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ineICS : 07.100.30

Correspondance La présente norme est une reprise intégrale de la norme ISO 11133:2014+Amd1:2018+Amd2:2020.

Droits d'auteurDroit de reproduction réservés sauf prescription différente aucune partie de cette publication ne peut être reproduite ni utilisée sous quelque forme que ce soit et par aucun procédé électronique ou mécanique y compris la photocopie et les microfilms sans accord formel. Ce document est à usage exclusif et non collectif des clients de l'IMANOR, Toute mise en réseau, reproduction et rediffusion, sous quelque forme que ce soit, même partielle, sont strictement interdites.

© IMANOR 2021 – Tous droits réservésInstitut Marocain de Normalisation (IMANOR) Angle Avenue Kamal Zebdi et Rue Dadi Secteur 21 Hay Riad - RabatTél : 05 37 57 19 48/49/51/52 - Fax : 05 37 71 17 73 Email : [email protected]

PNM ISO 11133IC 08.0.155

2021

Projet de Norme Marocaine

Norme Marocaine homologuée Par décision du Directeur de l’Institut Marocain de Normalisation N°........ , publiée au B.O N° ....

La présente norme annule et remplace la NM ISO 11133 homologuée en 2018.

Microbiologie des aliments, des aliments pour animaux et de l’eau

Préparation, production, stockage et essais de performance des milieux de culture

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PNM ISO 11133:2021

Avant-Propos National

L’Institut Marocain de Normalisation (IMANOR) est l’Organisme National de Normalisation. Il a été créé par la Loi N° 12-06 relative à la normalisation, à la certification et à l’accréditation sous forme d’un Etablissement Public sous tutelle du Ministère chargé de l’Industrie et du Commerce.

Les normes marocaines sont élaborées et homologuées conformément aux dispositions de la Loi N° 12- 06 susmentionnée.

La présente norme marocaine NM ISO 11133 a été examinée et adoptée par la Commission de Normalisation des méthodes d'analyse, échantillonnage alimentaires (029)

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Sommaire Page

Avant-propos ................................................................................................................................................................................................................................vIntroduction ............................................................................................................................................................................................................................viii1 Domaine d’application ................................................................................................................................................................................... 12 Références normatives ................................................................................................................................................................................... 13 Termesetdéfinitions ....................................................................................................................................................................................... 2

3.1 Termes généraux et définitions ................................................................................................................................................ 23.2 Terminologie relative aux essais de performance .................................................................................................... 23.3 Terminologie relative aux milieux de culture ............................................................................................................... 33.4 Terminologie relative aux micro-organismes test .................................................................................................... 7

4 Gestion de l’assurance qualité ................................................................................................................................................................ 84.1 Documentation ....................................................................................................................................................................................... 84.2 Stockage ........................................................................................................................................................................................................ 94.3 Préparation des milieux en laboratoire ............................................................................................................................. 94.4 Stockage et durée de conservation des milieux préparés ...............................................................................124.5 Préparation avant utilisation ................................................................................................................................................... 134.6 Incubation des milieux solides en boîtes de Petri .................................................................................................154.7 Mise au rebut des milieux ........................................................................................................................................................... 15

5 Souches test pour essais de performance ...............................................................................................................................155.1 Généralités ............................................................................................................................................................................................... 155.2 Sélection des souches test .......................................................................................................................................................... 155.3 Conservation et entretien des souches test ................................................................................................................ 165.4 Micro-organismes pour essais de performance ......................................................................................................17

6 Contrôle qualité et essais de performance des milieux de culture ...............................................................206.1 Exigences générales ......................................................................................................................................................................... 206.2 Contrôle de la qualité physique et chimique .............................................................................................................. 206.3 Contrôle de la qualité microbiologique .......................................................................................................................... 206.4 Exigences générales relatives aux essais de performance microbiologique ..................................216.5 Évaluation de performance et interprétation des résultats ..........................................................................236.6 Milieux et réactifs de confirmation..................................................................................................................................... 23

7 Méthodes pour les essais de performance des milieux de culture solides...........................................237.1 Généralités ............................................................................................................................................................................................... 237.2 Méthodes pour les essais quantitatifs .............................................................................................................................. 237.3 Essais des milieux de culture utilisés pour la filtration sur membrane .............................................267.4 Méthodes pour essais qualitatifs .......................................................................................................................................... 26

8 Méthodes pour les essais de performance des milieux de culture liquides ........................................278.1 Généralités ............................................................................................................................................................................................... 278.2 Méthode quantitative en tubes pour les essais de performance des milieux

d’enrichissement liquides (méthode de dilution jusqu’à extinction) ...................................................278.3 Méthode qualitative en tubes pour les essais de performance des milieux

liquides sélectifs.................................................................................................................................................................................. 288.4 Méthode qualitative dans un seul tube (turbidité) pour les essais de performance des

milieux liquides ................................................................................................................................................................................... 299 Méthodes pour les essais de performance des diluants et des milieux de transport ...............30

9.1 Généralités ............................................................................................................................................................................................... 309.2 Méthode d’évaluation des diluants ..................................................................................................................................... 309.3 Méthode d’évaluation des milieux de transport .....................................................................................................31

10 Documentation des résultats d’essai ...........................................................................................................................................3210.1 Informations fournies par le fabricant ............................................................................................................................ 3210.2 Traçabilité ................................................................................................................................................................................................ 32

Annexe A (informative) Dénomination des composants des milieux de culture dans les Normes

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internationales d’analyse microbiologique des aliments, des aliments pour animaux et des eaux ......................................................................................................................................................................................................................33

Annexe B (normative) Préparation du stock de référence et de la culture de travail....................................35Annexe C (normative) Logigrammes des méthodes pour les essais de performance ....................................40Annexe D (informative)Exempledefichedecontrôlepourl’enregistrementdesrésultatsdes

essais des milieux de culture ................................................................................................................................................................45Annexe E (normative) Micro-organismes test et critères de performance pour les milieux de

culture couramment utilisés en microbiologie alimentaire ................................................................................47Annexe F (normative) Micro-organismes test et critères de performance pour les milieux de

culture couramment utilisés en microbiologie des eaux ........................................................................................70Annexe G (normative) Utilisation de cartes de contrôle pour le suivi des essais quantitatifs des

milieux de culture solides ........................................................................................................................................................................82Annexe H (informative) Assurance qualité des milieux de culture — Diagnostic d’anomalie ..............89Annexe I (informative) Essais quantitatifs des milieux liquides ..........................................................................................91Annexe J (normative) Détermination des essais de performance microbiologique pour les milieux

de culture normalisés ..................................................................................................................................................................................95Bibliographie ...........................................................................................................................................................................................................................99

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Avant-propos

L’ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d’organismes nationaux de normalisation (comités membres de l’ISO). L’élaboration des Normes internationales est en général confiée aux comités techniques de l’ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non gouvernementales, en liaison avec l’ISO participent également aux travaux. L’ISO collabore étroitement avec la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.

Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier de prendre note des différents critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document a été rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2 (voir www.iso.org/directives).

L’attention est appelée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l’objet de droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L’ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence. Les détails concernant les références aux droits de propriété intellectuelle ou autres droits analogues identifiés lors de l’élaboration du document sont indiqués dans l’Introduction et/ou dans la liste des déclarations de brevets reçues par l’ISO (voir www.iso.org/brevets).

Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données pour information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un engagement.

Pour une explication de la signification des termes et expressions spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion de l’ISO aux principes de l’OMC concernant les obstacles techniques au commerce (OTC), voir le lien suivant:

Avant-propos — Informations supplémentaires.

Le comité chargé de l’élaboration du présent document est l’ISO/TC 34, Produits alimentaires, sous-comité SC 9, Microbiologie, en collaboration avec le comité technique ISO/TC 147 Qualité de l’eau, sous-comité SC 4, Méthodes microbiologiques.

Cette première édition de l’ISO 11133 remplace la deuxième édition de l’ISO/TS 11133-1 (ISO/TS 11133-1:2009) et la première édition de l’ISO/TS 11133-2:2003, qui ont fait l’objet d’une révision technique. Elle intègre l’Amendement ISO/TS 11133-2:2003/Amd.1:2011. En particulier, elle inclut également des exigences applicables aux milieux de culture de microbiologie destinés à l’analyse des eaux. Elle remplace l’ISO 9998:1991.

La présente version corrigée de l’ISO 11133:2014 comprend les corrections suivantes.

— Au paragraphe 8.3.2, 6ème tiret, mise à jour de la référence 5.4.2.6.

— Dans l’Annexe E

Milieux sélectifs pour le dénombrement des microorganismes

— IS Productivité : correction du critère;

— mCCDA Productivité : remplacement du milieu de référence “TSA” par “Gélose au sang”, corrections des renvois aux notes de bas de tableau, correction du critère;

— mCCDA Sélectivité : ajout des critères;

— TBX Productivité : ajout du numéro WDCM 00012d, corrections des notes de bas de tableau;

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http://www.iso.org/iso/fr/home/standards_development/resources-for-technical-work/iso_iec_directives_and_iso_supplement.htm?=

http://www.iso.org/iso/fr/home/standards_development/resources-for-technical-work/iso_iec_directives_and_iso_supplement.htm?=

http://www.iso.org/iso/fr/home/standards_development/governance_of_technical_work/patents.htm?=

http://www.iso.org/iso/fr/home/standards_development/resources-for-technical-work/foreword.htm?=

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Milieux d’enrichissement sélectifs

— Bolton Productivité : cocktails de souches répartis dans 2 cellules du tableau distinctes;

— EE Productivité : corrections des renvois aux notes de bas de tableau;

— l’en-tête entre les milieux EE et Fraser a été supprimé;

— ITC Productivité : cocktails de souches répartis dans 2 cellules du tableau distinctes;

— Brucella : corrections des renvois aux notes de bas de tableau;

Milieux liquides non sélectifs

— EPT et Ringer : pour la souche E. coli, corrections des renvois aux notes de bas de tableau;

Milieux d’isolement sélectifs

— Gélose Listeria : réalignement de la Fonction Spécificité avec la souche Listeria innocua;

— VRBG Productivité : ajout de Salmonella Enteritidis WDCM 00030, corrections des renvois aux notes de bas de tableau;

Milieux d’isolement non sélectifs

— Gélose nutritive : correction des numéros WDCM;

Milieux à usages multiples

— Ajout du milieu Gélose au sang et de ses caractéristiques;

— EPT : norme ISO 21528-1, correction des souches et de leurs numéros WDCM;

— TSA : retrait de E.coli O157 :H7 et de son numéro WDCM 00014 (non-toxigénique);

— Dans l’Annexe F

Milieux sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes par comparaison avec un milieu de référence non sélectif

— Colilert : remplacement par Colilert-18 et changement du numéro WDCM 00207 de la souche Pseudomonas aeruginosa par 00024;

— Slanetz : ajout d’un renvoi aux notes de bas de tableau;

— Sulfite de fer/TS et TSC : milieu de référence modifié par “TSA ou autre milieu non sélectif pour les anaérobies ou gélose au sang”;

Milieux sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes par comparaison avec un lot précédemment accepté

— Colilert : remplacement par Colilert-18 et changement du numéro WDCM 00207 de la souche Pseudomonas aeruginosa par 00024;

Milieux liquides non sélectifs

— Sel : remplacement de “sel” par “solution saline”;

Milieux d’isolement sélectifs

— XLD : ajout d’un renvoi aux notes de bas de tableau

— EPT : ajout d’un renvoi aux notes de bas de tableau;

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— TSA : ajout d’un renvoi aux notes de bas de tableau et de nouvelles souches de E. coli de numéros WDCM 00012, 00013, et 00179.

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Introduction

Dans les laboratoires pratiquant des examens microbiologiques, les principaux objectifs sont la conservation, la revivification, la croissance, la recherche et/ou le dénombrement d’une grande variété de micro-organismes. Les milieux de culture sont utilisés dans toutes les méthodes de culture microbiologique traditionnelles comme dans de nombreuses autres méthodes alternatives. Il existe de nombreuses formules de milieux de culture disponibles dans le commerce et un plus grand nombre encore, destinées à des utilisations spécifiques, sont décrites dans la littérature.

De nombreux essais et modes opératoires dépendent de l’aptitude des milieux de culture à donner des résultats homogènes et reproductibles. Les exigences relatives aux milieux peuvent être spécifiques à la fois à l’échantillon et aux souches à rechercher. Des milieux de culture satisfaisant à des critères de performance établis constituent donc un préalable à toute analyse microbiologique fiable. Il convient d’effectuer un nombre suffisant d’essais afin de démontrer

a) que chaque lot de milieu est acceptable,

b) que le milieu répond aux besoins et

c) que le milieu peut donner des résultats homogènes.

Ces trois critères constituent une part essentielle des procédures internes de contrôle qualité et, avec la documentation appropriée, permettent une surveillance efficace des milieux de culture, contribuant ainsi à l’obtention de données exactes et fiables. Pour une analyse microbiologique fiable, il est essentiel d’utiliser des milieux de culture de qualité reconnue. Pour tous les milieux décrits dans les méthodes normalisées, il est indispensable de définir les critères d’acceptation minimaux nécessaires pour garantir leur fiabilité. Il est recommandé, pour la détermination des caractéristiques de performance d’un milieu de culture, de procéder à des essais conformes à la présente Norme internationale.

Il convient que l’établissement de critères de performance minimaux largement acceptés pour les milieux conduise à des produits de qualité plus homogène, et réduise le nombre d’analyses supplémentaires dans les laboratoires où ils sont utilisés.

En outre, les critères d’acceptation mesurés selon des méthodes définies dans la présente Norme internationale peuvent être utilisés par tous les laboratoires de microbiologie pour évaluer le caractère productif, sélectif et/ou électif d’un milieu de culture.

Les exigences relatives à l’analyse microbiologique des aliments, des aliments pour animaux et de l’eau contenues dans la présente Norme internationale prévalent dans l’évaluation de la qualité des milieux de culture.

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Microbiologie des aliments, des aliments pour animaux et de l’eau — Préparation, production, stockage et essais de performance des milieux de culture

1 Domaine d’application

La présente Norme internationale définit les termes relatifs à l’assurance qualité des milieux de culture et spécifie les exigences relatives à la préparation des milieux de culture destinés à être appliqués pour l’analyse microbiologique des aliments, des aliments pour animaux et des d’échantillons de la production d’aliments et d’aliments pour animaux ainsi que de tous les types d’eau destinés à la consommation ou utilisés dans la production alimentaire.

Ces exigences sont applicables à toutes catégories de milieux de culture préparés pour être utilisés dans les laboratoires qui réalisent des analyses microbiologiques.

La présente Norme internationale définit également des critères et décrit des méthodes pour les essais de performance des milieux de culture. La présente Norme internationale s’applique aux producteurs tels que:

— les entités commerciales qui produisent et/ou distribuent des milieux prêts à l’emploi, semi-finis reconstitués ou déshydratés,

— les entités non commerciales qui fournissent des milieux à des tiers,

— les laboratoires de microbiologie qui préparent des milieux de culture pour leur propre usage.

2 Références normatives

Les documents ci-après, dans leur intégralité ou non, sont des références normatives indispensables à l’application du présent document. Pour les références datées, seule l’édition citée s’applique. Pour les références non datées, la dernière édition du document de référence s’applique (y compris les éventuels amendements).

ISO 6887-1, Microbiologie des aliments — Préparation des échantillons, de la suspension mère et des dilutions décimales en vue de l’examen microbiologique — Partie 1: Règles générales pour la préparation de la suspension mère et des dilutions décimales.

ISO 6887-2, Microbiologie des aliments — Préparation des échantillons, de la suspension mère et des dilutions décimales en vue de l’examen microbiologique — Partie 2: Règles spécifiques pour la préparation des viandes et produits à base de viande.

ISO 6887-3, Microbiologie des aliments — Préparation des échantillons, de la suspension mère et des dilutions décimales en vue de l’examen microbiologique — Partie 3: Règles spécifiques pour la préparation des produits de la pêche.

ISO 6887-4, Microbiologie des aliments — Préparation des échantillons, de la suspension mère et des dilutions décimales en vue de l’examen microbiologique — Partie 4: Règles spécifiques pour la préparation des produits autres que les produits laitiers, les produits carnés et les produits de la pêche.

ISO 6887-5, Microbiologie des aliments — Préparation des échantillons, de la suspension mère et des dilutions décimales en vue de l’examen microbiologique — Partie 5: Règles spécifiques pour la préparation du lait et des produits laitiers.

NORME INTERNATIONALE ISO 11133:2014(F)

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ISO 6887-6, Microbiologie des aliments — Préparation des échantillons, de la suspension mère et des dilutions décimales en vue de l’examen microbiologique — Partie 6: Règles spécifiques pour la préparation des échantillons prélevés au stade de production primaire.

ISO 7704, Qualité de l’eau — Évaluation des membranes filtrantes utilisées pour des analyses microbiologiques.

ISO 7218, Microbiologie des aliments — Exigences générales et recommandations.

ISO 8199, Qualité de l’eau — Lignes directrices générales pour le dénombrement des micro-organismes sur milieu de culture.

3 Termesetdéfinitions

Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s’appliquent.

NOTE 1 Le présent article donne les définitions générales relatives à l’assurance qualité des milieux de culture et fournit la terminologie relative aux essais de performance, aux milieux de culture et aux micro-organismes test.

NOTE 2 Les Tableaux E.2 et F.2 donnent des explications sur les noms abrégés des milieux.

3.1 Termesgénérauxetdéfinitions

3.1.1maîtrise de la qualitépartie du management de la qualité axée sur la satisfaction des exigences pour la qualité

Note 1 à l’article: Voir Référence [1].

3.1.2lot de milieu de cultureunité de milieu homogène et conforme aux exigences de traçabilité, correspondant à une quantité définie de produits en vrac, de produits semi-finis ou finis, de type et de qualité homogènes, qui a été produite au cours d’une période définie et identifiés sous un même numéro de lot

3.1.3substrat chromogènesubstratfluorogènesubstrat contenant un groupement chromophore/fuorophore et un substrat utilisable par des bactéries ou des champignons

Note 1 à l’article: après avoir divisé le substrat chromogène/fluorogène, le chromophore/fluorogène est libéré et un produit final coloré ou fluorescent devient visible/peut être détecté, en utilisant une lampe à rayons ultraviolets (UV) si nécessaire.

3.2 Terminologie relative aux essais de performance

3.2.1performance d’un milieu de cultureréponse d’un milieu de culture soumis à une souche test dans des conditions définies

3.2.2micro-organisme ciblemicro-organisme ou groupe de micro-organismes à rechercher ou à dénombrer

3.2.3micro-organisme non ciblemicro-organisme qui est supprimé par le milieu et/ou les conditions d’incubation ou qui ne présente pas les caractéristiques attendues du micro-organisme cible

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3.2.4productivité d’un milieu de culturetaux de récupération d’un micro-organisme cible à partir d’un milieu de culture dans des conditions définies

3.2.5sélectivité d’un milieu de culturedegré d’inhibition d’un micro-organisme non cible sur ou dans un milieu de culture sélectif dans des conditions définies

3.2.6électivité d’un milieu de culturespécificitéd’unmilieudeculturedémonstration de caractéristiques visuelles spécifiées, dans des conditions définies, par les micro-organismes cibles mais non par les micro-organismes non cibles

3.3 Terminologie relative aux milieux de culture

3.3.1milieu de culturemélange de substances, sous forme liquide, semi-solide ou solide, qui contient des constituants naturels et/ou synthétiques permettant la croissance des micro-organismes (avec ou sans inhibition de certains d’entre eux), leur identification ou leur conservation

Note 1 à l’article: lorsque cette expression est utilisée en combinaison avec d’autres mots, on l’abrège souvent pour n’utiliser que le terme «milieu» (par exemple, milieu d’enrichissement).

3.3.2 Milieux de culture classés par composition

3.3.2.1milieuchimiquementdéfinimilieu de culture exclusivement composé de constituants chimiquement définis dont la structure moléculaire et le degré de pureté sont connus

3.3.2.2milieuchimiquementindéfinioupartiellementindéfinimilieu de culture entièrement ou partiellement composé de matières premières naturelles ayant subi une transformation ou tout autre traitement, dont la composition chimique n’est pas complètement définie

Note 1 à l’article: une liste harmonisée des désignations des différents composants chimiquement indéfinis utilisés dans les milieux de culture est spécifiée à l’Annexe A.

3.3.2.3milieu de culture chromogènemilieudeculturefluorogènemilieu de culture contenant un ou plusieurs substrats chromogènes/fluorogènes

Note 1 à l’article: les milieux de culture chromogènes facilitent l’identification des bactéries ou des champignons au moyen d’une couleur définie et de caractéristiques morphologiques (croissance typique du milieu de culture). Les milieux fluorogènes nécessitent d’être interprétés à l’aide d’une lampe UV. Les produits issus de réaction biochimiques nécessaires à l’efficacité des milieux de culture chromogènes/fluorogènes sont normalement le résultat de l’activité enzymatique de certains organismes, laquelle dépend grandement du maintien précis de conditions spécifiques (par exemple, température, valeur de pH, concentrations du substrat).

3.3.3 Milieux de culture classés par consistance


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3.3.3.1milieu liquidemilieu de culture consistant en une solution aqueuse d’un ou de plusieurs constituants, tel que l’eau peptonée et le bouillon nutritif

Note 1 à l’article: dans certains cas, des particules solides sont ajoutées au milieu de culture liquide, tel que le milieu de viande cuite.

Note 2 à l’article: les milieux liquides répartis dans des tubes, des fioles ou flacons sont couramment appelés «bouillons».

3.3.3.2milieu solidemilieu semi-solidemilieu liquide contenant des produits gélifiants (par exemple, agar-agar, gélatine) à différentes concentrations

Note 1 à l’article: étant donné que les milieux gélosés par de l’agar-agar sont utilisés dans le monde entier, le terme «gélose» est souvent utilisé comme synonyme de milieu solide et donc en association avec d’autres termes, par exemple, «gélose pour dénombrement».

Note 2 à l’article: les milieux solides contenus dans des boîtes de Petri sont couramment appelés «milieux gélosés». Les milieux contenus dans des tubes ou des petits flacons maintenus en position inclinée pendant la solidification sont fréquemment appelés «géloses inclinées» ou «géloses en pente». Si le milieu est réparti pour remplir le fond du contenant, cela forme un «culot».

3.3.4 Milieux de culture classés selon leur application

3.3.4.1milieu de transportmilieu destiné à préserver et à maintenir la viabilité des micro-organismes en minimisant le changement numérique pendant la période qui sépare le prélèvement de l’échantillon du traitement de celui-ci au laboratoire.

EXEMPLE Milieu de transport Stuart ou Amies

3.3.4.2milieu de conservationmilieu destiné à préserver et à maintenir la viabilité des micro-organismes pendant une longue période, à les protéger contre les influences défavorables qui peuvent se manifester pendant une période de stockage prolongée et permettant la récupération desdits micro-organismes au terme de cette période

EXEMPLE Milieu à l’œuf de Dorset, gélose nutritive en pente

3.3.4.3milieu de dilutionmilieu de suspensionmilieu destiné à disperser les micro-organismes d’une matrice solide dans une phase liquide et/ou à réduire leur concentration par dilution, sans multiplication ou inhibition pendant le temps de contact

EXEMPLE Solution peptone sel.

3.3.4.4milieuderevivificationmilieu permettant aux micro-organismes ayant subi un stress ou ayant été altérés de se régénérer et de retrouver leur aptitude de croissance normale, sans nécessairement favoriser leur multiplication

EXEMPLE Eau peptonée tamponnée

Note 1 à l’article: un milieu de revivification peut également servir de milieu de pré-enrichissement, par exemple, eau peptonée tamponnée.


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3.3.4.5milieu de pré-enrichissementmilieu d’enrichissementmilieu se présentant en général sous une forme liquide qui, de par sa composition, crée des conditions particulièrement favorables à la multiplication des micro-organismes

EXEMPLE Bouillon tryptone soja

3.3.4.5.1milieu d’enrichissement sélectifmilieu d’enrichissement qui permet la multiplication de micro-organismes cibles spécifiques tout en empêchant partiellement ou totalement la croissance d’autres micro-organismes non-cibles

EXEMPLE Milieu Rappaport-Vassiliadis au soja (RVS)

3.3.4.5.2milieu d’enrichissement non sélectifmilieu d’enrichissement qui permet la croissance d’une grande variété de micro-organismes

EXEMPLE Bouillon à l’infusion cœur-cervelle

3.3.4.6milieu d’isolementmilieu solide ou semi-solide qui permet la croissance de micro-organismes

3.3.4.6.1milieu d’isolement sélectifmilieu d’isolement qui permet la croissance de micro-organismes cibles spécifiques, tout en empêchant, totalement ou partiellement, celle d’autres micro-organismes

EXEMPLE gélose modifiée à la céfopérazone, au charbon et au désoxycholate (gélose mCCD)

3.3.4.6.2milieu d’isolement non sélectifmilieu d’isolement qui n’est pas destiné à l’inhibition sélective de micro-organismes

EXEMPLE Gélose nutritive

3.3.4.6.3milieu de culture sélectif chromogènemilieudeculturesélectiffluorogènemilieu de culture chromogène/fluorogène qui contient également des composés sélectifs permettant l’inhibition totale/partielle de la flore annexe présente dans les matériaux analysés et qui contribue ainsi à la recherche précise de micro-organismes cibles

EXEMPLE Gélose TBX, milieu MUG/EC

3.3.4.7milieu de différenciationmilieu de caractérisationmilieu qui permet de rechercher une ou plusieurs caractéristiques physiologiques/biochimiques des micro-organismes en vue de leur identification

EXEMPLE Gélose TBX, gélose lactosée au tergitol 7 et au TTC

Note 1 à l’article: les milieux de différenciation qui peuvent être utilisés comme des milieux d’isolement sont désignés sous le nom de milieux d’isolement/de différenciation, par exemple, gélose xylose lysine désoxycholate (XLD), gélose lactosée au TTC.


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3.3.4.8milieud’identificationmilieu destiné à produire une réaction spécifique pour l’identification de micro-organismes qui souvent ne nécessite pas la conduite d’essais supplémentaires de confirmation

EXEMPLE Gélose bile-esculine-azide

3.3.4.9milieu de dénombrementmilieu de culture sélectif ou non sélectif permettant de quantifier les micro-organismes

EXEMPLE Gélose Baird-Parker, gélose à l’extrait de levure

Note 1 à l’article: un milieu de dénombrement peut inclure les propriétés de milieux de revivification et/ou d’enrichissement.

3.3.4.10milieudeconfirmationmilieu contribuant à l’identification ou à la caractérisation du micro-organisme après une étape préliminaire de revivification et/ou d’enrichissement et/ou d’isolement

EXEMPLE Gélose Kligler au Fer

3.3.4.11milieu contenant des neutralisantsmilieu de transport, milieu de dilution ou milieu de culture contenant des ingrédients neutralisants pour inactiver des détergents/désinfectants ou d’autres agents biocides

3.3.4.12milieu à applications multiplesmilieu se rapportant à plusieurs catégories

EXEMPLE La gélose au sang est un milieu de revivification (3.3.4.4), un milieu d’isolement (3.4.4.6) et un milieu de différenciation (3.3.4.7) utilisé pour la recherche de l’hémolyse. L’eau peptonée tamponnée est un diluant (3.3.4.3) et un milieu de pré-enrichissement (3.3.4.5).

3.3.4.13milieu de référencemilieu, en général non sélectif, destiné à une évaluation comparative de performance, indépendant du milieu soumis à essai et adapté à une utilisation en tant que milieu témoin

EXEMPLE Gélose tryptone soja (TSA)

3.3.5 Milieux de culture classés selon la méthode de préparation

3.3.5.1milieu prêt à l’emploimilieu liquide, solide ou semi-solide fourni dans des boîtes, flacons, tubes ou autres contenants sous forme de produit prêt à l’emploi ou utilisable immédiatement après avoir été régénéré ou utilisable immédiatement après avoir été régénéré et supplémenté

3.3.5.1.1milieudeculturefinimilieu sous forme de produit prêt à être ensemencé

3.3.5.1.2milieu utilisable immédiatement après avoir été régénérémilieu à régénérer, par exemple destiné à être utilisé dans le cadre d’une technique d’ensemencement en profondeur ou à être coulé dans des boîtes de Petri


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3.3.5.1.3milieu utilisable immédiatement après avoir été régénéré et supplémentémilieu à régénérer, supplémenter et répartir avant utilisation (milieu prêt à l’emploi incomplet)

EXEMPLE Gélose tryptose sulfite cyclosérine (TSC), Gélose Baird-Parker ou gélose au plasma de lapin et au fibrinogène (RPF)

3.3.5.2milieu préparé à partir de formules déshydratées commercialesmilieu sous forme déshydratée qui nécessite une réhydratation et un traitement avant utilisation, aboutissant à l’un des deux produits suivants:

— milieu complet,

— milieu incomplet dans lequel sont ajoutés des suppléments avant utilisation

EXEMPLE Produits en poudre, granulés compactés ou lyophilisés

3.3.5.3milieu préparé à partir de composants individuelsmilieu entièrement produit par un laboratoire de microbiologie à partir de ses ingrédients individuels, fournis par un fabricant de milieux microbiologiques

3.4 Terminologie relative aux micro-organismes test

3.4.1souche testmicro-organisme utilisé en général pour les essais de performance des milieux de culture

Note 1 à l’article: les souches test sont définies en fonction de leur provenance (voir 3.4.2 à 3.4.7).

3.4.2souche de référencemicro-organisme obtenu directement auprès d’une collection de cultures de référence, c’est-à-dire une collection de cultures membre de la World Federation of Culture Collections (WFCC) (Fédération mondiale des collections de cultures) ou de l’European Culture Collections Organisation (ECCO) (Organisation européenne des collections de cultures), défini au moins par son genre et son espèce, classé et décrit selon ses caractéristiques et issu, de préférence, de produits alimentaires, de produits pour animaux, de l’environnement de production des aliments ou aliments pour animaux, ou d’eau, le cas échéant

3.4.3stock de référenceensemble de cultures identiques distinctes obtenues à partir d’une subculture de la souche de référence préparée au laboratoire ou obtenue auprès d’un fournisseur

3.4.4culture mèresubculture primaire obtenue à partir d’un stock de référence

3.4.5culture de travailsubculture issue d’un stock de référence, d’une culture mère ou d’un matériau de référence, certifié ou non


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3.4.6matériau de référenceMRmatériau contenant une quantité suffisamment homogène et stable de micro-organismes revivifiables définie pour être adaptée à son application prévue dans un processus de mesurage

Note 1 à l’article: voir Référence [3].

3.4.7matériauderéférencecertifiéMRCmatériau de référence caractérisé par une procédure métrologique validée pour la quantité de micro-organismes revivifiables, accompagné d’un certificat donnant la valeur de la quantité spécifiée de micro-organismes revivifiables, son incertitude associée et une déclaration de sa traçabilité métrologique

Note 1 à l’article: voir Référence [3].

4 Gestion de l’assurance qualité

4.1 Documentation

4.1.1 Documentation fournie par le fabricant ou par le producteur

Les informations suivantes doivent être disponibles auprès du fabricant ou du producteur (entités commerciales ou non commerciales distribuant des milieux à des tiers):

— le nom du milieu, de ses composants individuels et des suppléments ainsi que, si possible, leurs codes produit,

— la fiche technique, par exemple: formule, application prévue, contenance le cas échéant, références,

— la fiche de données de sécurité si nécessaire,

— le numéro de lot,

— la valeur du pH cible du milieu complet,

— les informations relatives au stockage et la date de péremption,

— la durée de conservation assignée,

— le certificat de contrôle qualité comprenant les souches test utilisées et les résultats des essais de performance avec les critères d’acceptation.

4.1.2 Acceptation des produits à la livraison

Pour chaque lot de produit (ingrédient ou milieu de culture), vérifier:

— l’identification du produit,

— l’intégrité de l’emballage,

— la date de péremption du produit,

— la documentation fournie,

— le nombre d’unités reçues.

Consigner la date de réception.


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4.2 Stockage

4.2.1 Généralités

Dans tous les cas, suivre les instructions du fabricant.

4.2.2 Contrôle qualité et contrôle des milieux déshydratés et des suppléments

Les milieux sont livrés dans des emballages étanches, sous forme de poudre déshydratée ou de granulés compactés. Les suppléments contenant différentes substances permettant la sélectivité ou le diagnostic, sont fournis sous forme lyophilisée, liquide ou de poudre. Il convient d’organiser les approvisionnements de manière à assurer une rotation régulière du stock (c’est-à-dire la méthode du premier entré, premier sorti). Lorsqu’un emballage est ouvert

— vérifier l’étanchéité,

— enregistrer la date de la première ouverture, et

— évaluer visuellement le contenu des emballages ouverts.

Après l’ouverture d’un nouvel emballage, la qualité du milieu va dépendre des conditions de stockage. Une diminution de la qualité des milieux déshydratés se traduit par un changement des caractéristiques de fluidité du produit, de l’homogénéité, une prise en masse, des variations de couleur, etc. Tout milieu déshydraté ayant pris l’humidité ou montrant des signes manifestes de changement d’aspect doit être éliminé.

Lorsqu’un flacon de milieu déshydraté est ouvert, dater le contenant et indiquer une durée maximale de stockage.

4.3 Préparation des milieux en laboratoire


La préparation précise des milieux de culture constitue l’une des étapes fondamentales pour garantir l’intégrité de l’analyse microbiologique et doit faire l’objet d’une attention particulière.

Respecter les bonnes pratiques de laboratoire et les instructions du fabricant pour la manipulation des milieux déshydratés et d’autres composants, notamment ceux contenant des substances dangereuses, par exemple des sels biliaires, de l’azoture de sodium, des antibiotiques ou d’autres agents sélectifs.

Lorsque les milieux sont préparés à partir de formules déshydratées commerciales, observer de manière stricte les instructions du fabricant. Consigner toutes les données importantes, par exemple le code, le numéro de lot, la masse/le volume, la valeur du pH, la date de préparation, les conditions de stérilisation, le nom de l’opérateur.

Pour les milieux préparés à partir de composants individuels, suivre précisément la formule. Enregistrer tous les détails comme précédemment, ainsi que l’identité complète (c’est-à-dire le code, le numéro du lot et la date de péremption si disponible) de tous les composants utilisés.

L’Annexe D donne un exemple de fiche d’enregistrement de ces informations.

4.3.2 Qualité des composants de base de milieux

La formule des composants de base de milieux est décrite dans les Normes internationales spécifiques (voir Bibliographie). Lorsqu’ils sont disponibles, il convient que la masse moléculaire et le numéro de registre CAS1) d’une substance chimique soient indiqués dans la formule.

1) ) Numéro CAS/Numéro de registre CAS: numéro d’identification unique du Chemical Abstracts Service (CAS) attribué éléments chimiques, composés, polymères, séquences biologiques, mélanges et alliages.


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http://en.wikipedia.org/wiki/Chemical_Abstracts_Service

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Il arrive parfois qu’un ingrédient particulier (par exemple, les ingrédients listés ci-après) spécifié dans la formule doive être modifié afin d’obtenir une performance constante et homogène du milieu.

— les peptones ou les extraits de viande ou de levure en fonction de leurs propriétés nutritives,

— l’agar en fonction de son pouvoir gélifiant,

— les substances tampons,

— les sels biliaires, l’extrait de bile et le désoxycholate, les colorants antibactériens, en fonction de leurs propriétés sélectives,

— les indicateurs colorés,

— les antibiotiques, en fonction de leur activité et de leurs interactions avec les autres ingrédients.

NOTE À l’échelle industrielle, les fabricants indiquent en général que la formule est optimisée afin de satisfaire aux critères de performance requis. Il est d’usage courant de sélectionner d’abord l’ingrédient, puis d’ajuster la concentration d’un lot à l’autre afin d’obtenir la même performance et de minimiser les variations inter-lots.

4.3.3 Eau

Pour la préparation des milieux de culture, utiliser uniquement de l’eau purifiée, c’est-à-dire de l’eau distillée, déminéralisée, déionisée ou produite par osmose inverse, ou de l’eau de qualité équivalente exempte de substances susceptibles d’inhiber ou d’influencer la croissance des micro-organismes dans les conditions d’essai, par exemple, des traces de chlore, d’ammoniac et d’ions métalliques.

L’eau purifiée doit être stockée dans des contenants hermétiquement fermés constitués d’un matériau inerte (verre neutre, polyéthylène, etc.) exempt de toute substance inhibitrice. Il est cependant recommandé d’utiliser l’eau dès sa production.

Il convient que la contamination microbienne ne dépasse pas 103 unités formant colonies (UFC)/ml et qu’elle soit, de préférence, inférieure à 102 UFC/ml. Il convient de contrôler régulièrement la contamination microbienne conformément à l’ISO 6222[4] avec incubation à 22 °C ± 1 °C pendant 68 h ± 4 h ou en utilisant une méthode équivalente.

NOTE L’eau passée à travers un échangeur d’ions (déminéralisée) peut avoir une teneur en micro-organismes très élevée. Il est donc conseillé de ne pas utiliser ce procédé sans vérifier la teneur microbienne de l’eau. Consulter le fabricant afin de connaître le meilleur moyen de minimiser la contamination microbienne. Une eau déminéralisée fortement contaminée, même stérilisée par filtration, peut encore contenir des substances pouvant inhiber la croissance de certains micro-organismes.

Sauf exigence contraire, requise pour des raisons de conception, la conductivité de l’eau utilisée au laboratoire ne doit pas être supérieure à 25 µScm−1 (ce qui équivaut à une résistivité ≥ 0,04 MΩ cm) et de préférence inférieure à 5 µScm−1 (eau de qualité 3, voir ISO 3696[5]) à 25 °C. Il convient de vérifier la conductivité de l’eau avant utilisation.

4.3.4 Pesée et réhydratation

En suivant les précautions de sécurité appropriées, peser soigneusement la quantité nécessaire de milieu déshydraté ou d’ingrédients individuels et mélanger en ajoutant progressivement le volume d’eau nécessaire pour éviter la formation d’agrégats. Utiliser une balance suffisamment précise. Il convient que les erreurs maximales admissibles soient de 1 % ou moins, comme indiqué dans l’ISO 7218 et l’ISO 8199. Sauf indication contraire, les ingrédients sont ajoutés au volume d’eau spécifié, plutôt que de compléter ce volume.

4.3.5 Dissolution et dispersion

Les milieux déshydratés, exigeant une dispersion rapide, doivent être agités à intervalles réguliers ou en continu, puis chauffés si nécessaire pour être dissous. Il convient de laisser s’humidifier les milieux contenant de la gélose pendant plusieurs minutes avant de les chauffer tout en homogénéisant pour


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favoriser la dissolution puis à les répartir si nécessaire avant autoclavage. Éviter toute surchauffe du milieu.

4.3.6 Mesure et ajustement du pH

Mesurer le pH à l’aide d’un pH-mètre et l’ajuster avant stérilisation, si nécessaire, de sorte qu’après stérilisation et refroidissement jusqu’à 25 °C le milieu soit au pH demandé à ± 0,2 unité pH près, sauf indication contraire. L’ajustement est en général effectué avec une solution d’hydroxyde de sodium (NaOH) à environ 40 g/l [c (NaOH) = 1 mol/l] ou avec une solution d’acide chlorhydrique dilué (HCl) à environ 36,5 g/l [c (HCl) environ 1 mol/l]. Si l’ajustement est effectué après la stérilisation, utiliser une solution stérilisée. Des informations supplémentaires relatives au mesurage du pH sont données dans l’ISO 7218 et l’ISO 8199.

NOTE Les milieux de culture commerciaux peuvent subir des changements de pH significatifs avant et après le passage en autoclave. Toutefois, si une eau distillée ou déionisée de bonne qualité est utilisée, l’ajustement du pH avant autoclavage n’est généralement pas nécessaire.

4.3.7 Répartition

Répartir le milieu dans des contenants appropriés afin de s’assurer qu’un espace de tête suffisant est laissé pour éviter un débordement durant le processus de refroidissement après traitement thermique par autoclavage ou régénération ou un débordement après l’ajout de suppléments.

NOTE Cet espace de tête peut ne pas être nécessaire si la pression dans l’autoclave est maintenue durant le processus de refroidissement.

4.3.8 Stérilisation

4.3.8.1 Généralités

Stériliser les milieux de culture préparés le jour de la préparation.

La stérilisation des milieux de culture et des réactifs est en général réalisée par chaleur humide (4.3.8.2) ou par filtration (4.3.8.3).

Certains milieux ne nécessitent pas d’autoclavage mais peuvent être utilisés après avoir été portés à ébullition. Par exemple, les milieux pour Enterobacteriaceae contenant du vert brillant sont particulièrement sensibles à la chaleur et à la lumière. Il convient de les refroidir rapidement après ébullition et de les protéger contre toute lumière vive. Certains réactifs peuvent être utilisés sans stérilisation. Dans tous les cas, se référer à la Norme internationale appropriée ou aux instructions du fabricant.

4.3.8.2 Stérilisation par chaleur humide

La stérilisation par chaleur humide est effectuée en autoclave ou dans un préparateur de milieux.

Pour les contenants ayant des volumes supérieurs à 1 000 ml, adapter le cycle de stérilisation de l’autoclave si nécessaire afin de garantir un traitement thermique adéquat. Dans tous les cas, suivre les instructions données dans la Norme internationale appropriée ou par le fabricant.

NOTE Une surchauffe peut se produire lorsque de grandes quantités de milieu (> 1 000 ml) sont autoclavées.

Après la phase de chauffage, il est essentiel de refroidir le milieu de manière à empêcher tout débordement. Cela est particulièrement important pour les grandes quantités de milieu et les milieux contenant des ingrédients sensibles à la chaleur, par exemple, les milieux contenant du vert brillant.

Des informations supplémentaires relatives à la stérilisation par chaleur humide sont données dans l’ISO 7218 et dans la Référence [11].


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Il convient d’évaluer la stérilisation par la chaleur en utilisant les valeurs F0, en tenant compte du traitement thermique pendant le chauffage et le refroidissement. Il est recommandé de définir le traitement thermique pour la charge spécifique à traiter afin de garantir un traitement approprié aux contenants, indépendamment de leur emplacement dans l’autoclave.

4.3.8.3 Stérilisationparfiltration

La stérilisation par filtration peut être réalisée sous vide ou sous pression. Utiliser un équipement stérile et des membranes de 0,2 μm de porosité. Stériliser l’appareil de filtration conformément à l’ISO 7218 ou à l’ISO 8199 ou utiliser un équipement stérilisé au préalable.

Certaines membranes filtrantes peuvent retenir les protéines ou d’autres substances (comme les antibiotiques). Pour obtenir la bonne concentration, il convient que l’utilisateur choisisse un type de membrane adéquat, par exemple, une membrane à faible taux d’adsorption des protéines et qu’il humidifie préalablement le filtre.

4.3.9 Préparation des suppléments

ATTENTION — Les suppléments contenant des agents toxiques, en particulier des antibiotiques, doivent être soigneusement manipulés en évitant toute dispersion de poudre, laquelle pourrait entraîner des réactions allergiques ou d’autres réactions parmi le personnel de laboratoire. Prendre les précautions de securité nécessaires et suivre les instructions du fabricant lors de la préparation des solutions.

Ne pas dépasser la durée de conservation indiquée, qui est en général le jour-même pour les solutions de travail constituées d’antibiotiques. Dans certaines conditions, les solutions contenant des antibiotiques peuvent être stockées congelées en aliquotes, mais il convient de ne pas les recongeler après décongélation. La perte potentielle d’activité due à la congélation doit être établie avec le fabricant ou évaluée par l’utilisateur.

4.4 Stockage et durée de conservation des milieux préparés

4.4.1 Milieux commerciaux

Suivre les instructions du fabricant concernant les conditions de stockage, la date de péremption et l’utilisation.

4.4.2 Milieux préparés en laboratoire


Identifier tous les milieux de façon à garantir leur traçabilité.

La durée de conservation de différents milieux est variable. Les Normes nationales ou les Normes internationales spécifiques peuvent stipuler des conditions et une durée de conservation particulières, mais celles-ci doivent faire l’objet d’une vérification par le laboratoire. La fréquence de vérification doit être spécifiée par le laboratoire.

Stocker les milieux dans des conditions empêchant la modification de leur composition, à savoir à l’abri de la lumière et de la dessiccation. S’ils ne sont pas utilisés immédiatement ou sauf spécification contraire dans la norme spécifique, stocker dans un réfrigérateur à (5 ± 3) °C.

En cas de réfrigération, il est en général recommandé de ne pas dépasser une durée de stockage comprise entre deux et quatre semaines, pour les boîtes, et entre trois et six mois, pour les flacons et les tubes scellés, sauf indication contraire dans les normes spécifiques ou si des résultats d’évaluation de la durée de conservation obtenus en laboratoire indiquent qu’il est possible de les conserver plus longtemps. Des informations supplémentaires relatives aux durées de stockage maximales des milieux préparés sont données dans l’ISO 8199, la Référence [17] et la Référence [21].


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Il est recommandé d’utiliser extemporanément les milieux auxquels ont été ajoutés des suppléments labiles, sauf indication contraire dans les normes spécifiques ou si des résultats d’évaluation de la durée de conservation obtenus en laboratoire confirment qu’une durée de conservation plus longue est appropriée (4.4.2.2). Il convient de ne pas stocker en vrac les milieux solides contenant des substances labiles et/ou des composés chimiquement réactifs dans le but d’une régénération ultérieure.

Avant utilisation ou chauffage ultérieur, il est recommandé de laisser les milieux de culture revenir à la température ambiante.

4.4.2.2 Évaluation de la durée de conservation

La date de péremption des milieux stockés doit être établie en vérifiant les caractéristiques de performance physique, chimique et microbiologique des milieux décrites dans la présente Norme internationale, une fois écoulée la durée de stockage définie. La fréquence des vérifications doit être spécifiée par le laboratoire.

Vérifier l’absence de variation de couleur, de signe d’évaporation/déshydratation, de changement de pH ou de productivité ou sélectivité et spécificité inacceptables, le cas échéant. La date de péremption doit être fondée sur la durée de stockage pendant laquelle toutes les caractéristiques de performance décrites ci-dessus restent acceptables.

NOTE Ces vérifications sont également adaptées lors de la première utilisation de milieux commerciaux.

4.4.2.3 Stockage des milieux en boîte de Petri

Utiliser immédiatement le milieu solidifié ou le conserver à l’envers dans des conditions évitant toute détérioration et déshydratation, c’est-à-dire à l’abri de la lumière et/ou au réfrigérateur à (5 ± 3) °C. Marquer les boîtes sur la partie inférieure ou la tranche en indiquant la date de préparation et/ou de péremption et l’identité du milieu. D’autres systèmes de codage répondant à ces exigences peuvent être utilisés.

La durée de conservation des boîtes coulées est prolongée lorsqu’elles sont stockées dans des sacs étanches ou des sacs en cellophane. Afin de minimiser la condensation, les boîtes doivent être refroidies avant d’être placées dans les sacs. Ne pas sécher la surface des géloses avant un stockage réfrigéré.

4.5 Préparation avant utilisation

4.5.1 Fusion des milieux de culture gélosés

Faire fondre les milieux de culture en les plaçant dans un bain d’eau bouillante ou par tout autre procédé donnant des résultats identiques (par exemple, en autoclave à vapeur fluante, comme spécifié dans l’ISO 7218, dans l’ISO 8199). Il convient de régénérer les milieux ayant déjà été autoclavés pendant une durée minimale afin de maintenir leur qualité. Éviter de surchauffer les milieux et les retirer dès qu’ils sont fondus. Laisser reposer sur une surface thermorésistante à température ambiante pendant un court instant, par exemple 2 min, avant de le refroidir dans un bain d’eau afin d’éviter de casser le verre. Il convient de dévisser légèrement les bouchons des contenants avant le chauffage et de les revisser après retrait de la source de chaleur.

Laisser refroidir le milieu en surfusion dans un bain d’eau thermostaté à une température comprise entre 47 °C et 50 °C. Le temps nécessaire à l’obtention d’une température comprise entre 47 °C et 50 °C dépend du type de milieu, du volume et du nombre de récipients dans le bain d’eau. Il convient d’utiliser les milieux en surfusion aussi vite que possible et de ne pas les conserver plus de 4 h. Dans le cas de milieux particulièrement sensibles, la durée de maintien des milieux en surfusion doit être réduite, comme spécifié dans la Norme internationale applicable. Les milieux inutilisés ne doivent pas être solidifiés et réutilisés ultérieurement.


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Déterminer et consigner la température de régénération en plaçant un thermomètre dans le milieu gélosé contenu dans un conditionnement distinct mais semblable à celui utilisé pour le milieu d’essai. Le choix du thermomètre dépendra du nombre et de la taille des récipients dans le bain d’eau.

NOTE Les milieux utilisés dans les méthodes d’ensemencement en profondeur qui sont ajoutés à l’échantillon sont régénérés à une température comprise entre 44 °C et 47 °C, ou comme spécifié dans la Norme internationale applicable. Utiliser un bain d’eau à une température comprise entre 44 °C et 47 °C. Des informations supplémentaires relatives à l’utilisation et à la vérification de bain d’eau sont données dans l’ISO 7218.

4.5.2 Désaération des milieux de culture

Si nécessaire pour fournir la teneur correcte en air/oxygène, juste avant l’utilisation, chauffer le milieu de culture dans l’eau bouillante ou sous un courant de vapeur pendant 15 min, avec les couvercles ou les bouchons légèrement dévissés. Après chauffage, revisser les bouchons et refroidir rapidement les milieux à la température d’utilisation.

4.5.3 Ajout de suppléments

Il convient d’ajouter les suppléments thermolabiles dans un milieu revenu à une température inférieure à 50 °C. Si le milieu contient de la gélose, laisser le supplément stérile revenir au moins à la température ambiante avant de l’ajouter au milieu gélosé. L’ajout de suppléments liquides froids peut entraîner une gélification du milieu ou la formation d’agrégats transparents et empêcher la bonne dispersion. Suivre les instructions du fabricant. Bien mélanger tous les suppléments au milieu avec précaution, puis répartir dans les contenants finaux aussi vite que possible.

4.5.4 Préparation des milieux solides en boîtes de Petri

Couler le milieu de culture gélosé en surfusion dans les boîtes de Petri de façon à obtenir une épaisseur d’au moins 3 mm (pour des boîtes d’un diamètre de 90 mm, 18 ml à 20 ml de gélose sont normalement nécessaires) ou selon les spécifications de la Norme internationale appropriée. Si les boîtes sont stockées ou si l’incubation est prolongée au-delà de 72 h ou bien si la température d’incubation est supérieure à 40 °C, une quantité plus importante de milieu de culture peut être nécessaire. Laisser refroidir et solidifier le milieu gélosé en plaçant les boîtes avec les couvercles en place sur une surface fraîche et horizontale.

Il convient de stocker et d’utiliser les milieux gélosés commerciaux prêts à l’emploi selon les instructions du fabricant.

4.5.5 Préparation des milieux en boîtes pour l’ensemencement

Pour l’ensemencement en surface de milieux de culture solides, sécher les boîtes rapidement avant utilisation jusqu’à disparition des gouttelettes à la surface du milieu. Ne pas dessécher les boîtes.

Les points suivants sont importants pour le séchage des boîtes.

— Le degré d’humidité dans les milieux de culture est important car la croissance optimale des bactéries dépendra des conditions d’humidité dans le milieu et en surface. Une perte d’humidité importante peut par exemple entraîner une augmentation des concentrations d’inhibiteurs dans les milieux de culture sélectifs et une réduction de l’activité de l’eau à la surface du milieu.

— Lorsque des bactéries qui ne se propagent pas facilement sont cultivées et que les boîtes semblent sèches après acclimatation, les circonstances sont telles qu’un séchage n’est pas toujours nécessaire. Dans ce cas, le séchage peut être omis, car il ne fait qu’augmenter la probabilité de contamination et de perte d’humidité inutile.

— Sélectionner la température et le temps de séchage de sorte que la probabilité de contamination reste aussi faible que possible et que le chauffage n’ait pas d’influence négative sur la qualité du milieu de culture. Le temps de séchage dépendra du degré de condensation présente dans la boîte de Petri, mais doit rester aussi court que possible.


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— Afin d’éviter toute contamination et si les boîtes ne sont pas séchées sous une hotte à flux d’air laminaire, les boîtes doivent toujours être séchées avec la surface du milieu de culture à ensemencer orientée vers le bas.

Dans la pratique, les boîtes peuvent être séchées en les plaçant avec les surfaces de la gélose vers le bas et avec les couvercles à moitié ouverts dans une hotte réglée à une température comprise entre 25 °C et 50 °C. Sécher les boîtes jusqu’à disparition des gouttelettes à la surface des couvercles. Ne pas sécher davantage. Les boîtes de gélose peuvent également être séchées avec la surface de la gélose vers le haut dans une hotte de sécurité à flux laminaire (à température ambiante) pendant 30 min à 60 min, ou toute une nuit à température ambiante avec les couvercles en place.

4.6 Incubation des milieux solides en boîtes de Petri

Durant l’incubation, il se produit une perte d’humidité des milieux gélosés. Cette perte peut, dans certaines circonstances, altérer la croissance des micro-organismes. Les facteurs influençant la perte d’humidité sont la composition du milieu, la quantité de milieu dans les boîtes, le type d’incubateur (c’est-à-dire ventilé ou autre), l’humidité de l’atmosphère dans l’incubateur, la position et le nombre de boîtes dans l’incubateur ainsi que la température d’incubation. La perte d’humidité peut être réduite en empilant les boîtes (jusqu’à 6 boîtes par pile) dans des sacs plastiques ouverts (afin d’éviter une condensation excessive). L’humidité de l’air peut également être augmentée en plaçant un contenant d’eau ouvert dans le fond des incubateurs. Il convient de changer l’eau et de désinfecter fréquemment les contenants afin d’éviter toute contamination fongique.

4.7 Mise au rebut des milieux

Les milieux contaminés et inutilisés doivent être éliminés d’une manière sûre et qui respecte les réglementations locales ou nationales.

5 Souches test pour essais de performance

5.1 Généralités

Les nouvelles normes et les normes révisées doivent spécifier les essais de performance des milieux de culture, y compris la spécification des souches de contrôle et les critères d’acceptation, conformément aux exigences de l’Annexe J.

5.2 Sélection des souches test

Il convient qu’un panel de souches test contienne uniquement des micro-organismes présentant des caractéristiques stables, représentatives de leur espèce et dont l’adéquation a été démontrée pour soumettre à essai les performances optimales d’un milieu particulier préparé en laboratoire. Il convient que ces souches test comprennent principalement des souches largement disponibles dans des collections de cultures de référence, mais il est également possible d’y ajouter des souches bien caractérisées isolées par le laboratoire. Il est préférable d’utiliser des souches d’origine alimentaire ou provenant d’eaux, bien que toutes les collections de culture ne fournissent pas ces données relatives à l’origine des souches.

Le laboratoire doit examiner et enregistrer les caractéristiques principales du stock de référence. Si une variabilité des souches est détectée, étudier les effets possibles du milieu de culture en se procurant le même milieu auprès d’un fabricant différent et se procurer une culture de référence supplémentaire issue de la collection de cultures dans laquelle elle a été déposée à l’origine.

IMPORTANT — Les utilisateurs sont tenus de fournir toutes les informations pertinentes relatives à la variabilité des souches au GT 5, Milieux de culture, de l’ISO/TC 34/SC 9 via le secrétariat de l’ISO/TC 34/SC 9.

Les micro-organismes test pour chaque milieu peuvent comprendre:

— des souches robustes positives présentant des caractéristiques typiques de l’organisme cible,


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— des souches faiblement positives,

— des souches négatives ne présentant pas les caractéristiques attendues de l’organisme cible (caractéristiques négatives),

— des souches partiellement ou complètement inhibées.

L’Annexe E indique les micro-organismes test à utiliser dans les Normes internationales spécifiées de microbiologie alimentaire et l’Annexe F indique les micro-organismes test à utiliser dans les Normes internationales spécifiées de microbiologie des eaux.

NOTE Certaines restrictions et directives nationales exigent d’utiliser de sérovars différents de ceux spécifiés dans ces tableaux. Se référer aux exigences nationales relatives au choix des sérovars de Salmonella.

5.3 Conservation et entretien des souches test


Plusieurs méthodes, telles que la lyophilisation, le stockage sur billes à – 70 °C ou sous azote liquide, permettent de conserver et d’entretenir correctement l’ensemble des micro-organismes utilisés en microbiologie alimentaire et des eaux. Une même méthode peut ne pas être appropriée à toutes les souches. Des méthodes supplémentaires de conservation des micro-organismes sont données.[14][15][36][37][38]

Il convient de documenter le nombre de transferts des souches test afin d’empêcher un nombre de repiquages excessif augmentant le risque d’altération phénotypique. Un passage est défini comme un transfert d’une culture viable à un milieu frais avec croissance des micro-organismes. Toute forme de repiquage est considérée comme une forme de transfert/passage. Des informations supplémentaires sont disponibles.[27][28][35][38]

Voir les logigrammes (Figures B.1 et B.2) et les informations supplémentaires concernant l’entretien et la préparation données à l’Annexe B.

5.3.2 Souches test provenant de sources commerciales

Si les souches test sont obtenues à partir de collections de référence ou auprès de fournisseurs certifiés ISO 9001[2] ou ayant obtenu une autre certification appropriée et qu’elles sont conservées dans leur contenant d’origine, les instructions des fabricants relatives à leur culture et à leur utilisation doivent être appliquées.

Il convient que le laboratoire vérifie si la souche fournie est une souche de référence ou un stock de référence ainsi que le nombre de passages subis avant sa réception et la documentation des informations.

Il est également recommandé que le laboratoire vérifie que les caractéristiques attendues sont présentes.

5.3.3 Stocks de référence préparés au laboratoire

Les cultures de stocks de référence préparées à partir de souches de référence (voir Figure B.1) destinées aux essais de performance doivent être conservées et manipulées de façon à réduire au minimum les risques de contamination croisée, de mutation ou d’altération des caractéristiques typiques. Il convient de conserver les stocks de référence en plusieurs aliquotes, en général soit surgelées, par exemple en dessous de – 70 °C, soit lyophilisées. À une température plus élevée, la durée de viabilité peut être réduite et une modification génétique peut survenir.

Il convient de documenter leurs caractéristiques de croissance pour chacun des milieux sur/dans lesquels ils seront utilisés comme souches test.

Les stocks de référence ne doivent pas être utilisés pour préparer des souches de référence.


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5.3.4 Cultures mères

Les cultures mères sont habituellement préparées à partir de stocks de référence lyophilisés ou surgelés (voir Figure B.2). Les aliquotes doivent être manipulées de manière à éviter la contamination croisée du stock de référence et/ou sa détérioration. Il convient de préparer les cultures mères en remettant en suspension une aliquote du stock de référence dans un milieu de croissance non sélectif; incuber jusqu’à la phase stationnaire.

Voir 5.3.3 pour les exigences de stockage et de documentation.

Pour les systèmes de conservation disponibles dans le commerce, les instructions du fabricant doivent être rigoureusement suivies.

Les cultures mères ne doivent pas être utilisées pour préparer des souches de référence ou des stocks de référence.

5.3.5 Cultures de travail

Les cultures de travail sont préparées à partir de cultures mères ou de stocks de référence et utilisées afin de préparer des inocula pour les essais.

Les cultures de travail ne doivent pas être utilisées pour préparer des souches de référence, des stocks de référence ou des cultures mères, ou pour produire d’autres cultures de travail.

5.4 Micro-organismes pour essais de performance


Les micro-organismes adaptés aux essais de performance de routine sont listés aux Annexes E et F.

Les volumes d’inocula et le nombre d’organismes utilisés sont critiques, voir 5.4.2.4 et 5.4.2.5.

Les indications suivantes sont données à titre d’exemple de modes opératoires adaptés à la production d’inocula normalisés pour le contrôle qualité des milieux. Ces modes opératoires s’appliquent en règle générale, mais certains organismes peuvent nécessiter des conditions spéciales de préparation, par exemple les anaérobies, les moisissures, les organismes halophiles, osmophiles ou xerophiles ainsi que les organismes ayant une croissance ou des exigences nutritionnelles spéciales.

5.4.2 Préparation

5.4.2.1 Préparation des cultures mères

Lorsque cela est nécessaire, ensemencer un milieu solide, par exemple gélose tryptone soja (TSA) ou TSA au sang, à partir du stock de référence de sorte à obtenir des colonies individuelles. Faire incuber dans des conditions adéquates, par exemple, entre 18 h et 24 h à 37 °C pour la plupart des bactéries aérobies.

Inspecter la pureté de cette culture mère solide et l’utiliser pendant une durée déterminée (par exemple, pendant 14 jours à une température appropriée afin d’empêcher tout changement significatif, selon l’organisme).

5.4.2.2 Préparation des cultures de travail

Les cultures de travail doivent être préparées à partir du stock de référence (ou lorsque cela est nécessaire, à partir de la culture mère) comme une culture pure en phase stationnaire dans un bouillon non sélectif. Pour la plupart des bactéries aérobies, cette préparation est normalement obtenue par une incubation pendant 18 h à 24 h.


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La culture de travail peut être préparée à partir d’un matériau de référence commercial, MR ou MRC, ou être préparée par le laboratoire. La concentration de la suspension préparée doit être stable et homogène pendant sa période d’utilisation.[7][10][11][21][29][30]

Différentes techniques peuvent être utilisées, mais la pureté de l’inoculum doit être garantie et l’inoculum doit être normalisé, ce qui permet de l’utiliser ultérieurement.

En fonction de la taille des colonies, prélever une ou deux colonies du milieu de culture mère à l’aide d’une anse de prélèvement. Il est recommandé d’utiliser une anse de 1 µl pour éviter un inoculum trop lourd.

Transférer l’inoculum au milieu liquide non sélectif, par exemple bouillon de trytone soja (TSB) et mélanger soigneusement à l’aide d’un agitateur vortex.

Faire incuber dans des conditions adéquates et pendant une durée appropriée (par exemple, entre 18 h et 24 h à 37 °C pour la plupart des bactéries aérobies).

Utiliser cette culture de travail pendant une durée déterminée (par exemple, pendant trois jours maximum à une température appropriée afin d’empêcher tout changement significatif, selon l’organisme).

Pour la préparation et le stockage de spores bactériennes et fongiques en tant que cultures de travail, voir Références [10][11][24][25][30]

5.4.2.3 Préparation de suspensions (inocula) pour l’essai

Préparer des dilutions en série dans un diluant approprié (par exemple, solution de Ringer diluée au quart, solution peptone-sel) et utiliser l’étape de dilution la plus appropriée pour le nombre d’organismes souhaité (UFC) dans un volume spécifié.

Il convient de déterminer la dilution appropriée à utiliser en tant qu’inoculum d’essai à partir d’essais antérieurs effectués dans des conditions strictement standardisées pour toutes les étapes.

Utiliser les suspensions (inocula) pendant une durée déterminée (par exemple jusqu’à 2 h à température ambiante ou dans les 24 h si elles sont stockées à (5 ± 3) °C. Des périodes de stockage plus longues peuvent être acceptables si elles sont validées [10][21]).

Des inocula congelés peuvent être utilisés s’il peut être démontré que les micro-organismes peuvent survivre pendant la période choisie.

5.4.2.4 Volumes d’inocula

Les volumes d’inocula utilisés pour les essais de performance quantitatifs doivent refléter ceux utilisés dans les conditions d’essai pour les milieux en question.

Pour les diluants et les milieux liquides utilisés pour les essais quantitatifs, le volume de l’inoculum doit être dans les mêmes proportions que celles utilisées dans la Norme internationale spécifique. En général, il représente 10 % du milieu soumis à essai.

5.4.2.5 Niveau d’inoculum

5.4.2.5.1 Niveau d’inoculum pour les essais de productivité

5.4.2.5.1.1 Essais quantitatifs

Pour l’essai de dénombrement quantitatif, un niveau d’environ 102 UFC est nécessaire afin d’obtenir une précision suffisante (voir Tableau 1). Cela peut nécessiter l’utilisation de plusieurs replicats de boîtes.

Il convient d’utiliser une plage de 80 UFC à 120 UFC par boîte avec un nombre minimal de 50 UFC par boîte. Pour les filtres, le même nombre d’UFC est nécessaire en utilisant un ou plusieurs filtres. Le Tableau 1 montre les intervalles de confiance à 95 % relatifs aux nombres de colonies.


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Pour les essais quantitatifs des diluants et des milieux de transport liquides, un inoculum de 103 UFC à 104 UFC est nécessaire afin d’obtenir un inoculum d’environ 100 UFC dans le volume réparti dans les boîtes.

Tableau1—Intervallesdeconfianceà95 % environ relatifs aux nombres de colonies dans l’hypothèse de la loi de distribution de Poisson[21][26]

Nombre de colonies dénombrées

Limite de précision(au % le plus proche)

%Limitesdeconfianceà95 % environ

500 ±9 455 à 545400 ± 10 360 à 440320 ± 11 284 à 356200 ± 14 172 à 228100 ± 20 80 à 12080 ± 22 62 à 9850 ± 28 36 à 6430 ± 37 19 à 4120 ± 47 11 à 2916 ± 50 8 à 2410 ± 60 4 à 166 ± 83 1 à 11

5.4.2.5.1.2 Essais qualitatifs

Il convient que le volume utilisé pour les essais contienne

— 103 UFC à 104 UFC pour les essais qualitatifs des milieux en boîtes,

— ≤ 100 UFC pour les essais de productivité des milieux de pré-enrichissement et d’enrichissement,

— 104 UFC à 106 UFC pour les essais qualitatifs des milieux de transport solides.

5.4.2.5.2 Niveau d’inoculum pour les essais de sélectivité

Pour évaluer la sélectivité d’un milieu de culture, une suspension du micro-organisme non cible contenant 104 UFC à 106 UFC est utilisée pour ensemencer les boîtes ou les tubes.

5.4.2.5.3 Niveaud’inoculumpourlesessaisdespécificité

Pour les essais qualitatifs de spécificité des milieux en boîtes, un inoculum de 103 UFC à 104 UFC est nécessaire.

5.4.2.6 Incubation

Incuber les milieux de culture ensemencés conformément aux conditions décrites dans la Norme internationale applicable. L’Annexe E indique les conditions d’incubation à utiliser dans les Normes internationales de microbiologie alimentaire spécifiées et l’Annexe F indique les conditions d’incubation à utiliser dans les Normes internationales de microbiologie des eaux spécifiées.

Pour éviter la perte d’humidité dans les milieux gélosés pendant l’incubation, voir 4.6.


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Il convient d’utiliser le temps d’incubation admissible le plus court possible indiqué dans la Norme internationale pour le ou les organismes cibles. Il est en revanche recommandé d’utiliser le temps d’incubation le plus long pour déterminer la sélectivité.[10]

6 Contrôle qualité et essais de performance des milieux de culture

6.1 Exigences générales

Les paragraphes suivants décrivent les exigences relatives à l’ensemble des milieux de culture. Ils s’appliquent indépendamment de la taille du lot.

Dans la pratique, les échantillons peuvent contenir des micro-organismes stressés. Il convient de prendre en compte l’aptitude du milieu à récupérer les cellules stressées.[21][31][32][33]

La qualité des milieux dépend de la qualité de leurs ingrédients de base, de leur bonne formulation, de la qualité des modes opératoires de préparation, de l’élimination de la contamination microbienne et de l’adéquation de l’emballage et des conditions de stockage.

Le contrôle qualité des milieux doit être adapté à leur usage prévu (par exemple, qualitatif ou quantitatif). Avant utilisation, les performances de chaque lot de milieu de culture doivent être soumises à essai en fonction des catégories de milieux décrites en 6.4. Si les essais avant l’utilisation ne sont pas possibles en raison de la labilité du milieu ou du supplément, des essais de performance parallèlement aux essais des échantillons doivent être effectués.

6.2 Contrôle de la qualité physique et chimique

Les milieux de culture finis doivent être conformes aux caractéristiques physico-chimiques spécifiées dans les normes applicables. En outre, l’évaluation de la qualité par examen visuel doit permettre de garantir la conformité de chaque milieu de culture aux recommandations établies, par exemple

— le volume de remplissage et/ou l’épaisseur,

— l’aspect, la couleur et l’homogénéité,

— la consistance du gel, et

— le taux d’humidité,

De plus, la valeur du pH doit être déterminés.

Les composants individuels et les suppléments nutritifs ou sélectifs doivent également être soumis à des modes opératoires d’évaluation de la qualité appropriés.

6.3 Contrôle de la qualité microbiologique


Les essais de performance microbiologique doivent être effectués sur un échantillon représentatif du lot du produit fini.[6][8][9][21]

6.3.2 Milieu de référence

Afin de garantir la fiabilité des résultats des essais de performance, le milieu de référence utilisé doit être de haute qualité.

Des exemples des aspects à prendre en compte par l’utilisateur sont les suivants:

— utilisation d’un MR quantitatif (voir 3.4.6) contenant un nombre bien défini d’organismes lors de l’évaluation d’un milieu de référence,


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— utilisation d’un processus de production défini incluant la régénération, le cas échéant,

— approvisionnement auprès du même fabricant/de la même source pour la fourniture du milieu/des ingrédients,

— utilisation d’une gamme plus large de souches test à la première utilisation (pour couvrir la gamme d’organismes recherchée),

— choix du «milieu de référence» à des fins d’évaluation,

— méthodes appropriées afin de garantir la qualité lors d’une utilisation en tant que milieu de référence.

Il pourrait ne pas être nécessaire d’inclure tous les aspects mentionnés ci-dessus lors de l’évaluation de l’adéquation du milieu de référence. Le laboratoire doit justifier la méthode choisie.

Des souches test, une méthode de contrôle et des critères d’acceptation appropriés pour le milieu de référence gélose tryptone soja (TSA) sont décrits aux Annexes E et F. D’autres milieux de référence non sélectifs peuvent être utilisés si les critères ci-dessus sont satisfaits.

6.3.3 Contamination microbienne

Une quantité de chaque lot de milieu adaptée à sa taille doit être soumise à essai pour évaluer l’absence de contamination microbienne (stérilité) par incubation dans des conditions appropriées.

Au moins une boîte ou un tube doit être soumis à essai pour les petits lots (< 100 unités). Pour les lots plus importants, les producteurs doivent établir des spécifications, par exemple, fondées sur les composants des milieux, les paramètres et les limites liés aux procédés et le type d’emballage en utilisant un niveau de qualité acceptable approprié. Des informations supplémentaires sont données dans l’ISO 2859-1,[6], dans d’autres normes nationales ou d’autres sources.[9][21]

Les critères d’acceptation doivent être établis et justifiés pour chaque milieu.

6.4 Exigences générales relatives aux essais de performance microbiologique


Pour le contrôle d’un lot de milieu de culture complet, d’ingrédients nutritifs ou de suppléments, la croissance doit être évaluée de façon adéquate par des méthodes quantitatives ou qualitatives comme décrit dans la présente Norme internationale.

Des milieux de culture solides, semi-solides ou liquides doivent être ensemencés avec un volume approprié (5.4.2.4) de la culture de travail de chaque micro-organisme test défini à l’aide d’un instrument adapté et en suivant la technique d’ensemencement décrite dans les Normes internationales applicables, voir Annexes E et F.

Des méthodes d’essai quantitatives et qualitatives pour les milieux de culture solides et liquides sont données à titre d’exemple dans la présente Norme internationale. Chacune des méthodes décrites peut être choisie et il n’est pas nécessaire d’utiliser l’ensemble des méthodes.

Lorsque les milieux de culture sont prévus à des fins de dénombrement, des méthodes d’essai quantitatives doivent être appliquées.

Lorsqu’un nouveau milieu ou un nouveau fournisseur est évalué, il est recommandé d’appliquer des méthodes d’essai quantitatives afin de fournir des informations supplémentaires permettant de justifier le changement.

Les interactions conduisant à la croissance de micro-organismes sur des milieux sélectifs liquides sont plus complexes. C’est pourquoi il est plus difficile de définir des méthodes d’essai de performance pour ces milieux que pour les milieux solides.

Pour les essais de combinaisons de milieux solides avec membranes filtrantes, utiliser l’ISO 7704.


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Les techniques microbiologiques générales sont supposées connues et les méthodes ne sont donc pas décrites en détail de façon exhaustive.

Des micro-organismes test, des méthodes de contrôle et des critères d’acceptation appropriés sont listés aux Annexes E et F.

La fréquence des essais doit être justifiée par l’utilisateur final, en prenant en compte les divers types de préparation utilisés dans le laboratoire utilisateur final et le niveau d’assurance qualité en place.

6.4.2 Milieux prêts à l’emploi

Les fabricants de milieux prêts à l’emploi commerciaux, en particulier s’ils sont conformes à l’ISO 9001, ont un programme qualité en place et peuvent délivrer un certificat qualité accompagnant le produit qu’ils fournissent. Dans ces conditions, l’utilisateur peut ne pas être obligé d’effectuer les essais approfondis sur ces milieux, mais il doit s’assurer que les conditions de stockage recommandées par les fabricants sont respectées.

Pour les milieux finis prêts à l’emploi auxquels des suppléments ont été ajoutés et qui ont été contrôlés par le fabricant conformément à la présente Norme internationale, il est recommandé d’effectuer au moins un essai qualitatif.

L’utilisateur doit s’assurer que les fabricants de milieux prêts à l’emploi commerciaux ont bien un programme qualité en place pour cette gamme de produits et délivrent des certificats de contrôle qualité satisfaisant aux exigences de la présente Norme internationale en spécifiant les résultats attendus et obtenus. Le laboratoire utilisateur doit également vérifier les preuves documentaires pour s’assurer que les critères d’acceptation des fabricants relatifs aux essais de performance satisfont à leurs propres exigences internes.

Des contrôles périodiques doivent être effectués afin de démontrer que la qualité des milieux a été maintenue pendant le transport.

Des contrôles doivent également être effectués après le stockage et la manipulation ultérieure dans le laboratoire utilisateur, par exemple la régénération des milieux solides. La fréquence doit être justifiée.

Pour les milieux incomplets auxquels des suppléments sont ajoutés par le laboratoire utilisateur (voir 3.3.5.1), il convient d’effectuer un contrôle supplémentaire, soit en vérifiant les enregistrements de production, soit en effectuant un essai qualitatif, afin de s’assurer que le supplément adéquat a été ajouté.

6.4.3 Milieux préparés à partir de formules déshydratées commerciales

Pour les milieux de dénombrement, des essais quantitatifs doivent être effectués. Pour les autres milieux, les essais qualitatifs peuvent suffire. Des essais quantitatifs fourniront une meilleure garantie de la qualité des milieux.

Pour les milieux non décrits dans les Annexes E et F, il convient de spécifier le contrôle qualité conformément aux recommandations suivantes.

Pour les milieux ne contenant pas d’indicateurs ou d’agents sélectifs, il est possible d’utiliser un nombre restreint de souches. Pour les milieux contenant des indicateurs ou des agents sélectifs, il convient d’utiliser des souches démontrant le fonctionnement du ou des indicateurs et la sélectivité. Pour les milieux complexes, c’est-à-dire contenant des suppléments, il convient de vérifier chaque lot avec des souches présentant les caractéristiques énoncées en 5.2.

6.4.4 Milieux préparés à partir de composants individuels de base

Des essais quantitatifs doivent être effectués en plus des exigences décrites en 6.4.3, de façon à évaluer les tendances en matière de qualité des ingrédients de base, la productivité des milieux et les protocoles internes de fabrication du laboratoire.


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6.5 Évaluation de performance et interprétation des résultats

Un lot de milieu de culture est satisfaisant si tous les micro-organismes test se comportent conformément aux spécifications données. Il doit être accepté si à la fois les critères de qualité généraux et les critères de qualité microbiologiques sont remplis.

En cas de performances non satisfaisantes, voir l’Annexe H pour en connaître les raisons possibles.

6.6 Milieuxetréactifsdeconfirmation

6.6.1 Milieuxdeconfirmation

La performance des milieux de culture utilisés pour les essais de confirmation doit faire l’objet d’une vérification avant utilisation. Des souches test positives et négatives appropriées doivent être utilisées pour la vérification d’une manière similaire à celle décrite dans la Norme internationale spécifique.[9][16]

6.6.2 Réactifsdeconfirmation

La performance des colorants de Gram, des réactifs tels que le réactif de Kovacs, le réactif Voges-Proskauer (VP), le nitrite, l’oxydase, la catalase et autres réactifs utilisés pour démontrer une caractéristique biochimique, doit faire l’objet d’une vérification avant utilisation. Des souches positives et négatives appropriées doivent être utilisées pour la vérification et il convient d’établir une durée de conservation. Il est recommandé d’utiliser des réactifs de qualité analytique pour les essais de confirmation. Si des réactifs commerciaux sont utilisés, suivre les instructions du fabricant relatives au stockage et à l’utilisation.[18][19]

7 Méthodes pour les essais de performance des milieux de culture solides

7.1 Généralités

Le présent Article décrit les essais de performance quantitatifs et qualitatifs des milieux de culture solides spécifiés dans les normes alimentaires et de l’eau. Les méthodes décrites sont des méthodes générales adaptées à la plupart des milieux de culture. Ces méthodes peuvent ne pas être adaptées aux essais de certains types de milieux destinés à la récupération de moisissures. Des logigrammes de chaque méthode sont disponibles en Annexe C.

7.2 Méthodes pour les essais quantitatifs

7.2.1 Méthodespourlesessaisquantitatifs—Définitions

7.2.1.1 Productivité

La productivité doit atteindre une limite minimale fixée (voir Norme internationale spécifique correspondante ou Annexes E et F).

Voir l’Annexe G pour l’utilisation de cartes de contrôle dans le cadre de la surveillance de la performance des milieux de culture solides en tant qu’alternative au mode opératoire décrit ci-dessous.


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Pour les méthodes quantitatives, le ratio de productivité, PR[21] est déterminé en utilisant la Formule (1):

PNNR

S

O

= (1)

où

Ns est le nombre total de colonies obtenu sur ou dans le milieu de culture soumis à essai, par exemple, nombre de colonies dans les boîtes,

NO est le nombre total de colonies obtenu sur ou dans le milieu de culture de référence défini, obtenu sur une ou plusieurs boîtes, et doit être d’environ 100 UFC, voir 5.4.2.5.1.

Pour l’interprétation des résultats, voir 7.2.2.1.2.

7.2.1.2 Sélectivité

Les milieux de culture sélectifs et un milieu de référence non sélectif sont ensemencés avec différentes dilutions d’un ou plusieurs organismes non cibles.

Le facteur de sélectivité, SF,[22]est calculé comme indiqué par la Formule (2):

S D DF O S= − (2)

où

DO est la dilution la plus élevée présentant une croissance sur le milieu de référence non sélectif,

DS est la dilution la plus élevée présentant une croissance comparable sur le milieu sélectif soumis à essai,

SF, DO et DS sont exprimés en log à base 10.

NOTE Par exemple, si Do 10−4 = log10 4,0 et DS 10−3 = log10 3,0 alors le facteur de sélectivité SF = 1,0.

Pour l’interprétation des résultats, voir 7.2.2.1.2.

7.2.2 Méthode quantitative pour les milieux de culture solides


Le présent protocole requiert l’utilisation d’une suspension bactérienne quantifiée (qui peut être un matériau de référence quantitatif/une suspension d’essai) avec une concentration appropriée d’une souche cible. La récupération à partir du nouveau lot de milieu de culture est comparée à la récupération à partir d’un milieu de culture non sélectif (milieu de référence) ou, dans certains cas particuliers, à partir d’un lot précédemment accepté présentant la même composition de milieu.

7.2.2.1.1 Mode opératoire

a) Utiliser des cultures de travail et des inocula ayant une concentration connue appropriée d’une souche cible et, le cas échéant, d’une souche non cible comme décrit en 5.3.2, ou un MR approprié.

b) Il convient d’utiliser une ou plusieurs boîtes par organisme. Le nombre utilisé dépend de la taille du lot, de la confiance dans le processus d’assurance qualité et de la fiabilité et de la quantité d’organisme dans la suspension d’essai. Le laboratoire utilisateur doit justifier le nombre utilisé.

c) S’assurer que les surfaces des boîtes sont correctement séchées, voir 4.5.5.


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d) Ensemencer en étalant l’inoculum sur les milieux ou en utilisant la méthode par filtration sur membrane de sorte que le dénombrement des colonies se situe dans les limites recommandées données en 5.4.2.5.1 pour les essais quantitatifs.

Il est également possible d’utiliser la méthode de Miles-Misra modifiée, d’autres systèmes d’ensemencement par gouttes ou un ensemencement par spirales afin d’obtenir des colonies dénombrables.

— La méthode d’ensemencement en profondeur doit être utilisée pour les milieux de culture normalement utilisés pour le dénombrement par cette méthode.

— Ensemencer le milieu de référence ou les boîtes d’un lot précédemment accepté en utilisant la même méthode.

— Incuber les boîtes dans les conditions définies dans les Normes internationales individuelles.

— Dénombrer les colonies présentes dans chaque boîte. Évaluer la taille et l’aspect des colonies sur ou dans le milieu soumis à essai par comparaison avec la récupération sur un milieu de culture non sélectif (milieu de référence) ou un lot précédemment accepté présentant la même composition de milieu.

7.2.2.1.2 Calcul et interprétation des résultats

Pour l’essai de dénombrement quantitatif, un niveau d’environ 100 UFC est nécessaire afin d’obtenir une précision suffisante (voir Tableau 1). Cela peut nécessiter l’utilisation de plusieurs doublons de boîte.

Les résultats seront considérés conforme si les conditions suivantes sont remplies:

— chaque replicat doit donner un résultat quantitatif positif (croissance bactérienne cible);

— chaque résultat rapporté est inclus dans la plage d’analyse normalisée (jusqu’à 100 colonies pour les méthodes par filtration et jusqu’à 150 colonies pour les méthodes de surface).

Pour interpréter les résultats, calculer le ratio de productivité, PR (voir 7.2.1.1), et, le cas échéant, le facteur de sélectivité, SF (voir 7.2.1.2).

a) Le PR doit être ≥ 0,50 pour la comparaison d’un milieu sélectif avec le milieu de référence non sélectif spécifié aux Annexes E et F. Le PR doit être ≥ 0,70 pour la comparaison d’un milieu non sélectif avec un milieu de référence non sélectif ou comme spécifié dans la norme ou aux Annexes E et F. Cela s’applique également aux cas spécifiques où une comparaison est effectuée avec le lot précédent.

b) Si le PR dépasse 1,4, identifier la raison.

c) Le SF des micro-organismes non cibles est au moins de 2.

Pour les cas particuliers, voir les Annexes E, F et J. Ces critères peuvent ne pas s’appliquer aux milieux non spécifiés aux Annexes E et F, par exemple, ceux décrits dans les normes locales.

7.2.2.2 Par récupération à partir de matériaux de référence

Le présent protocole utilise des matériaux de référence (MR), des matériaux de référence certifiés (MRC) ou des matériaux de référence produits en interne afin de fournir une suspension bactérienne stable contenant un nombre connu d’unités formant colonies de la souche cible ou indésirable. La récupération à partir d’un nouveau lot de milieu de culture est comparée au nombre attendu d’UFC du matériau de référence, du matériau de référence certifié ou du matériau de référence produit en interne.

Il est possible d’utiliser la différence critique pour le calcul des limites de tolérance (voir ISO 5725-6[34]). Voir Tableau 1.

Pour la préparation et l’évaluation des matériaux de référence internes, voir Références [21] et [29].

La qualité du MR doit faire l’objet d’une vérification sur le milieu de référence.


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7.3 Essaisdesmilieuxdecultureutiliséspourlafiltrationsurmembrane

La qualité des membranes filtrantes utilisées doit être préalablement évaluée afin de démontrer leur aptitude à l’emploi, utiliser l’ISO 7704.

Pour évaluer la performance d’un milieu de culture destiné à être utilisé dans une méthode par filtration sur membrane, utiliser des cultures de travail et des inocula comme décrit en 5.4.2. Ensemencer le milieu de suspension, par exemple liquide de dilution ou eau stérile, avec un niveau d’inoculum approprié donné en 5.4.2.5.

Filtrer le liquide conformément aux exigences de la Norme internationale spécifique. Placer la membrane sur la surface de la gélose soumise à essai. Ensemencer suffisamment de membranes/boîtes afin d’obtenir un total d’environ 100 UFC pour les essais de productivité. Recommencer avec une nouvelle membrane et placer la deuxième membrane sur la surface du milieu de référence, en utilisant des dilutions si nécessaire pour les essais de sélectivité. Incuber les boîtes conformément à la norme spécifique applicable.

Répéter le processus à chaque changement de lot de membranes et pour chaque nouveau lot de milieu.

Si nécessaire, afin d’évaluer l’influence de la membrane sur le résultat, étaler également l’inoculum d’essai sur le milieu d’essai et sur le milieu de référence sans les membranes.

7.4 Méthodes pour essais qualitatifs

7.4.1 Méthode qualitative d’ensemencement en stries

7.4.1.1 Mode opératoire

Utiliser des cultures de travail et des inocula comme décrit en 5.4.2.

Pour la productivité et la spécificité, utiliser une boîte de milieu d’essai et ensemencer en stries chaque micro-organisme d’essai de sorte à obtenir des colonies distinctes.

Pour la sélectivité, utiliser une boîte de milieu d’essai et ensemencer chaque micro-organisme d’essai en une seule strie en utilisant une anse de 1 μl sur la surface du milieu d’essai. Différents micro-organismes test peuvent être ensemencés sur la même boîte sans que les stries ne se croisent. Il convient que les stries soient distinctes afin de permettre l’observation d’une morphologie caractéristique. D’autres méthodes normalisées d’ensemencement peuvent être utilisées.

Incuber les boîtes dans les conditions définies dans les Normes internationales spécifiques.

7.4.1.2 Interprétation des résultats

La quantité de croissance dans les boîtes après incubation est évaluée comme suit:

— 0 correspond à une croissance nulle,

— 1 correspond à une faible croissance (réduction de la croissance ou de la taille des colonies),

— 2 correspond à une bonne croissance.

Le résultat pour les micro-organismes cibles doit être de 2. En outre, la croissance des micro-organismes cibles doit être caractéristique du point de vue de l’aspect, de la taille et de la morphologie des colonies. Pour les essais de sélectivité, le degré d’inhibition dépend du type de milieu. La croissance des micro-organismes non cibles doit être inhibée partiellement ou complètement.

7.4.2 Déterminationdelaspécificité

Une définition de la spécificité est donnée en 3.2.6. La spécificité du milieu de culture est indiquée par des caractéristiques physiologiques indicatives essentielles afin de différencier les organismes apparentés


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par la présence, l’absence et/ou le degré d’expression des réactions biochimiques et par les tailles et la morphologie des colonies. Pour les exigences des cultures de travail et des inoculas, voir 5.4.2.

7.4.3 Autres méthodes qualitatives pour les milieux solides

D’autres méthodes qualitatives peuvent être utilisées.[9][21]

8 Méthodes pour les essais de performance des milieux de culture liquides

8.1 Généralités

Le présent Article décrit les méthodes quantitatives et qualitatives permettant d’évaluer la performance des milieux de culture liquides. Des logigrammes de chaque méthode sont disponibles à l’Annexe C.

8.2 Méthode quantitative en tubes pour les essais de performance des milieux d’enrichissement liquides (méthode de dilution jusqu’à extinction)


Cette méthode est une méthode générale qui peut être utilisée pour les milieux liquides non sélectifs ou sélectifs. Elle est également adaptée aux essais de performance des milieux de culture utilisés pour le dénombrement, par exemple dans les méthodes du nombre le plus probable.

8.2.2 Préparation de la série de dilutions

— Sélectionner un nombre représentatif de tubes, voir 6.3.1.

— Préparer une série de dilutions appropriée à partir de la culture de travail de l’organisme cible ou non cible dans un diluant adapté comme décrit dans l’ISO 6887-1 et l’ISO 8199afin de parvenir à une absence d’organismes dans la dilution la plus élevée (extinction), par exemple allant d’un facteur de 10−1 à 10−10. Une série de dilutions décimale est plus couramment utilisée, mais des étapes de dilution au 1/5 ou 1/2 sont également appropriées.

— Utiliser la série de dilutions dans un délai spécifié, voir 5.4.2.3.

— Au moment de l’utilisation, transférer un volume connu, par exemple 0,1 ml de chaque dilution, sur la surface d’une gélose non sélective et étaler.

— Incuber dans des conditions adaptées à l’organisme concerné.

— Dénombrer les colonies sur les boîtes gélosées de la dilution la moins élevée contenant jusqu’à 150 colonies et les colonies pour les dilutions supérieures et les consigner.

8.2.3 Mode opératoire d’essai pour le milieu liquide

— Sélectionner le même nombre de tubes de milieu soumis à essai afin de correspondre au nombre de tubes pour la série de dilution.

— En utilisant les dilutions préparées conformément à 8.2.2 et en commençant avec la dilution la moins concentrée, ensemencer un volume connu de suspension de souche test, par exemple 0,1 ml, dans le tube de milieu correspondant.

— Incuber les tubes dans les conditions décrites dans la Norme internationale applicable; voir 5.4.2.6.

— Après incubation, utiliser une anse de 10 µl différente pour chaque tube de milieu incubé afin de procéder à un repiquage sur un milieu gélosé non sélectif.

— Incuber les boîtes ensemencées dans des conditions adaptées à l’organisme.


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— Après incubation, examiner chaque boîte afin de vérifier la présence ou l’absence de croissance.

NOTE Pour l’organisme cible, il suffit normalement d’utiliser les dilutions allant d’un facteur de 10–5 à 10–8. Pour les organismes non cibles, il suffit normalement d’utiliser les dilutions allant d’un facteur de 10–1 à 10–4.

8.2.4 Calcul et interprétation des résultats

La productivité d’un milieu d’enrichissement liquide est satisfaisante si une bonne croissance (au moins 10 UFC pour une anse de 10 µl) du micro-organisme cible est obtenue à partir de la dilution produisant moins de 100 UFC (dans 0,1 ml) sur la boîte gélosée.

Pour les milieux liquides sélectifs, déterminer le facteur de sélectivité, SF, à partir de la dilution la plus élevée de la culture de travail présentant une bonne croissance (au moins 10 UFC) sur la boîte gélosée et de la dilution la plus élevée du milieu liquide sélectif ensemencé présentant une croissance nulle (ou moins de 10 UFC) du micro-organisme non cible sur la boîte de gélose non sélective. Il convient que le SF soit au moins de 2.

NOTE Des méthodes supplémentaires pour les essais quantitatifs de milieux liquides destinées à être utilisées dans le cadre de l’évaluation des milieux en développement ou d’études comparatives sont décrites à l’Annexe I.

8.3 Méthode qualitative en tubes pour les essais de performance des milieux liquides sélectifs


Cette méthode utilise des organismes cibles, des organismes non cibles ou un mélange d’organismes cibles et non cibles dans le même tube.

8.3.2 Mode opératoire

— Sélectionner un nombre de tubes contenant chacun 10 ml de milieu ou de fractions de 10 ml dans chaque lot à soumettre à essai (voir 3.1.2 et 6.3.1). Procéder comme décrit ci-après conformément aux exigences spécifiées aux Annexes E et F.

— Préparation des inocula: voir 5.4.2.3.

— Ensemencement des organismes cibles: ensemencer un tube de bouillon d’essai avec un inoculum contenant ≤ 100 UFC du micro-organisme cible et mélanger.

— Ensemencement des micro-organismes non cibles: ensemencer un tube de bouillon d’essai par micro-organisme avec un inoculum contenant un nombre plus élevé de micro-organismes (> 1 000 UFC) et mélanger.

— Ensemencement des organismes cibles et non cibles dans le même tube lorsque requis à l’Annexe E ou F ou lors de l’évaluation d’un nouveau milieu ou d’un nouveau fournisseur. Ensemencer un tube de bouillon d’essai avec ≤ 100 cellules de micro-organisme cible et le même tube avec un nombre plus élevé de micro-organismes non cibles (≥ 1 000 cellules pour chaque tube) et mélanger.

— Incuber les tubes dans les conditions définies dans les Normes internationales individuelles; voir 5.4.2.6.

— Prélever une anse (10 µl) dans le tube contenant l’organisme cible et ensemencer en stries sur une boîte contenant un milieu non sélectif (par exemple, TSA).

— Si une culture d’un mélange de micro-organismes cibles et non cibles a été utilisée, prélever une anse (10 µl) et ensemencer en stries sur une boîte contenant le milieu spécifique pour le micro-organisme cible.

— Prélever une anse (10 µl) dans la culture de micro-organisme non cible et ensemencer en stries sur une boîte contenant un milieu sélectif (par exemple, XLD).


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— Incuber les boîtes dans les conditions définies dans les Normes internationales individuelles.

Si un volume plus important de milieu est utilisé, l’utilisateur peut choisir d’ajuster proportionnellement la taille de l’inoculum afin d’obtenir des résultats équivalents.


La productivité d’un bouillon d’essai liquide est satisfaisante si une bonne croissance (au moins 10 UFC ou une ligne de croissance confluente) du micro-organisme cible est obtenue sur le milieu spécifique pour cet organisme.

La sélectivité du bouillon d’essai liquide est satisfaisante si aucune croissance (ou moins de 10 UFC) des micro-organismes non cibles n’est observée sur la boîte de gélose non sélective.

8.4 Méthode qualitative dans un seul tube (turbidité) pour les essais de performance des milieux liquides


Cette méthode est adaptée aux essais de performance des milieux de culture liquides non sélectifs et des milieux sélectifs utilisés pour les essais de confirmation, par exemple bouillon lactosé bilié au vert brillant (BLBVB).[41] Cette méthode est exclusivement qualitative et les résultats ne sont donc qu’indicatifs. Les milieux intrinsèquement troubles ne peuvent être soumis à essai via cette méthode que s’ils sont repiqués sur un milieu solide afin de démontrer la croissance.

Pour les milieux limpides, la notation suivante est utilisée:

— 0 = turbidité nulle;

— 1 = turbidité faible;

— 2 = turbidité marquée.


8.4.2.1 Milieux de pré-enrichissement

— Sélectionner un nombre de tubes contenant chacun 10 ml de milieu ou de fractions de 10 ml dans chaque lot à soumettre à essai (voir 3.1.2 et 6.3.1).

— Pour les essais de performance des milieux de pré-enrichissement, par exemple eau peptonée tamponnée (EPT), ensemencer le milieu avec un volume approprié d’inoculum (voir Norme internationale spécifique) contenant ≤ 100 UFC directement dans le milieu soumis à essai.

— Préparation des inocula: voir 5.4.2.3.

— Incuber le tube dans les conditions définies dans la Norme internationale spécifique; voir 5.4.2.6.

— Examiner la croissance dans le milieu.

8.4.2.2 Milieuxdeconfirmation

— Pour les essais de performance des milieux de confirmation liquides, ensemencer le milieu soumis à essai avec la suspension de culture de travail (contenant > 106 UFC/ml) en utilisant une anse de 1 µl.

— Incuber le tube dans les conditions définies dans les Normes internationales individuelles; voir 5.4.2.6.


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— Si le milieu non ensemencé est intrinsèquement trouble, procéder à un repiquage sur un milieu solide, incuber les boîtes dans les conditions définies dans les normes individuelles et examiner la croissance.

8.4.3 Interprétation des résultats

— Une évaluation qualitative doit être effectuée visuellement en recherchant une turbidité marquée (2) représentative d’une bonne croissance, voir 8.4.1. Une évaluation qualitative des milieux opaques est indiquée par la présence de croissance sur le milieu solide.

NOTE 1 Parfois, la croissance des micro-organismes peut prendre la forme d’un agglomérat de cellules au fond du tube ou du flacon. Dans ce cas, mélanger le contenu avec précaution pour améliorer l’évaluation et faciliter l’interprétation.

NOTE 2 Cette méthode permet également d’évaluer d’autres caractéristiques comme la formation de gaz et la variation de couleur.

9 Méthodes pour les essais de performance des diluants et des milieux de trans-port

9.1 Généralités

Les essais de performance microbiologique doivent être effectués sur un échantillon représentatif du lot du produit fini, voir 6.3.1.

9.2 Méthode d’évaluation des diluants

9.2.1 Méthode pour les essais quantitatifs des diluants


Cette méthode détermine l’aptitude du diluant à permettre la survie des micro-organismes en empêchant toute multiplication ou réduction indésirables durant la période de contact avant l’ensemencement sur la gélose ou dans des milieux liquides.


Ensemencer une prise d’essai (par exemple 9 ml) du diluant avec 1 ml de la suspension du micro-organisme test contenant environ 104 UFC/ml et mélanger. Pour la préparation de l’inoculum, voir 5.4.2. Prélever immédiatement 0,1 ml du diluant ensemencé et l’étaler sur la surface d’une gélose non sélective (milieu de référence) telle que TSA (t0).

Maintenir le diluant ensemencé à température ambiante pendant le laps de temps spécifié dans la partie appropriée de l’ISO 6887 (toutes les parties) ou de l’ISO 8199 s’écoulant entre la fin de la préparation de la suspension mère et l’entrée en contact de l’inoculum avec le milieu de culture (généralement 45 min). Mélanger puis prélever le même volume (0,1 ml) et ensemencer à nouveau sur le milieu de référence (t1).

Incuber le milieu de référence à une température et pendant une durée appropriées, par exemple 30 °C/72 h.

9.2.1.3 Lectures et interprétation des résultats

Après incubation, dénombrer les colonies dans les boîtes t0 et t1.

Le nombre de micro-organismes, t1, après incubation du diluant doit être à ± 30 % près égal au nombre initial (t0).


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9.3 Méthode d’évaluation des milieux de transport


Cette méthode détermine l’aptitude d’un milieu de transport à garantir la viabilité du micro-organisme ensemencé qu’il contient durant la période de transport en empêchant toute multiplication ou réduction indésirables du niveau inoculé.

Si les systèmes de transport sont pourvus d’un dispositif d’échantillonnage, ce dernier doit être utilisé pour l’ensemencement du milieu de transport. Sinon, l’ensemencement doit être effectué dans des conditions correspondantes à celles utilisées dans la pratique.

Incuber le milieu de transport à une température et pendant une durée appropriées conformément à la pratique courante ou à la Norme internationale spécifiée.[12][13]

EXEMPLE Les systèmes de transport pour le transport réfrigéré des échantillons sont soumis à essai à une température de (5 ± 3) °C pendant la durée normale de transport, par exemple 24 h, avant de répéter l’ensemencement.

9.3.2 Méthode pour les essais quantitatifs des milieux de transport liquides


Ensemencer une prise d’essai (par exemple 10 ml) du milieu de transport liquide avec le micro-organisme test approprié auquel le milieu est destiné. Utiliser un inoculum de 103 cellules à 104 cellules dans chaque tube de 10 ml tube. Pour la préparation de l’inoculum (voir 5.4.2). Prélever immédiatement 0,1 ml de milieu ensemencé et l’étaler sur la surface d’un milieu gélosé non sélectif (milieu de référence) tel que TSA (t0).

Pour l’ensemencement de systèmes de transport pourvus de dispositifs d’échantillonnage, placer le dispositif d’échantillonnage dans un volume approprié (par exemple 0,1 ml pour les écouvillons) de la dilution de la culture de travail (contenant 103 cellules à 104 cellules) pendant environ 10 s, puis ensemencer le milieu de transport à l’aide du dispositif d’échantillonnage. Prélever immédiatement 0,1 ml de milieu de transport liquide ensemencé et l’étaler sur la surface d’un milieu gélosé non sélectif (milieu de référence) tel que TSA (t0).

Incuber le milieu de transport ensemencé et le milieu de référence à une température et pendant une durée appropriées conformément à la pratique courante ou à la Norme internationale spécifiée, par exemple 25 °C/5 jours pour le milieu de transport et 30 °C/3 jours pour le milieu de référence, puis répéter l’ensemencement sur le milieu de référence (t1).


Après incubation, dénombrer les colonies dans les boîtes t0 et t1.

Le nombre de micro-organismes, t1, après incubation du milieu de transport doit être à ± 30 % près égal au nombre initial (t0).

9.3.3 Méthode pour les essais qualitatifs des milieux de transport solides


Ensemencer une prise d’essai du milieu de transport solide avec le micro-organisme test approprié auquel le milieu est destiné. Utiliser un inoculum de 104 cellules à 106 cellules. Pour la préparation de l’inoculum (voir 5.4.2).

Pour l’ensemencement de systèmes de transport pourvus de dispositifs d’échantillonnage, placer le dispositif d’échantillonnage dans un volume approprié (par exemple 100 µl pour les écouvillons) de


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la dilution de la culture de travail (contenant 104 cellules à 106 cellules) pendant environ 10 s, puis ensemencer le milieu de transport à l’aide du dispositif d’échantillonnage.

Incuber le milieu de transport à une température et pendant une durée appropriées conformément à la pratique courante ou à la Norme internationale spécifiée. Procéder à un repiquage sur le milieu gélosé non sélectif (milieu de référence) tel que TSA et incuber conformément à la pratique courante ou à la norme spécifiée.


Après incubation, examiner la présence de croissance sur la gélose non sélective.

Il doit y avoir une croissance visible des micro-organismes après incubation.

10 Documentation des résultats d’essai

10.1 Informations fournies par le fabricant

Le fabricant ou le fournisseur des milieux de culture doit fournir, sur demande, les caractéristiques de croissance microbiologique spécifiques et les informations générales relatives au lot spécifique de milieu de culture.

10.2 Traçabilité

Il convient de documenter convenablement toutes les données obtenues lors des essais de performance de routine et de les conserver pendant suffisamment de temps conformément au système qualité. Il est recommandé d’utiliser des fiches de contrôle pour documenter et évaluer les résultats des essais (voir Annexe D).


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Annexe A (informative)

Dénomination des composants des milieux de culture dans les

Normes internationales d’analyse microbiologique des aliments, des aliments pour animaux et des eaux

A.1 Généralités

Afin d’harmoniser la description des différents composants des milieux de culture dans les Normes internationales microbiologiques normalisées, l’ISO/TC 34/SC 9 a convenu des dénominations suivantes.

A.2 Peptones

— digestion enzymatique de caséine,

NOTE 1 Y compris digestion pancréatique ou pepsique de caséine, digestion trypto-caséine et tryptone.

— digestion enzymatique de soja ou de tourteau de soja,

— digestion enzymatique de tissus animaux,

NOTE 2 Y compris peptone de viande, digestion pepsique de viande, digestion pancréatique de viande.

— digestion enzymatique de cœur,

— digestion enzymatique de gélatine,

— digestion enzymatique de tissus animaux et végétaux,

NOTE 3 Y compris tryptose.

— hydrolyse acide de caséine.

A.3 Extraits et infusions

— extrait de viande et infusion de viande,

— extrait de cœur-cervelle (ou cerveau-cœur) et infusion cœur-cervelle,

— extrait de levure.

A.4 Gélose

Gélose bactériologique.

A.5 Autres

— émulsion de jaune d’œuf,

— poudre de lait écrémé,

— sang total, défibriné ou lysé, poudre de sang, plasma, fibrinogène, hémine, d’animaux spécifiés,


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— bile de bœuf à usage bactériologique,

— sels biliaires.

NOTE Y compris sels biliaires n° 3.


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Annexe B (normative)

Préparation du stock de référence et de la culture de travail


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B.1 Constitution du stock de référence à partir d’une souche de référence


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a En général, remise en suspension dans un bouillon nutritif avec maintien pour la revivification.

b Vérifier la morphologie des colonies à gram positif ou procéder à l’identification en effectuant les essais biochimiques.

c Par exemple, un milieu cryoprotecteur comme le bouillon TSB supplémenté avec 10 % à 15 % de glycérol.

d Les tubes cryogéniques peuvent contenir des billes.

e La surgélation à une température inférieure à −70 °C permet de prolonger le stockage. La durée de stockage à une température supérieure est limitée.[36]

f Peut aussi directement servir de culture de travail.

Figure B.1 — Logigramme de la constitution du stock de référence à partir d’une souche de référence


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B.2 Constitution de la culture de travail à partir du stock de référence

a Vérifier et archiver les documents, y compris contrôler la traçabilité de la souche de référence et ses caractéristiques pertinentes, si le stock de référence est d’origine externe.

b Ce mode opératoire est préférable.

c Ce mode opératoire peut être nécessaire pour certaines souches, par exemple pour les essais quan-titatifs. Documenter toutes les étapes.

d Ensemencer, par exemple, un tube de gélose TSA ou de TSA au sang de mouton en pente ou tout autre milieu adapté, faire incuber pendant 24 h et stocker à une température appropriée (de 18 °C à 25 °C ou de 2 °C à 8 °C, en fonction des micro-organismes) pendant jusqu’à quatre semaines.[36]

e Par exemple, un milieu cryoprotecteur tel que le bouillon TSB supplémenté avec de 10 % à 15 % de glycérol. La surgélation à une température inférieure à −70 °C permet de prolonger le stockage. La durée de stockage à une température supérieure est limitée.[36]


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Figure B.2 — Logigramme de la constitution de la culture de travail à partir du stock de référence


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Annexe C (normative)

Logigrammes des méthodes pour les essais de performance

C.1 Généralités

Voir Article 7.


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C.2 Méthode quantitative pour les milieux de culture solides: productivité et sélectivité (voir 7.2.2 et Figure C.1)

LégendePR ratio de productivitéSF facteur de sélectivitéLe ratio de productivité, PR, peut être utilisé pour comparer:a) un milieu non sélectif avec un milieu de référence non sélectif,b) un milieu sélectif avec un milieu de référence non sélectif,c) un milieu sélectif avec un milieu de référence sélectif.Pour l’incubation (voir le troisième niveau/carré de cette figure), voir 5.4.2.6.

Figure C.1 — Logigramme relatif aux essais quantitatifs des milieux de culture solides


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C.3 Méthode quantitative en tubes pour les essais de performance des milieux d’enrichissement liquides — Méthode de dilution jusqu’à extinction (voir 8.2 et Figure C.2)

Note Pour l’incubation (le cinquième niveau/carré de cette figure), voir 5.4.2.6.

Figure C.2 — Logigramme relatif aux essais de performance des milieux d’enrichissement liquides (méthode de dilution jusqu’à extinction)


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C.4 Méthode qualitative dans un seul tube pour les milieux d’enrichissement liq-uides sélectifs (avec les micro-organismes cibles, les micro-organismes non cibles ou un mélange de micro-organismes cibles et non cibles dans le même tube) (voir 8.3 et Figure C.3)

Note Pour l’incubation (le cinquième niveau/carré de cette figure), voir 5.4.2.6.

Figure C.3 — Logigramme relatif à la méthode qualitative dans un seul tube pour les milieux d’enrichissement liquides sélectifs


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C.5 Méthode qualitative dans un seul tube pour les milieux liquides non sélectifs et sélectifs: turbidité (voir 8.4 et Figure C.4)

Vérifier, en général, les caractéristiques de la croissance bactérienne pour chaque milieu liquide, par exemple production de gaz, variation de couleur, le cas échéant.

Note Pour l’incubation (le troisième niveau/carré de cette figure), voir 5.4.2.6.

Figure C.4 — Logigramme relatif aux essais qualitatifs des milieux liquides utilisant un seul tube (turbidité)


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Annexe D (informative)

Exempledefichedecontrôlepourl’enregistrementdesrésultats

des essais des milieux de culture

TableauD.1—Exempledefichedecontrôle

Fiche de contrôle pour les essais de qualité internes des milieux de culturemilieu de culture: volume préparé: date de répar-

tition:numéro de lot interne:

milieu déshydraté (et référence):

fournisseur: lot: quantité: date/signature:

Supplément: fournisseur: lot: quantité: date/signature:Détails de fabrication:Contrôle de qualité physiqueAspect attendu du milieu de culture déshydraté

Couleur normalefluide

qualité conforme:oui ⧠ non ⧠

défauts: date/signature:

pH attendu: pH mesuré: qualité conforme:oui ⧠ non ⧠


quantité répartie et/ou épaisseur de gélose atten-due:

observé(e): qualité conforme:oui ⧠ non ⧠


couleur attendue: observé(e): qualité conforme:oui ⧠ non ⧠


limpidité/présence d’arte-facts optiques attendue:



stabilité/consistance/taux d’humidité de la gélose attendu(e):



Contamination microbienneNombre de boîtes ou de tubes soumis à essai:

résultat: qualité conforme:

Nombre de boîtes ou de tubes contaminé(e)s:

date/signature:

Incubation: oui ⧠ non ⧠Croissance microbiologique – Productivité Méthode de contrôle Quantitative ⧠ Qualitative ⧠souches: critères: résultat: qualité conforme: date/signature:incubation:milieu de référence:

oui ⧠ non ⧠

Croissance microbiologique – Sélectivité Méthode de contrôle: Quantitative ⧠ Qualitative ⧠


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souches: critères: résultat: qualité conforme: date/signature:incubation:milieu de référence:

oui ⧠ non ⧠

Croissancemicrobiologique–Spécificité Méthode de contrôle: Quantitative ⧠ Qualitative ⧠souches: critères: résultat: qualité conforme: date/signature:incubation:milieu de référence:

oui ⧠ non ⧠

Libération du lotDétails sur les conditions de stockage: libération du lot oui ⧠ non ⧠ date/signature:

Tableau D.1 (suite)


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Annexe E (normative)

Micro-organismes test et critères de performance pour les milieux

de culture couramment utilisés en microbiologie alimentaire

La présente annexe donne des informations sur le milieu de culture, les conditions de culture, les micro-organismes test, le numéro de collection des souches test et les réactions attendues lors des essais de performance des milieux de culture.

Des souches spécifiques ont été sélectionnées pour les essais afin de garantir l’homogénéité entre les laboratoires et afin de faciliter la démonstration des différences entre les milieux (d’un lot à l’autre, entre les fabricants). Ces souches ont été entièrement évaluées afin de garantir leur adéquation et leur cohérence en termes de performance.

Lorsque plus d’une souche est répertoriée pour chaque aspect des essais de performance (productivité, sélectivité, spécificité), les souches à utiliser au minimum ont été indiquées par la lettre b. On s’attend à ce que les fournisseurs commerciaux et non commerciaux utilisent des souches supplémentaires, par exemple celles indiquées dans le Tableau E.1 pour s’assurer de la qualité des milieux de culture qu’ils fournissent.

Le Tableau E.1 a été établi en tenant compte des souches de contrôle utilisées dans la Pharmacopée européenne (PE) et les recommandations concernant la microbiologie alimentaire pour les milieux de culture du groupe de travail de l’ICFMH (International Committee on Food Microbiology and Hygiene, Comité international de microbiologie et d’hygiène alimentaires). Les critères doivent être inclus dans les Normes internationales spécifiques qui seront élaborées ou révisées. Un lot validé de milieu de culture est un lot dont il a été démontré que les performances sont satisfaisantes. Les numéros de souches spécifiés dans le Tableau E.1 sont ceux du catalogue des numéros d’identification universels de souches compilés par le World Data Centre for Microorganisms (WDCM) (Centre de données mondial sur les micro-organismes).[20] Ce catalogue contient les détails des souches de références représentées par chaque numéro WDCM et les coordonnées des collections de cultures. Tous les milieux mentionnés sont décrits dans des Normes européennes et internationales.

Si une variabilité de souches est détectée, étudier l’effet du milieu de culture (par exemple, en se procurant le même milieu auprès d’un fabricant différent) et obtenir une culture de référence supplémentaire issue de la collection de cultures où la souche a été déposée à l’origine. Les utilisateurs sont tenus de fournir toutes les informations pertinentes relatives à la variabilité des souches au GT 5, Milieux de culture, de l’ISO/TC 34/SC 9 via le secrétariat de l’ISO/TC 34/SC 9.


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Les notes de bas de tableau utilisés dans le Tableau E.1 sont les suivants:

a Les noms complets des milieux abrégés sont donnés dans le Tableau E.2.

b Souches à utiliser au minimum.

c Pour plus d’informations sur les numéros d’identification des souches de collection de culture et pour les coordonnées, se référer au catalogue de souche de référence disponible sur http://www.wfcc.info.

d Souche au choix; une des souches, au minimum, doit être utilisée.

e L: milieu liquide, S: milieu solide, SS: milieu semi-solide.

f croissance/turbidité est classée en: 0 — croissance/turbidité nulle, 1 — croissance/turbidité faible, 2 — croissance/turbidité marquée (voir 7.4.1.2, 8.4.1).

g Escherichia coli WDCM 00013 est celui donné par la norme spécifique.

h Escherichia coli WDCM 00013 est un fort producteur de β-D-glucuronidase et WDCM 00202 est un faible producteur de β-D-glucuronidase.

i Certaines restrictions nationales et directives peuvent nécessiter l’utilisation d’un sérovar diffé-rent. Se référer aux exigences nationales relatives au choix des sérovars de Salmonella.

j Dans le cas d’une utilisation à la fois quantitative et qualitative du milieu, seuls les résultats des essais quantitatifs sont requis (voir Tableau E.1).

k De plus amples détails concernant le contrôle qualité du milieu MSRV, y compris la concentration finale de l’inoculum et les critères, sont donnés dans l’ISO 6579.

l Si la gélose nutritive est destinée à deux ou trois applications différentes: procéder au minimum à l’essai de croissance de Salmonella (si le laboratoire teste ce micro-organisme).

m Si l’EPT est destinée à deux ou trois applications différentes: procéder au minimum à l’essai d’enrichissement de Salmonella (si le laboratoire teste ce micro-organisme).

n Choisir la ou les souches en fonction de la méthode pour laquelle TSA est utilisé comme milieu de référence.


NM ISO 11133:2021

http://www.wfcc.info


Projet

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ISO 11133:2014(F)

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ecti

fs p

our

le d

énom

brem

ent d

es m

icro

-org

anis

mes

Mil

ieua

Type

eM

icro

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a-ni

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Nor

me

inte

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WD

CMc

Mil

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eM

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Réa

ctio

n ca

ract

éris

tiqu

e

VRBG

SEn

tero

bact

eria

-ce

aeIS

O 21

528-

2Pr

oduc

ti-vi

té

(24

± 2)

h /

(3

7 ±

1 ) ° C

Esch

eric

hia

coli

0001

2b

0001

3

TSA

Qua

ntit

a-ti

veP R

≥ 0

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loni

es ro

ses à

roug

es a

vec o

u sa

ns h

alo

de p

réci

pita

tion

Salm

onel

la

Typh

imur

ium

d,i

Salm

onel

la

Ente

ritid

isd,

i

0003

1 00

030

Séle

ctiv

itéEn

tero

cocc

us fa

ecal

isd

0000

9 ou

000

87—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0)

—

VRBL

SCo

lifor

mes

ISO

4832

Prod

ucti-

vité

(24

± 2)

h /

(3

0 ±

1) °C

Esch

eric

hia

coli

0001

2b

0001

3TS

AQ

uant

ita-

tive

P R ≥

0,5

Colo

nies

roug

e po

urpr

e av

ec o

u sa

ns h

alo

de p

réci

pita

tion

Séle

ctiv

itéEn

tero

cocc

us fa

ecal

isd

0000

9 ou

000

87—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0)

—

Spéc

ifici

téPs

eudo

mon

as

aeru

gino

sa00

025

Qua

litat

ive

—Co

loni

es in

colo

res à

bei

ges

Mil

ieux

non

sél

ecti

fs p

our

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anis

mes

Mil

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Type

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icro

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Nor

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tion

Incu

bati

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con

trôl

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umér

os

WD

CMc

Mil

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Crit

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ctio

ns c

arac

téri

stiq

ues

PCA

MPC

A

SD

énom

brem

ent

des c

olon

ies

ISO

4833

Prod

ucti-

vité

(72

± 3)

h /

( 3

0 ±

1) °C

Baci

llus s

ubtil

is ss

p.

spiz

izen

ii00

003b

TSA

Qua

ntit

a-ti

veP R

≥ 0

,7—

Esch

eric

hia

coli

0001

2b

0001

3

Stap

hylo

cocc

us a

ureu

s00

034


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

E.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

d’e

nric

hiss

emen

t sél

ecti

fs

Mil

ieua

Type

eM

icro

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a-ni

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Nor

me

inte

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ale

Fonc

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bati

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trôl

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CMc

Mil

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stiq

ues

des

mic

ro-o

rgan

ism

es c

ible

s

Bolto

nL

Cam

pylo

bact

er

ISO

1027

2-1

Prod

ucti-

vité

(5 ±

1) h

/

( 37

± 1 )

° C

puis

(4

4 ±

4) h

/

(41,

5 ±

1) °C

m

icro

aér

obio

se

Cam

pylo

bact

er je

juni

d00

156

ou 0

0005

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

olon

ies

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CCDA

Colo

nies

gri

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es, p

late

s et

hum

ides

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fois

ave

c un

refle

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étal

lique

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li d

0001

2 ou

000

13

+ Pr

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s mir

abili

s00

023

Cam

pylo

bact

er c

oli

0000

4

+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

+ Pr

oteu

s mir

abili

s00

023

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0) s

ur

TSA

—Pr

oteu

s mir

abili

s00

023

EEL

Ente

roba

cter

- ia

ceae

ISO

2152

8-1

Prod

ucti-

vité

(24

± 2)

h /

( 3

7 ±

1) °C

Esch

eric

hia

coli

0001

2b

0001

3

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

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ies

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RBG

Colo

nies

rose

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hal

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pré

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n

+ En

tero

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0000

9 ou

000

87

Salm

onel

la

Typh

imur

ium

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Salm

onel

la E

nter

itid

isd,

i

0003

1 00

030

+ En

tero

cocc

us fa

ecal

is d

0000

9 ou

000

87

Séle

ctiv

itéEn

tero

cocc

us fa

ecal

isd

0000

9 ou

000

87—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0) s

ur

TSA

—


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

E.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

d’e

nric

hiss

emen

t sél

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Mil

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des

mic

ro-o

rgan

ism

es c

ible

s

Fras

er

L Li

ster

ia

mon

ocyt

ogen

es

ISO

1129

0-1

Prod

ucti-

vité

(48

± 2)

h /

(3

7 ±

1 ) ° C

List

eria

m

onoc

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enes

4b

0002

1b

—Q

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ativ

e

> 10

col

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s su

r gél

ose

Lis-

teri

a se

lon

Ott

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ni e

t Ag

osti

Colo

nies

ble

u-ve

rt a

vec h

alo

opaq

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+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

+ En

tero

cocc

us fa

ecal

is d

0000

9 ou

000

87

List

eria

m

onoc

ytog

enes

1/2

a00

109

+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

+ En

tero

cocc

us fa

ecal

is d

0000

9 ou

000

87

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

) sur

TS

A—

Ente

roco

ccus

faec

alis

d00

009

ou 0

0087

—Q

ualit

ativ

e<

100

colo

nies

su

r TSA

—

Giol

itti

Cant

oni

LSt

aphy

loco

ques

à

coag

ulas

e po

siti

ve

ISO

6 888

-3Pr

oduc

ti-vi

té(2

4 ±

2 ) h

à

( 48

± 2

h ) /

( 3

7 ±

1) °C

Stap

hylo

cocc

us a

ureu

s00

034b

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

olon

ies

sur B

aird

-Par

-ke

r ou

RPF

A

Colo

nies

car

acté

rist

ique

s co

rres

pond

ant à

cha

que

mili

eu

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r ISO

688

8-1

pour

Bai

rd-

Park

er e

t ISO

688

8-2

pour

RP

FA)

+ Es

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

Stap

hylo

cocc

us a

ureu

s00

032

+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

Séle

ctiv

ité(4

8° ±

°2) h

/

(37

± 1)

°CEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

) sur

TS

A—


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

E.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

d’e

nric

hiss

emen

t sél

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Type

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mic

ro-o

rgan

ism

es c

ible

s

Fras

er d

emi

LLi

ster

ia

mon

ocyt

ogen

esIS

O 11

290-

1Pr

oduc

ti-vi

té

(24

± 2)

h /

(3

0 ±

1 ) ° C

List

eria

m

onoc

ytog

enes

4b

0002

1b

—Q

ualit

ativ

e

> 10

col

onie

s su

r gél

ose

Lis-

teri

a se

lon

Ott

avia

ni e

t Ag

osti

Colo

nies

ble

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rt a

vec h

alo

opaq

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+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

+ En

tero

cocc

us fa

ecal

is d

0000

9 ou

000

87

List

eria

mon

ocy-

toge

nes 1

/2a

0010

9

+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

+ En

tero

cocc

us fa

ecal

is d

0000

9 ou

000

87

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

) sur

TS

A—

Ente

roco

ccus

faec

alis

d00

009

ou 0

0087

—Q

ualit

ativ

e<

100

colo

nies

su

r TSA

—

ITC

LYe

rsin

ia

ente

roco

litic

aIS

O 10

273

Prod

ucti-

vité

(44

± 4 )

h /

( 2

5 ±

1) °C

Yers

inia

ent

eroc

oliti

ca00

038b

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

olon

ies

sur C

IN o

u SS

DC

Colo

nies

car

acté

rist

ique

s co

rres

pond

ant à

cha

que

mili

eu

(voi

r ISO

102

73)

+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

+ Ps

eudo

mon

as a

erug

i-no

sa00

025

Yers

inia

ent

eroc

oliti

ca00

160

+ Es

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

+ P s

eudo

mon

as

aeru

gino

sa00

025

Séle

ctiv

itéPs

eudo

mon

as a

erug

inos

a00

025

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

) sur

TS

A—

Prot

eus m

irab

ilis

0002

3


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

E.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

d’e

nric

hiss

emen

t sél

ecti

fs

Mil

ieua

Type

eM

icro

-org

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smes

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me

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r-na

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Fonc

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bati

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trôl

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os

WD

CMc

Mil

ieu

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eM

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cont

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Crit

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ctio

ns c

arac

téri

stiq

ues

des

mic

ro-o

rgan

ism

es

cibl

es

MK

TTn

LSa

lmon

ella

ISO

6579

Prod

ucti-

vité

(24

± 3)

h /

(3

7 ±

1) °C

Salm

onel

la E

nter

itid

isd,

i Sa

lmon

ella

Ty

phim

uriu

md,

i

0003

0 00

031

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

olon

ies

sur X

LD o

u su

r un

aut

re m

ilieu

au

cho

ix

Colo

nies

car

acté

rist

ique

s cor

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spon

dant

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haqu

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ilieu

(v

oir I

SO 6

579)

+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

+ Ps

eudo

mon

as a

erug

i-no

sa00

025

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le

≤ 10

0 co

loni

es

sur T

SA—

Ente

roco

ccus

faec

alis

d00

009

ou 0

0087

—Q

ualit

ativ

e<

10 c

olon

ies

sur T

SA—

MSR

VkSS

Salm

onel

laIS

O 65

79Pr

oduc

ti-vi

té

2 ×

(24

± 3)

h /

(4

1,5

± 1)

°C

Salm

onel

la E

nter

itid

isd,

i00

030

—Q

ualit

ativ

e

Zone

trou

ble

gris

-bla

nc

s’éte

ndan

t ho

rs d

e la

ou

des g

outt

es

ense

men

cées

. Ap

rès 2

4 h

à 48

h, l

a m

igra

-tio

n de

la o

u de

s zo

nes t

roub

les

des g

outt

es

dans

la b

oîte

se

ra (p

resq

ue)

tota

le.

Autr

e ré

actio

n po

ssib

le: c

olo-

nies

car

acté

rist

ique

s apr

ès

repi

quag

e su

r XLD

kSa

lmon

ella

Ty

phim

uriu

md,

i00

031

Séle

ctiv

ité

Esch

eric

hia

colid

0001

2 ou

000

13—

Qua

litat

ive

Croi

ssan

ce p

os-

sibl

e à

l’end

roit

de la

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des

gout

tes e

nse-

men

cées

san

s zo

ne tr

oubl

e.

—

Ente

roco

ccus

faec

alis

d00

009

ou 0

0087

—Q

ualit

ativ

eCr

oiss

ance

nul

le—


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

E.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

d’e

nric

hiss

emen

t sél

ecti

fs

Mil

ieua

Type

eM

icro

-org

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smes

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r-na

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Fonc

tion

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bati

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trôl

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umér

os

WD

CMc

Mil

ieu

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réfé

renc

eM

étho

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de

cont

rôle

Crit

ères

Réa

ctio

ns c

arac

téri

stiq

ues

des

mic

ro-o

rgan

ism

es c

ible

s

MM

GL

Esch

eric

hia

coli

β-d-

gluc

uron

idas

e po

siti

ve

ISO

1664

9-3

Prod

ucti-

vité

(24

± 2)

h /

(3

7 ±

1) °C

Esch

eric

hia

coli

0001

2b

0001

3—

Qua

litat

ive

Prod

uctio

n d’

acid

eCo

uleu

r pas

sant

au

jaun

e

Séle

ctiv

itéEn

tero

cocc

us fa

ecal

isd

0000

9 ou

000

87—

Qua

litat

ive

Croi

ssan

ce

nulle

—

PSB

LYe

rsin

ia

ente

roco

litic

aIS

O 10

273

Prod

ucti-

vité

3 à

5 j o

urs /

(2

5 ±

1) °C

Yers

inia

ent

eroc

oliti

ca00

038b

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

olon

ies

sur C

IN o

u SS

DC

Colo

nies

car

acté

rist

ique

s co

rres

pond

ant à

cha

que

mili

eu

(voi

r ISO

102

73)

+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

+ Ps

eudo

mon

as a

erug

i-no

sa00

025

Yers

inia

ent

eroc

oliti

ca00

160

+ Es

cher

ichi

a co

li d

0001

2 ou

000

13

+ Ps

eudo

mon

as a

erug

i-no

sa00

025

Séle

ctiv

itéPs

eudo

mon

as a

erug

inos

a00

025b

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

) sur

TS

A—

Prot

eus m

irab

ilis

0002

3

RVS

LSa

lmon

ella

ISO

6579

Prod

ucti-

vité

(24

± 3)

h /

(4

1,5

± 1)

°C

Salm

onel

la E

nter

itid

isd,

i Sa

lmon

ella

Ty

phim

uriu

md,

i

0003

0 00

031

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

olon

ies

sur X

LD o

u su

r un

autr

e m

ilieu

au

choi

x

Colo

nies

car

acté

rist

ique

s co

rres

pond

ant à

cha

que

mili

eu

(voi

r ISO

657

9)+

E sch

eric

hia

c oli

d00

012

ou 0

0013

+ Ps

eudo

mon

as a

erug

i-no

sa00

025

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

part

ielle

≤

100

colo

nies

su

r TSA

—

Ente

roco

ccus

faec

alis

d00

009

ou 0

0087

—Q

ualit

ativ

e<

10 c

olon

ies

sur T

SA—


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

E.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

d’e

nric

hiss

emen

t sél

ecti

fs

Mil

ieua

Type

eM

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-org

a-ni

smes

Nor

me

inte

r-na

tion

ale

Fonc

tion

Incu

bati

onSo

uche

s de

con

trôl

eN

umér

os

WD

CMc

Mil

ieu

de

réfé

renc

eM

étho

de

de

cont

rôle

Crit

ères

Réa

ctio

ns c

arac

téri

stiq

ues

des

mic

ro-o

rgan

ism

es c

ible

s

TSPB

LBa

cillu

s cer

eus

ISO

2187

1Pr

oduc

ti-vi

té(4

8 ±

4) h

/

(30

± 1)

°C

Baci

llus c

ereu

s00

001

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

olon

ies

sur P

EMBA

ou

MYP

Colo

nies

car

acté

rist

ique

s co

rres

pond

ant à

cha

que

mili

eu

(voi

r ISO

218

71)

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a c o

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

) sur

TS

A—

Mil

ieux

liqu

ides

non

sél

ecti

fs

Mil

ieua

Type

eM

icro

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a-ni

smes

Nor

me

inte

r-na

tion

ale

Fonc

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Incu

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os

WD

CMc

Mil

ieu

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eM

étho

de

de

cont

rôle

Crit

ères

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ctio

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arac

téri

stiq

ues

BHI

LSt

aphy

loco

ques

à

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ulas

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ve

ISO

6888

-1

ISO

6888

-3Pr

oduc

ti-vi

té(2

4 ±

2) h

/

(37

± 1)

°CSt

aphy

loco

ccus

aur

eus

0003

4—

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litat

ive

Turb

idité

(1-2

)f—

Bruc

ella

LCa

mpy

loba

cter

ISO

1027

2 (t

oute

s les

pa

rtie

s)

Prod

ucti-

vité

2 à

5 jo

urs /

(4

1,5

± 1)

°C

en m

icro

aéro

-bi

ose

Cam

pylo

bact

er je

juni

d00

156

0000

5—

Qua

litat

ive

Turb

idité

(1-2

)f—

Cam

pylo

bact

er c

olid

0000

4

Dilu

ants

po

ur

appl

icat

ions

pa

rtic

u-liè

res,

par

exem

ple

EPT

avec

po

urpr

e de

br

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ré-

sol

LLi

quid

es d

e di

lutio

nIS

O 68

87

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tes l

es

part

ies)

Dilu

ant

45 m

in à

1 h

/

(20

à 25

) °C

Esch

eric

hia

colid

0001

2 ou

00

013

TSA

Qua

ntit

a-ti

ve

± 30

% p

rès

du n

ombr

e de

col

onie

s à

l’ins

tant

T0

(à ±

30

% p

rès

du n

ombr

e d’

orig

ine)

—St

aphy

loco

ccus

aur

eus

0003

4b

Solu

tion

de R

inge

r di

luée

au

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t

LLi

quid

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lutio

nIS

O 68

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eric

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ine)

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lutio

n pe

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ée

Stap

hylo

cocc

us a

ureu

s00

034b

Solu

tion

pept

one-

sel

Solu

tion

tam

pon

de

phos

phat

e


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

E.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

liqu

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non

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fs

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eM

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ns c

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téri

stiq

ues

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ium

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rfri

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O 79

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té(2

1 ±

3) h

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(37

± 1)

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m p

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inge

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007

—Q

ualit

ativ

eTu

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—

TSYE

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m

onoc

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enes

ISO

1129

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s les

pa

rtie

s)

Prod

ucti-

vité

(21

± 3)

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(2

5 ±

1) °C

List

eria

m

onoc

ytog

enes

4b

0002

1b

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-2)f

—Li

ster

ia

mon

ocyt

ogen

es 1

/2a

0010

9

Mil

ieux

d’is

olem

ent s

élec

tifs

Mil

ieua

Type

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icro

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stiq

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se L

is-

teri

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lon

Ott

avia

ni e

t Ag

ostij

SLi

ster

ia

mon

ocyt

ogen

esIS

O 11

290-

1Pr

oduc

ti-vi

té

(44

± 4)

h /

( 3

7 ±

1) °C

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onoc

ytog

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4b

0002

1b

—Q

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ativ

eBo

nne

croi

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nce

(2)

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nies

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rt a

vec h

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ster

ia

mon

ocyt

ogen

es 1

/2a

0010

9

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

)—

Ente

roco

ccus

faec

alis

d00

009

ou 0

0087

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ifici

téLi

ster

ia in

nocu

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017

—Q

ualit

ativ

e—

Colo

nies

ble

u-ve

rt s

ans h

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ue


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

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ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

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E.1

— (s

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Mil

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d’is

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Type

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stiq

ues

mCC

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SCa

mpy

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cter

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oute

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ucti-

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(44

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(4

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°C

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icro

-aér

o-bi

ose

Cam

pylo

bact

er

jeju

ni00

156b

00

005

—Q

ualit

ativ

eBo

nne

croi

s-sa

nce

(2)

Colo

nies

gri

sâtr

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late

s et

hum

ides

, par

fois

ave

c un

refle

t m

étal

lique

Cam

pylo

bact

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oli

0000

4

Séle

ctiv

ité

Esch

eric

hia

colid

0000

12

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

e

Inhi

bitio

n to

tale

ou

par-

tielle

(0 −

1)

Aucu

ne c

olon

ie c

arac

téri

stiq

ue

Stap

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cocc

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034

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ualit

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tota

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)—

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MAC

SEs

cher

ichi

a co

li O1

57IS

O 16

654

Prod

ucti-

vité

(21

± 3)

h /

(3

7 ±

1) °C

Esch

eric

hia

coli

O157

:H7

0001

4

(sou

che

non

toxi

no-

gène

)

—Q

ualit

ativ

eBo

nne

croi

s-sa

nce

(2)

Colo

nies

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spar

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s ave

c un

aspe

ct b

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jaun

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un

diam

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d’e

nvir

on 1

mm

Séle

ctiv

itéSt

aphy

loco

ccus

aur

eusd

0003

2 ou

000

34—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0)

—

Esch

eric

hia

colid

0001

2 ou

000

13—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n pa

rtie

lle (1

)Cr

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ance

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quel

ques

col

o-ni

es ro

ses

CIN

SSD

C

SYe

rsin

ia

ente

roco

litic

aIS

O 10

273

Prod

ucti-

vité

(21

± 3)

h /

(3

0 ±

1) °C

Yers

inia

ent

eroc

oliti

ca00

038b

00

160

—Q

ualit

ativ

eBo

nne

croi

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(2)

Colo

nies

car

acté

rist

ique

s co

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pond

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mili

eu

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r ISO

10 2

73)

Séle

ctiv

ité

Esch

eric

hia

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0001

2 ou

000

13—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

ou

par-

tielle

(0 −

1)

Aucu

ne c

olon

ie c

arac

téri

stiq

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hylo

cocc

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ualit

ativ

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tota

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NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

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ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

E.1

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C

SVi

brio

spp.

au

tres

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V

ibri

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ra-

haem

olyt

icus

/

V. c

hole

rae

ISO/

TS 2

1872

-2Pr

oduc

ti-vi

té

(24

± 3 )

h /

(3

7 ±

1) °C

Vibr

io v

ulni

ficus

0018

7b—

Qua

litat

ive

Bonn

e cr

ois-

sanc

e (2

)Co

loni

es ja

unes

ent

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es

d’un

e co

lora

tion

jaun

e da

ns le

m

ilieu

Vibr

io c

hole

rae

non-

O1/n

on-O

139

0020

3b—

Qua

litat

ive

Bonn

e cr

ois-

sanc

e (2

)Co

loni

es v

iole

ttes

ent

ouré

es

d’un

e co

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tion

viol

ette

dan

s le

mili

eu

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

ou

000

90—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0)

—

MYP

jS

Baci

llus c

ereu

sIS

O 21

871

Prod

ucti-

vité

(21

± 3)

h

à 48

h / (

30 ±

1) °C

Baci

llus c

ereu

s00

001

—Q

ualit

ativ

eBo

nne

croi

s-sa

nce

(2)

Colo

nies

rose

s ave

c hal

o de

pr

écip

itat

ion

Séle

ctiv

ité(4

4 ±

4) h

/

(30

± 1)

°C

Esch

eric

hia

colid

0001

2 ou

000

13—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0)

—

Spéc

ifici

téBa

cillu

s sub

tilis

ssp.

sp

iziz

enii

0000

3—

Qua

litat

ive

—Co

loni

es ja

unes

san

s hal

o de

pr

écip

itat

ion

PEM

BAS

Baci

llus c

ereu

sIS

O 2 1

871

Prod

ucti-

vité

(21

± 3 )

h

à (4

4 ±

4) h

/

(37

± 1)

°CBa

cillu

s cer

eus

0000

1—

Qua

litat

ive

Bonn

e cr

ois-

sanc

e (2

)Co

loni

es b

leu

turq

uois

e av

ec

halo

de

préc

ipit

atio

n

Séle

ctiv

ité(4

4 ±

4) h

/

( 37

± 1 )

° C

Esch

eric

hia

colid

0001

2 ou

000

13—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0)

—

Spéc

ifici

téBa

cillu

s sub

tilis

ssp.

sp

iziz

enii

0000

3—

Qua

litat

ive

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loni

es b

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hes s

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de

préc

ipit

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n

SDS

SVi

brio

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Qua

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Bonn

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halo

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(0)

—


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

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Tabl

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— (s

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rôle

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téri

stiq

ues

TBXj

SEs

cher

ichi

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d-gl

ucur

onid

ase

posi

tive

ISO

1664

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Prod

ucti-

vité

(21

± 3)

h /

(4

4 ±

1) °C

Esch

eric

hia

colih

0001

2d

0001

3d

0020

2b—

Qua

litat

ive

Bonn

e cr

ois-

sanc

e (2

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loni

es b

leue

s

Séle

ctiv

itéEn

tero

cocc

us fa

ecal

isd

0000

9 ou

000

87—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0)

—

Spéc

ifici

téCi

trob

acte

r fre

undi

i

Pseu

dom

onas

aer

ugin

osa

0000

6b

0002

5—

Qua

litat

ive

—Co

loni

es b

lanc

hes à

ver

t-bei

ge

TCBS

SVi

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NM ISO 11133:2021



Projet

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ISO 11133:2014(F)

Tableau E.2 — Abréviations utilisées pour les milieux dans le Tableau E.1

Abréviation du milieu Nom complet du milieu Norme internationaleBaird-Parker Gélose Baird-Parker ISO 6888-1

BLBVB Bouillon lactosé bilié au vert brillant ISO 4831

BHI Bouillon à l’infusion cœur-cervelleISO 6888-1 et

ISO 6888-3Bolton Bouillon Bolton ISO 10272-1

EPT Eau peptonée tamponnée

ISO 6887 (toutes les parties) ISO 6579

ISO 11290-2ISO 21528-1

Brucella Bouillon Brucella ISO 10272 (toutes les parties)CFC Gélose cétrimide, fucidine, céphaloridine ISO 13720CIN Gélose cefsulodine, irgasan, novobiocine ISO 10273CPC Gélose cellobiose-polymyxine B-colistine ISO/TS 21872-2

CT-SMAC Gélose MacConkey-sorbitol avec tellurite-cefixime ISO 16654DG18 Gélose dichloran glycérol ISO 21527-2DRBC Gélose dichloran rose bengale chloramphénicol ISO 21527-1

EC Bouillon EC ISO 7251

EE Bouillon glucosé tamponné à la bile de bœuf et au vert brillant ISO 21528-1

Fraser Bouillon Fraser ISO 11290-1Fraser demi Bouillon Fraser-demi ISO 11290-1

IS («TS») Gélose au sulfite de fer («gélose tryptose sulfite») ISO 15213ITC Bouillon irgasan ticarcilline chlorate de potassium ISO 10273

LST Bouillon tryptosé au lauryl-sulfateISO 4831 et

ISO 7251

mCCDA Gélose modifiée à la céfopérazone, au charbon et au désoxycholate ISO 10272 (toutes les parties)

mCPC Gélose cellobiose polymyxine B colistine modifiée ISO/TS 21872-2

MKTTn Bouillon Müller-Kauffmann tétrathionate-novobio-cine ISO 6579

MMG Bouillon minéral glutamate modifié ISO 16649-3

MPCA Gélose pour dénombrement au lait écrémé/gélose pour dénombrement au lait ISO 4833

MRS Milieu MRS (de Man, Rogosa et Sharpe) ISO 15214MSRV = Milieu Rappaport-Vassiliadis semi-solide modifié ISO 6579MYP Gélose mannitol, jaune d’œuf, polymyxine ISO 7932PCA Gélose pour dénombrement ISO 4833

PEMBA Gélose polymyxine, pyruvate, jaune d’œuf, manni-tol, bleu de bromothymol ISO 21871

PPA Gélose à la pénicilline et à la pimaricine ISO/TS 11059PSB Bouillon peptone, sorbitol, sels biliaires ISO 10273

RPFA Gélose au plasma de lapin et au fibrinogène ISO 6888-2


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Abréviation du milieu Nom complet du milieu Norme internationaleRVS Bouillon peptoné de Rappaport-Vassiliadis au soja ISO 6579SDA Gélose Sabouraud dextrose —

SDS Gélose dodécyl sulfate de sodium polymyxine saccharose ISO/TS 21872-2

SSDC Gélose Salmonella Shigella au désoxycho-late de sodium ISO 10273

TBX Gélose tryptone bile X glucuronide ISO 16649 (toutes les parties)

TCBS Gélose thiosulfate – citrate – sels biliaires – saccharose ISO/TS 21872-1

Thioglycolate Milieu liquide au thioglycolate ISO 7937TSA Gélose tryptone soja —

TSC/SC Gélose sulfite cyclosérine/ Gélose tryptose sul-fite cyclosérine sans jaune d’œuf ISO 7937

TSPB Bouillon de tryptone, soja et polymyxine ISO 21871TSYEA Gélose à la tryptone de soja et à l’extrait de levure ISO 11290 (toutes les parties)TSYEB Bouillon à la tryptone de soja et à l’extrait de levure ISO 11290 (toutes les parties)

VRBG Gélose glucosée biliée au cristal violet et au rouge neutre ISO 21528 (toutes les parties)

VRBL Gélose lactosée biliée au cristal violet et au rouge neutre ISO 4832

XLD Gélose xylose-lysine-désoxycholate ISO 6579

Tableau E.2 (suite)


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Annexe F (normative)

Micro-organismes test et critères de performance pour les milieux

de culture couramment utilisés en microbiologie des eaux

Des souches spécifiques ont été sélectionnées pour les essais afin de garantir l’homogénéité entre les laboratoires et afin de faciliter la démonstration des différences entre les milieux (d’un lot à l’autre, entre les fabricants). Les souches spécifiées dans le Tableau F.1 ont été entièrement évaluées afin de garantir leur adéquation et leur homogénéité en termes de performance.

Lorsque plus d’une souche est répertoriée pour chaque aspect des essais de performance (productivité, sélectivité, spécificité), les souches minimales à utiliser ont été indiquées par la lettre b. On s’attend à ce que les fournisseurs commerciaux et non commerciaux utilisent des souches supplémentaires, par exemple celles indiquées dans le Tableau F.1 pour s’assurer de la qualité des milieux de culture qu’ils fournissent.

Les critères mentionnés doivent être inclus dans les normes spécifiques en cours d’élaboration (nouvelles normes ou révisions). Un lot validé de milieux est un lot dont il a été démontré que les performances sont satisfaisantes. Les numéros de souches spécifiés dans le Tableau F.1 sont ceux du catalogue des numéros d’identification universels de souches compilé par le World Data Centre for Microorganisms (WDCM) (Centre de données mondial sur les micro-organismes).[20] Ce catalogue contient les détails des souches de références représentées par chaque numéro WDCM et les coordonnées des collections de cultures. Tous les milieux mentionnés sont décrits dans des normes EN et ISO.

Si une variabilité des souches est détectée, étudier l’effet du milieu de culture (par exemple, en se procurant le même milieu auprès d’un fabricant différent) et obtenir une culture de référence supplémentaire issue de la même collection de cultures que la souche sujette à variabilité. Les utilisateurs sont tenus de fournir toutes les informations pertinentes relatives à la variabilité des souches au GT 5, Milieux de culture, de l’ISO/TC 34/SC 9 via le secrétariat de l’ISO/TC 34/SC 9.


NM ISO 11133:2021

Projet

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ISO 11133:2014(F)

Les notes de bas de tableau utilisés dans le Tableau F.1 sont les suivants:

a Les noms complets des milieux abrégés sont donnés dans le Tableau F.2.

b Souches à utiliser au minimum.

c Pour plus d’informations sur les numéros d’identification des souches de collection de culture et pour les coordonnées, se référer au catalogue de souche de référence disponible sur http://www.wfcc.info.

d Souche au choix: une des souches au minimum doit être utilisée.

e L: milieu liquide, S: milieu solide, SS: milieu semi-solide.

f De plus amples détails concernant le contrôle qualité des milieux destinés à la Legionella, y com-pris le stockage des souches de contrôle, sont donnés dans l’ISO 11731.

g De plus amples détails concernant le contrôle qualité et les critères de qualité du milieu MUG/EC sont donnés dans l’’ISO 9308-3:1998, Annexe E. La sélectivité n’est pas spécifiée dans la norme.

h De plus amples détails concernant le contrôle et les critères de qualité du milieu MUD/SF sont donnés dans l’ISO 7899-1:1998, Annexe E.

i Certaines restrictions nationales et directives peuvent nécessiter l’utilisation d’un sérovar diffé-rent. Se référer aux exigences nationales relatives au choix des sérovars de Salmonella.

j La croissance/turbidité est classée en: 0 — croissance/turbidité nulle, 1 — croissance/turbidité faible, 2 — croissance/turbidité marquée (voir 7.4.1.2, 8.4.1).

k Si l’EPT est utilisée pour deux applications différentes: procéder au minimum à l’essai d’enrichis-sement de Salmonella (si le laboratoire teste ce micro-organisme).

l Choisir la ou les souches en fonction de la méthode pour laquelle TSA est utilisé comme milieu de référence.


NM ISO 11133:2021



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idiu

m b

iferm

enta

ns00

079

—Q

ualit

ativ

e—

Colo

nies

ble

ues,

essa

i à la

pho

s-ph

atas

e né

gati

f

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

)—

Pseu

do-

mon

as C

NS

Pseu

dom

onas

ae

rugi

nosa

ISO

1626

6Pr

oduc

ti-vi

té

(44

± 4)

h /

(3

6 ±

2) °C

Pseu

dom

onas

aer

ugin

osa

0002

4b

0002

5 00

026

Lot d

e m

ilieu

Ps

eudo

mo-

nas C

N d

éjà

valid

é

Qua

ntit

a-ti

veP R

≥ 0

,7Co

loni

es b

leu-

vert

ave

c flu

ores

cenc

e so

us lu

miè

re U

V (3

60 ±

20

nm)

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

)—

Ente

roco

ccus

faec

alis

d00

009

ou 0

0087


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

F.1

— (s

uite

)


brem



Mil

ieua

Type

eM

icro

-org

a-ni

smes

Nor

me

inte

r-na

tion

ale

Fonc

tion

Incu

bati

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uche

s de

con

trôl

eN

umér

os

WD

CMc

Mil

ieu

de

réfé

renc

eM

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de

de

cont

rôle

Crit

ères

Réa

ctio

ns c

arac

téri

stiq

ues

Slan

etz

et

Bart

ley

SEn

téro

coqu

es

inte

stin

aux

ISO

7899

-2Pr

oduc

ti-vi

té

(44

± 4)

h /

(3

6 ±

2) °C

Ente

roco

ccus

faec

alis

0000

9b

0008

7 00

176

Lot d

e m

ilieu

Sl

anet

z et

Ba

rtle

y dé

jà v

alid

é

Qua

ntit

a-ti

veP R

≥ 0

,7Co

loni

es ro

uges

, mar

ron

ou

rose

sEn

tero

cocc

us fa

eciu

md

0017

7 00

178

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

)—

Stap

hylo

cocc

us a

ureu

sd00

032

ou 0

0034


brem



Mil

ieua

Type

eM

icro

-org

a-ni

smes

Nor

me

inte

r-na

tion

ale

Fonc

tion

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Mil

ieu

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e fe

r

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lfite

(TS)

SAn

aéro

bies

sul

-fit

o-ré

duct

eurs

(c

lost

ridi

a)

ISO

6461

-2Pr

oduc

ti-vi

té(4

4 ±

4) h

/

(37

± 1)

°C

en a

naér

obio

se

Clos

trid

ium

per

frin

gens

0000

7b

0008

0

Lot d

e m

ilieu

au

sulfi

te d

e fe

r ou

TS

déjà

val

idé

Qua

ntit

a-ti

veP R

≥ 0

,7Co

loni

es n

oire

s

Spéc

ifici

téEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

e—

Aucu

n no

irci

ssem

ent

TSC

SCl

ostr

idiu

m

perf

ring

ens

ISO

1 418

9Pr

oduc

ti-vi

té(2

1 ±

3) h

/

( 44

± 1 )

° C

en a

naér

obio

se

Clos

trid

ium

per

frin

gens

0000

7b

0008

0 00

174

Lot d

e m

ilieu

TSC

dé

jà v

alid

éQ

uant

ita-

tive

P R ≥

0,7

Colo

nies

noi

res

Séle

ctiv

itéBa

cillu

s sub

tilis

ssp.

sp

iziz

enii

0000

3—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

n to

tale

(0)

—

Mil

ieux

non

sél

ecti

fs p

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le d

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brem

ent d

es m

icro

-org

anis

mes

Mil

ieua

Type

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icro

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a-ni

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Mil

ieu

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renc

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de

cont

rôle

Crit

ères

Réa

ctio

ns c

arac

téri

stiq

ues

YEA

SFl

ore

tota

leIS

O 62

22Pr

oduc

ti-vi

té(4

4 ±

4) h

/

(36

± 2)

°C

Esch

eric

hia

colid

0001

2 ou

000

13Lo

t de

mili

eu Y

EA

déjà

val

idé

Qua

ntit

a-ti

veP R

≥ 0

,7—

Baci

llus s

ubtil

is ss

p.

spiz

izen

ii00

003


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

F.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

d’e

nric

hiss

emen

t sél

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fs

Mil

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Type

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Mil

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cont

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ères

Réa

ctio

ns c

arac

téri

stiq

ues

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n Pr

esto

nL

Cam

pylo

bact

erIS

O 17

995

Prod

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vité

(44

± 4)

h /

(3

7 ±

1) °C

en

mic

roaé

ro-

bios

e

Cam

pylo

bact

er je

juni

0015

6b

0000

5

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

olon

ies

sur m

CCDA

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tes c

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ies p

late

s ou

conv

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ave

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sur

face

br

illan

te

+ E

sche

rich

ia c

oli

d00

012

ou 0

0013

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oteu

s mir

abili

s00

023

Cam

pylo

bact

er c

oli

0000

4b

+ E

sche

rich

ia c

oli

d00

012

ou 0

0013

+ Pr

oteu

s mir

abili

s00

023

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

) sur

TS

A—

Prot

eus m

irab

ilis

0002

3

MUG

/ECg

LEs

cher

ichi

a co

li /b

acté

ries

co

lifor

mes

ISO

9308

-3Pr

oduc

ti-vi

té48

h/

(44

± 0 ,

5) ° C

Esch

eric

hia

coli

0017

9Le

s dét

ails

de

la m

étho

de d

e co

ntrô

le e

t des

cri

tère

s de

qual

ité d

u m

ilieu

M

UG/E

C so

nt d

onné

s dan

s l’IS

O 9 3

08-3

:199

8, A

nnex

e E.

MU

D/SF

hL

Enté

roco

ques

in

test

inau

xIS

O 78

99-1

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ucti-

vité

(44

± 4 )

h /

( 4

4 ±

0,5)

°C

Ente

roco

ccus

faec

alis

0017

6

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étai

ls d

e la

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de

cont

rôle

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es c

ritè

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e qu

alité

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mili

eu

MU

D/SF

sont

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nés d

ans l

’ISO

7899

-1:1

998,

Ann

exe

E.

Ente

roco

ccus

hir

ae00

089

Ente

roco

ccus

faec

ium

0017

8

Séle

ctiv

itéAe

roco

ccus

vir

idan

s00

061

Lact

ococ

cus l

acti

s00

016

Stap

hylo

cocc

us e

pide

r-m

idis

0013

2


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

F.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

d’e

nric

hiss

emen

t sél

ecti

fs

Mil

ieua

Type

eM

icro

-org

a-ni

smes

Nor

me

inte

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tion

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Fonc

tion

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onSo

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s de

con

trôl

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umér

os

WD

CMc

Mil

ieu

de

réfé

renc

eM

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de

de

cont

rôle

Crit

ères

Réa

ctio

ns c

arac

téri

stiq

ues

RVS

LSa

lmon

ella

ISO

1925

0Pr

oduc

ti-vi

té

(24

± 3 )

h /

(4

1,5

± 1)

°C

Salm

onel

la E

nter

itid

isd,

i

Salm

onel

la

Typh

imur

ium

d,i

+ Es

cher

ichi

a co

li d

+ Ps

eudo

mon

as a

erug

i-no

sa

0003

0

0003

1

0001

2 ou

000

13

0002

5

—Q

ualit

ativ

e>

10 c

olon

ies

sur X

LD o

u su

r un

autr

e m

ilieu

au

choi

x

Colo

nies

car

acté

rist

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s co

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pond

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cha

que

mili

eu

(voi

r nor

me)

Séle

ctiv

itéEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

part

ielle

≤

100

colo

nies

su

r TSA

—

Ente

roco

ccus

faec

alis

d00

009

ou 0

0087

—Q

ualit

ativ

e<

10 c

olon

ies

sur T

SA—

Mil

ieux

liqu

ides

non

sél

ecti

fs

Mil

ieua

Type

eM

icro

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a-ni

smes

Nor

me

inte

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tion

ale

Fonc

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os

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CMc

Mil

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réfé

renc

eM

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de

de

cont

rôle

Crit

ères

Réa

ctio

ns c

arac

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stiq

ues

DRCM

LAn

aéro

bies

sul

-fit

o-ré

duct

eurs

(c

lost

ridi

a)

ISO

6461

-1Pr

oduc

ti-vi

té(4

4 ±

4) h

/

( 36

± 1)

°C

en a

naér

obio

se

Clos

trid

ium

per

frin

gens

0000

7b

0008

0—

Qua

litat

ive

Turb

idité

(1-2

)jN

oirc

isse

men

t

Spéc

ifici

téEs

cher

ichi

a co

lid00

012

ou 0

0013

—Q

ualit

ativ

eTu

rbid

ité (0

-1)j

Aucu

n no

irci

ssem

ent

Solu

tion

salin

eL

Liqu

ides

de

dilu

tion

ISO

8199

Dilu

ant

45 m

in à

1 h

/

(20

à 25

) °C

Esch

eric

hia

c olid

0001

2 ou

000

13

TSA

Qua

ntit

a-ti

ve

À ±

30 %

prè

s du

nom

bre

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olon

ies à

l’i

nsta

nt T

0(à

± 30

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du n

ombr

e d’

orig

ine)

—

Dilu

ant

pept

oné

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hylo

cocc

us a

ureu

s00

034b

Solu

tion

pept

one-

sel

Solu

tion

de R

inge

r (d

iluée

au

quar

t)

Solu

tion

tam

pon

de

phos

phat

e


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

F.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

d’is

olem

ent s

élec

tifs

Mil

ieua

Type

eM

icro

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a-ni

smes

Nor

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Mil

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cont

rôle

Crit

ères

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ctio

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arac

téri

stiq

ues

mCC

DAS

Cam

pylo

bact

erIS

O 17

995

Prod

ucti-

vité

(44

± 4)

h /

(4

1,5

± 1)

°C

en m

icro

aéro

-bi

ose

Cam

pylo

bact

er je

juni

Cam

pylo

bact

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0015

6b

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5

0000

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Qua

litat

ive

Bonn

e cr

ois-

sanc

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tite

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onie

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u co

nvex

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ante

Séle

ctiv

ité

Esch

eric

hia

colid

0001

2 ou

000

13

ou 0

0179

ou

000

90—

Qua

litat

ive

Inhi

bitio

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tale

ou

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tielle

(0−1

)

Aucu

ne c

olon

ie c

arac

téri

stiq

ue

Stap

hylo

cocc

us a

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sd00

032

ou 0

0034

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

)—

XLD

SSa

lmon

ella

ISO

1925

0Pr

oduc

ti-vi

té

(24

± 3)

h /

( 3

6 ±

2 ) ° C

Salm

onel

la

Typh

imur

ium

d,i

0003

1—

Qua

litat

ive

Bonn

e cr

ois-

sanc

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)

Colo

nies

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cent

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one

légè

rem

ent t

rans

-pa

rent

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e à

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de c

oule

ur

du m

ilieu

Salm

onel

la E

nter

itid

isd,

i00

030

Séle

ctiv

ité

Esch

eric

hia

colid

0001

2 ou

000

13—

Qua

litat

ive

Croi

ssan

ce

ou in

hibi

tion

part

ielle

(0−1

)

Colo

nies

jaun

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roco

ccus

faec

alis

d00

009

ou 0

0087

—Q

ualit

ativ

eIn

hibi

tion

tota

le (0

)—

Mil

ieux

à u

sage

s m

ulti

ples

Mil

ieua

Type

eM

icro

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a-ni

smes

Nor

me

inte

r-na

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Fonc

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uche

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con

trôl

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umér

os

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CMc

Mil

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EPTk

LD

iluan

t pou

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nom

brem

ent

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s m

icro

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a-ni

smes

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6887

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tion

45 m

in à

1 h

/

( 20

à 2 5

) °C

Esch

eric

hia

colid

Stap

hylo

cocc

us a

ureu

s

0001

2 ou

000

13

0003

4

TSA

Qua

ntit

a-ti

ve

À +/

- 30

%

près

du

nom

bre

de

colo

nies

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tant

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ès d

u no

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gine

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—

Pré-

enri

chis

-se

men

t pou

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de

Salm

onel

la

ISO

1925

0Pr

oduc

ti-vi

té(1

8 ±

2) h

/

(36

± 2)

°C

Salm

onel

la

Typh

imur

ium

d,i

Salm

onel

la E

nter

itid

isd,

i

0003

1

0003

0

—Q

ualit

ativ

eTu

rbid

ité (1

-2)j

—


NM ISO 11133:2021

Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014(F)

Tabl

eau

F.1

— (s

uite

)

Mil

ieux

de

réfé

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e po

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Mil

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Mil

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ères

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ctio

ns c

arac

téri

stiq

ues

BCYE

SD

énom

brem

ent

des c

olon

ies

ISO

1173

1 et

IS

O 11

731-

2Pr

oduc

ti-vi

té2

à 5

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s /

(36

± 2)

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gion

ella

pne

umop

hila

0010

7bLo

t de

mili

eu

BCYE

déj

à va

lidé

Qua

ntit

a-ti

veP R

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loni

es b

lanc

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gris

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bleu

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iole

ttes

ave

c un

bord

en

tier e

t pré

sent

ant u

n as

pect

en

ver

re d

épol

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Tableau F.2 — Abréviations utilisées pour les milieux dans le Tableau F.1

Abréviation du milieu Nom complet du milieu Norme internationale

BCYE Milieu gélosé tamponné à l’extrait de levure et au char-bon actif ISO 11731 et ISO 11731-2

Bolton Bouillon Bolton ISO 17995

EPT Eau peptonée tamponnéeISO 6887

ISO 19250DRCM Milieu différentiel renforcé pour Clostridium ISO 6461-1

GVPCGélose tamponnée à l’extrait de levure et au charbon actif avec glycine, vancomycine, polymyxine B, cyclo-

heximideISO 11731 et ISO 11731-2

Gélose lactosée au TTC Gélose lactosée au chlorure de triphényltétrazolium avec sulfate sodique d’heptadécyle ISO 9308-1

mCCDA Gélose modifiée à la céfopérazone, au charbon et au désoxycholate ISO 17995

mCP Gélose clostridium perfringens sur membrane Directive du Conseil 98/83/CE

MUD/SF Milieu 4-méthylumbelliféryl-α-D-glucopyranoside/SF ISO 7899-1MUG/EC Milieu 4- méthylumbelliféryl-β-D-glucuronide/EC ISO 9308-3Preston Bouillon Preston ISO 17995

Pseudomonas CN Gélose Pseudomonas cétrimide acide nalidixique ISO 16266RVS Bouillon peptoné de Rappaport-Vassiliadis au soja ISO 19250

Slanetz et Bartley Milieu de Slanetz et Bartley ISO 7899-2Sulfite de fer Gélose de sulfite de fer ISO 6461-2

Tryptose Sulfite (TS) Gélose tryptose sulfite ISO 6461-2TSA Gélose tryptone soja —TSC Gélose tryptose sulfite cyclosérine (sans jaune d’œuf) ISO 14189XLD Gélose xylose-lysine-désoxycholate ISO 19250YEA Gélose à l’extrait de levure ISO 6222


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Annexe G (normative)

Utilisation de cartes de contrôle pour le suivi des essais

quantitatifs des milieux de culture solides

G.1 Généralités

La présente annexe décrit l’utilisation de cartes de contrôle afin de suivre les résultats, en particulier ceux exprimés sous forme de ratio de productivité, PR, comme détaillé en 7.2, dans le cas des essais sur géloses sélectives ou non sélectives par rapport à des géloses de référence non sélectives appropriées ou aux lots précédemment acceptés de la même gélose sélective.

Une attention particulière devra être portée dans le cas de l’application des cartes de contrôle pour des géloses testées contre un lot précédemment validé de la même gélose, car une dérive de la qualité des lots successifs peut ne pas être détectée sauf si les suspensions d’essai ont été soigneusement contrôlées afin d’obtenir des valeurs d’inocula standardisés, ou si des matériaux de référence (voir 3.4.6) sont utilisés. Tout système de contrôle qualité des milieux de culture, basé sur des contrôles de lots par rapport à des lots précédemment validés doit faire l’objet d’une vérification avant sa mise en place.

Chaque source et lot d’une gélose d’essai est susceptible de présenter des niveaux de productivité variables et les laboratoires individuels peuvent utiliser des géloses de référence différentes pour leur comparaison. Par conséquent, les laboratoires individuels doivent établir et justifier leurs propres limites et/ou plages d’acceptabilité (tolérances acceptables) des ratios de productivité pour chaque gélose test, couramment utilisées en routine, comprises dans la plage des valeurs de ratio de productivité spécifiées en 7.2.2.1.2. Les cartes de contrôle sont préparées à partir des données de validation initiale, les limites acceptables sont établies en utilisant l’analyse statistique, puis les cartes sont utilisées pour contrôler les lots suivants. Les limites acceptables sont revues périodiquement (par exemple après chaque série de 30 essais) et les limites sont ajustées si nécessaire (plus d’informations sont données en G.2.6).

Ces procédures nécessitent l’utilisation d’une suspension microbienne de concentration connue de la souche cible spécifiée pour le milieu d’essai à l’Annexe E ou à l’Annexe F. Cette concentration constitue la valeur cible pour l’essai. Il convient que la suspension d’essai soit un MR commercial (voir 3.4.6), ou qu’elle soit préparée par le laboratoire à partir de cultures de travail des souches de référence soigneusement standardisées. La stabilité et l’homogénéité de la concentration en micro-organismes dans la suspension du laboratoire (valeur cible) pendant la période d’utilisation doivent être démontrées.

Afin d’optimiser le contrôle, ces suspensions doivent contenir environ 100 UFC (plage comprise entre 80 UFC et 120 UFC) par volume d’inoculum à appliquer sur les géloses et il convient normalement d’effectuer les essais au moins en double. Le Tableau 1 (voir5.4.2.5.1) donne les données de fidélité pour différents niveaux d’ensemencement afin de montrer l’importance du maintien de cet inoculum optimal.

Les géloses doivent être ensemencées en utilisant la technique par étalement, la technique d’ensemencement en profondeur ou la technique de filtration sur membrane, selon la méthode indiquée dans la norme de référence pour laquelle la gélose est utilisée, et être incubées dans les conditions définies dans les normes individuelles.

Les colonies présentes sur ou dans chaque boîte doivent être dénombrées conformément aux méthodes normalisées de référence et les rapports de productivité doivent être calculés comme indiqué en 7.2.1.1.


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G.2 Utilisation de cartes de contrôle

G.2.1 Mode opératoire général

Afin d’établir une nouvelle carte de contrôle, au moins 10 essais sur différents lots de la même gélose d’essai doivent être effectués, de préférence en double, sur des jours différents et par différents techniciens (conditions de reproductibilité intralaboratoire). L’utilisation de 20 essais (comme dans la méthode en G.2.2) permet d’obtenir des limites plus fiables. Une carte préparée en utilisant 10 essais initiaux (le nombre minimal) doit donc être recalculée lorsque 20 résultats sont disponibles. Des cartes individuelles doivent être suivies sur une base glissante, d’au moins 30 essais retenus pour chaque évaluation continue de la qualité des milieux (voir G.2.6).

G.2.2 Production d’une carte de contrôle

Cette méthode est basée sur un inoculum normalisé contenant (100 ± 20) UFC dans l’inoculum de 0,1 ml utilisé pour un essai effectué à l’aide de la technique par étalement. Elle est également appropriée lorsque d’autres volumes d’inoculum sont utilisés pour d’autres méthodes d’ensemencement, telles que l’ensemencement en profondeur ou la filtration sur membrane, à condition que l’inoculum contienne un nombre de colonies situé dans la plage acceptable de (100 ± 20) UFC.

La moyenne des deux ensembles de dénombrements en double au ième essai est de xi UFC/0,1 ml pour le milieu d’essai et de yi UFC/0,1 ml pour le milieu de référence. Le ratio de productivité pour le ième essai est de xi/yi = ri. Pour une série d’essais avec i = 1, 2, …., n, où n est au minimum de 10, de préférence de 20, utiliser la Formule (G.1) pour calculer la valeur moyenne PR r :

rn

rr r r r

nii

nn= =

+ + +

=∑1

1

1 2 3...

(G.1)

Utiliser ensuite la Formule (G.2) pour déterminer la plage moyenne, R , des valeurs PR:

Rn

r ri ii

n=

−( )− −

=∑1

11

2

(G.2)

où

i est le nombre d’essais,

n est le nombre total d’essais,

ri est la ième valeur PR.

Déterminer ensuite l’écart-type (s):

s R R= × =0 886 5

1 128,

, (G.3)

NOTE La constante 0,886 5 (ou sa réciproque 1,128) est la norme recommandée par l’ASTM pour déterminer l’écart-type de la plage moyenne des valeurs d’essai en double.

Calculer les limites pour l’intervalle de confiance de 95 % (± 2s) et de 99 % (± 3s) de la distribution des résultats.

Sur l’axe des ordonnées de la carte de contrôle, indiquer les positions de la valeur PR moyenne globale, r , et de chacune des deux limites supérieures (+2s et +3s) et inférieures (–2s et –3 s) puis tracer des lignes parallèles à l’axe des abscisses. Reporter le résultat de chaque valeur PR individuelle pour i = 1, 2, …. n sur l’axe des abscisses (voir exemple).


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Chaque fois qu’un nouveau lot de milieu est préparé, il est soumis à essai à l’aide d’un inoculum standard et le PR est calculé à partir du rapport du nombre d’UFC dénombrées après incubation sur le milieu d’essai sur celui dénombré après incubation sur le milieu de référence, comme décrit ci-dessus. Cette valeur est reportée sur la carte de contrôle et vérifiée par rapport aux limites dérivées.

G.2.3 Exemple pratique de production d’une carte de contrôle utilisant 20 résultats

Le Tableau G.1 présente les résultats de 20 vérifications successives du ratio de productivité sur des lots de la même gélose d’essai non sélective utilisant un inoculum normalisé de 110 UFC/0,1 ml dénombrées sur le milieu de référence non sélectif (dans la pratique, les dénombrements effectifs sur le milieu de référence seront différents de ceux présentés ci-dessous, les données n’étant utilisées que pour présenter le principe d’établissement de la carte de contrôle à partir des ratios de productivité calculés).

TableauG.1—Enregistrementde20vérificationssuccessivesduratiodeproductivitésurune gélose d’essai non sélective utilisées pour établir une carte de contrôle(montrant les

dénombrements effectifs sur le milieu d’essai uniquement, les dénombrements sur le milieu de référence yi sont toujours de 110 UFC)

Résultat du numéro d’essai (i)i = 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10UFC (gélose d’essai - xi) 95 102 94 97 105 68 98 105 103 116ri 0,86 0,93 0,85 0,88 0,95 0,62 0,89 0,95 0,94 1,05|ri – ri–1| – 0,07 0,08 0,03 0,07 – 0,06 0,06 0,01 0,11

i = 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20UFC (gélose d’essai - xi) 95 90 89 116 114 110 114 98 88 102ri 0,86 0,82 0,81 1,05 1,04 1,00 1,04 0,89 0,80 0,93|ri – ri–1| 0,19 0,04 0,01 0,24 0,01 0,04 0,04 0,15 0,09 0,13

Il est important de noter que le faible résultat de l’essai 6 dans cet exemple pour une gélose non sélective était inférieur à la plage autorisée pour la valeur PR acceptable comprise entre 0,70 et 1,40 pour les géloses non sélectives (voir 7.2.2.1.2) et que tous les résultats de ce type sont exclus en tant que «valeurs aberrantes» lors du calcul de la moyenne et de l’écart-type pour la carte de contrôle.

Il convient de rechercher les raisons pour lesquelles les résultats d’essai du PR sont en-dessous de la plage autorisée, car ils sont souvent associés à une mauvaise performance de l’essai plutôt qu’à une mauvaise qualité des milieux. Ce phénomène est fréquent lorsque l’inoculum utilisé est en dehors de la plage de précision spécifiée de 80 UFC à 120 UFC.

La valeur PR moyenne est égale à:

r r ni= = + + + + +( ) = =∑ 0 86 0 93 0 85 0 80 0 93 19 17 5 19 0 92, , , ... , , , , (G.4)

(représentée par la droite en trait plein sur la Figure G.1).

Les valeurs de plage R r ri i= −( )−1 sont définies comme les différences absolues des valeurs séquentielles, sauf dans le cas d’une valeur exclue (par exemple, essai numéro 6 dans le Tableau G.1 ci-dessus), c’est-à-dire:

0,93 – 0,86 = 0,07, 0,85 – 0,93 = 0,08, 0,88 – 0,85 = 0,03, etc.


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La plage moyenne est égale à:

R R ni−= −( ) = + + + + +( ) = =∑ 1 0 07 0 08 0 03 0 09 0 13 18 1 43 18 0 08, , , ... , , , , (G.5)

Par conséquent, l’écart-type, s = 0,8865 × 0,08 = 0 071.

Les limites de confiance à 95 % (représentées par les droites en pointillés fins sur la Figure G.1) sont:

0,92 ± 2 × 0,071 = 0,92 ± 0,14 = 0,78 à 1,06 (G.6)

Les limites de confiance à 99 % (représentées par les droites en pointillés épais sur la Figure G.1) sont:

0,92 ± 3 × 0,071 = 0,92 ± 0,21 = 0,71 à 1,13 (G.7)

LégendeY ratio de productivité, PR

X numéro d’essai

Figure G.1 — Carte de contrôle établie à partir des ratios de productivité obtenus à partir des 20premièresvérificationsdonnéesdansleTableau G.1 (le résultat aberrant 6 a été exclu)

G.2.4 Évaluation de performance et interprétation des résultats

Un lot de milieu de culture doit être accepté si à la fois les critères de qualité généraux (voir 6.2) et les critères de qualité microbiologiques sont remplis.


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Un nouveau lot de milieu doit être rejeté si l’un des résultats suivants est obtenu pour les essais quantitatifs effectués comme décrit ci-dessus, car il s’agit de situations «hors de contrôle»:

— un seul dépassement de la limite d’action de ± 3s,

— deux observations sur trois consécutives dépassent la limite de surveillance de ± 2s,

— six observations consécutives augmentant ou diminuant régulièrement,

— neuf observations consécutives se situant du même côté inférieur ou supérieur de la moyenne.

NOTE Un critère de 4 observations consécutives dépassant un niveau de ± 1 s peut également être indicateur d’un problème en développement.

G.2.5 Autres approches pour le contrôle de la performance des milieux

Le mode opératoire d’utilisation d’une carte de contrôle pour surveiller la performance des milieux donné ci-dessus est spécifiquement établi pour représenter les valeurs PR sans conversion en log10 des colonies dénombrées.

D’autres approches basées sur la représentation directe des valeurs de dénombrement des colonies ou des dénombrements de colonies convertis en log10 sont acceptables s’il est démontré qu’elles sont appropriées. Des méthodes permettant de vérifier si les distributions des données de dénombrement des colonies sont conformes ou non à la normalité sans conversion en log10 à l’aide du test de Kolmogorov-Smirnov ou du test du khi-deux, ainsi que des exemples pratiques de ces méthodes sont donnés dans le document NEN 6603.[39]

Il convient toutefois de noter que si les dénombrements n’incluent pas le facteur de dilution, alors il est peu probable qu’une conversion en log10 soit appropriée. Il est recommandé de baser la conversion des dénombrements directs (par exemple 100 UFC/boîte) sur une distribution de Poisson pour laquelle la transformation du dénombrement x est √x. De plus, dans toute situation où les dénombrements de colonies sont représentés directement, il est essentiel de garantir que le niveau de l’inoculum d’essai est constant entre les différents essais, sous peine d’obtenir des résultats trompeurs.

G.2.6 Revue périodique des cartes de contrôle

La première carte de contrôle ainsi que les cartes de contrôle suivantes, pour un milieu particulier testé, doivent être revues périodiquement pour garantir que les limites fixées restent acceptables malgré la dérive des cartes de contrôle. La première carte contenant un minimum de 20 points de données est revue pour fixer (rétablir) les limites initiales et les cartes suivantes peuvent ensuite être revues à la fréquence suggérée, c’est-à-dire tous les 30 points de données, par les modes opératoires indiqués ci-dessous.

Dès qu’une carte de contrôle est remplie, calculer de nouveau la moyenne et l’écart-type s, en enlevant les résultats situés en dehors de la tolérance acceptable ou des limites fixées. Si une transformation en log10 a été utilisée, tous les calculs doivent être effectués en utilisant les résultats transformés en log10.

Comparer l’écart-type de la carte actuelle à celui de tous les résultats précédents, stot, et vérifier la variation à l’aide du critère suivant:

ss

n n2

20 975 1 1

tot

tot< , ; ,F − −( ) (G.8)

où, F (0,975; n – 1, ntot – 1) est la valeur de l’essai F à une probabilité de α = 0,025 à n observations de s, et ntot observations de stot.

La variation est significativement augmentée si s ne remplit pas ce critère et il convient d’en rechercher la cause probable.

Si l’écart-type de la carte de contrôle qui en résulte remplit ce critère, combiner, pour la carte de contrôle suivante, les données avec les observations précédentes [voir Formule (G.9) pour un exemple des calculs].


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Comparer également la moyenne, x , de la carte actuelle avec la moyenne de toutes observations précédentes, x

tot, et procéder à l’essai à l’aide critère suivant:

x x sn

sn

− +tot

tot

tot

< 2

2 2

(G.9)

où

x est la valeur moyenne de la carte de contrôle actuelle,

xtot est la valeur moyenne de toutes les cartes de contrôle précédentes,

s est l’écart-type de la carte de contrôle,

stot est l’écart-type de toutes les cartes de contrôle précédentes,

n est le nombre total d’observations de la carte de contrôle actuelle,

ntot est le nombre total d’observations de toutes les cartes de contrôle précédentes.

Si la moyenne de la carte de contrôle actuel remplit le critère, combiner les données avec les observations précédentes pour la carte de contrôle suivante.

Démarrer une recherche de la cause probable si le critère n’est pas rempli. Si la cause ne peut pas être élucidée, commencer une nouvelle carte de contrôle et fixer de nouvelles limites basées sur les observations précédentes en recalculant les limites à partir de la moyenne et de l’écart-type de toutes les observations.

EXEMPLE Exemple de calcul:

Des exemples de données sont fournis dans le Tableau G.2, basé sur trois cartes de contrôle contenant chacune 30 observations. xtot, stot et s

tot

2 se rapportent aux données combinées des cartes 1 et 2.

Une des observations de la deuxième carte (numéro 22, indiquée en italique) dépasse la limite acceptable fixée par le laboratoire à partir de ses propres données et cette observation n’est donc pas utilisée dans les calculs.


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Tableau G.2 — Données pour 3 cartes de contrôle pour l’évaluation par rapport aux limites fixéesparunlaboratoire(tiréesdelanormeNEN6603[39])

MesureRésultats de l’essai

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10Carte 1 100 77 108 75 83 92 70 81 90 88Carte 2 74 81 60 66 109 83 73 82 74 89Carte 3 89 75 67 63 90 77 90 75 53 91

Mesure 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20Carte 1 78 82 90 95 75 86 100 98 75 92Carte 2 80 83 95 71 98 74 76 92 84 88Carte 3 99 74 88 68 100 81 97 89 80 71

Mesure 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30Carte 1 74 80 98 79 82 91 78 90 65 60Carte 2 67 130 97 98 64 85 101 73 67 82Carte 3 63 84 82 84 99 79 86 70 72 98

Calculs pour les données des cartes indivi-duelles

x s s2 xtot s tot stot

2 À partir des don-nées combinées des Cartes 1 et 2Carte 1 84,4 11,1 122,7 83,0 11,7 136,1

Carte 2 81,6 12,3 150,8 − − −Carte 3 81,1 12,1 147,5 − − −

L’analyse de la variation de l’écart-type par comparaison de l’écart-type, s, de la dernière carte (Carte 3) et celui des deux premières cartes (s tot) comme spécifié ci-dessous donne le résultat suivant:

ss

2

2

147 5

136 11 084

tot

= =,

,, (G.10)

La valeur critique est F (0,975; 29,58) = 1,83. La valeur observée est inférieure à la valeur critique, il n’y a donc pas de différence significative entre l’écart-type de la Carte 3 et celui des cartes précédentes (1 et 2).

L’analyse de la variation de la valeur moyenne pour ces données comme décrit ci-dessus donne le résultat suivant:

Les données pour la Carte 3 donnent |81,1 − 83,0| = 1,9 et la valeur critique donne:

2147 5

30

136 1

59

, ,+ = 5,4 (G.11)

La valeur calculée pour la Carte 3 est inférieure à la valeur critique, il n’y a donc pas de différence significative entre la moyenne de la Carte 3 et celle des cartes précédentes (Cartes 1 et 2).

L’analyse de la variation étant également valable, les données de la Carte 3 sont combinées à celles des cartes précédentes pour calculer les nouvelles limites. La nouvelle carte est donc conçue à partir d’une valeur moyenne de 82,4 et d’un écart-type de 11,80.


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Annexe H (informative)

Assurance qualité des milieux de culture — Diagnostic d’anomalie

Tableau H.1

Anomalie Cause probableLe milieu gélosé ne se solidifie pas Surchauffe du milieu pendant la préparation

pH faible causant une hydrolyse acidePoids incorrect de gélose utiliséeGélose pas entièrement dissouteMauvais mélange des ingrédients

pH incorrect Surchauffe du milieu pendant la préparationMauvaise qualité de l’eauContamination chimique extérieurepH mesuré à une température incorrectepH-mètre mal étalonnéMauvaise qualité du milieu déshydraté

Couleur anormale Surchauffe du milieu pendant la préparationMauvaise qualité de l’eauMauvaise qualité du milieu déshydratéAbsence d’un ou de plusieurs ingrédientsIngrédients incorrects utiliséspH incorrectContamination extérieure

Formation de précipités Surchauffe du milieu pendant la préparationMauvaise qualité de l’eauMauvaise qualité du milieu déshydratéMauvaise régulation du pHEn cas de préparation à partir de composants individuels – impuretés dans les matières premières

Productivité du milieu faible/nulle Surchauffe du milieu pendant la préparationMauvaise qualité du milieu déshydratéMauvaise qualité de l’eauFormule incorrecte utilisée, par exemple ingrédients incorrectement pesés, mauvaise concentration des suppléments ajoutésRésidus toxiques présents dans les récipients de préparation ou dans l’eauOrganisme(s) de contrôle préparés de façon incorrecte


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Anomalie Cause probableMauvaise sélectivité/spécificité Surchauffe du milieu pendant la préparation

Mauvaise qualité du milieu déshydratéFormule incorrecte utiliséeSuppléments ajoutés incorrectement, par exemple lorsque le milieu est trop chaud ou à une mauvaise concentrationSupplément contaminéOrganisme(s) de contrôle préparés de façon incorrecte

Contamination Mauvaise stérilisationMauvaises techniques aseptiquesSupplément contaminé

Tableau H.1


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Annexe I (informative)

Essais quantitatifs des milieux liquides

I.1 Généralités

La présente annexe comprend des méthodes pour les essais quantitatifs des milieux liquides pouvant fournir des informations supplémentaires par rapport aux méthodes de routine décrites à l’Article 8. Les méthodes sont surtout applicables pour l’évaluation des milieux en développement et dans le cadre d’études comparatives.

La qualité d’un milieu liquide, en termes de propriétés optimales de croissance, est montrée de façon plus appropriée au début de la phase de croissance. La durée de la phase de latence et la croissance au début de la phase exponentielle donnent les informations les plus importantes sur la productivité et la sélectivité des micro-organismes cibles et non cibles respectivement dans les bouillons test et de référence. Par conséquent, si uniquement des différences mineures (peu importantes) de qualité sont recherchées, il convient de réaliser l’ensemencement du milieu liquide, par strie sur une boîte gélosée, après une incubation plus courte, par exemple après 6 h ou 12 h.

I.2 Méthode pour les essais quantitatifs des milieux de culture liquides non sélectifs utilisant des micro-organismes cibles

I.2.1 Mode opératoire

— Sélectionner un certain nombre de tubes contenant chacun au moins 10 ml de milieu ou des portions de 10 ml du lot à tester (voir 3.1.2).

— Utiliser des cultures de travail comme décrit en 5.4.2.2.

— Ensemencement des micro-organismes cibles: ensemencer le bouillon à tester et le milieu de référence solide pour chaque souche test avec ≤ 100 cellules.

— Incuber les milieux ensemencés dans les conditions définies dans les normes individuelles.

— Réaliser un nombre de dilutions suffisantes à partir des milieux incubés afin d’obtenir un nombre comptable de colonies (voir 5.4.2.5).

— Étaler un volume mesuré, par exemple 10 µl, sur une gélose non inhibitrice comme décrit en 7.2.2.1.1.

I.2.2 Dénombrement et interprétation des résultats

Après l’incubation, dénombrer le nombre de colonies sur les boîtes (voir 7.2.2.1.1 et 7.2.2.1.2). L’interprétation des résultats dépend de l’objectif de l’essai, par exemple comparaison avec le lot précédent, le milieu de référence ou le matériel de référence (MR).

Il convient que les micro-organismes cibles atteignent 106 UFC/ml à 108 UFC/ml.

I.2.3 Logigramme relatif à la méthode quantitative pour les milieux de culture liquides non sélectifs utilisant des micro-organismes cibles

La Figure I.1 est le logigramme relatif à la méthode quantitative pour les milieux de culture liquides non sélectifs utilisant des micro-organismes cibles.


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Figure I.1 — Logigramme relatif à la méthode quantitative pour les milieux de culture liquides non sélectifs utilisant des micro-organismes cibles (voir I.2.1 et I.2.2)

I.3 Méthode pour les essais quantitatifs de milieux de culture liquides sélectifs utilisant des micro-organismes cibles et non cibles

I.3.1 Mode opératoire

— Sélectionner un certain nombre de tubes contenant chacun au moins 10 ml de milieu ou des portions de 10 ml du lot tester (voir 3.2.2).

— Utiliser des cultures de travail comme décrit en 5.4.2.

— Ensemencement des micro-organismes cibles: ensemencer le bouillon à tester, le bouillon de référence et le milieu de référence solide pour chaque souche test avec ≤ 100 cellules. Le milieu de référence solide est utilisé afin de dénombrer les UFC dans l’inoculum.

— Ensemencement des micro-organismes non cibles: ensemencer le bouillon à tester et le milieu de référence solide pour chaque souche test avec ≥ 1 000 cellules.


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— Ensemencement des micro-organismes cibles et non cibles en tant que culture mixte: pour les essais de cultures mixtes dans des milieux sélectifs, ensemencer le bouillon à tester, le bouillon de référence et le milieu de référence solide avec ≤ 100 cellules de micro-organisme cible et ≥ 1 000 cellules de micro-organismes non cibles dans le même tube/dans la même boîte. Afin de tester des cultures mixtes, lorsque cela est possible, il convient d’effectuer l’étalement sur des géloses non sélectives permettant la différenciation des micro-organismes de la culture mixte (par exemple gélose pour dénombrement avec MUG pour le dénombrement d’Escherichia coli et de Salmonella spp.). Lorsqu’il n’est pas possible de distinguer les cultures mixtes sur une gélose non sélective, il convient d’utiliser des géloses sélectives dont les performances ont été préalablement soumises à essai.

— Incuber les milieux dans les conditions définies dans les normes individuelles.

Prélever un volume mesuré ou, si nécessaire, un volume après dilution de chaque bouillon et étaler sur une gélose non inhibitrice pour les tubes ne contenant que des micro-organismes cibles ou des micro-organismes non cibles, comme décrit en 8.2.2. Pour les tubes contenant à la fois des micro-organismes cibles et des micro-organismes non cibles, étaler sur une boîte du même milieu sélectif utilisé ci-dessus.

Il est également possible d’utiliser la méthode de Miles-Misra modifiée, d’autres systèmes d’ensemencement par gouttes ou un ensemencement par spirales afin d’obtenir des colonies dénombrables.

I.3.2 Lectures, calcul et interprétation des résultats

Dénombrer les colonies de micro-organismes cibles et non cibles dans chaque boîte et calculer la récupération par rapport au bouillon de référence, en prenant en compte la dilution utilisée pour le dénombrement (si nécessaire). Dans le cas des cultures mixtes, distinguer les différents types.

Le calcul et l’interprétation dépendent de la finalité de l’examen. L’interprétation des résultats dépend de l’objectif de l’essai, par exemple comparaison avec le lot précédent, le milieu de référence ou le MR.

Il convient que le micro-organisme cible atteigne 106 UFC/ml à 108/ml et soit l’organisme prédominant présent dans les milieux sélectifs.

Pour les cultures mixtes, il convient que la récupération de l’organisme cible ne soit pas réduite par rapport à la récupération à partir de la culture pure d’organisme cible.

I.3.3 Logigramme relatif à la méthode quantitative pour les milieux de culture liquides sélectifs utilisant des micro-organismes cibles et non cibles

La Figure I.2 est le logigramme relatif à la méthode quantitative pour les milieux de culture liquides sélectifs utilisant des micro-organismes cibles et non cibles.


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Figure I.2 — Logigramme relatif à la méthode quantitative pour les milieux de culture liquides sélectifs utilisant des micro-organismes cibles et non cibles (voir I.3.1 et I.3.2)


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Annexe J (normative)

Détermination des essais de performance microbiologique pour

les milieux de culture normalisés

J.1 Généralités

La présente annexe fournit aux chefs de projet des groupes de travail de normalisation, des instructions leur permettant de définir des critères de performance microbiologique, des méthodes et des souches de contrôle, lors de l’élaboration ou de la révision de Normes internationales relatives à l’analyse microbiologique (microbiologie alimentaire et microbiologie des eaux).

J.2 Généralités

Les exigences de performance microbiologique (critères de performance, méthode de contrôle et objectifs) applicables aux milieux de culture normalisés doivent être incluses dans chaque Norme internationale relative à l’analyse microbiologique.

Ces spécifications de performance peuvent être:

— soit importées et révisées si nécessaire, de la présente Norme internationale pour les milieux de culture décrits dans le présent document,

— soit établies, pour tout nouveau milieu de culture, conformément aux principes définis dans la présente annexe.

NOTE La présente définition des exigences de performance microbiologique ne concerne pas les réactifs ou les milieux de confirmation.

J.3 Critères de performance, méthodes et objectifs

Les critères à évaluer (productivité, sélectivité, spécificité), les méthodes d’essai à utiliser (quantitative, et qualitative) et les objectifs à atteindre doivent être définis en fonction des caractéristiques de chaque milieu de culture, comme indiqué dans le Tableau J.1 ci-dessous:

— sa forme (bouillon, gélose),

— sa composition (milieu sélectif, non sélectif),

— sa fonction dans la méthode normalisée (enrichissement, dilution, recherche, dénombrement).

Tableau J.1 — Critères, méthodes et objectifs

Milieu Critère et méthode d’essaiBouillon sélectif de dénombrement Productivité (méthode quantitative)e

Sélectivité (qualitative)f

Gélose sélective de dénombrement Productivité (quantitative)b

Sélectivité (qualitative)g

Spécificité (qualitative)i


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Milieu Critère et méthode d’essaiBouillon sélectif d’enrichissement Productivité (qualitative)c

Sélectivité (qualitative)h

Gélose sélective de recherche Productivité (qualitative)d

Sélectivité (qualitative)g

Spécificité (qualitative)i

Gélose non sélective de dénombrement Productivité (quantitative)b

Bouillon non sélectif d’enrichissement Productivité (qualitative)a

Bouillon non sélectif de dilution Productivité (quantitative)e

Gélose non sélective de recherche Productivité (qualitative)d

1. Productivité: la finalité de ce critère de performance est de vérifier la croissance satisfaisante des souches cibles (et la morphologie des colonies) sur des milieux gélosés.a) Productivité qualitative (milieu liquide): voir 8.4.Objectif: le résultat doit être de 2 (bonne croissance) pour un inoculum de ≤ 100 UFC des micro-organismes cibles (8.4.1).b) Productivité quantitative (milieu gélosé): voir 7.2.1.1.— Objectif: le PR doit être ≥ 0,50 pour la comparaison d’un milieu sélectif avec le milieu de référence non sélec-tif spécifié aux Annexes E et F. Le PR doit être ≥ 0,70 pour la comparaison d’un milieu non sélectif avec un milieu de référence non sélectif ou comme spécifié dans la norme ou aux Annexes E et F. Cela s’applique également aux cas spécifiques où une comparaison est effectuée avec le lot précédent.Les colonies du micro-organisme cible doivent présenter un aspect caractéristique.c Qualitative (milieu liquide): voir 8.3.Objectif: au moins 10 colonies du micro-organisme cible doivent être observées sur le milieu d’isolement sélec-tif utilisé pour la recherche après l’ensemencement avec ≤ 100 UFC.d Productivité qualitative (milieu gélosé): voir 7.4.Objectif: le résultat doit être de 2 (bonne croissance) pour les micro-organismes cibles.Les colonies du micro-organisme cible doivent présenter un aspect caractéristique.e Productivité quantitative (milieu liquide): voir 8.2.Objectif: pour les diluants, le nombre de micro-organismes, après le temps de contact, doit être à ± 30 % près égal au nombre initial.2. Sélectivité: la finalité de ce critère de performance est de vérifier que les souches interférentes (non cibles) sont partiellement ou totalement inhibées par le milieu sélectif.f Sélectivité qualitative (milieu liquide): voir 8.3.Objectif: les micro-organismes (indésirables) soumis à essai doivent être totalement inhibés.g Sélectivité qualitative (milieu gélosé): voir 7.4.Objectif: les micro-organismes (indésirables) soumis à essai doivent être partiellement ou totalement inhibés.h Sélectivité qualitative (milieu liquide): 8.3.Objectif: une croissance nulle (ou < 10 UFC) des micro-organismes (non cibles) doit pouvoir être observée sur la gélose non sélective utilisée pour la recherche.3.Spécificité: la finalité de ce critère de performance est de vérifier que les souches interférentes (non cibles) qui ne sont pas inhibées ne produisent pas de colonies caractéristiques.i Spécificité qualitative (milieu gélosé): 7.4.Objectif: les colonies des souches non cibles soumises à essai ne doivent pas présenter l’aspect caractéristique des micro-organismes cibles dans la méthode normalisée.Les critères doivent être vérifiés par rapport aux durées et aux températures d’incubation standardisées.

Tableau J.1 (suite)


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J.4 Choix des souches de contrôle en fonction de leur performance

J.4.1 Généralités

Les objectifs des différents critères de performance et le domaine d’application de la méthode normalisée doivent déterminer le choix des souches de contrôle, c’est-à-dire

— les souches cibles (productivité) recherchées ou dénombrées dans la méthode, et

— les souches non cibles (sélectivité, spécificité) appartenant à la flore interférente se trouvant couramment dans les matrices en cours d’analyse.

Les souches de contrôle décrites à l’Annexe E et à l’Annexe F, qui ont déjà été soumises à essai sur un milieu donné, doivent si possible être utilisées.

Si justifié (instabilité génétique, reproductibilité insuffisante des souches de contrôle qualité précédemment définies, etc.), le chef de projet peut proposer une modification des souches requises, conformément aux instructions données dans le présent paragraphe.

J.4.2 Évaluation de l’adéquation de nouvelles souches de contrôle

Avant l’introduction d’une nouvelle souche, sa pertinence en vue d’une utilisation dans les essais de performance doit être vérifiée et documentée. Cela requiert une démonstration de la reproductibilité du contrôle de performance par au moins deux (de préférence trois) laboratoires indépendants via l’utilisation de deux ou trois lots différents de la formule normalisée ou provenant de différents producteurs commerciaux dans chaque laboratoire.

J.4.3 Nouveaux milieux

Pour chaque nouveau milieu, les souches de contrôle doivent être:

— sélectionnées de préférence à partir de celles déjà décrites à l’Annexe E ou à l’Annexe F,

— préalablement évaluées et leur adéquation doit être démontrée (voir J.4.2),

— ou nouvellement introduites dans les conditions suivantes:

— elles doivent être, de préférence, d’origine alimentaire ou obtenues à partir d’échantillons d’eau,

— elles doivent être disponibles dans au moins deux collections de souches internationales (mutuellement équivalentes), à un prix acceptable,

— elles doivent être préalablement évaluées et leur pertinence doit être démontrée (voir J.4.2).

J.4.4 Nombre de souches par critère

Note de pied de page a du tableau Productivité qualitative (milieu liquide): voir 8.4.

Deux souches cibles: type de souche A et type de souche B

Type A: souche soumise à essai dans le contrôle qualité de performance par le fabricant du milieu et l’utilisateur final

Type B: souche à ne soumettre à essai que par le fabricant du milieu.

Note de pied de page b du tableau Productivité quantitative (milieu gélosé): voir 7.2.1.1.

Deux souches cibles: souche A et souche B

Note de pied de page c du tableau Productivité qualitative (milieu liquide): voir 8.3.

Deux souches cibles: souche A et souche B chacune associée à deux souches non cibles


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Note de pied de page d du tableau Productivité qualitative (milieu gélosé): voir 7.4


Note de pied de page e du tableau Productivité quantitative (milieu liquide): voir 8.2


Note de pied de page f du tableau Sélectivité qualitative (milieu liquide): voir 8.3

Deux souches non cibles: souche A et souche B

Note de pied de page g du tableau Sélectivité qualitative (milieu gélosé): voir 7.4


Note de pied de page h du tableau Sélectivité qualitative (milieu liquide): 8.3


Note de pied de page i du tableau Sélectivité qualitative (milieu gélosé): 7.4

Une souche non cible: souche A


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Bibliographie

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[2] ISO 9001, Systèmes de management de la qualité — Exigences

[3] ISO Guide 30:1992/Amd,1:2008, Termes et définitions utilisées en rapport avec les matériaux de référence — Amendement 1: révision des définitions de matériau de référence et de matériau de référence certifié.

[4] ISO 6222, Qualité de l’eau — Dénombrement des micro-organismes revivifiables — Comptage des colonies par ensemencement dans un milieu de culture nutritif gélosé

[5] ISO 3696, Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécification et méthodes d’essai

[6] ISO 2859-1, Règles d’échantillonnage pour les contrôles par attribut — Partie 1: Procédures d’échantillonnage pour les contrôles lot par lot, indexés d’après le niveau de qualité acceptable (NQA)

[7] ISO/TS 22117, Microbiologie des aliments — Exigences spécifiques et lignes directrices pour les essais d’aptitude par comparaison interlaboratoires

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[13] DIN 58942-4, Suppl. 1:2003, Microbiologie médicale — Milieux de culture — Systèmes, milieux, et conditions pour le transport de bactéries pathogènes sélectionnés dans les matériaux cliniques

[14] DIN 58959-6, Suppl. 1:1997, Management de la qualité en microbiologie médicale — Exigences pour souches contrôles — Exemples pour la préparation et conservation de bactéries utilisées comme cultures stock et cultures de travail

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[17] DIN 58959-9, Suppl. 2:1997, Management de la qualité en microbiologie médicale — Exigence pour l’utilisation de souches contrôles pour l’examination de milieux de culture — Maximum storage times for ready-to-use culture media

[18] DIN 58959-10:1997, Management de la qualité en microbiologie médicale — Exigences pour l’utilisation de souches contrôles pour l’examination de réactifs, de substances colorantes et de matières biologiques


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ISO 11133:2014(F)

[19] DIN 58959-10, Suppl. 1:1997, Management de la qualité en microbiologie médicale — Exigences pour l’utilisation de souches contrôles pour l’examination de réactifs, de substances colorantes et de matières biologiques — Control strains for commonly used materials

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[39] NEN 6603, Environmental and Food — Internal quality control by the use of control charts with chemical and microbiological analysis

[40] ISO 4831, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche et le dénombrement des coliformes — Technique du nombre le plus probable

[41] ISO 4832, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des coliformes — Méthode par comptage des colonies

[42] ISO 4833, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des micro-organismes — Comptage des colonies à 30 °C

[43] ISO 6461-1, Qualité de l’eau — Recherche et dénombrement des spores de micro-organismes anaérobies sulfito-réducteurs (Clostridia) — Partie 1: Méthode par enrichissement dans un milieu liquide

[44] ISO 6461-2, Qualité de l’eau — Recherche et dénombrement des spores de micro-organismes anaérobies sulfito-réducteurs (Clostridia) — Partie 2: Méthode par filtration sur membrane

[45] ISO 6579, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche des Salmonella spp.

[46] ISO 6579:2002/Amd.1:2007, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche des Salmonella spp. — Amendement 1: Annexe D: Recherche de Salmonella spp. dans les matières fécales des animaux et dans des échantillons environnementaux au stade de la production primaire

[47] ISO 6888-1, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des staphylocoques à coagulase positive (Staphylococcus aureus et autres espèces) — Partie 1: Technique utilisant le milieu gélosé de Baird-Parker

[48] ISO 6888-2, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des staphylocoques à coagulase positive (Staphylococcus aureus et autres espèces) — Partie 2: Technique utilisant le milieu gélosé au plasma de lapin et au fibrinogène

[49] ISO 6888-3, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des staphylocoques à coagulase positive (Staphylococcus aureus et autres espèces) — Partie 3: Recherche et méthode NPP pour les faibles nombres

[50] ISO 7251, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement d’Escherichia coli présumés — Technique du nombre le plus probable

[51] ISO 7899-1:1998, Qualité de l’eau — Recherche et dénombrement des entérocoques intestinaux dans les eaux de surface et résiduaires — Partie 1: Méthode miniaturisée (nombre le plus probable) par ensemencement en milieu liquide

[52] ISO 7899-2, Qualité de l’eau — Recherche et dénombrement des entérocoques intestinaux — Partie 2: Méthode par filtration sur membrane

[53] ISO 7932, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement de Bacillus cereus présomptifs — Technique par comptage des colonies à 30 °C

[54] ISO 7937, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement de Clostridium perfringens — Technique par comptage des colonies

[55] ISO 9308-1, Qualité de l’eau — Recherche et dénombrement des Escherichia coli et des bactéries coliformes — Partie 1: Méthode par filtration sur membrane dans des eaux contenant peu de flore bactérienne de fond

[56] ISO 9308-2, Qualité de l’eau — Dénombrement des Escherichia coli et des bactéries coliformes — Partie 2: Méthode du nombre le plus probable


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[57] ISO 9308-3:1998, Qualité de l’eau — Recherche et dénombrement des Escherichia coli et des bactéries coliformes dans les eaux de surface et résiduaires — Partie 3: Méthode miniaturisée (nombre le plus probable) pour ensemencement en milieu liquide

[58] ISO 10272-1, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche et le dénombrement des Campylobacter spp. — Partie 1: Méthode de recherche

[59] ISO/TS 10272-2, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche et le dénombrement des Campylobacter spp. — Partie 2: Technique par comptage des colonies

[60] ISO 10272-3, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche et le dénombrement de Campylobacter spp. — Partie 3: Détection semi-quantitative

[61] ISO 10273, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche de Yersinia enterocolitica présumées pathogènes

[62] ISO/TS 11059|IDF/RM 225, Lait et produits laitiers — Méthode de dénombrement des Pseudomonas spp

[63] ISO 11290-1, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche et le dénombrement de Listeria monocytogenes — Partie 1: Méthode de recherche

[64] ISO 11290-2, Méthode horizontale pour la recherche et le dénombrement de Listeria monocytogènes — Partie 2: Méthode de dénombrement

[65] ISO 11731, Qualité de l’eau — Recherche et dénombrement des Legionella

[66] ISO 11731-2, Qualité de l’eau — Recherche et dénombrement des Legionella — Partie 2: Méthode par filtration directe sur membrane pour les eaux à faible teneur en bactéries

[67] ISO 13720, Viande et produits à base de viande — Dénombrement de Pseudomonas spp. présomptifs

[68] ISO 14189, Qualité de l’eau — Dénombrement de Clostridium perfringens — Méthode de filtration sur membrane

[69] ISO 15213, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des bactéries sulfito-réductrices se développant en conditions anaérobies

[70] ISO 15214, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des bactéries lactiques mésophiles — Technique par comptage des colonies à 30 degrés Celsius

[71] ISO 16266, Qualité de l’eau — Détection et dénombrement de Pseudomonas aeruginosa — Méthode par filtration sur membrane

[72] ISO 16649-1, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des Escherichia coli bêta-glucuronidase positive — Partie 1: Technique de comptage des colonies à 44° C au moyen de membranes et de 5-bromo-4-chloro-3-indolyl bêta-D glucuronate

[73] ISO 16649-2, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des Escherichia coli B-glucuronidase positive — Partie 2: Technique de comptage des colonies à 44 °C au moyen de 5-bromo-4-chloro-3-indolyl B-D-glucuronate

[74] ISO 16649-3, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des Escherichia coli bêta-glucuronidase positive — Partie 3: Technique du nombre le plus probable utilisant le bromo-5-chloro-4-indolyl-3 beta-D glucuronate

[75] ISO 16654, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche des Escherichia coli O157

[76] ISO 17995, Qualité de l’eau — Recherche et dénombrement d’espèces thermotolérantes du genre Campylobacter

[77] ISO 19250, Qualité de l’eau — Recherche de Salmonella spp.


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[78] ISO 21527-1, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement des levures et moisissures — Partie 1: Technique par comptage des colonies dans les produits à activité d’eau supérieure à 0,95

[79] ISO 21527-2, Microbiologie des aliments —Méthode horizontale pour le dénombrement des levures et moisissures — Partie 2: Technique par comptage des colonies dans les produits à activité d’eau inférieure ou égale à 0,95

[80] ISO 21528-1, Microbiologie des aliments — Méthodes horizontales pour la recherche et le dénombrement des Enterobacteriaceae — Partie 1: recherche et dénombrement à l’aide de la technique NPP avec préenrichissement

[81] ISO 21528-2, Microbiologie des aliments — Méthodes horizontales pour la recherche et le dénombrement des Enterobacteriaceae — Partie 2: Méthode par comptage des colonies

[82] ISO 21871, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour le dénombrement de Bacillus cereus présumés en petit nombre — Technique du nombre le plus probable et méthode de recherche

[83] ISO/TS 21872-1, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche des Vibrio spp. potentiellement entéropathogènes — Partie 1: Recherche de Vibrio parahaemolyticus et Vibrio cholerae

[84] ISO/TS 21872-2, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche des Vibrio spp. potentiellement entéropathogènes — Partie 2: recherche des espèces autres que Vibrio parahaemolyticus et Vibrio cholerae

[85] European Culture Collections’ Organisation (ECCO), disponible à l’adresse http://www.ecosite.org

[86] Directive européenne du Conseil 98/83/CE du 3 novembre 1998 relative à la qualité des eaux destinées à la consommation humaine. Disponible (visualisée le 14-10-2013) à l’adresse http://eur-lex.europa.eu/LexUriServ/LexUriServ.do?uri=OJ:L:1998:330:0032:0054:EN:PDF

[87] World Federation for Culture Collections (WFCC). Disponible à htpp://www.wfcc.info


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Avant-propos


Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier de prendre note des différents critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document a été rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2 (voir www .iso .org/ directives).

L’attention est attirée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l’objet de droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L’ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence. Les détails concernant les références aux droits de propriété intellectuelle ou autres droits analogues identifiés lors de l’élaboration du document sont indiqués dans l’Introduction et/ou dans la liste des déclarations de brevets reçues par l’ISO (voir www .iso .org/ brevets).


Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion de l’ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles techniques au commerce (OTC), voir le lien suivant: www .iso .org/ avant -propos.

Le présent document a été élaboré par le comité technique ISO/TC 34, Produits alimentaires, sous-comité SC 9, Microbiologie, en collaboration avec le comité technique ISO/TC 147 Qualité de l’eau, sous-comité SC 4, Méthodes microbiologiques.


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https://www.iso.org/directives-and-policies.html

https://www.iso.org/directives-and-policies.html

https://www.iso.org/fr/iso-standards-and-patents.html

https://www.iso.org/fr/foreword-supplementary-information.html

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Microbiologie des aliments, des aliments pour animaux et de l'eau — Préparation, production, stockage et essais de performance des milieux de culture

AMENDEMENT 1

Introduction

Ajouter le texte suivant comme dernier alinéa:

Lorsque des normes spécifiques sont révisées et que de nouvelles normes sont élaborées, un alinéa relatif aux essais de performance des milieux de culture utilisés dans la norme est ajouté.

Domaine d’application

Remplacer le dernier alinéa par ce qui suit:

Le présent document définit également des critères et décrit des méthodes pour les essais de performance des milieux de culture. Il est applicable aux utilisateurs finaux de milieux prêts à l’emploi et aux producteurs tels que:

— les entités commerciales qui produisent et/ou distribuent des milieux prêts à l’emploi, semi-finis reconstitués ou déshydratés,

— les entités non commerciales qui fournissent des milieux à des tiers, et

— les laboratoires de microbiologie qui préparent des milieux de culture pour leur propre usage.

3.2.6 Électivité d’un milieu de culture

Remplacer la définition par la suivante:

démonstration, dans des conditions définies, que des organismes non cibles, s’ils peuvent se développer sur le milieu, ne présentent pas les mêmes caractéristiques visuelles que les micro-organismes cibles


Ajouter le texte suivant comme troisième alinéa:

Lorsqu’une formule indique un ingrédient sous forme hydratée (par exemple Na2HPO4·12H2O pour l’EPT dans l’ISO 6887-1), celui-ci peut être remplacé par un ingrédient anhydre ou hydraté avec un nombre différent de molécules d’eau, à condition que la quantité finale de l’ingrédient tienne compte de cette différence, par le calcul de la masse molaire.

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5.4.2.5.1.1 Essais quantitatifs

Remplacer les deux premiers alinéas par les suivants:

Pour l’essai de dénombrement quantitatif, un niveau proche de 100 UFC est nécessaire afin d’obtenir une précision suffisante (voir Tableau 1). Cela peut nécessiter l’utilisation de plusieurs boîtes.

Il convient d’utiliser une plage de 80 UFC à 120 UFC par boîte avec un nombre minimal de 50 UFC par boîte. L’utilisation de plusieurs boîtes permet d’augmenter la précision. Pour les filtres, le même nombre d’UFC est nécessaire en utilisant un ou plusieurs filtres. Le Tableau 1 donne les intervalles de confiance à 95 % associés aux nombres de colonies.

5.4.2.5.1.2 Essais qualitatifs

Remplacer la partie de la phrase introduisant la liste par ce qui suit:

Il convient que le volume de suspension utilisé pour les essais contienne

5.4.2.5.2 Niveau d’inoculum pour les essais de sélectivité

Remplacer la phrase par la suivante:

Pour évaluer la sélectivité d’un milieu de culture, une suspension du micro-organisme non cible contenant au moins 104 UFC est utilisée pour ensemencer les boîtes ou les tubes de milieu.

5.4.2.5.3 Niveau d’inoculum pour les essais de spécificité

Remplacer la phrase par la suivante:

Pour les essais qualitatifs de spécificité des milieux en boîtes, un niveau d’inoculum d’au moins 103 UFC est nécessaire.

7.3 Essais des milieux de culture utilisés pour la filtration sur membrane

Ajouter le texte suivant comme dernier alinéa:

Lors d’essais réalisés avec des membranes filtrantes, si les critères du Tableau F.1 ne sont pas atteints, il convient que le laboratoire évalue les écarts entre les résultats.


Remplacer le quatrième élément de la liste par ce qui suit:

— Ensemencement des microorganismes non cibles: Ensemencer un tube de bouillon d’essai par micro-organisme avec un inoculum contenant un nombre plus élevé de micro-organismes (au moins 104 UFC) et mélanger.

Remplacer les septième, huitième et neuvième éléments de la liste par ce qui suit:

— Prélever une anse (10 μl) dans le tube contenant l’organisme cible et ensemencer, en stries, une boîte contenant le milieu sélectif adéquat (par exemple, XLD).

— Prélever une anse (10 μl) de la culture de micro-organisme non cible et ensemencer, en stries, une boîte contenant un milieu non sélectif (par exemple, TSA).


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— Si une culture d’un mélange d’organismes cibles et non cibles a été utilisée, prélever une anse (10 μl) et ensemencer, en stries, une boîte contenant le milieu spécifique pour le micro-organisme cible (par exemple, XLD).


Si un volume plus important de milieu est utilisé (par exemple, 225 ml), l’utilisateur peut choisir d’ajuster proportionnellement le volume de l’inoculum mais sans modifier le nombre total d’organismes ensemensés.»



La sélectivité du bouillon d’essai liquide est satisfaisante si est observée sur la boîte de gélose non sélective, soit aucune croissance, soit moins de 10 UFC ou moins de 100 UFC de micro-organismes non cibles, conformément aux spécifications des Annexes E et F ou de la norme internationale spécifique.

8.4.2.2 Milieux de confirmation

Remplacer le premier élément de la liste par le suivant:

— Pour les essais de performance des milieux de confirmation liquides, ensemencer le milieu soumis à essai avec ≥ 104 UFC de l’organisme cible (par exemple, en utilisant une suspension de culture de travail contenant plus de 106 UFC/ml et une anse de 10 μl).

Après 8.4.3

Ajouter le texte suivant comme nouveau paragraphe:

8.5 Milieux liquides à usages multiples

Pour les milieux liquides à usages multiples, tels que l’eau peptonée tamponnée (EPT), procéder au minimum à un essai de pré-enrichissement qualitatif en utilisant un microorganisme pathogène approprié à la gamme des méthodes d’essai appliquées dans le laboratoire, par exemple Salmonella.

Les fournisseurs commerciaux et non commerciaux sont également censés soumettre à essai ces milieux liquides à usages multiples comme diluants pour dénombrer les micro-organismes afin de toujours assurer la qualité des milieux de culture qu’ils fournissent.

Si une norme nouvelle ou révisée préconise un milieu à usages multiples pour l’isolement d’un organisme cible qui n’est pas décrit dans le présent document (ISO 11133:2014) ou des normes spécifiques publiées ultérieurement, il convient que les essais de performance décrits dans cette norme nouvelle ou révisée, pour le milieu à usages multiples considéré, incluent au moins l’emploi de l’organisme cible.

C.4 Méthode qualitative dans un seul tube pour les milieux d’enrichissement liquides sélectifs (avec les micro-organismes cibles, les micro-organismes non cibles ou un mélange de micro-organismes cibles et non cibles dans le même tube) (voir 8.3 et Figure C.3)

Dans les colonnes du milieu et de droite, remplacer “≥ 103” par “≥ 104”.

Dans les colonnes du milieu et de droite, supprimer le texte entre parenthèses dans les encadrés du bas.


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Annexe E (page 48)

Remplacer la note de pied de page m par ce qui suit:

Si l’EPT est destinée à plusieurs applications, procéder au minimum à un essai d’enrichissement en utilisant un organisme pathogène approprié à la gamme des méthodes d’essai appliquées dans le laboratoire, par exemple Salmonella. Voir 8.5.

Tableau E.1, Milieux sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes

Dans page 50, supprimer la ligne “IS (“TS”)”.

Modifier la ligne “TBX – Productivité” comme suit:

TBX Sβ-D- Glucuronidase positive Escherichia coli

ISO 16649-1 et ISO 16649-2

Produc-tivité

(21 ± 3) h / (44 ± 1) °C

Escheri-chia

colid,h

00012 00013

TSA Quanti-tative PR ≥ 0,5 Colonies bleues

Escheri-chia colih

00202b

À la ligne “TSC (SC)”, “Productivité”, colonne “Milieu de référence”, remplacer “TSA ou autre milieu non sélectif pour les anaérobies” par “Milieu non sélectif approprié aux anaérobies (PR ≥ 0,5) ou lot de milieu TSC (SC) déjà validé (PR ≥ 0,7)”.

Tableau E.1, Milieux non sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes

Ajouter, dans page 53, la ligne “IS (“TS”)” supprimée du Tableau E.1, Milieux sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes, avec les modifications suivantes dans les colonnes “Milieu de référence” et “Critères”:

IS (“TS”) SBactéries sulfito- réductrices

ISO 15213

Produc-tivité

de (24 ± 3) h à (48 ± 2) h/ (37 ± 1) °C

atmosphère anaérobie

Clostridium perfringens

00007b 00080

Milieu non sélectif

adapté pour les anaéro-

bies

Quantita-tive PR ≥ 0,7 Colonies

noires

Spécifi-cité

Escherichia colid

00012 00013 — Qualitative —

Aucun noircisse-

ment

Tableau E.1, Milieux d’enrichissement sélectifs

À la ligne “ITC”, “Sélectivité”, colonne “Numéros WDCM ”, ajouter la note de pied de page: “00023b”.

Tableau E.1, Milieux d’isolement sélectifs

À la ligne “CIN/SSDC”, colonne “Incubation”, remplacer “(21 ± 3) h/(30 ± 1) °C” par “(24 ± 2) h/(30 ± 1) °C”.

Modifier la ligne “TBXj – Productivité” comme suit:

TBXj Sβ-D- Glucuronidase positive Escherichia coli

ISO 16649-3Pro-ducti-vité

(21 ± 3) h/ (44 ± 1) °C

Escherichia colid,h

00012 00013

— Qualita-tive

Bonne crois-sance

(2)Colonies bleues

Escherichia colih 00202b


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Tableau E.1, notes de pied de page

Remplacer la note de pied de page m par la suivante:


Annexe F (page 71)

Remplacer la note de pied de page k par la suivante:


Tableau F.1, Milieux sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes par comparaison avec un milieu de référence non sélectif

À la ligne “Colilert-18”, colonne “Souches de contrôle”, remplacer “Klebsiella pneumoniae” par “Klebsiella variicola” [WDCM 00206].

À la ligne “GVPC”, “Sélectivité”, colonne “Souches de contrôle”, supprimer “Pseudomonas aeruginosad”, et colonne “Numéros WDCM” supprimer “00026 or 00025”.

Supprimer la ligne “Sulfite de fer/Tryptose-Sulfite (TS)”.

À la ligne “TSC”, colonne “Milieu de référence”, remplacer “TSA ou autre milieu non sélectif pour les anaérobies ou gélose au sang” par “Milieu non sélectif adapté pour les anaérobies”.

Tableau F.1, Milieux sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes par comparaison avec un lot précédemment accepté (à utiliser dans des cas spécifiques)

À la ligne “Colilert-18”, colonne “Souches de contrôle”, remplacer “Klebsiella pneumoniae” par “Klebsiella variicola” [WDCM 00206].

Supprimer la ligne “Sulfite de fer/Tryptose-Sulfite (TS)”.

Tableau F.1, Milieux non sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes

Ajouter, dans page 76, une ligne “Sulfite de fer/Tryptose-Sulfite (TS)” correspondant aux deux lignes supprimées du Tableau F.1, Milieux sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes par comparaison avec un milieu de référence non sélectif et Milieux sélectifs pour le dénombrement des micro-organismes avec un lot précédemment accepté en apportant les modifications suivantes aux colonnes “Incubation”, “Milieu de référence” et “Critères”:


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Sulfite de fer

Tryptose-Sulfite (TS)

SAnaérobies sulfito- réductrices (clostridia)

ISO 6461-2

Producti-vité de (20 ± 4) h

à (44 ± 4) h / (37 ± 1) °C atmosphère anaérobie


00007b 00080

Milieu non sélectif

adapté pour les anaéro-

bies ou lot de milieu sulfite

de fer déjà accepté

Quantita-tive PR ≥ 0,7 Colonies

noires

Spécifi-cité

Escherichia colid

00012 00013 — Qualitative —

Aucun noircisse-

ment

Tableau F1, Milieux d’enrichissement sélectifs

Ajouter la ligne “MKTTn” comme suit:

MKTTn L Salmo-nella ISO 19250

Pro-ducti-vité

(24 ± 3) h/ (36 ± 2) °C

Salmonella Typhimuriumd,i 00031

— Qualita-tive

> 10 colonies

caractéris-tiques

sur XLD ou tout autre milieu de

choix

Colonies carac-téristiques correspon-

dant à chaque milieu (voir ISO 19250)

Salmonella Enteritidisd,i 00030

+ Escherichia colid

00012 ou 00013

+ Pseudomo-nas aeruginosa 00025

Sélec-tivité

Escherichia colid

00012 ou 00013 — Qualita-

tive

Inhibition par-

tielle ≤ 100 colonies sur

TSA

—

Enterococcus faecalisd

00009 ou 00087 — Qualita-

tive< 10 colo-

nies sur TSA —

Tableau F.1, notes de pied de page

Remplacer la note de pied de page k par la suivante:


Tableau F.2, Abréviations utilisées pour les milieux dans le Tableau F.1

Ajouter la ligne suivante dans le tableau, dans l’ordre alphabétique:

MKTTn Bouillon Muller-Kauffmann au tétrathionate-novobiocine ISO 19250


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G.2.4 Évaluation de performance et interprétation des résultats:

Remplacer le texte du paragraphe par ce qui suit:

Un lot de milieu de culture doit être accepté si à la fois les critères de qualité généraux (voir 6.2) et les critères de qualité microbiologiques sont remplis. Les situations non maîtrisées pour les essais quantitatifs réalisés comme décrit ci-dessus comprennent ce qui suit:

— un seul dépassement de la limite d’action de ±3 s (99 %);

— deux observations sur trois consécutives dépassent la limite de surveillance de ±2 s (95 %);

— six observations consécutives augmentant ou diminuant régulièrement;

— neuf observations consécutives se situant du même côté inférieur ou supérieur de la moyenne.

Si un lot de milieu de culture dépasse la limite d’action de 99 %, il doit être rejeté et une analyse du processus doit être effectuée afin d’établir la cause de ce dépassement.

Si d’autres situations non maîtrisées sont observées lors des essais quantitatifs effectués comme décrit ci-dessus, toutes les séries de lots de milieu de culture qui ne remplissent pas les critères identifiés doivent être mises à l’écart jusqu’à l’obtention des résultats de l’analyse du processus. Si une analyse répétée ne permet pas de démontrer qu’un lot mis à l’écart est satisfaisant, celui-ci doit être rejeté.

NOTE Un critère de quatre observations consécutives dépassant un niveau de ±1 s peut également être utile comme indication d’un problème en développement.

J.4.4 Nombre de souches par critère

Pour la note de pied de page i, remplacer les deux dernières lignes du paragraphe par ce qui suit:

Note de pied de page i du tableau Spécificité qualitative (milieu gélosé): 7.4



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Avant-propos


Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier de prendre note des différents critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document a été rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2 (voir www .iso .org/ directives).

L’attention est attirée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l’objet de droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L’ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence. Les détails concernant les références aux droits de propriété intellectuelle ou autres droits analogues identifiés lors de l’élaboration du document sont indiqués dans l’Introduction et/ou dans la liste des déclarations de brevets reçues par l’ISO (voir www .iso .org/ brevets).


Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion de l’ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles techniques au commerce (OTC), voir le lien suivant: www .iso .org/ iso/ fr/ avant -propos.

Le présent document a été élaboré par le Comité technique ISO/TC 34, Produits alimentaires, sous-comité SC 9, Microbiologie, en collaboration avec le Comité technique ISO/TC 147, Qualité de l'eau, et en collaboration avec le Comité européen de normalisation (CEN) Comité technique CEN/TC 463, Microbiologie de la chaîne alimentaire, conformément à l’Accord de coopération technique entre l’ISO et le CEN (Accord de Vienne).

Il convient que l’utilisateur adresse tout retour d’information ou toute question concernant le présent document à l’organisme national de normalisation de son pays. Une liste exhaustive desdits organismes se trouve à l’adresse www .iso .org/ fr/ members .html.


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https://www.iso.org/fr/directives-and-policies.html

https://www.iso.org/fr/directives-and-policies.html

https://www.iso.org/fr/iso-standards-and-patents.html

https://www.iso.org/fr/foreword-supplementary-information.html

https://www.iso.org/fr/members.html

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AMENDEMENT 2

Fin de 5.2 (avant la NOTE)

Ajouter la phrase suivante:

L’Annexe K indique les micro-organismes d’essai à utiliser pour les milieux de confirmation et réactifs des Normes internationales spécifiées pour la microbiologie des aliments et de l’eau.

5.4.1, première phrase

Remplacer la phrase par le texte suivant:

Des micro-organismes adaptés aux essais de performance de routine sont répertoriés dans les Annexes E, F et K.

Fin de 6.6.1


Des souches test adaptées sont décrites dans l’Annexe K.

6.6.2, après la deuxième phrase


Des souches test adaptées sont décrites dans l’Annexe K.

Annexe K

Ajouter le texte suivant en tant que nouvelle annexe.

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Annexe K (normative)

Essais de performance des milieux de confirmation et des réactifs

La présente annexe spécifie les souches de contrôle pour les essais de performance des milieux de confirmation et de caractérisation, des réactifs, colorants et matériaux décrits dans les normes dédiées à l’examen microbiologique d’échantillons issus de la chaîne alimentaire et de l’eau.

Pour les milieux de culture et réactifs soumis à essai, l’inoculum utilisé correspond à un repiquage d’une colonie isolée. Par conséquent, la méthode d’essais de performance employée pour ces produits est qualitative.

Il convient que le temps d’incubation le plus court autorisé, spécifié dans la Norme internationale pour l’essai de confirmation ou de caractérisation, soit employé pour les micro-organismes de contrôle positif, tandis qu’il convient que le temps d’incubation le plus long autorisé soit employé pour les micro-organismes de contrôle négatif.

Les souches indiquées dans le Tableau K.1 ont été sélectionnées de façon préférentielle parmi les souches déjà mentionnées dans ce document. Si aucune souche provenant de cette source n’était adaptée, une souche citée dans le catalogue des micro-organismes compilé par le World Data Centre for Microorganisms (WDCM)[20] a été sélectionnée.

Dans la plupart des cas, plusieurs souches de contrôle sont répertoriées dans le Tableau K.1 pour les réactions positives et négatives. L’utilisateur peut choisir n’importe laquelle des souches mentionnées pour les contrôles positifs et négatifs.

Si les souches de contrôle pour les essais de performance de milieux de confirmation ou de caractérisation, de réactifs, colorants et matériaux sont déjà spécifiées dans la Norme internationale, par exemple comme dans l’ISO 10272-1 et l’ISO 10272-2 (Campylobacter) et l’ISO 10273 (Yersinia enterocolitica), ces dernières n’ont pas été ajoutées au Tableau K.1. En outre, les réactifs sérologiques n’ont pas été inclus.

Si les milieux ou réactifs sont de sources commerciales, il convient de respecter les instructions du fabricant, y compris le temps, la température et les états de performance. Si ces instructions ne comprennent pas de souches de contrôle, sélectionner une souche positive et une négative dans le Tableau K.1. Voir l’Article 6 pour connaître les exigences.


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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)

Tableau K.1 — Souches de contrôle pour les milieux de confirmation et de caractérisation, réactifs, colorants et matériaux incluses dans les documents provenant des comités techniques

ISO/TC 34/SC 9, ISO/TC 34/SC 5 et ISO/TC 147/SC 4

Milieu/réactif Norme inter-nationale Fonction Souches de

contrôleaNuméros WDCMb Réactions caractéristiques

Bouillon à l’acétamide avec réactif de Nessler ISO 16266

Détection de la production d’ammoniac à partir de l’acétamide

Pseudomonas aeruginosa

00024

00025

00026

Réaction positive:

Couleur jaune à rouge brique après avoir ajouté 1 à 2 gouttes de réactif de Nessler

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction négative:

Absence de couleur jaune à rouge brique

Gélose à l’acétate

(gélose à l’acétate de sodium)

ISO 21567 Croissance sur la gélose à l’acétate

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

Colonies bleues avec halo de milieu bleu/vert

Shigella sonnei 00127 Réaction négative:

Absence de croissance ou très faible croissance, sans changement de couleur du milieu (reste vert)

Shigella flexneri 00125

Réactif à la phosphatase acide ISO 14189

Détection de la phosphatase acide


00007

00080

00174

Réaction positive:

Couleur mauve/pourpre/violette

Clostridium bifermentans 00079


Absence de couleur mauve/pourpre/violette

Milieu salé pour la détection de l’arginine dihydrolase

ISO 21872-1Détection de la L-Arginine dihydrolase

Vibrio fluvialis 00137Réaction positive:

Turbidité et couleur vio-lette/pourpre

Vibrio parahaemolyticus

00037

00185


Couleur jaune

Gélose bile esculine azoture ISO 7899-2

Détection de l’hydrolyse de l’esculine

Enterococcus faecalis

00009

00087

00176

Réaction positive:

Couleur brune à noire du halo de milieu

Enterococcus faecium00177

00178

Aerococcus viridans

00061


Absence de couleur brune à noire du halo de milieuEscherichia coli

00012

00013

00090

00179a Libre choix de la souche, mais au moins l’une des souches doit être utilisée.b Se référer au catalogue des souches de référence disponible à l’adresse http:// www .wfcc .info pour obtenir des informations sur les numéros des souches de culture et les coordonnées[20].c Certaines restrictions nationales et directives peuvent nécessiter l’utilisation d’un sérovar différent. Se référer aux exigences nationales relatives au choix des sérovars de Salmonella.d Souche de S. aureus à coagulase faible.


NM ISO 11133:2021


Projet

de no

rme m

aroca

ine

ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



Bouillon lactosé bilié au vert brillant

ISO 4831

ISO 4832Détection de production de gaz

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

Production de gaz dans le tube de Durham


00009

00087

00176


Absence de production de gaz dans le tube de Durham

Milieu pour test de CAMP avec Staphylococcus aureus WDCM 00034 et Rhodococcus equi WDCM 00028

ISO 11290-1

ISO 11290-2Réaction au test de CAMP

Listeria monocytogenes

00020

00021

Réaction positive:

Zone étroite de β-hémolyse à l’intersection de la souche d’essai avec Staphylococcus aureus

Listeria ivanovii 00018Large zone de β-hémolyse, en pointe de flèche à l’intersec-tion avec Rhodococcus equi

Listeria ivanovii 00018Réaction négative:

Aucune zone de β-hémolyse avec Staphylococcus aureus

Listeria innocua 00017 Aucune zone

Bouillons pour l’utilisation des glucides avec différents glucides et différents indicateurs

ISO 11290-1

ISO 11290-2

ISO 21567

ISO 10273

ISO 22964

Détection de la fermentation glucidique

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

La couleur devient jaune


00021

00109Rhamnose: jaune

Proteus mirabilis 00023Réaction négative:

Aucun changement de couleur


00021

00109Xylose; aucun changement

a Libre choix de la souche, mais au moins l’une des souches doit être utilisée.b Se référer au catalogue des souches de référence disponible à l’adresse http:// www .wfcc .info pour obtenir des informations sur les numéros des souches de culture et les coordonnées[20].c Certaines restrictions nationales et directives peuvent nécessiter l’utilisation d’un sérovar différent. Se référer aux exigences nationales relatives au choix des sérovars de Salmonella.d Souche de S. aureus à coagulase faible.

Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


Projet

de no

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ine

ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



Réactif à la catalase (solution de peroxyde d’hydrogène à 3 %)

ISO 9232

ISO 10272-1

ISO 10272-2

ISO 11290-1

ISO 11290-2

Détection de la catalase après l’ajout de la solution de peroxyde d’hydrogène

Staphylococcus aureus

00032

00034

Réaction positive:

Formation de bulles d’oxygène

Campylobacter jejuni

00005


00020

00021

Listeria innocua

00017

Listeria ivanovii 00018


00009

00087

00176 Réaction négative:

Aucune formation de bulles d’oxygèneEnterococcus faecium

00177

00178

Lactobacillus delbrueckii sous- espèce bulgaricus

00121

Gélose au citrate (gélose au citrate de Christensen) ISO 21567 Croissance sur la

gélose au citrate

Enterobacter aerogenes 00175 Réaction positive:

Croissance de couleur crème/rose avec halo de milieu rougeEnterobacter cloacae 00083

Shigella sonnei


Absence de croissanceShigella flexneri00125

00126

Gélose au glucose

Milieu OF avec seconde couche

ISO/TS 11059

ISO 21528-1

ISO 21528-2

Production d’acide à partir du glucose

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

Couleur jaune


00024

00025

00026


Croissance, mais sans appari-tion de couleur jaune

Pseudomonas fluorescens 00115

Bouillon MRS glucosé avec gélose de seconde couche ISO 9232 Détection de la

production de CO2

Lactobacillus brevis 00099Réaction positive:

La couche de gélose se détache du composant sous-jacent


00102


Aucune production de gaz, la couche de gélose ne se détache pas


Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



Milieu/réactif de détection de l’indole

Détection de la formation d’indole à partir du tryptophane

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

Formation d’un anneau rouge dans les 10 min

Milieu tryptone/ tryptophane avec réactif d’indole (réactif de Kovac)

ISO 6579-1

ISO 9308-1

ISO 16654

ISO 21567


00037

00138

00185

Milieu salé tryptone/ tryptophane avec réactif d’indole (réactif de Kovac)

ISO 21872-1Vibrio cholerae

00203

Vibrio vulnificus 00139

Réactif d’indole (réactif de Kovac) ISO 11866-1 Enterobacter

aerogenes 00175


Anneau jaune/brun dans les 10 min

Citrobacter freundii 00006

Salmonella Typhimuriumc 00031

Salmonella Enteritidisc 00030

Réactif d’indole (réactif de Vracko et de Sherris) ISO 11866-2

Détection de la formation d’indole sur les membranes filtrantes

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

Apparition d’une couleur rose en l’espace de quelques minutes

Enterobacter aerogenes 00175


Aucune apparition de couleur rose

Citrobacter freundii 00006



Milieu King B ISO 16266 Détection de la fluorescéine


00024

00025

00026

Réaction positive:

Présence d’une fluorescence sous lampe UV (360 ± 20) nm

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179


Aucune fluorescence


Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


Projet

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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



KOH

(solution d’hydroxyde de potassium à 3 %)

ISO 17995 Typage de Gram

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

La colonie devient filan-dreuse — micro-organisme à Gram négatif

Campylobacter jejuni00156

00005

Campylobacter coli 00004


00032

00034


La colonie reste lisse — micro-organisme à Gram positif

Milieu gélatine-lactose ISO 7937

Détection de la formation de gaz, d’acide et de la liquéfaction de la gélatine

Clostridium perfringens 00007

Réaction positive:

Présence de gaz, couleur jaune et liquéfaction de la gélatine

Hafnia alvei 00095


Aucun changement de couleur ou couleur rouge, absence de liquéfaction de la gélatine

Milieu lactose-sulfite (LS) ISO 7937

Détection de la fermentation du lactose et de la réduction du sulfite


Réaction positive:

Production de gaz: plus d’un quart du tube de Durham est rempli de gaz

Production de sulfite de fer: formation d’un précipité noir

Clostridium sporogenes 00008


Production de gaz mais aucun noircissement


Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



Milieu de décarboxylation de la lysine

Milieu salé de décarboxylation de la lysine

ISO 6579-1

ISO 21567

ISO 19250

ISO 21872-1

ISO 22964

Détection de la L-lysine décarboxylase (LDC)


Réaction positive:

Le milieu reste violet et est trouble après incubation


Enterobacter aerogenes 00175

Vibrio parahaemolyticus 00185

Proteus mirabilis

00023


La couleur du milieu passe du violet au jaune

Citrobacter freundii

0006

Cronobacter sakazakii

00214

Cronobacter muytjensis

00213

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Solution d’oxalate de vert de malachite ISO 21871

Détection des spores par examen microscopique

Bacillus cereus 00001Réaction positive:

Spores colorées en vert

Aucune — Absence de coloration verte des spores

Milieu mobilité

Milieu non sélectif liquide, y compris eau stérile

ISO 11290-1

ISO 11290-2Détection de la mobilité

Listeria monocytogenes 4b 00021 Réaction positive:

Mobilité «en pirouette» dans le milieu liquide à 25 °C sous microscope à contraste de phase

Listeria monocytogenes 1/2a 00109

Listeria innocua 00017


00032

00034


Pas de motilité en milieu liquide

Gélose nutritive semi- solide pour l’essai de mobilité

ISO 11290-1

ISO 11290-2Détection de la mobilité

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

Croissance qui diffuse à dis-tance de la ligne d’inoculum (mobile)

Listeria monocytogenes 4b

00021

Schéma de croissance en forme de parapluieListeria

monocytogenes 1/2a00109


ISO 21567 Shigella sonnei 00127Réaction négative:

Croissance discrète limitée à la ligne de piqûre (non mobile)


Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



Bouillon au mucate (bouillon au mucate de sodium)

ISO 21567 Croissance dans le bouillon au mucate

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

Croissance, avec virage au jaune paille du milieu

Shigella flexneri00125

00126


Aucune croissance, absence de changement de couleur du milieu (couleur bleue)

Bouillon MRS ISO 9232

Croissance à 15 °C

Lactobacillus casei

00100 Réaction positive:

TurbiditéLactobacillus plantarum 00104


00102Réaction négative:

Aucune turbidité

Croissance à 45 °C


00102Réaction positive:

Turbidité

Lactobacillus plantarum 00104


Aucune turbidité

Milieu de nitrate mobilité ISO 7937Détection de la mobilité et de la réduction du nitrate en nitrite

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Mobilité:

Réaction positive:

Croissance qui diffuse, dans l’ensemble du milieu à dis-tance de la ligne de piqûre


Réduction du nitrate en nitrite:

Réaction positive:

Couleur rouge après ajout des réactifs de détection du ni-trite ou aucune couleur après ajout de poussière de zinc


Mobilité:


Croissance discrète limitée à la ligne de piqûre (non mobile)

Clostridium sporogenes

Clostridium bifermentans

00008

00079

Réduction du nitrate en nitrite:


Absence de couleur rouge après ajout des réactifs de détection du nitrite; couleur rouge après ajout de poussière de zinc


Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



Milieu d’ornithine décarboxylase

Milieu salé pour la détection de l’ornithine décarboxylase

ISO 21567

ISO 22964

Détection de la L-ornithine décarboxylase (ODC)

Proteus mirabilis

00023

Réaction positive:

Turbidité et couleur violette (pourpre)

Enterobacter aerogenes

00175


00214


00213

Shigella sonnei 00127

Citrobacter freundii

00006


Couleur jaunePseudomonas aeruginosa

00024

00025

00026

Pseudomonas fluorescens 00115

Réactif à l’oxydase

ISO 9308-1

ISO 21528-1

ISO 21528-2

ISO 21872-1

ISO 22964

ISO/TS 11059

ISO 13720

ISO 13722

ISO 16266

ISO 17995

Détection de la cytochrome oxydase


00024

00025

00026

Réaction positive:

Couleur mauve, violette, pourpre ou bleu foncé pen-dant le temps de la réaction

Pseudomonas fluorescens

00115

Vibrio parahaemolyticus 00185

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179


Aucun changement de cou-leur pendant le temps de la réaction


00214


00213

Brochothrix thermosphacta 00071


Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



Eaux peptonées présentant différentes teneurs en NaCl:

0 %, 6 %, 10 %

ISO 21872-1 Détection de l’halotolérance

NaCl à 0 % Vibrio cholerae non O1/non O139

00203

Réaction positive:

Croissance (turbidité)

NaCl à 6 % Vibrio parahaemolyticus

00037

00138

00185

Vibrio vulnificus

00139

NaCl à 10 % Staphylococcus aureus

00032

00034

NaCl à 0 % Vibrio parahaemolyticus

00185


Aucune croissance (absence de turbidité)


00203


00203


00037

00138

00185

Vibrio vulnificus 00139

Plasma de lapin ISO 6888-1 Détection de la coagulase


00032

00034

00035d

Réaction positive:

Coagulation du plasma, le volume coagulé occupe plus de la moitié du liquide

Staphylococcus epidermidis 00036 Réaction négative:

Aucun signe de coagula-tion du plasma alors que le plasma de contrôle ne montre aucune coagulation avec un bouillon stérile d’infusion cœur-cervelle

Staphylococcus saprophyticus 00159

Solution de safranine ISO 21871Détection des sporanges par examen microscopique

Bacillus cereus 00001Réaction positive:

Coloration rouge des sporanges

Aucune — Aucune coloration des sporanges

Solution de chlorure de sodium avec du toluène et réactif à la β-galactosidase

ISO 6579-1

ISO 21567

ISO 21872-1

Détection de la β-Galactosidase

Escherichia coli

00012

00013

00090

00179

Réaction positive:

Couleur jaune

Proteus mirabilis 00023 Réaction négative:

Aucun changement de couleurVibrio parahaemolyticus 00185


Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



Gélose au sang de mouton pour test d’hémolyse

ISO 7932

ISO 21871

Détection de la β-hémolyse

Bacillus cereus00001

00021Réaction positive:

Zone de β-hémolyse; colonie entourée par une zone claireListeria

monocytogenes 00109

ISO 11290-1

ISO 11290-2

Bacillus subtilis sous-espèce spizizenii

00003Réaction négative:

Aucune zone d’hémolyseBacillus subtilis 00070


Solution au noir Soudan B ISO 21871

Détection de la matière grasse intracellulaire par examen microscopique

Bacillus cereus 00001

Réaction positive:

Coloration noire de la matière grasse intracellulaire dans les cellules

Bacillus subtilis 00070Aucune coloration noire de la matière grasse intracellulaire dans les cellules

Gélose au citrate de fer et aux trois sucres (TSI)

ISO 6579-1

ISO 19250

ISO 21567

Fonction multiple

Fermentation du glucose, du lactose et du saccharose, avec ou sans formation de gaz

Détection de la formation de H2S

Salmonella Enteritidisc

Salmonella Typhimuriumc

00030

00031

Pour les réactions caractéristiques, voir la norme correspondante

Culot:

Jaune: glucose fermenté

Noir: formation de sulfure d’hydrogène

Bulles ou fissures: formation de gaz

Pente:

Jaune: utilisation de lactose et/ou de saccharose

Shigella sonnei

Shigella flexneri

00127

00125

Culot:

Jaune: glucose fermenté

Aucune formation de gaz

Absence de formation de sulfure d’hydrogène

Pente:

Rouge ou inchangé: absence d’utilisation de lactose et de saccharose


00024

00025

00026

Culot:

Rouge ou inchangé: glucose non fermenté

Pente:

Rouge ou inchangé: absence d’utilisation de lactose et de saccharose


Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)



Gélose à l’urée (Christensen)

ISO 21567

ISO 6579-1

ISO 19250

ISO 10273

Détection de l’hydrolyse de l’urée par production d’ammoniac

Proteus mirabilis 0023 Réaction positive:

Production d’ammoniac avec changement de couleur au rose pâle/rose/rose cerise foncé

Klebsiella pneumoniae 00097

Escherichia coli

00012

00013

00090


Aucune production d’ammoniac, aucun changement de couleur

Salmonella Typhimuriumc

00031

Salmonella Enteritidisc

00030

Shigella sonnei 00127

Shigella flexneri 00125

Milieu de Voges-Proskauer avec réactifs

ISO 11290-1

ISO 11290-2

Détection d’acétylmé-thylcarbinol à partir de la fermentation du glucose

Listeria monocytogenes 4b

00021 Réaction positive:

Formation d’une couche de couleur rose à rouge vif dans les 15 min après l’ajout des réactifs et agitation

Listeria monocytogenes 1/2a

00109


Escherichia coli

00012

00013

00090

00179


Aucune formation de couche rose ou rouge vif


Bibliographie

Remplacer les références suivantes (qui ont été révisées):

[59] ISO 10272-2, Microbiologie de la chaîne alimentaire — Méthode horizontale pour la recherche et ledénombrement de Campylobacter spp. — Partie 2: Technique par comptage des colonies

[83] ISO 21872-1, Microbiologie de la chaîne alimentaire — Méthode horizontale pour la déterminationdes Vibrio spp. — Partie 1: Recherche des espèces de Vibrio parahaemolyticus, Vibrio cholerae etVibrio vulnificus potentiellement entéropathogènes

Tableau K.1 (suite)


NM ISO 11133:2021


Projet

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ISO 11133:2014/Amd.2:2020(F)

Ajouter les références suivantes (mentionnées dans le Tableau K.1):

[88] ISO 9232, Yaourt — Identification des micro-organismes caractéristiques (Lactobacillusdelbrueckii subsp. bulgaricus et Streptococcus thermophilus)

[89] ISO 11866-1, Lait et produits laitiers — Dénombrement d’Escherichia coli présumés — Partie 1:Technique du nombre le plus probable avec utilisation de 4-méthylumbelliféryl-bêta-D-glucuro-

nide (MUG)

[90] ISO 11866-2, Lait et produits laitiers — Dénombrement d’Escherichia coli présumés — Partie 2:Technique par comptage des colonies obtenues sur membranes à 44 °C

[91] ISO 13722, Microbiologie de la chaîne alimentaire — Dénombrement de Brochothrix spp. —Technique par comptage des colonies obtenues

[92] ISO 21567, Microbiologie des aliments — Méthode horizontale pour la recherche de Shigella spp.

[93] ISO 22964, Microbiologie de la chaîne alimentaire — Méthode horizontale pour la recherche deCronobacter spp.


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