histologie générale, techniques d’imagerie...

13
ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009 Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire Daprès le cours 2007-2008 du professeur Vago © ASEP 2008 1/13 Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaire Par Célian BERTIN A. La cellule Elle est l’unité fondamentale de la vie . C’est la plus petite quantité de matière vivante capable de subsister à l’état autonome et de se reproduire. La cellule associée à la matrice extracellulaire forme les tissus fondamentaux : 1. Les épithéliums de revêtement et glandulaires 2. Les tissus conjonctifs et squelettiques 3. Les cellules sanguines et les tissus hématopoïétiques (tissus responsables de la production des éléments cellulaires du sang) 4. Le tissu musculaire 5. Le tissu nerveux Les tissus forment des organes, appareils et systèmes : 1. Système circulatoire 2. Système immunitaire 3. Appareil respiratoire 4. Appareil digestif 5. Système endocrinien 6. Appareil urinaire 7. Appareil tégumentaire 8. Appareil de reproduction 9. Système nerveux 10. Les organes des sens B. La taille de la cellule - Taille des cellules (¢) = 5 à 20μm donc non visible à l’œil nu, d’où la nécessité du recours à des techniques d’imagerie cellulaire : Microscopie (observation) Cytométrie (mesures) C. Pouvoir séparateur/Echelles biologiques - Pouvoir séparateur = distance la plus petite entre deux points vus séparément Œil = 0,2mm 200μm > ¢ (la ¢ n’est donc pas visible à l’ œil nue) Microscopie Optique (MO) =0,2μm 200nm > organites Vision des cellules Microscopie Electronique (ME) =0,2nm > molécule Vision des organites

Upload: trandieu

Post on 15-Sep-2018

240 views

Category:

Documents


0 download

TRANSCRIPT

Page 1: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 1/13

Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaire

Par Célian BERTIN

A. La cellule

Elle est l’unité fondamentale de la vie. C’est la plus petite quantité de matière vivante capable de subsister à l’état

autonome et de se reproduire.

La cellule associée à la matrice extracellulaire forme les tissus fondamentaux :

1. Les épithéliums de revêtement et glandulaires

2. Les tissus conjonctifs et squelettiques 3. Les cellules sanguines et les tissus hématopoïétiques (tissus responsables de la production des éléments

cellulaires du sang) 4. Le tissu musculaire 5. Le tissu nerveux

Les tissus forment des organes, appareils et systèmes :

1. Système circulatoire 2. Système immunitaire 3. Appareil respiratoire 4. Appareil digestif 5. Système endocrinien 6. Appareil urinaire 7. Appareil tégumentaire 8. Appareil de reproduction 9. Système nerveux 10. Les organes des sens

B. La taille de la cellule

- Taille des cellules (¢) = 5 à 20µm donc non visible à l’œil nu, d’où la nécessité du recours à

des techniques d’imagerie cellulaire : Microscopie (observation) Cytométrie (mesures)

C. Pouvoir séparateur/Echelles biologiques

- Pouvoir séparateur = distance la plus petite entre deux points vus séparément

Œil = 0,2mm 200µm > ¢ (la ¢ n’est donc pas visible à l’ œil nue) Microscopie Optique (MO) =0,2µm 200nm > organites Vision des cellules

Microscopie Electronique (ME) =0,2nm > molécule Vision des organites

Page 2: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 2/13

D. Grandes étapes de l’imagerie cellulaire

1. Description morphologique des biostructures

- Microscopie optique (photonique) : source lumineuse = faisceau de photons

- Microscopie électronique : source lumineuse = faisceau d’électrons

2. Caractérisation et localisation des constituants biochimiques in situ

- Histochimie

o Réaction chimique sur préparation histologique

- Histoenzymologie

Réaction enzymatique sur préparation histologique, met en évidence une activité enzymatique

3. Analyse moléculaire in situ

- Immunohistologie

o Avec des anticorps pour reconnaître des protéines (qui se comportent alors comme des antigènes)

- Hybridation in situ

o Avec des sondes nucléiques pour explorer l’ADN et l’ARN

- Autoradiographie

o Avec des précurseurs des macromolécules marquées avec des isotopes radioactifs

4. Approche quantitative

- Techniques de cytométrie

o Réalisation de « mesures » à un échelon cellulaire

Page 3: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 3/13

I. Différentes types d’échantillon

A. Cellules vivantes

2 possibilités : la cellule peut être en survie (ex vivo) / en culture (in vitro)

(NB : ex vivo il n’y a pas de multiplication cellulaire possible, de ce fait la préparation a une durée de vie limitée, tandis qu’in vitro la durée est quasi illimitée, une multiplication se réalisant).

La réalisation de la préparation se fait entre lames et lamelles ou boîtes de Pétri ou flacons de culture. On ajoute un milieu de culture (sérum physiologique pour le plus simple jusqu’à des milieux de synthèse très élaborés)

On peut placer les cultures longues dans une étuve à 37°C avec du CO2 (pour tamponner les produits du métabolisme cellulaire) afin de se rapprocher des conditions de l’organisme. Une saturation en H2O est également possible pour que la culture ne se dessèche pas.

Pour l’observation de cellules vivantes on utilise un microscope inversé à contraste de phases, ou un cytomètre. L’adjonction de colorants vitaux (bleu trypan, sondes fluorescentes) peut aussi être réalisée pour mettre une caractéristique cellulaire particulière en exergue.

B. Frottis/Etalement/Cytocentrifugation

- Pour les liquides (biologiques, pathologiques, d’exploration)

- Pour les produits de grattage ou de brassage

- L’observation est réalisée sur lame

C. Empreintes/Appositions

- Pour les échantillons solides (organes, tumeurs…)

o Tranche de section appuyée sur la lame, les cellules de la tranche restent donc fixées sur la lame.

D. Préparation à plat

- Pour les organes très fins (après microdissection)

- Sur lame (par exemple pour de la peau)

E. Coupes

- Le plus fréquent car les organes sont trop épais pour observation directe au microscope. Cette technique nécessite de réaliser des coupes fines (après fixation et inclusion)

- Sur lame (MO) ou grille (ME) -

Page 4: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 4/13

II. Descriptions morphologiques

A. Microscopie optique

1. Préparation standard des échantillons

= préparation d’un fragment d’organe pour examen au MO

Différentes étapes : (fixation, inclusion, coupe, coloration, montage)

a) Fixation

- Indispensable pour préserver les structures biologiques - A réaliser le plus rapidement possible après exérèse - De petits blocs d’organes sont immergés dans un grand volume de liquide fixateur

- Fixateurs

o Acide acétique – méthanol

o Paraformaldéhyde

o Liquide de BOUIN (formol + acide picrique)

b) Inclusion

- Pour durcir le prélèvement afin d’en permettre la coupe - Après déshydratation, dans des bains d’alcool de degré de croissant puis de toluène (qui est le solvant de

la paraffine) - Dans la paraffine fondue (chauffage à 56°) qui se mélange au toluène et envahit tout l’échantillon (parfois

utilisation de résines plastiques ou congélation)

c) Coupe

- Coupes fines (2 à 10 µm)

- Avec un microtome (à avance mécanique, couteau en acier)

- Déposer et coller sur des lames de verre

(Coupes en congélation avec un cryostat, permettant la préservation des protéines et des lipides)

d) Coloration

- Pour augmenter les contrastes et faire apparaitre différents composants

- Après déparaffinage (par la chaleur (56°C) et par des bains de toluène) - Et réhydratation (par bains d’alcool de degré décroissant puis eau distillée)

Page 5: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 5/13

- Colorations les plus utilisées

o Hématéine - Eosine (HE) :

H= colore le noyau en violet E=cytoplasme en rose

o HE – Safran (HES) :

S=fibres de collagène en jaune o Trichrome de Masson : qui est l’association de :

Hématoxyline noyau en brun

Fuschine acide cytoplasme en rouge

Vert lumière collagène en vert

o May Grunwald Giemsa (MGG) :

utilisé pour colorer les cellules sanguines

e) Montage

- Après coloration puis déshydratation (bains d’alcool de degré croissant puis de toluène) - Coupe montée entre lame et lamelle - Avec un milieu de montage (résine synthétique) dont l’indice de réfraction est voisin de celui du verre.

2. Le MO

Etude et observation des préparations et production + traitement d’images

a) Le microscope « standard »

- Partie mécanique avec :

o La potence

o Le tube optique

o La platine

- Source de lumière (photonique)

- Partie optique avec :

- Le condensateur (focalise le faisceau de photons sur

l’échantillon)

- L’objectif (focalise sur l’oculaire) - L’oculaire (focalise sur la rétine)

b) Capteur d’image (appareil photo/caméra digitale)

Page 6: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 6/13

c) Le microscope à contraste de phase

- met en évidence les différences d’indices de réfraction des coupes en révélant les différences de phase de la lumière.

- permet l’étude des cellules vivantes et préparations non colorées

d) Le microscope à fluorescence

Fluorochromes : substances qui, lorsqu’elles sont excitées à une longueur d’onde donnée ( )

(longueur d’onde d’excitation), émettent à une longueur d’onde supérieure ( d’émission).

- Source lumineuse avec sélection de la d’excitation

- Filtre pour sélectionner les d’émission

B. Le Microscope Electronique

1. Préparation des échantillons pour la ME à transmission (MET)

(Fixation, inclusion, coupe, coloration=contraste)

a) Fixation

- Fixation : glutaraldéhyde dans du tampon de cacodylate ou de phosphate

- Post-fixation à l’acide osmique= tétroxyde d’osmium = OsO4

b) Inclusion

- Après déshydratation par des bains d’alcool de degré croissant puis oxyde de propylène

- Puis dans des résidus synthétiques (Epon ou Araldite)

c) Coupe

- Coupe ultrafine (50 à 80nm)

- Avec un ultra-microtome (avance thermique, couteau en verre ou en diamant)

- Déposées sur des grilles de cuivre

Page 7: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 7/13

d) Contraste

- Acétate d’uranyle pour augmenter le contraste du noyau, nucléole et ribosome - Citrate de plomb pour toutes les membranes de la cellule

2. Préparation des échantillons pour la ME à balayage (MEB)

(Fixation, déshydratation, métallisation)

a) Fixation

- Fixation : glutaraldéhyde dans un tampon de cacodylate ou de phosphate

- Pas de post-fixation

b) Déshydratation

- Par des bains d’alcools de degrés croissants puis de CO2 liquide

- Et par passage au point critique du CO2 (c'est à dire où le CO2 passe directement de l’état liquide a

gazeux, pour une température de 32°C et à une pression de 73 atm). On parle alors de dessiccation par

lyophilisation.

c) Métallisation

- De toutes les surfaces de l’échantillon par dépôt d’une fine couche (10 nm) d’or palladium afin de

réfléchir les électrons

NB : nouvelle génération de MEB à pression variable, donnant la possibilité de travailler sur ¢ ou microorganismes non métallisés ou vivants en culture.

3. Les ME

a) Le MET

- Source de rayonnement = filament qui génère des électrons

- Lentilles = solénoïdes générant un champ électrique pour focaliser les électrons

- Recueil des électrons traversant la préparation

- Fonctionne sous vide pour éviter toute déviation des électrons

- Résolution supérieure car la des électrons est inférieure à celle des photons

Page 8: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 8/13

b) La capture d’images

- Film photo ou caméra digitale

c) Le MEB

- Cf. MET mais recueil des électrons des électrons réfléchis par la surface de l’échantillon.

III. Etudes in situ des constituants biochimiques

A. Histochimie

= déceler et localiser à l’échelon cellulaire et tissulaire, sur des préparations histologiques les substances organiques

et minérales, en particulier les constituants biochimiques (lipides, glucides et protéines) à partir de réactions

chimiques mettant en évidence des fonctions ou des groupements

Exemples :

1) Glucide et réaction à l’acide périodique de Schiff (PAS)

1er tps : oxydation des groupements glycol par le PAS formation d’aldéhydes

2ème tps : révélation des aldéhydes par le réactif de Schiff (fuschine basique acidifiée par HCl +

bisulfite de soude anhydre) donnant une coloration rouge pourpre

2) ADN et réaction de Feulgen et Rossenbeck (permet la localisation et la quantification d’ADN dans une

cellule)

1er tps : hydrolyse de l’ADN mise en évidence de la fonction aldéhyde du désoxyribose

2ème tps : révélation des aldéhydes par le réactif de Schiff rouge pourpre

B. Histoenzymologie

= déceler et localiser des activités enzymatiques (et non les enzymes elles-mêmes) en mettant en évidence le produit

de leur action sur un substrat spécialement fourni, donc surtout appliqué a des cellules vivantes

1er tps : incubation en présence du substrat

2ème tps : révélation du produit de la réaction enzymatique sur le substrat

Page 9: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 9/13

Exemples :

1) Activité des estérases (étude de la variabilité cellulaire)

o la calcéine AM, substrat non fluorescent, traversant les membranes cellulaires

o dans le cytoplasme des cellules vivantes, elle est estérifiée en calcéine

o la calcéine est fluorescente et ne traverse pas les membranes cellulaires

o Si la cellule présente une fluorescence elle est donc vivante !

2) Activité des peroxydases (marquage des polynucléaires éosinophiles et détection d’anticorps)

o La peroxydase en présence d’H2O2 (eau oxygénée) oxyde le diaminobenzidine (DAB)

o Ceci génère un précipité brun noir

IV. Analyse moléculaire in situ

(Pour l’étude des protéines et des acides nucléiques)

A. Immunohistologie

(Pour les protéines)

= utilisation d’un anticorps (Ac), (anticorps monoclonal (AcM) essentiellement), pour détecter et localiser très

spécifiquement une protéine, contre laquelle il est dirigé et qui se comporte alors comme un antigène (Ag)

Protéines détectées = protéines de structure, hormones, enzymes, neurotransmetteurs, récepteurs… (Toutes les

protéines sont étudiables dès lors qu’on lui fabrique un Ac)

(Pour la méthode d’obtention des AcM attendre d’avoir le cours)

Le complexe Ag-Ac est révélé par :

- Soit un fluorochrome (technique d’immunofluorescence)

- Soit une enzyme (technique immunoenzymatique)

- Soit de l’or colloïdal pour la ME

- Soit de façon directe

- Soit de façon indirecte

- Parfois après amplification

a) Par un fluorochrome

Le fluorochrome est couplé directement ou indirectement à l’Ac.

Exemples de fluorochromes utilisés en immunofluorescence :

Fluorochromes d’excitation d’émission

Fluorescéine (FITC) 488nm 520nm

Phycoérythrine 488nm 580nm

Page 10: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 10/13

b) Par une enzyme

L’enzyme est couplé à l’Ac.

Exemples d’enzymes utilisées pour la révélation immunoenzymatiques :

- Peroxydase révélée par le DAB

- Phosphatase alcaline révélée par le nitrobleu de tétrazodium

c) Par de l’or colloïdal

L’or colloïdal est couplé à l’Ac par l’intermédiaire d’une protéine A.

d) De façon directe

e) De façon indirecte

Marquage indirect avec :

- Un 2ème Ac anti-1er Ac

- De l’avidine qui se lie à de la biotine attachée au 1er Ac

- Un 2ème Ac anti-digoxigénine qui se lie à la digoxigénine attaché au 1er Ac

Amplification, afin d’obtenir un signal de plus forte intensité (schémas)

B. Hybridation in situ

On utilise des sondes nucléiques « marquées » pour détecter et localiser dans les cellules et tissus une séquence

particulière d’ADN ou d’ARN qui est complémentaire de celle de la sonde. Cette technique permet l’étude des gènes

et de leur expression.

Elle se réalise en 3 temps :

1. Dénaturation de l’ADN et de la sonde

2. Hybridation

3. Lecture

Les marqueurs utilisés peuvent être :

- Sondes : qui si elles incorporent des isotopes radioactifs sont appelées sondes « chaudes ». Dites

« froides » si non radioactives.

- Sondes identiques à celles utilisées en immunohistologie : fluorochromes, biotine, digoxigénine,

enzymes

Page 11: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 11/13

C. Autoradiographie

Utilisation de précurseurs de macromolécules marquées avec des isotopes radioactifs afin de repérer les sites de

synthèse et étudier le cheminement de composés biologiques.

Se fait en 4 temps :

1. Incorporation in vivo ou in vitro du précurseur

2. Confection des préparations

3. Autoradiographie (application d’une émulsion photosensible durant plusieurs semaines sur la préparation)

4. Développement et lecture du film au microscope

V. Approches quantitatives : les techniques de cytométrie

A. Définitions

Les techniques de cytométrie permettent des analyses quantitatives à l’échelon cellulaire ou subcellulaire. Elles ont

3 dénominateurs communs :

- Recours à la fluorescence

- Les mesures sont réalisées par des capteurs qui sont des photomultiplicateurs

- Les histogrammes et images sont reconstitués par ordinateur

Il y a différents niveaux d’investigation

- Cytométrie en flux : analyse quantitative et tri pour 103 cellules en suspensions

- Cytométrie en image : analyse quantitative, tri et microchirurgie à l’échelon cellulaire, pour seulement

quelques dizaines de cellules par minutes, ces dernières devant être adhérentes a un support.

- Microscopie confocale : analyse morphologique 3D pour 1 à 10 cellules par minutes

-

B. Nature des échantillons

En cytométrie en flux les cellules doivent être en suspension. On peut donc utiliser des liquides biologiques

(physiologiques, pathologiques, d’exploration) ou de tissus solides après dissociation à des fins de mono dispersion.

Pour la cytométrie en image et confocale les échantillons sont de même nature qu’en MO.

C. Marquage

- Fluorochromes : il en existe 2 types les marqueurs et les sondes

o Marqueur : simple indicateur de présence

Page 12: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 12/13

o Sondes : peuvent indiquer les propriétés de leur environnement

- GFP : protéine fluorescente dont la séquence de codage est couplée par génie génétique au gène de la

protéine à étudier, ce qui lui fournira une queue fluorescente.

La contrainte principale est que la λ d’excitation soit compatible avec la source lumineuse et la λ d’émission

compatible avec le banc optique du cytomètre.

(Il vous sera fourni en cours un tableau de 4 groupes de fluorochromes qui, l’an dernier, n’était pas à apprendre, je

ne vous le fourni donc pas, à vous de voir ce qui sera dit en cours.)

D. Cytométrie en flux

Méthode de cytologie analytique et préparative, rapide car traite 10 3¢/s et précise. Permet donc l’analyse

individuelle d’un grand nombre de cellules.

L’analyse est fondée sur des principes : fluidique, optique, électrique, et informatique.

Elle permet des analyses qualitatives mais surtout quantitatives, ainsi qu’un tric cellulaire par séparation physique à

partir des propriétés biologiques de la cellule (taille, morphologie, récepteurs, ADN,…)

Impératifs : les cellules doivent être en suspension mono dispersées et marquées avec des fluorochromes

Application : immunophénotypage (plus de détails dans le cours), analyse du contenu en ADN, prolifération cellulaire

(L’explication (laborieuse) de la méthode de tri cellulaire vous sera (peut-être) donnée en cours, je ne m’avance pas

à vous la fournir n’étant pas certain de son utilitée, vous avez déjà de quoi vous occuper avec la partie

« intéressante » du cours)

E. Cytométrie en image

Méthode de cytologie analytique et préparative pour quelques dizaines de cellules, mêmes vivantes en culture.

Fondée sur des principes : optique, mécanique, électrique, informatique

Elle permet des analyses quantitatives e fluorescence, une quantification itérative de fluorescence, et utilise le laser

comme outil

Impératifs : ¢ adhérentes au support, et marquées avec des fluorochromes

Application : par exemple sur des cellules vivantes on peut-mettre en évidence des communications intercellulaires,

et par exemple l’effet de médicaments sur celles-ci.

Page 13: Histologie Générale, Techniques d’imagerie cellulaireaeibiauri.free.fr/Files/36_histologie_generale___chapitre_1... · Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

ASEP ¤ Prérentrée 2008-2009

Histologie Générale ¤ Techniques d’imagerie cellulaire

D’après le cours 2007-2008 du professeur Vago

© ASEP – 2008 13/13

F. Microscopies confocale

Méthode de cytologie et d’histologies analytique 3D à l’échelon tissulaire cellulaire ou subcellulaire

Fondée sur des principes : optique, mécanique, électrique, informatique

Permet : coupes optiques, reconstructions 3D

Impératifs : marquer les cellules avec des fluorochromes

Application : localisation et collocalisation tissulaire ou cellulaire