inventaire des maladies fongiques des plantes légumineuses...

République Algérienne Démocratique et Populaire

Ministère de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

Université de Larbi Ben Mhidi Oum Bouaghi

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des Sciences de la Nature et de la Vie

N°d’ordre …… N° de série ……

Mémoire

Présenté pour l’obtention du diplôme de

MASTER

Filière : BIOLOGIE

OPTION : MICROBIOLOGIE APPLIQUEE

Thème :

Présenté par :

Bougoufa Soumia et Guendouzi Nesrine

Devant le Jury :

Présidente : Mme. Merradi. L. MCA Université d’Oum El Bouaghi

Rapporteur : Mr. Hamitou. M. MCA Université d’Oum El Bouaghi

Examinatrice : Mme. Benslama.W. MCA Université d’Oum El Bouaghi

Année universitaire :2017/2018

Inventaire des maladies fongiques des plantes

Légumineuses : fève(Vicia faba L.) et pois(Pisum sativum).

Remerciement Au terme de ce modeste travail, nous tonnons à remercie en premier lieu Dieu le tout puissant de nous avoir donnez le courage pour accomplir ce modeste travail.

Nous tenons à exprimer notre reconnaissance à Mr Hamitou Mokhtar pour avoir proposé ce thème et pour son encadrement pour son disponibilité, son avoir faire, ses conseils, il nous a permis réalisé la partie pratique dans les meilleures conditions, son compétence, son patience, son enthousiasment et l’attention particulière avec laquelle il a suivie et dirige ce travail ont permis son aboutissement à temps.

Nous remercions pour la deuxième fois qui a accepté la présidente de ce jury Mme Merradi L.

Nous vifs remerciement s’adresse qui a accepté d’examiner notre travail avec bienveillances et nous sommes très honorés Mme Benslama W.

Nous devons une mention particulière à Monsieur Rouar, aux ingénieurs de laboratoire qui nous aidons toute la période de travail dans laboratoire de microbiologie.

A tous le corps de l’université d’Oum El Bouaghi particulièrement aux enseignants de la faculté des sciences et de la nature et de vie.

Nous remercions toute notre promotion de Master et tous ceux qui ont contribués de près ou de loin de ce travail.

االهداء

اىل روح غالييت اىل قطعة من قليب يضمها القرب

اىل من افتقدها منذ ان رحلت

اىل من يرتعش قليب لذكرها

رمحك اهلل واسكنك فسيح جنانه

اىل من امحل امسه بكل فخر

اىل حكميت وعلمي

اىل ادبي وحلمي

السندي وقوتي ومالذي بعد اهلل

اىل صاحب القلب الطيب والروح اليت سكنت روحي اطال اهلل عمرك

.بالصحة والعافية مدكاىل خاليت وحبيبيت اىل امي اليت مل تلدني وصديقيت وجب اسراري اقدر لك اجلهد الذي تبذلينه والصرب الذي تتحملينه اطال اهلل عمرك وا

.اىل فراشاتي وجنماتي اللواتي تضئن البيت امينة ة سارة ومريم محاكن اهلل اينما كننت وازهر قلوبكن اينما ذهبنت

. اىل سندي ومسندي واتكائي اىل اخي الغايل فؤاد اطال اهلل عمرك وحفظك اينما كنت

بكن يف اعلى جنانه حفصة وان جيعل لقاءنا لقاء حمبة وسالم دمنت سندي وان جيمعين˓صربين˓مروة سوسن خدجية ب˓سليمة ق˓وفاء ˓ابتسام ˓سليمة ع˓نسرين˓وحيدةياىل صديقات

مسية

Sommaire

Liste des tableaux

Liste des figures

Liste des abréviations

Introduction …………………………………………………………………………..1

Chapitre I Synthèse bibliographique

I. Légumineuses………………………………………………………………………4

I. 1. Fève (Vicia faba )………………………………………………………………..4

1.1. Généralité ……………………………………………………………………..4

. 1.2. Description de la plante hôte…………………………………………………..4

1.3. Intérêts culturaux de la fève……………………………………………………4

1.4. Production de la fève …………………………………………………………..5

I.2. Pois (Pisum sativum L)…………………………………………………………..6

2.1. Définition………………………………………………………………………6

2.2. Morphologie du pois…………………………………………………………..6

2.3. Composition nutritif …………………………………………………………..7

2.4. Ecologie et croissance…………………………………………………………8

2.5. Classification de la fève e le pois……………………………………………...8

I. 3. Principales maladies de la fève et le pois ……………………………………….8

3 .1. Maladies virales……………………………………………………………….8

3. 2. Maladies parasitaires ………………………………………………………....8

3. 3. Maladies transmis par les insectes …………………………………………....9

3. 4. Maladies fongiques…………………………………………………………....9

3.5. Maladies virales………………………………………………………………13

3.6. Maladies Bactériennes………………………………………………………...13

3.7. Maladies transmis par les insectes…………………………………………….13

3.8. Maladies fongiques……………………………………………………………14

I.4 Moyens de lutte biologique……………………………………………………….16

4.1 Lutte biologique………………………………………………………………..16

4.2. Lutte chimique…………………………………………………………………17

Chapitre II Matériels et méthodes

II. Matériels ………………………………………………………………………….18

II. 1. Echantillonnage………………………………………………………………...18

II .2 .Isolement sur milieu PDA……………………………………………………...19

II. 3. Purification des colonies fongiques……………………………………………20

II.4. Identification des isolats fongiques…………………………………………….20

II.4.1. Etude macroscopique ………………………………………………………..20

II.4.2. Etude microscopique…………………………………………………………20

II.5. Technique de koch……………………………………………………………..21

II.6. Antagonisme in vitro de Trichoderma sp à l’égard des champignons

Pathogène…………………………………………………………………………….21

II.6.1. Confrontation directe………………………………………………………...21

II.6. 2. Confrontation à distance. …………………………………………………...22

II.7. Effet de fongicide sur la croissance mycélienne des souches pathogènes…….22

Chapitre III Résultats et discussion

III. Résultats…………………………………………………………………………25

III.1. Isolement et purification et identification des champignons pathogènes………25

III.1.1. Les champignons isolés à partir de fève et de pois…………………………..25

III.2.Technique de koch ……………………………………………………………..27

III.3. Antagonisme in vitro de Trichoderma sp.à l’égard des champignons

Pathogènes isolés…………………………………………………………………..27

III.3.1.Confrontation directe…………………………………………………………27

III.3 .2. Antagoniste à distance………………………………………………………28

III.3.3 Teste de confirmation ………………………………………………………..29

III.4.Lutte chimique …………………………………………………………………30

IV. Discussion ……………………………………………………………………....32

Conclusion ……………………………………………………………………….....36

Références bibliographiques……………………………………………………….37

Annexes

Résumé

Liste des tableaux.

Titre page

Tab. 1. composition de la fève selon (Feillet, 2000)……………………………….. 5

Tab.2. composition nutritif de pois (Feillet, 2000)…………………………………. 7

Tab. 3. Classification phylogénétique de fève et de pois. (APG III, 2009)…………. 8

Tab. 4. Principales maladies fongiques des céréales et des Légumineuses en Tunisie

(Bouzid, N., 2008)……………………………………………………… 10

Tab. 5. Les maladies et les symptômes de pois (Messaien , et al., (1991) ; Brink et

Belay, 2006 ; Chaux et Foury, 1994)…………………………………… 14

Tab.6. Les échantillons de la fève et le pois……………………………………… 18

Tab.7. Les échantillons et les champignons pathogènes isolés……….…………… 25

Liste des figures

Titre Page

Fig. 1: La production mondiale de la fève, campagne 2009/2010………………….. 5

Fig .2: La production et la superficie de la fève dans quelques régions de l’ouest

Algérien (FAO, 2015)………………………………………………………………. 6

Fig. 3: Aspect morphologique de pois Pisum sativum (Soumia et Nesrine2018)…. 7

Fig. 4: Les insectes ravageurs de la fève puceron (Kheloul L., 2014)…………….. 9

Fig .5 : Les insectes de pois :la sitone du pois, (Kheloul L.,2014)………………… 14

Fig.6: confrontation direct deTrichodermasp et l’isolat pathogène par contact directe

sur milieu PDA (Hibar et al., 2005)……………………………………………….. 21

Fig .7: confrontation à distance entre Trichoderma sp.et l’isolat pathogène

(Hamouni,et al., 1996)………………………………………………………………22

Fig.8:les fongicides utilisés dans la lutte chimique (A) curenox,(b).Milor………… 23

Fig.9: La méthodologie de travaille de lutte chimique…………………………….. 24

Fig .10 : résultat de la technique de koch…………………………………………... 27

Fig.11 :Influence de confrontation directe de Trichoderma sp contre les mycète

testés………………………………………………………………………………….28

.Fig .12 : Influence de confrontation à distance de trichoderma sp contre les mycète

testés………………………………………………………………………………….29

Fig.13: résultat du teste de confirmation…………………………………………… 30

Fig.14 : Inhibition de la croissance deAlternaria sp2 en présence de deux fongicide

(miloret curenox)…………………………………………………………………… 30

Fig.15: Inhibition de la croissance deFusarium sp3en présence de deux fongicide

(milor et curenox)…………………………………………………………………….31

Fig.16: Inhibition de la croissance de Fusarium sp2en présence de deux fongicide

(milor et curenox)………………………………………………………………….. ..32

Liste des abréviations :

PDA: Potato Dextrose Agar.

MEA : Malt-Extrant-Agar.

Min : Minute.

C° : degré Celsius.

pH : Potentiel d’hydrogène.

V : vitesse de croissance.

Ech : Echantillon.

% : pourcentage

Tab : tableau

Fig : figure

Introduction

Introduction

Page 1

Les légumineuses ou fabaceae présentent la troisième plus grande famille des

angiospermes en termes de nombre d'espèces après Asteraceae et Orchidaceae (Nasim, et

al., 2017). Les états unis assemblée sont désignées à 2016 internationalement que les

légumineuses à promouvoir la sensibilisation à leurs avantages nutritionnels, importance

sécurité alimentaire et l'agriculture durable, et à atténuer la perte de biodiversité et

changement climatique. Les légumineuses sont importantes cultures vivrières fournissant

des sources hautement nutritives de protéines et des micronutriments qui peuvent

grandement améliorer la santé et les moyens de subsistance, en particulier dans les pays

en développement (Yahara, et al., 2013).

La fève est l'une des cultures les plus cultivées dans le monde. C'est un légume dont

l'origine a longtemps été discutée. Aujourd'hui, il existe des régions méditerranéennes

sont considérés comme l'origine de ce légume, sa culture représente près de 25% de la

superficie totale cultivée (Saxena, 1991). La fève est nutritionnelle, économique et

légumes intéressants pour l'environnement La fève (Vicia faba L.) est une légumineuse

importante en raison de sa haute teneur en protéines et en amidon. Les fèves peuvent être

cultivées dans différentes conditions climatiques L'Afrique du Nord est l'une des régions

les plus productrices de la fève dans le monde. La fève occupe la première place parmi

les légumineuses en Algérie parce qu'elle a une haute valeur nutritionnelle et les usages

des plongeurs.

Le pois (Pisum sativum L.) est un produit nutritif précieux pour la consommation

humaine et l'alimentation animale. Il est caractérisé par de nombreux types d'élevage, tels

que les céréales, les légumes, les fourrages, les conserves, les usages non alimentaires,

etc. Quant aux variétés végétales, elles sont largement plantées dans les jardins privés et

pour la production en champs. La production mondiale de pois végétaux (verts) ne cesse

de croître pour atteindre 15,5 millions de tonnes en 2013, le principal producteur étant la

Chine (FAO 2015).

L'objectif de ces études sur les maladies fongiques de la fève et le pois (Mildiou, Taches

brunes ou (chocolat), alternariose, anthracnose (ou brulure), rouille selon

(Bouzid N.,2008). fontes des semis, fusariose du pied, fusariose de pois, pourriture grise,

pourriture blanche selon Chaux et Foury(1994) est initialement de produire un

Introduction

Page 2

inventaire de leurs maladies fongiques, connaitre les champignons phytopathogènes et

ses symptômes sur le pois et la fève et on va tester l’effet de quelques méthodes de lutte

contre ces derniers.

La lutte biologique vise à contrôler les interactions entre les agents pathogènes et les

facteurs biotiques ou abiotiques de l’environnement. Ces techniques de lutte sont

actuellement en voie d’extension (Lepoivre et Semal.,1988). Parmi les méthodes de lutte

les plus étudiées, l’utilisation des antagonistes constitue la voie la plus prometteuse ;

parmi les antagonistes, on rencontre souvent une espèce du genre Trichoderma car c’est

un antagoniste actif, polyvalent, d’une grande souplesse d’adaptation, à croissance rapide.

La lutte chimique est efficace contre les maladies des plantes, mais présente beaucoup

d’effets néfastes. Les producteurs sont confrontés à diverses maladies qui s’attaquent

aux cultures. De nombreuses cultures vivrières et de rente sont ravagées par des

parasites, dont les plus notoires sont les champignons phytopathogènes. Les produits

chimiques utilisés à l’heure actuelle pour lutter contre les champignons phytopathogènes

présentent des inconvénients. La plupart d’entre eux, sont toxiques pour les

utilisateurs qui entrent en contact avec la substance de préservation. Cela justifie

les recherches actuellement menées dans ce domaine, qui tendent à mettre au point de

nouvelles méthodes de lutte moins nuisibles pour l’environnement. De ce fait, la lutte

biologique contre ces moisissures phytopathogènes, s'avère très importante, et ce par

l'utilisation de microorganismes producteurs de substances à effet antifongique. La lutte

biologique se considère comme une alternative très prometteuse, à cause de l’ubiquité

naturelle des agents microbiologiques dans les écosystèmes. Ces dernières se

caractérisent par leur grande variété, leur dissémination facile, leur spécificité

d’action ainsi leur persistance dans l’environnement (De Kouassi, 2001).

L'objectif de ce travail vise à démontrer les agents pathogènes des deux

échantillons infectés l’un de pois et l’autre de fève collectés à partir des deux régions

déférentes Biskra et Souk Naaman (Oum-Elbouaghi) et, essayer d’évaluer l’activité

d’inhibition d’une souche de Trichoderma sp. et deux fongicides chimiques sur le

développement mycélien des souches fongiques phytopathogènes isolés.

L’approche a été réalisée en trois grands chapitres :

Introduction

Page 3

Le chapitre I : une synthèse bibliographique, qui rassemble des gnéralités sur la

fève et le pois et leurs importnce avec les maladies qui touches ces légumineuses .

Partie II : une description des protocoles expérimentaux utilisés pour isoler,

identifier et tester quelques méthodes sur les champignons phytopathogènes.

Partie III: consacrée à la présentation des résultats obtenus et à leur interprétation.

Synthése bibliographique


Page 4

I. Légumineuses.

Les légumineuses (Leguminosae) ou Fabaceae en classification phylogénétique regroupe parmi les

plantes à fleurs, Cette famille est divisée en trois sous familles : Mimosoideae, Caesalpinioideae,

et Papilionoideae (Doyle et Luckow, 2003). La diversité de cette famille végétale qui comprend

environ 20 000 espèces, offre des possibilités énormes d’exploitation (Gepts, et al., 2005). Les

Papilionoideae regroupe les espèces cultivées les plus importantes économiquement comme, le

soja, le haricot, le pois, la luzerne, l’arachide, le pois chiche et la fève (Lazrek-Ben-Friha, 2008).

Selon (Huignard, et al ., 2011), la culture de la fève s’accommode à tous les types de sols.

I.1. Fève (Vicia faba).

1.1. Généralité.

Selon Peron, (2006) la fève est parmi les plus vieilles espèces légumières. Elle est classée parmi

les Légumineuses les plus anciennement cultivées, (Laumonnier, 1979). D’après Mathon,

(1985), elle est originaire des régions méditerranéennes du moyen-Orient. A partir de son centre

d’origine, elle s’est propagée vers l’Europe, le long du Nil, jusqu’en Ethiopie et de la

Mésopotamie vers l’Inde. L’Afghanistan et l’Ethiopie devient par la suite, les centres secondaires

de dépression (Zaidi et Mahiout, 2012).

1.2. Description de la plante hôte. Vicia faba L est une plante herbacée annuelle, non ramifiée

à tige simple, creuse et dressée, et de section quadrangulaire, se dressant à plus d’un mètre du haut

de sol (Peron, 2006). Les feuilles alternes de couleur vert glauque ou grisâtre composées de deux

ou trois paires de folioles opposées de forme ovale, son système radiculaire est développé et

descend profondément dans le sol (Chaux et Foury, 1994). Les fleurs blanches possèdent des

taches noires, devisé de deux jusqu’à cinq petites grappes pédonculées (Guinoochet et

DeVilmorin, 1984). Leurs fruits sont de longues gousses vertes, contenant de grosses graines

ovales, épaisses, (Couple et Marn, 2009).

1.3. Intérêts culturaux de la fève.

Vicia faba L est d’une importance incontestable, elle a deux intérêts.

1.3.1 Intérêts agronomique.

Elle contribue à l’enrichissement des sols en élément fertilisants (khaldi et al., 2002). Ou jouent

un rôle non négligeable dans l’enrichissement de sol en azote (Rechef et al., 2005),avec son

système racinaire puissant et dense elle améliore la structure du sol (Hamadache ,2003).

1.3.2. Intérêt alimentaire.

Les graines de la fève utilisée pour la consommation humaine et animale (Goyoaga et al., 2011).

Elle constitue un aliment nutritif très important surtout pour les populations à faible en revenus,

qui ne peuvent pas toujours s’approvisionner en protéine d’origine animale (Daoui., 2007). Selon


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Gordon, (2004) Vicia faba L. est une source de fibres solubles et insolubles, de glucides

complexes, de vitamines (B9 et C)et de minéraux (en particulier le potassium, le phosphore, le

calcium, le magnésium, le cuivre, le fer et le zinc)et elle a une teneur en protéine très élevée.

Tab. 1 : composition de la fève selon (Feillet, 2000).

Amidon Fibre Lipide Protéine lysine Methoinine

+cystéine

Fève 43 18 02 28-32 6.5 2.1

I.4. Production de la fève.

1.4.1. Production mondiale.

Vicia faba L représente une production mondiale de 3515748 tonne. Lorsque la chine le

plus grand pays producteur de la fève avec 1650000 T pour la campagne 2009/2010,

ensuite l’Ethiopie en deuxième position avec une production de 610845T. La France est

classée dans la troisième position. (FAO, 2011).

Fig.2. La production mondiale de la fève, campagne 2009/2010.

1.4.2. Production nationale.

La fève est cultivée dans des différentes régions du pays, les superficies se sont accrues de

23180 ha en 2008/2009 et ont atteint les 2483465 ha en 2010/2011. On distingue deux

périodes de semis, celle d’hiver vers la fin d’été pour les zones du sud, dont le début de

récolte s’effectue au mois de novembre, puis la deuxième période de semis au printemps

pour les zones du nord. La production de la fève dans quelques régions de l’ouest Algérien

est présentée dans la(Fig.3).

43%

16%

11%

8%

4%5%

3%3%2%2%2%1%

1 Chine

2 Ethiopie

3 France

4 Egypte

5 Maroc

6 Australie

7 Soudan

8 Royaume-Uni

9 Italie

10 Tunisie

11 Pérou

12 République arabe syrienne


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Fig .3: La production et la superficie de la fève dans quelques régions de l’ouest

Algérien (FAO, 2015).

I.2.Pois:

Le pois (Pisum sativumL.) est l'une des cultures les plus anciennes au monde, comme

il a d'abord été cultivé avec des céréales comme l'orge et le blé, Il y a 9000 ans

(McPhee., 2003) C’est la culture indigène de la Syrie, Irak, Iran, Turquie, Jordanie,

Ethiopie, Liban et a été cultivé en Europe pendant plusieurs milliers d'années. Le pois

est l'un des aliments les plus importantes légumineuses dans le monde non seulement

pour sa très vieille histoire. (Choudhury et al., 2006).

2.1. Morphologie du pois :

Cette plante donne une forme spécifique comme :

Tige leur hauteur varier de quelques décimètres à plus de 2 m, chez les types

couramment cultivés, sont généralement comprises entre 0,50 et 1,50 m. La

croissance de la tige est typée monpodial, à ramification basitone.

Les tiges du pois ne sont pas volubiles mais peuvent s’accrocher sur un tuteur ou entre

elles au moyen des vrilles portées par les feuilles. Elles sont plus ou moins rigides et

peuvent avoir tendance à s’affaisser sur le sol, ce qui pose quelques problèmes

culturaux et de récolte.

Feuilles : il y a une déférence entre les 2 premiers types des feuilles par apport ou

autre, réduites à des écailles.la rachis de sa base à son extrémité,

Il y a plusieurs paires de folioles opposées dont le nombre exact suivant la variété.

Et aussi les paires de vrilles opposées, courent la Localisation de folioles ;

Et finalement une vrille en position terminale.

39%

33%

14%

14%

superficie

Tlemcen

Mascara

Ain timouchent

Relizane

31%

37%

20%

12%

Production

Tlemcen

Mascara

Aintimouchent

Relizane


Page 7

Une simple définition de la foliole est limbe oboval, vert jaune à vert bleuté, et

finement denticulé.il est accompagnée

Fleurs:

Papilionacées, sont blanches (pourpres chez certaines variétés de pois mangetout)

Sont présentent sur un court rameau axillaire. Elles sont blanches ou avec l’étendard

d’un blanc bleuâtre et les ailes d’un violet noir. Les fleurs ont des différentes tailles (3

à4 cm de long) (Elzebroek et Wind, 2008). Elles se composent de deux grandes

stipules foliacées, un à plusieurs paires de folioles ovales et des vrais terminaux

(McGee, 2012).

La gousse :

La gousse est issue d’un carpelle unique replié sur lui-même et dont la ligne de suture,

portant 6 à 10 ovules, selon la variété, se fend à maturité comme la nervure dorsale, ce

qui lui donne une apparence bivalve (Chaux et Foury ,1994).

Fig.4: Aspect morphologique de pois Pisum sativum (Soumia et Nesrine2018).

2.2. Composition nutritif :

Tab.2 : composition nutritif de pois (Feillet., 2000).

Amidon Fibre Lipides protéine Lysine Methionine

+Cysteine

Pois 50 15 2 22-25 7.1 2.4


Page 8

2.3. Ecologie et croissance

La culture du pois a besoin d’un climat relativement frais ; et la température entre 7-

24°C. Pisum sativum est cultivé dans les régions où les précipitations ne dépassent

pas 400 mm, Le pois est légèrement sensible à la photopériode, les jours longs

favorisant la floraison. Il pousse sur des sols de toutes natures, dotés de niveaux de

fertilité modérés, bien drainés et à pH de 5,5 à 7 (Brink et Belay., 2006).

2.4. Classification de la fève et le pois :

Tab. 3 : Classification phylogénétique de fève et de pois (APG III, 2009).

Kingdom Plantae

Division Angiosperms

Class Eudicots

Order Fabales

Family Fabaceae

Genus Vicia =Fève Pisum = Pois

Species faba L. sativum L

I.3.Les principales maladies de la fève et le pois :

3.1. Maladie viral :

Les principales maladies virales de la fève d’après (Kumari et Van Leur., 2011)

sont :

- le virus des taches de la fève (broad bean stain virus : BBSV) transmis par les

coléoptères.

- le virus jaune nécrotique de la fève (faba bean necrotic yellow virus : FBNYV)

Transmis par les pucerons

3.2. Les maladies parasitaires :

Les parasites pouvant attaqués la fève sont les suivants :

L’orobanche :

La fève peut être parasitée principalement par 3 espèces d’orobanche : Orobanche

Crenata, Orobanche foetidaet Phelipancheaegyptiaca(Pérez-de-luque et al., 2010).


Page 9

Les nématodes :

Le nématode des tiges (Ditylenchusdipsaci) cause un gonflement et une distorsion au

niveau de la tige avec une décoloration des parties de la plante (Stoddard et al.,

2010)

3.3. Maladie transmis par les insectes :

Les pucerons (Fig. 4) :

Les pucerons l’une des causes indirectes de forts dégâts occasionnés par les virus dont

ils sont vecteurs (Maatougui., 1996).

Fig. 4 : Les insectes ravageurs de la fève puceron (Kheloul L.,2014)

3.4. Les maladies fongiques :

Tab. 4 : Principales maladies fongiques des céréales et des Légumineuses en Tunisie

(Bouzid, N., 2008


Page 10

Maladies Champignons Symptomatologie

MILDIOU

Peronosporaviciae

P. viciaeappartient au phylum des

Oomycotaet à la classe des

Oomycètes (pseudo-champignons

produisant des oospores). Les

conidies de P. viciaesont

monocellulaires, ovales à légèrement

ellipsoïdes. Leurs dimensions sont

20-30 x 17-22μm. Les conidiophores

se terminent par des stérigmates

droits ou légèrement courbés, assez

pointus et généralement groupés par

deux

Observée sur fève, cette maladie se

caractérise par l’apparition sur la

face inférieure des feuilles d’un

duvet cotonneux gris ressemblant à

une moisissure. Ce duvet est formé

des conidies et conidiophores qui

émergent à partir des stomates des

feuilles de la plante hôte. Le duvet

apparaît sous forme de taches et

s’étend progressivement pour

couvrir toute la face inférieure des

feuilles. Sur la face supérieure de

ces feuilles, des taches chlorotiques

se forment. En fin d’attaque, le

tissu foliaire, au niveau des taches,

brunit et meurt.

TACHES

BRUNES (OU

(CHOCOLAT)

(Villegas-

Fernandez et

Rubiales, 2011).

Botryotiniafabae

(Anamorphe: Botrytis fabae)

L’anamorphe Botrytis fabae

appartient aux Champignons

Anamorphiques et au

Groupe des Hyphomycètes

(champignons à conidies libres). Les

conidies de Botrytis fabae sont

monocellulaires, globuleuses ou

souvent ovoïdes et à paroi lisse.

Letéléomorphe Botryotiniafabae

appartient au phylum des

Ascomycota(champignons produisant

des ascospores) et au groupe des


manifeste, au début, sous forme de

points de couleur brun rouge et de

très petites taches circulaires brun

clair entourées par une bordure

rougeâtre, principalement sur

feuilles et moins fréquemment sur

tiges Lorsque les conditions

climatiques sont très favorables

pendant longtemps, la maladie

entre dans une phase «agressive»

dans laquelle les taches deviennent

des lésions coalescentes évoluant

ensuite en pourriture brun foncé.


Page 11

Discomycètes (champignons dont les

asques sont contenus dans des

apothécies).

ALTERNARIOSE

Alternaria alternata

A. alternata appartient aux

Champignons Anamorphiques et au

groupe des Hyphomycètes

(champignons à conidies libres). Les

conidies d’A. alternata sont

multicellulaires, allongées,

généralement plus larges d’un côté

que de l’autre et terminées à la base

par un pédicelle. Les cloisons se

forment à la fois dans les sens

longitudinal et transversal.


manifeste par des taches foliaires

brun gris entourées par une bordure

plus foncée et montrant à l’intérieur

des cercles concentriques. Lorsque

l’attaque est forte, ces taches

s’étendent sur les feuilles et

deviennent coalescentes.

ANTHRACNOSE

(OU BRÛLURE).

Didymellafabae

(Anamorphe: Ascochytafabae)

L’anamorphe A. fabaeappartient aux

Champignons Anamorphiques et au

groupe des Coelomycètes

(champignons à conidies groupées

dans des pycnides). Les conidies d’A.

fabaes ont droites ou légèrement

courbées, à extrémités arrondies et

ayant souvent une cloison. Parfois

deux ou même trois cloisons peuvent

être observées. Le téléomorphe D.

fabae appartient aux phylums des

Ascomycota(champignons produisant

des ascospores) et au groupe des

Loculo ascomycètes (champignons

dont les asques sont contenus dans

des pseudothèces).

Observée sur fève, cette maladie

provoque sur les feuilles des taches

plus ou moins irrégulières, d’abord

de couleur brun foncé qui tournent

ensuite vers le gris clair au centre

entouré d’une marge plus foncée.

Lorsque l’attaque est importante,

les taches deviennent coalescentes.

Ces taches apparaissent aussi sur

tiges et gousses. Elles

sontcomparables à celles des

feuilles mais généralement elles se

creusent dans le tissu. Les graines

peuvent également être atteintes.

Une abondante ponctuation noire,

souvent encercles concentriques,

apparaît au milieu de ces taches; ce

sont les pycnides formées par


Page 12

l’anamorphe.

ROUILLE

Uromycesviciae-fabae

U. vicia-fabae appartient au phylum

des Basidiomycota(champignons

produisant des basidiospores) et à la

classe des Urédinomycètes

(champignons passant par un stade

téliospore). U. viciae-fabae forme des

urédospores monocellulaires,

globuleuses, ovoïdes à légèrement

ellipsoïdes, avec une paroi épaisse

finement rugueuse. Les téliospores

d’U.viciae-fabaesont

monocellulaires, ellipsoïdes à

ovoïdes, rarement globuleuses et

parfois cylindriques. Elles sont

prolongées à la base par de longs


caractérise par la formation sur les

feuilles, de petites pustules

légèrement allongées ou le plus

souvent arrondies, d’abord ayant

une couleur blanc rose, puis après

éclatement de l’épiderme de la

plante hôte, elles prennent une

couleur brun roux. Ce sont les

urédies qui libèrent lesur édospores.

Elles sont, soit irrégulièrement

dispersées, soit formant des cercles

concentriques. Lorsque l’attaque est

grave, les urédies peuvent couvrir

les tiges et même les gousses. Dans

ce dernier cas, les pustules sont


Page 13

pédicelles et possèdent une paroi

lisse plus épaisse au sommet.

plus grandes, de forme irrégulière

et souvent accompagnées par des

crevasses de forme variable qui se

creusent dans le tissu de la gousse.

En fin de culture, lorsque la fève

commence à mûrir et à se

dessécher, des pustules brunes

foncé noires se forment. Ce sont les

télies qui produisent les téliospores.

Pois :

3.5. Maladies viral :selon Messaien et al, 1991. Brink et Belay , 2006 ; Chaux et

Foury, 1994).

Jaunisse apicale du pois (Jaunisse apicale du pois : PTYV) :

Jaunissement de la partie superieure des plantes.

Feuilles petites, érigées et cassantes.

3.6. Maladies Bactériennes : Messaien et al, 1991. Brink et Belay , 2006 ; Chaux

et Foury, 1994)

Graisse bactérienne du pois (Pseudomonas syringaepvpisi) :

Des taches huileuses sur les organes aériens, qui s’agrandissent en éventail et

prennent une couleur brun claire sur les feuilles, et forment des taches brunes sur les

gousses.

3.7 Maladie transmis par les insectes :

La sitone du pois (Siton alineatus) (Fig .5)

Selon Rachef et al. (2005), les sitones constituent le groupe des Curculionidés, ce

sont des petits insectes très allongés de couleur grise, leurs dimensions varient entre 2

et 8 mm. Les adultes de ce coléoptère se nourrissent du feuillage des plantules en

provoquant des encoches en forme de U. Les larves infestent les nodosités des racines

réduisant la fixation d’azote atmosphérique (Weigand et Bishara., 1991).


Page 14

Fig .5 : Les insectes de pois :la sitone du pois, (Kheloul L.,2014).

3.8. Maladies fongiques :

Tab. 5 : les maladies et les symptômes de pois (Messaien et al, (1991). Brink et

Belay, (2006); Chaux et Foury, (1994)

Champignons de sol

Maladie et agent responsable Symptômes et dégâts

FONTES DES SEMIS

Pythium, Rhizoctonia

Fusarium,Thielaviopsis

Par places, manques à la levée et mort

des plantules ;

L’Anthracnose (Ascochyta) peut

également intervenir des ce stade

FUSARIOSE DU PIED

Fusarium solani

Jaunissement des feuilles les plus âgées

et coloration rougeâtre de la base de

tige ; pourriture collet et racines

FUSARIOSE DU POIS

Fusarium oxysporumf.sp.pisi

Feuillage grisonnant et enroulement des

folioles à leur sommet. Coloration jaune

orange du système vasculaire

Champignons des organes aériens

ANTHRACNOSE

-Ascochyta pisi

Sur feuilles et gousses : taches

nécrotiques brunes cernées d’un anneau

brun foncé à pourpre ; centre clair avec


Page 15

-Ascochyta pinodes

-Ascochyta pinodella

ou sans présence de ponctuations noires

(pycnides)

Sur feuilles, tiges et gousses : criblures

en tête d’épingle, noires ou brunes,

cernées d’un halo clair

Taches plus grandes à contour irrégulier.

Le plus agressif et le plus fréquent.

Sur feuilles et gousses, ponctuations

Marron clair, bien délimitées. Sur jeunes

plantes : nécrose du collet avec manchon

brun violacé à la base des tiges.

POURRITURE GRISE

Botrytis cinerea

Feutrage grisâtre dense pouvant se

développer sur tous les organes aériens

Desséchement, chute des boutons floraux

pourriture et chute des gousses.

POURRITURE BLANCHE

Sclerotinia sclerotiorum

Pourriture blanche à la base des tiges ;

présence de Sclerotinia sclérotes noirs

Flétrissement et destruction de la plante

entière.

Mildiou

Peronospora pisi

Les feuilles présentent alors des

jaunissements sur la face supérieure et

d’un duvet gris violacé sur la surface

inferieure

Sur gousse les symptôme extérieures sont

peu perspectibles ( taches vert claire sans

sporulation).

Par contre à l’intérieur un mycélium

blanc est bien visible . A Ce stade les

grains sont tachés ou absents

Oїdium du pois

Erysiphepolygonif.sp pisi

De petites taches blanches et poudreuses

qui colonisent d’abord les feuilles âgées


Page 16

Un mycélium blanc et pulvérulent se

développe ensuite sur tous les organes

aériens.

Rouille

Uromyces pisi

Uromyces viciaecraccae

Uromyces viciaefabae

Des pustules (sores) pulvérulents de

couleur brun roux à noir apparaissent sur

la face inferieure des feuilles et sur les

tiges.

I.4.Moyens de lutte biologique :

De nombreux agents de bio-contrôle sont actuellement disponibles dans le commerce.

Le principe repose sur l’hyper-parasitisme. Certains champignons sont des parasites

d’autres champignons. C’est le cas pour de nombreuses espèces du genre

Trichoderma a été décrit comme capable de contrôler les pathologies induites par

(Thangaveluet al., 2004).L’essor de la lutte biologique.

4.1. Lutte biologque:

4.1.1 Genre Trichoderma sp :

La première description d'un champignon nommé Trichoderma dites retour à 1794

(Persoon., 1794) Leurs mécanismes de défense comprennent à la fois enzymatique et

autres chimiques, qui produisent Trichoderma sp. Efficace pour le mycoparasitisme,

antagonistes et agents de lutte biologique –caractéristiques qui peut être exploitée en

utilisant Trichoderma sp. Ou le métabolite sécrété par ces champignons en tant que

fongicides biologiques lutter contre les maladies des plantes causées par des

champignons pathogènes (Spiegel et Chet, 1998; Vinale et al., 2006; Navazio et al.,

2007; Vinale et.al 2009). Trichoderma sp. Jouer un rôle important dans l'interaction à

trois voies avec la plante et le pathogène (Lu et al., 2004; Woo et al., 2006).

Tester l’effet de Tricodermasp in vitro sur les champignons en tant qu’il est utilisé

comme un agent antagoniste parce que elle est capable d'attaquer les champignons

phytopathogènes pour produire des antibiotiques et agir comme agents de lutte

biologique (Singh et al., 2013).

4.1.2. Mode d’action de Trichoderma :

Trichoderma a la capacité d’attaquer les agents pathogènes via différents modes

d’action. Il peut utiliser :


Page 17

L’antibiose qui résulte de la production de substances qui agissent comme des

antibiotiques » et qui inhibent la croissance de l’agent pathogène;

La compétition qui se manifeste par l’aptitude de Trichoderma à utiliser les

mêmes ressources du milieu (aires d’alimentation, sites de développement)

que les champignons pathogènes mais Trichoderma emploie ce mode d’action

surtout pour occuper les lieux avant l’arrivée des indésirables;

Le parasitismequi se manifeste par la destruction de l’agent pathogène

lorsque Trichoderma s’enroule autour de celui-ci soit en l’étranglant, en

pénétrant à l’intérieur et/ou en lui « injectant » des substances (enzymes) qui

le détruisent (Caron, 2012).

4.2. Lutte chimique :

D’après Jean L, (1960) qui nomme le traitement chimique par les modes

d'application qui permettent la mise en contact du fongicide avec le champignon. Les

traitements peuvent se faire par immersion des végétaux ou parties de végétaux dans

le liquide fongicide, par pulvérisation de celui-ci sur le végétal, par poudrage, si le

fongicide est présenté à l'état pulvérulent, par voie gazeuse si le fongicide est gazeux.

On qualifie également le traitement en fonction de l'époque à laquelle il est effectué

par rapport au développement du champignon sur son hôte. On parle de traitement

préventif lorsque le fongicide est épandu avant que le végétal soit inoculé par le

premier germe contaminateur. Si ce traitement est effectué pendant la période

d'incubation, on effectue un traitement curatif.

Matériels et méthodes


Page 18

II.Matériels.

Cette étude porte sur l’isolement et l’identification des champignons phytopathogénes

de pois (Pisum sativum), et de la fève (Vicia faba L.), et essai in vitro d’évaluer le

potentiel d’inhibition de Trichoderma sp. et deux fongicides chimiques ( Milor ,

Curenox) sur la croissance mycélienne des souches phytopathogènes isolées.

II.1. Echantillonnage.

Les échantillons des plantes) fève et pois ( ont été prélevées à partir des parcelles

cultivées à Biskra et Souk Naaman, durant le mois de Mars 2018. (Tab.6).

Échantillon Région

gousse

Feuilles

fève

Souk-

Naaman

fleurs

Racines

fève

Biskra

feuilles


Page 19

gousse

pois

II.1.1. La souche fongique utilisée pour la lutte biologique .

La souche antagoniste de Trichoderma sp. utilsée pour la lutte biologique a été fournis

par le prometteur de ce travail.

II.1.2.Milieux de culture.

* On a utilisé le milieu (PDA. potato- dextrose –agar) pour isoler et purifier les mycètes.

*On a utilisé le milieu (MEA. malt- excract-agar) pour identifier les mycètes isolés )annex1).

II.1.3.Les fongicides utilisés pour la lutte chimique :

On a utilisé pour la lutte chimique deux fongicides (Curenox et Milor) qui ont été

fournies par l’ ITCMI de Bir Rogaa w.d’Oum-Elbouaghi(Tab..).

II.1.4. Méthodes de travail utilisées.

1.4.1. Stérilisation des échantillons inféctés :les échantillons que ce soit de la féve ou le

pois (Racine, feuille, gousse, graine, fleur) sont :

* Désinfectées superficielement par l’éthanol concentré pendant 2à3min.

*Rincées 2 à 3 fois par l’eau distillée stérile, puis elles sont mises en papier absorbant

stérile devant le bec Bunsen (zone stérile).

*laissés sécher,découper les régions altérées.

II. 2.Isolement sur milieu PDA.

Avant de couler le milieu PDA, 2 gouttes d’acide acétique (10%) sont mises dans les

boites de Pétri en verre (pour éviter toute contamination bactérienne). Lorsque le milieu

est solidifié, les pièces altérées sont levées aseptiquement par une pince stérile à chaque


Page 20

fois passé sur la flamme du bec Bunsen et répartis à raison de 4 pièces par boite avec

quatre répétitions. On ferme les boites aseptiquement en utilisant le para film.

Les boites sont incubées à une température de 25°C, avec un suivi de croissance toutes

les 24 h pendant sept jours(Rémi, 1997 ; Zehhar, et al., 2006.

II. 3.Purification des colonies fongiques :

Après incubation, une mycoflore variée s’est développée.

Les isolats obtenus sont purifiés sur milieu PDA. Cette pureté est contrôlée par

observation microscopique des cultures.

II. 4. Identification des isolats fongiques :

L’identification des champignons est effectuée par deux techniques classiques.

Une étude macroscopique

Une étude microscopique.

4.1. Etude Macroscopique :

Cette étude est basée sur l’observation des colonies à l’œil nu et à la loupe binoculaire.

L’observation des caractères porte sur :

L’aspect de la colonie (couleur de la surface et du revers de la boite, texture de la surface

des colonies, topographie…).

Présence ou absence de gouttelettes sur le mycélium.

Production de pigment diffusible.

Vitesse de croissance (diamètre de la colonie à 7 jours : rapide ≥ 3 cm ; modérée : entre 1

et 3 cm et lente ≤ 1 cm) (Cahagnier, 1998) et (Guillaume, 2006).

4.2. Etude Microscopique :

L’identification des champignons nécessite l’observation au microscope optique est

basée sur les critères d’identification microscopique réalisés par Botton (1990) et quand

c’est possible à identifier. Pour cela, et à l’aide d’une anse de platine stérile on prélève

superficiellement un fragment de la culture que l’on dépose sur une lame. Le frottis

ainsipréparé est ensuite coloré parlactophénol bleu ou acide lactique. Ensuite la lame est

recouverte d’une lamelle, puis observée aumicroscope photonique à un grossissement G

X 40. L’observation des caractères porte sur :

Hyphes : septés ou non, c'est-à-dire cloisonnés ou non

Conidiophores : absents, simples, ramifiés


Page 21

Cellules conidiogènes : annellide, phialide...

Conidies : uni- ou pluricellulaires, solitaires, en amas ou en chaînes, forme (ronde, ovale,

en massue.)

II.5. Technique de koch.

Utiliser trois échantillons de la fève et quatre échantillons du pois.

Laver les échantillons par l’eau distillée.

Désinfecter les échantillons en utilisant l’éthanol.

Laisser sécher pendant 2à3 minute.

Mettre un trou dans chaque échantillon.

Injecter dans chaque échantillon un disque de champignon isolé.

Mettre les échantillons dans des sachets stériles.

Incuber les échantillons dans une température ambiante.

II. 6. Antagonisme in vitro de Trichoderma sp. à l’égard des champignons pathogènes

isolés :

L’activité antagoniste de Trichoderma sp. contre les souches pathogènes testées a été

abordée de deux différentes manières. Quatre boites de Pétri ont été utilisées pour chaque

test, avec trois répétitions.

II.6.1. Confrontation directe.

Dans une boite de Pétri contenant le milieu PDA, deux disques de 10 mm de

diamètre constitués par l’inoculum du pathogène et celui de l’antagoniste ont été placés

à 60 mm l’un de l’autre, symétriquement par rapport au centre de la boite. Pour le

témoin, un disque mycélien du pathogène a été déposé dans un autre boite.

Incuber les boites pendant cinque à l’obscurité et à 25°C. (fig.6).(Attrassi, et al., 1985)


Page 22

Fig.6: confrontation direct de Trichoderma sp et l’isolat pathogène par contact directe sur

milieu PDA (Hibar et al., 2005).

II.6.2. Confrontation à distance.

Il consiste à repiquer l’antagoniste et l e pathogène dans deux boites séparées ; par la sui

te, un assemblage est réalisé par l a super position de deux boites, Trichoderma sp. En bas et le

pathogène en haut (Fi g. 2). La jonction entre les deux boites est assurée par des couches

de parafilm afin d’éviter toute déperdition des substances volatiles. On expose ainsi

l’isolat de l’agent pathogène à l’influence des substances volatiles émises par l a souche de

Trichoderma sp.

Le témoin est formé par super position des deux boites, celle du haut contenant une

pastille de l’agent pathogène , alors que celle du bas ne contient que le milieu PDA.

Les boites sont soumises pendant 5 j ours à 25°C à l’obscurité(fig.7).

Fig. 7: confrontation à distance entre Trichoderma sp.et l’isolat pathogène (Hamouni,et al., 1996).

Milieu PDA

60mm L’antagoniste L’isolat pathogène


Page 23

Le pourcentage d’inhibition (IC ) de la croissance mycélienne du pathogène par l’

antagoniste a été évalué selon la méthode suivante :

IC% = (DT-DPA / DT) ×100.

DT : croissance diamétrale du témoin. DPA : croissance diamétrale mycélienne du

pathogène en présence de l’antagoniste (Benhamou et Chet, 1996 ;Comporta, 1985 ;

Hibar et al., 2005 ).

II. 7. Effet de fongicide sur la croissance mycélienne des souches pathogènes.

La dose conseillée a utilisé par le producteur de fongicide a été choisie pour préparer la

solution mère. On a pesé 1g de chaque fongicide et on l’ajoute dans un erlenmeyer de 100ml.

Additionner 45ml de l’eau distillée stérile. Homogénéiser l'échantillon mère par agitation de

l ’erlenmeyer à l’aide d’un vortex. Et à partir de cette dose on a préparé des suspensions

diluées dans le milieu de culture PDA.

On utilisé dans cet étude deux fongicides différents (Milor et curenox).Difirentes

concentrations des deux fongicides téstés ont été réalisées dans le milieu nutritif PDA à partir

de la solution mère, qui a été préparée par la dissoudre d’ 1g de curenox ou 0,87g de Milor sur

100 ml d’eau distillé stérile.

Dans une boite de Pétri contenant le milieu PDA- fongicide ,un disque de 10 mm de

diamètre constitués par l’inoculum du pathogène a été placé au centre de la boite. Pour

le témoin, un disque mycélien du pathogène a été déposé dans un autre boite contient le

PDA sans fongicide.L’efficacité du fongicide est déterminée par le calcul du

pourcentaged’inhibition :IC% = (DT-DPA / DT) ×100.

DT : croissance diamétrale du témoin. DPA : croissance diamétrale mycélienne du

pathogène en présence de fongicide.

Fig.8:les fongicides utilisés dans la lutte chimique (A) curenox,(b).Milor.

A B


Page 24

7.1.La composition chimique des fongicides Milor et Curenox :

Composition chimique de Curenox 50 :

-Oxychlorure de cuivre : Cu2Cl(OH)3.

Composition chimique de Milord WP720MZ :

-Le tébuconazole : C16H22CIN3O.

-La spiroxamine : C18H35NO2.

100ml (eau distillé stérile) 0,87g( Milor) /1g(curenox)

5ml 10ml 20ml 30ml40ml 50ml

95ml 90ml 80ml 70ml 60ml 50ml

Fig.9: La méthodologie de travaille de lutte chimique

Résultats et disccussion


Page 25

III. Résultats.

III.1. Isolement et purification et identification des champignons pathogènes.

III.1.1. Les champignons isolés à partir de fève et de pois.

Les résultats d’isolement (Tab7) des champignons pathogènes à partir d’échantillons

infectées de fève et de pois ont nous permis d’identifier sept isolats fongiques : Alternaria sp1,

Alternaria sp2, Alternaria sp3, Fusarium sp1, Fusarium sp2, Fusarium sp3, Cladosporium sp.

(Tab.8, 9, 10) dans annexes (2,3).

Champignons isolés Echantillion Région

Feuilles

fève

Souk-

Naaman

Fleurs

Racines

fève

Biskra

Alternaria sp

Alternaria sp

champig

Cladosporium sp


Page 26

Gousse

feuilles

pois

gousse

Alternaria sp

Fusarium sp

Fusarium sp


Page 27

III.2.Technique de koch :

L’objectif de cette technique c’est pour confirmer que le champignon isolé est un agent

pathogène et que celui qui provoque la maladie de plante (Fig.10)

Fig .10 : résultat de technique de koch.

III.3. Antagonisme in vitro de Trichoderma sp. à l’égard des champignons pathogènes isolés.

III.3.1.Confrontation directe.

Les résultats de la confrontation directe vis-à-vis de Trichoderma sp. contre les champignons

phytopathogènes testés ont montré que le Trichoderma sp. inhibe la croissance mycélienne de

mycètes testés avec des degrés situés après le quatrième jour d’essai où elle a enregistré :

Alternariasp2 :23%,Fusariumsp2 :47%,Alternaria sp3 :57% , Fusarium sp1 :74%,Alternaria

sp1:40%,Fusarium sp3:38%. Pour Alternaria sp : L’influence de Trichoderma sp est plus important

pour Alternaria sp3 par rapport aux autres espèces d’Alternaria sp., Pour Fusarium sp :L’influence

de Trichoderma sp est plus important pour Fusarium sp1 par rapport aux autres espèces Fusarium

sp.Donc l’effet positive de trichoderma sp sur Fusarium sp beaucoup plus que l’Alternaria

sp.(fig.11).


Page 28

III .3.2. Antagoniste à distance.

Les résultats de la confrontation à distance de Trichoderma sp. contre les champignons

phytopathogènes testés ont montré que le Trichoderma sp. inhibe la croissance mycélienne de

mycètes testés avec des degrés situés après le quatrième jour d’essai où elle a enregistré :

Pour chaque champignon le taux d’inhibition est comme suit :

Alternaria sp1:21%.,Alternariasp2 :16%.,Alternaria sp3 :28%.,Fusarium sp1 :18%.,Fusarium

sp2 :8%.,Fusarium sp3:5%. Pour Alternaria sp :L’influence de Trichoderma sp est plus important

pour Alternaria sp1par rapport aux autres espèces d’Alternaria sp. Pour Fusarium sp :L’influence

de Trichoderma sp est plus important pour Fusarium sp1 par rapport aux autres espèces Fusarium

sp. Donc l’effet positive de trichoderma sp sur l’Alternaria sp beaucoup plus que la Fusarium sp.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

23

47

57

74

40 38

po

urc

en

tage

d'in

hib

itio

n m

ycé

lièn

ne

LES CHAMPIGNONS TESTÉS.

fig. 11.Influence de confrontation directe de Trichoderma sp. contre les mycètes testés.

Alternaria sp 2

fusarium sp 2

Alternaria sp 3

Fusarium sp1

Alternaria sp1

Fusarium sp 3


Page 29

III.3.3.Teste de confirmatoin :

L’objectif de ce test est de reconnaitre l’influence de Trichoderma sp sur les champignons testés

(Fusarium sp 1,Alternaria sp1)et savoir que le Trichoderma sp a découragé ou tué tous les champignons

testés.Nous avons donc pris un cylindre d’agar dans la confluence de Trichoderma sp avec des

champignons Testés et nous avons planté au milieu PDA.

Le résultat de cette expérience est confirmé que le Trichoderma sp inhibe la croissance du (Fusarium

sp 1,Alternaria sp1), donc elle donne un résultat positif sur l’élimination des champignons pathogènes

du pois et de la fève.

0

5

10

15

20

25

30

Alternaria sp1 Alternaria sp2 Alternaria sp3 Fusarium sp1 Fusarium sp2 Fusarium sp3

21

16

28

18

8

5

pe

rce

nta

ge d

'inh

ibit

ion

myc

éliè

nn

e

les champignons pathogènes

Fig.12. Influence à distance de Trichoderma sp. contre les mycètes testés.


Page 30

Fig.14 : Le résultat du teste de confirmation

III. 4.Lutte chimique :

III.4.1.Les fongicides curenox et milord contre Alternaria sp2:

Fig.15 : Inhibition de la croissance d’ Alternaria sp2 en présence de deux fongicide (miloret

curenox)

0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6

0

20

40

60

80

100

120

Concentration des fongicides

Po

urc

en

tage

d'in

hib

itio

n

IC% MILORD IC% CURANOX


Page 31

Après l’incubation des boites qui contient les fongicides (milord et curenox avec les isolats

fongiques on observe :

-Pour L’Alternaria sp2 avec milor on remarque que 0,3g/L de la matière active dans laquelle

IC% est 100%. La concentration la matière active à IC 50 est 0,1g/L

-Pour l’Alternaria sp2avec curenox lac concentration la plus efficace est 0.5 de la matière

active dans laquelle IC% est 100%, la concentration la matière active à IC 50 est 0.2g/L.

II.4.2.Les fongicides curenox et milord contre Fusarium sp3 :

Fig.16: Inhibition de la croissance deFusarium sp3en présence de deux fongicide (milor et

curenox).



-Pour Fusarium sp3 avec milor on remarque que 0,5g/L de la matière active dans laquelle IC

est 100% La concentration la matière active à IC 50 est 0.27g/L.

-Pour Fusarium sp3 avec curenox la concentration la plus efficace est 0.3g/L de la matière

active dans laquelle IC% est 100%,.

0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6

0

20

40

60

80

100

120

CONCENTRATION DE FONGICIDE

Po

urc

en

tage

d'in

hib

itio

n

IC% MILORD IC% CURANOX


Page 32

III.4.3.Les fongicides curenox et milord contre Fusarium sp2

Fig.17: Inhibition de la croissance de Fusarium sp2en présence de deux fongicide (milor et

curenox).



-Pour Fusarium sp2 avec milor on remarque que 0,3 de la matière active dans laquelle IC% est

100% .

-Pour Fusarium sp2 avec curenox la concentration la plus efficace est 0.3 de la matière active

dans laquelle IC% est 100% .

IV. Discussion :

IV.1 .Isolement et purification des champignons pathogènes :

Cette étude porte sur l’isolement et l’identification des souches fongiques phytopathogènes à

partir des feuilles, gousses, racine et fleur de la fève et aussi à partir des gousses et feuilles du

pois. Les échantillons ont été prélevés dans deux régions agricoles (Biskra) et(Souk Naaman).

0

20

40

60

80

100

120

0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35

Po

urc

en

tage

d'in

hib

itio

n

CONCENTRATION DES FONGICIDES

IC% MILOR IC% CURENOX


Page 33

Après l’isolement et purification dans le milieu PDA. Les isolats obtenus 7genres sont

identifiés et classé dans 7espèces qui ont Alternariasp1, Alternaria sp2, Alternaria sp3,

Alternerai sp4 et Fusarium sp1, Fusarium sp2. Fusarium sp3,et Cladosporium sp. Ces résultats

sont en accord avec ceux de Bouzid, (2008) qui trouve les mêmes champignons isolés à partir

la fève et le pois.

IV.2.Confrontation directe :

Ce test a permis de mettre en évidence l'effet inhibiteur de Trichoderma sp, exercé sur les deux

isolats (Alternariasp et Fusarium sp) fongiques pathogènes.

IV.2.1.Fusarium sp et Trichoderma sp :

Le pourcentage d’inhibition de notre travail est comme suivi :Fusarium sp1 :74%, Fusarium

sp2 :47%, Fusarium sp3:38%, et notre résultat est proche au travail de

Khaled, et al., 2005) qui dittent que la croissance de l’antagoniste est plus rapide au

croissance de Fusarium sp à 65%, au de la période d’incubation l’agent antaoniste envahie ls

colonies et sporule méme sur celles-ci révelant ainsi son pouvoir hautement mycoparasitaire.

IV.2.2 :Pour Alternariasp et Trichoderma sp :

Après l’incubation du genre Alternaria sp on a observé une décoloration de la colonie de

l’agent pathogène. Selon Biljana, et Jugoslav, (2012) sont démontrés que dans la

confrontation directe les métabolites diffusibles, provoquent la décoloration de la colonie et la

perte d'une sporulation ont toutes deux eu lieu. . En outre, des déformations hyphes étaient

perceptibles, y compris de plus grandes distances entre les cloisons et les extrémités vides .

Des études sur l'activité biologique de Trichoderma ont montré qu'il a un fort effet réducteur

sur le développement d’Alternaria sp, car il se développe sans obstacle. Se développe plus

rapidement que Alternaria sp en confrontation direct et à distance. Le développement intensif

de Trichoderma lui confère un avantage significatif dans la compétition avec les agents

pathogènes pour les éléments nutritifs et l'espace, même s'il développe le système des

mycotoxines.

Il a été conclu que Trichoderma détectait la présence de champignons cibles et semblait croître

tropiquement vers eux. Cependant, il a été remarqué que lorsqu'ils sont ensemble, le gène de

l'endochitinase est activé avant qu'ils entrent en contact, tandis que l'activation de l'exochitinase se

produit seulement après le contact. De plus, les fragments de paroi cellulaire dégradés des

champignons cibles sont des inducteurs très puissants des enzymes, une induction, une amélioration

de la croissance de Trichoderma. Lorsque les fragments sont placés en contact rapproché,


Page 34

Trichoderma a un avantage spatial et de plus grandes opportunités pour arrêter le développement du

pathogène et développer ses mécanismes d'action antagoniste. En peu de temps, il réduit

considérablement Alternariasp. Ainsi qu'un mycoparasitisme impliquant un contact physique et la

production d'enzymes hydrolytiques, de composants toxiques et d'antibiotiques.

IV.2.3.Modes d’action de Trichoderma sp. sur les isolats fongiques :

La croissance de l’agent antagoniste Trichoderma sp plus rapide par apport au croissance

d’Alternariaspet Fusarium sp. on va comparer notre résultat avec Akash, et al. ( 2017) qui confirment

que Trichoderma sp ont de multiples mécanismes d'action, y compris le Co parasitisme via la

production de chitinases, -1-3 glucanases et β-1-4 glucanases, antibiotiques, compétition,

solubilisation de nutriments végétaux inorganiques, résistance induite et inactivation des enzymes du

pathogène impliquées dans le processus d'infection Aussi on va supporter notre résultat par le travail

de Khaled, et al. (2005) .

Trichoderma sp a autres mécanismes d’action contre les agents pathogènes (Biljana, et Jugoslav,

2012), l’antibiose est un autre mode d’antagonisme effectué par la sécrétion de substances volatiles

comme les glio-viridines et les glio-toxines, substances qui jouent des rôles d’antibiotiques, capables

d’inhiber le développement de plusieurs deutéromycètes phytopathogènes, le mycoparasitisme et la

compétition alimentaire sont les principaux mécanismes de la lutte biologique. Et aussi dit qu’il est

produit des métabolites diffusibles, et La production d'antibiotiques non volatils par les espèces de

Trichoderma a également été rapportée par production de métabolites non volatils, impliqué nutrition,

compétition, mycoparasitisme et extra cellulaire enzymes qui désintègrent la paroi cellulaire des

champignons. Les résultats de la confrontation directe ont révélé que Trichoderma suggère la

sécrétion de substance inhibitrice non volatile diffusible par l’isolat de Trichoderma, Il a été conclu

que Trichoderma détectait la présence de champignons cibles et semblait croître topiquement vers

eux. Selon Kahkashan, and Najat (2012) qui démontrent que le Trichoderma produit un certain

nombre d'antibiotiques tels que la trichodernine, trichodermol, harzianum A et harzianolide, le degré

d'efficacité de ces métabolites varie selon la nature, la qualité, la quantité deantibiotiques et substances

inhibitrices sécrétées par l’antagoniste.

IV.3.Confrontation à distance :

IV.3.1.Trichoderma sp et Fusarium sp:

Le pourcentage d’inhibition de notre travail est comme suivi :Fusarium sp1 18% , Fusarium

sp2 8%, Fusarium sp3:5%.D’après Khaled , et al.(2005) qui trouve le taux d’inhibition sur

Fusarium sp 63%, malgré l’absence d’une contacte directe entre Fusarium sp et Trichoderma sp a

peu exercé une activité inhibitrice sur le développement des colonies de Fusarium sp ceci


Page 35

s’explequeriat par l’aptitude de Trichoderma sp a produire des substances volatiles qui sont

capablent de limite et meme de stopper le développement de Fusarium sp.

IV.3.2.Trichoderma sp et Alternaria sp :

Les résultats obtenus de cet essai montrent un ralentissement de la croissance mycélienne des

souches d’Alternaria exercé par une souche antagoniste comparativement aux témoins. Il ressort de

ces résultats, que malgré l’absence d’un contact direct entre les isolats d’Alternaria sp et

l’antagoniste testé, ce dernier a pu exercer un effet inhibiteur sur le développement des colonies

d’Alternariasp. Cet effet est évalué par la mesure des diamètres des colonies d’Alternaria cultivé en

présence et en l’absence de l’antagoniste.

Il ressort que, malgré l’absence d’un contact direct entre les isolats de Alternariasp testés et

Trichoderma sp ce dernier a pu exercer une activité inhibitrice sur le développement des colonies de

Fusarium sp et Alternaria sp. Ceci s’expliquerait par l’aptitude de Trichoderma sp à produire des

substances volatiles qui sont capables de limiter et même de stopper le développement de l’agent

pathogène.

Biljana, G et Jugoslav, Z (2012)Trichoderma sp produisent des substances volatiles qui provoquent

la décoloration de la colonie et la perte d'une sporulation ont toutes deux eu lieu. En outre, des

déformations hyphes étaient perceptibles, y compris de plus grandes distances entre les cloisons et

les extrémités vides.

IV.4.Lutte chimique :

Curenox est un fongicide dans sa composition chimique contient oxychlorurre de cuivre , ont permis

la lutte contre les mildious et les oïdiums. Les produits cupriques sont par ailleurs également utilisés

contre les phytobactérioses

On utilise le cuivre surtout contre les mildiou du pois, quant au mécanisme d’action, la toxicité de

cuivre soluble dans l’eau ; il exerce une action sur les plantes en renforçant l’épidimie (effet de

tannage) provoquant chez certaines variétés de fruitiers des roussissures et des débuts de toxicité(

Roger, 1990)

Milor est un fongicide qui contient de sa composition chimique le tébuconazole, qui est un fongicide

systémique ayant une action protectrice, curative et éradiquante. Le tébuconazole est rapidement

absorbé par les cultures, et bénéficie d’une translocation acropétale. Il inhibe l’enzyme C-14-

déméthylase (deux sites d'action distincts = spécificité du tébuconazole) qui intervient dans la

biosynthèse des stérols, constituants de la membrane cellulaire. Il en résulte un disfonctionnement de

celle-ci qui accumule des composants indésirables.

Conclusion

Conclusion

Page 36

Conclusion :

Les résultats de l’isolement et l’identification des mycètes accompagnants extérieurement et

intérieurement des deux variétés locales de la fève (Vicia faba L) et le pois(Pisum sativum L)

montrent que les échantillons étudiées contiennent une diversité d’espèces fongiques, avec

notamment des champignons :

Pathogènes(champignons de champ) tels que le Alternaria, et Fusarium qui peuvent

provoquer des maladies sur le champ.

Les résultats de lutte chimiques par les fongicides(Curenox ,Milor) contre les mycètes isolés

montrent que les deux fongicides testés se sont révélés efficaces en inhibant la croissance

mycélienne des trois champignons pathogènes testés .

Les résultats de lutte biologique par l’utilisation de l’antagoniste Trichoderma sp. contre les

mycètes isolés montrent que le Trichoderma a inhibé la croissance mycélienne des trois

champignons pathogènes testés

Et à la fin nous proposons :

* Sur le plan technique :

1. L’utilisation des fongicides testées pour traiter sur le champ pour traiter les plantes infectés.

2. Pour assurer une protection phytosanitaire performante constitue une solution de

substitution à l’emploi de produits chimiques nuisibles à l’équilibre naturel des

écosystèmes , nous proposons cette souche de Trichoderma pour traiter la fève et le pois, et

essai in vivo sur champ.

3. Identification moléculaire des souches qui ont un importance économique ou industriel.

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Annexes

Annexes

Annex1. Les Milieux de culture utilisés.

1. Milieu PDA.

Autoclavage : 20min à 121°C.(Larpent, 1985)

2. Milieu MEA.

Composition Quantité

Extrait de malt 20g

Glucose

Peptone

5g

Agar 20g

Eau distillée 1000ml

Autoclavage : 20min à 121°C(Larpent, 1985)

Lactophenol bleu:


Aniline bleue 0.05g

Acide lactique 20ml

Phénol Crystal 20g

Glycérol 40ml

Eau distillée 20ml


Pomme de terre 200 g

Glucose 20 g

Eau distillé 1000 ml

Agar 20 g

Annexes

Classification des mycètes

étudiés

Identification des

mycètes étudiés

Caractères culturaux et

microscopiques

Kingdom :Fungi

Division :Deuteromycota

Class :Hyphomycetes

Order:

MonilialesFamily :Dematia

ceae

Genus :Alternaria

Species : Sp1

Caractères culturaux :

Recto : blanc verdâtre.

-Verso : crémé.

-Présence d’exsudat.

-La couleur du milieu de culture n’est

pas changée. Bombé, Semi

Opaque, Cotonneuse

-V =3.4>3 : signifie que la croissance est

rapide.

Caractères microscopiques :

Mycélium cloisonné

Conidiospores : brune, irrégulières.

Kingdom :Fungi


Class :Hyphomycetes

Order:

MonilialesFamily :Dematia

ceae

Genus : Alternerai

Species : Sp2


-Recto : vert militaire claire avec un

centre foncé,

-Verso : vert olivier, colonie avec des

tours,

-la couleur du milieu de culture n’est pas

changée,

-l’absence d’exsudat, -opaque, plat,

duveter,

-V : 5.7>3 signifie que lacroissance est

rapide.


Annexes2 : identification des champignons tableau (8)

Annexes

-mycélium cloisonné

-dictyospore segmenté, brune,

irrégulières

Kingdom :Fungi


Class :Hyphomycetes

Family :Moniliales

Order:Dematiaceae

Genus:Alternaria

Species:Sp3

Critères culturaux :

-Recto : vert Olivier

-Verso : marron

Absence d’exsudat,

-la couleur du milieu n’est pas changée,

-colonie filamenteux,

-Plat, opaque, -V: 3=3 croissance est

modérée.

Critères microscopiques :

-Conidies brunes-Pluricellulaires

-Aspect puriforme ou ovoïde, avec une

partie basale arrondie et une extrémité

apicale allongé en bec plus ou moins

important. Ce sont des dictyospores.

Annexes

Annexes 3 : Identification des isolats tableau(9,10)

Classification de mycète Caractères culturaux et

microscopiques

Kingdom :Fungi

Division:Deuteromycota

Class:Hyphomycetes

Order:Moniliales

Family:Tuberculariaceae

Genus:Fusarium

Species:Sp1

Critères culturaux :

-Recto blanc,

-verso jaune, l’absence d’exsudat,

cotonneuse, bombé, semi opaque, la

couleur du milieu n’est pas changée,

-V : 5.7>3 signifie que la croissance

est rapide.


Présence des macro conidies, et les

micro conidies. Les mycéliums

cloisonnés

Annexes

Kingdom :Fungi


Class:Hyphomycetes

Order:MonilialesFamily:Tu

berculariaceae

Genus:Fusarium

Species:Sp2

Critères macroscopiques :

Recto : rose clair avec un centre rose

foncé. Verso : blanc cassée

Colonie avec des tours

Présence d’exsudat, semi opaque,

La vitesse de croissance elle est

rapide, duveter


Présence des conidiophores qui

naissent sur le mycélium végétatif

sont courts et ramifiés. Les phialides

(monophialides) sont courtes et

solitaires. Les Les macro conidies

peuvent être abondantes, les

microconides sont nombreuses

unicellulaires.

Kingdom :Fungi


Class:Hyphomycetes

Order:Moniliales

Family:Tuberculariaceae

Genus:Fusarium

Species:Sp3


-Recto : rose claire. -Verso : rose

-Semi opaque, plat,

-Présence d’exsudat, -la couleur du

milieu de culture n’est pas changée,

-duveter,

-V : 3.3>3 signifie que la croissance

est rapide.


La présence des macro conidies

fusiformes et cloisonnées.

-La présence des micro conidies

Résumé

Résumé

Résumé :

L’objectif de la présente investigation est d’isoler et d’identifier les mycètes

phytopathogènes des Fève (Vicia faba L.) et Pois (Pisum sativum), et d’évaluer in vitro le

potentiel d’inhibition de Trichoderma sp. et deux fongicides chimiques (Milor et Curenox)

sur la croissance mycélienne des souches phytopathogènes isolées. Les plantes infectées ont

été collectées à partir des parcelles cultivées à Biskra et à Souk-Naaman wilaya d'Oum-El-

Bouaghi (Algérie). Les résultats obtenus ont permis d’identifier 7 isolats fongiques :

Alternaria sp1, Alternaria sp2, Alternaria sp3, Fusarium sp1, Fusarium sp2, Fusarium sp3,

Cladosporium sp. Les résultats d’étude de la confrontation directe et à distance de

Trichoderma sp. sur les souches phytopathogènes indiquent une inhibition de la croissance

mycélienne à des degrés variables : 23%,47%,57%,74%,40%,38%. pour la confrontation

directe et, elles étaient :21%,16%,28%,18%,8%,5% pour la confrontation à distance

respectivement sur l’Alternaria sp, Fusarium sp. Les résultats de la lutte chimique montrent

que les fongicides utilisés réduisent la croissance mycélienne des souches pathogènes testés,

et que cette dernière augmente avec l’augmentation de la dose de fongicide testés. Ces

résultats ont nous permis d’enregistrer les IC50 les IC90 suivantes : 0,1g /l .0,2 g/l .0,27g/l.

Résumé

: الملخص

Pisum( و البازالء)Vicia faba L) الفطريات الممرضة لكل من الفولالتعرف على الهدف من الدراسة الحالية هو عزل و

sativum L إمكانية تثبيط لمعرفة في المخبر هاتقييم( وTrichoderma مبيدات الفطرية الكيميائية الو اثنين من(Curenox و

Milor ) جمعت النباتات المصابة من مناطق مختلفة مزروعة في . ةالمعزول الممرضةللسالالت النباتية ومييعلى التطور المسل

:ات معزولةفطري 7النتائج المتحصل عليها سمحت لنا بتحديد . (الجزائر )بسكرة و من سوق نعمان والية ام البواقي

1Alternaria sp ˓ 2Alternaria sp ˓ 3Alternaria sp ˓ 1Fusarium sp˓ 2Fusarium sp ˓3Fusarium sp و

Cladosporium sp. للــ نتائج دراسة المواجهة المباشرة و التي عن بعد Trichodermma sp على السالالت الممرضة للنباتات

بالنسبة 38%˓ 40% ˓ 74 %˓ 57˓% 47 % ˓ 23 % : متغيرةبدرجات ومي ييتوضح بان هناك تثبيط للتطور المسيل

Fuariumو Alternaria sp للمواجهة عن بعد لـ 5 %˓ 8 %˓18 %˓ 28 %˓ 16 %˓ 21% .للمواجهة المباشرة كانت

.sp للسالالت الممرضة المختبرة وبان هذه ومي تعملة تقوم بارجاع التطور المسلينتائج المعالجة الكيميائية توضح ان المبيدات المس

.غ/ل,270 ˓غ/ل0,1 ˓غ/ل90IC : 0,1 و 50IC بحفظ األخيرة تزداد مع زيادة تركيز المبيد المختبر. هذه النتائج تسمح لنا

Résumé

Abstarct:

The objective of this study is to isolaate and identify phytopathogen fungus of bean (Vicia

faba L) and peas (Piisum sativum L) and evaluate in vitro their capacity of inhibition of

Trichoderma sp and two chemical fungicides (Milor and Curenox) against the growth of

isolated phytopathogen strains. The effected plants collected from cultivated plots in Biskra

and Souk Naaman of Oum El Bouaghi province (Algeria). The results permitted to identify 7

isolated fungus: Alternaria sp1, Alternaria sp2, Alternaria sp3, Fusarium sp1, Fusarium sp2,

Fusarium sp3, Cladosporium sp.

The results of direct confrontation and the distance of Trichoderma sp, against phytopathogen

strains indicate an inhibitory action of mycelienne growth with variable degrees:

23%,47%,57%,74%,40%,38% the direct confrontation we obtained and for the distance

confrontation :21%,16%,28%,18%,8%,5% growth of Alternaria sp and Fusarium sp. On the

results of chemical fight showed that the fungus that we used reduce the growth of

phytopathogen strains that we used, and the latter increases with the increase in the dose of

the tested fungicides.

This results gives us the permission to save the following IC50 and IC90 : 0,1g /l .0,2 g/l .0,27g/l.

Réalisé par ; Bougoufa Soumia et Guendouzi Nesrine

Date de soutnance : 18/06/2018

Thème : Inventaire des maladies fongiques des plantes légumineuses (fève et pois)

Résumé :

L’objectif de la présente investigation est d’isoler et d’identifier les mycètes phytopathogènes des Fève

(Vicia faba L.) et Pois (Pisum sativum), et d’évaluer in vitro le potentiel d’inhibition de Trichoderma sp. et

deux fongicides chimiques (Milor et Curenox) sur la croissance mycélienne des souches phytopathogènes

isolées. Les plantes infectées ont été collectées à partir des parcelles cultivées à Biskra et à Souk-Naaman

wilaya d'Oum-El-Bouaghi (Algérie). Les résultats obtenus ont permis d’identifier 7 isolats fongiques :

Alternaria sp1, Alternaria sp2, Alternaria sp3, Fusarium sp1, Fusarium sp2, Fusarium sp3, Cladosporium sp.

Les résultats d’étude de la confrontation directe et à distance de Trichoderma sp. sur les souches

phytopathogènes indiquent une inhibition de la croissance mycélienne à des degrés variables :

23%,47%,57%,74%,40%,38%. pour la confrontation directe et, elles étaient :21%,16%,28%,18%,8%,5%

pour la confrontation à distance respectivement sur l’Alternaria sp, Fusarium sp. Les résultats de la lutte

chimique montrent que les fongicides utilisés réduisent la croissance mycélienne des souches pathogènes

testés, et que cette dernière augmente avec l’augmentation de la dose de fongicide testés. Ces résultats ont

nous permis d’enregistrer les IC50 les IC90 suivantes : 0,1g /l .0,2 g/l .0,27g/l.

Mots clés : les maladies fongiques, les plantes légumineuses, pois, fève, inventaire.

Président : Mme Merradi.L MCA Université d’OEB

Rapporteur : MR Hamitou.M MCA Université d’OEB

Examinateur : Mme Benslama.W MCA Université d’OEB

inventaire des maladies fongiques des plantes légumineuses...

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