realisation d

VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2014 - Thèse n°

LA CONTENTION ET LA REALISATION DE

PRELEVEMENTS EN VUE D’EXAMENS

COMPLEMENTAIRES CHEZ LES REPTILES :

REALISATION D’UN CD-ROM INTERACTIF

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I

(Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 19 Décembre 2014

pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

PETIT Xavier

Né le 28 mai 1987

à TROYES

3

Liste des Enseignants du Campus Vétérinaire de Lyon

Civilité Nom Prénom Unités pédagogiques Grade

M. ALOGNINOUWA Théodore Pathologie du bétail Professeur

M. ALVES-DE-OLIVEIRA Laurent Gestion des élevages Maître de conférences

Mme ARCANGIOLI Marie-Anne Pathologie du bétail Maître de conférences

M. ARTOIS Marc Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. BARTHELEMY Anthony Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Contractuel Mme BECKER Claire Pathologie du bétail Maître de conférences

M. BELLI Patrick Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie

Maître de conférences Contractuel Mme BENAMOU-SMITH Agnès Equine Maître de conférences

M. BENOIT Etienne Biologie fonctionnelle Professeur

M. BERNY Philippe Biologie fonctionnelle Professeur

Mme BERTHELET Marie-Anne Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme BONNET-GARIN Jeanne-Marie Biologie fonctionnelle Professeur

Mme BOULOCHER Caroline Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. BOURDOISEAU Gilles Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. BOURGOIN Gilles Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. BRUYERE Pierre Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences

Stagiaire M. BUFF Samuel Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences

M. BURONFOSSE Thierry Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. CACHON Thibaut Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Stagiaire M. CADORE Jean-Luc Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur

Mme CALLAIT-CARDINAL Marie-Pierre Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. CAROZZO Claude Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. CHABANNE Luc Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur

Mme CHALVET-MONFRAY Karine Biologie fonctionnelle Professeur

M. COMMUN Loic Gestion des élevages Maître de conférences

Mme DE BOYER DES ROCHES

Alice Gestion des élevages Maître de conférences

Mme DELIGNETTE-MULLER Marie-Laure Biologie fonctionnelle Professeur

M. DEMONT Pierre Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme DESJARDINS PESSON Isabelle Equine Maître de conférences Contractuel Mme DJELOUADJI Zorée Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme ESCRIOU Catherine Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences

M. FAU Didier Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme FOURNEL Corinne Pathologie morphologique et clinique des animaux de

compagnie

Professeur

M. FRANCK Michel Gestion des élevages Professeur

M. FREYBURGER Ludovic Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. FRIKHA Mohamed-

Ridha

Pathologie du bétail Maître de conférences

Mme GILOT-FROMONT Emmanuelle Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. GONTHIER Alain Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme GRAIN Françoise Gestion des élevages Professeur

M. GRANCHER Denis Gestion des élevages Maître de conférences

Mme GREZEL Delphine Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. GUERIN Pierre Biotechnologies et pathologie de la reproduction Professeur

Mme HUGONNARD Marine Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences

M. JUNOT Stéphane Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. KECK Gérard Biologie fonctionnelle Professeur

M. KODJO Angeli Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LAABERKI Maria-Halima Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. LACHERETZ Antoine Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LAMBERT Véronique Gestion des élevages Maître de conférences

Mme LATTARD Virginie Biologie fonctionnelle Maître de conférences

Mme LE GRAND Dominique Pathologie du bétail Professeur

Mme LEBLOND Agnès Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. LEPAGE Olivier Equine Professeur

Mme LOUZIER Vanessa Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. MARCHAL Thierry Pathologie morphologique et clinique des animaux de

compagnie

Professeur

Mme

MIALET

Sylvie

Santé Publique et Vétérinaire

Inspecteur en santé publique

vétérinaire (ISPV)

Mme MICHAUD Audrey Gestion des élevages Maître de conférences

M. MOUNIER Luc Gestion des élevages Maître de conférences

M. PEPIN Michel Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. PIN Didier Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie

Maître de conférences

Mme PONCE Frédérique Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences

Mme PORTIER Karine Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme POUZOT-NEVORET Céline Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme PROUILLAC Caroline Biologie fonctionnelle Maître de conférences

Mme REMY Denise Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

M. ROGER Thierry Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

M. SABATIER Philippe Biologie fonctionnelle Professeur

M. SAWAYA Serge Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme SEGARD Emilie Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Contractuel Mme SERGENTET Delphine Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme SONET Juliette Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Contractuel M. THIEBAULT Jean-Jacques Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. VIGUIER Eric Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme VIRIEUX-WATRELOT Dorothée Pathologie morphologique et clinique des animaux de

compagnie

Maître de conférences

Contractuel M. ZENNER Lionel Santé Publique et Vétérinaire Professeur

4

REMERCIEMENTS :

A Monsieur le Professeur Dominique PEYRAMOND,

De la Faculté de Médecine de Lyon,

Qui m’a fait l’honneur d’accepter la présidence de mon jury de thèse,

Avec toute ma gratitude et mes hommages respectueux.

A Monsieur le Professeur Lionel ZENNER,

De VetAgro-Sup, Campus Vétérinaire de Lyon,

Qui m’a fait l’honneur d’accepter d’encadrer et de corriger ce travail,

Veuillez trouver ici l’expression de ma gratitude et le témoignage de mon profond respect.

A Monsieur le Maitre de Conférences Pierre BRUYERE,

De VetAgro-sup, Campus Vétérinaire de Lyon,

Qui m’a fait l’honneur d’accepter de faire partie de mon jury et de juger mon travail,

Sincères remerciements.

A Monsieur le Docteur Vétérinaire Pierre RONOT,

Praticien NAC exclusif de la clinique Languedocia à Montpellier,

Qui m’a fait l’honneur d’accepter et de participer à mon projet,

D’avoir pris sur son temps pour m’encadrer dans la réalisation des vidéos,

Veuillez trouver ici l’expression de ma profonde gratitude.

5

Aux Docteurs Vétérinaires Bruno SERRURIER et Guillaume BOIN,

Praticiens mixtes à Bort-les-Orgues,

Ainsi qu’à leurs ASV Magali et Murielle,

Qui m’ont guidé dans mes premiers pas de vétérinaire,

Et qui m’ont donné la chance de m’accomplir dans leur clientèle,

Grâce à leur confiance et leur soutien.

Veuillez trouver ici l’expression de ma profonde amitié.

Au Docteur Eduard COX et à son épouse Myriam,

Praticien à RANCE en Belgique,

Pour m’avoir accueilli comme un membre de la famille,

Et pour m’avoir guidé dans la réalisation de nombreuses césariennes.

Veuillez trouver l’expression de mes sentiments les plus sincères.

A mes parents,

Pour votre soutien inconditionnel, malgré mon caractère pas toujours facile, pour m’avoir offert la chance de me réaliser et d’arriver jusqu’ici, pour avoir toujours été présents pour vos enfants, je ne vous remercierai jamais assez. Je vous aime profondément.

A mon frère,

Pour toutes les étapes de notre vie franchies à deux, pour nos coups de gueules, pour notre complicité, je te souhaite beaucoup de bonheur et de t’épanouir dans ton domaine.

Je t’aime très fort.

A mon cousin,

Pour ton soutien et ta maturité, pour les bons conseils et pour toujours avoir été juste, pour notre complicité toujours grandissante, je te souhaite de réussir dans tes hautes ambitions.

Je t’aime comme un frère.

A mes grands-parents,

Pour nous avoir tant apporté, pour avoir su garder un œil protecteur et pour nous avoir poussés à toujours faire les bons choix. Merci de votre patience et de votre sagesse. Vos conseils et votre soutien participent grandement à notre réussite. Je vous aime.

A mes oncles et tantes,

Pour nous avoir offert le meilleur et bien plus, pour nous avoir fait grandir sans ne jamais manquer de rien, pour m’avoir apporté votre expérience de vie enrichissante, et pour la tendresse avec laquelle vous vous êtes toujours occupés de nous. Je vous aime.

A Florian,

Mon meilleur ami, mon frère, mon confident, mon soutien, on a grandi ensemble, on s’est construit ensemble et on vieillira ensemble. Je t’aime comme un frère.

A tous mes camarades d’école, devenus mes amis,

Pour tous ces souvenirs, passés et à venir, que cette amitié dure et qu’elle nous offre encore tellement de bons moments à partager tous ensemble. Vous ferez toujours partie de ma vie.

6

TABLE DES MATIERES

INTRODUCTION……………………………………………………………………………………………………………………………………………….11

I. CLASSIFICATION ET RAPPELS ANATOMIQUES ........................................................................................ 13

A. CLASSIFICATION DES REPTILES ................................................................................................................. 13 1. Préambule............................................................................................................................................ 13 2. Classification ........................................................................................................................................ 14

B. RAPPELS ANATOMIQUES.......................................................................................................................... 18 1. Le système cardio-pulmonaire ............................................................................................................. 18 a) Le cœur ................................................................................................................................................ 18 b) Le poumon ........................................................................................................................................... 22 c) La veine ventrale abdominale .............................................................................................................. 26 2. Le système digestif............................................................................................................................... 28 a) L’estomac ............................................................................................................................................. 28 b) Le cloaque ............................................................................................................................................ 30 3. Le système rénal très particulier chez les reptiles ................................................................................ 31

II. CONTENTION ET EXAMEN CLINIQUE DES REPTILES ................................................................................ 34

A. LA CONTENTION DES REPTILES ................................................................................................................. 34 1. Règles générales .................................................................................................................................. 34 a) Préambule............................................................................................................................................ 34 b) Matériel de contention ........................................................................................................................ 36 c) Protocole pour les espèces venimeuses ............................................................................................... 37 2. La contention ....................................................................................................................................... 39 a) Contention des Chéloniens................................................................................................................... 39

i. Danger de l’espèce ........................................................................................................................................... 39 ii. Tortues de petite taille ..................................................................................................................................... 39 iii. Tortues de grande taille ou agressives ............................................................................................................. 40

b) Contention des Ophidiens .................................................................................................................... 41 i. Danger de l’espèce ........................................................................................................................................... 41 ii. Serpents de petite taille non venimeux ........................................................................................................... 42 iii. Serpents de grande taille non venimeux .......................................................................................................... 43 iv. Serpents agressifs ou venimeux ....................................................................................................................... 44

c) Contention des Sauriens ...................................................................................................................... 45 i. Danger de l’espèce ........................................................................................................................................... 45 ii. Lézard de petite taille ....................................................................................................................................... 46 iii. Lézard de grande taille ..................................................................................................................................... 47

B. L’EXAMEN CLINIQUE ................................................................................................................................ 48 1. Accueil de l’animal ............................................................................................................................... 48 2. Commémoratifs et Anamnèse ............................................................................................................. 48 3. Matériel en vue de la consultation et d’une possible hospitalisation .................................................. 51 4. Examen de l’animal à distance ............................................................................................................ 52 5. Examen physique de l’animal .............................................................................................................. 53 a) Rostre ................................................................................................................................................... 53 b) Narines, choanes ................................................................................................................................. 53 c) Mâchoires ............................................................................................................................................ 54 d) Bec ....................................................................................................................................................... 54 e) Cavité buccale ...................................................................................................................................... 54 f) Yeux ..................................................................................................................................................... 55 g) Tête ...................................................................................................................................................... 55 h) Gorge ................................................................................................................................................... 56

7

i) Corps .................................................................................................................................................... 56 j) Membres .............................................................................................................................................. 57 k) Carapace .............................................................................................................................................. 57 l) Tégument ............................................................................................................................................. 57 m) Queue .................................................................................................................................................. 58 n) Cloaque ................................................................................................................................................ 58 o) Hémipénis ............................................................................................................................................ 58 p) Mue ...................................................................................................................................................... 58 q) Système nerveux .................................................................................................................................. 59 6. Limites de l’examen clinique ................................................................................................................ 59

III. LES PRELEVEMENTS NECESSAIRES A LA REALISATION D’EXAMENS COMPLEMENTAIRES CHEZ LES

REPTLES .......................................................................................................................................................... 61

A. LE PRELEVEMENT DE SANG ...................................................................................................................... 61 1. Matériel ............................................................................................................................................... 61 2. Anticoagulants ..................................................................................................................................... 62 3. Volume prélevé .................................................................................................................................... 62 4. Sites de prélèvement............................................................................................................................ 63 a) Chez les Chéloniens .............................................................................................................................. 64

i. Veine jugulaire @ ............................................................................................................................................. 64 ii. Cœur ................................................................................................................................................................ 64 iii. Veine caudale ventrale ..................................................................................................................................... 65 iv. Veine caudale dorsale @ .................................................................................................................................. 65 v. Plexus veineux post-occipital @ ....................................................................................................................... 66 vi. Sinus subcarapacial @ ...................................................................................................................................... 68 vii. Veine brachiale................................................................................................................................................. 69 viii. Sinus orbital ................................................................................................................................................. 69 ix. Coupe de griffe ................................................................................................................................................. 69

b) Chez les Ophidiens ............................................................................................................................... 70 i. Contention adaptée aux prélèvements sanguins ............................................................................................. 70 ii. Veine coccygienne ventrale @ ......................................................................................................................... 70 iii. Cœur @ ............................................................................................................................................................ 71 iv. Veine palatine .................................................................................................................................................. 72 v. Veine jugulaire ................................................................................................................................................. 73

c) Chez les Sauriens .................................................................................................................................. 73 i. Veine caudale ventrale @ ................................................................................................................................ 73 ii. Cœur ................................................................................................................................................................ 74 iii. Plexus axillaire .................................................................................................................................................. 75 iv. Sinus orbital ..................................................................................................................................................... 75 v. Veine abdominale @ ........................................................................................................................................ 75 vi. Veine jugulaire ................................................................................................................................................. 75 vii. Coupe de griffe ................................................................................................................................................. 75

5. Examen hématologique ....................................................................................................................... 76 a) Méthode et intérêt .............................................................................................................................. 76 b) Les cellules sanguines des reptiles ....................................................................................................... 78 6. L’hématocrite ....................................................................................................................................... 82 7. La biochimie ......................................................................................................................................... 82 a) Les protéines totales ............................................................................................................................ 84 b) Le glucose ............................................................................................................................................ 85 c) L’acide urique....................................................................................................................................... 86 d) Les ASAT ............................................................................................................................................... 87 e) Les LDH ................................................................................................................................................ 88 f) Les CK ................................................................................................................................................... 88 g) Le cholestérol ....................................................................................................................................... 88 h) Le calcium ............................................................................................................................................ 89

8

i) Le phosphore ....................................................................................................................................... 90 j) Le sodium ............................................................................................................................................. 90 k) Le potassium ........................................................................................................................................ 91

B. LE LAVAGE BRONCHO-PULMONAIRE @ ................................................................................................... 92 1. Matériel ............................................................................................................................................... 92 2. Méthode .............................................................................................................................................. 92 3. Limites du lavage broncho-alvéolaire .................................................................................................. 94

C. LE LAVAGE GASTRIQUE @ ........................................................................................................................ 95 1. Matériel ............................................................................................................................................... 95 2. Méthode .............................................................................................................................................. 95 3. Limite du lavage gastrique .................................................................................................................. 96

D. LE PRELEVEMENT DE SELLES @ ................................................................................................................ 96 1. Matériel ............................................................................................................................................... 97 2. Méthode .............................................................................................................................................. 97

E. LE PRELEVEMENT D’URINE ....................................................................................................................... 98 F. LE PRELEVEMENT DE TISSU HEMATOPOIETIQUE ..................................................................................... 99

1. Le prélèvement de moelle osseuse ...................................................................................................... 99 2. Le prélèvement de rate ........................................................................................................................ 99

IV. REALISATION DU SUPPORT AUDIOVISUEL ....................................................................................... 101

A. ORGANISATION DU PROJET.................................................................................................................... 101 1. Qui filmer et quand filmer ? ............................................................................................................... 101 2. Préparation avant le tournage .......................................................................................................... 101 a) Le scénario ......................................................................................................................................... 101 b) Les droits à l’image ............................................................................................................................ 102 c) La salle de tournage .......................................................................................................................... 102 d) Les reptiles ......................................................................................................................................... 103

B. MATERIEL ............................................................................................................................................... 103 1. Matériel nécessaire aux prélèvements .............................................................................................. 103 2. Matériel nécessaire à la réalisation des vidéos ................................................................................. 103 3. Montage du film ................................................................................................................................ 105 4. Réalisation du DVD ............................................................................................................................ 106

CONCLUSION……………………………………………………………………………………………………………………………………….…………109

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES…………………………………………………………………………………………………………….……110

ANNEXES……………………………………………………………………………………………………………………………………………………..…117

9

TABLE DES ANNEXES :

Annexe 1: Normes hématologiques admises chez certaines tortues d’après DIETHELM et

SCHILLINGER in (10) ............................................................................................................................. 117

Annexe 2: Normes hématologiques admises chez certains lézards d’après DIETHELM, SCHILLINGER et

MADER in (10) ..................................................................................................................................... 117

Annexe 3: Normes hématologiques admises chez certains serpents d’après DIETHELM, SCHILLINGER

et MADER in (10) ................................................................................................................................. 117

Annexe 4: Evolution quantitative des différentes populations cellulaires en fonction de l'affection

d’après SCHILLINGER in (10) ................................................................................................................ 118

Annexe 5: Les 4 annexes de la législation européenne d'après (63) .................................................. 119

Annexe 6: Conditions d'autorisation de détention des reptiles en captivité régis par les arrêtés du

10/08/04 d’après (83) ......................................................................................................................... 120

Annexe 7: Espèces de reptiles concernés ou non par les arrêtés du 10/08/04 d’après (83) .............. 121

Annexe 8: Rappel de législation concernant les principaux reptiles rencontrés en consultation,

d’après (77) ......................................................................................................................................... 122

TABLE DES FIGURES :

Figure 1: Le cœur des reptiles d'après (59) ........................................................................................... 19

Figure 2: Le cœur d’un lézard en section longitudinale, vue ventrale d’après PARKER et BELLAIRS 1979

in (12) .................................................................................................................................................... 19

Figure 3: L'anatomie du serpent d'après (65) ....................................................................................... 20

Figure 4: l'anatomie du Caméléon d’après (54) .................................................................................... 21

Figure 5: L'anatomie de la tortue d’après (54) ...................................................................................... 21

Figure 6 : L’orifice glottique chez la tortue, le lézard et le serpent d’après (55) .................................. 22

Figure 7: les différents types de poumon chez les reptiles d’après (8) ................................................. 24

Figure 8: Un poumon droit gonflé d’air chez un serpent d’après (55) .................................................. 25

Figure 9: La veine ventrale abdominale chez le lézard d’après (56). .................................................... 27

Figure 10: La veine abdominale ventrale située dans un mésovarum d’après (56) ............................. 27

Figure 11: L’œsophage chez le serpent d'après SCHLLINGER in (53) .................................................... 29

Figure 12: L'estomac chez le serpent d'après SCHILLINGER in (53) ...................................................... 29

Figure 13: La position du cloaque chez le lézard d’après (54) .............................................................. 30

Figure 14: L'anatomie du cloaque et ses différentes parties (chez une tortue femelle) d’après (55) .. 31

Figure 15: Le système port-rénal chez les reptiles d’après KENT 1987 in (24) ..................................... 32

Figure 16: La contention de la tête du serpent (d’après LAWTON (1991) et WAGNER (1996) in (13) . 43

Figure 17: Localisation de la veine dorsale caudale chez la tortue d’après (75) ................................... 65

Figure 18: Le sinus post-occipital de la tortue d’après (75) .................................................................. 67

Figure 19: Ponction du sinus post-occipital chez la tortue d’après (61) ............................................... 67

Figure 20: Le sinus subcaracpacial de la tortue, une anastomose de plusieurs vaisseaux, d’après (42)

............................................................................................................................................................... 68

Figure 21: Le sinus subcarapacial de la tortue, d’après (42) ................................................................. 68

Figure 22: Localisation de la veine coccygienne ventrale chez les ophidiens d’après (75) ................... 70

10

Figure 23: Ponction sanguine à la veine coccygienne ventrale chez un serpent d'après (93) .............. 71

Figure 24: Localisation de la veine coccygienne ventrale chez le lézard d’après (75) .......................... 73

Figure 25: Ponction sanguine à la veine coccygienne ventrale chez le lézard d’après (93) .................. 74

Figure 26: frotti sanguin chez un lézard d’après (10) ............................................................................ 77

Figure 27: un hétérophile entouré de plusieurs thrombocytes d’après (10) ........................................ 78

Figure 28: un hétérophile devenu toxique d’après (10) ....................................................................... 79

Figure 29: un éosinophile chez un boa d’après (97) ............................................................................. 79

Figure 30: un basophile chez un boa d’après (97) ................................................................................ 80

Figure 31: Deux monocytes (M), un lymphocyte (L) et un trhrombocyte (T), d’après (10) .................. 80

Figure 32: un lymphocyte entouré d'érythrocytes d’après (10) ........................................................... 81

Figure 33: un monocyte transformé en mélanomacrophage chez un boa d’après (97) ...................... 81

Figure 34: installation du matériel dans la salle de consultation ........................................................ 104

Figure 35 : logiciel Windows live movie maker ................................................................................... 105

Figure 36: logiciel Audacity ................................................................................................................. 106

Figure 37: logiciel DVD architect pro 6 ................................................................................................ 107

TABLE DES TABLEAUX :

Tableau 1: Protocoles d'anesthésie chez les reptiles d’après (10) ........................................................ 45

Tableau 2: ce qu'il faut retenir sur les prélèvements de sang .............................................................. 76

Tableau 3: exemple d'un scénario pour le lavage broncho-alvéolaire chez le serpent ...................... 102

11

INTRODUCTION

Qui enfant n’a jamais essayé d’attraper un lézard qui prenait un bain de soleil sur un

mur de pierre ? Qui n’a jamais eu dans son entourage un proche qui possédait une tortue

terrestre dans son jardin, ou une tortue aquatique dans un aquarium ? Qui n’a jamais eu la

sensation d’avoir croisé ou entendu bouger un serpent lors d’une balade en forêt ou sur un

plan d’eau ?

Les reptiles ont toujours été présents dans la vie de l’homme et bien avant puisque leurs

origines remontent au Carbonifère il y a 300 à 350 millions d’années. (51) Ils ont su grâce à

une évolution adaptative hors du commun quitter leur milieu aquatique pour coloniser le

milieu terrestre, et ont réussi à s’adapter à des biotopes variés (désertique, arboricole,

marin…).

Ils sont connus pour avoir des formes particulières, des tailles et des poids records (quelques

cm pour Typhlos vermicularis à presque 10 mètres pour des pythons réticulés ; quelques

grammes pour certains lézards et presque une tonne pour les plus grosses tortues Luth, et

une espérance de vie pouvant atteindre 250 ans pour les tortues géantes des Seychelles.

Ils ont une nourriture très diversifiée (mammifères, insectes, autres reptiles, végétaux…) et

certains « spécialistes » ne mangent qu’une alimentation particulière (œufs, algues

marines…). Cependant, ils sont parfois au menu d’autres animaux dont le plus grand prédateur

reste l’homme. Tantôt dégusté en soupe, frits ou séchés, tantôt massacrés pour leur peau en

maroquinerie, ils sont aussi réduits en poudre et utilisés en médecine traditionnelle.

Certaines personnes préfèrent s’en éloigner car, au-delà des mythes et des histoires qui à

travers l’imagination de l’homme leur ont donné mauvaise réputation, leur aspect longiligne,

froid, écailleux, leur regard inquiétant, leur déplacement par reptation ou leur langue bifide

suscitent de nombreuses peurs.

Toutefois, sans oublier que les reptiles sont à l’origine de 125000 décès par an, une quantité

de plus en plus importante de gens les considère à leur juste valeur. Et à travers la

terrariophilie, qui regroupe des débutants comme des spécialistes, le reptile est aujourd’hui

apprivoisé (17). Cela est possible car de nombreuses espèces se sont révélées adaptables à

12

une vie en terrarium et peuvent se reproduire en captivité. Malgré l’engouement pour ces

animaux étranges, les conditions de vie naturelles sont difficiles à reproduire ce qui entraîne

une mauvaise adaptation à leurs exigences physiologiques. Des affections variées

apparaissent et font l’objet de nombreuses inquiétudes pour leurs propriétaires qui tardent

souvent à déceler que leur animal est malade, tant les signes d’appel peuvent être frustes.

Aujourd’hui, les connaissances en médecine vétérinaire quant aux maladies des reptiles sont

en plein essor et nous disposons de nombreuses solutions thérapeutiques. Lors de la

consultation de l’animal qui nécessite une bonne contention, on doit souvent avoir recours à

des examens complémentaires afin d’affiner le diagnostic, notamment à travers différents

prélèvements. Notre travail consistera à aborder ces techniques de prélèvement, et à créer

un support audiovisuel qui permettra à tout vétérinaire généraliste de pouvoir les reproduire.

Nous étudierons pour cela les reptiles hormis les tortues marines et les crocodiliens.

Dans une première partie, nous verrons la classification des reptiles et nous rappellerons

quelques éléments anatomiques essentiels en vue des examens complémentaires. En

deuxième partie, nous expliquerons comment aborder une consultation, qui commence par

une bonne contention en vue d’un examen clinique approfondi. Dans la troisième partie, nous

étudierons les techniques de prélèvement utiles lors des examens complémentaires. Enfin,

nous présenterons la réalisation du support audiovisuel qui clôture le travail et permet

d’associer aux explications bibliographiques, des vidéos de gestes de base à connaitre, pour

ne pas appréhender la consultation de ces animaux en clientèle.

13

I. CLASSIFICATION ET RAPPELS ANATOMIQUES

A. CLASSIFICATION DES REPTILES

1. Préambule

Le groupe des reptiles a longtemps été considéré comme un taxon, c’est-à-dire un ensemble

ayant un ancêtre commun. Cependant cette idée a été révisée avec l’essor de la cladistique.

Les reptiles forment un regroupement paraphylétique de lignées d’origines différentes : les

chéloniens, les rhynchocéphales, les squamates, et les crocodiliens que nous n’aborderons

pas au même titre que les tortues marines.

La classe des reptiles comportait quatre ordres avant le changement de classification :

- Les crocodiliens

- Les rhynchocéphales : une seule espèce, le sphénodon

- Les squamates, qui regroupent environ dix mille espèces de lézards, serpents et

amphisbènes

- Les chéloniens, environ trois cent trente espèces réparties en quatorze familles

Du fait du grand nombre d’animaux figurants dans la classification, nous ne présenterons la

classification actuelle que dans son ensemble en s’arrêtant au niveau des familles. Pour

chacune de ces familles, une espèce la représentant est citée entre parenthèses, et les familles

les plus représentées en consultation vétérinaire sont soulignées (40, 71, 89).

14

2. Classification

Sous-classe des Anapsida

Ordre des Testudines

Sous-ordre des Cryptodira

Famille des Chelydridae (ex : Chelydra serpentina)

Super-famille des Testudinoidea

Famille des Emydidae (ex : Terrapene carolina)

Famille des Testudinidae (ex : Geochelone radiata)

Famille des Geomydidae (ex : Mauremys leprosa)

Famille des Platysternidae (ex : Platysternon megacephalum)

Super-famille des Trionychoidea

Famille des Carrettochelyidae (ex : Carrettochelys insculpta)

Famille des Trionychidae (ex : Apalone spinifera)

Super-famille des Kinosternoidea

Famille des Dermatemydidae (ex : Dermatemys mawii)

Famille des Kinosternidae (ex : Sternotherus odoratus)

Sous-ordre des Pleurodira

Famille des Chelidae (ex : Chelus fimbriatus)

Super-famille des Pelomedusoidea

Famille des Pelomedusidae (ex : Pelomedusa subrufa)

Famille des Podocnemididae (ex : Erymnochelys madagascariensis)

Sous-classe des Lepidosauria

Ordre des Rhynchocephalia

Sous-ordre des Sphenodontida

Famille des Sphenodontidae (ex : Sphenodon punctatus)

15

Ordre des Squamata

Sous-ordre des Sauria

Infra-ordre des Iguania

Famille des Agamidae (ex : Pogona vitticeps)

Famille des Chamaeleonidae (ex : Furcifer pardalis)

Super-famille des Iguanidae

Famille des Corytophanidae (ex : Basilicus vittatus)

Famille des Crotaphytidae (ex : Crotaphytus vestigium)

Famille des Dactyloidae (ex : Carolina anole)

Famille des Hoplocercidae (ex : Enyalioides rubrigularis)

Famille des Iguanidae (ex : Iguana iguana)

Famille des Leiosauridae (ex : Pristidactylus achalensis)

Famille des Leiocephalidae (ex : Leiocephalus carinatus)

Famille des Liolaemidae (ex : Liolaemus niditus)

Famille des Opluridae (ex : Oplurus cuvieri)

Famille des Phrynosomatidae (ex : Sceloporus undulatus)

Famille des Polychrotidae (ex : Polychrus acutirostris)

Famille des Tropiduridae (ex : Microlophus peruvianus)

Infra-ordre des Gekkota

Famille des Gekkonidae (ex : Gekko monarchus)

Famille des Carphodactylidae (ex : Phylurus platurus)

Famille des Diplodactylidae (ex : Rhacodactylus ciliatus)

Famille des Eublepharidae (ex : Coleonyx elegans)

Famille des Phyllodactylidae (ex : Phyllodactylus angustidigitus)

Famille des Sphaerodactylidae (ex : Teratoscinus bedriagai)

Famille des Pygopodidae (ex : Pygopus lepidopodus)

Infra-ordre des Scincomorpha

Famille des Cordylidae (ex : Cordilys tropidosternum)

16

Famille des Gerrhosauridae (ex : Gerrhosaurus major)

Famille des Gymnophtalmidae (ex : Leposoma rugiceps)

Famille des Teiidae (ex : Tupinambis teguixin)

Famille des Lacertidae (ex : Podarcis muralis)

Famille des Scincidae (ex : Plestiodon inexpectatus)

Famille des Xantusiidae (ex : Xantusia vigilis)

Infra-ordre des Diploglossa

Famille des Anguidae (ex : Anguis fragilis)

Famille des Diploglossidae (ex : Diploglossus millepunctatus)

Famille des Anniellidae (ex : Anniella pulchra)

Famille des Xenosauridae (ex : Xenosaurus grandis)

Infra-ordre des Dibamia

Famille des Dibamidae (ex : Anelytropsis papillosus)

Infra-ordre des Platynota

Famille des Helodermatidae (ex : Heloderma suspectum)

Famille des Lanthanotidae (ex : Lanthanotus borneensis)

Famille des Varanidae (ex : Varanus albigularis)

Super-famille des Shinisauroidae

Famille des Shinisauridae (ex : Shinisaurus bahndwirici)

Sous-ordre des Amphisbaenia

Famille des Amphisbaenidae (ex : Amphisbaena alba)

Famille des Bipedidae (ex : Bibes biporus)

Famille des Blanidae (ex : Blanus cinereus)

Famille des Cadeidae (ex : Cadea blanoides)

Famille des Rhineuridae (ex : Rhineura floridana)

Famille des Trogonophiidae (ex : Tragonophis agamodon)

Sous-ordre des Ophidia

Super-famille des Acrochordoidea

17

Famille des Acrochordidae (ex : Acrochordus arafurae)

Super-famille des Uropeltoidea

Famille des Anomochilidae (ex : Anomolochilus lidth)

Famille des Cylindrophiidae (ex : Cylindrophis maculatus)

Famille des Uropeltidae (ex : Plecturus guentheri)

Super-famille des Pythonoidea

Famille des Loxocemidae (ex : Loxocemus bicolor)

Famille des Pythonidae (ex : Python regius)

Famille des Xenopeltidae (ex : Xenopeltis concolor)

Super-famille des Booidea

Famille des Boidae (ex : Boa constrictor)

Super-famille des Colubroidea

Famille des Colubridae (ex : Coluber constrictor)

Famille des Lamprophiidae (ex : Lamprophis capensis)

Famille des Natricidae (ex : Natrix natrix)

Famille des Pseudoxenodontidae (ex : Pseudoxenodon macrops)

Famille des Elapidae (ex : Naja Haje)

Famille des Homalopsidae (ex : Cerberus rynchops)

Famille des Pareatidae (ex : Pareas margaritophorus)

Famille des Viperidae (ex : Cerastes gasperettii)

Famille des Xenodermatidae (ex : Achalinus spinalis)

Super-famille des Typhlopoidea

Famille des Anomalepididae (ex : Anomalepis aspinosus)

Famille des Gerrhopilidae (ex : Gerrhophilus ater)

Famille des Typhlopidae (ex : Lindotyphlops braminus)

Famille des Leptotyphlopidae (ex : Rena humilis)

Famille des Xenotyphlopidae (ex : Xenotyphlops grandidieri)

Autres familles non assignées à une super-famille :

Famille des Aniliidae (ex : Anilius scytale)

18

Famille des Tropidophiidae (ex : Trachyboa boulengeri)

Famille des Xenophidiidae (ex : Xenophidion schaeferi)

B. RAPPELS ANATOMIQUES

1. Le système cardio-pulmonaire

a) Le cœur

Il est important de connaître l’anatomie du cœur des reptiles notamment pour la

réalisation de certaines prises de sang qui se font directement par voie intracardiaque. Il est

nécessaire de rappeler que, chez ces animaux, la pompe cardiaque et les poumons sont

responsables du maintien de la perfusion tissulaire et sont donc les organes sur lesquels

portent les soins intensifs et les manœuvres de réanimation. Certains médicaments

s’administrent d’ailleurs directement dans le cœur.

Contrairement aux mammifères domestiques, le cœur des reptiles non crocodiliens comporte

deux oreillettes et un seul ventricule non cloisonné, mais les sangs artériels et veineux ne se

mélangent pas grâce à la présence d’une crête musculaire et grâce au jeu de valves atrio-

ventriculaires. La crête musculaire est issue de la paroi ventrale du ventricule et le sépare en

deux parties, d’une part le cavum venosum qui reçoit le sang non hématosé dans la partie

droite, et d’autre part le cavum artériosum qui reçoit le sang hématosé dans la partie gauche.

Ces deux cavités sont connectées par un canal inter-ventriculaire qui est partiellement fermé

lors des contractions cardiaques par la présence de valves atrio-ventriculaires, qui servent

également à éviter les reflux de sang du ventricule dans les atria lors de la systole ventriculaire.

Chez certains chéloniens, la crête ventriculaire, prémices d’une séparation complète du

ventricule est bien développée et sépare presque le ventricule en deux chambres, se

rapprochant ainsi du cœur avec deux ventricules distincts des crocodiliens et des mammifères.

L’unique ventricule est composé d’un myocarde compact et spongieux contrairement aux

atria qui ont une structure fine et fragile. C’est pour cette raison qu’il est nécessaire lors d’une

prise de sang intracardiaque d’insérer l’aiguille dans le ventricule afin d’éviter de léser les

structures cardiaques les plus crâniales (10, 55).

19

Figure 1: Le cœur des reptiles d'après (59)

Figure 2: Le cœur d’un lézard en section longitudinale, vue ventrale d’après PARKER et BELLAIRS 1979 dans (12)

20

La position du cœur varie selon les espèces et leur mode de vie. Chez la majorité des lézards,

le cœur est compris dans la ceinture pectorale, à l’exception des varanidés dont le cœur est

situé plus caudalement dans la cavité cœlomique. Chez les serpents, il est situé à un tiers ou

un quart de la longueur tête-queue de l’animal, sauf chez certaines espèces arboricoles ou

aquatiques où le cœur est plus crânial. Il est mobile chez toutes les espèces et permet ainsi le

passage des proies les plus grosses. Chez les chéloniens, le cœur est situé sur le plan médian

à l’intersection des écailles humérales, pectorales et abdominales (8, 31, 55, 65, 67, 95, 96)

Figure 3: L'anatomie du serpent d'après (65)

21

Figure 4: l'anatomie du Caméléon d’après (54)

Figure 5: L'anatomie de la tortue d’après (54)

22

b) Le poumon

Malgré l’existence d’une variation spécifique de la forme et de la taille de l’appareil

respiratoire, une structure générale se dégage entre toutes les espèces de reptiles, à savoir la

présence d’une glotte, d’une trachée, et de poumons plus ou moins cloisonnés (18, 54, 55, 67,

68, 70, 95).

La position de la glotte varie entre les espèces. Chez la tortue, l’orifice glottique est situé juste

en arrière de la langue très charnue. Chez le lézard, sa localisation dépend des espèces, il peut

être en position très rostrale comme sur la figure suivante, ou alors en position plus caudale

come chez les tortues. Chez le serpent, il est situé sur le plancher buccal juste caudalement à

la gaine de la langue bifide.

Figure 6 : L’orifice glottique chez la tortue, le lézard et le serpent d’après (55)

La glotte est fermée au repos et ne s’ouvre que pour la respiration. Sa position évolue

latéralement lorsque le reptile avale une proie de façon à dégager l’entrée d’air et éviter une

compression de la trachée qui conduirait à une hypoxie pendant les repas.

La trachée est composée d’anneaux trachéaux complets ou incomplets selon les espèces.

Lorsque la trachée est composée d’anneaux incomplets comme chez les serpents, la partie

ventrale est constituée de cartilage rigide tandis que la partie dorsale est plutôt

membraneuse. Au contraire des tortues, chez les lézards et les serpents, la trachée bifurque

23

non pas en région cervicale mais en région thoracique à la base du cœur. Chez les Chéloniens,

la trachée est courte avec des anneaux trachéaux complets, et bifurque directement derrière

la glotte située à la base de la langue, dans une portion caudale de l’oropharynx.

L’épithélium respiratoire est doté d’une ciliature primitive contrairement à celui des

mammifères domestiques, ce qui ne favorise pas l’expectoration des exsudats notamment

lors d’affections respiratoires telles que les pneumonies. Le poumon quant à lui est

relativement grand et allongé pour les serpents ; cependant il est peu cloisonné et correspond

en surface d’échange gazeux à seulement 1% de la surface pulmonaire d’un mammifère de

même taille. Il permet pour les espèces aquatiques de maintenir la flottaison car il constitue

une réserve d’air.

Les reptiles n’ont pas de diaphragme et la cavité pleuro-péritonéale est appelée cavité

cœlomique. Le parenchyme pulmonaire est simple et constitué d’un sac avec un réseau en nid

d’abeille de favéoles, l’unité d’échange gazeux des reptiles, analogue aux alvéoles des

mammifères. L’absence de diaphragme empêche les reptiles de tousser et d’expectorer

comme le ferait un mammifère. Cela permet par exemple de les intuber sans anesthésie.

Les poumons des reptiles sont classés en trois types anatomiques en fonction du degré de

cloisonnement. Les serpents et certains lézards possèdent un poumon primitif à une seule

cloison dit unicaméral ou unicavitaire. Les iguanes et les caméléons possèdent un poumon

pauciméral ou paucicavitaire comportant quelques cloisons mais étant dépourvu de bronches

intra-pulmonaires. Les varans et les tortues possèdent le poumon le plus évolué dit

multicaméral ou pluricavitaire, car il possède de nombreuses cloisons composées de vastes

réseaux de favéoles connectés à une bronche intra-pulmonaire.

24

Figure 7: les différents types de poumon chez les reptiles d’après (8)

Parmi les serpents, les Vipéridés ont un poumon unique, tandis que les Colubridés ont un

poumon droit fonctionnel et un poumon gauche vestigial. Chez les Boïdés, le poumon droit

est plus long que le gauche et s’étend du cœur jusqu’au rein. Le tiers caudal est non

respiratoire et fonctionne comme un sac aérien. Chez certaines espèces de serpents

aquatiques, il existe un sac aérien s’étendant caudalement au cloaque qui aide à la flottaison.

Ne possédant pas de diaphragme, les reptiles respirent par relaxation et contraction des

muscles intercostaux, et aussi grâce à la contraction d’une musculature lisse présente dans les

parois pulmonaires qui jouent ainsi un rôle important dans l’expiration et l’inspiration (55).

25

Figure 8: Un poumon droit gonflé d’air chez un serpent d’après (55)

En règle générale, le poumon le plus crânial est localisé entre 20% et 40% de la longueur tête-

cloaque, ceci est notamment intéressant pour utiliser une sonde bien calibrée lors de la

réalisation de lavage broncho-alvéolaire.

Chez les Chéloniens, les poumons sont spongieux et occupent un volume important dans la

moitié dorsale de la cavité cœlomique. Ils sont attachés dorsalement au périoste de la

carapace et sont étroitement liés à la ceinture pelvienne et thoracique. Un septum post-

pulmonaire appelé septum horizontal constitue une structure semblable au diaphragme

séparant partiellement les cavités thoracique et abdominale mais ne joue aucun rôle dans la

respiration. Les chéloniens possèdent deux poumons multicaméraux avec une bronche intra-

pulmonaire unique qui irradie dans un réseau de bronchioles et de favéoles richement

vascularisés. Cependant, les poumons sont confinés à la moitié dorsale de la cavité cœlomique

et sont attachés dorsalement au périoste de la carapace, tandis que le cœur repose

crânialement dans la ceinture pelvienne.

Enfin, chez certaines tortues aquatiques, d’autres surfaces d’échanges gazeux existent. Elles

peuvent absorber l’oxygène à travers leur peau et leur carapace. La muqueuse

buccopharyngée, à l’instar des amphibiens est également utilisée. Au niveau du cloaque, il

26

existe une bourse richement vascularisée qui permet des échanges gazeux par diffusion avec

l’eau.

Les reptiles sont très peu sensibles aux privations d’oxygène par leur capacité au

métabolisme anaérobie lors de l’apnée ce qui permet de réaliser des lavages broncho-

alvéolaires sans réel risque d’hypoxie.

c) La veine ventrale abdominale

Cette veine est présentée d’un point de vue anatomique car elle peut être le siège de

prises de sang dans la réalisation d’examens complémentaires, et doit être préservée lors des

chirurgies viscérales. (36, 95)

La veine ventrale abdominale est impaire chez les serpents et paire chez les tortues. Elle

draine la partie caudale du corps et entre dans le foie en rejoignant les veines hépatiques. Son

trajet est adjacent aux muscles abdominaux ou au plastron selon la ligne médiale ventrale.

Elle est située dans un mesovasorum qui est une extension de la cavité cœlomique ventrale.

Elle résulte d’une confluence des veines bilatérales hypogastriques, des veines pelviennes

bilatérales, et de la veine pubienne. Son origine commence juste sous la paroi abdominale,

crânialement au pubis. Elle suit la paroi abdominale jusqu’à l’ombilic puis réalise une déviation

dorsale de 90° vers la veine hépatique portale.

27

Figure 9: La veine ventrale abdominale chez le lézard d’après (56).

VAV : veine abdominale ventrale ; P : veines pelviennes bilatérales

Figure 10: La veine abdominale ventrale située dans le mesovarum d’après (56)

VAV : veine abdominale ventrale M : mesovasorum, extension de la membrane cœlomique ventrale

28

Il n’y a donc aucun vaisseau depuis l’ombilic jusqu’au sternum ce qui permet d’effectuer une

incision lors des chirurgies permettant d’éviter la veine ventrale abdominale.

2. Le système digestif

Ce qui nous intéresse principalement dans notre travail est l’estomac d’une part, pour le

lavage gastrique, et le cloaque d’autre part pour les prélèvements de selles. Ce dernier sera

développé par la suite.

a) L’estomac

Chez la tortue, l’estomac est en position ventro-latérale gauche et se compose d’un

cardia et d’un pylore. Il est suivi de trois segments intestinaux que sont l’intestin grêle, le

cæcum (volumineux chez les herbivores) et le colon.

Chez les serpents, l’œsophage est très déformable, peu musculeux et plissé

longitudinalement, et est parsemé de glandes œsophagiennes à rôle lubrifiant.

Il s’abouche à l’estomac qui est un organe fusiforme et très extensible, entre le 2ième et le 3ième

quart du corps de l’animal. L’intestin grêle est court, non circonvolutionné, et plissé

longitudinalement comme l’œsophage. Il parcourt le 3ième quart du corps. Le cæcum n’est

présent que chez les Boïdés à la fin du 3ième quart du corps. Le tube digestif se termine par le

gros intestin, rectiligne et court, qui s’ouvre dans le cloaque au niveau du coprodeum.

L’élasticité du tube digestif permet donc d’effectuer des lavages gastriques et des

prélèvements de selles sans risquer de léser son intégrité.

29

Figure 11: L’œsophage chez le serpent d'après SCHLLINGER in (53)

Figure 12: L'estomac chez le serpent d'après SCHILLINGER dans (53)

Enfin, chez les lézards, les seules différences notables sont un œsophage large et court, et un

estomac longitudinal, allongé et non compartimenté.

30

b) Le cloaque

Le cloaque est constitué de l’abouchement des voies urinaires, génitales et digestives.

Il est divisé en trois parties. Le coprodeum est la partie la plus crâniale et reçoit les produits

de dégradation du rectum. La partie médiale reçoit les voies urinaires et les voies génitales et

est appelée urodeum. Dans certaines espèces, les voies urinaires et génitales fusionnent avant

d’entrer dans le cloaque. Chez les tortues et les lézards pourvus d’une vessie, les voies

urinaires sont reliées au cloaque par un urètre très court. Enfin le proctodeum est la partie la

plus caudale et est le réservoir où se mélangent les produits avant l’excrétion. C’est pour cette

raison que les fèces des serpents contiennent également les urines.

Figure 13: La position du cloaque chez le lézard d’après (54)

31

Figure 14: L'anatomie du cloaque et ses différentes parties (chez une tortue femelle) d’après (55)

K : reins O : ovaires Ov : oviductes Ur : urètre U : urodeum C : coprodeum P : proctodeum

3. Le système rénal très particulier chez les reptiles

Le système urinaire des reptiles est constitué d’une paire de reins rudimentaires. Ils ne

sont pas divisés en cortex et médulla et ne contiennent que très peu de néphrons. Ils sont

connectés soit à la vessie pour les espèces qui en possèdent, soit directement au cloaque par

l’intermédiaire d’un uretère.

Les reptiles possèdent un système porte rénal contrairement aux mammifères : le sang de la

queue et des membres postérieurs est amené jusqu’aux reins via deux veines afférentes. Au

niveau des reins, le sang entre par un réseau de capillaires qui perfusent les cellules tubulaires

32

rénales. De là, le sang quitte les reins par les veines portes rénales efférentes. Elles fusionnent

pour former la veine post-cave qui ramène le sang au cœur.

Selon les espèces il existe différents systèmes de bypass rénal ce qui permet de diriger le sang

directement au cœur en fonction des besoins physiologiques. Notamment lors de

déshydratation, le système porte rénal permet d’assurer une perfusion nécessaire des reins

malgré une baisse de la volémie, ce qui diminue les risques d’ischémie voire de nécrose des

cellules rénales.

Figure 15: Le système port-rénal chez les reptiles d’après KENT 1987 in (24)

Les reins des reptiles ne possèdent pas d’hanse de Henlé, et ne peuvent pas produire d’urine

hypertonique. Pour conserver l’eau au maximum ils sécrètent de l’acide urique beaucoup

moins soluble que l’urée, sous forme d’une pâte semi solide mélangée aux excréments. Cela

permet de diminuer l’excrétion d’eau et de maintenir un débit de filtration suffisant sans

souffrir de déshydratation.

33

Les sécrétions urinaires et fécales sont mélangées dans le cloaque, c’est pour cela que le

prélèvement d’urine est peu réalisé en pratique vétérinaire sur les reptiles car il est difficile

de recueillir uniquement de l’urine par sondage du cloaque. Il existe des méthodes de

prélèvements d’urine primitive mais elles ne seront pas exposées car elles restent

expérimentales et rarement effectuées en clientèle.

Il a été évoqué qu’une administration de médicaments en partie postérieure du corps de

l’animal serait responsable d’une moins bonne réponse thérapeutique ou d’une

néphrotoxicité accrue en raison de ce système porte rénal. Cependant, à ce jour, il n’existe

pas de travaux scientifiques permettant de confirmer cette idée.

34

II. CONTENTION ET EXAMEN CLINIQUE DES REPTILES

A. LA CONTENTION DES REPTILES

1. Règles générales

a) Préambule

Recevoir un reptile en consultation n’est pas chose courante pour la majorité des

vétérinaires et demande une certaine organisation. Pour de nombreuses rasions il reste plus

sage de référer l’animal à un spécialiste si on pense ne pas avoir les capacités suffisantes pour

le prendre en charge. Il faudra en effet pouvoir accueillir l’animal selon des règles prédéfinies,

notamment pour la contention de celui-ci, et il faudra prévoir à l’avance les examens

complémentaires qui permettront de porter un diagnostic afin de diminuer le temps de la

manipulation.

Tout d’abord, si le propriétaire de l’animal joint la clinique par téléphone pour un rendez-vous,

dans le cas où les consultations ne sont pas libres, il faut que la personne recevant l’appel

(vétérinaire ou ASV) s’enquière d’informations préalables à la consultation.

Il est nécessaire de demander le motif de consultation, par exemple si le propriétaire suspecte

une fracture et que celle-ci est renseignée par avance, cela permettra au vétérinaire de

prendre les mesures adéquates pour ne pas blesser le patient lors de la manipulation.

Il est aussi intéressant de demander s’il s’agit d’une femelle gravide, auquel cas, lors de la

contention, le manipulateur devra faire attention aux pressions exercées sur la partie

abdominale de l’animal qui sera sensible et fragile.

Il est indispensable de se renseigner sur l’espèce de l’animal, car il ne faut pas oublier que

certains propriétaires possèdent des animaux venimeux. Dans ce cas, l’approche sera

différente pour gérer le danger potentiel que représente un tel animal. A ceci s’ajoute la

connaissance du caractère habituel de celui-ci. Est-il plutôt calme, agité voire agressif ?

35

Si le propriétaire l’a récupéré dans la nature, dans le doute, il faut lui demander de décrire

l’espèce afin de procéder à une diagnose, et avant toute manipulation vérifier par un examen

à distance de quelle espèce il s’agit.

Lorsqu’il s’agit d’un animal venimeux, on peut refuser la consultation si l’on ne se sent pas

capable de la conduire en toute sécurité, mais la plupart de ces consultations sont réservées

aux spécialistes.

Il est ensuite conseillé de donner des conseils au propriétaire quant au transport de son animal

jusqu’à la clinique. Le plus souvent, on lui conseillera de maintenir l’animal dans un sac de jute

ou dans une boite de transport réservée à cet effet, dans lesquels on place une bouillote à la

température moyenne préférentielle (TMP) de l’animal pour qu’il ne subisse pas un

changement de température corporel pendant le voyage (gant rempli d’eau tiède, bouteille

d’eau réchauffée, entouré(e) d’une serviette pour ne pas brûler le reptile) (11, 19 22).

Une fois toutes ces informations recueillies, le propriétaire et l’animal entrent dans la salle de

consultation. Il faut nettoyer et désinfecter la table et le matériel au préalable comme avant

toute consultation, et si possible désodoriser la salle si l’on vient de consulter un petit animal

de type rongeur. En effet, les odeurs de proies peuvent réveiller des caractères agressifs et

mettre en danger les personnes présentes lors de la manipulation. Il est important

d’augmenter la température de la pièce afin de s’approcher de la TMP du patient. Cependant

il est déconseillé de le réchauffer rapidement par n’importe quel moyen au moment de la

consultation (20). La lumière vive est à proscrire car elle peut être une source de stress

augmentant fortement les réactions de crainte, de fuite, et d’agression. Il faut veiller à fermer

les fenêtres et les portes afin de se prémunir de toute tentative de fuite de l’animal. Enfin, il

faut limiter le nombre de personnes présentes au minimum nécessaire pour le bon

déroulement de la consultation. En effet, lorsqu’un reptile est stressé pour les diverses raisons

précédemment citées, il peut développer des désordres physiologiques, comme une anorexie

prolongée ou des troubles cutanés, tel qu’un mauvais renouvellement cyclique du tégument

appelé « mue » pour les squamates (serpents, lézards) (1, 33).

Le vétérinaire doit ensuite se laver les mains pour, d’une part, retirer les odeurs qui peuvent

persister après l’examen antérieur d’un autre animal, mais aussi pour se les réchauffer afin de

ne pas refroidir le patient lors de la contention (13). Le port de gants fins en latex peut être un

36

bon moyen pour se prémunir des risques de contamination et de zoonose en respectant une

hygiène stricte (les reptiles sont porteurs de nombreuses bactéries du genre Salmonella,

Chlamydia, Pseudomonas, Rickettsie…). Cependant ils limitent les sensations et diminuent la

qualité de la contention qui doit être délicate mais ferme (37, 94).

Il faut proscrire les gants épais avec lesquels on ne peut pas apprécier correctement la

pression exercée sur le corps de l’animal pouvant être à l’origine de contusions d’organes

internes (88).

Il faut se rappeler également que les reptiles ne possèdent pas de diaphragme et sont ainsi

plus sensibles que les mammifères à une contention trop contraignante car ils doivent pouvoir

continuer de remplir leurs poumons et leurs sacs aériens à travers les mouvements de leur

corps pendant la consultation (22).

Il est impératif de savoir identifier l’animal avant même de le sortir de sa boîte de transport

pour estimer le risque qu’il représente afin de prendre les mesures adaptées pour éviter un

possible accident. Les reptiles ont un comportement et des caractéristiques physiques qui les

rendent potentiellement dangereux.

Lors de la contention en vue de l’examen, le vétérinaire peut demander l’aide du propriétaire

si celui-ci à une bonne expérience vis-à-vis des reptiles et s’il a l’habitude d’en manipuler sans

danger. Cela permet de diminuer les risques lorsqu’on est peu expérimenté.

Le plus important est de rester calme, les gestes imprécis ou brusques étant à proscrire.

b) Matériel de contention

Afin de conduire la manipulation d’un reptile en toute sécurité, un certain nombre

d’instruments est indispensable et doit se trouver dans une mallette réservée à ces

consultations. Elle se compose idéalement comme suit :

- Des gants anti-coupure, en kevlar, ou en cuir de type soudeur. Ces gants ne sont pas

utilisés pour la manipulation mais au cas où l’animal prendrait la fuite et qu’il faille le

récupérer rapidement. Ces gants sont une protection supplémentaire.

37

- Des crochets de manipulation pour serpent, d’une grande solidité, légers et maniables,

de différentes longueurs pour s’adapter à la taille du patient.

- Une pince de contention, pour la manipulation et la capture. Elle est munie d’une

mâchoire aplatie pour ne pas blesser l’animal. Elle peut également servir pour le

nourrissage des reptiles plus agressifs ou venimeux, mais, dans le cas du double

emploi, il faut veiller à bien la laver avant son utilisation.

- Un nœud coulissant, idéal pour les gros varans ou les crocodiles. Il sera muni d’un

système de ressort permettant de relâcher rapidement et facilement le nœud.

- Une visière pour les serpents cracheurs de venin

- Un ouvre-bec, ou des pinces longues, pour ouvrir la gueule de l’animal sans risquer de

se faire mordre.

- Des tubes de contention, transparents, de différents diamètres, pour éviter que la

gueule du serpent n’entre en contact avec le vétérinaire pendant que celui-ci examine

le reste du corps de l’animal.

- Accessoirement des pompes de gavage et des sondes de sexage de différentes tailles,

cet examen est facilement réalisable lors de la contention de l’animal.

c) Protocole pour les espèces venimeuses

Quelques règles importantes pour la contention des espèces venimeuses :

Il ne faut jamais manipuler une de ces espèces si l’on ne se sent pas apte à le faire (stress,

fatigue, énervement…) quitte à reporter la consultation au lendemain. Il convient de ne pas

avoir consommé d’alcool, absorbé des médicaments ou des substances pouvant altérer nos

facultés mentales et physiques.

Il ne faut jamais manipuler l’animal en présence d’une tierce personne non habilitée à la

manipulation d’espèces venimeuses.

Il faut toujours prendre une position de sécurité permettant de reculer facilement dans le cas

où l’animal viendrait à glisser du crochet de manipulation ou à tomber sur le sol.

38

Il faut prévoir un deuxième crochet de contention et pouvoir y accéder rapidement lors de la

manipulation par mesure de sécurité.

Il faut garder à l’esprit qu’un serpent venimeux est toujours imprévisible, si calme soit-il à

première vue.

Il est indispensable de se munir d’un téléphone afin de prévenir les secours si un accident

survient.

Enfin, il faut qu’une autre personne soit présente au cabinet afin de ne pas se retrouver tout

seul en cas d’accident.

En cas de morsure : (16, 17)

- remettre l’animal dans sa boîte de transport et s’assurer qu’il ne puisse pas en sortir.

- prévenir immédiatement les secours.

- prévenir une tierce personne dans la clinique et lui donner le nom de l’espèce qui vient de

mordre et si possible quelques informations quant à son caractère venimeux.

Si la personne mordue n’est plus capable de faire ces démarches, la tierce personne doit

appeler des secours en précisant ce qu’il vient de se passer et en indiquant le nom de l’espèce

animale responsable si possible, ou alors conduire rapidement le blessé dans le centre

hospitalier le plus proche. Il existe des centres anti-poisons dans plusieurs villes de France

(Paris, Angers, Rennes, Rouen, Lille, Nancy, Reims, Strasbourg, Lyon, Grenoble, Marseille,

Bordeaux et Toulouse), les numéros d’urgences sont accessibles sur internet, des médecins

répondent 24h/24h et guident la victime dans les démarches à effectuer. Ces centres anti-

poisons sont en relation directe avec les laboratoires qui possèdent les sérums anti-venins.

Dans tous les cas, il faut garder son calme, ne pas s’agiter sous peine d’augmenter la diffusion

du venin par augmentation du débit sanguin. Il ne faut pas se faire d’incision sur la zone de

morsure ni de saignée à un autre endroit, et ne pas essayer de succion car le venin est de toute

façon trop profond pour pouvoir être récupéré. Il ne faut pas mettre en place de garrot, il faut

enlever montres, bracelets et bagues afin d’éviter d’en créer un en cas d’œdème. On ne met

39

pas de glace sur la morsure, seulement un désinfectant classique et un léger bandage non

serré qui diminue la circulation lymphatique par laquelle le venin progresse, mais qui laisse

intacte la circulation sanguine. Une bande crêpe sous laquelle on peut passer un doigt suffit.

Enfin on immobilise le membre atteint et on reste calme en attendant les secours.

2. La contention

a) Contention des Chéloniens

i. Danger de l’espèce

Les tortues terrestres sont globalement plus calmes, dociles et moins agressives que

les tortues aquatiques. Cependant toutes les tortues peuvent être dangereuses de par leur

morsure, car elles possèdent un bec corné très dur et parfois tranchant notamment pour

celles qui sont carnivores. Les griffes qu’elles possèdent sur les quatre pattes peuvent aussi

provoquer des abrasions pour la personne qui les manipule. Chez les tortues marines, à titre

de comparaison il faudra faire attention aux coups de nageoires qui sont très développées.

Enfin, il faut faire attention chez les tortues terrestres articulées comme les tortues boîtes (le

genre Terrapene de la famille des Emydidae), de la fermeture puissante du plastron articulé

où l’on peut se coincer un doigt. Pour éviter ce risque, on place dans l’articulation du plastron

le piston d’une seringue, rigide et non traumatisant afin de le bloquer (22, 27, 64).

ii. Tortues de petite taille

La tortue est principalement connue pour pouvoir échapper à la prédation par un

mouvement de recul de tous ses membres à l’intérieur de sa carapace. Le problème du

vétérinaire sera donc, d’une part, d’empêcher que la tortue ne se soustraie de cette manière

à la contention, mais d’autre part, si elle est déjà en position de défense, de réussir à extirper

ses membres doucement mais fermement avec des tractions continues sans à-coups.

On commence par saisir un postérieur, puis l’autre, que l’on plaquera avec une seule main sur

les faces latérales de la carapace tout en évitant les coups de griffes. Ensuite avec l’autre main,

40

on place ses doigts derrière les mâchoires de l’animal, ou alors on utilise une pince en cœur

que l’on positionne derrière les condyles occipitaux. On exerce ensuite une force de traction

vers l’avant et dans le plan horizontal afin de sortir le cou de la tortue puis on place le pouce

et l’index en arrière des tempes pour éviter les mouvements de retrait. La traction doit être

continue et sans à-coups pour ne pas blesser l’animal. Si l’on n’est pas sûr de la force de

traction à exercer, on peut essayer de faire coopérer l’animal en lui proposant des aliments

devant le bec. Une autre méthode qui permet d’accéder à la tête consiste à pousser les pattes

postérieurs de la tortue à l’intérieur de la carapace ce qui provoque une compression de la

cavité cœlomique et l’empêche de bien respirer. Cela l’oblige à sortir la tête pour essayer de

déplier correctement ses poumons (pour rappel les tortues sont dépourvues de diaphragme,

la respiration est effectuée grâce aux mouvements de l’ensemble des muscles du corps) (22,

48).

Pour les tortues les plus agitées, on peut se prémunir des morsures en leur proposant un

morceau de tissu qu’elles attraperont avant de les saisir derrière les mâchoires.

Pour les tortues de taille modérée, on peut les tenir par le milieu de la carapace, une main de

chaque côté entre les membres antérieurs et les membres postérieurs (60).

iii. Tortues de grande taille ou agressives

Certaines tortues ne peuvent pas être manipulables de par leur poids qui ne permet

pas de les soulever. D’autres sont dangereuses de par leur caractère agressif, il s’agit des

tortues à carapace molle de la famille des Trionychidae (ex : Trionyx spp.), principalement

carnivore, des gros spécimens de la tortue de Floride (Trachemys scripta), des tortues

serpentines (Chelydra serpentina) qui ont un bec tranchant comme un rasoir et sont parfois

même cannibales, et les tortues alligator (Macroclemys temmincki) dont la tête est large,

lourde, et dont la mâchoire est réputée être la plus puissante des tortues aquatiques.

Certaines de ces espèces peuvent peser plusieurs dizaines de kg une fois adultes.

La carapace de ces tortues aquatiques est glissante, leur cou extrêmement long et flexible et

peut s’étendre sur toute la surface de leur corps hormis au niveau de la queue. Elles peuvent

donc sans difficultés nous mordre si on les tient par la carapace, et les lésions peuvent être

41

graves (section de doigt) car leur bec puissant peut broyer ou entailler facilement la main du

manipulateur. Pour ces tortues agressives, on utilise des gants en kevlar ou en cuir, afin de les

tenir à deux mains des deux côtés de la carapace, au-dessus et le plus près des membres

postérieurs. Pour les tortues alligators qui peuvent atteindre cet endroit avec leur mâchoire,

on ne peut les saisir que par la queue (27). Pour les petits gabarits, on peut les saisir par

l’arrière en maintenant les pattes postérieures rabattues le long de la carapace. (10, 64)

Pour immobiliser une tortue, on peut la placer sur une boite dont le diamètre est inférieur à

celui de son plastron. Les pattes de l’animal n’auront pas d’appui, ainsi bien positionnée en

équilibre elle ne pourra pas s’échapper.

b) Contention des Ophidiens


Les serpents peuvent attaquer en frappant les personnes faces à eux avec une extrême

rapidité. Ils mordent et peuvent serrer la victime, tout en s’enroulant autour de leur prise.

Leurs dents aiguisées permettent une bonne pénétration dans la peau et la chair et, si la

morsure est importante, le serpent peut rester accroché. Les constricteurs de grande taille

peuvent quant à eux saisir une extrémité du manipulateur, et la serrer avec force. Le risque

de constriction est à prendre au sérieux surtout pour les plus grands individus de type boas,

pythons, anacondas, car ils peuvent être à l’origine d’ischémies sévères.

Enfin, les serpents venimeux peuvent inoculer leur venin par morsure ou le projeter dans les

yeux du manipulateur pour les serpents cracheurs de venin de la famille des Elapidae

appartenant aux genres Naja ou Hemachatus (26, 34, 48).

42

Règles à suivre :

La contention doit se faire en gardant en mémoire les règles dictées dans le préambule.

Il faut toujours prendre ses précautions et ne jamais lâcher du regard la tête de l’animal qui

représente le plus gros du danger. Les mouvements du corps ou les réactions de défense du

serpent ne doivent pas déconcentrer le vétérinaire qui ne doit jamais relâcher la prise de la

tête de son patient. Il existe plusieurs méthodes de contention en fonction du poids, de la

taille de l’animal, et en fonction de sa dangerosité. La contention doit être de courte durée

car les manipulations trop longues augmentent les risques de morsure (63).

Il faut savoir que les serpents ne possèdent qu’un seul condyle occipital, il est donc nécessaire

de soutenir le corps lorsque la tête est immobilisée pour éviter toute lésion cervicale (risque

de fracture ou de luxation atlanto-axiale) (30, 31).

Il faut faire la distinction entre serpents arboricoles qui tolèrent diverses positions, et les

serpents aquatiques ou terrestres qui doivent être gardés à l’horizontal pour assurer une

bonne perfusion cérébrale et dont les déplacements doivent se faire lentement pour éviter

les risques d’hypotension orthostatique (baisse de la pression artérielle lors du passage de la

position couchée à la position debout). (7) Il ne faut pas manipuler un serpent dans les 48

heures suivant le repas au risque de le voir régurgiter sa proie.

Enfin, on peut noter que certains individus peuvent émettre des urines, des selles, ou vider

leurs glandes cloacales (Couleuvre à collier, Natrix natrix ; Couleuvre vipérine, Natrix maura)

pendant la manipulation sous l’effet de stress, dont l’odeur est très marquée et parfois tenace.

C’est pour cela qu’il est déconseillé de soutenir l’animal au niveau du cloaque (11, 12).

ii. Serpents de petite taille non venimeux

Il s’agit souvent de jeunes serpents appartenant aux Colubridés, Pythonidés et Boïdés.

La contention se fait seul, et manuellement (26, 29). On fera attention de ne pas appliquer de

43

pressions trop importantes sur les animaux (la colonne vertébrale d’un juvénile de

Pantherophis guttatus est aussi fine qu’une épingle). Le mieux est de laisser le serpent se

mouvoir librement sur la main en supination, les doigts écartés, afin de pouvoir l’observer.

Pour regarder plus précisément ses yeux, ses narines, l’intérieur de sa gueule, une légère

pression est exercée entre le pouce et l’index positionnés de part et d’autre de sa tête. Le

corps de l’animal sera toujours maintenu par l’autre main pour ne pas léser ses cervicales. (32,

48, 96)

iii. Serpents de grande taille non venimeux

Si l’animal mesure moins de 2 m, la contention se fait en tenant l’animal avec une main

derrière la tête et l’autre main maintenant le reste du corps. La tête du serpent est maintenue

et immobilisée entre le pouce et le majeur, l’index appuyant légèrement sur le crâne.

Figure 16: La contention de la tête du serpent (d’après LAWTON (1991) et WAGNER (1996) in (13)

Pour une contention plus ferme, on positionne directement le pouce sur la base du crâne de

l’animal et on le maintient avec les autres doigts placés sous son cou. S’il est peu coopératif,

on peut lui placer un morceau de tissu sur la tête avant de le saisir derrière les mâchoires.

Le serpent présente généralement un réflexe d’enroulement autour du bras dont il faudra se

méfier pour les individus de grand gabarit. Pour les gros spécimens dépassant les 2 m, il faut

un aide par mètre de serpent afin d’éviter ce risque. Pour les serpents géants tels que les

pythons réticulés ou les boas de très grande taille, on peut directement s’allonger le long de

leur corps pour les immobiliser sur le sol. La contention de leur tête se fera à deux mains, la

44

paume des mains et les pouces sur le dessus de la tête et de chaque côté, les autres doigts

maintenant la mandibule fermée (48).

iv. Serpents agressifs ou venimeux

Serpents venimeux :

Il est important de rappeler qu’il est strictement déconseillé aux vétérinaires non-

spécialistes de recevoir en consultation ce genre d’animaux. Leur contention ne peut être

assurée que par une personne possédant un certificat de capacité pour l’espèce concernée.

Il faut prévoir tout le matériel cité précédemment car la saisie du serpent venimeux ne se fera

pas directement à la main. Il faudra d’abord le bloquer avec le crochet derrière la tête, contre

le sol, et s’il est trop agité on utilisera en complément la pince de contention (50). Une fois

immobile, la saisie de la tête se fait comme pour les autres serpents. Si possible, le mieux est

de le faire rentrer dans un tube de PVC transparent afin de s’affranchir du risque de morsure

pendant le reste de la consultation. (5, 62)

Enfin, relâcher le serpent est l’étape la plus à risque, on replace d’abord le corps dans le sac

de transport ou la cage puis la tête est libérée rapidement en la projetant vers le fond (26).

Serpents très agressifs :

Dans certains cas, la contention physique seule ne suffit pas à conduire un bon examen

clinique. Il est donc nécessaire d’avoir recours à une contention chimique pour manipuler par

la suite l’animal sans danger. Il faut rappeler que, chez ces animaux poïkilothermes et

ectothermes, l’effet de l’anesthésie est variable selon la température (4). Il faut placer l’animal

à jeun 18 à 24 h pour les chéloniens et les sauriens, et de 72 à 96 h pour les ophidiens avant

l’induction (27). Pour le contrôle de l’anesthésie, le monitoring cardiaque est intéressant car

la fréquence cardiaque est un bon indicateur de l’analgésie et de la profondeur de

l’anesthésie. Chez les serpents, on positionne une électrode de part et d’autre du cœur (9).

45

Tableau 1: Protocoles d'anesthésie chez les reptiles d’après (10)

Midazolam Diazépam Kétamine

(en association

avec la

médétomidine)

Médétomidine

(en association

avec la

kétamine)

Propofol

(puis relais

gazeux)

Alfaxolone

(puis relais

gazeux)

TORTUE

0,1 mg/kg

IM

0,2-0,6

mg/kg IM

5-10 mg/kg IM

0,1 mg/kg IM

5-10

mg/kg IV

2-4 mg/kg

IV

LEZARD

SERPENT 10-50 mg/kg

IM

Remarque : la kétamine est très rarement utilisée seule. (56)

c) Contention des Sauriens


La majorité des lézards ne sont pas venimeux, à l’exception d’Heloderma horridum

(lézard perlé, héloderme granuleux, mexicain, horrible) et d’Heloderma suspectum (monstre

de Gila) de la famille des Helodermatidae qui possèdent un venin similaire à celui de certains

serpents.

Les lézards sont pourvus de trois armes : leurs mâchoires, leur queue et leurs griffes. (90)

Les plus gros d’entre eux, appartenant à la famille des Varanidae, qui sont pour la plupart

carnassiers ont une mâchoire puissante et des dents acérées. Leurs morsures sont redoutables

et peuvent entraîner une contamination bactérienne étant donné leur flore buccale

particulièrement riche. C’est là le principal danger (6).

Cependant tous les lézards peuvent mordre, même ceux qui ne se nourrissent que de

végétaux. (22)

Certains possèdent une queue très longue qui peut être utilisée comme un véritable fouet en

cas de défense et provoque de graves blessures, notamment si l’on reçoit le coup dans le

visage. C’est le cas de l’iguane vert Iguana iguana de la famille des Iguanidae qui peut

46

atteindre 2 mètres pour 5 kg et dont la queue ne représente pas moins des 2/3 de la longueur

totale, ou encore de l’Uromastyx (fouette-queue) de la famille des Agamidae qui possède une

queue pourvu d’écailles épineuses dont il se sert pour frapper ses prédateurs ou ses rivaux.

Enfin, les griffes peuvent être de redoutables outils de défense, certaines espèces les utilisent

facilement pour se battre. Chez d’autres, elles sont très aiguisées et peuvent facilement causer

des plaies pour le manipulateur. Certains auteurs conseillent de couper les griffes des plus

gros spécimens avant la consultation (5, 6).

La contention du lézard nécessite donc une vigilance de la gueule, des griffes et de la queue.

Cependant la majorité des lézards sont faciles à contenir de par leur petite taille. Il faudra donc

se méfier en particulier des varans qui restent les plus vifs et potentiellement les plus

dangereux.

ii. Lézard de petite taille

Il faut maintenir le patient fermement pour éviter qu’il ne s’échappe, ou qu’il ait des

mouvements de défense ou d’attaque. Cependant, il ne faut pas exercer de pression trop forte

sous peine de le blesser ou de l’empêcher de respirer correctement (absence de diaphragme).

De plus, certains lézards ont la capacité de perdre leur queue par autotomie. Il s’agit pour

l’animal de se séparer volontairement d’une partie de son corps, non vitale, afin d’échapper à

un prédateur. La queue qui reste agitée par des mouvements reflexes donne une illusion de

vie et occupe le prédateur pendant que le mutilé prend la fuite. La régénération de la queue

se fait lentement et elle ne retrouve jamais son aspect originel (taille, couleur, mobilité). Il ne

faut donc jamais tenir un lézard par la queue même si toutes les familles n’ont pas cette faculté

(19, 38). Lorsque la queue est malheureusement rompue, on peut appliquer un antiseptique

tel que de la chlorexidine solution.

D’autres petits lézards comme les geckos de l’infra-ordre des Gekkota sont très fragiles car

leur peau très fine peut se déchirer lors de la contention. Il faudra donc être très

précautionneux lors de toute manipulation (49).

47

Pour les petits sujets, on peut maintenir l’animal plaqué contre la table de consultation avec

une main, l’index et le majeur enserrant le cou, le pouce et l’auriculaire se plaçant juste avant

les antérieurs. La deuxième main complète la contention en le maintenant au niveau des

lombaires.

Les lézards apodes tels que les orvets de la famille des Anguidae sont maintenus comme les

serpents de petite taille.

Quant aux caméléons, il faudra travailler très calmement et en douceur car ce sont les sauriens

les plus sensibles au stress (changement de couleur) et les plus fragiles. Ils s’accrochent avec

leurs pattes en forme de pince à tout ce qu’ils peuvent agripper (blouse, lunettes, pince, etc..).

Dans ce cas, il ne faut pas tirer le caméléon vers soi au risque de provoquer des fractures mais

il faut détacher les pattes une à une avec précaution.

iii. Lézard de grande taille

Pour les plus gros sujets, on commence par plaquer les pattes le long du corps, les

antérieures avec une main, les postérieures avec l’autre. La queue est dirigée vers le bas de

façon à protéger le visage des coups de fouets éventuels. Elle peut éventuellement être placée

sous l’aisselle pour limiter ses mouvements. Il n’y a pas de risque d’autotomie car les grandes

espèces ne possèdent pas cette faculté. La main qui maintient les antérieurs doit servir aussi

à contrôler les mouvements de la tête. (5)

On peut utiliser une serviette et la placer autour de la tête du lézard, cela limite son champ de

vision et supprime les stimuli visuels. On peut également provoquer un réflexe oculo-vagal en

appliquant avec les doigts une pression sur les globes oculaires. Cela crée un effet calmant,

car la stimulation du système parasympathomimétique engendre une hypotension et une

bradycardie ce qui immobilise l’animal pendant quelques minutes sans conséquences pour

lui. On peut également lui appliquer une bande crêpe autour de la tête pour stimuler ce réflexe

en ayant protégé au préalable les deux yeux avec un morceau de compresse ou de coton. (31).

Le même bandage type Vetrap peut servir à immobiliser les membres antérieurs ou

postérieurs le long du corps. Cette technique est pratique lorsqu’on se retrouve tout seul pour

48

le manipuler, notamment pour une prise de sang ou une radiographie. Enfin chez certaines

espèces, telles que le dragon d’eau (Physignathus cocincinus) ou l’iguane vert (Iguana iguana),

il existe une méthode de contention par catalepsie, qui consiste à retourner l’animal sur le dos

puis le relâcher doucement. L’animal ne bouge plus, comme s’il était mort.

B. L’EXAMEN CLINIQUE

1. Accueil de l’animal

Il est important de renseigner le propriétaire sur les conditions de transport de son animal

avant sa venue en clinique.

Le serpent doit être placé dans un contenant isotherme dans lequel on place une bouillotte

d’eau tiède à 30°C afin de s’approcher de sa TMP. Un sac de toile placé dans un emballage de

type polystyrène ou glacière peut convenir pour le transport. Pour les petits sujets ou les

lézards, il faudra faire attention que la bouillotte ne puisse pas l’écraser, on placera l’animal

dans une petite boîte pour le protéger. Quant aux tortues, elles doivent être posées sur un

support horizontal, non lisse, pour éviter qu’elles ne se retournent pendant le trajet. Ce conseil

est à prendre en compte car sI la tortue reste en décubitus dorsale trop longtemps, elle peut

mourir par asphyxie. Dans cette position les organes abdominaux compriment les poumons

qui occupent la cavité cœlomique en position dorsale.

2. Commémoratifs et Anamnèse

En préambule, il est indispensable de rappeler au propriétaire qu’il existe une

réglementation stricte concernant la détention d’un reptile, qui répond à une triple

législation : nationale, européenne et internationale. Le rôle du vétérinaire n’est pas

d’endosser le rôle de la police mais d’alerter le propriétaire quant aux lois qui assurent une

protection aux espèces en voie de disparition. Elles sont notamment regroupées en trois

catégories dites « annexes » d’après la convention de Washington, selon leur degré de menace

d’extinction. La détention d’animaux de l’annexe 1, qui regroupe toutes les espèces menacées

d’extinction, nécessite l’obtention d’un certificat de capacité. Enfin, en France métropolitaine,

49

toutes les espèces de reptiles autochtones sont protégées depuis la loi du 10 juillet 1976 (voir

Annexes législation 5, 6, 7 et 8) (83).

Ensuite, un questionnaire préétabli concernant les conditions de vie, l’alimentation et le passé

médical pourra être donné à l’arrivée du client afin qu’il le renseigne en salle d’attente.

Ce questionnaire doit suivre trois axes importants, des questions sur l’animal lui-même, sur

son environnement et pour finir sur son alimentation. Il permet aussi de connaître le niveau

de technicité du propriétaire, car les débutants sont plus enclins à commettre des erreurs dans

l’aménagement du milieu de vie du reptile qui est à l’origine le plus souvent de futures

affections (12, 13, 19, 77).

L’animal :

Il faut demander de quelle espèce il s’agit, le sexe, l’âge, la provenance (naissance en captivité,

à la maison, chez un éleveur, acheté sur une bourse aux reptiles, capturé à l’état sauvage…)

Est-il élevé seul ou avec d’autres animaux ? Sont-ils en contact ?

De quand date son dernier repas, sa dernière mue, ses dernières selles ? Quelle est la

fréquence de ses prises de boisson ?

A-t-il un point d’eau et se baigne-t-il régulièrement ? Plus ou moins que d’habitude ?

A-t-il hiberné, et si oui, depuis combien de temps est-il sorti d’hibernation ?

Peut-il y avoir eu accouplement ? A-t-elle mis bas ou pondu récemment ?

Quels sont ses antécédents médicaux ? Etaient-ce des affections individuelles ou collectives ?

Quel traitement a-t-il reçu ? Est-il vermifugé et à quelle fréquence (molécule, dose…) ?

50

Son environnement :

De quelle matière est fait son terrarium et d’où provient-il ? Quelles sont ses dimensions ? Où

est-il situé dans la maison (abri du soleil, des courants d’air, beaucoup de passages, de

bruits…)?

De quelle nature est le substrat, à quel rythme est-il changé, avec ou sans désinfection de

l’habitat ?

Quels sont les paramètres d’ambiance (lumière, mode et durée de chauffage, gradient de

température, hygrométrie, présence d’un brumisateur, ventilation…) ?

Quelle est la nature du système de chauffage (cordon, plaque, ampoule…) et comment est-il

disposé (sous le substrat, à même le sol, à l’extérieur du terrarium…) ?

Quels sont les accessoires présents (présence d’une cachette obligatoire, décors en plastique,

gamelle d’eau, branchages, plantes…) ? Certains accessoires sont-ils directement prélevés

dans la nature (sable, plantes, mousses végétales…) ?

A-t-il été changé de terrarium récemment ? Sinon depuis combien de temps est-il dans le

même ?

Son alimentation :

Quel est son régime alimentaire (carnassier, herbivore, mixte…)? D’où viennent les aliments

consommés (élevage personnel, achat, prélèvement dans la nature…) ?

Les proies sont-elles vivantes, fraichement tuées, réchauffées ou décongelées ? Sont-elles

données à l’intérieur du terrarium ou dans une boîte à part ?

S’il s’agit de proies élevées chez le propriétaire, quel type d’alimentation reçoivent-elles ?

Quel est le rythme d’administration et quelle est la quantité donnée ? Est-ce qu’il y a des

refus ? Les proies vivantes ont elles mordu le reptile ?

Reçoit-il en plus de son alimentation une supplémentation ? Quelle en est la nature, comment

est-elle distribuée (quantité, fréquence…)?

51

Pendant ce temps, le praticien préparera la salle de consultation en vue de l’examen d’un

reptile, et devra prévoir les examens complémentaires à l’avance pour avoir une manipulation

la plus courte possible.

3. Matériel en vue de la consultation et d’une possible hospitalisation

Matériel nécessaire pour la consultation d’un reptile et pour son hospitalisation : (74, 79)

- Balance électronique nécessaire pour les plus petits individus afin de calculer les doses

de médicaments à administrer de façon à éviter les surdosages parfois létaux.

- Un thermomètre électronique spécifique

- Un ouvre-bec ou une spatule en plastique pour examiner la cavité buccale

- Des pinces, des ciseaux, des seringues de 1 et 2 mL ainsi que des aiguilles

- Des sondes urinaires pour chien et chat pour les sondages gastriques, cloacaux et

broncho-alvéolaires

- Un stéthoscope pédiatrique ou un Doppler pour l’examen cardiaque et le repérage du

cœur pour les ponctions cardiaques

- Tout le matériel de contention

- Un terrarium d’hospitalisation propre et désinfecté, équipé pour la maîtrise des

paramètres d’ambiance (température, hygrométrie), sans décor, sans substrat, avec

seulement du papier absorbant ou papier journal.

Avant de sortir l’animal de sa boîte de transport, le praticien devra s’enquérir du questionnaire

préalablement rempli par le propriétaire et prendre connaissance des conditions d’entretien

du reptile. Il se peut alors que des erreurs soient relevées parmi lesquelles se trouve

éventuellement l’étiologie de l’affection dont souffre le patient.

Le recueil des commémoratifs est très important car il peut d’emblée orienter le praticien vers

une étiologie. Des animaux sauvages sont plus prédisposés à souffrir de parasitose que des

animaux nés en captivité, les animaux sous traitement peuvent souffrir d’une posologie mal

52

adaptée (insuffisance rénale, trouble nerveux, abcès au niveau des sites d’injections…). Si des

animaux ont été changés récemment de terrarium ou s’ils ont un congénère depuis peu, cela

peut entraîner du stress et donc diminuer les défenses immunitaires et ouvrir la porte à une

infection opportuniste. Les femelles ayant mis bas peuvent souffrir de déshydratation,

d’amaigrissement, celles qui sont en gestation peuvent faire des rétentions d’œufs etc… (46,

49).

Pour finir, le praticien s’enquerra de l’anamnèse auprès du propriétaire, à savoir les signes

annonciateurs de l’affection, tels qu’une anorexie, une léthargie, une mauvaise mue, un

amaigrissement, une modification du phénotype, puis demandera la description des

symptômes l’ayant alerté, à savoir des difficultés respiratoires, des régurgitations, de la

diarrhée, du jetage, des postures anormales… La dernière question se penchera sur l’évolution

de l’état général de l’animal depuis le début de la maladie (52, 62).

4. Examen de l’animal à distance

On observe son comportement (animal curieux, alerte, abattu, stuporeux…), son allure

générale en examinant son port du corps et de la tête, son état d’embonpoint et

d’hydratation. Certaines tortues aquatiques souffrant de pneumonie, avec atteinte

asymétrique d’une zone pulmonaire modifiant la flottabilité de l’animal, nagent de travers

(74). Chez les reptiles, l’évaluation du pli de peau n’est pas pathognomonique d’une

déshydratation, des globes oculaires enfoncés, une sécheresse lacrymale ou une cavité

buccale sèche avec des muqueuses collantes sont des signes plus spécifiques. L’idéal restant

de l’objectiver par une analyse de sang (75, 79, 88).

On s’intéresse également à sa façon de se déplacer (immobile, absence de réflexe de

retournement, boiterie, parésie, ataxie, enroulé, ambulatoire, explore le milieu avec des

mouvements de langue…), à la coordination de ses mouvements. Il faut se rappeler que

l’activité des reptiles est directement liée à la température. Si un reptile est trop calme, on

demandera au propriétaire dans quelles conditions son animal a été transporté à la clinique

(sans bouillotte, sorti de son terrarium depuis longtemps…). Enfin, cet examen à distance

53

nécessite de connaître le comportement normal propre à chaque espèce rencontrée afin de

faire la différence entre une attitude normale et une attitude pathologique (64, 66).

5. Examen physique de l’animal

Il doit être le plus minutieux possible comme chez les carnivores domestiques. Il doit se

faire dans un ordre précis, appareil par appareil ou région par région. La technique la plus

courante reste l’examen du nez à la queue (11, 19, 22).

Cependant avant de commencer, on doit obligatoirement peser l’animal car cette étape

permet d’apprécier objectivement son état d’embonpoint, en comparant son poids au poids

moyen de l’espèce, et d’adapter les posologies des traitements éventuellement prescrits. Pour

les tortues, il existe des tables afin d’évaluer cet état en fonction de la longueur de la carapace

et du poids de l’animal (44).

Enfin, on peut s’aider d’une source de lumière froide au xénon afin d’éclairer les petits

individus et mettre en évidence les organes par transparence. Cette technique de

transillumination peut également être utilisée pour des reptiles de plus grande taille en

plaçant la source lumineuse dans l’œsophage ou le cloaque (41).

a) Rostre

Sa surface doit être lisse et intacte. Les abrasions dermiques peuvent traduire un milieu de vie

mal adapté avec des surfaces blessantes. Chez certaines espèces comme les agames

aquatiques (Physignatus cocincinus), les abrasions sont souvent le signe d’un terrarium trop

petit dans lequel ils cherchent à fuir en poussant contre les vitres. Des écoulements, une

décoloration, une ulcération peuvent être le signe d’une infection bactérienne.

b) Narines, choanes

Elles doivent être de taille identique et sans débris. Leur sténose est généralement due à un

traumatisme ou un défaut de mue. Une infection bactérienne se traduit par la présence d’un

exsudat séreux, muqueux ou caséeux.

54

c) Mâchoires

Une malocclusion résulte d’un traumatisme, d’un abcès, d’une stomatite ou d’une

malformation.

d) Bec

Il doit être rigide, symétrique. La respiration doit se faire à bec fermé. Une pression sur le bec

pourra mettre en évidence la présence de sérosités dans les narines, on peut aussi enfoncer

profondément la tête de la tortue sous la carapace, s’il y a rhinite, des bulles sortiront

également des narines.

e) Cavité buccale

On regarde en première intention l’extérieur de la gueule du reptile. Cela passe par

l’observation de toute déformation comme lors d’ostéofibrose avec des mandibules flasques,

et des écoulements au niveau des commissures des lèvres en cas de stomatite par exemple.

Ensuite, on ouvre la gueule du reptile avec un ouvre-bec, tout en exerçant une traction sur la

peau ou les écailles des mandibules. Les gencives doivent être roses, sans pétéchies ni débris

qui peuvent indiquer un choc septique ou toxinique. Il ne doit pas y avoir de ptyalisme, ni de

paralysie linguale qui peuvent orienter vers une stomatite. Une infection bactérienne se

traduit par une inflammation avec congestion généralisée, un exsudat mousseux ou une

ulcération dans les stades les plus avancés. Des dépôts d’acide urique peuvent orienter vers

une goutte viscérale. Il faut vérifier l’absence de débris au niveau des choanes. La glotte, située

sur le plancher de la cavité buccale doit être observée pendant plusieurs mouvements

respiratoires et ne pas présenter de mucus. Si l’animal respire la gueule ouverte et présente

des bulles sur les narines il peut souffrir d’une pneumonie. Enfin, la portion crâniale de

l’œsophage, visible au fond de la cavité orale est parfois naturellement pigmentée par de la

mélanine selon les espèces (27, 64).

55

f) Yeux

On regarde leur position, leur forme et leur taille (microphtalmie, cyclopie congénitale). Chez

les serpents chaque œil est recouvert par une écaille cornéenne appelée lunette qui doit être

translucide, excepté en période de mue. La pupille peut être soit verticale soit ronde en

fonction de l’espèce et du mode de vie (diurne ou nocturne). Une exophtalmie peut

correspondre à une infection oculaire, un abcès rétroorbitaire, une hypertension, une

obstruction des conduits naso-lacrymaux, tandis qu’une pseudo-exophtalmie peut être

provoquée par l’accumulation de larmes sous la lunette pré-cornéenne lorsqu’elle persiste

après la mue. Dans ce cas, il y a une opacification de l’œil. Il faut savoir que les paupières des

geckos et des serpents sont fixes, les réflexes palpébraux et cornéens ne sont donc pas

étudiables. Enfin, la lunette pré-cornéenne forme un écran imperméable à tout collyre ou tout

topique. Chez certaines tortues terrestres, de l’épiphora peut être normal (Geochelone

carbonaria et denticula, tortue charbonnière). Après l’hibernation, on peut rencontrer des

masses fibrineuses correspondant à un dépôt protéique sur la cornée appelé « chassie

mucoïde post-hibernal » qui doit être enlevé. Par contre, un œdème semble être le signe

d’une hypovitaminose A (27, 64).

Lors de conjonctivites ou de kératites, les signes cliniques les plus fréquents sont : œdème des

paupières, collection purulente dans les sacs palpébraux puis atteinte de l’œil avec ulcération,

perforation, panophtalmie.

Il faut être attentif aux corps étrangers, aux brûlures, aux morsures de proies.

Enfin, il existe certaines tumeurs telles que les fibromes et les papillomes d’origine virale ou

inflammatoire par réaction proliférative aux trématodes (Laraedius laraedii).

g) Tête

Elle doit être symétrique, dans le cas contraire on peut suspecter une infection (abcès) ou une

fracture, voire une tumeur. Chez les lézards, les membranes tympaniques peuvent être

translucides chez certaines espèces. D’autres possèdent des glandes nasales qui excrète

l’excédent de sel absorbé, ils peuvent donc présenter des excréta blancs autours des narines.

56

Chez les tortues, l’inspection des oreilles permet de noter la présence d’otite (gonflement au

niveau de l’écaille tympanique). Dans ce cas, il faut rechercher la présence de pus au niveau

de l’abouchement des trompes d’Eustache au fond de la cavité buccale.

h) Gorge

Chez les caméléons, on peut avoir des œdèmes notamment lors d’hypervitaminose D.

i) Corps

Il ne doit pas présenter d’angulation (fracture vertébrale), de colonne vertébrale apparente

sous les écailles (amaigrissement), ni de masse (abcès, cal de fracture). Sa face ventrale doit

être palpée avec les pouces entre les processus ventraux des côtes, afin de repérer une

éventuelle augmentation de taille d’un organe (néphromégalie, hépatomégalie chez les

reptiles obèses, vésicule biliaire augmentée lors de stases consécutives à une anorexie

prolongée), un corps étranger, une douleur, une ou plusieurs masses anormalement dures

dans le cas d’une rétention d’œufs au niveau des follicules ovariens, qui sont naturellement

en collier de perle dans le tiers caudal du corps.

Chez la tortue, la palpation des organes internes est quasiment impossible. Seuls certains

organes sont palpables au niveau de l’attache des membres (en arrière des membres

antérieurs et en avant des postérieurs). On bascule l’animal pour ramener ses organes

abdominaux vers les doigts du manipulateur, au niveau de la fosse pré-fémorale. Face à une

masse abdominale, on pourra penser à une rétention d’œufs, des abcès hépatiques, des

calculs, une accumulation de fèces…

Enfin, chez le caméléon, la palpation doit être très douce car il possède des côtes jusqu’au

pubis. Ces côtes sont aplaties latéro-latéralement ce qui leur confère une grande fragilité.

57

j) Membres

Les membres doivent être toniques et fonctionnels, ils ne doivent pas être déformés, gonflés

ou être douloureux à la manipulation. Ils permettent d’apprécier les masses musculaires. On

regarde les extrémités également. Des masses focales de tissus mous sont le plus souvent

révélatrices d’abcès ou de parasites cutanés, alors que des grosseurs plus diffuses autour des

os longs sont le signe plus probable de maladies métaboliques osseuses.

k) Carapace

Il faut vérifier la rigidité et l’intégrité de celle-ci (ulcération, fracture, déformation). Elle est un

très bon reflet de l’état général. Une carapace molle est le signe d’une carence en calcium,

une dossière déformée de façon pyramidale celui d’une ostéofibrose nutritionnelle. (64, 91)

Les ulcérations sont fréquentes chez les tortues à carapace molle et ont une origine

infectieuse ou fongique. Elles sont importantes lors de SCUD (Septicemic Cutaneous

Ulcerative Disease) qui est une maladie due à une bactérie de la flore digestive (Citrobacter

freundii) et qui contamine des plaies généralement (1).

l) Tégument

Il doit être attentivement examiné pour la recherche de lésions comme les brûlures liées le

plus souvent à de mauvaises conditions d’élevage (système de chauffage inadéquat), des

dermites (infectieuses, maladie des ampoules par excès d’humidité), ou de parasites, dont le

plus fréquent chez les serpents est Ophionyssus natricis, un parasite hématophage. Il se

présente sous la forme de petites taches noires entre les écailles d’environ 0,5 mm et est

porteur de certaines bactéries (Aeromonas hydrophila à l’origine de troubles digestifs et

respiratoires) et de protozoaires (hémogrégarines) (73). Il est responsable de mauvaises mues,

58

notamment de la persistance des lunettes pré cornéennes lorsqu’il est présent autour des

yeux. On peut rencontrer également des tiques dures (famille des Ixodidés) ou molles (famille

des Argasidés), des myiases notamment chez certaines tortues boîtes, des trombiculoses

(aoûtats), des annélides (sangsues parasites des tortues aquatiques), et enfin des helminthes

sous forme de nodules cutanés dus à la présence de larves de nématodes, d’acanthocéphales

ou de cestodes (genre Spirometra) (28).

m) Queue

Certaines espèces comme Eublepharius macularius stockent leur réserve à la base de la queue,

celle-ci permet d’évaluer de façon significative leur état corporel.

n) Cloaque

Il est important de l’examiner comme cavité commune à l’abouchement des voies urinaires,

digestives et génitales. Il ne doit pas être souillé. Il ne doit pas présenter de prolapsus ni

d’écoulement anormal. Il doit avoir un tonus lors de sa stimulation. On peut regarder

également les glandes cloacales (« musk glands ») chez les femelles.

o) Hémipénis

Si les hémipénis sont sortis de leurs loges cela peut être dû à une éversion rencontrée pendant

les périodes de reproduction, ou être dû à un paraphimosis.

p) Mue

Il s’agit d’un phénomène physiologique chez les reptiles. Elle se fait d’une seule pièce chez les

serpents et par lambeaux chez les lézards. Des anomalies de la ration, une déshydratation, un

défaut ou un excès d’humidité sont à l’origine de persistances de peau sur le corps de l’animal.

59

Lors de mauvaises mues chez les lézards, une rétention de peau au niveau des extrémités

digitées et de la queue peut être à l’origine de nécroses ischémiques (1).

q) Système nerveux

Son examen passe par l’étude de quelques réflexes :

- réflexe de retournement chez les ophidiens : l’animal placé sur le dos doit se retourner

rapidement et sans difficulté afin de se retrouver sur sa face ventrale.

- un serpent enroulé autour d’un support doit être capable de redresser sa tête

- les tortues soulevées de la table doivent se mettre à pédaler dans le vide

Un état neurologique dépressif, stuporeux ou comateux peut être lié à une déshydratation

sévère associée à une hypernatrémie.

Chez certains lézards, des fasciculations musculaires ou des tremblements sont plutôt associés

à une hypocalcémie. A l’inverse, une faiblesse musculaire importante peut être liée à une

hypokaliémie. (85)

6. Limites de l’examen clinique

Malgré un examen clinique du nez à la queue mené de la façon la plus attentive possible,

avec l’aide d’une bonne contention, les signes cliniques dans ces espèces étant généralement

frustes et peu spécifiques, il est souvent nécessaire de recourir à des examens

complémentaires pour connaître le réel statut médical de l’animal.

En dermatologie, on peut avoir recours à l’examen des écailles, au scotch test, au calque

cutané, à des biopsies cutanées.

60

En imagerie, la radiographie est l’examen le plus fréquent et souvent de choix car elle peut

apporter de nombreuses informations sur l’affection. La difficulté reste le positionnement de

l’animal, son immobilisation, ce qui n’est pas évident chez les ophidiens ou les sauriens.

Quant à l’échographie, elle est parfaitement utilisable pour certains organes tels que le cœur,

les poumons, le foie, les reins et l’appareil reproducteur. Cependant, cette technique est

limitée par la taille de l’animal et celle de la sonde par rapport aux diamètres des fenêtres

rendant possible l’examen.

L’endoscopie est aussi une technique largement utilisée en médecine des reptiles. Elle permet

notamment chez la tortue de s’affranchir de l’obstacle créé par la carapace. On peut

également réaliser des biopsies par célioscopie. Cependant, la majorité des espèces de

reptiles étant trop petites, l’examen de l’appareil gastro-intestinal ou de l’appareil respiratoire

est souvent illusoire.

Aujourd’hui, le scanner et l’IRM sont à la pointe de l’imagerie et permettent de réaliser des

diagnostics précis quant aux affections des reptiles.

Les examens les plus facilement réalisables au cours de la consultation sont les examens de

laboratoire, comme l’hématologie, la cytologie, la biochimie et les lavages : gastrique, du côlon

en vue d’une coproscopie, et broncho-pulmonaire.

61

III. LES PRELEVEMENTS NECESSAIRES A LA REALISATION D’EXAMENS

COMPLEMENTAIRES CHEZ LES REPTLES

Dans cette partie consacrée à la réalisation des prélèvements en vue d’examen

complémentaire, l’analyse des prélèvements n’est pas détaillée, étant donné qu’elle est

souvent réalisée par des laboratoires spécialisés qui fournissent les résultats, hormis le frotti

et la biochimie qui peuvent être faits à la clinique et directement analysés par le praticien.

L’intérêt majeur est d’expliquer comment réaliser un prélèvement qui apporte des

informations au clinicien, avec du matériel simple et peu coûteux. Les prélèvements plus

compliqués et réservés aux spécialistes sont seulement évoqués. Les prélèvements suivis d’un

« @ » figurent sur le CD-ROM interactif présenté dans la dernière partie.

A. LE PRELEVEMENT DE SANG

Les indications de la prise de sang chez les reptiles sont en majorité les mêmes que chez

les mammifères domestiques. Un frotti et une numération formule peuvent être réalisés afin

d’aider au diagnostic d’anémies, d’infections ou de parasitoses. Cependant, l’indication

principale reste que la prise de sang est le moyen incontournable de réaliser les mesures

biochimiques qui aident au diagnostic d’affections courantes comme l’insuffisance rénale, la

goutte viscérale ou les hépatites (2).

1. Matériel

Il faut des seringues de faible volume pour les petits animaux afin d’éviter les collapsus

veineux ou cardiaque en cas de trop forte aspiration (type seringue à insuline de 1 mL) et des

seringues de 5 mL pour les espèces les plus grandes pour lesquelles la seule nécessité est

d’obtenir un volume sanguin plus important (22, 44, 87).

62

On peut se munir de tubes à micro-hématocrite, des petits tubes additionnés d’anticoagulants

et des aiguilles de 25G (orange). Si ces tailles d’aiguilles provoquent des hémolyses, ou

s’émoussent au passage des écailles et de la peau, on peut utiliser des 23G (bleue).

2. Anticoagulants

Le choix de l’anticoagulant est très discuté. En effet, la plupart ont des effets sur la

morphologie des cellules et sur la biochimie.

Certains auteurs admettent que l’anticoagulant à utiliser chez les serpents et chez les tortues

est l’héparinate de lithium. En effet, chez ces espèces, l’EDTA est responsable d’hémolyse et

fausse donc l’analyse de la numération formule, mais fausse également la biochimie par

libération du contenue erythrocytaire dans le plasma, induisant une augmentation

plasmatique artificielle de certains paramètres telle qu’une hyperkaliémie (3). Pourtant,

d’autres auteurs suggèrent son emploi pour certaines espèces comme les lézards, car, dans

ces espèces, l’héparinate de lithium est responsable de la formation d’agrégats plaquettaires

et leucocytaires qui faussent leur comptage (10).

Les frottis sont réalisés à partir de sang frais avant son placement dans un tube contenant des

anticoagulants. Le reste du sang est placé, une fois l’aiguille démontée, dans un tube avec

anticoagulant, et les échantillons réservés pour la biochimie sont rapidement centrifugés afin

de récupérer le plasma qui sera séparé et transféré dans un tube sec. Cela permet d’éviter au

maximum les effets de l’anticoagulant sur les cellules sanguines.

3. Volume prélevé

Pour la prise de sang, on est limité par la quantité de sang à prélever. La volémie des

reptiles est de 7 % à 11 % de leur poids vif selon l’espèce, et on ne peut prélever que 10 % de

ce volume sans effet de spoliation. Cela représente 0,7 % à 1,1 % du poids total de l’animal,

soit 0,7 à 1,1 mL pour 100 grammes de poids vif (81).

Chez les tortues, il faut diminuer le volume prélevé compte tenu du poids de la carapace

constituée essentiellement de tissu corné très peu vascularisé. Le volume sanguin n’excède

63

pas 5 % du poids vif total. Sur une tortue de 1 kg, on ne prélèvera que 5 mL de sang au

maximum (23, 35, 69, 82).

Cependant, chez les animaux débilités, la quantité de sang prélevée doit être plus faible afin

de ne pas les fragiliser d’avantage.

Lors de la ponction de sang, le prélèvementne se fait pas aussi rapidement que chez les

carnivores domestiques. Il faut donc au préalable hépariner la seringue.

4. Sites de prélèvement

Les ponctions sanguines sont réalisables en de nombreux sites. Elles se font avec des

seringues de volume légèrement supérieur au volume de sang à prélever. Il faudra créer une

aspiration en tirant sur le piston afin d’obtenir l’arrivée du sang dans la seringue.

On évitera les tubes sous vide car les veines des reptiles ont un faible diamètre, des parois

fines, et pourront se collaber sous l’effet d’une trop forte aspiration. De plus, les globules

rouges passant à une vitesse trop élevée à travers l’aiguille puis dans la seringue subissent une

hémolyse.

Chez les reptiles, les pulsations cardiaques ont une faible fréquence par rapport aux carnivores

domestiques, il ne faut donc pas s’attendre à remplir la seringue aussi vite et aussi facilement :

l’aspiration doit être plus forte et le sang monte dans la seringue par à-coups.

Enfin, dans de nombreux cas, les veines ne sont pas apparentes, il faut donc se fier

uniquement à leur emplacement anatomique.

Il existe un certain risque de contamination de l’échantillon par de la lymphe, dont la plupart

des paramètres sont comparables à ceux du plasma ou du sérum, mais les protéines totales

et le potassium y sont moins concentrés (3, 56).

Chaque ponction nécessite une préparation et une antisepsie du site au préalable, pour éviter

les risques d’infection ou d’abcèdation. L’antisepsie peut être réalisée avec de la chlorexidine

solution par exemple.

64

a) Chez les Chéloniens

i. Veine jugulaire @

La veine jugulaire droite est mieux visible car elle est plus développée que la gauche

(85).

On tire la tête de l’animal vers l’avant afin que la veine se déplie car elle suit le trajet du cou

de la tortue et forme donc des angulations lorsque celle-ci rentre la tête dans sa carapace. Il

n’est pas nécessaire de faire une compression en amont du site de ponction car la veine est

suffisamment remplie. On désinfecte le site de ponction, puis la prise de sang s’effectue à mi-

hauteur du cou, en plaçant l’aiguille tangentiellement de l’avant vers l’arrière de l’animal. La

contention doit être bonne car les hématomes se forment facilement si l’aiguille traverse

plusieurs fois la veine.

ii. Cœur

Il faut prévoir le matériel de ponction et il doit être accessible tout de suite car on

commence par retourner l’animal sur le dos ce qui est une étape risquée si elle dure trop

longtemps (pressions des organes abdominaux sur les poumons). On réalise une désinfection

puis une perforation de la carapace au milieu du corps de l’animal à la jonction des deux

écailles pectorales et des deux écailles abdominales (ostéotomie temporaire). L’aiguille qui a

servi à perforer le plastron fait usage de trocart, dans lequel on introduit une aiguille plus fine,

perpendiculairement au plan de l’animal. On crée une aspiration en tirant sur le piston de la

seringue et on arrête d’enfoncer l’aiguille aussitôt que le sang apparait. Si la perforation de la

carapace est importante on peut la reboucher avec un morceau de résine (56).

Chez certaines espèces à carapace molle (Trionyx sp.), les juvéniles ou les sujets atteints

d’ostéofibrose avancée, une aiguille peut être insérée directement à travers le plastron sans

perforation préalable.

Cette technique est facile mais est la plus risquée.

65

iii. Veine caudale ventrale

La veine caudale ventrale, ou encore veine coccygienne ventrale est située dans le plan

médian et longe les corps vertébraux caudaux. Cette technique est plus évidente chez les

mâles qui ont une queue plus longue que les femelles.

On place la tortue sur le dos, puis on lui tire la queue au maximum, horizontalement. On

désinfecte la zone, puis on introduit l’aiguille à mi-distance entre la queue et le cloaque avec

un angle de 45° jusqu’à ce qu’elle bute contre un corps vertébral, puis on tire sur le piston

pour créer une aspiration et l’aiguille est ramenée vers la surface très lentement jusqu’à ce

que le sang soit prélevé.

iv. Veine caudale dorsale @

Chez tous les chéloniens, les vertèbres coccygiennes ne possèdent pas d’apophyses

épineuses, par conséquent la veine caudale dorsale suit un trajet sous-cutané assez

superficiel. (75)

Figure 17: Localisation de la veine dorsale caudale chez la tortue d’après (75)

On place la tortue sur le ventre et on la maintient de façon à ce qu’elle ne cherche pas à

s’enfuir (maintien des pattes ou tortue positionnée sur un bocal).

66

La queue est tendue au maximum dans le plan horizontal vers le manipulateur, tirée

légèrement vers le bas. La zone de prélèvement est désinfectée. L’aiguille est introduite

lentement avec un angle de 45° dans le plan médian et en face dorsale au premier tiers de la

longueur totale de la queue à partir de son extrémité. L’aspiration étant faite au préalable,

lorsque le sang monte dans l’aiguille on arrête de l’enfoncer. On peut également l’enfoncer

directement jusqu’en butée des corps vertébraux puis la remonter doucement jusqu’à

obtention du sang.

Cette technique est surtout utilisée chez les tortues terrestres qui possèdent une plus grosse

queue par rapport aux espèces aquatiques.

v. Plexus veineux post-occipital @

Ce plexus veineux est situé juste en arrière du crâne chez les espèces aquatiques et

terrestres, il correspond à une paire de sinus situés de part et d’autre du plan médian et sous

le ligament nucal. (75)

On rappelle que ce plexus est entouré de citernes lymphatiques notamment chez les espèces

aquatiques ce qui peut être une source de contamination pour le prélèvement par dilution

lymphatique.

67

Figure 18: Le sinus post-occipital de la tortue d’après (75)

La tortue est maintenue par un aide, la tête est maintenue et tirée au maximum vers l’avant

et légèrement fléchie vers le bas. La zone de prélèvement est désinfectée, puis l’aiguille est

enfoncée perpendiculairement au sinus ponctionné. Lorsque le sang arrive dans l’aiguille il

faut s’arrêter de l’enfoncer.

Figure 19: Ponction du sinus post-occipital chez la tortue d’après (61)

68

vi. Sinus subcarapacial @

Le sinus subcarapacial ou encore sinus cervical est formé par la communication entre

le vaisseau intercostal le plus crânial émergeant des veines azygos et l’anastomose cervicale

caudale des veines jugulaires droite et gauche. Il se situe sous l’écaille nucale de la dossière

de la carapace. (42)

Figure 20: Vue crâniodorsale de la circulation veineuse crâniale de la tortue (en décubitus dorsal tête vers le haut) avec la formation du sinus subcaracpacial : une anastomose de plusieurs vaisseaux, d’après (42)

Figure 21: Le sinus subcarapacial de la tortue, d’après (42)

69

Ce sinus est atteint tête sortie ou tête rentrée (plus facile à réaliser), l’aiguille est penchée

jusqu’à 60° et placée en position médiane, caudalement à l’insertion de la peau sur la partie

ventrale de la bordure de la dossière. L’aiguille est introduite en direction caudo-dorsale avec

une pression négative.

vii. Veine brachiale

Cette veine est utilisable seulement chez des espèces de moyenne ou grande taille.

Elle est ponctionnée en face ventromédiale de l’articulation huméroradiale, à proximité de

l’insertion du biceps branchial. Le système lymphatique est développé à ce niveau ce qui peut

contaminer le prélèvement.

viii. Sinus orbital

Il se situe médialement à l’orbite. On peut y introduire un tube à micro hématocrite

entre les paupières et on frotte la conjonctive pour léser les vaisseaux et le plexus. Le petit

volume de sang recueilli remonte le tube par capillarité

ix. Coupe de griffe

Cela permet de faire un frotti rapide mais un volume de sang important ne pourra pas

être prélevé de cette façon. La technique semble cependant obsolète car elle présente de

nombreux inconvénients : contaminations fécales, élévation des enzymes hépatiques,

hémogramme et électrolytes modifiés rendant non représentatif l’échantillon. De plus, elle

est douloureuse et donc, d’un point de vue éthique, elle ne doit être réalisée qu’en toute

dernière intention, pour le bien être de l’animal.

70

b) Chez les Ophidiens

i. Contention adaptée aux prélèvements sanguins

Les deux techniques utilisées préférentiellement pour réaliser le prélèvement sanguin

sont les ponctions à la veine coccygienne ventrale et par cardiosynthèse. Le serpent doit être

maintenu sur le dos par un ou plusieurs aides selon sa taille, qui maitriseront la tête et la partie

caudale de l’animal. Le vétérinaire maintient le serpent au niveau du site de prélèvement

d’une main, et réalise la ponction de l’autre. On peut laisser l’animal en décubitus ventral pour

le prélèvement à la veine coccygienne auquel cas le vétérinaire devra soulever la queue du

serpent et effectuer le prélèvement par-dessous, l’aiguille étant introduite entre deux écailles

au niveau de la ligne médiane, perpendiculairement au corps. Cette technique à l’avantage de

pouvoir être réaliser par une personne seule, par exemple si l’avant de l’animal est maintenu

dans un tube en PVC.

ii. Veine coccygienne ventrale @

Chez les serpents, la veine caudale ventrale ou encore veine ventrale coccygienne

passe à l’extrémité des apophyses ventrales des corps vertébraux coccygiens, on enfonce donc

moins profondément l’aiguille dans les tissus que chez les lézards. (75)

Figure 22: Localisation de la veine coccygienne ventrale chez les ophidiens d’après (75)

71

L’animal est maintenu en décubitus dorsal. On ponctionne médialement à environ un quart

de la distance cloaque-extrémité de la queue avec un angle de 45° en direction caudo-crâniale.

L’aiguille est enfoncée en biseau vers le haut entre deux écailles ventrales jusqu’au corps

vertébral puis est doucement retirée jusqu’à ce que le sang monte dans la seringue (13, 22,

25, 44, 66, 69).

Figure 23: Ponction sanguine à la veine coccygienne ventrale chez un serpent d'après (93)

De plus, il faut être vigilant à ne pas léser les poches hémipéniennes chez les mâles, ni les

glandes cloacales des femelles. Ce prélèvement est le plus sûr cependant en raison de la faible

taille de ce vaisseau. Il peut être difficilement réalisable sur les petites espèces et ne permet

que de récolter un faible volume sanguin (2, 13, 23, 39, 84).

iii. Cœur @

C’est la technique la plus facile à réaliser, avec laquelle on récoltera un plus grand

volume de sang pour analyse, car le cœur est plus gros que n’importe quelle veine. De plus,

elle évite toute contamination lymphatique (39, 44).

72

Elle ne doit être utilisée que chez des animaux de plus de 300 grammes afin de diminuer au

maximum les risques, même si certains auteurs signalent son utilisation chez des espèces de

100 grammes sans complication (22, 69, 82). Les risques sont d’une part le collapsus du cœur,

et d’autre part la tamponnade cardiaque (2, 39, 69).

Malgré tout, la fréquence cardiaque étant très faible chez les reptiles en général, et la pression

sanguine bien inférieure à celle des mammifères, les effusions de sang par la plaie de ponction

sont limitées. La paroi du ventricule se colmate rapidement si l’aiguille de ponction est fine.

Enfin, il est conseillé de limiter à deux les tentatives de ponction afin de ne pas causer de

lésions cardiaques (22).

L’animal est placé en décubitus dorsal, une contention physique suffit dans la majorité des

cas, cependant il est parfois nécessaire de sédater l’animal.

On repère le cœur grâce à ses battements visibles à travers les écailles, à un quart de la

distance tête-cloaque, ou par palpation en glissant le pouce le long du ventre jusqu’à sentir

une masse sphérique qui roule sous le doigt, située généralement au quart de la distance

tête/queue. On peut s’aider également d’un petit stéthoscope ou d’un mini doppler. Si le cœur

est trop mobile on peut le saisir entre deux doigts. Une autre technique consiste à le maintenir

caudalement en plaçant le pouce sous l’apex du ventricule afin de le maintenir en place.

L’aiguille est introduite médialement entre deux écailles ventrales avec un angle de 45° crânio-

dorsalement afin de pénétrer dans le cœur par le ventricule en évitant les parties crâniales les

plus fragiles (oreillettes, aorte) (25, 39, 44).

L’aspiration se fait doucement afin de minimiser le risque de collapsus cardiaque, car le sang

remplit la seringue au rythme des battements cardiaques (22, 69).

Une compression de 30 à 60 secondes doit être réalisée après le retrait de l’aiguille.

iv. Veine palatine

Elle est située sur la face dorsale du palais et n’est exploitable que chez les serpents de

grande taille uniquement. La veine palatine droite est plus volumineuse que la gauche, comme

73

la veine jugulaire droite par rapport à la veine jugulaire gauche. On peut difficilement réaliser

une compression à cet endroit pour diminuer la formation d’hématome. Cette veine nécessite

de maintenir la tête du serpent avec la gueule ouverte. La contention doit être parfaitement

maitrisée car cette veine est fragile et le biseau de l’aiguille peut facilement la sectionner. Cet

endroit ne doit pas être ponctionné chez les animaux atteints de stomatite par exemple, sans

quoi on peut provoquer une contamination du système vasculaire et entrainer une septicémie

(82).

v. Veine jugulaire

Cette technique se fait entièrement à l’aveugle. Elle permet d’éviter les

contaminations lymphatiques mais est très dure à réaliser. Certains auteurs évoquent la

possibilité de mettre en place un cathéter veineux dans cette veine, à neuf écailles ventrales

crânialement au cœur, mais elle reste peu mentionnée dans la bibliographie (32, 66).

c) Chez les Sauriens

i. Veine caudale ventrale @

La veine caudale ventrale ou veine ventrale coccygienne à un trajet rectiligne et court

dans un canal formé par les apophyses ventrales des vertèbres coccygiennes.

Figure 24: Localisation de la veine coccygienne ventrale chez le lézard d’après (75)

74

L’animal est placé en décubitus dorsal et est maintenu fermement. On ponctionne en arrière

du cloaque à environ un tiers de la distance cloaque-extrémité de la queue. La technique est

identique que celle décrite chez les ophidiens ou les chéloniens, sauf que l’aiguille est

introduite entre les corps vertébraux jusqu’à ponctionner la veine caudale ventrale.

Figure 25: Ponction sanguine à la veine coccygienne ventrale chez le lézard d’après (93)

Il faut également veiller à ne pas léser les hémipénis du mâle. De plus, chez les espèces douées

d’autotomie il est préférable de réaliser une sédation ou une légère anesthésie. On peut

également réaliser la ponction sur un animal maintenu en décubitus ventral avec la queue

relevée (44, 58).

ii. Cœur

Le cœur est plus difficilement localisable chez les lézards de par leur anatomie, et il ne

peut pas être stabilisé avec les doigts comme chez les serpents. La ponction est plus

compliquée que chez les serpents et les risques d’hémorragie sont augmentés. Cette voie est

à utiliser en dernier recours. (6)

75

iii. Plexus axillaire

Le plexus axillaire est situé caudalement à l’humérus, à proximité de l’articulation

scapulohumérale. Comme pour la ponction de la veine brachiale chez les chéloniens, il y a un

risque de contamination du prélèvement par la lymphe.

iv. Sinus orbital

Il s’agit de la même technique que celle réalisée chez les chéloniens.

v. Veine abdominale @

L’animal est placé en décubitus dorsal et est maintenu fermement, voire sédaté pour

éviter de léser la veine abdominale ventrale qui est de gros diamètre et qui peut entraîner une

hémorragie fatale pour le lézard. La compression est difficile à cet endroit, l’aiguille est insérée

délicatement dans le plan médian, à environ deux tiers de l’abdomen. L’aiguille est

positionnée biseau vers le haut sur la ligne ventrale et avancée en direction crânio-dorsale.

Des complications sont possibles telles qu’une perforation des anses digestives ou de la vessie

(10, 72, 75).

vi. Veine jugulaire

C’est un site possible mais rarement utilisé car il n’est ponctionné que chez les

iguanidés et les plus gros varans. La veine est latérale, profonde, et non visible même avec

compression. Chez les espèces précédemment citées, l’aiguille est introduite caudalement au

tympan en direction crâniodorsale avec un angle de 20° tangentiellement au coup.

vii. Coupe de griffe

On retrouve les mêmes contre-indications que chez les chéloniens.

76

Après le prélèvement de l’échantillon, on peut évaluer plusieurs paramètres hématologiques

et biochimiques.

En premier lieu, il convient de mesurer au minimum l’hématocrite, la concentration des

protéines plasmatiques et la glycémie, notamment pour avoir une idée sur le statut hydrique

des patients. L’évaluation du calcium, du phosphore et de l’acide urique est souvent très utile.

Enfin, un ionogramme peut être réalisé mais est rarement fait en routine.

-POINTS A RETENIR

Tableau 2: ce qu'il faut retenir sur les prélèvements de sang

Volume

sanguin

pélevé

Anticoagulants

utilisés

Sites de ponction privilégiés

TORTUES

5 mL/kg

Héparinate de

lithium

Veine coccygienne dosale

Veine jugulaire droite

Sinus subcarapacial

SERPENTS

10 mL/kg

coeur

Veine coccygienne ventrale

LEZARDS

EDTA Veine coccygienne ventrale

Veine abdominale ventrale

5. Examen hématologique

a) Méthode et intérêt

L’examen hématologique est le plus facilement réalisable parmi tous les examens

complémentaires, il est peu coûteux et rapide à interpréter. L’obtention d’un hémogramme,

à travers la réalisation d’un frotti sanguin doit donc occuper une place prépondérante.

77

Cet examen sanguin permet d’effectuer une formule leucocytaire, d’estimer le nombre de

cellules, de mettre en évidence des atypies, et est donc utile pour détecter une anémie, un

état de déshydratation, une maladie infectieuse bactérienne ou virale, une inflammation, une

parasitose sanguine, ou encore une hémopathie maligne (3, 10, 15, 21).

Les analyseurs humains ou vétérinaires ne permettent pas d’interpréter un prélèvement

hématologique de reptile car leur sang est constitué de cellules sanguines qui présentent des

particularités morphologiques et fonctionnelles. Un bon hémogramme doit donc être réalisé

manuellement. (10, 25, 56)

Un hémogramme manuel est réalisé avec un frotti sanguin de qualité, à savoir avec du sang

frais non additionné d’anticoagulant, et bien étalé afin d’avoir une unique couche de cellules

sur la lame. Pour cela on dépose une goutte de sang à une extrémité d’une lame de

microscope, qui sera étalée avec le bord d’une autre lame. Après le séchage le frotti subit une

coloration qui peut être rapide (RAL 555) mais entraîne plus d’artéfacts qu’une coloration plus

longue (May-Grûnwald-Giemsa de 20 minutes). Cependant, cette coloration rapide est plus

compatible avec une gestion du temps de travail en clientèle et son prix est moins élevé. La

lecture se fait au niveau de la queue du frotti où les cellules sont en monocouche et ne se

chevauchent pas. (10, 55, 84, 93)

Figure 26: frotti sanguin chez un lézard d’après (10)

78

b) Les cellules sanguines des reptiles

Chez les reptiles, les érythrocytes sont nucléés. Il s’agit de la particularité

morphologique essentielle à connaître, que l’on rencontre également chez les oiseaux. Ils sont

de taille plus importante (20*12µm) et de forme ovale. Leur noyau est rond et la taille diminue

en fonction du degré de maturité de la cellule (10, 55, 84).

Les leucocytes comprennent comme chez les autres espèces animales : les granulocytes, les

lymphocytes et les monocytes.

Les granulocytes regroupent les hétérophiles, les éosinophiles et les basophiles.

-Les hétérophiles se modifient en réponse aux agressions, leur cytoplasme se

vacuolise et prend un aspect bleuté autour de granulations rouges, tandis que le noyau peut

se segmenter. On dit alors qu’ils sont toxiques, et ce changement se rencontre lors

d’inflammations ou lors d’infections sévères (bactériennes ou parasitaires).

Figure 27: un hétérophile entouré de plusieurs thrombocytes d’après (10)

79

Figure 28: un hétérophile devenu toxique d’après (10)

-Les éosinophiles sont des cellules bien rondes et relativement grandes, avec des

granulations bien sphériques souvent colorées en bleu pâle. Ils sont présents lors de certaines

parasitoses et lors de stimulations antigéniques prolongées.

Figure 29: un éosinophile chez un boa d’après (97)

-Les basophiles se caractérisent par la coloration violette de leurs granulations. Ils sont

en nombre important par rapport aux mammifères et se rencontrent lors d’inflammations, de

nécroses tissulaires, d’hémoparasitisme et d’infections virales.

80

Figure 30: un basophile chez un boa d’après (97)

Les lymphocytes et les monocytes ne présentent pas de particularités avec ceux rencontrés

chez les mammifères. Les lymphocytes se reconnaissent par leur petite taille et par leur noyau

à chromatine très mottée (bien visible sous forme de petits agglomérats), ils ont un rôle

immunitaire semblable à ceux des mammifères. Les monocytes sont au contraire

reconnaissables étant les plus grandes cellules sanguines, avec un volumineux noyau

acidophile coloré en rose. Ces derniers peuvent se transformer en mélanomacrophages lors

d’inflammations, ils contiennent alors des pigments bruns foncés. On les rencontre lors de

foyers inflammatoires pyogranulomateux ou infectieux (10, 55, 84, 97).

Figure 31: Deux monocytes (M), un lymphocyte (L) et un trhrombocyte (T), d’après (10)

81

Figure 32: un lymphocyte entouré d'érythrocytes d’après (10)

Figure 33: un monocyte transformé en mélanomacrophage chez un boa d’après (97)

Les thrombocytes sont également nucléés, ils ressemblent aux érythrocytes malgré une forme

qui peut aller du simple fuseau jusqu’à l’ovale. Cependant, leur cytoplasme est très clair,

quasiment transparent, et leur noyau est ovalaire. Ils peuvent également se regrouper en

amas.

Les cellules sanguines varient quantitativement en fonction des affections dont souffre

l’animal, et certaines normes couramment admises sont consultables en annexe sur la partie

hématologie (Annexe 1, 2, 3 et 4).

82

6. L’hématocrite

L’hématocrite est variable selon les conditions environnementales, la saison,

l’alimentation, le sexe de l’animal.

Les valeurs de référence de l’hématocrite sont beaucoup moins rapprochées que celles des

mammifères domestiques.

En effet, les tortues qui ont un hématocrite plus bas que les lézards ou les serpents ont des

valeurs normales qui oscillent entre 20 et 40 %. Lorsque l’hématocrite dépasse les 50 %, on

peut suspecter fortement une déshydratation, une splénocontraction ou une érythrocytose

(polycythémie ou polyglobulie). Lorsqu’il est inférieur à 20 %, on est plutôt orienté vers une

anémie, ou alors vers une hémodilution par la lymphe lors de la ponction.

Les anémies se répartissent en trois catégories comme chez les mammifères, à savoir des

anémies liées aux pertes de sang, les anémies hémolytiques, et enfin les anémies d’origine

centrale. Les anémies hémorragiques sont le plus souvent liées à des hémorragies

traumatiques, des parasites hématophages, des ulcères digestifs ou des coagulopathies. Les

anémies hémolytiques sont constatées généralement en cas de septicémies, de parasitisme

ou de toxémies. Enfin, les anémies d’origine centrale peuvent avoir des causes infectieuses,

rénales, hépatiques ou néoplasiques. (15)

Enfin, chez certains animaux souffrant de déshydratation (hausse de l’hématocrite), associée

à une insuffisance rénale chronique, une insuffisance hépatique chronique ou un parasitisme

élevé, provoquant une anémie chronique (baisse de l’hématocrite), on peut avoir un

hématocrite faussement normal.

7. La biochimie

La biochimie est très intéressante car elle permet de connaître les principales variations

physiologiques et pathologiques des principaux analytes dosés. Certains paramètres sont plus

couramment dosés que d’autres car ils apportent plus d’informations quant au statut médical

de l’animal. Il est indispensable de recourir aux intervalles de référence de l’espèce concernée.

83

Les quantités de sang chez les petits reptiles sont souvent insuffisantes pour réaliser un bilan

complet, les protéines totales, le glucose, l’acide urique, les ASAT, les CK, le calcium et le

phosphore sont privilégiés avec un volume moyen de 0,5 mL de plasma, non hémolysé et non

lipémique (3, 10, 21, 23, 39, 47, 57, 69, 84).

Lorsque, dans la littérature, on manque de référence pour certaines espèces, il est conseillé

de faire une comparaison entre les valeurs obtenues sur l’individu malade et un individu sain

de la même espèce, si le propriétaire en possède différents spécimens.

Afin d’avoir une interprétation correcte des analyses biochimique, dans la pratique il faut

suivre quelques règles :

La qualité du prélèvement est importante car elle conditionne l’exactitude des résultats.

Il faut utiliser la même technique de prélèvement afin d’avoir une bonne répétabilité, puis

traiter le sang de la même manière (même matériel, même anticoagulant, même quantité de

sang dans le tube). L’idéal est de centrifuger le sang pour séparer le plasma immédiatement

après son prélèvement. Si l’analyse ne peut être effectuée que plus tard, on doit conserver

l’échantillon à - 80°C dans le meilleur des cas. Enfin, si l’on est amené à envoyer l’échantillon

pour analyse, il faut toujours choisir le même laboratoire, et rester prudent sur

l’interprétation, ce qui demande de connaître les valeurs de référence.

Après centrifugation, le plasma est souvent jaune orange ce qui est tout à fait normal pour les

reptiles et ne doit pas être confondu avec un plasma ictérique. Il peut aussi être jaune verdâtre

chez certains serpents et lézards sans que ce soit pathologique, cela étant dû à une

concentration importante en biliverdine.

Il existe de plus quelques différences physiologiques avec les mammifères domestiques qui

font que les paramètres explorés pour une même affection ne seront pas les mêmes.

Les reptiles terrestres sont excréteurs d’acide urique et non d’urée tandis que les reptiles

aquatiques excrètent plus d’ammoniaque et d’urée que d’acide urique. Ceci s’explique par le

fait que pour excréter de l’urée les reins ont besoin d’une quantité d’eau supérieure à celle

84

utilisée pour excréter de l’acide urique. En effet, l’acide urique est 40000 fois moins soluble

que l’urée, cela permet aux espèces terrestres de ne pas gaspiller trop d’eau dans la

production de leurs déchets métaboliques. De plus, leurs reins sont dépourvus d’anses de

Henlé, ils ne peuvent donc pas concentrer leur urine, par conséquent la production d’acide

urique est un moyen de palier à la perte d’une quantité d’eau dans l’urine plus importante

que dans celle des mammifères (55).

Ainsi, pour explorer la fonction rénale des reptiles, il faut doser essentiellement l’acide urique,

le phosphore, et le calcium. Malheureusement l’acide urique est un marqueur peu sensible,

car une hyper-uricémie n’apparaît que si plus de 60 % du rein est atteint, ou alors

physiologiquement en période post-prandiale chez les reptiles carnivores (29).

a) Les protéines totales

La concentration plasmatique normale en protéines totales chez les reptiles varie de

30 à 70 g/L. Les femelles ont une concentration plus forte pendant la folliculogénèse, ce qui

correspond à l’augmentation des globulines mais également à une perte d’eau nécessaire à la

formation des œufs.

Une hyperprotéinémie supérieure à 70 g/L est indicative d’une déshydratation (associée à une

élévation conjointe de l’hématocrite), ou de la présence de globulines secondaire à une

inflammation chronique par augmentation des gammaglobulines. On peut alors réaliser une

électrophorèse des protéines sériques pour s’en assurer.

Une hypoprotéinémie inférieure à 30 g/L est souvent associée à un défaut d’apports

(anorexie, sous-nutrition, malnutrition chronique). Cependant, elle peut être causée par des

hémorragies aiguës (perte directe des protéines), des entéropathies parasitaires ou non, des

insuffisances rénales (perte d’albumine) ou des insuffisances hépatiques sévères (diminution

de la synthèse d’albumine). (10, 23, 69)

85

b) Le glucose

Comme chez les mammifères, la glycémie est régulée par l’insuline, le glucagon et la

somatostatine synthétisés par les îlots de Langerhans, situés dans le pancréas, mais aussi dans

le foie ou les muqueuses intestinales pour certaines espèces.

La valeur en glucose pour un reptile en bonne santé oscille entre 0,6 et 1 g/L en fonction des

variations du milieu extérieur. Par exemple, une augmentation de la température déclenche

une variation des concentrations en insuline et en glucagon entraînant une hypoglycémie chez

la tortue. Comme pour d’autres paramètres sanguins, des études ont montré des variations

saisonnières des valeurs biochimiques chez les tortues terrestres du genre Testudo : un pic de

glycémie est constaté au réveil de l’hibernation pour chuter avant la reprise de la diurèse (64,

91).

Les causes les plus courantes entraînant une hypoglycémie sont des anorexies, de la

malnutrition, des insuffisances hépatiques sévères, des septicémies. Les signes cliniques

associés sont donc principalement des tremblements, la perte des réflexes posturaux, une

mydriase aréflective.

L’hyperglycémie est rare, elle est un marqueur sensible et spécifique de l’insuffisance

hépatique, et est plus souvent liée à une administration iatrogène de glucose, ou alors après

un stress, avec augmentation de la libération de glucocorticoïdes et d’adrénaline. Elle peut

être retrouvée lors de certaines pancréatites. On note une augmentation physiologique

postprandiale pendant quelques jours, et chez les femelles, une augmentation est remarquée

lors de folliculogénèse (86).

Certains cas de diabète sont décrits, notamment des diabètes insulino-dépendants.

Cependant ils ne peuvent pas être diagnostiqués par simple analyse de sang à travers la

concentration sanguine en glucose, car elle varie énormément en fonction du stress et de la

contention. Le diagnostic repose prioritairement sur une étude histopathologique après une

biopsie du pancréas par endoscopie.

86

c) L’acide urique

Il s’agit du produit de dégradation final des protéines, c’est le principal déchet

nitrogéné chez la plupart des reptiles, à l’exception des tortues aquatiques. Il est synthétisé

par le foie et est excrété par les tubules rénaux.

L’uricémie est sujette à de nombreuses variations. Les reptiles carnivores ont une uricémie

généralement supérieure à celle des herbivores, et le taux s’élève dès le lendemain d’un repas

avec une augmentation de près du double de la valeur de base (44).

Chez des animaux herbivores nourris malencontreusement avec des produits carnés (tortue

terrestre ou iguane nourris avec des croquettes pour carnivore domestique), on peut

constater une hausse de l’uricémie.

L’uricémie varie aussi en fonction des saisons, elle est plus élevée en période post-hibernale,

et plus basse en été (64).

La température est un autre facteur de variation, puisqu’il a été montré que lorsqu’un reptile

est maintenu dans un environnement dont la température est inférieure à sa TMP, son

uricémie augmente. Cela peut être dû à une diminution de la fonction des tubules rénaux lors

d’une hypothermie (2, 57).

Cette valeur seule ne permet pas de juger de l’état d’hydratation d’un reptile puisque la

déshydratation n’interfère pas avec l’excrétion de l’acide urique (59). Chez les animaux

désertiques, habitués à subir des stress hydriques, une déshydratation modérée n’influence

pas le débit de filtration rénal, c’est notamment le cas chez une tortue désertique (Gopherus

agassizii) (64).

Cependant le néphron sécrète trois fois plus d’urate lorsqu’il est normalement perfusé, une

hyperuricémie serait donc présente lors de déshydratations sévères (47). Il convient de

regarder l’uricémie en parallèle de l’hématocrite pour juger de l’état d’hydratation du reptile.

Une uricémie supérieure à 80 mg/L est présente et associée à des affections rénales, des

septicémies sévères, une néphrocalcinose, lors d’hypervitaminose D3 alimentaire, de jeûne

prolongé, d’infections parasitaires (Hexamita parva chez les Chéloniens, Styphlodora horrida

87

chez les Boïdés, Entamoeba invadens chez les Ophidiens), ou suite à l’administration de

produits néphrotoxiques (aminoside à forte dose par exemple (14). Une telle uricémie

correspondrait à une perte de plus de deux tiers de la masse rénale fonctionnelle.

On peut retrouver cette élévation lors de goutte viscérale et/ou articulaire, ou lors de repas

trop riches en protéines (agame adulte recevant une alimentation carnassière par exemple).

Lorsque l’uricémie atteint des seuils extrêmes supérieurs à 150 mg/L, des cristaux d’urate

peuvent cristalliser spontanément autour des viscères abdominaux (64). Cependant, il n’a

jamais été rapporté que des calculs puissent se former dans les reins (55).

Ce phénomène est amplifié lors d’anorexies prolongées, lors d’affections rénales chroniques,

lors de déshydratations sévères et persistantes, ou lors de régimes trop riches en purines.

Lorsque des cristaux d’urate apparaissent, la concentration sanguine d’acide urique diminue,

ce qui explique que certains animaux ont une uricémie normale et pourtant présentent des

cristaux d’urates (64).

Une uricémie supérieure à 240 mg/L est de pronostic sombre (23).

A l’inverse, une baisse de l’uricémie se rencontre lors d’une anorexie prolongée par défaut

d’apport protéique, ou lors d’atteintes de la fonction hépatique par diminution de la synthèse

d’acide urique.

d) Les ASAT

Les aspartates amino-transférases sont, chez les reptiles et à l’identique des

mammifères, des marqueurs de cytolyse hépatique. Cependant, elles ne sont pas spécifiques

du foie, puisqu’on en retrouve dans le muscle squelettique et cardiaque, et dans les reins.

Une élévation des ASAT peut être la conséquence d’une prise de sang traumatique, associée

à des lésions musculaires, ou consécutive à une contention trop musclée et trop longue. En

cas de ponction traumatique, l’augmentation sanguine de toutes les enzymes à libération

musculaire doit être interprétée avec prudence (créatine phospho-kinases, alanine amino-

transférases, lactate déshydrogénase, gamma glutamyl transpeptidase)

88

Cependant, cette élévation dans les cas pathologiques peut traduire une cytolyse hépatique

par libération cellulaire de ces enzymes. De même, une lyse de cellules musculaires, mais aussi

une insuffisance rénale avancée peuvent entraîner une augmentation de la concentration en

ASAT.

Enfin, toute affection généralisée comme une septicémie, une toxémie ou une virémie

peuvent entraîner le même résultat par lyse cellulaire.

Les ASAT restent néanmoins le paramètre biochimique le plus fiable lors de cytolyse hépatique

avec une augmentation de leur concentration sérique. Elle doit être inférieure à 250 UI/L (22,

23, 44).

e) Les LDH

Une augmentation de la concentration sérique des lactates déshydrogénases (LDH)

supérieure à 1000 UI/L peut signifier une lésion hépatique, une lésion musculaire, une lésion

cardiaque ou une hémolyse (23, 69).

f) Les CK

Si la ponction sanguine est effectuée sans traumatisme et dans de bonnes conditions

de contention, et dans le cas d’une seule augmentation des ASAT, une valeur normale des

créatines phospho-kinases (CK) permet de différencier une atteinte hépatique d’une atteinte

musculaire (23).

g) Le cholestérol

Physiologiquement, la cholestérolémie augmente lors de la folliculogénèse et avant

l’entrée en hibernation.

89

Elle augmente pathologiquement dans les cas de rétention d’œufs, mais surtout lors de

maladies hépatiques ou d’insuffisances biliaires. Chez les animaux trop grassement nourris, la

cholestérolémie est très élevée lors de lipidose hépatique (43).

h) Le calcium

Comme chez les mammifères domestiques, le métabolisme du calcium et la quantité

de calcium ionisé dans le sang dépendent de la parathormone (quifavorise la résorption

osseuse, la réabsorption rénale et l’absorption intestinale lors d’hypocalcémie), la calcitonine

(rôle non élucidé chez les reptiles) et la vitamine D3 activée grâce aux UV (qui stimule

l’absorption intestinale du calcium).

Le calcium se présente à 50 % sous forme ionisée, à 40 % lié aux protéines et à 10 % complexé

à d’autres ions.

Les femelles gravides montrent une hypercalcémie physiologique suite à la stimulation des

œstrogènes tout au long du développement des œufs (formation de la coquille et calcium lié

aux protéines de l’oeuf). Cette augmentation peut aller jusqu’à quatre fois la norme.

La calcémie plasmatique des reptiles varie entre 80 et 120 mg/L. Cependant, les facteurs

externes influencent la calcémie, il est donc préférable de doser le calcium ionisé qui donne

une valeur plus fiable. De plus, si l’on dose le calcium lié, une augmentation pathologique de

protéines peut entraîner une augmentation artéfactuelle de calcium qui conduirait à de

fausses interprétations.

L’hypocalcémie chez les reptiles est présente lorsque les concentrations de calcium

plasmatique sont en dessous de 80 mg/L. Elle peut être due à des carences en vitamine D

(défaut d’UVB) ou en calcium, un régime trop riche en phosphore, un état d’alcalose, une

hypoalbuminémie, ou un hypoparathyroïdisme, qui est courant chez certains reptiles

herbivores notamment chez les iguanes. Elle peut se rencontrer lors de rétentions d’œufs, soit

en étant directement la cause, soit en étant la conséquence (contractions infructueuses

épuisant les réserves de Ca).

90

L’hypocalcémie se traduit par des fractures pathologiques ou une ostéodystrophie

métabolique chez les jeunes individus. Les signes cliniques associés sont des tremblements

musculaires, des parésies, et des crises convulsives.

L’hypercalcémie est atteinte lorsque le taux de calcium dépasse les 120 mg/L. Elle peut

s’expliquer par un excès de vitamine D3 ou un excès de calcium. D’autres causes moins

fréquentes sont citées : hyperparathyroïdisme primaire, hyperparathyroïdisme secondaire

d’origine nutritionnel ou rénal, maladie ostéolytique. Lorsque le taux est très élevé, on peut

avoir des calcifications du système cardio-vasculaire ou digestif (23, 57).

Une espèce de serpent (Dymarchon sp.) a une hypercalcémie physiologique avec une valeur

de calcémie de 159 mg/dL.

i) Le phosphore

La phosphorémie plasmatique normale est de 3 à 5 mg/dL. L’hypophosphorémie

résulte le plus souvent d’une anorexie prolongée, ou d’une carence en phosphore dans

l’alimentation.

L’hyperphosphatémie correspond à des valeurs supérieures à 5 mg/dL. Les causes

comprennent un apport alimentaire excessif en phosphore, une hypervitaminose D3, et une

néphropathie. Il s’agit d’ailleurs le signe le plus précocement observé lors d’insuffisance

rénale, avec un rapport phosphocalcique inférieur à 1.

Une hyperphosphorémie artéfactuelle est relevée lorsque le sérum n’est pas immédiatement

séparé du prélèvement sanguin, car le phosphore des hématies est libéré dans le sérum (57).

j) Le sodium

Le sodium et le potassium sont régulés par plusieurs organes (reins, cloaque, colon, et

glandes à sels chez certains lézards)

La natrémie normale se situe entre 120 et 170 meq/L.

91

Si la natrémie est inférieure à 120 meq/L, une correction doit être apportée. Les

hyponatrémies peuvent être dues à une rétention d’eau, à un œdème ou une rupture de la

vessie. Elles peuvent résulter de pertes ioniques résultantes de diarrhées, de maladies rénales,

et d’anomalies des glandes à sel. Des hyponatrémies iatrogènes sont consécutives à une

perfusion intensive en cas d’apport excessif de fluides par voie intraveineuse ou

intracoelomique.

L’hypernatrémie se rencontre plus fréquemment, surtout lors de déshydratations, de troubles

gastro-entéritiques, ou lors d’apports trop fréquents de sel alimentaire. Une fluidothérapie

est indiquée lorsque la natrémie dépasse 170 meq/L afin de rééquilibrer les désordres

ioniques. L’hypernatrémie provoque une hyperosmolarité et untransvasement des fluides de

l’espace intercellulaire dans l’espace intravasculaire ayant pour conséquence une

déshydratation tissulaire (3, 10, 57).

k) Le potassium

Le potassium varie selon les espèces de 2 à 6 meq/L. Lorsque les concentrations sont

inférieures à 2,5 meq/L une perfusion est nécessaire. L’hypokaliémie est souvent consécutive

à pertes digestives importantes, à des fluidothérapies inadaptées ou à des apports nutritifs

déséquilibrés. Elles sont associées en général avec des alcaloses sévères.

Les hyperkaliémies sont présentes lors d’insuffisances rénales aiguës et chroniques, de

traumatismes des voies urinaires, de traumatismes tissulaires, d’acidoses ou

d’administrations de fluides trop riches en potassium.

Certaines hyperkaliémies associées à des hyperphosphatémies sont indicatrices d’une lyse

érythrocytaire lors du prélèvement de sang.

Les principales causes d’hypokaliémie sont une ’anorexie ou une malnutrition qui entraîne

une diminution des apports (3, 57).

92

B. LE LAVAGE BRONCHO-PULMONAIRE @

Les reptiles sont particulièrement sensibles aux affections respiratoires, car ils ne

possèdent pas de diaphragme ce qui empêche toute expectoration active. Le lavage broncho-

pulmonaire est alors l’examen de choix indiqué dans les affections respiratoires profondes ne

rétrocédant pas à un traitement de première intention. Il permet de déterminer l’origine de

la pneumopathie par cytologie et mise en culture du lavage, et ainsi de prescrire le traitement

le mieux adapté. Le lavage est non invasif et simple à réaliser puisque les reptiles ne possèdent

pas de réflexe de toux (92). La deuxième indication est le dégagement des voies respiratoires,

par exemple lors de corps étrangers (76, 80).

1. Matériel

Le vétérinaire doit au préalable regrouper son matériel près de lui afin de diminuer le

temps de manipulation et éviter de se relever pendant le prélèvement. Cela diminue le stress

de l’animal et permet une meilleure organisation du travail.

Pour cela il est indispensable de prévoir du matériel de désinfection, une paire de gants

stériles, un ouvre-bec adapté à l’animal, une sonde souple stérile calibrée à la longueur

gueule-poumon du patient et protégée dans un étui, une seringue stérile, une solution

isotonique stérile, et des pots à prélèvements stériles également.

2. Méthode

Si l’animal est trop agité on peut réaliser une contention chimique afin de faciliter la

réalisation du prélèvement dans les conditions les plus stériles possibles.

On commence par nettoyer les narines et les choanes avec un mélange de sérum et

d’antiseptique (iode ou chlorexidine) en cas de rhinite.

La gueule doit ensuite être ouverte et maintenue par un ouvre-bec afin de repérer l’orifice

glottique sur le plancher buccal. Lors de stomatites, les dépôts seront enlevés avec un pinceau

trempé dans un antiseptique. Une sonde stérile (sonde de gavage ou cathéter urétral), de

longueur adaptée, est introduite dans la glotte jusque dans un des deux poumons via la

93

trachée en veillant à ne pas toucher la muqueuse buccale afin de diminuer le risque de

contamination orale de l’échantillon. Son bon positionnement peut être vérifié à l’aide d’une

radiographie.

Chez les serpents, la sonde est avancée caudalement au cœur jusqu’au tiers de la longueur

de l’animal. Certaines espèces ne possèdent qu’un seul poumon (le droit), ce qui ne doit pas

perturber la lecture de la radiographie. Chez les plus gros spécimens, la sonde n’arrivera pas

jusqu’aux poumons, on parlera alors de lavage trachéal.

Chez les lézards, la sonde est avancée juste caudalement aux membres antérieurs, et chez les

tortues jusqu’au centre du plastron.

On instille lentement du sérum physiologique stérile à raison de 5 à 10 mL par kg de poids vif,

puis on fait rouler l’animal d’un côté à l’autre en massant légèrement son corps de façon à

répartir la solution saline le plus uniformément possible et récupérer un maximum d’exsudat.

Chez les serpents, on aide à la répartition du fluide le plus profondément possible en soulevant

la tête et le corps de l’animal à la verticale.

Le liquide de lavage est ensuite rapidement aspiré à la seringue, en plaçant la tête de l’animal

vers le bas. Le volume récolté est largement inférieur au volume instillé sans provoquer de

gêne pour l’animal car les fluides restants sont absorbés par les poumons. Enfin on retire

délicatement la sonde de la trachée (76).

Le liquide de lavage est décanté dans un tube stérile ou rapidement centrifugé, et il est alors

possible de réaliser un premier examen entre lame et lamelle, révélant parfois la présence de

protozoaires, d’œufs ou de larves ou d’adultes de parasites nématodes. Au plus fort

grossissement, on peut observer les corps d’inclusion viraux dans les cellules. On peut envoyer

l’échantillon à des laboratoires afin de faire des cultures sur les milieux appropriés, permettant

de connaître les agents responsables d’une infection bactérienne ou mycosique. Les

éventuelles antibiogrammes obtenus permettront de réaliser une thérapeutique locale et

générale par de nouveaux lavages avec du sérum additionné d’antibiotiques ou

d’antimycosiques.

Chez les tortues, il existe une autre méthode beaucoup plus invasive, puisqu’elle consiste à

utiliser une longue aiguille hypodermique que l’on introduira dans la partie dorso-crâniale de

la fosse pré-fémorale en direction dorso-médiale jusqu’aux poumons. Une aspiration d’air

94

confirme la bonne localisation de l’aiguille. Le principal danger est de léser un organe

abdominal si l’aiguille n’est pas introduite assez dorsalement (55).

3. Limites du lavage broncho-alvéolaire

Cependant, dans certaines affections, de simples échantillons après lavage broncho-

pulmonaire ne suffisent pas à trouver l’étiologie de la maladie et il est plus utile d’analyser

directement l’architecture du tissu pulmonaire. On pratique alors une biopsie afin d’avoir un

résultat d’histopathologie.

Cette biopsie peut être réalisée par cœliotomie car la majorité des reptiles ne possèdent pas

de diaphragme, il n’y a donc pas de vide pleural à maintenir ou à reproduire. Elle peut être

réalisée près du processus xiphoïde du sternum, ou alors directement entre deux côtes.

En règle général, pour éviter les risque d’hémorragie, il est préférable de faire la biopsie sur la

partie postérieur du poumon, plus aérique et moins vascularisée.

Chez les chéloniens, les poumons sont en position dorsale et protégés par la carapace ce qui

rend leur accès compliqué. On réalise donc une ostéotomie temporaire dans la carapace au

site préférentiel identifié par radiographie, entre deux écailles dorsales. Le foramen sera

rebouché avec un matériel de résine. De plus, cette technique permet de fixer un cathéter

intra-pulmonaire afin de continuer une thérapie qui demanderait un accès direct aux

poumons. Enfin, il est déconseillé de pratiquer une coeliotomie ventrale car la proximité

immédiate des viscères rend l’opération périlleuse.

Il est également possible de réaliser une technique moins invasive à savoir la biopsie par

endoscopie. Cette technique s’utilise sur des animaux de plus de 100 grammes sans entraîner

d’effet délétère. Elle permet notamment d’obtenir des images de la lésion qui aideront le

pathologiste dans son interprétation.

95

C. LE LAVAGE GASTRIQUE @

Le lavage gastrique est indiqué lors de la suspicion d’une maladie de la région supérieure

du tractus digestif.

1. Matériel

Le matériel est le même que pour le lavage broncho-alvéolaire, hormis la sonde qui peut

être plus rigide.

2. Méthode

La distance gueule-estomac est mesurée au préalable (approximativement la moitié de la

distance nez-cloaque) et marquée sur une sonde de gavage en métal ou semi-rigide en

plastique. La sonde est ensuite positionnée de manière stérile. Une fois placée correctement,

une solution saline stérile est injectée puis aspirée plusieurs fois jusqu’à obtention d’un

prélèvement suffisant. Le liquide de lavage peut être soumis à des analyses cytologiques,

parasitologiques ou bactériologiques. Lors de suspicion de Cryptosporidium spp., l’échantillon

cytologique devrait être coloré par la méthode à froid ou de Ziehl-Neelsen (détection des

germes acido-résistants) (39).

Placement de la sonde :

Chez les sauriens il existe un réflexe de déglutition. Il est possible de déposer sur leur langue

des gouttes de médicaments qui seront facilement avalées. Ce réflexe étant absent chez les

chéloniens et les ophidiens, le sondage est nécessaire afin de déposer le produit dans la partie

basse de l’œsophage voire directement dans l’estomac.

La glotte étant très crâniale chez les reptiles, elle est facilement discernable ce qui évite toute

erreur possible de confusion entre la trachée et l’œsophage, et il est donc quasiment

impossible de provoquer des fausses déglutitions.

Chez les chéloniens, la longueur de la sonde doit correspondre à la distance allant de la bouche

à la jonction entre la deuxième et la troisième écaille du plastron.

96

Le sondage doit se faire cou tendu, car certaines tortues fléchissent leur cou à l’intérieur de

leur carapace, ce qui induit une flexion de l’œsophage. Le sondage est donc plus difficile et

peut entraîner des lésions de la paroi œsophagienne.

Le sondage se déroule en plusieurs étapes : un aide doit maintenir l’animal. Pendant ce temps,

on ouvre délicatement la cavité buccale de l’animal à l’aide d’un spéculum, d’un clamp, et on

la maintient béante pendant toute la durée de l’opération. Il faut empêcher que les tortues et

les lézards puissent abîmer la sonde en refermant la gueule dessus.

Ensuite on introduit la sonde à extrémité émoussée et lubrifiée en arrière de la glotte, au fond

de la cavité buccale jusqu’à la distance conseillée. Il suffit pour cela de longer délicatement le

plafond de la cavité buccale. Il est alors possible d’injecter, lentement, à l’aide d’une seringue,

le produit directement dans l’estomac, à savoir 0,5 à 1mL de NaCl à 0,9% stérile pour 100

grammes de poids vif. Il faut veiller à ce que le niveau du liquide ne remonte pas dans la cavité

buccale (10, 56).

Chez certaines espèces de grande taille, l’estomac n’est pas atteignable, on parlera alors de

lavage œsophagien.

3. Limite du lavage gastrique

Lorsque ce prélèvement ne suffit pas à trouver l’étiologie de l’affection dont souffre

l’animal, on peut réaliser une biopsie gastrique. Elle se réalise soit par cœlioscopie soit par

endoscopie qui reste la méthode de choix du fait de son faible caractère invasif.

D. LE PRELEVEMENT DE SELLES @

Les reptiles ont pour la plupart une fréquence d’émission des selles relativement faible.

Cela est d’autant plus marqué lorsqu’ils sont malades ou anorexiques. La coproscopie doit être

un examen complémentaire de routine en consultation de reptiles du fait de la présence de

nombreuses espèces parasitaires. Le prélèvement de selles par lavage du côlon est donc une

solution non invasive pour l’étude microscopique du contenu fécal mais est aussi dans certains

97

cas une solution thérapeutique notamment lors de constipation car elle permet de ramollir le

contenu intestinal.

Pour réaliser une coproscopie, on peut récolter des selles fraiches, autrement dit émises il y

a moins de 24 heures, que l’on place immédiatement au réfrigérateur à 4°C mais le mieux

reste de les récupérer en réalisant un lavage du côlon. Si l’on veut observer des protozoaires

mobiles, les selles doivent être analysées dans l’heure qui suit la défécation. Si on ne peut pas

les analyser dans la journée, elles doivent être congelées à une température inférieure ou

égale à - 20°C (10, 56, 78).

1. Matériel

Le matériel est le même que pour les deux prélèvements précédents hormis l’ouvre-bec.

2. Méthode

On introduit par l’orifice cloacal et jusqu’au colon une sonde lubrifiée avec un gel

hydrosoluble stérile et de calibre important afin de ne pas traverser la fine paroi intestinale:

un cathéter mou de diamètre de 8 à 12 mm pour les lézards, une sonde urinaire souple pour

chat pour les petits serpents ou une sonde urinaire métallique pour les plus grands individus.

Si lors de l’introduction il y a une résistance, il ne faut pas forcer ni faire des à-coups.

On instille via la sonde 5 à 10 mL par kg de poids vif d’un sérum physiologique tiède et stérile

(NaCl 0,9%), renouvelable une fois si on n’arrive pas à obtenir un prélèvement du premier

coup. Ensuite on masse légèrement la cavité cœlomique afin de déliter les fragments de fèces

présents dans les dernières portions du tube digestif. Enfin, le liquide de lavage est aspiré

grâce à une seringue. Une autre méthode consiste à infuser des petites quantités de solution

saline (1 % du poids vif) puis de les aspirer plusieurs fois de suite. On récupère généralement

25 à 50 % du liquide instillé.

On peut réaliser une coproscopie à partir de l’échantillon frais ou du liquide de lavage, en

procédant par flottaison et sédimentation.

98

Il est possible d’observer : des amibes, des coccidies, des protozoaires ciliés ou flagellés

(Giardia lamblia chez les tortues par ex), des kystes (Entamoeba sp. chez les sauriens), des

œufs, des larves ou des adultes d’helminthes (comme les oxyures rencontrées parfois en

grand nombre chez les chéloniens). Il faut être prudent dans la l’analyse de la coproscopie car

certains parasites retrouvés dans les fèces des reptiles sont en fait des parasites de leur proies

ingérées (rongeurs, oiseaux etc…). Des échantillons stériles du liquide de lavage peuvent

également être envoyés en laboratoire spécialisé pour des examens cytologique ou

bactériologique (78).

E. LE PRELEVEMENT D’URINE

Chez les reptiles, cette analyse apporte peu d’information contrairement à celle faite chez

les mammifères domestiques. En effet, le rein est un mésonéphros. Il n’a donc qu’un rôle

unique de filtration du sang, car étant dépourvu d’anse de Henlé, il ne peut pas concentrer les

urines. Les reptiles émettent des urines liquides, qui contiennent peu d’urée et d’ammoniac

dans de l’eau, et des urines solides, blanchâtres : les cristaux d’urates. Ainsi, les résultats d’une

bandelette urinaire sont ininterprétables. Enfin, chez les lézards et les tortues qui possèdent

une vessie, l’urine est modifiée au cours de son stockage et n’est donc plus le reflet du

fonctionnement du rein (14, 45, 56).

Les reptiles étant incapables de concentrer leurs urines, on observe rarement une polyurie-

polydispsie lors d’insuffisance rénale.

De plus, les urines sont, chez la plupart des reptiles, mélangées aux fèces dans le proctodeum,

partie terminale du cloaque. Cela entraîne des contaminations et modifie leur composition. Il

est donc normal de retrouver dans le culot urinaire la présence de divers micro-organismes.

Lorsqu’une seule population domine, une exploration approfondie est nécessaire.

Une analyse macroscopique permet cependant de mettre en évidence la présence de

biliverdine lorsque les urines sont vertes, pouvant témoigner d’une insuffisance hépatique.

Lorsque les urines sont rouges, on peut suspecter la présence de calculs vésicaux.

99

F. LE PRELEVEMENT DE TISSU HEMATOPOIETIQUE

1. Le prélèvement de moelle osseuse

Dans certains cas, le prélèvement de moelle osseuse doit être effectué en tant qu’examen

complémentaire pour affiner l’évaluation hématologique (56).

La technique de prélèvement dépend de la taille et de l’espèce du reptile.

Chez les tortues et les lézards de grande taille, l’échantillon de moelle osseuse peut être

prélevé dans les cavités médullaires du tibia ou du fémur.

Une aiguille fine est placée dans la cavité médullaire de l’os et une aspiration légère est alors

réalisée.

Chez les tortues, une alternative consiste à placer l’aiguille dans le pont formé par la partie

latérale de la carapace qui relie le plastron et la dossière. Il est souvent nécessaire de forer

avec un trocart à travers l’écaille kératinisée et l’os de la carapace afin d’arriver dans la cavité

médullaire.

Chez les serpents, la technique est beaucoup plus invasive car elle consiste en l’exérèse d’une

côte. Pour cela l’animal est anesthésié, une incision longitudinale est réalisée sur la partie

dorso-latérale à mi-distance de la longueur tête-cloaque. La côte à prélever est palpée et

localisée puis les muscles sont disséqués, enfin la côte est coupée le plus dorsalement

possible. Il faut faire attention à ne pas endommager les structures abdominales les plus

fragiles, ainsi que les vaisseaux même si le risque d’hémorragie est faible dans cette chirurgie.

Le prélèvement est ensuite envoyé à des histopathologistes ou des hématologues spécialistes.

2. Le prélèvement de rate

Chez les reptiles, la rate est un organe important quant à ses rôles hématopoïétiques et

lymphopoïétiques ; ce prélèvement peut donc être utile pour évaluer les troubles

hématologiques. Pour cela, on peut réaliser des biopsies ou effectuer des ponctions pour

analyse cytologique (56).

100

La rate a une taille qui varie selon les espèces, mais elle est souvent en regard de l’estomac et

du pancréas. Chez le serpent, la rate et le pancréas peuvent même se combiner en un organe

spléno-pancréatique.

La biopsie s’effectue de deux manières différentes, soit par chirurgie avec laparotomie ou

alors par cœlioscopie, cette dernière technique étant la plus rapide et la moins invasive. Les

risques de complication par hémorragie sont relativement rares.

Les prélèvements chez les reptiles en vue d’examens complémentaires sont nombreux et il

est souvent nécessaire d’y avoir recours en consultation tant les informations qu’ils apportent

au praticien sont essentielles pour porter un diagnostic. Ils ne demandent pas de matériel

très onéreux et sont rapidement réalisables si l’on dispose d’une aide à la contention. Ce sont

ces gestes classiques en consultation des reptiles qui ont été filmés et assemblés grâce à un

support audiovisuel.

101

IV. REALISATION DU SUPPORT AUDIOVISUEL

A. ORGANISATION DU PROJET

1. Qui filmer et quand filmer ?

Pour le projet, il fallait trouver un vétérinaire qui travaille avec les reptiles, et qui soit

susceptible de pouvoir réaliser les prélèvements étudiés tout en acceptant d’être filmé.

Naturellement, je me suis adressé au Dr. Pierre RONOT, vétérinaire en pratique exclusive NAC,

que j’ai rencontré à la clinique Languedocia à Montpellier lors d’un stage pendant mon cursus

scolaire à l’école vétérinaire.

Il a accepté ce projet qui l’intéressait, et nous avons décidé d’une date pour organiser les

séances de tournage des films. La contrainte était de trouver un jour où il pouvait être libre et

nous avons choisi une journée pendant laquelle il n’était que d’astreinte l’après-midi pour les

gardes.

D’ailleurs, dès le début du tournage, des urgences sont survenues ce qui a retardé l’avancée

du travail. Les séquences ont donc été filmées par étapes entre les consultations d’urgences

et les rendez-vous pour rendre aux propriétaires les animaux hospitalisés.

Nous avons largement dépassé sur son temps de travail et il a pris sur son temps libre pour

que l’on puisse finir le projet dans sa globalité.

2. Préparation avant le tournage

a) Le scénario

Pour optimiser le temps de tournage et libérer le vétérinaire le plus rapidement

possible, chaque scénario de vidéo a été au préalable préparé à l’avance, de façon à ce que

nous n’ayons plus qu’à suivre ce qui devait être filmé.

Les scénarios étaient divisés en étapes et ont facilité grandement l’organisation du travail.

102

Tableau 3: exemple d'un scénario pour le lavage broncho-alvéolaire chez le serpent

Placement du matériel sur la table de consultation

Saisie du serpent par l’aide à la contention

Nettoyage des narines du serpent

Ouverture de l’étui de la sonde stérile par le vétérinaire

Ouverture de la gueule du serpent par l’aide à la contention

Mise en évidence de l’orifice trachéal

Placement de la sonde stérile dans la trachée

Introduction du liquide de lavage avec la seringue

Positionnement du serpent tête vers le bas

Récupération du liquide de lavage broncho-alvéolaire

b) Les droits à l’image

Pour projeter le film en public, il est obligatoire d’obtenir une autorisation pour les

personnes filmées. Le dit formulaire est disponible au pôle de communication de VetAgro sup.

Chaque personne, ASV, vétérinaire, stagiaire, doit le signer pour pouvoir utiliser toutes les

images à notre disposition.

c) La salle de tournage

Les vidéos ont été tournées dans la salle de consultation du Dr. RONOT dans la clinique

vétérinaire de Languedocia à Montpellier.

La salle de consultation a été débarrassée de tout ce qui pouvait gêner la réalisation des films.

Nous avons gardé le strict nécessaire afin de réaliser correctement tous les prélèvements.

103

d) Les reptiles

Tous les reptiles utilisés lors des prélèvements m’appartiennent à part une tortue

Herman prêtée par une amie vétérinaire pour l’occasion.

Ils ont été transportés dans leur terrarium de Lyon à Montpellier puis nous les avons placés

dans des terrariums d’hospitalisation sous lampe chauffante, offrant une TMP pour chaque

espèce. Cela nous a permis de réaliser des vidéos avec des animaux alertes car, si nous les

avions laissés trop longtemps à température ambiante, ils auraient été moins dynamiques ce

qui aurait légèrement modifié le résultat que nous espérions obtenir. Ceci était notamment le

cas pour la contention qui est bien moins évidente sur un animal alerte, et les prises de sang

qui sont plus compliquées chez les animaux dont la température corporelle est basse, car leur

pression sanguine est plus faible.

B. MATERIEL

1. Matériel nécessaire aux prélèvements

Nous avons utilisé différents équipements que l’on rencontre lors de consultations de

reptiles, à savoir des spéculums, des pas d’âne, des sondes urinaires pour chien et pour chat,

des sondes de gavage, un Doppler, un endoscope lumineux, des seringues de différents

volumes, des aiguilles bleues et jaunes, des bandes cohésives, du coton, de l’alcool, des

compresses.

Tout ce matériel a été gracieusement prêté par le Dr. RONOT.

2. Matériel nécessaire à la réalisation des vidéos

Il est important de noter que le matériel utilisé pour réaliser les vidéos n’est pas

professionnel, mais qu’il est suffisamment puissant et performant afin de proposer des vidéos

de qualité. L’ensemble a été acheté en vue du projet.

104

Afin de garantir un bon rendu, j’ai utilisé un caméscope numérique SONY full HD avec écran

LCD, ainsi que trois batteries supplémentaires NP-BX1 de façon à pouvoir tout filmer le même

jour sans devoir les recharger au fur et à mesure. Pour la mémoire et stocker les fichiers

vidéos, j’ai utilisé des cartes micro SD de 32 Go car les films étant en full HD, il était nécessaire

d’avoir à disposition une grosse capacité de stockage.

Pour éviter les tremblements et les secousses, le caméscope a été fixé à un trépied de 1m20

rotatif et réglable en hauteur grâce à une manivelle graduée.

Figure 34: installation du matériel dans la salle de consultation

Enfin, pour saisir quelques photographies, un appareil photo numérique CANON IXUS 155 de

20 mégapixels a été utilisé.

105

3. Montage du film

Les vidéos ont été travaillées à l’aide du logiciel Windows live movie maker de MICROSOFT

qui offre de nombreuses possibilités afin de fractionner le film, conserver les séquences

désirées, les réajuster, créer des effets de zoom, etc…

Figure 35 : logiciel Windows live movie maker

Une fois les vidéos terminées, les commentaires ont été écrits selon les scénarios et selon ce

qu’il était indispensable de préciser en fonction des différentes étapes des contentions et des

prélèvements chez les reptiles.

Il a été assez compliqué de devoir faire correspondre un temps de parole aux vidéos afin que

l’ensemble soit cohérent et qu’il n’y ait pas de décalage entre la bande son et le film.

Une fois les commentaires rédigés, le son a été enregistré grâce au logiciel Audacity (logiciel

libre de droit), avec l’utilisation du microphone G430 de LOGITECH, qui garantit une bonne

qualité d’enregistrement car il possède un égaliseur de son avancé.

106

Figure 36: logiciel Audacity

Le son est ensuite ajouté à la vidéo correspondante par le logiciel Windows live movie maker

de MICROSOFT.

4. Réalisation du DVD

Une fois que les vidéos des contentions et des prélèvements terminées, il a été nécessaire

de les organiser de façon logique pour les introduire sur le support DVD.

Deux solutions s’offraient à nous pour les organiser. D’abord, nous pouvions les classer par

genre, les contentions d’une part et les prélèvements d’autre part. Mais cela ne permet pas

une bonne lisibilité car les deux catégories sont inégalement réparties en nombre de films. De

plus, pour les prélèvements, la liste est beaucoup trop longue ce qui peut gêner l’utilisateur

du DVD dans la recherche de la vidéo qu’il souhaite lire.

107

Ensuite, nous pouvions créer trois catégories en fonction de l’espèce animale : les serpents,

les lézards et les tortues. C’est cette solution qui a été choisie. Pour chaque catégorie les

vidéos ont été réparties entre contention et prélèvements. Ensuite, pour la sous-catégorie

« contention » les vidéos ont été séparées en fonction de l’âge ou de la taille de l’animal, et,

pour la sous-catégorie « prélèvements », elles ont été réparties en fonction de la nature du

prélèvement : ponction sanguine, lavage broncho-alvéolaire, prélèvement de selles ou lavage

gastrique.

Le projet DVD a ensuite été mise en place à l’aide du logiciel DVD architect pro 6 de SONY.

Figure 37: logiciel DVD architect pro 6

Ce logiciel permet de réaliser un DVD en offrant de nombreuses possibilités d’insertion, de

création de liens, d’illustration, etc… Cependant son utilisation nécessite de l’explorer dans

son ensemble et de suivre le tutoriel qui est fourni car son emploi se révèle compliqué.

L’objectif était d’obtenir un DVD facile d’utilisation, avec des menus clairs permettant à tous

de naviguer de catégorie en catégorie de façon simple et logique.

108

Pour cela, en page d’accueil, trois catégories illustrées sont associées à un lien qui renvoie

directement aux sous-catégories correspondantes. Pour revenir à la page d’accueil, un bouton

de retour a été inséré et un simple clic permet de revenir en arrière. Cela permet de choisir la

rubrique dans laquelle on veut trouver la vidéo désirée et de revenir à la catégorie principale

si l’on s’est trompé. Afin d’éviter ces erreurs, un sommaire en première page d’accueil

explique dans quelle sous-catégorie trouver la vidéo recherchée.

Une fois sur l’illustration de la vidéo, un simple clic permet de la lancer et à la fin de celle-ci,

on revient directement à la sous-catégorie sans avoir à la fermer.

Toutes ces facilités d’utilisation sont programmées en parallèle de la réalisation du DVD, ce

qui permet de changer ou rectifier l’ordre des liens sans devoir tout recommencer.

Enfin, cliquer sur une illustration envoie directement dans une sous-catégorie : ceci a été

programmé de telle sorte qu’il soit possible de naviguer d’un lien à un autre avec une

télécommande de lecteur DVD. Ceci autorise une utilisation à distance notamment si le DVD

sert de support pédagogique.

109

CONCLUSION :

La consultation des reptiles apparait comme délicate aux vétérinaires qui n’ont pas

l’habitude de recevoir ces animaux. En effet, les reptiles sont des animaux très vifs qui peuvent

parfois se révéler dangereux. La contention en vue de l’examen clinique est donc particulière.

De plus, ces espèces présentant généralement des symptômes frustes, l’examen clinique

apporte peu d’informations aux praticiens. Par conséquent, il est souvent nécessaire d’avoir

recours à des examens complémentaires pour aboutir à un diagnostic. Les nombreux

prélèvements réalisables sont susceptibles d’apporter beaucoup de renseignements au

clinicien quand ils sont faits avec rigueur. Les bonnes pratiques de prélèvement sont décrites

dans ce travail et illustrées à travers le support DVD. Cet outil permet à tous de pouvoir les

réaliser avec du matériel simple et peu coûteux.

L’objectif principal de ce travail est donc d’aider le vétérinaire non spécialiste en herpétologie

à examiner un reptile, en facilitant le choix et la réalisation des prélèvements. Ce DVD a

également vocation à offrir un support pédagogique aux étudiants des écoles vétérinaires afin

de se familiariser avec des espèces de plus en plus fréquentes en clientèle.

110

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117

ANNEXES

Concernant l’hématologie :

Annexe 1: Normes hématologiques admises chez certaines tortues d’après DIETHELM et SCHILLINGER in (10)

Annexe 2: Normes hématologiques admises chez certains lézards d’après DIETHELM, SCHILLINGER et MADER in (10)

Annexe 3: Normes hématologiques admises chez certains serpents d’après DIETHELM, SCHILLINGER et MADER in (10)

118

Annexe 4: Evolution quantitative des différentes populations cellulaires en fonction de l'affection d’après SCHILLINGER in (10)

Concernant la législation :

Les pays de l’Union Européenne ont repris et modifié les normes dictées par la C.I.T.E.S

(Convention of International Trade un Endangered Species of world fauna and flora) grâce aux

réglements n° 1970/92, 338/97 et 939/97.

La C.I.T.E.S rassemble les espèces menacées en trois annexes :

- L’annexe I regroupe les espèces menacées d’extinction

- L’annexe II regroupe les espèces qui bien que n’étant pas menacées pourraient le

devenir

- L’annexe III regroupe les espèces qu’un état sanitaire déclare soumises à

réglementation

119

La CEE a repris ces trois annexes pour en établir 4 nouvelles :

Annexe 5: Les 4 annexes de la législation européenne d'après (63)

A cela s’ajoute une réglementation émanant du Ministère de l’écologie et du

développement durable, parue au Journal Officiel de deux arrêtés du 10/08/04 qui régit les

conditions d’autorisation de vente et de détention en captivité de nombreuses espèces, dont

les reptiles, en fonction de leur degré de vulnérabilité, de la taille des effectifs détenus et des

activités commerciales ou non du propriétaire.

120

Annexe 6: Conditions d'autorisation de détention des reptiles en captivité régis par les arrêtés du 10/08/04 d’après (83)

*CdC : certificat de capacité

** : élevage d’un effectif de moins de 6 reptiles d’annexe II non classés parmi les espèces dites « dangereuses » ou en annexe A du règlement européen

*** : espèces de l’annexe II déjà détenues chez un capacitaire (élevage, vente, location, transit, présentation au public)

121

Annexe 7: Espèces de reptiles concernés ou non par les arrêtés du 10/08/04 d’après (83)

* : si détention de plusieurs spécimens d’une même espèce

122

Annexe 8: Rappel de législation concernant les principaux reptiles rencontrés en consultation, d’après (77)

123

PETIT Xavier

TITRE : La contention et la réalisation de prélèvements chez les reptiles en

vue d’examens complémentaires : réalisation d’un CD-ROM interactif

Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, le 19 Décembre 2014

RESUME :

L’examen clinique des ophidiens, des chéloniens et des sauriens en consultation courante

nécessite une bonne contention car ce sont des animaux vifs et potentiellement

dangereux.

Les animaux malades présentant généralement des symptômes frustes, il est nécessaire

pour le praticien d’avoir recours à différents examens complémentaires pour affiner le

diagnostic. Les prélèvements ont une place majeure lors de la consultation d’un reptile,

ils sont variés et apportent de nombreuses informations : prise de sang pour

l’hématologie et la biochimie, lavage gastrique, prélèvement de selles en vue d’une

coproscopie, lavage broncho-alvéolaire… De plus, leur réalisation est simple et nécessite

peu de matériel.

Toutes les techniques de base sont décrites sur le support bibliographique. Elles sont

illustrées à travers différentes vidéos regroupées au sein d’un CD-ROM pédagogique

visant à aider le clinicien lors d’une consultation de reptile.

MOTS CLES : - reptile

- contention

- examen complémentaire

- prélèvement

JURY :

Président : Monsieur le Professeur Dominique PEYRAMOND

1er Assesseur : Monsieur le Professeur Lionel ZENNER

2ème Assesseur : Monsieur le Maitre de Conférence Pierre BRUYERE

DATE DE SOUTENANCE : 19 Décembre 2014

ADRESSE DE L’AUTEUR : 1 Avenue du 1er Mai 10000 TROYES

realisation d

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