapitre III : Résultats
325
same order of magnitude for “Arguin” and “Arcachon harbor” (figure 11 a), ranging between
96 and 367 ng.g-1
dry weight, probably because the same particles are transported across the
bay with tides and currents. The highest concentrations are observed during the first campaign
at “Ile aux oiseaux”, and more or less all campaigns at the site of “Eyrac”, especially during
the last campaign for which the PAH level reaches 1 230 ng.g-1
dry weight (figure 11 a).
PAHs adsorbed to the particulate phase can also be expressed in quantities relative to a water
volume, and by this means the concentrations of PAHs in the particulate phase inform on the
contamination of the water body. Total particulate PAHs vary between 2 and 217 ng.L-1
, with
the maximum level corresponding to the October campaign at the site of “Eyrac”, followed by
the July campaign at “Ile aux oiseaux” (figure 11 b).
(a) (b)
Figure 11: Total PAH content in the particulate phase at the different sites and during the different
campaigns: (a) expressed in ng.g-1
dry weight; (b) expressed in ng.L-1
.
The profile of PAH concentrations in the particulate phase expressed in ng.g-1
or in
ng.L-1
(figure 11) is to a certain extent similar to the one observed for the suspended
particulate matter (SPM) (figure 12). Homogeneous SPM and PAH concentration levels in the
particles at “Arguin” and “Arcachon harbor”, as well as the concomitance between the
contamination peak occurring in the particles on October at the site of “Eyrac” and the peak in
the SPM during the same campaign indicate a new material input at these sites of
allochtonous particles due to tidal cycles.
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1-J
ul
4-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
1-J
ul
4-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
1-J
ul
7-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
1-J
ul
4-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
Arcachonharbor
Eyrac Ile aux Oiseaux Arguin
C p
arti
cula
te m
atte
r(n
g.g-1
dry
wei
ght)
0
50
100
150
200
250
1-J
ul
4-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
1-J
ul
4-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
1-J
ul
7-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
1-J
ul
4-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
Arcachonharbor
Eyrac Ile aux Oiseaux Arguin
C p
arti
cula
te m
atte
r(n
g.L-1
)
Chapitre III : Résultats
326
Figure 12: Suspended particulate matter at the different sites and campaigns.
The same trend in the profile of PAHs observed in the particulate phase (figure 13) is
found in the sedimentary material (figure 10 b) probably due to sediment remobilization, with
high molecular weight compounds being dominant over di and tri aromatics. Fluorenthene,
pyrene and benzo(b,j,k)fluoranthene are the most abundant compounds with average
concentrations (between all sites and all campaigns) of 71, 58 and 71 ng.g-1
dry weight
respectively corresponding to 15.9, 13.4 and 15.8 % of total PAHs in the particle samples
(figure 13). When expressing the PAH contamination in the particulate phase per ng per liter,
the same distribution profile as the one depicted with the ng per gram dry weight results is
observed.
Figure 13: PAH distribution profile in the particulate phase at all sites surveyed and during the
four campaigns.
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
1-J
ul
4-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
1-J
ul
4-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
1-J
ul
7-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
1-J
ul
4-A
ug
20-S
ep
11-O
ct
Arcachonharbor
Eyrac Ile aux Oiseaux Arguin
susp
end
ed p
arti
cula
te m
atte
r(m
g.L-1
)
0
5
10
15
20
25
N (
n=
16)
Ac
ty (
n=
16
)
Ac
te (
n=
16
)
Fe (
n=
16)
DB
T (
n=
16)
Ph
e (
n=
16)
An
(n
=16)
Flu
o (
n=
16)
Pyr
(n=
16
)
Ba
A (
n=
16)
Ch
rys+
trip
h(n
=1
6)
B(b
,j,k
)F (
n=
16
)
Be
P (
n=
16)
Ba
P (
n=
16)
Per
(n=
16
)
IP (
n=
16)
BP
(n
=1
6)
% o
f to
tal
PA
Hs i
n n
g.g
-1d
ry
we
igh
t
Chapitre III : Résultats
327
III- 4- Biological compartment
Exposed to a contaminated environment, oysters accumulate PAHs mainly through the
water phase since they are filter-feeding bivalves, and the uptake of contaminants in these
organisms is governed by their bioavailability. Bioaccumulation depends on many factors
among which the physiological conditions of the organisms, their metabolism, their
reproduction cycle, their ingestion of external contamination… No significant differences in
the bioaccumulation are observed between the diploid bivalves and the genetically triploids
modified ones (figure 14, supplementary information IS 4) indicating that the genetic
modification of the oysters does not affect PAH accumulation over the studied period. Oysters
before deployment (control) contain an initial PAH burden of 228 ng.g-1
and 222 ng.g-1
dry
weight for the diploid and triploid species respectively. At the site of “Arguin”, internal
concentrations drop to an average of 69 ng.g-1
, reflecting the rapid depuration of oysters in a
less contaminated medium than the one they have originated from. This observation argues
with Crespo, (2009) who reported a depuration of transplanted oysters at this site after the
first exposure month in 2008. At “Ile aux oiseaux”, PAH accumulation increases after the first
exposure month, keeps increasing after the second month, while oysters sampled at the third
month of exposure do not show further PAH uptake. Average total PAH concentration in the
oysters at “Ile aux oiseaux” is of 310 ng.g-1
dry weight. The site of “Eyrac” also shows an
increase in PAH accumulation, and the total PAH level reaches 295 ng.g-1
dry weight,
eventhough oysters sampled after the first month of exposure show contamination levels
below the level of the control organisms. As expected, the highest PAH levels are observed in
oysters deployed at “Arcachon harbor”, with levels reaching 3 times the initial PAH burden
after only one month of exposure. The condition indexes of the deployed oysters have been
measured (supplementary information IS 5), and show no significant differences between
both types of oysters at the different surveyed sites and during the different campaigns. The
study period during which oysters have been recovered from the bay is short, therefore no
correlation between the condition indexes and the PAH content in the oysters can be clearly
formulated.
Chapitre III : Résultats
328
Figure 14: PAH content in the oysters deployed at the different sites and retrieved during the
different campaigns. D: diploid oysters and T: triploid oysters.
PAH compositions in the tissues of organisms are affected by the bioavailability of
contaminants but also by the metabolisation capacity of organisms. PAH distribution profiles
in the oysters reveal the most important abundance for benzo(b,j,k)fluoranthene followed by
pyrene and fluoranthene with average concentrations of 71, 42 and 40 ng.g-1
dry weight
respectively, corresponding to 26.3 %, 14.6 and 15.6 % of total PAHs respectively (figure
15). The accumulation in the oysters describes a bell shape, with a maximum reached for
benzo(b,j,k)fluoranthene (log Kow of 5.7 ). Studies conducted by Rust et al. (2004) show a
maximum accumulation in the mussels at log Kow of 5.4. The lower accumulation for the least
hydrophobic compounds results from a high depuration rate (Chung & King, 1999) or an
important depletion of these compounds in the medium (Lamoureux & Brownawell, 1999).
The lower accumulation for compounds having log Kow > log Kow benzo(b,j,k)fluoranthene is
also observed probably due to the tendency of organisms to metabolize more rapidly high
log Kow PAHs (Lamoureux & Brownawell, 1999; Baussant et al., 2001), but also because of
the decreased bioavailability of high molecular weight compounds associated to pyrogenic
sources (Porte et al., 2000). The PAH fingerprint in oysters is similar to the one found in the
sediments and the particulate phase, where high molecular weight compounds are dominant.
0
100
200
300
400
500
600
700
4-A
ug
4-A
ug
4-A
ug
4-A
ug
20
-Se
p
20
-Se
p
7-A
ug
7-A
ug
20
-Se
p
20
-Se
p
11
-Oct
4-A
ug
4-A
ug
1-J
ul
1-J
ul
D T D T D T D T D T T D T D T
Arcachonharbor
Eyrac Ile aux oiseaux Arguin Control(T0)
C o
yste
rs(n
g.g-1
dry
we
igh
t)
Chapitre III : Résultats
329
Figure 15: PAH distribution profile in the oysters at the different sites and during the different
campaigns.
III- 5- Comparison of the different approaches
III- 5- a- Comparison of the different compartments for measuring PAH exposure
Characterizing the contamination in the different compartments of Arcachon’s bay
during summer 2010 has led to complementary information that the analysis of one
compartment cannot provide. Different PAH distribution profiles (figure 16) as well as
different accumulation kinetics are observed in the different analyzed matrices. Homogeneous
PAH distributions are observed in oysters, particles and sediments, with high molecular
weight compounds (penta and hexa aromatic PAHs) constituting between 44 and 45 % of the
total PAH concentrations detected in these matrices. Low molecular weight compounds (di,
tri and tetra aromatics) count for almost 100 % of the total PAHs measured in the water phase
through spot sampling, while the use of passive samplers allows to detect low levels of high
molecular weight compounds, mainly in SPMDs (18 %).
Figure 16: PAH distribution profiles in the different compartments and tools tested. Values of
oysters, particles, sediments and water represent the first two campaigns for which passive samplers
are deployed.
0
5
10
15
20
25
30
35
N (
n=
13)
Ac
ty (
n=
13
)
Ac
te (
n=
13
)
Fe
(n
=1
3)
DB
T (
n=
13)
Ph
e (
n=
13
)
An
(n
=1
3)
Flu
o (
n=
13
)
Py
r (n
=1
3)
Ba
A (
n=
13
)
Ch
rys+
trip
h (
n=
13)
B'b
,j,k
)F (
n=
13
)
Be
P (
n=
13)
Ba
P (
n=
13)
Pe
r (n
=1
3)
IP (
n=
13
)
% o
f to
tal
PA
Hs i
n n
g.g
-1
dry
we
igh
t
0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100%
water (n=8)
SPMD (n=8)
SR (n=12)
Sediment (n=8)
Particles (n=8)
Oysters (n=8)
Di aromatic PAH Tri aromatic PAHsTetra aromatic PAHs Penta aromatic PAHsHexa aromatic PAHs
Chapitre III : Résultats
330
Average concentrations of total PAHs in the water samples are 20 000 to 100 000
times lower than those observed in the solid matrices (figure 17). For the majority of PAH
compounds, concentrations obtained with sediments, particles and oysters are in the same
order of magnitude, with particles and sediments having two folds and five folds higher total
PAH contamination than oysters respectively. The important difference between the lowest
and the highest PAH concentrations observed in the sediments considering all sites together is
not only related to different contamination levels between the studied sites but also to the
extremely different natures of the sediments of the lagoon. Even though PAH contamination
in the water phase is much lower than the one of the other compartments, its monitoring is of
a crucial importance regarding exposure evaluation and hazard and risk assessment
procedures. The application of solid phase microextraction allows concentration of trace
levels of PAHs present in the water phase. On average, a total PAH concentration of
0.014 ng.g-1
in a 10 mL water sample is sufficient to be detected and quantified by the SPME
procedure. The other alternative to improve detection limits in the water phase and access to
more representative and integrative PAH concentrations in the continuously renewed water
body consists of using passive sampling devices (SPMDs and SRs). Average concentrations
of total PAHs in the SPMDs are equivalent to those obtained for the oysters (238 ng.g-1
and
268 ng.g-1
for the SPMDs and oysters respectively). Silicone rubbers accumulate almost four
folds less than SPMDs, but yet offer excellent concentration factors relatively to spot water
sampling.
The cross represents the mean value, the upper and lower dashes represent the maximum and the minimum
values respectively, and the circle represents the median value.
Figure 17: Total PAHs in the different compartments and tested tools. Values correspond to the
first two campaigns for which passive samplers are deployed.
0.001
0.01
0.1
1
10
100
1000
10000
Wat
er
(n=8
)
SPM
D(n
=8)
SR (
n=1
2)
Oys
ters
(n=8
)
Par
ticl
es
(n=8
)
Sed
ime
nt
(n=8
)
(ng.
g-1)
∑ PAHs
Chapitre III : Résultats
331
III-5-b- Passive samplers as a bioavailability measuring tool?
Passive sampling devices especially SPMDs are often used in environmental
monitoring programs to mimic exposure to biota (Røe Utvik & Johnsen, 1999; Durell et al.,
2006). However, differences in accumulation profiles have been observed between passive
samplers and oysters in this study. High molecular weight compounds (MM > 252 g.mol-1
)
constitute 55 % (maximum value) of the total PAHs accumulated by the oysters (n = 8), 48 %
in the particulate phase (n = 8) while they do not exceed 25 % in the SPMDs (n = 8) and 12 %
in the SRs (figure 18). The higher proportion of high molecular weight compounds in the
oysters originate from the ingested particulate phase (Røe Utvik & Johnsen, 1999) regarding
the similarity of PAH distribution profiles between oysters and particles, while passive
samplers are only exposed to dissolved waterborne contamination (Huckins et al., 1993;
Rusina, 2009) and are not influenced by the suspended particulate matter. This fact has been
verified through the correlation between the passive sampler derived water concentrations and
those given by SPME on filtrated water samples (figures 6 and 8).
Figure 18: Relative distribution of PAHs in SPMDs, SRs, oysters and the particulate phase during
the first two campaigns (D: diploid oysters, T: triploid oysters).
Looking closely, for di, tri and tetra aromatic PAHs until pyrene, a higher
accumulation is observed with the SPMDs relatively to the oysters (7 folds higher for
0%
20%
40%
60%
80%
100%
ArcachonHarbor 1
ArcachonHarbor 2
Eyrac 1 Eyrac 2 Ile auxoiseaux 1
Ile auxoiseaux 2
Arguin 1 Arguin 2
Re
lati
ve d
istr
ibu
tio
n
SPMDs
Tri and tetra aromatic PAHs Penta and hexa aromatic PAHs
0%
20%
40%
60%
80%
100%
ArcachonHarbor D
ArcachonHarbor T
Eyrac D Eyrac T Ile auxoiseaux D
Ile auxoiseaux T
Arguin D Arguin T
Rel
ativ
e d
istr
ibu
tio
n
Oysters
Tri and tetra aromatic PAHs Penta and hexa aromatic PAHs
0%
20%
40%
60%
80%
100%
ArcachonHarbor 1
ArcachonHarbor 2
Eyrac 1 Eyrac 2 Ile auxoiseaux 1
Ile auxoiseaux 2
Arguin 1 Arguin 2
Rel
ativ
e d
istr
ibu
tio
n
Particulate phase
Tri and tetra aromatic PAHs Penta and hexa aromatic PAHs
0%
20%
40%
60%
80%
100%
ArcachonHarbor 1
ArcachonHarbor 2
ArcachonHarbor 3
EYRAC 1 EYRAC 2 EYRAC 3 Ile auxoiseaux 1
Ile auxoiseaux 2
Arguin 1 Arguin 2 Arguin 3
Rel
ativ
e d
istr
ibu
tio
n
Silicone rubbers
Tri and tetra aromatic PAHs Penta and hexa aromatic PAHs
Chapitre III : Résultats
332
naphthalene and decreasing to 1.4 folds for pyrene) while for heavier compounds, the trend is
reversed (figure 19). Concerning the silicone rubbers, naphthalene is accumulated higher than
in oysters, tri aromatic compounds show half of the accumulated quantities observed in the
oysters, phenanthrene is accumulated in the same order of magnitude in both samplers, and
except for dibenzothiophene, all other PAHs have a lower accumulation in the silicone
rubbers (figure 19).
Figure 19: Ratio of PAH concentrations in passive samplers to their concentrations in oysters.
Values represented are the average of all studied sites (n = 8 for SPMDs, n = 8 for oysters, n = 12
for SRs). Standard deviations are not represented for naphthalene for scale issues.
Booij et al., (2006) have proposed a model to describe concentration ratios between
SPMDs and mussels, using elimination rate constants and steady state accumulation factors in
both matrices. This model shows constant concentration ratios in the range 4.5 <log Kow< 5.5
and a sharp decrease with the increase of log Kow (figure 20). When applying this model to
our data after adjustment of certain parameters such as exposure time and dry weight fraction
of the oysters, a very similar pattern is described, which validates the robustness of the PAH
accumulation trend observed in the SPMDs relatively to the oysters. However, concentration
ratios in this study are higher than those of the model on the whole range of log Kow (figures
20). A possible explanation lies in the fact that oysters and mussels have different
bioaccumulation factors and depuration constants, or in the fact that oysters ingest less
particles than mussels.
0
1
2
3
4
5
6
7
8
Co
nce
ntr
atio
n R
atio
pas
sive
sam
ple
rs/o
yste
rs
ratio SPMDs / oysters
ratio SRs / oysters
Chapitre III : Résultats
333
Figure 20: Ratio of concentrations in SPMDs to those in oysters (as dry weight) versus log Kow. The
dotted line represents the model CSPMDs/Cmussels proposed by Booij et al. (2006) and adjusted for the
deployment time of the present study.
Key observations have shown differences in both PAH concentrations and distribution
profiles between oysters and SPMDs (figures 18, 19 and 20). In addition, accumulation in the
oysters is dependant on environmental conditions and physiological factors (Gilek et al.,
1996; Gunther et al., 1999; Huckins et al., 2004), while accumulation in the SPMDs is
corrected for in-situ conditions through the dissipation of PRCs (Huckins et al., 2002). Thus
the knowledge of contaminant concentrations in the SPMDs does not infer properly
concentrations in the biological organisms, and the ratio CSPMDs/Coysters is as variable as the
possible combinations of species and in-situ conditions. In addition, when the particulate
matter constitutes a significant exposure pathway for aquatic organisms like it is the case for
oysters in turbid medium (Baumard et al., 1999), distribution profiles of PAHs in oysters and
passive samplers differ due the intake of high molecular weight PAHs through particle
ingestion in the biota as shown in this study (figure 18) and in the litterature (Harman et al.,
2011). The extent of this phenomenon depends on the particulate charge as well as on the
particles’ contamination. Furthermore, the capacity of the oysters to metabolize and depurate
PAHs, and the different accumulation kinetics between passive samplers and oysters
contribute to the differences observed between them: concentrations of low molecular weight
PAHs in the oysters is generally lower than those in the SPMDs due to the depuration
capacities of the organisms, while concentrations of high molecular weight PAHs are higher
in the oysters due to particule ingestion, with low concentration ratios between the samplers
and the organisms probably due to the capacity of the oysters to metabolize these compounds.
For all these reasons, a special attention should be taken when inferring PAH exposure to
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
3.0
3 4 5 6 7
CSP
MD
s/C
oys
ters
log Kow
Arcachon harbor
Ile aux oiseaux
modelized C SPMDs/Cmusselsselon Booij et al., (2006)
Chapitre III : Résultats
334
organisms through passive samplers’ accumulation, and in the particular case where a
significant exposure pathway for biota is through particle ingestion, passive samplers
underestimate exposure concentrations since they only sample the free dissolved fractions of
contaminants.
IV- Conclusion
This study characterized PAH exposure in the different environmental compartments
of coastal and intra basin zones of Arcachon’s bay during the summer 2010. PAH
measurements of the water phase as well as those of the particulate and the sedimentary
compartments reflected external concentrations to which oysters were exposed. Field
comparisons using the passive sampling approach were also conducted during the
environmental campaigns, to situate passive sampling relatively to spot sampling results and
to compare the accumulation in passive samplers and oysters. Experimental data showed the
robustness of SPMDs and SRs to evaluate waterborne contamination and an excellent
correlation was observed between both samplers and spot water samples. Differences in PAH
concentrations as well as in distribution profiles of PAHs in both oysters and passive samplers
tested (SPMDs and SRs) denoted that inferring exposure to biota from passive samplers is
subject to a non-negligible uncertainty mainly when the particulate phase constitutes a
significant exposure pathway to biota for they underestimate in this case biota exposure to
PAHs. The deployment of oysters seems relevant during risk assessment since the
bioavailability of PAHs as well as their accumulation kinetics depend on the environmental
conditions, the physiological properties and specific uptake rates of each species, thus better
evaluated with the organism himself than with passive samplers. Parallel deployment of
passive sampling tools and bio-organisms and their coupling to spot sampling measurements
is revealed to be the best solution to measure external, representative and integrative
concentrations, to detect episodic contaminations and to access to internal PAH
concentrations that may cause direct harm to aquatic organisms.
Acknowledgments
Région Aquitaine, OSQUAR program, ANR RIPOST and ANR EMESTOX are
acknowledged for financial support.
Chapitre III : Résultats
335
References
Baumard P., Budzinski H., Garrigues P., Narbonne J. F., Burgeot T., Michel X., Bellocq J., 1999. Polycyclic
aromatic hydrocarbon (PAH) burden of mussels (Mytilus sp.) in different marine environments in
relation with sediment PAH contamination, and bioavailability. Marine Environmental Research 47(5):
415-439.
Baumard P., Budzinski H., Michon Q., Garrigues P., Burgeot T., Bellocq J., 1998. Origin and Bioavailability of
PAHs in the Mediterranean Sea from Mussel and Sediment Records. Estuarine, Coastal and Shelf
Science 47(1): 77-90.
Baussant T., Sanni S., Jonsson G., Skadsheim A., Børseth J. F., 2001. Bioaccumulation of polycyclic aromatic
compounds: 1. Bioconcentration in two marine species and in semipermeable membrane devices during
chronic exposure to dispersed crude oil. Environmental Toxicology and Chemistry 20(6): 1175-1184.
Bayen S., ter Laak T. L., Buffle J., Hermens J. L. M., 2009. Dynamic Exposure of Organisms and Passive
Samplers to Hydrophobic Chemicals. Environmental Science & Technology 43(7): 2206-2215.
Booij K., Smedes F., Van Weerlee E, M., Honkoop P. J. C., 2006. Environmental Monitoring of Hydrophobic
Organic Contaminants: The Case of Mussels versus Semipermeable Membrane Devices.
Environmental Science & Technology 40(12): 3893-3900.
Bouloubassi I., & Saliot A., 1991. Composition and sources of dissolved and particulate PAH in surface waters
from the Rhone delta (NW Mediterranean). Marine Pollution Bulletin 22(12): 588-594.
Budzinski H., Jones I., Bellocq J., Piérard C., Garrigues P., 1997. Evaluation of sediment contamination by
polycyclic aromatic hydrocarbons in the Gironde estuary. Marine Chemistry 58(1-2): 85-97.
Chung W. K., King G. M., 1999. Biogeochemical transformations and potential polyaromatic hydrocarbon
degradation in macrofaunal burrow sediments. Aquatic microbial ecology 19(3): 285-295.
Crespo A., 2009. Présence et sources des Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques dans le bassin d’Arcachon.
Thesis: University Bordeaux I, Bordeaux, France.
De Perre C., 2009. Etude des interactions matière organique dissoute - contaminants organiques dans
l’environnement aquatique. Thesis: University Bordeaux I, Bordeaux, France.
De Perre C., Crespo A., Abou Mrad N., Le Menach K., Jaber F., Parlanti E., Budzinski H., 2009. Intérêt de la
micro-extraction sur phase solide couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la spectrométrie
de masse pour l’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les eaux. Spectra Analyse
(266): 28-35.
Durell G., Røe Utvik T., Johnsen S., Frost T., Neff J., 2006. Oil well produced water discharges to the North
Sea, Part I: Comparison of deployed mussels (Mytilus edulis), semi-permeable membrane devices, and
the DREAM model predictions to estimate the dispersion of polycyclic aromatic hydrocarbons. Marine
Environmental Research 62(3): 194-223.
Gale R. W., 1998. Three-Compartment Model for Contaminant Accumulation by Semipermeable Membrane
Devices. Environmental Science & Technology 32(15): 2292-2300.
Chapitre III : Résultats
336
Gilek M., Björk M., Kautsky N., Broman D., Näf C., 1996. Enhanced accumulation of PCB congeners by baltic
sea blue mussels, Mytilus edulis, with increased algae enrichment. Environmental Toxicology and
Chemistry 15(9): 1597-1605.
Gourlay C., Tusseau-Vuillemin M. H., Garric J., Mouchel J. M., 2003. Effect of dissolved organic matter of
various origins and biodegradabilities on the bioaccumulation of polycyclic aromatic hydrocarbons in
Daphnia magna. Environmental Toxicology and Chemistry 22(6): 1288-1294.
Gourlay-Francé C., Lorgeoux C., Tusseau-Vuillemin M. H., 2008. Polycyclic aromatic hydrocarbon sampling in
wastewaters using semipermeable membrane devices: Accuracy of time-weighted average
concentration estimations of truly dissolved compound. Chemosphere 73(8): 1194-1200.
Gunther A. J., Davis J. A., Hardin D. D., Gold J., Bell D., Crick J. R., Scelfo G. M., Sericano J., Stephenson M.,
1999. Long-term Bioaccumulation Monitoring with Transplanted Bivalves in the San Francisco
Estuary. Marine Pollution Bulletin 38(3): 170-181.
Harman C., Brooks S., Sundt R. C., Meier S., Grung M., 2011. Field comparison of passive sampling and
biological approaches for measuring exposure to PAH and alkylphenols from offshore produced water
discharges. Marine Pollution Bulletin 63(5-12): 141-148.
Harman C., Thomas K. V., Tollefsen K. E., Meier S., Bøyum O., Grung M., 2009. Monitoring the freely
dissolved concentrations of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) and alkylphenols (AP) around a
Norwegian oil platform by holistic passive sampling. Marine Pollution Bulletin 58(11): 1671-1679.
Hawker D. W., 2010. Modeling the response of passive samplers to varying ambient fluid concentrations of
organic contaminants. Environmental Toxicology and Chemistry 29(3): 591-596.
Hawthorne S. B., Grabanski C. B., Miller D. J., Kreitinger J. P., 2011. Solid-Phase Microextraction
Measurement of Parent and Alkyl Polycyclic Aromatic Hydrocarbons in Milliliter Sediment Pore Water
Samples and Determination of KDOC Values. Environmental Science & Technology 39(8): 2795-2803.
His É., Budzinski H., Geffard O., Beiras R., 1997. Action d’un sédiment pollué par les hydrocarbures sur la
métamorphose de l’huître japonaise, Crassostrea gigas (Thunberg). Comptes Rendus de l’Académie des
Sciences - Series III - Sciences de la Vie 320(10): 797-803.
Huckins J. N., Manuweera G. K., Petty J. D., Mackay D., Lebo J. A., 1993. Lipid-containing semipermeable
membrane devices for monitoring organic contaminants in water. Environmental Science & Technology
27(12): 2489-2496.
Huckins J. N., Prest H. F., Petty J. D., Lebo J. A., Hodgins M. M., Clark R. C., Alvarez D. A., Gala W. R., Steen
A., Gale R., Ingersoll C. G., 2004. Overview and comparison of lipid-containing semipermeable
membrane devices and oysters (Crassostrea gigas) for assessing organic chemical exposure.
Environmental Toxicology and Chemistry 23(7): 1617-1628.
Huckins J. N., Petty J. D., Lebo J. A., Almeida F. V., Booij K., Alvarez D. A., Cranor W. L., Clark R. C.,
Mogensen B. B., 2002. Development of the Permeability/Performance Reference Compound Approach
for In Situ Calibration of Semipermeable Membrane Devices. Environmental Science & Technology
36(1): 85-91.
Huckins J. N., Petty J. D., Booij K., 2006. Monitors of Organic Chemicals in the Environment: Semipermeable
Membrane Devices. Editor: Springer, New York.
Chapitre III : Résultats
337
Lamoureux E. M., & Brownawell B, J., 1999. Chemical and biological availability of sediment-sorbed
hydrophobic organic contaminants. Environmental Toxicology and Chemistry 18(8): 1733-1741.
Oomen A. G., Mayer P., Tolls J., 2000. Nonequilibrium Solid-Phase Microextraction for Determination of the
Freely Dissolved Concentration of Hydrophobic Organic Compounds: Matrix Effects and Limitations.
Analytical Chemistry 72(13): 2802-2808.
Petty J. D., Orazio C. E., Huckins J. N., Gale R. W., Lebo J. A., Meadows J. C., Echols K. R., Cranor W. L.,
2000. Considerations involved with the use of semipermeable membrane devices for monitoring
environmental contaminants. Journal of Chromatography A 879(1): 83-95.
Poerschmann J., Zhang Z., Kopinke F. D., Pawliszyn J., 1997. Solid Phase Microextraction for Determining the
Distribution of Chemicals in Aqueous Matrices. Analytical Chemistry 69(4): 597-600.
Popp P., Bauer C., Wennrich L., 2001. Application of stir bar sorptive extraction in combination with column
liquid chromatography for the determination of polycyclic aromatic hydrocarbons in water samples.
Analytica Chimica Acta 436(1): 1-9.
Porte C., Biosca X., Pastor D., Solé M., Albaigés J., 2000. The Aegean Sea Oil Spill. 2. Temporal Study of the
Hydrocarbons Accumulation in Bivalves. Environmental Science & Technology 34(24): 5067-5075.
Rocher V., Azimi S., Moilleron R., Chebbo G., 2004. Hydrocarbons and heavy metals in the different sewer
deposits in the 'Le Marais' catchment (Paris, France): stocks, distributions and origins. Science of The
Total Environment 323(1-3): 107-122.
Røe Utvik T. I., & Johnsen S., 1999. Bioavailability of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons in the North Sea.
Environmental Science & Technology 33(12): 1963-1969.
Rusina T., 2009. New methods of sampling and sample preconcentration of hydrophobic compounds in aquatic
ecosystems. Magnifying passive sampling aspects. Thesis: Research Center for Environmental
Chemistry and Ecotoxicology (RECETOX), Brno, Czech Republic.
Rust A. J., Burgess R. M., McElroy A. E., Cantwell M. G., Brownawell B. J., 2004. Influence of soot carbon on
the bioaccumulation of sediment-bound polycyclic aromatic hydrocarbons by marine benthic
invertebrates: An interspecies comparison. Environmental Toxicology and Chemistry 23(11): 2594-
2603.
Shi Z., Tao S., Pan B., Liu W. X., Shen W. R., 2007. Partitioning and source diagnostics of polycyclic aromatic
hydrocarbons in rivers in Tianjin, China. Environmental Pollution 146(2): 492-500.
Smedes F., 2007. Monitoring of chlorinated biphenyls and polycyclic aromatic hydrocarbons by passive
sampling in concert with deployed mussels. In Comprehensive Analytical Chemistry, Vol. 48: Passive
Sampling Techniques in Environmental Monitoring, pp 407-448. Edited by: Greenwood R., Mills G.
A., Vrana B., (first edition).
Soclo H. H., Garrigues P., Ewald M., 2000. Origin of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in coastal
marine sediments: case studies in cotonou (Benin) and Aquitaine (France) areas. Marine Pollution
Bulletin 40(5): 387-396.
Tusseau-Vuillemin M. H., Gourlay C., Lorgeoux C., Mouchel J. M., Buzier R., Gilbin R., Seidel J. L., Elbaz-
Poulichet F., 2007. Dissolved and bioavailable contaminants in the Seine river basin. Science of The
Total Environment 375(1-3): 244-256.
Chapitre III : Résultats
338
Vrana B., Allan I. J., Greenwood R., Mills G. A., Dominiak E., Svensson K., Knutsson J., Morrison J.,
Greenwood R., 2005. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC Trends in
Analytical Chemistry 24(10): 845-868.
Wang X. C., Sun S., Ma H. Q., Liu Y., 2006. Sources and distribution of aliphatic and polyaromatic
hydrocarbons in sediments of Jiaozhou Bay, Qingdao, China. Marine Pollution Bulletin 52(2): 129-138.
Zhou J., Fileman T., Evans S., Donkin P., Readman J., Mantoura R. F., Rowland S., 1999. The partition of
fluoranthene and pyrene between suspended particles and dissolved phase in the Humber Estuary: a
study of the controlling factors. Science of The Total Environment 243-244: 305-321.
Chapitre III : Résultats
339
Supplementary information 1 (IS 1):
PAH water concentrations given by the spot sampling (analyzed by SPME), the SPMDs and the SRs
C (ng.L-1)
Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
SPME SPME
(N-d8) SPMD SR SPME
SPME
(N-d8) SPMD SR SPME
SPME
(N-d8) SPMD SR SPME
SPME
(N-d8) SPMD SR
N 22.87 22.87 1.23 0.20 2.58 2.58 1.70 0.20 2.94 2.94 3.97 1.63 2.89 2.89 1.75 0.26
Acty 3.04 2.78 0.09 0.08 0.06 0.05 0.12 0.08 0.23 0.21 0.25 0.11 0.09 0.08 0.13 0.09
Acte 0.49 0.43 0.15 0.11 0.17 0.15 0.19 0.07 0.18 0.15 0.15 0.06 0.05 0.04 0.10 0.04
Fe 1.85 1.74 0.18 0.21 0.31 0.30 0.21 0.16 0.42 0.39 0.17 0.16 0.26 0.26 0.16 0.18
DBT 0.29 0.25 0.04 0.18 0.15 0.13 0.04 0.28 - 0.02 0.23 0.14 0.13 0.02 0.25
Phe 3.04 2.70 0.44 1.83 1.17 1.06 0.51 1.97 1.02 0.87 0.43 1.83 0.84 0.76 0.35 1.88
An 0.18 0.15 0.15 0.33 nd nd 0.14 0.36 0.07 0.06 0.13 0.30 nd nd 0.06 0.24
Fluo 1.91 1.78 1.00 1.90 0.87 0.80 1.03 1.77 0.91 0.78 0.82 1.59 0.45 0.40 0.33 0.78
Pyr 2.23 2.02 1.50 2.33 0.65 0.58 1.02 1.59 0.75 0.63 0.66 1.15 0.30 0.26 0.13 0.47
BaA 0.09 0.08 0.09 0.20 0.08 0.06 0.12 0.20 0.04 0.03 0.08 0.18 0.15 0.11 0.02 0.07
Chrys+Triph 0.51 0.42 0.24 0.51 0.26 0.19 0.22 0.40 0.18 0.13 0.16 0.31 0.31 0.22 0.07 0.16
BNT 0.12 0.10 0.04 0.07 0.12 0.09 0.03 0.06 nd nd 0.02 0.05 0.24 0.17 0.01 0.03
B(b,j,k)F nd nd 0.18 0.33 nd nd 0.36 0.45 nd nd 0.31 0.39 nd nd 0.09 0.16
BeP nd nd 0.09 0.13 nd nd 0.15 0.14 nd nd 0.11 0.13 nd nd 0.03 0.05
BaP nd nd 0.03 0.06 nd nd 0.07 0.07 nd nd 0.04 0.06 nd nd 0.01 0.03
Per nd nd 0.01 0.05 nd nd 0.04 0.06 nd nd 0.02 0.06 nd nd 0.02 0.05
IP nd nd 0.04 0.06 nd nd 0.08 0.07 nd nd 0.05 0.08 nd nd 0.02 0.04
BP nd nd 0.05 0.07 nd nd 0.09 0.08 nd nd 0.05 0.07 nd nd 0.02 0.04
Chapitre III : Résultats
340
Supplementary information 2 (IS 2):
PAH concentrations in the particulate phase during summer 2010
C (ng.g-1) Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct
N - - 8.58 - - 2.70 7.21 5.11 8.23 - - 1.14 - 1.40 - -
Acty 1.63 1.40 2.05 2.73 2.53 3.62 3.20 6.17 6.71 3.43 2.17 3.43 1.92 1.90 0.47 1.11
Acte 0.75 1.29 1.39 1.40 1.11 1.76 1.20 2.05 2.17 1.55 1.07 1.30 1.41 0.58 0.21 1.16
Fe 1.78 3.48 3.45 2.57 3.00 3.89 3.51 8.41 6.99 4.59 1.88 4.02 3.20 1.92 1.26 2.18
DBT 0.88 1.48 0.86 1.17 1.99 2.39 1.64 4.50 3.81 1.81 0.74 1.67 1.20 1.09 0.52 1.06
Phe 16.64 24.98 17.59 20.03 35.55 43.10 27.46 57.50 54.92 31.50 14.87 28.45 28.00 19.14 10.43 19.38
An 2.10 3.92 1.72 3.02 3.95 6.34 7.49 23.77 18.86 3.82 1.89 4.51 2.03 2.74 0.96 2.93
Fluo 43.24 31.41 33.29 52.34 74.97 147.23 95.07 214.74 160.12 64.70 35.09 65.82 31.77 26.41 15.28 41.60
Pyr 39.70 34.76 29.75 46.39 61.85 116.91 85.45 162.08 136.20 54.98 29.73 55.60 20.93 20.02 13.87 32.79
BaA 13.56 10.55 9.59 18.57 22.77 45.77 41.55 91.18 70.18 19.66 9.63 21.09 5.56 6.41 3.97 11.94
Chrys+Triph 21.91 23.70 15.96 27.94 34.06 58.87 54.41 105.88 91.62 28.56 15.45 32.51 10.39 10.94 6.95 18.49
BNT 3.37 5.12 2.64 4.51 5.80 9.16 8.08 17.13 15.17 4.19 2.29 5.18 2.14 1.98 1.16 2.91
B(b,j,k)F 48.86 46.87 36.63 66.75 77.94 109.33 111.05 187.54 174.91 67.23 32.10 74.31 18.98 19.91 13.87 38.21
BeP 18.83 21.54 15.03 26.68 29.97 43.69 42.00 70.91 64.71 26.61 14.22 28.59 9.19 8.80 6.28 15.49
BaP 21.14 16.49 16.55 31.23 34.40 62.10 57.75 101.25 90.26 32.90 15.59 35.04 9.81 9.78 7.30 19.07
Per 5.27 4.18 4.14 8.61 8.59 15.05 15.85 26.60 23.27 9.89 4.01 8.82 2.44 2.28 1.82 5.39
IP 17.97 14.90 13.62 23.85 27.08 37.24 42.00 69.19 68.31 25.71 11.57 25.72 6.25 6.89 4.97 13.08
BP 21.01 26.02 14.53 26.28 28.71 39.78 41.35 65.05 65.44 26.58 13.67 27.12 8.93 8.61 6.54 16.20
D(ah,ac)A 2.203 2.007 1.941 3.673 3.838 5.556 6.231 10.745 10.226 2.859 1.730 3.268 1.032 1.162 0.722 1.969
∑ PAH 280.86 274.11 229.30 367.74 458.09 754.48 652.49 1229.80 1072.09 410.55 207.69 427.59 165.18 151.94 96.58 244.94
Not reported values (-) are below quantification limits
Chapitre III : Résultats
341
Supplementary information 3 (IS 3):
PAH concentrations in the sediments during summer 2010
C (ng.g-1) Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct
N 6.78 0.21 0.45 - - - - - 6.55 1.56 - - - - -
Acty 6.71 0.07 0.55 0.13 0.05 0.03 0.20 0.09 9.41 4.37 0.45 - 0.01 0.02 0.01
Acte 188.11 0.48 0.76 0.46 0.03 0.01 0.06 0.02 2.06 1.67 0.21 0.02 0.03 0.11 0.01
Fe 174.69 1.35 0.89 0.41 0.01 0.03 0.12 0.02 4.30 3.63 0.39 0.03 0.01 0.05 0.03
DBT 87.80 0.92 0.78 0.60 0.01 0.04 0.16 0.01 4.12 2.03 0.16 0.01 0.01 0.04 0.01
Phe 1009.02 8.53 13.03 5.49 0.18 0.62 2.34 0.22 71.25 33.86 2.83 0.09 0.03 0.29 0.13
An 256.40 1.85 8.72 1.65 0.03 0.02 0.55 0.10 15.41 6.82 0.54 0.00 0.01 0.07 0.02
Fluo 1299.84 4.36 49.21 7.54 0.43 1.21 5.09 1.62 222.34 127.01 11.51 0.05 0.01 0.50 0.17
Pyr 1001.25 9.89 45.97 12.81 0.50 1.05 4.42 2.52 205.66 107.17 9.13 0.07 0.01 0.55 0.17
BaA 571.49 2.12 19.80 3.29 0.16 0.24 1.83 1.56 100.39 51.65 3.96 0.01 0.00 0.20 0.04
Chrys+Triph 653.45 12.12 30.72 14.16 0.24 0.56 2.29 1.69 120.00 61.66 4.73 0.02 0.01 0.28 0.07
BNT 150.06 1.10 5.00 1.38 0.04 0.08 0.40 0.28 19.26 9.87 0.80 nd nd 0.04 0.01
B(b,j,k)F 1093.35 9.68 42.37 14.15 0.70 1.09 5.51 4.40 234.79 136.89 10.03 0.04 nd 0.68 0.14
BeP 441.93 8.36 19.69 10.81 0.30 0.45 2.21 1.62 89.98 50.88 3.58 0.01 nd 0.27 0.05
BaP 556.17 2.50 19.88 3.86 0.34 0.47 3.10 2.52 132.84 73.86 4.65 nd nd 0.31 0.05
Per 199.78 1.02 6.35 1.34 0.08 0.08 0.84 0.60 38.91 21.78 1.16 nd nd 0.11 0.01
IP 447.33 6.62 18.80 9.07 0.29 0.34 2.62 1.55 102.90 53.97 3.22 0.01 nd 0.23 0.04
BP 383.26 6.59 16.89 9.16 0.34 0.40 2.53 1.44 94.09 50.19 3.16 0.02 nd 0.27 0.06
D(ah,ac)A 127.897 0.640 3.237 1.197 0.030 0.034 0.279 0.240 15.325 7.374 0.433 nd nd 0.025 0.005
∑ PAH 8655.31 78.40 303.10 97.50 3.76 6.76 34.55 20.49 1489.57 806.24 60.94 0.37 0.13 4.05 1.02
nd: values below detection limits; not reported values (-) are below quantification limits
Chapitre III : Résultats
342
Supplementary information 4 (IS 4):
PAH concentrations in the diploid (D) and triploid (T) oysters during summer 2010
C (ng.g-1)
Arcachon harbor Ile aux oiseaux Eyrac Arguin
Control
T0
Control
T0 4-Aug 4-Aug 20-Sep 11-Oct 4-Aug 20-Sep 4-Aug
D T D T D T D T D D T D T D T
N 0.76 - 1.19 0.85 - 0.49 1.58 - - - - - - - -
Acty 0.74 0.50 0.71 3.37 1.46 0.88 1.32 1.45 1.30 0.12 0.08 0.63 0.89 0.18 0.12
Acte 0.55 0.14 0.06 2.01 0.37 0.24 0.40 0.08 0.35 - - 0.16 - 0.03 -
Fe 3.23 0.87 3.00 1.74 2.66 1.22 2.08 1.67 1.17 0.22 0.02 0.77 0.33 0.80 0.95
DBT 1.04 0.40 2.43 1.42 0.41 0.43 0.70 0.32 0.49 0.18 0.08 0.44 0.40 0.14 0.09
Phe 17.69 6.94 27.15 18.66 12.65 6.27 15.69 7.98 7.77 1.82 0.24 7.03 5.21 2.08 2.80
An 3.10 2.54 16.69 14.27 3.20 3.23 4.26 7.37 7.68 1.52 2.33 3.03 4.36 0.77 1.64
Fluo 47.59 42.82 77.74 81.61 46.95 39.28 48.98 40.21 43.03 17.63 20.92 30.16 39.24 13.85 14.77
Pyr 42.32 41.38 109.27 109.31 43.67 37.91 43.00 37.45 47.43 18.59 22.24 28.30 38.34 6.76 8.12
BaA 8.77 6.61 26.25 24.74 16.09 11.31 13.30 11.83 13.38 4.72 5.44 8.80 12.58 2.69 3.44
Chrys+Triph 23.02 21.47 75.83 75.66 30.70 26.59 28.65 25.38 24.97 11.17 13.94 21.23 27.12 8.21 9.27
BNT 2.46 2.16 10.54 9.20 3.48 2.65 3.57 2.83 3.10 1.34 1.41 2.83 3.42 0.64 0.67
B(b,j,k)F 37.98 55.07 116.05 145.16 72.81 86.43 90.67 93.09 90.22 37.19 46.73 66.20 93.67 12.19 21.27
BeP 17.58 19.95 46.77 56.03 24.78 27.95 28.59 28.93 27.82 12.97 15.50 21.60 29.50 5.23 7.26
BaP 4.73 4.69 8.74 9.64 8.18 8.20 12.21 10.71 12.41 3.12 4.04 7.20 8.24 1.07 1.69
Per 6.36 4.58 8.88 8.00 10.32 8.06 7.96 7.93 10.41 1.82 3.15 3.99 6.04 1.54 2.32
IP 4.57 5.48 10.87 18.53 8.37 11.02 18.18 17.69 12.82 4.99 4.95 11.46 13.67 0.76 2.70
BP 5.05 5.23 13.07 19.81 7.16 9.36 15.51 13.92 10.45 5.56 5.02 11.18 12.52 1.00 2.58
D(ah,ac)A 1.17 1.38 2.73 4.77 2.26 2.73 4.08 4.47 3.74 0.89 1.06 2.53 3.29 0.25 0.41
∑ PAH 228.70 222.19 557.95 604.80 295.53 284.24 340.76 313.31 318.53 123.82 147.14 227.55 298.82 58.18 80.10
Not reported values (-) are below quantification limits
Chapitre III : Résultats
343
Supplementary information 5 (IS 5):
Oysters Condition Index
Oytsers tissues (g wet weight)
Control Arcachon
harbor eyrac Ile aux oiseaux Arguin
D T D T D D T T D D T T D T
n° T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2
1 13.1 18.0 12.2 8.6 6 7.4 7.1 11.4 13.2 8.5 16.1 11.3 14.8 13
2 14.1 14.6 12.9 10.1 8.5 11 6.9 12.7 13 10.3 13.1 13.8 10.4 14.1
3 9.8 10.5 13.2 10.2 6.3 13.7 10.6 11.3 12.2 8.8 11.7 15.1 13.5 14.9
4 12.4 14.2 9 7.5 5.7 9.8 8.4 15.3 11.8 9.3 8.7 13.9 13.6 12.3
5 15.1 13.2 8.7 9.1 6.9 6.3 7.4 14.1 12.4 12.5 10.4 12.6 10 11.4
6 11.7 9.9 14.8 13.2 7.4 10.1 11.6 10.5 9.5 11.3 8.5 13.8 16.1 15.2
7 10.5 10.1 14 11.9 7.7 8.1 12.2 7.3 9.3 7.2 6.8 16.2 11.6 12.6
8 19.7 14.8 10.9 11.7 5.7 9.4 9.4 14.5 11.4 6.1 12.3 14.9 24.2 8.7
9 9.2 12.5 10.1 9.9 6.8 10.1 11.2 13.3 9.2 14.4 - 9.9 6.6 17.1
10 8.5 13.9 7.8 9.2 6.8 14.7 13.8 11.1 9.2 9.4 - 10.7 12.2 9.8
Average (n = 10) 12.4 13.2 11.4 10.1 6.8 10.1 9.9 12.2 11.1 9.8 11.0 13.2 13.3 12.9
Total weight (g wet weight)
Control Arcachon
harbor eyrac Ile aux oiseaux Arguin
D T D T D D T T D D T T D T
n° T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2
1 90.9 83.9 98.5 83.8 68.5 89.4 88.3 131.7 88.9 84.7 112.7 132 82.7 92.1
2 100.1 76.8 109.1 81.5 86.1 96.3 72 120.8 95.9 81 98 114.8 77.9 83.6
3 69.2 65.8 93.5 87.2 89.1 103.9 104.4 101.1 91.2 91.2 101.8 125.6 91.3 93.7
4 76.5 79.3 91.8 83.7 70.7 102.4 93.7 137.4 74.5 80.5 88.7 134.7 99.5 98.6
5 81.5 69.0 80.4 82.7 70.8 82.9 76.3 145.7 97.3 112.8 84.6 144.2 78.7 89.4
6 69.6 72.8 99.2 89.5 84.5 123.8 112.7 108.5 74.1 96.8 92.6 146.9 105.5 96.9
7 76.8 66.4 87.2 123.3 89 86.9 89.1 66.6 80.7 76.7 77.1 144.1 87.2 110
8 107.1 85.8 97.6 112 76 81.7 94.1 126.6 95.6 96.8 91.9 137.8 120.6 88
9 62.0 65.9 81.3 102 72.7 104.7 100.8 121.1 83.4 107 - 113.2 68.4 104.4
10 66.1 78.9 75.1 101.8 71.6 140.7 94.8 113.6 72.9 77.6 - 119.8 69.2 80.9
Average (n = 10) 80.0 74.5 91.4 94.8 77.9 101.3 92.6 117.3 85.5 90.5 74.7 131.3 88.1 93.8
Chapitre III : Résultats
344
Total weight/shell weight
Control Arcachon
harbor eyrac Ile aux oiseaux Arguin
D T D T D D T T D D T T D T
n° T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2
1 1.42 1.60 1.45 1.52 1.39 1.36 1.38 1.66 1.41 1.29 1.42 1.43 1.47 1.44
2 1.45 1.45 1.43 1.51 1.46 1.34 1.49 1.39 1.46 1.36 1.49 1.51 1.28 1.47
3 1.48 1.46 1.43 1.49 1.51 1.55 1.39 1.41 1.55 1.37 1.49 1.49 1.28 1.43
4 1.54 1.51 1.37 1.43 1.47 1.42 1.36 1.49 1.47 1.44 1.41 1.43 1.37 1.30
5 1.43 1.51 1.46 1.49 1.44 1.37 1.46 1.49 1.40 1.42 1.44 1.32 1.35 1.34
6 1.50 1.43 1.42 1.55 1.48 1.35 1.37 1.46 1.19 1.45 1.27 1.41 1.47 1.44
7 1.40 1.44 1.43 1.43 1.48 1.35 1.39 1.68 1.39 1.46 1.36 1.42 1.31 1.32
8 1.48 1.53 1.42 1.35 1.42 1.48 1.37 1.42 1.42 1.38 1.41 1.50 1.49 1.37
9 1.53 1.54 1.44 1.44 1.50 1.48 1.44 1.46 1.42 1.54 - 1.41 1.36 1.39
10 1.44 1.72 1.41 1.37 1.43 1.53 1.43 1.40 1.28 1.39 - 1.36 1.41 1.32
Average (n = 10) 1.47 1.52 1.43 1.46 1.46 1.42 1.41 1.49 1.40 1.41 1.41 1.43 1.38 1.38
D: Diploid oysters; T: Triploid oysters
T0: 01-Jul 2010; T1: 04-Aug 2010; T2: 20-Sep 2010
Chapitre III : Résultats
345
Démarche et principaux résultats de la publication n° 4
Cette publication décrit une approche multi-compartiments pour la caractérisation des
HAP dans le bassin d’Arcachon durant l’été 2010, avec un « focus » sur l’utilisation des
échantillonneurs passifs pour la détermination de ces contaminants dans la phase dissoute.
Cette publication s’intéresse également à l’évaluation de la capacité biomimétique des
échantillonneurs passifs. Pour ce, des membranes semi-perméables (SPMD) et des gommes
de silicone ont été déployées simultanément à des huîtres diploïdes et triploïdes au niveau de
quatre sites : le « port d’arcachon », « Eyrac », « Ile aux oiseaux » et « Arguin ».
L’échantillonnage passif a été accompagné de prélèvements d’eau ponctuels pour valider
l’approche.
Les résultats obtenus montrent une homogénéité des concentrations en HAP totaux
dans la phase dissoute, qui varient entre 4 et 7 ng.L-1
, avec une contamination accidentelle le
premier Juillet au « port d’Arcachon », où les teneurs en HAP atteignent 66 ng.L-1
.
L’application des SPMD et des gommes de silicone permet de détecter des traces de HAP de
masses moléculaires élevées dans la phase dissoute qui ne sont pas détectables par
l’échantillonnage ponctuel. De plus, les échantillonneurs passifs permettent d’accéder à des
concentrations moyennées des contaminants dans l’eau, qui se sont avérées similaires aux
concentrations obtenues avec les échantillons d’eau ponctuels analysés par microextraction
sur phase solide (SPME), concordant avec la faible variabilité des concentrations en HAP
dans la phase dissoute du bassin d’Arcachon. Cependant, les concentrations estimées par les
échantillonneurs passifs sont inférieures à celles mesurées par SPME en mode d’étalonnage
interne pour la majorité des composés, confirmant la capacité des SPMD et des gommes de
silicone à échantillonner uniquement la fraction « libre » dissoute des contaminants.
Le profil d’accumulation des HAP dans les échantillonneurs passifs est dominé par les
composés de faibles masses moléculaire (> 99 % par échantillonnage ponctuel et > 80 % par
SPMD), alors que celui dans les huîtres est caractérisé par une abondance des composés de
masses moléculaires élevées, les HAP penta et hexa aromatiques constituant 45 % de la
concentration totale en HAP. Ce profil dans les organismes biologiques est similaire à celui
observé dans la phase particulaire, reflétant l’ingestion significative des particules par les
huîtres. Ainsi, l’utilisation des échantillonneurs passifs pour mimer l’exposition des
Chapitre III : Résultats
346
organismes sous-estime les concentrations auxquelles ces derniers sont exposés quand la
phase particulaire constitue une voie non négligeable de leur alimentation.
Un suivi de la contamination en HAP dans le compartiment sédimentaire a
accompagné ceux dans le compartiment dissous, particulaire et biologique dans le but d’avoir
une vision globale de la contamination du milieu, et ce d’autant plus que la re-suspension du
sédiment rend une fraction des HAP biodisponibles. Les résultats montrent une hétérogénéité
des concentrations en HAP dans les sédiments, avec les teneurs les plus élevées au « port
d’Arcachon qui peuvent atteindre 10 839 ng.g-1
, et les teneurs les plus faibles à « Arguin »
(inférieures à 34 ng.g-1
) probablement à cause de la nature sableuse des sédiments de ce site.
Chapitre III : Résultats
347
Chapitre III : Résultats
348
V- Publication n° 5 : Etude de la contamination en HAP dans la phase
dissoute de l’estuaire de la Gironde. Couplage avec une approche
intégrative au cours du temps pour la détermination des
concentrations « libres » dissoutes et moyennées
Chapitre III : Résultats
349
Measuring PAH contamination in the dissolved phase of the Gironde
Estuary. Coupling with a time-integrative approach for the determination
of the free-dissolved and representative PAH levels.
Ninette ABOU MRAD, Angel BELLES, Karyn Le Menach, Hélène BUDZINSKI*
Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS),
Equipe Laboratoire de Physico- et Toxico-Chimie de l’Environnement (LPTC), CNRS, University
Bordeaux 1, 351, cours de la Libération, 33405 Talence cedex, France.
*Corresponding author. Tel: 33 5 56 84 69 98; Fax: 33 5 56 84 69 98
E-mail address: h.budzinski@epoc.u-bordeaux1.fr
Abstract
This study presents a two year seasonal monitoring from the spring 2009 to the
autumn 2010 of PAHs in the dissolved phase of the Gironde estuary. Results showed trace
level PAH concentrations ranging between 8 and 30 ng.L-1
at the four monitored sites: “Port
autonome de Bordeaux” and “Cadaujac” downstream the city of Bordeaux on the Garonne
river, « Libourne » on the Dordogne river and “Pauillac” upstream the city of Bordeaux.
Despite an overall spatial and temporal similarity in PAH levels, a slightly higher
contamination was observed at the site of “Port autonome de Bordeaux” during almost all
campaigns and higher levels of PAHs were observed during the wet seasons. The passive
sampling approach using semipermeable membrane devices (SPMDs) was coupled to spot
sampling measures during the summer 2009 and the spring 2010 campaigns to access time-
weighted average (TWA) PAH concentrations in this macrotidal system where tides, sediment
re-suspension and suspended particulate matter-water exchange processes contribute to
Chapitre III : Résultats
350
continuous fluctuations in water concentrations. In addition, the use of SPMDs allowed the
determination of the free-dissolved PAH concentrations on the opposite of solid phase
microextraction water sample analysis with internal standard quantification that reflected total
PAH concentrations. SPMDs demonstrated their interests and application in field monitoring
but showed limitations in estimating TWA concentrations of low molecular weight
compounds.
Keywords: Gironde estuary, PAH, dissolved phase, passive sampling, SPMDs, SPME.
Chapitre III : Résultats
351
I- Introduction
The Gironde estuary is the largest estuary in France and covers an area of 625 Km2 at
high tide (David et al., 2005). It is fed by two rivers, the Garonne and the Dordogne, which
drain a watershed of 81 000 Km2
(Pasquaud et al., 2008). This macrotidal estuary is 70 Km
long from the mouth near Le Verdon, to Bec d’Ambès where the two rivers meet and is one
of the most turbid in Europe (suspended particulate matter > 500 mg.L-1
) (Sautour et al.,
1995). This estuary experiences natural and anthropogenic disturbances due to channel
dredging, discharges of wastewater treatment plants and boat activities, but its drainage basin
is moderately industrialized in comparison to other French estuaries like those from the
Rhône, the Loire or the Seine (Budzinski et al., 1997). Studies reported pollution of the
Gironde estuary by organic and inorganic contaminants such as heavy metals (Robert et al.,
2004), PCB and PBDE (Tapie et al., 2011) and PAHs (Budzinski et al., 1997).
PAHs are ubiquitous contaminants that may originate from natural sources such as
volcanic eruptions and forest fires, but their main source of introduction in the environment is
related to anthropogenic activities which include incomplete combustion of the organic
matter, such as vehicular emissions (Marr et al., 1999), industrial processes (Kirton et al.,
1990) and domestic heating systems (Oanh et al., 1999). Combustion-derived PAHs enter the
aquatic environment directly by gaseous exchange across the air-water interface, dry
deposition of airborne particulate matter or wet deposition by rainfall and urban runoff
(Dickhut et al., 1995; Dickhut et al., 2000). PAHs from unburned fossil fuels, major
contributors to the contamination of aquatic systems are introduced through street surface
runoffs and accidental oil spills (Countway et al., 2003).
PAH compounds have carcinogenic and/or mutagenic properties (US-EPA, 2002;
IARC, 2004) and they are present at trace levels in the dissolved water phase, thus their
analysis requires sensitive extraction methodologies. Among these methods, solid phase
microextraction (SPME) is gaining an increasingly important role for this purpose. This
technique was developed by Pawliszyn in 1989 (Lord & Pawliszyn, 2000) and allows sample
preconcentration and extraction in a single step. It is automated and can be used in routine
analysis. Many scientists have reported the development and application of SPME to analyze
Chapitre III : Résultats
352
PAHs in water samples (Bianchi et al., 2008; De Perre et al., 2009; Rianawati et al., 2009).
Eventhough it is a very sensitive technique that allows the determination of trace
contaminants at a part per trillion level (Rianawati et al., 2009), results given by SPME
correspond to a spot sample, thus to the contamination level at the time of sampling. But the
monitoring of PAHs in the dissolved phase of a macrotidal estuary is far from being
logistically easy. Estuaries are mixing areas for fresh riverine and coastal ocean water masses,
featuring temporal and spatial gradients of physical and chemical parameters known to affect
organic compounds solubility in water (Whitehouse et al., 1984). Variations in water
concentrations may occur at the same site depending on the tidal cycle (Boehm, 2011), on the
sampling depth in the water column and on many other factors such as the high turbidity, the
remobilization and re-suspension of underlying sediments and the exchange between the
suspended particulate matter and the surrounding water which has been shown to be a
reversible process (Gschwend et al., 1985). To integrate the variability in water
concentrations induced by these factors, the passive sampling approach has been shown to be
the key to access the time-weighted average concentrations of target analytes (Vrana et al.,
2005). Among passive sampling tools, the semi-permeable membrane devices are well
adapted for the sampling of non-ionic truly dissolved contaminants with octanol-water
partition coefficients log Kow ≥ 3 such as PAHs (Huckins et al., 1993).
This study focused on polycyclic aromatic hydrocarbons in the water phase of the
Gironde estuary. It had two main objectives: A) Examining water samples for PAH content,
composition and distribution in order to determine the estuarine water quality regarding to
PAH contamination. B) Applying the passive sampling approach using SPMDs to measure
representative time-integrated water concentrations in parallel to understanding the limitations
of these tools in field monitoring, to improve detection limits and to access “free” dissolved
PAH concentrations which are readily-bioavailable for aquatic organisms.
II- Theoretical section for data processing of SPMD-derived water
concentrations
The principle of contaminant accumulation in passive samplers has been widely
reported (Huckins et al., 2006) and will not be detailed in the present study. However, a short
Chapitre III : Résultats
353
description of the method used to derive water concentrations from the accumulated amount
of contaminants in the SPMDs will be presented.
Figure 1: Accumulation curve in passive sampling devices.
Briefly, uptake of hydrophobic contaminants over time by SPMDs is initially linear, then
becomes curvilinear and finally as equilibrium is approached becomes asymptotic (figure 1).
An empirical uptake model has been described by Huckins et al. (2006) to calculate water
concentrations from the absorbed amounts of contaminants in the SPMDs. This model
describes the overall contaminant uptake into the SPMDs by equation (1)
( ) (Huckins et al., 1993) (1)
Where Cs is the concentration of the contaminant in the SPMD, Cw is the concentration of the
contaminant in water, Ksw is the SPMD-water partition coefficient, t is the exposure time of the passive
sampler and ke is the elimination rate constant of the compound.
Ksw is calculated following
(2)
Where the cte equals -2.61 for PAHs
ke is calculated following
(3)
Chapitre III : Résultats
354
Where Rs is the sampling rate of the analyte defined as the volume of water cleared of analyte per unit
of exposure time by the device (Vrana et al., 2005) and Vs is the sampler volume.
The analyte sampling rate is determined during laboratory calibrations but it cannot be
applied to the field without introducing uncertainties to water concentration estimates since it
varies depending on many factors such as site hydrodynamics, biofouling and temperature
(Booij et al., 1998; Huckins et al., 1999; Huckins et al., 2002 a). For this reason, performance
reference compounds (PRCs) are added to the SPMDs prior to deployment. PRCs are
analytically noninterfering organic compounds with moderate to high Kow’s (Huckins et al.,
2002 a) such as perdeuterated PAHs. Their elimination constants are linked to the
accumulation constants of pollutants in the SPMD assuming that accumulation in the sampler
is governed by isotropic exchange kinetics (Booij et al., 1998). PRCs allow calculating the in-
situ sampling rate of each compound. The main idea is to calculate the in-situ sampling rate
of the PRC and derive analyte’s sampling rate from the one of the PRC. By this means, the
analyte’s sampling rate is corrected for environmental conditions.
Thus the first step consists of calculating the sampling rate of the PRC following equation 4,
which is the same as equation 3 but applied to the PRC:
(4)
Where ke PRC is the PRC release rate, which can be estimated using
(
)
(5)
Where N is the amount of PRC found in the SPMD after exposure and N0 is the initial amount present
in the sampler at t = 0.
The second step consists of calculating the sampling rate of the analyte using the sampling
rate of the PRC following
(6)
Where αanalyte and αPRC are constants related with an empirical relationship to the log Kow via the
formula
(7)
Chapitre III : Résultats
355
Once the parameters of these two steps are calculated, water concentrations can then be
estimated via the amounts of contaminants absorbed by the SPMD using equation 1. This
modelized equation takes into account the curvilinear uptake of contaminants by passive
samplers described in figure 1. It is reduced to equation 8 for kinetic samplers operating in the
linear uptake mode.
(8)
Where Ms is the mass of sorbent.
Equation 8 is considered valid to the time that sampler concentrations reach about half their
equilibrium concentrations, known as half-time “t ½” and defined by Alvarez et al. (2007)
(9)
Equation 1 is reduced to equation 10 for equilibrium passive samplers (Booij et al., 2007)
(10)
And Cs is calculated using
(11)
Where Ns is the amount of the contaminant accumulated in the SPMD.
Chapitre III : Résultats
356
III- Materials and Methods
III-1- Sampling Strategy
Figure 2: Sampling sites in the Gironde estuary.
Sampling was conducted during two years seasonally from the spring 2009 to the
autumn 2010. Four sites were monitored (figure 2): “Port autonome de Bordeaux” further
designated “Bordeaux” and “Cadaujac” downstream the city of Bordeaux on the Garonne
river, « Libourne » on the Dordogne river, and “Pauillac” upstream the city of Bordeaux.
During two campaigns (summer 2009 and spring 2010), a standard size SPMD was deployed
at each site during 3 weeks (25 days for the summer campaign 2009 and 21 days for the
spring campaign 2010). Blank field SPMDs were deployed during the transport, deployment
and retrieval of passive samplers. Water samples were collected at the beginning and at the
end of passive samplers’ deployment using amber 2.5 L glass bottles and filtered through
GF/F (0.7 µm) under vacuum. The important water volume sampled aimed to ensure the
homogeneity of the sampling because only 9 mL of the filtered water sample were required
for analysis. All samples were stored at – 20 °C until analysis.
Chapitre III : Résultats
357
III- 2- Experimental
Naphtalene-d8, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, perylene-d12 and chrysene-
d12 were acquired from MSD isotopes (Molsheim, France). Phenanthrene-d10, anthracene-
d10, benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-d12, pyrene d10, benzo(a)pyrene-d12,
benzo(g,h,i)perylene-d12, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10, indeno(1,2,3-
cd)pyrene-d12, benzo(a)anthracene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14 were obtained from
Promochem (Cambridge Isotope Laboratories) (Molsheim, France). All internal and surrogate
standards had purities exceeding 98 %.
Pentane (ultra resi-analyzed J.T.Baker), methanol (Lichrosolv), cyclohexane (ultra resi-
analyzed J.T.Baker) and dichloromethane (for residue and pesticide analysis, Acros Organic)
were acquired from ICS (Belin-Béliet, France). Acetonitrile, ethylacetate, acetone, isooctane
and 2-propanol were all HPLC gradient grade solvents (Scharlau) and were also acquired
from ICS (Belin-Béliet, France).
Canisters for passive sampler deployment as well as the SPMDs (91,4 cm x 2,5 cm LDPE
tubing containing 1 mL triolein and spiked with performance reference compounds among
which five deuterated PAHs (acenaphtene-d10, fluorene-d10, phenanthrene-d10, chrysene-
d12 and benzo(e)pyrene-d12) were obtained from ExposMeter (Tavelsjo, Sweden), (batch
number ET. 100. 320). Silicone rubber sheets were obtained from Fischer scientific (Illkirch,
France). The SPME fiber (PDMS 100 µm Merlin, Supelco) was purchased from Sigma
Aldrich (Saint Quentin Fallavier, France). The filters GF/F (0.7 µm) (Whatman) were
obtained from VWR (Strasbourg, France). The alumina (150 basic, type T, 0.0063-0.2 mm)
and the silica (silica gel 60, 0.0063-0.2 mm) were obtained from Merck (Strasbourg, France).
III- 3- Extraction protocols
III- 3- a- Water samples
Filtered water samples were extracted by solid phase microextraction (De Perre et al.,
2009 b). A 100 µm SPME fiber with PDMS coating was immersed in the 9 mL sample for 60
min at 40 °C, during which the analytes partitioned between the sample and the fiber. Before
extraction, internal standards in ethanol (20 µL) were added to the water sample (naphtalene-
d8, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10, phenanthrene-d10, anthracene-d10,
Chapitre III : Résultats
358
dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, pyrene-d10, benz(a)anthracene-d12, chrysene-d12,
benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-
d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, benzo(g,h,i) perylene-d12 and
dibenz(a,h)anthracene-d14). After extraction, the SPME fiber was thermodesorbed in the
injection port of a gas chromatograph.
III- 3- b- Semipermeable membrane devices
Prior to extraction, the SPMDs were wiped with tissue papers soaked with water,
acetone and 2-propanol. The extraction of the cleaned SPMDs consisted of dialysis in
cyclohexane (125 mL of cyclohexane per standard SPMD) for 24 hours at ambient
temperature, followed by a second dialysis period of 24 hours (with 125 mL of fresh
cyclohexane). Internal PAH standards in isooctane were added at the beginning of the dialysis
procedure (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8,
fluoranthene-d10, pyrene-d10, benz(a)anthracene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12,
benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12,
benzo(g,h,i) perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14). The two dialysates were then
combined, reduced to volume of about 5 mL using a rotary evaporator under vaccum
(Heidolph, laborotta 4000, Sigma Aldrich) (Saint Quentin Fallavier, France) with a water bath
temperature of 60 °C and sample rotation speed of 90 rpm, and then down to almost 1 mL
under nitrogen flow. SPMD extracts were then purified using alumina and silica glass micro
columns (L = 10 cm, i.d. 0.5 mm) to eliminate organic macromolecules, sulfur and saturated
hydrocarbons (His et al., 1997). In a first step, the sample was deposited on an alumina micro
column. Compounds were then eluted using 3 x 5 mL DCM under vaccum (< 5 mmHg), the
organic extract was evaporated under nitrogen and the solvent exchanged into isooctane. In a
second step, the sample was deposited on the silica micro column. Saturated hydrocarbons
were eluted with 2 mL of pentane and PAHs were then eluted with 3 x 5 mL of a
pentane/DCM mixture (65:35, v/v) under vaccum (< 5 mmHg). The extract was then
evaporated under nitrogen and transferred to a glass restrictor (100 µL). Surrogate internal
standards (pyrene-d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were added to the sample before
chromatographic analysis.
Chapitre III : Résultats
359
III- 4- Sample analysis
Passive samplers were analyzed with a gas chromatograph coupled to a mass
spectrometer (model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL EI/CI triple axis detector) (Agilent
Technologies, Waghaeusel, Germany). The injector temperature was maintained at 280 °C. A
sample aliquote of 1 µL was injected via pulsed-splitless mode using Helium as carrier gas
(Purity 6.0) at 1.3 mL.min-1
constant flow rate. Separation of analytes was achieved using an
HP-5MS UI capillary column ((5 %-phenyl)-methylpolysiloxane phase; 30 m x 0.25 mm i.d.
x 0.25 µm film thickness) (Agilent Technologies, Massy, France). The temperature program
started at 50 °C and was held for 2 min, was then increased at the rate of 10 °C.min-1
to
300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature was set at
300 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization mode. The
signal was collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of 300 °C and
a quadrupole temperature of 180 °C. The molecular ions of PAHs were monitored using the
SIM mode with a dwell time of 40 ms (Baumard et al., 1999).
Water samples were analyzed by SPME with the same gas chromatograph. The
automated sampling was carried out using a CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL)
with a temperature-controlled simple magnet mixer tray. The sample was shaken for 3 min at
40 °C in the agitator of the autosampler for incubation (250 rpm, agitator on time: 10 s,
agitator off time 1 s). Once the extraction completed (section III-3-a), the fiber was
immediately retracted back into the needle and transferred without delay to the GC injector
where it was desorbed for 5 min at 270 °C.
III- 5- Quality control/Quality assurance
SPMD extraction recoveries ranged between 89 and 114 % with a variability below
8 %, and SPME extraction recoveries ranged between 90 and 116 % with a variability below
4 %. For the purpose of analytical quality control, procedural blanks and spiked samples were
run with each batch of samples. Solvent blanks (liquid injections) and fiber blanks (SPME)
were also injected to detect carry over effects.
Internal calibration was used to quantify PAHs in the different matrices; the internal standards
used allowed to estimate PAH losses during the analytical procedure and to correct their
Chapitre III : Résultats
360
recoveries. Injection standards (benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were used to
determine variations in sample volumes and injections and to calculate internal standards’
recoveries. Field blank SPMDs accompanied the samplers during transport, deployment and
retrieval to account for the contamination of the samplers by airborne chemicals. They were
also used to determine the initial quantity of PRCs in the samplers.
IV- Results
IV- 1- Total concentrations, composition and distribution of PAHs in the
dissolved phase of the Gironde Estuary: spot sampling results
PAHs monitored in this study were naphtalene (N), acenaphtylene (Acty), acenaphtene
(Acte), fluorene (Fe), dibenzothiophene (DBT), phenanthrene (Phe), anthracene (An),
fluoranthene (Fluo), pyrene (Pyr), benz(a)anthracene (BaA), chrysene (Chrys), triphenylene
(Triph), benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene (BNT), benzo(b) fluoranthene (BbF),
benzo(k)fluoranthene (BkF), benzo(j)fluoranthene (BjF), benzo(e)pyrene (BeP),
benzo(a)pyrene (BaP), perylene (Per), indeno(1,2,3-cd)pyrene (IP), benzo(g,h,i) perylene
(BP), dibenz(a,h)anthracene (DahA) and dibenz(a,c)anthracene (DacA).
The total dissolved PAH concentrations expressed as ∑PAHs are in the same order of
magnitude and range between 8 ng.L-1
for the site of “Pauillac” in summer 2009 and 30 ng.L-1
for the site of “Bordeaux” in winter 2010 (figure 3). The variability in water concentrations of
spot samples collected at the beginning and at the end of each passive samplers deployment
does not exceed 30 % at the four monitored sites and during all campaigns, reflecting the
homogeneity in water concentrations. A decrease tendency in the dissolved concentrations is
observed during the dry seasons, especially during the summer 2009 while the highest
concentrations are reported during autumn and winter 2010 (figure 3). The site of “Bordeaux”
exhibits the highest concentrations of PAHs during the majority of the surveys probably due
to its location in a harbor, in an urbanized area and next to sewage discharges. The overall
PAH levels in the monitored area are similar to those found in the Seine estuary (4-36 ng.L-1
)
in 1993 (Fernandez et al., 2009) and in 2004 (16-27 ng.L-1
) (Cailleaud et al., 2009).
Chapitre III : Résultats
361
Figure 3: Spatial and temporal distribution of total PAH levels in the dissolved phase (n = 2
corresponding to spot water samples analyzed at the beginning and at the end of each passive
samplers deployment).
Naphtalene, phenanthrene, fluoranthene and pyrene are predominant in water samples
with naphtalene (min = 1.56 ng.L-1
, max = 8.45 ng.L-1
, median = 4.18 ng.L-1
) and
phenanthrene (min = 1.84 ng.L-1
, max = 8.02 ng.L-1
, median = 4.06 ng.L-1
) showing the
highest variability between the different sites surveyed and the different sampling campaigns
(figure 4).
Figure 4: PAH profile in the dissolved phase for the six campaigns and the four monitored sites.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
BO
RD
EAU
X
PA
UIL
LAC
CA
DA
UJA
C
LIB
OU
RN
E
BO
RD
EAU
X
PA
UIL
LAC
CA
DA
UJA
C
LIB
OU
RN
E
BO
RD
EAU
X
PA
UIL
LAC
CA
DA
UJA
C
LIB
OU
RN
E
BO
RD
EAU
X
PA
UIL
LAC
CA
DA
UJA
C
LIB
OU
RN
E
BO
RD
EAU
X
PA
UIL
LAC
CA
DA
UJA
C
LIB
OU
RN
E
BO
RD
EAU
X
PA
UIL
LAC
CA
DA
UJA
C
LIB
OU
RN
E
Spring 2009-April/May
Summer 2009-August
Autumn 2009-November/December
Winter 2010-March Spring 2010-June Summer 2010-September
∑ P
AH
s (n
g.L-1
)
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Co
nce
ntr
atio
n (
ng.
L-1)
median mean
Chapitre III : Résultats
362
Distribution patterns of PAHs recorded in this study are more or less quite similar
(figure 5). The two and three ring PAHs account for more than 52 % of the total
concentrations observed in the four studied sites independently of the sampling period, for
those are the most soluble compounds. The slight increase of the high molecular weight PAHs
(5 cycles and above) observed in autumn 2009 over the different sites and winter 2010 at
Bordeaux most probably reflects an increase in pyrolytic PAHs derived from domestic
heating and introduced in the estuarine water through atmospheric depositions, soil washout
and river discharges and contribute to the increase in total PAH concentrations observed
during these wet seasons (figure 3).
Figure 5: Relative distribution profile of PAHs in the dissolved phase (n=2).
A closer look to the hexa aromatic benzo(g,h,i)perylene (figure 6), an automobile
emission tracer (Harrison et al., 1996; Larsen et al., 2003), shows that the site of “Bordeaux”
situated in an urbanized area experiences the highest traffic among the other studied sites
during the majority of the campaigns, mainly during autumn and winter 2010 where
benzo(g,h,i)perylene relative abundances reach their maximum levels probably due to wet
deposition of atmospheric pyrolytic particles.
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
Spri
ng
20
09
Sum
mer
20
09
Au
tum
n 2
00
9
Win
ter
20
10
Spri
ng
20
10
Sum
mer
20
10
Spri
ng
20
09
Sum
mer
20
09
Au
tum
n 2
00
9
Win
ter
20
10
Spri
ng
20
10
Sum
mer
20
10
Spri
ng
20
09
Sum
mer
20
09
Au
tum
n 2
00
9
Win
ter
20
10
Spri
ng
20
10
Sum
mer
20
10
Spri
ng
20
09
Sum
mer
20
09
Au
tum
n 2
00
9
Win
ter
20
10
Spri
ng
20
10
Sum
mer
20
10
Bordeaux Pauillac Cadaujac Libourne
2 rings 3 rings 4 rings 5 rings and above
Chapitre III : Résultats
363
Figure 6: Ratio of benzo(g,h,i)perylene to total PAH level at the monitored sites during the six
campaigns.
Since similar compositions and distributions of PAHs are observed between all studied sites
and during all monitoring surveys (figure 5), similar contamination sources are expected
(Orecchio et al., 2010).
IV- 2- Passive samplers’ interests and limitations for measuring time-
integrative freely dissolved PAHs
IV- 2- a- Accumulation of PAHs in SPMDs
On the opposite of spot water samples where PAH profile is dominated by low
molecular weight compounds, SPMDs show lower accumulated quantities for low molecular
weight compounds probably due to their fugacity (Gourlay-Francé et al., 2008) and higher
accumulations for high molecular weight compounds which have the highest affinity to the
sampler (figure 7). Dominant compounds are phenanthrene, fluoranthene, pyrene and
perylene. The spatial variability of these compounds reaches 76 % and 56 % for fluoranthene
and phenanthrene respectively within the spring campaign 2010, while the highest variability
within the summer campaign 2009 is observed for pyrene (23 %). Perylene shows the highest
temporal variability (min = 61 ng in the spring 2010 campaign, max = 441 ng in the summer
2009 campaign). Naphtalene does not have a notable accumulation in the SPMDs probably
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3.5
Bordeaux (n = 48) Cadaujac (n = 48) Libourne (n = 48) Pauillac (n = 48)
% B
P
median mean
Chapitre III : Résultats
364
due to its high fugacity. Levels of naphtalene in field control SPMDs are higher than
accumulated amounts in exposed samplers in the spring campaign 2010 at all studied sites.
Results for this compound during this campaign are therefore discarded.
Figure 7: PAH accumulation profiles in the SPMDs at the four monitored sites and during both
passive sampling campaigns (n = 8).
IV- 2- b- SPMD derived-water concentrations
Estimated time-weighted average concentrations of PAHs in water are calculated via
the accumulated amounts of these contaminants and the dissipation rates of the PRCs
following equation (1). A key parameter is the selection of the adequate PRC to calculate the
in-situ sampling rates of analytes.
Step1- PRC selection
PRCs remaining after exposure are positively related to the compound hydrophobicity.
Acenaphtene-d10 and fluorene-d10 are only just detectable with < 2 % of starting
concentrations (figure 8), thus they are for no help for in-situ quantification of PAH sampling
rates especially due to quantification problems (close to instrumental uncertainty and
precision limits). Because the analytical uncertainty on the PRC quantification would affect
the values of the elimination constants, it is not preferable to chose benzo(e)pyrene-d12 as a
PRC since this compound is still present in the samplers on average at 80 % of its initial
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
qu
anti
ty in
sam
ple
r (n
g)
Summer 2009
Spring 2010
Chapitre III : Résultats
365
concentrations after exposure (due to its important hydrophobicity and low fugacity) (Huckins
et al., 2006). Phenanthrene-d10 and chrysene-d12 have different dissipation rates between
both campaigns, probably due to changes in environmental conditions (hydrodynamics,
biofouling, temperature…) which influences are less pronounced on other PRCs that dissipate
almost totally or very little. Environmental conditions affect similarly the four sites surveyed
since no significant differences in PRCs’ dissipation within the same campaign are noted.
During the summer campaign 2009, phenanthrene-d10 is just detected at < 1.6 % of its initial
concentration (RSD = 7 % between the four sites) while the retention of chrysene-d12 ranges
between 32 and 44 % (RSD = 12 % between the four sites). In the spring campaign 2010,
phenanthrene-d10 is detected on average at 10 % of its starting concentration (RSD = 30 %
between the four sites), while chrysene-d12 is highly retained (82 %) (RSD = 5 % between
the four sites). When possible, the PRC selected for deriving water concentrations should
dissipate between 20-80 % to reduce the uncertainty on the elimination constant values
(Huckins et al., 2006). Therefore, chrysene-d12 and phenanthrene-d10 have been chosen as
PRCs to estimate water concentrations in the summer 2009 and the spring 2010 campaigns
respectively.
Figure 8: Retention of PRCs as a function of hydrophobicity in the summer campaign 2009 and the
spring campaign 2010.
Step 2- PRC Exchange rates
The second step in the estimation of water concentrations based on accumulated PAH
quantities in the SPMDs requires the determination of the PRC exchange rate constants from
which their sampling rates are calculated. Exchange rate constants range between 0.033 and
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
3 4 5 6 7
PR
C r
ete
nti
on
(%
)
log Kow
BordeauxSummer 2009
Pauillac Summer2009
CadaujacSummer 2009
LibourneSummer 2009 0
20
40
60
80
100
120
3 4 5 6 7
PR
C r
eten
tio
n (
%)
log Kow
Bordeaux Spring2010
Pauillac Spring2010
Cadaujac Spring2010
Libourne Spring2010
Chapitre III : Résultats
366
0.044 d-1
for chrysene-d12 in the summer campaign 2009 for the different sites, and between
0.100 and 0.130 d-1
for phenanthrene-d10 in the spring campaign (figure 9). For a year-to-
year comparative purpose, the exchange rate of phenanthrene-d10 is plotted beside the
selected PRC (chrysene-d12) in the summer 2009 campaign and chrysene-d12 is plotted
beside the selected PRC (phenanthrene-d10) in the spring campaign 2010. Phe-d10 dissipates
1.5 times on average higher in the spring 2010 campaign (RSD of 12 %) and Chrys-d12
dissipates 4.3 times higher in the same season (RSD of 29 %) illustrating the temporal
heterogeneity in hydrodynamic conditions.
Figure 9: PRC exchange rate constants in the summer campaign 2009 and the spring campaign
2010. * designates the selected PRC on which analytes’ sampling rates are based.
Step 3- Target analytes’ sampling rates and half- times
PRC-derived sampling rates are calculated following equation 6. They range between
8 and 42 L.d-1
in summer 2009 and between 4 and 21 L.d-1
in spring 2010 with little variation
between sites (RSD of 13.5 % and 12.9 % in the summer and spring campaigns respectively).
These high sampling rates demonstrate the strong capacity of pre-concentration of SPMDs
and allow improving the trace level PAH detection limits. Values are comparable with those
obtained by Gourlay in wastewaters (Gourlay-Francé et al., 2008) (table 1).
BDX PAUCAD
LIB
BDX PAUCAD LIB
0
0.02
0.04
0.06
0.08
0.1
0.12
0.14
0.16
0.18
Exch
ange
rat
e c
on
stan
t (d
-1)
Summer campaign 2009
Chrys-d12 Phe-d10
**
**
BDX PAU
CADLIB
BDX PAUCAD LIB
0
0.02
0.04
0.06
0.08
0.1
0.12
0.14
Exch
ange
rat
e c
on
stan
t (d
-1)
Spring campaign 2010
Phe-d10 chrys d12
* *
**
Chapitre III : Résultats
367
Table 1: PAH sampling rates obtained in this study and their comparison to those in wastewaters
reported in the literature.
Present study (Gourlay-Francé et al., 2008)
Compounds
Summer 2009
(n=4)
Spring 2010
(n=4)
Wastewaters
(n=17)
Chrys-d12 as PRC Phe-d10 as PRC An-d10 as PRC
median min-max median min-max median min-max
Naphtalene 9 8-11 5 4-6 - -
Acenaphtylene 22 19-27 11 10-13 - -
Acenaphtene 26 22-31 13 12-15 - -
Fluorene 23 21-28 12 11-14 22 13-35
Dibenzothiophene 26 23-31 13 12-15 - -
Phenanthrene 29 25-35 15 13-17 23 13-37
Anthracene 29 25-35 15 13-17 23 14-38
Fluoranthene 35 30-42 18 16-21 27 15-43
Pyrene 35 30-42 18 16-21 26 15-43
Benz(a)Anthracene 34 30-42 17 16-20 23 14-38
Chrysene 34 30-42 17 16-20 25 15-41
Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene 35 31-42 18 16-21 - -
Benzo(b,k,j)Fluoranthenes 29 25-35 15 13-17 BbF-24
BkF-21
14-31
12-24
Benzo(e)pyrene 29 25-35 15 13-17 - -
Benzo(a)pyrene 29 25-35 15 13-17 20 11-31
Perylene 29 25-35 15 13-17 - -
Indeno(1,2,3-cd)pyrene 18 16-22 9 8-11 18 10-29
Dibenzo(ah,ac)anthracene 21 19-26 11 10-13 14 8-23
Benzo(g,h,i)perylene 21 19-26 11 10-13 16 9-25
The knowledge of PAH sampling rates is sufficient to estimate water concentrations
based on accumulated contaminants in the SPMDs following equation 1. However, SPMD-
derived water concentrations do not represent time-weighted average concentrations unless
the samplers are still in the linear regime uptake at the end of their exposure. The
determination of the time required for the samplers to reach half of their equilibrium
concentrations (equation 9) is necessary regarding the reliability of SPMDs to infer
integrative concentrations. In the summer campaign 2009, samplers’ exposure period
(t exposure) is beyond t1/2 for naphtalene, acenaphtylene, acenaphtene, fluorene,
dibenzothiophene, phenanthrene and anthracene which have reached equilibrium in the
passive samplers at all surveyed sites (table 2). In this case, SPMD-derived water
concentrations using equation 1 reflect more final concentrations of SPMDs exposure period
rather than TWA concentrations. Fluoranthene, pyrene, benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene,
benz(a)anthracene and chrysene are in the curvilinear uptake (t1/2 < t exposure < 4.t1/2)
(Huckins et al., 2002 b) and their estimated water concentrations are time-dependant. The
variable accumulation at the final stage of exposure affect in this case the accuracy of TWA
Chapitre III : Résultats
368
concentrations since accumulated PAHs are no longer proportional to the exposure duration.
These observations are in accordance with the chrysene-d12 selected as PRC since all
compounds with log Kow ≤ log Kow of chrysene-d12 are no longer in the linear uptake at the
end of the exposure (Huckins, 2006). Benzo(b,j,k)fluoranthene, benzo(e) pyrene,
benzo(a)pyrene, perylene, indeno(1,2,3-cd)pyrene, dibenz(ah,ac)anthracene and
benzo(g,h,i)perylene are in the linear uptake (t exposure < t1/2) (Gale, 1998) and therfore
TWA concentrations are trustworthy. In the spring campaign 2010, compounds that have
reached equilibrium are limited to naphtalene, acenaphtylene, acenaphtene, fluorene and
dibenzothiophene. Curvilinear uptake occurs with phenanthrene, anthracene, fluoranthene and
pyrene since the samplers deployment period is comprised between t1/2 and 4.t1/2 of these
compounds (Huckins et al., 2002 b). All higher molecular weight PAHs are in the linear
uptake (table 2). The integrative range is wider during the spring campaign 2010, probably
due to lower temperature and hydrodynamics (figure 10) that limit the diffusion of
compounds in the samplers, or to the shorter exposure period of this campaign in comparison
to the one of the summer 2009.
Table 2: PAH half-times obtained in this study in comparison to those obtained in wastewaters
reported in the literature.
Present study (Gourlay-Francé et al.,
2008)
Compounds
Summer 2009
(n=4)
25 days of exposure
Spring 2010
(n=4)
21 days of exposure
Wastewaters
(n=17)
6 days of exposure
median min-max median min-max median min-max
Naphtalene <1 0-1 <1 0-1
Acenaphtylene 2 1-2 3 3-4
Acenaphtene 2 2-2 5 4-5
Fluorene 2 2-3 4 3-4 4.4 2-7.6
Dibenzothiophene 2 2-3 5 4-5
Phenanthrene 3 3-4 6 5-7 5.0 3.1-8.7
Anthracene 3 3-4 6 5-7 5.7 3.5-9.8
Fluoranthene 8 7-9 16 13-17 16 9.7-27
Pyrene 8 7-9 16 13-17 18 11-31
Benz(a)anthracene 14 12-16 37 31-41 42 26-72
Chrysene 19 15-21 37 31-41 28 17-48
Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene 19 15-21 29 24-31
Benzo(b,k,j)fluoranthenes 40 33-46 80 68-87 BbF-35
BkF-59
22-61
37-103
Benzo(e)pyrene 40 33-46 80 68-87
Benzo(a)pyrene 40 33-46 80 68-87 70 44-122
Perylene 40 33-46 80 68-87
Indeno(1,2,3-cd)pyrene 76 63-87 195 164-212 84 52-144
Dibenzo(ah,ac)anthracene 76 63-87 152 128-165 106 66-183
Benzo(g,h,i)perylene 98 81-111 152 128-165 121 75-208
Chapitre III : Résultats
369
To illustrate the uptake regime of compounds in the SPMDs, the ratio of estimated
water concentrations based on the curvilinear model (equation 1) and those based on the
linear regime (equation 8) is represented in function of compounds’ hydrophobicity (figure
10). Ratios of 1 (represented by the solid line in figure 10) correspond to the compounds in
the linear uptake. Higher is the ratio, less time is required to reach equilibrium. The dashed
line in figure 10 corresponds to the threshold ratio value beyond of which the exposure period
of the samplers is higher than compound half-times and the dotted line corresponds to the
threshold ratio value beyond of which compounds have reached equilibrium
(t exposure > 4.t1/2). TWA concentrations derived from the SPMDs are biased for low
hydrophobicity compounds, while the most hydrophobic PAHs having an important affinity
for the sampler are generally in the linear uptake for the three weeks exposure period in
summer 2009 and spring 2010 in the Gironde estuary.
Figure 10: Ratio of the curvilinear model/linear regime for the estimation of PAH water
concentrations in function of compounds' hydrophobicity.
Step 4- SPMD derived water concentrations
Once PRC-derived sampling rates are determined, PAH water concentrations are
calculated using equation 1 which normalizes accumulated quantities in the sampler to the
water volume extracted during the deployment. For example, the high amounts of perylene
observed in the samplers are corrected by the elevated sampling rates of this compound
(min 25 L.d-1
, max 35 L.d-1
, mean 29 L.d-1
, n = 4 in the summer campaign 2009) (figure 11).
In other terms, the average quantity of perylene (357 ng) is accumulated during a 25 days
0.1
1
10
100
3 3.5 4 4.5 5 5.5 6 6.5 7
Rat
io C
urv
ilin
ear
mo
de
l/lin
ear
re
gim
e
log Kow
Spring 2010 Summer 2009 t 1/2 4.t 1/2
Chapitre III : Résultats
370
deployment period in the summer campaign 2009 through the extraction of 725 L of water
(corresponding to the Rs of 29 L.d-1
). Therefore in one liter of water there is only 0.5 ng of
perylene (ratio of 357 ng / 725 L) (figure 11). However, SPMDs are not suited for the
quantification of low molecular weight compounds that have reached equilibrium under the
study conditions (see section IV-2-b), therefore their distribution profile cannot be compared
to those obtained with spot sampling measures.
Chapitre III : Résultats
371
Figure 11: SPMDs' process to derive water concentrations from accumulated PAH quantities using
in-situ sampling rates. Case study: Summer campaign 2009 grouping the four studied sites.
Estimated water concentrations do not include compounds that have reached equilibrium.
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
(ng)
Quantity in SPMDs
median mean
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
(L.d
-1)
Chrys-d12 derived sampling rates
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
(ng.
L-1)
Estimated water concentrations
Chapitre III : Résultats
372
When comparing spot sampling measures to estimated water concentrations given by
the SPMDs, values are in the same order of magnitude but with SPMD derived water
concentrations being lower than those obtained by spot samples for almost all compounds
(figure 12). This fact indicates that a part of the dissolved PAHs are not available to SPMDs,
probably because they are associated to the dissolved organic matter in the estuary.
Associated PAHs cannot diffuse through the 10 Å transient cavities of the SPMDs because of
the steric hindrance in the polyethylene membrane (Huckins et al., 1993) thus SPMDs sample
only the freely dissolved PAHs (Gourlay et al., 2005; Tusseau-Vuillemin et al., 2007;
Gourlay-Francé et al., 2008), while SPME with internal standard quantification reflects total
PAH concentrations in the sample (Poerschmann et al., 1997; De Perre, 2009 a). For few
compounds, SPMD-derived water concentrations are higher than those obtained with spot
sampling (perylene in almost all surveys, anthracene at “Pauillac” and “Libourne” in the
summer 2009…) reflecting possible variations or episodic inputs of these contaminants in the
estuary with tidal cycles, urban runoffs and continental inputs, which are integrated by
SPMDs but not detected with the low frequency spot sampling (figure 12).
When quantifying PAHs in the water samples analyzed by SPME with naphthalene-d8
as internal standard, free dissolved PAHs can be quantified but with non negligible variability
(20-30 % overestimation for compounds having MM ≤ 252 g.mol-1
, and can reach 60 % for
indeno(1,2,3-cd) pyrene with a molecular weight of 276 g.mol-1
) (De Perre, 2009 a). Indeed,
this deuterated standard does not bind to dissolved organic matter (DOM) and its interactions
towards the SPME fiber are independent of the quantity of DOM present in the sample
(De Perre, 2009 a). The quantification using naphthalene-d8 for PAHs going from
naphthalene (MM of 128 g.mol-1
) to perylene (MM of 252 g.mol-1
) leads to values that are
either slightly lower or slightly higher than those given by the SPME with specific internal
standard for each compound, probably due to the variability discussed above or to a shift of
DOM-associated PAHs to the free fraction because of the depletion of freely dissolved PAHs
with extraction time (Oomen et al, 2000). In all cases, estimated water concentrations given
by the SPMDs are lower than the SPME-Nd8 values, highlighting the capacity of the passive
samplers to sample the “free” dissolved fraction of PAHs.
Chapitre III : Résultats
373
Figure 12: Comparison between spot and passive sampling using SPMDs.
Values of naphtalene determined by SPMDs are discarded in the spring campaign 2010 for being lower than
those of the field control SPMDs.
*: compounds having reached equilibrium during exposure. Their corresponding concentrations are calculated
using equation 10.
0
1
2
3
4N
Act
yA
cte Fe
Ph
eA
nFl
uo
Pyr
BaA
Ch
rys
B(b
,j,k
)FB
ePB
aP Pe
r IP BP
D(a
h,a
c)A
ng.
L-1
Bordeaux-Summer 2009
SPMD SPME SPME Nd8*
*** * *
0
1
2
3
4
5
NA
cty
Act
e FeP
he
An
Flu
oP
yrB
aAC
hry
sB
(b,j
,k)F
Be
PB
aP Pe
r IP BP
D(a
h,a
c)A
ng.
L-1
Bordeaux-Spring 2010
SPMD SPME SPME Nd8
***
0
1
2
3
4
5
6
NA
cty
Act
e FeP
he
An
Flu
oP
yrB
aAC
hry
sB
(b,j
,k)F
Be
PB
aP Pe
r IP BP
D(a
h,a
c)A
ng.
L-1
Cadaujac-Summer 2009
SPMD SPME SPME Nd8
*
** * * *0123456
NA
cty
Act
e FeP
he
An
Flu
oP
yrB
aAC
hry
sB
(b,j
,k)F
BeP
BaP Pe
r IP BP
D(a
h,a
c)A
ng.
L-1
Cadaujac-Spring 2010
SPMD SPME SPME Nd8
***
0
1
2
3
NA
cty
Act
e FeP
he
An
Flu
oP
yrB
aAC
hry
sB
(b,j
,k)F
BeP
BaP Pe
r IP BP
D(a
h,a
c)A
ng.
L-1
Pauillac-Summer 2009
SPMD SPME SPME Nd8
*
** * * *0
1
2
3
4
NA
cty
Act
e FeP
he
An
Flu
oP
yrB
aAC
hry
sB
(b,j
,k)F
BeP
BaP Pe
r IP BP
D(a
h,a
c)A
ng.
L-1
Pauillac-Spring 2010
SPMD SPME SPME Nd8
**
*
0
1
2
3
4
NA
cty
Act
e FeP
he
An
Flu
oP
yrB
aAC
hry
sB
(b,j
,k)F
BeP
BaP Pe
r IP BP
D(a
h,a
c)A
ng.
L-1
Libourne-Summer 2009
SPMD SPME SPME Nd8
*
** * * *0
1
2
3
4
NA
cty
Act
e FeP
he
An
Flu
oP
yrB
aAC
hry
sB
(b,j
,k)F
Be
PB
aP Pe
r IP BP
D(a
h,a
c)A
ng.
L-1
Libourne-Spring 2010
SPMD SPME SPME Nd8
**
*
Chapitre III : Résultats
374
V- Conclusion
The 2009/2010 seasonal monitoring of the dissolved PAHs in the Gironde estuary
showed levels ranging between 8 and 30 ng.L-1
. The highest concentrations were observed
during the wet seasons, and the site of “Bordeaux” exhibited the highest contamination during
the majority of the field campaigns. The coupling of the passive sampling approach using
SPMDs to spot sampling measures during the summer 2009 and the spring 2010 gave access
to time-weighted average concentrations taking into account the variability induced by tidal
cycles, sediment resuspension and particles-water exchange processes. However, the field
application of SPMDs showed its limitation for low molecular weight compounds, and
therefore their TWA concentrations could not be calculated. Results given by the passive
sampling tools were lower than those given by the spot water samples analyzed by SPME,
illustrating the important fraction of dissolved PAHs bound to the dissolved organic matter in
this estuarine system and emphasizing the advantage of passive samplers to determine the
free-dissolved bioavailable fraction of PAHs in the aquatic systems.
Acknowledgements
The European community (FEDER), Portonovo (project 2009-1/119), Région Aquitaine,
ANR EELSCOPE and ANR EMESTOX (ANR PRECODD 2008) are acknowledged for
financial support.
References
Alvarez D.A., Huckins J.N., Petty J.D., Jones-Lepp T., Stuer-Lauridsen F., Getting D.T., Goddard J.P., Gravell
A., 2007. Tool for monitoring hydrophilic contaminants in water: polar organic chemical integrative
sampler (POCIS). In Comprehensive Analytical chemistry, Vol.48: Passive Sampling Techniques in
Environmental Monitoring, pp 171-197. Edited by: Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first
edition).
Baumard P., Budzinski H., Garrigues P., Narbonne J. F., Burgeot T., Michel X., Bellocq J., 1999. Polycyclic
aromatic hydrocarbon (PAH) burden of mussels (Mytilus sp.) in different marine environments in
relation with sediment PAH contamination, and bioavailability. Marine Environmental Research 47(5):
415-439.
Chapitre III : Résultats
375
Bianchi F., Bisceglie F., Careri M., Di Berardino S., Mangia A., Musci M., 2008. Innovative sol-gel coatings for
solid-phase microextraction: Development of fibers for the determination of polycyclic aromatic
hydrocarbons at trace level in water. Journal of Chromatography A 1196-1197: 15-22.
Boehm P. D., 2011. Coupling of Organic Pollutants Between the Estuary and Continental Shelf and the
Sediments and Water Column in the New York Bight Region. Canadian Journal of Fisheries and
Aquatic Sciences 40(S2): s262-s276.
Booij K., Sleiderink H. M., Smedes F., 1998. Calibrating the uptake kinetics of semipermeable membrane
devices using exposure standards. Environmental Toxicology and Chemistry 17(7): 1236-1245.
Booij, K., Vrana, B., Huckins, J. N., 2007. Theory, modelling and calibration of passive samplers used in water
monitoring. In Comprehensive Analytical Chemistry, Vol. 48: Passive Sampling Techniques in
Environmental Monitoring, pp 141-169. Edited by: Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first
edition).
Budzinski H., Jones I., Bellocq J., Piérard C., Garrigues P., 1997. Evaluation of sediment contamination by
polycyclic aromatic hydrocarbons in the Gironde estuary. Marine Chemistry 58(1-2): 85-97.
Cailleaud K., Forget-Leray J., Peluhet L., Le Menach K., Souissi S., Budzinski H., 2009. Tidal influence on the
distribution of hydrophobic organic contaminants in the Seine Estuary and biomarker responses on the
copepod Eurytemora affinis. Environmental Pollution 157(1): 64-71.
Countway R. E., Dickhut R. M., Canuel E. A., 2003. Polycyclic aromatic hydrocarbon (PAH) distributions and
associations with organic matter in surface waters of the York River, VA Estuary. Organic
Geochemistry 34(2): 209-224.
David V., Sautour B., Chardy P., Le conte M., 2005. Long-term changes of the zooplankton variability in a
turbid environment: The Gironde estuary (France). Estuarine, Coastal and Shelf Science 64(2-3): 171-
184.
De Perre C., 2009 a. Etude des interactions matière organique dissoute-contaminants organiques dans
l’environnement aquatique. Thesis: University Bordeaux I, Bordeaux, France.
De Perre C., Crespo A., Abou Mrad N., Le Menach K., Jaber F., Parlanti E., Budzinski H., 2009 b. Intérêt de la
micro-extraction sur phase solide couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la spectrométrie
de masse pour l’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les eaux. Spectra Analyse
(266): 28-35.
Dickhut R. M., Canuel E. A., Gustafson K. E., Liu K., Arzayus K. M., Walker S. E., Edgecombe G., Gaylor M.
O., MacDonald E. H., 2000. Automotive Sources of Carcinogenic Polycyclic Aromatic Hydrocarbons
Associated with Particulate Matter in the Chesapeake Bay Region. Environmental Science &
Technology 34(21): 4635-4640.
Dickhut R. M., Gustafson K. E., 1995. Atmospheric Washout of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons in the
Southern Chesapeake Bay Region. Environmental Science & Technology 29(6): 1518-1525.
Fernandez L. A., MacFarlane J. K., Tcaciuc A. P., Gschwend P. M., 2009. Measurement of Freely Dissolved
PAH Concentrations in Sediment Beds Using Passive Sampling with Low-Density Polyethylene Strips.
Environmental Science & Technology 43(5): 1430-1436.
Gale R. W., 1998. Three-Compartment Model for Contaminant Accumulation by Semipermeable Membrane
Devices. Environmental Science & Technology 32(15): 2292-2300.
Gourlay C., Miège C., Noir A., Ravelet C., Garric J., Mouchel J. M., 2005. How accurately do semi-permeable
membrane devices measure the bioavailability of polycyclic aromatic hydrocarbons to Daphnia magna?
Chemosphere 61(11): 1734-1739.
Chapitre III : Résultats
376
Gourlay-Francé C., Lorgeoux C., Tusseau-Vuillemin M. H., 2008. Polycyclic aromatic hydrocarbon sampling in
wastewaters using semipermeable membrane devices: Accuracy of time-weighted average
concentration estimations of truly dissolved compounds. Chemosphere 73(8): 1194-1200.
Gschwend P. M., & Wu S., 1985. On the constancy of sediment-water partition coefficients of hydrophobic
organic pollutants. Environmental Science & Technology 19(1): 90-96.
Harrison R. M., Smith D. J. T., Luhana L., 1996. Source Apportionment of Atmospheric Polycyclic Aromatic
Hydrocarbons Collected from an Urban Location in Birmingham, U.K. Environmental Science &
Technology 30(3): 825-832.
His É., Budzinski H., Geffard O., Beiras R., 1997. Action d’un sédiment pollué par les hydrocarbures sur la
métamorphose de l’huître japonaise, Crassostrea gigas (Thunberg). Comptes Rendus de l’Académie des
Sciences - Series III - Sciences de la Vie 320(10): 797-803.
Huckins J. N., Manuweera G. K., Petty J. D., Mackay D., Lebo J. A., 1993. Lipid-containing semipermeable
membrane devices for monitoring organic contaminants in water. Environmental Science & Technology
27(12): 2489-2496.
Huckins J. N., Petty J. D., Booij K., 2006. Monitors of Organic Chemicals in the Environment: Semipermeable
Membrane Devices. Editor: Springer, New York.
Huckins J. N., Petty J. D., Lebo J. A., Almeida F. V., Booij K., Alvarez D. A., Cranor W. L., Clark R. C.,
Mogensen B. B., 2002 a. Development of the Permeability/Performance Reference Compound
Approach for In Situ Calibration of Semipermeable Membrane Devices. Environmental Science &
Technology 36(1): 85-91.
Huckins J. N., Petty J. D., Lebo J. A., Orazio C. E., Clark R. C., Gibson V. A., 2002 b. SPMD Technology
Tutorial, 3rd ed [online], < http://wwwaux.cerc.cr.usgs.gov/SPMD/SPMD-Tech_Tutorial.htm>
(accessed July 17, 2011).
Huckins J. N., Petty J. D., Orazio C. E., Lebo J. A., Clark R. C., Gibson V. L., Gala W. R., Echols K. R., 1999.
Determination of Uptake Kinetics (Sampling Rates) by Lipid-Containing Semipermeable Membrane
Devices (SPMDs) for Polycyclic Aromatic Hydrocarbons (PAHs) in Water. Environmental Science &
Technology 33(21): 3918-3923.
International Agency for Research on Cancer (IARC). 2004. Overall evaluations of carcinogenicity: an updating
of IARC monographs.
Kirton P. J., & Crisp P. T., 1990. The sampling of coke oven emissions for polycyclic aromatic hydrocarbons: a
critical review. Fuel 69(5): 633-638.
Larsen R. K., & Baker J. E., 2003. Source Apportionment of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons in the Urban
Atmosphere: A Comparison of Three Methods. Environmental Science & Technology 37(9): 1873-
1881.
Lord H., Pawliszyn J., 2000. Evolution of solid-phase microextraction technology. Journal of Chromatography
A 885(1-2): 153-193.
Marr L. C., Kirchstetter T. W., Harley R. A., Miguel A. H., Hering S. V., Hammond S. K., 1999.
Characterization of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons in Motor Vehicle Fuels and Exhaust Emissions.
Environmental Science & Technology 33(18): 3091-3099.
Oanh N. T. K., Reutergardh L. B., Dung N. T., 1999. Emission of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons and
Particulate Matter from Domestic Combustion of Selected Fuels. Environmental Science & Technology
33(16): 2703-2709.
Chapitre III : Résultats
377
Oomen A. G., Mayer P., Tolls J., 2000. Nonequilibrium Solid-Phase Microextraction for Determination of the
Freely Dissolved Concentration of Hydrophobic Organic Compounds: Matrix Effects and Limitations.
Analytical Chemistry 72(13): 2802-2808.
Orecchio S., Cannata S., Culotta L., 2010. How building an underwater pipeline connecting Libya to Sicilian
coast is affecting environment: polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in sediments; monitoring the
evolution of the shore approach area of the Gulf of Gela (Italy). Journal of Hazardous Materials 181(1-
3): 647-658.
Pasquaud S., Elie P., Jeantet C., Billy I., Martinez P., Girardin M., 2008. A preliminary investigation of the fish
food web in the Gironde estuary, France, using dietary and stable isotope analyses. Estuarine, Coastal
and Shelf Science 78(2): 267-279.
Poerschmann J., Zhang Z., Kopinke F. D., Pawliszyn J., 1997. Solid Phase Microextraction for Determining the
Distribution of Chemicals in Aqueous Matrices. Analytical Chemistry 69(4): 597-600.
Rianawati E., Balasubramanian R., 2009. Optimization and validation of solid phase micro-extraction (SPME)
method for analysis of polycyclic aromatic hydrocarbons in rainwater and stormwater. Physics and
Chemistry of the Earth, Parts A/B/C 34(13-16): 857-865.
Robert S., Blanc G., Schäfer J., Lavaux G., Abril G., 2004. Metal mobilization in the Gironde Estuary (France):
the role of the soft mud layer in the maximum turbidity zone. Marine Chemistry 87(1-2): 1-13.
Sautour B., 1995. Comparative spring distribution of zooplankton inthree macrotidal European estuaries.
Hydrobiologia 311(1-3): 139-151.
Tapie N., Le Menach K., Pasquaud S., Elie P., Devier M. H., Budzinski H., 2011. PBDE and PCB contamination
of eels from the Gironde estuary: From glass eels to silver eels. Chemosphere 83(2): 175-185.
Tusseau-Vuillemin M. H., Gourlay C., Lorgeoux C., Mouchel J. M., Buzier R., Gilbin R., Seidel J. L., Elbaz-
Poulichet F., 2007. Dissolved and bioavailable contaminants in the Seine river basin. Science of The
Total Environment 375(1-3): 244-256.
US-EPA. 2002 [online], < http://www.epa.gov/ttn/atw/hlthef/polycycl.html> (accessed July 17, 2011).
Vrana B., Allan I. J., Greenwood R., Mills G. A., Dominiak E., Svensson K., Knutsson J., Morrison J.,
Greenwood R., 2005 a. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC- Trends
in Analytical Chemistry 24(10): 845-868.
Whitehouse B. G., 1984. The effects of temperature and salinity on the aqueous solubility of polynuclear
aromatic hydrocarbons. Marine Chemistry 14(4): 319-332.
Chapitre III : Résultats
378
Chapitre III : Résultats
379
Démarche et principaux résultats de la publication n° 5
Un suivi saisonnier des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP) dans la phase
dissoute de l’estuaire de la Gironde a été effectué durant les années 2009/2010 au niveau de
quatre sites : le « port autonome de Bordeaux » et « Cadaujac » situés sur la Garonne,
« Libourne » situé sur la Dordogne et « Pauillac » situé dans la confluence des deux systèmes.
L’approche a consisté en un couplage de l’échantillonnage ponctuel et de l’échantillonnage
passif, afin de déterminer aussi bien une variabilité potentielle des concentrations dans le
milieu ainsi que d’accéder à des concentrations moyennées représentatives de la
contamination. Les outils d’échantillonnage passif utilisés sont les membranes semi-
perméables (SPMD), dont les capacités et les limites ont aussi été évaluées au cours du suivi
environnemental.
Les teneurs en HAP caractérisant la phase dissoute sont faibles, variant entre 8 et
30 ng.L-1
en moyenne au niveau des quatre sites suivis et durant toutes les campagnes
d’échantillonnage. Elles semblent révéler une légère tendance croissante pendant les saisons
automnales et hivernales, probablement à cause de l’augmentation de l’usage du chauffage
domestique et du trafic automobile, introduisant dans le milieu des HAP pyrolytiques de hauts
poids moléculaires. D’un point de vue spatial, les concentrations les plus élevées sont
rencontrées au « port autonome de Bordeaux », reflétant l’influence urbaine. Les HAP à 2 et 3
cycles aromatiques sont prédominants dans la phase dissoute (> 52 %) avec le naphtalène, le
phénanthrène, le fluoranthène et le pyrène comme composés majoritaires dans les échantillons
ponctuels d’eau.
L’utilisation des échantillonneurs passifs permet d’accéder aux concentrations
moyennées dans le temps des contaminants, qui se sont avérées être du même ordre de
grandeur que les concentrations obtenues par échantillonnage ponctuel. Cette observation
reflète la faible variabilité des teneurs en HAP dans la phase dissoute de ce milieu, qui est
appuyée par la faible variabilité (< 30 %) caractérisant les concentrations des échantillons
ponctuels prélevés au début et à la fin de chaque période d’exposition des SPMD. Cependant
et pour la majorité des composés, les concentrations dérivées des échantillonneurs passifs sont
inférieures à celles de l’échantillonnage ponctuel déterminées par la microextraction en phase
solide en mode d’étalonnage interne, reflétant la capacité des SPMD à échantillonner
Chapitre III : Résultats
380
uniquement la fraction « libre » dissoute des contaminants. Cette propriété est davantage
surlignée par les valeurs plus faibles des concentrations estimées par les échantillonneurs
passifs par rapport à celles mesurées dans les échantillons ponctuels où les contaminants sont
quantifiés par le naphtalène-d8 comme étalon interne. Ces travaux ont permis aussi de
montrer la limite des SPMD pour l’échantillonnage des molécules de faibles masses
moléculaires (MM < 178 g.mol-1
) telles que le naphtalène et le fluorène, qui atteignent
l’équilibre au bout de quelques jours uniquement dans le milieu. Pour ces molécules, les
SPMD sont donc utilisées dans leur régime d’équilibre.
Chapitre III : Résultats
381
Chapitre III : Résultats
382
VI- Publication n° 6 : Application environnementale des versions adaptées
de POCIS développées en laboratoire ou POCIS-« like » pour
l’échantillonnage des HAP dans les systèmes aquatiques. Comparaison avec
les SPMD
Chapitre III : Résultats
383
Environmental application of developed adapted versions of POCIS or
POCIS-« like » for the sampling of PAHs in the aquatic system.
Comparison to the widely used SPMDs
Ninette ABOU MRAD, Angel BELLES, Hélène BUDZINSKI*
Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS),
Equipe Laboratoire de Physico- et Toxico-Chimie de l’Environnement (LPTC), CNRS, university
Bordeaux 1, 351, cours de la Libération, 33405 Talence cedex, France.
*Corresponding author. Tel: 33 5 56 84 69 98; Fax: 33 5 56 84 69 98
E-mail address: h.budzinski@epoc.u-bordeaux1.fr
Abstract
Laboratory developed POCIS-“like” tools for the sampling of PAHs in the aquatic
systems were exposed during a field monitoring study at Arcachon’s bay to validate
laboratory developments and evaluate the tools’ in-situ performance. Results supported the
capacity of these tools to be used in qualitative and quantitative screening programs for PAHs.
Both POCIS-“like” versions (POCIS with polyethylene membranes and POCIS with nylon 30
µm pore size membranes) were able to detect the presence of all of the studied trace level
PAHs with repeatability between triplicates below 30 %. Estimated water concentrations
based on accumulated quantities in the POCIS-“like” sorbent were only shifted by a constant
factor from those derived from co-deployed PRC containing semi-permeable membrane
devices (SPMDs). This shift was assumed to be due to the differences between the in-situ
sampling rates of the POCIS-“like” and those determined in the laboratory calibration on
Chapitre III : Résultats
384
which the estimation of field contaminant water concentrations were based. When an
exposure adjustment factor derived from the simultaneous deployment of the POCIS-“like”
and the PRC containing SPMDs was applied to the sampling rates of the POCIS-“like” (a
factor of 6 for the POCIS-polyethylene and a factor of 2 for the POCIS-Nylon 30 µm),
estimated water concentrations were then similar to the spot sampling values, demonstrating
the promising capacity of these tools to be used in the quantitative monitoring of PAHs. This
work showed the advantage of the POCIS-“like” over the SPMDs to estimate the water
concentrations of low molecular weight compounds and that the combination of these devices
can cover the integrative sampling of the whole range of the PAHs studied.
Keywords: POCIS-“like, SPMDs, passive sampling, PAHs
Chapitre III : Résultats
385
I- Introduction
Over the last decades, the passive sampling approach has gained an increasingly
important role in the monitoring of freely dissolved water contaminants (Tusseau-Vuillemin
et al., 2007; Gourlay-Francé et al., 2008), and it offers many advantages over both the
biological and the spot sampling techniques. The first is affected by a variable accumulation
in the sentinel organisms depending on their species, feeding, condition factors, life stage and
metabolism (Gilek et al., 1996; Gunther et al., 1999; Huckins et al., 2004), while the second
reflects a snapshot of the contamination only at the time of sampling. Passive sampling is
based on the free flow of analyte molecules from the sampled medium to a receiving phase in
a sampling device, as a result of the difference between the chemical activities of the analyte
in the two media (Vrana et al., 2005). Accumulation in the passive samplers is linear during
the early exposure period, and then becomes curvilinear before reaching an equilibrium state.
Passive samplers allow the determination of time-weighted average concentrations of
contaminants in water which compensates for the variability in water concentrations resulting
from episodic inputs and discontinuous discharges in the aquatic system, and this is only
ensured if the passive sampler remains in the linear accumulation regime during all its
deployment period. A wide range of passive sampling devices selective for different
hydrophobicity classes are available for the sampling of organic contaminants in the water
phase (Vrana et al., 2005) such as SemiPermeable Membrane Devices (SPMDs) (Huckins et
al., 1993), Chemcatchers®
(Vrana et al., 2006), Membrane Enclosed Sorptive Coating
(MESCO) (Vrana et al., 2001), ceramic dosimeters (Bopp et al., 2005) and Polar Organic
Chemical Integrative Samplers (POCIS) (Alvarez, 1999; Togola & Budzinski, 2007).
In our search for a more universal sampler, the POCIS tool specific for compounds
having log Kow ≤ 4 was tested for the sampling of hydrophobic compounds, the Polycyclic
Aromatic Hydrocarbons (PAHs). Literature studies reported no or little accumulation of
PAHs in the POCIS characterized by variability with exposure time (Harman et al., 2008;
Harman et al., 2009). An internal laboratory calibration was held to understand the limitations
of the POCIS in their “pharmaceutical” configuration for the sampling of PAHs (Abou Mrad,
2011). In the light of this comprehension, adapted versions of POCIS designated as POCIS-
“like” were developed, and consisted of changing the original POCIS membranes made of
polyethersulfone with 0.1 µm pore size into nylon membranes with 30 µm pore size or non-
Chapitre III : Résultats
386
porous polyethylene membranes without modifying the OASIS-HLB receiving phase. Results
were promising regarding PAH accumulations and accumulation kinetics and were detailed
elsewhere (Abou Mrad, 2011), with a major achievement consisting of linear accumulations
in the POCIS-“like” for PAHs having a molecular weight below or equal to 234 g.mol-1
(2, 3
and 4 ring PAHs). This linearity allows the determination of constant sampling rates used to
estimate water concentrations based on accumulated analyte quantities in the devices. The
present study proposes a field application of the POCIS-“like” developed in the laboratory
and aims to evaluate and support their performance to be used as screening tools but also for
the quantitative measurement of PAHs in the aquatic systems using the laboratory determined
accumulation kinetic constants. The approach consisted of deploying simultaneously to the
POCIS-“like” in the field study the widely used SPMDs. Beside comparing PAH
accumulation into the POCIS-“like” to their accumulation in the currently best described tool
for measuring hydrophobic organic chemicals, the main advantage of using the SPMDs is that
the accuracy of estimated water concentrations derived from accumulated amounts of
contaminants in these samplers is somewhat certain because of the use of the PRC approach.
Using the amounts of contaminants accumulated in the POCIS-“like” and SPMD-derived
water concentrations allowed calibrating in-situ the newly developed tools during field
monitoring. This study proposes an alternative method for the determination of PAH water
concentrations covering a large range of hydrophobicity (3 ≤ log Kow ≤ 7) using both the
developed POCIS-“like” and the SPMDs.
II- Materials and Methods
II- 1- Experimental site and sampling strategy
The field testing of the adapted versions of POCIS was held during the summer 2010
at Arcachon’s bay on the southwest seashore of France, in parallel to the measuring of PAH
contamination in the different compartments of this system reported elsewhere (Abou Mrad,
2011). The POCIS-“like” and the SPMDs were deployed simultaneously from the first of July
2010 to the fourth of August 2010 at four different sites: “Arcachon’s harbor” and “Eyrac”
covering a coastal zone, “Ile aux oiseaux” and “Arguin” covering the intra-basin sector
Chapitre III : Résultats
387
(figure 1). Spot water samples were collected at the beginning and at the end of passive
samplers’ deployment.
Figure 1: Sampling sites.
II- 2- Sample collection and handling
Passive sampling devices were deployed at each site in protective canisters: duplicate
standard SPMDs (91.4 x 2.5 cm LDPE tubing of 70-95 µm wall thickness, containing 1 mL of
triolein and spiked with performance reference compounds (PRCs), triplicate POCIS-PE
(OASIS-HLB sorbent with polyethylene membranes) and triplicate POCIS-Nylon 30 µm
(OASIS-HLB sorbent with nylon membranes). After exposure, biofouling was removed from
the passive sampling devices by wiping with a paper tissue imbibed with distilled water.
Samplers were then stored at – 20 °C until analysis. The POCIS-PE at the site of “Arguin”
were pierced due to a deployment problem. Water was sampled at each site using amber glass
bottles, transported to the laboratory where it was filtered under GF/F (0.7 µm). 9 mL aliquots
of the filtered water were put into 10 mL solid-phase microextraction vials and kept frozen at
– 20 °C until analysis.
Chapitre III : Résultats
388
II- 3- Sample extraction and analysis
II- 3- a- Materials
Naphtalene-d8, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, chrysene-d12, phenanthrene-
d10, anthracene-d10, benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12,
benzo(g,h,i)perylene-d12, pyrene d10, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10,
indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, perylene-d12, benz(a)anthracene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12
and dibenz(a,h)anthracene-d14 were obtained from Promochem (Cambridge Isotope
Laboratories) (Molsheim, France). All internal and surrogate standards had purities exceeding
98 %.
Pentane (ultra resi-analyzed J.T.Baker), cyclohexane (ultra resi-analyzed J.T.Baker), acetone
(HPLC gradient grade, Scharlau), isooctane (HPLC gradient grade, Scharlau) and
dichloromethane (DCM) (for residue and pesticide analysis, Acros Organic) were acquired
from ICS (Belin-Béliet, France).
Canisters for passive sampler deployment as well as the SPMDs were obtained from
ExposMeter (Tavelsjo, Sweden). Nylon membranes (30 µm, 90 mm membrane diameter)
were purchased from Fisher Scientific (Illkirch, France). Polyethylene roll (non porous but
with 10 Å as cavity diameter, 100 µm thickness, cut into circles of 90 mm diameter) was
purchased from Manutan (Gonasse, France). OASIS HLB bulk sorbent (60 µm) was
purchased from Waters (Guyancourt, France). POCIS metal rings were “homemade”. Empty
glass SPE tubes and teflon frits (SUPELCO) were provided by Sigma Aldrich (Saint Quentin
Fallavier, France). The alumina (150 basic, type T, 0.0063-0.2 mm) and the silica (silica gel
60, 0.0063-0.2 mm) were obtained from Merck (Strasbourg, France). Filters GF/F (0.7 µm)
(Whatman) were obtained from VWR (Strasbourg, France).
II- 3- b- POCIS-“like” extraction
The POCIS-“like” were disassembled and the sorbent was transferred into a glass 6
mL SPE cartridge using 4 mL of Vittel water and placed between two teflon frits. The sorbent
was left to dry under vacuum (5 mmHg). PAH residues were then recovered from the sorbent
using 4 x 5 mL of DCM under vaccum (< 3 mmHg). The vial receiving the eluate already
contained the internal standards (phenanthrene-d10, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8,
Chapitre III : Résultats
389
fluoranthene-d10, chrysene-d12, naphtalene-d8, benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-
d12, benzo(a)pyrene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, and benzo(g,h,i)perylene-d12). The
extracts were reduced in volume under a gentle nitrogen stream and finally solvent exchanged
to isooctane. Glass cartridges were weighed empty (with the two teflon frits) and after the
elution of the POCIS-“like” sorbent in order to determine the exact mass of the sorbent
recovered from the device thus concentrations of target analytes in the POCIS-“like” per gram
of sorbent. Surrogate internal standards (pyrene-d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were
added to the sample before chromatographic analysis.
II- 3- c- SPMDs
Prior to extraction, the SPMDs were wiped with tissue papers containing water,
acetone and 2-propanol. The extraction of the cleaned SPMDs consisted of dialysis in
cyclohexane (125 mL of cyclohexane per standard SPMD) for 24 hours at ambient
temperature, followed by a second dialysis period of 24 hours (with 125 mL of fresh
cyclohexane). Internal PAH standards in isooctane were added at the beginning of the dialysis
procedure (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8,
fluoranthene-d10, pyrene-d10, benz(a)anthracene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12,
benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, benzo(g,h,i)perylene-d12
and dibenz(a,h)anthracene-d14). The two dialysates were then combined, reduced in volume
to about 5 mL using a rotary evaporator under vaccum (water bath temperature: 60 °C,
rotation speed 90 rpm) and then down to almost 1 mL under nitrogen flow. Purification of
SPMD extracts was conducted on alumina and silica micro-columns (L = 10 cm, i.d. 0.5 mm).
In a first step, the sample was deposited on an alumina micro-column. The alumina phase was
pre-cleaned with DCM and conditioned with 5 mL of DCM prior to sample deposition.
Compounds were then eluted using 3 x 5 mL DCM under vaccum (< 5 mmHg), the organic
extract was evaporated under nitrogen and the solvent exchanged into isooctane. In a second
step, the sample was deposited on a silica micro-column. The silica was pre-cleaned with
DCM and conditioned with pentane prior to sample deposition. Saturated hydrocarbons were
eluted with 2 mL of pentane and PAHs were then eluted with 3 x 5 mL of a pentane/DCM
mixture (65:35, v/v) under vaccum (< 5 mmHg). The extract was then evaporated under
nitrogen and transferred to a glass restrictor (100 µL). Surrogate internal standards (pyrene-
Chapitre III : Résultats
390
d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were added to the sample before chromatographic
analysis.
II- 3- d- Spot water samples
Filtered water samples were extracted by Solid Phase Microextraction (SPME)
according to De Perre et al. (2009). A 100 µm SPME fiber with PDMS coating was immersed
in the 9 mL sample for 60 min at 40 °C, during which the analytes partitioned between the
sample and the fiber. Before extraction, internal standards in ethanol were added to the water
sample (20 µL), (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10,
phenanthrene-d10, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, pyrene-d10,
benz(a)anthracene-d12, chrysene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12,
benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12,
benzo(g,h,i)perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14).
II- 3- e- Sample Analysis: gas chromatography with mass selective detection (GC/MS)
Passive sampler extracts were analyzed with a gas chromatograph coupled to a mass
spectrometer (model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL EI/CI triple axis detector, Agilent
Technologies) (Waghaeusel, Germany). The injector temperature was maintained at 280 °C.
A sample aliquote of 1 µL was injected via pulsed-splitless (25 psi) mode using Helium as
carrier gas (Purity 6.0) at 1.3 mL.min-1
constant flow rate. Separation of analytes was
achieved using an HP-5MS UI capillary column ((5 %-phenyl)-methylpolysiloxane phase;
30 m x 0.25 mm i.d. x 0.25 µm film thickness) (Agilent Technologies, Massy, France). The
temperature program started at 50 °C and was held for 2 min, was then increased at the rate of
10 °C.min-1
to 300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature
was set at 300 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization
mode. The signal was collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of
300 °C and a quadrupole temperature of 180 °C. Molecular ions of the target PAHs were
monitored in the SIM mode, with a dwell of 40 ms.
Chapitre III : Résultats
391
The water samples were shaken for 3 min at 40 °C in the agitator of a CombiPal
autosampler (CTC Gerstel MPS2XL) with a temperature-controlled simple magnet mixer tray
for incubation (250 rpm, agitator on time: 10 s, agitator off time 1 s). The extraction was
carried out according to II-3-d. Once the extraction completed, the fiber was immediately
retracted back into the needle and transferred without delay to the GC injector where it was
desorbed for 5 min at 270 °C.
II- 4- Quality control/quality assurance
Good recoveries of PAHs from the POCIS-“like” sorbent, SPMDs and water samples
were obtained (table 1). For the purpose of analytical quality control, procedural blanks were
run with each batch of samples. Solvent blanks (liquid injections) and fiber blanks (SPME)
were also injected to detect carry over effects. Internal calibration was used to quantify PAHs
in the different matrices; the used internal standards allowed to estimate PAH losses during
the analytical procedure and to correct their recoveries. Injection standards
(benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were used to determine variations in sample
volumes and injections and to calculate internal standards recoveries. Field blank SPMDs
accompanied the samplers during transport, deployment and retrieval to account for the
contamination of the samplers by airborne chemicals. They were also used to determine the
initial quantity of PRCs in the samplers. Replicate passive samplers were analyzed, thus
taking into account the variability in sampling and analysis.
Chapitre III : Résultats
392
Table 1: Extraction recoveries of SPMD, POCIS-"like" and water samples (n = 3).
MM (g.mol-1) log Kow
Recovery
SPMD
(%)
Recovery
POCIS
(%)
Recovery
water
(%)
Naphtalene (N) 128.19 3.29 102 ± 5 105 ± 2 100 ± 1
Acenaphtylene (Acty) 154.21 3.93 98 ± 3 86 ± 7 98 ± 2
Acenaphtene (Acte) 152.20 4.02 103 ± 10 86 ± 9 98 ± 3
Fluorene (Fe) 166.20 4.23 82 ± 8 95 ± 4 100 ± 3
Dibenzothiophene (DBT) 184.26 4.57 101 ± 3 - -
Phenanthrene (Phe) 178.23 4.62 102 ± 1 104 ± 2 96 ± 3
Anthracene (An) 178.23 4.64 99 ± 3 104 ± 1 99 ± 3
Fluoranthene (Fluo) 202.26 5.12 99 ± 2 101 ± 2 98 ± 3
Pyrene (Pyr) 202.26 5.22 93 ± 6 99 ± 2 96 ± 2
Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene (BNT) 234.32 5.55 98 ± 3 - 98 ± 4
Benz(a)anthracene (BaA) 228.29 5.62 98 ± 3 108 ± 1 100 ± 2
Chrysene (Chrys) 228.29 5.71 93 ± 5 105 ± 2 99 ± 3
Benzo(b)fluoranthene (BbF) 252.31 6.14 102 ± 1 109 ± 1 103 ± 1
Benzo(k)fluoranthene (BkF) 252.31 6.15 98 ± 1 109 ± 1 92 ± 1
Benzo(e)pyrene (BeP) 252.31 6.25 100 ± 1 107 ± 1 100 ± 4
Benzo(a)pyrene (BaP) 252.31 6.27 99 ± 1 102 ± 1 102 ± 2
Perylene (Per) 252.31 6.28 87 ± 1 107 ± 2 98 ± 4
Indeno(1,2,3-cd)pyrene (IP) 276.33 6.66 95 ± 1 111 ± 1 98 ± 4
Dibenz(ah, ac) anthracene (D(ah,ac)A) 278.35 6.67 100 ± 1 120 ± 2 100 ± 3
Benzo(g,h,i)perylene (BP) 276.35 6.75 94 ± 1 108 ± 1 98 ± 2
III- Results
III- 1- The developed POCIS –“like” as screening tools for PAH sampling
in the dissolved phase
In environmental monitoring programs and for regulatory purposes, the detection of
the presence/absence of contaminants is an important step for rapid screening and evaluating
the overall ecological state of the environment. The POCIS-“like” in both their nylon 30 µm
pore size and low density polyethylene membrane versions demonstrate a significant capacity
for the sampling of PAHs in the whole range of hydrophobicity (figure 2).
PAH distribution profiles in both POCIS-“like” devices are similar, with high
molecular weight compounds (MM ≥ 252 g.mol-1
going from B(b,j,k)F to D(ah,ac)A)
showing lower accumulated quantities in comparison to low molecular weight ones. On the
contrary, the PAH distribution profile in the SPMDs is not characterized by higher
accumulated amounts of the low molecular weight compounds. Interestingly, the relative
accumulation from one compound to another is similar in the three samplers. Indeed, a
decrease in the accumulation from naphtalene to acenaphtene, followed by an increase for
fluorene, a decrease for dibenzothiophene, an increase for phenanthrene and so on are
Chapitre III : Résultats
393
observed, emphasizing that the developed tools respond similarly to external concentrations,
regardless the differences in accumulation capacity and kinetics between them.
Figure 2: PAH concentrations in the POCIS-PE, POCIS-Nylon 30 µm and SPMDs at the four
surveyed sites.
1
10
100
1000
10000
Co
nce
ntr
atio
n in
sam
ple
r (n
g.g-1
)
POCIS-PE
1
10
100
1000
10000
Co
nce
ntr
atio
n in
sam
ple
r (n
g.g-1
)
POCIS-NYLON 30 µm
0.1
1
10
100
1000
Co
nce
ntr
atio
n in
sam
ple
r (n
g.g-1
)
SPMD
Chapitre III : Résultats
394
The repeatability of the developed tools is demonstrated during the field monitoring.
Relative standard deviations range between 1 and 30 % for the majority of compounds in both
POCIS-PE and POCIS-Nylon 30 µm (n = 3) (figure 3).
Figure 3: Repeatability of the developed tools for the sampling of PAHs (n = 3).
Another criterion for a passive sampler to be used as a qualitative surveying tool lies
in its sensitivity towards target analytes. Organic contaminants and especially hydrophobic
compounds such as PAHs are present at trace levels in the dissolved phase and their detection
requires sensitive analytical methodologies. Higher are the accumulated quantities in the
OASIS-HLB sorbent, lower are the detection limits of the target analytes. Higher PAH
amounts in the POCIS-PE than in the POCIS-Nylon 30 µm are observed and sampler
concentration ratios (C POCIS-PE/C POCIS-Nylon 30 µm) exceed the value of one (ratios between 1.4
and 7 on average, n = 21 POCIS-“like” at the four sites) (figure 4). Assuming that both
1
10
100
1000
10000
ng.
g-1so
rben
t
POCIS-Nylon 30 µm
Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
1
10
100
1000
10000
ng.
g-1so
rben
t
POCIS-PE
Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux
Chapitre III : Résultats
395
POCIS-PE and POCIS-Nylon 30 µm remain in the linear uptake at the end of the exposure for
compounds having a molecular weight below or equal to 234 g.mol-1
according to the
laboratory calibration results (Abou Mrad, 2011), higher sampling rates for the POCIS-PE can
be deduced. This observation is consistent with the results obtained during the laboratory
calibrations (Abou Mrad, 2011), which validates the performance of these tools in field
studies.
Figure 4: Ratios of POCIS-PE and POCIS-Nylon 30 µm average PAH concentrations at the four
monitored sites (n = 21 samplers).
Comparing the developed POCIS tools to the SPMDs, three groups of molecules can
be distinguished (figure 5). The first corresponds to low molecular weight compounds having
reached equilibrium in the SPMDs. Indeed, based on the dissipation of the PRCs from the
SPMDs, phenanthrene-d10 is selected as PRC for estimating water concentrations (Abou
Mrad, 2011) since its dissipation rate ranges between 20 and 80 % (Huckins et al., 2006),
what enlightens that all compounds having a lower or equal hydrophobicity than
phenanthrene-d10 are no longer in the linear uptake at the end of SPMDs’ exposure (Harman
et al., 2009). The fact that low molecular weight compounds have reached equilibrium in the
samplers is a common observation in SPMDs field monitoring (Louch et al., 2003; Gourlay-
Francé et al., 2008; Harman et al., 2009) and reflects the low affinity of these low molecular
weight compounds towards the SPMDs. For these compounds (naphthalene, acenaphtylene,
acenaphtene, fluorene, dibenzothiophene and two compounds on the limit between the linear
and the curvilinear regimes which are phenanthrene and anthracene), accumulated quantities
0 1 2 3 4 5 6 7 8
N
Acty
Acte
Fe
DBT
Phe
An
Fluo
Pyr
BaA
Chrys+Triph
BNT
PAH concentration ratios POCIS-PE/POCIS-Nylon 30 µm
Chapitre III : Résultats
396
in the POCIS-PE are higher than those observed with the SPMDs (the quantity ratio POCIS-
“like”/SPMD exceeds 1) especially for naphthalene and acenaphtylene where the factors
between quantities in the samplers yield 12 and 7 respectively. Concerning the POCIS-Nylon
30 µm, it accumulates higher quantities than SPMDs for naphthalene, acenaphtylene and
fluorene, and slightly lower quantities for the rest of the low molecular weight compounds.
The second group corresponds to compounds being in the integrative uptake for SPMDs
(according to the PRCs dissipation) and both POCIS-“like” versions (according to the results
of the internal calibration (Abou Mrad, 2011). For these compounds (fluoranthene, pyrene,
benz(a)anthrancene, chrysene and benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene), the POCIS-PE
accumulates under the field deployment conditions almost half the quantities than those
accumulated in the SPMDs (PAH quantity ratios of POCIS-PE/SPMD are comprised between
0.4 and 0.6). Concerning the POCIS-Nylon 30 µm, it accumulates 10 times lower these target
compounds than the SPMDs do. The last group includes compounds which are still in the
linear uptake using SPMDs, but based on calibration studies, are no longer in the linear
uptake in both POCIS-“like” versions (benzo(b,j,k)fluoranthene, benzo(e)pyrene,
benzo(a)pyrene, perylene, indeno(1,2,3-cd)pyrene, benzo(g,h,i)perylene and
dibenz(ah,ac)anthracene (Abou Mrad, 2011). The highest accumulation for these compounds
in the POCIS-“like” does not exceed 1/10 times the quantities found in the SPMDs.
Figure 5: Comparison of POCIS-Nylon 30 µm and POCIS-PE average PAH quantities to those of
the SPMDs at the different sites (n = 21 samplers).
0.01 0.10 1.00 10.00 100.00
N
Acty
Acte
Fe
DBT
Phe
An
Fluo
Pyr
BaA
Chrys+Triph
BNT
B(b,j,k)F
BeP
BaP
Per
IP
BP
Quantity POCIS-Nylon 30 µm/Quantity SPMD
Quantity POCIS-PE/Quantity SPMD
Chapitre III : Résultats
397
The POCIS-“like” versions demonstrate their capacity to sample all the studied PAHs.
They both accumulate higher quantities of low molecular weight compounds than the
SPMDs, slightly lower quantities for moderately heavy compounds (POCIS-PE) or lower by a
factor of 2 (POCIS-Nylon 30 µm). Their sensitivity coupled to their repeatability as well as
the consistence of field results with those of laboratory calibrations support their use in
environmental qualitative screening of trace level PAHs in the water phase.
III- 2- The developed POCIS-“like” as quantitative tools for PAH
measuring in the dissolved phase
III- 2- a- POCIS-“like” estimated water concentrations and their correlation with
SPMD-derived ones
This section deals with the evaluation of the quantitative aspect of the POCIS-“like”
during field monitoring, through the estimation of PAH water concentrations based on
accumulated quantities of contaminants in these tools. Only compounds showing an
integrative uptake during laboratory calibrations have been considered (MM ≤ 234 g.mol-1
)
(Abou Mrad, 2011). Results are compared to SPMD-derived water concentrations. These
latter are supposed to give unbiased time-weighted average concentrations because of the
PRC approach, even though inaccuracies have been reported by many studies especially when
SPMDs reach equilibrium (Booij et al., 2003; Louch et al., 2003) or when a peak
contamination occurs during exposure (Gourlay-Francé et al., 2008). Using the kinetic
constants (sampling rates) determined in the laboratory (Abou Mrad, 2011), the POCIS-“like”
derived water concentrations have been determined and plotted against those estimated by the
SPMDs at the four surveyed sites in Arcachon’s bay (figure 6). A good correlation is
observed between the POCIS-PE and the SPMDs (R2 = 0.9293, 0.9535 and 0.9871 at
“Arcachon’s harbor”, “Eyrac” and “Ile aux oiseaux” respectively) and also between the
POCIS-Nylon 30 µm and the SPMDs (R2 = 0.7395, 0.8819, 0.9461 and 0.8378 at
“Arcachon’s harbor”, “Eyrac”, “Ile aux oiseaux” and “Arguin” respectively). These
correlations indicate clearly that both POCIS-“like” versions do not respond randomly to
PAH water concentrations. However, estimated water-concentrations obtained by the POCIS-
like tools are not equivalent to those obtained with the SPMDs; otherwise the slope of the
Chapitre III : Résultats
398
linear equation describing the correlation between the SPMDs and each type of the POCIS-
“like” would have been equal to 1. Instead, the POCIS-“like” derived water concentrations are
shifted by a constant factor from the SPMD-derived ones at each site, this factor being
represented by the slope of the linear equation describing the correlation between the SPMD
and each POCIS-“like” derived water concentrations. This shift indicates that estimating
water concentrations with the POCIS-“like” versions using the sampling rates obtained in the
laboratory gives a value for each PAH which differs only by a constant from the “true” value
estimated by the SPMDs. Most probably, differences in the environmental conditions between
the present field deployment and the calibration study are at the origin of this shift. Indeed,
considering that all these tools have been deployed at the same site and for the same period,
the only factor affecting the accumulated quantities in the samplers is the compound’s
specific sampling rate which is environmental conditions controlled. In this way,
environmental sampling rates differ from determined laboratory ones by a factor of 6 for the
POCIS-PE and of 1.9 for the POCIS-Nylon 30 µm at “Arcachon’s harbor” for example
(figure 6). The overestimation of water concentrations when using the POCIS-“like” in
comparison to the SPMDs (slopes > 1 in figure 6) indicates that laboratory sampling rates
underestimate the in-situ sampling rates. Interestingly, the same shifts between each POCIS-
“like” and SPMD water estimates observed at “Arcachon’s harbor” are obtained at the sites of
“Eyrac” and “Ile aux oiseaux” reflecting similar environmental conditions between these three
sites. However, at the site of “Arguin”, estimated water concentrations obtained with the
POCIS-Nylon 30 µm are almost 6 times higher than those derived from the SPMDs instead of
almost two times like at the other sites, suggesting possible higher turbulences at “Arguin”
that increase significantly in-situ sampling rates. This hypothesis is not unlikely regarding the
location of the site of “Arguin” in the communication pass between the bay and the Atlantic
Ocean.
Chapitre III : Résultats
399
Figure 6: Correlation between the POCIS-like versions and the SPMD derived water concentrations
at the surveyed sites (n = 12 compounds).
III- 2- b- Quantitative approach using the Exposure Adjustment Factor for the POCIS-
“like” versions
As described earlier, a constant shift is observed between the estimated water
concentrations given by the POCIS-“like” and those derived from the SPMDs and is
attributed to a difference between the determined laboratory sampling rates of the POCIS-
“like” used for the calculation of water concentrations and the actual in-situ sampling rates. In
this work, the deployment of the PRC containing SPMDs in conjunction with the POCIS-
“like” is used as an alternative to the determination of the in-situ sampling rates of the
developed POCIS-“like”. This approach is inspired from another study where the coupling of
PRC containing SPMDs with the POCIS has constituted an alternative to the incorporation of
PRCs in the POCIS (Alvarez et al., 2007). Taking advantage that some compounds are
accumulated integratively in both the POCIS-“like” and the SPMDs (anthracene,
fluoranthene, pyrene, benz(a)anthracene, chrysene and benzo(b)naphto(1,2-d)thiophene), their
y = 6,0666x + 0,4161R² = 0,9293
y = 1,8693x + 0,3655R² = 0,7395
0
2
4
6
8
10
12
0 0.5 1 1.5 2PO
CIS
"lik
e" -
der
ived
Cw
(n
g.L-1
)
SPMD-derived Cw (ng.L-1)
Arcachon's harbor
POCIS-PE POCIS-Nylon 30 µm
y = 5,528x + 0,1786R² = 0,9535 y = 1,7624x + 0,1614
R² = 0,8819
0
1
2
3
4
5
6
7
0 0.2 0.4 0.6 0.8 1 1.2
PO
CIS
"lik
e"
-de
rive
d C
w (
ng.
L-1)
SPMD-derived Cw (ng.L-1)
Eyrac
POCIS-PE POCIS-Nylon 30 µm
y = 6.3597x - 0.1922R² = 0.9871
y = 1.6633x + 0.0459R² = 0.9461
0
1
2
3
4
5
6
7
0 0.2 0.4 0.6 0.8 1PO
CIS
"lik
e" -
der
ived
Cw
(n
g.L-1
)
SPMD-derived Cw (ng.L-1)
Ile aux oiseaux
POCIS-PE POCIS-Nylon 30 µm
y = 6.7254x + 0.091R² = 0.8378
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
0 0.1 0.2 0.3 0.4PO
CIS
"lik
e" -
der
ived
Cw
(n
g.L-1
)
SPMD-derived Cw (ng.L-1)
Arguin
POCIS-Nylon 30 µm
Chapitre III : Résultats
400
POCIS-“like” sampling rates can be calculated based on SPMD-derived water concentrations
following equation 1
(1)
Where Rs POCIS-“like” field is the field sampling rate of the POCIS-“like”, Ns is the accumulated quantity
of a contaminant in the POCIS-“like” sorbent, Cw SPMD is the SPMD-derived water concentration
based on the PRC dissipation and t is the exposure period of the samplers.
Based on these sampling rates, the Exposure Adjustment Factor (EAF) is calculated as the
ratio between the field sampling rate of the POCIS-“like” and the laboratory determined one
following equation 2
(Booij et al., 2007) (2)
Where Rs POCIS-“like”lab is the laboratory determined sampling rate of the POCIS-“like”.
This EAF will then be used to estimate the POCIS-“like” in-situ sampling rates for all other
compounds in the integrative regime in the POCIS-“like” (naphthalene, acenaphtylene,
acenaphtene, fluorene and phenanthrene). For more accurate results, the average EAF of all
compounds being in the integrative uptake in both the POCIS-“like” and the SPMDs
(EAF average) is calculated and the laboratory sampling rates of all compounds being in the
integrative uptake in the POCIS-“like” are corrected to correspond to in-situ environmental
conditions following equation 3
(3)
Where Rs EAF is the adjusted sampling rate of the POCIS-“like” to the environmental conditions.
These adjusted sampling rates are then used to estimate water concentrations from the
POCIS-“like” (Cw POCIS-“like”) following equation 4
(4)
The quantitative approach of the POCIS-“like” is successfully applied at the four studied
sites, and illustrated herein for the site of “Eyrac" (table 2). EAF average for the POCIS-PE is of
6.5 ± 20 % and the one for the POCIS-Nylon 30 µm is of 2 ± 44 %. As expected, these values
Chapitre III : Résultats
401
correspond to the slopes of the correlations observed between the SPMD-derived water
concentrations and the POCIS-“like” derived water concentrations (figure 6). Following a
validation purpose, both estimated water concentrations derived from the POCIS-“like”
(calculated using adjusted sampling rates for environmental conditions) and SPMD-derived
water concentrations are compared to spot water sample analysis at the site of “Eyrac” chosen
as an example (table 2, figure 7).
Table 2: Quantitative approach using the Exposure Adjustment Factor to calculate the POCIS-
« like » derived water concentrations at the site of Eyrac.
Compounds POCIS-Nylon 30 µm POCIS-PE
Rs POCIS-
“like”lab*
(L.d-1)
C w
SPMD
(ng.L-1)
Rs EAF
(L.d-1)
C w
POCIS-
“like"
(ng.L-1)
C spot
sampling
(ng.L-1)
Rs POCIS-
“like”lab*
(L.d-1)
C w
SPMD
(ng.L-1)
Rs EAF
(L.d-1)
C w
POCIS-
“like"
(ng.L-1)
C spot
sampling
(ng.L-1)
N 2.12 - 4.44 1.44 2.58 1.59 - 10.44 0.92 2.58
Acty 0.88 - 1.84 0.33 0.06 0.84 - 5.52 0.30 0.06
Acte 0.98 - 2.05 0.13 0.17 1.19 - 7.82 0.10 0.17
Fe 1.11 - 2.33 0.25 0.31 1.86 - 12.22 0.20 0.31
DBT 0.82 - 1.72 0.03 0.15 1.60 - 10.51 0.04 0.15
Phe 0.64 - 1.34 0.68 1.17 1.21 - 7.95 0.45 1.17
An 1.06 0.14 2.22 0.06 nd 1.79 0.14 11.76 0.08 ND
Fluo 0.68 1.03 1.42 0.84 0.87 1.10 1.03 7.23 0.94 0.87
Pyr 0.59 1.02 1.24 0.75 0.65 0.96 1.02 6.31 0.85 0.65
BNT 0.31 0.12 0.65 0.20 0.08 0.66 0.12 4.34 0.14 0.08
BaA 0.32 0.22 0.67 0.30 0.26 0.72 0.22 4.73 0.20 0.26
Chrys 0.36 0.03 0.75 0.03 0.12 0.84 0.03 5.52 0.05 0.12
B(b,j,k)F - 0.36 - - nd - 0.36 - - nd
BeP - 0.15 - - nd - 0.15 - - nd
BaP - 0.07 - - nd - 0.07 - - nd
Per - 0.04 - - nd - 0.04 - - nd
IP - 0.08 - - nd - 0.08 - - nd
BP - 0.09 - - nd - 0.09 - - nd
D(ah,ac)A - 0.01 - - nd - 0.01 - - nd
* Values determined during internal laboratory calibrations (Abou Mrad, 2011)
nd: compounds below detection limits
Compounds being in the equilibrium regime with the SPMDs (low molecular weight
compounds) and those being no longer in the integrative uptake with both POCIS-“like”
versions (equilibrium regime for the POCIS-Nylon 30 µm and a lag phase in the accumulation
Chapitre III : Résultats
402
for the POCIS-PE (Abou Mrad, 2011)) are not represented in table 2 and figure 7 since no
accurate water concentrations for these compounds can be estimated.
Figure 7: Comparison between spot sampling and both SPMD and POCIS-« like » derived water
concentrations at the site of Eyrac (n = 2 for SPME; n = 2 for SPMDs; n = 3 for POCIS-PE; n = 3
for POCIS-Nylon 30 µm).
The use of both POCIS-“like” versions gives estimations of PAH water concentrations
very close to spot sampling results when the laboratory sampling rates are adjusted for the
environmental conditions, with the highest differences observed for naphthalene. PAH
concentrations in the bay are characterized by a low variability (they range between
4-13 ng.L-1
during an entire tidal cycle and at different depths in the water column according
Chapitre III : Résultats
403
to Crespo, (2009)), which consolidates the similarity observed between integrative
concentrations and those of spot sampling measures. The POCIS-“like” versions have proved
their efficiency in the sampling of low molecular weight compounds (from naphthalene till
anthracene) where the SPMDs show their limitations. The POCIS-“like” and the SPMDs give
similar results for compounds going from anthracene to benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene. For
heavier compounds, SPMDs are the only samplers accumulating linearly, and can even detect
compounds not detected by spot sampling measures. These results show the interests of
coupling the widely used SPMDs to the developed POCIS-“like” for the quantitative
measurement of a wide hydrophobicity range of PAHs in the aquatic system.
IV- Conclusion
The field application of the developed POCIS-“like” was conducted as a validation
step of these tools for the environmental monitoring of PAHs in the water phase. Both
POCIS-PE and POCIS-Nylon 30 µm devices showed a significant sensitivity and good
repeatability for the sampling of the whole range of the studied PAHs. Laboratory-determined
sampling rates cannot be used to estimate water concentrations based on the accumulated
quantity of contaminants in the samplers because of the dependence of the sampling rates on
environmental conditions. The exposure adjustment factor approach was applied to determine
in-situ sampling rates of the POCIS-“like” based on the PRC containing SPMD derived water
concentrations. The simultaneous deployment of the SPMDs and the POCIS-“like” allowed
the estimation of PAH water concentrations on the whole range of hydrophobicity, a property
that each of these samplers alone could not realize since their integrative uptake is limited to
the low and moderately heavy molecular weight compounds for the POCIS-“like”
(MM ≤ 234 g.mol-1
) and to the moderately heavy and heavy compounds for the SPMDs
(MM ≥ 178 g.mol-1
).
Chapitre III : Résultats
404
Acknowledgements
Région Aquitaine, OSQUAR program, ANR RIPOST and ANR EMESTOX are
acknowledged for financial support.
References
Abou Mrad N., 2011. Développements méthodologiques pour l'échantillonnage et l'analyse des hydrocarbures
dans les systèmes aquatiques: application dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées et
dans le milieu environnemental. Thesis: University Bordeaux I, Bordeaux, France.
Alvarez D.A., 1999. Development of an integrative sampling device for hydrophilic organic contaminants in
aquatic environments. Thesis: University of Missouri-Columbia, Columbia, Unites States.
Alvarez D.A., Huckins J.N., Petty J.D., Jones-Lepp T., Stuer-Lauridsen F., Getting D.T., Goddard J.P., Gravell
A., 2007. Tool for monitoring hydrophilic contaminants in water: polar organic chemical integrative
sampler (POCIS). In Comprehensive Analytical chemistry, Vol.48: Passive Sampling Techniques in
Environmental Monitoring, pp 171-197. Edited by: Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first
edition).
Booij K., Hofmans H. E., Fischer C. V., Van Weerlee E. M., 2003. Temperature-Dependent Uptake Rates of
Nonpolar Organic Compounds by Semipermeable Membrane Devices and Low-Density Polyethylene
Membranes. Environmental Science & Technology 37(2): 361-366.
Booij, K., Vrana, B., Huckins, J. N., 2007. Theory, modelling and calibration of passive samplers used in water
monitoring. In Comprehensive Analytical Chemistry, Vol. 48: Passive Sampling Techniques in
Environmental Monitoring, pp 141-169. Edited by: Greenwood R., Mills G. A., Vrana B., (first
edition).
Bopp S., Weiβ H., Schirmer K., 2005. Time-integrated monitoring of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs)
in groundwater using the Ceramic Dosimeter passive sampling device. Journal of Chromatography A
1072(1): 137-147.
Crespo A., 2009. Présence et sources des Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques dans le bassin d’Arcachon.
Thesis: University Bordeaux I, Bordeaux, France.
De Perre C., Crespo A., Abou Mrad N., Le Menach K., Jaber F., Parlanti E., Budzinski H., 2009. Intérêt de la
micro-extraction sur phase solide couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la spectrométrie
de masse pour l’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les eaux. Spectra Analyse
(266): 28-35.
Gilek M., Björk M., Kautsky N., Broman D., Näf C., 1996. Enhanced accumulation of PCB congeners by baltic
sea blue mussels, Mytilus edulis, with increased algae enrichment. Environmental Toxicology and
Chemistry 15(9): 1597-1605.
Gourlay-Francé C., Lorgeoux C., Tusseau-Vuillemin M. H., 2008. Polycyclic aromatic hydrocarbon sampling in
wastewaters using semipermeable membrane devices: Accuracy of time-weighted average
Chapitre III : Résultats
405
concentration estimations of truly dissolved compounds. Chemosphere 73(8): 1194-1200.
Gunther A. J., Davis J. A., Hardin D. D., Gold J., Bell D., Crick J. R., Scelfo G. M., Sericano J., Stephenson M.,
1999. Long-term bioaccumulation monitoring with transplanted bivalves in the San Francisco estuary.
Marine Pollution Bulletin 38(3): 170-181.
Harman C., Boyum O., Erik Tollefsen K., Thomas K., Grung M., 2008. Uptake of some selected aquatic
pollutants in semipermeable membrane devices (SPMDs) and the polar organic chemical integrative
sampler (POCIS). Journal of Environmental Monitoring 10(2): 239-247.
Harman C., Thomas K. V., Tollefsen K. E., Meier S., Bøyum O., Grung M., 2009. Monitoring the freely
dissolved concentrations of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) and alkylphenols (AP) around a
Norwegian oil platform by holistic passive sampling. Marine Pollution Bulletin 58(11): 1671-1679.
Huckins J. N., Manuweera G. K., Petty J. D., Mackay D., Lebo J. A., 1993. Lipid-containing semipermeable
membrane devices for monitoring organic contaminants in water. Environmental Science & Technology
27(12): 2489-2496.
Huckins J. N., Prest H. F., Petty J. D., Lebo J. A., Hodgins M. M., Clark R. C., Alvarez D. A., Gala W. R., Steen
A., Gale R., Ingersoll C. G., 2004. Overview and comparison of lipid-containing semipermeable
membrane devices and oysters (Crassostrea gigas) for assessing organic chemical exposure.
Environmental Toxicology and Chemistry 23(7): 1617-1628.
Huckins J. N., Petty J. D., Booij K., 2006. Monitors of Organic Chemicals in the Environment: Semipermeable
Membrane Devices. Editor: Springer, New York.
Louch J., Allen G., Erickson C., Wilson G., Schmedding D., 2003. Interpreting Results from Field Deployments
of Semipermeable Membrane Devices. Environmental Science & Technology 37(6): 1202-1207.
Togola A., & Budzinski H., 2007. Development of polar organic integrative samplers for analysis of
pharmaceuticals in aquatic systems. Analytical Chemistry 79(17): 6734-6741.
Tusseau-Vuillemin M. H., Gourlay C., Lorgeoux C., Mouchel J. M., Buzier R., Gilbin R., Seidel J. L., Elbaz-
Poulichet F., 2007. Dissolved and bioavailable contaminants in the Seine river basin. Science of The
Total Environment 375(1-3): 244-256.
Vrana B., Allan I. J., Greenwood R., Mills G. A., Dominiak E., Svensson K., Knutsson J., Morrison J.,
Greenwood R., 2005. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC- Trends in
Analytical Chemistry 24(10): 845-868.
Vrana B., Mills G. A., Dominiak E., Greenwood R., 2006. Calibration of the Chemcatcher passive sampler for
the monitoring of priority organic pollutants in water. Environmental Pollution 142(2): 333-343.
Vrana B., Popp P., Paschke A., Schüürmann G., 2001. Membrane-Enclosed Sorptive Coating. An Integrative
Passive Sampler for Monitoring Organic Contaminants in Water. Analytical Chemistry 73(21): 5191-
5200.
Chapitre III : Résultats
406
Chapitre III : Résultats
407
Démarche et principaux résultats de la publication n° 6
De nouveaux outils d’échantillonnage passifs ont été développés en laboratoire pour
l’échantillonnage des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP) dans la phase dissoute,
basés sur la configuration « pharmaceutique » d'origine du "Polar Organic Chemical
Integrative Sampler" ou POCIS et désignés sous le terme POCIS-« like ». Ces versions
adaptées du POCIS sont constituées par une phase réceptrice (OASIS-HLB) comprise entre
deux membranes en polyéthylène basse densité non poreuses (cas du POCIS-PE) ou deux
membranes en nylon de 30 µm de diamètre de pores (cas du POCIS-Nylon 30 µm). L’objectif
principal de cette publication est la validation de la performance de ces outils dans le milieu
environnemental, leur comparaison aux SPMD qui sont les outils les plus largement utilisés
pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes de log Kow < 3, ainsi que l’évaluation de
leur capacité à estimer les concentrations des contaminants dans l’eau. Pour ce, un
déploiement des outils développés en parallèle aux SPMD a été effectué dans le bassin
d’Arcachon durant l’été 2010, et un échantillonnage ponctuel de la phase dissoute a aussi été
réalisé.
Les POCIS-« like » dans leurs deux versions montrent une accumulation des 20 HAP
étudiés (les 16 HAP classés prioritaires par l’US-EPA y compris), avec des facteurs de
concentration plus importants pour les HAP de faibles poids moléculaires
(MM ≤ 234 g.mol-1
), et une bonne répétabilité (variabilité inférieure à 30 % pour n = 3). En
comparaison avec les SPMD, les POCIS-PE accumulent des quantités plus importantes de
HAP de faibles masses moléculaires allant du naphtalène (MM = 128 g.mol-1
) à l’anthracène
(MM = 178 g.mol-1
), alors que les POCIS-Nylon 30 µm accumulent des quantités supérieures
pour le naphtalène, l’acénaphtylène et le fluorène, ou de moitié plus faibles pour les autres
composés "légers" jusqu’à l’anthracène. Quant aux composés de masses moléculaires élevées
(MM ≥ 252 g.mol-1
), ils sont accumulés 10 fois moins que dans les SPMD. Ainsi, la capacité
des POCIS-« like » à détecter les HAP, leur répétabilité et leur sensibilité vis-à-vis des HAP
de faibles masses moléculaires appuient leur utilisation dans le suivi environnemental pour
détecter la présence/absence de ces composés en particulier, qui sont les plus présents dans la
phase dissoute.
Chapitre III : Résultats
408
L’évaluation de l’aspect quantitatif des POCIS-« like » a été effectuée en comparant
les concentrations dans l’eau estimées à partir des quantités accumulées dans ces outils à
celles dérivées des SPMD et à celles de l’échantillonnage ponctuel. Uniquement les composés
de faibles masses moléculaires ont fait partie de cette comparaison (2, 3, 4 cycles
aromatiques; MM ≤ 234 g.mol-1
correspondant au benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène) puisqu’ils
sont les seuls à avoir montré une accumulation linéaire dans les POCIS-« like » durant les
expérimentations en laboratoire. En effet, la linéarité de l’accumulation des composés dans les
échantillonneurs passifs en fonction du temps est indispensable pour avoir des taux
d’échantillonnage constants des composés et par conséquent pouvoir déterminer des
concentrations moyennées des contaminants dans l’eau. Les résultats montrent des
concentrations estimées à partir des POCIS-« like » décalées d’un facteur constant (6 pour les
POCIS-PE et 2 pour les POCIS-Nylon 30 µm) de celles obtenues à partir des SPMD. La
constance de ce facteur provient de la non-adéquation des taux d’échantillonnage des
molécules utilisés pour estimer les concentrations dans l’eau à partir des POCIS-« like ». En
effet, ces taux d’échantillonnage déterminés au laboratoire dans des conditions spécifiques
dépendent des conditions environnementales (hydrodynamisme, température, biofouling..) et
par conséquent sont différents des taux d’échantillonnage in-situ des composés. En appliquant
un facteur d’ajustement environnemental comme alternative à la détermination des taux
d’échantillonnage in-situ dans les POCIS-« like », approche rendue possible grâce au
déploiement simultané de ces deniers avec des SPMD contenant des composés références de
performance (PRC), les concentrations estimées par les deux versions de POCIS-« like »
concordent avec celles des échantillons ponctuels d’eau mesurées par microextraction sur
phase solide. Ces résultats prouvent le potentiel quantitatif des POCIS-Nylon 30 µm et des
POCIS-PE, à condition que des taux d’échantillonnage adaptés aux conditions
environnementales dans lesquelles ces outils sont déployés soient utilisés dans le calcul des
concentrations dans l’eau. Cet aspect quantitatif des POCIS-« like » appuie leur utilisation
dans le suivi environnemental pour estimer les concentrations moyennées dans le temps des
HAP de faibles masses moléculaires, surtout que ces derniers ne peuvent pas être quantifiés
de façon intégrative par les SPMD qui atteignent l’équilibre très vite pour ces composés dans
le milieu (quelques jours). Ainsi, le déploiement simultané des POCIS-« like » et des SPMD
permet la quantification des HAP dans un domaine d’hydrophobicité large : les POCIS-
« like » pour les composés de faibles masses moléculaires (MM ≤ 234 ng.L-1
, log Kow ≤ 5,5)
avec lesquels les SPMD atteignent leurs limites, les SPMD pour les composés de masses
Chapitre III : Résultats
409
moléculaires élevées (MM ≥ 252 ng.L-1
, log Kow ≥ 6,14) qui ne sont pas accumulés de façon
intégrative dans les POCIS-« like », et un domaine intermédiaire où les POCIS-« like » et les
SPMD sont quantitatifs (4,6 ≤ log Kow ≤ 5,5).
410
411
Conclusion générale
412
Conclusion générale & Perspectives
413
Conclusion générale & Perspectives
Les objectifs de ces travaux étaient d’une part le développement et l’optimisation des
méthodologies analytiques permettant l’identification et la quantification des hydrocarbures
pétroliers aussi bien dans la phase dissoute que dans la phase sédimentaire, et d’autre part le
développement de nouveaux outils d’échantillonnage passif pour les hydrocarbures
aromatiques polycycliques dans la phase dissoute. Ces méthodologies devaient être
appliquées à l’étude de la présence et du devenir des hydrocarbures dans les systèmes
aquatiques.
Dans une démarche d’évaluation du danger et du risque des substances pétrolières, le
développement méthodologique de la microextraction sur phase solide en mode espace de tête
(HS-SPME) a permis d’analyser les molécules volatiles les plus représentatives en termes
d’abondance et de toxicité des différents blocs des coupes pétrolières essence et kérosène (42
molécules de C6 à C19). La validation de cette technique a montré entre autre sa justesse
(rendements d’extraction compris entre 95 et 105 % pour la majorité des composés dans la
phase dissoute et dans les sédiments humides) ; sa sensibilité (limites de détection inférieures
à 4 ng.L-1
pour les composés aromatiques et entre 4-590 ng.L-1
pour les composés
aliphatiques dans la phase dissoute ; limites de détection inférieures à 6 ng.Kg-1
(poids
humide) pour les composés aromatiques et inférieures à 90 ng.Kg-1
(poids humide) pour les
composés aliphatiques dans les sédiments) ; sa répétabilité (variabilité inférieure à 15 % dans
la phase dissoute et à 23 % dans la phase sédimentaire) ; sa reproductibilité (variabilité
inférieure à 23 % dans la phase dissoute et à 25 % dans la phase sédimentaire) ; et sa
sélectivité pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers aromatiques et saturés pour une grande
gamme de concentrations et dans le cas de différentes matrices environnementales : la phase
dissoute, la phase sédimentaire et les « Water Accomodated Fractions ». Ces critères ajoutés à
la rapidité de la procédure développée (80 minutes couvrant l’extraction et l’analyse d’un
échantillon) et au fait que la SPME peut être entièrement automatisée renforcent son
application pour le suivi de routine des effluents industriels pétroliers et pour la détermination
de la présence, du devenir et de la distribution des hydrocarbures pétroliers dans
l’environnement aquatique au cours des programmes de surveillance. Le développement de la
GC-MS-MS pour la fraction C6-C10 des composés volatils étend l’application de la
Conclusion générale & Perspectives
414
méthodologie à l’analyse des matrices pétrolières très complexes pouvant interférer sur la
détection et la quantification des composés d’intérêt. La HS-SPME-GC-MS et la HS-SPME-
GC-MS-MS ont servi pour la caractérisation de la distribution des hydrocarbures pétroliers
provenant des effluents industriels dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées
aux « Rivières Pilotes » (site expérimental du groupe TOTAL « petrochemicals », Mont-
Lacq, France), et ont montré leur fiabilité dans l’étude qualitative et quantitative des
molécules d’intérêt dans toutes les matrices ciblées.
Les efforts menés pour développer et optimiser un nouvel échantillonneur passif pour
l’échantillonnage des HAP dans la phase dissoute ont abouti à des résultats très intéressants
au niveau qualitatif et surtout au niveau quantitatif. A l’opposé de la configuration
« pharmaceutique » du POCIS qui montre de très faibles quantités de HAP accumulés et des
vitesses d’accumulation variables, les outils développés par la modification du POCIS ou
« POCIS-« like » témoignent d’une capacité de pré-concentration importante pour les 20 HAP
étudiés reflétant leur utilité dans le screening qualitatif, et d’une accumulation linéaire aussi
bien avec les POCIS-PE que les POCIS-Nylon 30 µm pour les HAP ayant une masse
moléculaire < 252 g.mol-1
(allant du naphtalène au benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène), reflétant
leur potentiel quantitatif. Pour ces composés, les taux d’échantillonnage Rs ont varié entre
0,31 L.j-1
et 2,12 L.j-1
pour le POCIS-Nylon 30 µm et entre 0,66 L.j-1
et 1,86 L.j-1
pour le
POCIS-PE dans les conditions de calibration en laboratoire. Les molécules ayant une masse
moléculaire > 252 g.mol-1
(du benzo(b)fluoranthène au dibenz(a,h)anthracène) atteignent
l’équilibre dans l’outil (cas du POCIS-Nylon 30 µm) ou montrent une phase de latence vis-à-
vis de l’accumulation dans les échantillonneurs au début de l’exposition (cas du POCIS-PE).
Dans les deux cas, la non-linéarité de l’accumulation ne permet pas d’utiliser les outils dans
un but quantitatif pour ces composés. Une tentative de réduire le temps de latence en ajoutant
de l’eau distillée dans l’espace interstitiel entre les membranes en polyéthylène et la phase
réceptrice du POCIS-PE a été conduite. Les résultats montrent une amélioration de la
diffusion de certains composés de l’eau vers la phase réceptrice tels que le benzo(e)pyrène, le
benzo(a)pyrène et le pérylène qui se traduit par l’obtention d’une accumulation linéaire. Ce
phénomène n’est pas observé pour les molécules de masse moléculaire plus importante telles
que l’indéno(1,2,3-cd)pyrène, néanmoins cela conduit à un temps de latence réduit en
comparaison avec la version POCIS-PE sans eau. En bilan, les POCIS-« like » montrent un
pouvoir intégratif pour les HAP de faibles masses moléculaires ce que les SPMD ne
Conclusion générale & Perspectives
415
possèdent pas, leur extraction ne requiert pas de purification, nécessite au moins 10 fois moins
de solvant que celle des SPMD et se fait en 2-3 h (une série de 12 échantillons) au lieu des
48 h indispensables pour la dialyse des SPMD sans compter le temps requis pour la
purification de ces dernières.
L’application environnementale dans le bassin d’Arcachon des outils développés a
permis la validation de leur performance in-situ. Les POCIS-PE présentent des facteurs de
pré-concentration plus importants que ceux des POCIS-Nylon 30 µm pour la majorité des
composés concordant avec les résultats obtenus en laboratoire. En comparaison avec les
SPMD déployées simultanément, ces outils montrent des quantités accumulées plus
importantes pour les composés de faibles masses moléculaires tels que le naphtalène,
l’acénaphtylène et le fluorène ce qui renforce leur utilité dans les programmes de
« screening » environnemental. Les concentrations des contaminants dans l’eau dérivées de
chaque type de POCIS-« like » par l’application des taux d’échantillonnage déterminés en
laboratoire diffèrent de celles dérivées des SPMD d’un facteur constant. Les taux
d’échantillonnage de ces dernières étant corrigés pour les conditions environnementales grâce
à la dissipation des composés références de performance qu’elles contiennent, la différence
entre les concentrations estimées par les outils développés et les SPMD est alors attribuée à la
non adéquation des taux d’échantillonnage des POCIS-« like » déterminés en laboratoire avec
ceux régissant réellement les phénomènes de piégeage dans le milieu, ce qui est totalement
logique vu la dépendance des Rs par rapport conditions environnementales. Le déploiement
simultané des outils développés avec celui des SPMD permet la détermination d’un facteur
d’ajustement d’exposition, qui appliqué aux POCIS-« like » conduit à des concentrations des
contaminants estimées dans l’eau très proches de celles obtenues par échantillonnage
ponctuel, montrant que les outils développés sont à même d’estimer des concentrations dans
l’eau de façon fiable si des taux d’échantillonnage correspondant aux conditions in-situ sont
appliqués dans les calculs. Le déploiement des POCIS-« like » en parallèle avec celui des
SPMD s’avère très pertinent pour l’échantillonnage d’une grande gamme de HAP : les
POCIS-« like » pour l’échantillonnage des HAP de faibles masses moléculaires
(MM < 178 g.mol-1
) qui ne sont pas intégrativement échantillonnés par les SPMD dans la
majorité des cas, les SPMD pour l’échantillonnage des HAP de masses moléculaires élevées
(MM ≥ 252 g.mol-1
) avec lesquels les POCIS-« like » trouvent leurs limites, et un domaine de
Conclusion générale & Perspectives
416
masses moléculaires intermédiaires (178 g.mol-1
≤ MM ≤ 234 g.mol-1
) où les deux outils sont
intégratifs.
Les POCIS-« like » ont été exposés à des contaminations continue, discontinue et
accidentelle en conditions semi-contrôlées dans le cadre du projet EMESTOX afin d’évaluer
leur robustesse et leur aspect quantitatif. Les molécules sélectionnées dans ces études sont
présentes dans les effluents industriels pétroliers, trois parmi elles sont classées comme
substances dangereuses par la Directive Cadre Eau (Communautés Européennes, 2000) (le
naphtalène, l’anthracène et le benzo(a)pyrène), et une est considérée comme potentiel
« traceur » de contamination pétrolière (le chrysène). Vu l’équilibre atteint avec le POCIS-
Nylon 30 µm pour les composés de masses moléculaires élevées dans les développements en
laboratoire, un nouvel POCIS-« like » a été introduit au cours de ces expérimentations dans le
but de ralentir l’atteinte de l’équilibre: le POCIS-Nylon 0,1 µm. En conditions d’exposition
continue, les POCIS-PE, POCIS-Nylon 30 µm et POCIS-Nylon 0.1 µm montrent des
accumulations linéaires pour l’anthracène et le chrysène et un équilibre pour le naphtalène. Le
benzo(a)pyrène révèle une accumulation linéaire dans le POCIS-Nylon 0,1 µm et un équilibre
dans le POCIS-Nylon 30 µm. Les POCIS-« like » ayant démontré une accumulation linéaire
dans l’expérimentation continue permettent d’estimer les concentrations en contaminants dans
les expérimentations discontinue et accidentelle. Ces valeurs se sont avérées très proches de
celles mesurées par échantillonnage ponctuel, validant ainsi la capacité des POCIS-« like » à
intégrer la variabilité des concentrations dans la phase dissoute. Cependant, l’arrêt de la
contamination conduit à une désorption d’une fraction des contaminants de ces outils,
attribuée aux cinétiques d’échange rapides dans les conditions de l’expérimentation
(hydrodynamisme, température, biofouling…).
Quant à l’étude de la présence et du devenir des HAP dans l’environnement,
l’approche multi-compartiments pour la caractérisation des HAP dans le bassin d’Arcachon
pendant la période estivale 2010 montre des concentrations en HAP à l’état de traces dans la
phase dissoute et homogènes dans leur globalité au travers des sites suivis. Les sédiments
quant à eux illustrent plus d’hétérogénéité probablement due à leurs caractéristiques
différentes. Les très faibles concentrations dans la phase dissoute mesurées par SPME
soulignent l’importance et l’intérêt de cette technique pour l’échantillonnage des HAP dans
l’environnement. L’utilisation des échantillonneurs passifs tels que les SPMD et les gommes
de silicones permet l’estimation de la concentration moyennée dans le temps de la
Conclusion générale & Perspectives
417
contamination de la phase dissoute et montre une bonne corrélation avec les concentrations
mesurées par échantillonnage ponctuel. Cependant, les concentrations estimées par les
échantillonneurs passifs sont inférieures à celles mesurées dans les échantillons d’eau
ponctuels par la technique SPME utilisée en mode d’étalonnage interne et qui donne accès à
la concentration totale en HAP, ce qui reflète la capacité des échantillonneurs passifs à
échantillonner uniquement la fraction « libre » dissoute des contaminants. Longtemps
considérés comme biomimétiques, les échantillonneurs passifs révèlent dans cette étude qu’ils
sous-estiment la concentration réelle d’exposition des organismes en particulier dans le cas
des huîtres pour lesquelles l’ingestion de particules constitue une voie non négligeable de
transfert des contaminants du milieu vers l’organisme, d’où la nécessité de coupler
l’échantillonnage passif au biologique dans les études d’évaluation du risque des
contaminants chimiques, afin d’accéder aux concentrations moyennées internes d’exposition.
Les deux ans de suivis de la contamination en HAP de la phase dissoute de l’estuaire
de la Gironde permettent de conclure que le niveau de contamination observé est de l’ordre
des traces (8-30 ng.L-1
), avec une légère augmentation de la teneur globale en hiver attribuée
au chauffage domestique et à l’augmentation du trafic. Le site de Bordeaux présente la
contamination la plus élevée au vu de sa localisation géographique au cœur de la cité urbaine
de Bordeaux. Les limites des SPMD pour l’échantillonnage des HAP de faibles masses
moléculaires sont soulignées dans les suivis saisonniers et leur couplage avec
l’échantillonnage ponctuel appuie leur capacité d’échantillonner la fraction « libre » dissoute
uniquement, même dans un milieu très chargé en matière organique dissoute comme
l’estuaire de la Gironde.
En perspectives, des études supplémentaires permettraient de compléter les résultats
obtenus dans le cadre de cette thèse :
& Il convient de poursuivre le développement analytique de la méthodologie
d’extraction des hydrocarbures pétroliers en l’appliquant sur d’autres matrices telles les eaux
marines pour évaluer sa robustesse. Il serait néanmoins important aussi de poursuivre le
développement de l’analyse en MS-MS pour les hydrocarbures pétroliers de C11 à C19.
& Il convient de poursuivre les développements menés sur les POCIS-« like » afin
d’étendre leur domaine d’application pour les HAP de masses moléculaires élevées
(MM ≥ 252 g.mol-1
). Dans les POCIS-PE, l’ajout d’un liquide dans l’espace interstitiel entre
Conclusion générale & Perspectives
418
la phase réceptrice et les membranes de l’outil semble prometteur, il apparaît ainsi essentiel de
poursuivre cette piste en échangeant l’eau par du n-octanol par exemple caractérisé par une
perméabilité élevée et une faible volatilité, utilisé dans les Chemcatchers®
afin de faciliter la
diffusion des composés du milieu vers la phase réceptrice (Vrana et al., 2005 b). Il s’agirait
aussi de vérifier si les HAP échantillonnés dans le POCIS-Nylon 30 µm correspondent
uniquement à la fraction « libre » dissoute ou que le diamètre important des pores de la
membrane entraîne un échantillonnage de composés associés à la matière organique dissoute.
Une autre piste à développer dans une seconde étape aussi bien avec les POCIS-PE qu’avec
les POCIS-Nylon 0,1 µm et les POCIS-Nylon 30 µm serait d’augmenter la masse de phase
réceptrice et/ou de la remplacer par une phase ayant plus d’affinité pour les composés
hydrophobes (telle la phase C18 par exemple). Des travaux sont aussi en cours pour évaluer la
capacité des POCIS-« like » à échantillonner d’autres molécules dans la quête d’un
échantillonneur universel.
& Il serait judicieux d’appliquer l’approche PRC aux POCIS-« like » afin d’accéder à
des taux d’échantillonnage in-situ des molécules et améliorer l’aspect quantitatif des outils en
permettant une estimation fiable des concentrations en contaminants dans l’eau.
& L’application des POCIS-« like » développés dans des expérimentations en
conditions semi-contrôlées avec un effluent industriel plutôt qu’avec une solution de HAP
dilués dans un solvant organique est la prochaine étape dans la validation de ces outils et
l’évaluation de leurs performances. Cette expérimentation est prévue en Octobre 2011 dans le
cadre du projet EMESTOX.
& Il serait intéressant dans une logique de détermination de la fraction biodisponible
des contaminants de coupler les échantillonneurs biologiques aux bivalves mais dans un
milieu moins chargé en particules que le bassin d’Arcachon, en Méditerranée par exemple. Le
but étant d’évaluer les capacités mimétiques des échantillonneurs passifs en fonction de la
charge particulaire et de la charge en matière organique.
419
Annexes
420
Annexes
421
Annexes
Liste des annexes
Annexe I: Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés dans la phase
dissoute et la phase sédimentaire par GC-MS.
Annexe II: Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés dans la phase
dissoute par GC-MS-MS.
Annexe III : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans la phase
dissoute par GC-MS.
Annexe IV: Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les
matrices solides et les échantillonneurs passifs par GC-MS.
Annexe V: Solubilisation des HAP dans l’éthanol pour la contamination des canaux dans
EMESTOX.
Annexe VI: Paramètres physico-chimiques mesurées au cours des expérimentations
EMESTOX.
Annexe VII: Indices de condition des huîtres déployées dans le bassin d’Arcachon durant
l’été 2010.
Annexe VIII: Différents sites suivis au niveau du bassin d’Arcachon.
Annexe IX: Différents sites suivis au niveau de l’estuaire de la Gironde.
Annexes
422
Annexe I : Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et
saturés dans la phase dissoute et la phase sédimentaire par GC-MS
Volume d’échantillon :
- 10 mL d’eau dans un flacon SPME de 20 mL
- 3 g de sédiment humide dans un flacon SPME de 10 mL
Conditionnement de la fibre SPME :
- fibre : polydiméthylsiloxane (PDMS)
- conditionnement : 270 °C dans le système d’injection (30 min)
Extraction SPME : CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL)
- incubation : 5 min à 50 °C
- durée d’extraction : 40 min
- température : 50 °C
- agitation : 250 rpm
- agitation « on time » : 20 s
- agitation « off time » : 5 s
Conditions chromatographiques : GC 7890 A, Agilent Technologies
Injecteur/désorption SPME :
- température : 220 °C
- sans fuite ou « splitless »
- purge : 60 mL.min-1
; 6 min
- pulse : 25,0 psi ; 1,5 min
- désorption : 1200 s
Gaz vecteur :
- hélium (6.0)
- débit : 2,5 mL.min-1
Annexes
423
Colonne :
- DB-624: 6 % cyanopropylphényl 94 % dimethylsiloxane (Agilent Technologies)
- longueur : 30 m
- diamètre interne : 320 µm
- épaisseur du film : 1,8 µm
Four :
- programme de température : 30 °C (10 min) => 10 °C.min-1
=> 100 °C (5 min) => 25
°C.min-1
=> 260 °C (11 min)
- température interface : 260 °C
Paramètres de détection : MSD 5975 C, Agilent Technologies
- ionisation par impact électronique : 70 eV
- T °C source : 230 °C
- T °C quadripôle : 150 °C
- mode d’analyse : SIM
- dwell time : 40 ms
Composés Temps de
rétention (min)
Ion de
quantification
(m/z)
Ion de
confirmation
(m/z)
Etalons internes
Hexane 2.9 57 86 Hexane-d14
Benzène 7.7 78 - Benzène-d6
Heptane 9.3 43 100 Heptane-d16
Méthylcyclohexane 11.4 83 98 Méthylcyclohexane-d11
2,2,5-triméthylhexane 14.3 57 128 o-xylène-d6
Toluène 14.5 91 92 Toluène-d8
Octane 15.0 43 114 Octane-d18
1,1,3-triméthylcyclohexane 16.3 111 126 o-xylène-d6
Ethylbenzène 17.4 91 106 Ethylbenzène-d10
p+m-xylène 17.7 91 106 o-xylène-d6
Nonane 17.9 57 128 Nonane-d20
o-xylène 18.5 91 106 o-xylène-d6
Isopropylbenzène 19.5 105 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12
2-méthylnonane 20.1 43 142 Naphtalène-d8
n-propylbenzène 20.7 91 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12
3-éthyltoluène 21.1 105 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12
1,3,5-triméthylbenzène 21.3 105 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12
Décane 21.6 57 142 Décane-d22
Annexes
424
Composés Temps de
rétention (min)
Ion de
quantification
(m/z)
Ion de
confirmation
(m/z)
Etalons internes
Terbutylbenzène 22.4 119 134 1,3,5-triméthylbenzène-d12
1,2,4-trimethylbenzène 22.6 105 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12
Sec-butylbenzène 22.9 105 134 Isopropyltoluène-d14
4-isopropyltoluène 23.3 119 134 Isopropyltoluène-d14
2-méthyldécane 23.6 43 156 Décane-d22
Trans-décaline 23.8 138 81 o-xylene-d6
Butylbenzène 24.0 91 134 Isopropyltoluène-d14
Undécane 24.2 57 156 Dodécane-d26
1-méthyldécaline 24.7 152 67 Dodécane-d26
2-méthylundécane 25.1 43 170 Dodécane-d26
n-pentylbenzène 25.3 91 148 Dodécane-d26
Dodécane 25.5 57 170 Dodécane-d26
Naphtalène 26.3 128 - Naphtalène-d8
1-hexylbenzène 26.3 91 162 Tetradecane-d30
Tridécane 26.3 57 184 Tétradécane-d30
1,4-dimethyltétraline 26.6 145 160 Tétradécane-d30
2,6,10-triméthyldodécane 26.9 57 212 Tétradécane-d30
Tétradécane 27.0 57 198 Tétradécane-d30
1,1,6-triméthyltetraline 27.1 159 174 Tétradécane-d30
Pentadécane 27.6 57 212 Pentadécane-d32
Hexadécane 28.2 57 226 Hexadécane-d34
Heptadécane 28.7 57 240 Hexadécane-d34
Octadécane 29.3 57 254 Eicosane-d42
Nonadécane 29.9 57 268 Eicosane-d42
Etalons internes
Hexane-d14 2.6 66 100 -
Benzène-d6 7.5 84 - -
Heptane-d16 8.4 50 116 -
Méthylcyclohexane-d11 11.0 94 109 -
Toluène-d8 14.4 98 100 -
Octane-d18 14.6 50 132 -
o-xylène-d6 18.4 94 112 -
Ethylbenzène-d10 17.3 98 116 -
Nonane-d20 17.5 50 148 -
Décane-d22 20.9 66 164 -
1,3,5-triméthylbenzène-d12 21.0 114 132 -
Isopropyltoluène-d14 23.1 130 148 -
Naphtalène-d8 26.0 136 - -
Dodécane-d26 25.2 66 196 -
Tétradécane-d30 26.9 66 228 -
Pentadécane-d32 27.5 66 244 -
Hexadécane-d34 28.0 66 260 -
Eicosane-d42 30.3 66 324 -
Annexes
425
Annexe II : Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et
saturés dans la phase dissoute par GC-MS-MS
Volume d’échantillon :
- 10 mL d’eau dans un flacon SPME de 20 mL
- 3 g de sédiment humide dans un flacon SPME de 10 mL
Conditionnement de la fibre SPME :
- fibre : polydiméthylsiloxane (PDMS)
- conditionnement : 270 °C dans le système d’injection (30 min)
Extraction SPME : CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL)
- incubation : 5 min à 50 °C
- durée d’extraction : 40 min
- température : 50 °C
- agitation : 250 rpm
- agitation « on time » : 20 s
- agitation « off time » : 5 s
Conditions chromatographiques : GC 7890 A, Agilent Technologies
Injecteur/désorption SPME :
- température : 220 °C
- sans fuite ou « splitless »
- purge : 60 mL.min-1
; 6 min
- pulse : 25,0 psi ; 1,5 min
- désorption : 1200 s
Gaz vecteur :
- hélium (6.0)
- débit : 2,5 mL.min-1
Annexes
426
Colonne :
- DB-624: 6 % cyanopropylphényl 94 % dimethylsiloxane (Agilent Technologies)
- longueur : 30 m
- diamètre interne : 320 µm
- épaisseur du film : 1,8 µm
Four :
- programme de température : 30 °C (10 min) => 10 °C.min-1
=> 100 °C (5 min) => 25
°C.min-1
=> 260 °C (11 min)
- température interface : 260 °C
Paramètres de détection : MSD 7000 A triple quadripôle, Agilent Technologies
- ionisation par impact électronique : 70 eV
- T °C source : 230 °C
- T °C quadripôle : 150 °C
- mode d’analyse : MRM
Annexes
427
Composés Temps de
rétention (min)
MRM de
quantification Dwell (ms)
Energie de
collision (V)
MRM de
confirmation Dwell (ms)
Energie de
collision (V)
Ratio aire transition de quantification
/aire transition de confirmation
Benzène-d6 6.56 84>56 10 17 84>82 10 20 26
Benzène 6.7 78>52 10 17 78>77 10 15 43
Heptane-d16 7.3 82>50 10 5 50>46 10 5 54
Heptane 8.1 71>43 10 2 100>43 10 1 10
Méthylcyclohexane-d11 9.6 94>62 10 7 109>94 10 1 57
Méthylcyclohexane 10.2 83>55 10 5 98>83 10 1 69
Toluène-d8 13.74 100>98 10 15 98>70 10 17 54
Toluène 13.86 92>91 10 10 91>65 10 17 62
Octane-d18 14 98>50 10 5 82>50 10 5 67
Octane 14.4 85>43 10 5 71>43 10 5 55
Ethylbenzène-d10 16.8 98>70 10 17 116>98 10 5 88
Ethylbenzène 16.9 106>91 10 10 91>65 10 17 87
Nonane-d20 17 50>46 10 5 98>50 10 5 91
p+m xylène 17.1 106>91 10 10 91>65 10 17 68
Nonane 17.3 85>43 10 5 57>41 10 5 76
o-xylène-d6 17.73 112>95 10 10 94>67 10 15 58
o-xylène 17.86 106>91 10 10 91>65 10 17 68
Isopropylbenzène 18.52 105>77 10 15 120>105 10 5 76
n-propylbenzène 19.7 91>65 10 17 120>91 10 5 65
1,3,5-triméthylbenzène-d12 19.9 132>114 10 15 114>82 10 15 97
Décane-d22 19.9 82>50 10 5 66>46 10 7 78
1,3,5-triméthylbenzène 20.2 120>105 10 10 105>77 10 15 114
Décane 20.5 71>43 10 2 85>43 10 5 71
Terbutylbenzène 21.2 119>91 10 10 91>65 10 17 29
1,2,4-triméthylbenzène 21.4 120>105 10 10 105>77 10 15 85
Sec-butylbenzène 22 105>77 10 15 105>79 10 12 69
Annexes
428
Composés Temps de
rétention (min)
MRM de
quantification Dwell (ms)
Energie de
collision (V)
MRM de
confirmation Dwell (ms)
Energie de
collision (V)
Ratio aire transition de quantification
/aire transition de confirmation
Isopropyltoluène-d14 22.2 130>98 10 15 148>130 10 7 48
4-isopropyltoluène 22.5 119>91 10 10 119>117 10 10 39
Butylbenzène 23.4 92>91 10 10 91>65 10 17 63
Naphtalène-d8 25.5 136>136 10 10 136>108 10 10 17
Naphtalène 25.6 128>128 10 15 128>102 10 15 34
Annexes
429
Annexe III : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques
polycycliques dans la phase dissoute par GC-MS
Volume d’échantillon :
- 9 mL d’eau dans un flacon SPME de 10 mL
Conditionnement de la fibre SPME :
- fibre : polydiméthylsiloxane (PDMS)
- conditionnement : 270 °C dans le système d’injection (30 min)
Extraction SPME : CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL)
- incubation : 3 min à 40 °C
- durée d’extraction : 60 min
- température : 40 °C
- agitation : 250 rpm
- agitation « on time » : 10 s
- agitation « off time » : 1 s
Conditions chromatographiques : GC 7890 A, Agilent Technologies
Injecteur/désorption SPME :
- température : 270 °C
- sans fuite ou « splitless »
- purge : 60 mL.min-1
; 1,5 min
- pulse : 25,0 psi ; 1,5 min
- désorption : 300 s
Gaz vecteur :
- hélium (6.0)
- débit : 1,3 mL.min-1
Annexes
430
Colonne :
- HP-5MS UI: (5 % phényl)-méthylpolysiloxane (Agilent technologies)
- longueur : 30 m
- diamètre interne : 250 µm
- épaisseur du film : 0,25 µm
Four :
- programme de température : 50 °C (2 min) => 10 °C.min-1
=> 300 °C (5 min)
- température interface : 300 °C
Paramètres de détection : MSD 5975 C, Agilent Technologies
- ionisation par impact électronique : 70 eV
- T °C source : 300 °C
- T °C quadripôle : 180 °C
- mode d’analyse : SIM
- dwell time : 40 ms
Composés
Ion de
quantification
(m/z)
Etalons internes
Ion de
quantification
(m/z)
Naphtalène 128 Naphtalene-d8 136
Acénaphtylène 152 Acénaphtylène-d8 160
Acénaphtène 154 Acénaphtène-d10 164
Fluorène 166 Fluorène-d10 176
Dibenzothiophène 184 Dibenzothiophène-d8 192
Phénanthrène 178 Phénanthrène-d10 188
Anthracène 178 Anthracène-d10 188
Fluoranthène 202 Fluoranthène –d10 212
Pyrène 202 Pyrène-d10 212
Benzo(a)anthracène 228 Benzo(a)anthracène-d12 240
Chrysène 228 Chrysène-d12 240
Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène 252 Chrysène-d12 240
Benzo(b,j,k)fluoranthène 252 Benzo(b,j,k)fluoranthène-d12 264
Benzo(e)pyrène 252 Benzo(e)pyrène-d12 264
Benzo(a)pyrène 252 Benzo(a)pyrène-d12 264
Pérylène 252 Pérylène-d12 264
Indéno(1,2,3-cd)pyrène 276 Indéno(1,2,3-cd)pyrène-d12 288
Benzo(g,h,i)pérylène 276 Benzo(g,h,i)pérylène-d12 288
Dibenz(a,h)anthracène 278 Dibenz(a,h)anthracène-d14 292
Annexes
431
Annexe IV : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques
polycycliques dans les matrices solides et les échantillonneurs passifs par
GC-MS
Conditions chromatographiques : GC 7890 A, Agilent Technologies
Injection :
- température : 280 °C
- sans fuite ou « splitless »
- pulse : 25,0 psi ; 1 min
- purge : 60 mL.min-1
; 1,5 min
- volume : 1 µL
- nettoyage seringue d’injection : 5 cycles dichlorométhane/isooctane
Gaz vecteur :
- hélium (6.0)
- débit : 1,3 mL.min-1
Colonne :
- HP-5MS UI: (5 % phényl)-méthylpolysiloxane (Agilent technologies)
- longueur : 30 m
- diamètre interne : 250 µm
- épaisseur du film : 0,25 µm
Four :
- programme de température : 50 °C (2 min) => 10 °C.min-1
=> 300 °C (5 min)
- température interface : 300 °C
Paramètres de détection : MSD 5975 C, Agilent Technologies
- ionisation par impact électronique : 70 eV
- T °C source : 300 °C
- T °C quadripôle : 180 °C
Annexes
432
- mode d’analyse : SIM
- dwell time : 40 ms
Composés Ion de quantification
(m/z) Etalons internes
Ion de quantification
(m/z)
Naphtalène 128 Naphtalène-d8
136
Acénaphtylène 152 Phénanthrène-d10
Acénaphtylène-d8*
188
160
Acénaphtène 154 Phénanthrène-d10
Acénaphtylène-d8*
188
160
Fluorène 166 Phénanthrène-d10
Dibenzothiophène-d8*
188
192
Dibenzothiophène 184 Dibenzothiophène-d8 192
Phénanthrène 178 Phénanthrène-d10
Anthracène-d10*
188
188
Anthracène 178 Anthracène-d10 188
Fluoranthène 202 Fluoranthène-d10 212
Pyrène 202 Fluoranthène-d10 212
Benzo(a)anthracène 228 Chrysène-d12
Benz(a)anthracène-d12*
240
240
Chrysène 228 Chrysène-d12
Benz(a)anthracène-d12*
240
240
Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène 252 Chrysène-d12
Fluoranthène-d10*
240
212
Benzo(b,j,k)fluoranthène 252 Benzo(e)pyrène-d12
Benzo(a)pyrène-d12*
264
264
Benzo(e)pyrène 252 Benzo(e)pyrène-d12
Benzo(a)pyrène-d12*
264
264
Benzo(a)pyrène 252 Benzo(a)pyrène-d12 264
Pérylène 252 Benzo(e)pyrène-d12
Pérylène-d12*
264
264
Indéno(1,2,3-cd)pyrène 276 Benzo(g,h,i)pérylène-d12
Indéno(1,2,3-cd)pérylène-
d12
288
288
Benzo(g,h,i)pérylène 276 Benzo(g,h,i)pérylène-d12 288
Dibenz(a,h)anthracène 278 Benzo(g,h,i)pérylène-d12
Dibenz(a,h)anthracène-d14
288
292
Etalons d’injection
Ion de quantification
(m/z)
Pyrène-d10 212
Benzo(b)fluoranthène-d12 264
Composés références de
performance
Ion de quantification
(m/z) Etalons internes
Ion de quantification
(m/z)
Acénaphtène-d10* 164 Acénaphtylène-d8* 160
Fluorène-d10* 176 Dibenzothiophène-d8* 192
Phénanthrène-d10* 188 Anthracène-d10 188
Annexes
433
Composés Ion de quantification
(m/z) Etalons internes
Ion de quantification
(m/z)
Chrysène-d12* 240 Benz(a)anthracène-d12* 240
Benzo(e)pyrène-d12* 264 Benzo(a)pyrène-d12 264
* : cas des SPMD
Annexes
434
Annexe V : Solubilisation des HAP dans l’éthanol pour la contamination
des canaux dans EMESTOX
Solutions mères de
contamination
Rendement de
solubilisation (%)
Naphtalène 86
Anthracène 86
Benzo(a)pyrène 74
Chrysène 106
Annexes
435
Annexe VI : Paramètres physico-chimiques au cours des expérimentations EMESTOX
Exposition CONTINUE Canal 4- HAP- NQE Canal 5- HAP- 1/3 NQE
Date débit d'entrée
moyen (m3.h-1)
Matière en
suspension (mg.L-1)
Oxygène dissous
moyenne journalière (mg.L-1)
Conductivité
moyenne journalière (µs.s-1)
pH
moyenne journalière
Température
moyenne journalière (°C)
Oxygène dissous
moyenne journalière (mg.L-1)
Conductivité
moyenne journalière (µs.s-1)
pH
moyenne journalière
Température
moyenne journalière (°C)
08/03/2011 200,56 1,60 11,70 287,20 8,33 9,33 11,69 267,33 7,96 9,34
09/03/2011 199,65 3,24 11,54 281,11 8,28 9,93 11,58 261,43 7,98 9,96
10/03/2011 200,82 9,27 11,35 284,51 8,17 10,35 11,46 262,96 7,95 10,37
11/03/2011 201,30 17,13 10,94 279,10 7,93 10,26 11,25 256,73 7,82 10,28
12/03/2011 200,74 23,65 9,60 276,03 7,67 10,49 10,39 253,14 7,69 10,51
13/03/2011 201,76 25,76 7,52 272,64 7,55 10,19 9,28 249,60 7,61 10,21
14/03/2011 200,91 27,54 3,70 277,69 7,54 10,24 8,48 254,07 7,53 10,26
15/03/2011 201,40 29,40 0,80 273,76 7,53 10,70 7,57 251,71 7,43 10,72
16/03/2011 201,88 54,67 0,00 263,62 7,53 10,69 6,30 243,00 7,34 10,68
17/03/2011 199,62 281,86 0,00 248,75 7,52 10,99 3,73 237,30 7,33 10,98
18/03/2011 200,70 254,64 0,00 281,94 7,46 10,75 2,53 251,58 7,38 10,77
19/03/2011 199,64 29,51 0,00 268,37 7,50 10,47 1,48 247,76 7,42 10,51
20/03/2011 200,26 PB 0,00 280,12 7,49 10,78 0,65 258,21 7,39 10,80
21/03/2011 198,86 PB 0,00 283,43 7,46 10,93 0,21 264,98 7,40 10,96
22/03/2011 199,93 35,22 0,00 282,07 7,43 10,41 0,11 266,37 7,41 10,38
23/03/2011 199,73 38,92 0,00 286,18 7,41 10,00 0,11 268,28 7,39 10,00
24/03/2011 197,97 45,00 6,96 279,18 7,95 10,36 6,84 261,01 7,82 10,40
25/03/2011 198,43 60,79 10,98 275,33 8,28 11,32 11,02 256,70 8,11 11,42
26/03/2011 199,70 80,10 10,37 274,59 8,13 11,76 10,51 255,12 8,05 11,85
27/03/2011 201,92 116,96 8,18 265,42 7,73 11,79 8,65 244,86 7,85 11,85
28/03/2011 200,22 115,38 4,89 259,77 7,77 11,03 8,01 238,15 7,81 11,01
29/03/2011 200,41 135,44 4,93 251,11 7,89 10,40 8,86 231,88 7,93 10,42
PB Problème dans la sonde valeurs surestimées suite à un problème d'encrassement des optiques
Annexes
436
Exposition DISCONTINUE Canal 4- HAP Canal 5- HAP
Date débit d'entrée moyen
(m3.h-1)
Matière en suspension
(mg.L-1)
Oxygène dissous moyenne journalière
(mg.L-1)
Conductivité moyenne journalière
(µs.s-1)
pH moyenne
journalière
Température moyenne journalière
(°C)
Oxygène dissous moyenne journalière
(mg.L-1)
Conductivité moyenne
journalière (µs.s-1)
pH moyenne
journalière
Température moyenne
journalière (°C)
05/04/2011 204,21 228,29 11,69 193,17 7,91 10,22 11,58 178,71 7,94 10,37
06/04/2011 203,04 221,26 10,87 201,24 7,81 11,86 10,88 187,42 7,96 12,11
07/04/2011 205,15 212,30 8,43 205,47 7,62 12,90 9,57 191,34 7,88 13,19
08/04/2011 204,56 212,76 5,99 207,42 7,45 13,44 7,55 192,16 7,79 13,74
09/04/2011 204,42 242,95 10,11 206,86 7,72 13,48 10,02 188,11 8,04 13,70
10/04/2011 204,98 515,67 10,13 206,54 7,76 12,95 10,28 186,56 7,95 13,07
11/04/2011 203,35 285,00 10,91 202,45 7,86 11,47 10,86 185,31 8,02 11,61
12/04/2011 204,99 123,59 7,22 208,52 7,74 11,43 8,63 191,91 7,82 11,57
13/04/2011 204,40 135,40 4,22 213,75 7,31 11,79 6,83 196,16 7,05 11,93
14/04/2011 200,18 140,27 10,57 213,53 7,10 12,11 10,65 196,24 7,01 12,26
15/04/2011 191,57 158,83 10,44 217,45 7,11 12,14 10,20 197,33 7,07 12,28
16/04/2011 194,75 185,39 11,17 222,42 7,28 12,04 11,10 198,72 7,13 12,21
17/04/2011 195,51 224,60 11,19 220,21 7,37 12,58 10,95 200,28 7,14 12,82
18/04/2011 190,52 264,25 11,10 215,78 7,44 13,14 10,83 198,43 7,22 13,41
19/04/2011 188,64 166,76 10,05 214,51 7,98 13,52 9,88 198,74 7,92 13,74
20/04/2011 188,21 174,33 4,42 215,73 8,09 13,44 7,32 199,16 7,47 13,65
21/04/2011 188,43 183,04 1,10 215,90 7,83 13,58 4,74 200,88 7,50 13,82
22/04/2011 188,24 200,21 3,91 228,85 7,67 13,21 3,97 203,79 7,30 13,35
23/04/2011 188,38 212,07 8,77 227,11 7,74 12,20 8,55 205,19 7,34 12,32
24/04/2011 186,82 218,38 9,90 223,99 7,97 12,40 9,79 206,90 7,46 12,56
25/04/2011 188,00 242,10 9,51 227,26 7,74 13,05 9,79 209,98 7,44 13,22
26/04/2011 186,36 314,04 9,19 233,79 7,85 13,63 9,74 216,78 7,37 13,80
Les optiques sont encrassées et les valeurs des matières en suspension sont surestimées
Annexes
437
Exposition ACCIDENTELLE Canal 4- HAP
Date débit d'entrée moyen (m3.h-1) Matière en suspension
(mg.L-1)
Oxygène dissous moyenne
journalière (mg.L-1)
Conductivité moyenne journalière
(µs.s-1)
pH moyenne
journalière
Température moyenne journalière
(°C)
06/05/2011 188,98 276,32 10,50 206,36 8,32 14,18
07/05/2011 189,56 289,74 10,47 207,98 8,16 13,42
08/05/2011 189,47 302,41 10,75 188,01 8,10 13,59
09/05/2011 188,86 362,35 10,62 177,66 8,00 14,09
10/05/2011 189,45 225,51 10,18 185,16 7,73 15,01
11/05/2011 189,95 316,97 9,15 187,14 7,41 15,46
12/05/2011 189,43 398,74 7,00 203,41 7,33 15,06
13/05/2011 189,18 409,13 10,05 202,51 7,53 14,26
14/05/2011 188,52 371,16 10,17 204,92 7,64 13,52
15/05/2011 188,17 371,00 10,83 204,66 7,78 12,39
16/05/2011 188,68 263,82 10,67 209,00 7,81 13,58
17/05/2011 189,66 271,62 10,37 207,17 7,98 14,79
18/05/2011 189,17 263,72 10,00 208,22 8,04 15,47
19/05/2011 188,32 243,57 9,80 210,95 7,95 15,28
20/05/2011 189,40 PB 9,79 213,26 7,91 15,07
21/05/2011 189,61 PB 10,01 218,93 8,00 15,35
22/05/2011 189,74 PB 9,96 218,34 7,93 15,24
23/05/2011 188,28 PB 10,26 215,82 7,98 15,31
24/05/2011 189,25 243,16 9,86 215,20 7,91 15,79
25/05/2011 189,55 258,16 9,99 214,58 7,98 16,09
26/05/2011 188,88 285,93 9,54 212,74 7,85 16,04
27/05/2011 186,73 313,96 10,26 211,45 7,97 14,26
Les optiques sont encrassées et les valeurs des matières en suspension sont surestimées
PB: débris sur la sonde
Annexes
438
Annexe VII: Indices de condition des huîtres déployées dans le bassin
d’Arcachon durant l’été 2010
Les valeurs des indices de condition des huîtres sont présentées dans la publication n°
4 (IS-4).
Avec T0 : 01/07/2010
T1 : 04/08/2010
T2 : 20/09/2010
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1
Contrôle Portd'Arcachon
Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
Po
ids
tiss
u m
ou
hu
mid
e (g
)
Huîtres diploïdes
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1
Contrôle Portd'Arcachon
Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
Po
ids
tiss
u m
ou
hu
mid
e (g
)
Huîtres triploïdes
0
20
40
60
80
100
120
140
T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1
Contrôle Portd'Arcachon
Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
Po
ids
tota
l (g)
Huîtres diploïdes
0
20
40
60
80
100
120
140
160
T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1
Contrôle Portd'Arcachon
Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
Po
ids
tota
l (g)
Huîtres triploïdes
1,15
1,20
1,25
1,30
1,35
1,40
1,45
1,50
1,55
T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1
Control Arcachonharbor
Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
Ind
ice
s d
e co
nd
itio
nP
oid
s to
tal/
po
ids
coq
uill
es
Huîtres diploïdes
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
1,20
1,40
1,60
1,80
T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1
Control Arcachonharbor
Eyrac Ile aux oiseaux Arguin
Ind
ice
s d
e co
nd
itio
nP
oid
s to
tal/
po
ids
coq
uill
es
Huîtres triploïdes
Annexes
439
Annexe VIII : Différents sites suivis au niveau du bassin d’Arcachon
Port d’Arcachon
Jetée d’Eyrac
Banc d’Arguin *
Ile aux oiseaux *
* : photos de Philippe Defour
Annexes
440
Annexe IX : Différents sites suivis au niveau de l’estuaire de la Gironde
Port autonome de Bordeaux
Pauillac
Cadaujac
Libourne
La pointe jaune indique l’emplacement du site suivi
top related