iv. membranes et différence de potentiel...

IV. Membranes et différence de potentiel électrique

Un bon matériel d’étude : l’axone géant de Calmar

Enregistrement du potentiel de repos dans une fibre nerveuse

ion

Concentration

intracellulaire

(mM/L)

Concentration

extracellulaire

(mM/L)

Na+ 50 440

Cl- 50 560

K+ 400 20

Concentrations extracellulaire et intracellulaire des principaux ions minéraux

Pour l’axone de Calmar

Canaux de fuite à K+

(Lodish et coll., « Biologie moléculaire de la cellule », De Boeck, 3e éd.)

Structure d’un canal de fuite à K+

provenant de la bactérie Streptomyces lividans.Tous ces canaux sont des tétramères à 4 sous-unités identiques. Leur forme en entonnoir contribue à leur sélectivité.

Document 39.Mise en évidence expérimentale du transport actif du sodium et du potassium.a.Protocole expérimental,b.Résultats expérimentaux : efflux du sodium dans différentes conditions expérimentales.(PEYCRU P. et coll., “ Biologie 1ère

année BCPST, Dunod Ed., 2007).

1 2

3 4

Document 40. Modèle illustrant le fonctionnement de la pompe Na+/K+ ATP dépendante des cellules animales.(CALLEN JC., “ Biologie cellulaire : des molécules aux organismes ” ; Dunod Ed., 1999).

β

α

Organisation fonctionnelle

de la pompe Na+/K+

Document 41. Les différentes phases du potentiel d’action. La durée d’un tel potentiel est de l’ordre de 1,5 ms.

Les caractéristiques du potentiel d’action

Document 42. Mise en évidence d’une période réfractaire et loi du tout ou rien.(Vander, « Physiologie humaine », Mac GrawHill).

Les caractéristiques du potentiel d’action

Fréquence des potentiels d’action en fonction de l’intensité de la stimulation.

Document 43. Technique du voltage imposé.(Purves, « Neurosciences », De Boeck).

Document 44. Un exemple d’enregistrement de potentiel membranaire d’un axone.Le potentiel imposé est de 0 mV.(Rieutord, « Physiologie animale t1 », Masson).

Document 45. Voltage imposé (0 mV) lorsque le milieu dans lequel est placé l’axone est dépourvu de Na+.(a) En absence de Na+

(b) Situation normale(b-a) Courbe calculée à partir des deux précédentes, elle représente la variation liée au seul flux de Na+

(Rieutord, « Physiologie animale t1 », Masson).

Document 46. Modifications du potentiel de membrane d’un axone et des conductances au sodium et au potassium.

Rieutord, physiologie animale, tome 1, Masson

Différentes configurations possibles

www2.massgeneral.org

http://abiens.snv.jussieu.fr/AHA/docs/LV207/Patch-clamp%201213.pdf

Exemple d’enregistrement de patch clamp en voltage imposéEn haut : canaux fermés.En bas : canaux ouverts.On enregistre ici un courant entrant de Na+.

Résultats de patch-clamp

Un autre exemple d’enregistrementEn haut : canaux ouverts. En bas : canaux fermés.On enregistre ici un courant sortant, et plusieurs canaux peuvent être ouverts.Créneaux de courant de même amplitude 3 canaux identiques.

http://abiens.snv.jussieu.fr/AHA/docs/LV207/Patch-clamp%201213.pdf

Les canaux ioniques voltage-dépendants, acteurs moléculaires du potentiel d’action

Lien vers une animation flash

Structure du canal à Na+

voltage-dépendantSegment S4 (en vert ci-dessus) :

détecteur de tension

segment « S » ci-dessus et en

jaune ci-contre : sélectivité des ions

Fonctionnement du canal à Na+

voltage-dépendant

(Purves, « Neurosciences », De Boeck).

Le segment S4 (en jaune ici) est chargé + en raison de la présence de résidus LYS et ARG. En conséquence, une dépolarisation de la membrane entraîne la rotation de ce domaine, et le changement de conformation de la

protéine, d’où une ouverture du canal.

Enregistrement en patch clamp d’un canal Na+ (A)(B) Comparé à un enregistrement intracellulaire

Document 48. Enregistrement lors de n stimulations d’un même canal ionique. Le moment et la durée d’ouverture du canal sont généralement différents d’une expérience à l’autre.

Richard et coll, Physiologie des animaux, tome 1, Nathan

Document 47. Enregistrement en patch-clamp d’un canal Na+ (A) comparé à un enregistrement intracellulaire (B).

Lodish Molecular Cell Biology. 4th edition, 2000

Les différentes conformations du canal à Na+ voltage-dépendant

Enregistrement de la propagation d’un potentiel d’action le long d’un axone

Molecular Biology of the Cell. 4th edition. Alberts B, Johnson A, Lewis J, et al. New York: Garland Science; 2002

http://archimede.datacenter.dsi.upmc.fr/unf3s/www_poly_interactif/neurophysio/chap0204.html

Exemple de fibre nerveuse Diamètre (µm) Vitesse (m/s)

Afférences des fuseaux neuromusculaires

15 100

Afférences des récepteurs cutanés de pression

8 50

Fibres motrices des fuseaux neuromusculaires

5 20

Afférences des récepteurs cutanés de douleur

3 15

Fibres sympathiques efférentes préganglionnaires

3 7

Fibres sympathiques efférentes postganglionnaires (amyélinisées)

0,5 1

Axone géant de Calmar (amyélinisé) 700 25

Quelques exemples de vitesse de propagation du message nerveux

Une fibre nerveuse myélinisée

Vue en CT (échelle : 150 nm).

Dans l’axone : trois mitochondries, de nombreux microtubules et neurofilaments.

Vue en CT : détail (échelle : 70 nm).

La gaine comprend ici 35 tours de membrane.

http://www.cochlea.eu/cochlee/organe-de-corti/organe-de-corti-innervation


Document 49. Effets de la genèse d’un potentiel d’action sur la répartition des charges électriques au niveau de la membrane d’un axone.En bleu : la zone du PA, négative en surface (inversion de la polarisation).En rose : la membrane au repos, recouverte de charges positives en surface. Les charges positives (la source) sont attirées par la zone négative (le puits).

En bas : coupe de la membrane avec en haut l’extérieur positif et en bas l’intérieur négatif. Les courants locaux entraînent la dépolarisation, qui permet au potentiel d’action d’avancer dans le sens de la flèche rouge. Il ne recule pas car il laisse derrière lui une zone hyperpolarisée ne permettant pas d’atteindre le seuil liminaire.

Molecular Biology of the Cell. 4th edition.Alberts B, Johnson A, Lewis J, et al.New York: Garland Science; 2002

Rôle des canaux Na+ voltage-dépendants dans la propagation unidirectionnelle du PA


Structure du nœud de Ranvier


Propagation saltatoire dans une fibre myéliniséeLe potentiel d’action progresse dans le sens de la flèche rouge en sautant d’un nœud de Ranvier à l’autre. (Les traits rouges fins figurent les champs électriques).

Terminaison axonique sur une fibre musculaire de Grenouille

Molecular Biology of the Cell. 4th edition. Alberts B, Johnson A, Lewis J, et al. New York: Garland Science; 2002

Document 50. La synapse neuro-musculaire (MET)

Document 51. Les expériences de Loewi

3. Le liquide de Ringer ayant baigné le premier cœur est transféré dans une enceinte contenant un second cœur dénervé : sa fréquence de battement diminue, comme celle du premier cœur.

2. La stimulation électrique des fibres nerveuses du nerf vague est suivie de diminution de la fréquence cardiaque.

1. Un cœur de Grenouille toujours innervé est placé dans une solution de Ringer. Le cœur continue à battre.

Document 52. Effet de différentes doses d’Ach sur la dépolarisation de la membrane post-synaptique

de la plaque motrice.

Dépolarisation spontanée due à l’ouverture d’un unique canal ionique.

Dépolarisation provoquée par l’exocytose d’une unique vésicule d’acétylcholine (un quantum d’Ach). Le potentiel de plaque est insuffisant pour déclencher la contraction.

Dépolarisation provoquée par l’arrivée d’un potentiel d’action au niveau de la plaque motrice. 100 à 200 quanta sont émis et le courant de plaque déclenche la contraction .

http://public.iutenligne.net/fondements_GB/bio/sciences_bio/physio/pages/muscles/Nivplmot.htm

Aequorea

victoria

Mise en évidence de l’intervention du Ca2+ extracellulaire dans la libération de neurotransmetteurs

Après injection d’aequorine, on stimule une terminaison présynaptique (courant injecté).(Les canaux à Na+ et K + on été bloqués par le TTX et le TEA).On enregistre les potentiels pré- et post-synaptiques, ainsi que l’émission de lumière. Physiologie animale: mécanismes et adaptations par Roger Eckert, De Boeck

http://www.ens-lyon.fr/LBMC/web/nav/listeArt.php?id=18&page=2&rub=11&rub2=19

Localisation des récepteurs à l’acétylcholine

Document 53. Modèle structural du récepteur nicotinique de l’acétylcholine.

(Molecular Biology of the Cell. 4th edition. Alberts B, Johnson A, Lewis J, et al. New York: Garland Science; 2002).

Document 54. Modèle de fusion de membrane (exocytose) impliquant les SNARE.(http://www8.umoncton.ca/umcm-gauthier_didier/bc4223/trf/trf2ves.html).

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