« proposition de stage et/ou de thÈse

PROPOSITION DE STAGE ET/OU DE THÈSE

19/10/2012

Laboratoire : Lab. de Physico Chimie Curie – Institut Curie

Adresse : 11 Rue Pierre et Marie Curie – 75005 PARIS

Responsable(s) de Stage : Patricia BASSEREAU en collaboration avec Bruno GOUD (Compartimentation et dynamique cellulaires, Institut Curie)

Téléphone : 01 56 24 67 84 Email : [email protected] [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED de Physique de la Région Parisienne - ED 107 ED "Matière Condensée et Interfaces" – ED518 ED "Physique de la particule à la Matière Condensée - ED389 ED Interdisciplinaire Frontières du Vivant" – ED 474 Titre du stage : Mécanisme de fission de tubes de membrane au Golgi par la Myosine II et l’actine. Résumé : Le transport intracellulaire est assuré par des intermédiaires de transport de structures variées mais fortement courbés, des petites vésicules sphériques (50 à 100 nm de diamètre) ou de longs nanotubes de membranes. Les mécanismes de déformation et de détachement/fission de ces intermédiaires de transport ont été beaucoup étudiés pour les vésicules recouvertes de manteaux protéiques, tout particulièrement, les vésicules à clathrine. Dans ce cas, la fission est assurée par l’assemblage de la mécano-enzyme dynamine. Or, il existe de plus en plus d’études montrant que les myosines associées au cytosquelette d’actine jouent un rôle primordial dans le trafic intracellulaire au niveau du Trans-Golgi et des endosomes (Cf par exemple [1,2]). Un article récent de l’équipe de B. Goud a ainsi montré que la Myosine II etl’actine étaient impliquées dans la fission des structures tubulaires formées au Trans-Golgi. La myosine II interagit pour cela avec la petite protéine G Rab6, spécifique du Golgi et recrutée dans ces tubes. La formation de ces tubes est très probablement assurée par des kinésines se déplaçant sur des microtubules [3]. Les structures actomyosines sont connues pour produire une constriction lors de la séparation des cellules lors de la mitose en formant un anneau contractile. Cependant, le mécanisme de fission des intermédiaires de transport par le système acto-myosine n’est pas du tout connu. Nous proposons donc de reconstituer in vitro un système minimal pour étudier ce mécanisme. Pour cela, nous formerons des nanotubes de membrane mimant les structures tubulaires observées au Golgi (Fig. 1). Ces structures seront formées grâce à une pince optique à partir de vésicules géantes sur lesquelles on aura lié Rab6. Elles peuvent être observées grâce à un microscope optique confocal. La formation et la physique des tubes de membrane sont bien maîtrisées au laboratoire [4]. On pourra ensuite étudier l’effet de l’ajout de Myosines II et de filaments d’actine, et chercher les conditions nécessaires à la fission du tube. Ce travail sera réalisé en collaboration directe avec l'équipe de biologie cellulaire de Bruno Goud à l'Institut Curie, spécialiste du trafic intracellulaire, avec lequel nous avons une longue tradition de collaboration. Les mécanismes seront discutés en interaction avec le groupe de théoriciens de notre laboratoire (J.F. Joanny et J. Prost)

Figure 1: Nanotube de membrane formé à partir d’une vésicule géante aspirée dans une micropipette (à gauche) sur laquelle a été collée une bille (à droite) maintenue dans une pince optique. Observation en microscopie confocale. Diamètre de la vésicule : typiquement 10um et diamètre du tube : entre quelques 100 nm à 10 nm.

1- Miserey-Lenkei, S., Chalancon, G., Bardin, S., Formstecher, E., Goud, B., Echard, A. (2010). Nat. Cell Biol.

12, 645-654. 2- Almeida, C.G., Yamada, A., Tenza, D., Louvard, D., Raposo, G., Coudrier, E. (2011) Nat. Cell Biol. 13, 779-

789. 3- Echard, A., Jollivet, F., Martinez, O., Lacapère, J.-J., Rousselet, A., Janoueix-Lerosey, I., Goud, B. (1998).

Science 279, 580-585. 4- Sorre B., Callan-Jones A., Manneville J.-B., Nassoy P., Joanny J. F., Prost J., Goud B., Bassereau P.

(2009) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A, 106, 5622-5626

mailto:[email protected]



19/10/2012

Laboratoire : Équipe ``Polarité, Division et Morphogenèse" Biologie du Développement – Institut Curie

Adresse : 26 rue d'Ulm – 75248 PARIS Cedex 05

Responsable(s) de Stage : François GRANER (physique), Yohanns BELLAÏCHE (biologie)

Téléphone : 01 56 24 63 87 Email : [email protected]/[email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Dynamique des cellules au sein d'un tissu en développement. Résumé : Comment une larve de mouche se métamorphose-t-elle en un insecte adulte ? La drosophile est un excellent système d'étude pour la biologie du développement. En effet, c'est un modèle de base pour la génétique, pour lequel on dispose de nombreux mutants. En outre, on peut filmer le dos de l'animal vivant, et y suivre en détail chacune des cellules du tissu. On observe que les cellules opèrent des changements de taille, de forme, de position et de voisins. Par ailleurs, les cellules se divisent, et certaines meurent, donc même leur nombre change. Ces divers changements déterminent le changement de forme du tissu, et donc sa forme finale à l'âge adulte. Un tissu est ainsi un matériau cellulaire actif. Comprendre son comportement implique deux aspects complémentaires : - D'une part, le comportement individuel d'une cellule : comment sa dynamique est-elle régulée à la fois par son adhésion, sa tension, et par les forces qu'elle subit ? - D'autre part, le comportement collectif : comment les changements qui concernent les cellules individuelles s'additionnent-ils pour déterminer la taille, la forme et l'organisation du tissu adulte ? Pour répondre à ces deux questions, nous développons plusieurs méthodes, à des échelles de taille variées : la molécule, la cellule, le tissu. Actuellement, nous mesurons et décrivons la dynamique des cellules, ainsi que les forces au sein du tissu. Ensuite, nous souhaitons les modifier par des mutations, ce qui permettra d'analyser l'effet de différents gènes. Les données ainsi obtenues devront être assemblées : pour cela, nous souhaitons identifier des modes de représentation originaux. Enfin, nous souhaitons aboutir à un modèle et des simulations numériques permettant de relier le niveau de la cellule et celui du tissu. L'étudiant/e aura à s'intégrer dans une collaboration interdisciplinaire incluant de la biologie du développement, de la mécanique des solides et des fluides, et de l'analyse des données par informatique.





19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Nanobiophysique

Adresse : ESPCI – PARIS

Responsable(s) de Stage : Mathilde BERCY

Téléphone : Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Optical tweezers studies of RNA/protein interactions in ribosome assembly. Résumé : The present project focuses on the ribosome, the RNA-protein complex (RNP) responsible for protein synthesis in all organisms. The aim is to study ribosome assembly at a single molecule scale. The large subunit of the E. coli ribosome (hereafter referred to as the ‘50S’ subunit) results from the stoichiometric assembly of two rRNA species, a 2904 nucleotides (nt) molecule called ‘23S’ and a 120 nt molecule called ‘5S’, and 34 r-proteins numbered from L1 to L34 according to their decreasing molecular weight. This assembly is highly cooperative in vivo and in vitro. However, the molecular basis for the cooperativity remains largely unknown. Assembly is far more efficient in vivo than in vitro, presumably due to a series of non-ribosomal factors that transiently interact with the nascent ribosome and assist its assembly. In particular, in E. coli, three DEAD-box helicases participate in the assembly of the 50S subunit. One of them, called SrmB, acts very early in this process; in its absence, assembly is impaired. DEAD-box helicases are present in all organisms and participate in nearly all reactions implying RNA; they are believed to locally rearrange RNP structure at the expense of ATP hydrolysis. We will use single molecule force measurements to address the molecular mechanism of cooperativity during ribosome assembly (figure 1) [1,2]. The studied rRNA is linked to two DNA/RNA hybrid handles. The handles are then fixed to two functionalized beads, that can be manipulated with a dual optical trap. Pulling the molecular construct triggers the unfolding of the RNP. The force is measured continuously during the experiment. In practice, we shall record the binding of various r-proteins and helicases to selected fragments of the 23S rRNA. Altogether, we expect that this original single molecule approach will shed new light on the process of ribosome assembly.

Figure 1: Inset: Schematic view of a typical measurement configuration. A fragment of 23S rRNA is linked to two beads via 2.5 kb-long RNA/DNA handles. Two force versus displacement curves are shown in the main part of the figure; they have been measured in the presence (blue) or absence (red) of the protein L20C. This protein binds tightly to the RNA fragment; as a result, the force needed to unfold the RNA fragment is higher in the presence of L20C than in its absence. [1] P. Mangeol, T. Bizebard, C. Chiaruttini, M. Dreyfus, M. Springer and U. Bockelmann. Probing ribosomal protein-RNA interactions with an external force. Proc Natl Acad Sci U S A, 108, 18272–6, 2011. [2] P. Gross, N. Laurens, L. B. Oddershede, U. Bockelmann, E. J. G. Peterman, and G. J. L. Wuite. Quantifying how DNA stretches, melts and changes twist under tension. Nature Physics, 7(2002), 731–6, 2011.



19/10/2012

Laboratoire : Institut Jean-Pierre Bourgin – INRA UMR1318

Adresse : Route de St Cyr – 78026 VERSAILLES

Responsable(s) de Stage : Fabien CHARDON

Téléphone : 01 30 83 30 76 Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Sciences du Végétal : du gène à l'écosystème (Université de Paris Sud 11) Titre du stage : Modélisation des composantes génétiques du remplissage de la graine chez la plante par correspondance avec un modèle mécanique ou électrique. Résumé : Les plantes ont un besoin fondamental d’azote inorganique. Dans des conditions de stress azoté, elles répondent à la carence en mettant en place des processus de sénescence, de recyclage et de remobilisation de l’azote qui leur permettent de s’adapter et de produire leur descendance. Le remplissage en azote et carbone des graines dépend alors d’un nombre important de variables décrivant la croissance de la plante, l’assimilation ou la remobilisation de l’azote, qui dépendent du fond génétique et de l’environnement. Au laboratoire, nous avons montré l’existence d’une variabilité génétique naturelle et estimé son importance pour plusieurs de ces variables chez la plante modèle Arabidopsis thaliana, en conditions d’azote limitant ou pléthorique (Chardon et al. 2010; Masclaux-Daubresse and Chardon 2011; Chardon et al. 2012; Ikram et al. 2012). Partant du postulat que cette variabilité génétique reflète les variations possibles (viables) des caractères, nous proposons d’étudier les relations entre les composantes et le remplissage des graines à partir d’un modèle théorique physique. Le stage vise à construire un tel modèle à partir de données mesurées et disponibles dans le laboratoire via un modèle basé sur une correspondance avec un réseau mécanique ou électrique (déformation de ressorts ou courant dans des résistances électriques). L’étudiant devra réfléchir au modèle le plus adapté. Les limites du modèle pourront être explorées par des simulations informatiques. Des expériences biologiques pourront être réalisées ensuite pour produire de nouvelles données biologiques et pour tester le modèle. Références liées au sujet :

• Chardon, F., J. Barthélémy, F. Daniel-Vedele and C. Masclaux-Daubresse (2010). "Natural variation of nitrate uptake and nitrogen use efficiency in Arabidopsis thaliana cultivated with limiting and ample nitrogen supply." Journal of Experimental Botany 61(9): 2293-2302.

• Chardon, F., V. Noël and C. Masclaux-Daubresse (2012). "Exploring NUE in crops and in Arabidopsis ideotypes to improve yield and seed quality." Journal of Experimental Botany 63(9): 3401-3412.

• Ikram, S., M. Bedu, F. o. Daniel-Vedele, S. Chaillou and F. Chardon (2012). "Natural variation of Arabidopsis response to nitrogen availability." Journal of Experimental Botany 63(1): 91-105.

• Masclaux-Daubresse, C. and F. Chardon (2011). "Exploring nitrogen remobilization for seed filling using natural variation in Arabidopsis thaliana." Journal of Experimental Botany 62(6): 2131-2142.

Bien qu’absente à la réunion de présentation du 30 Octobre, l’équipe d’accueil reste disponible pour discuter du projet avec les étudiants intéressés par ce sujet.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Physique Statistique de l’École Normale Supérieure

Adresse : 24 rue Lhomond – 75231 PARIS

Responsable(s) de Stage : Vincent CROQUETTE


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107 Titre du stage : Étude du réplisome du virus T4 et du système de réparation de l’ADN en molécule unique. Résumé : La réplication de l’ADN est faite par un ensemble d’enzymes appelé le réplisome, il implique une hélicase, des polymérases une primases etc. Ces différentes enzymes travaillent de façon coordonnée pour recopier rapidement le génome. Cependant la façon dont se fait cette coordination est encore très mal comprise même pour des organismes simples comme le virus T4. En utilisant les outils des molécules uniques, nous étudions les couplages fonctionnels entre ces enzymes en temps réel. Nous proposons dans cette thèse d’essayer de comprendre comment se fait la synchronisation de ces enzymes dans le mécanisme de copie des segments d’Okazaki et dans les mécanismes de redémarrage des fourches de réplication bloquées. Références : M. Manosas, M. M. Spiering, Z. Zhuang, S. J. Benkovic and V. Croquette, “Coupling DNA unwinding activity with primer synthesis in the bacteriophage T4 primosome”, Nature Chemical Biology, 5, 904–912 (2009) M. Manosas, M. M. Spiering, F. Ding, D. Bensimon, J.-F. Allemand, S. J. Benkovic and V. Croquette, “Mechanism of strand displacement synthesis by DNA replicative polymerases”, Nucleic Acids Research (2012) F. Ding, M. Manosas, M. M. Spiering, S. J. Benkovic, D. Bensimon, J.-F. Allemand and V. Croquette, “Single-molecule mechan



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Interdisciplinaire de Physique (LIPHY) UMR 5588 CNRS – Université Joseph Fourier

Adresse : 140 avenue de la Physique BP 87 – 38402 SAINT MARTIN D’HÈRES

Responsable(s) de Stage : Alexandre DAWID Clément NIZAK Olivier RIVOIRE

Téléphone : 04 76 51 47 65 04 76 51 47 64 04 76 51 47 64

Email : [email protected] [email protected] [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 47 – École Doctorale de Physique de Grenoble Titre du stage : Évolution et Ingénierie de Molécules du Vivant. Résumé : Les outils et méthodes développés en physique permettent une approche quantitative et prédictive du vivant. Notre groupe adopte cette approche pour comprendre des composés moléculaires fondamentaux du vivant : ARN et protéines. Dans la nature, ces composés sont le produit de l'évolution. Nous nous intéressons d’une part à comprendre et reproduire en laboratoire ce processus d’évolution, et d’autre part à développer des approches d’ingénierie permettant de créer des fonctions biologiques basées sur ces molécules. Pour réaliser de l'évolution en laboratoire, nous tirons parti d'une technique puissante de biologie moléculaire, la présentation d'anticorps par des phages ("antibody phage display"). Cette technique peut sélectionner, parmi une banque de milliards d'anticorps différents, les quelques-uns qui se lient spécifiquement avec une cible moléculaire donnée. En introduisant de surcroît des mutations, elle devient une méthode d'évolution moléculaire où presque tous les paramètres sont contrôlables. Pour l’aspect ingénierie, nous nous intéressons à de petites séquences d’ARN qui permettent de réguler l’expression des gènes (des commutateurs ARN). Nous nous appuyons sur des simulations des repliements adoptés par des séquences d’ARN pour concevoir de novo de tels ARN régulateurs. Nous en étudions ensuite le fonctionnement dans des cellules de bactéries. Nous utilisons cette approche d’ingénierie pour comprendre les principes de conception et créer de nouveaux composants fonctionnels dans une cellule. Nous proposons de découvrir une de ces approches et de voir comment elle permet d'aborder des questions fondamentales en biologie. Le travail proposé est centré sur les expériences, mais le stage pourra aussi être une occasion de se familiariser avec les problèmes de modélisation et d'analyse des données qui sont au cœur de nos méthodes. Aucune connaissance préalable de biologie n'est requise mais une forte motivation pour apprendre des techniques de biologie est essentielle. Le travail de recherche pourra se poursuivre en thèse via une demande de financement à l’École Doctorale de Physique de Grenoble. Site web: http://www-liphy.ujf-grenoble.fr/-BIOP-?lang=fr




http://www-liphy.ujf-grenoble.fr/-BIOP-?lang=fr


19/10/2012

Laboratoire : LPS et IBBMC

Adresse : Université Paris Sud – 91405 ORSAY Cedex

Responsable(s) de Stage : Carine DOUARCHE – Maria De FRUTOS

Téléphone : 01 69 15 53 44 01 69 15 39 11 Email : [email protected]

[email protected] N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Motilité d’Escherichia coli par une technique de fluorescence de « reporter genes ». Résumé : Les bactéries sont capables de former des amas complexes appelés « biofilms » par la sécrétion d’une matrice extracellulaire qui leur permet d’adhérer entre elles et à une interface (liquide-solide ou air-liquide). Ces communautés multicellulaires constituent une réponse des micro-organismes à des conditions défavorables à leur développement et fournissent une capacité de résistance accrue contre diverses agressions. Les biofilms sont notamment impliqués dans les mécanismes de résistance des bactéries aux antibiotiques ce qui constitue un problème majeur de santé publique. Tandis que dans l’état « planctonique », les bactéries sont mobiles motiles grâce à leur(s) flagelle(s), les premières étapes du développement d’un biofilm impliquent un changement de leur motilité et leur immobilisation. Ce changement de comportement (de l’état «planctonique» et individuel vers l’état fixe et communautaire) implique un changement dans l’activation de nombreux gènes. La technique du « reporter gene » permet d’analyser in vivo l’induction d’un gène bactérien spécifique. Le principe de cette approche est de mesurer la fluorescence de bactéries portant un plasmide avec un gène « rapporteur » (dans notre cas celui de la GFP) sous contrôle du promoteur du gène d’intérêt. En première approche, le stage proposé vise à caractériser l’activité des gènes impliqués dans la motilité de bactéries planctoniques. Les mesures seront effectuées par microscopie de fluorescence ce qui permettra d’analyser l’activité des gènes sur chaque bactérie individuellement et de corréler cette activité avec le mouvement des cellules analysées par des techniques de tracking. Des systèmes de microfluidique seront utilisés pour ces expériences afin de contrôler les conditions de croissance des bactéries et tester l’influence sur la motilité de différents paramètres (oxygénation, température, milieu riche ou minimal, présence de certains acides aminés,…) sur la motilité ...




19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Physique des Solides

Adresse : Université Paris Sud – Bât. 510 – 91405 ORSAY Cedex

Responsable(s) de Stage : Catherine EVEN


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 425 : Innovations thérapeutiques Titre du stage : Mécanique cellulaire et pathologies myopathiques. Résumé : La myopathie est une maladie se traduisant par une dégénérescence du tissu musculaire. Une étude précédemment réalisée dans notre groupe a montré indirectement que des cellules musculaires saines et myopathiques avaient un comportement mécanique différent. Pour tester cette hypothèse, il s'agit ici de mesurer directement l'élasticité relative de cellules musculaires saines et myopathiques, à l'aide d'un AFM (Microscope à Force Atomique). Ces mesures seront complétées par des mesures, toujours à l'AFM, de la force d'adhésion des cellules sur leur substrat. Notre équipe, intitulée "Fibres et tissus biologiques", est une équipe de biophysique insérée au sien d'un laboratoire de physique. Nous sommes équipés en culture cellulaire, microscopie de fluorescence et AFM. Nous collaborons également avec des biologistes qui nous fournissent les lignées cellulaires.

Le levier de l'AFM au-dessus de quelques cellules



19/10/2012

Laboratoire : Team Microfluidic/Microsystems

Adresse :

Responsable(s) de Stage : Dr Magalie FAIVRE Pr Rosaria FERRIGNO

Téléphone : Email : [email protected] [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Mechanical solicitation to evaluate the metastatic state of cancerous cells. Résumé : During the metastasis process, cancerous cells detach from the primary tumor and migrate to reach the blood circulation, where they are transported to a new site where a secondary tumor can develop. Hence, in order to join the microcirculation, metastatic cells have to deform to transmigrate through the blood vessel’s wall. Therefore, cancer cell mechanical properties are good indicators of cancer aggressiveness and might be used in diagnosis. The aim of this internship is to study the migration of cancerous cell in microfluidic systems mimicking blood vessels interstices. The deformability of the cells will be studied and correlated to its metastatic state. The student will fabricate by soft lithography techniques and characterize the microfluidic structures. We will consider two different geometries: constrictions and pillar networks with varying size and period. He/she will study the behavior of cells in such microsystems (e.g. typical deformation, minimum channel size or pillar distance, transit time, etc…). Three different breast cancer cell lines with different metastatic state will be studied. The student will also look at the behavior of the different cell lines when submitted to different drugs promoting or inhibiting the cell deformation. The research will be done at INL (Lyon, France) on the UCBL site. The candidate will benefit from the microfluidic facilities provided by INL (50m² clean room + 50m² technological space) and will work in close collaboration with the Biophysic group at LPMCN and researchers from Centre Léon Bérard.




19/10/2012


Adresse : Université Paris Sud – Bât. 510 – 91405 ORSAY Cedex

Responsable(s) de Stage : Pascale FOURY


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107 Titre du stage : Influence de la pression sur les propriétés mutiferroiques de TbMn2O5. Résumé :

Les multiferroiques sont intensivement étudiés depuis une dizaine d’années pour leur fort intérêt fondamental et leurs applications potentielles dans le domaine de la spintronique. Ces composés multifonctionnels par excellence sont caractérisés par un état fondamental présentant plusieurs ordres ferroiques (ferroélectricité, ferromagnétisme) couplés. Ces matériaux sont très prometteurs pour les applications notamment dans le domaine du stockage de l’information car il est possible de changer la polarisation électrique par l’application d’un champ magnétique et vice-versa [1] (fig. a). Le graal dans le domaine est de maximiser le couplage magnétoélectrique. Dans certains multiferroiques comme la série RMn2O5 (R=terre rare), le couplage magnétoélectrique est fort par nature. En effet, la ferroelectricité est induite par l’ordre magnétique complexe qui s’établit à basse température du fait de la frustration magnétique. L’origine microscopique de la ferroélectricité est alors attribuée à un effet magnéto-strictif impliquant un déplacement atomique qui lève la frustration magnétique et minimise le terme de Heisenberg. Dans TbMn2O5, ces déplacements, même très faibles, ont été mis en évidence par diffusion de rayons X (fig. c). Dans la série RMn2O5, la frustration magnétique provient de la structure cristallographique complexe faisant apparaître des boucles de 5 Mn couplés par des constantes d’échange AF Ji (fig. b). Ceci induit la présence de plusieurs états métastables. L’état fondamental magnétique et diélectrique dépend de la structure fine et des valeurs relatives des Ji. On comprend alors l’importance de l’effet de la pression sur le système. Elle modifiera les distances atomiques et donc les chemins d’échange. La pression peut permettre donc de stabiliser des fondamentaux différents, peut-être plus prometteurs pour les applications. Par ailleurs, les ordres magnétiques qui apparaissent dans ces systèmes dépendent fortement de la terre rare (taille, magnétisme, nombre d’électrons 4f). Il est intéressant de comparer les résultats sous pression avec l’effet de la pression chimique lorsque l’on change la terre rare R. Cela permet de mieux comprendre le rôle important de la terre rare sur les propriétés multiferroiques de cette famille de composés. Le but de ce stage est de réaliser et d’analyser des mesures de diffusion X sous pression au LPS sur le composé TbMn2O5. Il s’agira de détecter la modulation de réseau associée à la ferroélectricité et de suivre son évolution en fonction de la pression. [1] N. Hur et al, Nature 429, 392 (2004) [2] C. Doubrovsky et al, Physica B, physb.2012.01.015 (2011) ; C. Doubrovsky et al, Phys. Rev. B soumis

a) b) c)


http://dx.doi.org/10.1016/j.physb.2012.01.015


19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire d'Optique et Biosciences

Adresse : École Polytechnique – 91128 PALAISEAU

Responsable(s) de Stage : Guilhem GALLOT


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 447 Titre du stage : Imagerie térahertz par réflexion interne totale en biologie. Résumé : Le rayonnement térahertz se situe dans la gamme électromagnétique entre l'infrarouge lointain et les microondes, correspondant à des fréquences comprises entre 0.1 et 10 THz. Cette zone spectrale est à l'heure actuelle très largement sous-exploitée, mais l’amélioration récente des techniques térahertz offre de très nombreuses perspectives, en particulier dans le domaine de la biologie. Nous avons développé dans notre groupe de nouvelles techniques d'imagerie biologique térahertz. En particulier, la première étude directe et non perturbative des flux ioniques et aqueux à travers la membrane d'un neurone a été démontrée au laboratoire [1]. Ce résultat a été possible par la combinaison du rayonnement térahertz et de l’imagerie en champ proche avec ouverture et la recherche de nouvelles techniques térahertz [2-5], ce qui a permis l’étude des mouvements d’eau à l’intérieur d’un axone en s'affranchissant de la barrière classique de la diffraction. Nous avons ensuite simplifié cette nouvelle technique d’imagerie térahertz en développant l’imagerie par réflexion interne totale dans le domaine térahertz, technique très avantageuse par rapport aux techniques classiques en transmission ou en réflexion. Le travail proposé consiste à utiliser cette nouvelle technique d’imagerie pour étudier les flux ioniques à travers les cellules, avec comme perspectives deux applications. D’une part l’exploration des changements de la membrane cellulaire durant l’électroporation, mécanisme qui consiste à rendre perméable la membrane cellulaire sous l’action d’une impulsion électrique brève et intense. Associé à des médicaments anti-cancéreux, cette technique a déjà permis de soigner plus de 5000 patients, mais l’origine de ce phénomène reste encore partiellement incompris. D’autre part, les pathologies des transports ioniques transmembranaires (associées à la mucoviscidose) peuvent également être investiguées par l’imagerie térahertz.

Imagerie térahertz par réflexion interne totale d’un nerf sciatique de grenouille. [1] J.-B. Masson, M.-P. Sauviat, J.-L. Martin et G. Gallot, PNAS 103, 4808 (2006), Appl. Phys. Lett. 89, 153904 (2006) [2] J.-B. Masson et G. Gallot, Opt. Exp. 14, 11566 (2006) [3] A. Podzorov et G. Gallot, Appl. Opt. 47, 3254 (2008) [4] A. Podzorov, A. Wojdyla et G. Gallot, Opt. Lett. 35, 901 (2010) [5] A. Wojdyla et G. Gallot, Opt. Exp. 19, 14099 (2011) Ce stage pourra se prolonger en thèse. Possibilités de financement, École doctorale de Polytechnique, Bourses Monge (X), Région Ile-de-France.



19/10/2012

Laboratoire : Institut Français de Pondichéry – UMIFRE CNRS n° 3330

Adresse : 11 St Louis Street – 605001 PONDICHÉRY – INDE

Responsable(s) de Stage : Cédric GAUCHEREL

Téléphone : (91) 413 233 4168 Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED SIBAGHE, Montpellier Titre du stage : Modélisation grammaticale d'un réseau moléculaire. Résumé : Ce projet de stage de Master a pour but de modéliser un réseau moléculaire (signalling network) et ses modifications. Le fonctionnement des réseaux d'interaction en biologie reste largement incompris, malgré de récents efforts dans ce sens. Que ce soit pour améliorer notre compréhension du lien entre génotype et phénotype (Karr et al. 2012), ou du développement d’une maladie tel un cancer (Saadatpour et al. 2011), il est important d’adopter des approches intégratives, une fois les principaux processus impliqués dans ces systèmes complexes connus. L’écologie a le même souci (Gaucherel et al. 2012). De nouveaux modèles à base de graphes relationnels sont en plein développement actuellement pour aider à comprendre ces dynamiques complexes faites d’un grand nombre de constituants (Li et al. 2006 ; Saadatpour et al. 2011). Ces réseaux d’interaction se présentent sous la forme d'un graphe pour lequel chaque molécule ou constituant du système (souvent de natures très différentes) est un nœud et chaque arrête est une interaction (un flux ou échange d’information). On analyse ensuite en détail la structure de ce graphe relationnel, voire on le modélise avec parcimonie. Ces approches ont d'ores et déjà donné des résultats encourageants, mais elles ont les défauts de se concentrer sur une structure figée du réseau d'interactions, et elles ne formalisent pas ou mal les dynamiques accueillies. Une approche est prometteuse ici : la modélisation de la dynamique des réseaux elle-même, c'est-à-dire les ajouts/remplacements de nœuds et arrêtes du graphe relationnel décrit plus haut. Il est vrai que peu de données existent sur ce genre de dynamiques, bien que toute apparition et disparition de molécules/entité puisse en constituer une. Il serait sans doute fructueux d'explorer à l'aide d'un modèle théorique ces changements de graphes relationnels biologiques ou écologiques. Dans ce but, on pourra facilement s'appuyer sur les approches dites DS² (Prusinkiewicz & Lindenmayer 1990). Ces dernières ont développé un formalisme puissant à base de grammaires formelles pour modéliser des systèmes dynamiques (DS), dont la structure elle-même change (DS²) (e.g. Gaucherel et al. 2012). Le travail de stage devra être réalisé à l'Institut Français de Pondichéry (IFP), sur une durée minimale de 5-6 mois (voyage offert). Le rapport devra être rédigé en anglais, pour les besoins de la collaboration avec les collègues indiens. Références succinctes

• Assieh Saadatpour, Rui-Sheng Wang, Aijun Liao, Xin Liu, Thomas P. Loughran, Istvan Albert Reka Albert. Dynamical and Structural Analysis of a T Cell Survival Network Identifies Novel Candidate Therapeutic Targets for Large Granular Lymphocyte Leukemia biobio, PLOS Computational Biology, In press.

• Song Li, Sarah Assmann and Réka Albert. Predicting essential components of signal transduction networks: dynamic model of guard cell abscisic acid signaling bio. PLoS Biology 4 (10): e312, 2006.

• A whole-cell computational model predicts phenotype from genotype. Karr JR, Sanghvi JC, Macklin DN, Gutschow MV, Bolival B, Assad-Garcia N, Glass JI, Covert MW. Cell. 2012 Jul 20; 150(2): 389-401.

• Gaucherel, C., Boudon, F., Houet, T., Castets, M., Godin, C., Understanding Patchy Landscape Dynamics: Towards a Landscape Language. PLOS One, In press (2012).



19/10/2012

Laboratoire : Centre de Recherche Paul Pascal – CNRS

Adresse : 115 avenue Schweitzer – 33600 PESSAC

Responsable(s) de Stage : Eric GRELET


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 209 : Sciences Physique et de l'Ingénieur Titre du stage : Auto-organisation de composites formés de virus tubulaires et de quantum dots. Résumé : L’enjeu du projet est l’étude de l’auto-assemblage de particules biologiques anisotropes, les bactériophages fd. Ces macromolécules constituent, en raison de leur exceptionnelle uniformité en taille, un système modèle pour l’étude de l’auto-organisation de la matière condensée [1-3]. Leur grande monodispersité permet l’apparition d’une phase smectique, dont l’arrangement lamellaire est observable directement en microscopie optique, ce que n’autorisent pas les nanoparticules ou polymères de synthèse connus actuellement [4]. Un marquage spécifique en fluorescence permet leur visualisation à l’échelle de la particule unique, permettant ainsi des études fondamentales originales, tant sur la structure que la dynamique de l’auto-organisation [1,3]. Des techniques de biologie moléculaire permettent également de produire des mutants, dont la longueur, la charge, et la flexibilité peuvent être modifiées [2,4]. Plus particulièrement, nous souhaitons étudier les composites formés de virus et de quantums dots (nanoparticules sphériques fluorescentes), où une ségrégation des nanoparticules dans le coeur des défauts topologiques des mésophases est, en autres, attendue. Cette approche est particulièrement prometteuse pour l’étude structurale de la phase colonnaire hexatique, récemment découverte au laboratoire [5]. L’établissement du diagramme de phases, principalement par microscopie optique et de fluorescence et diffusion des rayons X, sera effectué, avec une attention particulière portée sur l’influence de la taille des nanoparticules sur les structures formées [6].

Gauche : Virus fd observé en microscopie électronique et représentation schématique de sa surface. Droite : Exemple d’auto-organisation de particules virales en mésophase cholestérique observée en microscopie optique polarisante. [1] M.P. Lettinga, E. Grelet, Phys. Rev. Lett. 99, 197802 (2007) [2] E. Grelet, S. Fraden, Phys. Rev. Lett. 90, 198302 (2003) [3] F. Tombolato, A. Ferrarini, E. Grelet, Phys. Rev. Lett. 96, 258302 (2006) [4] E. Pouget, E. Grelet, M.P Lettinga, Phys. Rev. E 84, 041704 (2011) [5] E. Grelet, Phys. Rev. Lett. 100, 168301 (2008) [6] N. Puech, et al. Phys. Rev. Lett. 108, 247801 (2012)



19/10/2012

Laboratoire : Institute of Systems and Synthetic Biology (iSSB) / MEGA team

Adresse : Genopole Campus 1 – 5 rue Henri Desbruères – 91030 EVRY cedex

Responsable(s) de Stage : François KEPES


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : GAO (des Génomes aux Organismes) - UEVE / UVSQ Titre du stage : Relation between genome layout and chromosome conformation. Résumé : ABSTRACT The goal of this Master rotation is to start deciphering through a systems modelling approach the relation between genome layout and chromosome configuration. INTRODUCTION The new fact that the MEGA team uncovered and analysed since 2003 is the existence of a collective transcriptional scheme at the scale of the bacterial or yeast cell. This “view from the cell” differs from the traditional “view from the gene” but complements it. The global MEGA project aims at understanding the relations between genome layout, chromosomal configuration and genome expression. Its ambition is to design from scratch a full eubacterial genome. At stakes are an integrated spatio-temporal understanding of the functional organization of the cell nucleus/nucleoid, and an assessment of the impact of transcriptional dynamics in shaping genome architecture. The MEGA team recently unveiled a precise multi-scale organization of both co-regulated genes and phylogenetically conserved genes in bacteria that reveals a deep interplay between genetic regulation, chromosome structuring and replication process. This organization is captured by an interpretative framework called the solenoidal model of chromosomes. OBJECTIVES The objectives are to answer to the following questions. - What is the relation between genome layout and chromosome configuration? - How do chromosomes fold under the influence of co-functional or co-regulated genes? - How stable are these configurations? MODELLING VENUES AND PLAN Recently, coarse-grained models of DNA and chromatin have been used to understand the role of local compaction upon the regulatory mechanisms (e.g. the transition between the heterochromatin and the euchromatin). Extension of these models will take into account the interaction of bivalent transcription factors (TF) that stabilize large scale loops by binding distant TF-binding sites. This will be used to study the effect of the binding site positions (random, specific or regularly positioned) upon the structure that is adopted by the polymers in order to co-localize the binding sites. This approach has been initiated under the European project GENNETEC. I. Junier, O. Martin and F. Képès have devised a tridimensional model based on equilibrium thermodynamics, in which site positions involved in pairwise interactions can be easily tuned (Junier et al., 2010a). This thermodynamic model will now be used to study thoroughly the connection between co-functional or co-regulated sites positioning and chromosome folding/configuration. It will allow to predict genome function/expression, in particular the degree of optimization of transcriptional initiation at given sites. So far, fake chromosomes have been used to systematically explore the relation between chromosome organization and configuration. In the future, real chromosomes will also be considered. Further, it will be important to test the predictive power of the model on real full chromosomes (bacteria, yeast) and on long segments of higher eukaryotic (e.g. human) chromosomes. For instance, folding of artificial chromosomes has invariably resulted in reproducible and stable tridimensional configurations. This stability is incompatible with quick and adaptive re-configuration following an environmental stimulus. We may expect that real chromosomes will fold to configurations with borderline stability, consistent with quick and adaptive re-configurations. This hypothesis, among others, will be tested. STUDENT PROFILE A physics or computer science background, and a strong interest in interdisciplinary studies and in biology.



19/10/2012

REFERENCES THAT PERTAIN TO THIS PROJECT From the MEGA team (chronological): 1. Guelzim, N., Bottani, S., Bourgine, P. & Képès, F. Topological and causal structure of the yeast transcriptional regulatory network. Nature

Genet. 31, 60-63 (2002). 2. Képès, F. Periodic epi-organization of the yeast genome revealed by the distribution of promoter sites. J. Mol. Biol. 329, 859-865 (2003a). 3. Képès, F. & Vaillant, C. Transcription-based solenoidal model of chromosomes. ComPlexUs 1, 171-180 (2003b). 4. Képès, F. Periodic transcriptional organization of the E. coli genome. J. Mol. Biol. 340, 957-964 (2004). 5. Mercier, G., Berthault, N., Touleimat, N., Képès, F., Fourel, G., Gilson, E. & Dutreix, M. A haploid-specific transcriptional response to

irradiation in Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res. 33, 6635-6643 (2005). 6. Matte-Tailliez, O., Hérisson, J., Ferey, N., Magneau, O., Gros, P. E., Képès, F. & Gherbi, R.. Yeast Naked DNA Spatial Organization

Predisposes to Transcriptional Regulation. Lecture Notes in Computer Science 3980, pp. 222 - 231. In "Computational Science and Its Applications - ICCSA 2006: International Conference, Glasgow, UK, May 8-11, 2006. Proceedings, Part I (Editors: Marina Gavrilova, Osvaldo Gervasi, Vipin Kumar, C. J.Kenneth Tan, David Taniar, Antonio Laganà, Youngsong Mun, Hyunseung Choo) (2006).

7. Banzhaf, W., Beslon, G., Christensen, S., Foster, J.A., Képès, F., Lefort, V., Miller, J.F., Radman, M. & Ramsden, J.J. From Artificial Evolution to Computational Evolution: a research agenda. Nature Reviews Genetics 7, 729-735 (2006).

8. Leclercq S & Képès F. Épigénomique et Morphodynamique. Proceedings of "Déterminismes et complexités : de la physique à l'éthique (autour d'Henri Atlan)" (eds. Bourgine, Chavalarias, Cohen-Boulakia), La Découverte, Paris ; ISBN 978-2-7071-5090-5 (2008).

9. Rohlf, T., Junier, I. & Képès, F. Gene regulation in time and space: a model of the interdependence between genome structure and gene network dynamics. Proceedings of the 5th International q-bio Conference (Santa Fe Institute), 123-125 (2010).

10. Junier, I., Martin, O., & Képès, F. Spatial and topological organization of DNA chains induced by gene co-localization. PLoS Computational Biology 6(2): e1000678 (2010a).

11. Junier, I., Hérisson, J., & Képès, F. Efficient detection of periodic patterns within small datasets. Algorithms for Molecular Biology 5:31 (2010b).

12. Elati, M., Fekih, R., Nicolle, R., Junier, I., Hérisson, J. and Képès, F. (2011). Boosting binding sites prediction using gene’s positions. Algorithms in Bioinformatics - Lecture Notes in Computer Science 6833, 92-103.

13. Képès, F., Jester, B.C., Lepage, T., Rafiei, N., Rosu, B. and Junier, I. (2012). The layout of a bacterial genome. FEBS Lett. 586, 2043-2048.

14. Junier, I., Hérisson, J. and Képès, F. (2012). Genomic Organization of Evolutionarily Correlated Genes in Bacteria: Limits and Strategies. J. Mol. Biol. 419, 369-86.

15. Junier, I., Dale, R., Hou, C., Képès, F. and Dean, A. (2012). CTCF-mediated transcriptional regulation through cell type-specific chromosome organization in the β-globin locus. Nucleic Acids Res. 2012 June 16.

From other sources (alphabetical): 1. Alekshun MN & Levy SB. Regulation of chromosomally mediated multiple antibiotic resistance: the mar regulon. Antimicrob Agents

Chemother 41, 2067-75 (1997). 2. Banzhaf W, On the Dynamics of an Artificial Regulatory Network, in: Banzhaf W, Christaller T, Dittrich P, Kim J & Ziegler J (ed.), Advances

in Artificial Life, Proceedings of the 7th European Conference (ECAL-2003), Springer, Berlin, 2003, 217-227 (2003). 3. Becskei A & Serrano L. Engineering stability in gene networks by autoregulation. Nature 405, 590-3 (2000). 4. Cook PR. A model for all genomes: the role of transcription factories. J Mol Biol 395, 1-10 (2010). 5. Eiben A. E. & Schoenauer M. Evolutionary computing, Information Processing Letter, 82, 1-6 (2002). 6. Endy D, You L, Yin J & Molineux IJ. Computation, prediction, and experimental tests of fitness for bacteriophage T7 mutants with permuted

genomes. Proc Natl Acad Sci U S A 97, 5375-80 (2000). 7. Glass JI, Assad-Garcia N, Alperovich N, Yooseph S, Lewis MR, Maruf M, Hutchison CA 3rd, Smith HO & Venter JC. Essential genes of a

minimal bacterium. Proc Natl Acad Sci U S A 103, 425-30 (2006). 8. Huynen MA & Bork P. Measuring genome evolution. Proc Natl Acad Sci U S A 95, 5849-56 (1998). 9. Lee, T. I. et al. Transcriptional regulatory networks in Saccharomyces cerevisiae. Science 298, 799-804 (2002). 10. Martin RG & Rosner JL. Genomics of the marA/soxS/rob regulon of Escherichia coli: identification of directly activated promoters by

application of molecular genetics and informatics to microarray data. Mol Microbiol 44, 1611-24 (2002). 11. Mathelier A & Carbone A. Chromosomal periodicity and positional networks of genes in Escherichia coli. Mol Syst Biol 6, 366 (2010). 12. Miller OL Jr, Hamkalo BA & Thomas CA Jr. Visualisation of bacterial genes in action. Science 169, 392-395 (1970). 13. Dröge P & Müller-Hill B. High local protein concentrations at promoters: strategies in prokaryotic and eukaryotic cells. Bioessays 23, 179-

83 (2001). 14. Posfai G, Plunkett G 3rd, Feher T, Frisch D, Keil GM, Umenhoffer K, Kolisnychenko V, Stahl B, Sharma SS, de Arruda M, Burland V,

Harcum SW & Blattner FR. Emergent properties of reduced-genome Escherichia coli. Science 312, 1044-6 (2006). 15. Ren, B. et al. Genome-wide location and function of DNA binding proteins. Science 290, 2306-2309 (2000). 16. Schoenfelder S, et al. Preferential associations between co-regulated genes reveal a transcriptional interactome in erythroid cells. Nat

Genet. 42, 53-61 (2010). 17. Shen-Orr, S. S., Milo, R., Mangan, S. & Alon, U. Network motifs in the transcriptional regulation network of Escherichia coli. Nature Genet.

31, 64-68 (2002). 18. Sumedha S. & Weigt M. (2008) cond-mat: arXiv:0801.1480v1. 19. Vilar JM & Leibler S. DNA looping and physical constraints on transcription regulation. J Mol Biol 331, 981-9 (2003). 20. Wright MA, Kharchenko P, Church GM & Segrè D. Chromosomal periodicity of evolutionarily conserved gene pairs. Proc Natl Acad Sci U

S A 104, 10559-64 (2007). 21. Xu M & Cook PR. Similar active genes cluster in specialized transcription factories. J Cell Biol 181, 615-623 (2008).

http://arxiv.org/abs/0801.1480v1


19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Physique et Mécanique des Milieux Hétérogènes

Adresse : ESPCI – 10 rue Vauquelin – 75252 PARIS Cedex 05

Responsable(s) de Stage : Evelyne KOLB – C. HARTMANN – P. GENET


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 389 : La Physique, De La Particule A La Matière Condensée Titre du stage : Effet de la contrainte mécanique sur la morphogénèse racinaire. Résumé : L’idée que la variété des processus de croissance et des formes rencontrées dans la nature peut être en partie le résultat de contraintes mécaniques est une problématique actuelle qui s’est d’abord développée dans le domaine des cellules animales. En comparaison pour le règne végétal, il existe relativement peu d’études consacrées à la morphogénèse sous contrainte mécanique et le développement des racines reste encore mystérieux. Pourtant la résistance à la pénétration d’un milieu influe directement sur la vitesse d’élongation de la racine et sur l’architecture racinaire. En retour, les effets mécaniques induits par la croissance des racines sont facilement visibles et restructurent notre environnement quotidien (fissuration et fractionnement des bétons, monuments, roches et réorganisation des sols). Les mécanismes en restent encore mal connus bien qu’ils intéressent plusieurs communautés scientifiques (physiciens et biologistes, mécaniciens, agronomes, écologues, géomorphologues, etc.). L’objectif de notre équipe est d’étudier le couplage entre la croissance racinaire et les contraintes mécaniques exercées par le milieu extérieur à différentes échelles (macroscopique, tissulaire et cellulaire). Dans une étude précédente [Kolb et al, Plant and Soil 2012], nous avons mesuré la force radiale exercée par une jeune racine lorsqu’elle pénètre dans un milieu granulaire modèle, constitué de deux grains photoélastiques séparés par un interstice de taille contrôlable. Ce montage a permis une analyse en continu (sur plusieurs jours) de la dynamique de la croissance et de la morphologie d’une racine contrainte radialement et du développement des forces racinaires en réaction à cette contrainte par le biais de la photoélasticité (voir Fig.1). Dans ce projet de stage/thèse, nous envisageons de contraindre mécaniquement la racine dans une géométrie tridimensionnelle. Nous proposons de modéliser l’élasticité locale du sol vue par la racine, par des tubes de rigidité variable dans lesquels la racine sera amenée à croître (Fig. 2). Ces tubes seront réalisés dans un polymère déformable de géométries et de propriétés mécaniques ajustables. Par analyse des images obtenues, nous mesurerons l’évolution dynamique des paramètres morphologiques macroscopiques tels que le diamètre racinaire avant et après le tube ainsi que les vitesses de croissance axiale. A une échelle plus fine, nous identifierons également les déformations locales du tube (dont la surface externe a été préalablement mouchetée) via une technique dérivée de la PIV (Particule Image Velocimetry), ce qui permettra de quantifier les contraintes mécaniques développées par la racine. Ces mesures macroscopiques de la morphologie racinaire en réponse à la contrainte mécanique exercée par le tube polymérique pourront être également complétées par des mesures à l’échelle tissulaire (PIV pour accéder aux taux de déformation locaux) voire cellulaire (marquage fluorescent des parois cellulaires et analyse de la texture).

Fig. 1: Croissance d’une racine de pois-chiche (ø ≈1 mm) entre deux disques photoélastiques. La croissance radiale de la racine conduit à une compression des disques voisins. La position et le nombre de franges noires apparaissant dans les disques éclairés en lumière monochromatique entre polariseurs circulaires permet de remonter à la force radiale exercée par la racine.

Fig. 2 : Croissance d’une racine de pois-chiche dans un tube élastique (gaine violette). La texture du tube est mouchetée pour des analyses de PIV.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Évolution, Génomes, et Spéciation

Adresse : Avenue de la terrasse, Bâtiment 13 – 91198 GIF sur YVETTE

Responsable(s) de Stage : Arnaud Le ROUZIC


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 426 « Gènes, Génomes, Cellules », Université Paris-Sud Titre du Stage : Simulation des propriétés évolutives de la relation génotype-phénotype. Les propriétés du lien entre les gènes et les caractères morphologiques, physiologiques, et comportementaux reste un des problèmes centraux de la biologie, et concerne des disciplines aussi diverses que la médecine, l’amélioration des plantes, la génomique, et la génétique évolutive. Au cours des dernières décennies, les progrès techniques et scientifiques ont ouvert de nouvelles voies, en particulier avec le séquençage de génomes complets, et avec l’amélioration des connaissances sur le métabolisme et le fonctionnement des réseaux de régulation des gènes. La simulation des interactions entre gènes et de leur influence sur le phénotype de l’individu reste cependant largement limitée par la complexité des processus sous-jacents, et la reproduction in silico d’une relation génotype-phénotype réaliste, de ses propriétés émergeantes, ainsi que de son évolution au fil des générations, constitue un défi scientifique majeur. L’objectif de ce projet est d’étudier les propriétés de relations génotype-phénotype complexes, basées sur un modèle réaliste. Au cours de la dernière décennie, un cadre théorique prometteur a pu être mis en place, en particulier grâce au modèle "multi-linéaire" [1, 2, 3], assez simple pour permettre une approche analytique et pour dériver des modèles statistiques applicables aux données empiriques [4, 5]. Cependant, ce type de modèle reste très contraint, et la possibilité de généraliser ces résultats est difficile à évaluer. Nous souhaitons mettre en place un modèle plus réaliste et plus flexible, basé sur le modèle de génétique quantitative "noia" [6, 7]. Ce modèle, développé en collaboration avec J.M. Álvarez-Castro (Université de Santiago de Compostela, Espagne) sera exploré par simulation. De telles simulations individu-centrées sont facilement parallélisables, mais restent extrêmement demandeuses en ressources, les populations pouvant comporter plusieurs milliers d’individus, et évoluer sur plusieurs milliers de générations [8]. Parmi les questions scientifiques auxquelles ce travail pourra contribuer, l’homogénéité (ou l’absence d’homogénéité) des résultats entre notre modèle et les approximations existantes occupera une place prépondérante. En effet, les propriétés émergentes des différents modèles de relation génotype-phénotype sont encore mal connues. Confirmer ou infirmer l’idée que l’évolution à long terme de caractères déterminés par des mécanismes biologiques différents puisse être modélisée de manière simple pourrait constituer une avancée théorique majeure. Ce travail ouvrira également la voie vers l’étude de l’évolution des relations entre gènes (épistasie) [9], ainsi que des corrélations entre caractères (pléiotropie) [10], deux problématiques majeures en génétique quantitative évolutive car elles conditionnent la capacité d’une population ou d’une espèce à évoluer suite à un changement de l’environnement où à une pression de sélection artificielle. [1] Hansen, T. F & Wagner, G. P. (2001) Modeling genetic architecture: A multilinear theory of gene interaction Theor. Popul. Biol. 59, 61–86. [2] Carter, A. J. R, Hermisson, J, & Hansen, T. F. (2005) The role of epistatic gene interactions in the response to selection and the evolution of evolvability Theor. Popul. Biol. 68, 179–196. [3] Hansen, T. F, Alvarez-Castro, J. M, Carter, A. J. R, Hermisson, J, & Wagner, G. P. (2006) Evolution of genetic architecture under directional selection Evolution 60, 1523–1536. [4] Pavlicev, M, Le Rouzic, A, Cheverud, J. M, Wagner, G. P, & Hansen, T. F. (2010) Directionality and scale of epistasis a murine intercross population Genetics 185, 1489–1505. [5] Le Rouzic, A, Hansen, T, & Houle, D. (2011) A modelling framework for the analysis of artificial selection-response time series Genetics Research. [6] Álvarez-Castro, J & Carlborg, Ö. (2007) A unified model for functional and statistical epistasis and its application in quantitative trait loci analysis Genetics 176, 1151–1167. [7] Le Rouzic, A & Álvarez-Castro, J. M. (2008) Estimation of genetic effects and genotype-phenotype maps. Evol. Bioinform. 4, 225–235. [8] Le Rouzic, A, Boutin, T. S, & Capy, P. (2007) Long-term evolution of transposable elements. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 19375–19380. [9] Le Rouzic, A & Carlborg, O. (2008) Evolutionary potential of hidden genetic variation. Trends Ecol Evol 23, 33–37. [10] Wagner, G. P & Zhang, J. (2011) The pleiotropic structure of the genotype-phenotype map: the evolvability of complex organisms. Nat. Rev. Genet. 12, 204–213. Profil souhaité Nous recherchons un étudiant motivé par la biologie théorique, autonome en programmation. Des bases solides en statistiques ou la capacité de développer une approche analytique seraient un plus. Une poursuite en thèse (via une bourse de l'école doctorale) est envisageable.



19/10/2012

Laboratoire : UMR de génétique végétale, Ferme du Moulon, INRA/Université Paris-Sud/CNRS, Équipe Génétique Quantitative Fondamentale Adresse : Ferme du Moulon – 91190 GIF sur YVETTE

Responsable(s) de Stage : Judith LEGRAND (biomathématiques/biostatistiques) Delphine SICARD (génétique des populations)


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Modélisation de la dynamique évolutive de la levure Saccharomyces cerevisiae. Résumé : Le laboratoire d'accueil travaille sur la biodiversité, la génétique des populations et l’évolution de différents organismes dont les levures. Nous recherchons un théoricien intéressé par la biologie ou un biologiste ayant des compétences en modélisation pour répondre à une problématique biologique. L’objectif du stage est de développer un modèle de la dynamique évolutive de la levure Saccharomyces cerevisiae permettant d’étudier l’adaptation de différentes souches à leur environnement et l’évolution des traits d’histoire de vie liés au métabolisme (taux de croissance en respiration et fermentation, capacité maximale…). Lors de la phase fermentaire, les levures Saccharomyces cerevisiae utilisent une source carbonée comme le glucose pour accroître leur biomasse et se reproduire. On peut distinguer deux types de stratégies d’histoire de vie métaphoriquement appelés « cigale » et « fourmi ». Les souches de type « fourmi », de petite taille, consomment les ressources lentement mais efficacement contrairement aux souches de type « cigale », plus grosses, qui consomment les ressources du milieu rapidement et se reproduisent lentement mais ont une meilleure survie lors des périodes où les ressources du milieu viennent à manquer. Les stratégies d’histoire de vie changent selon le milieu dans lequel les souches évoluent. On se demande ce qui contraint l’évolution vers une stratégie d’histoire de vie ou une autre. Le candidat retenu devra : 1) maîtriser les travaux de modélisation de la dynamique évolutive de micro-organismes publiés récemment dans la littérature ; 2) analyser les données recueillies lors d’une expérience d’évolution au laboratoire où les traits d’histoires de vie de plusieurs souches de Saccharomyces cerevisiae ont évolué dans quatre milieux différents ; 3) en s’appuyant sur les deux points précédents, construire et analyser un modèle incluant notamment a) la pléiotropie des mutations qui entraine des variations dans un paysage phénotypique multidimensionnel ; b) les compromis évolutifs dus aux contraintes métaboliques (taux de croissance de la population/rendement, taux de croissance de la population/taux de croissance individuel…) ; c) les phases de fermentation et de respiration. Le stage s’effectuera au sein d’une équipe pluridisciplinaire (biologie/mathématiques/physique) et le candidat retenu sera encadré par une biomathématicienne et une généticienne des populations. Ce stage pourrait se poursuivre par une thèse.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Physique Théorique et Modèles Statistiques (LPTMS)

Adresse : 15 rue Georges Clémenceau – 91405 ORSAY cedex

Responsable(s) de Stage : Martin LENZ


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107 – École doctorale de Physique de la Région Parisienne Titre du stage : Contractilité des gels biologiques désordonnés : un nouveau paradigme (stage théorique) Résumé : Les cellules vivantes se meuvent en grande partie grâce à l’interaction des filaments d’actine, sorte de câbles semi-rigides, et des moteurs moléculaires myosine, qui font coulisser ces câbles les uns par rapport aux autres. Un préjugé répandu inspiré de l’organisation de nos muscles voudrait que ce simple coulissement rende compte de tous les mouvements basés sur l’actine et la myosine. Nous mettons en question l’application de ce dogme aux systèmes d’actine désordonnés, ouvrant la possibilité de redéfinir une part majeure de notre compréhension du mouvement cellulaire. À une dimension, nous avons récemment montré que les mécanismeS à l’œuvre dans les muscles ne suffisent pas à expliquer la contraction observée in vivo et in vitro, et ce pour des raisons de symétrie. Nous avons proposé un mécanisme, validé expérimentalement, de brisure de symétrie permettant la contraction fondé sur la réponse mécanique non-linéaire de l’actine. Nous voulons étendre ces idées à 2 et 3 dimensions. La géométrie du problème y est beaucoup plus riche, impliquant une compétition entre plusieurs mécanismes de brisure de symétrie. On étudiera d’abord le rôle de différents modes de déformation locale de l’actine (stage), pour ensuite s’intéresser à des modes de déformation collective (thèse). On envisagera en particulier les déformations non-affines caractéristiques des réseaux de filaments semi-rigides, notamment au voisinage des points critiques isostatique et de percolation de rigidité (coll. C. Broedersz, Princeton).

Demandes de contact informel bienvenues – je suis à Paris les lundis pour discuter.

Expériences 2D de M. Murrell & M. Gardel (Chicago) permettant de valider nos prédictions



19/10/2012

Laboratoire : iRTSV Grenoble, LPCV, équipe Cytosquelette et Morphogénèse

Adresse : CEA, rue des Martyrs, 38054 Grenoble

Responsable(s) de Stage : Alphée MICHELOT Laurent BLANCHOIN


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 47 de Physique de Grenoble Titre du stage : Mécanisme d’assemblage d’un anneau contractile d’actine. Résumé : Mots clés: Cytosquelette d'actine; Forces contractiles; Biomimétisme; Micropatterning et Imagerie. Les filaments d'actine sont un des constituants principaux du cytosquelette des cellules, leur assemblage en un réseau tridimensionnel complexe servant d'architecture interne. La dynamique de ces réseaux de polymères permet notamment aux cellules d'exercer des forces, pour changer de forme, se déplacer et se diviser. Au cours de la division cellulaire, une structure particulière appelée anneau contractile d'actine se forme, et sa contraction produit la force qui est indispensable aux cellules pour se diviser en 2 cellules filles en fin de mitose (Figure 1). Alors que la plupart des protéines impliquées lors de la formation et pour la contraction de l'anneau ont été identifiées, la façon dont ces protéines coopèrent pour organiser le réseau et exercer les forces contractiles reste largement inconnue. Pour cette raison, le laboratoire est en train de mettre au point un système biomimétique, permettant de reconstituer in vitro l'assemblage et la contraction d'un anneau d'actine à partir de protéines purifiées. Ce système utilise des microtechnologies avancées, permettant de lier avec une géométrie définie certaines protéines responsables de l'assemblage de l'anneau sur des surfaces de verre micropatternées (Figure 2). Le but du stage proposé sera pour l'étudiant de se familiariser avec le système biomimétique mis en place, puis de comprendre l'effet produit par certaines protéines régulatrices telles que les myosines de type II lors de la contraction de la structure. Ces résultats devraient nous permettre d'élaborer des hypothèses sur la façon dont l'activité individuelle des protéines régulatrices influe sur les propriétés géométriques et dynamiques des assemblages complexes de filaments d'actine. Ultérieurement, nous espérons que les résultats de ces expériences pourront être intégrés dans une modélisation numérique de l'anneau contractile, afin de vérifier les hypothèses émises et de quantifier les forces mises en jeu.

Figure 1: Assemblage et contraction de l'anneau d'actine au cours de la division cellulaire, suivie grâce à des marqueurs de l'actine. En haut, chez D. discoideum (Gerish et al., 2000). En bas, chez la levure S. pombe (Wu et al., 2006).

Figure 2: Reconstitution de l'assemblage d'un anneau contractile d'actine in vitro sur micropattern à partir de protéines purifiées (Reymann et al., 2012). Quelques références: 1/ Pollard, Current Opinion in Cell Biology, 2010

2/ Reymann et al., Science, 2012




19/10/2012

Laboratoire : Physico-Chimie Curie – UMR168

Adresse : 11, rue Pierre et Marie Curie – 75231 Paris Cedex 05

Responsable(s) de Stage : Pierre NASSOY


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 387 (EDIV) ED 474 (FDV) Titre du stage : Combat de cellules dans des capsules. Résumé : En collaboration avec le groupe de biologie cellulaire de Danijela Vignjevic (UMR 144, Institut Curie) et le laboratoire de physico-chimie de Jérôme Bibette (LCMD, ESPCI), nous avons récemment développé une plateforme de production contrôlée de sphéroïdes multicellulaires. Cette technologie est inspirée d’une création culinaire, les Perles de Saveur, brevetée par J. Bibette et le chef gastronomique Thierry Marx. Elle repose sur l’utilisation d’un dispositif microfluidique de co-extrusion et permet d’encapsuler des cellules, puis de cultiver des sphéroïdes d’une centaine de microns de rayon. Ces sphéroïdes sont des modèles 3D in vitro de micro-tumeurs. En utilisant nos capsules creuses comme senseurs mécaniques, nous avons mesuré la pression exercée par un sphéroïde en croissance sur le milieu environnant. Il est maintenant bien accepté que la progression tumorale est un processus multifactoriel, en partie contrôlée par les propriétés mécaniques des tissus environnants (stroma). Dans le cadre de ce stage, nous souhaitons étendre notre étude en considérant la compétition entre deux types de cellules au sein d’une même capsule. Un autre aspect visera à modifier l’approche actuelle pour couvrir les sphéroïdes produits d’une membrane basale artificielle, première barrière à l’échappement de cellules hors de la tumeur et à l’invasion de l’organisme. Ce projet est intrinsèquement et concrètement pluridisciplinaire. L’étudiant(e) travaillera à la fois dans le laboratoire de biologie et dans celui de physique de l’Institut Curie. La supervision quotidienne sera réalisée par Kévin Alessandri (doctorant 3ème année – [email protected] ) pour la partie fabrication de capsules et par Vasily Gurchenkov (Ingénieur de Recherche – [email protected] ) pour la microscopie optique.





19/10/2012

Laboratoire : Lab. de Neurophysiologie et Nouvelles Microscopies Adresse : CNRS UMR8154 – INSERM U603 – Université Paris Descartes 45 rue des Saints Pères, 75006 PARIS Responsable(s) de Stage : Martin OHEIM Téléphone : 01 42 86 42 21 Email : [email protected] N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107 : Physique de la Région Parisienne ED 518 : Matière Condensée et Interfaces ED 389 : Physique de la particule à la Matière Condensée ED 474 : Interdisciplinaire Frontières du Vivant ED Gc2iD : Génétique, Biologie Cellulaire, Immunologie, Infectiologie et Développement Titre du stage : “Confocal” TIRF: effects of back-focal plane Fourier-filtering on TIRF image signal and contrast Résumé : Contexte : L’imagerie par champ évanescent est une variante de la microscopie par fluorescence particulièrement adaptée à l’étude de fluorophores proche à une interface diélectrique. La méthode repose sur la réflexion totale interne qui confine l’excitation fluorescente à une mince couche proche à l’interface réfléchissante (champ évanescent). Appliquée à l’imagerie cellulaire, cette microscopie permet l’imagerie dynamique de molécules individuelles ou d’organites subcellulaires, sur de grands champs de vue et avec une bonne résolution temporelle [1, 2]. Le développement d’objectifs à immersion ayant une forte ouverture numérique (1.45-1.49) a rendu possible l’imagerie par champ évanescent dans une géométrie épifluorescente, à travers l’objectif [3]. Cependant, cette variante résulte en un champ évanescent moins « propre » et la présence d’un fond non-évanescent et non-uniforme à travers le champ de vue [4-5] qui pose un problème majeur dans un contexte d’imagerie quantitative et

aussi de microscopie super résolue par éclairement structuré [6]. Figure : Images TIRF d’un astrocyte en culture, marqué au FM2-10, colorant qui s’accumule dans les lysosomes astrocytaires (ref.[2]). Gauche, image pris en champ évanescent tournant ‘spinning TIR’, spTIR et en champ évanescent unidirectionnel classique (à droite). On reconnait une forte diffusion en avant de la lumière coïncidente avec la direction de propagation du champ évanescent et abolie dans l’image spTIR. Barre d’échelle 10 µm. Objectif : Ce stage a pour but d’identifier, d’évaluer l’importance relative et

d’éliminer les sources de lumière non confinée dans un microscope TIRF maison. Utilisant notre ‘programmable light engine’ [7] en combinaison avec l’imagerie de la lumière diffuse, des modélisations et des techniques de filtrage de plan Fourier arrière de l’objectif [3,8], ce travail vise au développement et à la caractérisation d’un dispositif optique simple pour rendre les images acquises en champ évanescent (classique ou super résolu) plus facilement quantifiable. Perspective : Le travail impliquera une interaction forte avec des modélisateurs de systèmes optiques (ZEMAX), des experts de la diffusion optique (à Marseille) et des développeurs au sein de l’industrie photonique (à Munich). Le ou la stagiaire développera des connaissances des digital micromirror devices (DMDs) et des modulateurs de front d’onde (spatial light modulators, SLMs). Ce stage pourra se poursuivre par une thèse. ●● articles directement lié au projet. [1] Axelrod, D (2008). Total internal reflection fluorescence microscopy. Meth. Cell. Biol. 89: 169-221 ; [2] Li, D et al. (2010) FM dyes enter via a store-operated calcium channel and modify calcium signaling of cultured astrocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 106: 21960-65; [3] ●● Axelrod, D. (2001). Selective imaging of surface fluorescence with very high aperture microscope objectives. J. Biomed. Opt. 6: 6-13 ; [4] Schapper, FG , Gonçalves JT and M Oheim (2003). Fluorescence imaging with two-photon evanescent wave excitation." Eur. Biophys. J. 32: 635-643. [5] ●● Mattheyses, AL and D Axelrod (2006). Direct measurement of the evanescent field profile produced by objective-based total internal reflection fluorescence. J. Biomed. Opt. 11: 014006 ; [6] Kner, P et al. (2009) Super-resolution video microscopy of live cells by structured illumination. Nat. Methods 6: 339-42; ●● [7] van ‘t Hoff, de SarS V and M Oheim (2008) A programmable light engine for quantitative single-molecule TIRF and HILO imaging. Opt.Express 16: 18495. ●● [8] Barroca T et al. (2011) Full-field supercritical angle fluorescence microscopy for live cell imaging. Opt. Lett. 36: 3051-53.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Adhésion et Inflammation – INSERM UMR 1067/CNRS UMR 73333

Adresse : Campus de Luminy – Bâtiment TPR2 – Bloc 5 – 163 avenue de Luminy – Case 937 – 13288 MARSEILLE Cedex 09

Responsable(s) de Stage : Pierre-Henri PUECH


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : NA Titre du stage : Reconnaissance et adhésion des cellules T : "vos peptides, s'il vous plaît !" Résumé : A l'interface entre la physique, la biologie et la médecine, nous nous proposons d'étudier la reconnaissance moléculaire à l'origine d'un mécanisme à la base de l'extraordinaire capacité du système immunitaire à discriminer entre le soi (ses propres cellules) et le non-soi (des pathogènes ou des cellules \malades"). Notre modèle utilise les lymphocytes T, dont une catégorie est connue pour être les \tueurs" de l'organisme, chargés d'éliminer les agresseurs. Lorsqu'une cellule T, se déplaçant à travers l'ensemble de l'organisme, rencontre une cellule qu'elle souhaite identifier, elle vient accoler sa membrane à la sienne et lit, grâce à un récepteur nommé TCR (pour T Cell Receptor), des peptides présentés à la surface de la cellule. Ces peptides sont une sorte de carte d'identité de la cellule et signalent (1) si elle fait bien partie de l'organisme et (2) si elle est parasitée. Suivant la réponse que la cellule T lit (et ce par des mécanismes encore mal définis), la conséquence pour la cellule peut être dramatique : la cellule T peut alors l'exécuter... pour assurer la défense de l'organisme. Ces phénomènes sont impliqués dans la résistance à des virus ou autres parasites, mais aussi dans des phénomènes tels que la réjection de greffes. Nous nous intéressons, au sein du Laboratoire Adhésion et Inflammation (Inserm U1067, Luminy et Hôpital de la Conception), au lien entre la reconnaissance à l'échelle de la molécule unique entre le TCR et les protéines présentant les peptides à la surface des cellules et la réponse de la cellule T _a ce signal. Notre approche repose sur l'utilisation de techniques innovantes de biophysique dont la très haute résolution permet l'accès à de telles interactions moléculaires et à leur conséquences, telles que la chambre à flux, la microscopie à force atomique (AFM), la mesure de force par biomembrane force probe (BFP) et micropipettes, et les microscopies par contraste interférentiel (RICM) et de fluorescence en réflection totale (TIRFM). Le sujet de M2 / thèse proposé portera sur cette thématique de reconnaissance et d'adhésion, depuis la molécule unique jusqu'à la réponse de la cellule. Le stagiaire développera, en collaboration avec les chercheurs statutaires du laboratoire, les protocoles d'étude du phénomène, participera à la construction de la technique de BFP et aura à sa disposition les techniques évoquées ci-dessus, toutes déjà en place au laboratoire. Ce sujet offre une approche unique de la physique par un biologiste, au sein d'une équipe soudée et fortement pluridisciplinaire (physiciens, biologistes et médecins) autour d'une thématique ayant de fortes applications en santé humaine. Références [1] Ashwell, J. D. (2004). Antigen-driven t cell expansion : a_nity rules. Immunity, 21(5) :603{604. [2] Dustin, M. L. (2006). Impact of the immunological synapse on t cell signaling. Results Probl Cell Di_er, 43 :175{198. [3] Evans, E., Heinrich, V., Leung, A., and Kinoshita, K. (2005). Nano- to microscale dynamics of p-selectin detachment from leukocyte interfaces. i. membrane separation from the cytoskeleton. Biophys J, 88(3) :2288{2298. [4] Merkel, R., Nassoy, P., Leung, A., Ritchie, K., and Evans, E. (1999). Energy landscapes of receptor-ligand bonds explored with dynamic force spectroscopy. Nature, 397(6714) :50{53. [5] Rudolph, M. G., Luz, J. G., and Wilson, I. A. (2002). Structural and thermodynamic correlates of t cell signaling. Annu Rev Biophys Biomol Struct, 31 :121{149. [6] Rudolph, M. G., Stan_eld, R. L., and Wilson, I. A. (2006). How tcrs bind mhcs, peptides, and coreceptors. Annu Rev Immunol, 24 :419{466. [7] Zhu, C., Long, M., Chesla, S. E., and Bongrand, P. (2002). Measuring receptor/ligand interaction at the single-bond level : experimental and interpretative issues. Ann Biomed Eng, 30(3) :305{314.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Physique Cellulaire

Adresse : ISIS – 8 Allée Gaspard Monge – BP 70028 – 67083 STRASBOURG Cedex

Responsable(s) de Stage : Daniel RIVELINE


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Morphogénèses in vitro. Résumé : Le Laboratoire de Physique Cellulaire à Strasbourg propose un sujet à l'Interface entre la Physique et la Biologie. Il s'agira de mimer des transformations importantes pendant la morphogénèse sur des tests cellulaires in vitro. Les résultats seront comparés aux phénomènes analogues in vivo. Le travail impliquera de la biologie cellulaire, de la physique expérimentale, de la modélisation. Suivant les goûts du candidat, le sujet sera orienté vers la thématique la plus appréciée. Le stage de Master II pourra déboucher sur une thèse. Localisé à l'ISIS et à l'IGBMC, le Laboratoire de Physique Cellulaire permet de réaliser des expériences qui demandent une variété d'approches expérimentales, en étroite interaction avec les équipes compétentes en biologie du développement, en théorie, en chimie.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire d'Optique et Biosciences

Adresse : École Polytechnique – 91128 PALAISEAU

Responsable(s) de Stage : Marie-Claire SCHANNE-KLEIN


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 447 Titre du stage : Imagerie quantitative de biopolymères par génération de second harmonique résolue en polarisation. Résumé : Le développement de la microscopie optique non-linéaire a constitué ces dernières années une avancée importante pour l'imagerie tridimensionnelle des tissus biologiques. Cependant, les signaux cohérents de biomolécules organisées de façon hétérogène à l’échelle submicrométrique, en particulier la génération de second harmonique (SHG) par le collagène, restent mal caractérisés en raison de la complexité des processus physiques mis en jeu. Pour y remédier, nous proposons de combiner modélisations et expériences sur des systèmes modèles issus de l'ingénierie tissulaire. Nous avons en effet montré récemment qu’il est possible d’imager avec un excellent contraste du collagène organisé in vitro sous forme cristal-liquide ou sous forme fibrillaire (De Sa Peixoto et al, Soft Matter 2010, Bancelin et al, BOE 2012). L'objectif principal de cette thèse sera donc de caractériser le signal SHG de fibrilles de collagène isolées ou organisées selon diverses distributions biomimétiques. Il s’agit tout d’abord d’obtenir une mesure quantitative de la réponse SHG de fibrilles d'un diamètre de quelques dizaines de nanomètres, c'est à dire inférieur aux dimensions du volume focal et à la longueur d'onde optique, et de modéliser cette réponse en régime fortement focalisé à partir de la réponse moléculaire. Des premières mesures ont été effectuées sur des fibrilles isolées synthétisées in vitro et ont permis de déterminer le seuil de sensibilité de la microscopie SHG par corrélation à des mesures de microscopie électronique (collaboration C. Aimé et G. Mosser, LCMCP, CNRS/UPMC). Des mesures résolues en polarisation doivent maintenant être réalisées pour déterminer complètement le tenseur de la réponse SHG, tant à l’échelle moléculaire qu’à l’échelle fibrillaire, notamment les composantes chirales caractéristiques de l'organisation hélicoïdale du collagène. Ces mesures SHG résolues en polarisation seront ensuite réalisées sur des systèmes denses cristal-liquide ou fibrillaire (cornée ou matrices denses orientées). Il sera alors nécessaire de modéliser les effets cohérents en tenant compte de l'hétérogénéité spatiale pour obtenir des mesures quantitatives de la densité du collagène imagé. Des stratégies pragmatiques de traitement d'image seront aussi élaborées pour corréler les signaux obtenus aux différents paramètres physico-chimiques d'intérêt, en particulier pour suivre les processus de co-fibrillogenèse. Enfin, cette étude sera appliquée à la caractérisation quantitative de substituts tissulaires et à la détection de remodelages tissulaires liés à des pathologies ou à des contraintes mécaniques. Renseignements supplémentaires : http://www.lob.polytechnique.fr/accueil/la-recherche/microscopies-avancees-et-physiologie-destissus/ generation-de-second-harmonique-dans-les-tissus-biologiques/



19/10/2012

Laboratoire : Gulliver CNRS/ESPCI

Adresse : 10 rue Vauquelin – 75231 PARIS Cedex 05

Responsable(s) de Stage : Pierre SENS


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107 ED 389 ED 518 Titre du stage : Description physique des organelles cellulaire – auto organisation de l’appareil de Golgi. Résumé : En Biologie, on tente souvent de comprendre un processus cellulaire en identification des protéines et autres molécules impliquées, et en mesurant les taux de réaction entre les différents protagonistes. Un élément souvent absent de ce type de description est la manière dont les informations spatiales et temporelles sont couplées par des processus de diffusion ou de transport actif. Ce couplage spatio-temporel semble particulièrement important pour l’organisation interne des cellules biologiques, et pourrait partiellement contrôler les échanges entre organelles cellulaires. Lors de ce stage et/ou de cette thèse, nous nous attacherons à introduire cette corrélation spatio-temporelle dans la description de l’appareil de Golgi. C’est un organelle particulièrement fascinant et d’importance cruciale pour la cellule (c’est l’organelle où les protéines synthétisées dans le réticulum endoplasmique sont triées et modifiées). Il possède une structure remarquable qui consiste en un empilement micrométrique de citernes (des « sacs » membranaires aplatis). La relation entre structure et fonction de cet organelle n’est pas comprise d’un point de vue biologique. Son organisation peut être dramatiquement perturbée par des stimulations biochimiques ou mécaniques, mais se régénère spontanément quand ces perturbations disparaissent, avec un temps caractéristique de l'ordre et l'heure. Pendant la division cellulaire, le Golgi est entièrement dispersé, et se reforme spontanément dans chaque cellule fille. De nombreux aspects de son comportement dynamique, ainsi que sa fonction principale de trie, indiquent que sa structure pourrait être un état dynamique stationnaire résultant de la compétition entre des flux opposés de membrane et de protéines. Le but principal de ce projet théorique est de construire un modèle dynamique du Golgi capable de reproduire ses propriétés d'auto-organisation et de faire le lien entre sa structure et sa fonction. Ce travail fera intervenir de la modélisation de phénomènes de transport (équation de Fokker-Planck ou équation maîtresse), couplée à la théorie des phénomènes critiques (séparation de phase) et la Physique des membranes (comportement mécanique et dynamique d’un système bidimensionnel fluide).



19/10/2012

Laboratoire : Équipe "Nanomanipulation de biomolécules", Institut Jacques Monod - UMR7592

Adresse : Bât. Buffon – 15 rue Hélène Brion – 75205 PARIS Cedex 13

Responsable(s) de Stage : STRICK Terence


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Reconstitution du système de réparation transcriptionellement-couplée. Résumé : Au cours de ces dernières années, les travaux des membres de l'équipe de recherche se sont concentrés sur l’étude des interactions protéines-ADN. Par exemple, nous avons pu observer en temps réel la transcription d’une seule molécule d’ADN en ARN messager par une seule molécule d’ARN polymérase et ainsi mieux comprendre les phénomènes mis en jeu lors de cette interaction (Revyakin et al. 2006).

Schéma d’une expérience de transcription à l’aide de pinces magnétiques. (A) Une molécule individuelle d'ADN est ancrée par une extrémité à une surface de verre, et par l'autre extrémité à une microbille aimantée. La molécule d'ADN comporte un gène, dont le début est indiqué par la séquence promotrice. En suivant en temps réel la position de la bille au-dessus de la surface, on détermine l'extension bout-à-bout de l'ADN. (B) On enroule l'ADN en faisant tourner une paire d'aimants au-dessus de l'échantillon. Des boucles se forment en réponse à la torsion (comme sur un cordon téléphonique entortillé), réduisant l'extension de l'ADN. (C) Lorsque une molécule d'ARN polymérase (ARNpol) se fixe au promoteur et y déroule la double hélice, une boucle disparaît et l'extension de l'ADN augmente de manière détectable et mesurable. On peut ainsi suivre en temps réel l'action d'une seule ARN polymérase sur une seule molécule d'ADN.

Aujourd’hui, les activités du laboratoire se concentrent sur les mécanismes de réparation de l’ADN. La réparation des dégâts dans l'ADN est essentielle à la survie cellulaire. Dans la majorité des cas, les processus de réparation dépendent d'une succession d'étapes, chacune nécessitant l’intervention d’une protéine spécialisée: détection du dégât, recrutement de facteurs additionnels, coupure et excision de l'ADN endommagé, synthèse et ligation du fragment nouvellement synthétisé. Cette nature multi-étapes et multi-composantes fait de la réparation un mécanisme particulièrement difficile à étudier avec les méthodes classiques de biochimie. Afin de s'affranchir des problèmes de désynchronisation inhérents a l'analyse d'une population de molécules, et afin de pouvoir déterminer les propriétés mécanistiques de la réparation de l'ADN, nous avons développé des approches dites de "molécule-unique" permettant l'étude en temps-réel d'un seul complexe de réparation travaillant sur une seule molécule d'ADN endommagée. En particulier, nous avons réussi à suivre l'initiation de la réparation dite "transcriptionellement-couplee", lors de laquelle l'ARN polymérase cesse de transcrire après avoir été bloqué sur l’ADN par la présence d’une lésion. Cette ARN polymérase bloquée recrute alors divers facteurs de réparation, dont l'helicase Mfd qui va déplacer et débloquer l'ARN polymérase. Nous proposons comme stage M2 la poursuite de la reconstruction "bottom-up" de ce système de réparation, dont la prochaine étape consiste à étudier le recrutement et l'action du complexe de réparation uvrABC sur le complexe Mfd-ARN polymérase. Au cours de ce stage l'étudiant aura la possibilité d'être confronte a un grand nombre de techniques biophysiques (pinces magnétiques, pinces optiques, analyse des propriétés mécaniques de l'ADN, méthode d'onde évanescente, fluorescence molécule-unique) et biochimiques (mutagenèse, surexpression, purification et marquage des protéines). D'autres sujets de stage sont également disponibles et envisageables.


http://www.ijm.fr/fileadmin/IJM/MEDIA/equipes/Strick/StrickFrench.jpg


19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Jean Perrin

Adresse : 4 place Jussieu – Tour 32/33 – 75005 PARIS

Responsable(s) de Stage : Philippe THOMEN – Nelly HENRY


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Dynamique des biolfilms bactériens. Résumé : Contexte : Le sujet du stage est lié à l'activité Biophysique des biofilms du laboratoire. Les biofilms bactériens sont des communautés tridimensionelles de cellules attachées à une surface. Ce mode de vie est très répandu chez les microorganismes et possède un impact socio-économique majeur. Le projet initié au LJP a pour ambition d'étudier les mécanismes d'évolution des interactions entre espèces et de maintien de la biodiversité dans une communauté formée par un biofilm multi-espèces. L’une des stratégies envisagées est d’étudier la réponse du biofilm à des variations contrôlées de l'environnement de culture. L'adaptation peut se manifester : (i) par l'émergence de mutants déjà présents dans la population, ou apparu spontanément ; (ii) par une réorganisation de la structure 3D du biofilm. Pour amorcer cette recherche, une étude préalable de la structure et de la dynamique interne du biofilm est essentielle. Dans ce cadre, nous voulons explorer les dynamiques locales sur la base d'une approche de PTM (Particle Tracking Microscopy). Sujet du stage : Le stage consistera à développer une méthode de cartographie tridimensionnelle de la dynamique de particules micrométriques insérées dans les biofilms. Il s'agira d'optimiser les images obtenues, la stratégie d'acquisition des séquences de ces images et les macros d'analyse permettant de remonter aux informations dynamiques, soit par étude des déplacements quadratiques moyens, soit par des protocoles d'analyse de corrélation d'images. Les principales techniques à mettre en œuvre seront la microscopie de fluorescence et l'analyse d'image.




19/10/2012


Adresse : Université Paris Sud – Bâtiment 510 – 91405 ORSAY Cedex

Responsable(s) de Stage : Guillaume TRESSET


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107, Physique de la région parisienne Titre du stage : Mécanismes cinétiques et reconstruction tridimensionnelle de l'auto-assemblage de nano- capsules virales. Résumé : Résumé : Les virus se présentent comme des exemples naturels de nanomachines combinant des propriétés structurales et fonctionnelles remarquables, largement inégalées par les systèmes synthétiques actuels. Notre objectif est de développer des modèles pour répondre aux problématiques structurales et dynamiques posées par l'auto-assemblage de nano-capsules virales, et pour concevoir ces dernières avec un degré de sophistication croissant, en s'appuyant sur les concepts de la physique statistique et de la matière complexe. Les applications potentielles concernent la virologie et le domaine biomédical, mais aussi les matériaux innovants. Nous exploitons au maximum les techniques de pointe et les compétences disponibles dans notre laboratoire (cryomicroscopie électronique, diffusion statique de la lumière) ainsi que sur les grands instruments (diffusion centrale des neutrons et des rayons X).

Les systèmes à étudier seront constitués de protéines virales qui, en présence de polymère synthétique chargé ou d'ARN, s'auto-assemblent sur des temps allant de la milliseconde à l'heure, pour former des nano-capsules sphériques de ~25 nm de diamètre contenant le polymère compacté. L'objectif du stage sera de modéliser des données cinétiques provenant d'expériences en diffusion des rayons X sur synchrotron, et d'effectuer des expériences exploratoires en laboratoire avec un montage de diffusion de la lumière laser. L'étudiant(e) devra avoir une solide formation de biophysicien et il(elle) devra montrer un goût prononcé pour la recherche multidisciplinaire et les nanobiosciences.



19/10/2012


Adresse : Université Paris Sud – Bâtiment 510 – 91405 ORSAY Cedex

Responsable(s) de Stage : Mehdi ZEGHAL


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Complexes de polyélectrolytes : de l'assemblage macromoléculaire à la thérapie génétique. Résumé : Les polyélectrolytes sont présents dans beaucoup de systèmes biologiques et interviennent dans de nombreux processus cellulaires. Parmi ces processus biologiques, l’association par interaction coulombienne entre polyélectrolytes biologiques tels que les acides nucléiques et les protéines est à l’origine de la condensation de l’acide nucléique au sein du noyau cellulaire ou de capsides virales. Il est également possible de condenser artificiellement l’ADN en l’associant par interaction coulombienne avec des polycations synthétiques. Ce procédé, qui permet de compacter l’ADN tout en modifiant sa charge électrique est largement employé à des fins de thérapie génique non virale. La stabilité et la structure des assemblages résultent d’une compétition entre les effets électrostatiques qui favorisent la complexation et les effets entropiques qui la défavorisent. Le but du travail sera de déterminer les conditions d’obtention de complexes stables de taille et charge contrôlées en jouant sur les paramètres physiques pertinents que sont le rapport de charges opposées, la masse molaire et la concentration des polyanions, ainsi que la force ionique de la solution. La dimension et la charge des complexes seront étudiées par diffusion dynamique de la lumière et des mesures d’électrophorèse. La structure des complexes sera déterminée par cryomicroscopie électronique, diffusion des rayons X et RMN. La seconde partie de ce travail consistera à établir le lien entre structure et efficacité de la transfection de complexes ADN/polycations pour différents polycations nouvellement élaborés. Ce projet multidisciplinaire est le fruit d’une collaboration entre physiciens (Université Paris-Sud), biologistes et chimistes (Université d’Évry).



19/10/2012

Laboratoire : Équipe « Biomimétisme du mouvement cellulaire » - UMR168

Adresse : Institut Curie/CNRS/Paris 6 – 11 rue Pierre et Marie Curie – 75231 PARIS cedex 05

Responsable(s) de Stage : Cécile SYKES


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Mesures des propriétés mécaniques d'un modèle cellulaire. Résumé : Notre groupe développe des modèles simplifiés "biomimétiques" sur le modèle de cellules de mammifères afin d'en comprendre les mécanismes de mouvement et de changements de forme. Ces systèmes nous permettent à la fois de reproduire avec un minimum de composants biochimiques des phénomènes biologiques mais aussi d’étudier dans des conditions contrôlées les propriétés physiques et biochimiques du mouvement cellulaire. Actuellement dans l’équipe nous pouvons reconstituer, à la surface d’un liposome, un cortex d’actine grâce à l’ajout de protéines purifiées spécifiques et à leur activation à la membrane. L'actine polymérise à proximité de la membrane formant, de manière contrôlée, un cortex d’actine qui mime le cortex cellulaire1. L’objectif de ce stage sera de mesurer les propriétés mécaniques de la membrane de ces liposomes en présence du cortex reconstitué d'actine grâce à un système inspiré de pinces optiques. Le principe est d'enregistrer les fluctuations de la membrane qui, en présence de l'actine, sont modifiées. Un laser focalisé permet de suivre la position de la membrane (précision nanométrique) en fonction du temps (précision microseconde)2, comme indiqué sur la figure ci-dessous. Cette approche permettra de dissocier le rôle du cortex de celui de la membrane, répondant ainsi à une question toujours en suspens dans les systèmes cellulaires : la mécanique cellulaire est-elle entièrement dominée par celle de la membrane ou celle du cytosquelette d'actine ? Il s'agit d'un stage expérimental qui comportera une partie analyse. Le début du stage sera consacré à l'apprentissage de la fabrication des liposomes en présence de la machinerie de l'actine. Méticulosité, connaissances de base en biochimie seront des atouts. La seconde partie du stage sera consacrée à la caractérisation mécanique de ces liposomes via m'analyse des données. De bonnes connaissances en physique et un goût pour l'analyse seront requis. 1 Pontani, L. L. et al. Reconstitution of an actin cortex inside a liposome. Biophys J 96, 192-198 (2009). 2 Betz, T., Lenz, M., Joanny, J. F. & Sykes, C. ATP-dependent mechanics of red blood cells. Proc Natl Acad

Sci U S A 106, 15320-15325, doi:10.1073/pnas.0904614106 (2009).

Principe de la mesure des fluctuations de la membrane d'un liposome: une faible pince optique (A) est positionnée sur le bord du liposome (observé en contraste de phase en B) et sa déflection est enregistrée par une diode 4 cadrans (QPD). Barre, 5µm.



19/10/2012

Laboratoire : Institut de Génétique et de Biologie Moléculaire et Cellulaire

Adresse : 1 rue Laurent Fries – 67404 ILLKIRCH

Responsable(s) de Stage : Olivier POURQUIE – Karine GUEVORKIAN


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Mechanics of early developping embryonic tissue in vertebrae. Résumé : During embryonic morphogenesis cells undergo fundamental changes in their shape, motility, and intercellular interactions to give rise to various tissues, which later form distinct organs. Early on during development, the anterio-posterior axis of an embryo appears through a process known as convergence-extension. During this process, directed collective movements of cells restructure the embryonic tissue such that it narrows in one direction and elongates in the perpendicular direction, resulting in the early elongation of the embryo. In vertebrae embryo, convergence-extension is followed by a second elongation mechanism, where the embryo elongates in the direction parallel to the anterio-posterior axis, without a considerable change in its width. During this stage, new cells enter the posterior tissue known as presomitic mesoderm (PSM), they movie inside the extracellular matrix (ECM), condense toward the anterior part of the embryo and finally form packets of cells known as somites (Fig.1). The somites later develop into dermis, skeletal muscles and vertebrae. Previous studies in the group have shown that in chick embryos, the elongation is mainly taking place in the PSM [1]. Analysis of cell motility inside the PSM has revealed a gradient of cell motility, decreasing from posterior to anterior region of the PSM. The striking finding is that in the framework of the ECM the cell motility is not directional, but random. The tissue elongation is attributed to the high motility of cells in the most posterior part of the tissue. Although it was shown that the growth factor FGF8 has an effect on the motility of cell, however we cannot exclude the role of the tissue mechanics on cell motility. In this M2 project, we will study the role of tissue mechanics on cell motility inside the PSM. We will develop in-situ force measurement techniques to measure the forces applied by cells in the PSM along the axis of elongation. We will also characterize the rheological properties of the PSM and establish if the observed cell motility gradient can be attributed to the changes in tissue material properties. [1]: B. Bénazéraf et al, Nature 466, 2010.

Fig. 1 Elongation of a chick embryo, adapted from [1].



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Biochimie

Adresse : École Polytechnique (Palaiseau)

Responsable(s) de Stage : Thomas SIMONSON


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED de l'École Polytechnique Titre du stage : Computational protein design Résumé : Simulation approaches can be used to design proteins with modified properties, such as increased stability or an unusual amino acid content. We have developed and experimentally validated a toolbox for Monte Carlo simulations and computational design of proteins. Further improvements and applications are underway, and suitable for an M2 internship and possibly a PhD thesis. Two possible projects include:

Design of a « double » gene: exploring the possibility of creating two proteins that are encoded on opposite strands of the same DNA segment, unlike natural genes. Such a coding scheme would be twice as compact as usual, and has been suggested as a mechanism occurring in very ancient organisms. Suitable gene sequences will be generated computationally and (if time allows) tested experimentally for folding.

Design of a miniprotein with a reduced amino acid alphabet. Our design software will be used to propose modifications of a small natural protein, to make it even smaller and reduce the complexity of its amino acid sequence by eliminating several amino acid types. Proteins made from such reduced amino acid sets are thought to have occurred at early stages of evolution.

These projects are suitable for students interested not only in physics and biology, but also computer simulations and biochemistry. Notice that Ecole Polytechnique has specific PhD fellowships for external students. References: A. Aleksandrov, S. Polydorides, G. Archontis, T. Simonson (2010) Predicting the acid/base behavior of proteins: a constant-pH Monte Carlo Approach with Generalized Born Solvent. Journal of Physical Chemistry B 114:10634–10648. J. Noirel & T. Simonson (2008) Journal of Chemical Physics, 129, 185104-185112. Neutral evolution of proteins: the superfunnel in sequence space and its relation to mutational robustness.

T. Simonson (2005) Médecine et Sciences, 21, 609-612. Le problème du repliement : peut-on prédire la structure des protéines?

T. Simonson (2003) Electrostatics and dynamics of proteins. Reports on Progress in Physics 66:737-87.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Léon Brillouin CEA/CNRS UMR12

Adresse : CEA Saclay 91191 Gif-sur-Yvette

Responsable(s) de Stage : Giulia FADDA – Didier LAIREZ


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Mécanisme d'insertion dans les membranes des peptides anti-microbiens. Résumé : Certains peptides en forme de petits bâtonnets sont connus depuis longtemps pour créer des pores dans les membranes cellulaires. Ces molécules participent par exemple au système immunitaire inné dont la découverte a valu le prix Nobel 2011 de physiologie et de médecine au français Jules Hoffmann (\url{http://www.nobelprize.org/}). Les mécanismes de formation de ces pores sont encore débattus et très mal compris. Par exemple l'alamethicine, qui est l'un de ces peptides, s'insère beaucoup plus facilement dans une bicouche lipidique lorsque celle-ci est soumise à un champ électrique transverse. Nous étudions ce phénomène au laboratoire au moyen de la technique dite de "voltage-clamp" (cf. \url{http://fr.wikipedia.org/wiki/Patch-clamp}). Le point étonnant est que nous observons que le travail électrostatique correspondant à l'insertion et au déplacement du peptide dans la bicouche est négatif. Le but du stage proposé est double. Il s'agit dans un premier temps d'étudier de façon systématique par des mesures de "voltage-clamp" réalisées en fonction de la température, les paramètres thermodynamiques de l'insertion. Par ailleurs, nos résultats préliminaires nous suggèrent que le rôle clé est joué ici par la membrane et notamment par son comportement sous-champ électrique. L'étudiant participera à des expériences de réflectivité de neutrons visant à vérifier et étudier ce dernier



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Interdisciplinaire de Physique - LIPHY

Adresse : 140 rue de la Physique – 38402 St Martin d'Hères

Responsable(s) de Stage : Aurélien GOURRIER


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 47 : École de Physique de Grenoble Titre du stage : Étude structurale des tissus osseux grâce à l'Imagerie par Génération de Seconde Harmonique. Résumé : Ce projet s'articule à l'interface physique/médecine et vise à mieux comprendre les pathologies osseuses, telles que l'ostéoporose ou l'arthrose, qui sont un enjeu majeur de santé publique. Une raison fondamentale des faiblesses actuelles dans le diagnostic de ces maladies réside dans la complexité architecturale des os, depuis l'organe jusqu'aux constituants atomiques et moléculaires. L'essentiel des connaissances est basé sur des informations obtenues aux échelles microstructurale et supérieures. Il est donc crucial de mieux analyser la structure au niveau du tissu, qui peut être considéré comme un composite de collagène renforcé par des nanoparticules minérales. L'étude proposée consiste à étudier la structure des tissus osseux en utilisant l'imagerie par Génération de Seconde Harmonique (SHG). De par sa spécificité importante pour les molécules de collagène et leur organisation, cette méthode est en plein essor pour la visualisation (3D) du collagène dans les tissus biologiques et présente de réelles perspectives de diagnostic pour la physique médicale. Cette technique étant relativement récente, il n'existe que peu de résultats sur les tissus osseux. Les premières expériences révèlent que les images acquises en épi-collection (FSHG) ou en réflexion (BSHG) (images du dessus et dessous sur la droite) présentent des contrastes très éloignés et devraient donc permettre de remonter à des informations structurales très différentes. Dans un premier temps, les échantillons étudiés proviendront d'os humains et bovins dont l'histologie (microstructure) est bien connue. Les différences relatives entre les images acquises en FSHG et BSHG seront analysées et comparées à d'autres mesures. Le but, ici, est d'identifier, précisément, l'origine structurale du contraste de SHG, ce qui ouvre la voie à une quantification des images. Dans un deuxième temps, des échantillons provenant d'un modèle animal (brebis) marqué par injection de fluorochromes à différents stades de croissance seront analysés afin d'évaluer l'organisation fibrillaire en fonction de l'âge du tissu. Ce projet associe plusieurs compétences de notre équipe (Matériaux, Optique et Techniques Instrumentales pour le Vivant – MOTIV) autour de l'étude des tissus osseux et des techniques de microscopie non-linéaire. Les expériences seront principalement conduites sur la plateforme d'optique clinique du CHU de Grenoble avec laquelle le LIPHY est partenaire. Elles pourraient, le cas échéant, être complétées par des mesures au Laboratoire d'Optique et Biosciences (LOB) à Paris. Les analyses seront effectuées au LIPHY, sur le campus universitaire qui offre un environnement hautement interdisciplinaire et dynamique. Les candidatures d'étudiants ayant un cursus en physique, optique ou science des matériaux et un intérêt pour l'interface biomédicale sont bienvenues. En fonction des résultats obtenus, une poursuite en thèse sera tout à fait envisageable. Mots clés : optiques non-linéaires, physique médicale, pathologies osseuses Projet en collaboration avec Julien DOUADY, Delphine DEBARRE et Jean-Claude VIAL @ LIPHY

FSHG



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Chimie Physique

Adresse : Bâtiment 349 – Université Paris-Sud – 91405 ORSAY

Responsable(s) de Stage : DAZZI Alexandre


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 470 Titre du stage : Analyse in situ des comportements de production des vésicules lipidiques de réserve chez Streptomyces en lien avec la synthèse d’antibiotiques. Résumé : La compréhension des mécanismes de régulation de la transition métabolisme primaire/secondaire chez Streptomyces est cruciale pour l’industrie comme pour la recherche fondamentale. En effet Streptomyces est capable de produire de nombreux métabolites dits « secondaires » ayant des activités biologiques très variées avec des applications dans le monde médical comme agricole (herbicide etc). Ainsi, il a été récemment démontré chez Steptomyces Lividans (souche sauvage) que des lipides de réserve sont synthétisés en abondance et stockés dans des vésicules quand le milieu de culture est riche en carbone mais pauvre en azote et phosphate. Cependant, en condition de déficit énergétique, ces réserves sont dégradées et fournissent des précurseurs entrant dans la biosynthèse d’antibiotiques. Le but de cette thèse sera d’analyser la cinétique de constitution (et/ou dégradation) des vésicules de lipides en lien avec la production d’antibiotiques. Ce sujet a vu le jour suite à une étroite collaboration entre la plateforme de spectromicroscopie infrarouge AFMIR (Groupe BioPhysique, laboratoire de Chimie-Physique) et le groupe de «Métabolisme Energétique des Streptomyces » de l’Institut de Génétique et Microbiologie (Univ Paris-Sud). Le microscope AFMIR est capable de faire de la spectroscopie locale sur cellule unique et de la cartographie infrarouge à l’échelle nanométrique (fig.A). Son efficacité et sa pertinence ont été prouvées lors de nombreuses études en biologie (refs). Chez Streptomyces, les bandes d’absorption IR caractéristiques des vésicules de réserve ont déjà été identifiées (triacylglycérols) et la pertinence de la technique pour cette problématique a été prouvée. Nous souhaitons maintenant étudier la dynamique in situ de ces vésicules pour différentes souches mutantes de Streptomyces et la corréler avec la production d’antibiotiques. La détermination des mutants les plus favorables nous permettra une sélection optimum pour la production de bio-diesel.

A.

B.

Figure : A. Image AFM de topographie montrant les filaments de Streptomyces. B. Cartographie chimique (NanoIR) des vésicules lipidiques obtenues en excitant la bande des esters à 1740 cm-1.

Les vésicules apparaissent clairement en rouge et les plus petites détectées ont une taille d'environ 100 nm Références bibliographiques (max: 5 dont publications récentes de l'équipe sur le sujet): A.Dazzi, R.Prazeres, F.Glotin, J.M.Ortega, M.Alsawaftah, M.De Frutos, Ultramicroscopy 108, 635-641, (2008). C. Mayet, A. Dazzi, R. Prazeres, J.-M. Ortega , D. Jaillard, Analyst 135, 2540-2545 (2010). C. Policar, J. B. Waern, M. A. Plamont, S. Clède, C. Mayet, R. Prazeres, J.-M. Ortega, A. Vessières, and A. Dazzi, Angewandte Chemie, Volume 123, Issue 4, pages 890–894, January 24, (2011). Xu D, Seghezzi N, Esnault C, Virolle MJ, Appl Environ Microbiol, 76(23):7741-53, (2010)



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Interdisciplinaire de Physique (LIPHY)

Adresse : 140 rue de la Physique – BP87, Domaine Universitaire 38402 Grenoble

Responsable(s) de Stage : Thomas PODGORSKI


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : École Doctorale de Physique - Grenoble Titre du stage : Dynamique de la microcirculation sanguine Résumé : Le sang est constitué à presque 50% de globules rouges, cellules sans noyau constituées d’une membrane déformable enfermant un liquide (solution d’hémoglobine). Leurs propriétés mécaniques leur confèrent des propriétés d’écoulement complexes : le sang ne se comporte pas comme un liquide simple suivant une loi de Poiseuille, en particulier dans les vaisseaux terminaux du réseau sanguin (microcirculation), de diamètre comparable à celui des globules. En effet, la viscosité effective du sang dépend du diamètre du vaisseau (effet Fåhræus–Lindqvist), et de sa longueur car l'état stationnaire de la distribution des globules peut prendre un certain temps avant de s'établir sous l’effet de phénomènes hydrodynamiques en compétition : une migration à l’écart des parois des vaisseaux, et une diffusion induite par les interactions hydrodynamiques entre cellules. A une bifurcation, il est établi que la répartition des globules entre deux branches peut être asymétrique, ce qui conduit à des fluctuations de l'hématocrite (fraction volumique en globules rouges) dans certaines branches. Une compréhension quantitative du rôle et du couplage de ces phénomènes dans la distribution finale des globules dans un réseau complexe reste un objectif à ce jour inachevé, qui suscite un renouveau d'intérêt, notamment d'un point de vue théorique. Nous proposons lors de ce stage, qui pourra éventuellement se poursuivre par une thèse, de nous intéresser à différents aspects de cette microcirculation, à l’échelle d’un écoulement sanguin dans un réseau artificiel modèle (produit par des techniques de microfabrication), afin d'identifier le rôle des différents phénomènes en jeu, et par des études plus ciblées sur la diffusion induite par cisaillement dans une suspension concentrée de globules ou de vésicules (modèles de globules) dans laquelle on caractérisera la diffusivité des globules, la structure de la suspension et sa dynamique. Il s'agira donc de proposer et fabriquer des réseaux artificiels modèles, de mesurer et interpréter les différents paramètres de l'écoulement (hématocrite, débits, chutes de pression), en particulier dans des gammes de concentration élevées par des techniques optiques appropriées. Dans le cadre de notre collaboration avec le CHU de Grenoble, on pourra également comparer l'écoulement de globules sains à ceux de globules pathologiques (anémie falciforme) ou dont les propriétés mécaniques auront été modifiées. Le sujet intéressera un physicien expérimentateur avec un intérêt pour les sujets d’inspiration biologique ou biomédicale, qui met en jeu des techniques variées (manipulation et préparation de produits biologiques, microfluidique, optique et imagerie), en couplage fort avec les activités théoriques de l’équipe d’accueil.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Interdisciplinaire de Physique

Adresse : 140 rue de la Physique 38402 Grenoble

Responsable(s) de Stage : Salima RAFAÏ

Téléphone : 0476514894 Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED de Physique de Grenoble Titre du stage : Hydrodynamique de suspensions de micro-nageurs. Résumé : Des micronageurs comme les bactéries, les spermatozoïdes, certaines micro- algues en suspension dans un liquide forment un matériau hors-équilibre par excellence. L'hydrodynamique régissant le comportement de ces fluides qu'on appelle "actifs" est encore très peu connue et plusieurs équipes dans le monde s'attachent maintenant à la décrire et à la modéliser. Notre équipe au LIPhy a récemment établi que la nage de micro-organismes modifiait la viscosité du fluide dans lequel ils sont immergés. La micro-algue Chlamydomonas Reinhardtii est un système modèle qui nous permet d'étudier le couplage de la nage à l'écoulement du fluide. Ce micro-organisme en plus de sa capacité à se déplacer dans l'eau possède la formidable propriété de se diriger vers une source de lumière ; il s'agit de ce que l'on appelle du phototactisme. Nous proposons lors de ce stage d'étudier le couplage entre phototactisme et écoulement du point de vue expérimental aussi bien que théorique. Nous avons mené des expériences préliminaires qui ont montré des phénomènes remarquables comme une organisation spontanée des micronageurs au centre de la cellule d'écoulement. Le sujet s'adresse à une personne curieuse souhaitant développer des compétences expérimentales (microfabrication, microscopie, imagerie rapide, culture cellulaire, ...) et/ou intéressée par la modélisation physique (hydrodynamique, simulations numériques, ...). Ce stage s'inscrit dans le cadre d'une collaboration interdisciplinaire (physique, mathématiques et biologie) et internationale. Une poursuite en thèse peut être envisagée. Encadrants: Salima Rafaï, chargée de recherche au CNRS, [email protected] http://www-liphy.ujf-grenoble.fr/-salima-Rafai- Philippe Peyla, Professeur à l'Université Joseph Fourier, [email protected]




19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Mécanique des Solides – Opération Mécanique et Systèmes Vivants

Adresse : École Polytechnique – 91128 Palaiseau

Responsable(s) de Stage : Jean-Marc ALLAIN


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : EDX (École Doctorale de l’X) Titre du stage : Étude multi-échelle des tissus riches en collagène. Résumé : Pour comprendre le remodelage des tissus lors de chargements mécaniques, il est d’abord nécessaire de comprendre le lien entre les propriétés mécaniques du tissu et les déformations à l’échelle de la cellule (échelle micrométrique). Ce signal sera alors perçu par les cellules, qui réagiront en modifiant la microstructure du tissu, ce qui changera à terme les propriétés mécaniques globales. En collaboration avec le Laboratoire d’Optique et Biosciences de l’Ecole Polytechnique, nous avons mis au point un nouveau dispositif expérimental qui permet d’observer l’évolution de la microstructure de tissus riches en collagène (peau, tendon, cornée…) pendant un essai mécanique. Nous voulons maintenant utiliser ce dispositif pour déterminer de manière systématique une loi de comportement du tissu qui prenne en compte la microstructure. Le projet portera plus spécifiquement sur le tendon de queue de rat, qui est une structure cylindrique ondulée. Nos expériences précédentes ont montré qu’une série d’étirement à des niveaux de plus en plus importants induit une augmentation de la longueur de repos du tendon, ainsi qu’une modification de la longueur d’onde des ondulations. Nous avons aussi montré mais seulement qualitativement que ces modifications sont réversibles dans le temps. Le stage se focalisera sur cet aspect de réversibilité, qui n’a que peu été exploré dans la littérature. Le stage sera principalement expérimental, combinant l’utilisation d’une machine de traction faite au LMS avec un microscope optique non conventionnel. Une partie de traitement d’image, en particulier pour la mesure des déformations et des ondulations sera nécessaire. Un prolongement en thèse est envisageable.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Mécanique des Solides – Opération Mécanique et Systèmes Vivants

Adresse : École Polytechnique – 91128 Palaiseau

Responsable(s) de Stage : Jean-Marc ALLAIN


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : EDX (École Doctorale de l’X) Titre du stage : Étude multi-échelle des tissus riches en collagène. Résumé : Les plantes poussent dans un environnement complexe et changeant, auquel elles doivent s’adapter continuellement, sans se déplacer. En particulier, elles doivent prendre en compte les sollicitations mécaniques – comme la gravité ou le vent – pour arriver à maintenir leur posture verticale, sans plier prématurément. Pour cela, les plantes bénéficient de différents systèmes de perceptions, suivant la sollicitation. Dans le cas particulier du vent ou des contacts, la perception (dite « thigmomorphogénèse) reste encore mal comprise tant au niveau cellulaire que de la répartition spatiale ou de la dynamique de la réponse. L’objet de ce stage porte sur la perception à l’échelle cellulaire des mouvements de la plante. Nous nous baserons sur une hypothèse de perception cellulaire via des canaux ioniques mécano-sensibles, c'est-à-dire dont l’ouverture est contrôlée par la tension de la membrane cellulaire : le mouvement d’ensemble de la plante modifie la taille de la boite de cellulose qui entoure la cellule, qui entraine l’étirement de la cellule et donc de sa paroi. Plus particulièrement, nous nous intéressons à la dynamique de ces canaux, qui ont principalement été étudié de manière statique. Pour cela, des expériences sont réalisées à l’Institut des Sciences du Végétal à Gif-sur-Yvette sur ces canaux, et le Laboratoire de Mécanique des Solides propose une modélisation de leur réponse. L’objet du stage sera de participer à l’étude de la réponse fréquentielle de canaux mécano-sensible. Suivant les goûts de l’étudiant, il pourra s’agir d’un stage principalement expérimental – à l’ISV – ou théorique – au LMS. L’approche expérimentale est basée sur la technique du « patch-clamp », qui est délicate mais qui est bien maîtrisée à l’ISV. L’approche théorique s’appuie principalement sur des modèles de cinétique chimique, modifiés pour prendre en compte l’effet de la tension membranaire. Un prolongement en thèse est envisageable.



19/10/2012


Adresse : 4 place Jussieu, tour 32-33 4é étage

Responsable(s) de Stage : Stéphanie BONNEAU


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 387 - Interdisciplinaire pour le Vivant ED 388 - Chimie physique et chimie analytique de Paris Centre Titre du stage : Photo-contrôle de la stabilité de membranes biomimétiques. Résumé : Les vésicules géantes sont des structures artificielles auto-organisées d’une dizaine de microns de diamètre. Elles sont des objets emblématiques de l’interface physique – biologie où elles sont étudiées en tant que modèles de membranes cellulaires. Le travail portera sur l’étude de la stabilité de membranes sous l’effet d’un stress oxydant photo-contrôlé. Par des approches physiques et biophysiques, il s’agira d’appréhender les bases physiques de la photo-modulation des propriétés (courbure, symétrie, perméabilité…) de membranes biomimétiques.

Figure : (Haut) Principe de la perturbation photo-contrôlée d’une vésicule géante. (Bas) séquence d’image en microscopie à contraste de phase des changements de formes induits par cette perturbation. Les propriétés mécaniques de la membrane peuvent ainsi être appréhendées.

L’effet de la composition membranaire et des conditions physicochimiques (notamment le pH) sur ces mécanismes sera l’objet d’une attention particulière. La compréhension de ces phénomènes permettra d’une part d’envisager le photo-contrôle du passage membranaire de différents objets et molécules, afin notamment d’envisager d’éventuels effets de seuil. Nos résultats sur des systèmes modèles de membranes seront corrélés à des observations in cellulo. D’autre part, en nous attachant aux particularités de la cardiolipine (qui joue un rôle biologique important dans le cadre du stress oxydant), le photo-contrôle de l’oxydation membranaire permettra d’appréhender le rôle de ce lipide dans la structure, la dynamique et la perméabilité d’une membrane sous stress oxydatif. Des résultats préliminaires obtenus très récemment montrent en effet un rôle très particulier de la cardiolipine non seulement sur la mécanique et la physique des membranes, mais également sur sa résistance aux déformations et à la perméabilisation liées à son oxydation photo-contrôlée. Pour plus d’information : http://stephanie.bonneau.free.fr/These2012.pdf Collaborations : Julien Heuvingh, PMMH, Paris (Mécanique membranaire) ; Nicolas Puff, MSC, Paris (Cardiolipine et micromanipulations) ; Kristian Berg, Radium Institut, Oslo - Norvège (Biologie). Techniques utilisées : Electroformation des vésicules géantes unilamellaires, microscopies optiques, analyse des données et traitements statistiques avec ImageJ, Scilab…, mécanique membranaire. Financement envisagés : Il est envisagé de présenter l’étudiant retenu pour un financement par un contrat doctoral dans l’une des ED mentionnées ci-dessus. D’autre part, une demande de financement par l’ANR sera déposée en décembre 2012, comprenant une demande de financement de thèse sur ce sujet.


http://stephanie.bonneau.free.fr/These2012.pdf


19/10/2012

Laboratoire : Institut Jean-Pierre Bourgain (IJPB), Equipe Dynamique et Structure des Corps Lipidiques (DysCol)

Adresse : INRA centre de Versailles – route de Saint Cyr – 78026 VERSAILLES Cedex

Responsable(s) de Stage : Yann GOHON – Marine FROISSARD


[email protected] N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED435 ABIES Titre du stage : Étude structurale du corps lipidique et des protéines associées. Résumé : Dans le contexte actuel d’épuisement des ressources fossiles et de protection de l’environnement, la valorisation énergétique des huiles issues de la biomasse et la chimie verte prennent de l’importance. En effet, ces huiles et leurs dérivés biodégradables peuvent venir en remplacement des produits d'origine fossile. Ils sont de plus en plus retrouvés dans les produits de grande consommation (savon, produits d’entretien) ou industriels (solvants, lubrifiants). Deux sources sont envisagées, celles des huiles végétales déjà bien implantées, et celle des huiles produites à partir de microorganismes [1], actuellement en plein essor. Nos travaux visent à identifier des facteurs influant sur la qualité et la quantité de lipides produits par l’amélioration des plantes ou la transformation génétique de levures Les lipides de réserve sont stockés dans des granules, les corps lipidiques [2], puis mobilisés en cas de besoins nutritionnels. Ces structures sont présentes chez les eucaryotes supérieurs (mammifères, plantes) et chez certains unicellulaires (bactéries, levures). Les corps lipidiques sont constitués d’un cœur de lipides neutres, entourés par une monocouche de phospholipides dans laquelle sont insérées de nombreuses protéines. En particulier, il existe des protéines structurales hydrophobes qui stabilisent l'interface entre ces inclusions lipidiques et le milieu aqueux (protéines PAT, apolipoprotéines, oléosines). Les oléosines, de masse comprise entre 15 et 25 kDa, sont les protéines majoritaires du corps lipidique de plantes et recouvrent entièrement sa surface. L'équipe utilise le système cellulaire modèle levure (S. cerevisiae) pour l'étude structurale des corps lipidiques et de ses protéines intégrales [3]. Nous combinons l'expression hétérologue de protéines végétales ou animales, des approches de génétique (mutants de levure) et des techniques de fractionnement cellulaire pour obtenir des corps lipidiques compatibles avec des analyses structurales. Différentes techniques d'analyse sont utilisées, dichroïsme circulaire [4] (SRCD), infra rouge (sFTIR), diffusion des rayons X aux petits angles (SAXS), et les acquisitions sont effectuées sur les lignes de lumière du synchrotron SOLEIL (DISCO, SMIS, SWING). Ce travail s'effectue en collaboration avec les ingénieurs de lignes INRA. Grâce à cette approche originale, nous avons pu obtenir, pour la première fois, des enregistrements de spectres SRCD sur des particules en solution et obtenir le repliement de l'oléosine S3 d'A. thaliana dans son environnement natif, le corps lipidique [5]. Les expériences de sFTIR et de SAXS sont en cours. L'objectif du stage sera de poursuivre les analyses biophysiques sur différents types de corps lipidiques purifiés. L'étudiant(e), s'il (elle) le souhaite, pourra participer et se former aux manipulations de microbiologie et de biochimie. Il (elle) conduira les analyses biophysiques au laboratoire (mesures de taille, stabilité) et sur les lignes de lumière du synchrotron (DISCO et SWING). [1] Boulard et Froissard (2012). Optimisation de la production de lipides d'intérêts chez la levure par génie génétique. Techniques de l'Ingénieur, re209. [2] Brasaemle (2012). Packaging of fat: an evolving model of lipid droplet assembly and expansion. J. Biol. Chem. 287, 2273 [3] Froissard et al. (2009). Heterologous expression of AtClo1, a plant oil body protein, induces lipid accumulation in yeast. FEMS Yeast Res. 9, 428. [4] Gohon et al. (2011). High water solubility and fold in amphipols of proteins with large hydrophobic regions: oleosins and caleosin from seed lipid bodies. Biochim. Biophys. Acta. 1808, 706 [5] Vindigni et al. Fold of an oleosin biologically targeted into cellular oil bodies. En préparation.




19/10/2012


Adresse : 4 place Jussieu, barre 32/33, 5ème étage, bureau 518

Responsable(s) de Stage : Lydia ROBERT – Jérôme ROBERT


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107 et 389 Titre du stage : Variabilité phénotypique dans une population bactérienne. Résumé : La nature stochastique des processus biochimiques impliqués dans l’expression des gènes introduit de la variabilité dans le phénotype d’individus génétiquement identiques. Nous nous intéressons aux causes moléculaires de cette variabilité ainsi qu’à ces conséquences évolutives. Nous utilisons comme organisme modèle les bactéries Escherichia coli et Bacillus subtilis et nous développons particulièrement 2 axes de recherche parmi lesquels des étudiant(e)s choisiront de s'impliquer. Dynamique de l’expression des gènes chez B. subtilis : De nombreux travaux théoriques tentent de modéliser le processus d'expression génétique. La plupart des modèles stochastiques introduisent des processus de Poisson pour modéliser les différentes étapes de transcription et de traduction. Certaines données expérimentales ne confortent pas ce choix. Nous proposons d'effectuer des mesures quantitatives d'expression d'un gène au cours du temps sur un grand nombre de cellules uniques en cours de croissance. Pour cela, nous utiliserons un dispositif microfluidique permettant de cultiver les bactéries en conditions contrôlées et compatible avec leur observation microscopique. Nous suivrons en microscopie en temps réel la production d’une protéine fluorescente et tenterons de lier l’intensité des fluctuations et leur échelle de temps aux taux de transcription et de traduction ainsi qu’au taux de croissance des cellules. Distribution du nombre de copies de plasmides chez E. coli : Les plasmides sont des molécules d’ADN extra-chromosomiques qui peuvent porter des gènes de résistance aux antibiotiques. Nous étudions comment ces molécules sont réparties dans une population monoclonale de bactéries et comment cette répartition influe sur la capacité d’une population à résister à un traitement antibiotique. Nous avons modifié des plasmides pour incorporer un gène codant pour une protéine fluorescente. L’intensité de fluorescence d’une bactérie est alors directement reliée au nombre de copie de plasmides qu’elle contient. Nous mesurons ensuite la fluorescence d’un grand nombre de cellules grâce à un montage de type F.A.C.S., réalisé à partir d’un microscope et d’un dispositif microfluidique. Nous avons mesuré avec ce montage la valeur moyenne et l'écart type du nombre de copie de plasmide par cellule dans une population bactérienne. Les plasmides codent également pour une résistance aux antibiotiques. Nous souhaitons mesurer l'effet de dose d'antibiotique sur les distributions du nombre de copie de plasmides.

Figure1: a) Dispositif microfluidique pour l’observation microscopique de bactéries en croissance; b) Bactéries E. coli exprimant la Yellow Fluorescent Protein ( YFP) dans le dispositif microfluidique; c) suivi de l’expression de la YFP; d) distribution du nombre de copies pour différents plasmides chez E. coli

a) b)

c)

d)




19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire du métabolisme de l’ADN et réponses aux génotoxiques

Adresse : CEA/DSV/iBiTec-S/SBIGeM, Bâtiment 144 – CEA Saclay – 91191 GIF sur YVETTE

Responsable(s) de Stage : Arach GOLDAR


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 474 – Interdisciplinaire Européenne Frontières du Vivant (ou FdV) ED 426 – GENES, GENOMES, CELLULES Titre du stage : La réplication d'ADN chez les eucaryotes. Résumé : L’ensemble des informations nécessaires pour le bon fonctionnement d’une cellule vivante est encodé sous forme d’un alphabet à 4 lettres dans un polymère appelé acide désoxyribonucléique (ADN). L’ADN est confiné dans un compartiment particulier de la cellule soit par un processus de séparation de phase (chez les procaryotes) soit par une barrière physique : le membrane nucléaire (chez les eucaryotes). L’ADN génomique est associé à tout instant à des protéines. Ces protéines sont en compétition pour interagir avec des séquences régulatrices. Chez les eucaryotes le complexe protéique le plus abondamment présent le long de l’ADN est appelé le nucléosome. Les nucléosomes confèrent à l’ADN une structure compacte tridimensionnelle appelée la chromatine. Pour pouvoir proliférer les cellules doivent se diviser de façon identique. Pour cela une copie de l’ADN de la cellule mère est transmise à la cellule fille. Ce processus de division (le cycle cellulaire) chez les eucaryotes comprend 4 phases : 1) la préparation de l’ADN à la duplication (phase G1), 2) la réplication complète d’ADN dans un temps fini (phase S), 3) le contrôle de l’ADN dupliqué et la préparation à la division cellulaire (phase G2) et 4) la division cellulaire (phase M). Nous étudions la phase S du cycle cellulaire chez les eucaryotes, nous utilisons comme système modèle la levure de boulanger, Saccharomyces cerevisiae. Ce dernier possède 16 chromosomes. La réplication de l’ADN commence de façon asynchrone à plusieurs loci chromosomiques appelés les « origines de réplication ». Le déclenchement d’une origine crée deux fourches de réplication qui progressent dans des sens opposés avec une vitesse constante. Quand deux fourches de réplication se rencontrent, elles fusionnent. La phase S est terminée une fois que l’ADN est entièrement dupliqué. Les connaissances actuelles permettent de décrire de façon détaillée les protéines intervenant durant la réplication de l’ADN. Cependant, les mécanismes qui régulent la réplication de l’ADN sont mal connus, par exemple : 1) comment l’ADN compacté sous forme de chromatine peut être dupliquer ? 2) quels sont les facteurs qui influent sur le positionnement des origines de réplication et leur temps de déclenchement ? 3) comment la cellule régule la réplication de son ADN en fonction de son environnement pour que le temps de la phase S soit fini ? Nous proposons d’étudier les relations entre la structure de la chromatine et la réplication. Des travaux récents ont permis d’établir la probabilité spatiale de présence des nucléosomes le long du génome de Saccharomyces cerevisiae. Nous utiliserons la technique de peignage moléculaire pour détecter les origines de réplication et analyser leur répartition spatiale et temporelle. En, faisant une analogie entre la réplication de l’ADN et un phénomène de nucléation et de croissance à 1 dimension, nous utiliserons des concepts issues de la physique statistique à l’équilibre et hors équilibre pour explorer l'existence d'une relation entre la distribution spatio-temporelle des origines de réplication et la structure de la chromatine obtenu à partir des probabilité de présence des nucléosomes. Nous utiliserons des simulations numériques (Mont Carlo dynamique) pour vérifier la validité des relations obtenues en reproduisant la répartition spatio-temporelle mesurée des origines de réplication. Techniques mises en œuvre : Culture cellulaire, Peignage moléculaire, Analyse du signal Physique statistique Simulation numérique.



19/10/2012

Laboratoire : Pôle Chimie BioPhysique. Département de Chimie de l’École Normale Supérieure

Adresse : ENS – 24 rue Lhomond – 75005 PARIS

Responsable(s) de Stage : Zoher GUEROUI


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Morphogenèse du cytosquelette et processus de réaction-diffusion Résumé : Contexte. Une question centrale en biologie concerne la formation et le maintien d’organisations cellulaires mésoscopiques. Nous nous intéressons aux processus contrôlant l’émergence de structures biologiques comme le cytosquelette, un réseau tridimensionnel formé de polymères biologiques polarisés (microtubules, actine...). Cette organisation supramoléculaire contribue à l’intégrité mécanique de la cellule et participe à différentes fonctions comme la division cellulaire. Des études récentes ont montré que la morphologie du cytosquelette est déterminée par les propriétés intrinsèques de ses éléments constitutifs mais aussi par des éléments de régulation intracellulaires. Ces réseaux de régulation peuvent être décrits comme des processus de type réaction-diffusion participant à l’organisation spatio-temporelle du cytosquelette. Bien que les détails moléculaires et la topologie des cascades biochimiques commencent à être bien connus, les principes généraux régissant ces réseaux de régulation restent eux encore peu compris. Objectifs du stage: Nous voulons observer et mesurer la dynamique de structures du cytosquelette, comme le fuseau mitotique, dans des conditions où nous pouvons modifier de façon contrôlée le micro-environnement cellulaire. Nous développons une méthode pour contrôler à l’aide d’un champ magnétique la concentration en protéines de régulation au sein du cytoplasme d’une cellule. Nous utilisons des nanoparticules fluorescentes et magnétiques couplées à des protéines de régulation. À l’aide d’un champ magnétique, nous pouvons créer des hétérogénéités spatiales de régulateurs et donc moduler spatialement les processus de réaction-diffusion et les propriétés dynamiques d’assemblage protéiques des microtubules.

Exemple du contrôle magnétique de la nucléation d’un aster de microtubule. Déplacement et accumulation au sein du cytoplasme de nanoparticules magnétiques couplées à des protéines de régulation (RanGTP) sous l’action d’un champ magnétique. Le franchissement d’un seuil de concentration locale en protéines déclenche la nucléation de microtubules.

Techniques utilisées : Préparations d’échantillons biologiques (Extraits cellulaires de Xénope, purification de protéines recombinantes). Fonctionnalisation de nanoparticules, Microfluidique, Microscopie de fluorescence. Techniques de micromanipulation. Modélisation de systèmes de réaction-diffusion. Références 1. Pinot M, Steiner V, Dehapiot B, Yoo BK, Chesnel F, Blanchoin L, Kervrann C and Gueroui Z. Confinement induces actin flow in a meiotic cytoplasm. PNAS. 109, 11705-1. 2012. 2. Jimenez A, Roche M, Pinot M, Chesnel F, Panizza P, Courbin L, Gueroui Z. Towards high throughput production of artificial egg oocytes using microfluidics. Lab On A Chip, 11:429-34. 2011.



19/10/2012

Laboratoire : Institut de Génétique et de Biologie Moléculaire et Cellulaire (IGBMC)

Adresse : UMR 7104 CNRS, INSERM U964 – Université de STRASBOURG

Responsable(s) de Stage : Tora LASZLO


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Probing the real-time behavior and assembly of transcription complexes in vivo at the single- molecule level. Résumé : The nucleus of eukaryotic cells is an organelle, where nucleic acids (DNA and RNA) and proteins, constituting the chromatin, are packed to high concentrations. In mammalian cells, the nucleus is a crowded environment and it has been proposed that the sole influence of volume exclusion by chromatin could bias protein dynamics. However, very little is known about how nuclear components (chromatin and space) affect the movements of nuclear transcripti on factors and how these factors navigate in this crowded environment in search of their targets. In eukaryotic cells gene expression is a nuclear process by which the information encoded into genomic DNA is used by cells to synthesize a functional gene product through a cascade of steps consisting of transcription, post-transcriptional control, mRNA splicing, translation, and post-translational modifications. Thus, regulation of gene expression is crucial for the cells. Most of our basic knowledge about transcription and transcription regulation derives from molecular biology, genetics and static binding experiments. Consequently, at present our understanding about the dynamic movements of transcription factors participating in the subsequent steps of transcription (see above) is very limited. Recently, a lot of developments are made to visualize transcription quantitatively and dynamically by directly observing transcription in living systems. One of the most exciting developments in biology in the last years has been the ability to watch individual macromolecules and to start to discover the intricate mechanisms by which transcription factors carry out their function in the living cell. Specifically, stochastic behaviors and heterogeneities, which previously remained buried in ensemble averaging, have now become apparent with single-molecule techniques, and believed to be inherent to the mechanisms of regulating protein function in many cellular processes. In this proposal, we plan to carry single molecule tracking studies, to study gene expression in vivo by analyzing the regulation, behavior and assembly of the RNA Polymerase II (Pol II) transcription machinery, the molecular complex responsible for synthesizing all messenger RNAs in eukaryotes. Single-particle tracking (spt) has been applied to record the motion of biomolecules labeled with a variety of probes such as organic dyes, genetically encoded fluorescent proteins or inorganic nanoparticles. The recent advancements in the development of photoactivatable and photoconvertible proteins have opened the new ways to photoactivation localization microscopy (PALM). PALM is an efficient super-resolution microscopy technique that can be used to study the spatiotemporal dynamics of proteins and achieve high-density diffusion mapping. The development of a simple and versatile approach, based on the expression of photo-convertible tags fused to any given protein of interest, extends the use of sptPALM to virtually any intracellular target proteins in a mammalian cell. To probe the dynamics of genetically-labeled transcription factors within the nucleoplasm, we fuse our protein of interest to Dendra2, a photo-convertible fluorescent protein. In this project we plan a unique in vivo single-particle tracking approach based on PALM super-resolution microscopy technique in human cells. The human cell lines that we have already generated express stably and approximately at endogenous levels different subunits of distinct Pol II transcription complexes fused to Dendra2. Using a time series analysis, we can now start to detect single-molecule movements and real-time changes in local nuclear environments with 10 ms time resolution. We can observe, transient movements and repetitive clustering of the single transcription factors in the nuclear space, constituted from DNA, proteins, RNA –the chromatin- and available space. These movements have to be carefully further analyzed and interpreted to understand how the spontaneous movements and crowding of different transcription factors in vivo influence their function. Thus, we propose a project, based on multi-color imaging time series correlation, to investigate the sequential protein associations and movements in the assembly of the Pol II transcription initiation complex in vivo in nuclei of human cells at the single-molecule level. In addition to super-resolution microscopy of single molecule particles the project will include numerous biophysical analyses and modeling to describe and understand the role of the dynamic behavior of transcription complexes in the limited and crowded nuclear space.



19/10/2012

The candidate will work together with a PhD student in molecular and cellular biology from the Tora group and in close collaboration with the imaging platform at IGBMC.

Panel A depicts the movements of a transcription factor (blue or red dots) in the nuclear environment of an eukaryotic cell. Panel B shows an example of the difference in the shape of the point-spread function as a consequence of its displacement during the acquisition time (10 ms). Panel C shows three different examples of single particle (transcription factor) movements in the nucleus.


19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Chimie Physique

Adresse : Bat 349-350, Université Paris-Sud, 91405 Orsay

Responsable(s) de Stage : Hélène PASQUIER


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED470 – École Doctorale Chimie de Paris-Sud Titre du stage : Elaboration de protéines fluorescentes présentant un fort potentiel en imagerie : vers l’amélioration de la Yellow Fluorescent Protein (YFP). Résumé : Les protéines fluorescentes sont des outils versatiles devenus incontournables en sciences biomédicales depuis une quinzaine d’années. Elles offrent la possibilité d’explorer de nombreux processus biologiques en cellules ou tissus vivants. Elles permettent notamment, grâce aux techniques de FRET (transfert d’énergie entre un donneur et un accepteur conditionné par la distance), d’étudier les interactions protéine-protéine ou encore la signalisation cellulaire. Le développement de nouveaux couples de protéines fluorescentes pour le FRET doit satisfaire à de nombreuses contraintes, notamment en termes de brillance1 et de contrôle de leur sensibilité environnementale. Le couple de FRET le plus utilisé est le couple CFP/YFP, où la Cyan Fluorescent Protein, émettant dans le cyan joue le rôle de donneur alors que la Yellow Fluorescent Protein est l’accepteur. Pourtant, la CFP souffre de propriétés photophysiques complexes avec des déclins d’émission non monoexponentiels, d’une faible brillance, d’une faible photostabilité et d’une sensibilité environnementale importante notamment vis-à-vis du pH (1). Bien qu’étant une des protéines fluorescentes les plus brillantes, la YFP présente, quant à elle, une faible photostabilité et une forte sensibilité au pH ou aux ions halogénures (2). Récemment, nous avons mis au point un nouveau dérivé de la CFP avec des performances photophysiques nettement améliorées (demande de dépôt de brevet, juin 2011) (3). L’utilisation de ce nouveau donneur ouvre la voie à l’amélioration de la quantification des phénomènes de FRET en milieu physiologique. Néanmoins, l’amélioration des approches quantitatives de FRET et de FLIM-FRET2 impose également l’optimisation de la partie accepteur du couple de FRET, à savoir la YFP. Deux dérivés de la YFP, Citrine (4) et Venus (5), avec une sensibilité au pH et aux ions halogénures améliorées sont disponibles mais leurs propriétés sont loin d’être optimales. En effet, elles présentent une sensibilité au pH pire que la CFP et une faible photostabilité. Ce stage a pour objectif le design et la caractérisation d’une YFP améliorée présentant à la fois une forte brillance, une haute stabilité vis-à-vis du pH et des halogénures et une forte photostabilité. Ici, nous nous proposons d’étudier quelques dérivés de la YFP portant des mutations uniques ou doubles sur des sites bien choisis. Nous mettrons à profit notre savoir-faire acquis lors de la mise au point d’une CFP performante (3,6). Il s’agira de caractériser les propriétés photophysiques de ces mutants et d’établir leurs dépendances avec le pH et vis-à-vis des ions chlorures. Enfin, la photostabilité réversible et irréversible de ces mutants sera établie. Cette étude permettra d’établir plus précisément le rôle de certains acides aminés clés vis-à-vis des propriétés d’émission de fluorescence et de la sensibilité environnementale de la YFP et de ses dérivés. In fine, elle permettra de proposer de nouveaux mutants présentant un potentiel important en imagerie de fluorescence. Références : 1. Villoing, Ridhoir, Cinquin, Erard, Alvarez, Vallverdu, Pernot, Grailhe, Mérola, Pasquier. Complex fluorescence of the cyan fluorescent

protein : comparisons with the H148D variant and consequences for quantitative cell imaging, Biochemistry, 2008. 47(47): p. 12483-92. 2. Sinnecker, D., Voigt, P., Hellwig, N., and Schaefer, M. (2005) Reversible photobleaching of enhanced green fluorescent proteins

Biochemistry 44, 7085-7094. 3. Erard E., Fredj, A., Pasquier, H., Beltolngar, D., Bousmah, Y., Derrien, V., Vincent. P., Merola, F. Minimum set of mutations needed to

optimize cyan fluorescent proteins for live cell imaging, Mol Biosyst, soumis. 4. Griesbeck, O., Baird, G. S., Campbell, R. E., Zacharias, D. A., and Tsien, R. Y. (2001) Reducing the environmental sensitivity of yellow

fluorescent protein. Mechanism and applications J Biol Chem 276, 29188-94 5. Nagai, T., Ibata, K., Park, E. S., Kubota, M., Mikoshiba, K., and Miyawaki, A. (2002) A variant of yellow fluorescent protein with fast and

efficient maturation for cell-biological applications Nat Biotechnol 20, 87-90 6. Fredj, A., Pasquier, H., Demachy, I., Jonasson, G., Levy, B., Derrien, V., Bousmah, Y., Manoussaris, G., Wien, F., Ridard, J., Erard, M.,

Mérola, F. (2012) The Single T65S Mutation Generates Brighter Cyan Fluorescent Proteins with Increased Photostability and pH Insensitivity, PlosOne.

1 Produit du rendement quantique et du coefficient d’extinction molaire 2 Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Photonique et de Nanostructures

Adresse : Route de Nozay – 91460 MARCOUSSIS

Responsable(s) de Stage : Charlie GOSSE


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED422 – STITS (Paris-Sud) Titre du stage : Étude de la dynamique des interactions moléculaires par application d’une perturbation thermique et collecte de la fluorescence intrinsèque des protéines. Résumé : Considérons un système réactif très simple constitué d’une macromolécule biologique et d’un ligand. Ce système du type A + B C se caractérise par une constante d’équilibre K mais aussi par les deux constantes de vitesse, d’association k+ et de dissociation k-. Alors que les techniques de détection classique (e.g. puces à ADN, tests Elisa) se basent sur la seule thermodynamique de l’interaction, nous avons montré qu’une détection plus spécifique et plus sensible peut être obtenue en utilisant les propriétés cinétiques du système [Zrelli2010]. De la même façon, il apparaît que le temps de résidence d’un médicament sur sa cible est dans certains cas à prendre autant en compte que l’affinité [Lu2010, Holdgate 2011]. Afin d’avoir accès à la dynamique chimique, le système réactif est mis hors-équilibre par application d’une modulation de la température T à la pulsation . Le s cons ta ntes k+ et k- dépendant de T, les concentrations en espèces se mettent à osciller. En faisant varier e t e n m première et la seconde harmonique, nous avons prouvé qu’il était possible de certifier le mécanisme réactionnel et de remonter aux grandeurs thermocinétiques (K, k+, k- mais aussi enthalpie H, éne rg a) [Gosse2011, Lemarchand 2012]. D’un point de vue pratique, pour moduler la température du mélange à analyser nous utilisons une plaque chauffante microfabriquée dans une puce fluidique. Les concentrations en molécules sont mesurées en épifluorescence. Plusieurs démonstrations de principe ont ainsi été effectuées sur des oligonucléotides conjuqués à des fluorophores [Zrelli2010, Zrelli 2011]. Nous souhaitons aujourd’hui étendre notre champ d’investigation aux protéines, en utilisant notamment leur fluorescence intrinséque. Cette absence de marquage est en effet souhaitable pour des applications en criblage pharmaceutique et en biodétection. L’étudiant utilisera le banc d’expérience du LPN pour évaluer deux systèmes tests : l’un sera constitué d’un modèle de toxine et de colorants s’y liant, l’autre d’une cible thérapeutique et d’un de ses ligands de référence. Le travail mettra en jeu des connaissances en photophysique et en thermocinétique chimique. Eventuellement un peu d’instrumentation et quelques caractérisations microfluidique seront à réaliser. Ce stage sera effectué en collaboration avec Annie Lemarchand du Laboratoire de Physique Théorique de la Matière Condensée à l’Université Pierre et Marie Curie et Ludovic Jullien du Département de Chimie de l’Ecole Normale Supérieure. Une possibilité de financement DGA est par la suite envisageable (en plus de l’option bourse ministère attribuée par l’ED). [Holdgate2011] G. A. Holdgate, A. L. Gill. Drug Discov. Today 16 (2011) 910-913. [Lemarchand2012] A. Lemarchand, H. Berthoumieux, L. Jullien, C. Gosse. Chemical mechanism identification from frequency response to small temperature modulation. J. Phys. Chem. A 116 (2012) 8455-8463 [Lu2010] L. Lu, P. J. Tonge. Curr. Opin. Chem. Biol. 14 (2010) 467-474. [Zrelli2010] K. Zrelli, T. Barilero, E. Cavatore, H. Berthoumieux, T. Le Saux, V. Croquette, A. Lemarchand, C. Gosse, L. Jullien. Temperature modulation and quadrature detection for selective titration of two-state exchanging reactants. Anal. Chem. 83 (2011) 2476-2484. [Gosse2011] C. Gosse, A. Lemarchand, L. Jullien, T. Le Saux, K. Zrelli. Procédé de détermination du mécanisme réactionnel d’une réaction et dispositif associé. French patent application FR 11 61290.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire LPMCN-Groupe « Théorie et Modélisation »

Adresse : Université Claude Bernard Lyon 1 – 43 Boulevard du 11 Novembre 1918 69622 VILEURBANNE Cedex

Responsable(s) de Stage : Laurent JOLY – Samy MERABIA


[email protected] N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Thermophorèse d'électrolytes (simulation-poursuite en thèse possible). Résumé : La thermophorèse est le mouvement de dérive d'une particule dans un gradient de température. Ce phénomène est caractérisé par la mobilité phorétique qui est défini comme le rapport de la vitesse de dérive des particules sur le gradient thermique. La mobilité peut être positive ou négative, et l'on parle respectivement de particules dites thermophobes (qui se déplacent vers les zones froides) ou bien thermophiles. Si la thermophorèse des gaz est relativement bien comprise depuis les travaux de Maxwell [1], il n'en va pas de même pour les particules en suspension dans un milieu liquide. Le domaine a connu un regain d'intérêt dans les années 2000 avec le développement de techniques optiques qui ont permis des mesures fines de la mobilité thermophorétique d'un grand nombre de systèmes [2]. De ces expériences, il apparaît que le comportement du sel entourant les particules contrôle pour une bonne partie leur mobilité thermophorétique. Or on ne connaît pas grand-chose du comportement d'un électrolyte plaçé dans un champ de température. L'objectif du stage est d'étudier le mouvement de dérive d'un électrolyte dans un gradient de température à l'aide de simulations de dynamique moléculaire (DM). Le stagiaire bénéficiera pour cela de la très bonne expertise du groupe en DM [3,4]. Les résultats de simulation seront comparés à des modèles analytiques simples. Mots-clefs : Physique statistique, thermodynamique, phénomènes de transport.

[1] A. Würger, Rep. Prog. Phys. (2010) 73 126601 [2] R. Piazza et A. Parola, (2008) J. Phys. : Condens. Matter 20 153102 [3] L. Joly, C. Ybert, E. Trizac et L. Bocquet J. Chem. Phys. 125 (2006) 204716 [4] S. Merabia, S. Shenogin, L. Joly, P. Keblinski et J.-L. Barrat, PNAS 106 (2009) 15111




19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Nanobiophysique

Adresse : ESPCI – PARIS

Responsable(s) de Stage : Thierry BIZEBARD – Ulrich BOCKELMANN


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : ARN-hélicases à boîte DEAD : recherche, par la méthode du smFRET, d’une activité ARNtranslocase de ces protéines. Résumé : Les protéines à boîte DEAD sont des enzymes présentes dans tous les organismes vivants et jouant un rôle essentiel dans toutes les réactions impliquant l’ARN – épissage, transport, maturation, dégradation… In vitro, ces protéines hydrolysent l’ATP en présence d’ARN, mais cette activité ne peut avoir de sens biologique par elle-même : elle doit in vivo être couplée avec une (ou des) activité(s) bénéfique(s) pour la cellule. Diverses possibilités ont été proposées et démontrées dans des cas particuliers in vitro : activité ARN-hélicase (dissociation des structures double-brin d’ARN), la plus fréquemment mise en évidence ; mais aussi : activités de dissociation de complexes ribonucléoprotéiques, de chaperons à ARN (accélérant le repliement correct de molécules d’ARN), et d’autres. Nous pensons néanmoins qu’une activité enzymatique potentielle des protéines à boîte DEAD, couplée à l’hydrolyse de l’ATP, n’a pas été examinée : celle d’ARN-translocase – autrement dit, si cette hypothèse est correcte, les (ou certaines des) protéines à boîte DEAD seraient des moteurs moléculaires se déplaçant unidirectionnellement le long de molécules d’ARN. Pour mettre en évidence une telle activité translocase, notre laboratoire dispose d’un outil méthodologique parfaitement adapté : la technique du smFRET (transfert de fluorescence sur molécule unique). En effet, en greffant chimiquement des fluorophores adéquats, l’un sur des protéines à boîte DEAD, l’autre sur leurs ARN substrats, nous pourrons examiner, par la technique du smFRET, la position relative en fonction du temps de la protéine et de l’ARN, et cela molécule par molécule. En conséquence, un mouvement unidirectionnel (“translocation”) de la protéine sur la molécule d’ARN doit ainsi pouvoir être clairement mis en évidence, comme schématisé ci-dessous :

Nous proposons donc au candidat/candidate à un stage dans notre laboratoire d’étudier par smFRET les éventuelles activités ARN-translocases de plusieurs protéines à boîte DEAD bactériennes sur des ARN substrats – toutes ces protéines et ARN ayant déjà été bien purifiés et caractérisés dans notre laboratoire.




19/10/2012

Laboratoire : Institut Jacques Monod – CNRS UMR 7592

Adresse : 15 rue Hélène Brion – 750205 PARIS Cedex 13

Responsable(s) de Stage : Nicolas BORGHI

Téléphone : 01 57 27 80 45

Email : [email protected]

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Intégration mécanique dans la cellule épithéliale. Résumé : Les épithéliums sont les tissus cohésifs typiques et les plus ancestraux des animaux multicellulaires. Les cellules épithéliales forment des feuillets en adhérant directement les unes aux autres par l’intermédiaire de complexes d’adhésion intercellulaire – le plus connu étant le complexe E-cadhérine - et à un substrat de matrice extracellulaire par les adhésions focales. Pendant la morphogénèse, les épithéliums se déforment sous l’effet des forces mécaniques générées par les cellules au sein même du tissu et par les tissus voisins. Les cellules épithéliales exercent par les adhésions focales des forces de traction sur la matrice extracellulaire. Ces forces sont équilibrées au niveau des contacts intercellulaires. À l’aide d’un nouveau senseur de force moléculaire par microscopie FRET, nous avons récemment montré que les protéines E-cadhérines sont sous une tension constitutive de quelques pN générée par le cytosquelette d’actomyosine, et que cette tension augmente aux contacts intercellulaires lorsque des cellules épithéliales sont étirées (1). À l’heure actuelle, on ne connaît pas quelle elle la relation entre les forces de traction exercées par les cellules sur leur substrat et les tensions subies par les E-cadhérines aux contacts cellulaires. On soupçonne cependant que cette relation traduit la capacité de la cellule à adapter son comportement aux signaux et propriétés de son environnement. Afin de mettre à jour cette relation entre traction cellulaire et tension moléculaire, on se propose de combiner les mesures de tension dans les E-cadhérines par microscopie FRET et des forces de traction cellulaire par mesure du champ de déformation du substrat (1, 2). On pourra ensuite étudier comment des modifications de l’environnement cellulaire (rigidité du substrat, géométrie de surface d’adhésion…) et de la machinerie interne de la cellule (expression ou activité de certaines protéines d’adhésion et du cytosquelette…) affectent la relation entre forces cellulaires et tensions moléculaires. Fig.1 :A) le complexe E-cadhérine. B) Le senseur de force moléculaire FRET dans la cadhérine. C) une paire de cellules épithéliales exprimant la cadhérine avec le senseur FRET. D) haut : substrat de matrice extracelluaire (en forme d’arc). Bas : cellule adhérant sur le substrat en arc (vert = actine). Droite : champ de déformation du substrat.

1. Borghi N et al. (2012) E-cadherin is under constitutive actomyosin-generated tension that is increased at cell – cell contacts upon externally applied stretch. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 109:12568–73. 2. Tseng Q et al. (2011) A new micropatterning method of soft substrates reveals that different tumorigenic signals can promote or reduce cell contraction levels. Lab on a chip 11:2231–40.



19/10/2012


Adresse : Université Paris Sud – 91405 ORSAY Cedex

Responsable(s) de Stage : Eric RASPAUD


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107 – Physique de la région parisienne Titre du stage : déformabilité des biofilms. Résumé : Les biofilms sont des niches construites par les bactéries pour vivre, survivre et à partir de laquelle les cellules vont pouvoir coloniser d'autres espaces. L’analyse de stromalites indique qu’ils seraient l’une des premières colonies d’organismes vivants datant de plus de 3.5 milliards d’années. De nos jours, ils sont présents dans tous les écosystèmes avec des impacts aussi bien positifs (dans l’environnement : dépollution des sols, retraitement des eaux, et pour la santé : biofilms intestinaux, dentaires, …) que négatifs (corrosion, infections nosocomiales, problèmes d’hygiène agroalimentaire,…). Il parait donc important de comprendre la capacité des bactéries en biofilms à s’adapter aux différents écosystèmes. Il existe à l’heure actuelle peu de données physiques sur ces systèmes. Nous souhaitons étudier leurs propriétés mécaniques en relation avec leurs déformations et mettre en évidence ainsi leur déformabilité. L’étudiant(e) effectuera des mesures de force et développera si besoin une instrumentation appropriée afin de déterminer les propriétés mécaniques de biofilms formés par Bacillus subtilis. Ces mesures seront couplées aux mesures de la déformation structurale du système. De manière plus générale, ce stage implique de l’instrumentation, de la microbiologie, des notions de mécanique des milieux continus et du traitement d’image.



19/10/2012

Laboratoire : IGBMC – Development and stem cells department

Adresse : 1 rue Laurent Fries – 67404 ILLKIRCH

Responsable(s) de Stage : Julien VERMOT


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED : Vie et Santé Titre du stage : Biofluid mechanics and vascular morphogenesis in zebrafish. Résumé : Blood flow forces are an essential element of the circulatory system and can lead to pathological diseases when abnormal (1). In the embryo, blood flow provides physical stimuli to remodel blood vessels and to stimulate blood stem cell proliferation (1). At these early stages, we have few details about the mechanical forces generated in the developing vascular network. Our goal is to understand the dynamics and the roles of biological flow during the development of the zebrafish. The candidate will use live imaging techniques, cell biology and genetic analysis to characterize the physical stimuli and the molecular mechanisms that specify cell responses to flow forces during angiogenesis. The project aims at investigating the fluid mechanics at work in the main arteries using opto-tweezing flow probing approaches, ultra fast imaging and poiseuille flow modeling. We will study arterial oscillatory flow and its role in generating an elastic wave that propagates in the aorta along the antero-posterior axis of the body. This propagating wave is supposed to produce an elastic force that allows self-entertained and steady flow in the vessels that are connected to the aorta (2). An attractive hypothesis is that the embryonic vascular network acts as a capacitor (or resonator) permitting heart efforts to be minimized at the earliest embryonic stages. This mechanical coupling may be key in tuning embryonic heart rate near the natural frequency of the vascular network at the beginning of its activity. The candidate will characterize the dynamics of the propagating wave and affect the wave through different experimental approaches. Altogether this work will help to uncover the dynamics and the the function of maturing endothelium. This work will permit to better understand the origins of congenital diseases such as cardiovascular diseases as well as abnormal conditions like atherosclerosis and tumor spreading. References : 1. Freund JB, Goetz JG, Hill KL, Vermot J. Fluid flows and forces in development: functions, features and biophysical principles. Development. 2012 Apr;139(7):1229-45. 2. Vermot J, Forouhar AS, Liebling M, Wu D, Plummer D, Gharib M and Fraser SE. Reversing blood flows act through klf2a to ensure normal valvulogenesis in the developing heart. PLoS Biology



19/10/2012

Laboratoire : Institut Pasteur, Groupe Imagerie et Modélisation

Adresse : 25 rue du Docteur Roux, 75015 Paris

Responsable(s) de Stage : Christophe ZIMMER – H. WONG – M. LELEK


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 474 – Frontières du Vivant Titre du stage : Modélisation et imagerie à haute résolution de l’organisation nucléaire. Résumé : Our group develops computational imaging and modeling techniques to gain a quantitative understanding of selected cell biological processes. We combine approaches from applied mathematics, informatics, physics and cell biology, often in close collaboration with experimental biology labs. A main current interest of our group is to describe and understand the 3D organization of the genome inside cell nuclei and its functional implications. We initially developed imaging techniques to analyze chromatin locus positions and dynamics at high spatial resolution from large populations of cells. This allowed us to accurately map the territorial organization of many loci in the budding yeast nucleus 1,2. In order to understand the principles that govern this organization, we developed a predictive computational model of yeast chromosomes based on polymer physics 3. This model quantitatively explains most of the experimental data, thus indicating that yeast nuclear organization is determined mainly by generic physical effects, rather than specific biological factors 3. We now want to explore the model’s ability to quantitatively predict important functional processes that are influenced by nuclear architecture. Simultaneously, we work on more accurate experimental descriptions of nuclei using advanced imaging methods. Beyond nuclear organization, we have a general interest in imaging techniques that overcome the limitations of conventional microscopy. We have set up a super-resolution microscopy system based on computational localization of single molecules (PALM/STORM) that achieves ~20 nm resolution (conventional microscopes have resolutions of 200-300 nm) 4. We also developed a new variant of this technique allowing for non-invasive imaging of protein aggregates and applied it to analyze the morphology of HIV virions in infected cells5. We are now interested in further improving the spatial and temporal resolution and other aspects of these techniques using a combination of computational, optical, and biochemical approaches. Several projects can be proposed, depending on the candidate’s background and preferences, including the two below: • Computational modeling of the yeast nucleus: Although our current model yields good statistical agreements

with static experimental data3, some significant –perhaps biologically meaningful- discrepancies remain. We therefore need to more systematically investigate a larger variety of models and extend them to predict dynamic processes. With the current implementation of the simulation, computation times are too large. Therefore, a current priority is to drastically accelerate the simulation. One proposed approach is to modify and rewrite parts of the simulation code with libraries that allow parallelization and hardware acceleration using GPUs. Once substantial accelerations are obtained, the candidate will be able to confront a large family of models to the experimental data. This should yield a better understanding of the mechanisms governing chromosome organization and some of its functions.

• Improvement of super-resolution imaging: Currently, the reconstruction of a super-resolution image from raw data involves several cumbersome manual interventions that considerably slow down the throughput of the system and do not guarantee optimal results. These interventions include raw data transfer, selection of beads to remove drift artifacts, fine-tuning of several processing parameters and use of distinct software packages.. The proposed project consists in automating all or most of these steps in order to streamline data acquisition and reconstruction. For mathematically oriented candidates, we can propose related projects where new computational analysis methods may allow better use of the imaging data to improve resolution. In addition to increasing the data output and freeing up human time, these developments should improve the quality of high-resolution reconstructions and thereby directly impact ongoing biological studies on HIV, Chikungunya or nuclear organization.

For both projects, the candidate should ideally have a solid background in physics, applied mathematics or computer science and significant programming experience. The candidate will work in close collaboration with 1 or 2 other scientists.



19/10/2012

References : 1 Berger, A. B., Cabal, G. G., Fabre, E., Duong, T., Buc, H., Nehrbass, U., Olivo-Marin, J. C., Gadal, O. & Zimmer, C. High-resolution

statistical mapping reveals gene territories in live yeast. Nature Methods 5, 1031-1037, (2008). 2 Thérizols, P., Duong, T., Dujon, B., Zimmer, C. & Fabre, E. Chromosome arm length and nuclear constraints determine the dynamic

relationship of yeast subtelomeres. Proceedings of the National Academy of Sciences 107, 2025, (2010). 3 Wong, H., Marie-Nelly, H., Herbert, S., Carrivain, P., Koszul, R., Fabre, E. & Zimmer, C. A predictive model of the dynamic 3D

interphase yeast nucleus. Current Biology (in press), (2012). 4 Henriques, R., Lelek, M., Fornasiero, E. F., Valtorta, F., Zimmer, C. & Mhlanga, M. M. QuickPALM: 3D real-time photoactivation

nanoscopy image processing in ImageJ. Nature Methods 7, 339-340, (2010). 5 Lelek, M., Di Nunzio, F., Henriques, R., Charneau, P., Arhel, N. & Zimmer, C. Superresolution imaging of HIV in infected cells with

FlAsH-PALM. Proc Natl Acad Sci U S A 109, 8564-8569, (2012).


19/10/2012

Laboratoire : Biologie du développement, Institut CURIE, UMR3215, Equipe interdisciplinaire « Polarité division et morphogenèse.

Adresse : 11-13 rue Pierre et Marie Curie – 75248 PARIS Cedex 05

Responsable(s) de Stage : Yohanns BELLAICHE


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : « Frontières du Vivant » or other interdisciplinary Titre du stage : Characterization of tissue and molecular motor dynamics during morphogenesis. Résumé : Shape is one of the most striking properties of living organisms. Questions such as how can biological tissue move and what mechanisms underlie the diversity of organ shapes have interested developmental biologists for decades. Recent advances in tissue imaging, cell biology and active material physics phrase these questions in terms of cell dynamics and interplay between biochemical and mechanical processes. They highlight that understanding the acquisition of defined shapes by living systems requires interdisciplinary approaches to analyse how anisotropy of molecular motor regulates mechanical cell properties, how local cell dynamics generate large-scale deformation. Our interdisciplinary team (physics-biology) aims at understanding the biomechanical mechanisms that underlie the shaping of Drosophila epithelial tissue. In the context, we implemented a multi-scale imaging method to record morphogenesis of the Drosophila dorsal thorax during metamorphosis with excellent spatial and temporal dynamics. This multi-scale imaging enabled us to follow ~104 cells over several cell cycles with unprecedented dynamics: 5 min resolution over 26 h of development and 0.32 µm resolution over the ~750x700 µm2 of the tissue (Bosveld et al., Science 2012). In order to understand the interplay between mechanical forces and tissue morphogenesis, we now need to establish the first large tissue scale correlative map (104 cells) of cell static characteristics (size, shape), cell dynamics, cytoskeleton regulators, stress and tissue deformation. In close collaboration with both biologists and physicists, the aim of the internship will be to: (i) apply an original statistical framework developed in the team to quantify and compare all aspects of cell dynamics and to link them to tissue growth, morphogenesis and tissue organization; (ii) determine the local stress using a recent validated method (Ishihara et al., in preparation); (iii) carry out the analysis of local molecular motor distributions such as MyosinII during tissue morphogenesis by using quantitative tools developed in the team. Collectively these maps will permit to identify the biophysical mechanisms regulating tissue morphogenesis by analysis the correlation between cell dynamics and mechanical stress at the level of tissue. They will be the basis for identifying the link between gene expression and mechanics using both Drosophila mutant conditions and physical modelling of epithelial tissue dynamics.

Left: multi-scale live imaging of the Drosophila epithelial tissue; middle map of the cell apical size; right deformation rate of the tissue (for detail see, Bosveld et al., Science, 2012, 336:724-7).



19/10/2012

Laboratoire : Neurophysiologie et nouvelles microcopies, U603 Inserm

Adresse : 45 rue des Saints pères – PARIS

Responsable(s) de Stage : Serge CHARPAK


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 158 – Cerveau-Cognition-Comportement ED 474 – Frontière du Vivant Titre du stage : Imagerie biphotonique de l’activité neuronale et de la consommation en oxygène. Résumé : Les techniques d'imagerie cérébrale fonctionnelle chez l'homme utilisent le fait que l’activation neuronale s’accompagne d’une augmentation locale du flux sanguin, ou "hyperémie fonctionnelle". En particulier, l'imagerie par résonance magnétique (IRM) de type BOLD (Blood Oxygen Level Dependent) détecte les variations de concentration de la desoxyhémoglobine vasculaire, variations qui dépendent du flux sanguin et de la consommation d’oxygène générée par l’activation neuronale. Le projet est d’utiliser des techniques d’imagerie biphotonique et d’électrophysiologie pour analyser le lien entre l’activation neuronale et le signal BOLD. Pour ce faire, nous analysons les réponses neuronales, astrocytaires vasculaires ainsi que la consommation d’oxygène au cours d’une stimulation olfactive. Le projet consistera à analyser ces réponses chez l’animal anesthésié en utilisant de nouvelles sondes sensibles à l’activité. Il s’agit soit d’un projet de Master 2 débouchant sur une thèse soit d’un projet de thèse.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Charles Fabry – Équipe Biophysique en molécule unique

Adresse : Institut d’Optique – 2 avenue Augustin Fresnel – 91128 Palaiseau

Responsable(s) de Stage : Nathalie WESTBROOK


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 288 – Ondes et Matière Titre du stage : Étude cinétique d’un ribosome eucaryote individuel par microscopie de fluorescence. Application à la terminaison de la traduction. Résumé : Entre 10% et 30% des maladies génétiques humaines sont liées à l'apparition d'une mutation non-sens (PTC) dans la phase codante d'un gène. Cette mutation provoque l'arrêt prématuré de la synthèse protéique entrainant la synthèse d'un polypeptide tronqué. Le franchissement de ce PTC peut être stimulé par des molécules telles que les aminoglycosides, ce qui permet au ribosome de synthétiser une protéine complète. Cette stratégie déjà appliquée à diverses maladies génétiques, peut s'appliquer aux cancers liés à l'apparition d'une mutation non-sens. Ces approches sont pour l’instant limitées par notre manque de connaissance des mécanismes de la terminaison de la traduction, notamment les aspects cinétiques du franchissement d'un codon stop. Par microscopie de fluorescence en réflexion totale, nous pouvons étudier ce mécanisme à l'échelle d'un seul ribosome. L’objectif du stage est d’améliorer la stabilité des signaux de fluorescence associés à l’avancée du ribosome le long de l’ARN messager. Dans la méthode que nous utilisons actuellement, le ribosome, en avançant le long de l’ARN messager, décroche un court brin d’ARN fluorescent, conduisant ainsi à la disparition d’un spot de fluorescence, mais ce signal est en concurrence avec le photoblanchiment naturel du fluorophore sous illumination. Plusieurs pistes d’évolution sont en cours d’étude : accélération du processus de traduction par augmentation de la température ou ralentissement du photoblanchiment par action physicochimique sur le marqueur. L’équipe de l’IGM est constituée de 2 chercheurs et 1 doctorant en 1ère année, et celle du LCF de 2 chercheuses et 1 doctorant en 3ème année. L’étudiant pourra s’il le souhaite effectuer une partie de son stage de M2 dans le laboratoire de l’IGM afin d’y préparer le matériel biologique (purification de ribosomes, transcription in vitro). Le dispositif optique est en place au Laboratoire Charles Fabry, où s’effectuera la partie principale du stage, qui pourra se poursuivre en thèse (financement envisagé : ED Ondes et Matière n°288 + appels à projets spécifiques pour les projets interdisciplinaires entre laboratoires de l’Université Paris Sud ou du Campus Paris Saclay). Projet en collaboration avec l’équipe « Génomique, structure et traduction » à l’Institut de Génétique et Microbiologie (Université Paris-Sud, Orsay).



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Charles Fabry – Groupe Biophotonique

Adresse : Institut d’Optique – 2 avenue Augustin Fresnel – 91128 Palaiseau

Responsable(s) de Stage : Karen PERRONET


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 288 – Ondes et Matière Titre du stage : Étude par pince optique des propriétés mécaniques de cellules endothéliales. Résumé : Les propriétés mécaniques des cellules ont des conséquences importantes sur leurs fonctions. Par exemple, des cellules endothéliales tapissant nos artères peuvent se dégrader sous l’effet des forces dues au flux sanguin et mener à des maladies comme l’athérosclérose. Au laboratoire, nous cherchons à comprendre comment la force exercée sur la membrane externe de ces cellules est transmise jusqu’au noyau. C’est en effet ce dernier qui peut se déformer anormalement menant à l’apparition de la maladie. Pour cela, nous utilisons la technique de piégeage optique. A l’aide d’un faisceau laser fortement focalisé, nous pouvons manipuler des billes fixées à des protéines spécifiques de la membrane extracellulaire. Ensuite, par microscopie à contraste de phase, nous observons les déformations éventuelles de la cellule sous l’effet de cette force bien contrôlée. Le stage proposé s’inscrit dans ce cadre. L’étudiant devra mettre au point un piège oscillant permettant de mesurer les propriétés rhéologiques locales de la matrice cellulaire. Ensuite, nous pourrons évaluer les dégradations de ces propriétés si la cellule n’exprime pas des protéines particulières impliquées dans la chaîne de transmission de la force externe vers le noyau cellulaire. Ce travail sera effectué en collaboration entre l’équipe « biophysique en molécule unique » du groupe Biophotonique du LCF et l’équipe d’Abdul Barakat, titulaire de la chaire AXA ingénierie cellulaire-cardiovasculaire au LadHyX à l’école Polytechnique. Il pourra être poursuivi par une thèse, avec soit un financement AXA, soit un financement par l’école doctorale Ondes et Matière (ED n°288). Collaboration : ce projet est en collaboration étroite avec Abdul Barakat du Laboratoire d’Hydrodynamique de l’École Polytechnique (LadHyX).



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Adhésion et Inflammation

Adresse : Campus de Luminy – Marseille

Responsable(s) de Stage : Marie-Pierre VALIGNAT


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Importance relative du cisaillement hydrodynamique et des gradients de chimiokines dans les processus d’extravasion. Résumé : Les Lymphocytes T (LT) sont des cellules immunitaires qui jouent un rôle essentiel dans la défense de l’organisme. Ils patrouillent dans le système sanguin et passent dans les tissus pour rejoindre les zones d’inflammation. Ce processus de transition comporte plusieurs étapes dont une étape de migration des cellules sur la paroi des vaisseaux, dans laquelle les cellules sont soumises à une forte contrainte hydrodynamique résultant de l’écoulement sanguin. Nous utilisons une approche in vitro pour explorer l’influence du cisaillement hydrodynamique sur les processus de migration et transmigration des lymphocytes-T (LT). Récemment, nous avons mis en évidence un phénomène étonnant : non seulement les LT sont sensibles au cisaillement et adaptent fortement leur directionnalité à la direction de l’écoulement, mais surtout ils migrent à contre-flux en conservant une vitesse constante. Dans ces expériences, les LT migrent sur les surfaces en l’absence de chimiokines et l’orientation des cellules est seulement imposée par un signal d’origine mécanique. Cependant, dans les processus d’inflammation, les cellules sont aussi a priori guidées vers leur site d’extravasion via un signal d’origine biochimique (un gradient de chimiokine). Le but de ce stage est donc d’explorer la réponse des LT lorsqu’ils sont confrontés simultanément à ces deux types de signalisation.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Matière et Systèmes Complexes Équipe Physique du Vivant

Adresse : UMR 7057 – UFR de Physique – Campus Paris – Bâtiment Condorcet – 75013 PARIS

Responsable(s) de Stage : Benoît LADOUX


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Étude des mécanismes de cohésion d'un tissu épithélial. Résumé : Notre groupe développe des techniques de micro--‐mécanique et de microfabrication pour étudier les mécanismes d’interaction des cellules avec leur environnement. Les cellules peuvent migrer sous différentes conditions qui dépendent de l’environnement biochimique ou mécanique. Connaître les mécanismes de la migration, les protéines impliquées et leur régulation est essentiel pour comprendre les processus de morphogénèse ou certaines situations pathologiques. Dans ce contexte, la migration collective des cellules est un processus clé qui intervient pendant le développement ainsi que dans la vie adulte. Elle joue un rôle très important pour la formation et l’entretien des couches épithéliales, notamment au cours du développement embryonnaire et pendant la cicatrisation des trous épithéliaux résultant, par exemple, d’une blessure. Lorsque l’épithélium présente une discontinuité, des mécanismes actifs qui impliquent une migration coordonnée des cellules sont nécessaires pour préserver l’intégrité des tissus. Les modes de fermeture peuvent être liés à la contraction d’un anneau contractile d’acto--‐myosine (« purse--‐string ») qui ferme la blessure et/ou à la migration active des cellules du front. Dans ce contexte, nous nous intéressons aux mécanismes qui maintiennent la cohésion d’un épithélium. Pour étudier ces aspects de manière quantitative et reproductible, nous avons développé une nouvelle méthode basée sur des techniques de microfabrication qui permet de faire une étude quantitative de la fermeture des trous épithéliaux. Nous avons fabriqué des substrats de micropiliers dans lesquels les cellules sont libres de pousser entre les microstructures. Lorsqu’elles sont parvenues à confluence, on retire le substrat qui laisse

apparaître des trous contrôlés (Anon et al. PNAS 2012)1. L’objectif de ce stage sera d’étudier la fermeture de trous en fonction de leur géométrie. On s’intéressera en particulier à la dépendance des mécanismes de fermeture (contractilité versus migration) en fonction des paramètres géométriques de l’espace libre. Nous chercherons également à étudier les forces mises en jeu lors de ces processus ainsi que le rôle de certaines Rho GTPases. Cette approche permettra d’étudier les contributions relatives des mécanismes de « purse--‐string » et de migration dans la dynamique des cellules épithéliales. Ce stage expérimental pourra comporter une partie de modélisation. Le début du stage sera consacré aux développements expérimentaux et à l’étude de l’influence des contraintes géométriques. Ensuite, il s’agira d’utiliser et d’adapter des outils de mesure de forces et de corréler ces forces à l’activité de certaines protéines (par photoactivation ou FRET) impliquées dans ces mécanismes.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Matière et Systèmes Complexes Équipe Physique du Vivant

Adresse : UMR 7057 – UFR de Physique – Campus Paris – Bâtiment Condorcet – 75013 PARIS

Responsable(s) de Stage : Benoît LADOUX


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Étude des forces intercellulaires au sein d’un tissu épithélial Résumé : Notre groupe développe des techniques de micro--‐mécanique et de microfabrication pour étudier les mécanismes d’interaction des cellules avec leur environnement. La façon dont les cellules sont capables de percevoir et d’intégrer les propriétés de leur environnement et de répondre pour maintenir l’homéostasie à l’échelle de la cellule, du tissu ou de l’organe reste une des questions centrales de la biologie. L’étude de la réponse mécanique des cellules adhérant à la matrice ou aux autres cellules et de l’adaptation des contacts cellulaires au stress mécanique imposé par l’environnement devrait permettre de déterminer le rôle de ces protéines clé dans l’adhésion et la migration des cellules normales et malades. L’objectif de notre projet est de déterminer comment les ligands intercellulaires principaux des jonctions intercellulaires de types adherens: les cadhérines et protéines associées, perçoivent, s’adaptent au stress mécanique et transmettent les forces de cellule en cellule dans le contexte de tissus épithéliaux. Nous avons pour objectif de cartographier et d’appliquer des forces au sein de tissus épithéliaux à l’aide de techniques de micro et nano--‐fabrications. Pour étudier ces aspects de manière quantitative et reproductible, nous proposons d’utiliser la technique de stop--‐flow lithography qui consiste à faire s’écouler dans un canal micro--‐fluidique un polymère qui réticule après exposition aux ultra--‐violets (Collaboration avec PS. Doyle, MIT). Régulièrement, le flux est interrompu dans le canal, puis celui--‐ci est exposé aux uv. Le faisceau lumineux passe à travers un masque, ainsi seules certaines zones du canal sont exposées. Le polymère réticule donc selon un motif précis, créant donc des micro--‐ particules. Le flux est ensuite réamorcé dans le canal, permettant ainsi d’évacuer les particules créées et de continuer le processus. Nous utiliserons ensuite ces particules incorporées au sein d’une monocouche de cellules épithéliales pour mesurer les mouvements relatifs des cellules, étudier les forces de friction intercellulaires (particules déformables) et enfin, exercer des forces locales (particules magnétiques) pour étudier la réponse cellulaire. Il s’agira d’un stage expérimental. Le début du stage sera consacré aux développements expérimentaux et à la co--‐culture des particules et des cellules. Ensuite, il s’agira d’adapter ces particules (forme, rigidité…) pour mesurer les forces et les corréler au recrutement des protéines associées aux jonctions adherens (alpha--‐caténine, cadhérines, actine…).



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Matière et Systèmes Complexes

Adresse : UMR 705 – Université Paris/Diderot – Bâtiment Condorcet – 75205 PARIS Cedex 13

Responsable(s) de Stage : Jean-François BERRET – Gaëlle CHARRON


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 518 – ED 107 Titre du stage : Micro-rheology of cells. Résumé : Rheology is the science of flow and deformation of matter. It is based on the application of deformations or stresses to macroscopic samples to determine their viscosity. The rheological properties of soft condensed matter, i.e. polymers, liquid crystals or gels are usually measured with a rheometer on sample volumes of the order of 1 ml. Rheology on biological objects is more challenging since biological samples usually provide tiny

amounts of fluid. Living cells for instance have volumes of the order of one picoliter (10--‐12 L). To study the rheological properties of such samples, researchers use embedded colloids whose motions, either passive or active, act as probes for the local environment.

Transmission electron microscopy and phase contrast images of magnetic nanowires. These wires are used as embedded rheometers inside living cells.

The goal of this internship is to develop the technique of microrheology using magneto--‐fluorescent nanowires, and to apply it to the intracellular medium of living cells. Here, the intracellular mechanics of cells will serve as a diagnostic tool for malignancy, as cancer and metastatic cells have been found to be softer than non--‐ cancer cells. Magnetic NWs are suited for both passive and active micro--‐rheology, since they can be remotely actuated by the application of an external magnetic field. The internship will consist in synthesizing magneto--‐fluorescent wires in a first step. In a second step, internalization and tracking of nanowires inside various cell lines will be monitored by phase--‐contrast and/or fluorescent confocal microscopy. Development of mechanical models for cell interiors is also foreseen.

Recent References on this work M. Safi, M. Yan, M.--‐A. Guedeau--‐Boudeville, H. Conjeaud, V. Garnier--‐Thibaud, N. Boggetto, A. Baeza--‐Squiban, Florence Niedergang, D. Averbeck and J.--‐F. Berret, Interactions between magnetic nanowires and living cells : Uptake, toxicity and degradation, ACS Nano 5 (7), 5354--‐5364 (2011) M. Safi, J. Courtois, M. Seigneuret, H. Conjeaud and J.--‐F. Berret, The effects of aggregation and protein corona on the cellular internalization of iron oxide nanoparticles, Biomaterials 32 (2011) 9353--‐9363 B. Pelaz, G. Charron, C. Pfeiffer, Y. Zhao, J. M. de la Fuente, X.--‐J. Liang, W. J. Parak and P. del Pino Interfacing Engineered Nanoparticles with Biological Systems: Anticipating Adverse Nano--‐Bio Interactions. Small (2012) G. Charron, T. Stuchinskaya, D. R. Edwards, D. A. Russel and T. Nann, Insights into the Mechanism of Quantum Dot--‐ Sensitized Singlet Oxygen Production for Photodynamic Therapy. J. Phys. Chem. C 116, 9334–9342 (2012).



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Matière et Systèmes Complexes

Adresse : UMR 705 – Université Paris/Diderot – Bâtiment Condorcet – 75205 PARIS Cedex 13

Responsable(s) de Stage : Jean-François BERRET – Gaëlle CHARRON


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 518 – ED 107 Titre du stage : Micro-rheology of cells. Résumé : With the popularization of diesel engines in the automotive industry, catalytic exhaust with regeneration modules have been developed extensively these late years. In France, 75% of all cars and trucks are running with diesel, most of them being operated with a particulate filter associated to a fuel--‐ borne catalyst. These catalysts are organic dispersions of engineered cerium oxide nanoparticles, or nanoceria. Although cerium--‐based additives are efficient in reducing particulate matter of diesel soot, small but not negligible amounts might be emitted in the exhaust and contaminate ambient air and soil in high traffic areas.

Our project aims to study the behavior of nanoceria in biological fluids that could be predictive of their interactions and effects on cells. In occupational settings and in the environment, inhalation is the main route of unintentional exposure to nanoparticles. Inhaled particles can reach alveolar compartments, interact with epithelial cells and macrophages and modify their functions. These alveolar cells are moreover in contact with the pulmonary surfactant, a lipid--‐protein complex that reduces surface tension of the alveolar lining fluid (ALF). ALF represents the first line of defense against inhaled NP insults reaching the alveolar space.

Transmission electron microscopy image of 7 nm nanoceria internalized by murine fibroblasts. The vesicles on the right-hand side are endosmomes

Here, we intend i) to delineate the behavior of nanoceria in presence of alveolar lining fluid; ii) to correlate it with the particles ability to interact and induce an inflammatory response in lung target cells and iii) to investigate the nanotoxicity of cerium oxide in the context of nanotechnology applications. The figure illustrates the interactions between nanoceria and murine fibroblasts. Electron microscopy images show that the particles are localized in membrane--‐bound compartments, also

called endosomes. Preliminary in vitro assays indicate that at high concentration nanoceria exhibit some short--‐ toxicity, but the mechanisms of toxicity are yet unknown.

Recent References on this work M. Safi, H. Sarrouj, O. Sandre,N. Mignet and J.--‐F. Berret Interactions between sub--‐10 nm iron and cerium oxide nanoparticles and 3T3 fibroblasts : the role of the coating and aggregation state, Nanotechnology 21 (2010) 145103 M. Safi, M. Yan, M.--‐A. Guedeau--‐Boudeville, H. Conjeaud, V. Garnier--‐Thibaud, N. Boggetto, A. Baeza-- Squiban, Florence Niedergang, D. Averbeck and J.--‐F. Berret, Interactions between magnetic nanowires and living cells : Uptake, toxicity and degradation, ACS Nano 5 (7), 5354--‐5364 (2011) M. Safi, J. Courtois, M. Seigneuret, H. Conjeaud and J.--‐F. Berret, The effects of aggregation and protein corona on the cellular internalization of iron oxide nanoparticles, Biomaterials 32 (2011) 9353--‐9363



19/10/2012

Laboratoire : Imagif – Plate-Forme d’Imagerie Photonique – FRC3115

Adresse : Avenue de la Terrasse – Bâtiment 21 – 91198 GIF sur YVETTE Cedex

Responsable(s) de Stage : Jim DOMPIERRE – Béatrice SATIAT-JEUNEMAÎTRE – Sandrine LÉVÊQUE-FORT


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 145 – Sciences du végétal du gène à l’écosystème Titre du stage : Imagerie de super-résolution PALM pour l’étude de l’organisation des microtubules chez Arabidopsis thaliana. Résumé : Le développement récent des techniques de microscopie en super-résolution par pointillisme (PALM/STORM) a permis de dépasser la limite de résolution spatiale de la microscopie optique en champ lointain, telle que la microscopie de fluorescence. Cette résolution limitée notamment par le phénomène de diffraction est conditionnée par la longueur d’onde du rayonnement émis par le fluorochrome et l’ouverture numérique de l’objectif du microscope : dans le cas de la lumière visible, on peut espérer au mieux environ 200 nm × 600 nm de résolution spatiale (transversale × axiale). La microscopie PALM (Photo-Activation Localization Microscopy) est une technique de super-résolution qui améliore drastiquement la résolution spatiale transversale d’un microscope optique, ce qui rend possible l’imagerie de processus biologiques à l’échelle de la molécule unique. Cette technique repose sur l’utilisation de marqueurs fluorescents photo-convertibles dont l’expérimentateur contrôle l’activation stochastique, la lecture, puis la désactivation. Le principal défi scientifique de la microscopie PALM concerne la détection d’un signal provenant d’une infime quantité de sondes fluorescentes activées. Pour cette raison, La microscopie PALM est généralement associée à une autre technique de microscopie optique possédant une haute sélectivité axiale des molécules fluorescentes permettant de baisser significativement le bruit de fond dû à la diffusion intrinsèque de la lumière dans les milieux biologiques, et donc d’augmenter fortement le contraste des images obtenues, la microscopie TIRF (Total Internal Reflection Fluorescence). Longtemps perçue comme n’étant pas réalisable dans les cellules végétales, du fait de leurs parois, nous avons développé une méthodologie permettant la microscopie TIRF chez les plantes Arabidopsis thaliana, et nous mettons en œuvre cette approche dans le but d’étudier la dynamique du réseau cortical de microtubules dans les cellules végétales. L’objet de ce stage concerne donc le développement méthodologique de la microscopie PALM chez les plantes en configuration de microscopie TIRF. Il s’agira dans un premier temps de valider TIRF chez les plantes. Dans un deuxième temps, nous mettrons au point et optimiserons les protocoles d’acquisition d’images PALM sur la caméra EMCCD, en synchronisant les phases d’activation, de lecture et de désactivation des sondes fluorescentes. Enfin, nous étudierons l’effet de mutation d’une protéine (EB1) impliquée dans la dynamique des microtubules, sur l’organisation du réseau cortical des microtubules chez Arabidopsis thaliana.




19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire d’Enzymologie et Biochimie Structurales

Adresse : CNRS – bâtiment 34 – avenue de la Terrasse – 91190 GIF sur YVETTE Cedex

Responsable(s) de Stage : Guillaume ROMET-LEMONNE – Antoine JÉGOU


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Couplage mécano-chimique dans l’assemblage des filaments d’actine. Résumé : Dans les cellules vivantes, divers réseaux de filaments d’actine génèrent des forces mécaniques. Ces réseaux sont dynamiques, et régulés par un grand nombre de protéines qui interagissent avec les filaments d’actine (par exemple pour les assembler, les connecter, les stabiliser, ou les fragmenter) ainsi que par les forces mécaniques qu’ils subissent. Comprendre la régulation coordonnée des différents réseaux d’actine nécessite des approches complémentaires de physique, chimie et biologie. Depuis quelques années, des outils issus des sciences physiques permettent d’observer directement ces mécanismes, à l’échelle de la molécule unique. Cela donne un éclairage nouveau sur les interactions entre protéines, et permet d’étudier plus en détail le rôle que joue leur environnement mécanique.

Pour manipuler et observer des filaments individuels, le laboratoire dispose de montages de pinces optiques et de microscopie à onde évanescente (TIRF), récemment complétés par une nouvelle approche microfluidique. Nous avons montré que cette technique permettait d’obtenir des mesures très précises à l’échelle des filaments individuels (Jégou et al., PLoS Biol. 2011, Niedermayer et al. PNAS 2012), et que l’écoulement microfluidique est un moyen efficace et fiable de mettre les filaments sous tension mécanique (publication en cours). Le travail de stage/thèse consistera à utiliser et à combiner ces différentes approches afin d’étudier comment l’interaction d’un filament avec diverses protéines régulatrices est modulé par des contraintes mécaniques. On s’intéressera ainsi à des protéines qui coiffent, stabilisent, déstabilisent ou fragmentent les filaments. On commencera par appliquer des forces de tension aux filaments, mais on cherchera également à faire évoluer le montage expérimental afin d’appliquer d’autres types de contraintes mécaniques aux filaments (courbure, par exemple).

Ce projet sera mené au sein d’une équipe particulièrement pluridisciplinaire, qui offre une opportunité unique pour consolider sa formation à l’interface physique-biologie.

Page web de l’équipe : http://www.lebs.cnrs-gif.fr/en/teams/leclainche-renault.html

bille dans pince optique

5 µm

filament d’actine

Combinaison d’écoulement microfluidique et d’un piège optique pour appliquer et mesurer une force sur le point d’ancrage d’un filament d’actine.

Filaments d’actine,alignés par le flux dans une cellule microfluidique.



http://www.lebs.cnrs-gif.fr/en/teams/leclainche-renault.html


19/10/2012

Laboratoire : Physique et Mécanique des Milieux hétérogènes

Adresse : 10 rue Vauquelin 75005 Paris

Responsable(s) de Stage : Julien HEUVINGH – Olivia du ROURE


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 518 – Matière Condensée et Interface Titre du stage : Mécanique et génération de force par des gels d'actine en croissance. Résumé : L’actine est l’une des plus importantes « briques » moléculaires de la cellule vivante. Cette protéine polymérise sous forme de filaments qui s’organisent en réseaux (cytosquelette) pour assurer la rigidité et la déformabilité des cellules. La polymérisation de l’actine génère des forces qui sont utilisées par la cellule pour se déplacer, lors du développement embryonnaire ou lors de la formation des métastases cancéreuses. La compréhension de ces réseaux du cytosquelette est un enjeu majeur à l'interface de la physique et de la biologie. De nombreuses questions restent ouvertes, comme : le lien entre l'architecture des réseaux et les fonctions bio-mécaniques de la cellule ; l'origine physique de la visco-élasticité de ces réseaux de polymères qui ressemblent plus à des échafaudages de câbles rigides qu'à des élastomères classiques ; ou le mécanisme qui permet à un réseau d'actine polymérisant de développer une force suffisante pour faire avancer une cellule en migration. Dans ce contexte, notre équipe a développé un système original pour étudier la mécanique de réseaux d’actine reconstitués in vitro, basé sur des colloïdes magnétiques de quelques microns. Un champ magnétique permet de déformer les gels d'actine reconstitués autour des billes en contrôlant la force dipolaire attractive entre elles. Cette technique est plus simple que les techniques précédemment utilisées et permet d'effectuer 100 fois plus de mesures dans un temps identique. Nous avons pu comparer la mécanique de réseaux d'actines d'architecture différente, et en tirer des conclusions sur l'origine de l'élasticité de ces réseaux (Pujol et al PNAS 2012 doi: 10.1073/pnas.1121238109). Cette technique expérimentale va bénéficier d'une amélioration importante grâce à la fabrication dans notre équipe de colloïdes magnétiques à faces planes en forme de disques, de cylindres ou de cubes. Ceci va nous permettre de déformer des réseaux d'actine entre deux surfaces planes et d'étudier des réseaux en train de polymériser, ce qui était impossible avec des colloïdes sphériques. Le sujet de cette thèse est d'étudier par cette technique des réseaux d'actine en croissance pour mieux comprendre le lamellipode et donc la migration cellulaire. Le champ d'études ouvert par cette technique est très vaste. Il sera possible d'avoir accès à de nouvelles grandeurs mécaniques comme la compressibilité ou l'élasticité non-linéaire, de comparer des gels actifs se réorganisant avec des gels figés, de mesurer les forces développées par ces réseaux avec différentes structure et en présence de différentes protéines, le renforcement de ce réseau en réaction aux forces qui lui sont opposées. Pour un stage de M2, il sera possible de ce centrer sur un seul des aspects détaillés ci-dessus ou d'utiliser des colloïdes sphériques pour mesurer le module visqueux de gels d'actine.




19/10/2012


Adresse : Campus de Jussieu, tours 32-33, 4ème étage

Responsable(s) de Stage : Georges DEBREGEAS – Raphaël CANDELIER


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 389 – P2MC La Physique de la Particule à la Matière Condensée Titre du stage : Imagerie calcique de l'activité neuronale par nappe laser. Résumé : Ce projet vise à comprendre l’intégration neuronale de l’information sensorielle – visuelle, olfactive et hydromécanique - chez le poisson zèbre. Cet animal modèle a la propriété d’être transparent à l’état larvaire ce qui autorise l’utilisation de l’imagerie calcique dans l’ensemble du cerveau. Cette technique permet de visualiser l’activité des neurones individuelles par l’intermédiaire de la fluorescence de sondes sensibles au calcium. Le laboratoire Jean Perrin a récemment développé une technique d'imagerie calcique par nappe laser, qui permet de visualiser l'activité neuronale. Contrairement aux méthodes de type confocal ou 2-photons traditionnellement utilisées dans ce type d’études, le sectionnement optique est ici obtenu par l’illumination de l’échantillon par une nappe laser perpendiculaire à l’axe d’imagerie. Cette approche permet d’augmenter de manière significative le nombre de neurones pouvant être enregistrés simultanément, tout en améliorant le rapport signal sur bruit. Elle permet d’imaginer obtenir des enregistrements de la dynamique neuronale à plusieurs Hertz dans l’ensemble du cerveau de l’animal (50 000 neurones). Cette technique est encore en pleine évolution et plusieurs améliorations sont possibles ; c'est ce que nous proposons de développer au cours du stage. En premier lieu, nous utilisons actuellement un laser dont la longueur d'onde se situe dans le spectre visible des larves, ce qui représente une limitation importante dans l'application de cette technique à l'étude de la modalité visuelle. Nous proposons donc de modifier le dispositif pour accueillir un laser infra-rouge pulsé et générer de la fluorescence à deux photons. Par ailleurs, il semble possible de s'inspirer de la microscopie confocale pour améliorer le sectionnement optique de la nappe laser : cela pourrait s'effectuer en filtrant les zones légèrement hors du plan focal par une fente mobile, dont le rôle serait l'équivalent du « pinhole » de la microscopie confocale. Ensuite, des outils d'analyse d'images et de traitement du signal ont besoin d'être développés. Pour cela, et à contrepied des approches souvent empiriques et/ou manuelles développées dans ce domaine, nous privilégierons une approche entièrement automatisée et l'utilisation de concepts inspirés de la physique statistique, telles que les corrélations temporelles des intensités de pixels pour la segmentation des neurones par exemple. Dans le cadre d’une thèse pouvant faire suite à ce stage, cette méthode sera mise à profit dans le cadre d’une étude du codage neuronal de l’information sensorielle. En combinant ces techniques d'imagerie à un contrôle fin des stimuli par microfluidique, et moyennant une rétroaction suffisamment rapide entre l'observation et la stimulation, il sera possible de modifier dynamiquement l'environnement perçu par le poisson alors même que celui-ci est paralysé et que l'on enregistre son activité neuronale. Le candidat sera en immersion dans une équipe d'expérimentateurs qui travaillent sur des sujets connexes en utilisant des techniques variées, avec qui il sera très probablement amené à interagir. Il pourra ainsi ouvrir son panel de compétences expérimentales vers la microfluidique, l'analyse comportementale ou la neuroéthologie.



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire Optique et Biosciences

Adresse : École Polytechnique - Palaiseau

Responsable(s) de Stage : Cédric BOUZIGUES


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED447 EDX Titre du stage : Imagerie d’enzymes de réparation de l’ADN individuelles par microscopie de fluorescence. Résumé : La réparation de l’ADN, suite à des erreurs de réplication ou des dommages radiologiques ou chimiques, est essentielle pour préserver l’intégrité du génome. Ainsi, la protéine NucS est connue depuis peu chez Pyrococcus abyssi pour son rôle dans le clivage de fragments simples brins résultant d’une cassure dans l’ADN double brin, ou « flaps » (travail de l’équipe de H. Myllykallio, Figure). Son mécanisme d’action est encore peu connu et l’imagerie de molécule individuelle est une approche puissante pour l’élucider, en rendant possible la visualisation « en action » d’une protéine. Nous avons ainsi développé un système expérimental basé sur la microscopie par onde évanescente permettant de visualiser l’interaction entre une enzyme de réparation et son substrat à l’échelle de la molécule unique (Figure). Ceci nous a permis de mesurer récemment avec une précision inédite la cinétique de l’association et de la dissociation du complexe NucS-ADN, en l’absence d’activité de clivage. Dans le cadre de ce stage, nous proposons d’étudier cette interaction dans des conditions proches de la situation physiologique. Le (la) stagiaire s’intéressera notamment à la processivité de l’enzyme sur le flap, au mécanisme de clivage des flaps par le complexe protéique (NucS-PCNA) permettant leur réparation et à l’effet de différents paramètres sur cette activité (salinité, température, flexibilité du fragment double brin,…). Ce stage interdisciplinaire impliquera des activités en biologie moléculaire (synthèse de fragments présentant une extrémité simple brin mimant une cassure physiologique, purification-marquage de protéines), en physico-chimie (traitement de surfaces pour l’accrochage spécifique de fragments d’ADN, fabrication de systèmes microfluidiques pour l’étirement ), et en microscopie (TIRF, suivi de molécules individuelles,…) et en modélisation pour l’interprétation quantitative des données expérimentales. Ce stage permettra l’obtention de résultats fondamentaux inédits pour un sujet encore peu exploré et physiologiquement essentiel, ainsi que l’acquisition de techniques variées permettant de poursuivre par une thèse dans de bonnes conditions. Ce stage sera idéalement poursuivi par une thèse, s’intéressant de façon plus générale à l’imagerie de différents complexes protéiques de réparation de l’ADN, in vitro et également in vivo à l’aide d’outils d’imagerie de molécule unique et à superrésolution (PALM).

Structure de PAb NucS Schéma d’une expérience in vitro



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire d’Hydrodynamique (LadHyX)

Adresse : École Polytechnique – Route de Saclay – 91128 PALAISEAU

Responsable(s) de Stage : Julien HUSSON


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 447 – École Polytechnique (EDX) Titre du stage : Développement d’un système in vitro pour étudier la migration transendothéliale de leucocytes. Résumé : L’objectif à long terme de notre recherche est de comprendre quantitativement la migration transendothéliale (ou transmigration) des leucocytes (i.e. globules blancs). Pendant ce processus clé de la réponse immunitaire, les leucocytes quittent la circulation sanguine pour atteindre les tissus en migrant à travers l’endothélium, la monocouche de cellules endothéliales tapissant l’intérieur des vaisseaux sanguins. Une incidence anormalement élevée de la migration transendothéliale est impliquée dans le développement de plusieurs maladies, notamment l’athérosclérose. Au stade précoce du développement de cette pathologie, des monocytes (un type particulier de leucocytes) transmigrent avec une incidence anormalement élevée et s’accumulent dans les parois des vaisseaux sanguins. Ils participent ainsi à la formation de plaques qui encombrent les vaisseaux sanguins et dont la rupture mène à des accidents cardiaques ou vasculaires cérébraux – ces complications étant la première cause de mortalité dans le monde occidental. De nombreuses molécules et voies de signalisations ont été identifiées comme étant impliquées dans la migration transendothéliale, mais beaucoup reste à découvrir concernant le rôle de facteurs biophysiques. D’autres groupes ont montré que les cellules endothéliales sont sensibles et se réorganisent sous la contrainte induite par le flux sanguin et selon la rigidité de leur substrat, mais le rôle des forces que génèrent les leucocytes ou cellules endothéliales reste encore largement à découvrir. Un pré-requis pour ces études quantitatives est la mise en place d’un système permettant l’observation de la transmigration de leucocytes au microscope. Dans ce projet nous nous focaliserons sur la transmigration de monocytes. Nous avons commencé le développement d’un système in vitro consistant en une monocouche de cellules endothéliales cultivées sur un substrat contrôlé (du collagène), et à travers laquelle des monocytes transmigrent (Figure 1).

Figure 1: Images acquise avec un microscope à contraste de phase. Un monocyte (flèche) transmigre à travers une monocouche de cellules endothéliale (barre : 20 µm). Plusieurs paramètres restent à explorer dans ce système, notamment la nature du substrat. Une fois établi, ce système permettra de caractériser la transmigration en quantifiant l’incidence, la localisation et la dynamique de leur transmigration (Figure 1). Ces observations seront corrélées avec des mécanismes moléculaires, d’une part en inhibant des fonctions cellulaires avec des agents pharmacologiques, d’autre part en utilisant un système modèle de microbilles recouvertes d’anticorps pour jouer le rôle de monocytes artificiels. Ces microbilles seront fabriquées avec un dispositif de microfluidique, et leur rigidité sera caractérisée avec de la microscopie à force atomique à l’aide d’une collaboration extérieure au laboratoire. Ce stage de M2 résolument expérimental se déroulera au Laboratoire d’Hydrodynamique de l’Ecole Polytechnique, dans un groupe travaillant à l’interface entre mécanique, ingénierie, et biologie cellulaire. L’étudiant(e) aura l’opportunité d’apprendre des techniques de culture cellulaire, de microscopie optique, de microfluidique et de cytométrie de flux. Une part du projet consistera également en un travail de traitement d’images (avec Image j, Matlab/Scilab ou autres) pour quantifier les observations expérimentales en microscopie optique.



19/10/2012

Laboratoire : Physico-Chimie Curie / UMR168

Adresse : Institut Curie – Centre de Recherche – 26 rue d’Ulm – 75248 PARIS

Responsable(s) de Stage : Axel BUGUIN

Téléphone : 01 56 24 64 97 Email :

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 107 Titre du stage : Compétition entre souches bactériennes. Résumé : De nombreux travaux en biophysique s'intéressent au comportement d’objets individuels (molécules ou cellules uniques). En complément, nous développons une activité autour des phénomènes cellulaires collectifs qui mettent en jeu une forme de communication entre cellules, conduisant à des phénomènes que les connaissances à l’échelle d’une seule cellule ne suffisent pas à expliquer. Nous étudions la réponse d’ensemble d’une population de bactéries chimiotactiques (Escherichia Coli) produisant dynamiquement des gradients locaux de concentration en nutriments et se déplaçant collectivement en réponse à ceux-ci. Le travail proposé portant sur le comportement collectif d'une population de bactéries en géométrie confinée est à notre connaissance moins répandu (on peut citer comme exception le travail de R. Austin [1] sur le « quorum sensing »). Ce sujet de stage a pour but d’étudier la compétition entre deux souches différentes pour une ressource limitée de nutriments. Nous disposons au laboratoire d’un système permettant de déposer deux types de bactéries différentes selon un motif choisi sur un gel d’agarose ou dans une structure microfabriquée. Nous commencerons par un système simple : deux souches exprimant deux fluorophores de couleur différente et possédant une résistance à deux antibiotiques différents. En variant la quantitée respective de chacun des deux antibiotiques, il sera possible d’appliquer une pression de sélection sur l’une des deux populations et d’observer le comportement global du système en fonction de la géométrie. Dans un contexte plus général, ce type de réponse collective peut conduire à l’apparition de surconcentrations en bactéries, étape préalable à la formation d’un biofilm. Nous nous intéressons donc à des problèmes tournant autour de l’évolution de populations bactériennes en environnements confinés dans lesquels le comportement de la population est conditionné par la géométrie. Ce biofilm peut alors être vu comme un microenvironnement naturel, dans lequel les bactéries sont susceptibles d’évoluer génétiquement pour éventuellement devenir pathogènes (programme incitatif et coopératif entre le centre de Recherche et l’Hôpital de l’Institut Curie et l’Institut Pasteur sur les infections nosocomiales). A plus long terme, pour une même souche bactérienne, il s’agira de mesurer le niveau d’expression de certains gènes impliqués dans le chimiotactisme en fonction de l’environnement. Ce stage pourra faire l’objet d’un prolongement dans le cadre d’une thèse. [1] S. Park et al ; Motion to form a quorum. Science, 301 (2003) 188.


19/10/2012

Laboratoire : Institut de Biologie de l'École Normale Supérieure

Adresse : 46, rue d'Ulm – 75005 Paris

Responsable(s) de Stage : Jean-Louis BESSEREAU


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 340 – Biologie Moléculaire Intégrative et Cellulaire - Université Claude Bernard Lyon 1 Titre du stage : Combining microfluidics and optogenetics to control neural connectivity in C. elegans. Résumé : How the activity of the neural system shapes its connectivity is a central question in neurobiology. We propose to address this problem in C. elegans by taking advantage of recent technological progress that can be implemented in this model organism. The nematode Caenorhabditis elegans is a 1 mm long transparent worm which is extensively used by neurobiologists because its nervous system is extremely simple: it only contains 302 neurons which make a total of less than 10,000 synapses. The connectivity of the system has been entirely described (http://www.wormatlas.org/) and is mostly invariant among wild-type animals. This animal is transparent during its entire life and can be genetically manipulated with powerful techniques. In the nose of the animal, three neurons called SAB make a fixed number of synapses with nose muscle cells. However, decreasing the electrical activity of the post-synaptic cells triggers the presynaptic proliferation of the SAB axons and the formation of new synapses (Zhao and Nonet, 2000, Development 127, 1253-66). Up to now, the electrical features that trigger this homeostatic response remain unknown, as well as the identity of the retrograde pathway promoting synaptogenesis. We propose to develop a system for controlling the activity of the SAB neurons and the innervated muscles using optogenetic tools over prolonged periods of time. In brief, some bacterial and plant channels and pumps can be controlled by light at visible wave-lengths to cause either depolarization or hyperpolarization of the cells. Using specific promoters, we can express these proteins specifically in SABs or in nose muscles. We also developed synaptic markers to visualize the SAB synapses in living animals to monitor the impact of activity manipulations over time. During the M2 project, the student will adapt a microfluidic device designed for longitudinal imaging of single worms over several days (J Vis Exp. 2012, 67, pii: 3780. doi: 10.3791/3780.) and build a simple illumination system to stimulate the animals over several days with controlled temporal patterns. Animals will be imaged to monitor synapses over time. In the future, this device would be used to identify the critical stimulation parameters that influence the establishment and maintenance of the connectivity and to test candidate mutants known to affect neurotransmission and neuronal development. Our laboratory will move to Lyon in June 2013. Candidates interested in a PhD would need to move to Lyon.



19/10/2012

Laboratoire : Institut des Sciences Moléculaires d’Orsay (ISMO)

Adresse : Bât. 210 – Université Paris Sud – 91405 ORSAY cedex

Responsable(s) de Stage : Marie-Pierre FONTAINE-AUPART – Bernard BOURGUIGNON


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 288 – Ondes et Matière (EDOM) Titre du stage : La spectroscopie vibrationnelle par génération de fréquence somme (SFG) associée à la microscopie de fluorescence pour l’étude de la biocontamination de surfaces fonctionnalisées. Résumé : Les matériaux en contact avec des fluides biologiques peuvent être colonisés par de nombreux microorganismes (bactéries, levures…) et des macromolécules telles que les protéines. Lorsqu’il s’agit de bactéries pathogènes, l’adhésion bactérienne devient un problème, en particulier dans les milieux agroalimentaire et biomédical, car elle se poursuit jusqu’à la formation de biofilms bactériens, des bio-structures moins sensibles à l’action des antibiotiques que les bactéries isolées. Malgré une littérature abondante sur les processus d’adhésion bactérienne, l’interface surface – bactérie est encore mal comprise principalement à cause du manque de caractérisation à l’échelle moléculaire. Notre groupe a développé une méthodologie basée sur l’optique non-linéaire (SFG femtoseconde) qui permet de sonder spectroscopiquement les molécules adsorbées par l’intermédiaire de leurs bandes de vibration, tout en bénéficiant d’une résolution temporelle ultra-brève : on arrive ainsi à savoir où sont les molécules sur leur support, quelle est leur conformation, et comment elles répondent à un transfert d’électron depuis leur support. Dans le cas de l’adhésion bactérienne, le support est un film de molécules auto-assemblées. Des études récemment développées par spectroscopie SFG couplée avec des mesures de microscopie confocale de fluorescence ont permis de proposer un mécanisme de l’adhésion bactérienne en présence ou non de protéines. Nous avons montré que les bactéries affectent la conformation du support pouvant conduire à une augmentation ou à une diminution de la colonisation bactérienne selon le caractère hydrophobe / hydrophile de la paroi bactérienne (Bulard et al. Langmuir 27 (2011) 4928) et que ce changement de conformation du substrat était aussi dépendant de la présence de protéines (Bulard et al. Langmuir (2012)). Nous proposons au cours de ce stage, d’étendre les possibilités d’utilisation de la spectroscopie vibrationnelle par SFG pour décrire plus complètement à l’échelle moléculaire le processus de bioadhésion. En particulier il est possible d’adapter la configuration du montage expérimental pour sonder par spectroscopie vibrationnelle, la fonction amide des protéines et ainsi identifier les changements de conformation de la protéine adsorbée sur le support en absence et en présence de bactéries. Le dispositif expérimental SFG permet aussi un accès facile à la gamme spectrale permettant de sonder la présence et l’organisation d’un film d’eau interfacial entre le support et les biomolécules. Ce projet met en jeu des collaborations avec, à l’intérieur du laboratoire, les groupes de Femtophysique moléculaire et de Biophotonique, ce dernier étudiant par ailleurs les biofilms par dynamique d’imagerie de fluorescence (FLIM, FCS, FRAP) à une échelle plus grande (≈ 300 nm), et à l’extérieur du laboratoire, l'INRA-AgroParisTech de Massy pour les souches bactériennes et les protéines.

Le stage permettra de se former aux techniques de l’ « ultra-rapide » avec une source laser femtoseconde délivrant 3 faisceaux accordables mis en forme pour obtenir des durées d’impulsion différentes, ainsi qu’aux techniques d’imagerie de la dynamique de fluorescence et de microbiologie. De plus, il permettra d’interagir avec des équipes de spécialités très différentes (physique moléculaire, optique ultra-rapide, chimie, photobiologie, biologie). Ce stage pourra se poursuivre par une thèse fiance par l’ED 288




19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire d’Enzymologie et Biochimie Structurales (LEBS)

Adresse : 1 Avenue de la Terrasse - F-91198 GIF-SUR-YVETTE Cedex

Responsable(s) de Stage : Emmanuèle HELFER


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 426 Gènes, Génome, Cellules Titre du stage : Organisation du complexe WASH à la membrane endosomale. Résumé : Situation du sujet : Notre équipe cherche à comprendre comment la cellule détermine sa forme et la forme de ses compartiments internes. Nous savons que les membranes cellulaires sont remodelées par le cytosquelette d’actine. Le complexe Arp2/3 génère des réseaux d'actine branchés qui jouent un rôle essentiel dans la formation de structures de migration et dans le trafic membranaire. Les projets de l’équipe portent sur la caractérisation des complexes multiprotéiques qui régulent le complexe Arp2/3 : le complexe WAVE active le complexe Arp2/3 au niveau de la membrane plasmique lors de la migration cellulaire ; le complexe WASH active le complexe Arp2/3 à la surface des endosomes et permet la fission de vésicules qui assurent le transport entre différentes régions de la cellule. Pour cela, le complexe WASH forme des micro-domaines avec des lipides spécifiques à la surface des endosomes, précurseurs aux vésicules qui vont se séparer des endosomes. Comment le complexe WASH s’organise-t-il en domaines ? Projet scientifique : Nous savons maintenant que le complexe WASH est recruté aux endosomes par un autre complexe protéique, le complexe rétromère. Par ailleurs, le réseau branché d’actine, généré par le complexe WASH, joue un rôle dans le contrôle de sa répartition en domaines. Le but du stage est de comprendre ce qui régule l’organisation du complexe WASH à la surface de la membrane. Pour cela, nous proposons une approche in vitro : nous utiliserons des vésicules géantes artificielles (GUVs), bien plus grandes que les endosomes dans les cellules, sur lesquelles nous observerons la répartition du complexe par microscopie optique. 1) Les complexes WASH et rétromère sont purifiés à partir de lignées cellulaires mammifères. Ils sont liés aux protéines de fusion GFP ou mCherry, ce qui permet de les observer en microscopie de fluorescence. Nous allons d’abord optimiser l’ancrage des 2 complexes sur les GUVs : le récepteur, i.e. le rétromère, d’abord ; puis le complexe WASH. Cette 1ère étape permettra de vérifier in vitro que le rétromère recrute directement le complexe WASH à la membrane. 2) Nous étudierons la répartition spontanée des complexes à la surface des GUVs. Formeront-ils spontanément des domaines, grâce à l’interaction spécifique de WASH avec certains lipides, ou resteront-ils dispersés de façon homogène ? La densité de l’un des complexes affecte-t-elle l’organisation de l’autre, et vice-versa ? 3) Nous augmenterons ensuite le degré de reconstitution de la machinerie en ajoutant l’actine et le complexe Arp2/3 au système, afin de voir comment le réseau d’actine modifie la répartition des complexes. Si le complexe WASH est distribué de façon homogène, l’actine va-t-elle induire la formation de domaines ? Si au contraire, les domaines sont déjà existants, comment seront-ils affectés par la croissance du réseau branché d’actine ? Toutes ces observations, combinées avec des études biochimiques et des approches de simulation, permettront une compréhension du mécanisme de formation des micro-domaines protéo-lipidiques à l’origine du transport vésiculaire intracellulaire. Par la suite, il est possible d’envisager une thèse sur le phénomène final de fission, portée par une étude parallèle : in vivo, dans des cellules, et in vitro, sur des vésicules. Techniques utilisées : Fabrication de membranes lipidiques Purification de protéines, biochimie des protéines Microscopie optique, analyse d’images Modélisations / simulations

Endosomes (en rouge) portant des domaines WASH (en vert) : section confocale simple (à gauche) et reconstruction 3D (à droite).



19/10/2012

Laboratoire : Laboratoire de Physique

Adresse : ENS Lyon – CNRS/UMR5672 – 46 allée d'Italie – 69007 LYON

Responsable(s) de Stage : Thomas GIBAUD

Téléphone : 04 26 23 38 28 Email : http://perso.ens-lyon.fr/thomas.gibaud/

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Self assembly and glass transition in rod-like bio colloids. Résumé : Biomaterials often have a structural hierarchy cascading from microscopic (angstrom-nanometer) to mesoscopic (micron) and to macroscopic (millimeter) length scales. A concrete example, from our own research demonstrates this hierarchical self-assembly [1,2]. At the smallest relevant lengthscales each virus, a rod-like biocolloid of 880nm length for a diameter of 6nm, is compose from a DNA molecule coated with thousands of copies of the major coat protein. At mesoscopic length scales the attractive interactions due to non-adsorbing polymers condense the dilute virus suspension into colloidal membranes, one rod length thick size disks as shown in Fig.1. Eventually those colloidal membranes coalesce into larger membranes. The properties of those membranes not only depend on the characteristics of the viruses but also the properties of the polymers that enable the attraction between the viruses.

1- Coalescence and defects: For instance, a single point mutation on the major coat protein of the virus changes the handedness of the chirality of the virus switching the twist at the edge of the membranes from left to right. Depending on the chirality of the membrane edges coalescence process can be very different and lead to new defects. Here will manipulate those new defects with optical tweezers to see how the defects interact.

2- Crystallization: Preliminary experiments show that for large polymers we observe circular membrane whereas for small polymers we observe hexagonal membranes, Fig.2. Based on the simple microscopic shape of those membranes as a function of the polymer size we expect to have a transition from an isotropic/fluid state to a solid/crystal state. Here we will study this transition as a function of the polymer size. First we will set up microscopy experiments to monitor the transition from fluid to solid by tracking individual rods and performing micro-rheology [3]. Second we will carry out diffraction experiments to capture the structural transition. Finally, we will monitor the effect of crystallization at the edge of the membranes by characterizing the interfacial tension, using video microscopy to measure the line tension and PolScope [4] and the orientation of the rods at the interface. These experiments should shade light into several aspects of 2D crystallization such as the existence an hexatic phase as one approached the crystal phase. We will compare our results to Parthasarathy’s group recent work where they measured of the rheology properties of lipid bilayers [5].

Apply by Email Expertise in biology, video microscopy, data analysis (Matlab, IDL) is appreciated [1] Reconfigurable Self-Assembly through chiral control of interfacial tension. T. Gibaud, et al. Nature 481, 348 (2012) [2] Entropy Driven Self-Assembly of Non-Amphiphilic Colloidal Membranes. E. Barry and Z. Dogic. PNAS 107, 10348 (2010). [3] Optical Measurements of Frequency-Dependent Linear Viscoelastic Moduli. T.G. Mason and D.A. Weitz, PRL 74, 250(1995) [4] A new view on polarization microscopy. R. Oldenbourg. Nature 381, 811 (1996). [5] Phospholipid bilayers are viscoelastic. C. W. Harland, M. J. Bradley, and R. Parthasarathy, PNAS 107, 19146 (2010).

http://perso.ens-lyon.fr/thomas.gibaud/

http://www.nature.com/nature/journal/vaop/ncurrent/full/nature10769.html


19/10/2012

Laboratoire : Unité de Neurosciences, Information et Complexité, UPR CNRS 3293

Adresse : UNIC-CNRS, Bât 32-33, 1 Avenue de la Terrasse, 91 198 Gif-sur-Yvette

Responsable(s) de Stage : Yves FRÉGNAC – Marc PANANCEAU


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 158 – Cerveau, Cognition et Comportement ED 387 – EDIV – Interdisciplinaire pour le vivant Titre du stage : Champ d’association Perceptif. Résumé : L’objet de ce stage / thèse en neurosciences cognitives et computationnelles sera de développer un modèle des interactions latérales entre voisins au sein des réseaux visuels corticaux. Ce modèle phénoménologique a pour but de rendre compte des processus de liage entre formes et mouvements, intervenant dans la perception bas--‐ niveau (non attentive) à partir des propriétés élémentaires des neurones des aires visuelles primaires. La présentation éparse de stimuli locaux anisotropes (barre lumineuse, Gabor ellipsoidal) est utilisée classiquement pour caractériser les champs récepteurs corticaux, qui se révèlent dans la plupart des cas comme des détecteurs locaux d’orientation. Les travaux intracellulaires du laboratoire montrent d’une façon inattendue que ces cellules intègrent également à un niveau sousliminaire les informations visuelles en provenance de régions étendues du champ visuel, relayées par des connexions intracorticales à longue distance. Le projet de recherche est centré sur la recherche d’interactions spatio--‐temporelles mettant en jeu de manière privilégiée la connectivité horizontale intracorticale. Le travail d’analyse et de modélisation s’appuiera sur un corpus de données intracellulaires déjà acquises au laboratoire et de données extracellulaires multiélectrodes en cours d’acquisition, en réponse à un bruit épars de mouvement apparent (qui s’avère un stimulus optimal pour activer la propagation latérale). Le but de l’étude est de développer une approche théorique inspirée de modèles en physique statistique (modèle de spin), où à partir de la description d’interactions par paires il est envisageable de reconstruire un champ d’interaction faible. La caractérisation de ce champ à partir des données électrophysiologiques permettra une description phénoménologique des champs d’association perceptifs en neurosciences cognitives, qui pourraient être le substrat du liage entre forme et mouvement (théorie de la Gestalt). Ce sujet est approprié pour un stage de longue durée et déboucher sur un travail de thèse à l’interface entre Physique et Neurosciences. L’étudiant doit avoir des compétences informatiques et théoriques, et être motivé par les Neurosciences Cognitives. Il travaillera en interaction étroite avec électrophysiologistes et pyschophysiciens et aura liberté de combiner expérimentation et modélisation si il le souhaite. Ce travail est effectué dans le cadre de projets intégrés Européens (BrainScales, The Human Brain Project) regroupant des laboratoires d’excellence dans le domaine du calcul neuromorphique, dans le but de développer de nouvelles architectures de calcul inspirées du Vivant. http://www.unic.cnrs---gif.fr http://brainscales.kip.uni---heidelberg.de/


http://www.unic.cnrs-/

http://brainscales.kip.uni-/


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Laboratoire : Unité de Neurosciences, Information et Complexité, UPR CNRS 3293

Adresse : UNIC-CNRS, Bât 32-33, 1 Avenue de la Terrasse, 91 198 Gif-sur-Yvette

Responsable(s) de Stage : Yves FRÉGNAC – Cyril MONIER


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 158 – Cerveau, Cognition et Comportement ED 387 – EDIV – Interdisciplinaire pour le vivant

Titre du stage : Étude multi--‐échelle de la dynamique corticale en fonction de la valence perceptive et la naturalité des stimulations visuelles.

Résumé : Le sujet du stage consistera à analyser des enregistrements multi--‐électrodes extracellulaires dans le cortex visuel des mammifères en réponse à des stimulations visuelles avec différents niveaux de complexité statistique (les rapprochant des scènes naturelles) et de valence perceptive (impliquant des processus de liage obéissant aux lois de la Gestalt). Le potentiel de champ local, l’activité multi--‐unitaire et unitaire, seront enregistrées simultanément au moyen de tétrodes ou grilles d’électrodes multi--‐sites dans le cortex visuel primaire. Ces signaux seront analysés en utilisant des algorithmes sophistiqués pour trier les impulsions provenant des différents neurones captés par une même électrode. En particulier l’objet du stage est de réaliser des analyses temps--‐fréquences du rapport signal sur bruit, des mesures d'information mutuelle et d'efficacité du codage neuronal et enfin des mesures de corrélations de l’activité des différents neurones enregistré simultanément. Une analyse fonctionnelle des champs récepteurs obtenus à partir des potentiels de champs locaux et de l'activité unitaire sera réalisée afin d’estimer le niveau de prédiction linéaire des réponses à différents stimuli. Une analyse de la dynamique collective du réseau pour des stimuli de différentes complexité (bruit de Dirac, entrées de Fourier, scènes animées naturelles, bruit dense) et valences perceptives (contours solides ou illusoires) sera réalisée en utilisant des méthodes appropriées (GLM, etc..). L’analyse de ces signaux sera comparée à celle à ceux obtenue, en présence des mêmes configurations de stimuli, par des enregistrements en intracellulaire et en imagerie optique avec des colorant sensible au potentiel. Ce travail s’inscrit dans une étude plus large multi--‐échelle (du microscopique au mésoscopique) de la dynamique spontanée et évoquée du réseau cortical et de sa reproductibilité. L’hypothèse de travail est que la précision temporelle du code neuronal s’accorde au spectre informationnel des stimuli qui sont présentés et est optimale pour les statistiques apprises par l’organisme au cours de son expérience visuomotrice passée. Ce sujet est approprié pour un stage de longue durée et déboucher sur un travail de thèse à l’interface entre Physique et Neurosciences. L’étudiant doit avoir des compétences informatiques et théoriques, et être motivé par les Neurosciences Cognitives. Il travaillera en interaction étroite avec électrophysiologistes et pyschophysiciens et aura liberté de combiner expérimentation et modélisation si il le souhaite. Ce travail est effectué dans le cadre de projets intégrés Européens (BrainScales, The Human Brain Project) regroupant des laboratoires d’excellence dans le domaine du calcul neuromorphique, dans le but de développer de nouvelles architectures de calcul inspirées du Vivant. http://www.unic.cnrs--‐gif.fr http://brainscales.kip.uni--‐heidelberg.de/


http://www.unic.cnrs-/




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Laboratoire : Laboratoire Physico-Chimie Curie

Adresse : Institut Curie – 11 rue Pierre et Marie Curie – 75005 PARIS

Responsable(s) de Stage : Pascal SILBERZAN


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : Titre du stage : Migration cellulaire collective. Résumé : Nous nous intéressons depuis plusieurs années aux questions de migration collective dans lesquelles les cellules d'un épithélium migrent tout en restant adhésives entre elles. Il est maintenant acquis que ces modes de migration jouent un rôle fondamental, encore relativement peu étudié, dans les phénomènes de transformation et d'invasion tumorale. Nous avons montré qu'il est possible de classifier les différents types de migration par des critères que nous pouvons ensuite relier à des modèles physiques. En particulier, il est possible de discriminer entre différents types cellulaires, par exemple entre cellules saines et cellules tumorales. En utilisant les techniques de microfluidique et de microfabrication, nous avons jusqu'à présent étudié cette situation principalement d'un point de vue mécanique. Par exemple, nous avons développé des techniques de micro-pochoirs afin de fabriquer des blessures modèles et évalué les forces localement mises en jeu en utilisant des substrats microstructurés par des micro-piliers souples. Nous souhaitons maintenant évaluer l'importance d'éventuels facteurs chimiques sur cette migration (et bien sûr coupler cette composante aux aspects mécaniques mentionnés plus haut). Des rétroactions positives entre ces facteurs et les aspects mécaniques ont été théoriquement étudiées mais demandent à être expérimentalement confirmés. De premières expériences mettant en jeu des facteurs de croissance semblent effectivement aller dans ce sens. Le but de ce stage sera de développer les méthodes permettant la délivrance de molécules d'intérêt et la quantification des effets induits. On utilisera en particulier les outils développés dans le groupe autour de la microfabrication et du traitement d'images. Le travail sera mené avec un des doctorants de l'équipe. Ce projet pourra se poursuivre en thèse. Ce projet est mené en collaboration avec l’équipe de J. Camonis, (Institut Curie, Unité de génétique et biologie des cancers) pour les aspects les plus biologiques et avec plusieurs groupes de théoriciens (I. Curie, ENS, WIS Israël).



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Laboratoire : Laboratoire de Physique de l'ENS de Lyon

Adresse : École Normale Supérieure de Lyon – 46 Allée d'Italie – 69364 LYON Cedex 07

Responsable(s) de Stage : Cédric VAILLANT – Daniel JOST


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 52 – Physique et d'Astrophysique de Lyon (PHAST) Titre du stage : Epigénétique de l'hétérochromatine. Résumé : L'ADN chromosomique des cellules eucaryotes est fortement condensé au sein d'un complexe nucléo protéique, la chromatine. Le premier niveau de compaction, le nucléosome, correspond à un enroulement de 146 paires de bases autour d'un octamère d'histone. L'arrangement linéaire de ces nucléosomes le long de la chaine ADN forme le chapelet nucléosomal ou "fibre de 10 nm". Cette fibre, notamment grâce à la fixation d'histones de liaison ou autre protéines architecturales pourrait se compacter en une fibre plus compacte, dite "fibre de 30 nm" et/ou s'organiser, à plus grande échelle, soit dans des phases denses de type "fondu de polymère" soit dans des structures plus ouvertes de type "boucles". Par ailleurs que ce soit au niveau de l'ADN, avec la méthylation, ou au niveau des histones, avec les modifications covalentes des queues ou l'insertion de variants, la chromatine se caractérise localement par une signature biochimique. Or, ces marqueurs biochimiques sont impliqués soit directement dans la structuration de la fibre (par exemple en modulant la stabilité des nucléosomes, ou l'interaction entre nucléosomes...) soit dans le recrutement de facteurs auxiliaires régulateurs de la chromatine comme les facteurs de remodelage. Il apparait ainsi, qu'aussi bien l'organisation spatiale que la composition biochimique de la chromatine, en modulant l'accessibilité des différents complexes enzymatiques à leurs sites nucléiques joue un rôle fondamental dans la régulation du programme transcriptionnel (quels gènes actifs et quand ?) des cellules : à temps court, dans le cas de la réponse au stress et à temps long, dans le cas de la spécification et maintenance (héritabilité) d'un type cellulaire au cours du développement ou lors de maladie comme le cancer. On parle alors de régulation "épigénétique" car celle-ci induit des changements (réversibles) de phénotypes cellulaires stables et héritables sans modification du génome. Les chromosomes eucaryotes sont ainsi (en général) composés de deux types de domaines épigénétiques structurels & fonctionnels chromatiniens : l'euchromatine, ouverte et généralement accessible, où l'on retrouve la plupart des gènes actifs et l'hétérochromatine, fortement condensée, riche en éléments transposables et en séquences répétées. D'un point de vue fonctionnel, l'hétérochromatine contrôle plusieurs aspects fondamentaux du fonctionnement nucléaire : (i) assemblage du kinetochore (ii) cohésion des chromatides sœurs assurant ainsi la bonne ségrégation durant la division cellulaire (iii) recombinaison : inhibition de toute recombinaison inopinée au niveau des séquences répétées garantissant ainsi une stabilité génomique (iv) expression des gènes : répression de la transcription des séquences sous-jacentes et voisines (v) activation/répression de certaines interactions à longue distance impliquées notamment dans la régulation du développement. L'hétérochromatine est en effet associée à la différentiation cellulaire, même dans les organismes unicellulaires ou elle contrôle le type cellulaire et la reproduction sexuée. Dans les organismes multicellulaires l'hétérochromatine est impliquée dans la maintenance de l'identité cellulaire au cours du développement. Malgré son importance, les mécanismes de formation et de maintenance (héritabilité), et la manière dont ce type de chromatine exécute ces différentes fonctions restent encore mal connues. D'un point de vue moléculaire, l'hétérochromatine se caractérise par des signatures biochimiques et structurelles particulières : l'hypo-acetylation des histones, la méthylation spécifique H3K9me, l'association avec des protéines structurales de la famille HP1 et par une distribution des nucléosomes très périodique. En accord avec ces observations, il a été montré in vitro que l'hypo-acétylation et la régularité de positionnement des nucléosomes facilitent la compaction de la fibre de 30 nm. Le scenario actuellement proposé pour l'assemblage hétérochromatinienne repose ainsi sur un mécanisme de recrutement et d'action combinée d'enzymes de méthylation, de protéines structurales de la famille HP1, d'enzymes de déacetylation et de facteurs de remodelage conduisant à une structure de la fibre, stable, compacte et faiblement accessible. Notre objectif est de mettre en place une modélisation biophysique des processus de nucléation, de propagation et de maintenance de l'hétérochromatine le long des génomes. On définira localement les configurations chromatiniennes "épigénétique" accessibles et on estimera les énergies et couplages mis en jeu ; on étudiera ainsi les propriétés d'équilibre (diagrammes de phases, fluctuations) et hors-équilibre (dynamiques de relaxation, de transition) de la chromatine le long de domaines génomiques. L'étude de ces modèles se fera principalement grâce à des simulations numériques (Matrices de transfert, Monte- Carlo, Dynamiques stochastiques) ; un goût et une connaissance solide de la programmation (en C, C++) est souhaitée. Il s'agira



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également d'analyser par des méthodes classiques de traitement du signal des données épigénétiques expérimentales obtenues dans d'autres laboratoires. L'encadrement se fera au sein d'un groupe de physiciens théoriciens, en interactions forte avec des biologistes et bio-informaticiens.


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Responsable(s) de Stage : Cédric VAILLANT – Daniel JOST


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 52 – Physique et d'Astrophysique de Lyon (PHAST) Titre du stage : Organisation des marqueurs épigénétiques dans le noyau. Résumé : L'information génétique d'un organisme est contenue dans l'ADN présent dans ses cellules. Une cellule humaine contient environ 2 mètres d'ADN génomique dans un noyau de moins de 10 micromètres de diamètre. Le confinement de l'ADN dans un espace aussi restreint nécessite plusieurs niveaux de compaction. Le premier niveau consiste en l'enroulement de l'ADN autour de protéines, les histones, formant ainsi une chaîne dont l'unité de base, le nucléosome, est constitué d'environ 200 paires de bases (bp) et d'un complexe protéique comprenant six histones autour duquel sont enroulées 147 bp. Le deuxième niveau de compaction correspondrait à l'agencement ordonné du chapelet nucléosomal en une fibre de chromatine de 30 nm de diamètre. Mais la structure précise reste en débat et de récentes expériences sur des chromosomes mitotiques sembleraient indiquer une structure plus désordonnée (Maeshima, Hihara and Eltsov, Curr. Opin. Cell Biol., 2010). A plus grande échelle, là aussi les incertitudes existent quant à l'organisation de la chromatine dans le noyau. Localement, la structure de la chromatine durant l'interphase dépend des gènes présents sur l'ADN. Les gènes activement transcrits sont principalement situés dans des régions moins denses (euchromatine) que les gènes inactifs (hétérochromatine). La régulation de ces régions est contrôlée par un ensemble de modifications chimiques de l'ADN ou des histones. L'épigénétique s'attelle à l'étude de ces modifications qui modulent l'expression génique sans altérer l'information génétique. La "carte" de ces modfications varie suivant le type de tissus cellulaires (neurones, fibres musculaires, etc.) et l'histoire individuelle de chaque cellule. La transmission fiable de cette "mémoire" épigénétique d'une génération à l'autre est cruciale pour la conservation du phénotype de la cellule et de ses propriétés d'adaptation. Récemment, de nouvelles techniques expérimentales (Hi-C) ont _émergées permettant l'accès aux probabilités de contact entre différentes parties du génome à l'intérieur du noyau (Lieberman-Aiden et al, Science 2009), donnant ainsi une information (partielle) sur l'organisation de la chromatine dans le noyau. Ces techniques ont permis d'observer que suivant le type de différentiation cellulaire (et donc de carte épigénétique), l'organisation dans le noyau de la chromatine était différente (Kalhor, Tjong, Jayathilaka, Alber and Chen, Nature Biotech., 2011) et que les gènes ayant le même état épigénétique avaient tendance à "plus" _interagir entre eux qu'avec d'autres gènes (Kharchenko et al, Nature 2011). Cela suggère donc l'existence d'un couplage entre épigénétique et organisation de la chromatine dans le noyau. L'objectif de ce stage est d'étudier systématiquement l'organisation des marqueurs épigénétiques dans le noyau afin de mieux quantifier les éventuelles corrélations existantes entre épigénétique et organisation de la chromatine. Pour cela, on se basera sur une modélisation physique de la chromatine, sur le développement de techniques numériques et sur l'utilisation d'outils bio-informatiques. Dans la première partie du stage, l'étudiant développera une méthode permettant d'inférer les conformations 3D de la chromatine dans le noyau à partir des cartes de contact expérimentales. En particulier, cette étape permettra d'estimer la probabilité d'obtenir une conformation quelconque de la chromatine dans le noyau. À partir de cela, nous devrions être capables de générer aléatoirement des conformations 3D de la chromatine compatibles avec les données expérimentales. La deuxième partie du stage sera consacrée à l'étude poussée de cet ensemble de conformations en lien avec les informations épigénétiques accessibles pour le génome étudie. En particulier, l'étudiant _étudiera l'organisation des marqueurs épigénétiques dans le noyau, comme par exemple en regardant la proximité et les interactions entre régions du génome ayant le même état épigénétiques. Cette étude se fera pour différents types cellulaires et dans différents organismes. Cela devrait nous permettre de mieux comprendre les éventuelles forces responsables de ce couplage entre épigénétique et organisation de la chromatine dans le noyau. L'étudiant devra avoir de solides connaissances en physique statistique ainsi que de bonnes bases en programmation.



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Responsable(s) de Stage : Cédric VAILLANT – Daniel JOST – Ralf EVERAERS

Téléphone : 04 72 72 88 25 04 72 72 86 34 04 72 72 86 32

Email : [email protected] [email protected] ralf.everaers@ens--‐lyon.fr

N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 52 – Physique et d'Astrophysique de Lyon (PHAST) Titre du stage : Effect of nucleosome positioning on local DNA melting. Résumé : Fundamental processes such as transcription and replication require a transient, local opening of the DNA double helix. Such bubbles occur spontaneously under physiological conditions, while complete melting and the separation of the two complementary strands requires temperatures around 80oC. Bubbles have been implicated as an explanation for high cyclization rates in short DNA fragments, but their main interest lies in biology and in the physical mechanism underlying the functioning and control of transcription and replication start sites: the stability of DNA is sequence--‐dependent and opening is strongly influenced by superhelical stress and the binding of regulatory proteins. A number of studies have modeled the impact of superhelical stress on DNA melting and linked the bubble opening to genomic annotation. In particular, it has been shown that significant correlations exist between the predicted positions of strongly stress--‐induced destabilized regions and regulatory sites (see for example Wang, Noordewier and Benham, Genome Res., 2004, and Jost, Zubair and Everaers, Phys. Rev. E 2011). In vivo, nucleosomes (146 bp of DNA wrapped around a histone octomer) are key players of the DNA compaction inside eukaryotic nuclei and control the accessibility of protein complexes to their targets. Recently, genome--‐wide mappings of nucleosome occupancy have revealed a patchy landscape of depleted, enriched or disordered regions (Kaplan et al, Nature 2008). It has been shown that these experimental profiles are well described by a simple 1D thermodynamic model of a non--‐uniform fluid of confined 1D hard--‐rods (Chevereau, Palmeira, Thermes, Arneodo and Vaillant, Phys. Rev. Lett 2009). Nucleosomes binding locally hinders transcription. However, there is also a non--‐local effect, because wrapping around the octamer spool affects the superhelical stress in DNA with conserved linking number. As a consequence, nucleosome binding may be coupled to bubble opening and non--‐local changes in transcriptional activity. The project aims at theoretically addressing this question by modeling the effect of nucleosomes on DNA melting. First the student will have to augment the Benham model describing the melting of DNA under superhelical stress in order to account for the presence of nucleosomes. Second, the student will have to generalize the available transfer matrix and Monte Carlo methods. Third, he/she will apply the calculation to genomic DNA and compare the model predictions to available genomic annotations and experimental nucleosome and transcriptional profiles. The student should have a strong background in statistical physics and numerical simulations.




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Laboratoire : Matière et Systèmes Complexes (UMR 7057)

Adresse : Bâtiment Condorcet – 10 rue Alice Domont et Léonie Duquet – 75205 PARIS Cedex 13

Responsable(s) de Stage : Fabien MONTEL – Loïc AUVRAY – Catherine DARGEMONT


N° et intitulé des écoles Doctorales de rattachement envisagées : ED 518 Titre du stage : Transport d’ARN à travers un nanopore fonctionnalisé. Résumé :

Le pore nucléaire est l’unique porte d’entrée et de sortie du noyau de nos cellules et sert de voie de passage sélective aux acides nucléiques et aux protéines échangées entre le noyau et le cytosplasme. Du fait de sa petite taille (entre 10 et 90 nm) et de sa grande complexité (plus de 80 protéines différentes), il est difficile d’étudier la dynamique de son fonctionnement par des méthodes directes. Nous proposons de construire un système biomimétique reproduisant les caractéristiques principales du pore nucléaire et d’utiliser des techniques électriques et optiques de molécules uniques pour suivre le transport d’une biomolécule à travers un pore, mesurer les forces mises en jeu et leurs fluctuations. Le stage est pluridisciplinaire et comporte plusieurs volets :

• Biologie : initiation à la biologie du pore nucléaire, production d’ARN modèles et de protéines fluorescentes.

• Microfabrication : fonctionnalisation de membranes poreuses modèles imitant le pore nucléaire. • Physique et optique : suivi à haute vitesse et à l’échelle de la molécule unique du transport de molécules

d’ARN modèle à travers les pores biomimétiques en utilisant un dispositif expérimental original. Analyse des données.

Ce projet ce place dans le cadre d’une collaboration au sein du labex “Who Am I ?”


« proposition de stage et/ou de thÈse

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