mémoire m1

Analyse de facteurs physiologiques et immuns chez

Leuciscus cephalus, associations

potentielles et parasitisme

Université de Versailles - Saint-Quentin-en-Yvelines

UFR des SciencesDépartement de Biologie

Master 1 Biologie et Santé

Masaryk University of BrnoFaculty of Natural Sciences

Institute of Botany and ZoologyDepartment of Parasitology

Rédigé et soutenu par Timothée Poisot

Travaux encadrés par Andrea Simkova

Serge Morand

Stage effectué du 25 mars au 11 mai 2007Soutenu le 20 juin 2007 à l’UVSQ

Physiologie, immunocompétence, et parasitisme chez Leuciscus cephalus Page 1 de 45

REMERCIEMENTS

Avant de commencer ce travail, il me faut remercier l’ensemble des personnes qui l’ont rendu

possible.

Andrea Simkova, pour son encadrement et ses conseils à chaque étape de mon travail.

Serge Morand, pour son implication dans la rédaction et le perfectionnement de ce mémoire.

Pavel Hyrsl, pour l’aide et le travail fournis pendant les mesures de l’immunocompétence.

Milan Gelnar, pour avoir autorisé mon séjour dans les murs de son laboratoire.

L’ensemble du Monogenean Research Group, pour leur accueil, et leur aide pendant les

dissections.

Fabienne Misguich, pour son enseignement.

Céline Arnal, pour m’avoir « transmis le virus ».

Mariella Duarte.

L’ensemble de tous ceux qui ont relu ce mémoire, par partie ou dans son intégralité, et qui ont

aidé à son amélioration.

Les éventuelles erreurs qui resteraient ne sauraient, bien évidemment, être attribuées qu’à

l’auteur.

Lieu de stage :

Monogenean Research Group

Department of Parasitology

Institute of Botanic and Zoology

Masaryk University, Faculty of Natural Sciences

Kotlá!ská 2, 611 37 Brno, République Tchèque


SOMMAIRE

Introduction............................................................................................................................... 4

Introduction générale............................................................................................................... 4

Le problème de l’allocation d’énergie ................................................................................. 4

Variations de la physiologie ................................................................................................ 4

Relations entre l’immunocompétence et la physiologie ........................................................ 5

Immunité innée anti-parasitaire chez les poissons ............................................................... 6

Présentation du travail ............................................................................................................. 8

Matériels et méthodes ............................................................................................................. 10

Manipulation des poissons..................................................................................................... 10

Capture des poissons......................................................................................................... 10

Prise de sang et de mucus.................................................................................................. 10

Paramètres physiologiques................................................................................................ 10

Dissection.......................................................................................................................... 11

Conservation des parasites ................................................................................................ 11

Identification des parasites................................................................................................ 12

Hématologie.......................................................................................................................... 12

Réalisation des blood smears............................................................................................. 12

Comptage des leucocytes sur lame..................................................................................... 12

Comptage des érythrocytes et des leucocytes sur hémocytomètre....................................... 12

Hématocrite et leucocrite .................................................................................................. 13

Immunocompétence .............................................................................................................. 13

Lysozyme........................................................................................................................... 13

Oxydative burst ................................................................................................................. 13

Résultats .................................................................................................................................. 15

Parasitisme............................................................................................................................ 15

Paramètres épidémiologiques............................................................................................ 15

Distribution des parasites les plus abondants .................................................................... 15

Influence du sexe sur les variables étudiées ........................................................................... 15

Corrélations entre les variables.............................................................................................. 17

Variables retenues............................................................................................................. 17

Physiologie........................................................................................................................ 17

Immunocompétence ........................................................................................................... 17

Physiologie et immunocompétence .................................................................................... 18

Physiologie et parasitisme ................................................................................................. 18


Immunocompétence et parasitisme .................................................................................... 18

Discussion ................................................................................................................................ 19

Figures ..................................................................................................................................... 25

Tables et équations.................................................................................................................. 34

Références................................................................................................................................ 40


INTRODUCTION

INTRODUCTION GENERALE

LE PROBLEME DE L’ALLOCATION D’ENERGIE

Tout organisme dispose, à un instant donné, d’une quantité finie d’énergie qu’il doit allouer entre

différents impératifs: survie, reproduction, maintenance. Par définition, les parasites réduisent la

valeur adaptative (« fitness ») de leur hôte, en exploitant des ressources énergétiques qui auraient

pu être attribuées à ces fonctions dans d’autres circonstances (Moller et Erritzoe 2002). Le coût

énergétique important de la réponse immunitaire induite par la présence de parasites (Sheldon et

Verhulst 1996; Moeller et al. 2003) est lui aussi susceptible de modifier la physiologie de l’hôte,

notamment en modifiant l’allocation à la reproduction (Folstad et Karter 1992).

La compréhension des relations entre l’immunocompétence et la reproduction, prenant en compte

la présence de parasites, apparaît aujourd’hui comme l’un des enjeux majeurs de l’immunologie

écologique. Intuitivement, il est intéressant de caractériser les différences qui existent entre les

mâles et les femelles, dans la mesure où la quantité d’énergie allouée à l’effort reproductif est

susceptible de varier selon le sexe.

VARIATIONS DE LA PHYSIOLOGIE

L’allocation d’énergie à l’une des grandes fonctions aux dépens des autres peut être approchée

par l’étude de la variation de certains indicateurs. De nombreux travaux se sont concentrés sur les

variations de la physiologie des poissons selon la saison et la maturité sexuelle.

Pour évaluer l’état physiologique général des poissons, 4 indicateurs sont fréquemment utilisés.

K (condition factor) permet de mesurer l’état de santé général du poisson, en supposant qu’à

taille égale, un individu de masse supérieure est en meilleure santé (Bolger et Connolly 1989).

GS, rapport entre le poids des gonades et le poids du corps, permet d’évaluer l’investissement

dans la reproduction (Durif et al. 2000; Lamkova et al. 2007). SS, rapport entre le poids de la rate

et le poids du corps, est un indicateur de l’investissement dans l’immunocompétence (Fox et al.

1997; Faller et al. 2003; Jenkins et al. 2004). HS, rapport entre le poids du foie et le poids du

corps, donne une indication de la quantité d’énergie disponible à l’individu (Chellappa et al.

1995; Lefebvre et al. 2004).


La présence de parasites entraîne un coût pour l’individu infecté. De fait, une diminution de K a

été observée chez des saumons (Salmo salar) infectés par le copépode Lepeophtheirus salmonis

(Grimnes et Jakobsen 1996).

L’importance de l’état de maturité sexuelle dans la variation des mesures hématologiques est

grande. Pickering (1986) a ainsi mis en évidence une augmentation du nombre d’érythrocytes

circulants, pendant l’hiver, chez les mâles Salmo trutta sexuellement matures. Par la suite, des

résultats identiques ont été obtenus chez Salmo salar.

Chez Salmon salar toujours, une diminution de l’hématocrite suite à une infection par

Lepeophtheirus salmonis a été observée (Grimnes et Jakobsen 1996). Un résultat identique a été

obtenu chez Onchorynchus mykiss (Fast et al. 2002).

Certains modèles ont permis de mettre en évidence des variations des paramètres hématologiques

en réponse à une infection par un parasite : Salmo trutta répond à l’infection par Lepeophtheirus

salmonis par une augmentation de la proportion d’érythrocytes, et une diminution de la

proportion de lymphocytes (Ruane et al. 2000). Au cours de ces mêmes travaux, une activation

du lysozyme et de la voie alterne du complément a pu être observée.

RELATIONS ENTRE L’IMMUNOCOMPETENCE ET LA PHYSIOLOGIE

L’immunocompétence, définie comme la capacité d’un organisme à déclencher puis réguler une

réponse immune (Kuby 1999), est dépendante de la physiologie de l’individu. Les relations

existantes entre les systèmes neuroendocrinien et immunitaire chez les poissons sont globalement

bien documentées (Harris et Bird 2000; Watts et al. 2001).

Chez Salmo trutta, l’infection par le monogène Gyrodactylus derjavini provoque la synthèse de

cortisol (Stoltze et Buchmann 2001), connu pour être un médiateur de l’immunosuppression

entraînée par un stress (Roth 1985; Kaattari et Tripp 1987; Pickering et Pottinger 1989;

Houghton et Matthews 1990). Des résultats identiques ont été obtenus chez la truite arc-en-ciel

Onchorynchus mykiss suite à l’infection par Lepeophtheirus salmonis (Fast et al. 2002).

Différentes études portant sur les effets de la température de l’eau sur l’immunocompétence des

poissons ont permis de mettre en évidence que les basses températures, et plus généralement les

variations brutales de température, étaient associées, chez les téléostéens, à une

immunosuppression (Bly et Clem 1991).


Le maintien des caractéristiques sexuelles secondaires, notamment les ornements chez les mâles,

demande un investissement énergétique important, souvent associé à une diminution de

l’immunocompétence (Hamilton et Zuk 1982; Folstad et Karter 1992). De fait, on peut supposer

que des mâles sexuellement matures soient plus fortement parasités que le reste de la population

(Ottova et al. 2005; Vainikka et al. 2005).

D’autre part, les androgènes sont connus pour avoir un effet immunosuppresseur (Grossman

1985; Slater et al. 1995a). Des récepteurs à la testostérone ont été découverts sur les lymphocytes

de la truite (Slater et al. 1995b), pouvant expliquer au moins en partie ce phénomène chez les

poissons. D’autre part, la testostérone est capable de tuer les leucocytes de saumon (Slater et

Schreck 1997). Cette mort cellulaire est très probablement de type apoptotique (Raberg et al.

1998).

IMMUNITE INNEE ANTI-PARASITAIRE CHEZ LES POISSONS

Le parasitisme est un mode de vie extrêmement répandu, puisqu’il pourrait concerner la majorité

des espèces existantes (Windsor 1998; Combes 2002). Les parasites, en tant qu’éléments du non-

soi, sont susceptibles de déclencher une réponse immunitaire, et leur capacité à infecter l’hôte est

intuitivement dépendante de son immunocompétence. A titre d’exemple, de précédents travaux

ont montré que la susceptibilité à l’infection par l’ectoparasite Gyrodactylus derjavini était

modifiée chez des truites arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) ayant subi une immunosuppression

par traitement au dexamethasone (Lindenstrøm et Buchmann 1998). Pour comprendre les

relations entre physiologie et immunité, il apparaît nécessaire de tenir compte de la présence de

parasites.

Les poissons sont des organismes hétérothermes poïkilothermes, c’est-à-dire dont la température

corporelle est régulée par des facteurs abiotiques (dans le cas des poissons, la température de

l’eau). Chez les poïkilothermes, la réponse immunitaire adaptative est plus longue à déclencher,

et extrêmement coûteuse en énergie. De fait, la réponse innée est souvent privilégiée.

On peut hypothétiquement considérer que l’activation de l’immunité innée pour lutter contre des

parasites, c’est-à-dire l’utilisation de l’alternative la plus favorable énergétiquement, est

l’aboutissement d’un mécanisme de coévolution, et révèle une histoire évolutive commune entre

l’espèce hôte et les différentes espèces de sa parasitofaune (Jones 2001).

Sur des échelles de temps plus longues que celle de ce travail, il est intéressant d’observer les

influences de la saison sur l’immunocompétence et l’effort reproductif ; ceci dans la mesure ou la


quantité d’énergie disponible dépend, du fait de la poïkilothermie, de la température de l’eau. Ce

travail a déjà été réalisé au laboratoire (Lamkova et al. 2007), mais n’inclut pas de données

collectées à la période de l’année à laquelle s’est déroulée la présente étude.

De précédents travaux ont montré que les trois mécanismes de défense contre les parasites (et,

chez les poissons, plus particulièrement les ectoparasites) étaient l’activation de la voie alterne du

complément, l’activation du lysozyme, et l’oxydative burst, c’est-à-dire la libération de

métabolites réactifs de l’oxygène par les phagocytes (Buchmann 1999; Jones 2001; Watts et al.

2001; Buchmann et Lindenstrøm 2002).

Comme le faisait remarquer Jones (2001), « à l’exception de quelques modèles bien décrits (…),

les programmes de recherche se concentrant sur l’immunité innée anti-parasitaire chez les

poissons manquent ». De fait, la majorité des informations disponibles aujourd’hui proviennent

d’études réalisées sur un nombre réduit de modèles, souvent ceux qui présentent un intérêt

économique (comme c’est le cas pour un grand nombre de salmonidés).

D’autre part, il existe très peu de travaux menés dans le milieu naturel des poissons, ou ils sont

exposés à un spectre très large de parasites.

Le complément semble être un mécanisme de défense particulièrement actif contre les

ectoparasites (Buchmann 1998; Harris et al. 1998; Buchmann 1999; Jones 2001; Buchmann et

Lindenstrøm 2002), notamment via l’activation de la voie alterne. Bien qu’ayant été décrit pour

la première fois pour le système Salmo salar/Gyrodactylus salaris, ce modèle a été par la suite

vérifié chez la truite (Rubio-Godoy et al. 2004). Des expériences d’inactivation du complément,

au cours desquelles la mortalité des parasites à significativement diminué, ont permis de

confirmer ce rôle (Buchmann 1998).

Le lysozyme semble être activé par la présence d’ectoparasites, bien que n’ayant pas montré

d’effet anti-parasitaire (c’est-à-dire n’entraînant pas de mortalité des parasites) au cours des

précédents travaux sur ce sujet (Buchmann et Uldal 1997). Cependant, ces résultats ont été

obtenus pour le parasite Gyrodactylus derjavini, et les études sur d’autres espèces de monogènes

manquent toujours (Buchmann 1999).

L’activité des macrophages semble être diminuée chez les individus lourdement infectés par des

ectoparasites (Mustafa et al. 2000; Fast et al. 2002; Kortet et al. 2003).


PRESENTATION DU TRAVAIL

Sur la base de ces considérations, l’objectif de ce travail est d’étudier comment différents facteurs

physiologiques et immuns interagissent, et quelle est l’influence de la présence de parasites sur

ces interactions, en milieu naturel. Notre modèle pour cette étude est le poisson Leucisus

cephalus (Linnaeus 1756), de la famille des cyprinidae. Cette espèce parmi les plus parasitées de

la famille des Cyprinidae en Europe Centrale (Moravec 1994, 2001). Les dernières analyses

(2004-2005) ont notamment permis d’observer 28 espèces de parasites métazoaires chez

Leuciscus cephalus (Lamkova 2005; Lamkova et al. sous presse).

Leuciscus cephalus est un poisson largement distribué en Europe, en Asie, dans l’Atlantique et la

Méditerranée. Il présente l’avantage de vivre en forte densité de populations, et d’avoir une

bonne tolérance écologique (Froese et Pauly 2001), ce qui permet de minimiser l’impact des

prélèvements nécessaires pour ce travail sur les populations naturelles.

Les parasites auxquels nous nous sommes intéressés sont, à l’exception du genre Myxobolus, des

parasites métazoaires. Les ectoparasites observés appartiennent à la sous-classe Monogenea, au

sous-phylum Crustacea, au phylum Mollusca (stades larval « glochidium » des genres Anodonta

et Unio). Les endoparasites observés appartiennent à la classe Trematoda (Digenea), à la classe

Cestoda, au phylum Acanthocephala, au phylum Nematoda.

Pour les analyses de corrélation, afin de compenser le faible effectif de notre échantillon, nous

avons retenu le nombre total d’endoparasites et d’ectoparasites, le nombre de Myxobolus, ainsi

que la richesse (nombre d’espèces parasites) et la diversité (calculée à partir de l’index de

Brillouin (Pielou 1969, 1975)). Cet échantillonnage permet de compenser le fait que certaines

espèces étaient très peu représentées dans la population totale d’hôtes.

Les indicateurs de la physiologie que nous avons retenu sont K, GS, HS, et SS. Le fait de travailler

avec les rapports du poids des organes sur le poids du corps permet de normaliser ces indicateurs

par rapport à l’état de condition du poisson. Concernant la rate, l’utilisation du poids ou du

volume non corrigé comme indicateur de l’immunocompétence à fait l’objet de critiques (Smith

et Hunt 2004). Des remarques supplémentaires sur l’utilisation de SS comme indicateur de

l’immunocompétence sont fournies dans la discussion.

L’analyse des relations entre ces indicateurs nous permet d’évaluer dans quelle mesure les

individus étudiés allouent l’énergie entre les différentes fonctions (ie reproduction, condition


somatique, et immunocompétence), c’est-à-dire de déterminer s’il existe ou non un compromis

(trade-off) entre ces fonctions.

Les mesures hématologiques n’ont pas été utilisées per se dans les analyses de corrélations, mais

ont permis de normaliser l’activité des macrophages. Les données obtenues sur la composition du

sang ont été conservées, dans la mesure où elles sont les premières pour cette période de l’année

chez Leuciscus cephalus. D’autre part, le leucocyte differential count peut être utilisé comme un

indicateur de l’immunocompétence.

Les indicateurs de l’immunocompétence des individus que nous avons retenu sont la

concentration en lysozyme du mucus, et l’intensité maximale de l’oxydative burst, mécanisme de

réponse cellulaire particulièrement impliqué dans l’immunité innée antiparasitaire chez les

poissons (Cassier et al. 1998).


MATERIELS ET METHODES

MANIPULATION DES POISSONS

CAPTURE DES POISSONS

18 individus de l’espèce Leuciscus cephalus (Cyprinidae) ont été capturés par pêche électrique

(electrofishing) dans leur milieu naturel (rivière Oslava, sud de la Moravie, affluent de la rivière

Morava) le 3 avril 2007 (température de l’eau : 6,1°C) ; 21 nouveaux individus de la même

espèce ont été capturés au même endroit le 14 avril 2007 (température de l’eau : 10,1°C).

Immédiatement après sa capture, chaque poisson a été marqué de manière caractéristique

(entaille à la nageoire caudale) pour identification, puis une prise de sang a été effectuée comme

décrit dans la section suivante. Les poissons ont ensuite été placés par groupe de trois dans des

sacs oxygénés, contenant de l’eau de la rivière, pour leur transport au laboratoire. Ils ont été

stockés dans des bassins oxygénés en attendant la dissection.

PRISE DE SANG ET DE MUCUS

Une prise de sang est effectuée immédiatement après la capture, dans la vena caudalis, selon les

indications de Stolen et al (1993), avec une seringue héparinisée. Un volume d’environ 0,5ml est

prélevé à chaque prise, mélangé avec 50U d’héparine par ml de sang, et conservé dans un tube

eppendorf placé dans la glace. Deux capillaires à hématocrite sont remplis aux " puis une des

extrémités est scellée par chauffage. Le poisson est ensuite désinfecté à l’alcool et placé dans un

réservoir de transport. Les poissons sont ramenés au laboratoire, puis sacrifiés et disséqués dans

les 48 heures, comme décrit ci-après. Au moment de la dissection, les écailles du poisson sont

grattées à l’aide d’un scalpel, pour prélever le mucus (#20µl). Le mucus ainsi prélevé est placé

dans un tube eppendorf au réfrigérateur. Les poissons morts au laboratoire (3 avril : 5 individus)

n’ont pas été retenus pour les expérimentations.

PARAMETRES PHYSIOLOGIQUES

Le poisson est pesé (g), mesuré de la pointe de la nageoire caudale à la bouche (longueur totale,

cm). La longueur standard est mesurée (cm), de la base de la nageoire caudale à la bouche. Les

organes internes sont retirés comme mentionné dans la section suivante, puis le poids sans ces

organes est relevé (g). Suite à la dissection, les indices splénosomatiques (masse de la rate ÷

masse du corps, multiplié par 100), hépatosomatiques (masse du foie ÷ masse du corps, multiplié

par 100), gonadosomatiques (masse des gonades ÷ masse du corps, multiplié par 100), ainsi que


le facteur de condition (condition factor) (masse totale ÷ (longueur totale)3) ont été calculés

(Bolger et Connolly 1989).

DISSECTION

Le poisson est sacrifié par une incision au niveau de l’aorte dorsale, puis ouvert le long du ventre

pour rendre accessibles les organes internes. Les chairs d’un des côtés sont écartées, et les

organes internes sont retirés, en prenant soin de les conserver intacts. Le sexe est déterminé par

examen des gonades. La rate, le foie, et les gonades sont pesés (balance de précision, 10-4 g). La

rate est placée dans 500µl de solution RNAlater (pour des analyses ultérieures du CMH –

fabricant : Sigma), puis conservée quelques jours au réfrigérateur avant congélation (-80°C). Les

autres organes sont placés séparément dans des coupelles contenant de l’eau de capture (L’eau

distillée est hypotonique pour les parasites et entraîne leur lyse. Les types de parasites

susceptibles d’être retrouvés sont portés en italique à la suite du nom des organes). Les arcs des

branchies sont séparés (Monogenea : Gyrodactylus, Dactylogyrus, Paradiplozoon ; Crustacea :

Ergasilus sieboldi ; Hirudinea ; Protozoa : Myxobolus), de même que les nageoires (Monogenea :

Gyrodactylus ; Crustacea : Argulus foliaceus), et les yeux. Après ouverture du tube digestif, les

organes internes sont écrasés entre deux plaques de verre (Trématoda : métacercaires dans

l’ensemble des organes internes, les yeux, les muscles, formes adultes dans l’intestin ; Cestoda :

stades larvaires et adultes ; Nématoda : principalement dans l’intestin, la vessie natatoire et

l’hépatopancréas, stades larvaires et adultes ; Acanthocéphala : dans l’intestin).

CONSERVATION DES PARASITES

Les monogènes observés sont séparés de leur milieu, puis placés entre lame et lamelle, puis

écrasés par aspiration de l’eau ayant servi au montage. Une solution de GAP (Malmberg 1957)

est ajoutée sous la lamelle par capillarité. Les lamelles sont maintenues en place par quatre points

de résine fondue. Une partie des endoparasites (Cestoda, Nématoda, Acanthocephala, Trématoda)

sont conservés dans une solution de formaldéhyde 4%, puis colorés une heure dans une solution

d’IAC (Georgiev et al. 1986) avant d’être lavés selon la séquence suivante : rinçage dans une

solution d’alcool acide, lavage à l’eau, 5 minutes dans l’alcool 70%, 10 minutes dans l’alcool

96%, 5 minutes dans du carboxylol, 5 minutes dans du xylène, puis conservation entre lame et

lamelle dans du canadian balsam (Georgiev et al. 1986). La préparation a été solidifiée à l’étuve

(37°C). Les endoparasites non fixés de cette manière sont conservés dans une solution GAP

comme décrit précédemment pour les monogènes. Les parasites du genre Myxobolus n’ont pas

été collectés.


IDENTIFICATION DES PARASITES

Les parasites collectés lors de la dissection sont examinés au microscope optique. Les parasites

du genre Dactylogyrus sont identifiés selon la forme des crochets centraux, des crochets

marginaux, de la barre connective ventrale et dorsale, de l’hapteur (organe d’attachement), et des

organes sexuels (Figure 2). Les parasites du genre Gyrodactylus sont identifiés selon la

morphologie des crochets centraux, des crochets marginaux et des barres connectives (Figure 3),

mesurés en microscopie optique (grossissement 100x à 200x, huile à immersion, microscope

Olympus BX51, caméra DP70, logiciel Micro Image Analysis). Les parasites dont l’espèce n’a

pas été identifiée (organes manquants, parasite lysé, ou tout autre facteur entraînant un doute sur

l’espèce exacte) sont comptabilisés dans le total du genre auquel ils appartiennent. La

détermination a été effectuée à partir des clefs connues (Ergens et Lom 1970; Gusev 1985;

Scholz 1989; Moravec 1994).

HEMATOLOGIE

REALISATION DES BLOOD SMEARS

Une goutte de sang issue de chaque prélèvement est déposée sur une lame, puis étalée pour

former une traînée (Stolen et al. 1993). La lame est laissée à sécher 10 minutes à l’air libre, puis

colorée par différentes solutions selon la séquence suivante (Svobodová et al. 1991) : May-

Grünwald (10 gouttes par lame, 3 minutes), eau distillée et PBS (ratio 1 pour 1, pH = 7,1, 10

gouttes par lame, 1 minute), Giemsa-Romanovsky et eau distillée (ratio 2 pour 40, 10 gouttes par

lame, 25 à 30 minutes). Les lames sont déposées pour sécher en position inclinée (à l’air libre),

puis le dessous est rincé à l’alcool pur. Deux lames sont préparées pour chaque poisson étudié.

COMPTAGE DES LEUCOCYTES SUR LAME

Chaque lame est observée au microscope optique, grossissement 100x avec huile à immersion,

sans lamelle. Un total de 100 leucocytes est compté sur chaque lame. Les lames sont ensuite

conservées à l’air libre. La différenciation des cellules est effectuée d’après les critères

morphologiques connus pour chaque type de cellule (lymphocytes, monocytes, blastocystes,

différents stages de développement des neutrophiles, ie myélocytes, métamyélocytes, bands, et

segments) (Lehmann et al. 1994).

COMPTAGE DES ERYTHROCYTES ET DES LEUCOCYTES SUR HEMOCYTOMETRE

Pour chaque poisson, 25µl de sang et 4975µl de solution de Natt-Herik (Svobodová et al. 1986;

Lusková 1997) sont mélangés puis homogénéisés dans une flasque. Le mélange est stocké dix


minutes au réfrigérateur (4°C), puis soumis à une légère agitation manuelle. Un volume de 20µl

de solution est déposé sur un hémocytomètre (Bürker), puis compté au microscope selon la

méthode recommandée par Stolen et al. (1993). Le comptage des érythrocytes est réalisé sur 20

cellules rectangulaires, celui des leucocytes sur 50 cellules carrées de l’hémocytomètre. Le

comptage a été réalisé dès le retour au laboratoire (environ 4 heures après la capture).

HEMATOCRITE ET LEUCOCRITE

Comme décrit dans la partie « prise de sang et de mucus », deux capillaires à hématocrite sont

remplis pour chaque poisson capturé. Les capillaires sont ensuite centrifugés 3 minutes à 12000g

(Svobodová et al. 1986). L’hématocrite est relevé avec un lecteur circulaire immédiatement après

centrifugation. Le leucocrite a été déterminé en calculant le rapport entre la taille du culot formé

par les leucocytes (microscope optique grossissement 4x, logiciel AnalySIS) et la taille totale du

culot (mesurée au pied à coulisse, précision ±0,1mm).

IMMUNOCOMPETENCE

Les analyses d’immunocompétence ont été réalisées dans le laboratoire du Dr. Pavel Hyr$l, au

Department of Animal Physiology and Immunology.

LYSOZYME

Un gel contenant de l’agarose (diluée dans du tampon à pH = 7) et des bactéries Micrococcus

luteus est coulé sur une plaque de verre. Des trous d’environ 5 µl de contenance sont percés après

polymérisation, à intervalles réguliers. 5µl de chaque échantillon sont déposés dans les puits. Le

gel est calibré avec une série de quatre échantillons de lysozyme issu de blanc d’œuf de poulet

(commercialisé par Sigma). L’ensemble est incubé 24 heures, en étuve humide, à température

ambiante. La quantité de lysozyme (mg/ml) est calculée par rapport au diamètre des plages de

lyse (moins le diamètre des puits) formées pendant l’incubation (détermination par rapport aux

valeurs obtenues pour les 4 échantillons de calibrage).

OXYDATIVE BURST

Comme décrit par Nikoskelainen et al (2004), un volume de 250µl de solution composée de 25µl

de luminol (Molecular Probes, Eugene, Oregon USA, Leiden, The Netherlands), 25µl de

zymosan A (Saccharomyces cerevisiae) opsonisé ou non (par incubation avec du sérum de

plusieurs individus de l’espèce étudiée), 200µl de sang (vortexé quelques instants), et de HBSS

qsp est déposé sur un puits. La plaque est analysée par un luminomètre (MLX Microtiter Plate


Luminometer, Dynex Technologies,USA, 40 mesures, temps total % 1 heure). Les valeurs retenues

pour chaque échantillon sont la valeur maximale atteinte par le pic de fluorescence, et l’aire sous

la courbe enregistrée. La préparation ainsi que les mesures sont réalisées à une température

proche de la température corporelle des poissons, tout en permettant des conditions favorables

pour les mesures (circa 20-25°C).


RESULTATS

PARASITISME

PARAMETRES EPIDEMIOLOGIQUES

Afin de quantifier l’infection par les différentes espèces de parasites dans notre population de 34

individus, 3 paramètres épidémiologiques courants en parasitologie ont été utilisés (Margolis et

al. 1982; Bush et al. 1997) : la prévalence (Équation 1), l’abondance (Équation 2), et l’intensité

de l’infection (Équation 3). Ces valeurs ont été calculées pour les mâles, les femelles, et pour

l’ensemble de la population.

Les valeurs des paramètres épidémiologiques pour les parasites les plus fréquemment identifiés

sont portées Table 1. Le nombre de parasites, dans le paragraphe suivant est donné de la manière

suivante : minimum ; moyenne ± écart-type ; maximum. Le choix de cette présentation est

motivé par le fait que la distribution des parasites est fortement agrégée.

DISTRIBUTION DES PARASITES LES PLUS ABONDANTS

Les 34 individus de la population étudiée sont infectés par des parasites du genre Dactylogyrus

(6 ; 41,7 ± 29,52 ; 163). Les espèces les plus abondantes sont D. folkmanovae (1 ; 16,4 ± 12,25 ;

62), D. vistulae (5 ; 16,4 ± 12,22 ; 58). Les autres espèces sont nettement moins représentées.

L’ensemble des femelles et 93% des mâles (soit 14 individus) sont infectés par des parasites du

genre Gyrodactylus (0 ; 11,32 ± 12,22 ; 65). Les espèces les plus abondantes sont G. gasterostei

(0 ; 1,88 ± 2,61 ; 14), G. gracilihamatus (0 ; 2,20 ± 3,10 ; 17), G. prostae (0 ; 2,44 ± 3,50 ; 17), et

G. leucisci (0 ; 1,58 ± 2,28 ; 11).

INFLUENCE DU SEXE SUR LES VARIABLES ETUDIEES

Les différences de répartition des variables selon le sexe des individus (19 femelles, 15 mâles)

sont déterminées grâce au test U de Mann-Whitney (Mann et Whitney 1947), et estimées

significatives pour p<0,05.

Concernant la physiologie des poissons (Table 2), les mâles et femelles étudiés diffèrent par leur

longueur totale (p=0,027) et leur longueur standard (p=0,019), les femelles étant plus grandes

(longueur totale : 25,34 cm en moyenne) que les mâles (longueur totale : 22,60 cm en moyenne).

Le facteur de condition, K, ne varie pas en fonction du sexe.


Le poids sans organes internes des poissons varie selon le sexe (p=0,046), de même que le poids

du foie (p=0,046). Les femelles sont plus lourdes que les mâles (139,32 g en moyenne, contre

97,81 g). Le poids total ne varie pas de manière statistiquement significative selon le sexe.

Les index GS et SS varient avec le sexe (resp. p=0,003 et p=0,004). Les mâles ont des valeurs

supérieures aux femelles pour ces deux facteurs (9,33 contre 6,50 pour GS, 1,05.10-1 contre

7,33.10-2 pour SS).

La composition du sang, en termes de proportion des différents types cellulaires, ne dépend pas

du sexe de l’individu, à l’exception du pourcentage de blastocystes, plus élevé chez les mâles

(p=0,035, 1,07% pour les mâles contre 0,21% pour les femelles, données pour 19 femelles et 13

mâles). Les valeurs des différents paramètres hématologiques mesurés sont données Table 3. Une

représentation de la proportion des différents types cellulaires est donnée Figure 4.

Aucune différence significative n’a été mise en évidence entre les indicateurs de

l’immunocompétence (concentration en lysozyme du mucus, intégrale et pic de l’oxydative burst)

selon le sexe des individus (données pour 18 femelles, 14 mâles). Les données sont fournies à la

table Table 4.

Concernant l’infection par les différentes espèces de parasites étudiés, le test de Mann-Whitney a

mis en évidence une différence significative (p=0,048) dans le nombre d’individus de l’espèce

Gyrodactylus vimbi selon le sexe des hôtes. Cependant, le nombre de G vimbi relevé est faible

(12 hôtes infectés, 21 parasites au total), et il n’est pas impossible que la manipulation des

poissons ait entraîné la perte de parasites. D’autre part, la méthode de transport qui consistait à

grouper par 3 les poissons a pu entraîner le transfert horizontal de certains parasites. Nous avons

choisi de considérer qu’il n’existe pas de différence significative dans l’infection de nos poissons

par G vimbi, dans la mesure où celle obtenue ici peut être un effet du hasard.

Aucune différence significative concernant l’infection des hôtes n’a été mise en évidence pour

l’ensemble des espèces de parasites étudiées. La richesse et la diversité en parasites (Table 5) ne

varient pas selon le sexe de l’hôte (p>0,05).


CORRELATIONS ENTRE LES VARIABLES

VARIABLES RETENUES

La corrélation entre les différentes variables retenues pour l’analyse est mesurée par le test de

Spearman (Spearman 1987). Les corrélations observées sont acceptées comme significatives pour

une p-value inférieure à 0,05. Le coefficient de corrélation r est indiqué après chaque association.

Pour pallier le faible effectif de notre population, nous avons isolé certaines variables pour

l’analyse. Les indicateurs de la physiologie retenus sont K, GS, HS, SS. Les mesures de

l’immunocompétence sont la concentration (mg/ml) en lysozyme du mucus, et le pic (RLU/min)

de l’oxydative burst (le pic de la courbe et l’aire sous la courbe sont fortement corrélés, données

non fournies).

La richesse et la diversité en parasites sont analysées, de même que le nombre total

d’ectoparasites métazoaires, le nombre total d’endoparasites métazoaires, et le nombre de

Myxobolus (protozoaires).

PHYSIOLOGIE

Sur l’ensemble de la population (mâles et femelles), une corrélation positive a été mise en

évidence entre le facteur de condition et les index GS et HS (resp. r=0,50 et r=0,37). Cette

corrélation a été retrouvée pour le groupe des femelles (resp. r=0,72 et r=0,49), mais pas pour le

groupe des mâles.

Chez les femelles, une corrélation positive existe entre les index GS et HS (r=0,66, Figure 5). Une

corrélation négative a été mise en évidence entre les index GS et SS (r=-0,52, Figure 6).

Nous n’avons pas mis en évidence d’association entre les différents indicateurs de l’état

physiologique chez les mâles.

IMMUNOCOMPETENCE

Nos analyses n’ont pas montré de corrélation entre les deux indicateurs de l’immunocompétence

étudiés, la concentration en lysozyme du mucus et le pic de l’oxydative burst, que ce soit pour les

mâles (r=0,02), les femelles (r=0,16), ou l’ensemble de la population (r=0,09).


PHYSIOLOGIE ET IMMUNOCOMPETENCE

Pour l’ensemble de la population, une corrélation négative significative a été mise en évidence

entre K et la concentration en lysozyme du mucus (r=-0,43). De même, une corrélation négative

existe entre K et le pic de l’oxydative burst (r=-0,38).

Une corrélation négative a été retrouvée entre l’index GS et la concentration en lysozyme du

mucus, sur l’ensemble de la population (r=-0,38), et sur l’ensemble des mâles (r=-0,59, Figure 7).

Une telle corrélation n’a pas été mise en évidence chez les femelles de notre échantillon.

PHYSIOLOGIE ET PARASITISME

Chez les mâles, une corrélation positive existe entre le facteur de condition K et le nombre total

de parasites protozoaires Myxobolus (r=0,51, Figure 8). Aucune autre corrélation significative

entre les indicateurs de la physiologie et le nombre de parasites n’a pu être mise en évidence dans

notre échantillon.

IMMUNOCOMPETENCE ET PARASITISME

Chez les mâles, une corrélation positive a été mise en évidence entre le nombre total

d’endoparasites et l’intensité de l’oxydative burst (r=0,58, Figure 9). Aucune autre corrélation

significative entre les indicateurs de l’immunocompétence et le nombre de parasites n’a pu être

mise en évidence dans notre échantillon.


DISCUSSION

En accord avec nos hypothèses émises en introduction de ce travail, des différences sont

observées entre la physiologie des mâles et des femelles, traduisant une répartition différente de

l’énergie entre les principales fonctions qu’un organisme doit assurer.

Notre première observation est que les index GS et SS des mâles sont plus importants que ceux

des femelles. Proportionnellement à sa taille, un individu Leuciscus cephalus mâle investit plus

d’énergie dans la reproduction et l’immunocompétence qu’une femelle. Ce résultat est explicable

par le fait que les mâles doivent, en plus de la production de gamètes, investir leur énergie dans la

présentation des caractères sexuels secondaires. On considère que les femelles, si leur

investissement total dans la reproduction est moins important que celui des mâles, investissent

plus dans la production de gamètes (Schoen et Stewart 1986; Folstad et Karter 1992; Skarstein et

al. 2001).

D’autre part, il faut considérer que l’investissement dans la reproduction, et l’immunosupression

qui lui est liée, dépend de la saison. L’expression des caractères sexuels secondaires chez les

mâles est placée sous le contrôle d’hormones stéroïdes possédant un effet immunosuppresseur.

En hiver, l’activité des hormones stéroïdes est minime, et ne peut donc pas expliquer une

immunosuppression. Des travaux précédents ont montré que du printemps à l’automne, il

n’existe pas de différence entre les index GS et SS chez les mâles et les femelles (Lamkova et al.

sous presse).

Chez les mâles, la présence des caractères sexuels secondaires, notamment les ornements, est

régulée par le système neuroendocrinien, et est un facteur important dans le choix du partenaire

par la femelle (Balthazart 1983; Wingfield et Moore 1987; Omland 1996; Hillgarth et Wingfield

1997). Augmenter sa valeur reproductive requiert donc, pour un mâle, un effort massif dans la

compétition sexuelle.

Effort reproductif et parasitisme sont liés. Il a été remarqué que les parasites rendent les mâles

plus ternes, en leur imposant d’allouer l’énergie vers la réponse immune (Clayton 1991). Chez

les guppies (Poecilia reticulata), il a été observé que l’augmentation de la charge parasitaire

(après infection par des Gyrodactylus) conduisait à une diminution du nombre de parades

effectuées par les mâles en 24 heures (Kennedy et al. 1987). De même, les femelles sont

réceptives à la modification de la présentation des caractères sexuels secondaires, et évitent ainsi


la reproduction avec des mâles parasités (Milinski et Bakker 1990). Une corrélation positive

entre la charge parasitaire et le développement d’ornements chez les mâles a été mise en évidence

chez les oiseaux (Read 1988; Zuk 1991).

Si l’on considère que la quantité d’énergie disponible à chaque instant donné est limitée,

l’investissement dans l’effort reproductif devrait être corrélé à une diminution de l’investissement

dans l’immunocompétence (Sheldon et Verhulst 1996).

Cette relation n’a pas été trouvée entre l’index GS (indicateur de l’effort reproductif) et l’index SS

(indicateur de l’immunocompétence), ni dans l’ensemble de notre population, ni dans le groupe

des mâles. Cependant, nous avons pu mettre en évidence une relation négative entre l’index GS et

la concentration en lysozyme du mucus chez les mâles, cohérente par rapport aux relations

prévisibles entre immunocompétence et effort reproductif.

Chez les femelles, en revanche, une corrélation négative existe entre GS et SS. Cette corrélation

indique que plus une femelle investit son énergie dans la reproduction, plus elle diminue la part

d’énergie allouée à l’immunocompétence. Si les relations entre immunocompétence et

investissement dans la reproduction sont largement documentées chez les mâles, les travaux

réalisés sur des femelles manquent encore.

Chez les femelles, les index HS et GS sont corrélés de manière positive. Ce résultat est en accord

avec l’idée selon laquelle disposer de réserves énergétiques plus importantes (ici évaluées par le

rapport de la masse du foie sur la masse du corps, le foie étant choisi comme indicateur en raison

de son rôle fondamental dans le métabolisme énergétique) permet un investissement plus

conséquent dans la reproduction.

Chez les mâles, bien qu’elle ne soit pas significative (à p=0,05), il existe une corrélation négative

entre HS et GS, qui pourrait indiquer que l’investissement énergétique dans la reproduction est

différent selon le sexe. Cependant, l’analyse statistique ne permet pas de confirmer cette

hypothèse.

Sur l’ensemble de la population, il existe une corrélation négative entre K et la concentration en

lysozyme du mucus. Le lysozyme est une des défenses les plus utilisées par les poissons contre

les parasites (Ingram 1980). Nous observons que plus la condition d’un poisson est bonne, moins

ses défenses biochimiques sont actives. À notre connaissance, les explications de ce phénomène

restent à apporter.


Une corrélation positive a été mise en évidence entre K et le nombre de Myxobolus. Cette

corrélation peut être en partie expliqué par le fait que le lysozyme et K soient corrélés

négativement, ce qui rend les hôtes avec une meilleure condition plus faciles à infecter pour les

parasites. On peut voir aussi dans ces relations le fait qu’un individu en meilleure condition peut

supporter plus de parasites, et investit moins dans ses défenses immunitaires.

L’un des résultats les plus significatifs de ce travail est l’absence de corrélation entre les

indicateurs de la réponse immunitaire et l’infection par des ectoparasites. Alors que les défenses

de la peau et du mucus, donc le lysozyme, que nous avons étudié, sont les premières rencontrées

par les ectoparasites, cette absence de corrélation peut sembler étonnante.

Différentes études ont montré, pour des modèles différents du nôtre, une augmentation de la

concentration en lysozyme du mucus suite à l’infection par des ectoparasites monogènes,

principalement du genre Gyrodactylus (Buchmann et Uldal 1997; Buchmann 1999). La survie

des parasites n’avait pas été affectée par l’activation du lysozyme pendant ces études. Il faut

noter que l’intensité de l’infection par Gyrodactylus dans ces études était faible, en tout cas

difficilement comparable aux intensités d’infection mesurées dans notre travail.

Au regard de ces observations, il semble légitime de supposer que si le lysozyme participe à la

réponse immunitaire innée chez Leuciscus cephalus, et notamment contre les bactéries, il n’est

pas spécifiquement impliqué dans la réponse anti-parasitaire.

La reproduction des monogènes, et particulièrement celle du genre Gyrodactylus, est dépendante

de la température de l’eau (Gelnar 1987; Jansen et Bakke 1991; Andersen et Buchmann 1998). À

partir du moment où la température leur est favorable, leur population connaît un accroissement

très rapide. Il est envisageable qu’un délai soit nécessaire, pouvant aller jusqu’à quelques

semaines, entre l’apparition des parasites et le déclenchement de la réponse immune. D’autre

part, les Gyrodactylus se reproduisent par polyembryonie, mécanisme dans lequel les individus

adultes portent des embryons incomplets, et les relâchent pour compléter leur cycle. Ces

embryons sont eux-mêmes porteurs d’autres ébauches d’embryons, ce qui entraîne une

augmentation rapide de la population.

Il existe cependant une autre hypothèse pouvant expliquer cette absence de corrélation. Si l’on

considère que l’hôte et les espèces de sa parasitofaune ont un passé évolutif commun, il peut être

envisageable que le système hôte-parasites soit arrivé à un équilibre, qui serait caractérisé par une

faible intensité de la réponse immunitaire contre les ectoparasites.


On peut diviser les parasites en spécialistes et généralistes, selon qu’ils infectent une ou plusieurs

espèces d’hôtes (Combes 2002). Les spécialistes étant dépendants de l’hôte pour leur survie, on

s’attend à ce que la réponse immunitaire dirigée contre eux soit de faible ampleur. Sur l’ensemble

des monogènes que nous avons observés, pour le genre Dactylogyrus, 5 espèces sont des

spécialistes, et 5 autres des généralistes. Pour le genre Gyrodactylus, 7 espèces sont des

spécialistes, 5 espèces sont des généralistes. Les études se concentrant sur les facteurs

immunologiques impliqués dans la spécialisation manquent encore.

Un moyen de rendre compte des observations précédentes, au cours desquelles le lysozyme a été

activé suite à l’infection par des ectoparasites, sans toutefois augmenter leur mortalité, est qu’une

sélection des ectoparasites de Leuciscus cephalus résistants au lysozyme a pu être mise en place.

Le fait que le lysozyme soit un enzyme hydrolytique de type PRR, c’est-à-dire une protéine de

reconnaissance de certains motifs associés à des pathogènes (concept défini par Janeway 1989),

rend possible une résistance, si le parasite ne présente pas les motifs cibles. Si une résistance de

ce type est déjà largement, et depuis plusieurs années, documentée chez des bactéries (Brumfitt et

al. 1958; Hayashi et al. 1973; par exemple Bera et al. 2005), nous n’avons pas trouvé de travaux

de cette nature réalisés pour des parasites.

D’autre part, en raison du faible effectif de notre population, nous avons regroupé l’ensemble des

ectoparasites. Sur un échantillon de taille plus importante, il aurait été possible de chercher des

corrélations entre l’activité du lysozyme et le nombre de parasites d’un genre, voire d’une espèce

donnée. De même, il serait nécessaire de reproduire ces expériences à différents moments de

l’année.

Si on émet l’hypothèse qu’un passé évolutif commun a permis la sélection des ectoparasites

résistants au lysozyme, des informations supplémentaires sur le rôle du lysozyme dans la défense

anti-parasitaire pourraient être apportées par l’étude de son activation suite à l’infection, en

conditions expérimentales, de Leuciscus cephalus par un parasite auquel il n’est pas,

habituellement, exposé.

Nous avons observé, chez les mâles, une corrélation positive entre le nombre total

d’endoparasites et l’intensité maximale de l’oxydative burst. Ce résultat indique que l’activité des

phagocytes est proportionnelle à l’intensité de l’infection, ce qui suggère un rôle important de

l’oxydative burst dans la réponse dirigée contre les endoparasites. Un résultat similaire avait été

obtenu suite à l’infection par des monogènes (Blazer 1991; Mustafa et al. 2000).


Les indicateurs utilisés pour mesurer l’immunocompétence des individus (concentration en

lysozyme du mucus et intensité de l’oxydative burst) n’ont pas montré, entre eux, de corrélation.

Ce résultat peut s’expliquer par le fait que ces deux défenses ne s’appliquent pas aux mêmes

parties du corps l’hôte, et conséquemment ne sont pas activées en réponse aux mêmes agressions.

Le lysozyme est contenu principalement dans le mucus et sur la peau du poisson (Leppi 1968;

Ingram 1980; Austin et Mc Intosh 1988; Buchmann et Bresciani 1998; Buchmann 1999; Ebran et

al. 1999; Buchmann et Lindenstrøm 2002; Fagan et al. 2003), ce qui fait de lui la première

défense rencontrée par un parasite. Il serait donc majoritairement activé par la présence

d’ectoparasites (ce que, comme il est discuté précédemment, nos observations ne confirment

pas).

L’oxydative burst est provoqué par les phagocytes, donc plus vraisemblablement dans les organes

internes. La voie de l’oxydative burst consiste en une intensification du métabolisme de

l’oxygène et des mécanismes oxydatifs, dans le but de produire des radicaux instables et réactifs,

qui déstabilisent les structures des membranes cytoplasmiques, mitochondriales, dégradent les

protéines et les acides nucléiques. Le déclenchement de ce mécanisme demande une activation

préalable des phagocytes.

Cette voie représenterait le mécanisme de défense cellulaire le plus impliqué dans la lutte contre

les parasites (Cassier et al. 1998). La corrélation obtenue, pour les mâles, entre son intensité et le

nombre d’endoparasites est cohérente avec cette donnée. L’oxydative burst ne représente qu’une

des trois voies de destruction par les macrophages, avec la voie du monoxyde d’azote et la voie

du tryptophane. Cependant, elle est la plus abondamment utilisée.

Plus généralement, bien que la mesure de l’index SS nous renseigne sur un investissement dans

l’immunocompétence, il faut prendre en compte que l’immunocompétence, parce que c’est un

concept global (la capacité de déclencher une réponse immunitaire (Kuby 1999)), s’appuie sur

des mécanismes très variés, qui ne bénéficient pas tous de cet investissement de manière

identique. À partir de ces informations, il apparaît pertinent de se poser la question des limites de

l’utilisation de SS en tant qu’indicateur de l’immunocompétence selon le type de parasites

étudiés, et des indicateurs à lui substituer le cas échéant.

Une autre question soulevée par ces observations est celle de la relation entre pathogénicité et

intensité de la réponse immunitaire. Si effectivement ces deux facteurs sont liés, comme on peut

le supposer, les preuves pour l’établir manquent toujours. Une fois encore, le fait que le parasite


soit spécialiste ou généraliste est un facteur important. Intuitivement, il est plus avantageux pour

un spécialiste de voir sa pathogénicité diminuer, pour ne pas compromettre son substrat. Si les

causes écologiques conduisant à la spécialisation d’une espèce sur un hôte sont documentées,

notamment pour les monogènes de poissons (Sasal et al. 1999; Simková et al. 2001; Simková et

al. 2004; Simková et al. 2006), les études sur les facteurs immunologiques impliqués restent

encore à mener.


FIGURES

Figure 1 : Leuciscus cephalus (Cyprinidae). La taille totale (cm) est mesurée de la pointe de la

nageoire caudale à la bouche, la taille standard (cm) est mesurée de la base de la nageoire caudale

à la bouche. Crédit photographie : Andrea Hause, reproduit avec autorisation.


Figure 2 : Morphologie générale du genre Dactylogyrus. Les caractères utilisés pour la

détermination de l’espèce sont la forme de l’hapteur, des organes d’attachement, et des organes

reproductifs.


Figure 3 : Morphologie des crochets des parasites du genre Gyrodactylus et caractéristiques

mesurées. 1, longueur totale du crochet marginal. 2, longueur de la faucille du crochet marginal.

3, longueur totale de l’ancre. 4, longueur de la racine de l’ancre. 5, longueur de la pointe de

l’ancre. 6, largeur de la barre ventrale. 7, longueur de la barre ventrale. 8, longueur des

membrane processes.


Figure 4 : Composition du sang (proportion des différents types cellulaires) pour les mâles et les

femelles. Les différents types de neutrophiles sont portés dans l’histogramme latéral. La

proportion de basophiles varie selon le sexe de manière statistiquement significative (test de

Mann-Whitney, p<0,05).


Gs

Hs

0 2 4 6 8 10 12

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

2,0

2,2

2,4

2,6

2,8

3,0

3,2

Figure 5 : Corrélation entre les index GS et HS chez les femelles Leuciscus cephalus.

L’investissement dans la reproduction est plus conséquent quand la réserve d’énergie est plus

importante.


Gs

Ss

0 2 4 6 8 10 12

0,04

0,05

0,06

0,07

0,08

0,09

0,10

0,11

0,12

0,13

Figure 6 : Corrélation entre les index GS et SS chez les femelles Leuciscus cephalus. La relation

négative peut indiquer l’existence d’une diminution de l’investissement énergétique dans

l’immunocompétence, au profit de la reproduction.


Lysozyme

Gs

3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

24

26

28

Figure 7 : Corrélation entre la concentration en lysozyme du mucus et l’index GS chez les mâles.

La relation négative entre les deux facteurs pourrait indiquer l’existence d’un trade-off entre les

fonctions immunes et reproductives.


Myxobolus

0,80 0,85 0,90 0,95 1,00 1,05 1,10 1,15 1,20 1,25

-20

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

Figure 8 : Corrélation entre le nombre de Myxobolus et le condition factor chez les mâles

Leuciscus cephalus. L’augmentation de la taille tend à augmenter la surface potentiellement

accessible aux parasites.


Oxydative burst

Endoparasites

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

-5

0

5

10

15

20

25

30

Figure 9 : Corrélation entre l’intensité maximale (RLU/minute) de l’oxydative burst, corrigée en

fonction du nombre de leucocytes, et le nombre total d’endoparasites, chez les mâles Leuciscus

cephalus. La relation positive est relevante d’une activation de la réponse immunitaire innée

induite par les endoparasites.


TABLES ET EQUATIONS


Prévalence Abondance moyenne Intensité d’infection moyenne

Espèce

M F T M F T M F T

D. folkmanovae 1 1 1 13,93 18,37 16,41 13,93 18,37 16,41

D. vistulae 1 1 1 14,93 17,58 16,41 14,93 17,58 16,41

Dactylogyrus sp. 1 1 1 37,60 44,89 41,68 37,60 44,89 41,68

Myxobolus 0,93 0,84 0,88 42,27 37,53 39,62 45,29 44,56 44,90

G. leucisci 0,60 0,68 0,65 0,80 2,21 1,59 1,33 3,23 2,45

G. prostae 0,60 0,68 0,65 2,67 2,26 2,44 4,44 3,31 3,77

G. gracilihamatus 0,60 0,95 0,79 1,73 2,58 2,21 2,89 2,72 2,78

G. gasterostei 0,73 0,58 0,65 1,67 2,05 1,88 2,27 3,55 2,91

Gyrodactylus sp. 0,93 1 0,97 8,60 13,47 11,32 9,21 13,47 11,67

Anodonta sp. 0,87 0,68 0,76 2,53 2,00 2,24 2,92 2,92 2,92

P. torulosus 0,60 0,47 0,53 3,93 2,95 3,38 6,56 6,22 6,39

Nematode 0,60 0,47 0,53 2,27 1,68 1,94 3,78 3,56 3,67

Acanthocephala 0,20 0,42 0,32 0,67 1,42 1,09 3,33 3,38 3,36

Ergasilus sieboldi 0,13 0,21 0,18 0,13 0,21 0,18 1 1 1

Table 1: Valeurs épidémiologiques pour les parasites les plus fréquemment rencontrés, pour les

mâles (M), femelles (F), et l’ensemble de la population (T).


Longueur (cm) Poids (g) Poids des organes (g) Facteurs

Totale* Standard* Total Sans

organes*

Gonades Foie* Rate K GS* HS SS*

Moyenne mâles 22,60 18,75 125,07 97,81 12,33 2,00 0,12 2,85E-05 9,33 1,52 1,05E-01

Ecart type mâles 3,09 2,59 59,76 45,49 8,05 1,33 0,05 3,75E-05 2,35 0,51 4,07E-02

Moyenne

femelles

25,34 21,82 175,38 139,32 12,55 3,24 0,13 1,28E-05 6,50 1,76 7,33E-02

Ecart type

femelles

3,67 3,74 87,00 67,95 9,02 2,26 0,06 1,48E-05 2,52 0,49 2,72E-02

Table 2 : Moyenne et écart type des critères morphologiques et physiologiques chez les 34

individus de l’espèce Leuciscus cephalus étudiés. Le symbole * indique une différence (p<0,05)

entre les sexes, selon le test U de Mann-Whitney (n mâles = 15, n femelles = 19, ! = 5%).


Neutrophiles Titres Hématocrite (%)

Blastocystes* Lymphocytes Monocytes

Myélocytes Métamyélocytes Bands Segments Erythrocytes Leucocytes Erythrocytes Leucocytes

Moyenne

mâles

1,07 77,13 1,33 3,20 1,53 0,53 1,73 104,20 51,00 27,87 2,83

Ecart

type

mâles

1,58 32,00 1,29 3,21 1,55 0,83 1,67 43,80 19,96 14,43 1,52

Moyenne

femelles

0,21 91,47 1,53 2,21 2,16 0,79 1,63 96,37 50,68 26,74 3,26

Ecart

type

femelles

0,54 7,71 1,95 2,10 2,27 1,40 2,06 44,65 20,88 6,96 1,06

Table 3 : Données concernant l’hématologie des individus étudiés. Les données de la colonne

« titres » ont été recueillies par comptage sur un hémocytomètre. Le symbole * indique une

différence (p < 0,05) entre les sexes, selon le test U de Mann-Whitney (n mâles = 15, n femelles =

19, ! = 5%).


Oxydative burst (RLU/min) par leucocyte

Lysozyme (mg/ml)

Pic Aire sous la courbe

Moyenne

mâles

14,95 24,34 771,78

Ecart type

mâles

7,32 23,48 761,72

Moyenne

femelles

15,04 28,00 923,77

Ecart type

femelles

8,80 24,35 805,63

Table 4 : Données concernant l’immunocompétence des 34 individus étudiés.

Richesse Diversité

Moyenne mâles 11,27 1,65

Ecart type mâles 2,66 0,36

Moyenne femelles 12,32 1,68

Ecart type femelles 2,54 0,38

Table 5 : Richesse et diversité en parasites des individus étudiés. La richesse est le nombre

d’espèces observées par individu, la diversité est estimée par l’index de Brillouin (Équation 4).


!

prévalence =Ninf

N"100

Équation 1: Prévalence (exprimée en pourcentage). Ninf représente le nombre d’hôtes

(individus infectés) d’une espèce de parasites donnée, N est le nombre total d’individus

examinés.

!

abondance =nombre de parasites

nombre d'hôtes potentiels

Équation 2: Abondance, définie comme le nombre de parasites d’un espèce sur le nombre

total des hôtes potentiels.

!

intensité =nombre de parasites

nombre d'hôtes

Équation 3: Intensité de l’infection, définie comme le nombre de parasites d’une espèce

donnée sur le nombre d’hôtes effectivement infectés par cette espèce.

!

HB =lnN!" lnn

i!#

N

Équation 4: Index de diversité de Brillouin (Pielou 1969, 1975). N représente le nombre total

d’individus parasites, ni représente le nombre d’individus parasites de chaque espèce.


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