UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
ECOLE SUPERIEURE POLYTECHNIQE
DEPARTEMENT GENIE CHIMIQUE
Polytechnique
Premier Partenaire des
Professionnels
Mémoire de Fin d’Etudes en vue de l’obtention du Diplôme d’Etudes Approfondies EN GENIE CHIMIQUE
Présenté par : VAOSOLOMALALA Yvette Maria Maitrise en biochimie alimentaire
Soutenu le 07 Novembre 2014
Membres de jury :
Président : Professeur ANDRIANARY Philippe Antoine
Rapporteur : Docteur RANDRIANA Nambinina Richard
Examinateurs :-Docteur RAKOTONDRAMANANA Samuel - Docteur RAKOTOMAMONJY Pierre - Docteur RAKOTOARIVONIZAKA Ignace
** Promotion SANDRATRA **
Contribution à la valorisation des coproduits de crevette dans le
traitement des eaux par adsorp-tion du plomb et du phosphate, essai de coagulation-floculation
REMERCIEMENTS
Mes remerciements vont plus particulièrement à Dieu pour son amour et sa bé-
nédiction pour la réalisation de cette recherche.
Le présent travail n’aurait pas été produit sous sa forme actuelle sans certain
nombre de personnes à qui nous tenant à exprimer notre profonde gratitude.
Monsieur le Directeur de l’Ecole Supérieure Polytechnique Professeur ANDRIANARY
Philippe Antoine
-Tous les membres du jury :
Monsieur RAKOTOMAMONJY Pierre enseignant au département génie chimique de
l’école polytechnique d’Antananarivo
Monsieur RAKOTONDRAMANANA Samuel enseignant et chef de département du gé-
nie chimie de l’école polytechnique d’Antananarivo
Monsieur RAKOTOARIVONIZAKA Ignace enseignant au département génie chimique
de l’école polytechnique d’Antananarivo
-Tous le Personnel Enseignant du Département Génie Chimique en particulier Monsieur
Docteur RANDRIANA Nambinina Richard Fortuné d’assurer avec une compétence
inestimable la direction de ce travail. Je suis très reconnaissant pour ses conseils et
critiques ainsi que pour les longues et précieuses heures qu’il m’a consacrées.
-J’adresse également mes remerciements à Madame REJO Félicité FIHENENA Direc-
teur du Centre National de la Recherche sur l’Environnement (CNRE) et aux cher-
cheurs du laboratoire du traitement de l’eau et du traitement des métaux lourds du
Centre National de la Recherche sur l’Environnement(CNRE) RAVONINJATOVO Mboa-
hangy, RAVONIZAFY Christine, RAMANAJAONA Benjamina, RAJAONARIVONY Marcellin,
RANDRIANATORO Hery, SOAMALALA Euphrasie, ASIMBOLARIMALALA Wega Leonard
et surtout monsieur RAJOELISOA Andriamalala et RANDRIAMAHATODY Zo qui ont bien
voulue diriger et me faire bénéficier de leur expérience et leur qualités d’encadrement
-Je tiens aussi à exprimer mes remerciements à ma famille, pour leur aide tant matériel-
lement que moralement, tout au long de la réalisation de ce mémoire, à mes amis,
pour leurs aides et encouragements pour mener à terme ce présent mémoire.
Enfin, je suis très reconnaissante envers tous ceux qui, de près ou de loin, ont contribué
à la réalisation de ce mémoire.
Sommaire INTRODUCTION
ETUDES BIBLIOGRAPHIQUES
I. Production halieutique
II. Chitine et chitosan
III. Phosphate
IV. Plomb
V. Coagulation-floculation
VI. Adsorption
VII. Chélation
VIII. Procédé classique de traitement des eaux
IX. Mécanismes de fixation des cations métalliques par le chitosan
ETUDES EXPERIMENTALES
MATERIELS BIOLOGIQUES
I. Analyse des compositions chimiques des matières premières
II. Extraction de la chitine
III. Adsorption du plomb et du phosphate par le chitosan
IV. Expérimentation sur la coagulation floculation
V. Conclusion et perspective
GLOSSAIRE
La chitine : une molécule de la famille des glucides, et de formule (C8H13NO5) n.
Eliciteur : une molécule produite par un agent phytopathogène ou un ravageur, qui induit chez
une plante la production de phytoalexines et par extension, une molécule qui déclenche les mé-
canismes de défense des plantes avec production de substances défensives.
Polyélectrolyte : un polymère ionique comportant un grand nombre de sites ioniques et ayant
une continuité des régions d’interactions ioniques.
Hydrolysat : fraction obtenue après hydrolyse
Chélate : composé organométallique cyclique dans lequel le métal est intégré dans
un ou plusieurs cycles (à 5 ou 6 atomes de préférence).
Métaux lourds : Eléments chimiques ayant des numéros atomiques et des masses volumiques élevées
LISTE DES ABREVIATIONS Ca-DPTA= calcium diethylene pentaacetic triamine acid
CAG : Charbon actif en grain
CAP : Charbon actif en poudre
DA : Degré d’Acétylation
DBO : Demande Biochimique en Oxygène
DCO : Demande Chimique en Oxygène
DDA : Degré De Désacétylation
DH : Degré d’Hydrolyse
DPTA : Diethylène Penta Triamine Acétique
EDTA= Ethylène Diamine Tétra Acétique
EDTA : Ethylène Diamine Tétra Acétique
FAO= Food and Agriculture Organization
Hydrolysat : fraction issue de l’hydrolyse
IRM = imagerie par résonance magnétique
Kda= kilodaltone
KMnO4= permanganate de potasium
KOH= hydroxyde de potasium
MES : Matière En Suspension
NaClO= hypochlorite de sodium
NaOH : hydroxyde de Sodium (Soude)
OMS=ORGANISATION MONNDIALE DE LE SANTE
PAL= Phénylalanine ammonia-lyase
pH : potentiel Hydrogène
RNM = résonance magnétique nucléaire
TAL= Tyrosine ammonia-lyase
UV/VIS : Ultra Violet/VISIBLE
Zn-DPTA = Zinc - diethylene pentaacetic triamine acid
LISTE DES FIGURES
Figure 1: Exploitation crevettière à Madagascar ............................................................. 5
Figure 2 : Structure chimique d'un monomère de chitine et de chitosan. ........................ 7
Figure 3 : Schéma général de la production de chitine et de ses dérivés par voie
chimique ........................................................................................................................ 11
Figure 4 :Désacétylation de la chitine ............................................................................ 14
Figure 5 : Principales filières de traitement des eaux usées.......................................... 28
Figure 6 : Panorama des filières de potabilisation ......................................................... 29
Figure 7 : Structure chimique de la complexation du cuivre par deux chaînes de
chitosan ......................................................................................................................... 32
Figure 8: Structure chimique de la complexation du cuivre par le chitosan. .................. 32
Figure 9 : Structure chimique de la complexation du cobalt par le chitosan .................. 33
Figure 10 : Fixation d'un cation de valence (n+) par le chitosan par mécanisme
d'échange d'ions. ........................................................................................................... 34
Figure 11 : Têtes de crevettes de pêche tropicale Penaeus sp ..................................... 35
Figure 12 : Carapaces de crevettes de pêche tropicale Penaeus sp ............................ 36
Figure 13 : Etuve ........................................................................................................... 37
Figure 14 : Matras de minéralisation ............................................................................. 39
Figure 15 : Distillateur de KJELDHAL ........................................................................... 40
Figure 16 : Extraction avec l’appareil Soxhlet................................................................ 42
Figure 17 : spectromètres d’absorption atomique ......................................................... 46
Figure 18: Cinétique d’hydrolyse des têtes et des carapaces de crevettes avec la
pepsine .......................................................................................................................... 51
Figure 19: Chitosan ....................................................................................................... 58
Figure 20: Photo du montage pour l’enlèvement du plomb et du phosphate par le
chitosan ......................................................................................................................... 60
Figure 21: Variation de la concentration résiduelle de plomb après passage de la
solution sur le chitosan .................................................................................................. 61
Figure 22: Courbe de l’isotherme de Langmuir de l’adsorption du plomb par le chitosan
...................................................................................................................................... 62
Figure 23: spectrophotomètre UV/VIS BECKMAN ........................................................ 63
Figure 24: variation de la concentration de phosphate après passage de la solution sur
le chitosan ..................................................................................................................... 64
Figure 25: Appareil du Jar Test ..................................................................................... 66
Figure 26: Comparaison du bécher témoin et du bécher après floculation ................... 67
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1: NORME DE POTABILITE MALAGASY (Décret n°2004-635 du 15/06/04).. 30
Tableau 2. Humidité des matières premières ............................................................... 38
Tableau 3: Teneur en cendres, en protéines, en matières grasses des matières
premières par rapport au poids sec ............................................................................. 433
Tableau 4: Composition en éléments minéraux des matières premières en g /100g de
matière sèche ................................................................................................................ 48
Tableau 5: Rendement en chitine par rapport au poids sec .......................................... 53
Tableau 6: Composition biochimique, DM et DP de la fraction chitineuse .................... 53
Tableau 7: quelques valeurs de DM et de DP citées dans la littérature ........................ 54
Tableau 8: Composition en éléments minéraux de la fraction chitineuse en g pour 100g
du poids sec. ................................................................................................................. 54
Tableau 9: degré d’acétylation du chitosan ................................................................... 57
1
INTRODUCTION
L'eau est une ressource vitale. Elle répond à l'un des besoins fondamentaux de
l'homme. Mais elle est également l'un des éléments clés du développement agricole, de
certains transports, de la production d'énergie, de l'industrie et du tourisme. Bien que
l’accès à l’eau potable ait été reconnu comme un des droits fondamentaux pour tous, la
pollution de l’eau demeure un grave problème pour les populations de par le monde. Il
existe une inégale répartition spatiale de l'eau, ainsi qu'une inégale répartition clima-
tique de cette ressource.
Pluies diluviennes, inondations, sècheresses... le trop ou le trop peu d'eau ont
des conséquences catastrophiques sur la santé et, parfois, sur la vie des hommes. Il
existe d'importantes disparités entre les différentes régions du monde en ce qui con-
cerne l'accès à l'eau potable. On estime que l'ensemble des populations des pays
riches ont accès et que la consommation en eau y dépasse largement les besoins vi-
taux. La consommation moyenne d'un européen en eau atteint 150 litres/jour; alors que
dans les pays en développement, elle n’est que de 10 litres /jours en moyenne.
Dans certains pays du Sud, la désertification des terres, les sècheresses à répétition, le
manque d'investissement des États font qu'1, 2 milliards d'êtres humains n'ont pas ac-
cès à l'eau potable. En outre, plus de 2,6 milliards d'hommes ne disposent pas d'instal-
lations sanitaires de base (toilettes, évier ou même un robinet à la maison). Cela signifie
que ces personnes doivent parcourir chaque jour des kilomètres pour parvenir à un
point d'eau, ou bien faire des heures de queue dans un bidonville pour remplir leurs
seaux au robinet.
Les pays pauvres n'ont pas les mêmes moyens que les pays riches pour irriguer
sur d'immenses distances, rendre l'eau potable par un processus d'assainissement,
évacuer et retraiter les eaux usées... Ces aménagements coûtent extrêmement chers,
par conséquence il y a de l'inégal accès à l'eau et chaque minute qui passe voit en
moyenne 15 personnes mourir de maladies transmises par une eau contaminée (Cholé-
ra, fièvre typhoïde, polio...) et par l'absence de sanitaires, soit 8 millions de victimes,
pour la plupart des jeunes enfants. Pour cela il est donc très important de trouver des
moyens efficaces pour traiter l’eau et la rendre accessible à tous.
2
Madagascar est un pays qui présente un grand avantage en produit de la mer.
Pourtant ces produits sont difficiles à conserver et se décomposent très vite. Le traite-
ment de ces produits halieutiques génère donc des déchets qui donnent de mauvaises
odeurs et polluent l’environnement. Les sous-produits de la production commerciale
halieutique et aquacole à Madagascar sont synonymes de problèmes. Dans les petits
marchés comme dans les grandes industries, l’élimination des déchets constituent tou-
jours une question à résoudre. Cependant, ces déchets peuvent contenir des subs-
tances valorisables comme les protéines, les lipides, les minéraux, les vitamines. Ainsi
le présent travail s’intéresse à l’extraction de la chitine des carapaces et des têtes de
crevette, sa transformation en chitosan afin d’aboutir au traitement des eaux par enlè-
vement du plomb et du phosphate avec le chitosan.
Le présent travaille a pour titre « contribution à la valorisation des coproduit de
crevette dans le traitement des eaux par adsorption du plomb et du phosphate, essai de
coagulation floculation » et l'objectif est de montrer les performances du chitosan dans
l’enlèvement du plomb et du phosphate et de mettre en évidence la capacité du chito-
san dans le phénomène de coagulation floculation.
Le plan comporte deux parties : une partie introductive permettant une mise en
contexte, une synthèse bibliographique pour situer la problématique et récapituler l'état
d'avancement des connaissances dans ce domaine, une étude des méthodes expéri-
mentales utilisées dans la présente recherche avec une présentation des résultats et
une discussion des phénoménologies impliquées, et finalement une récapitulation des
principales conclusions issues de ce travail.
3
1ère partie : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE
I. Production halieutique
Dans le monde, la production halieutique atteint approximativement 154 millions
de Tonne de poissons (26). Les produits halieutiques constituent la principale source de
protéines animales et d’éléments nutritifs pour une grande part de la population mon-
diale (26).Les crevettes et les bouquets (grosses crevettes roses) figurent parmi les
produits de la pêche les plus commercialisés.
I.1 Place de la crevette dans la production
Dans le monde, la production de crevette représente une valeur totale de 10 mil-
liards de dollars, soit 16 pour cent des exportations mondiales des produits de la pêche.
Les pêches de crevettes engendrent des recettes économiques considérables, en parti-
culier pour de nombreux pays en développement. Cependant, l’importance économique
des crevettes doit être conciliée avec les préoccupations liées aux impacts environne-
mentaux de leur pêche. La surpêche, par exemple, est un problème très diffus, même si
les ressources ne se sont pas encore épuisées malgré la forte pression exercée par la
pêche (27).
I.2. Les crevettes à Madagascar
Madagascar produit environ 13000 tonnes de crevettes par an, les espèces rencon-
trées appartiennent au groupe des pénéides et 5 d’entre eux présentent des intérêts
économiques ce sont :
• Penaeus monodon De Fabricius, 1798.
• Penaeus semisulcatus De Haan, 1844
• ; Penaeus semisulcatus De Haan, 1844
• , Penaeus japonicus De Bate, 1888
• Metapenaeus monoceros De Fabricius, 1798 (64).
L’exploitation crevettière malgache est caractérisée par la pêche crevettière et
l’aquaculture.
4
I.2. 1. La pêche crevettière
La production pour ce type est estimée à 8 700 tonnes par an, dont 8 200 tonnes
sur les côtes ouest (30) et il y a deux catégories qui sont la pêche en eau profonde dont
la production varie de 100 à 150 tonnes par an mais depuis l’année 2005, cette activité
a cessé pour cause des matériels et des ressources. Par contre, les pêches côtières
sont beaucoup plus développées. Elles sont caractérisées par 3 types d’activité : la
pêche industrielle, la pêche artisanale et la pêche traditionnelle (30).
I.2.1.1. La pêche industrielle
La pêche industrielle est réalisée avec 9 armements et 53 navires (57). La
pêche industrielle est pratiquée à partir de 7 m à 25 m de profondeur et les espèces
capturées sont constituées en majorité de Penaeus indicus (67%) et Metapenaeus mo-
noceros (24%). La crevette géante tigrée (Penaeus. monodon) ne se retrouve pas dans
les captures industrielles.
I.2.1.2. La pêche artisanale
La pêche artisanale est connue par l’utilisation de petites embarcations motori-
sées de 10 m de longueur, ayant une puissance motrice n'excédant pas 50 cv. On
compte 16 embarcations tout le long de la côte Ouest. La capture artisanale englobe 5
espèces, à forte dominance de Penaeus indicus (97%)
I.2.1.3. La pêche traditionnelle
. La pêche traditionnelle est pratiquée par plus de 30 000 pêcheurs répartis sur la
côte ouest et la côte (57). Leur moyen d’embarcation est non motorisées et les tech-
niques de capture sont variées, avec des filets divers, à la palangrotte, aux casiers, aux
tulles moustiquaires, au harpon ou même à main nue. Les captures traditionnelles de
crevettes sont destinées en totalité pour la consommation locale. Elles sont constituées
principalement de Penaeus indicus (99%), et Penaeus monodon représente le reste
des captures.
I.2.2. L’aquaculture
On la trouve dans la zones ouest et nord-ouest de l’ile avec 7 fermes aquacoles
industrielles et une espace disponible de 11 938 hectares mais seulement 4 982 hec-
5
tares, soit 41,7% sont exploités en 2003 (30). L’aquaculture est effectuée essentielle-
ment avec Penaeus monodon. Les crevettes issues de l’aquaculture malgache sont
dotées des certifications ISO, Label rouge ou label Biologique (57).
Figure 1: Exploitation crevettière à Madagascar (9)
6
II. Chitine et chitosan
II.1 Historique
La chitine a été découverte en 1811 par H. Braconnot durant ses études sur les
champignons. Cette découverte a eu lieu 30 ans avant celle de la cellulose. Le terme
chitine a été proposé pour la première fois, en 1823, par C. Odier, qui n'était pas au
courant des travaux de Braconnot et qui a trouvé la chitine dans le scarabée. En 1859,
C. Rouget a découvert le chitosan après avoir traité la chitine par une solution concen-
trée et chaude de KOH. Il a logiquement proposé de nommer ce nouveau produit chi-
tine modifiée. En 1894, F. Hoppe-Seyler, qui ignorait les travaux de Rouget a proposé
de donner à ce dérivé le nom du chitosan. Ce nom, qui est largement utilisé dans le
langage scientifique, est à l'origine d'un problème de nomenclature, puisqu'il existe une
seule structure chimique avec deux noms qui dépendent, en fait, du degré de désacéty-
lation (DDA) (34).
II.2 Source
La chitine est le biopolymère le plus abondant dans la nature après la cellulose.
On retrouve la chitine dans plusieurs écosystèmes puisqu’elle est une composante fon-
damentale de l’exosquelette des invertébrés marins (crabe, crevette, homard, etc.) et
des insectes, en plus d’être une molécule structurante chez les champignons et les le-
vures (72). Après la cellulose, la chitine est le composé organique le plus abondant
dans la nature. La chitine est présente dans la plupart des familles des espèces vi-
vantes, et constitue le polymère de structure des cuticules de tous les arthropodes,
l'endosquelette de tous les céphalopodes, et les carapaces de crustacés. On peut éga-
lement trouver la chitine dans la matrice extracellulaire de la plupart des champignons,
etc. Le chitosan est moins présent dans la biomasse et il est seulement observé dans
quelques micro-organismes, particulièrement ceux de nature fongique. La chitine et le
chitosan sont tous les deux absents chez les mammifères (72).
II.3. Production
La production de la chitine à partir de biomasse est estimée à 25 000 tonnes en
2006, dont près de 8 000 tonnes pour sa conversion en chitosan (29). Cependant, la
chitine est fabriquée presque exclusivement à partir des carapaces de crustacés (cre-
vette, langouste et écrevisse). Au niveau de sa disponibilité, on estime à plus 150 mil-
7
lions de tonne la quantité de chitine pouvant être recyclée annuellement, une chitine qui
provient essentiellement des usines de transformation des produits de la mer (11)
II.4 Structure
La chitine est formée par des motifs de N-acétyl-D-glucosamine liés par des liai-
sons β-(1-4) (figure 2). La désacétylation de la chitine donne le chitosan. Le chitosan
est un polysaccharide formé des copolymères de glucosamine et N-acétylglucosamine
(figure 2). Le chitosan est un composé naturel, non toxique, biodégradable, possédant
des propriétés antibactériennes. Il est disponible sous forme de solutions, granules,
poudre et fibre. Il a une grande masse moléculaire qui varie entre 50 à 1000 kDa selon
la source et le procédé de préparation. Le chitosan disponible sur le marché a un Degré
de désacétylation de 70 à 90%. (85).
Le DDA est une des caractéristiques les plus importantes du chitosan puisqu'il
peut influencer non seulement ses propriétés physicochimiques, mais aussi sa biodé-
gradabilité et son activité immunologique (85).
Chitosan Chitine
Figure 2 : Structure chimique d'un monomère de chit ine et de chitosan.
Cette structure correspond à des séries de copolymères liés par des liaisons β-(1-4) où
R peut être l'un ou l'autre des deux groupements suivants: -NH2 ou -NH-CO-CH3.Pour
la chitine R c’est le NH-CO-CH3 et pour le chitosan c’est le NH2.
8
II.5 Propriétés
II.5.1 Propriétés chimiques
En solution dans un acide dilué, le chitosan se comporte comme un polyéléctro-
lyte cationique de forte densité de charge s’il est considéré comme une polyamine, ses
propriétés dépendent fortement du pH du milieu; le pK0 (pKa intrinsèque) de la fonction
amine dans ce polymère est de 6,0, ce qui signifie qu’en-dessous de ce pH, le chitosan
est cationique et soluble. Le polymère peut alors s’associer sélectivement avec les es-
pèces anioniques et être ainsi un excellent agent de floculation et former des com-
plexes polyanion-polycation (menant à la préparation de membranes par exemple). Au-
delà d’un pH de 6,5 environ, le chitosan précipite et la chaîne macromoléculaire ne
comporte plus de groupements ionisés. Il possède alors de bonnes propriétés chéla-
tante dues, en particulier, au doublet électronique libre de l’atome d’azote. Enfin, la pré-
sence de la fonction amine le long de la chaîne macromoléculaire permet, au contraire
de la cellulose par exemple, de réaliser des réactions chimiques spécifiques à cette
fonction (telles que la N-alkylation, la N-carboxylation, par exemple). Il peut être remar-
qué que les solutions de chitosan peuvent tolérer des quantités appréciables de solvant
organique (43).
II.5.2 Propriétés biologiques
Le chitosan est antibactérien et antifongique (35). Cette activité serait favorisée
lorsque la solubilité augmente (13). Le mode d’action du chitosan repose sur son inte-
raction avec les membranes des cellules microbiennes (77). Les bactéries Gram-
négatifs, telles qu’E. coli, paraissent particulièrement concernées (14). Cette activité
semble être favorisée par des degrés de désacétylation élevés. De ce fait, le chitosan
est utilisé pour fabriquer des pansements et des bandages (70). Par exemple, un mé-
lange de chitosan et oxychitine est commercialisé comme agent de recouvrement pour
les greffes. C’est un polymère d'origine naturel qui est appliqué dans plusieurs do-
maines. Il est non toxique et biodégradable. Il est utilisé pour accélérer la cicatrisation
des plaies et réduit le niveau de cholestérol. Le chitosan peut stimuler aussi le système
immunitaire (70).
9
II.6. Solubilité
La chitine est insoluble dans l’eau. Elle peut être partiellement désacétylée pour
donner le chitosan qui se solubilise dans l’eau à pH légèrement acide.
Ainsi, lorsque la structure est soluble dans des solvants acides, elle correspond au chi-
tosan. Dans le cas contraire, ce sera la chitine. Le chitosan se dissout dans des solu-
tions diluées de la plupart des acides organiques comme l'acide formique, acétique,
tartrique ou l'acide citrique, ainsi que dans certains acides inorganiques. Une valeur de
degré d’acétylation supérieure à 60% correspond à la chitine, où les chaînes devien-
nent complètement insolubles (36).
II.7. Utilisation
II.7.1. Dans le domaine cosmétique
Les produits le plus couramment rencontrés sont des soins pour la peau, contre l’acné
et pour les cheveux, notamment pour leur souplesse. Cette application repose sur les
propriétés électrostatiques du chitosan (71).
II.7.2. Dans le domaine agricole
La chitine sert de substrat aux microorganismes producteurs de chitinase et
d’anthraquinone par Morinda citrifolian (noni) par exemple (21). De plus, la chitine et
ses dérivés jouent un rôle d’éliciteur sur les plantes. Il consiste à favoriser la production
de métabolites secondaires qui renforcent les défenses immunitaires. Les dérivés de
chitine stimulent par exemple la production de l’enzyme phénylalanine ammonia-lyase
(PAL) et de la tyrosine ammonia-lyase (TAL), qui interviennent dans la synthèse de
composés du système de résistance contre les pathogènes (49 ;50). Par conséquent,
de meilleurs rendements de germination et de récolte sont obtenus (16;63). Enfin, les
produits chitineux apportent de l’azote (≈ 7 %) lorsqu’ils se décomposent, contribuant à
l’enrichissement du sol et de la plante.
II.7.3. Les utilisations comme auxiliaires technolo giques
Du point de vue technique, le chitosan constitue un agent de clarification, par
exemple pour l’industrie du vin (10). Une réduction jusqu’à 95 % de la turbidité a été
observée après utilisation de la chitine-glucane (51). De plus, le rôle antioxydant des
10
dérivés de la chitine est exploité pour stabiliser les polyphénols du vin, et ainsi préser-
ver sa couleur et ses arômes. Ils sont employés pour capter les métaux lourds par bio-
adsorption, tels que le Cadmium, le Fer et le Plomb (4). D’autres applications existent,
telles que l’utilisation du chitosan pour recouvrir des fruits et légumes après leur récolte
ou lors du procédé de fabrication du café (75).
II.7.4 Les applications dans le domaine du traiteme nt de l’eau
Du fait de leur forte densité de charge, les dérivés de chitine sont capables
d’interagir avec les MES, les microorganismes et les ions métalliques (83). Cette pro-
priété est utilisée pour piéger les composés dangereux, pour les éliminer ou les doser
(8). Guibal et al. (1994) ont étudié l’impact des caractéristiques des dérivés du chitosan
et de leur environnement (lumière, gaz) sur leur capacité d’adsorption avec les ions
uranyle. Le chitosan est également employé pour recycler les effluents de l’industrie
textile en retenant des pigments (92).
Le chitosan peut être utilisé de plusieurs façons, la principale étant comme floculant
(17). Les colloïdes en suspension, les métaux lourds, les colorants des eaux de teintu-
reries (37) ou encore les molécules aromatiques et phénoliques (61) s’agglomèrent
avec le chitosan et les flocs sont retenus par filtration. Un autre mode d’action consiste
à intégrer le chitosan directement dans la composition des membranes de filtration.
L’encapsulation d’enzyme par des matrices chitineuses est une piste étudiée pour le
traitement de l’eau. (56) ont montré la capacité du chitosan associé à la glutaraldéhyde
à immobiliser la peroxydase extraite de raifort. Cette enzyme est employée pour élimi-
ner les phénols des effluents de raffineries (54).
II.8. Méthode d’obtention de la chitine et du chito san
Il y a plusieurs méthodes pour obtenir la chitine :
Procédé par voie chimique
Procédé par voie enzymatique
Procédé par voie biologique
Ces méthodes sont différentes jusqu’ à l’obtention de la chitine mais pour avoir le chito-
san une seule méthode de désacétylation est trouvée dans la littérature.
11
II.8.1. La production de chitine et de ses dérivés par voie chimique
Figure 3 : Schéma général de la production de chiti ne et de ses dérivés par voie
chimique
La production de chitine repose sur l’élimination du carbonate de calcium et des
protéines(47).L’extraction chimique consiste en un traitement acide pour la déminérali-
sation et un traitement alcalin pour la déprotéinisation. Les autres composés minori-
taires sont supposés être entrainés au cours de ces deux réactions. La déminéralisation
précède généralement la déprotéinisation car l’inverse aurait un impact sur le degré de
polymérisation et le degré d’acétylation du polymère (68). Entre chaque étape, le pro-
duit est rincé abondamment à l’eau déminéralisée.
MATIERES PREMIERES
Têtes et carapaces de crevettes
Traitement acide
PRODUIT DEMINERALISE
PRODUIT DEPROTEINISE
Traitement basique
+ Minéraux
+ Protéines
CHITINE
CHITOSAN
Désacétylation
12
Le procédé d’extraction repose sur la déminéralisation et la déprotéinisation.
Pour les réaliser, de nombreuses combinaisons de concentration en réactifs, durée,
température et ratio réactif/substrat ont été testées. Les entreprises privilégient la for-
mule qui convient à leur propre cahier des charges.
II.8.1.1. La déminéralisation
Le traitement acide élimine les minéraux, qui passent en solution sous forme de
sels. Pour des raisons économiques, l’acide hydrochloridrique (HCl) est privilégié.
La concentration minimale, pour mener cette étape, est déterminée par l’équation chi-
mique de la réaction entre l’élément minéral majoritaire, le carbonate de calcium, et le
HCl. Les concentrations en HCl rencontrées sont comprises 0,5 et 11 N. La déminérali-
sation dure entre 15 min et 48 h, de la température ambiante à 50°C (86). La réaction
avec le carbonate de calcium est achevée lorsque le dégagement de CO2 cesse.
II.8.1.2. La déprotéinisation
Un traitement basique permet d’éliminer les protéines par solubilisation. Les
réactifs employés pour cette étape sont des bases fortes comme l’hydroxyde de potas-
sium (KOH). Le plus courant, pour des raisons d’économie et technique, est l’hydroxyde
de sodium (NaOH). Les concentrations utilisées sont comprises entre 0,3 et 2,5 M. La
température est comprise entre 50 et 110 °C et la durée peut varier de 1 h à plus de 24
h (86). Ces deux paramètres sont liés, ainsi la durée doit être augmentée si la tempéra-
ture est baissée, et réciproquement.
II.8.1.3 L’étape de blanchiment
Cette étape est optionnelle, elle n’est pas nécessaire si le barème temps-
température penche en faveur d’une longue durée. Cependant, il est très difficile
d’obtenir un produit pur à cause des fortes interactions entre la chitine, les pigments et
les protéines. Une autre cause de coloration des produits peut être la réaction de Mail-
lard qui implique les groupes azotés et les aldéhydes (22)
Généralement, l’agent de blanchiment employé est le peroxyde d’hydrogène
(H202), dont la concentration est comprise entre 0,1 et 33 %, il peut également être mé-
langé avec du HCl. La durée du traitement est souvent très courte, de l’ordre de
quelques minutes (84). En effet, tout comme les deux précédentes étapes, les condi-
13
tions de décoloration induisent une altération de la structure de la chitine, qui se traduit
par une réduction du poids moléculaire. Les autres agents de blanchiment sont
l’hypochlorite de sodium (NaClO), le permanganate de potassium (KMnO4), l’acétone,
l’éthyle-acétate et l’acide oxalique (60; 82;1;89). Du et al. 2009 utilisent le peroxyde
d’hydrogène pour hydrolyser le chitosan, afin d’augmenter sa solubilité, et privilégient
l’éthanol pour le blanchiment.
Le traitement chimique modifie le poids moléculaire et le degré d’acétylation de la struc-
ture originelle de la chitine, il détruit également la structure des protéines (82). Pour ré-
duire le risque d’altération du polymère lié à la déminéralisation et la déprotéinisation, il
est conseillé de répéter plusieurs fois l’opération, pendant une courte durée et intercaler
des phases de rinçage à l’eau distillée (84). D’après Arguelles-Monal et al. (2000), 420 l
d’eau par kilogramme de chitine sont consommés au cours de l’extraction chimique.
II.8.2. La production par voie enzymatique
Les enzymes sont largement exploitées par les industries, en particulier les pro-
téases. Leur activité principale est la lyse des liaisons peptidiques. Elles ciblent égale-
ment les liaisons esters (5). Leur mode d’action fait intervenir une molécule d’eau, ce
qui les place dans la catégorie des hydrolases. Parmi leurs domaines d’application en
agroalimentaire, les protéases interviennent dans la fabrication de boissons, pâtisse-
ries, fromages et autres produits laitiers, ainsi qu’à la transformation de viande et de
poissons (7). Elles interviennent également dans l’industrie du cuir, de la photographie
et comme détergents, notamment dans les lessives (90). Dans le domaine médical, les
protéases sont admises comme anti-inflammatoires, combinées avec des antibiotiques.
Le principe d’utilisation des protéases se base sur leur capacité à éliminer des impure-
tés organiques, se substituant aux agents toxiques classiques (67).
Les protéases sont d’origine animale, végétale, microbienne ou fongique. Pour
répondre à la demande actuelle, l’extraction des protéases se fait à partir de cultures en
bioréacteur. Les liaisons peptidiques visées préférentiellement sont spécifiques à
chaque protéase.
Dès les années 60, des investigations se sont orientées vers les protéases pour extraire
la chitine, entre pH 5 et 8 (87). Roussina a testé la déprotéinisation par la papaïne, la
pepsine et la trypsine en 1968.
14
II.8.3. La voie fermentaire
De nombreuses études font part de l’intérêt de la fermentation pour traiter les co-
produits de crustacés. En effet, la production de protéases exo cellulaires par certains
microorganismes, combinée à la production d’espèces ioniques acides (comme l'acide
lactique), équivaut aux conditions d’extraction de la chitine. Traditionnellement, la fer-
mentation se déroule dans un réacteur où les conditions de température, pH, pression
et agitation sont suivies. À l’issue de la fermentation, une filtration sépare deux frac-
tions. La fraction solide est composée en majorité de chitine et la fraction liquide con-
tient les autres constituants solubilisés. L’un des intérêts du procédé biologique résulte
du potentiel de valorisation de cette dernière fraction.
Au cours de la fermentation, une protéolyse s’opère et libère des peptides et des acides
aminés dont la digestibilité est améliorée par rapport aux protéines initiales (6).
II.8.4. Transformation de la chitine en chitosan
Des traitements basiques sévères par le NaOH catalysent la désacétylation (31)
et aboutissent au chitosan selon la figure 3 La désacétylation de la chitine, qui consiste
à substituer le groupement acétyle par un atome d'hydrogène, donne du chitosan
comme résidu. Si l'étape de désacétylation est répétée plus d'une fois, le DDA peut at-
teindre les 95-96%.
Figure 4 :Désacétylation de la chitine(69)
15
III. Le phosphate
III.1. Source et provenance
Les phosphates font partis des anions facilement fixé par le sol ; leur présence
dans les eaux naturelles est liée à la nature des terrains traversés et la décomposition
de la matière organique. Dans les zones phosphatières, la plupart des eaux contient
des quantités quelquefois importantes de phosphates, souvent associé à des fluorures.
Dans le cas du traitement des eaux brutes, les phosphates peuvent perturber l’efficacité
de la coagulation et de l’adoucissement.
Dans les eaux de puits, la présence de phosphate peut avoir pour origine une in-
filtration en provenance de fosses d’aisance ou de dépôts de fumier (purin). Les eaux
de surface ou de nappes peuvent être contaminées par des rejets industriels (industries
agro-alimentaires ; ateliers de traitement de surfaces ; laveries) et domestiques ou par
le lessivage des terres cultivées renfermant des engrais phosphatés ou traités par cer-
tains pesticides.
Les phosphates peuvent aussi provenir des traitements de vaccination des eaux
industrielles contre la corrosion et l’entartrage ou des adjuvants actifs ajoutés au déter-
gent. Ceux –ci participent à la diminution de la dureté de l’eau, facilitent l’émulsion des
huiles et des graisses et maintiennent les salissures en suspension dans l’eau ;
l’alcalinité du milieu, modifiée favorise l’action détersive(41).
Le phosphate peut se trouver sous différentes formes oxydées ; sous la forme
acide, on trouve les acides métas (HPO3) pyro(H4P2O7) et ortho(H3PO4). En milieux
aqueux, les acides métas et pyro tendent vers une forme plus stable : l’ortophosphate.
Pratiquement, c’est sous cette forme qu’on le rencontre dans les eaux superficielles
dont le pH est compris entre 5 et 8.
III.2. Précaution
En France, l’inventaire de la pollution des eaux (1976) a montré que 55% des
points de mesure ont une teneur en phosphates inférieure à 0,50mg /l tandis que 24%
ont des valeurs moyennes supérieures à1mg /l.la charge corporelle de l’homme stan-
dard est environ 700g, en raison d’une élimination constante par les urines, ses besoins
quotidiens sont de 1 à 3g. L’apport alimentaire est élevé du fait de la teneur significative
16
en phosphore des aliments (viande 1, 8g/kg ; poisson : 2,5g/kg ; pain, lait : 0,9g/kg ;
légumes vert : 0,6g/kg ; fruit : 0,3g/kg) (41).
Dans le cas de l’emploi de polyphosphaytes, la réglementation française prévoit
que la teneur en P2O5 de l’eau livrée à la consommation ne dépassera pas 5mg/l et
qu’un traitement à 2mg /l est généralement suffisante. La directive des communautés
européennes indique comme teneur du phosphate dans l’eau destinée a la consomma-
tion humaine un niveau guide de 0,4mg/l et une concentration maximale admissible de
5mg/l exprimée en P2O5.
Pour les usages industriels, la quantité de phosphate doit être d’ autant plus limi-
tée que la pression des générateurs de vapeur est plus élevée. Dans la fabrication de la
bière, la présence de phosphate peut modifier l’arome et diminue la résistance de la
boisson à l’action bactérienne (41).
IV. Le plomb
VI.1. Source et provenance du plomb
Le plomb est un constituant naturel mineur largement reparti dans la croute ter-
restre à des teneurs de l’ordre de 13mg/kg. Les sols acides sont généralement moins
riches en plomb que les sols alcalins. Il peut être présent sous forme de carbonates
(cérusite) de phosphate (pyrophosphate) mais surtout de sulfure (galène). Ce sel très
peu soluble, peut cependant se transformer en hydroxyde ou en carbonate après avoir
été oxydé en sulfate. La nature des matières organiques édaphiques joue un rôle im-
portant dans la concentration en plomb des sols(41).
Ce métal est très répandu et très utilisé dans l'industrie; les possibilités de pollu-
tion sont extrêmement nombreuses et variées. Les activités humaines (emploi de plomb
tétraéthyl dans les carburants comme antidétonant, utilisation de combustibles fossiles)
entraînant la formation d'aérosols plombifères constituent, actuellement, la principale
source de plomb dans l'eau. Le dépassement des concentrations autorisées en plomb
au robinet du consommateur est généralement produit par la présence de tuyaux en
plomb ou de brasures de plomb.
17
IV.2. Toxicité du plomb
L’action toxique du plomb était déjà connue depuis très longtemps. L’eau n’est
pas la seule origine du plomb alimentaire, en dehors de la teneur des aliments propre-
ment dits, l’air, certain boisson (vin, whisky), les poteries artisanales mal vernissées les
boites de conserves soudées au plomb ; etc. peuvent en contenir(93).
L’intoxication plombique se traduit par des troubles cliniques, des anomalies bio-
logiques et des altérations histopathologiques variées. Elle est influencée par de mul-
tiples facteurs et principalement par l’action du plomb comme inhibiteur enzymatique,
notamment au niveau de l’adenyl cyclase dans le cerveau et le pancréas. Chez les su-
jets adultes, le passage du plomb ionisé au travers de l’épithélium enteral est faible
(5%), il est limité par la présence d’ion calcium .Chez l’enfant, cette absorption enteral
est de 10 à 20 fois plus active, d’où une intoxication plus sévère(41).
Les femmes enceintes, les fœtus, le nouveau né, les enfants, les individus por-
teurs d’une infection impliquant un accroissement de l’apport hydrique ou un traitement
par dialyse sont probablement les groupes les plus vulnérables ou les plus sensibles à
l’action toxique du plomb. Pour la population en général, l’inhalation de plomb atmos-
phérique ne contribuerait que relativement peu à la fixation de ce métal dans
l’organisme. Ceci contrairement à l’ingestion qui varie suivant les habitudes alimentaires
et en fonction de la teneur en plomb des eaux d’alimentation (41).
IV.3. Précaution
En 1972, le comité d’expert FAO/OMS a fixé provisoirement pour l’adulte une
dose hebdomadaire tolérable de 3mg de plomb, aucune valeur n’à été fixée pour les
enfants. La directive des communautés Européennes fixe pour les eaux destinées à la
production d’eau alimentaire un niveau guide de 0 ; 05mg/l, et pour les eaux destinées
à la consommation humaine, une concentration maximale admissible de 0,05mg/l dans
le cas des canalisations en plomb, la teneur en plomb ne devrait pas être supérieur à
0,05mg/l dans un échantillon prélevé après écoulement(41).
Les normes Américaines précisent que les eaux contenant plus de 0,05mg/l de
plomb sont impropres aux consommations, l’OMS et la réglementation française retien-
nent aussi cette même valeur limite de 0,05mg/l (41).
18
V. La coagulation floculation
V.1. Coagulant
C’est une substance chimique comme l’alun qui cause l’agglomération des parti-
cules fines et permet de former un précipité gélatineux dans l’eau usée pouvant ensuite
être retiré.
V.2. Floculant
C’est un polymère qui emprisonne les matières colloïdales agglomérées et forme
ainsi des flocons volumineux qui se déposent par gravité. Il est ajouté après la coagula-
tion pour augmenter davantage la taille et la cohésion des flocs.
V.3.Processus de coagulation-floculation
Le procédé de coagulation-floculation est un traitement primaire qui permet de
débarrasser les eaux usées des impuretés qu’elles contiennent grâce à la réaction
d’émulsion. La coagulation a donc pour but principal de déstabiliser les fines particules
en suspension pour ainsi faciliter leur agglomération (20). Généralement caractérisé par
l’injection et la dispersion rapide de produits chimiques, ce procédé permet d’augmenter
substantiellement l’efficacité des traitements secondaires (20). Il implique le plus sou-
vent la dispersion instantanée d’un sel métallique trivalent Al(III) ou Fe(III) qui neutralise
et déstabilise les particules colloïdales pour mener à la formation de flocs (58). En neu-
tralisant totalement ou partiellement les charges négatives sur ces particules, les inte-
ractions de Van Der Waals se retrouvent prédominantes, ce qui permet une agrégation
des matières fines en suspension, puis leur floculation.
De manière générale, on ajoute, en premier lieu, un agent coagulant et l’on sou-
met l’eau usée à certaines conditions de brassage puis, on ajoute un floculant qui vien-
dra agréger les agrégats déjà formés par le coagulant. L’intensité du brassage est habi-
tuellement faible lors du processus de floculation afin que les particules entrent en con-
tact plus facilement. En augmentant la taille des particules, le procédé de floculation
accroît le taux de captage des flocs lors du traitement de filtration (76).
Le procédé de coagulation-floculation peut-être employé pour retirer plusieurs
types de substances organiques et inorganiques : les graisses, les huiles, le phosphore,
la matière en suspension (MES), les métaux lourds, etc. Ce procédé permet donc la
19
réduction de la demande biochimique et chimique en oxygène (DBO et DCO), de même
qu’une réduction des populations bactériennes. Une approche spécifique au type
d’effluent traité doit cependant être développée afin d’optimiser le procédé. Les quanti-
tés d’agent coagulant requises pour traiter une eau usée dépendent essentiellement
des facteurs suivants, soit le pH, l’alcalinité, la concentration en phosphate et le point
d’injection du coagulant. De son côté, l’efficacité du procédé de coagulation-floculation
repose sur les caractéristiques de l’eau usée à traiter et les conditions de brassage
(24).
V.4. Les différents types de coagulant et floculant
V.4.1. Les coagulants et les floculants chimiques
Plusieurs agents chimiques peuvent être employés dans le procédé de coagulation-
floculation. Les sels métalliques sont indéniablement les coagulants les plus utilisés
dans le monde actuellement. Récemment, plusieurs types de coagulants et de flocu-
lants inorganiques sous formes de polymères ont été développés et sont maintenant
largement utilisés en Chine, au Japon, en Russie et Europe de l’Est (87). D’autres re-
cherches montrent que l’utilisation de polymères d’origine biologique est un avenir fort
prometteur.
V.4.2. Les coagulants de type sels métalliques
Ce type de coagulants peut être utilisé pour traiter des eaux usées industrielles et do-
mestiques, mais son applicabilité s’étend aussi à plusieurs autres domaines : réduction
adoucissement de l’eau, enlèvement des métaux lourds (industrie métallurgique), enlè-
vement des huiles et des graisses, enlèvement du phosphate des eaux de lavage et
d’autres type d’effluent, etc. Ces agents chimiques sont donc d’excellents outils pour
réaliser le polissage et la récupération des matières particulaires. Plusieurs sels métal-
liques sont utilisés dans le domaine du traitement des eaux usées, voici un aperçu des
principaux.
V.4.2.1. Oxyde de Calcium - CaO (lime)
Il produit du carbonate de calcium dans l’eau usée et permet ainsi la coagulation des
matières particulaires et de certains métaux. Il est généralement utilisé avec d’autres
coagulants puisque l’apport préliminaire de très grandes quantités de CaO est souvent
20
nécessaire lorsqu’il est utilisé seul. De plus, il génère typiquement plus de boues que
les autres coagulants (24)
V.4.2.2. Sulfate Ferreux - F e(SO4)
Il est généralement utilisé avec le CaO pour réduire la dureté de l’eau. La combi-
naison des deux coagulants génère du sulfate de calcium et de l’hydroxide ferrique.
L’eau usée doit cependant contenir de l’oxygène dissout afin que la réaction puisse
prendre place. (25)
V.4.2.3. Alun - Al2(SO4)3 x 14H2O
Il est utilisé pour réduire la dureté ainsi que la charge en phosphate des eaux
usées. En solution, il réagit avec les composés alcalins présents (carbonate, bicarbo-
nate et hydroxyde) ou le phosphate pour former un sel d’aluminium insoluble(25).
V.4.2.4. Chlorure ferrique - FeCl3
Il réagit selon l’alcalinité et la concentration en phosphate pour former un sel de
fer insoluble (24). Plusieurs avantages et inconvénients accompagnent l’utilisation des
agents chimiques présentés ci-dessus (59;24;76). Il faut noter que ces sels métalliques
peuvent être utilisés seuls ou combinés. Généralement, on les utilise avec un floculant
afin d’augmenter l’efficacité du procédé.
Avantage:
- L’utilisation de ce procédé chimique est très répandue, il y a donc beaucoup
d’équipement déjà existant et une multitude d’agents chimiques disponibles.
- Certains de ces agents chimiques sont peu dispendieux, notamment le CaO.
- Les systèmes de coagulation-floculation chimique sont généralement automatisés et
demandent donc peu de surveillance et d’entretien. Une main-d’œuvre hautement quali-
fiée n’est souvent pas nécessaire.
- La présence de composés toxiques dans l’effluent à traiter n’est pas gênante et le sys-
tème est stable lorsqu’il est soumis à des températures variables.
21
V.4.3. Les coagulants d’origine naturelle
Comme l’ont relevé certaines études, les coagulants à base d’aluminium, de fer
et même les polymères synthétiques présentent un désavantage important : leur toxicité
probante pour l’environnement. Cela a donc poussé quelques chercheurs à investir la
possibilité d’utiliser des composés d’origine naturelle pour réaliser le procédé de coagu-
lation-floculation (59).
Contrairement au système biologique, un système de coagulation-floculation chimique
peut accommoder une grande variété de charges et de débits. La complexité dans la
charge de l’effluent à traiter et l’intermittence dans le débit ne constituent pas un pro-
blème.
Contrairement aux systèmes biologiques, un système chimique de traitement
primaire requiert moins d’espace et les coûts d’installation sont moins importants.
Historiquement, les coagulants d’origine végétale et animale sont apparus bien avant
les coagulants synthétiques comme les sels chimiques (59). Des manuscrits anciens en
provenance de l’Inde rapportent que les graines de nirmali, une espèce d’arbre, étaient
utilisées pour clarifier l’eau de surface, il y a 4000 ans de cela (78). Cependant, un
manque de connaissances scientifiques au niveau de leurs mécanismes de fonction-
nement et de leur efficacité a ralenti les recherches réalisées sur ces coagulants (59).
Ainsi, l’utilisation de coagulants naturels a été découragée dans les pays développés
sous prétexte qu’ils n’ont jamais été soumis à une évaluation scientifique rigoureuse
(44). Dans les pays en voie de développement, leur développement s’est poursuivi si
bien qu’aujourd’hui les pays développés recommencent à s’intéresser à cette alterna-
tive (45).
V.4.3.1. Extrait de graines de Moringa olfeifera
Cette technique de purification de l’eau était déjà employée au siècle dernier par
les femmes soudanaises (45). Ainsi, en extrayant dans une solution aqueuse le contenu
des graines séchées de Moringa olfeira, une plante tropicale appartenant à la famille
des Moringaceae , on obtient un coagulant aux propriétés fortes intéressantes. Il existe
une quarantaine de variétés de cette plante, certaines affichant de meilleures perfor-
mances dans le traitement des eaux usées (59). Plusieurs études montrent que cet ex-
trait de plante offre de bons rendements pour réduire la turbidité, la présence de mi-
22
croorganismes, la dureté de l’eau et enfin pour le conditionnement des boues. La molé-
cule active responsable des propriétés coagulantes est une protéine dimérique catio-
nique de 13 kDa (59).
V.4.3.2. Autres coagulants naturels
D’autres études documentent l’utilisation d’une gomme faite à base de graines
d’Ipomoea dasysperma (74) ou de Cassia javahikai (74) comme agent coagulant dans
le traitement des eaux usées de l’industrie du textile. Ces produits d’origine naturelle
semblent être des alternatives envisageables pour remplacer l’alun, le chlorure ferrique
ou les polymères à base d’aluminium en raison de leur biodégradabilité, leur coût peu
élevé et de leur non toxicité pour l’homme et l’environnement. Les paramètres qui affec-
tent le plus le rendement de ce genre de coagulant sont le pH et la dose utilisée.
V.4.4. Les floculant minéraux
Le principal agent floculant d’origine minérale employé dans le domaine du trai-
tement des eaux est la silice activée. Ce composé offre de bons rendements lorsqu’il
est associé au sulfate d’aluminium en eau froide. Un inconvénient accompagne
l’utilisation de la silice, elle doit être préparée juste avant son utilisation, vu sa faible
stabilité (19).
V.4.5. Les polymères d’origine biologique
Alginates : Les alginates de sodium sont extraits de l’acide alginique, un compo-
sé provenant d’algues marines. Ces produits sont particulièrement employés en combi-
naison avec les sels ferriques, mais peuvent donner de bons résultats avec les sels
d’aluminium (19).
Amidons : Obtenus de la pomme de terre, du tapioca ou d’autres végétaux, ces
polymères de glucopyranose non linéaires ramifiés sont utilisés de préférence avec les
sels d’aluminium. Une fois diluée, leur biodégradation peut-être rapide (19).
Autres composés : Plusieurs polysaccharides naturels ont des propriétés floculant (cel-
lulose, gommes, tanins, xanthanes), mais ils sont très peu utilisés dans le traitement
des eaux (19).
23
VI. L’adsorption
L’adsorption, à ne pas confondre avec l’absorption, est un phénomène de sur-
face par lequel des molécules de gaz ou de liquides se fixent sur les surfaces solides
des adsorbants. Les molécules ainsi adsorbées constituant l'adsorbat. Si les conditions
énergétiques ou cinétiques permettent à la molécule de pénétrer au sein de la phase
adsorbante, il y a absorption.
L'adsorption repose sur la propriété qu'ont les surfaces solides de fixer certaines
molécules de manière réversible, par des liaisons faibles de type Van der Waals. Cette
propriété est liée à la structure même du solide où subsistent, en surface, des forces
non équilibrées par suite des dissymétries dans la répartition des atomes : la formation
d'une couche de molécules adsorbées compense en partie ce déséquilibre (93).
VI.1. Processus de l’adsorption
L'adsorption est un traitement efficace pour enlever la matière organique, particu-
lièrement quand la charge moléculaire est importante et la polarité est faible. C’est un
processus où un solide est employé pour enlever une substance soluble de l'eau. Dans
ce processus, par exemple : le charbon actif est le solide. Le charbon actif est produit
spécifiquement pour couvrir une surface interne très grande (entre 500 et 1500 m2/g).
Cette grande surface rend le charbon actif idéal pour l'adsorption. il peut adsorber les
substances solubles suivantes :
• Adsorption des substances organiques et non polaires comme les huiles
minérales, les phénols (chlorure)
• Adsorption de substances halogénées : I, Br, Cl, H et F
• Odeur
• Goût
• Levures
• Divers produits de fermentation
VI.2. Adsorption Isotherme de Langmuir
À température constante, la variation de la quantité de chacun des cations mé-
talliques adsorbés en fonction de sa concentration est appelée isotherme d'adsorption.
24
Les résultats obtenus montrent que l'élimination des cations s'effectue selon l'iso-
therme de Langmuir dont le modèle induit les suppositions suivantes:
- La surface de l'adsorbant possède un nombre fini de sites d'adsorption équivalents,
chacun étant capable d'adsorber une molécule;
- l'adsorption peut avoir lieu lorsqu'une molécule rencontre un site libre avec un coeffi-
cient d'adhérence indépendant de la proportion de sites déjà occupés;
- absence de l'interaction entre les molécules adsorbées.
- L'équation de Langmuir est exprimée par la formule suivante :
Avec :
� (Ce) est la concentration du cation métallique à l’équilibre (ppm)
� J est le nombre de mg du cation adsorbé (mg)
� m est la masse du chitosan dans la solution(g)
� K est une constante qui indique l'énergie d'adsorption
� b est la quantité maximale de cations nécessaire pour former une monocouche
complète a la surface de l’adsorbant
La probabilité de désorption d’une molécule adsorbée est également indépendante de
la portion des sites occupés
Les valeurs de deux constantes de Langmuir sont calculées à partir des équations des
droites indiquées dans la figure 22
VII. La chélation
La chélation est un processus physico-chimique au cours duquel est formé un
complexe, le chélate, entre un ligand, dit chélateur (ou chélatants), et un cation (ou
atome) métallique, alors complexé, dit chélaté.
25
Le « chélate » se distingue du simple « complexe » par le fait que le cation mé-
tallique est fixé au chélateur par au moins deux liaisons de coordination définissant un
cycle avec le métal, à la manière d'une pince, d'où le nom. Le nombre de liaisons métal-
ligand qu'il est possible de former définit la « denticité » : on parle de coordinats biden-
tés, tridentés, tétra dentés, etc., ainsi que de ligands mono dentâtes, bi dentâtes, poly
dentâtes. L’atome central est lié aux atomes voisins par au moins deux liaisons en for-
mant une structure annulaire, un cycle chélate. Les cycles chélates les plus stables sont
les cycles chélates à 5 et à 6 chaînons. Grâce à cet effet, les chélates sont des com-
plexes plus stables que les complexes de ligands mono dentés comportant les mêmes
fonctions chimiques.
Des chélateurs sont utilisés comme médicaments (en cas de saturnisme par
exemple), mais doivent être utilisés avec précaution car pouvant interférer avec d'autres
métaux que le métal cible, et pouvant interférer avec l'immunité.
VII.1. Typologie des chélateurs
Il existe des chélatants faibles, qui forment des complexes labiles et instables, et
des chélatants forts, tels l'EDTA, qui peuvent former des complexes extrêmement
stables et inertes, caractérisés par des constantes de dissociation inférieures à 10-27,
c'est-à-dire que la forme complexée est un milliard de milliard de fois plus stable que la
forme dissociée.
VII.2. Fonctions biologiques
La chélation est un phénomène naturel fondamental
• en chimie bio inorganique : par exemple les ions de cobalt dans la vitamine B12,
de magnésium dans la chlorophylle, de cuivre dans l'hémocyanine ou de fer
dans l'hémoglobine sont chélaté.
• en biologie : la plupart des organismes vivants produisent des protéines spé-
ciales, riches en soufre qui contribuent à détoxiquer l'organisme.
• Chez l'homme, les individus le font plus ou moins efficacement selon leur patri-
moine génétique. Ceux dont l'organisme ne se détoxifie pas assez vite ont plus
de risque de développer des maladies neuro dégénératives (Maladie d'Alzheimer
(MA) notamment), en particulier en cas d'exposition au mercure inorganique per-
26
du par les plombages dentaires. Chez les personnes génétiquement moins aptes
à sa détoxication, le mercure augmente quantitativement et ses effets toxiques
sont aggravés (18).
VII.3 Applications
Les applications des chélateurs sont nombreuses, par exemple :
• en médecine : lors d'une intoxication avec des poisons métalliques ou contami-
nation interne californium… cette propriété est mise à profit avec des antidotes -
par exemple du Zn-DTPA par des produits radiologiques (plutonium, américium,
berkélium, curium, yttrium, ou Ca-DTPA - qui forment un chélate éliminé lors de
la miction. Cette capacité de soustraire les cations métalliques du milieu est ap-
pelée séquestration : on donne donc aussi aux chélateurs le nom d'agents sé-
questrant.
• en imagerie médicale : en IRM, le gadolinium est utilisé comme agent de con-
traste sous forme de chélate pour limiter la toxicité de celui-ci sur l'organisme vi-
vant
• en chimie analytique,
• dans l'industrie nucléaire,
• dans la teinturerie,
• dans la métallurgie,
• en agronomie : ces agents peuvent soit passiver une surface métallique (comme
le cuivre) par complexations (liaison pendante en surface) soit éloigner les ions
métalliques de la surface,
• en histologie : on utilise des chélateurs du Ca++ (de type EDTA) au cours de
l'étape de décalcification des tissus osseux et dentaires. Cette étape est en gé-
néral nécessaire pour permettre la coupe du prélèvement ; attention toutefois,
elle est à éviter si possible, car elle provoque l'altération de la pièce à étudier.
Il existe aussi des chélateurs naturels tels que des molécules contenues dans la bar-
dane, l'ail, le lierre terrestre, les algues et la coriandre(18).
27
VIII. Les procédés classiques de traitement des eau x
Le traitement d’une eau brute dépend de sa qualité, laquelle est fonction de son
origine et peut varier dans le temps. L’eau à traiter doit donc être en permanence ana-
lysée car il est primordial d’ajuster le traitement d’une eau à sa composition et, si né-
cessaire, de le moduler dans le temps en fonction de la variation observée de ses di-
vers composants.
28
VIII.1. Procédé classique de traitement des eaux us ées et potabilisation des eaux
Voici les procédés et les étapes à prendre pour le traitement des eaux usées et la pota-
bilisation de l’eau qui montre bien l’importance du phénomène de coagulation flocula-
tion
Prétraitements Traitements primaire Traitements biologique Traitements tertiaire
Rejet , Parcours obligatoire , Suivant législation , Possible
Figure 5 : Principales filières de traitement des e aux usées (15)
Dégrillage/tamisage
Dessablage
Dégraissage
Coagulation-
floculation
Décantation
flottation
Lagunage
Boues activées
Boues acti-
véé+filtration mem-
branaire
Biodisques
Lits bactériens
Biofiltres
Déphosphatation
Nitrification
Nitrification Dé-
nitrification
Filtration sur
sable
d
é
s
i
n
f
é
c
t
i
o
n
29
Parcours obligatoire
Parcours possible
Figure 6 : Panorama des filières de potabilisation (15)
Clarification Traitement d’affinage
Peroxidation
KMnO4 ; Cl2 ;ClO2 ;O3 CAP
Coagulation
floculation Décanta-
Filtration
sable
Flottation
Microfiltration
Ultrafiltration
Ozonation Filtra-
tionCAG
Nanofiltration
Ultrafiltration +CAP
(CRISTAL)
Dénitrification
Eau brute
30
Tableau 1: NORME DE POTABILITE MALAGASY (Décret n°2 004-635 du 15/06/04)
ODEUR ABSENCE
COULEUR INCOLORE
SAVEUR DESAGREABLE ABSENCE
TEMPERATURE °C <25
TURBIDITE NTU <5
CONDUCTIVITE μS/cm <3000
pH 6,5 - 9,0
PARAMETRES CHIMIQUES UNITE NORME
ADMISSIBLE MINIMA
CALCIUM mg/l 200
MAGNESIUM mg/l 50
CHLORURE mg/l 250
SULFATE mg/l 250
OXYGENE DISSOUS % de saturation % 75
DURETE TH mg/l en CaCO3 500
ELEMENTS INDESIRABLES
MATIERES ORGANIQUES mg/l 2 (milieu
Alcalin)
5 (milieu Acide
AMMONIUM mg/l 0 ,5
NITRITE mg/l 0,1
AZOTE TOTAL mg/l 2
MANGANESE mg/l 0,05
FER TOTAL mg/l 0,5
PHOSPHORE mg/l 5
ZINC mg/l 5
ARGENT mg/l 0,01
CUIVRE mg/l 1
ALUMINIUM mg/l 0,2
NITRATE mg/l 50
FLUORE mg/l 1,5
BARYUM mg/l 1
31
ELEMENTS TOXIQUES
ARSENIC mg/l 0,05
CHROME TOTAL mg/l 0,05
CYANURE mg/l 0,05
PLOMB mg/l 0,05
NICKEL mg/l 0,05
POLYCHLORO-BIPHENYL PCB mg/l 0
CADMIUM mg/l 0,005
MERCURE mg/l 0,001
Germes pathogènes et indicateurs de pollutions féca les: Coliformes totaux 0 /100ml
Streptocoques fécaux 0/100ml
Coliformes thermo-tolérants 0/100ml
(e.coli)
Clostridium sulfito-reducteur <2 / 20ml
IX. Les différentes possibilités de mécanismes de f ixation des cations métalliques
par le chitosan
Selon Weber et Morris (1962), l'adsorption d'un soluté sur un adsorbant poreux
se déroule en trois étapes consécutives:
La première étape est le transport du soluté à adsorbé vers la couche externe de
l'adsorbant;
La deuxième étape est la diffusion du soluté à adsorbé dans les pores de l'ad-
sorbant; la troisième étape est l'adsorption du soluté par les surfaces internes de l'ad-
sorbant.
En général, la troisième étape est plus rapide que les deux précédentes. La résistance
à la diffusion extérieure peut diminuer suite à une agitation suffisante du milieu d'impré-
gnation.
Selon Juang et Shao (2002), il semble que la fixation des cations par le chitosan
s'effectue via des liaisons de coordination avec les groupements -NH2 • C'est comme si
deux groupements -OH et un groupement -NH2 étaient liés à un seul cation métallique
et que le quatrième site était occupé par une molécule de H20 ou par un -OH du car-
bone (C3). D'autres chercheurs (48; 62) supposent qu'un seul monomère peut être im-
32
pliqué dans la coordination et n'excluent pas la possibilité que deux monomères dis-
tincts d'une même chaîne ou de deux chaînes différentes participent à la formation d'un
complexe stable avec le cation métallique, comme le montrent les figures 7, 8et 9.
Figure 7 : Structure chimique de la complexation du cuivre par deux chaînes de
chitosan(62).
Figure 8: Structure chimique de la complexation du cuivre par le chitosan (48).
Cu O N
O N
O O CH2OH
NH2
OH O O
n
+Cu +H+
33
Figure 9 : Structure chimique de la complexation du cobalt par le chitosan (38).
Si les résultats obtenus montrent que le taux d'élimination des cations dépend du
pH de la solution, ce qui suggère un mécanisme d'échange d'ions dans la fixation des
cations métalliques par le chitosan. Le chitosan dont le pKa (6,6) est supérieur au pH
de toute solution devient largement protoné. Par conséquent l'élimination des cations
métalliques par un mécanisme d'échange d'ions, aboutira à un relâchement des protons
par le chitosan.
Dans ces conditions l'élimination des cations aura lieu par deux réactions consé-
cutives :
Protonation du groupement amine; fixation du cation métallique par formation d'un
complexe stable avec le groupement amine et l'oxygène de la fonction alcool du chito-
san.
Inoue Yoshizuka et Baba (1992) (figure 10) proposent le mécanisme suivant pour
la fixation d'un cation dans une solution contenant le chitosan en milieu acide (présence
du HN03).
Protonation du groupement amine
34
Figure 10 : Fixation d'un cation de valence (n+) pa r le chitosan par mécanisme
d'échange d'ions (40).
Quand le pH se rapproche du pKa du chitosan, les groupements amines vont se
trouver plutôt sous forme -NH2 non protoné et des ions métalliques hydrolysés peuvent
apparaître. Dans cette région du pH les cations métalliques, surtout le cuivre, vont se
combiner avec beaucoup de groupements hydroxyles. Dans ce cas l'interaction entre
les cations métalliques et le chitosan aura lieu par complexation.
La forme dominante du complexe avec ces cations est supposée avoir deux
groupements de -OH et un groupement de -NH2 comme ligands. Le quatrième
site est occupé soit par une molécule d'eau, soit par le groupement -OH du car-
bone C3 du monomère du chitosan. Dans le cas où deux groupements amines
sont suffisamment proches, les métaux hydroxylés peuvent se lier à ces deux
groupements en même temps.
35
2ème partie : ETUDES EXPERIMENTALES
Cette partie présente les produits utilisés, les méthodes d'analyse pour l'obten-
tion et la caractérisation du chitosan, et enfin l’étude de l’efficacité du chitosan dans le
traitement des eaux pour l’enlèvement du plomb et du phosphate.
I. Matériels biologiques :
L’étude est effectuée sur des têtes (Figure 11) et des carapaces (Figure 12) de
crevette fournis par Manda SA, ce sont des crevettes de pêche (Panaeus sp). Elles
sont classées de la manière suivante :
Embranchement : Arthropoda
Super-classe : Crustacea
Classe : Malacostraca
Ordre : Decapoda
Sous-ordre : Dendrobranchiata
Super-Famille : Penaeoidea
Famille : Penaeidae
Genre : Panaeus sp
Figure 11 : Têtes de crevettes de pêche tropicale Penaeus sp
36
Figure 12 : Carapaces de crevettes de pêche tropica le Penaeus sp
II. Analyse de la composition chimique des matières premières
II.1. Dosage de l’humidité
II.1.1. Principe
La teneur en eau est déterminée par étuvage des échantillons à 103 °C pendant 5H
(55).
II.1.2. Mode opératoire
II.1.2.1 Matériels et réactifs
• Etuve
• Balance de précision
• Capsules
• Dessiccateur
37
II.1.2.2 .Manipulation
Une capsule vide est pesée et environ 5g d’échantillons sont ajoutés dans la
capsule et l’ensemble est pesé à nouveau. Les capsules sont étuvées (Figure 13) à
103°C pendant 5 heures. Ensuite, elles sont refroidies dans un dessiccateur avant
d’être repesées à nouveau. Le dosage est effectué trois fois pour chaque échantillon et
on calcule la moyenne.
Figure 13 : Etuve
II.1.2.3. Mode de calcul
Ainsi l’humidité est obtenue avec la formule suivante :
M0 : masse de la capsule vide en grammes
M1 : masse de la capsule avec la prise d’essai en grammes
M2 : masse de la capsule après étuvage en grammes
38
II.1.2.4. Résultat
Tableau 2. Humidité des matières premières
Dans ce tableau on a trouvé un teneur en eau de 63,86 et de 73,23%. Ces teneurs
sont voisines de celles trouvées dans la littérature qui est de 68,6% et de 72,8% pour
les têtes de crevettes de Madagascar (66).Par contre elles sont très élevée par rapport
à celle rapportée par une étude qui consistait à un séchage à froid des carapaces avant
de travailler sur la composition de la matière première. Les valeurs trouvées sont com-
prises entre 10 à 20% (47).
II.2.Dosage des protéines brutes
II.2.1. Principe
La méthode utilisée est celle de KJELDHAL qui consiste à doser la teneur en
azote pour estimer la teneur en protéines (32). Le dosage comporte trois étapes.
II.2.2.Mode opératoire
II.2.2.1. Matériels et réactifs
• Matras de minéralisation
• Acide sulfurique 0,1N
• Sulfate de potassium
• Sulfate de cuivre
• Minéralisateur
• Bécher
• Acide borique 40%
• Indicateur coloré (Tashiro)
Echantillons Humidité %
Carapaces de crevette 63,86
Têtes de crevette 73,23
39
• Eau distillée
• NaOH concentré
• H2SO4 0,1N
II.2.2.2.Manipulation
Le dosage des protéines se déroule en 3 étapes :
Minéralisation :
Dans un matras de minéralisation (figure 14), environ 0.2g de l’échantillon (têtes
ou carapaces de crevette) sont mélangées avec 20 ml d’acide sulfurique et une pastille
le catalyseur (3.5g de sulfate de potassium dans et 0.4gde sulfate de cuivre).
Pour chaque échantillon, 2 prises d’essai ont été effectuées. Les échantillons sont mi-
néralisés dans un minéralisateur jusqu’ à obtention de couleur verte pendant 3 heures
Le chauffage est alors arrêté et les tubes sont laissés se refroidir.
Figure 14 : Matras de minéralisation
Distillation
Dans un bécher de 600ml, 25ml d’acide borique de concentration 40% et
quelques gouttes d’indicateur coloré (solution méthanoïques à base de rouge de mé-
thyle et bleu de méthylène) sont ajoutés. La solution obtenue est de couleur bleue.
Après refroidissement, le minéralisât est dilué avec environ 10ml d’eau distillée
Matras
Minéralisateur
40
Le matras contenant le minéralisât est ensuite placé dans la colonne gauche du
distillateur (figure 15). 50ml de NaOH concentré sont ensuite ajoutés dans le matras à
l’aide de l’appareil. Le minéralisât devient marron. Le bécher contenant l’acide borique
avec l’indicateur coloré est placé dans la colonne droite de l’appareil pour récupérer le
distillat. La distillation est alors lancée.
Figure 15 : Distillateur de KJELDHAL
Titration :
Le distillat est titré avec une solution de H2SO4 0,1N jusqu’à obtention de couleur rose.
II.2.2.3. Mode de Calcul
La teneur en protéines est calculée par la formule ci-après
0.875=constante des protéines
PE : prise d’essai en g
41
II.3 Dosage des lipides
II.3.1. Principe
Elle repose sur le traitement de l’échantillon avec de l’acide chlorhydrique bouil-
lant pour libérer la fraction lipidique occluse et liée puis filtration de la masse résultante
et après séchage, extraction au moyen de n-hexane de la matière grasse retenue sur le
filtre et enfin évaporation(88).
II.3.2.Mode opératoire
II.3.2.1.Matériels et réactifs
• Ballon à fond plat
• HCl 3N
• Célite
• Entonnoir
• Papier filtre
• Étuve
• Appareil Soxhlet
• Hexane
• Rotavapor
• Dessiccateur
II.3.2.2. Manipulation
Les échantillons sont pesés (5g) et mis dans un ballon à fond plat avec 50ml
d’HCl 3N et deux spatules de célite. Puis, le traitement à chaud (60°C à 70°C) est lancé
jusqu’à 30mn après ébullition. Le tout est ensuite filtre à l’aide d’un entonnoir et d’un
papier filtre. De l’eau chaude est ajoutée jusqu’à neutralisation puis l’ensemble est sé-
ché à 60°C à l’étuve(12).
42
La suite sera une extraction dans l’appareil Soxhlet (figure16) qui dure quatre
heures et le solvant utilisé est l’ hexane soit 120ml. Le ballon contenant l’hexane est
chauffé à 45°C dans un chauffe-ballon. Les vapeurs d'hexane issues du chauffage sont
ensuite condensées par un tube réfrigérant. Ce sont les condensats qui extraient les
lipides contenus dans l’échantillon, placé dans l’appareil soxhlet. Après 8 heures
d’extraction, le ballon contenant l’hexane est évaporé à l’aide d’un rotavapor, puis étu-
vé à103°pendant 1h. En fin, le ballon est mis dans un dessiccateur pendant 1h avant
d’être repesé.
Figure 16 : Extraction avec l’appareil Soxhlet
II.3.2.3. Mode de calcul
La différence de poids entre le ballon vide et le ballon après évaporation de solvant, qui
contient les résidus lipidiques, donne la quantité de lipides contenue dans la prise
d’essai. La teneur en lipides est alors obtenue suivant la formule :
Chauffe ballon
Appareil Soxlet
43
M0=masse du ballon vide (g)
M1=masse du ballon après étuvage(en g)
PE=prise d’essai en g
II.4. Résultats
Tableau 3: Teneur en cendres, en protéines, en mati ères grasses des matières
premières par rapport au poids sec
Echantillons Cendres % Protéines % Matières grasses %
Têtes de crevette 26,41 61,11 6,11
Carapaces de crevette 29,28 51,11 2,22
D’après ce tableau, la teneur en cendres des carapaces de crevette est trois fois plus
élevée que celle des têtes. Pour la matière grasse, la teneur dans les carapaces est
deux fois moins élevée que celle dans les têtes avec 6,11% pour les carapaces et
2,22% pour les têtes ce différence peut expliquer par le fait que les têtes de crevettes
contienne encore des bout de chair en plus c’est aussi dans les têtes des produit ha-
lieutique qu’on peut trouver plus de matière grasse comme les omégas 3. En ce qui
concerne les protéines, elles sont le constituant dominant avec 51,11% pour les cara-
paces et 61,11% pour les têtes par rapport au poids sec. D’autres recherches sur les
têtes de crevette de Madagascar ont rapportées des valeurs de 24% pour les cendres,
7% lipides et 57% pour les protéines. On note une petite différence avec le présent tra-
vail, ce qui pourrait s’expliquer par les différences entre espèces, saison de pêche.
II.5. Détermination de la teneur en cendres
II.5.1. Principes
Le principe repose sur l’incinération de l’échantillon dans un four à moufle à une
température de 550°C pendant 5 à 6 heures, c'est-à-dire par la destruction des ma-
tières organiques (53). Les cendres brutes composées d’éléments minéraux sont con-
tenues dans le résidu après calcination (53).
44
II.5.2. Mode opératoire
II.5.2.1. Matériels et réactifs
• Four à moufle
• Dessiccateur
• Balance de précision
• Capsule
II.5.2.2. Manipulation
Environ 5g d’échantillon sont pesés dans une capsule de poids connu. Elle est
placée au moins 5 à 6 heures à 550 °C dans un four à moufle jusqu'à obtention d’une
cendre blanche ou grise. Après refroidissement au dessiccateur, elle est de nouveau
pesée. Le poids des cendres résiduelles est assimilé à la teneur en minéraux. Chaque
mesure est répétée trois fois.
II.5.2.3. Mode de calcul
La teneur en cendres est calculée à partir de la formule suivante :
C% : teneur en cendres en pourcent
M0=masse de la capsule vide en grammes
M1=masse de la capsule avec le cendre en grammes
PE=prise d’essai en grammes
II.6. Dosage des éléments minéraux : Ca, P, Mg, Fe, Na, Zn
II.6.1. Principe
Les minéraux seront dosés à partir des cendres obtenues plus haut par spectrométrie
d’absorption atomique.
45
La spectrophotométrie d’absorption atomique est une méthode d’analyse utili-
sant la propriété qu’ont les atomes d’absorber une quantité bien définie d’énergie ou
photon de fréquence bien définie pour passer d’un état fondamental à un état excité.
Plus il y a d’atomes ou éléments minéraux dans la solution, plus il a d’énergie sous
forme de rayonnement et cette énergie est transformer en densité optique proportionnel
a la concentration des éléments minéraux(46).
II.6.2. Mode opératoire
II.6.2.1. Matériels et réactifs
• D’eau distillée
• Béchers
• Etuve
• Four à moufle
• Plaque chauffante
• Spectromètre d’absorption atomique
• Solution de vanado-molybdique
• Fioles
II.6.2.2. Manipulation
Les cendres sont mouillées avec un peu d’eau distillée. Ensuite, 5ml d’HCl con-
centré pur sont ajoutés. Le mélange ainsi obtenu est mis dans des béchers et chauffé
jusqu'à ébullition pendant 10mn sur plaque chauffante, puis les solutions sont laissées
se refroidir puis filtrées et rincées avec de l’eau distillée. Ensuite, le volume de la solu-
tion est ramené à 100ml avec l’eau distillée pour faire ensuite les lectures sur spectro-
mètre d’absorption atomique après avoir réglé l’appareil (Figure 17) pour le Ca, Mg, Fe
après avoir fait la dilution convenable pour chaque échantillon. Une courbe étalon de la
densité optique en fonction de la concentration est établie pour chaque élément et la
concentration en élément des échantillons est alors déduite en reportant leurs densités
optiques à la courbe d’étalonnage convenable.
46
Figure 17 : spectromètres d’absorption atomique
II.6.3. Dosage du phosphore
Les phosphores seront dosés à partir des cendres obtenues plus haut par spectropho-
tométrie UV/VIS.
Le dosage sur spectrophotomètre UV/VIS est basé sur la propriété qu’ont cer-
tains composés chimiques (molécules, ions…) à développer une réaction colorée au
contact d’une certaine substance. L’intensité de la coloration est proportionnelle à la
concentration de la molécule ou de l’élément à doser et est mesurée à l’aide d’un spec-
trophotomètre UV/VIS (81).
Les substances chimiques absorbent un faisceau de radiation envoyé par une
source lumineuse. Une cellule photoélectrique mesure l’intensité du faisceau lumineux
transmis, c’est-à-dire l’absorbance ou la densité optique (DO) selon la loi de BEER
LAMBERT
DO=�LC
DO= densité optique
�=coefficient d’extension moléculaire d’un soluté donnée dans un solvant donné
et à une longueur d’onde donnée
L= épaisseur de la solution traversée en cm
47
C= concentration du soluté ou élément à doser
II.6.3.1. Mode opératoire
II.6.3.1.1. Matériels et réactifs
• Eau distillée
• Réactif vanado-molybdique : solution de molybdate d’ammonium à 10% ; solu-
tion de métavanadate d’ammonium
• Tubes à essai
• Spectrophotomètre UV/VIS.
II.6.3.1.2. Manipulation
Les cendres sont mouillées avec un peu d’eau distillée. Ensuite, 5ml d’HCl pur
sont ajoutés. Le mélange ainsi obtenue est mis dans des béchers et chauffé jusqu'à
ébullition pendant 10mn sur plaque chauffante, puis les solutions sont laissé se refroidir
puis filtrer et rincer avec de l’eau distillée. Après avoir fait la dilution convenable, les
solutions sont traitées par le réactif vanado-molybdique pour former un complexe de
couleur jaune. 5ml de l’échantillon sont mis dans un tube à essai avec 5ml de réactif.
Le dosage se fait à l’aide d’un spectrophotomètre UV/VIS (figure 23). La densité optique
est lue à 430nm après 15mn de repos des échantillons.
II.6.4. Mode de calcul
Pour chaque élément, une courbe d’étalonnage est établie en fonction des densi-
tés optiques et des concentrations de la gamme étalon. Les densités optiques de solu-
tions à analyser pour un élément donné sont reportées sur le courbe étalon correspon-
dant pour déduire la concentration recherchée
X=concentration de la solution (mg/l)
Dil=inverse du facteur de dilution
48
V=volume de la mise en solution du filtrat en, ml
Pe =prise d’essai en g
II.6.5. Résultats
Tableau 4: Composition en éléments minéraux des mat ières premières en g /100g
de matière sèche
La composition en éléments minéraux est figurée dans le Tableau 4. Le calcium
est l’élément minéral principal avec 9,070% et 8,13% de la matière sèche respective-
ment pour les carapaces et les têtes de crevette. Du point de vue général, les cara-
paces de crevette ont des teneurs en calcium, en magnésium, en fer et en sodium plus
élevées que les têtes de crevette. Ces résultats sont compatibles avec les teneurs en
cendres obtenues précédemment où les carapaces contiennent une teneur plus éle-
vée. Ces valeur coïncide avec celle trouvé par d’autre recherche même si le taux de Ca
est un peu inférieur, ils ont trouvés pour les carapaces de crevette un teneur en Ca de
13,04%, Mg : 0,44%, Fe inférieure à 0,1% (65).
III. Extraction de la chitine
III.1 Principe
Elle consiste à utiliser la Pepsine qui est une endopeptidase extraite de la mu-
queuse gastrique porcine. La pepsine est employée, dans cette étude, pour sa capacité
à hydrolyser les liaisons peptidiques, elle fonctionne en milieu acide(le pH exigé est de
2) ce qui favorise la déminéralisation et à une température optimale de 40°C. Ainsi, les
deux phénomènes déminéralisation et déprotéinisation se font en une seule étape(47).
III.1.1.Matériels
• Pepsine
Echantillon Ca P Mg Fe Na Zn
Carapaces
de crevette
9,070 0,067 0,430 0,010 0,280 0,003
Têtes de
crevette
8,13 0,040 0,580 0,043 0,750 0,008
49
• HCl 3N
• NaOH 5N
• Eau distillée
• Mixeur.
• Balance de précision
• Bécher
• Plaque chauffante
• Agitateur magnétique
III.1.2. Mode opératoire
L’échantillon est laissé décongeler au réfrigérateur 1 jour à l’avance puis broyé
avec un mixeur. Ensuite on pèse l’échantillon dans un bécher de 1l et dilué deux fois
avec de l’eau distillé. Le bécher contenant l’échantillon est chauffe à 37°C sur une
plaque chauffante en agitant en même temps, le pH est ajusté à 2 par addition d’acide
chlorhydrique (HCl 3N).
Quand la température et le pH sont ajustés, la pepsine est ajoutée et l’hydrolyse
commence à partir de ce moment. Durant l’hydrolyse, le pH est ajusté à 2 par addition
de HCl 3N. Enfin après 2 heures d’hydrolyse, on inactive l’enzyme (pepsine) par addi-
tion de soude 5N jusqu’à pH7. La préparation est refroidie, lavée à l’eau distillée et fil-
trée sur toile.
Le résidu solide retenu par le tissu est séché dans une étuve à 90 °C pendant
une nuit. Le poids est alors à nouveau pesé et permet de connaître la masse de produit
récupéré. Cette partie correspond à la chitine et aux éventuels protéines et minéraux
résiduels, qui n'ont pu être éliminés(47).
III.1.3. Mode de calcul du degré d’hydrolyse
Le degré d’hydrolyse (DH) est estimée par le pourcentage du nombre de liaisons pepti-
diques coupées (h) par rapport au nombre de liaisons peptidiques totales (htot) contenu
dans les échantillons (tête de crevette ou carapace). Il est obtenu par la formule :
50
Où htot équivaut à 8,6 meq/kg de protéines (Adler-Nissen, 1986) et h correspond au
nombre de liaisons peptidiques coupées pendant l’hydrolyse enzymatique.
Selon Zhao et al. (1996), quand le pH réactionnel est inférieur au pKa du groupement
α-NH2, le DH est obtenu suivant l’équation :
Où A désigne la quantité d’acide en ml et Na la normalité de l’acide.
Le degré de dissociation α est estimé suivant la formule :
Le pK à différentes températures (Kelvin) est calculé selon l’équation suivante (Stein-
hardt et Beychock, 1964)
III.1.4. Résultat du degré d’hydrolyse
Le degré d’hydrolyse(DH) se rapporte au pourcentage de liaisons peptidiques coupées
durant l’hydrolyse. La cinétique qui traduit l’évolution de ce DH en fonction du temps est
résumée dans la figure ci-après.
51
Figure 18: Cinétique d’hydrolyse des têtes et des carapaces de crevettes avec la
pepsine
La courbe montre clairement 3 phases au cours de l’hydrolyse (figure 18) : une phase
rapide qui dure environ 20 minutes pour les deux matières premières. Ensuite une
phase de latence qui persiste jusqu’à 98 minutes pour les têtes et 76 minutes pour les
carapaces, et un plateau qui vient après cette phase. La première phase correspond à
la transformation rapide du substrat, résultant du ratio optimal enzyme/substrat, qui op-
timise la réaction enzymatique. La phase de latence correspond à la diminution de
l’activité enzymatique suite à la réduction de la quantité de substrat. Le plateau qui sur-
vient après cette phase résulte ainsi de la conversion complète du substrat, donc de
l’hydrolyse totale. L’hydrolyse enzymatique peut alors être considérée comme achevée
lorsque ce plateau est atteint. (66) Le DH atteint au bout de 2 heures d’hydrolyse est
de 57,44% pour les carapaces et de 48,09% pour les têtes de crevette.
III.2. Caractérisation de la chitine
L’analyse de la composition de la chitine : les teneurs en eau, en cendres, en
protéines et en lipides de la chitine sont déterminées selon les mêmes méthodes utili-
sées avec la matière première.
52
III.2.1. Détermination du degré de déminéralisatio n
Le degré de déminéralisation représente le pourcentage de matières minérales
perdues suite à l’hydrolyse enzymatique (68). Il est donné par la formule :
% DM =
M0 et MR sont les pourcentages des minéraux avant et après hydrolyse
O et R représente la masse (g) des minéraux avant et après hydrolyse
III.2.2. Détermination du degré de déprotéinisation
Le degré de déprotéinisation représente le pourcentage de protéines perdues
lors de l’hydrolyse enzymatique (68). Il est donné par la formule
P0 et PR sont les pourcentages des protéines avant et après hydrolyse.
O et R sont les masses en g de l’échantillon avant et après hydrolyse
III.2.3. Résultats
III.2.3.1. Rendement en chitine par rapport au poid s sec
La différence de poids entre la matière première avant et après hydrolyse. Le rende-
ment en chitine est alors obtenu suivant la formule :
R= rendement
M1= masse de la matière première avant hydrolyse
M0= masse du résidu après hydrolyse
53
Tableau 5: Rendement en chitine par rapport au poid s sec
Carapace de crevette 21,77%
Tête de crevette 11,33%
III.2.3.2.Composition de la fraction chitineuse
Le tableau 6 résume l’humidité, teneur en cendres, en protéines et en matières grasses
de la fraction chitineuse ainsi que le degré de déminéralisation(DM) et de déprotéinisa-
tion(DP).
Tableau 6: Composition biochimique, DM et DP de la fraction chitineuse
Chitine Humidités
%
Cendres% Protéines % Matières
grasses%
DM% DP%
Carapaces
de crevette 3,77 2,75 22,86 1,24 90,60 55,27
Têtes de
crevette 3,58 2,81 28,63 1,40 89,36 53,15
D’après ce tableau, la concentration en protéines dans les têtes de crevette est
supérieure à celle des carapaces, elles sont respectivement de 28,63% et 22,86% du
poids sec, il y a donc eu une grande diminution de la concentration en protéines par
rapport à la matière première. En ce qui concerne les cendres et les lipides, les chitines
obtenues présentent des teneurs légèrement moins importantes. Pour le degré de dé-
protéinisation et de déminéralisation, les résultats montrent des valeurs de 55,27% et
90,50% pour les carapaces et 53,15% et 89,36 % pour les têtes ; on voit que plus de
la moitié des protéines sont enlevé au cours de l’hydrolyse et le pourcentage de démi-
néralisation est très élevé.
Le tableau 7 résume des résultats de DP et DM lors d’extraction de la chitine à
partir de déchets de crevette. Les valeurs rapportées sont comprises entre 72,5% à
99,6% pour la DM et de 85% à 97,4% pour la DP. Nos résultats sur la déminéralisation
sont inclus dans cette fourchette, par contre les DP ne le sont pas. Ces différences
54
pourraient être causées par le fait que les matières premières et les méthodes utilisées
ne sont pas pareilles. Nous pouvons, donc, avancer que nos résultats peuvent être
améliorés par une augmentation de la durée d’hydrolyse ou de la concentration de
l’enzyme par exemple.
Tableau 7: quelques valeurs de DM et de DP citées d ans la littérature
origine méthode DP(%) DM(%) Source
Carapaces de crevette
Carapaces de crevette
Carapaces de crevette
Fermentation
fermentation
fermentation
85
97,9
97,4
87
72,5
99,6
Cira et al,
2002
Bhaskar, 2006
Xu, 2008
III.2.3.3. Elément minéraux de la chitine
Tableau 8: Composition en éléments minéraux de la f raction chitineuse en g pour
100g du poids sec.
Elément
minéraux Ca Mg Na Fe Zn
P
chitine 2, 358 0,047 0,059 0,018 0,003 0,038
D’après ces résultats, une grande diminution des pourcentages des éléments
minéraux par rapport aux matières premières est remarquable. Le Mg a chuté de 90%,
le Ca de74%, le Na de 78%, le P de 43%, le Fe n’a diminué que très peu et Zn n’a pas
changer. Ces grandes diminutions viennent du fait qu’il y a eu déminéralisation et il ne
reste plus que très peu de minéraux dans la chitine préparée.
III.3.Transformation de la chitine en chitosan
Il est nécessaire de transformer la chitine en chitosan car celui-ci est plus efficace au
traitement des eaux dû à la caractéristique du groupement amine. Ainsi on traite la chi-
tine avec du NaOH 40% pendant 3 heure puis rincer abondamment avec de l’eau distil-
lé.
55
III.3.1. Détermination du degré d’acétylation
III.3.1.1. Principe
Le degré d’acétylation est le rapport du nombre d’unités N-acétyl-glucosamine
sur le nombre de monomères totaux.
Cette méthode consiste à déterminer le degré d’acétylation du chitosan par titration des
groupes amines. Elle est basée sur les travaux de Rinaudo et al. (1999) qui ont déter-
miné le pKa de la fraction amine libre du chitosan : pKa : 6,5.
Le chitosan est mis en solution dans un milieu acide, les groupements amines sur les
unités de glucosamine non acétylées (G) sont chargées positivement (HCl en excès).
Dans la première partie de la réaction, la quantité d’HCl en excès serra déter-
miné,
Ensuite la quantité de groupements amines chargés :
La différence entre les deux volumes de NaOH permet de connaître la quantité
d’amines libres.
III.3.1.2.Matériels et réactifs
• Vase cylindrique
• HCl 0,3 M
• Eau distillée
• Agitateur magnétique
• pH mètre
• NaOH 0,1M
III.3.1.3. Préparation des échantillons
Avant le dosage, les échantillons sont préparés suivant le protocole précis décrit
ci-après :100 mg de chitosan sont déposés dans un vase cylindrique auquel on ajoute 3
ml d’HCl 0,3 M et 40 ml d’eau distillée. La préparation est agitée pendant 12 heures.
56
III.3.1.4. Mode opératoire
L’électrode pH du pH-mètre ainsi que la sonde de température sont introduites
dans le vase cylindrique. Le pH de la solution de chitosan doit être inférieur à 3, si non
de l’HCl 0,3M est ajouté pour ajuster le pH. L’HCl en excès est neutralisé à l’aide de
NaOH 0,1M afin d’obtenir un pH de l’ordre de 4,5 correspondant à pKa -2 de la fraction
amines libres. Soit V1 ml le volume de NaOH versé. Ensuite il faut continuer l’addition
de NaOH pour obtenir un pH de 8,5 correspondants à pKa +2 de la fraction amines
libres. Soit V2 ml le volume de NaOH versé (incluant le premier ajout V1)
Pour amener le milieu à pH 4,5, le volume V1 ml de NaOH 0,1M est généralement com-
pris entre 3 et 4 ml.
Et pour amener le milieu à pH 8,5, le volume total V2 ml de NaOH 0,1 M est gé-
néralement compris entre 8 et 9 ml.
III.3.1.5. Expression des résultats
Le degré d’acétylation du chitosan est exprimé en %. Cette formule est le rapport
entre la masse d’unités de glucosamine acétylée (Ga1) en g dans l’échantillon sur la
masse (Ga2) en g si tous les groupements étaient acétylés.
Avec :
Q= nombre de moles de la fraction aminée du chitosan pour un échantillon de 1g
Mcs : masse sèche de chitosan dans la prise d’essai, en g
VNaOH = V2 Ŕ V1
VNaOH= volume versé en ml de NaOH 0,1M entre pH 4,5 et pH 8,5
Le facteur 1000 vient du fait que VNaOH est en ml
Soient G = partie Glucosamine et a = partie acétylée
Ga1 = masse en g des unités de glucosamine acétylée réellement présentes dans
l’échantillon
57
Ga2 = masse en g des unités de glucosamine acétylée qu’il y aurait si tous les groupe-
ments étaient acétylés
Masse Ga1 réellement présente (en g) = 1g- la masse de G
1g Ŕ (nombre de moles de groupements G par g) X masse moléculaire G (partie gluco-
samine)
1g Ŕ Q X 162
Masse Ga2 si tous les groupements non acétylés étaient acétylés (en g) = 1g + la masse
des a
1g + (nombre de mole de groupements G par g) X masse moléculaire a (partie acéty-
lée)
1g + Q X 43
III.3.1.6. Résultat du degré d’acétylation
Tableau 9: degré d’acétylation du chitosan
chitosan sèc (g) V1 (ml) V2 (ml) Q DDA DA
0,1072 7 8,8 0,0016 69% 31%
0,1017 9,5 10,4 0,0019 64% 36%
DA : Degré d’Acétylation
DDA : Degré de Desacétylation
Le degré d’acétylation est l’une des principales caractéristiques qui détermine le
type d’application destiné aux dérivés de chitine (Aranaz, 2010 ; Annexe B). Les DA des
principaux produits d’extraction enzymatique sont mesurés par RMN 1H mais ici par
manque de matériel nous avons d’abord procédé au degré de désacétylation par titra-
tion pour déduire le pourcentage d’acétylation. D’après ce résultat on peut dire que
nous avons environ 64 à 69% de DDA. Pour Gartner et al. (2010), ils ont mesuré le DA
du chitosan obtenu (figure 18) suite à l’extraction enzymatique de la chitine par la pa-
païne. Le DA est mesuré par titration à 19,1 % (DDA : 80%) tandis que le chitosan ob-
tenu par extraction chimique présente un DA de 31,4 %(DDA : 70%).
58
Figure 19: Chitosan
IV. Adsorption du plomb et du phosphate par le chit osan
IV.1. Le principe
Le chitosan étant considéré comme un bio polymère cationique. Ainsi, des
études de fixation de plomb et de Phosphate ont été réalisées. Elles consistent à traiter
une solution contenant une quantité connue de plomb et de phosphate par un extrait
de chitosan pour connaitre la capacité de celui-ci à retenir le plomb et le phosphate par
adsorption.
Le dosage par spéctro UV du phosphore est basé sur la propriété qu’ont certain
composé chimique (molécule, ion,…) à développer une réaction coloré au d’une cer-
taine substance ou réactif. L’intensité de la coloration obtenue est transformé en densité
optique et est proportionnelle à la molécule ou l’élément à dosé (37).
IV.2 Matériels et réactifs
• Ampoule
• Solution étalon de plomb
• Solution de phosphate
• Balance de précision
59
• Seringue de 5cc
• Coton
• Fiole
• Spectromètre d’absorption atomique
• Spectrophotomètre UV/VIS
• Acide ascorbique
• Réactif combiné
IV.3. Mode opératoire
On prépare dans une ampoule trois gammes types de solution étalon de plomb à
partir de Pb(NO3)2 soit 2mg/l ; 10mg/Let 15mg/l et une solution de phosphate de 1mg/l ;
2mg/l ; 3mg/l. Ensuite on pèse 1g de chitosan et on le met dans un seringue de 5cc ou
les deux bouts sont bouchés par du coton pour empêcher que le chitosan sorte du se-
ringue. Enfin on assemble les deux de façon à ce que la solution de l’ampoule puisse
passer par la seringue contenant la chitosan (figure 19).
60
Figure 20: Photo du montage pour l’enlèvement du pl omb et du phosphate par le
chitosan
On recueille dans une fiole de 50 ml la solution après avoir passé sur la colone
de chitosan et on passe au dosage. Une fois remplie une autre fiole de 50ml est utilisée
pour recueillir la solution.
IV.4. Dosage du plomb
Les solutions recueillies sont tout de suite doser au spectromètre d’absorption
atomique. Une courbe étalon de la densité optique en fonction de la concentration en
plomb est établie et la concentration en plomb de l’échantillon est alors déduite en re-
portant leurs densités optiques à la courbe d’étalonnage convenable.
Ampoule contenant la
solution de Pb ou de PO4
Colone garni de chitosan
Fiole pour recueillir les
PO4et Pb résiduels
61
IV.4.1. Résultat de l’adsorption du plomb
Figure 21: Variation de la concentration résiduelle de plomb après passage de la
solution sur le chitosan
Pour la concentration à 2mg/L le chitosan retient le plomb jusqu’à un volume de
650ml. A 10mg/l la courbe commence à avoir une allure horizontale à partir du verse-
ment de 200mL de volume. Et pour la préparation à 15mg/L de Pb le volume de satura-
tion est de 100ml.
IV.4.2. Détermination des constantes de Langmuir
Avec trois points, puisque les expériences ont été menées sur trois types de
concentration, la courbe isotherme de Langmuir pour l’adsorption du plomb se présente
comme suit.
15mg Pb/L
10mg Pb/L
2mg Pb/L
Volume versé cumulé
62
Figure 22: Courbe de l’isotherme de Langmuir de l’a dsorption du plomb par le
chitosan
La droite obtenue de la figure 21 représentative d'isothermes de type Langmuir.
L’allure de l’isotherme confirme l'augmentation de la rétention des plombs avec l'aug-
mentation de la concentration dans la solution. Ainsi il y a différents types de possibili-
tés de fixation des cations métalliques par le chitosan.
Ce qui implique que la capacité de rétention de Plomb par le chitosan préparé est de
1,3 à 01,5mg de Pb/g. Or selon K.D. Trimukhe, A.J. Varma en 2007, ils ont trouvé une
compléxation allant de 25 à 59mg/g de chitosan ce qui fait qu’on à trouver 20 fois moins
qu’eux. Cela nous permet de dire que la complexation suite à la dissolution de chitosan
avec les métaux donne un meilleur résultat comparé à une simple adsorption entre chi-
tosan solide et cation. Il faut mentionner que le pH de solution de nitrate de Pb est au
voisinage de 7.
IV.5. Dosage du phosphate
Le dosage du phosphate se fait par mesure au spectrophotomètre UV/VIS (figure
22). On introduit la prise d’essai dans une fiole de 25 ml puis on ajoute 1ml d’acide as-
corbique et on agite. Ensuite on ajoute 4ml de réactif combiné et on agite. On attend
Ce/
(J /m
)
Ce (ppm)
63
30mn pour le développement de la couleur bleu qui est caractéristique de la présence
du phosphate dans l’échantillon.
Figure 23: spectrophotomètre UV/VIS BECKMAN
Après avoir réglé l’appareil, on effectue la lecture et c’est l’essai à blanc qu’on
mesure en premier c'est à dire 1ml d’acide ascorbique +4ml de réactif combinés et de
l’eau distillée, la condition de dosage du blanc est la même que l’échantillon.
Réactif combiné : 50ml deH2SO4 (15%) +5ml de solution de tartrate +15ml de molyb-
date d’ammonium.
64
IV.5.1. Résultat de l’adsorption du phosphate
Figure 24: variation de la concentration de phospha te après passage de la solu-
tion sur le chitosan
Ici il y a trois concentrations croissantes de phosphate1mg/l 2mg/l et 3mg/l. Pour la
concentration à 1mg/l le chitosan retient le phosphate jusqu’à un volume de 1000ml. A
2mg/l la courbe commence à avoir une allure horizontale à partir du versement de
500ml de volume et pour la concentration à 3mg/l le chitosan la courbe prend une allure
horizontale dès 300ml. Ce qui implique que la capacité de rétention de Phosphate par
le chitosan préparé est de 1,75mg de P/g de chitosan. Pour la concentration à 2 mg P/l
la courbe ne commence pas au point de départ 0 comme celui à 1mg/l mais commence
vers 7mg/L dès le versement du premier 50mL de solution. On peut donc dire qu’il se
peut que tous les phosphates n’aient pas eu le temps de se faire adsorber sur le chito-
san à cause de la concentration de l’eau.
cumulé
PO
4 r
eten
ue
65
V. Expérimentation sur la coagulation- floculation
V.1. But
Les essais sont destinés à déterminer la nature et les doses de réactif de coagu-
lation-floculation utilisée pour assurer la clarification ou la déferrisation d’une eau.
V.2. Principe
Les essais consistent à apprécier la qualité de la floculation ainsi que la turbidité
minimale après introduction de quantité croissante d’ingrédient en solution dans 5 bé-
chers de 1litre.
V.3. Matériels nécessaires
o Un floculateur à vitesse réglable entre 0et 150trs/mn
o Cinq à six vases de 1litre
o Un siphon
o Un chronomètre ou une montre
o pH-mètre
o Turbidimètres
o Agitateur
o Réactifs
V.4. Mode opératoire
L’eau brute a été prélevée au lac Mandroseza dans un bidon de 10l. On note son
aspect puis la turbidité, et éventuellement les matières organiques. Ensuite les béchers
sont remplie jusqu’au trait 1000ml avec de l’eau brute et agitée. Après la floculateur est
branché et a l’aide d’un pipete, on introduire dans chaque bécher de la quantité crois-
sante de réactifs (1g de chitosan et quelque goute de FeCl3)
� les béchers sont ensuite placés sur le floculateur de l’appareil du jar test et abais-
ser les hélices dans l’eau (figure 24). Effectuer une agitation rapide à100tr/mn
pendant 2mn est effectué, puis une agitation lente à 40tr/mn pendant 20mn. En fin
le temps d’apparition des premiers flocs est noté.
� Après 15mn d’agitation lente, on évaluera la quantité de la floculation (aspect des
flocs) et le laisser décanter 10 à15m. Puis noter la vitesse et la cohésion des
boues.
66
� Pour terminée la moitié de la hauteur d’eau de chacun des béchers est siphonnée
puis contrôler, la turbidité, les MO sur les eaux siphonnées et noter chaque bécher
selon la qualité de la floculation.
Figure 25: Appareil du Jar Test
V.5. Résultat
Comme le montrer la figure 25, l’ajout de chitosan et de chlorure ferrique associé
aux étapes de coagulation, floculation et sédimentation produit des flocs (bécher du
bas) et montre bien qu’il y a clarification de l’eau mais ici il est difficile de faire le con-
trôle de la turbidité et du MO car il y a encore des petits grains de chitosan insoluble et
cella pourrait fausser le résultat.
67
Figure 26: Comparaison du bécher témoin et du béche r après floculation
68
VI. Conclusion générale
Les résultats obtenus dans cette recherche permettent de tirer les conclusions
suivantes.
La caractérisation des têtes et des carapaces de crevettes ont permis de con-
naitre et de comparer leurs teneurs respectives en minéraux et en protéines.
Le rendement d’extraction enzymatique de chitine à partir de carapace et tête de
crevettes ont donnés respectivement 21,77 et 11,33% et après un traitement basique,
le chitosan a un degré de désacétylation de 66%.
Le chitosan, extrait de carapaces de crevettes, a montré une efficacité dans l'élimina-
tion du phosphate et du plomb. La capacité d'adsorption maximale du chitosan trouvée
pour le Plomb par le chitosan préparé est de 1,3 à 01,5mg de Pb/g et 1,75mg de P/g
de chitosan pour le phosphate.
Puisque le chitosan, qui est un bio polymère cationique n’était pas solubilisé, les phé-
nomènes de fixation des solutés seraient de type adsorption. La rétention des phos-
phates par le chitosan serait donc un mélange de phénomène d’adsorption et
d’attraction électrostatique entre les charges. Tandis que les plombs seraient à la fois
adsorbé et chélaté (complexer)
Les expérimentations effectués pour la coagulation floculation avec la chitosan
ont bien montré le phénomène mais il faudra encore trouver le moyen de rendre le chi-
tosan insoluble pour qu’on puisse estimer la réduction de la teneur en MES de l’eau à
traiter.
La technique d'élimination des cations par adsorption de métaux de transition
peut être généralisée pour couvrir d'autres métaux, surtout les métaux lourds. Un déve-
loppement du processus étudié dans cette recherche permet d'en trouver des applica-
tions technologiques semi-industrielles. Ces applications peuvent avoir lieu dans le trai-
tement des eaux usées des industries électrochimique et dans la démétallisation des
eaux contaminée par les activités minières.
Ce travail peut encore êtres élargi dans plusieurs domaines comme l’étudie de l'in-
fluence de la température et de la force ionique sur la performance de la coagulation-
floculation .Il est aussi très intéressant d’étudier la performance du chitosan pour
69
d'autres métaux et surtout d’effectuer des analyses chimiques qui permettent de mieux
comprendre les mécanismes mis en jeu.
L’étude sur la richesse en protéine des carapaces de crevette pourrait aboutir à
l’exploitation de cette protéine pour améliorer l’alimentation avicole et la recherche
d’autres applications en alimentation animale telle que l’aquaculture.
70
REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUE
1. Abdou E, Nagy K, Elsabee M: Extraction and characterization of chitin and chitosan from lo-
cal sources. Bioresour Technol, 2008, 99(5):1359-1367
2. ADLER-NISSEN, J., 1986. Enzymic hydrolysis of food proteins. Elsevier Applied
Science Publishers, N.Y., U.S.A..
3. biopolymer for coagulation of colloidal particles. Colloids and Surfaces A: Physicochem.
Eng.Asp. 147 (3):. 359-364.
4. Bornet A, Teissedre PL: Chitosan, chitin-glucan and chitin effects on minerals (iron,
lead, cadmium) and organic (ochratoxin A) contaminants in wines. Eur Food Res
Technol, 2008, 226(4):681-689.
5. Bornscheuer UT, Kazlauskas RJ: Catalytic promiscuity in biocatalysis: Using old en-
zymes to form new bonds and follow new pathways. Angew Chem-Int Edit 2004,
43(45):6032-6040.
6. Bueno-Solano C, Lopez-Cervantes J, Campas-Baypoli ON, Lauterio-Garcia R, Adan-
Bante NP, Sanchez-Machado DI: Chemical and biological characteristics of protein
hydrolysates from fermented shrimp by-products. Food Chem, 2009, 112(3):671-675.
7. Burstein C: biotechnologie enzymatique. Mode D'emploi, Industrie Alimentaire, En-
vironnement, Médical: Broché; 2000 ; p110.
8. Camci-Unal G, Pohl NLB: Thermodynamics of binding interactions between divalent copper
and chitin fragments by isothermal titration calorimetry (ITC) . Carbohydr Polym, 2010,
81(1):8-13.
9. CHABOUD, C.; DOMALAIN, G.; RASOANANDRASANA, N. ; TIANDRAZA, A., 2002.
Aperçu de „exploitation et de ses contextes. In « La ruée vers l�or rose. Regards croisés sur
l�exploitation crevettière traditionnelle malgache ». Geodefroit, S. ; Chaboud, G ; Breton, Y.
Ed. IRD. Latitude, 23, 36-56.
10. Chatterjee S, Chatterjee BP, Guha AK: Clarification of fruit juice with chitosan .
Process Biochem, 2004, 39(12):2229-2232.
11. Chavasit, V. et Torres, J.A. (1990). Chitosan-polyacrilic acid: mechanism of complex
formation and potential industrial applications. Biotechnol. Prog., 6: 2-6.
71
12. CHEFTEL, J.C.; CUQ, J.L; LORIENT, D., 1985. Protéines alimentaires. Tec. et Doc. ed.. Pa-
ris. pp 309.
13. Chen CS, Liau WY, Tsai GJ: Antibacterial effects of N-sulfonated and N-sulfobenzoyl
chitosan and application to oyster preservation. J Food Prot, 1998, 61(9):1124-1128.
(Chen et al. 1998)
14. Chung YC, Su YP, Chen CC, Jia G, Wang HI, Wu JCG, Lin JG: Relationship between
antibacterial activity of chitosan and surface characteristics of cell wall. Acta Phar-
macol Sin, 2004, 25(7):932-936.
15. Claude Cardot, 2010 Les traitement de l’eau l’ingénieur : Procédés chimiques cours et
problèmes résolus
16. Crini G, Badot PM, Guibal E: Chitine et Chitosane. Du polymère à l'application:
Presses universitaires de Franche-Comté; 2009
17. Crini G, Badot PM, Guibal E: Chitine et Chitosane. Du polymère à l'application: Presses uni-
versitaires de Franche-Comté; 2009
18. Culture Sciences-Chimie, ENS, 10 mai 2010
19. Degrémont (2005) Memento technique de l’eau. Degrémont. France.
20. Desjardins, R (1997) Le traitement des eaux. Édition de l’École Polytechnique de Mon-
tréal.
21. Dornenburg H, Knorr D: Elicitation of chitinases and anthraquinones in morinda-
Monette, F., F. G. Brière, M. Létourneau, M. Duchesne et Hausler R. (2000). Trai-
tement des eaux usées par coagulation–floculation avec recirculation des boues chi-
miques : Performance générale et stabilité du procédé. Can. J. Civ. Eng. 27: 702–
718.citrifolia cell-cultures. Food Biotechnology, 1994, 8(1):57-65
22. Einbu A, Grasdalen H, Varum KM: Kinetics of hydrolysis of chitin/chitosan oligoniers
in concentrated hydrochloric acid. Carbohydr Res, 2007(b), 342(8):1055-1062
23. Einbu A: Characterisation of Chitin and a Study of its Acid-Catalysed Hydrolysis.
Trondheim, Norwegian University of Science and Technology; 2007(a)
72
24. EPA – Environmental Protection Agency (2000). Wastewater Technologie Fact Sheet,
Chemical Precipitation, EPA 832-F-00-018, September 2000.
25. EPA – Environmental Protection Agency (2000b) Biosolids Technology Fact Sheet : Belt
Filter Press, EPA 832-F-00-057.
26. FAO, 2012, La situation mondiale des pêches et de l’aquaculture, 239p.
27. FAOSTAT, 2009. FAO Statistical Databases, Food and Agricultural Organisation of the
United Nations.
28. Gartner C, Pelaez CA, Lopez BL: Characterization of chitin and chitosan extracted
from shrimp shells by two methods. E-Polymers, 2010, 069
29. GIA: CHITINE ET CHITOSAN. Un Rapport De Gestion Stratégique Global. Global Industry
Analysts; MCP-2039, 2010: 230.
30. GILLETT, R., 2008. Global study of shrimp fisheries. FAO, Rome, pp 331.
31. Gizatulina GA, Chebotok EN, Novikov VY, Konovalova IN: Kinetics of Acid Hydrolysis of
Acetylglucosamine. Russian Journal of Applied Chemistry, 2005, 78(5):791-793
32. Godon B. et Loisel W., 1991, Dosage des protéines in Techniques d’Analyse et de Con-
trôle dans les Industries Agroalimentaires, MULTON J.L., 2e édition, pp.201-221.
33. Guibal E., Milot C. et Tobin J.M. (1994). Metal-Anion Sorption by Chitosan Beads :
Equilibriumand Kinetic Studies, Industrial & Engineering Chemistry Research 37 : 1454-
1463.
34. Hejazi, R. et M. Amiji. 2002. Polymerie Biomaterials. 2e éd., New York, Marcel Dekker,
35. Hirano S, Horiuchi K: Chitin gels . Int J Biol Macromol 1989, 11(4):253-254.
36. Hollander, A. P. et P. V. Hatton. 2004, Biopolymer methods in tissue engineering. Bristol,
Humana Press, 257 p.
37. Hsien TY, Rorrer GL: Effects of acylation and cross-linking on the material proper-
ties and Cadmium ion adsorption capacity of porous chitosan beads. Sep Sci Technol,
1995, 30(12):2455-2475
73
38. Huai-min, G. et C. Xian-su. 2004. «Study of Cobalt(II)-Chitosane Coordination Polymer
and its Catalytic Activity and Selectivity for Vinyl Monomer Polymerization». Polymers
for Advanced Technologies. Vol. 15, p. 89-92.
39. Ifremer Aout 2010 chitine chitosan Fiche réaliséE pour Bibliomer
http://WWW.bibliomer.com.
40. Inoue, K., Y. Baba, et K. Yoshizuka. 1993. Bulletin of Chemical Society of Japan., vol.
60, p. 444.
41. J.RORIER l’annalyse de l’eau,eaux nayurelles eaux résiduaires eaux de mer 7e edition).
42. Jacques Beauchamp, 2002)
43. Jacques Desbrières 2002 :Chitine et chitosan .L’actualité chimique - novembre-décembre
2002 ,39-44
44. Jahn, S.A.A. (1981) traditional water purification in developing countries : Existing me-
thods and potential application, Deutsche Gesellschaft für technische Zusammenarbeit
(GTZ), Manual 117, Eschborn.
45. Jahn, S.A.A. (1988) Using Moringa seeds as coagulants in developing coutries. Journ.
Am. Wat. Wks. Ass. 90: 43-50.
46. J-Pascal DUBOIS techniques d’analyse des éléments traces dans les sols Lausanne. No-
vembre 1999.
47. K ARINE Le Roux 2012 Purification de la chitine par hydrolyse enzymatique à partir de
coproduits de crevette Penaeus vannamei. Caractérisations des produits et optimisation du
procé.
48. Kaminski, W. et Z. Modrzejewska. 1997. «Application of Chitosan Membranes in Separation
of Heavy Metal Ions». Separation Science and Technology, vol. 32, p. 2659 -2668.
49. Khan W, Prithiviraj B, Smith DL: Chitosan and chitin oligomers increase phenylala-
nine ammonia-lyase and tyrosine ammonia-lyase activities in soybean leaves. Journal
of Plant Physiology, 2003, 160(8):859-863
50. Kim HJ, Chen F, Wang X, Rajapakse NC: Effect of chitosan on the biological proper-
ties of sweet basil (Ocimum basilicum L.). J Agric Food Chem, 2005, 53(9):3696-3701
74
51. Kim S-K: Chitin, Chitosan, Oligosaccharides and Their Derivatives: Biological Activities
and Applications: CRC Press; 2010
52. Krajewska B: Application of chitin-and chitosan-based materials for enzyme immobiliza-
tions: a review. Enzyme Microb Technol, 2004, 35(2-3):126-139
53. Laurent L., 1991, Eléments minéraux, in Techniques d’Analyse et de Contrôle dans les
Industries Agroalimentaires, Multon J.L., 2e édition, p.9-98.
54. Lu LM, Zhang L, Zhang XB, Wu ZS, Huan SY, Shen GL, Yu RQ: A MgO Nanoparticles Com-
posite Matrix-Based Electrochemical Biosensor for Hydrogen Peroxide with High Sensitivi-
ty. Electroanalysis, 2010, 22(4):471-477
55. Malewiak M‐I., Leynaud‐Rouaud C., Berthier A‐M., Serville Y., 1992, Aliments et nu-
triments in Alimentation et nutrition humaines, Dupin H., Cuq J‐L., Malewiak M‐I., Ley-
naud‐Rouaud C., Berthier A‐M., p.87‐167.
56. Miao YQ, Tan SN: Amperometric hydrogen peroxide biosensor based on immobilization of
peroxidase in chitosan matrix crosslinked with glutaraldehyde. Analyst, 2000, 125(9):1591-
1594
57. MISSION ECONOMIQUE DE TANANARIVE, 2008. Le secteur halieutique à Madagascar.
UBIFRANCE, pp 4.
58. Monette, F., F. G. Brière, M. Létourneau, M. Duchesne et Hausler R. (2000). Traitement
des eaux usées par coagulation–floculation avec recirculation des boues chimiques : Per-
formance générale et stabilité du procédé. Can. J. Civ. Eng. 27: 702–718.
59. Ndabigengesere, A. et K.S. Narasiah (1998) Quality of water treated by coagulation using
Moringa oleifera seeds, Wat. Res. 32 (3): 781-791.
60. No et al. 1989 ; Synowiecki et Al-Khateeb, 2003; Abdou et al. 2008 ; Xu et Winter, 2008)
61. No et Meyers, 2000 ; Krajewska, 2005 No HK, Meyers SP: Application of chitosan for
treatment of wastewaters. In: Reviews of Environmental Contamination and Toxicology. New
York: Springer-Verlag; 2000: 1-27)
62. Oyrton, A. c., J. Monteiro et C. Airoldi. 1999. «Some Thermodynamic Data on Copper-chitin
and Copper-chitosan Biopolymer Interactions». Journal of Co1/0id and Interface Science, vol.
212, p. 212-219.
75
63. Rabea EI, Badawy MET, Stevens CV, Smagghe G, Steurbaut W: Chitosan as antimi-
crobial agent: Applications and mode of action. Biomacromolecules, 2003, 4(6):1457-
1465
64. RAFALIMANANA, T., 2003. Les crevettes pénéides exploitées sur la côte Ouest de Mada-
gascar: Variabilités spatio-temporelles des paramètres biologiques et dynamique des popula-
tions. Ecole Nationale Supérieure Agronomique de Rennes, Rennes, pp. 261.
65. RAKOTOARIMALALA Hanitrantenaina Miarintsoa .Etude de la valorisation biotechno-
logique des sous produit de la pêche disponibles dans les environs de la ville
d’Antananarivo 2012).
66. Randriamahatody Z: Valorisation biotechnologique des coproduits de crevettes: Utilisation
des la protéolyse enzymatique pour des applications avicoles a Madagascar. Université d'An-
tananarivo; 2011
67. Rao MB, Tanksale AM, Ghatge MS, Deshpande VV: Molecular and biotechnological aspects of
microbial proteases. Microbiol Mol Biol Rev,1998, 62(3):597-635
68. RAO, M.S.; STEVENS, W.F., 2005. Chitin production by Lactobacillus fermentation of
shrimp biowaste in a drum reactor and its chemical conversion to chitosan. Journal of Chemi-
cal Technology and Biotechnology, 80, 1080-1087.
69. Ravi Kumar, M. N. V., 2000. «A Review of Chitin and Chitosan Applications». Reactive
and Functional polymers, vol. 46, p. 1-27. hap. 10, 1168 p.
70. Ribeiro MP, Espiga A, Silva D, Baptista P, Henriques J, Ferreira C, Silva JC, Borges JP,
Pires E, Chaves P et al: Development of a new chitosan hydrogel for wound dressing.
Wound Repair Regen, 2009, 17(6):817-824
71. Rinaudo M: Chitin and chitosan: Properties and applications. Progress in Polymer
Science 2006, 31(7):603-632
72. Ruhsing Pan, J., C. Huang, S. Chen et Y.C. Chung (1999). Evaluation of a modified chito-
san
73. Sanghi, R., B. Bhattacharya et V. Singh (2006) Use of Cassia javahikai seed gum
and gum-gpolyacrylamide as coagulant aid for the decolorization of textile dye so-
lutions. Biores. Tech.. 97 (10): 1259-1264.
76
74. Sanghi, R., B. Bhattacharya, A. Dixit et V. Singh (2006) Ipomoea dasysperma
seed gum: An effective natural coagulant for the decolorization of textile dye solu-
tions. J. Env. Man. In Press.
75. Scheruhn E, Wille P, Knorr D: Studies of acid binding properties of chitosan in coffee be-
verages. Nahr-Food, 1999, 43(2):100-104
76. Semerjian, L. et G.M. Ayoub (2003). High-pH–magnesium coagulation–flocculation in
wastewater treatment. Adv. Env. Res. 7: 389–403..
77. Shahidi F, Abuzaytoun R: Chitin, Chitosan, and Co-Products: Chemistry, Pro-
duction, Applications, and Health Effects . In. Edited by Steve LT, vol. Volume
49: Academic Press; 2005: 93-135
78. Shultz, C.R., Okun, D.A. (1984) Surface Water Treatment for Communities in Develop-
ing Countries. Intermediate Tech Publications, Great Britain.
79. STEINHARDT, H., BEYCHOK, S., 1964. Interaction of protein with hydrogen ions and
other small ions and molecules. In: Neurath H., editor. The proteins, vol 2. (139-304).
New York : Academic Press.
80. STEINHARDT, H., BEYCHOK, S., 1964. Interaction of protein with hydrogen ions and oth-
er small ions and molecules. In: Neurath H., editor. The proteins, vol 2. (139-304). New York
: Academic Press.
81. Sudraud P., 1969, Bulletin OIV, p462-463.
82. Synowiecki J, Al-Khateeb NA: Production, Properties, and Some New Applications of Chitin
and Its Derivatives. Crit Rev Food Sci Nutr, 2003, 43(2):145-171
83. Taboada E, Cabrera G, Cardenas G: Retention capacity of chitosan for copper and mercury
ions. J Chil Chem Soc, 2003, 48(1):7-12
84. Tolaimate A, Desbrieres J, Rhazi M, Alagui A: Contribution to the preparation of chi-
tins and chitosans with controlled physico-chemical properties. Polymer, 2003,
44(26):7939-7952
85. Tolaimate A., J. Desbrières, M. Rhazi, A. Alagui, M. Vincendon et P. Vottero. 1999. «On
The Influence of Deacetylation Process on The Physicochemical Characteristics of Chito-
san from Squid Chitin». Polymer, vol. 41, p. 24632469.
77
86. Tolaimate et al 2003 ; Al Sagheer et al. 2009 FA, Al-Sughayer MA, Muslim S, Elsabee MZ:
Extraction and characterization of chitin and chitosan from marine sources in Arabian Gulf.
Carbohydr Polym, 2009, 77(2):410-419).
87. Wang SL, Chio SH: Deproteinization of shrimp and crab shell with the protease of Pseudo-
monas aeruginosa K-187. Enzyme Microb Technol, 1998, 22(7):629-633
88. Wolff J.P., 1991, Analyse et dosage des lipides in Techniques d’Analyse et de Contrôle
dans les Industries Agroalimentaires, Multon J.L., 2e édition, p.157-199.
89. Xu Y, Gallert C, Winter J: Chitin purification from shrimp wastes by microbial deproteina-
tion and decalcification. Appl Microbiol Biotechnol, 2008, 79(4):687-697
90. Yang BY, Montgomery R: Degree of acetylation of heteropolysaccharides. Carbohydr
Res, 2000, 323(1-4):156-162
91. Yang JK, Shih IL, Tzeng YM, Wang SL: Production and purification of protease from
a Bacillus subtilis that can deproteinize crustacean wastes. Enzyme Microb Technol,
2000, 26(5-6):406-413.
92. Yap J, Isa MH, Kutty SRM: Removal of colour from textile wastewater using oil palm ash.
2008.
WEBOGRAPHIE
1. WWW/Maxicours.com,le N°1 du soutient scolaire sur Internet. Cours de histoire-
géographie- l’accès à l’eau dans le monde, 2014.
2. WWW/Jacques Beauchamp, 2002)
3. WWW/Wikipedia 2014
TABLE DES MATIERES
INTRODUCTION ........................................................................................................................... 1
1ère partie : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE .................................................................................... 3
I. Production halieutique ............................................................................................................. 3
I.1 Place de la crevette dans la production .............................................................................. 3
I.2. Les crevettes à Madagascar ............................................................................................... 3
I.2. 1. La pêche crevettière .................................................................................................. 4
I.2.1.1. La pêche industrielle ........................................................................................... 4
I.2.1.2. La pêche artisanale .............................................................................................. 4
I.2.1.3. La pêche traditionnelle ........................................................................................ 4
I.2.2. L’aquaculture ............................................................................................................. 4
II. Chitine et chitosan .................................................................................................................. 6
II.1 Historique .......................................................................................................................... 6
II.2 Source ............................................................................................................................... 6
II.3. Production ........................................................................................................................ 6
II.4 Structure ............................................................................................................................ 7
II.5 Propriétés .......................................................................................................................... 8
II.5.1 Propriétés chimiques .................................................................................................. 8
II.5.2 Propriétés biologiques ................................................................................................ 8
II.6. Solubilité .......................................................................................................................... 9
II.7. Utilisation ......................................................................................................................... 9
II.7.1. Dans le domaine cosmétique .................................................................................... 9
II.7.2. Dans le domaine agricole .......................................................................................... 9
II.7.3. Les utilisations comme auxiliaires technologiques................................................... 9
II.7.4 Les applications dans le domaine du traitement de l’eau ........................................ 10
II.8. Méthode d’obtention de la chitine et du chitosan .......................................................... 10
II.8.1. La production de chitine et de ses dérivés par voie chimique ................................ 11
II.8.1.1. La déminéralisation .......................................................................................... 12
II.8.1.2. La déprotéinisation........................................................................................... 12
II.8.1.3 L’étape de blanchiment ..................................................................................... 12
II.8.2. La production par voie enzymatique....................................................................... 13
II.8.3. La voie fermentaire ................................................................................................. 14
II.8.4. Transformation de la chitine en chitosan ................................................................ 14
III. Le phosphate ........................................................................................................................ 15
III.1. Source et provenance .................................................................................................... 15
III.2. Précaution ..................................................................................................................... 15
IV. Le plomb ............................................................................................................................. 16
VI.1. Source et provenance du plomb ................................................................................... 16
IV.2. Toxicité du plomb ........................................................................................................ 17
IV.3. Précaution ..................................................................................................................... 17
V. La coagulation floculation .................................................................................................... 18
V.1. Coagulant ....................................................................................................................... 18
V.2. Floculant ........................................................................................................................ 18
V.3.Processus de coagulation-floculation ............................................................................ 18
V.4. Les différents types de coagulant et floculant ............................................................... 19
V.4.1. Les coagulants et les floculants chimiques ............................................................. 19
V.4.2. Les coagulants de type sels métalliques ................................................................. 19
V.4.2.1. Oxyde de Calcium - CaO (lime) ...................................................................... 19
V.4.2.2. Sulfate Ferreux - F e(SO4) .............................................................................. 20
V.4.2.3. Alun - Al2(SO4)3 x 14H2O ............................................................................ 20
V.4.2.4. Chlorure ferrique - FeCl3 ................................................................................ 20
V.4.3. Les coagulants d’origine naturelle .......................................................................... 21
V.4.3.1. Extrait de graines de Moringa olfeifera ........................................................... 21
V.4.3.2. Autres coagulants naturels ............................................................................... 22
V.4.4. Les floculant minéraux ........................................................................................... 22
V.4.5. Les polymères d’origine biologique ....................................................................... 22
VI. L’adsorption ........................................................................................................................ 23
VI.1. Processus de l’adsorption ............................................................................................. 23
VI.2. Adsorption Isotherme de Langmuir ............................................................................. 23
VII. La chélation ........................................................................................................................ 24
VII.1. Typologie des chélateurs ............................................................................................. 25
VII.2. Fonctions biologiques ................................................................................................ 25
VII.3 Applications ................................................................................................................. 26
VIII. Les procédés classiques de traitement des eaux ............................................................... 27
VIII.1. Procédé classique de traitement des eaux usées et potabilisation des eaux ............... 28
IX. Les différentes possibilités de mécanismes de fixation des cations métalliques par le
chitosan ...................................................................................................................................... 31
2ème partie : ETUDES EXPERIMENTALES ................................................................................ 35
I. Matériels biologiques : ........................................................................................................... 35
II. Analyse de la composition chimique des matières premières .............................................. 36
II.1. Dosage de l’humidité ..................................................................................................... 36
II.1.1. Principe ................................................................................................................... 36
II.1.2. Mode opératoire ...................................................................................................... 36
II.1.2.1 Matériels et réactifs ........................................................................................... 36
II.1.2.2 .Manipulation .................................................................................................... 37
II.1.2.3. Mode de calcul ................................................................................................. 37
II.1.2.4. Résultat ............................................................................................................ 38
II.2.Dosage des protéines brutes ............................................................................................ 38
II.2.1. Principe ................................................................................................................... 38
II.2.2.Mode opératoire ....................................................................................................... 38
II.2.2.1. Matériels et réactifs .......................................................................................... 38
II.2.2.2.Manipulation ..................................................................................................... 39
II.2.2.3. Mode de Calcul ................................................................................................ 40
II.3 Dosage des lipides .......................................................................................................... 41
II.3.1. Principe ................................................................................................................... 41
II.3.2.Mode opératoire ....................................................................................................... 41
II.3.2.1.Matériels et réactifs ........................................................................................... 41
II.3.2.2. Manipulation .................................................................................................... 41
II.3.2.3. Mode de calcul ................................................................................................. 42
II.4. Résultats ......................................................................................................................... 43
II.5. Détermination de la teneur en cendres ........................................................................... 43
II.5.1. Principes .................................................................................................................. 43
II.5.2. Mode opératoire ...................................................................................................... 44
II.5.2.1. Matériels et réactifs .......................................................................................... 44
II.5.2.2. Manipulation .................................................................................................... 44
II.5.2.3. Mode de calcul ................................................................................................. 44
II.6. Dosage des éléments minéraux : Ca, P, Mg, Fe, Na, Zn ............................................... 44
II.6.1. Principe ................................................................................................................... 44
II.6.2. Mode opératoire ...................................................................................................... 45
II.6.2.1. Matériels et réactifs .......................................................................................... 45
II.6.2.2. Manipulation .................................................................................................... 45
II.6.3. Dosage du phosphore .............................................................................................. 46
II.6.3.1. Mode opératoire ............................................................................................... 47
II.6.3.1.1. Matériels et réactifs ................................................................................... 47
II.6.3.1.2. Manipulation ............................................................................................. 47
II.6.4. Mode de calcul ............................................................................................................ 47
II.6.5. Résultats ...................................................................................................................... 48
III. Extraction de la chitine ........................................................................................................ 48
III.1 Principe .......................................................................................................................... 48
III.1.1.Matériels ................................................................................................................. 48
III.1.2. Mode opératoire ..................................................................................................... 49
III.1.3. Mode de calcul du degré d’hydrolyse.................................................................... 49
III.1.4. Résultat du degré d’hydrolyse ............................................................................... 50
III.2. Caractérisation de la chitine ......................................................................................... 51
III.2.1. Détermination du degré de déminéralisation ........................................................ 52
III.2.2. Détermination du degré de déprotéinisation .......................................................... 52
III.2.3. Résultats ................................................................................................................ 52
III.2.3.1. Rendement en chitine par rapport au poids sec .............................................. 52
III.2.3.2.Composition de la fraction chitineuse ............................................................. 53
III.2.3.3. Elément minéraux de la chitine ...................................................................... 54
III.3.Transformation de la chitine en chitosan ....................................................................... 54
III.3.1. Détermination du degré d’acétylation ................................................................... 55
III.3.1.1. Principe ........................................................................................................... 55
III.3.1.2.Matériels et réactifs ......................................................................................... 55
III.3.1.3. Préparation des échantillons ........................................................................... 55
III.3.1.4. Mode opératoire .............................................................................................. 56
III.3.1.5. Expression des résultats .................................................................................. 56
III.3.1.6. Résultat du degré d’acétylation ...................................................................... 57
IV. Adsorption du plomb et du phosphate par le chitosan ........................................................ 58
IV.1. Le principe .................................................................................................................... 58
IV.2 Matériels et réactifs ....................................................................................................... 58
IV.3. Mode opératoire ........................................................................................................... 59
IV.4. Dosage du plomb .......................................................................................................... 60
IV.4.1. Résultat de l’adsorption du plomb......................................................................... 61
IV.4.2. Détermination des constantes de Langmuir .......................................................... 61
IV.5. Dosage du phosphate .................................................................................................... 62
IV.5.1. Résultat de l’adsorption du phosphate................................................................... 64
V. Expérimentation sur la coagulation- floculation................................................................... 65
V.1. But ................................................................................................................................. 65
V.2. Principe .......................................................................................................................... 65
V.3. Matériels nécessaires ..................................................................................................... 65
V.4. Mode opératoire ............................................................................................................. 65
V.5. Résultat .......................................................................................................................... 66
VI. Conclusion générale ............................................................................................................ 68
AUTEUR : VAOSOLOMALALA Yvette Maria
MAITRISE EN BOICHIMIE ALIMENTAIRE
TITRE DU MEMOIRE : contribution à la valorisation des coproduits de cr e-
vette dans le traitement des eaux par adsorption du plomb et du phosphate, essai
de coagulation-floculation.
NOMBRE DE PAGES : 77
NOMBRES DE TABLEAUX : 9
NOMBRES DE FIGURES : 26
Résumé
A Madagascar, la gestion des sous produits dans les poissonneries comme dans
les sociétés de pêche reste toujours une question délicate. Le fait de les jeter cause de
sérieux problèmes environnementaux. Pour remédier a ce problème l’étude sur la valo-
risation de ses sous produit s’avère être nécessaire car ils peuvent encore servir dans
plusieurs domaines de l’alimentation, cosmétique et le traitement des eaux …. La pré-
sente étude consiste à mettre au point un produit issu des co-produits de crevette « la
chitine », qui représente 21% de la masse de matière première. Ce produit extrait par
voie enzymatique à partir des têtes et des carapaces de crevette, est transformé en
« chitosan » ayant un degré de désacétylation de 66% .Le chitosan a fait l’objet d’étude
sur sa capacité à retenir le plomb et le phosphate. Les résultats ont montré une capaci-
té de rétention respective de 1,5mg de Pb/g et 1,75 de P-PO4/g. A part les tests
d’adsorptions, des essais de floculation -coagulations ont été effectués avec le chito-
san, mais les résultats ne sont pas très satisfaisants. Il est à envisager de continuer
cette étude sur l’affinement de la clarification de l’eau par coagulation-floculation avec
le chitosan et d’étudier l’influence du mode d’extraction sur la qualité de chitosan et de
sa propriété à retenir les métaux et les anions.
MOTS CLETS : Chitine, chitosan, adsorption, plomb, phosphate, coagulation, floculation, pro-
téine, crevette.
TITRES ET COORDONNEES DU RAPPORTEUR : Dr. RANDRIANA Nambinina Richard
ADRESSE DE L’AUTEUR: LOT IIIK3Bis A Ankaditoho Anta nanarivo
Abstract
In Madagascar, the management of by-products in fish like fishing companies remains a
sensitive issue. The fact of throwing causes serious environmental problems. To over-
come this problem a study on the value of its by-product is found to be necessary be-
cause they can still be used in many fields of food, cosmetics and water treatment. This
study is to develop a product from by-products of shrimp "chitin", which represents 21%
of the mass of material. This product extracted enzymatically from the heads and shells
of shrimp, is transformed into "chitosan" having a degree of deacetylation of 66% .The
chitosan has been the subject of study on its ability to retain the lead and phosphate.
The results showed a capacity retention of Pb 1.5mg / g and 1, 75 P-PO4 / g respective-
ly. Apart from adsorption tests, coagulation-flocculation test was performed with chito-
san, but the results are not very satisfacing. It is envisaged to continue this study on
clarifing water by coagulation-flocculation with chitosan and by studying the influence of
extraction method on the quality of chitosan and its property
to retain metals and anions.
Key words : chitosan, adsorption, lead, phosphate, coagulatio n, flocculation,
shrimp, protein