essai de traitement de la trichomonose en...
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ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT
Année 2012
ESSAI DE TRAITEMENT DE LA TRICHOMONOSE
EN ÉLEVAGE FÉLIN AVEC LE RONIDAZOLE
THÈSE
Pour le
DOCTORAT VÉTÉRINAIRE
Présentée et soutenue publiquement devant
LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL
le……………
par
Myriam ANTHONY
Née le 1er Janvier 1986 à Strasbourg (Bas-Rhin)
JURY
Président : Pr.
Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL
Membres
Directeur : M. Bruno POLACK
Maître de conférences de Parasitologie à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort
Assesseur : M. Dominique GRANDJEAN
Professeur de Nutrition Clinique à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort
Invités : M. Sébastien PERROT
Maître de conférences de Pharmacie et Toxicologie
M. Loïc DESQUILBET
Maître de conférences de Biostatistiques
REMERCIEMENTS
Au Professeur
Professeur à la Faculté de Médecine de Créteil
Qui nous a fait l’honneur d’accepter la présidence de ce jury de thèse, hommage respectueux.
À Monsieur Bruno POLACK
Maître de conférences à l’Unité de parasitologie et maladies parasitaires à l’École Nationale
Vétérinaire d’Alfort
Qui nous a fait l’honneur d’accepter la direction de cette thèse, et qui a dirigé ce travail avec
attention, disponibilité, et rigueur.
Sincères remerciements.
À Monsieur Dominique GRANDJEAN
Professeur à l’Unité de Médecine de l’Élevage et du Sport à l’École Nationale Vétérinaire
d’Alfort et responsable de l’Unité de Médecine de l’Elevage et du Sport
Qui nous a fait l’honneur d’être notre assesseur et de corriger cette thèse.
Sincères remerciements.
À Monsieur Sébastien PERROT
Maître de conférences à l’Unité de pharmacie et toxiciologie à l’École Nationale Vétérinaire
d’Alfort
Qui nous a guidé tout au long de ce travail, et qui nous a apporté aide et conseils.
Sincères remerciements.
À Monsieur Loïc DESQUILBET
Maître de conférences à l’Unité de biostatistiques à l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort
Qui nous a accompagné durant cette étude, nous a conseillé, et a répondu à nos questions avec
attention et disponibilité.
Sincères remerciements.
Aux autres personnes ayant participé à cette étude :
Aurélien GRELLET, Vanessa DORÉ, Cassandre BOOGAERTS, Cindy REMILIEN,
Qui m’ont permis de participer à cette étude, m’ont guidée tout au long de la réalisation de ce
travail, et m’ont apporté aide et conseils, merci pour tout.
Au laboratoire Idexx de Maisons-Alfort :
Merci aux Docteurs Franck GUETTA et Fani HOVHANNESSIAN pour leurs conseils, leur
disponibilité, et pour nous avoir permis de réaliser les PCR de cette étude gratuitement.
Aux vétérinaires co-investigateurs et aux éleveurs ayant participé à cette étude :
Sans qui cette étude n’aurait pas été possible, merci pour votre aide, votre disponibilité et votre
accueil.
A mes parents,
Vous avez toujours été là pour moi, et m’avez permis d’être la personne que je suis aujourd’hui.
Sans vous et votre amour, je n’aurais pas pu accomplir tout ce que j’ai toujours voulu, et vos
encouragements m’ont été très précieux, merci du fond du cœur.
A mes sœurs,
A Rithya,
A toute ma famille et mes amis,
1
TABLE DES MATIERES
LISTE DES SIGLES ET ABRÉVIATIONS .............................................................. 5
LISTE DES FIGURES ................................................................................................ 6
LISTE DES TABLEAUX ........................................................................................... 8
INTRODUCTION ....................................................................................................... 9
PREMIÈRE PARTIE : LES TRICHOMONOSES ET LEURS TRAITEMENTS :
DONNÉES BIBLIOGRAPHIQUES ........................................................................ 11
1. PRÉSENTATION DE LA FAMILLE DES TRICHOMONADIDÉS ................. 11
1.1. Historique ........................................................................................................... 11
1.1.1. Trichomonas tenax .......................................................................................... 11
1.1.2. Trichomonas vaginalis .................................................................................... 11
1.1.3. Pentatrichomonas hominis .............................................................................. 12
1.1.4. Tritrichomonas foetus ...................................................................................... 12
1.2. Taxonomie et systématique ................................................................................ 14
1.3. Morphologie ....................................................................................................... 16
1.4. Biologie ............................................................................................................... 17
1.4.1. Hôtes et localisation ......................................................................................... 17
1.4.2. Transmission .................................................................................................... 20
1.4.3. Multiplication .................................................................................................. 24
1.4.4. Nutrition ........................................................................................................... 25
1.4.5. Métabolisme .................................................................................................... 25
1.4.6. Pathogénie générale ......................................................................................... 25
1.5. Les principales trichomonoses ........................................................................... 26
1.5.2. Chez les bovins ................................................................................................ 27
1.5.3. Chez le chat ..................................................................................................... 31
1.5.4. Chez les oiseaux .............................................................................................. 35
2. UTILISATION DES NITROIMIDAZOLES DANS LE TRAITEMENT DES
TRICHOMONOSES ................................................................................................. 36
2.1. Traitement de la trichomonose génitale humaine ............................................... 36
2.2. Traitement des trichomonoses dues à T. foetus .................................................. 38
2
2.2.1. Traitement de la trichomonose génitale bovine .............................................. 38
2.2.2. Traitement de la trichomonose féline .............................................................. 38
2.3. Traitement de la trichomonose aviaire ............................................................... 43
3. EFFETS SECONDAIRES ET TOXICITÉ DES NITROIMIDAZOLES ............. 43
3.1. Métronidazole ..................................................................................................... 43
3.2. Ronidazole .......................................................................................................... 44
3.3. Études d’embryotoxicité et de tératogénicité des nitroimidazoles ..................... 45
3.4. Allergies aux nitroimidazoles ............................................................................ 46
4. RÉSISTANCES DES TRICHOMONADIDÉS AUX NITROIMIDAZOLES..... 46
4.1. Trichomonas vaginalis ....................................................................................... 47
4.2. Trichomonas gallinae ......................................................................................... 48
4.3. Tritrichomonas foetus ......................................................................................... 49
5. AUTRES TRAITEMENTS UTILISÉS ................................................................ 49
5.1. Traitement symptomatique chez le chat ............................................................. 49
5.2. Traitements antibiotiques ................................................................................... 49
5.2.1. Association de molécules ................................................................................ 50
5.2.2. Paromomycine ................................................................................................. 50
5.2.3. Benzimidazoles ................................................................................................ 51
5.2.4. Bacitracine zinc ............................................................................................... 52
5.3. Inhibiteurs des cystéine-protéinases ................................................................... 52
6. PROPHYLAXIE DES TRICHOMONOSES ANIMALES .................................. 53
6.1. Chez les bovins ................................................................................................... 53
3
6.2. Chez le chat ......................................................................................................... 53
6.3. Chez les oiseaux ................................................................................................. 54
DEUXIÈME PARTIE : ÉTUDE EXPÉRIMENTALE : ESSAI DE TRAITEMENT
DE LA TRICHOMONOSE EN ÉLEVAGE FÉLIN AVEC LE RONIDAZOLE ... 55
2. MATÉRIEL ET MÉTHODES .............................................................................. 56
2.1. Élevages .............................................................................................................. 56
2.2. Animaux dépistés ............................................................................................... 56
2.3. Recueil des commémoratifs................................................................................ 57
2.4. Prélèvements et mise en culture ......................................................................... 57
2.5. Traitement ........................................................................................................... 59
2.5.1. Gélules ............................................................................................................. 59
2.5.2. Administration du traitement ........................................................................... 60
2.6. Contrôle de l’efficacité ....................................................................................... 61
2.7. Analyses statistiques ........................................................................................... 62
3. RÉSULTATS ......................................................................................................... 63
3.1. Recherche de facteurs de confusion potentiels ................................................... 63
3.2. Efficacité du traitement………………………………………………………. 64
3.2.2. Sous-étude de résultats .................................................................................... 65
3.2.3. Variations de l’indice de positivité ................................................................. 66
3.2.4. Conclusion sur l’efficacité du traitement ........................................................ 67
3.3. Innocuité du traitement ....................................................................................... 68
3.4. Amélioration clinique ........................................................................................ 68
4. DISCUSSION ........................................................................................................ 69
4
4.1. Protocole ............................................................................................................. 69
4.1.1. Technique de prélèvement ............................................................................... 69
4.1.2. Culture ............................................................................................................. 69
4.1.3. Commémoratifs ............................................................................................... 70
4.2 Résultats .............................................................................................................. 71
4.2.1. Efficacité du traitement ................................................................................... 71
4.2.1.1. Éradication de l’infection ............................................................................. 71
4.2.1.2. Échec du traitement ...................................................................................... 72
4.2.1.3. Amélioration clinique ................................................................................... 73
4.2.2. Innocuité du traitement .................................................................................... 73
4.3. Utilisation de la PCR .......................................................................................... 74
4.3.1. Comparaison des résultats des cultures et des PCR ........................................ 74
4.3.2. Utilisation d’écouvillons rectaux pour les PCR .............................................. 74
4.4. Suivi .................................................................................................................... 75
4.5. Applications pratiques ........................................................................................ 76
CONCLUSION ......................................................................................................... 77
BIBLIOGRAPHIE .................................................................................................... 79
Annexe 1 : Fiche de suivi individuelle ...................................................................... 91
Annexe 2 : Notice d’utilisation du milieu « InPouch® TF-Feline » ............................ 0
Annexe 3 : Mode d’emploi simplifié pour le prélèvement de trichomonose féline
(envoyé aux vétérinaires co-onvestigateurs) ............................................................... 2
Annexe 4 : Tableau de suivi d’élevage ....................................................................... 3
Annexe 5 : Résultats de l’étude ................................................................................... 4
5
LISTE DES SIGLES ET ABRÉVIATIONS
ADN : Acide désoxyribonucléique
ARNr : Acide ribonucléique ribosomal
ATP : Adénosine triphosphate
DIQ : Distance interquartile
EF : Elongation factor (facteur d’élongation)
ENVA : École nationale vétérinaire d’Alfort
FelV : Feline leukemia virus (virus de la leucose féline)
FIV : Feline immunodeficiency virus (virus de l’immunodéficience éline)
Ig : Immunoglobuline
ITS : Internal transcribed spacer idem
MEB : Microscope électronique à balayage
MGG : May-Grünwald-Giemsa
NAD : Nicotinamide adénine dinucléotide
PCR : Polymerase chain reaction idem
SIDA : Syndrome d’immunodéficience acquise
sp. : Une espèce au sein d’un genre
spp. : L’ensemble des espèces au sein d’un genre
VIH : Virus de l’immunodéficience humaine
6
LISTE DES FIGURES
Figure 1 : Caractères morphologiques des Trichomonadidés (BUSSIERAS et CHERMETTE,
1992)
Figure 2 : Aspect général de Tritrichomonas foetus au microscope électronique à balayage (1, x
8ooo) et à transmission (2, x 16 000) (MATTOS et al., 1997)
Figure 3 : Trichomonas spp. (T) sous forme amiboïde, après coloration MGG (DUBOUCHER et
al., 2007)
Figure 4 : Passage de T. foetus de la forme trophozoïte à la forme pseudokyste in vitro, au
microscope électronique à balayage (GRANGER et al., 2000)
Figure 5 : Visualisation par immunofluorescence des flagelles internalisés dans les pseudokystes
de T. foetus (GRANGER et al., 2000)
Figure 6 : Vues en coupe au microscope électronique de Tritrichomonas foetus sous forme de
trophozoïte (A) et sous forme de pseudokyste (B) (GRANGER et al., 2000)
Figure 7 : Nouveaux trophozoïtes de T. foetus bourgeonnant à partir de la cellule multinucléée
formée suite aux divisions incomplètes du pseudokyste (PEREIRA-NEVES et BENCHIMOL,
2009)
Figure 8 : Pseudokystes de Tritrichomonas foetus (P) observés in vivo dans des sécrétions
préputiales fraîches de taureau (MEB) (PEREIRA-NEVES et al., 2011)
Figure 9 : Morphologie de Trichomonas vaginalis (LEVINE, 1985)
Figure 10 : Morphologie de Tritrichomonas foetus (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992)
Figure 11 : Tritrichomonas foetus adhérents à des cellules d’oviducte bovin in vitro, vus au MEB
(MIDLEJ et al., 2009)
Figure 12 : Trichomonadidé autre que T. foetus isolé de la cavité préputiale d’un taureau vierge
(CAMPERO et al., 2003)
Figure 13 : Vue microscopique d’une coupe de colon d’un chat infecté par T. foetus (YAEGER et
GOOKIN, 2005)
Figure 14 : Morphologie de Trichomonas gallinae (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992)
Figure 15 : Structure chimique du métronidazole et du tinidazole (UPCROFT et UPCROFT,
2001)
Figure 16 : Structure chimique du ronidazole
7
Figure 17 : Simulation de l’évolution des concentrations plasmatiques en ronidazole en fonction
du temps, après l’administration de 30 mg/kg par voie orale, une fois par jour (bleu) ou deux fois
par jour (rouge) (LEVINE et al., 2011)
Figure 18 : Observation au vidéo-microscope de Tritrichomonas foetus exposés aux
benzimidazoles (CARVALHO et GARDELHA, 2007)
Figure 19 : Ensemencement du système « In Pouch®
TF Feline » (source UMES)
Figure 20 : Système « In Pouch®
TF Feline » fermé après ensemencement (source UMES)
Figure 21 : Tritrichomonas foetus visibles au microscope optique dans le milieu de culture « In
Pouch TF Feline » (source Unité de Parasitologie-Mycologie ENVA)
Figure 22 : Efficacité du traitement au ronidazole par rapport au placebo pour éradiquer T. foetus
chez les chats traités
8
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1 : La nouvelle classification des protistes (ADL et al., 2005)
Tableau 2 : La famille des Trichomonadidés : genres et espèces principales (d’après BUSSIERAS
et CHERMETTE, 1992 ; LEVINE, 1985)
Tableau 3 : Quantité de ronidazole et taille de gélules à utiliser pour fabriquer 100 gélules, en
fonction du poids des chats
Tableau 4 : Statut du chat testé (positif ou négatif) en fonction des résultats obtenus par PCR
et/ou par culture
Tableau 5 : Quantification des associations entre certaines variables et l’attribution du ronidazole
ou du placebo
Tableau 6 : Analyse globale de l’efficacité du traitement
Tableau 7 : Analyse de l’efficacité du traitement chez les chats testés par culture et par PCR
Tableau 8 : Indice de positivité de la culture avant et après le traitement (ronidazole ou placebo)
Tableau 9 : Variations de la qualité des selles chez les chats traités avec le ronidazole et le
placzebo
Tableau 10 : Grade moyen de la qualité des selles dans les groupes « ronidazole » et « placebo »
Tableau 11 : Caractéristiques des 4 chats toujours positifs après avoir reçu le ronidazole
Tableau 12 : Comparaison des résultats obtenus par culture et par PCR
9
INTRODUCTION
Les protistes de la famille des Trichomonadidés sont parasites de nombreuses espèces, y compris
l’Homme. La plupart ne sont pas pathogènes, et font partie de la flore commensale de l’hôte.
Certains sont responsables d’infections symptomatiques, souvent à tropisme digestif ou génital. Le
traitement des trichomonoses repose essentiellement sur l’utilisation des nitroimidazoles. Il peut se
révéler délicat, en raison notamment des possibles effets indésirables de ces médicaments, de la
non efficacité de plusieurs de ces molécules sur certains Trichomonadidés et également des
résistances parfois mises en évidence.
Chez le chat, Tritrichomonas foetus infecte le colon et est responsable de diarrhées chroniques ou
récidivantes du gros intestin, notamment chez les jeunes individus vivant en collectivité
(STOCKDALE et al., 2009). Malgré la mise en évidence de cette infection chez des chats
provenant de nombreux pays, y compris en France, la trichomonose féline est encore assez
méconnue des éleveurs, et peu recherchée par les vétérinaires.
Le ronidazole est la molécule ayant montré la plus grande efficacité pour le traitement de la
trichomonose féline (GOOKIN et al., 2007a). Cette molécule ne possède pas d’autorisation de
mise sur le marché pour le chat, et il existe une seule spécialité, appelée Trichorex®, destinée à
traiter la trichomonose du pigeon. Sa formulation en poudre d’une molécule au goût amer diluée à
7,5 % rend son utilisation très difficile chez le chat. De plus, le ronidazole peut être à l’origine
d’effets indésirables, notamment neurologiques (ROSADO et al., 2007). Cependant, cette
neurotoxicité ne semble pas être observée à des doses faibles. La posologie la plus utilisée est de
30 mg/kg par voie orale, deux fois par jour pendant 15 jours. Toutefois, des études récentes
préconisent une administration quotidienne et non biquotidienne, afin de réduire l’incidence des
effets indésirables du traitement (LEVINE et al., 2011).
L’apparition des effets secondaires chez le chat est liée au passage systémique du ronidazole
(RAO et MASON, 1987). Or T. foetus se trouve dans le colon de l’animal. Une formulation à
libération ciblée sur le colon permettrait donc, en théorie, d’atteindre le parasite sans passage
systémique de la molécule, ce qui limiterait la toxicité du traitement.
Nous avons donc voulu mesurer l’efficacité de gélules gastro-résistantes de ronidazole pour traiter
les chats infectés par Tritrichomonas foetus, tout en limitant l’apparition d’effets neurologiques,
par diminution du passage systémique de la molécule.
10
Dans la première partie, bibliographique, nous présenterons les principales espèces de
Trichomonadidés et les maladies qu’elles provoquent, puis nous décrirons les traitements des
différentes trichomonoses, en particulier l’utilisation des nitroimidazoles et leurs possibles effets
secondaires. Dans la deuxième partie, expérimentale, nous présenterons l’essai clinique auquel
nous avons participé, avec le matériel et les méthodes que nous avons utilisés, ainsi que les
résultats et les conclusions à en tirer.
11
PREMIÈRE PARTIE : LES TRICHOMONOSES ET
LEURS TRAITEMENTS : DONNÉES
BIBLIOGRAPHIQUES
1. PRÉSENTATION DE LA FAMILLE DES TRICHOMONADIDÉS
1.1. Historique
1.1.1. Trichomonas tenax
La première espèce de Trichomonadidés, Trichomonas tenax, a été observée en 1773 par
MÜLLER, dans une culture de tartre dentaire provenant de la bouche d’un humain. Il nomma ce
parasite Cercaria tenax. Le genre Tritrichomonas fut créé par KOFOID en 1920 (d’après
LEVINE, 1985).
En 1939, le protistologue DOBELL, en étudiant le travail de MÜLLER, conclut que le flagellé
découvert par celui-ci appartenait au genre Trichomonas, et il le renomma Trichomonas tenax. Ce
parasite peut être observé dans les poches de pyorrhée alvéolo-dentaire, notamment lors de
gingivites. Néanmoins, le rôle joué par Trichomonas tenax dans le processus inflammatoire est
incertain (THEODORIDES et ROUSSET, 1980).
1.1.2. Trichomonas vaginalis
En 1837, DONNÉ observa Trichomonas vaginalis dans les sécrétions vaginales d’une patiente atteinte
de vaginite. Il put mettre en évidence la présence de ce protiste dans les sécrétions séminales de
l’homme également (d’après MARCIAL-ROJAS, 1971).
Cependant, la majorité des individus infectés demeurant asymptomatiques, Trichomonas vaginalis
fut longtemps considéré comme non pathogène.
Ce n’est que durant les années quarante que des études plus rigoureuses purent être réalisées,
grâce au développement de milieux de culture adaptés, et son rôle pathogène fut alors démontré
(d’après THOMASON et GELBART, 1989).
12
1.1.3. Pentatrichomonas hominis
Pentatrichomonas hominis a été observé dans des selles humaines par DAVAINE en 1854.
WENRICH le retrouve en 1944 dans le colon de chats, de chiens, de singes et de cochons d’Inde.
Il est considéré par la suite comme étant non pathogène et faisant partie de la flore commensale du
colon de nombreuse espèces, y compris l’homme (CRUCITTI et al., 2004).
Pentatrichomonas hominis a néanmoins été retrouvé dans les selles de chats et de chiens atteints
de diarrhée, même si son rôle d’agent pathogène reste actuellement incertain (BARR, 1998 ;
GOOKIN et al., 2005, 2007b, 2007c).
1.1.4. Tritrichomonas foetus
En 1888, KÜNSTLER observe Tritrichomonas foetus pour la première fois. Puis, en 1900,
MAZZANTI l’observe à nouveau dans l’utérus de vaches abattues pour infertilité. Il qualifie le
contenu utérin de ces vaches de «fluide ressemblant à du lait tourné». Toutefois peu de recherches
furent poursuivies sur ce protiste à cette époque, du fait de la découverte de la brucellose en 1897.
En 1928, il est nommé Trichomonas foetus par RIEDMÜLLER, qui le met en évidence dans des
fœtus bovins avortés, et son rôle d’agent responsable de troubles de la reproduction chez les
bovins est prouvé par ABELEIN, en 1929 (d’après RAE et CREWS, 2006 ; TACHEZY et al.,
2002 ; STOCKDALE et al., 2006).
En 1933, WENRICH et EMMERSON ont renommé cette espèce Tritrichomonas foetus.
En 1843, GRUBY et DELAFOND observent pour la première fois un Trichomonadidé dans
l’estomac d’un porc. Le parasite est nommé Tritrichomonas suis en 1877 par DAVAINE.
SWITZER décrit sa présence dans les cavités nasales du porc en 1951, et l’accuse d’être
responsable de la rhinite atrophique. Toutefois, des études postérieures ont montré que
Tritrichomonas suis est commensal et non pathogène chez le porc, et qu’il peut être observé dans
les cavités nasales, l’estomac, l’intestin et le caecum de cet animal (d’après TACHEZY et al.,
2002).
Tritrichomonas foetus et Tritrichomonas suis ont d’abord été reconnus comme étant deux espèces
distinctes, respectivement en 1928 et en 1843 (LUN et al., 2005). Récemment plusieurs études ont
comparé ces deux protistes, et montré qu’ils appartiennent à la même espèce, en se basant sur la
morphologie, les analyses structurales, la génétique, les analyses des isoenzymes, et
l’homogénéité enzymatique (LUN et al. 2005 ; TACHEZY et al., 2002).
Les chromosomes sont au nombre de 2n =10 pour T. foetus et T. suis, et paraissent identiques chez
ces deux espèces. Ils sont plus courts que ceux de Trichomonas vaginalis (XU et al., 1998).
13
La comparaison de onze isoenzymes chez des souches de T. foetus et de T. suis, par MATTOS et
al. en 1997, a montré uniquement quelques différences mineures entre les souches bovines et
porcines, pas plus importantes que celles observées entre les différentes souches de T. gallinae.
En 2002, TACHEZY et al. a comparé la morphologie de T. foetus et T. suis par l’observation au
microscope optique et au microscope électronique. Il a également utilisé différentes méthodes
d’analyse de l’ADN, afin d’obtenir des informations sur le polymorphisme des fragments de
restriction, les distances génétiques entre les différentes souches, ainsi que sur l’analyse des
microsatellites. La distinction entre les souches bovines et porcines n’a pas pu être obtenue par ces
méthodes, et seules de petites différences ont pu être identifiées, au niveau de l’activité
respiratoire, de certaines activités enzymatiques, de l’utilisation des substrats métaboliques, ou
encore de la production des acides et de l’hydrogène, ainsi que dans les effets de certains
inhibiteurs métaboliques (TACHEZY et al., 2002).
Tous ces résultats, qui tendent à démontrer que T. foetus et T. suis sont deux types de variants
d’une même espèce, plutôt que deux espèces différentes, ont été soumis à la Commission
Internationale de Nomenclature Zoologique, et la taxonomie de ce parasite devrait être revue
(LUN et al., 2005, TACHEZY et al., 2002).
En 1916, VILLA-ALVAREZ découvre des Trichomonadidés chez des chats ayant ingéré du lait
contaminé par des selles humaines contenant ces parasites (d’après BRUMPT, 1925). En 1922,
DA CUNHA et MUNIZ découvrent un flagellé, qu’ils nomment Trichomonas felis, dans le colon
d’un chat atteint de diarrhée.
En 1922, BRUMPT, en étudiant l’immunité dans les coccidioses chez le chat, observe
Trichomonas felis chez des chatons âgés de six semaines à trois mois, en grand nombre dans le
gros intestin, mais également en nombre plus réduit dans l’intestin grêle et l’estomac. Les chats
présentaient une diarrhée sévère, ainsi que des vomissements, et décédèrent tous en quelques
jours, après une dégradation rapide de l’état général. BRUMPT réussit à réaliser des infections
expérimentales de chats et de chiens avec les Trichomonadidés isolés d’animaux naturellement
infectés (BRUMPT, 1925).
En 1996, ROMATOWSKI identifie un Trichomonadidé intestinal, qu’il pense être
Pentatrichomonas hominis, chez six chats (ROMATOWSKI, 1996, 2000). Cependant, une étude
réalisée en 2003 sur des chats atteints de trichomonose intestinale a montré que l’ARN ribosomal
18S du parasite présent chez ces chats possède 99,9 % de séquences identiques à Tritrichomonas
foetus (LEVY et al., 2003).
14
1.2. Taxonomie et systématique
La récente classification présentée par ADL et al. (2005) reconnaît six « super-groupes »
d’eucaryotes. Les groupes sont eux-mêmes subdivisés selon une systématique de « rangs »
(tableau 1). Cette classification est basée sur les observations morphologiques, biochimiques et
moléculaires permises par les techniques modernes.
Tableau 1 : La classification des protistes (ADL et al., 2005)
La classification des Trichomonadidés d’après ADL et al. (2005) est donc la suivante :
Protistes : êtres unicellulaires ; noyau de type eucaryote ; autotrophes ou hétérotrophes.
Super groupe : EXCAVATA : protistes hétérotrophes généralement flagellés ; présence d’une
invagination appelée cytosome, permettant l’ingestion de petites particules alimentaires.
15
Premier rang : Parabasalia: présence d’un corps parabasal, composé d’au moins deux filaments
parabasaux connectés à l’appareil de Golgi et qui lui donnent sa structure ; un kinétosome porte
des fibres sigmoïdes reliées au complexe pelta-axostyle. Présence d’hydrogénosomes à la place
des mitochondries ; chez certaines espèces réduction du nombre de flagelles voire perte, ou au
contraire multiplication d’une partie ou de tous les flagelles.
Second rang : Trichomonadida : flagellés pourvus de 2 à 8 flagelles dont un récurrent qui borde
une membrane ondulante. Pas de kinétoplaste. Présence d’un axostyle, 3 à 5 kinétosomes
antérieurs et un kinétosome postérieur, supportant généralement des flagelles.
Au sein de ces Trichomonadida définis par ADL et al. (2005),on décrit classiquement deux
familles.
Famille : Trichomonadidés : Présence de toutes les caractéristiques des Trichomonadida,
contrairement à l’autre famille représentée par les Monocercomonadidés, caractérisés par
l’absence de membrane ondulante.
La famille des Trichomonadidés est composée de 5 genres, représentés dans le Tableau 2.
Tableau 2 : La famille des Trichomonadidés : genres et espèces principales (d’après
BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992 ; LEVINE, 1985)
Genre
Présence
d’une
pelta
Flagelle
récurrent
avec une
portion libre
Nombre de
flagelles
antérieurs
Espèces principales
Trichomonas
(Donné, 1837)
Oui
Non
4
T. gallinae : Agent d’une grave trichomonose aviaire touchant
notamment le pigeon (Rivolta, 1878 ; Stabler, 1938)
Tvaginalis : Agent de la trichomonose uro-génitale de l’homme
(Donné, 1836)
Trichomitus
(Swezy, 1915)
Oui
Oui
3
T. rotunda : Parasite du colon du porc, non pathogène (Hibler et al,
1960 ; Honigberg, 1963)
Tetratrichomonas
(Parisi, 1910)
Oui
Oui
4 T. gallinarum : Parasite des caecums et du foie des Galliformes et des
Ansériformes (Martin et Robertson, 1911)
Pentatrichomonas
(Mesnil, 1914)
Oui
Oui
5
P. hominis : Parasite non pathogène, commensal du caecum et du
colon de l’homme, des primates, des rongeurs, et d’autres
mammifères, mais pouvant être à l’origine de diarrhées (Davaine,
1860)
Pentatrichomonas sp. : Parasite du caecum et du foie des Galliformes,
mal distingué de T. gallinarum
Tritrichomonas
(Kofoid, 1920)
Non
Oui
3
T. foetus : Agent de la trichomonose génitale bovine et de la
trichomonose digestive féline (Riedmüller, 1928 ; Wenrich et
Emmerson, 1933)
T. suis : Parasite non pathogène du tractus digestif et des cavités
nasales du porc (Gruby et Delafond, 1843)
16
1.3. Morphologie
Les Trichomonadidés sont des protistes possédant un noyau unique, sphérique ou ovoïde, présent
à l’extrémité antérieure d’un corps piriforme, arrondi à l’avant.
Les flagelles antérieurs proviennent d’un corps basal antérieur (formé de plusieurs grains, un par
flagelle). Leur nombre varie de 3 à 5.
Le flagelle récurrent borde une membrane ondulante elle-même liée à la surface du corps le long
d’un filament, la costa, qui provient du corps basal.
Le flagelle récurrent peut se terminer au niveau de la partie postérieure de la membrane
ondulante, ou également se prolonger en une portion libre. Les corps parabasaux comportent 2
filaments parabasaux, correspondant en réalité à l’appareil de Golgi, semblent provenir du corps
basal. Ces filaments, composés de fibres contractiles, jouent un rôle dans l’internalisation des
flagelles, lors de la formation de pseudokystes.
L’axostyle constitué de microtubules, joue le rôle de cytosquelette. Il provient du corps basal,
parcourt toute la longueur du corps, et s’étend au-delà de l’extrémité postérieure. Son extrémité
antérieure peut selon les espèces être recouverte d’un petit élément en croissant, appelé pelta
(colorable à l’argent). (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992 ; LEVINE, 1985)
La figure 1 présente les caractères morphologiques généraux des Trichomonadidés (BUSSIERAS
et CHERMETTE, 1992).
Figure 1 : Caractères morphologiques des Trichomonadidés (BUSSIERAS et CHERMETTE,
1992)
17
La figure 2 montre un Trichomonadidé (T. foetus) observé au microscope électronique à balayage (1)
et au microscope électronique à transmission (2). Les hydrogénosomes sont le siège de la synthèse
d’ATP (BENCHIMOL, 2004).
Figure 2 : Aspect général de Tritrichomonas foetus au microscope électronique à balayage
(1, x 8ooo) et à transmission (2, x 16 000) (MATTOS et al., 1997)
F : Flagelles antérieurs H : Hydrogénososmes
RF : Flagelle récurrent : Axostyle
N : Noyau G : Complexe de Golgi
La membrane ondulante et les flagelles antérieurs permettent aux Trichomonadidés de se déplacer.
Lorsqu’ils sont observés au microscope, ils présentent des mouvements erratiques et saccadés
(STOCKDALE et al., 2006).
En termes de taille, les Trichomonadidés sont comparables aux Giardia, avec des mesures
comprises entre 6 à 25 μm de long et 2 à 15 μm de large (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992).
Les Trichomonadidés ne font pas de kystes végétatifs, mais par contre peuvent présenter une
forme de pseudokyste, dont la morphologie est décrite en pages 21-22.
1.4. Biologie
1.4.1. Hôtes et localisation
Les Trichomonadidés peuvent être retrouvés dans l’appareil digestif et génital de nombreuses
espèces d’invertébrés et de vertébrés, comme les oiseaux et les mammifères, y compris l’homme.
18
SIMIĆ a montré en 1932 que le chat et le chien sains peuvent être infectés de façon expérimentale,
par voie orale ou intra-rectale, par des Trichomonadidés d’origine humaine. Il a pu observer
l’apparition de symptômes digestifs chez les animaux ainsi infectés. L’homme peut de la même
façon être infecté par des Trichomonadidés provenant de chats et de chiens. De nombreuses
espèces de Trichomonadidés possèdent une faible spécificité d’hôte, comme l’ont montré de
nombreuses études portant sur leur transmission croisée entre différentes espèces.
Par exemple, Tritrichomonas foetus, nommé Tritrichomonas suis chez le porc, est présent chez
cette espèce en tant que commensal non pathogène, mais est également responsable de la
trichomonose génitale bovine, et de la trichomonose digestive féline (LEVINE, 1985 ; LUN et al.,
2005 ; GOOKIN et al., 2003).
En 2001, COBO et al. n’obtiennent pas d’infection chez des génisses avec une souche de
Tritrichomonas suis, et en conclut que même si ce parasite et Tritrichomonas foetus appartiennent
à la même espèce, il existe entre eux une variabilité antigénique, impliquant différents mécanismes
de pathogénie et de virulence.
Les bovins peuvent néanmoins bien être infectés expérimentalement par des souches porcines et
des souches félines, même si l’infection est différente de celle obtenue lors de transmission
naturelle de souches bovines (LEVINE, 1985 ; LUN et al., 2005 ; TACHEZY et al., 2002 ;
STOCKDALE et al., 2007).
En 2008, STOCKDALE et al. réalisent l’infection expérimentale de 6 chats avec des souches
bovines : au bout de 5 semaines, un seul de ces chats est positif pour la culture de
Trichomonadidés, contre 2 semaines pour un chat infecté avec une souche féline. De plus, chez 2
chats infectés avec une souche bovine, seul le caecum donne un résultat positif pour la culture,
alors que chez le chat infecté avec la souche féline, celle-ci est positive pour l’iléon, le caecum, le
colon transverse et descendant. L’examen histo-pathologique révèle des différences notables entre
les chats infectés par des souches bovines et ceux infectés par des souches félines (STOCKDALE
et al., 2008).
Des différences génétiques mineures entre les souches bovines et félines de Tritrichomonas foetus,
sur les loci ITS-2 et EF-1α ont été démontrées. Ces souches, ainsi que les souches porcines, et
Tritrichomonas mobilensis (retrouvé dans l’appareil digestif du singe écureuil), sont très proches,
mais une légère distance phylogénétique existe. Il s’agirait de variations génotypiques de T.foetus
(SLAPETA, 2010 ; REINMANN et al., 2012). De légères différences dans la séquence de codage
pour la cystéine-protéinase 8 (CP8) ont également pu être mises en évidence entre les souches
bovines et félines (SUN et al., 2012).
19
Chez le chien, BARR a observé en 1990 des Trichomonadidés qu’il a présumés être
Pentatrichomonas hominis, dans les selles diarrhéiques de chiots (BARR, 1998). En 2005,
GOOKIN et al. ont effectivement mis en évidence Pentatrichomonas hominis chez des chiots
atteints de diarrhée, ainsi que Tritrichomonas foetus chez l’un des animaux malades.
Des infections vaginales expérimentales par Tritrichomonas foetus ont pu être obtenues chez le
chien, la chèvre et le cochon, le lapin, le cobaye et le hamster doré. Le cobaye présente alors une
vaginite, et un avortement peut parfois survenir. La souris peut développer des abcès au point
d’injection lors d’inoculation sous cutanée, mais cette espèce ainsi que le rat ne développent pas
d’infection lors d’inoculation vaginale (LEVINE, 1985).
Des localisations atypiques de Trichomonadidés ont également été décrites, par exemple dans
l’appareil respiratoire d’hommes (JONGWUTIWES et al., 2000 ; KUTISOVA et al., 2005), ou
encore dans le liquide céphalorachidien après une greffe allogénique de cellules souches sanguines
périphériques (OKAMOTO et al., 1998).
Des trichomonoses pulmonaires existent également chez l’homme. DUBOUCHER et al., en 2007,
ont souligné l’association quasi systématique de Trichomonadidés avec Pneumocytis jirovecii au
cours de la pneumocystose pulmonaire, chez des patients atteints de SIDA ou non. Ils ont
également mis en évidence la présence de Trichomonadidés chez des patients atteints de syndrome
de détresse respiratoire aiguë.
La localisation pulmonaire de ces parasites a longtemps été ignorée, car ils présentent dans ce cas
une forme amiboïde, inconnue jusqu’alors (figure 3). C’est alors l’identification moléculaire qui
permet de déterminer l’espèce exacte.
20
Figure 3 : Trichomonas sp. (T) sous forme amiboïde, après coloration MGG (DUBOUCHER
et al., 2007)
T : Trichomonas sp.
Pn : Polynucléaires neutrophiles (Ø = 10µm)
Le développement de Trichomonadidés dans les poumons ne serait pas lié à une
immunodépression mais plutôt à des conditions d’anaérobiose locale, du fait d’une lumière
alvéolaire mal ventilée (DUBOUCHER et al., 2007).
1.4.2. Transmission
Les Trichomonadidés sont des parasites obligatoires, facilement cultivables sur divers milieux
additionnés de sérum.
La transmission a souvent lieu d’hôte à hôte, par les trophozoïtes, qui sont les formes végétatives
et mobiles, et il n’y a pas de véritables kystes végétatifs de résistance (LEVINE, 1985 ;
FELLEISEN, 1999).
Lors de stress environnemental (changement de température, manque de nutriments, ajouts de
molécules dans le milieu, …), on peut assister chez certains Trichomonadidés, comme
Tritrichomonas foetus et Trichomonas vaginalis, à la formation de pseudokystes, qui sont des
formes particulières, sans paroi kystique, sphériques et non mobiles (figure 5). On peut l’obtenir
par exemple en refroidissant in vitro les parasites (passage de 37°C à environ 16°C). On assiste
alors à l’internalisation des flagelles, entiers et tels quels. Cet état est réversible, et les flagelles
reprennent leur position habituelle si l’on augmente progressivement la température (LUN et al.,
2005 ; GRANGER et al., 2000).
21
Sur la figure 4, on peut voir différents aspects de la formation du pseudokyste (de A à D). Les
flèches montrent des flagelles en train d’être internalisés. En D, la forme de la cellule s’est
modifiée et les flagelles ne sont plus visibles (GRANGER et al., 2000).
Figure 4 : Passage de T. foetus de la forme trophozoïte à la forme pseudokyste in vitro, au
microscope électronique à balayage (GRANGER et al., 2000)
La figure 5 permet de visualiser les flagelles internalisés, grâce à une technique
d’immunofluorescence (GRANGER et al., 2000).
Figure 5 : Visualisation par immunofluorescence des flagelles internalisés dans les
pseudokystes de T. foetus (GRANGER et al., 2000)
La figure 6 présente les images réalisées au microscope électronique d’une fine coupe d’un
trophozoïte de Tritrichomonas foetus (A), et d’un pseudokyste de la même espèce (B). Le corps
du trophozoïte est fusiforme, et présente 3 flagelles antérieurs (F) émergeant d’un canal
périflagellaire. Le flagelle récurrent (RF) émerge à proximité du canal flagellaire, et parcourt la
22
longueur de la cellule, formant la membrane ondulante. Le noyau (N) se trouve dans la partie
centrale antérieure de la cellule, tandis que les hydrogénosomes (H) sont localisés le long de
l’axostyle (), près de granules de glycogène. L’appareil de Golgi est visible également (G). Le
pseudokyste présente des flagelles internalisés (F), localisés dans un canal, sans contact direct
avec le cytoplasme. La cellule est en cours de division, et l’on peut observer deux axostyles (A), et
deux ensembles de kinétosomes (K) (GRANGER et al., 2000).
Figure 6 : Vues en coupe au microscope électronique de Tritrichomonas foetus sous forme de
trophozoïte (A) et sous forme de pseudokyste (B) (GRANGER et al., 2000)
Dans les pseudokystes, une mitose incomplète a lieu : la cellule duplique son cytosquelette, ainsi
que les structures intra-cellulaires, puis la division nucléaire a lieu, mais elle n’est pas
accompagnée de la division cytoplasmique correspondante. Ainsi, des organismes
polymastigontes, cellules géantes multinucléées, sont formés. Ils perdurent tant que les conditions
environnementales stressantes persistent, et lorsque ce n’est plus les cas les flagelles sont
externalisés et de nouveaux trophozoïtes flagellés bourgeonnent un à un de la cellule multinucléée
(figure 7) (PEREIRA-NEVES et al., 2003 ; PEREIRA-NEVES et BENCHIMOL, 2009).
23
Figure 7 : Nouveaux trophozoïtes de T. foetus bourgeonnant à partir de la cellule
multinucléée formée suite aux divisions incomplètes du pseudokyste (PEREIRA-NEVES et
BENCHIMOL, 2009)
Etant donné la réversibilité de la forme de pseudokyste, et le fait qu’elle permette la multiplication
et que les structures internalisées conservent une morphologie normale, PEREIRA-NEVES et al.
suggèrent qu’il s’agirait d’une forme de résistance (2003). Ils ont également montré que cette
forme peut être obtenue aussi bien lors de conditions favorables que défavorables, en soumettant
des trophozoïtes à des traitements à l’hydroxyurée ou à des variations de température.
De plus, les pseudokystes fécaux présentent un pouvoir infectieux chez les rongeurs et les oiseaux
(LIPMAN, 1999).
Les pseudokystes formés par T. foetus sont capables d’adhérer aux cellules hôtes, et de façon plus
importante que la forme trophozoïte (MARIANTE et al., 2004).
Des pseudokystes ont été découverts in vivo chez le taureau par PEREIRA-NEVES et al. en 2011
(figure 8). Chaque prélèvement provenant de la cavité préputiale contenait d’ailleurs plus de
Trictrichomonas foetus sous cette forme que sous la forme trophozoïte.
24
Figure 8 : Pseudokystes de Tritrichomonas foetus (P) observés in vivo dans des sécrétions
préputiales fraîches de taureau (MEB) (PEREIRA-NEVES et al., 2011)
Sur la figure 8, les pseudokystes adhèrent au mucus sous-jacent (M), et certains possèdent une
sorte de projection de type pseudopode (*), en contact avec le mucus (PEREIRA-NEVES et al.,
2011)Des molécules affectant les microtubules, comme le taxol, la colchicine, le nocodazole,
peuvent également provoquer l’apparition de pseudokystes, qui sont alors non réversibles
(MADEIRO DA COSTA et BENCHIMOL, 2004).
Les pseudokystes seraient donc finalement une forme de résistance dans le milieu extérieur, qui
permettraient également la transmission du parasite, peut-être lorsque les conditions sont
défavorables aux trophozoïtes, même si les mécanismes exacts restent incertains.
1.4.3. Multiplication
Il n’y a pas de reproduction sexuée connue, la multiplication des Trichomonadidés se fait par
bipartition longitudinale, et permet d’aboutir à un grand nombre de trophozoïtes en un temps court
(MEHLHORN, 2001).
L’apparition de corps basaux fils se fait en premier lieu, par induction, perpendiculairement et à
proximité des corps basaux préexistants. De nouveaux flagelles sont mis en place à partir des
corps basaux fils, puis la division du noyau a lieu par mitose, sans centrioles et sans disparition de
la membrane nucléaire. Enfin la division du cytoplasme a lieu (BUSSIERAS et CHERMETTE,
1992).
25
1.4.4. Nutrition
Les Trichomonadidés obtiennent la plupart de leurs nutriments de l’hôte, y compris les lipides, les
nucléotides et le fer (KUMMER et al., 2008). Ils phagocytent les fluides de l’hôte, des leucocytes,
ou des bactéries (MEHLHORN, 2001).
1.4.5. Métabolisme
Les Trichomonadidés sont micro-aérophiles ou anaérobies, et hétérotrophes. Ils possèdent des
hydrogénosomes à la place des mitochondries, qui leur permettent de synthétiser l’ATP
(BENCHIMOL, 2004). Ces hydrogénosomes présentent une forme sphérique ou légèrement
allongée, et sont souvent situés à proximité des éléments du cytosquelette (cf. figure 3) (KULDA,
1999). Ils sont délimités par une matrice granuleuse entourée par ou deux membranes
(MEHLHORN, 2001). Ils se divisent de manière asynchrone, quelque soit la phase du cycle
cellulaire (BENCHIMOL et ENGELKE, 2003).
Les hydrogénosomes sont le site de la synthèse de l’ATP et de l’hydrogène moléculaire.
Contrairement aux mitochondries, ils ne possèdent pas de génome, ni de chaîne respiratoire, ni de
cytochromes. Les enzymes qu’ils contiennent participent au métabolisme du pyruvate, provenant
de la glycolyse, en acétate, en CO2 et en H2. La décarboxylation oxydative du pyruvate permet par
couplage la synthèse de l’ATP, ainsi que le transport des électrons via la pyruvate-ferrédoxine
oxydoréductase. L’activation métabolique des 5-nitroimidazoles dans les Trichomonadidés est
permise par ce processus (MEHLHORN, 2001 ; BENCHIMOL et ENGELKE, 2003).
1.4.6. Pathogénie générale
Les différentes espèces de Trichomonadidés peuvent être non parasites (commensales), parasites
opportunistes, ou parasites obligatoires (MEHLHORN, 2001).
Des molécules présentes à la surface des Trichomonadidés permettent l’adhésion aux cellules
hôtes. Par exemple, une lectine se liant spécifiquement à l’acide sialique est exprimée à la surface
de Tritrichomonas foetus et Tritrichomonas mobilensis. Elle permettrait l’adhésion de ces flagellés
au mucus de l’appareil génital ou digestif de l’hôte, ce qui représenterait une première étape de
colonisation du tissu. En effet, le mucus, composé d’eau, de mucine, d’ions et de molécules du
système immunitaire, contribue à protéger les muqueuses. La mucine constitue un réseau qui
donne sa structure au mucus, en en faisant une véritable barrière physique (HICKS et al., 2000).
26
Suite à l’adhésion au mucus, des enzymes parasitaires telles que les glycosidases et les sialidases
réaliseraient une digestion du réseau formé par le mucus, ce qui permettrait alors au parasite
d’adhérer à l’épithélium sous-jacent. Pour le moment, la dégradation de la mucine par les enzymes
parasitaires n’a pas encore pu être mise en évidence directement (HICKS et al., 2000).
1.5. Les principales trichomonoses
1.5.1. Chez l’homme
La trichomonose génitale humaine due à Trichomonas vaginalis (figure 9) est la maladie
sexuellement transmissible non virale la plus répandue dans le monde, avec une prévalence
annuelle estimée à 170 millions d’individus (JOHNSTON et MABEY, 2008).
Figure 9 : Morphologie de Trichomonas vaginalis (LEVINE, 1985)
Les femmes sont beaucoup plus touchées que les hommes. L’infection peut être asymptomatique,
ou entraîner des pertes vaginales abondantes et malodorantes, pouvant être associées à une
vaginite, et plus rarement à des lésions épithéliales hémorragiques et ponctiformes (appelées en
anglais « strawberry cervix ») (PETRIN et al., 1998 ; SECOR, 2012).
La trichomonose génitale humaine peut être à l’origine d’accouchements prématurés ou de poids
faible du nourrisson (WENDEL et WORKOWSKI, 2007 ; PETRIN et al., 1998).
Elle favoriserait aussi la transmission du VIH-1 et du cancer du col de l’utérus (MCCLELLAND,
2007).
Les hommes sont la plupart du temps asymptomatiques, mais dans certains cas on observe une
urétrite, et/ou une prostatite (LEITSCH et al., 2012).
27
In vitro, T. vaginalis adhère aux cellules épithéliales vaginales humaines, et produit des effets
cytotoxiques. En revanche, le parasite n’adhère ni aux fibroblastes vaginaux humains, ni aux
cellules épithéliales vaginales bovines, ce qui suggère une spécificité de type de cellule et
d’espèce. L’ajout d’une membrane perméable placée entre les parasites et les cellules épithéliales
vaginales humaines a permis d’éviter les effets cytopathiques, ce qui montre qu’un contact est
nécessaire pour qu’il y ait cytotoxicité (GILBERT et al., 2000).
Le diagnostic est le plus souvent obtenu par culture, avec un milieu « InPouch®
TV », disponible
dans le commerce (BioMed Diagnostics), un milieu de Diamond modifié, ou un milieu Trichosel
(WENDEL et WORKOWSKI, 2007). Il peut également être obtenu par examen direct des
sécrétions génitales au microscope, mais cette technique possède une faible sensibilité. Des
méthodes récentes, possédant une bonne sensibilité et spécificité, peuvent également être utilisées,
comme la PCR, l’hybridation de l’ADN, ou encore des analyses sérologiques (PETRIN et al.,
1998).
1.5.2. Chez les bovins
La trichomonose bovine est une maladie vénérienne bien connue des reproducteurs bovins,
provoquée par Tritrichomonas foetus (figure 10).
Figure 10 : Morphologie de Tritrichomonas foetus (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992)
Cette maladie est présente dans le monde entier (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992 ;
BONDURANT, 1997 ; LEVINE, 1985), même si elle est à présent exceptionnelle en France,
grâce à l’utilisation très répandue de l’insémination artificielle. Cependant elle provoque encore
des pertes financières très importantes dans les pays où l’élevage extensif et la monte naturelle
sont encore très présents, comme les Etats-Unis et l’Australie (BOURDOISEAU, 1997).
28
La transmission a lieu presque exclusivement lors des saillies. Les mâles porteurs
asymptomatiques représentent la principale source de contamination pour les femelles touchées,
en particulier les taureaux reproducteurs de plus de 4 ans, qui peuvent être porteurs sains à vie
(BOURDOISEAU, 1997 ; BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992 ; LEVINE, 1985). Les vaches
peuvent rester infectées durant toute la durée de la gestation, et jusqu’à 6 à 9 semaines après le
part. Elles peuvent alors être à l’origine de la contamination de taureaux (BUSSIERAS et
CHERMETTE, 1992).
Chez la vache le parasite adhère initialement et infecte les cellules épithéliales vaginales,
provoquant une vaginite qui rétrocède spontanément. Ensuite, le parasite migre vers l’utérus puis
vers les oviductes, ce qui provoque une endométrite, et souvent la mort embryonnaire précoce. La
conséquence est donc souvent une infertilité, voire même une stérilité permanente en cas de
complications (LUCAS et al., 2008 ; BOURDOISEAU, 1997 ; BUSSIERAS et CHERMETTE,
1992).
La plupart des vaches guérissent ensuite spontanément, dans les 3 mois suivant l’avortement, qui
peut passer inaperçu. Les vaches guéries peuvent alors présenter une résistance temporaire aux
réinfections, dépendante de la production locale d’IgA et d’IgG1 (BUSSIERAS et CHERMETTE,
1992).
Par contre certaines vaches peuvent développer une endométrite, notamment en cas de délivrance
incomplète, voire même un pyomètre dans 5 à 10% des cas. Les vaches infectées peuvent parfois
le rester durant toute la gestation, voire même plusieurs semaines après la mise-bas. Elles peuvent
ainsi contaminer les taureaux lors des premières saillies post-vêlage (BOURDOISEAU, 1997 ;
BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992).
Des avortements tardifs, dans le dernier tiers de la gestation, sont également possibles bien que
rares. T. foetus peut alors être retrouvé dans le tractus respiratoire (bronchioles, alvéoles
pulmonaires) et digestif (caillette, intestin) du fœtus, ainsi que dans les annexes placentaires, les
sécrétions utérines. Le parasite envahit également le chorion, et provoque une placentite légère,
caractérisée par des cotylédons hémorragiques, et un exsudat floconneux au niveau de la zone
inter-cotylédonaire, qui est épaissie (BONDURANT, 1997 ; BUSSIERAS et CHERMETTE,
1992 ; LEVINE, 1985).
Les taureaux infectés peuvent présenter une discrète balano-posthite initiale. Généralement ils sont
porteurs asymptomatiques de manière chronique pendant des années, parfois même de façon
permanente (LUCAS et al, 2008 ; LEVINE, 1973). Les parasites peuvent persister dans la cavité
29
préputiale (provoquant parfois une inflammation mucopurulente), l’épididyme, les vésicules
séminales, les testicules, et certains taureaux peuvent présenter une stérilité (BUSSIERAS et
CHERMETTE, 1992 ; LEVINE, 1985).
La pathogénie de T. foetus chez les bovins est en partie connue, grâce à de nombreuses études
réalisées sur ce sujet. BUSSIERAS et CHERMETTE (1992) ont suggéré l’intervention de
cytokines parasitaires, mais également de cytokines de l’hôte.
In vitro, T.foetus provoque la mort des cellules de l’oviducte bovin par des mécanismes
d’apoptose et de nécrose (SINGH et al., 2004 ; MIDLEJ et al., 2009).
Le parasite est capable d’adhérer fermement aux cellules de l’oviducte bovin in vitro, et des
lavages successifs ne parviennent pas à les détacher de la surface de ces cellules (figure 11)
(MIDLEJ et al., 2009).
Figure 11 : Tritrichomonas foetus adhérents à des cellules d’oviducte bovin in vitro, vus au
MEB (MIDLEJ et al., 2009)
Une cystéine-protéinase (CP) de T. foetus contribue à la pathogénie lorsqu’elle est excrétée dans la
muqueuse de l’hôte (THOMFORD et al., 1996). Une étude menée par SINGH et al. (2004) a
montré qu’en addition à d’autres mécanismes cette cystéine-protéinase (CP8) pourrait contribuer à
l’induction de l’apoptose des cellules bovines, possiblement par l’activation des caspases des
cellules hôtes. L’apoptose des cellules épithéliales vaginales de l’hôte pourrait favoriser une
infection chronique, via une modulation de la réaction inflammatoire ou de la réponse immunitaire
(SINGH et al., 2005). Les cystéine-protéinases isolées de T. foetus n’induisent pas l’apoptose des
cellules vaginales humaines et les cystéine-protéinases de Trichomonas vaginalis n’induisent pas
l’apoptose des cellules vaginales bovines, ce qui suggère des mécanismes d’induction de
l’apoptose spécifique d’espèce.
10 µm
30
D’autres fonctions biologiques ont été suggérées pour les cystéines-protéinases du parasite,
incluant l’échappement immunitaire, car elles sont capables de dégrader les IgG1 et les IgG2
bovines et de se lier au facteur C3 du complément (TALBOT et al., 1991). Elles joueraient
également un rôle dans l’acquisition de nutriments (LUCAS et al, 2008). En effet les
Trichomonadidés sont anaérobies obligatoires, et obtiennent la plupart de leurs nutriments de
l’hôte, y compris les lipides, les nucléotides et le fer. Or le taux de protéases chez T. vaginalis est
modulé par des changements de la concentration en fer du milieu (KUMMER et al., 2008), ce qui
a suggéré un rôle possible de ces enzymes dans l’obtention de nutriments vitaux provenant de
l’hôte.
L’étude des cystéine-protéases peut aider à trouver des inhibiteurs spécifiques de ces enzymes, qui
pourraient être utilisés comme agents thérapeutiques dans le cadre du traitement ou de la
prévention de la trichomonose bovine.
Suite à une suspicion clinique de trichomonose, par exemple en cas d’infertilité, le diagnostic de
certitude, notamment chez les taureaux qui peuvent être porteurs chroniques, est obtenu de
plusieurs manières :
- par examen direct au microscope à fond noir suite à un recueil des sécrétions vaginales ou
à un lavage de la cavité préputiale. On peut également observer le prélèvement après
coloration May-Grünwald-Giemsa. La sensibilité de cet examen est assez faible.
- par mise en culture dans un milieu spécifique, ce qui permet d’augmenter nettement la
sensibilité par rapport à l’examen direct (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992 ; LEVINE,
1985). Par exemple, le milieu « In Pouch ® TF », fabriqué par le laboratoire américain
BioMed Diagnostics, est disponible dans le commerce,
- par PCR, qui est la technique la plus sensible, mais qui est également plus coûteuse
(BONDURANT et al., 2003 ; HO et al., 1994),
- par sérologie, mais beaucoup de faux négatifs sont obtenus avec cette méthode. La
mucoagglutination pratiquée sur le mucus vaginal semble être la méthode la plus valable
(BOURDOISEAU, 1997).
Des études ont mis en évidence la présence dans la cavité préputiale de taureaux de
Trichomonadidés ressemblant à T. foetus (figure 12), et pouvant être cultivés dans les mêmes
conditions (CAMPERO et al., 2003).
La figure 12 montre une image microscopique de l’un de ces Trichomonadidés. On peut noter la
présence de 4 flagelles antérieurs.
31
Figure 12 : Trichomonadidé autre que T. foetus isolé de la cavité préputiale d’un taureau
vierge (CAMPERO et al., 2003)
En 2003, WALKER et al. étudient certaines séquences de gènes de Trichomonadidés provenant de
la cavité préputiale de bovins : sur 39 isolats, seuls 7 sont identifiés comme étant
Tritrichomonas foetus. D’autres, provenant en général de jeunes taureaux, présentent 99%
d’identité avec Pentatrichomonas hominis, ou avec des Trichomonadidés gastro-intestinaux de
l’homme, du bétail et d’autres mammifères, le reste appartenant à des espèces inconnues.
Les différentes espèces de Trichomonadidés sont difficiles à identifier en routine, suite à une
culture par exemple. Etant donné la possibilité de trouver d’autres Trichomonadidés que T. foetus
dans la cavité préputiale de taureaux, plusieurs auteurs suggèrent de compléter un résultat de
culture positif par une analyse PCR, plus spécifique, en particulier pour les animaux de valeur
(CAMPERO et al., 2003 ; BONDURANT et al., 2003).
1.5.3. Chez le chat
Pendant longtemps, les Trichomonadidés digestifs ont été considérés comme non pathogènes,
mais plutôt comme des protistes commensaux proliférant lors d’épisodes de diarrhées, dues à
d’autres causes. Par exemple Pentatrichomonas hominis a été retrouvé dans les fèces de plusieurs
espèces de mammifères, comme le chat, le chien, les rongeurs, le singe, et l’homme. On pense
maintenant que ce protiste pourrait être parasite et responsable de colites et d’entérocolites, mais
sa pathogénie et le rôle joué par des coïnfections ne sont pas encore bien connus (BARR, 1998).
Tritrichomonas foetus a été récemment identifié comme responsable de diarrhées chroniques chez
le chat, dans de nombreux pays, comme les États-Unis (GOOKIN et al., 2004 ; STOCKDALE et
al., 2009), l’Australie (BELL et al., 2010), le Japon (DOI et al., 2011), et de nombreux pays
d’Europe, tels que le Royaume-Uni, la France, l’Allemagne et l’Espagne (GUNN-MOORE et al.,
2007 ; BRIGUI, 2007 ; KUEHNER et al., 2010 ; MIRO et al., 2011).
32
La prévalence de l’infection varie selon les études. Lors d’une exposition internationale de chats
aux États-Unis en 2004, GOOKIN et al. a testé 117 chats pour Tritrichomonas foetus, et obtenu
31% (36/117) de résultats positifs (examen direct d’un échantillon de fèces, mise en culture dans
un milieu de Diamond modifié ou dans un milieu In Pouch TF®, ou PCR), provenant de 28
chatteries sur les 89 participant à l’étude (31%). En France, une étude sur la prévalence de
T. foetus menée en 2007 a donné un résultat aux alentours de 10% (15 chats positifs sur 151).
Parmi les 19 élevages inclus dans l’étude, 9 possédaient au moins un chat infecté (47%) (BRIGUI,
2007).
L’infection touche surtout les chats jeunes, en moyenne de moins de 12 mois (STOCKDALE et
al., 2009), vivant en collectivité, mais des chats de toutes races et de tous âges peuvent être
touchés (MANNING, 2010).
La transmission est féco-oral, et est assuré par les trophozoïtes. Etant donné l’absence de
véritables kystes végétatifs de résistance, la survie de T. foetus dans le milieu extérieur est
supposée courte, mais d’après HALE et al. (2009), le parasite est stable et viable dans
l’environnement à température ambiante pendant au moins 6 heures, et stable dans des selles
humides pendant 7 jours (culture positive), ce qui nécessite une désinfection complète et
rigoureuse de tout l’environnement des chats infectés. Une autre étude a montré que T. foetus peut
survivre au moins 2 heures dans l’urine et dans l’alimentation humide pour chats (ROSYPAL et
al., 2011).
Chez les jeunes chats, la diarrhée se résout souvent spontanémentà partir de l’âge d’un an, mais de
nombreux chats restent positifs lors de dépistages par PCR, ce qui suggère un état de porteur
chronique asymptomatique. De plus, un grand nombre de chats présentant une rémission clinique
spontanée peuvent présenter des épisodes de diarrhée intermittents associés à un stress ou une
altération de la flore intestinale, indépendamment du statut infectieux (FOSTER et al., 2004).
Tritrichomonas foetus a été mis en évidence dans l’utérus d’une chatte d’élevage en Norvège, à
l’occasion d’une ovario-hystérectomie. L’utérus présentait une consistance liquidienne, et des
protistes mobiles furent observés au microscope, et identifiés par PCR. L’animal avait reçu une
contraception orale (acétate de medroxyprogestérone, 5mg/semaine durant 6 semaines) car elle
présentait un comportement d’hypersexualité. Le parasite fut retrouvé dans les selles d’autres
chats de l’élevage, mais pas dans celles de la chatte ovario-hystérectomisée. L’origine de la
contamination du tractus génital n’a pas été élucidée, et aucun autre cas n’a été rapporté
(DAHLGREN et al., 2007).
33
Une étude menée par GOOKIN et al. en 2001, sur des chats infectés expérimentalement, a montré
que la diarrhée n’apparait pas directement reliée au nombre d’organismes, qu’elle peut se résoudre
malgré une infection persistante, et peut aussi s’aggraver sans augmentation du nombre de
T. foetus. Des trophozoïtes été mis en évidence par culture dans les fèces des chats infectés une
semaine après l’infection.
La pathogénie chez le chat est mal connue, car la découverte de la trichomonose chez cet animal
est relativement récente. De nombreux facteurs liés à l’organisme, à l’hôte, à l’environnement
pourraient être impliqués, car T. foetus dépend des bactéries endogènes et des sécrétions de l’hôte
pour sa nutrition.
Certains mécanismes semblent néanmoins proches de ce qui a pu être étudié chez les bovins,
notamment l’adhérence à l’épithélium et la sécrétion d’enzymes et de cytotoxines. L’altération de
la flore bactérienne de l’hôte interviendrait également.
On ignore si l’immunosuppression prédispose à une infection chronique par T. foetus. Aucune
corrélation directe n’a pu être montrée entre la persistance de l’infection chez le chat, et une
infection virale concomitante par le FelV ou le FIV. De plus, l’administration de doses
immunosuppressives de prednisolone n’est pas associée à des changements de la consistance des
selles ou de la fréquence de résultats positifs à l’examen direct (GOOKIN et al., 2001).
Des infections intestinales coexistantes sont fréquemment dépistées chez les chiens présentant des
signes cliniques associés à T.foetus ou Pentatrichomonas hominis (GOOKIN et al., 2005). Etant
donné le nombre parfois important d’animaux infectés asymptomatiques, on ne sait pas si T. foetus
seul peut causer des signes cliniques en l’absence d’un système immunitaire défaillant ou
immature, d’une infection concomitante, ou d’autres facteurs causant une altération de la flore
bactérienne du colon.
A l’examen histologique du colon de sept chats de moins d’un an infectés par Trictrichomonas
foetus et atteints de diarrhée chronique, un grand nombre de Trichomonadidés en forme de larme
ou de croissant ont été trouvés à l’intérieur de la muqueuse du colon, même en l’absence de
lésions de celle-ci. Ils sont parfois présents dans d’autres couches du colon comme la sous-
muqueuse ou la musculeuse lors d’atteinte sévère. Ces données sont plutôt en faveur d’une
entéroinvasion directe. Les parasites peuvent aussi être trouvés moins fréquemment à l’intérieur de
la lumière des cryptes du colon (figure 13) (YAEGER et GOOKIN, 2005).
34
Sur la figure 13, on peut observer des Trichomonadidés dans la lumière d’une crypte du colon, et
la lamina propria est en cours d’invasion (). Les cellules épithéliales des cryptes sont
hypertrophiées, leur activité mitotique est augmentée ( ), et il y a perte des cellules en godet.
Figure 13 : Vue microscopique d’une coupe de colon d’un chat infecté par T. foetus
(YAEGER et GOOKIN, 2005)
On peut également observer une colite lymphoplasmocytaire (+ /- neutrophilique) légère à
modérée, parfois associée à des microabcès des cryptes, une hypertrophie et une hyperplasie des
cellules des cryptes associées à une activité mitotique augmentée, et la perte des cellules en godet.
L’un des chats présentait des ulcérations multifocales, associées à une inflammation suppurative à
pyogranulomateuse du colon (YAEGER et GOOKIN, 2005).
Le diagnostic peut être obtenu soit par un examen direct des selles au microscope (faible
sensibilité), soit par la culture du parasite dans un milieu adapté, soit par PCR sur un échantillon
de selles. T. peut être cultivé dans un milieu de Diamond modifié (LUN et al., 2000). Il existe de
plus un milieu de culture spécifique disponible dans le commerce, « In Pouch TF® Feline »,
fabriqué par le laboratoire américain BioMed Diagnostics, et utilisable pour le dépistage de
T. foetus chez le chat. Le milieu « In Pouch TF® » original a été conçu pour le dépistage de
T. foetus chez les bovins. Selon le fabricant, la sensibilité de ce milieu de culture chez les bovins
est de 83%, ce qui signifie que 3 tests sont nécessaires pour atteindre une probabilité supérieure à
20 µm
35
99,9% de détecter l’infection. La sensibilité de ce test chez le chat est de 56% (GOOKIN et al.,
2003).
1.5.4. Chez les oiseaux (BONDURANT et HONIGBERG, 1994 ; LEVINE, 1973)
La trichomonose aviaire est due à Trichomonas gallinae (figure 14), et touche surtout les
Colombiformes, comme le pigeon domestique, dans le monde entier, ainsi que certaines espèces
de rapaces diurnes, comme l’autour des palombes, l’épervier de Cooper, et l’aigle de Bonelli. Ce
sont souvent les oisillons qui présentent une forme clinique de la maladie, avec une atteinte plus
ou moins grave (BOAL et al., 1998 ; COOPER et PETTY, 1998 ; REAL et al., 2000). Le dindon
et la poule peuvent être porteurs asymptomatiques
Figure 14 : Morphologie de Trichomonas gallinae (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992)
Les jeunes pigeons sont contaminés par les adultes, notamment lors de la béquée (lait de pigeons),
et la maladie peut également être transmise entre adultes lors des parades de reproduction.
L’infection peut persister plusieurs mois à plusieurs années. Le poulet et la dinde s’infectent
souvent par l’eau de boisson contaminée par les oiseaux sauvages, souvent des pigeons, et les
rapaces par l’ingestion d’oiseaux contaminés.
On trouve le parasite dans la bouche, le pharynx, les sinus, l’œsophage, et surtout le jabot ; de
nombreux pigeons adultes sont porteurs.
L’infection clinique se manifeste surtout chez les jeunes individus, et est caractérisée par des
lésions de nécrose jaunâtres et caséeuses dans toute la partie antérieure du tube digestif (bouche,
œsophage, jabot, estomac), puis dans les sinus, le bec, le cœur, les poumons, l’ombilic (chez de
très jeunes oiseaux). Le foie peut être atteint, et le parasite peut alors se disséminer dans la cavité
abdominale, enveloppant les organes dans une masse caséeuse. Ces lésions peuvent devenir assez
volumineuses pour obstruer les conduits respiratoires ou digestifs atteints. Ainsi, les oiseaux
36
peuvent avoir des difficultés à fermer la bouche, et l’infection peut entraîner une dyspnée, et/ou
une dysphagie. Une diarrhée peut également être observée, ainsi qu’une sinusite associée à des
troubles respiratoires, une perte de poids, un écoulement oculaire pouvant gêner la vision, une
ataxie. La mortalité est élevée.
Le diagnostic est souvent clinique, et un examen au microscope de prélèvements de la gorge, après
coloration MGG, peut être réalisé pour le confirmer. Cet examen doit être répété si le résultat est
négatif, car la sensibilité est assez faible.
2. UTILISATION DES NITROIMIDAZOLES DANS LE TRAITEMENT DES
TRICHOMONOSES
Les nitroimidazoles sont largement utilisés dans le traitement des trichomonoses chez plusieurs
espèces. Il s’agit d’une famille de molécules organiques de synthèse, efficaces contre de nombreux
protistes et bactéries anaérobies. Ce sont des imidazoles hétérocycliques possédant un groupement
–NO2 qui leur confère des propriétés oxydantes. Les 5-nitroimidazoles proviennent de la
transformation d'un 2-nitroimidazole, l'azomycine, qui est produite par Streptomyces. Ce sont des
dérivés semi-synthétiques.
Leur action thérapeutique dépend de leur activation métabolique dans les microorganismes cibles.
En effet, les bactéries anaérobies et les protistes réduisent les nitroimidazoles en dérivés
anioniques cytotoxiques, capables d’endommager l’ADN de ces organismes. Chez les
Trichomonadidés, c’est la pyruvate-ferrédoxine oxydoréductase, une enzyme participant au
catabolisme du pyruvate, et le transporteur d’électrons de la ferrédoxine, qui permettent
l’activation des nitroimidazoles, à l’intérieur des hydrogénosomes (KULDA, 1999).
2.1. Traitement de la trichomonose génitale humaine
La trichomonose humaine due à Trichomonas vaginalis est traitée presque exclusivement par les
5-nitroimidazoles, notamment le métronidazole ou le tinidazole (SECOR, 2012). La figure 15
montre les structures chimiques de ces molécules (UPCROFT et UPCROFT, 2001).
37
Figure 15 : Structure chimique du métronidazole et du tinidazole (UPCROFT et UPCROFT,
2001)
Le tinidazole présente une meilleure efficacité molaire et moins d’effets secondaires que le
métronidazole contre T. vaginalis in vitro (CROWELL et al., 2003).
Les mécanismes d’action ne sont pas entièrement connus : il semble que les molécules pénètrent
dans le parasite par diffusion passive comme prodrogue. L’activation a alors lieu, par des enzymes
redox impliquées dans la production d’ATP dans l’hydrogénosome, comme la
pyruvate:ferredoxine oxydoréductase (PFOR, impliquée dans le cycle du pyruvate), la ferredoxine,
la NADH:ferredoxin oxidoreductase (impliquée dans le cycle du malate), ou encore par des
flavines réductases, comme la thioredoxine réductase (RASOLOSON et al., 2002 ; HRDY et al.,
2005 ; LEITSCH et al., 2010). La réduction des 5-nitroimidazoles produit des radicaux libres
anioniques qui endommagent l’ADN et forment des complexes avec des protéines essentielles au
parasite.
Des cas de récidives ou de persistance de l’infection après un traitement sont rapportés
(PETERMAN et al., 2009).
Des souches de T. vaginalis résistantes au métronidazole ont été découvertes dès 1962, très tôt
après l’introduction de la molécule en 1959 (WATT et JENNISON, 1960 ; ROBINSON, 1962).
La plupart des infections résistantes au métronidazole sont sensibles au tinidazole, mais des
résistances croisées existent, car les structures chimiques de ces deux molécules sont très
similaires (GOLDMAN et al., 2009).
Actuellement, il est conseillé pour éliminer l’infection d’utiliser d’abord le métronidazole, à la
dose de 2 g, en une unique prise par voie orale. Si le traitement échoue, il doit être répété de façon
38
plus prolongée, par exemple à 500 mg par voie orale deux à trois fois par jour pendant 7 jours
pour le métronidazole, ou avec le tinidazole, à 2 g par voie orale en une prise unique. Si ce
deuxième traitement est inefficace, les doses peuvent aller jusqu’à 2 g de métronidazole ou de
tinidazole une fois par jour pendant 5 jours (WENDEL et WORKOWSKI, 2007 ; PETRIN et al.,
1998).
2.2. Traitement des trichomonoses dues à T. foetus
2.2.1. Traitement de la trichomonose génitale bovine
Le traitement chez les bovins est souvent réservé aux taureaux de grande valeur. En effet, les
femelles guérissant souvent spontanément, seul un traitement symptomatique est en général mis
en place. Il est néanmoins conseillé d’attendre trois mois avant de les remettre à la reproduction
(BONDURANT, 1997 ; LEVINE, 1985).
Les nitroimidazoles sont utilisés, mais ils sont interdits en Europe sur les animaux destinés à la
consommation humaine car la LMR (Limite Maximale de Résidus) n’a pu être définie. Aucune
autre molécule ne possède d’autorisation de mise sur le marché ou d’utilisation chez les animaux
de rente (BONDURANT, 1997).
La molécule la plus utilisée est l’ipronidazole, à la dose de 30 g le 1er
jour, et 15 g par jour les
deux jours suivants, par voie intra-musculaire. Ce traitement peut provoquer des abcès stériles aux
points d’injection car le pH de la solution injectée est bas.
On peut également utiliser le dimétridazole, à 50 mg/kg/jour pendant 5 jours, par voie orale ou
intra veineuse (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992).
Quelle que soit la molécule utilisée, des cas de récidive de l’infection sont rapportés chez certains
taureaux traités (BONDURANT, 1997 ; LEVINE, 1985).
La plupart des taureaux infectés sont abattus sans être traités.
2.2.2. Traitement de la trichomonose féline
Le traitement de la trichomonose féline peut se révéler difficile. En effet des essais de traitements
avec le fenbendazole, la paromomycine, le métronidazole, le furazolidone, la tylosine, le
sulfadimethoxine, molécules actives sur d’autres protistes, améliorent la consistance des selles
durant le traitement mais n’éradiquent pas le parasite, et la diarrhée revient à l’arrêt du traitement
(FOSTER et al., 2004 ; GOOKIN et al., 2006 ; GOOKIN et al., 2007a ; KATHER et al., 2007).
Néanmoins lors du traitement des chats avec des antibiotiques, une amélioration clinique peut
survenir, alors que l’infection persiste. Cette disparition plus ou moins complète de la diarrhée
39
pourrait être due aux effets secondaires des molécules utilisées sur la flore bactérienne intestinale,
à des effets anti-inflammatoires, ou encore à l’éradication d’autres agents pathogènes, comme les
Giardia ou lescoccidies (KATHER et al., 2007 ; MANNING, 2010).
Les traitements avec des molécules antimicrobiennes peuvent aussi retarder la résolution des
signes cliniques (FOSTER et al., 2004), et même lorsqu’une amélioration est constatée, la
diarrhée récidive à long terme.
Lors d’une étude menée par ROMATOWSKI en 1996, trois chats infectés par T. foetus ont été
traités avec 75 mg/kg de métronidazole, deux fois par jour pendant 7 à 10 jours. Une nette
amélioration clinique a pu être constatée, associée à une disparition de l’excrétion du parasite
durant quelques mois, mais au terme de ce délai T. foetus a pu être détecté à nouveau dans les
fèces de deux des chats traités, qui ont présenté une sévère récidive de la diarrhée.
En revanche, le métronidazole à la dose de 25 mg/kg par voie orale toutes les 12 heures, pendant 7
jours, permet d’éliminer Pentatrichomonas hominis (BARR, 1998 ; DUBEY, 1993).
Certaines molécules permettraient d’augmenter l’efficacité du métronidazole in vitro, par
exemple, le D-allose et le D-psicose, qui sont deux sucres rares dans la nature. Le métabolisme de
ces sucres chez T. foetus est inconnu. In vitro, la substitution d’une partie du glucose contenu dans
le milieu de culture par ces 2 sucres provoque un arrêt de la multiplication. En association avec le
métronidazole, ils permettent une augmentation de l’efficacité de la molécule, en particulier pour
le D-allose, avec seulement 6% de parasites restants dans le milieu par rapport au métronidazole
seul. Les mécanismes exacts qui entrent en jeu sont inconnus (HARADA et al., 2012). Malgré ce
constat, les applications pratiques sont difficiles à mettre en œuvre, car les conditions de
distribution d’un traitement in vivo sont peu comparables à celles pouvant exister in vitro, mais
l’utilisation de molécules perturbant le métabolisme des Trichomonadidés, en association avec les
traitements classiques, pourraient augmenter l’efficacité de ceux-ci.
Le tinidazole (utilisé contre T. vaginalis) a été efficace in vitro pour tuer T. foetus, à des
concentrations allant de 0,01 à 10 μg /mL, de même que le ronidazole (GOOKIN et al., 2006).
Cependant, dans une étude menée par GOOKIN et al. en 2007, le tinidazole à 30 mg/kg pendant
14 jours, a permis de supprimer l’excrétion de T.foetus chez 2 chats infectés sur 4 durant 33
semaines post-traitement, mais cette molécule s’est montrée moins efficace que le ronidazole car
elle n’a pas permis d’éliminer totalement le parasite.
40
Le ronidazole (figure 16) est actuellement le seul traitement connu réellement efficace de la
trichomonose féline (GOOKIN et al., 2007a). Cette molécule, comme le tinidazole et le
métronidazole, appartient à la classe des 5-nitroimidazoles, et il s’agit d’un méthylcarbamate de
dimétridazole.
Figure 16 : Structure chimique du ronidazole
Comme d’autres nitroimidazoles, il est réduit par des organismes anaérobies comme T. foetus en
radicaux libres anioniques autotoxiques qui à leur tour provoquent la déstabilisation de l’ADN et
la mort du parasite (MORENO et al., 1983).
Le ronidazole à 10 mg/kg par voie orale, deux fois par jour pendant 14 jours, s’est montré
inefficace pour éliminer l’infection, même si une amélioration des signes clinique a été observée
(GOOKIN et al., 2006). Les chats traités à cette dose ont tous présenté une rechute 2 à 20
semaines après la fin du traitement.
En revanche, en augmentant la dose à 30 mg/kg par voie orale, deux fois par jour pendant 14
jours, l’élimination de T. foetus a été obtenue en 13 semaines après le début du traitement,
associée à la résolution de la diarrhée. D’autres chats ont été traités avec 50 mg/kg de ronidazole
par voie orale, deux fois par jour pendant 15 jours ; l’élimination de l’infection et la disparition de
la diarrhée ont cette fois été obtenues en 4 à 6 semaines, mais des troubles neurologiques sont
apparus chez certains chats durant le traitement (les effets secondaires sont détaillés plus loin). Ces
troubles se sont révélés réversibles à l’arrêt du traitement (GOOKIN et al., 2006).
Une résistance de T. foetus au ronidazole a été décrite. Cette résistance est dite aérobie, ce qui
signifie qu’elle est favorisée par des concentrations intracellulaires en oxygène élevées (les
mécanismes de résistance des Trichomonadidés aux nitroimidazoles sont détaillés dans la partie 4,
page 55). a prévalence réelle de cette résistance dans la population des chats infectés est inconnue
(GOOKIN et al., 2010).
La dose de ronidazole la plus fréquemment utilisée a donc longtemps été de 30 mg/kg toutes les
12 heures, par voie orale, pendant 14 jours. L’infection peut persister après ce traitement, mais se
résout en général en répétant le protocole de traitement (GOOKIN et al., 2006).
41
Néanmoins, des études récentes suggèrent que l’incidence des effets indésirables, notamment les
troubles neurologiques, peut être nettement diminuée en ne donnant le ronidazole à 30 mg/kg
qu’une seule fois par jour. Dans une étude menée en 2011, LEVINE et al. a étudié la
pharmacocinétique du ronidazole chez le chat par voie orale sous forme de gélules à libération
immédiate, et par voie intraveineuse.
Après l’administration par voie orale, le ronidazole fut détectable dans le plasma de tous les chats
en 10 minutes, et de hautes concentrations plasmatiques furent atteintes rapidement, ce qui
témoigne d’une absorption rapide et d’une biodisponibilité presque totale.
Le suivi des concentrations plasmatiques en ronidazole permit de mettre en évidence la demi-vie
longue et l’élimination lente de la molécule, encore détectable dans le plasma 48 heures après
l’administration.
La clairance systémique du ronidazole chez le chat fut estimée à 0,82 +/- 0,07 ml/kg/min, valeur
inférieure à la filtration glomérulaire féline, qui est de 2,7 ml/kg/min, et au flux plasmatique
hépatique, d’environ 18 ml/kg/min (HALLER et al., 2003 ; BURCZYNSKI et al., 1987). La
raison de cette clairance faible est inconnue. La seule autre espèce pour laquelle la clairance
systémique du ronidazole a été mesurée est le pigeon, et la valeur obtenue fut de 0,93+/-0,15
ml/kg/min (HERMAN et al., 1989).
Des études réalisées avec du ronidazole marqué au carbone 14 ont montré qu’après absorption la
molécule est distribuée dans tout l’organisme. Elle est présente dans le cerveau, le tissu adipeux, le
cœur, les reins, le foie, les poumons, les muscles, le pancréas, ainsi que la rate et la peau.
L’excrétion est réalisée en grande partie dans l’urine (30-36%) et les fèces (16-40%), mais elle est
incomplète. Jusqu’à 3% de la dose est expirée sous forme de dioxyde de carbone (WHO 669,
1990).
Après l’absorption, le même profil d’élimination fut obtenu pour la voie orale et la voie
intraveineuse, ce qui suggère que le mode d’administration n’affecte pas la clairance (LEVINE et
al., 2011).
La figure 17 montre, d’après les différentes informations obtenues sur la pharmacocinétique du
ronidazole chez le chat, les concentrations plasmatiques supposées de cette molécule au cours du
temps, selon que l’administration est quotidienne ou biquotidienne (LEVINE et al., 2011).
42
Figure 17 : Simulation de l’évolution des concentrations plasmatiques en ronidazole en
fonction du temps, après l’administration de 30 mg/kg par voie orale, une fois par jour (bleu)
ou deux fois par jour (rouge) (LEVINE et al., 2011)
Ainsi, une administration biquotidienne pourrait prédisposer les chats traités à des effets
secondaires, par le maintien de concentrations plasmatiques en ronidazole élevées. Une
administration quotidienne unique, à la dose de 30 mg/kg par exemple, permettrait de garder des
concentrations plasmatiques en ronidazole plus modérées, et donc de diminuer l’incidence d’effets
indésirables dus à un surdosage ou à des doses cumulatives (LEVINE et al., 2011).
La dose de ronidazole permettant de tuer T. foetus in vitro est atteinte avec une concentration
plasmatique de 10mg/kg, dose s’étant révélée inefficace pour éliminer l’infection in vivo. Des
concentrations systémiques élevées en ronidazole ne sont donc peut-être pas suffisantes pour
atteindre des niveaux efficaces dans l’iléon distal et le colon des chats infectés, où T. foetus est
confiné (TOLBERT et GOOKIN, 2009). Une formule orale à libération ciblée sur l’épithélium du
colon serait probablement plus efficace (LEVINE et al., 2008). Une telle formulation permettrait
d’obtenir au niveau du colon des doses de ronidazole supérieures à la concentration minimale
létale, de manière plus prolongée. Elle permettrait également de diminuer le passage systémique
de la molécule, et ainsi d’éviter l’apparition d’effets secondaires.
Le ronidazole ne possède pas d’autorisation d’utilisation ou de mise sur le marché chez le chat, et
il n’existe donc pas encore de traitement destiné à cette espèce dans le commerce.
43
2.3. Traitement de la trichomonose aviaire
Le ronidazole est largement utilisé dans le traitement de la trichomonose chez les pigeons, due à
Trichomonas gallinae (HERMAN et al., 1989 ; FRANSSEN et LUMEIJ, 1992). Il est
commercialisé sous le nom de Trichorex®, sous la forme d’une poudre pour solution buvable
(Dictionnaire des Médicaments Vétérinaires, 2009). Il est interdit de l’administrer aux animaux
dont la chair et les produits sont destinés à la consommation humaine, comme pour tous les
dérivés du 5-nitroimidazole.
D’autres molécules sont parfois utilisées :
- Le 2-amino-5-nitrothiazole, préventif et curatif, présente peu d’effets indésirables et de
résistances (5-10 ml par litre d’eau durant 8 jours)
- le dimétridazole (Emtryl ®), dilué dans l’eau de boisson comme le ronidazole
- le carnidazole (Spartrix ® Janssen), sous forme de comprimés (un comprimé à 10 mg par
pigeon)
- le métronidazole est peu utilisé en raison des résistances relativement fréquentes.
De nombreuses molécules actives ont été retirées du marché (FRANSSEN et LUMEIJ, 1992).
Une étude de MUNOZ et al. (1998) compare l’efficacité de plusieurs molécules de la famille des
nitroimidazoles contre Trichomonas gallinae. In vivo, le carnidazole fut efficace sur seulement 4
pigeons infectés sur 17, bien que la dose de 10 mg de carnidazole par animal utilisée soit celle qui
est recommandée par les laboratoires Esteve, fabricants de Spartrix ® (carnidazole) en Espagne.
In vitro, le carnidazole, le dimétridazole, le métronidazole et l’ornidazole montrèrent une activité
similaire contre des isolats provenant d’oiseaux sauvages infectés, avec des concentrations
minimales létales de 1,9 à 7,8 mg/ml.
En revanche, pour une souche provenant d’un pigeon traité sans succès, des résistances furent
observées pour toutes les molécules, y compris pour l’ornidazole, qui est rarement utilisé dans le
traitement de la trichomonose aviaire, ce qui peut être attribué à des résistances croisées.
D’après MUNOZ et al., l’efficacité des molécules utilisées peut globalement être classée comme
suit : ronidazole > ornidazole ≥ carnidazole ≥dimétridazole ≥ métronidazole.
3. EFFETS SECONDAIRES ET TOXICITÉ DES NITROIMIDAZOLES
3.1. Métronidazole
Le métronidazole possède des propriétés immunomodulatrices, ainsi qu’une activité dirigée contre
certains protistes et bactéries. Il est notamment largement utilisé chez la femme dans le cadre du
44
traitement de la trichomonose génitale vaginale, et chez les animaux de compagnie pour traiter la
giardiose par exemple, ou lors d’entéropathies avec risques de surinfection, notamment lors de
diarrhées hémorragiques. Dans le traitement des entéropathies inflammatoires chroniques, il peut
être utilisé à la dose de 10 à 25 mg/kg deux fois par jour, en association avec les glucocorticoïdes.
Des troubles neurologiques, témoins d’une toxicité nerveuse centrale, peuvent apparaître lors de
traitements prolongés avec des doses supérieures à 50 mg/kg par jour. Ces troubles sont
réversibles à l’arrêt du traitement (GUILBAUD et CADORE, 1997 ; MADRON, 2002).
Chez des hommes sains, après un traitement au métronidazole à 1500 mg/jour pendant 10 jours,
on note une augmentation significative du pourcentage de cellules présentant des cassures de
l’ADN. Aucune corrélation n’a été établie entre le pourcentage de cellules anormales et les taux
plasmatiques de métronidazole (ELIZONDO et al., 1996). Des variabilités individuelles sont
observées quant à ces 2 paramètres, ce qui pourrait témoigner de différences au niveau
métabolique, puisque le métronidazole subit dans l’organisme une transformation (VOOGD et al.,
1974). De plus, au moins l’un de ses métabolites actifs, isolé de l’urine de patients traités avec
cette molécule, a montré une activité mutagène (CONNOR et al., 1977).
3.2. Ronidazole
Dans le cadre du traitement de la trichomonose féline, le ronidazole peut être à l’origine d’effets
indésirables, notamment une neurotoxicité réversible, caractérisée par des signes cérébelleux, à
des doses comprises entre 30 et 50 mg/kg par voie orale 2 fois par jour (ROSADO et al., 2007).
Le traitement doit donc être limité à des cas confirmés de trichomonose féline.
En 2009, PHAM relate le cas d’un chat infecté par T. foetus, ayant reçu du ronidazole à 30 mg/kg
par voie orale, deux fois par jour, ayant présenté à partir du neuvième jour de traitement une légère
faiblesse des postérieurs et une hyperesthésie face aux stimuli extérieurs. Le traitement fut arrêté
le dixième jour, car une anorexie et une progression des signes neurologiques avaient été
observées. L’anorexie disparut 2 jours après l’arrêt du traitement, et une résolution complète des
signes neurologiques intervint 6 jours après la dernière administration de ronidazole. Une PCR
pour rechercher T. foetus fut réalisée 7 jours après l’arrêt du traitement, et donna un résultat
négatif.
D’autres études signalent, parmi les effets secondaires potentiels, une léthargie, une ataxie, des
tremblements des extrémités, des tremors, une agitation, et une baisse de l’appétit,
particulièrement à hautes doses. Les effets neurologiques rapportés commencent 3 jours minimum
après le début du traitement, et se résolvent une à 4 semaines après l’arrêt du ronidazole
45
(ROSADO et al., 2007). Certains chats peuvent avoir besoin de soins vétérinaires de soutien en
attendant la résolution des signes neurologiques (LEVINE et al., 2011).
Les troubles neurologiques observés avec le ronidazole sont similaires à ceux rapportés avec de
hautes doses de métronidazole, et le mécanisme de neurotoxicité est probablement le même pour
les deux molécules (DOW et al., 1989 ; RAO et al., 1987 ; CAYLOR et CASSIMATIS, 2001).
Pour ces raisons, il est maintenant conseillé de limiter le traitement au ronidazole à une
administration quotidienne au lieu de deux (LEVINE et al., 2011).
Les effets indésirables semblent associés à une administration répétée, et à une accumulation
sytémique de ronidazole et de ses métabolites. Le mécanisme est inconnu, des auteurs proposent la
formation de dérivés nitro anioniques et de radicaux semiquinone, par des réactions d’oxydation-
réduction entre les catécholamines et les nitroimidazoles dans des conditions aérobies. L’oxygène
peut être également être réduit en radicaux superoxide anioniques. La formation de ces différents
radicaux pourrait être à l’origine de neurotoxicité (RAO et al., 1987).
Des chiens de laboratoire recevant 200, 100, ou 50 mg/kg de ronidazole deux fois par jour, durent
être euthanasiés, respectivement au bout d’une, deux et 5-8 semaines de traitement. Ils
présentaient une forte dégradation de l’état général, associée à des crises convulsives, un
opisthotonos, des tremblements, une ataxie, une faiblesse du train arrière, une sécheresse des
muqueuses buccales, une légère tachycardie, et une respiration lente et superficielle (WHO 669,
1990).
Une neurotoxicité a été également observée chez des chiens de laboratoire traités avec des doses
inférieures à 10 mg/kg par jour pendant 1 à 2 ans. À l’examen post-mortem, d’autres chiens
recevant des doses supérieures à 20 mg/kg/jour pendant 2 ans présentaient des lésions importantes
du système nerveux central, comme une légère hydrocéphalie, des hémorragies sous-durales, et
une décoloration jaune pâle du cerveau, ainsi que des changements histologiques incluant
hémorragie focale du cervelet, leucomalacie, et neurophagie (WHO 669, 1990).
3.3. Études d’embryotoxicité et de tératogénicité des nitroimidazoles
Le métronidazole et ses dérivés ayant montré une activité mutagène chez les bactéries, et
carcinogène chez la souris, son utilisation chez la femme enceinte est contre-indiquée durant le
premier tiers de la grossesse. Néanmoins, étant donné l’absence de rapports sur d’éventuels effets
délétères du métronidazole sur la gestation, de nombreux cliniciens pensent qu’il est préférable de
traiter la trichomonose génitale humaine chez la femme enceinte, en raison des risques engendrés
46
par cette infection pour le fœtus. Il est également conseillé aux mères d’interrompre l’allaitement
durant 24 heures après un traitement au métronidazole, par précaution considérant le peu
d’informations disponibles quant à son passage dans le lait et sa toxicité chez le nourrisson
(CUDMORE et al., 2004).
L’administration de ronidazole à des rats, à des doses allant de 25 à 60 mg/kg deux fois par jour,
pendant toute la durée d’une étude sur trois générations d’animaux, n’a pas été à l’origine d’effets
délétères sur la reproduction, sauf pour le groupe recevant 60 mg/kg deux fois par jour, pour
lequel le nombre d’individus par portée fut significativement réduit. Une autre étude menée sur
des souris gestantes a montré qu’à partir de 200 mg/kg deux fois par jour, le gain de poids
maternel durant la gestation, ainsi que le poids moyen des fœtus diminue, et que le taux de
résorptions fœtales augmente légèrement.
L’examen de fœtus, provenant de rates traitées avec 200 mg/kg de ronidazole deux fois par jour, a
révélé quelques malformations touchant la tête : 2 microphtalmies, un œil déplacé, une
micrognathie et une fente palatine. Une augmentation de l’incidence de variations squelettales,
comme des sternèbres non ossifiées, ou une ossification incomplète de certains os du crâne, fut
également observée (WHO 669, 1990).
En raison du manque de données concernant les potentiels effets embryotoxiques ou tératogènes
du ronidazole chez d’autres espèces, ainsi que sur son excrétion dans le lait, son administration est
à l’heure actuelle déconseillée aux femelles gestantes ou allaitantes.
3.4. Allergies aux nitroimidazoles
Des allergies au métronidazole et au tinidazole sont connues chez l’humain. La plupart du temps
les signes observés sont bénins, mais dans certains cas un choc anaphylactique a été rapporté
(ASENSIO et al., 2008).
4. RÉSISTANCES DES TRICHOMONADIDÉS AUX NITROIMIDAZOLES
Une étude de souches de laboratoire de Trichomonadidés résistants aux nitroimidazoles a montré
de moindres concentrations intracellulaires de drogues activées, ce qu’on attribue à une moindre
concentration des enzymes redox et des coenzymes responsables de l’activation des molécules ou
du maintien sous forme réduite (LEITSCH et al., 2010).
47
Cependant il n’est pas sûr que les résistances démontrées en laboratoire soient représentatives de
celles rencontrées lors d’infections cliniquement résistantes (MEAD et al., 2006 ; WRIGHT et al.,
2010).
La résistance est quantitative, et non qualitative, ce qui signifie qu’en augmentant les doses et les
durées du traitement, on peut souvent se débarrasser de l’infection qui a résisté à un protocole
standard (BOSSERMAN et al., 2011). Ce n’est néanmoins pas une stratégie idéale pour faire face
à des infections résistantes, et cela pourrait résulter en la sélection de souches encore plus
résistantes.
4.1. Trichomonas vaginalis
Concernant la trichomonose humaine, des souches de Trichomonas vaginalis résistantes au
métronidazole furent découvertes très tôt après l’introduction de la molécule en 1959 (WATT et
JENNISON, 1960 ; ROBINSON, 1962). La plupart des infections résistantes au métronidazole
sont sensibles au tinidazole, mais des résistances croisées existent (GOLDMAN et al., 2009). Les
souches de T. vaginalis hautement résistantes au métronidazole sont celles qui se révèlent le plus
souvent également résistantes au tinidazole (CROWELL et al., 2003).
La résistance au métronidazole dite anaérobie est induite en laboratoire : il y a perte progressive
des chemins d’activation qui réduisent le métronidazole (prodrogue) en intermédiaires toxiques
(KULDA, 1999). Des études récentes suggèrent qu’une perte d’activité de la thioredoxine
réductase et de la flavine réductase, et une baisse de la concentration intracellulaire en flavine
libre, pourraient être à l’origine de cette résistance (LEITSCH et al., 2009 ; LEITSCH et al.,
2010). Une seule souche de T. vaginalis isolée dans un contexte clinique a présenté une résistance
anaérobie, qui se révéla modérée, à 10µg/ml de métronidazole contre 300µg/ml ou plus pour les
souches de laboratoire (LEITSCH et al., 2012).
Lors d’infections cliniques, la résistance au métronidazole observée est une résistance dite aérobie,
qui semble être favorisée par des concentrations intracellulaires en oxygène élevées, dues à une
capacité plus faible des microorganismes résistants à évacuer l’oxygène. Cette résistance n’est
d’ailleurs pas observée en conditions anaérobies (LLOYD et PEDERSEN, 1985 ; YARLETT et
al., 1986). L’oxygène interfère avec l’activation des nitroimidazoles, soit en diminuant les
chemins d’activation (KULDA, 1999), soit en ré-oxydant un intermédiaire toxique, les
nitroradicaux anioniques (YARLETT et al., 1986). Lors de résistances aérobies, la quantité de
thioredoxine réductase est similaire entre les souches résistantes et sensibles, mais on note une
diminution, voire une perte de l’activité de la flavine réductase, associée à une sensibilité moindre
au ronidazole. Une autre enzyme est exprimée plus faiblement chez les souches résistantes au
48
métronidazole, l’alcool deshydrogenase-1 (ADH1), NADP-dépendante, qui utilise le zinc comme
cofacteur pour convertir des alcools secondaires, des aldéhydes et des cétones (KULDA et HRDY,
2007 ; LEITSCH et al., 2012).
Cette résistance aérobie peut être obtenue en laboratoire, et a été suggérée comme étape
intermédiaire dans le développement de la résistance anaérobie, qui est accompagné de la perte
progressive des protéines associées aux voies d’activation des nitroimidazoles, comme la
pyruvate:ferredoxin oxidoreductase (PFOR), la NADH:ferredoxin oxidoreductase, l’hydrogenase,
la ferredoxine (TACHEZY et al., 1993 ; RASOLOSON et al., 2002).
L’activation du métronidazole dans les hydrogénosomes peut être réalisée par plusieurs voies,
liées aux enzymes intervenant dans la synthèse de l’ATP. Ces voies font intervenir le cycle du
pyruvate, mais également du malate. Les Trichomonadidés ne pourraient donc acquérir une très
haute résistance au métronidazole que si les voies d’activation dépendantes du pyruvate et celles
dépendantes du malate sont neutralisées, par la perte des enzymes nécessaires à leur réalisation
(HRDY et al., 2005).
4.2. Trichomonas gallinae
Chez les pigeons infectés par Trichomonas gallinae, et traités avec des nitroimidazoles, de
nombreuses résistances sont également rapportées.
Dans une étude menée par FRANSSEN et LUMEIJ en 1992, sur 8 souches de Trichomonas
gallinae isolées chez des pigeons de course, 6 souches se révélèrent résistantes au ronidazole, au
carnidazole, et au métronidazole, alors que ces molécules avaient été considérées comme efficaces
sur ce parasite suite à de précédentes études. Les pigeons d’où provenaient les souches en question
furent finalement traités avec succès, avec une dose de ronidazole 5 fois supérieure à celle
habituellement recommandée, qui est d’environ 4 à 10 mg/kg/jour, pendant 3 à 6 jours
(FRANSSEN et LUMEIJ, 1992 ; Dictionnaire des Médicaments Vétérinaires, 2009).
D’après une autre étude menée en 1998 par MUNOZ et al., le carnidazole fut efficace in vivo chez
seulement 4 pigeons infectés sur 17. Le dimétridazole quant à lui fut efficace sur seulement un
pigeon infecté.
Toujours lors de la même étude, in vitro cette fois, pour une souche provenant d’un pigeon traité
sans succès, les concentrations minimales efficaces furent toutes au moins 8 fois supérieures à
celles habituelles pour toutes les molécules testées, c’est-à-dire le carnidazole, le dimétridazole, le
métronidazole, le ronidazole et l’ornidazole. La plus grande différence fut observée avec le
métronidazole, avec des doses 32 à 86 fois supérieures à celles efficaces habituellement, et la plus
49
faible pour le ronidazole, avec des doses 8 à 22 fois supérieures à celles efficaces habituellement.
Certaines études réalisées auparavant semblent montrer que la résistance des Trichomonadidés au
métronidazole est souvent plus importante qu’avec les autres nitroimidazoles (MEINGASSNER et
THURNER, 1979).
La dose de 10 mg de carnidazole par animal utilisée dans l’étude de Munoz et al. est celle qui est
recommandée par les laboratoires Esteve, fabricants de Spartrix® (carnidazole) en Espagne. Cette
dose fut inefficace pour éliminer l’infection chez 13 pigeons traités sur 17.
La résistance fut observée pour toutes les molécules évaluées, y compris l’ornidazole, qui est
rarement utilisé contre la trichomonose aviaire, ce qui peut être attribué à des résistances croisées
(MUNOZ et al., 1998).
4.3. Tritrichomonas foetus
Une résistance aérobie de T. foetus au ronidazole a été décrite, suivant probablement les mêmes
mécanismes que celle observée avec le métronidazole, mais la prévalence réelle de cette résistance
dans la population des chats infectés est inconnue (GOOKIN et al., 2010).
5. AUTRES TRAITEMENTS UTILISÉS
5.1. Traitement symptomatique chez le chat
Etant donné que l’élimination spontanée de l’infection chez le chat survient en général au bout de
quelques mois à deux ans, un traitement symptomatique de soutien peut suffire à améliorer la
consistance des selles, ainsi qu’à maintenir l’animal en bon état général en attendant la guérison
clinique complète. Une alimentation hyperdigestible doit donc être fournie.
5.2. Traitements antibiotiques
Concernant les traitements antibiotiques de la trichomonose féline, de nombreux essais
thérapeutiques ont été menés sans succès. Certaines molécules comme le fenbendazole, le
furazolidone, la tylosine, et le sulfadimethoxine amènent une amélioration clinique plus ou moins
longue, sans éradiquer T. foetus (FOSTER et al., 2004 ; GOOKIN et al., 2007a ; KATHER et al.,
2007). L’amélioration observée serait due à une action des antibiotiques sur la flore bactérienne
endogène, ou encore sur d’autres protistes pathogènes co-infectants les animaux comme les
Giardia ou les coccidies (KATHER et al., 2007 ; MANNING, 2010).
50
5.2.1. Association de molécules
STOCKDALE et al. a expérimenté l’utilisation de plusieurs molécules en association, à savoir
l’enrofloxacine à 5 mg par voie orale une fois par jour pendant 21 jours, le métronidazole à 75 mg
par voie orale une fois par jour pendant 10 jours, et le fenbendazole à 50 mg/kg par voie orale une
fois par jour pendant 5 jours. Ce traitement a permis de guérir 2 chats infectés sur les 4 traités
(STOCKDALE et al., 2006).
5.2.2. Paromomycine
La parmomycine est un antibiotique produit par Streptomyces rimosus parmomycinus, et
appartient à la famille des aminosides. Son spectre d’activité est assez large, et comprend les
bactéries Gram négatif et Gram positif, et certains protistes tels que Cryptosporidium, Giardia,
Leishmania, et Entoamoeba histolytica (BARR et al., 1994 ; GOOKIN et al., 1999b). Lorsqu’elle
est administrée par voie orale, seul 1% de la dose est absorbé, et la quasi-totalité reste donc dans la
lumière intestinale, et est ensuite éliminée dans les fèces sans subir de modification. Elle a été
utilisée comme traitement de la cryptosporidiose chez le chat, et aucune toxicité n’a été rapportée
alors (BARR et al., 1994).
Dans une étude menée par GOOKIN et al. en 1999, la parmomycine a été administrée à 4 chats
infectés par Tritrichomonas foetus, à des doses comprises entre 70 et 200 mg/kg, par voie orale
toutes les douze heures durant cinq jours. Or une insuffisance rénale aigue s’est déclarée chez tous
les chats traités, qui ont été placés sous fluidothérapie. L’administration du traitement a été
interrompue, mais au bout de deux semaines, une cataracte et une surdité sont apparues chez trois
chats sur les quatre. Cette toxicité exacerbée est en fait due à un important passage systémique de
la molécule à travers la muqueuse intestinale lésée par le parasite. En conséquence l’utilisation de
la paromomycine dans le cadre du traitement de la trichomonose féline a été abandonnée
(GOOKIN et al., 1999b).
La paromomycine sulfate a été prescrite comme traitement alternatif de la trichomonose vaginale
humaine, par exemple chez des patientes allergiques aux nitroimidazoles, mais cette molécule
étant peu absorbable par le tractus digestif sain, elle a présenté une efficacité limitée, de même que
le furazolidone. Certaines molécules sont très efficaces in vitro pour tuer Trichomonas vaginalis,
comme la povidone iodée, mais n’étant pas ingestible, elle doit être utilisée en traitement
intra-vaginal. Or ce mode d’administration est beaucoup moins efficace que le traitement
systémique pour atteindre tous les parasites et les éradiquer (SECOR, 2012).
51
5.2.3. Benzimidazoles
Les benzimidazoles sont une famille de molécules très utilisées en tant qu’agents anthelminthiques
en médecine vétérinaire et humaine. Certains benzimidazoles ont présenté un effet in vitro contre
Tritrichomonas foetus (bovin). Les flagellés traités avec du thiabendazole ou de mébendazole,
observes au microscope, ont présenté un volume augmenté, une internalisation des flagelles, une
rupture ou une multiplication du noyau, ainsi qu’une multiplication des organites et une
vacuolisation du cytoplasme. Les flagellés traités avec de l’albendazole ont présenté des
modifications plus modérées, comme un arrondissement du corps accompagné d’une
vacuolisation du cytoplasme (figure 18).
Figure 18 : Observation au vidéo-microscope de Tritrichomonas foetus exposés aux
benzimidazoles (CARVALHO et GADELHA, 2007)
Le mébendazole a été la molécule qui montra la plus grande efficacité in vitro pour inhiber la
multiplication de T. foetus. Un faible pourcentage de parasites viables a été détecté après
l’exposition aux benzimidazoles, mais ils se révélèrent incapables d’accomplir une mitose
(CARVALHO et GADELHA, 2007).
Témoin Parasite traité au
thiabendazole (100µg/ml, 24h)
Parasite traité au
mébendazole (10µg/ml, 24h) Parasite traité à
l’albendazole (10µg/ml, 24h)
Axostyle
n : noyau
: flagelle
Vacuoles
: flagelle
3,5µm 4µm
3µm 2,5µm
52
5.2.4. Bacitracine zinc
Des essais sur l’efficacité de la bacitracine associée au zinc contre T. foetus et T. vaginalis ont été
menés in vitro (ANDREWS et al., 1994).
L’association du zinc avec la bacitracine, sous forme de sels de zinc, permit d’atteindre pour les
deux protistes des concentrations minimales efficaces 5 à 10 fois plus faibles qu’avec la
bacitracine seule. L’éventualité d’une toxicité intrinsèque du zinc est exclue aux doses utilisées.
L’efficacité de la molécule se montra dose dépendante, et a été similaire contre T. foetus et
T. vaginalis, indépendamment de la sensibilité au métronidazole et des conditions aérobies ou
anaérobies, ce qui suggère un mécanisme d’action différent de celui du métronidazole
(MEINGASSNER et THURNER, 1979). On pense que l’effet de la bacitracine zinc est dirigé
contre la membrane bactérienne, et que son absorption est augmentée par la présence de récepteurs
membranaires capables de se lier au zinc (ANDREWS et al., 1994).
5.3. Inhibiteurs des cystéine-protéinases
De récentes études explorent l’utilisation d’inhibiteurs des cystéine-protéinases (CP) dans le cadre
du traitement des trichomonoses. In vitro, l’activité des cystéine-protéinases sécrétées par T. foetus
a été diminuée par la présence de vinyl sulfone inhibiteurs. L’inhibiteur K11777 réduisit les effets
cytopathogènes in vitro de T. foetus sur des cellules bovines de trophoblaste fœtal, qui sont des
cibles pertinentes puisque ce parasite peut interférer avec la gestation dans cette espèce. Un
pré-traitement de T. foetus avec l’inhibiteur K11777 avant l’inoculation intra-vaginale a permis de
diminuer les infections génitales chez la souris. L’utilisation d’inhibiteurs des cystéine-protéinases
a donc permis la diminution de plusieurs effets de ces enzymes, incluant la cytotoxicité sur
certaines cellules-cibles de l’hôte, et l’infection génitale chez la souris. Néanmoins, une seule dose
de vinyl sulfones n’a permis d’inhiber l’activité des CP que durant 24 à 48 heures, ce qui suggère
qu’une administration répétée serait nécessaire in vivo. Ces observations suggèrent que les
inhibiteurs spécifiques des cystéine-protéinases parasitaires présentent un potentiel en tant
qu’agents thérapeutiques contre les trichomonoses, et pourraient éventuellement être utilisés en
synergie avec les nitroimidazoles, du fait de leurs mécanismes d’action différents. Une thérapie
combinée pourrait permettre de surmonter les résistances à certains nitroimidazoles rencontrée
chez les Trichomonadidés (COBO et al., 2012).
53
6. PROPHYLAXIE DES TRICHOMONOSES ANIMALES
6.1. Chez les bovins
Chez les bovins, les troupeaux infectés par T. foetus sont assainis par l’élimination des mâles de
plus de 4 ans, et par le report de la mise à la reproduction des femelles infectés, jusqu’à ce qu’elles
éliminent l’infection. L’utilisation de l’insémination artificielle a permis de diminuer fortement la
prévalence de cette infection, mais elle persiste notamment dans les élevages extensifs, obligés
d’avoir recours à la monte naturelle (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1992).
Plusieurs essais de vaccination des bovins contre la trichomonose ont été menés, mais leur
efficacité s’est révélée limitée. Un vaccin inactivé, utilisé aux USA, nécessite deux injections par
voie sous-cutanée à 30 jours d’intervalle, la première injection étant réalisée 60 jours avant le
début de la mise à la reproduction. Ce vaccin induit une réponse humorale locale. Les anticorps
produits par l’hôte permettent d’immobiliser T. foetus et d’inhiber l’adhérence aux cellules
épithéliales vaginales (BOURDOISEAU, 1997).
Un autre vaccin, utilisant le même type d’antigènes, et composé d’une valence Tritrichomonas
foetus et d’une valence Campylobacter fetus, a été expérimenté chez des génisses par COBO et al.
en 2004. Le protocole vaccinal prévoit deux injections par voie sous-cutanée à 41 jours
d’intervalle, la première étant réalisée 30 jours avant le début de la mise à la reproduction. Une
troisième injection est pratiquée dans la sous-muqueuse vaginale neuf jours avant le début de la
mise à la reproduction. L’injection vaginale permettrait en théorie de stimuler la production locale
d’IgA, qui persistent plus longtemps que les IgG1, et pourraient prévenir la recolonisation de
l’utérus des vaches infectées. Les injections sous-cutanées permettraient de stimuler la production
systémique d’IgG, transportées depuis le sérum et excrétées dans les sécrétions génitales. Les IgG
participent avec les IgA à la protection des bovins contre les maladies vénériennes.
Cet essai de vaccination a montré une plus grande efficacité que celui précédemment décrit,
concernant la résistance à l’infection, la rapidité de l’élimination de l’infection, la rapidité de
l’induction d’une réponse humorale systémique, et il a permis d’obtenir un meilleur taux de
gestation (COBO et al., 2004).
6.2. Chez le chat
La trichomonose féline touche surtout les jeunes chats vivant en collectivité, et la prophylaxie de
cette maladie repose donc sur les mêmes principes que la plupart des maladies d’élevage. Ainsi,
un nettoyage et une désinfection complets et fréquents des locaux, ainsi qu’un changement
54
quotidien des litières doivent être effectués. La surpopulation doit être évitée, et les chats infectés
doivent être séparés des autres animaux jusqu’à leur guérison complète. De plus, il est préférable
de placer les animaux devant être introduits dans l’élevage en quarantaine, afin de réaliser un
dépistage de Tritrichomonas foetus, ainsi qu’un traitement si nécessaire. A ce jour, aucun vaccin
contre la trichomonose féline n’est encore disponible.
6.3. Chez les oiseaux
Chez les oiseaux, la prophylaxie de la trichomonose aviaire consiste en une bonne hygiène des
locaux, à empêcher l’accès des oiseaux sauvages à l’eau de boisson, et à prévoir des protocoles de
quarantaine pour les animaux devant être introduits dans l’élevage (BONDURANT et
HONIGBERG, 1994 ; LEVINE, 1973).
55
DEUXIÈME PARTIE : ÉTUDE EXPÉRIMENTALE :
ESSAI DE TRAITEMENT DE LA TRICHOMONOSE
EN ÉLEVAGE FÉLIN AVEC LE RONIDAZOLE
La seule molécule actuellement connue efficace contre la trichomonose féline est le ronidazole.
Cette molécule appartient à la famille des 5-nitroimidazoles, qui sont des dérivés semi-
synthétiques de l'azomycine, produite par Streptomyces. Les nitroimidazoles sont réduits dans les
hydrogénosomes des Trichomonadidés en dérivés anioniques cytotoxiques, capables
d’endommager l’ADN de ces organismes et d’entraîner leur mort (KULDA, 1999).
Cependant, le seul médicament contenant du ronidazole disponible sur le marché est le
Trichorex®, qui est un produit destiné aux pigeons dans le cadre du traitement de la trichomonose
aviaire, et qui ne possède pas d’autorisation de mise sur le marché pour le chat (Dictionnaire des
Médicaments Vétérinaires, 2009). L’inconvénient du Trichorex® est qu’il se présente sous la
forme d’une poudre au goût amer diluée à 7,5 %, ce qui rend l’administration chez le chat très
compliquée pour les éleveurs. De plus, le ronidazole pouvant être à l’origine d’effets indésirables
neurologiques, il est important de bien contrôler les doses reçues par les chats traités.
Il nous a donc semblé intéressant de développer une formulation destinée aux chats pour lutter
contre Tritrichomonas foetus, à savoir des gélules gastro-résistantes, dont le contenu ne se libère
qu’au niveau du colon, où se trouve le parasite.
1. OBJECTIFS DE L’ÉTUDE
. L’objectif est d’évaluer l’innocuité et l’efficacité de gélules gastro-résistantes au ronidazole dans
le cadre du traitement de la trichomonose féline. Le fait que les gélules soient gastro-résistantes
permet d’éviter l’absorption gastrique et l’ajout de gomme Guar permet de retarder la libération de
la molécule pour que la concentration soit plus importante au niveau du colon, là où se trouve le
parasite. Cela permettrait en théorie de réduire les doses nécessaires pour éradiquer T. foetus, ainsi
que de limiter le passage systémique du ronidazole, ce qui devrait limiter les risques d’effets
indésirables, notamment neurologiques (cf. supra).
Nous avons donc évalué dans cette étude l’efficacité de gélules gastro-résistantes de ronidazole, à
la dose de 30 mg/kg par voie orale une fois par jour pendant 15 jours, chez des chats infectés
naturellement par T. foetus, en vérifiant immédiatement après le traitement si ces chats étaient
56
toujours infectés. Dans le même temps, nous avons relevé les manifestations d’effets indésirables
imputables au traitement, afin d’en contrôler l’innocuité.
2. MATÉRIEL ET MÉTHODES
2.1. Élevages
Les éleveurs participant à l’étude ont été recrutés de Juillet 2010 à Décembre 2011, par
l’intermédiaire des clubs de races grâce à l’UMES, ainsi que par le bouche-à-oreilles. Certains
nous ont contacté car ils savaient certains de leurs chats infectés, d’autres n’avaient jamais entendu
parler de la trichomonose féline, encore trop méconnue en France.
En tout, les dépistages ont été effectués dans 30 élevages situés dans toute la France, qui ont été
inclus dans cette étude pour atteindre le numerus clausus nécessaire à l’interprétation statistique
des résultats, c’est-à-dire pour cette étude plus de 60 chats positifs pour T. fœtus (cf. analyse
statistique).
2.2. Animaux dépistés
Dans les élevages participants, tous les chats ont été dépistés, sauf les animaux non coopératifs,
ainsi que :
- les femelles gestantes,
- les femelles allaitantes,
- les chatons de moins d’un mois,
- les chats souffrant d’une pathologie recto-anale,
- les chats en mauvais état général,
- les chats recevant des traitements au long terme.
En effet, peu d’études ont été réalisées sur la toxicité du ronidazole et aucune chez le chat (cf.
supra).A notre connaissance aucune étude n’a encore établi dans quelle mesure la molécule est
excrétée dans le lait, et le faible poids des chatons de moins d’un mois, sujet à des variations
rapides, rend plus difficile le contrôle de la dose administrée. De plus, les interactions possibles
avec d’autres molécules sont peu connues. Nous avons donc par précaution préféré exclure les
catégories citées ci-dessus.
En tout, 342 chats ont été prélevés, provenant de 30 élevages. Nous avons effectué un prélèvement
rectal avec un écouvillon stérile. Parmi ces animaux, 63 chats positifs pour T. foetus, provenant de
18 élevages, ont été inclus dans la suite de l’étude. Les animaux inclus ont reçu un numéro
57
d’inclusion individuel, et leurs élevages d’origine ont été codés par un nombre allant de 1 à 18,
afin de maintenir la confidentialité des résultats.
2.3. Recueil des commémoratifs
Pour chaque chat prélevé, une fiche de suivi individuelle (cf. annexe 1) a été remplie par les
investigateurs, comportant le nom et les commémoratifs de l’animal, les coordonnées du
propriétaire, le numéro d’identification, le nombre de chats total le jour du prélèvement ainsi que
le nombre de chats restant à demeure habituellement, la mention si besoin de tout traitement
médical reçu par le chat dans le mois précédant la visite, le poids de l’animal, la qualité des selles
(gradée en liquides – pâteuses – solides), la date de l’examen, et la mention des critères
d’inclusion et d’exclusion cités précédemment, c’est-à-dire si l’animal est non coopératif, gestant,
en mauvais état général, ou souffre d’une pathologie recto-anale.
2.4. Prélèvements et mise en culture
Les prélèvements ont été réalisés entre novembre 2010 et janvier 2012, au domicile des éleveurs, à
l’aide d’un écouvillon stérile inséré dans le rectum, et frotté contre la muqueuse rectale. Ces
écouvillons ont été immédiatement inoculés dans un milieu de culture « In Pouch®
TF Feline »
(laboratoire Biomed Diagnostics Inc., San Jose, California, USA), en suivant les instructions
d’ensemencement données par le fabricant (cf. mode d’emploi fourni par le fabricant en annexe 2).
La technique d’ensemencement des milieux est simple, et consiste à faire remonter le liquide dans
le compartiment supérieur, puis à y introduire l’écouvillon (figure 19). Une fois les matières
prélevées libérées dans le liquide de culture, celui-ci est chassé dans le compartiment inférieur,
puis le système est refermé, en enroulant la partie supérieure désormais vide sur elle-même, et en
la fixant à l’aide des rabats prévus (figure 20).
58
Figure 19 : Ensemencement du système « In Pouch®
TF Feline » (source UMES)
Figure 20 : Système « In Pouch®
TF Feline » fermé après ensemencement (source UMES)
Ces prélèvements ont été réalisés soit par les co-investigateurs, soit par le vétérinaire traitant de
l’élevage, alors considéré comme co-investigateur lui-même, lorsque la localisation géographique
ne nous permettait pas de nous rendre sur place. Dans ce dernier cas, après un contact
téléphonique afin de répondre à toutes leurs questions, nous avons envoyé aux vétérinaires
acceptant de réaliser les prélèvements tout le matériel nécessaire, à savoir écouvillons stériles,
milieux de culture, ainsi qu’un mode d’emploi (cf. annexe 3). Ils ont reçu pour instructions de
nous renvoyer les milieux ensemencés dans un paquet à l’obscurité, et de faire en sorte que le
59
transport jusqu’au laboratoire soit réalisé à température ambiante, et dans les 24 heures suivant les
prélèvements.
En effet, des études récentes menées chez les bovins suggèrent que des temps de transport des
échantillons supérieurs à 48 heures, à des températures supérieures à 37°C, pourraient affecter
négativement la précision du diagnostic par culture ou par PCR. De plus, les échantillons peuvent
être stockés à 4°C durant moins de trois jours sans que cela affecte la positivité des cultures, mais
un stockage à 4°C durant plus de 5 jours entraîne la négativité des cultures (CLAVIJO et al.,
2011).
Il est donc préférable que le transport des échantillons jusqu’au laboratoire soit réalisé entre 4°C et
37°C, dans les 24 heures suivant le prélèvement (CLAVIJO et al., 2011).
Tous les milieux de cultures ont été mis en incubation en position verticale dans une étuve à 25°C,
à l’obscurité, durant deux semaines. Nous les avons observés au microscope optique (objectif x10
ou x20) tous les 2 jours afin de repérer les cultures positives. Tout échantillon présentant au moins
un Trichomonadidé a été enregistré comme résultat positif (figure 21).
Les cultures négatives au bout du quinzième jour ont été jetées.
Figure 21 : Tritrichomonas foetus visibles au microscope optique dans le milieu de culture
« In Pouch® TF Feline » (source Unité de Parasitologie-Mycologie ENVA)
2.5. Traitement
2.5.1. Gélules
Les gélules ont été réalisées avec les composants suivants :
10 µm
60
- Ronidazole de qualité pharmaceutique (formule brute : C6H8N4O4),
- Gomme Guar,
- Solution d’acétophalate de cellulose.
Les gélules au ronidazole sont réalisées de manière à ce que le chat traité reçoive environ 30
mg/kg de ronidazole. Pour cela, des gammes de poids ont été mises en place, et les gélules ont été
préparées pour chaque intervalle de 400g. Le tableau 3 montre la quantité de ronidazole à utiliser
pour chaque gamme de poids, ainsi que la taille des gélules à choisir, afin de préparer 100 gélules.
Tableau 3 : Quantité de ronidazole et taille de gélules à utiliser pour fabriquer 100 gélules,
en fonction du poids des chats
Poids du chat (kg) < 0,4 <0,8 <1,2 <1,6 <2,0 <2,4 <2,8 <3,2 <3,6 <4 <4,4 <5 <5,4 <5,8 > 5,8
Quantité de ronidazole (g) 1,2 2,4 3,6 4,8 6 7,2 8,4 9,6 10,8 12 13,2 15 16,2 17,4 18,6
Taille des gélules 3 3 3 3 3 3 3 3 3 3 2 2 2 2 2
La gomme guar est ajoutée au ronidazole en quantité nécessaire pour que la préparation remplisse
les 100 gélules.
Les gélules de placebo ne contiennent que de la gomme guar.
Toutes les gélules ont été réalisées en suivant les règles de la Pharmacopée européenne, et les lots
non conformes ont été écartés.
Ensuite, afin de les rendre gastro-résistantes, toutes les gélules (ronidazole et placebo) sont
plongées dans une solution d’acétophalate de cellulose, puis séchées individuellement.
Enfin le lot est enregistré et les gélules conditionnées dans un flacon étiqueté précisant la gamme
de poids de chats à laquelle sont destinées, ainsi que la catégorie (ronidazole ou placebo).
2.5.2. Administration du traitement
Les chats ayant donné un résultat positif à la culture ont été inclus dans la suite de l’étude. La
sensibilité de la culture (environ 56% chez le chat) étant moins bonne que celle de la PCR, qui est
de 64% (GOOKIN et al., 2003 ; Communication personnelle avec le laboratoire Idexx Maisons-
Alfort), nous avons également inclus les animaux testés par l’intermédiaire de laboratoires et ayant
obtenu un résultat positif pour T. foetus par PCR dans le mois précédant notre prélèvement
(dépistage à l’initiative des éleveurs), même ceux ayant donné un résultat négatif à la culture. En
tout, 7 chats sur 63 ont été inclus de cette manière.
Chaque chat positif s’est vu attribuer un numéro d’inclusion, et les éleveurs ont par la suite reçu
un lot strictement individuel de 15 gélules pour chaque chat inclus. Environ la moitié des chats ont
reçu des gélules de ronidazole à 30 mg/kg, le reste a reçu un placebo (gomme Guar). L’attribution
61
du ronidazole ou du placebo a été faite aléatoirement par le préparateur, grâce à une table de
randomisation. L’étude se faisant en double-aveugle, ni les co-investigateurs ni les éleveurs n’ont
su au moment du traitement quel chat recevait quel type de gélules.
Les chats traités ont reçu une gélule par jour durant 15 jours, et les éleveurs ont eu pour consigne
de ne pas ouvrir les gélules avant de les administrer, et de noter toute modification de
comportement chez leurs chats traités, toute anomalie relevée durant le traitement, ainsi que tout
changement de la consistance des selles. Ces informations nous ont ensuite été transmises (cf.
tableau de suivi, annexe 4).
2.6. Contrôle de l’efficacité
Le dernier jour du traitement (ou au plus tard 24 heures après l’arrêt du traitement), après un
examen clinique réalisé par l’un des co-investigateurs, les 63 chats traités ont été prélevés à
nouveau, selon les mêmes modalités que lors du premier dépistage, c’est-à-dire par un écouvillon
rectal immédiatement inoculé dans un milieu de culture « In Pouch®
TF Feline », soit par les co-
investigateurs, soit par le vétérinaire traitant (toujours sous réserve que nous recevions les milieux
dans les 24 heures suivant le prélèvement). Un second écouvillon rectal a été réalisé pour 48 chats,
et a été conservé au congélateur (-80°C) en vue de réaliser des PCR, afin de comparer les résultats
obtenus avec ceux des cultures.
Toujours de la même manière que précédemment, les milieux de culture ont été mis en incubation
durant 15 jours et observés au microscope optique tous les 2 jours. Les PCR ont été réalisées
gracieusement par le laboratoire Idexx, à Maisons-Alfort.
Concernant les 15 chats pour lesquels la PCR n’a pas été effectuée, nous avons exploité
uniquement les résultats de la culture (tableau 4).
Quarante huit chats ont été testés à la fois par mise en culture et par PCR. Parmi ces animaux, 2
ont obtenu un résultat ininterprétable pour la culture, du fait de contaminations bactériennes ou
fongiques, rendant rapidement le milieu de culture illisible. Ces 2 chats ont été exclus de l’étude.
Pour les 46 chats restants dans ce groupe, nous avons considéré positif pour T. foetus tous les
animaux ayant obtenu un résultat PCR positif et/ou un résultat de culture positif. La sensibilité de
la culture étant moins bonne que celle de la PCR, les faux négatifs sont plus fréquents avec cette
technique. Le cas de figure « PCR négative et culture positive » ne s’est pas présenté. Les animaux
ayant obtenu des résultats négatifs pour la PCR et la culture ont été considérés négatifs (tableau 4).
62
Nous avons donc analysé l’efficacité du traitement pour un échantillon de 61 chats (ayant tous été
dépistés au moins par une culture interprétable). Nous avons ensuite effectué une sous-étude sur
les 46 animaux pour lesquels nous avons obtenu un résultat interprétable à la fois par mise en
culture et par PCR (tableau 4).
Tableau 4 : Statut du chat testé (positif ou négatif) en fonction des résultats obtenus par
PCR et/ou par culture
Culture
seule
Culture
positive Positif 3
15
61
(Analyse
globale)
Culture
négative
Négatif 12
PCR
positive
Culture
positive Positif 12
46
(Sous-
étude)
Culture
négative Positif 10
PCR
négative
Culture
positive Sans objet
0
Culture
négative Négatif 24
Culture
indéterminée
Exclus de
l’étude 2 2
Les résultats de ce prélèvement post-traitement ont ensuite été transmis au préparateur, qui a
révélé aux éleveurs quels chats avaient reçu le placebo. Pour traiter ces chats, les éleveurs ont pu
recevoir gratuitement des gélules au ronidazole sur ordonnance de leur vétérinaire.
2.7. Analyses statistiques
Pour différentier statistiquement une rémission spontanée (estimée à 20%) d’une efficacité du
traitement de 55%, nous avons calculé qu’il fallait inclure 58 chats infectés par T. foetus, avec une
puissance statistique de 80%. Nous avons donc inclus 63 chats, dont 33 dans le groupe recevant le
63
ronidazole et 31 dans le groupe recevant le placebo, afin de prendre en considération les animaux
pouvant sortir de l’étude (10%).
Les logiciels EpiData version 3.1 et Epi Info version 3.5.1 ont été utilisés pour la saisie des
données, l’enregistrement des données, et l’analyse des résultats, respectivement. Tous les
résultats sont présentés en annexe 5.
La comparaison entre les différents pourcentages observés a été réalisée en utilisant le test du χ2.
Le risque d’erreur a été fixé à 5% ; tous les tests statistiques sont bilatéraux. Pour les échantillons
trop petits pour utiliser le test du χ2, le test de Fisher exact a été utilisé, avec le logiciel disponible
en ligne sur le site BiostaTGV (http://marne.u707.jussieu.fr/biostatgv/?module=tests/fisher,
accédé le 23/09/2012).
3. RÉSULTATS
3.1. Recherche de facteurs de confusion potentiels
Nous avons vérifié si certaines variables, telles que le sexe, l’âge, le poids, la race, et la taille de
l’élevage, pouvaient être des facteurs de confusion potentiels, pouvant créer un biais dans
l’association entre le traitement au ronidazole et le statut infectieux du chat traité. Pour cela, nous
avons vérifié pour chacune de ces variables qu’elle n’était pas associée dans l’échantillon au fait
de recevoir le ronidazole ou le placebo (p-value > 0,20). Les résultats sont regroupés dans le
tableau 5.
64
Tableau 5 : Quantification des associations entre certaines variables et l’attribution du
ronidazole ou du placebo
Variables Total
(N=61)
Placebo
(n=30)
Ronidazole
(n=31)
p-
value
Femelles, % (n) 62 (38) 57 (17) 68 (21) 0,37
Âge médian [DIQ] (mois)
14 16 13 [19] 14 [17] 0,75
Poids médian [DIQ] (kg)
3,2 [1,6] 3,4 [1,9] 3,1 [1,6] 0,30
Races, % (n)
Bengal 31 (19) 27 (8) 36 (11) 0,46
Norvégien 28(17) 33 (10) 23 (7) 0,35
Maine Coon 16 (10) 10 (3) 23 (7) 0,30
Abyssin 5 (3) 7 (2) 3 (1) 0,61
Burmilla 5 (3) 0 (0) 10 (3) 0,24
Sphynx 3 (2) 7 (2) 0 (0) 0,24
Sacré de Birmanie 3 (2) 7 (2) 0 (0) 0,24
Persan 3 (2) 7 (2) 0 (0) 0,24
Sibérien 3 (2) 3 (1) 3 (1) 1
Européen 0 3 ) 1
Taille de l’élevage médiane
[DIQ]
17 [18] 17 [25] 17 [18] 0,70
65
Les différentes p-values calculées étant toutes supérieures à 0,20, on peut en conclure que les
variables étudiées, à savoir le sexe, l’âge, le poids, la race, et la taille de l’élevage d’origine, ne
sont pas associées à l’attribution du ronidazole ou du placebo dans l’échantillon. Ces variables ne
remplissent donc pas les conditions nécessaires pour être des facteurs de confusion potentiels.
D’autres facteurs d’expositions, comme l’hygiène des locaux, pourraient être des facteurs de
confusion potentiels, mais nous ne disposons pas de ces données.
3.2. Efficacité du traitement
3.2.1. Analyse globale des résultats
Cette analyse prend en compte les 61 chats ayant été testés après le traitement soit par culture
seule, soit par culture et par PCR. Parmi ces chats, 31 (50,8%) appartiennent au groupe ayant reçu
le ronidazole, et 30 (49,2%) au groupe ayant reçu le placebo (tableau 6).
Tableau 6 : Analyse globale de l’efficacité du traitement
Dépistage positif
(n=25)
Dépistage négatif
(n=36) Total (N=61)
Ronidazole 4 (13%) 27 (87%) 31 (100%)
Placebo 21 (70%) 9 (30%) 30 (100%)
Total 25 36 61
Un test du Chi-2 nous donne une valeur correspondante de p ≈ 0,000007, donc p < 0,05.
Les pourcentages de chats infectés observés dans le groupe « ronidazole » et dans le groupe
« placebo » sont donc significativement différents, avec un risque d’erreur de 5%. On observe
dans l’échantillon que le pourcentage de chats négatifs est bien supérieur parmi les chats traités
avec le ronidazole (87%) que parmi les chats ayant reçu un placebo (30%).
3.2.2. Sous-étude de résultats
Cette autre analyse prend en compte les 46 chats ayant été testés après le traitement par culture et
par PCR. Parmi ces chats, 23 (50%) appartiennent au groupe ayant reçu le ronidazole, et 23 (50%)
au groupe ayant reçu le placebo (tableau 7).
66
Tableau 7 : Analyse de l’efficacité du traitement chez les chats testés par culture et par PCR
Dépistage positif Dépistage négatif Total
Ronidazole 4 (17%) 19 (83%) 23 (100%)
Placebo 18 (78%) 5 (22%) 23 (100%)
Total 22 24 46
Un test du Chi-2 nous donne une valeur correspondante de p ≈ 0,000037, donc p < 0,05.
Les pourcentages de chats infectés observés dans le groupe « ronidazole » et dans le groupe
« placebo » sont donc significativement différents, avec un risque d’erreur de 5%. On observe
dans l’échantillon que le pourcentage de chats négatifs est bien supérieur parmi les chats traités
avec le ronidazole (83%) que parmi les chats ayant reçu un placebo (22%).
3.2.3. Variations de l’indice de positivité
L’indice de positivité est une estimation du nombre de T. fœtus présents dans le milieu de culture.
Lors des lectures des milieux « InPouch® » au laboratoire de Parasitologie, une échelle semi-
quantitative a été utilisée pour qualifier la positivité de chaque milieu de culture ayant donné un
résultat positif (indice de positivité), en gradant le nombre de protistes visibles au microscope :
1+ : présence de quelques T. foetus (de 1 à 10),
2+ : présence de 10 à 50 T. fœtus,
3+ : présence de plus de 50 T. fœtus, en quantité dénombrable,
4+ : présence d’innombrables T. foetus.
15 chats ont donné un résultat de culture positif après avoir reçu les gélules (ronidazole et placebo
confondus). Parmi ces chats, un seul a reçu le ronidazole, et son indice de positivité est de 3+
avant et après le traitement. Les 14 autres chats ont reçu le placebo. L’indice de positivité est resté
identique pour 5 animaux, a diminué pour 6, et augmenté pour 2 (donnée manquante pour un chat
inclus dans l’étude par PCR, notre culture ayant donné un résultat négatif) (tableau 8).
67
Tableau 8 : Indice de positivité de la culture avant et après le traitement (ronidazole ou
placebo)
Numéro du chat Indice de positivité
avant le traitement Traitement reçu
Indice de positivité
après le traitement
7 2+ Placebo 2+
10 2+ Placebo 2+
12 3+ Placebo 2+
22 4+ Placebo 4+
24 2+ Placebo 1+
31 2+ Placebo 2+
32 3+ Placebo 2+
36 2+ Placebo 1+
42 3+ Placebo 3+
44 3+ Ronidazole 3+
45 4+ Placebo 1+
50 1+ Placebo 3+
53 2+ Placebo 3+
56 Inclus par PCR Placebo 3+
62 3+ Placebo 2+
Néanmoins l’indice de positivité obtenu en gradant le nombre de parasites présents dans le milieu
de culture est difficilement reliable au nombre de parasites présents chez le chat prélevé. En effet,
cet indice dépend également de la multiplication de T. foetus dans le milieu de culture, celle-ci
pouvant être modifiée par certains facteurs, tels que la durée du transport jusqu’au laboratoire,
ainsi que les conditions de transport, comme la température.
3.2.4. Conclusion sur l’efficacité du traitement
Nous n’avons pas identifié de facteur de confusion potentiel, et sous réserve qu’il n’y en ait pas
parmi les expositions sur lesquelles nous n’avons pas d’information (sachant qu’un essai clinique
randomisé garantit l’absence de facteurs de confusion car l’attribution aléatoire du traitement
permet une absence d’association entre le fait d’être traité et tous les facteurs de guérison), nous
pouvons conclure que le traitement au ronidazole est efficace contre l’infection par T. foetus, car
les pourcentages d’animaux infectés sont plus faibles dans le groupe de chats traités au ronidazole
que dans le groupe ayant reçu le placebo (les différences sont significatives), pour l’échantillon
global de 61 chats, et pour un sous-échantillon de 48 chats ayant eu un dépistage plus sensible
grâce à l’ajout de l’analyse par PCR.
On ne peut néanmoins exclure qu’il y ait d’autres facteurs de confusion potentiels, sur lesquels
nous ne sommes pas renseignés, par exemple, l’hygiène des locaux. Le fait que tous les chats
68
provenant de locaux mal nettoyés et/ou mal désinfectés, où la pression d’infection est supposée
plus forte, aient pu par hasard être plus affectés au groupe « placebo » qu’au groupe « ronidazole »
pourrait être à l’origine d’un biais de confusion dans l’évaluation de l’efficacité du traitement.
Cependant, comme nous l’avons déjà écrit ci-dessus, la randomisation garantit en théorie la
comparabilité entre les chats traités et les chats ayant reçu le placebo sur l’hygiène de l’élevage.
3.3. Innocuité du traitement
Lors de la période de traitement, les éleveurs ont eu pour consigne d’observer le comportement de
leurs chats traités, et de nous rapporter directement toute modification et toute anomalie. Un
tableau de suivi (cf. annexe 4) leur a été fourni, pour qu’ils puissent consigner au jour le jour les
informations qu’ils ont jugées importantes de nous transmettre concernant les chats traités. Le
tableau de suivi nous a ensuite été transmis lors du dépistage post-traitement, et un examen
clinique de chaque chat a été réalisé par les co-investigateurs.
Aucun éleveur n’a signalé d’effets indésirables, de modification de comportement, ou d’anomalie
liée au traitement (excepté les changements de consistance des selles), et aucun examen clinique
n’a révélé d’anomalie, pour aucun des 31 chats traités par le ronidazole et inclus dans l’étude, ce
qui laisse penser que l’innocuité du traitement est plutôt bonne. En effet, cela correspond à un taux
de prévalence limite de 9,2%. Il y a donc 95% de chances qu’il y ait moins de 9,2% d’effets
indésirables, chez les chats traités avec cette formulation et cette posologie de ronidazole.
3.4. Amélioration clinique
Il nous a semblé intéressant de voir si le traitement au ronidazole permettait d’observer une
amélioration clinique de la diarrhée chez les chats traités. Pour 56 des animaux inclus, la qualité
des selles a été gradée par l’éleveur avant et après l’administration des gélules, les différents
grades étant :
- solides = 1,
- pâteuses = 2,
- liquides = 3.
Les pourcentages de chats ayant reçu le ronidazole pour lesquels la qualité des selles s’est
dégradée, a stagné, et s’est améliorée ne sont pas significativement différents de ceux des chats
ayant reçu le placebo. Le détail des résultats est visible dans le tableau 9.
69
Tableau 9 : Variations de la qualité des selles chez les chats traités avec le ronidazole et le
placebo
Variation de la qualité des selles
Dégradation Stagnation Amélioration Total
Ronidazole 1 20 9 30
Placebo 2 18 6 26
Total 3 38 15 56
De plus, le calcul du grade moyen dans les groupes « ronidazole » et « placebo », avant et après le
traitement, ne donne pas non plus de différence significative entre ces deux groupes (tableau 10).
Tableau 10 : Grade moyen de la qualité des selles dans les groupes « ronidazole » et
« placebo »
Grade moyen avant
le traitement
Grade moyen après
le traitement
Ronidazole 1,77 1,53
Placebo 1,66 1,54
4. DISCUSSION
4.1. Protocole
4.1.1. Technique de prélèvement
Le fabricant des milieux de culture utilisés préconise de les ensemencer avec 0,05 g de fèces.
L’utilisation d’un écouvillon stérile ne permet pas en général d’en récupérer autant, ce qui a pu
augmenter le nombre de faux négatifs. Néanmoins cette technique a été choisie en raison de sa
facilité d’utilisation, de son faible coût, et de sa rapidité. De plus, d’après YAEGER et GOOKIN
(2005), T. foetus se retrouve en adhérence au niveau de la muqueuse colique. Or l’écouvillon
permet de récupérer les matières fécales situées directement au contact de la muqueuse rectale.
4.1.2. Culture
La mise en culture a été choisie car la sensibilité de cette technique de dépistage est bien meilleure
que celle de l’observation directe des selles au microscope, qui est d’environ 14% (GRELLET et
70
POLACK, 2010). En effet, la mise en culture pour la détection de Tritrichomonas foetus dans le
milieu de culture du commerce a une sensibilité de 88% chez les bovins, et de 56% chez le chat, et
une très bonne spécificité, puisque ni Giardia spp ni Pentatrichomonas hominis ne sont capables
de survivre plus de 24 heures dans ce milieu (GOOKIN et al., 2003). De plus, cette technique est
facile à mettre en œuvre et rapide, et permet l’observation aisée de parasites vivants.
Le coût est d’environ 8 euros par chat, ce qui a également été un facteur important dans le choix
de cette technique, le budget de l’étude ne permettant pas de réaliser des PCR sur autant
d’individus, même si la sensibilité de cette dernière technique est supérieure à celle de la mise en
culture, qui est d’environ 56% avec le système « In Pouch®
TF Feline » (GOOKIN et al., 2003).
Néanmoins, lors du dépistage post-traitement, un 2ème
écouvillon a été réalisé pour 48 des 63 chats
inclus, et congelé afin d’effectuer des PCR en fin d’étude et de comparer les résultats obtenus à
ceux de la mise en culture.
Des contaminations bactériennes ou fongiques du milieu de culture peuvent survenir lors de
l’inoculation. Ce phénomène peut contribuer à rendre le milieu de culture illisible, comme cela a
été le cas dans cette étude pour 2 des 63 chats inclus, dont le résultat de la culture s’est révélé
ininterprétable. Ces deux chats avaient reçu le traitement au ronidazole, et les PCR réalisées sur le
deuxième écouvillon ont donné des résultats négatifs. L’intensité de la contamination semble
augmenter avec le temps, parfois plus rapidement que d’autres, ce qui contribue à diminuer la
sensibilité de la mise en culture. Toutefois la multiplication de T. foetus a pu être observée dans
certains milieux contaminés.
4.1.3. Commémoratifs
Les chats inclus dans cette étude provenaient tous d’élevages, et vivaient donc en collectivité.
Nous avons conseillé aux éleveurs d’isoler les chats malades les uns des autres, ainsi que des chats
sains de l’élevage. Dans certains cas, les éleveurs ont suivi ces recommandations, mais cela n’a
pas été systématique, et on peut donc penser que des recontaminations ont pu se produire, entre les
chats traités et ceux recevant le placebo par exemple. Le mode de vie des chats inclus n’a pas été
renseigné, et nous n’avons donc pas étudié les différentes possibilités de recontamination, que ce
soit par les autres animaux, ou par une persistance du parasite dans les locaux, suite à une
mauvaise hygiène par exemple.
71
4.2. Résultats
4.2.1. Efficacité du traitement
4.2.1.1. Éradication de l’infection
Les nitroimidazoles ne sont pas actifs contre les Trichomonadidés en tant que tels. Ils sont réduits
par les parasites en molécules actives. Cette activation est réalisée par les Trichomonadidés, à
l’intérieur des hydrogénosomes, après diffusion passive du produit dans le microorganisme, et non
par l’hôte (KULDA, 1999). Elle ne nécessite donc pas que la molécule soit absorbée au niveau
systémique. Chez le chat, un traitement au ronidazole ciblé sur le colon devrait donc en théorie
permettre d’atteindre T. foetus avec une efficacité similaire, sinon meilleure qu’un traitement
donnant lieu à une distribution systémique.
La sensibilité imparfaite de la mise en culture a donné lieu à un certain nombre de faux négatifs.
Or le fait que le chat dépisté ait reçu le ronidazole ou le placebo n’a pas d’influence sur la
sensibilité de la technique, et on suppose donc que la proportion de faux négatifs est la même dans
ces deux groupes. L’existence de ces faux négatifs dans les 2 groupes est un facteur qui tend à
diminuer l’efficacité apparente du traitement. La force de l’association entre l’administration du
ronidazole et la négativité du dépistage post-traitement est également diminuée. Or nous avons pu
montrer une différence significative entre l’effet du ronidazole et celui du placebo. La différence
réelle, que l’on obtiendrait avec un test ayant une sensibilité de 100%, est donc supposée
significative également.
La figure 22 compare les pourcentages de chats négatifs pour T. foetus après le traitement, dans les
groupes « ronidazole » et « placebo », pour l’analyse globale (qui inclut les 61 chats de l’étude), et
pour la sous-étude n’incluant que les chats dépistés par culture et par PCR. Cette dernière donne
des résultats plus précis sur le statut infectieux des chats, car certains faux négatifs lors de la
culture ont donné un résultat PCR positif, mais elle porte sur moins d’individus.
72
Figure 22 : Efficacité du traitement au ronidazole par rapport au placebo pour éradiquer T.
foetus chez les chats traités
4.2.1.2. Échec du traitement
D’après les résultats des cultures et des PCR, 4 chats se sont révélés encore positifs après le
traitement au ronidazole. Ces 4 chats proviennent d’élevages différents, et nous avons comparé
certaines de leurs caractéristiques (tableau 11).
Tableau 11 : Caractéristiques des 4 chats toujours positifs après avoir reçu le ronidazole
Numéro
du chat
Race Sexe Âge
(mois)
Poids
(kg)
Taille de l’élevage d’origine
(nombre de chats total)
20 Norvégien Mâle 45 (3,5
ans) 4,2 18
25 Norvégien Mâle 6 5,3 20
30 Maine Coon Femelle 9 2,9 17
44 Burmilla Femelle 14 2,3 15
Deux de ces chats sont des Norvégiens, mais il s’agit d’une des races les plus représentées dans
l’étude. Le sexe ne semble pas avoir une influence. En revanche, trois de ces animaux sont de
(Chats testés
par PCR et
culture)
73
jeunes adultes, et ils proviennent tous d’élevages de 15 individus ou plus. Ces derniers facteurs
pourraient éventuellement intervenir pour expliquer que le traitement n’ait pas éradiqué
l’infection. En effet, les chats de moins d’un an, vivant en collectivité, sont ceux parmi lesquels la
prévalence de T. foetus semble la plus élevée, et ce d’autant plus que la densité de population est
forte (STOCKDALE et al., 2009). Néanmoins, une étude plus approfondie sur un plus grand
nombre d’individus serait nécessaire afin d’évaluer les facteurs de risque d’échec thérapeutique.
Dans le cas de chats toujours infectés après avoir été traités, il est conseillé de répéter le protocole
de traitement, si besoin en augmentant légèrement le dosage, et de voir si le parasite est éradiqué.
Si ce n’est toujours pas le cas, on peut envisager une résistance de T. foetus au ronidazole, et des
doses plus élevées doivent alors être essayées. Une résistance de T. foetus au ronidazole a été
décrite, mais peu de cas ont été décrits et la prévalence réelle de cette résistance dans la population
des chats infectés est inconnue (GOOKIN et al., 2010).
4.2.1.3. Amélioration clinique
Nous n’avons pas mis en évidence d’amélioration clinique de la diarrhée due au traitement au
ronidazole. La qualité des selles dépendant de nombreux facteurs que nous n’avons pas investigué,
comme l’alimentation, ou encore la présence de coïnfections ou de troubles inflammatoires, une
étude prenant en compte ces éléments serait nécessaire afin d’évaluer si le traitement au
ronidazole est à l’origine d’une résolution des signes cliniques de la maladie. De plus, l’inclusion
des chats dans l’étude se faisant sur la base d’un dépistage positif, la présence d’une diarrhée
chronique, et donc éventuellement d’une trichomonose chronique, n’était pas un critère
d’inclusion. Certains chats inclus ne présentaient d’ailleurs aucun signe digestif au démarrage de
l’étude, d’autres étaient très atteints.
4.2.2. Innocuité du traitement
Lors de cette étude, aucun effet indésirable dû à l’administration de ronidazole n’a été rapporté, ni
par les éleveurs, ni par les co-investigateurs, ce qui laisse penser que l’innocuité du traitement
utilisé est plutôt bonne. La dose utilisée, à 30 mg/kg, administrée une seule fois par jour, associée
à la libération progressive du ronidazole avec la gomme guar dans l’intestin a pu contribuer à cet
état de fait. Le revêtement gastro-résistant des gélules permet en théorie de réduire la diffusion
systémique du ronidazole et son accumulation, qui est à l’origine de l’apparition des effets
secondaires (LEVINE et al., 2011).
Le taux de prévalence limite que nous avons trouvé est de 9,2%, ce qui veut dire qu’il y a 95% de
chances qu’il y ait moins de 9,2% d’effets indésirables, chez les chats traités avec cette
74
formulation et cette posologie de ronidazole. Une étude portant sur un plus grand nombre de chats
traités permettrait de préciser ces résultats, qui dépendent de la taille de l’échantillon.
4.3. Utilisation de la PCR
4.3.1. Comparaison des résultats des cultures et des PCR
Nous nous intéressons ici aux 46 chats ayant été testés après le traitement à la fois par culture et
par PCR, indépendamment du traitement reçu (ronidazole ou placebo). Le tableau 12 permet de
comparer les résultats obtenus.
Tableau 12 : Comparaison des résultats obtenus par culture et par PCR
Nombre de résultats identiques
Nombre de résultats différents
Culture + et PCR + Culture - et PCR - Culture + et PCR - Culture - et PCR +
12 24 0 10
36 10
Les deux techniques utilisées étant dotées d’une bonne spécificité pour Tritrichomonas foetus,
nous supposons qu’il n’y a pas eu de faux positifs. Les résultats obtenus sont différents pour 10
individus, qui sont tous négatifs pour la culture et positifs par PCR. Nous en concluons que la
PCR s’est montrée plus sensible pour détecter l’infection, et que les résultats de culture des 10
chats en question étaient de faux négatifs.
4.3.2. Utilisation d’écouvillons rectaux pour les PCR
Le laboratoire Idexx de Maisons-Alfort a réalisé les PCR pour T. foetus sur les écouvillons rectaux
récoltés lors du dépistage post-traitement. Habituellement, ce sont des échantillons de selles
fraîches qui sont utilisés, et l’on peut se demander dans quelle mesure le choix des écouvillons
pourrait influer sur la précision des résultats.
Pour 3 chats inclus, nous avons réalisé une PCR supplémentaire, sur un échantillon de selles
récolté au moment de la seconde visite, et congelé avec les écouvillons rectaux. Les résultats
étaient tous identiques (positifs pour les 3 chats). Nous n’avons pas pu réaliser les PCR de tous les
animaux avec des échantillons de selles, car ce type de prélèvement soulevait beaucoup de
contraintes pour les éleveurs, en particulier pour les animaux partageant la litière d’autres chats,
contrairement à l’écouvillon rectal.
75
Le laboratoire Idexx nous a précisé que la quantité de matériel présente sur chaque écouvillon était
très variable, et qu’elle était suffisante pour seulement 4 individus, par rapport aux critères
habituellement utilisés avec des échantillons de selles. Une quantité de matériel insuffisante
pourrait affecter la sensibilité du test. Néanmoins, les 42 écouvillons concernés ont tous été
exploités. 21 ont donné un résultat positif, malgré la faible quantité de matériel. Pour les 21 ayant
donné un résultat négatif, on ne peut pas exclure de faux négatifs.
Toutefois, étant donné la comparaison avec les résultats des cultures, nous en déduisons que les
résultats de PCR obtenus avec les écouvillons rectaux semblent fiables. Une étude à plus grande
échelle, mesurant l’influence du type de prélèvement (selles ou écouvillon rectal) sur la sensibilité
de la PCR permettrait de confirmer nos résultats.
4.4. Suivi
Les éleveurs participant à l’étude ont pu recevoir un traitement au ronidazole gratuit pour leurs
chats ayant reçu le placebo. Ils ont pu également acheter de nouvelles gélules pour les chats
demeurant positifs au terme de l’étude.
Néanmoins nous n’avons pu réaliser un suivi sur le long terme des chats traités, pour des raisons
de budget. Nous ne disposons donc pas d’informations concernant d’éventuelles résistances ou
recontaminations.
Des études plus poussées sur le sujet, ainsi que sur l’efficacité sur le long terme du ronidazole,
nécessiteraient la certitude que tous les chats positifs pour T. foetus ont bien été dépistés dès le
début du protocole de traitement. Or ce n’est pas le cas ici, puisque la mise en culture ne permet de
détecter qu’une partie des chats infectés en ne réalisant qu’un seul test. En effet, avec une
sensibilité du milieu « In Pouch®
TF » chez les bovins estimée à 83% par le fabricant, supérieure à
celle rencontrée chez le chat, trois tests sont nécessaires pour atteindre une probabilité supérieure à
99,9% de détecter l’infection. Ainsi, même en étant sûrs que les chats traités ont bien éliminé
l’infection, la certitude que le parasite a bien été éradiqué de tout l’élevage nécessiterait des
dépistages supplémentaires.
Sur ce point, la PCR présente l’avantage de donner un résultat plus fiable en un seul dépistage,
mais son coût plus élevé que celui de la culture peut être problématique si le nombre de chats à
tester est important.
76
4.5. Applications pratiques
Les éleveurs participant à l’étude n’ont pas rencontré de difficultés majeures lors de
l’administration des gélules aux chats inclus, malgré des appréhensions notamment dues à la taille
du médicament, plus volumineux qu’un comprimé. La posologie utilisée, associée au revêtement
gastro-résistant des gélules ont permis d’éliminer le parasite chez la plupart des chats traités, sans
qu’aucun effet indésirable du ronidazole ne soit observé.
Une application possible de ces résultats serait le développement d’une formulation au ronidazole
disponible dans le commerce, destinée au chat dans le cadre du traitement de la trichomonose
féline, puisqu’actuellement il n’existe aucun médicament destiné à cet usage. Or cette maladie est
de plus en plus dépistée partout dans le monde, notamment chez les jeunes chats vivant en
collectivité, et les éleveurs sont de plus en plus demandeurs en matière de conseils et de
traitements.
Enfin, l’utilisation d’écouvillons rectaux pour la PCR, à la place des échantillons de selles
habituellement utilisés par le laboratoire Idexx de Maisons-Alfort, a permis d’obtenir des résultats
que nous supposons fiables. Cette technique de prélèvement, plus pratique à réaliser que la
collecte de matières fécales fraîches, pourrait donc être utilisée dans le futur pour la réalisation des
PCR pour T. foetus, si sa fiabilité est démontrée à plus grande échelle.
77
CONCLUSION
Les Trichomonadidés sont des protistes parasites de nombreuses espèces animales. Trichomonas
vaginalis est l’agent responsable de la trichomonose génitale humaine, qui est la maladie
sexuellement transmissible non virale la plus répandue dans le monde.
La trichomonose féline, due à Tritrichomonas foetus, est à l’origine de diarrhées chroniques du
gros intestin, notamment chez les chats de moins d’un an vivant en collectivité. Le ronidazole, de
la famille des nitroimidazoles, est actuellement la seule molécule efficace pour éradiquer cette
infection chez le chat. Mais il peut causer des effets secondaires, en particulier neurologiques,
lorsque la dose, la fréquence d’administration, ou la durée du traitement sont trop élevés. Ces
troubles semblent causés par la libération de radicaux libres, lors de réactions d’oxydoréduction
entre le ronidazole et les catécholamines, et seraient donc liés à une distribution systémique.
Dans notre étude, l’utilisation de gélules gastro-résistantes de ronidazole associé à la gomme Guar,
qui impliquent une libération progressive du principe actif au niveau du colon, tout en limitant le
passage systémique de la molécule, s’est révélée efficace pour éliminer T. foetus chez environ
80% des chats traités. Nous n’avons relevé aucun effet secondaire chez les chats recevant le
ronidazole, à la dose de 30 mg/kg une fois par jour pendant 15 jours.
Actuellement, la seule spécialité au ronidazole disponible dans le commerce n’est destinée qu’ aux
pigeons, pour le traitement de la trichomonose aviaire due à Trichomonas gallinae. Le
développement d’une formulation destinée au chat est attendu par les éleveurs félins, et ce
d’autant plus que la trichomonose féline, encore trop méconnue en France, est de plus en plus
diagnostiquée, notamment dans les collectivités.
Enfin, notre étude ne prévoyait pas un suivi au long terme des animaux inclus, mais il pourrait être
intéressant de réaliser de nouveaux dépistages chez les chats traités, après quelques semaines à
mois, afin d’étudier le taux de recontaminations. Le suivi des 4 chats pour lesquels le ronidazole
n’a pas été efficace pourrait être intéressant également, en cas de nouveaux essais de traitement.
En effet, des cas de résistances de T.foetus au ronidazole ont été rapportés par GOOKIN et al. en
2010, mais la prévalence de cette résistance dans la population est inconnue.
78
79
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90
91
Annexe 1 : Fiche de suivi individuelle
Document de suivi d’étude
Elevage :
Nom de l’élevage :
Adresse :
Nom de l’éleveur :
Téléphone : Mail :
Nombre total de chats dans l’élevage :
Nombre de chats restant à demeure dans l’élevage :
Animal :
Nom : Date de naissance :
Race : Poids :
Sexe : N° d’inclusion :
1er
Examen clinique du / / 201
Poids : Kg Qualité des selles : liquides pâteuses
solides
l’état général est compatible avec la
réalisation de l’étude
l’animal est suffisamment coopératif pour
être inclus dans l’étude
pas de gestation en cours
l’animal ne présente pas de pathologie
recto-anale
l’état général n’est pas compatible avec la
réalisation de l’étude
l’animal n’est pas suffisamment coopératif
pour être inclus dans l’étude
gestation en cours
l’animal présente au moins une pathologie
recto-anale
Envoi du prélèvement de diagnostic
Date d’envoi du prélèvement : Date de réception à l’ENVA :
1ère
recherche de trichomonas
Réf écouvillon : Réf milieu de culture :
Présence de parasites avant ou à J+7 : oui
non
Traitement
Date d’envoi du traitement :
Date de début du traitement (J0) :
Date de fin du traitement (J15) :
2ème
examen clinique (J15) du / / 201
Poids : Kg Qualité des selles : liquides pâteuses
solides
Recueil du tableau de suivi par le propriétaire : oui non
Examen
clinique :
Apathie
Baisse de la vigilance
Faiblesse des membres antérieurs
oui non
oui non
oui non
92
Faiblesse des membres postérieurs
Tremblements des extrémités
Augmentation de la base de
sustentation
Ataxie
Anorexie
Dysorexie
Hyperesthésie
oui non
oui non
oui non
oui non
oui non
oui non
oui non
2ème
recherche de trichomonas (J15 soit maximum 24 h après arrêt du traitement)
Réf écouvillon : Réf milieu de culture :
Présence de parasites avant ou à J+14 : oui
non
Envoi du prélèvement de fin de traitement
Date d’envoi du prélèvement : Date de réception à l’ENVA :
0
Annexe 2 : Notice d’utilisation du milieu « InPouch® TF-Feline »
1
2
Annexe 3 : Mode d’emploi simplifié pour le prélèvement de trichomonose féline (envoyé aux
vétérinaires co-onvestigateurs)
- Prélever des fèces avec un écouvillon en coton en essayant de
racler la muqueuse du rectum (les parasites sont plus nombreux à
la surface de la muqueuse), en tournant doucement l’écouvillon.
- Introduire l'écouvillon dans la chambre supérieure du système "In
Pouch" qui a été préalablement ouvert (coupé avec une paire de
ciseaux) et avec environ 1 ml de liquide dans la chambre
supérieure et "essorer l'écouvillon dans le liquide pour "extraire"
les fèces prélevées.
- rouler la partie la
partie supérieure du système "In Pouch" (autour du
système de fermeture marron) jusqu'à la chambre
inférieure en vidant complètement la chambre
supérieure vers le bas.
- fermer le système en repliant les deux extrémités du
système de fermeture marron le long du plastique
enroulé (pour l'empêcher de se dérouler)
Envoyer au labo dans les 24h suivant le prélèvement
(envoi Chronopost, Chrono13) dans une pochette à
l’obscurité à l'adresse suivante (étiquette fournie) :
Laboratoire de Parasitologie
A l'attention de Bruno POLACK
Ecole Nationale Vétérinaire d'Alfort
7 avenue du Général de Gaulle
F94704 Maisons-Alfort cedex
Si vous souhaitez des renseignements supplémentaires n'hésitez pas à nous contacter : Cindy
REMILIEN (**********) et Myriam ANTHONY (**********).
3
Annexe 4 : Tableau de suivi d’élevage
chat:
J1
J2
J3
J4
J5
J6
J7
J8
J9
J10
J11
J12
J13
J14
J15
observations
Nom de l'élevage : date de début du traitement :
4
Annexe 5 : Résultats de l’étude É
lev
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Nu
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No
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1 2 9 0 6 2.8 3 1 - - 0 R 2 0
1 3 9 1 37 3.2 1 1 0 - 0 R 1 0
1 4 9 0 15 5.2 2 1 - + 0 P 1 0
2 5 25 34 1 8 2.6 3 1 - - 0 R 3 0
2 6 25 34 0 26 5 2 1 - - 0 R 2 0
3 7 3 59 1 8 2.9 2 1 ++ + 0 P 2 0
3 8 3 59 1 8 2.7 2 1 - - 0 P 2 0
4 9 33 9 1 36 3.7 1 1 - R 1 0
4 10 33 9 0 2 1.1 1 1 ++ P 1 0
4 11 33 9 1 3 1.1 1 1 - R 3 0
4 12 33 9 1 11 2.4 3 1 ++ P 3 0
4 13 33 9 1 11 2.4 1 1 - P 1 0
5 14 16 9 0 41 5.5 2 2 - - 0 R 1 0
5 15 16 9 1 18 3.7 1 1 - - 0 R 1 0
6 16 8 1 1 8 2.5 2 2 - R 1 0
6 17 8 1 1 53 3.2 2 1 - P 1 0
6 18 8 1 1 5 2.2 1 1 - P 1 0
7 19 11 41 1 22 3.2 1 1 - - 0 R 1 0
8 20 17 41 0 45 4.2 2 1 - + 1 R 1 0
8 21 17 41 1 33 4.7 1 1 - + 0 P 1 0
8 22 17 41 0 33 7.5 1 1 ++++ + 0 P 1 0
9 23 20 13 0 20 2.8 1 1 - - 0 R 1 0
9 24 20 41 0 6 3.4 2 1 + + 0 P 2 0
9 25 20 41 0 6 5.3 2 1 - + 0 R 2 0
9 26 20 23 1 24 3.1 1 1 - - 0 R 1 0
10 27 17 34 1 47 4.6 1 1 - - 0 R 1 0
10 28 17 34 0 9 4.7 2 1 - - 0 R 2 0
10 29 17 34 1 6 2.8 3 1 - - 0 R 2 0
10 30 17 34 1 9 2.9 1 1 - + 0 R 1 0
10 31 17 34 1 16 5 2 1 ++ + 0 P 2 0
11 32 48 41 1 14 3 2 1 ++ + 0 P 0
11 33 48 41 1 3 3.8 1 1 - - 1 R 0
5
11 34 48 41 1 21 4.2 1 1 - - 0 R 1 0
11 35 48 41 0 64 5.7 1 - - 0 P 0
11 36 48 41 0 16 4.4 1 1 + + 0 P 3 0
11 37 48 34 0 33 4.4 3 1 - - 0 R 3 0
11 38 48 34 1 5 3.3 1 1 - - 1 P 0
11 39 48 34 0 12 5.2 1 1 0 - 1 R 2 0
12 40 15 13 1 20 2.2 2 1 - - 0 R 1 0
12 41 15 41 0 17 7.6 3 2 - + 0 P 2 0
12 42 15 41 0 33 7.1 1 1 +++ + 0 P 1 0
12 43 15 41 1 8 3.7 2 1 - - 0 R 2 0
12 44 15 13 1 14 2.3 2 1 +++ + 0 R 2 0
12 45 15 41 1 27 4.6 2 1 + + 0 P 1 0
13 46 33 9 0 8 2 1 1 - P 1 0
13 47 33 9 1 6 1.6 1 1 - R 1 0
13 48 33 9 1 7 2 1 1 - R 1 0
13 49 33 9 1 7 3.6 1 1 - R 1 0
13 50 33 9 1 9 2.8 1 1 +++ P 1 0
14 51 4 45 1 22 3.5 2 1 - + 0 P 2 0
15 52 3 41 1 5 2.2 2 1 - - 0 R 2 0
15 53 3 41 0 5 3 2 1 +++ + 0 P 2 0
16 54 5 9 0 7 3.4 2 2 - R 2 0
16 55 6 9 1 16 3 2 1 - R 1 0
17 56 4 34 1 12 4.7 1 2 +++ + 0 P 1 0
17 57 4 9 0 11 4 2 2 - - 0 P 3 0
17 58 4 9 0 8 4 3 2 - - 0 P 1 0
18 59 27 45 1 30 2.8 1 1 - + 0 P 1 0
18 60 27 48 0 40 4.3 3 1 - + (et
selles
+) 0 P 2 0
18 61 27 54 1 8 2.8 1 1 - + (et
selles +)
0 P 0
18 62 27 48 1 22 2.9 1 1 ++ + (et
selles
+) 0 P 1 0
18 63 27 54 1 20 2.8 3 1 - - 0 R 1 0
ESSAI DE TRAITEMENT DE LA TRICHOMONOSE
EN ÉLEVAGE FÉLIN AVEC LE RONIDAZOLE
ANTHONY Myriam
Les Trichomonadidés sont des protistes flagellés. La plupart sont commensaux de nombreuses
espèces hôtes, mais certains sont pathogènes, comme Trichomonas vaginalis, à l’origine d’une
maladie sexuellement transmissible chez l’homme, ou Tritrichomonas foetus, agent d’une
trichomonose génitale bovine, et responsable de diarrhées chroniques du gros intestin chez le chat.
Les jeunes chats de moins d’un an, vivant en collectivité, sont les plus touchés. Certains chats
peuvent être porteurs asymptomatiques. Les nitroimidazoles sont largement utilisés dans le
traitement des trichomonoses, et le ronidazole est la molécule qui semble montrer la plus grande
efficacité pour éradiquer T. foetus chez les chats infectés, mais aucun médicament destiné à cette
espèce n’est actuellement disponible dans le commerce. De plus, le ronidazole peut être à l’origine
d’effets secondaires, notamment neurologiques, qui semblent liés à un passage systémique de la
molécule. Nous avons donc voulu mesurer l’efficacité de gélules gastro-résistantes de ronidazole
pour traiter des chats infectés par T. foetus. Le revêtement gastro-résistant de ces gélules permet
d’éviter l’absorption gastrique et la diffusion systémique de la molécule et l’ajout de gomme Guar
permet de retarder la libération de la molécule pour que la concentration soit plus importante au
niveau du colon, là où se trouve le parasite. L’absence de diffusion systémique a pour objectif de
diminuer l’incidence des effets indésirables. Sur 61 chats inclus dans l’étude, 31 ont reçu des
gélules à 30 mg/kg de ronidazole, une fois par jour pendant 15 jours, et 30 ont reçu un placeDans
le groupe ayant reçu le ronidazole, 87% (27/31) se sont révélés négatifs lors du dépistage post-
traitement, effectué par culture seule ou par culture et PCR 46 chats ont été testés à la fois par
culture et par PCR (23 dans le groupe recevant le ronidazole et 23 dans celui recevant le placebo),
pour augmenter la sensibilité du dépistage et donc la précision des résultats. Parmi ceux ayant reçu
le ronidazole, 82% (19/23) se sont révélés négatifs après le traitement. Dans les deux cas,ous
avons pu montrer une différence significative avec le nombre de chats négatifs après avoir reçu le
placebo, respectivement 30% (9/30) et 22% (5/23). Aucun effet secondaire dû au ronidazole chez
les chats traités n’a été rapporté par les éleveurs. L’une des applications de cette étude est le
développement d’une formulation au ronidazole dotée d’une bonne innocuité destinée au
traitement de la trichomonose féline.
Mots clés :
PARASITE / TRICHOMONOSE / TRICHOMONADIDÉS / TRITRICHOMONAS
FOETUS / TRAITEMENT / RONIDAZOLE / ÉLEVAGE FÉLIN / CHATTERIES / CHAT
/ CARNIVORE
Jury :
Président : Pr.
Directeur : Dr. Bruno POLACK
Assesseur : Pr. Dominique GRANDJEAN
Invités : M. Sébastien PERROT et M. Loïc DESQUILBET
TRIAL TREATMENT OF TRICHOMONIASIS IN
CATTERIES USING RONIDAZOLE
ANTHONY Myriam
Trichomonads are flagellated protists. Most are commensal of many host species, but some are
pathogenic, such as Trichomonas vaginalis, cause of a sexually transmitted disease in man, or
Tritrichomonas foetus, agent of a bovine genital trichomonosis, and responsible for chronic
diarrhoea of the large intestine in cats. Young cats aged less than one year, living in collectivities,
are the most affected. Some cats can be asymptomatic carriers. Nitroimidazoles are widely used in
the treatment of trichomoniasis, and ronidazole is the molecule that seems to show the best
efficiency in eradicating T. foetus in infected cats, but no medication for this species is currently
commercially available. Besides, ronidazole can cause side effects, especially neurological, which
seem to be linked with a systemic passage of the molecule. We have, therefore, conducted a study
of the efficiency of gastro-resistant caps of ronidazole in treating cats infected by T. foetus. The
gastro-resistant coating of these caps permits to avoid the gastric absorption and the systemic
diffusion of the molecule, and the addition of guar gum allows a delayed release of the molecule
so that the concentration is greater in the colon of the animal, where the parasite is located. The
absence of systemic diffusion aims to reduce the incidence of the adverse effects. Among the 61
cats included in the study, 31 received caps of 30 mg/kg of ronidazole, once a day during 15 days,
and 30 received a placebo. In the group receiving ronidazole, 87% (27/31) were negative at the
post-treatment screening, done by culture alone, or by culture and PCR. 46 cats were screened
with both culture and PCR (23 in the groupe receiving ronidazole and 23 in the one receiving the
placebo), to increase the sensitivity of the screening and the accuracy of the results. Among those
receiving the ronidazole, 82% (19/23) were negative after the treatment. In both cases, we were
able to show a significant difference with the number of cats in the negative category after
receiving the placebo, respectively 30% (9/30) and 22% (5/23). No side effect caused by
ronidazole in the treated cats was reported by the breeders. One of the possible applications of this
study could be the development of a relatively safe ronidazole formulation for the treatment of
feline trichomoniasis.
Keywords :
PARASITE / TRICHOMONIASIS / TRICHOMONADS / TRITRICHOMONAS FOETUS /
TREATMENT / RONIDAZOLE / CAT BREEDING / CATTERIES / CAT / CARNIVORE
Jury :
President : Pr.
Director : Dr. Bruno POLACK
Assessor : Pr. Dominique GRANDJEAN
Invited : M. Sébastien PERROT and M. Loïc DESQUILBET