constituants de lycopodium lucidulum michxsont nombreuses et nous citerons oficjalski (1) et marier...
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FACULTE DES SCIENCES
2 Z)
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^/7/^
THESE
PRESENTEE
A L’ECOLE DES GRADUES
DE L'UNIVERSITE LAVAL
POUR L'OBTENTION
DU GRADE DE DOCTEUR-ES-SCIENCES
par
MICHEL MOINAS
Ingénieur-Chimiste
diplômé de
l'Ecole Supérieure de
Chimie de Mulhouse (France)ARCHIVES
CONSTITUANTS DE LYCOPODIUM LUCÏDULUM MICHE
Mars 1971
11
à mes parents à ma femme
Ill
■REMERCIEMENTS
Je tiens à exprime*, ma profonde gratitude au Professeur R. H. Bumell
pour son aide, tant scientifique que financière, et Z*amitié dont il m’a
honoré. Pour la réalisation de ce travail, il a su m'accorder une très gran
de liberté ; qu'il trouve ici l'expression de mes remerciements.
Je tiens aussi ci remercier le Conseil National de Recherches pour l'oc
troi de subventions ci notre laboratoire et V allô cation d'une bourse, qui a
partiellement couvert la durée de mes recherches.
Je dots mes remerciements à Messieurs S. Benoit et M. Lavoie qui, par
leur travail, m'ont libéré de tâches routinières et fastidieuses, et, sur
tout, à Madame L. Mo qui, compétence et enthousiasme aidant, a contribué à
défricher et asseoir la matière de cette thèse.
Je remercie également Mademoiselle V. Thibault pour son assistance tech
nique, et Madame E. Eréhel pour la dactylographie du texte.
Pour leur aide désintéressée, mes remerciements vont enfin à Messieurs
W. A. Ayer (Université d'Alberta, Edmonton), S. Brounstein (Conseil National
de Recherches, Ottawa), (V. V. J omets on (Conseil National de Recherches, Ha
lifax), V. Inubushi (Université de Kyoto), J. P. Kutney (Université de Co
lombie Britannique, Vancouver), G. Ourisson (Université de Strasbourg) et
M. Viscontini (Université de Zurich).
XV
TABLE DES MATIERES
REMERCIEMENTS ....................................................... iii
TABLE DES MATIERES.................................................. iv
LISTE DES FIGURES .....................................................viii
AVERTISSEMENT ............................... . . . ............... xi
INTRODUCTION ........................... .......................... 1
PARTIE THEORIQUE 3
1. - ALCALOÏDES ............................................ 4
1.1. - GENERALITES.............................................. 5
1.2. - ALCALOÏDES CLASSIQUES ..................... ......... 7
1.2.1. - Epi-12 lycodoline (L.23, Pseudosëlagine) 8^ .......... 7
1.2.2. - Lycodine 10, Flabelliformine 7_
et Lucidioline (L.25) 11^ .......... ................ 14
1.2.3. - Luciduline (L.21) 15^........ ......................... 15
1.2.4. - Hydroxy-68 lycopodine 19_ ........ .......... 22
1.3. - ELEMENTS DE BIOGENESE.................. 24
1.4. - ALCALOÏDES DE MASSES MOLECULAIRES ELEVEES................... 27
1.4.1. - Bases L.50 à L.55 ................................... 27
1.4.2. - Lucidine (L.53) 29
1.5. - ELEMENTS DE SYNTHESE CHIMIQUE............................... 37
2. - NON-ALCALOÏDES ....................................................... 38
2.1. - GENERALITES.................................................. 39
2.2. - CIRES, ALCOOLS GRAS ET g-SITOSTEROL .......................... 43
2.2.1. - Cires 29................................. 43
V
2.2.2. - Alcools gras 32a .................................... 46
2.2.3. - 3-sitostérol 37_...................................... 48
2.3. - TRITERPENES MONOHYDROXYLES ET LEURS COMPOSES D'OXYDATION . . 49
2.3.1. - Friedeline 30.......................................... 49
2.4. - TRITERPENES DIHYDROXYLES ET LEURS COMPOSES D'OXYDATION ... 49
2.4.1. - Serratènediol et ses acétates 31^.......... 50
2.4.2. - Epi-21 serratènediol et ses acétates 34^ ...... 53
2.5. - TRITERPENES TRIHYDROXYLES ET LEURS COMPOSES D'OXYDATION ... 57
2.5.1. - Tohogénol et ses acétates 3J3 57
2.5.2. - Serratriol et ses acétates 4^2 et 43^......... .. 58
2.5.3. - Oxo-16 serratènediol et ses acétates 39^ ....... 60
2.6. - AUTRES TRITERPENES DES LYC0P0DES ............ ....... 65
3. - LYCOXANTHOL .................................... .......... 69
3.1. - STRUCTURE DU LYCOXANTHOL ............. ........... 70
3.2. - ALCOYLATION ET ACYLATION DU LYCOXANTHOL ................... 84
3.2.1. - Méthylation du lycoxanthol ..... .............. 84
3.2.2. - Acétylation du lycoxanthol ................... 87
3.3. - QUINONES DERIVEES DU LYCOXANTHOL ........... ........ 88
3.3.1. - Pyrolyse du lycoxanthol..................... .. 88
3.3.2. - Réduction et réoxydation du lycoxanthol ............ 89
3.4. - QUELQUES PHENANTHRO-FURANNES NATURELS . ................... 91
PARTIE EXPERIMENTALE 93
1. - ALCALOÏDES .................................... 95
1.1. - EXTRACTION ET FRACTIONNEMENTS ..... ................... 96
1.1.1. - Série A........................... 99
1.1.2. - Série B........................................ 100
VI
1.1.3. - Série C .............................................. 101
1.2. - ALCALOÏDES CLASSIQUES........................................ 103
1.2. J. - Lycopodine 1_.......................................... 103
1.2.2. - Epi-12 lycodoline (L.23, Pseudosélagine) 8^ 104
1.2.3. - Luciduline (L.21) 15 106
1.2.4. - Hydroxy-6g lycopodine 1_9............................. 107
1.3. - ALCALOÏDES DE MASSES MOLECULAIRES ELEVEES ................... 108
1.3.1. - Fraction E ............................................. 111
1.3.2. - Fraction F^ .......................................... 114
1.3.3. - Fraction F^ .......................................... 117
1.3.4. - Fraction Cg .......................................... 117
NON-ALCALOIDES ........................................ ....... 119
2.1. - AVANT-PROPOS ............................. 120
2.2. - PREMIERE EXTRACTION........................................... 120
2.3. - SECONDE EXTRACTION ........................................... 122
2.3.1. - Cires 29......................... .................... 124
2.3.2. - Lycoxanthol .......................................... 125
2.3.3. - Friedeline 30 126
2.3.4. - Diacétoxy-3g,21a serratène-14 31a .................. 126
2.3.5. - Alcools gras 32a...................................... 127
2.3.6. - Acétoxy-36 hydroxy-21g serratène-14 34b 129
2.3.7. - g-sitostérol brut .................................. 133
2.3.8. - Acétoxy-3g hydroxy-21a serratène-14 31b 133
2.3.9. - Acêtoxy-21a hydroxy-38 serratène-14 31c 135
2.3.10. - Diacétoxy-30,21a hydroxy-l4g serratane 38a ........ 135
2.3.11. - Mélange A ................. ........................... 136
2.3.12. - Dihydroxy-3g,21g serratène-14 34a................... 139
Vil
2.3.13. - Dihydroxy-3B,21a serratène-14 31d ................. 139
2.3.14. - Acétoxy-3B dihydroxy-14B,21a serratane 38b .... 140
2.3.15. - Acétoxy-21a dihydroxy-3B,24 serratène-14 42c . . . 141
LYCOXANTHOL ....................................................... 143
3.1. - ISOLEMENT DU LYCOXANTHOL .................................. 144
3.2. - ETHERS ET ESTERS DU LYCOXANTHOL........................... 145
3.3. - PYROLYCOXANTHOL, LEUCOLYCOXANTHOL ET DESHYDROCYCLOROYLEANONE 150
RESUME............................................................. 154
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ........................... 155
Vlll
LISTE DES FIGURES
PARTIE THEORIQUE
Fig. T 1 - Fragmentation de la dihydrolycopodine ........................... 8
2 - Spectres de masse de la flabelliformine, de la lycodoline
et de L. 23 10
3 - Géométrie des g-aminocétones ...................................... 11
4 - Tableau des spectres UV d'alcaloïdes de la série normale et
de la série épi-12 ...............................................12
5 - Mêmes alcaloïdes vus dans l'axe de leur groupe carbonyle........ 12
6 - Courbes de DRO de la lycopodine, la lycodoline $ 1'épi-12
lycopodine et L.23 13
7 - Numérotations du squelette de la lycopodine (lycopodane) ........ 17
8 - Structure de la luciduline : cyclisations possibles .............. 18
9 - Biogénêse : dimérisations de la pellétiérine .................... 26
10 - Biogénêse probable de la luciduline ......................... .. . 27
11 - Structure de la lucidine (L.53) : fusions de cycles possibles . . 30
12 - Structure de la lucidine (L.53) : conformations chaise et
bateau des cycles à 7 membres dans une structure 2-12'-1-2' . . 33
13 - Lucidine (structure 1-12'-2-2') .................................. 34
14 - Constituants non-alcaloïdiques des lycopodes ..................... 40
15 - Cyclisations de 1'a-onocérine en y-onocérine et serratënediol . . 42
16 . - Fragmentation des acides gras ....................................47
17 - Numérotation du squelette serratane (et du serratène-14) ........ 50
18 - Fragmentation des serratènes-14 ..................................52
XX
19 - Tableau des triterpènes dihydroxylés et de leurs acétates ... 54
20 - Corrélations chimiques entre les classes de l'épi-21
serratènedio1 et du serratènediol ......................... 56
21 - Identification d'un acétate du tohogënol par corrélations
chimiques .................................................. 58
22 - Possibilités de cêtones a,B insaturées dérivées des serra-
tènes-14 et -13 ............................................ 61
23 - Tableau du serratriol et de ses épimères ...................... 65
24 - Tableau de l'oxo-16 serratènediol et de ses épimères .......... 66
25 - Tableau de l'oxo-16 serratriol et de ses épimères............. 66
26 - Spectre IR du lycoxanthol ..................................... 71
27 - Spectre UV du lycoxanthol ................ 72
28 - Spectre RMN (CDCl^, 100 MHz) du lycoxanthol.................... 73
29 - Spectre RMN (C^D^N, 60 MHz) du lycoxanthol .......... 74
30 - Spectre de masse du lycoxanthol................................ 75
31 - Spectre DRO du lycoxanthol ................................... 76
32 - Détail des signaux RMN des protons A, B et C . .............. 77
33 - Spectre RMN du lycoxanthol : découplages de spins............. 78
34 - Tableau comparatif des spectres UV du lycoxanthol et de
composés apparentés ......................... ....... 82
35 - Numérotations du squelette du lycoxanthol ..................... 84
36 - Tableau des signaux RMN du lycoxanthol et de ses dérivés
0-méthylés et 0-acétylé ....................................... 85
37 - Méthylation du lycoxanthol ................................... 86
38 - Hydrogénation catalytique du lycoxanthol ..................... 90
X
PARTIE EXPERIMENTALE
Fig. E 1 - Schéma d'extraction général des bases du lycopode brillant . . 97
2 - Fractionnement de la série A ................................. 100
3 - Fractionnement de la série B................................... 101
4 - Fractionnement de la série C.................................. 101
5 - Schéma global des fractionnements â partir des bases brutes . . 102
6 - Cristallisations fractionnées des perchlorates de lycopodine,
épi-12 lycodoline et hydroxy-68 lycopodine ............... 109
7 - Fractionnement de la fraction .............................. 111
8 - Fractionnement de la fraction F^.......................... 115
9 - Première extraction des triterpènes ......................... 121
10 - Seconde extraction des triterpènes et séparations par
chromatographie....................... .................... 123
- XX
AVERTISSEMENT
Tout au long de cet exposé, nous avons utilisé exclusivement les chif
fres arabes. Soulignés, ils correspondent à des numéros de composés chimi
ques et à leur formule, tandis qu'entre parenthèses ( ) et non soulignés,
ils renvoient à la liste des références bibliographiques.
Autant que faire se pouvait, nous avons employé la nomenclature recom
mandée par la Commission de l'Union Internationale de Chimie Pure et Appli
quée (UICPA) et publiée, dans sa version française, par le Bulletin de la
Société Chimique de France. Au deuxième chapitre, nous avons également uti
lisé des noms bâtards, tel que "acêtyl-2 serratène" pour "acêtoxy-3B hydroxy-
21a serratène-14". Il est certain que le groupe acêtyle n'est pas localisé
en position 3, mais sur l'oxygène situé, lui, en position 3. Bien que ré
prouvant cette façon de faire, nous avons mentionné ces appellations entre
parenthèses, car elles aident à la compréhension du sujet et sont d'usage
courant dans la littérature chimique.
Pour ne pas alourdir le texte, nous avons systématiquement adopté les
abréviations telles que IR, UV, RMN, DRO, DC, etc... qui sont usuelles et
universellement comprises.
Notons enfin qu'en RMN, le symbole 1& signifie "largeur à mi-hauteur",
et que les abréviations s., d., t., q. et m. veulent respectivement dire
singulet, doublet, triplet, quadruplet et multiplet.
INTRODUCTION
L'étude des constituants d'une plante répond à un besoin de curiosité
chez l'homme, qui a maintenant les moyens d'expliquer le pourquoi et le com
ment des pratiques médicinales des sorciers des peuplades dites primitives
et de leurs correspondants médiévaux, les alchimistes. Dans un monde où se
manifeste un engouement pour le "retour aux sources", la compréhension de
ces phénomènes ne peut laisser personne indifférent. De plus, du strict point
de vue du scientifique, les végétaux sont un sujet de choix comme bâtisseurs
de molécules à structure complexe que les chimistes s'ingénieront à déter
miner .
Si notre étude porte sur une plante du genre Lycopodium, il faut y dis
tinguer trois raisons principales : d'abord, la facilité d'approvisionnement,
aux environs de Québec, ensuite, l’expérience de notre laboratoire dans l'é
tude des alcaloïdes des lycopodes et enfin, un certain intérêt à contribuer
à une taxinomie nouvelle, basée sur l'évolution (les lycopodes sont des plan
tes antérieures aux fougères et peuvent être qualifiés de fossiles vivants).
Très connue est la poudre de lycopode (spores de L. otavatum L.) qui
sert à de nombreuses fins : pour indiquer les noeuds de vibrations dans les
expériences d'ondes stationnaires chères aux physiciens, pour créer des ë-
clairs artificiels au théâtre, pour marquer les rivières et détecter les ré
surgences, ou encore comme succédané du talc dans la toilette des nouveaux-
nës .'.'.'
L'action pharmacologique de ces lycopodes est moins familière, car il
n'y a eu, jusqu'à maintenant, aucune retombée spectaculaire. Mais les études
2
sont nombreuses et nous citerons Oficjalski (1) et Marier et Bernard (2) qui
ont mesuré la toxicité de leurs alcaloïdes et les doses létales pour de pe
tits mammifères.
Nous avons choisi de travailler sur L. Zucidulum Michx, ou lycopode bril
lant, espèce quelque peu délaissée jusqu'à présent. Selon les botanistes, il
s'agit d'un végétal vasculaire (rhizophyte) ptëridophyte de la classe des ly-
copodinëes qui englobe deux ordres : les lycopodiales et les sélaginellales.
Chaque ordre ne comprend qu'une seule famille, les lycopodiacées (deux gen
res Lycopodium et Phylloglossum) et les sélaginellacées (un genre Selaginel-
là). Si le genre Lycopodium est universel et abondant, Phylloglossum voit
son aire géographique réduite à 1'Australie et à la Nouvelle-Zélande.
A l'origine du présent travail, nous n'avions pas pensé qu'il dépassât
le cadre restreint des alcaloïdes, dans lequel notre laboratoire s'était
spécialisé. La curiosité nous fit découvrir des triterpènes, dont plusieurs
étaient inconnus comme produits naturels et un produit jaune, le lycoxanthol,
dont nous traiterons à part la détermination de structure. La présentation
de la thèse, divisée en trois chapitres, s'inspire de ces faits.
PARTIE THEORIQUE
CHAPITRE 1
ALCALOÏDES
1.1. GENERALITES
- 5 -
Cela fait près de 100 ans que Bodeker (3) isolait le premier alcaloïde
d'un lycopode. A partir de Lycopodium complanatum L.3 il obtenait une base
qu'il baptisa lycopodine et à laquelle il assigna la formule ^32^52^2^3*
Longtemps plus tard, en 1942, l'équipe Marion et Manske reprit l'ex
traction de différents lycopodes, rectifia la formule de la lycopodine en
C^^Hg^NO et découvrit de nombreux autres alcaloïdes. Depuis, ceux-ci n'ont
cessé d'intéresser les chercheurs et nous citerons ici les principales équi
pes qui s'y consacrent : Achmatowicz et Rodewald en Pologne, Shvager-Rozent-
sveig en URSS, Roufflac en France, Bertho-Stoll et Muszynski en Allemagne,
Arata-Canzoneri en Italie, Inubushi au Japon et MacLean, Anet, Marion et Mans
ke, Ayer, Burnell, Valenta et Wiesner au Canada.
De nombreuses espèces de lycopodes ont déjà fait l'objet d'études, soit
globales, tels les lycopodes africains (4) ou européens (5), soit par espè
ces : alopecuvoides L. (6), annotinum L. (7,8,9,10,11), annotinum van. acri
folium (12), cernuum L. (13,14), clavatum L. (15,16,17,18), clavatum var.
megastachyon (19), complanatum L. (3,20), densum Labili. (21), fawcettii
Lloyd and Underwood (22), flabelliforme (23), lucidulum Michx3 qui fait l'ob
jet de la présente thèse, obscurum L. (24), phlegmaria L. (25), prostatum
(26), sabinaefolium Willd. (27), saururus (28), selago L. (29,30), serratum
Thunb. (31,32) et tristachyum Pursh (33). Tous ces lycopodes ont en commun
de contenir, à des degrés divers, de la lycopodine, à l'exception de L. cer
nuum L. (14,15) et L. fawcettii Lloyd and Underwood (22). Les nombreux et
divers autres alcaloïdes sont décrits dans les articles de Wiesner (34), de
Manske (35) et de MacLean (36).
Lycopodium lucidulum Michx est, lui, d'intérêt assez récent. Si l'on
excepte l'extraction par Manske et Marion (37) en 1946, ce n'est qu'en 1963
6
qu1 Ayer et coll. (38) en ont repris l'étude. Quand nous avons commencé nos
travaux, en 1967, la recherche des alcaloïdes de cette espèce se résumait
comme suit : Manske et Marion (37) avaient décrit les bases suivantes : ni
cotine, lycopodine, L.13, L.20, L.21, L.22, L.23, L.24, L.25. Ils avaient
déjà trouvé les trois premières bases ensemble, dans L. clavatum L. (19), L.
sàbinaefolium Willd. (27) et L. tristachyum Pursh (33), la lycopodine et
L.13 dans L. obscurum L. (24), la nicotine et la lycopodine dans L. compla
natum L. (20), la nicotine dans L. cernuum L. (14), la lycopodine dans L.
clavatum (15,17,18), L. annotinum (11,12), L. densum Labili. (21), en plus
de l'extraction de Bodeker (3) de L. complanatum L.
Quant à Ayer et coll. (38), ils avaient retrouvé la lycopodine et L.20
qu'ils ont identifié comme l'hydroxy-6a lycopodine 2_ après correction de la
formule moléculaire. Ils avaient, en outre, isolé la lycodoline (L.8 ou L.30),
déjà trouvée dans L. annotinum par Perry et MacLean (39) et par Manske et Ma
rion (11), et dans L. fawcettii Lloyd and Underwood par Burnell (22a) sous
le nom de base B, et déterminé sa structure _3 (26,41). Entre temps, MacLean
et coll. (40) avaient établi la structure de la lycopodine JL.
JL X=Y=H2 X=OH,3 X-4I,
L'extraction de Lycopodium lucidulum Michx provenant de l'île d'Orlé
ans, aux environs de Québec, et récolté en octobre 1967, nous a permis de
retrouver, parmi les bases fortes, la lycopodine, ainsi que trois autres al-
caloïdes dont deux correspondent aux alcaloïdes L.21 et L.23 de Manske et
Marion (37). Le troisième semble nouveau, mais nous verrons qu'il est, dans
l'état actuel des choses, impossible de dire s'il s'agit d'un produit réel
lement naturel ou d'un artëfact. Les bases faibles nous ont donné une série
d'alcaloïdes de masses moléculaires élevées, jusque là inédits.
1.2. - ALCALOÏDES CLASSIQUES
1.2.1. - Epi-12 lycodoline (L.23, Pseudosélagine) 8^
Le premier alcaloïde de structure inconnue que nous ayons rencontré
est L.23. Nous l'avons d'abord isolé des eaux-mères de recristallisation du
perchlorate de la lycopodine, puis par chromatographie. Il avait été extrait
pour la première fois de L. tueidulum Miohx par Manske et Marion (37) qui
lui avaient assigné la formule ^5^25^2* Récemment, Shvager et Rozentsveig
l'ont isolé de L. selago L. (30).
Le spectre infra-rouge dans le chloroforme montre une absorption à
-1 -1 1690 cm de groupe carbonyle et une bande à 3510 cm , indépendante de la
concentration, attribuée à un groupe hydroxyle à liaison hydrogène intramo-
léculaire. On peut noter de plus, une série de bandes à 2810, 2760 et 2680
cm \ qui, selon Bohlmann (42) sont attribuables à un système trans-quinoli-
zidine. De faibles bandes sont en effet observées, quand des liaisons C-H
adjacentes à l'atome d'azote, sont trans-antiparallèles à la paire d'élec
trons portée par cet azote. Le spectre de RMN nous indique un groupe CH^ se
condaire (doublet peu résolu à ô = 0,96 ppm) et suggère que le groupe OH est
tertiaire (pas de signal pour-CH-0H), ce qui est démontré par la résistance
de cet alcaloïde à 1'acétylation. Le spectre de masse permet de confirmer la
formule moléculaire et présente toutes les caractéristiques de la fragmenta-
- 7 -
tion du squelette de la lycopodine et de ses dérivés (43) : pic moléculaire
à ™/e = 263, pics majeurs à m/e = 220 (M-43) et 206 (M-57) correspondants à
la perte du pont. La figure Tl montre, à titre d'exemple, la fragmentation
de la dihydrolycopodine.
— 8 —
m/e 249 m/e 192 (M-57)
t
m/e 174 (M-75)
m/e 146 (M-103)
Fragmentation de la dihydrolycopodine
Fig. Tl
9
Il y a donc^ pour L.23, trois structures possibles 4, 5 et 6 :
6 (OH 3 : flabelliformine 7)
Si aucun alcaloïde connu ne correspond à une hydroxy-7 lycopodine, la
lycodoline n'est autre que 1'hydroxy-123 lycopodine 3^ et la flabelliformine
est l'hydroxy-43 lycopodine 1_. Ces deux bases ont des spectres de masse as
sez différents, car la flabelliformine a une fragmentation de type lycopodi
ne, notablement modifiée par la présence du groupe hydroxyle en a du groupe
carbonyle (43).
Sur la figure T2 sont reportés les spectres de masse de la flabellLfor-
mine, de la lycodoline et de L.23. On s'aperçoit immédiatement, que L.23 a un
spectre de masse quasiment identique à celui de la lycodoline. Cette simili
tude implique que ces deux alcaloïdes doivent être des stéréoisomères, voire
des épimères. La présence des bandes de Bohlmann permet de proposer la struc
ture 8^ pour L.23, qui serait 1'hydroxy-12a lycopodine ou épi-12 lycodoline.
— 10 —
M-99
M-103
M-43
Spectre de masse de la flabellifermine
140 ISO Î60 IŸ0 180 l90 200 2Î0 220 230 24070 80 90 KX> IO 120 130
140 ISO Î6Ô70 80 90
Spectres de masse de la lycodoline (a) et de L.23 (b)
Fig. T2
- 11
O
8
Cette structure a été confirmée par spectroscopie ultra-violette et de
dispersion rotatoire optique.
Les g-aminocétones dans lesquelles la paire d'électrons sur l'atome d'a
zote, la liaison ü en a,g et 1'orbitale tt du groupe carbonyle sont parallèles
(figure T3) donnent naissance à une bande non classique de transfert électro
nique dans la région 220-260 nm (44).
«Géométrie des g-aminocétones
Fig. T3
Les alcaloïdes de la série de la lycopodine (série dite normale) pré
sentent ce phénomène ; ceux de la série épimère en position 12, ainsi que
L.23 ne donnent aucune absorption UV dans ce domaine (figure T4). L.23 ap
partient donc à cette série épimère.
La dernière preuve de structure découle de 1'examen des spectres de
- 12
Composé Solvant A (e)max.
lycopodine Me OH 217 nm (2400)
L.20 MeOH 220 nm (2500)
lycodoline MeOH 221 nm (1500)
clavolonine MeOH 218 nm (1670)
flabelliformine MeOH 228 nm ( 500)
épi-12 lycopodine MeOH pas de maximum
L. 23 MeOH pas de maximum
Tableau des spectres UV d'alcaloïdes de la série normale et de la
série épi-12
Fig. T4
dispersion rotatoire optique (appelée DRO dans la suite de l'exposé). Si
l'on observe la lycodoline dans le prolongement du groupe carbonyle, on s'a
perçoit que le substituant hydroxyle est situé dans le plan axial de ce grou
pe carbonyle, et, en conséquence, ne doit pas avoir d'influence sur l'effet
Cotton (figure T5).
Mêmes alcaloïdes vus dans 1'
i
de leur groupe carbonyle
Fig. T5
De fait, la lycodoline présente un spectre de DRO très semblable à celui de
la lycopodine. Le même raisonnement s'applique à la série épimëre en posi-
- 13
tion 12, l'épi-12 lycopodine et l'épi-12 lycodoline devant avoir des spec
tres de DRO très voisins. L'examen des effets Cotton de L.23 et de l'épi-12
lycopodine d'une part, et de la lycodoline et de la lycopodine d'autre part,
(figure T6) permet d'affirmer que L.23 est bien l'épi-12 lycodoline.
Lycodoline
! Lycopodine
lycopodine
lycodoline
L.23
Epi-12 lycopodine
épi-12 lycopodine
L.23
= 2300°
3072600°
306 =
265 =-6950°
Ms 06 -930°
H 265 ” 1130°
H 304 - -845°
W262 - 1167°
I I I250 300 350
Courbes de DRO de la lycopodine, la lycodoline, l'épi-12
lycopodine et L.23
Fig. T6
14
Une ultime experience de déshydratation de L.23 8_ a donné l'anhydroly-
codoline 9^ (45) , qui est aussi le produit de déshydratation de la lycodoli-
ne 3.
Bien qu'aucune corrélation directe n'ait été faite entre L.23 et la
pseudosêlagine isolée par Achmatowicz et Rodewald de L. selago L. (29), il
s'agit certainement d'un seul et même alcaloïde. Rodewald et Grynkiewicz
(29b)viennent en effet de montrer que la pseudosélagine est aussi l'épi-12
lycodoline.
1.2.2. - Lycodine 10, Flabelliformine 7 et Lucidioline (L.25) 11
Dans la publication de la structure de l'alcaloïde L.23, nos co-au
teurs (45) rapportent 1'isolement de la lycodine, de la flabelliformine et
de 1'alcaloïde L.25. La lycodine 10, une base assez répandue, avait été
isolée de L. annotinum L. (8a), de L. fawcettii Lloyd and Underwood (22b),
de L. phlegmaria L. (25b) et de L. serratum Thurib. (31,32b,46) et sa struc
ture avait été établie par Anet et Rao (47) et par Ayer et Iverach (48). La
flabelliformine l_ est beaucoup plus rare et n'avait été trouvée que dans L.
flabelliforme par Curcumelli-Rodostamo et MacLean (23) qui en avaient détcr-
- 15
miné la structure. L.25 n'était signalée que dans L. lucidulum Miche par
Manske et Marion (37) et dans L. clavatum var. megastachyon par Ayer et Law
(17). Sous le nom de lucidioline, Ayer et Altenkirk (45,49) viennent de lui
attribuer la structure 11.
Finalement, nous envisageons dans la même publication (45), la possi
bilité que l'alcaloïde L.13, isolé par Manske et Marion de L. lucidulim Miche
(37), ainsi que de L. clavatum L. (18), L. obscurum L. (24), L. sabinaefo-
lium Willd. (27) et L. tristachyum Pursh (33), ne soit que de la lycopodine.
1.2.3. - Luciduline (L.21) 15
Le second alcaloïde inconnu que nous ayons extrait, a pour formule
- 16
^13^21N(^‘ ^ous l'avons nommé luciduline et nous pensons qu'il s'agit de ] 'al
caloïde L.21 de Manske et Marion (37). La luciduline est une cétone, dont la
fonction carbonyle est acyclique ou dans un cycle à six membres ou plus
-1 -1 (IR 1690 cm ). Elle possède vraisemblablement un groupe N-CH^ (IR 2780 cm
Le spectre de RMN indique un groupe CH^ secondaire (doublet à ô = 0,88 ppm,
J = 7 Hz) et confirme la présence du groupe N-CH^ (singulet à & — 2,16 ppm),
dans lequel l'atome d'azote est tertiaire, puisqu'il n'y a aucune vibration
N-H en infra-rouge. Le spectre de masse, s'il est notablement différent de
celui de la lycopodine ou de ses dérivés (43), présente quand même, outre
le pic moléculaire à m/e = 207, un pic intense à m/e = 164 (M-43) et un pic
important à ™/e = 150 (M-57). Ces quelques données laissent supposer que la
luciduline possède une partie du système de base de la lycopodine, un mé~
thyl-azabicyclo[4,4,o]undécane, substitué et N-méthylê, et permettent de
proposer la structure partielle suivante 12^ :
16
La numérotation se réfère à la nouvelle numérotation du squelette de
la lycopodine (34,35,36) (figure T7).
Il ne reste qu'a placer deux atomes de carbone et à fermer un cycle :
la luciduline n'ayant que le groupe carbonyle comme insaturation, est en
effet tricyclique. Il manque en fait un reste -Œ^-CO-. En poursuivant l'a
nalogie avec les autres alcaloïdes des lycopodes, on peut accrocher ce der
nier cycle, soit en position 13, soit en position 7. Il faut alors le refer-
- 17
ancienne numérotation nouvelle numérotation
Numérotations du squelette de la lycopodine (lycopodane)
Fig. T7
mer de telle sorte qu'il soit à six membres ou plus, et sans utiliser le
pont (présence des pics à M-43 et à M-57 en spectrométrie de masse). Les
structures possibles, dessinées de manière à respecter l'analogie d'écritu
re avec la lycopodine, sont alors 33 et 14_ :
structure 13-10 13 structure 7-10 14
Nous avons placé le groupe carbonyle conformément à sa position dans
la lycopodine, qui découle de la biogênêse* (figure T8).
*La route polyacétate était Za vote biogênêtique admise au moment
de ce travail (51) ; des travaux récents3 proposant la pellette-
rine comme intermédiaire biogénétique (52)3 expliquent l'origine
de ce groupe carbonyle (voir paragraphe 1.3.)
— 18
en 3 de la pos. 13
structure 13-10 13
en 3 de la pos. 7
structure 7-10 14
Structure de la luciduline : cyclisations possibles
Fig. T8
Pour la structure 13-10, nous avons, en réalité, deux possibilités,
13c et 13t :
13-10 cisoïde 13c 13-10 transoïde 13t
tandis que pour la structure 7-10, il n’y en a qu'une, 14^ :
Cl-U
i 3
3
14
- 19
Dans le but de vérifier ces hypothèses et de choisir entre les diffé
rentes structures proposées, nous avons essayé de dégrader la luciduline.
Malgré de nombreuses tentatives, il n'a pas été possible de préparer de sel
de méthyl-ammonium quaternaire (méthiodure). Seuls sont accessibles, et dif
ficilement, les sels par protonation de l'atome d'azote (bromhydrate, par
exemple). La voie passant par 1'élimination de Hofmann étant fermée, l'autre
possibilité de dégradation était la suivante : préparation d'une dihydrolu-
ciduline, déshydratation de ce composé et ozonolyse de la double liaison
ainsi formée, pour donner des produits bicycliques aromatisables en dérivés
de quinoléine. Nous avons donc réduit la luciduline par le borohydrure de
sodium. Nous avons obtenu exclusivement une seule des dihydrolucidulines,
celle qui se prête très mal à la déshydratation. Pour essayer de préparer
l'autre épimère, nous avons effectué une réaction de Bouveault et Blanc ap
pliquée aux cétones (Na dans l'isobutanol). Le mélange obtenu a donné, après
chromatographie, 53% de cétone de départ, 42% de la même dihydroluciduline
que celle obtenue par l'action du borohydrure de sodium et une très faible
quantité, 5% au plus, de l'autre dihydroluciduline.
Cette suite de réactions va permettre de choisir entre les structures
13-10 13c et 13t et la structure 7-10 14. En effet, on voit sur les modèles
moléculaires, que, dans le cas de la structure 13-10 cisoïde 13c, le dou
blet de l'atome d'azote est totalement libre ou peu gêné et que l'accès à
la fonction cétone est parallèlement peu restreint ou entièrement dégagé,
en fonction de la configuration autour de cet atome d'azote. Pour la struc
ture 13-10 transoïde 13t, le problème se pose en des termes semblables, les
interactions stériques étant même moins importantes.
Or, la luciduline est une base faible, dont il est presque impossible
de faire des sels et qui est sujette à une réduction quasi st
- 20
Une structure 7-10 14_, sorte de cage à un côté ouvert, rend, en revanche,
parfaitement compte de ces constatations. Le groupe méthyle porté par 1'ato
me d'azote ne peut qu'être extérieur à cette cage, à cause de 1"empêchement
stérique important exercé par les atomes d'hydrogène des deux autres cycles.
Pour la même raison, le groupe méthyle secondaire doit être équatorial 1 ),
ce qui, d'ailleurs, correspond à la configuration autour de ce centre dans
les autres alcaloïdes des lycopodes.
Il en résulte que le doublet libre de l'atome d’azote, s'il n'est pas
partiellement hybridé avec les électrons tt du groupe carbonyle (IR 1690 cm
est en tous cas, "coincé" et peu accessible : l'alcaloïde est peu basique.
Cette structure explique, en plus, la très grande difficulté d'introduire, à
21
la place du doublet, un atome d'hydrogène et l'impossibilité d'introduire un
groupe méthyle. Enfin, au cours de la réduction, l'approche de l'ion hydrure
ne peut se faire que par le côté dégagé du groupe carbonyle, soit à l'opposé
du pont portant le groupe N-CH^, conduisant exclusivement à la 3-dihydroluci-
. duline 16^ où le groupe hydroxyle est équatorial (spectre de RMN : ô = 3,85 ppm,
1H, multiplet très large 25 Hz par suite d'un couplage de type axial-axial et
de deux couplagesde type axial-équatorial). La déshydratation est alors dif
ficile.
NaBH
Puisqu'il était si simple d'obtenir cet alcool, nous avons cherché à
faire une élimination cis par pyrolyse d'un dérivé approprié. Nous prépa-
- 22
rions un carbonate mixte (carboéthoxylate ou cathylate) par action du chlo-
roformate d'éthyle, quand Ayer et coll. (50) publièrent la structure 15^ de
cet alcaloïde, qu'ils avaient, eux aussi, nommé luciduline. Cette structure,
établie par spectroscopie et par voie chimique (aromatisation au sélénium
en diméthyl-2,6 naphtalène), a été vérifiée par diffraction aux rayons X
sur l'ester p.bromobenzoylé de la g-dihydroluciduline 17_ ; elle correspond
à notre hypothèse 13-10.
Kl
*O
luciduline 15
P-BROMOBENZOYL DIHYDROLUCIDUUNE
1.2.4. - Hydroxy-6g lycopodine 19
Le dernier alcaloïde ne semble pas avoir été décrit par Manske et Ma
rion (37). Son spectre de masse présente un pic moléculaire à m/e = 263, et
la fragmentation classique du squelette de la lycopodine (43). C'est donc
une hydroxylycopodine, dont le substituant OH n'est pas fixé sur le pont
(pic majeur m/e = 206, M-57). Le spectre de RMN montre une fonction alcool
secondaire (-CH-0H) n'ayant qu'un atome d'hydrogène voisin (ô =4,25 ppm,
23
1H, doublet J — 7 Hz). Le groupe hydroxyle ne peut, dès lors, occuper que
la position 6. Le spectre infra-rouge confirme la présence du groupe carbo-
-1nyle (1705 cm ) et ne montre aucune bande de Bohlmann (42). Cet alcaloïde,
appartenant à la série normale, est alors une hydroxy-6 lycopodine 18.
La valeur du couplage (7 Hz) du système -CH-CH-OH indique qu'il doit s’agir
de l’épimère 6$ 19.
Les deux hydroxy-6 lycopodines sont connues. Ayer et coll. (38) les
ont décrites. L’hydroxy-6a lycopodine 20 est 1’alcaloïde L.20 isolé pré
cisément de L. luoidulum Miohx par Manske et Marion (37)*, et l’autre,
*Ces awtewra a%)ate»t attrZZW par erre%r Za ybrm%%e
- 24
11 hydroxy-63 lycopodine 19_ a été préparé par Ayer et coll. (38).
Notre alcaloïde est identique à ce dernier épinière artificiel, et est
donc l'hydroxy-68 lycopodine 19.
Il est permis de douter que cette hydroxy-68 lycopodine soit réelle
ment un produit naturel présent dans la plante. En effet, selon ces mêmes
auteurs (38), les dérivés substitués 6a (configuration axiale en position
voisine du groupe carbonyle), se transforment presque quantitativement, par
action d'une base, en composés 68, plus stables car de configuration êquato-'
riale. Ainsi en est-il de 1'alcaloïde L.20 (hydroxy-6a lycopodine) 20
(2Q->T9) et de la bromo-6a lycopodine 2_2 (22->21) en présence d'ammoniaque,
de bicarbonate de sodium, de propylate de sodium ou alumine basique.
X=OH 20
X=Br 22
X=0H 19
X=Br 21
Or, dans nos extractions, nous avons
ainsi que de nombreuses colonnes d'alumine
utilisé des milieux comparables,
basique. . .
1.3. - ELEMENTS DE BIOGENESE
Avant de passer à l'étude d'une nouvelle classe de bases de masse molé
culaire élevée, nous allons examiner de plus près comment s'opère la biogé-
nèse de certains des alcaloïdes du genre Lycopodium.
25
La route polyacétate, préconisée par Conroy (51) en 1960, a été réexa
minée par Spenser et coll. quand ils ont trouvé que la lysine s'incorporait
dans la lycopodine 1_ (52a). Ces auteurs postulèrent alors que la biogénèse
procédait par dimérisation d'une unité de pipéridine a-substituée (CgN),
donnant le squelette en C^^N^ de la lycodine 10^ de la cernuine 23 et de
leurs dérivés. Une rupture au niveau d'une liaison C-N, suivie de la perte
d'un atome d'azote et d'une recyclisation conduirait au squelette en C^N
de la lycopodine 1;, expliquant que cette base et toutes ses apparentées
soient oxygénées en position 5.
L'unité en CgN ne peut être la coniine puisqu'elle-même est issue d'un
polycétide (53), mais il peut s'agir de la pelletiérine, biosynthêtisëe jus-
4CH3COOH
Biogénèse de la coniine
tement à partir de la lysine (54) . La dimérisation proposée suit alors le
schéma de la figure T9.
Des résultats qu'ils ont récemment publiés, il ressort qu'effectivement,
deux molécules de pellétiérine sont incorporées dans la lycopodine _1 (52b),
mais non, semble-t-il, dans la cernuine 23_ qui n'en incorpore qu'une et com
plète sa formation par utilisation directe d'une molécule de lysine et d'un
dicétide (52c).
Il est intéressant de noter que la cernuine 23 est spécifique à l'espèce
26
Biogénèse de la N-méthyl-pellétiérlne
lycodine 10
lycopodine 1^
cernulne 23
Dimérisations de la pellétiêrine
Fig. T9
- 27
L. cernuum L. , qui est, avec L. fawcettii Lloyd and Underwood., la seule du
genre à ne pas contenir de lycopodine 1^ (13,14). Faut-il conclure à 1'équi
valence de ces alcaloïdes dans leurs espèces respectives ?
Aucun travail de marquage n'a été effectué pour élucider la biogénèse
de la luciduline 15. Bien qu'une route polyacëtate soit tout à fait possi
ble, nous pensons, comme Ayer et coll. (50), que la pellétiérine intervient
dans la biosynthèse (figure T10).
Biogénèse probable de la luciduline
Fig. T10
1.4. - ALCALOÏDES DE MASSES MOLECULAIRES ELEVEES
1.4.1. - Bases L.50 à L.55
Parmi les bases faibles, il nous a été possible d'isoler, à part la lu
28
ciduline, une série d'.alcaloïdes
L.50 C30H49N3° M = 467
L.51 C30H47N3°2 M — 481
L.52 C30H49N3°2 M 483
L.53 C30»45»3° M 463
L.54 C30H49N3°2 M = 483
L.55 C30H43N3° M = 461
La mesure de leurs masses précises nous a indiqué que, sauf pour les ba
ses L.53 et L.54, les pics moléculaires et la plupart des autres pics de frag
mentation étaient en réalité des doublets correspondant aux formules suivan
tes :
pour L.50 m/e = 467 C30H49N3° (70%) C29H45N3°2 (30%)
pour L.51 m/e ■*= 481 C30H47N3°2 (60%) C29H43N3°3 (40%)
pour L.52 ™/e = 483 C30H49N3°2 C29H45N3°3
pour L.55 m/e = 461 C30H43N3° (80%) C29H39N3°2 (20%)
pour L.53 m/e = 483 C30H45N3°
pour L.54 m/e == 463 C30H49N3°2
L'explication peut être celle-ci : ces alcaloïdes, très instables (ils
se décomposent sur plaque de gel de silice) évoluent rapidement avec le temps
L'analyse par spectrométrie de masse des bases L.53 et L.54 a été faite sur
une fraction fraîche ; il n'y a pas de doublet. Les autres bases sont restées
entre 6 mois et 1 an avant d'être analysées, et les alcaloïdes en pour
raient être alors les produits de lente transformation des alcaloïdes ini
tiaux en C^q (bilan : perte de 1'équivalent de CH^ et gain de 0).
Nous avons finalement remarqué la présence de nombreuses autres bases,
fréquemment de masses moléculaires m/e = 483 (donc isomères de L.52 et L.54)
mais nous n'avons pas réussi â résoudre les mélanges.
29
L'examen des différents spectres (IR, RMN, Masse) montre immédiatement
que ces alcaloïdes forment une seule et même famille et qu'ils ne diffèrent
les uns des autres que par des variations mineures.
Afin d'essayer d'établir la structure de ces bases, nous nous sommes
attachés à un alcaloïde unique, qui pourra servir de clef pour toute la sé
rie. Pour diverses raisons (quantité, stabilité, spectre UV), nous avons
choisi l'alcaloïde L.53, pour lequel nous proposons le nom de lucidine.
1.4.2. - Lucidine (L.53) 24
La lucidine, de formule moléculaire C^qH^N^O, possède un groupe N-CH^
(IR à 2780 cm ^) et un groupe N-COCH^ (IR à 1640 cm RMN signal dédoublé
par effet rotamérique à ô = 2,02 et 2,16 ppm). Nous trouvons aussi un cycle
de pyridine (UV 272 nm, IR 910 et 730 cm "*") , substituée sur les deux posi
tions a et sur une position 8 (RMN â 6 = 6,80 et 7,25 ppm, l\ = 18 et 20 Hz).
Le seul alcaloïde des lycopodes qui soit un dérivé de pyridine est la
lycodine 10^, précisément trouvée dans L. tuatdutim M-iohx (45) .
On remarque de plus une grande similitude entre les spectres RMN de la
lucidine et de la luciduline 15_ à champ fort (ô inférieur à 4 ppm).
On peut dès lors penser, que la lucidine est issue d'une condensation
de lycodine 10_ (C^) et de luciduline 15_ (C^). En tenant compte du fait
Structure de la lucidine (L.53) : fusions de cycles possibles
Fig. TU
Ac1-12'-4-13
Structure de la lucidine (L.53) : fusions de cycles possibles
Fig. Til (suite)
- 32
qu'il faut acétyler un atome d'azote, il est nécessaire, pour arriver à C^,
de perdre un atome de carbone. A partir de 1'agencement des précurseurs pel-
létiérine (au nombre de 3) et acétylacëtate, on s'aperçoit qu'après fusion
sur les groupes activés, le seul atome de carbone que l'on puisse raisonna
blement perdre est celui du groupe carboxyle (par décarboxylation). Puisque
la pyridine ne peut posséder qu'un seul proton méta en plus de son proton
para, seules sont possibles les fusions mentionnées sur la figure Tll.
Il faut aromatiser la pipéridine centrale et fermer un dernier cycle.
Remarquons que la cyclisation par attaque de la position 2' sur le groupe
carboxyle, menant à la luciduline 15^ (intramolêculaire), est court-circuitêe
au profit de l'attaque du groupe méthylène activé 12' sur l'autre intermé
diaire (intermoléculaire).
On peut rejeter d'emblée les fusions de type 4-13 (structures 2-12'-4-
13 et l-12'-4-13). En effet, le groupe acétyle est fixé sur l'atome d'azote
de la partie lycodine, car la N-méthyl-lycodine donne un signal en RMN à
- 33
<5 = 2,62 ppm (-N-CHg) et n'est pas une base très faible (47,48). Il s'ensuit
que le groupe méthyle est porté par l'atome d'azote de la partie luciduline
(ou homoluciduline) et que, nécessairement, on doit retrouver la structure
cage dont nous avons déjà parlé (base très faible, RMN à ô — 2,06 ppm pour
-n-ch3).
Une fusion de type 2-12', suivie d'une fermeture en 1-2' (structure
2-12'-1-2') est peu probable, car, vis-à-vis d'une attaque nuclëophile,
c'est la position en a de l'atome d'azote qui est activée, que 1'aromatisa
tion se soit déjà faite ou non. En outre, une telle structure, en gardant
les cycles en forme chaise (figure T12), montre que les protons du groupe
N-mêthyle sont au-dessus de la pyridine à une distance de l'ordre de 3,5 2
et qu'ils devraient être considérablement plus blindés qu'ils ne le sont dé
jà. Enfin, l'intéférence énorme (distance d'environ 2,3 &) entre les élec
trons ïï du cycle aromatique et la paire d'électrons libres de l'atome d'azo
te rend cette structure impossible, et oblige les cycles de la partie luci
duline à basculer en forme de bateau (figure 112). Mais alors, le groupe
Structure de la lucidine : conformations chaise et bateau des
cycles à 7 membres dans une structure 2-12'-1-2'
Fig. T12
- 34
Lucidine (structure 1-12'-2-2')
Fig. T13
- 35
N-méthyle devient dégagé (et devrait apparaître normalement en RMN à ô =•
2,60 ppm), la paire d'électrons sur l'atome d'azote devient extérieure à
1'ensemble et ne peut rendre compte de la très faible basicité de la luci-
dine.
Seule est compatible avec toutes les données une structure 1-12'-2-2'
24, résultat d'une fusion en 1-12', suivie d'une fermeture en 2-2' (figure
T13) .
Nous n'avons aucune preuve chimique étayant la structure 24, qui reste
une simple hypothèse, mais permet néanmoins d'expliquer le pic majeur obtenu
en spectrométrie de masse à m/e =270.
mle = 270 C1qH_,N,18 26 2
Tout récemment, en février 1971, Bail (55) vient de proposer la struc
ture 25 pour la lucidine. Son principal argument est d'ordre chimique : par
une réaction d'aromatisation au zinc, il a obtenu la diméthyl-5,7 quinoléïne
et un dérivé de pyridine auquel il a attribué, sur des bases de RMN, la struc-
- 36
ture 26a. Dans notre hypothèse, on pourrait s'attendre à la pyridine 26b.
Mais n'y a-t-il pas de rearrangements possibles au cours de 1'aromatisation ?
Il est, en outre, difficile, tant que la synthèse de ce fragment n'aura
pas été faite, d'être certain de sa constitution. Une structure 26a repose
sur des considérations spectroscopiques fragiles, et finalement, on comprend
mal pourquoi 1'aromatisation ne se continue pas jusqu'au dérivé de quinoléïne.
- 37
1.5. - ELEMENTS DE SYNTHESE CHIMIQUE
De nombreux laboratoires s’occupent, avec succès, de la synthèse des
alcaloïdes du genre Lycopodium, et il convient de lire à ce sujet les arti
cles généraux de MacLean (36) et Stork (56).
Parmi les bases de notre lycopode, seule, la lycopodine 1 a vu sa syn
thèse totale réalisée, par Ayer et coll. (57) et Stork et coll. (58). La sé
rie épimère en position 12, dont nous avons abondamment parlé, est également
accessible ainsi, depuis que Wiesner et coll. (59) ont préparé l'êpi-12 lyco
podine.
Notre laboratoire s’occupe également de ces problèmes. D. Cauchois est
déjà bien avancé dans la synthèse de la luciduline 15^ tandis que A. Beth
et M. Soucy travaillent activement sur celle de la fawcettimine 27^, alca
loïde spécifique de L. fawoettii Lloyd and Underwood (22).
27
38
CHAPITRE 2
NON-ALCALOIDES
- 39
- ('KNKRALTTKS
Parallèlement: à l'étude des alcaloïdes de Lycopodium lucidulum Michx,
nous avons entrepris, directement sur le percolat au méthanol ou sur le ré
sidu apres traitement à l'acide acétique 10%, la recherche des constituants
des fractions neutres ou acides obtenues au cours des mêmes extractions.
Il convient ici de préciser, que nous avons mené les extractions essen
tiellement dans le but d'isoler les alcaloïdes. Si nous avons mis en éviden
ce d'autres séries de composés (cires, alcools, stérols, triterpènes), c'est
sans utiliser leurs méthodes spécifiques d'isolement. Il est certain qu'ain
si, beaucoup de produits organiques nous ont échappé, tels les sucres, les
acides carboxyliques, etc..., et, peut-être, certains triterpènes polyhy-
droxylés dont nous reparlerons à la fin du présent chapitre.
La figure T14 nous donne un bref aperçu des travaux effectués dans ce
domaine, dans les 35 années précédant notre étude, aucun d'entre eux ne con
cernant notre espèce. Les recherches s'étalent surtout portées sur les cons
tituants de la lignine, ainsi que sur la caractérisation des nombreux acides
organiques présents. Nous noterons aussi des résultats plus récents se rap
portant a un groupe de triterpènes qui feront, désormais, l'objet de la ma
jeure partie de ce chapitre.
Le triterpène de base de ce groupe est le serratënediol. Sur lui s'est
porté l'essentiel des études de structure, car c'est, de loin, le plus abon
dant (tel quel, ou sous forme acëtylëe ou méthylée). On peut l'isoler de
deux sources principales : les lycopodes (figure T14) et les conifères du
genre Pinus (78,79), tels que P. banksiana Lamb., P. tambertiana Dougl., P.
taeda L. et P. palustris Mitt., ainsi que Picea sitchensis Carr. (80,81,82),
où il était connu sous le nom de pinusènediol. En 1964, Rowe (78) établit
l'identité du pinusènediol et du serratènediol. Une source secondaire est
— 40 —
espèces acides
annotinum L. (60)
clavatum L. (60)
vanillique ; férulique ; azélaïque
vanillique ; férulique ; azélaïque
selago L. (60)
21 espèces (61)
férulique ; azélaïque
p.hydroxy-benzoïque ; vanillique ; p.couma-
rique ; férulique ; syringique
hexadécène-9 oïque
huile de L. pharmaco-
pei japonica (63) octadécène-9 oïque ; dihydroxy-9,10 stéa
rique
spores de L. clavatum L.
(64,65,66)
acides en (1=) ; C^g (1=) ; C^g (2=) ;
C20^=^ » C20 (5=0 ? ; arachidique
huile des spores de L.
clavatum L. (67) oléique (91,7%) ; linoléique (8,3%)
protamines
pollen de L. clava
tum L. (68)
protamine de PM = 32000 ; par hydrolyse,
arginine, sérine, adénine, proline,
histidine, valine et alanine
spores de L. clava
tum L. (69)
protamine ; par hydrolyse, arginine, vali
ne, proline, alanine, sérine, histi
dine
sucres
complanatum L. (20)
clavatum L. (15,70)
sauvuvus (71)
galactose
sucrose
sucrose (8%)
Constituants non-alcaloidiques des lycopodes
Fig. 114
- 41
Composition de la lignine
espèces composants
complanatum L. (72) vanilline ; p.hydroxybenzaldéhyde
21 espèces (61) p.hydroxybenzaldéhyde ; vanilline ; acéto-
vanilline ; vanilloyl méthyl cétone ;
ot-hydroxy et ct-éthoxy propiovanillones ;
acide syringique
spores - (73) vanilline
Composition de la cellulose
espèces nature
(74) cellulose de DP 2000 à 4000*
espèces triterpènes
complanatum L. (75)
clavatum L. (15,70)
serratum Thurib. (76,77)
serratènediol ; tohogénol
a-onocérine ; lycoclavanol ; lycoclavanine
acétyl-3 serratènediol ; épi-21 serra
tènediol ; serratriol ; tohogénol ;
tohogéninol
Constituants non-alcaloïdiques des lycopodes
Fig. T14 (suite)
*Peut-être est-il intéressant de noter que les lyeopodes précè
dent immédiatement3 dans l’évolution3 les fougères3 qui3 elles3
ont un DP moyen de 8300.
RO
y-onocérine3-onocérinea-onocérine 28
évolution habituelle
RO
a-onocérine 28
OR'
i
MI
Evolution vers un cycle à 7 membres
Cyclisations de 1'a-onocérine en y-onocérine et serratènediol
Fig. T15
- 43
une fougère, Polypodium vulgare (83), qui permet d'obtenir directement les
hydrocarbures tels que le serratêne proprement dit (serratène-14) et l'i-
soserratène (serratène-13).
L'établissement de la structure du serratènediol 31d, récemment confir
mée par diffraction des rayons X (84), a été l'oeuvre d'Inubushi et coll.
(85,86). Ils ont simultanément démontré, en effectuant la cyclisation au la
boratoire (87), que 1'a-onocérine (a-onocéradiènediol) 28, isolée (15,70) de
L. olavatum L.* est un précurseur biogénétique possible (figure T15).
L'a-onocérine 28^ avait d'abord été isolée de Onosis spinosa L. par Bar
ton et Overton (88) en 1955. Comme sa synthèse totale a été réalisée par
Stork et coll. (89,90), on peut considérer que celle du serratènediol 31d
est acquise.
2.2. - CIRES, ALCOOLS GRAS ET g-SITOSTEROL
2.2.1. - Cires 29_
Les premiers non-alcaloïdes que nous ayons obtenus, se présentaient sous
la forme d'un mélange jaunâtre sirupeux (cires) 29.
Ce mélange contient, en effet, des hydrocarbures gras et des esters gras
(formés d'une partie acide à longue chaîne, ainsi que d'une partie alcool éga
lement à longue chaîne). L'examen du spectre IR du mélange 2_9 révèle la pré
sence du groupe ester (bande à 1750 cm "*") ; le spectre RMN confirme l'exis
tence de deux types d'enchaînement -CHo-C00- (multiplets à ô = 2,00 et 2,80
*Ces auteurs précisent, à tort, que, si L. clavatum L. contient ex
clusivement le triterpène ouvert a-onocérine, L. serratum Thurib.
contient exclusivement le triterpène cyclisê serratènediol, et que
la présence de l'un semble exclure la présence de l'autre (86).
- 44
ppm), l'un ordinaire, l'autre vraisemblablement allylique, et celle de dou
bles liaisons (multiplet à 5 = 5,41 ppm).
Dans le but de pouvoir attribuer certaines de ces caractéristiques aux
hydrocarbures, et les autres aux esters, nous avons essayé de les séparer,
sans succès, sur colonne de gel de silice G Merck.. Nous avons alors effectué
une hydrolyse du mélange 29^ par la potasse alcoolique et recueilli, par ex
traction du milieu réactionnel, d'abord les hydrocarbures 29a inchangés,
puis les alcools gras 29b '. Par extraction du milieu acidifié, nous avons
obtenu les acides gras 29b", ce qui nous permettait de reconstituer les es
ters gras de départ 29b.
L'analyse des différents spectres permet de tirer les conclusions sui
vantes :
Les hydrocarbures 29a sont tous saturés et, à côté des signaux de grou
pes -CH^ (multiplet à <5 = 0,90 ppm) et -CE^- (singulet à 6 = 1,30 ppm), un
faible signal de groupe -CH- en BMN (multiplet à ô = 1,70 ppm) montre qu'une
faible proportion d'entre eux est ramifiée.
Les alcools d'hydrolyse 29b' montrent dans leur spectre IR une large
-1bande OH à 3400 cm et, dans leur spectre RMN, des signaux de groupes -CH^
(multiplet à 5 = 0,90 ppm), -CH^- (singulet à ô = 1,30 ppm) et -CH^OH (mul
tiplet à 6 = 3,40 ppm). Notons 1'absence complète de groupe alcoyle tertiai
re et de double liaison. Il s'agit donc d'alcools saturés linéaires. L'alcool
prépondérant du mélange semble être l'alcool en par suite du pic majeur
à m/e = 224 en spectrométrie de masse (M-18, 100%)*, mais la présence de nom
breux autres pics de masses m/e supérieures ou inférieures indique que la
gamme des alcools dans le mélange est très étendue. On retrouverait même cer
tains des alcools que nous avons isolés à l'état libre (paragraphe 2.2.2.).
* Voir paragraphe 2.2.2.
- 45
Les acides gras 29b" montrent les bandes IR caractéristiques des grou
pes OH (à 3500-2800 cm "*") et CO (à 1720 cm "*"). L'étude par RMN étant plus
facile sur les dérivés que sur les acides libres, nous avons préparé les es
ters d'éthyle 29b"Et par transestérification directe du mélange originel 29
à l'aide de l'acide p.toluène sulfonique dans l'éthanol (suivie de 1'élimi
nation des hydrocarbures 29a). Le spectre RMN de 29b"Et montre la présence
des groupes -CH^ (multiplet et triplet J = 8 Hz à 5 = 0,90 ppm), -CH^- (sin
gule t à 6 = 1,30 ppm), -CH- (multiplet à ô = 1,60 ppm), -COO-CH^CH^ (quadru
plets J = 8 Hz à 6 = 3,39 et 4,00 ppm) et -C = ÇH- (multiplet à ô = 5,35 ppm).
Il s'agit alors d'esters et donc d'acides possédant une ou plusieurs doubles
liaisons, isolées ou non du groupe carboxyle, linéaires en majorité, mais
avec une proportion non négligeable de composés ramifiés. La gamme des mas
ses nous donne à penser que nous pourrions avoir retrouvé là certains des
acides isolés précédemment des huiles de lycopodes (figure T14).
hydrocarbures 29a <---- mélange 29_ ---- > esters gras 29b
\acides gras 29b"
R1-ÇH-(CH2)n-C00H
R2
h °u k2
sat. ou insat.
n — 0, 1, 2, ...
V
esters d'éthyle 29b"Et
r1-ch-r2
R„
alcools gras 29b'
r-ch2oh
- 46
Une étude de ces cires par chromatographie en phase vapeur est présen
tement en cours.
2.2.2. - Alcools gras 32a
Nous avons ensuite isolé différents triterpènes, que nous étudierons
globalement dans les paragraphes suivants, puis un mélange d'alcools gras
-3_32a (IR 3300 cm ), tous linéaires (pas de signal de groupe alcoyle tertiai
re en RMN).
Le spectre de masse de ce mélange 32a présente une série de pics entre
m/e = 300 et m/e = 440 environ. Cet ordre de grandeur correspond à des al
cools gras, dont on sait que les points de fusion ne varient pratiquement
pas quand on passe d'un homologue à l'autre. Les intensités relatives de ces
pics peuvent alors servir à doser le mélange, dans la mesure où la comparai
son s'effectue sur des fragments correspondants.
Malheureusement, les alcools de ce type ne donnent pas de pic moléculai
re (91). On note seulement la présence du pic M-18 comme fragment de masse
m/e la plus élevée, correspondant à l'alcène formé par perte d'une molécule
d'eau, puis la coupure se continue comme pour un hydrocarbure ordinaire en
donnant des séries de pics distants les uns des autres de 14 unités de masse
(91a). Nous avons vérifié ces propriétés sur le triacontanol 32b.
Pour effectuer le dosage envisagé, il faut faire appel à des dérivés
qui présentent la même caractéristique de constance des points de fusion et
dont les pics de fragmentations ne sont pas tous des multiples de 14. Les
acides répondent à cette attente, ainsi que nous avons pu le contrôler sur
l'acide triacontanique 33b. Ils donnent un pic moléculaire intense (91a) et
se scindent d'abord en perdant 43 unités (CH^-CH^-CH^') selon un mécanisme
cyclique curieux élucidé (91b) par marquage au deutérium (figure T16).
- 47
Fragmentation des acides gras
Fig. T16
43 n'étant pas un multiple de 14, il est possible de doser le mélange par
spectrométrie de masse.
Nous avons oxydé le mélange d'alcools 32a en acides 33a par le réactif
de Jones et nous avons effectué les mesures sur les pics moléculaires. Le
mélange des acides, et donc des alcools, est constitué comme suit : 50%
d'hexacosanol (C^), 20% d'octacosanol (Cgg) et autant de tétracosanol (Cg^)
le reste est a peu près également réparti entre les alcools à nombre d'atomes
de carbone impair, triacosanol (C^g), pentacosanol (C23) et heptacosanol
(Cgy), ainsi que le triacontanol (C^q).
CH3-(CH2)n-CH20H CH3-(CH2)n-C00H
32a n compris entre 21 et 28 33a
32b n = 28 33b
- 48
Signalons une méthode qui peut permettre une assignation rapide du nom
bre d'atomes de carbone d'un acide gras linéaire (et donc des dérivés qui
sont facilement transformables en acides). Il s'agit de compter le nombre
-1de très fines bandes IR entre 1330 et 1180 cm . Selon Jones et coll. (92),
ce nombre est caractéristique d'un acide gras donné ; il y en a 3 pour l'a
cide laurique ou dodécanique (C^^),9 pour l'acide hênéicosanique (C^^) et,
entre les acides en G^ et 0^^, il y a une bande de plus pour chaque -CH^-
supplémentaire.
Nous en avons trouvé 15 pour l'acide triacontanique 33b. Pour le dosage
d'un mélange, et c'était notre cas, cette technique n'est d'aucun secours,
puisque toutes ces fines absorptions se chevauchent et que seule leur enve
loppe est observable (large bande aux contours dentelés).
2.2.3. - 3-sitostérol 37
Comme il fallait s'y attendre, nous avons isolé une quantité importante
de 8-sitostérol 3J_. Il s'agit en fait de (3-sitostérol brut que l'on retrouve
dans toutes les plantes ; il contient une série d'impuretés qui sont d'autres
stérols végétaux très difficilement séparables. Nous nous sommes contentés
d'une identification par comparaison avec un échantillon de référence.
(3-sitostérol (cinchol) : éthyl-24b cholestène-5 ol-3|3 37
- 49
2.3. - TRITERPENES MONOHYDROXYLES ET LEURS COMPOSES D'OXYDATION
2.3.1. - Friedeline 30
Le seul représentant de cette classe, que nous ayons obtenu est une cë-
tone, la friedeline (friedelanone-3) 30. Elle fait figure d'exception dans
l'ensemble des triterpènes trouvés, à côté des différents diols et triols de
la série du serratène-14, mais c'est un constituant essentiel du liège (que
nous n'avons pas utilisé au cours des extractions) et le fait que les tiges
du lycopode brillant soient à caractère ligneux peut expliquer sa présence.
Elle est abondamment décrite dans les articles de Courtney et Gascoigne (93)
et son spectre de masse est donné dans la mise au point de Djerassi et coll.
(94) concernant la fragmentation de nombreuses classes de triterpènes penta-
cycliques. Nous l'avons identifiéepar comparaison avec un échantillon de ré
férence .
friedeline (friedelanone-3) 30
2.4. - TRITERPENES DIHYDROXYLES ET LEURS COMPOSES D'OXYDATION
La majorité des triterpènes obtenus appartient à cette classe. Ce sont
tous des triterpènes dihydroxylës ou leurs acétates. Nous n'avons trouvé au-
- 50
cun de leur compose d'oxydation. Ils dérivent du squelette de base du serra-
tène-14 (figure T17) et peuvent se classer en deux catégories, se rattachant,
l'une au serratènediol, l'autre à l'épi-21 serratènediol.
substituant OR série
36 21a ordinaire 31
36 216 épi-21 34
3a 21a épi-3 44
3a 216 diépi 45
24 23
Numérotation du squelette serratane (et du serratène-14)
Fig. T17
2.4.1. - Serratènediol et ses acétates 31
Nous avons trouvé les quatre combinaisons possibles d'alcools-acétates
dans le lycopode brillant, soit, par ordre d'élution sur une colonne de gel
de silice G Merck, le diacétoxy-3B,21a serratène-14 (diacétyl-serratènediol)
31a, 1'acétoxy-36,hydroxy-21a serratène-14 (acétyl-3 serratènediol) 31b, l'a-
cétoxy-21a hydroxy-3B serratène-14 (acétyl-21 serratènediol) 31c et le dihy-
droxy-3B,21a serratène-14 (serratènediol proprement dit) 31d.
Les composés 31b et 31d sont naturels (figure T14 et paragraphe 2.1.),
le diacétate est connu comme triterpène artificiel (75) et nous les avons
simplement identifiéspar comparaison avec des échantillons de référence (spec
tres, points de fusion mixtes et surtout pouvoirs rotatoires). Nous avons fait
- 51
Classe du serratènediol 31
aussi les hydrolyses et acétylations permettant de faire les corrélations.
Nous avons également trouvé un autre acétate dont nous avons déterminé
la structure 31c de la manière suivante :
-1L'examen de son spectre IR indique une fonction alcool (3540 cm ) et
-1 -1 une fonction ester (CO à 1720 cm ), identifiée comme acétate (1250-1240 cm ).
L'allure générale rappelle celle des triterpènes pentacycliques où le cycle C
est un cycle à 7 membres. Mais il ne s'agit que d'une présomption, car les
spectres IR des triterpènes sont tous plus ou moins semblables.
L'appartenance au groupe du serratène-14 a été établie par spectrométrie
de masse. Kutney et coll. (95) ont récemment élucidé la fragmentation des dé
rivés du serratène-13 (isoserratène) et du serratène-14 (figure 118). Notre
inconnu présente le type de fragmentation des serratènes-14, et, en s'appuyant
sur l'observation des pics J, N et R, on peut affirmer que le groupe OH est
porté par les cycles A ou B et le groupe OCOCH^ par les cycles D ou E (pic J
à ™/e = 302 : OH sur A, B ou C ; pic N à m/e = 262 : OCOCH sur D ou E ;
Fragmentation des serratênes-14
Fig. T18
- 53
pic R à m/e — 207 : OH sur A ou B).
Si l'on postule qu'il s'agit d'un dérivé du type du serratênedicl et de
ses épimères, le groupe OH est en position 3 et le groupe OCOCH^ en position
21. Il y a alors quatre possibilités de structure (figure T19) : OH 33 et
OCOCH^ 21a (série ordinaire) 31c, OH 33 et OCOCH^ 213 (série épi-21) 34c,
OH 3a et OCOCH 21a (série épi-3) 44c, OH 3a et OCOCH 213 (série diépi) 45c.
Il ne s'agit pas de 1'acétate 34c qui a un pouvoir rotatoire de -27°,
alors que nous avons mesuré 5,6°. Il ne doit vraisemblablement pas s'agir du
composé 45c qui est inconnu, mais dont le diol correspondant, naturel (78) et
son diacétate artificiel (96) ont des pouvoirs rotatoires assez fortement néga
tifs (-32° et -17° respectivement) . Dans la série ordinaire 31_, ces valeurs
passent par acétylation de -29° pour le diol 31d à -6° pour l'acétate en po
sition 3 31b et 22° pour le diacétate 31a. On doit attendre, pour l'autre acé
tate 31c, une valeur faible et de l'ordre de grandeur de celle de son isomère
de position 31b, puisque les deux substituants en positions 3 et 21 sont équa
toriaux. La conformation la plus stable étant celle où le cycle à 7 adopte une
forme de pseudo-chaise, leurs comportements vis-à-vis de la lumière polarisée
doivent être comparables. Un pouvoir rotatoire de 5,6° est compatible avec u-
ne structure 31c. Les triterpènes de la série épi-3 sont tous inconnus et il
n'y a aucun moyen de rejeter ou non la structure 44c.
Pour choisir, et montrer à la fois que les groupes OH et OCOCH^ sont en
positions 3 et 21, nous avons effectué une acétylation et une hydrolyse qui
ont donné les dérivés 31a et 31d. Notre inconnu est bien 1'acétoxy-21a hy-
droxy-33 serratène-14 (acétyl-21 serratènediol) 31c.
2.4.2. - Epi-21 serratènediol et ses acétates 34
Nous n'avons obtenu que deux des quatre combinaisons possibles d'alcools-
- 54
R R'
CH. CO CH-CO a3 3
CH_ CO H b3
H CH-CO c3
H H d
Tableau des triterpënes dihydroxylés et de leurs acétates
Fig. Tl9
- 55
acétates : 1'acétoxy-38 hydroxy-213 serratène-14 (acétyl-3 épi-21 serratène-
diol) 34b et le dihydroxy-33,213 serratène-14 (épi-21 serratènediol) 34d. Ce
dernier, produit naturel déjà isolé de L. Serratum Thurib. (76) n’a pas posé
de gros problème d'identification (comparaison avec un échantillon de réfé
rence). Pour nous assurer du squelette, nous l'avons néanmoins oxydé en ser
ratène-14 dione-3,21 36_, dicétone que nous avons aussi obtenue par oxydation
du dihydroxy-33,21a serratène-14 (serratènediol) 31d.
L'acétate 34b n'était connu que comme dérivé artificiel (76). Devant la
différence importante entre la valeur de son pouvoir rotatoire donné dans la
littérature ([a]D= -44°) et notre valeur ( [a] = -7,4°), nous avons fait toute
la série de corrélations mentionnées sur la figure T20 pour nous assurer de
sa structure 34b.
Son hydrolyse nous a donné le diol 34d et son acétylation nous a mené
au diacétate 34a que nous avons identifié par simple comparaison (76,81). Le
spectre de masse permettant de placer l'acétate en position 3 (pic J à ™/e =
344 : OCOCH^ en 3), notre inconnu était alors identifié comme ayant la struc
ture 34b.
Pour plus de sûreté, et encore à cause des différences dans les valeurs
du pouvoir rotatoire, nous avons fait une oxydation à l'acide chromique, qui
nous a donné l'acêtoxy-38 serratène-14 one-21 35a (pic J à m/e = 344 : OCOCH^
en 3 ; pic N à m/e = 262 : cétone en 21 ; pic R à m/e = 249 : OCOCH^ en 3),
cêtone artificielle que nous avons également préparée à partir de 1'épimère
correspondant en position 21 31b. Afin de vérifier que le céto-acétate 35a
était bien un produit pur, nous l'avons hydrolysë en céto-alcool, 1'hydroxy-
33 serratène-14 one-21 35b.
OH OH OAc
NaOH
AcO
NaOH
NaOH
AcO AcO
Corrélations chimiques entre les classes de l'épi-21
serratènediol et du serratènediol
Fig. T20
- 57
2.5. - TRITERPENES TRIHYDROXYLES ET LEURS COMPOSES D'OXYDATION
Les derniers triterpènes trouvés appartiennent à cette classe hétérogène.
Nous verrons d'abord les triols proprement dits (séries du tohogénol et du
serratriol), puis une cétone insaturée dérivée du serratènediol.
2.5.1. - Tohogénol et ses acétates 38
Des 7 combinaisons possibles d'alcools-acétates (et plus restrictive-
ment des 4 n'impliquant que les alcools secondaires), nous en avons trouvé
seulement 2 : le diacétoxy-33,21a hydroxy-148 serratane (diacêtyl-3,21 toho
génol) 38a, déjà décrit (76,97), que nous avons identifié par comparaison
R R'
COCH COCH 38a
COCH3 H 38b
H coch3 38c
H H 38d
H K
Classe du tohogénol 38
avec un échantillon de référence, et 1'acétoxy-38 dihydroxy-148,21a serratane
(acétyl-3 tohogénol) 38b, inconnu jusqu'alors, et qui a été identifié (98)
par corrélations chimiques (figure T21) : acétylation en diacétate 38a, oxy
dation en acétoxy-38 hydroxy-148 serratanone-21 46a, qui, par déshydratation
à l'acide chlorhydrique, a donné 1'acétoxy-38 serratène-14 one-21 35a (voir
- 58
AcO
OAc
Identification d'un acétate du tohogénol par corrélations chimiques
Fig. T21
chapitre 2.4.2.) ; le spectre de masse avait fourni de bonnes indications
quant à la position en 3 du groupe acétyle (pic de type N à m/e = 220 : OH
en 21 ; pic de type R à m/e = 249 : OCOCH^ en 3).
2.5.2. - Serratriol et ses acétates 42 et 43
Au cours des extractions préliminaires, nous avons isolé un triterpëne
trihydroxylë et mono-insaturé, que nous avons pu relier à la série du serra
triol (le nom de serratènetriol serait mieux approprié). Nous avons montré
qu’il s'agissait de 1'acétoxy-21a dihydroxy-33,24 serratène-14 (acëtyl-3 ser
ratriol) 42c de la manière suivante :
- 59
R R ' R"
COCU COCH H 42a
COCII.j II II 42b
H COCH H 42c
H H H 4 2d
COCH COCH COCH. 43
HOCK
Classe du serratriol 42
Sa fragmentation en spectrométrie de masse rappelle celle du serratène-
diol (95). Les morceaux composés des cycles C et D différant de 42 unités de
masse, le groupe acétyle doit être porté par l’un de ces deux cycles (pic N
à m/e = 262) et, parallèlement, le groupe hydroxyle supplémentaire doit se
trouver sur les cycles A, B ou C. La présence d’un pic R à m/e = 223 (207 de
base +16) confirme cette hypothèse.
L’étude par RMN révèle la présence de 6 groupes méthyles tertiaires (sin-
gulets à 6 = 0,65 - 0,73 - 0,77 - 0,80 - 0,86 ppm correspondants à 18H), 1
groupe acétyle (singulet à 6 =2,00 ppm), 1 proton oléfinique (multiplet à
ô = 5,35 ppm). On remarque aussi dans le spectre 3 séries de pics non résolus
I |dus à -CHOAc (à ô = 4,50 ppm, 1H), -CHOH (â 5 = 4,18 ppm, 1H) et -Ct^OH (à
6 = 3,38 ppm, 2H). Ces données confirment qu'il y a, par rapport au serratè-
nediol, un groupe hydroxyle supplémentaire, primaire, l'un des groupes méthy
les angulaires manquant étant oxydé en groupe hydroxyméthyle. Il peut alors
s'agir d'un hydroxy-serratènediol dont les séries du lycoclavanol 47_ (voir
paragraphe 2.6) et du serratriol 42^ et 43 sont abondamment décrites par Inu-
- 60
bushi et coll. (96).
Par comparaison des spectres et des points de fusion, nous avons établi
que notre triterpène était identique au produit d'acétylation en position 21
de serratriol, préparé par Inubushi et coll. (96) par 1'intermédiaire d'un
acëtonide. C'est donc 1'acêtoxy-21a dihydroxy-33,24 serratëne-14 (acétyl-21
serratriol) 42c, inconnu comme produit naturel, bien que l'alcool correspon
dant ait été trouvé dans L. serratum Thunb. (76). Par acétylation, nous a-
vons effectivement obtenu le triacétoxy-3 (3,21(^24 serratêne-14 (triacétyl-
serratriol) 43 attendu.
Dè notre lycopode, Benoît (98) a isolé aussi le trihydroxy-38,21a,24
serratêne-14 (serratriol proprement dit) 42d.
2.5.3. - Oxo-16 serratënediol et ses acétates 39
Notre dernier triterpène, que nous avons pu isoler d'un mélange (mélan
ge A) qu'avec de très grandes difficultés et en quantité minime, appartient
à une nouvelle série. Il possède, outre deux fonctions alcool et ester,
une fonction cétone a,8 insaturée (IR 1670 cm ^), et est alors pentacyclique
(498 de masse moléculaire). Nous avons supposé, dans un premier temps, qu'il
possédait, lui-aussi, un squelette de serratène.
Il y a à priori 5 sommets (figure T22) oü placer le groupe carbonyle :
pour un serratëne-14, sont possibles les positions 27 (cycle à 7) et 16 (cy
cle à 6) et, pour un serratène-13, on peut envisager (figure T22) les posi
tions 12 et 27 (cycle à 7) et 15 (cycle a 6). La fragmentation en spectromé
trie de masse est trop modifiée par rapport à celle du serratënediol (95)
pour que l'on puisse choisir entre un serratêne-14 et un serratène-13. La va
leur de 1'absorption UV (À = 239 nm, X = 245 nm pour le dérivé acé-max. max.
tylé) est compatible avec les structures dérivées du serratëne-14. Elle s'ac-
- 61
14-27 14-16
X calc. = 242 nm max.
À calc. = 244 nm max.
13-12
X calc. =249 nm max.
13-27
X calc. =249 nm max.
13-15
X calc. = 249 nm max.
Possibilités de cétones a, B insaturées dérivées des serratènes-14 et -13
Fig. T22
- 62
corde déjà moins bien aux dérivés du serratène-13. De plus, outre le fait
que les serratênes-13 (isoserratênes) ne sont pas des produits naturels de
lycopodes et sont obtenus par traitement à l'acide fort des serratênes-14
naturels (85,87), la présence en RMN d'un signal attribuable à -CHg-C =
CH-CO- (multiplet à ô = 5,60 ppm, couplages allyliques) dans le mélange A
fait abandonner l'idée d'une double liaison tëtrasubstituée (l'autre cons
tituant majeur de ce mélange A, le dihydroxy-3 (3,21 (3 serratène-14 34d est
responsable du signal à ô — 5,35 ppm).
Récemment, Tsuda et Fujimoto (99) ont décrit certains diols et diacé-
tates dérivés de l'oxo-16 serratènediol et de ses épimères. Nous avons donc
hydrolysé et acêtylé le mélange A. A côté des produits de réaction de l'autre
constituant 34d de ce mélange, 1'hydrolyse n'a rien donné d'isolable, notre
cétone insaturée étant probablement trop fragile en milieu basique ; l'acé
tylation, en revanche, nous a livré un diacëtate que nous avons identifié,
par comparaison, comme étant le diacétoxy-38,21a serratène-14 one-16 (diacé-
tyl-3,21 oxo-16 serratènediol) 39a.
Notre inconnu est donc 1'acétoxy-38 hydroxy-21a serratène-14 one-16 (a-
cëtyl-3 oxo-16 serratènediol) 39b ou 1'acëtoxy-21a hydroxy-38 serratène-14
one-16 (acétyl-21 oxo-16 serratènediol) 39c.
R R'
COCEL COCH, 39a
COCH H 39b
H coch3 39c
H H 39d
Classe de l'oxo-16 serratènediol 39
- 63
Il est difficile de se prononcer pour l'une ou l'autre structure : com
me nous l'avons vu, la spectrométrie de masse n'est pas d'un grand secours ;
tout au plus, peut-on supposer que, placé en position 16, le groupe carbony-
le doit surtout affecterla coupure au niveau des cycles G, D ou E. L'absence
de pic à m/e = 249 pourrait alors être un argument en faveur de la structure
39c.
Pour des raisons de quantité de produit, il nous était impossible de ré
soudre simplement l'alternative par réduction de Wolff-Kishner ou Clemmensen
(sans compter les complications possibles dues à la double liaison) en déri
vé monoacétylë du serratènediol (acétoxy-3@ hydroxy-21a serratène-14 31b ou
acétoxy-21a hydroxy-38 serratène-14 31c).
Nous avons cherché à faire la réaction inverse par oxydation allylique
à l'oxyde de sélénium, en utilisant, comme modèle, le diacëtate diacétoxy-36,
21a serratène-14 (diacétyl-serratènediol) 31d. Nous avons obtenu deux compo
sés : un triène diacétylé conjugué (UV ^max = 318 nm) et un diacëtate hy-
droxylé.
Il y a, pour le triène, deux structures possibles 40d et 48d.
- 64
Seule, la première 40d est compatible avec la valeur de 1'absorption UV,
et, de toutes façons, on ne voit pas pour quelles raisons la double liaison
originelle aurait migré en position 13 (milieu neutre ou légèrement basique).
C'est donc le diacétoxy-33,21a serratriène-12,14,16 40d.
Nous avons identifié le diacétate hydroxylë par spectrométrie de masse.
Nous pensons qu'il s'agit du diacétoxy-33,21a hydroxy-16 serratène-14 41d,
mais nous l'avons obtenu en quantité trop faible pour, d'une part, déferai-
OAc
ner la configuration autour du carbone 16, d'autre part, tenter une oxydation
en cétone a, 3 insaturée (nous espérions le diacétate 39a de la série cherchée).
La possibilité d'une transposition allylique n'est d'ailleurs pas écartée,
quoique, dans ce cas, la réaction aurait dû facilement évoluer vers le diène
par élimination d'eau.
Nous n'avons jamais pu adapter cette réaction à notre but et nous l'a
vons finalement abandonnée.
- 65
2.6. - AUTRES TRITERPENES DES LYCOPODES
Si notre extraction nous a permis d’isoler une suite assez complète de
diols, elle s'est révélée beaucoup moins efficace en ce qui concerne les
triols et les tétrols. En utilisant une technique mieux adaptée, on doit trou
ver, dans L. lucidulum Michx , des triterpênes de ces classes, comme on en a
trouvé dans L. serratum Thurib. et L. olavatum L.. D'ailleurs, en utilisant
le chlorure de méthylène, solvant plus polaire que 1'hexane, Benoît (98) a
extrait un nouveau triol, le trihydroxy-3a,21a,24 serratène-14 (épi-3 serra-
triol) 49d. La figure T23 fait le point sur ces triols. Comme leur nom l'in-
OR 0R' No et noms naturels*(réf.)
38 21a 42 et 43
serratriol
42d (76), 42c
3a 21a 49 épi-3
serratriol
49d (98)
36 216 50 épi-21
serratriol
50d (100)
3a 216 47 lycocla-
vanol (diépi
serratriol)
47d (15,68)
Serratriol et ses êpimères
Fig. T23
*Les lettres cl, b^ c^ et d, ont la même signification que précé
demment et correspondent respectivement aux dérivés diacétosqy-3,
21 acétoxy-3 hydroxy-21, acétoxy-21 hydroxy-3 et dihydroxy-3,21.
- 66
dique, la série du serratriol bl_ et -43 est originaire de L. serratum Thunb.
(76), tandis que la série du lycoclavanol (diépi-serratriol) 47^ est originai
re du L. clavatum L. (15,70), dans lequel Tsuda et Hatanaka (100) viennent
de trouver aussi un représentant de la série de l'épi-21 serratriol 50.
Quant aux cétones a,3 insaturées, des travaux récents ont permis de
montrer qu'elles n'étaient pas exceptionnelles (99) et qu'elles sont large
ment distribuées dans L. clavatum L.. Sur les 4 céto-diols épimères possi
bles (figure T24), 3 sont naturels (39d, 52d et 53d).
OR OR* No naturels (réf.)
33 21a 39 39d (99), 39b ou c
3a 21a 51
33 213 52 52d (99)
3a 213 53 53d (99)
oxo-16 serratènediol et ses épimères
Fig. T24
OR'/ OR OR' No et noms naturels
33 21a 54 16-oxo 54d (101)
serratriol
3a 21a 55_
33 213 56
3a 213 57 16-oxo 57d (101)
lycoclavanol
oxo-16 serratriol et ses épimères
Fig. T25
- 67
Il existe même des cëtones de ce type dérivées des triols précédemment
cités (figure T25). Là encore, les noms reflètent les noms des plantes dont
elles sont originaires (101).
Dans les lycopodes, on trouve enfin des tétrols. L'un, tohogëninol (të-
trahydroxy-3$,l4$,21a,24 serratane) 58, isolé de L. serratum Thurib. (76) dé
rive du serratriol 4_2 et 43^ de la même façon que le tohogénol 38^ dérive du ser-
ratènediol 31.
OH
h yc
HOCH
tohogëninol 5$S
L'autre, la lycoclavanine, originaire de L. olavatum L. (15,70) est en fait
hoch2
lycoclavanine 59
- 68
un céto-tëtrol. Il est, jusqu'à présent, le seul exemple d'un serratène-14
possédant un groupe hydroxyle en position 20. Sa structure (tétrahydroxy-3a,
208,213,24 serratène-14 one-16) 59_ vient d'être établie par Tsuda et coll.
(102).
Nous ne pensons pas que la liste soit close. En cherchant dans d'autres
lycopodes, on doit pouvoir trouver comme produits naturels les épimères qui
manquent encore dans ces séries. Enfin, par l'emploi de méthodes d'extrac
tion appropriées, nul doute que l'on puisse isoler de nombreux polyhydroxy-
triterpènes.
- 69
CHAPITRE 3
LYCOXANTHOL
- 70
3.1. - STRUCTURE DU LYCOXANTHOL
Le lycoxanthol, de formule moléculaire ^20^24^5 est un composé de cou
leur jaune-citron. Nous en donnons les spectres hors-texte : IR, figure T26 ;
UV, figure T27 ; RMN, figures T28 et T29 ; Masse, figure T30 et DRO, figure
T31. C'est un produit aromatique (IR à 1610, 1570, 1525 et 1470 cm dont
le noyau benzènique est entièrement substitué (pas de signal de proton aro
matique en RMN).
Il forme, par action de l'iodure de méthyle (ou du sulfate diméthyli-
que) dans l'acétone en présence de carbonate de potassium, plusieurs dérivés
O-mëthylës. On prépare aisément un composé monométhylé et deux dimêthylés en
proportions différentes. Il est beaucoup plus difficile d'accéder au dérivé
triméthylé.
Par acétylation avec l'anhydride acétique dans la pyridine, on obtient
un dérivé diacétylé, qui est un diacétate de phénol ou d'ënol (IR à 1770 et
1205 cm "S. Le lycoxanthol possède donc deux groupes hydroxyles phénoliques
-1ou énoliques (test au chlorure ferrique positif, IR à 3490 et 1215 cm )
dont l'un apparaît en RMN (à ô = 6,96 ppm). Son troisième groupe hydroxyle,
difficile à alcoyler, est aussi un groupe phénol ou ënol (RMN à S — 12,66 ppm)
fortement chélatë sur un groupe carbonyle favorablement disposé (IR à 3320
-1 _ -1cm pour OH, à 1640 cm pour CO). Toutes ces fonctions phénols ou énols
sont d'ailleurs cachées, suffisamment pour que le lycoxanthol soit peu po
laire (référence au comportement sur la colonne de gel de silice de l'ex
traction) et insensible â l'action du diazomëthane.
Le spectre RMN (figure T28) révèle quatre groupes méthyles, trois ter
tiaires à ô = 1,41 et 1,62 ppm et un secondaire à S = 1,39 ppm (doublet)
qui est couplé au proton A (à ô =3,76 ppm, J = 7 Hz), Ce proton A fait par
tie, avec les protons B et C (doublet de doublet à ô = 4,27 ppm et triplet
TR
AN
SM
u I A
NC
E (%
)
Spectre IR-du lycoxanthol
Fig. T26
- 72
CoHkOH + HCl
Q>HrOH +NaOH
Spectre UV du lycoxanthol
Fig. T27
s—§—i
12.66
CHCI.
4,90
12,66
Spectre RMN (CDCl^, 100 MHz) du lycoxanthol
Fig. T28
I'll
I t «- j—L-j.«- i i
Spectre RMN (C^D^N, 60 MHz) du lycoxanthol
Fig. 129
75
C-|4h14°5
262
261
yuüiil ■ ■»»«a
C15H14°5
274
288301
314
329
C20H24°5
344
J JL»
i —. < i.
250 300 350
Spectre de masse du lycoxanthol
Fig. T30
- 76
600-
400-
257 264
Spectre DRO du lycoxanthol
Fig. T31
- 77
500 400 300
= 7 HzA-CH
AAAA= 6 Hz
= 9 Hz
= 6 Hz
= 9Hz = 9 Hz
1 I «
Détail des signaux RMN des protons A, B et C
Fig. 132
- 78
Spectre RMN du lycoxanthol : découplages de spins
Fig. T33
- 79
à 6 = 4,90 ppm) d'un complexe qui correspond à 1'enchaînement suivant (sur
le diacétate*, détail des protons A, B et C, figure T32 et découplages de
spins, figure T33) :
ha hbI I
CH, — C — C — YI IX Hc
avec J. =6 Hz, J = 9 Hz, J = 9 Hz et J. =7 Hz. Les valeurs des A— B A—u B—U A—trig
déplacements chimiques impliquent que X soit un groupe carbonyle ou fasse
partie d’un cycle aromatique, et que Y soit un atome d'oxygène. On est alors
conduit à envisager deux types de structure partielle 60a et 6la.
En dépit du fort pont hydrogène intramolêculaire, la valeur de l'absorp-
*Nous avons utilisé le diacétate pour des questions de solubilité.
- 80 -
-1tion IR du groupe carbonyle à 1640 cm (ainsi que la couleur jaune du pro
duit) nous oblige à mettre au moins une autre double liaison en conjugaison.
Cette nouvelle insaturation doit être tëtrasubstituée (pas de signal de pro
ton oléfinique en RMN).
Le lycoxanthol donne, par pyrolyse sur couche de gel de silice, un com
posé, pyrolycoxanthol, de couleur rouge-orangé et de même formule moléculai
re <-'20^24^,5' ^ar réduction (hydrogénation catalytique), on obtient un leuco-
dérivé qui se réoxyde immédiatement à l'air en un composé de couleur orange
et de formule ^20^26^3’ §enre de propriété, ainsi que la couleur, fait
soupçonner des dérivés de quinone et le lycoxanthol doit être un p.diphénol ou
hydroquinone. On peut alors proposer les nouvelles structures partielles 60b
et 61b.
60b 61b
- 81
Il nous reste à placer 3 groupes méthyles (tous trois tertiaires) et 1
groupe hydroxyle phénolique ou énolique pour 8 atomes de carbone et 2 insa
turations .
Par fragmentation en spectrométrie de masse (figure T30), le lycoxan-
thol perd 5 et même 6 atomes de carbone sans perdre d’atome d'oxygène (m/e =
274, 100% : et m/e = 262, 37% : ^^4^14^5^ ; il faut donc dégager
une chaîne non hydroxylée de cette longueur et l'un des restes R doit être
le dernier groupe phénol ou énol.
La structure 60b peut s'apparenter à une isoflavone où le cycle aroma
tique substitué au noyau benzo-dihydro y-pyrone serait remplacé par un grou
pe méthyle. On n'arrive cependant pas à expliquer les différents spectres du
lycoxanthol (UV, RMN) par une structure de ce type (103,104), et encore moins
son spectre de masse (105,106).
Il existe des phénols ou énols naturels dont le squelette correspond à
la structure partielle 61b. Nous citerons la fuerstione 62^ produit naturel
de Fuerstia afrioana T. C. E. Fries (107), et surtout les colëones A et B
63 et 64_, isolés de Coleus ignarius Schueinf. (108,109).
- 82
lucidation de la structure de la coléone B, il en est (formules 65) qui,
pratiquement, possèdent notre chromophore (figure T34).
OR
lycoxanthol
max.(E)
= 265
334
(12250) - 288 (8600)
(6100) - 385 (8600)
65a X = H R = H
X =263 - 284 - 326 - 383 max.
65b X = spirocétal R = -CE^-CI^-
X = 264 - 287 - 308 à 316 -
65c
max.
392
X = OH R == H
X = 262 (9960) - 285 (9740) -max.^ 333
(4790) - 390 (7250)
Tableau comparatif des spectres UV du
lycoxanthol et de composés apparentés.
Fig. T34
Cette remarquable concordance nous incite à proposer la structure par
tielle 61c. A l'exemple des coléones, le singulet à 6 = 1,62 ppm en RMN est
alors attribuable au groupe méthyle angulaire.
- 83
Il nous reste à placer 7 atomes de carbone, dont deux groupes méthyles
qui peuvent constituer un groupement diméthyle géminal et, puisqu'on ne peut
envisager une autre double liaison, à fermer un dernier cycle. Notre composé
en C^q étant vraisemblablement, à l'instar des coléones un diterpênoïde, nous
pouvons proposer la structure 66_, dérivant d'une biogénèse polyisoprênique.
Cette structure 66^ permet d'expliquer le déblindage (à ô = 1,41 ppm) à
priori surprenant du groupe diméthyle géminal, si on remarque que, dans la
fuerstione 6J2 (sans substituant ënolique), ce même groupe donne deux signaux
à i = 1,24 et 1,31 ppm. Sa présence est d'ailleurs démontrée dans la dêshy-
drocycloroyléanone 73 (voir paragraphe 3.3.2), obtenue par hydrogénation et
réoxydation à l'air du lycoxanthol 66.
— 84
En nomenclature systématique, le lycoxanthol, dont la numérotation est
basée sur le squelette du phénanthro-furanne (figure T35), est l'héxahydro-
2,3,7,8,9,10 tétraméthyl-3,7,7,10aB trihydroxy-4,6,11 phénanthro-furanne
[2,3,b] one-5*. A cette appelation académique et malcommode, nous préfére
rons celle découlant de la numérotation des stéroides et triterpènes, utili
sée habituellement (figure T35), bien que ne rendant pas compte de la bio-
génèse.
19 20
Numérotations du squelette du lycoxanthol
Fig. T35
3.2. - ALCOYLATION ET ACYLATION DU LYCOXANTHOL
3.2.1. - Méthylation du lycoxanthol
Comme nous l'avons déjà vu, la méthylation par le dlazomêthane ne
se fait pas, et il faut employer l'iodure de méthyle (ou le sulfate diméthy
lique) dans l'acétone en présence de carbonate de potassium pour réussir à
préparer divers dérivés 0-méthylés, un monoéther, deux diéthers dont l'un
*La configuration en position 3 n'est pas déterminée.
- 85
NOM et No H phénol (pos.11)
H énol (pos. 4)
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------,
DIVERS*
lycoxanthol 66 6,96 12,66
éthermëthylique 67 6,95 12,77 0CH3 3,85
diétherméthylique 68a
(maj . )- 13,26 OCH 3,81
3,86
diétherméthylique 68b
(min.)7,46 - OCH 3,87
3,92
triëther méthylique 69 - -
3,80OCH. 3,90
3,92
diacétate 70 0C0CH 2,32^ 2,35
Tableau des signaux RMN du lycoxanthol et
de ses dérivés O-méthylés et O-acétylé.
Fig. T36
II n'y a pas de signal pour le proton du troisième groupe hy
droxy le (fonction énol en pos. 6).
- 86
Méthylation du lycoxanthol
Fig. T37
87
est fortement prépondérant, et, difficilement, un triéther.
Sur la figure T36 est représentée l’évolution des signaux RMN des pro
tons phénoliques et énoliques en fonction de la méthylation (et de 1’acéty
lation) . La monométhylation s'effectue sur le groupe hydroxyle le plus ac
cessible, celui dont le proton n'apparaît de toutes façons pas en RMN. Nous
pensons qu'il s'agit de la fonction énol de la position 6, nous appuyant
sur le fait qu'Bugster et coll. (109) ont pu, dans le cas de la coléone B
64, mëthyler cette fonction par le diazométhane. La seconde méthylation doit
surtout avoir lieu en position 11, sur la fonction phénol la moins chélatée
(RMN, uniquement signal pour -OH en position 4 à 6 = 13,26 ppm) . Il se forme
également une faible quantité (environ 10%) de diéther dont la deuxième mé
thylation s'est faite en position 4, sur l'autre fonction phénol fortement
chélatée (RMN, uniquement signal pour -OH en position 11 à fi = 7,46 ppm). La
dernière méthylation permet de préparer le triéther. Ces deux derniers déri
vés, dont une certaine possibilité de délocalisation des électrons via la
chélation n'existe plus, sont de couleur jaune pâle. On obtient successive
ment les composés 67_, 68a (majeur), 68b (mineur) et 69_ (figure T37).
3.2.2. - Acétylation du lycoxanthol
L'acétylation, par 1'anhydride acétique dans la pyridine, ne nous a per
mis de préparer qu'un seul dérivé, un diacétate qui a la structure 70_ (proton
à S = 13,29 ppm en RMN, voir figure T35).
— 88
3.3. - QUINONES DERIVEES DU LYCOXANTHOL
3.3.1. - Pyrolyse du lycoxanthol
Par pyrolyse sur couches de gel de silice GF Merck, le lycoxanthol 66
se transforme partiellement en un produit rouge-orangé, le pyrolycoxanthol,
de même formule moléculaire. Ni le temps, ni la température de chauffage,
pourvu qu'elle soit suffisante (environ 120°C), ne change les quantités rela
tives du produit de départ et de son pyrolysat. Il s'agit d'un équilibre, ré
sultat d!une dismutation interne thermique (mécanisme prototropique) cataly
sée par la silice. L'examen des différents spectres du pyrolycoxanthol, et
-1notamment la présence des bandes IR à 1720 cm (cétone non conjuguée) et à
-1 I1670 cm (quinone) et du singulet à <5 =2,41 ppm (1H, -C0-CH-) en RMN, nous
permet de lui attribuer la structure 71.
- 89
3.3.2. - Réduction et réoxydation du lycoxanthol
Il convient maintenant d'établir la structure du composé de réoxydation
à l'air du leuco-dérivé du lycoxanthol.
Un mécanisme plausible d'hydrogénation du lycoxanthol 66^ est exposé sur
la figure T38. Il rend compte de la fixation rapide (1 h.) de 4 moles d'hy
drogène et de 1'hydrogènelyse de deux groupements oxygénés, l'un voisin d'un
groupe carbonyle, l'autre benzylique*.
La structure proposée (figure T38) pour le produit de réoxydation rend
bien compte des données spectrales (IR 1670 cm \ quinone, et RMN à 6 = 0,89
et 0,92 ppm pour un groupe diméthyle géminal). Elle est très voisine de celle
de la royléanone 72^, quinone naturelle isolée des racines de Inula royleana
D. C. (110) et comme acétate de Salvia officinales L. (111).
OH
royléanone 72^
X == 277 - 283 (épaulement) - max.
403 très faible
dëshydrocycloroyléanone 73^
X = 285 - 420 très faible max.
*Des hydrogénations exhaustives (Pd/C dans C^H^OH et Pt dans
CH^COOU)j correspondant à la fixation de 7 moles d’hydrogène3
suivent ce même schêma3 les S dernières moles d’hydrogène servant
à la réduction complète du cycle aromatique.
90 -
leucolycoxanthol
OH
73 C20H26°3
déshydrocycloroylëanone
Hydrogénation catalytique du lycoxanthol
Fig. T38
- 91 -
La comparaison des spectres UV nous permet de proposer la structure 73_
pour notre composé qui est donc une des déshydrocycloroylêanones épimères.
Le leuco-dérivé a alors la structure 7^4 et ceci constitue une preuve à pos
teriori pour la structure proposée 66^ du lycoxanthol.
En utilisant la mesure des effets Cotton (DRO, DC) du lycoxanthol, de
la déshydrocycloroylëanone et de dérivés appropriés, il devrait être possi
ble de prévoir quelle est la configuration absolue autour du carbone 15 (112).
On connaît, en effet, la contribution du seul autre centre asymétrique, le
carbone 10, dans de nombreux composés isopropyliques correspondants. Mais il
sera finalement nécessaire de déterminer cette configuration par voie chimi
que, soit de manière absolue, soit de manière relative, et, plutôt que d'ou
vrir 1'hétérocycle dihydrofuranne, il sera certainement plus simple de syn
thétiser le lycoxanthol.
3.4. - QUELQUES PHENANTHRO-FURANNES NATURELS
Nombreux sont les composés qui, comme le lycoxanthol, ont un squelette
phénanthrënique et appartiennent à la classe du ferruginol ou isopropyl-13
- 92
Moins courants sont les produits naturels dont le reste isopropyle est
engagé dans un cycle. En guise d'exemple, nous citerons les ortho-quinones
que l'on trouve dans une espèce de sauge, Sdlvia mi.ltiorvh'tza Bge (111,113) .
Ces quinones, du nom de tanshinone-I 7£, tanshinone-II 77_ et cryptotanshino-
ne 78^ ont un cycle furanne ou dihydro-furanne, mais condensé sur le côté a
du phénanthrène.
78
PARTIE EXPERIMENTALE
94
Pour 1'enregistrement des spectres, nous avons utilisé les appareils
suivants :
- IR : Beckmann IR-4 ou Perkin-Elmer 457
- UV : Beckmann DK-1A ou Jasco ORD/UV 5
- RMN : Varian A-60 (référence : tétraméthylsilane)
- Masse : Varian M-66
- DRO : Jasco ORD/UV 5
Les points de fusions pris en tubes capillaires ouverts à l'aide d'un
appareil Electrothermal, ne sont pas corrigés. Nous avons déterminé les va
leurs des pouvoirs rotatoires sur un appareil de démonstration Zeiss Polari-
mètre 55 04 24, et effectué nos distributions S contre-courant dans un appa
reil semi-automatique Quickfit. Les analyses (ainsi que la micro-titration
et les micro-hydrogénations du lycoxanthol) sont l'oeuvre de Monsieur F.
Pascher a Bonn.
Les tampons acétates utilisés sont constitués de mélanges d'acide acé
tique 0,2 N et d'acétate de sodium 0,2 N en proportions variables (10% -
90% : pH = 5,59 ; 30% - 70% : pH = 4,27). Le réactif de Vassler est préparé
3par dissolution de 1 g d'acide chloroplatinique dans 10 cm d'eau, addition
3d'une solution de 5 g d'iodure de potassium dans 25 cm d'eau et dilution à
250 cm3.
Nous devons à l'obligeance des personnes citées dans les remerciements,
soit des échantillons de référence, soit des spectres à haute résolution, en
registrés sur les appareils suivants :
- RMN : Varian HA 100 avec accumulateur de spectres ou
transformation de Fourier
- Masse : AEI MS-9 ou 21-110B (Bell & Howell)
95
CHAPITRE 1
ALCALOÏDES
- 96
1.1. - EXTRACTION ET FRACTIONNEMENTS
Les différentes extractions, que nous avons effectuées au laboratoire,
s'inspirent du principe suivant : la plante, séchée et broyée, est percolée
au méthanol froid ; ce solvant est ensuite chassé et le résidu est repris
plusieurs fois à l'acide dilué. Après filtration, la liqueur est basifiée
et extraite au chloroforme, qui, par évaporation, fournit les bases brutes,
les produits acides et neutres restant dans le résidu.
Nous avons appliqué cette méthode à 1'extraction du Lycopodium Lucictu-
lum Michx. Nous avons récolté cette plante au cours de l'automne 1967, sur
1'île d'Orléans, à proximité de Québec. Après séchage et broyage, nous dis
posions de 12 kg de poudre homogène verte, que nous avons traités au métha
nol froid (contrôle des alcaloïdes au réactif de Vassler). Après distilla
tion sur bain-marie* du méthanol, nous avons trituré le résidu brun et vis
queux avec plusieurs portions d'une solution aqueuse d'acide chlorhydrique
à 5%, a 50°C. Après une filtration difficile, à cause de l'état gommeux du
solide, nous avons extrait la solution aqueuse acide par le chloroforme en
continu. Le solvant, séché au sulfate de sodium, a été éliminé. Nous avons
recueilli ainsi un solide noir et huileux, qui, par cristallisation dans
l'acétone, nous a donné 1,2 g de cristaux jaune paille de chlorhydrate de
lycopodine. Nous avons alors alcalinisë la solution aqueuse par l'ammonia
que concentrée, extrait en continu au chloroforme. Après avoir chassé le
chloroforme, préalablement séché sur sulfate de sodium, nous avons obtenu
210 g de bases brutes, sous forme d'une pâte noire épaisse.
*Si le percolat au méthanol est soumis à une évaporation très len
te et à froid (à température ambiante, par exemple), il se dépose
une fine poudre verte, qui, extraite à l'hexane, peut conduire
aux triterpènes (Chapitre 2).
97
CIL OH à froid
évaporation lente à t ambiante
évap.
HCl 5%solide
solution
CHC1
phase aq. phase org.
solide noiralcalinisation
NE, OH
acétone
phase aq.
(bases BRUTES
CHC13 - tampon pH 3,9
chc13 -
tampon pH 5,59
phase org.
chc13 -tampon pH 4,27
résiduterpenes
mixte mixte CECICECI
non-alcaloxdes
tampontampon tampon
plante séchéebroyée
Schéma d'extraction général des bases du lycopode brillant
Fig. El
- 98
Nous avons fractionné les bases brutes selon le schéma général ci-joint
(figures El et E5). Les trois distributions à contre-courant ont toutes été
effectuées dans 5 ampoules à décanter de 2 1 chacune, en utilisant 1 1 de
chloroforme et 1 1 de tampon acétate. A la suite de contrôles en chromato
graphie sur couche mince de gel de silice G Merck (0,25 mm, éluant CHCl^-
CH^OH 5/1), nous avons rassemblé les différentes fractions en deux ou trois
groupes :
- un groupe homogène des premières fractions sortantes issues du tampon,
alcalinisées et extraites au chloroforme pour régénérer les bases.
- un groupe homogène des premières fractions sortantes issues du chlo
roforme .
- éventuellement, un groupe mixte de fractions non homogènes, issues
du tampon ou du chloroforme et contenant les alcaloïdes non séparés
des deux autres groupes.
Pour la première distribution à pH 5,59, effectuée sur 130 g de bases
brutes, nous avons eu une répartition tampon 23,1 g - chloroforme 66,3 g
trop en faveur de la phase organique. Nous avons donc été amené à la repren
dre dans une distribution subséquente a pH 4,27. La répartition a été un
peu meilleure avec tampon 3,1 g - mixte 10,9 g - chloroforme 39,9 g.
Dans la troisième distribution, concernant le reste des bases brutes
(80 g), nous avons encore abaissé le pH (à 3,90) pour atteindre une distri
bution satisfaisante de tampon 22,5 g - mixte 21,0 g - chloroforme 21,5 g.
Le bilan de ces trois opérations (figure El), établi par la même chro
matographie sur couche mince que précédemment, nous a montré que les frac
tions issues des trois tampons étaient suffisamment semblables pour être
réunies ; il en a été de même pour les fractions mixtes et les fractions
chloroformiques. De plus, le fractionnement s'est avéré très intéressant,
quant a la séparation des alcaloïdes.
- 99 -
En effet :
- série A (tampons) 48,7 g tous les alcaloïdes de cette série ont un
RP'0,5
- série B (mixtes) 31,9 g mélange d'alcaloïdes de tous Rf
- série C (CHCl^) 61,4 g alcaloïdes de Rf>0,5
Même pour la série B, dont la composition semble être une simple répé
tition de la composition des bases brutes, ces contre-courants ont été béné
fiques. Ce mélange a été suffisamment purifié pour que l'on puisse cristal
liser du perchlorate de lycopodine, ainsi que nous l’avons fait à titre de
test.
Nous avons repris chaque série A, B et C par des extractions sélectives
en utilisant un tampon de pH donné, des chromatographies sur colonne ou de
nouvelles distributions à contre-courant. Dans tous les cas, après régéné
ration des bases selon la méthode habituelle, nous avons contrôlé la répar
tition des alcaloïdes par chromatographie sur couche mince de gel de silice
G Merck (0,25 mm, éluant : CHCl^-CH^OH 3/1).
1.1.1. - Série A (figures E2 et E5)
C'est ainsi que nous avons soumis la série A, dissoute dans 1 1 de
chloroforme, â une première extraction exhaustive par 10 volumes de 1 1 de
tampon acétate de pH 4,27. Nous avons trouvé les mêmes alcaloïdes, mais en
quantité variable, dans chacun des 10 extraits, le dixième ne contenant que
très peu de produit. Nous les avons donc réunis et avons obtenu, après éli
mination du solvant, la fraction (13,4 g), qui nous mènera aux alcaloï
des lycopodine, hydroxy-6(3 lycopodine et épi-12 lycodoline.
La seconde extraction exhaustive, effectuée selon le même processus,
mais avec 5 volumes de 1 1 de tampon acétate de pH 2,9 nous a conduit à la
- 100
CHClo - Tampon pH 4,27
CHClg - Tampon pH 2,9
CHC1
CHC1
Tampon
Tampon
Fractionnement de la série A
Fig. E2
fraction A^ (3,9 g), la phase organique restante constituant la fraction A^
(6,0 g).
1.1.2. - Série B (figures E3 et E5)
3Nous avons traité la série B, dissoute dans 50 cm de chloroforme, par
une extraction exhaustive similaire à pH 4,27, mais en utilisant l'appareil
serai-automatique décrit au début de la partie expérimentale. Nous avons re
cueilli chaque fraction aqueuse sortante dans un tube à essais de 25 ml. A-
prës contrôle chromatographique, nous avons réuni les tubes no 1 à no 37 -
fraction (13,0 g) - et les tubes no 38 à no 109 - fraction Bg (2,0 g).
Les phases chloroformiques stationnaires de 1'appareil ont été, après ana
lyse sur couche mince, regroupées en deux fractions B^ (0,8 g) et B^ (8,2 g)
La fraction B^ conduira à nouveau à la lycopodine et à l'épi-12 lycodoline,
tandis que la fraction B^ (0,8 g) mènera à la luciduline.
- 101
CHClg - Tampon pH 4,27
CHC1CHC1TamponTampon
Fractionnement de la série B
Fig. E3
1.1.3. - Série C (figures E4 et E5)
La série C, par chromatographie sur une colonne d'alumine basique Woelm
CHClo puis
Basique Woelm III
colonne Alo0
Fractionnement de la série C
Fig. E4
IBases brutes
c/c doubles (ampoules)
voir figure El
tampon
£mixte
00 7 g
____________ _____________
c/c simples
CHClq -
(ampoules)
tampon
£31 >9 g
c/c doubles (appareil)
CHCl3 - tampon 4,27
tampon 4,27 tampon 2,9 chci3 tampon tampon CHCI3 CHCI3 polarité
13,4 g
on 2,9 I|CHC1~
3,9 g 1 6/0
CHCI3
,61d.3
colonne
basique Woelm III
lycopodine
B É [3 [A [3] [3
0,8 g 8,2 g 2,6 g 30,5 g 8,6 g 10,8
idiculine luci- luci- luci-
hydroxy-6Blycopodine
I --
13,0 g 2,0 g 0,8 g 8,2 g 2,6 g 30,5 g 8,6 g 10,8 g
lycopodine ludiculine luci- luci- luci-
L.50 a L.55
épi-12 lycodoline
Schéma global des fractionnements à partir des bases brutes
Fig. E5
102
- 103
d’activité III (6% d'eau), nous a donné quatre fractions, fonctions de la
polarité de l'éluant :
% fraction C1 (2,6 g)
C6H6 - 20% de CHC1_ fraction C2 (30,5 g)
C,H, - 30 à 50% de CHC1„ oo 3
fraction C3 (8,6 g)
CHCl^pur, puis CHCl^ - 10% de CH^OH fraction C4 (10,8 g)
La fraction contient essentiellement de la luciduline, alors que, dans
les fractions C^ et C^ se trouve, en plus d'une petite quantité de lucidu
line, un mélange d'une série d'alcaloïdes de masses moléculaires élevées
(de 461 à 541).
1.2. - ALCALOÏDES CLASSIQUES
1.2.1. - Lycopodine 1
A une solution dans 1'acétone du mélange de bases, on ajoute goutte-à-
goutte, en refroidissant, une solution aqueuse d'acide perchlorique à 70-
72%, diluée par l'acétone, jusqu'à obtention d'un pH acide. A température
ambiante, le perchlorate de lycopodine doit cristalliser lentement, sinon
on peut, soit ajouter un peu d'éther, soit refroidir à 0°C, soit encore
laisser l'acétone s'évaporer lentement. On recristallise dans l'acétone ou
le méthanol.
Nous avons ainsi recueilli 0,12 g de sel à partir de la fraction A^ et
6,0 g à partir de la fraction B^.
perchlorate de lycopodine : C^^H^^NO, HCIO^
F = 285°C
IR VcHcl en cm-1 1700 (CO)
On peut extraire directement le chlorhydrate, par le chloroforme, d'une
- 104
solution chlorhydrique de 1’extrait brut méthanolique, en opérant en conti
nu. On recristallise dans l'acétone.
A partir de 12 kg de plantes sèches, nous avons isolé 1,2 g de chlorhy
drate de lycopodine, selon cette méthode.
chlorhydrate de lycopodine : C^Kb^NO, HCl
F = 300°C (sublimation et décomposition)
IR VCHC1 en cm"1 1720 (CO)
On régénère la base libre par dissolution de son sel dans l'eau, alca
linisation a l'ammoniaque concentrée et extraction au chloroforme. On peut
également l'obtenir directement par chromatographie sur colonne d'alumine :
nous avons ainsi traité 4,5 g d'un mélange de bases régénérées, provenant
3des eaux-mères de la solution perchlorique de la fraction B^, par 50 cm de
benzène froid. A partir de la partie soluble (4,0 g), chromatographiée sur
une colonne de 120 g d'alumine Fisher A-450 (80-200 Mesh), nous avons isolé
3dans les 350 premiers cm d'éluat (benzêne-2% de méthanol), 0,42 g de lyco
podine, sous forme d'une huile jaune pâle.
lycopodine : C^^H^^NO
huile, F = 102°C si cristallisée
2900 - 2850 - 1705 (CO) - 1310
217 (e — 2400, octane ou méthanol)
I0,87 3H d. J = 3 Hz (-CH-CH3) - 1,22 - 2,27
247 - 204 (M-43) - 190 (M-57) - 162 (M-85) -
134 (M-113)
DRO [a]3Q7 = 2300° (CH^OH, c = 0,90 g/l)
1.2.2. - Epi-12 lycodoline (L.23, Pseudosélagine) 8
IR vchci3 en cm
UV Xmax
en nm
RMN °CDC1 en ppm
Masse ™/e
Les perchlorates d'épi-12 lycodoline et de lycopodine cristallisent
- 105
souvent ensemble, mais on peut les séparer par recristallisation dans l'a
cétone. En concentrant la solution entre chaque cristallisation, on épuise
le mélange en lycopodine, dont le perchlorate cristallise facilement, et,
quand les eaux-mères ont un volume très réduit et commencent à devenir si
rupeuses, il apparaît, soit du perchlorate d'épi-12 lycodoline seul, sous
forme de tablettes blanches, soit un mélange des deux perchlorates, dont le
tri manuel est possible.
En recristallisant 8,38 g de "perchlorate de lycopodine brut" issu de
la fraction , dans l'acétone, nous avons isolé, à la sixième cristallisa
tion, 0,24 g de mélange des deux perchlorates. Le tri à la main nous a four
ni 0,10 g de perchlorate d'épi-12 lycodoline. On régénère la base selon la
méthode habituelle.
perchlorate d'épi-12 lycodoline : ^6^25^2’ HClO^
tablettes blanches, F = 255°C, décomposition à 272°C
IR ^KBr ™ ™ 3450 (OH) - 1705 (CO)
épi-12 lycodoline : c^gH25^°2
F = 163 C
IR vCHC1,
en cm 3510 (OH) - 2810, 2760 et 2680 (Bohlmann) -
1690 (CO)
RMN ôCDC1 en ppm
Masse m/e
DRO [a] = - 43°
0,96 3H d. mal résolu l| = 2,5 Hz (CH-CH^) -
3,60 1H s. échangé par D^O (OH)
tr. : 263,1888 - cale. : 263,1885
263 - 246 (M-17) - 220 (M-43) - 206 (M-57) -
192 (M-71) - 190 (M-73, 100%) - 178 (M-85) -
152 (M-lll)
H 304 = " 845° - Mz62 = 1167°
(C2H5OH, c = 1,30 8/l)
- 106
1.2.3. - Luclduline (L.21) 15
On isole la luclduline du melange des bases les plus faibles (série B,
partie restant dans le chloroforme après un contre-courant à pH 4,27, et
série C) par chromatographie sur colonne d1alumine basique Woelm d'activi
té III. La luclduline, premier alcaloïde à sortir, est ëluée lentement au
benzène.
Nous avons recueilli de cette façon 0,12 g de luclduline à partir de
la fraction , 1,20 g à partir de la fraction et 0,17 g à partir de la
fraction C„.
2930 - 2780 (N-CHg) - 1690 (C0)
I0,88 3H d. J = 7 Hz (CH-CHg) -
2,16 3H s. (-N-CH3)
207 - 206 (M-l) - 192 (M-15) - 164 (M-43, 100%)
150 (M-57) - 96 (M-lll)
luclduline : C^^H^-^NO
huile blanche
%* ^CHC13 e* cm
RMN ôCDC1 en ppm
Masse m/e
Réductions de la luclduline 15
a) par le borohydrure de sodium
3On dissout 0,100 g de luclduline 15^dans 25 cm de méthanol et on y a-
joute 0,500 g de carbonate de potassium, puis 0,500 g de borohydrure de so
dium. Après agitation de 15 h., on chasse le méthanol et on reprend à l’eau
on extrait alors la solution aqueuse basique au chloroforme, sèche au sul
fate de sodium et évapore. On obtient 0,083 g d’une huile blanche, la (3-dihy
droluciduline 16.
3-dihydroluciduline : C-^^^NO
IR VCHC1 en cm"1 3660 (OH, 3550 dans KBr) - 2930 -
2780 (N-CH3) - 1460 - 1040
- 107
RMN ôCÛC1 en ppm 0,86 3H d. J = 7 Hz ÉCH-CHg) -
2,14 3H s. (jf-CH3) - 3,85 1H m. 1& - 25 Hz
209 - 192 (M-17) - 166 (M-43) - 164 (M-45) -Masse m/e
152 (M-57)
b) par le sodium dans l'isobutanol (Bouveault et Blanc)
3A une suspension fine de 0,545 g de sodium dans 20 cm de toluène sec,
3on ajoute 1,100 g de luciduline 15^ dissoute dans 30 cm de toluène sec et
de sodium par l'eau : il se forme alors deux phases. La phase supérieure
(toluène) est ajoutée à la solution chloroformique obtenue par extraction
de la phase inférieure, alcalinisëe à 1'ammoniaque. Après séchage sur sul
fate de sodium et évaporation, on obtient 0,408 g d'une huile jaune, qui,
par chromatographie sur une colonne de 25 g d'alumine basique Woelm III
(h — 15 cm, 0=1 cm), donne successivement 0,188 g de luciduline de départ
(élution au système C^H^-CHCl^ 2/1), 0,146 g de g - dihydrolucidiline 16
(même éluant) et 0,017 g d'un composé qui est vraisemblablement de l'a-dihy-
droluciduline (élution au système CHCl^-2% de CH^OH).
1.2.4. - Hydroxy-6g lycopodine 19
L'hydroxy-6g lycopodine accompagne parfois la lycopodine, mais en très
faible quantité. On l'isole, après cristallisation des perchlorates de lyco
podine et d'épi-12 lycodoline, par chromatographie des eaux-mères dont on a
régénéré les bases.
La fraction A^ (13,4 g), traitée à l'acide perchlorique n'ayant livré,
malgré la concentration des eaux-mères, que 0,12 g de perchlorate de lycopo
dine, nous avons régénéré les bases. Nous les avons engagées sur une colonne
de 800 g d'alumine active Fisher A-450 (80-120 Mesh) ; 1'élution au système
- 108
chloroforme-2% de methanol nous a fourni la fraction majeure (4,9 g), qui,
traitée à l'acide perchlorique, a permis la cristallisation de 0,61 g de
perchlorate de lycopodine. Le filtrat, après régénération des bases et chro
matographie sur une colonne de 100 g d'alumine basique Woelm d'activité III,
nous a conduit, par élution au benzène, d'abord à un reste de lycopodine
(1,80 g), puis a 0,9 g d'un mélange de deux alcaloïdes que nous avons sépa
rés par cristallisation des perchlorates. Le perchlorate d'hydroxy-68 lycopo
dine a cristallisé en premier lieu (0,13 g), suivi d'une quantité comparable
de perchlorate d'épi-12 lycodoline (figure E6). On régénère la base selon
la méthode habituelle.
perchlorate d'hydroxy-68 lycopodine : HCIO^
F = 256°C, décomposition à 268°C
IR v en cm-1 1725 (CO)
hydroxy-6 8 lycopodine : ^2.6^25^2
F = 132°C
IR VCHC1 en cm"1 3500 (OH, 3300 large dans KBr) - 2950 - 1705 (CO) -
1460 - 1130
RMN ôCDC1 en ppm 0,85 3H d. J = 7 Hz (CH-CHj -
3,60 1H s. large (OH) -
I4,25 1H d. J = 7 Hz (CO-CH-OH)
Masse ™/e 263 - 206 (M-57, 100%) - 178 (M-85)
1.3. - ALCALOÏDES DE MASSES MOLECULAIRES ELEVEES
Les fractions C^ et C^ contiennent un mélange d'alcaloïdes à masses molécu
laires élevées. Leur séparation s'est avérée très difficile et certains d'en
tre eux seulement ont pu être isolés dans un état de pureté satisfaisant.
Seule la fraction C^ (30,5 g) a fait l'objet d'un examen détaillé. Nous
- 109
HC10
eaux-mères
régénérées
HC10
eaux-mères
régénérées
HC10
hydroxy-60 lycopodine-
HC10,
lycopodine
épi-12 lycodoline
hydroxy-60 lycopodine
Colonne A1„0
Fisher
lycopodine
HC10
lycopodine,
HC10
basique Woelm III
Colonne A1„0,
ëpi-12 lycodoline
HC10.
Cristallisations fractionnées des perchlorates de lycopodine,
épi-12 lycodoline et hydroxy-60 lycopodine
Fig. E6
- 110
l'avons soumise à une distribution à contre-courant à pH 2,9 (acide acéti
que 0,1 N), dans l'appareil précédemment décrit, les deux phases migrant si
multanément. Nous avons analysé chaque fraction de transfert par chromatogra
phie sur couche mince après une éventuelle régénération des bases, et nous
avons été amené à faire les regroupements suivants :
- fraction D 4,1 g (13 transferts, tampon) bases les plus fortes
- fraction E 6,7 g (tampon et CHCl^ de l'appareil)
- fraction F 13,1 g (13 transferts, CHCl^)
Mais, a ce pH, le chloroforme (fraction F) était trop nettement favori
sé : nous y avons retrouvé 13,1 g de bases. Nous les avons alors engagés dans
une seconde distribution à contre-courant à pH 2,1 (acide tartrique 0,1 M) .
Après contrôle chromatographique , nous avons réuni les fractions suivantes
(figure E7)* :
- fraction 5,0 g (37 transferts, tampon)
- fraction F^ 1,1 g (tampon et CHCl^ de l’appareil)
- fraction F., 7,0 g (37 transferts, CHCl^) bases les plus faibles
Nous avons tenté des séparations successivement sur les fractions E, F^
et Fg. Dans presque tous les cas, elles ont échoué, malgré la diversité des
méthodes utilisées : colonnes d'alumine basique ou neutre d'activités variées,
de gel de silice (BDH, Grace 923), plaques de gel de silice G Merck. Aucun
sel n'a cristallisé, qu'il soit préparé selon la méthode habituelle ou en mi
lieu anhydre. Quant aux essais de séparation sur quelques fractions réduites
par l'hydrure de lithium et d'aluminium ou acétylées par l'anhydride acêti-
*Ces fractions issues de C^ auraient dû logiquement s ’appeler
C'22 Cgg, elle-même scindée en Cgg?, ^232 e* ^233' Pûur ^es va
sons de clarté3 nous avons préféré les nommer D3 E et F3 résolue
en Fj3 F2 et Fg.
- Ill
que dans la pyridine, ils n’ont donné aucun résultat.
CHC1„ - tampon pH 2,9
CHC1 tampon pH 2,1
mixte CHC1
mixte
tampon
tampon CHC1
bases les plus
fortes
bases les plus
faibles
Fractionnement de la fraction
Fig. E7
Nous ne décrirons ici que les opérations dont les résultats ont consti
tué un progrès par rapport aux mélanges de départ.
1.3.1. - Fraction E
Nous avons soumis la fraction E (6,7 g) à une chromatographie sur une
colonne de 500 g d'alumine basique Woelm d’activité III (h =45 cm, 0 =
4,5 cm). L'élution au système benzène-chloroforme 2/1 nous a conduit, dans
3les premiers 150 cm , à 0,035 g du premier alcaloïde à masse moléculaire éle
vée, L.50.
huile
IR vCHC1 en cm"1 2940 - 2790 (N-CH^) - 1720 (très faible) -
1650 - 1460 - 1385 - 1275 - 665
Masse ™/e C30H49N3° (70%)
tr. : 467,3864 - cale. : 467,3876
^45% %0%)
tr. : 467,3520 - cale. : 467,3512
452 (M-15) - 424 (M-43) - 273 (M-194, 100%) -
260 (M-207, 100%) - 247 (M-220) - 233 (M-234) -
218 (M-249) - 217 (M_250) - 190 (M-277) -
185 (M-282) - 164 (M-303)
m/2e 212,5 - 211,5
3Dans les 400 cm suivants, nous avons trouvé un mélange d'au moins six
bases de Rf variés, que nous n'avons pu résoudre (0,437 g).
L'ëlution au système benzène-chloroforme 1/1 nous a donné, dans 2750 cm"
un autre mélange d'au moins deux alcaloïdes, l'un d'eux pouvant être L.50
3(0,447 g). Les 2600 cm suivants nous ont livré une quantité importante
(2,45 g) d'un mélange de deux bases, dont nous avons séparé 0,333 g sur cou
ches épaisses (1 mm) de gel de silice G Merck. Nous avons ainsi obtenu les
alcaloïdes L.51 et L.52
' C30H47N3°2
huile
IR VCHC1 en cm"1 2950 - 2880 - 1720 (très faible) - 1625 -
1465 (large)
Masse m/e (60%)
tr. : 481,3650 ~ cale. : 481,3668
- 113
C29H43N3°3 (40Z)
tr. : 481,3309 - calc. : 481,3304
466 (M-15) - 453 (M-28) - 438 (M-43) -
330 (M-151) - 311 (M-170) - 287 (M-194, 100%) -
273 (M-209) - 220 (M-261) - 205 (M-276) -
164 (M-317)
m/2e 219,5
L.52 C30H49N3°2
huile ou verre (selon l'état de fraîcheur)
IR V0r en cm"1 3420 - 2920 - 2870 - 2780 (N-CH^) -
1710 (faible) - 1650 - 1450 (large) -
1380 - 1265
Masse m/e C30H49N3°2
tr. : 483,3809 - cale. : 483,3825
m/2e
mëtastable m*
tr. : 483,3452 - cale. : 483,3461
465 (M-18) - 455 (M-28, 100%) - 440 (M-43) -
427 (M-56) - 426 (M-57) - 412 (M-79) -
398 (M-85) - 289 (M-194, 100%) - 276 (M-207) -
248 (M-235) - 247 (M-236) - 234 (M-249) -
233 (M-250) - 205 (M-278) - 192 (M-291) -
166 (M-317) - 164 (M-319)
241,5 - 220,5 - 219,5 - 211,5
448
Nous avons finalement épuisé la colonne, d'abord au chloroforme qui a
donné 0,20 g d'un mélange de faible Rf, puis par le système chloroforme à
10% de mëthanol qui a fourni 0,21 g d'un mélange de Rf encore plus faible.
- 114
Nous n'avons pu déterminer la composition pour aucun des deux.
i.3.2. - Fraction F^ (figure E8)
Nous avons extrait une partie de la fraction (3,9 g sur 5,0 g) par
3deux volumes de 500 cm d'éther froid. Nous avons obtenu, après évaporation
du solvant, 1,3 g de mélange purifié. Cette extraction, simple lavage, a
permis d'éliminer la majorité de la couleur, sans faire varier la composi
tion en alcaloïdes (contrôle sur couches minces).
a) Par séparation sur couches minces de gel de silice G Merck de 0,130 g
du mélange purifié, nous avons obtenu la luciduline, ainsi que trois autres
alcaloïdes L.53 (baptisé lucidine), L.54 et L.55 (présentés ici par ordre de
Rf décroissants).
Lucidine (L.53) : C^H^N^O
huile
IR vchci3 en cm""
UV À en nm max.
MR ^CDCl. en PP*(100 MHz) j
Masse /e
2930 - 2780 (N-CH^) - 1720 (très faible) -
1640 - 1590 - 1570 - 1470 - 1400 - 1270 -
910 (fine) - 730 (fine)
272
!0,87 3H d. J = 7 Hz (-CH-CEL) -
2,02 et 2,16 d. (N-COCH^ dédoublé par effet ro-
tamérique) - 2,06 3H s. (-N-CH^) -
2,90 m. là == 40 Hz - 4,80 m. là = 34 Hz -
6,80 m. là == 18 Hz - 7,25 m. là = 20 Hz.
tr. : 463,3557 - cale. : 463,3563
448 (M-15) C29H42N30
tr. : 448,3319 - cale. : 448,3328
420 (M-43) - 366 (M-97) -
«K
éther
luciduTïne j lucidine
plaques
soluble
éther
insoluble
luciduline
lucidine (L.53)
étheréther - éther
colonne de Florisil
étheréther -
Fractionnement de la fraction F^
Fig. E8
115
- 116
309 (M-154) - 295 (M-168) -
270 (M-193, 100%) ClgH26N2
tr. : 270,2090 - calc. : 270,2096
251 (M-212) - 220 (M-243) - 205 (M-258)
194 (M-269) - 185 (M-278)
L. 54 C30H49N3°2
huile ou verre (selon l'état de fraîcheur)
IR VKBr en—1
cm 2930 - 2780 (N-CH3) - 1715 (moyenne)
1640 - 1460 - 1440 - 1270
UV \nax. en nm 270 (épaulement)
RMN 5cdci3 en ppm 0,91 m. — 2,01 s. — 2,08 s. —
2,28 m. lè 8 Hz
Masse m/e tr. : 483,3807 - cale. : 483,3825
455 (M-28) C29H49N30
tr. : 455,3876 - cale. : 455,3878
426 (M-57) - 366 (M-117) - 309 (M-174)
270 (M-213) - 248 (M-235) - 247 (M-236)
220 (M-263) - 205 (M-278, 100%) -
194 (M-289) - 192 (M-291) - 152 (M-331)
' C30H43N3°
huile
IR VCHC1 en cm'1 2930 - 2780 (N-CH ) - 1720 (faible) -
1620 - 1460 - 1270
%3V (*°%)
tr. : 461,3419 - càlc. : 461,3406
C29H39N3°2 (20%)
tr. : 461,3066 - cale. : 461,3042
Masse m/e
- 117
446 (M-15) - 418 (M-43) - 404 (M-57) -
268 (M-193, 100%) - 256 (M-205) - 247 (M-214) -
233 (M-228) - 220 (M-241) - 205 (M-256) -
192 (M-269) - 150 (M-311)
b) En reprenant cette separation sur une échelle plus grande, nous a-
vons obtenu des résultats légèrement différents. En effet, par séparation
du reste du mélange purifié à l'éther (1,17 g) sur une colonne de 70 g de
Florisil F-101 Fisher (figure E8), nous avons bien retrouvé 0,110 g de luci-
duline (élution au benzène), 0,070 g de lucidine (ëlution à l'éther) et
0,040 g de base L.54 (élution à l'éther à 2% de méthanol), mais 1'élution a
l'éther à 10% de méthanol nous a fourni 0,175 g d'un mélange de bases L.52
et L.55 déjà décrites (L.52 est la base majeure).
L'épuisement de la colonne au système ëther-méthanol 1/1 n'a plus don
né que 0,030 g d'un mélange mal défini dans lequel pourrait bien se retrou
ver la base L.55 (couches minces).
1.3.3. - Fraction F^
Nous avons rapidement examiné la fraction F^ qui, à la suite des distri
butions à contre-courant décrites plus haut, doit contenir les bases les plus
faibles de la plante. En utilisant une colonne d'alumine basique Woelm d'ac
tivité II, nous n'avons isolé aucun composé réellement pur, mais nous avons
remarqué la présence de deux bases majeures de masses moléculaires 495 et 541.
1.3.4. - Fraction
Une étude grossière (colonne d'alumine basique Woelm d'activité III) de
la fraction nous a permis de retrouver la luciduline, le reste étant aus
si un mélange d'alcaloïdes de masses moléculaires élevées. Nous n'avons pas
- 118
poussé les recherches plus avant.
- 119 -
CHAPITRE 2
NON-ALCALOIDES
- 120
2.1. - AVANT PROPOS
Dans ce deuxième chapitre, et sauf avis contraire, les chromatographies
sur couches minces sont de type habituel (gels de silice G ou GF Merck,
0,25 mm). L'éluant utilisé est le chloroforme à 1% de méthanol, saturé d'am
moniaque. Les Rf* mentionnés concernent ce système. On révèle, soit à l'iode,
soit au réactif de Tschesche (acide acétique-acide chlorosulfonique 2/1,
chauffage à 100°C pendant 5 mn), qui a 1'avantage de donner des couleurs
différentes selon les composés. Les réactions d'acétylation et d'hydrolyse
sont toutes du même type et sont décrites une fois pour toutes au paragra
phe 2.3.6. (voir composé 34b)
2.2. - PREMIERE EXTRACTION
L'extraction au Soxhlet (figure E9) de la poudre verte mentionnée dans
la note du chapitre premier (partie expérimentale) nous a conduit à diffé
rents triterpènes. En utilisant 1'hexane, nous avons recueilli dans les pre
miers extraits le diacétoxy-3g,21a serratène-14 (diacétyl-serratènediol) 31a,
qui a cristallisé spontanément. Après filtration, nous avons joint les eaux-
mères aux extractions suivantes par 1'hexane, puis par l'éther et par le mé
thanol, les constitutions de ces solutions étant chromatographiquement très
voisines. Par évaporation, nous avons obtenu un solide vert, dont nous avons
séparé les constituants à l'aide d'une colonne d'alumine Fisher A-540 (80-
*L ’ordre de présentation des composés 3 qui suit leur ordre de sor
tie de la grosse colonne de la seconde extractions n’est pas for
cément l'ordre décroissant des Rf3 car il y a de nombreuses inver-
s%ons.
I poudre verte
hexane (1) methanol
éther
solidehexane (2)
I solide
CHC1„ - 20% CHo0H
solidesolide
Soxhlet
solution
solution
solution
solution
31d - 42d
précipité
31b - 42c
solide vert
colonne Alo0,
Première extraction des triterpènes
Fig. E9
121
- 122
200 Mesh). Les premieres fractions d'élution au chloroforme nous ont donné
un mélange d'acétoxy-38 hydroxy-21q serratëne-14 (acëtyl-3 serratènediol)
31b, et d'acétoxy-21a dihydroxy-3(3,24 serratëne-14 (acëtyl-21 serratriol)
42c, que nous avons séparés par cristallisations successives dans un mélan
ge chloroforme-méthanol 1/1. Nous avons obtenu aisément 31b, qui a seul
cristallisé dans ces conditions. Finalement, nous avons traité les eaux-mè
res ainsi enrichies en 42c par chromatographie sur couche épaisse (1 mm) de
gel de silice G Merck. Nous avons de la sorte isolé 42c pur et récupéré un
reste de 31b.
La suite de 1'élution au chloroforme nous a fourni exclusivement comme
composé défini solide le dihydroxy-3g,21q serratène-14 (serratènediol) 31d.
Nous avons enfin épuisé la colonne par un mélange chloroforme-méthanol 4/1.
Nous n'avons pas essayé de séparer les deux constituants de la très petite
quantité de solide obtenu, mais nous les avons identifiés chromatographique-
ment comme étant 31d et le trihydroxy-38,21q,24 serratëne-14 (serratriol)
42d, produit d'hydrolyse de 42c.
2.3. - SECONDE EXTRACTION
Nous avons rêextrait 12 kg de L. luaidutim Ï4ic}'tx selon la méthode pré
cédemment décrite. Pour la trituration du résidu, nous avons toutefois pré
féré l'acide acétique 10%, qui nous a livré une poudre verte facile à extrai
re. L'acide chlorhydrique, dans les mêmes conditions, n'avait fourni qu'un
solide gommeux.
L'extraction en continu (Soxhlet) à 1'hexane de cette poudre a donné,
après élimination du solvant, 155 g d'un solide, dont nous avons chromato-
graphié 80 g sur une colonne (h = 70 cm, 0 = 12 cm) de 2 kg de gel de silice
G Merck. L'élution au chloroforme, par fractions de | 1, nous a donné, dans
- 123
lycoxanthol - voir chapitre 3 -
friedeline (friedelanone-3)
(diacétyl-serratènediol)
alcools gras
acëtoxy-33 hydroxy-213 serratène-14
(acétyl-3 épi-21 serratënediol)
3-sitostérols
acëtoxy-33 hydroxy-21a serratène-14
(acétyl-3 serratènediol)
acëtoxy-21a hydroxy-33 serratène-1451 -
(acétyl-21 serratènediol)
diacétoxy-33,21a hydroxy-143 serratane
(diacétyl-3,21 tohogénol)
dihydroxy-3 3,213 serratène-14
(épi-21 serratènediol)
dihydroxy-33,21a serratène-1493 - 103
(serratènediol)
acëtoxy-33 dihydroxy-143,21a serratane127 - 130
(acétyl-3 tohogénol)
Seconde extraction des triterpènes et séparations par chromatographie
Fig. E10
- 124
l'ordre, la série de composés décrits ci-dessous (figure E10),
2.3.1. - Cires 29
Les toutes premières fractions ont donné 7,85 g d'un mélange de cires
29, que nous avons lavées par filtration sur une petite colonne de Florisil
F-101 Fisher (100-200 Mesh).
cires
IR V . en cm"1 2950 - 1750 (ester) - 1470 - 1380 - 1170film
RMN ô i en ppm 0,89 m. (-CH^) - 1,26 s. (-CHg-) - 1,58 et
3 I1,70 (-CH-) - 2,00 et 2,80 m. (-CH -C00-) -
4,60 m. (-COO-OL-) - 5,41 m. 1& = 12 Hz (-C=CH-) —/ -
Masse m/e nombreux pics jusqu'à 278 (100%) - 396
Hydrolyse des cires 29
3On dissout 2,500 g du mélange .29 dans 100 cm de potasse alcoolique 5 N.
On porte à reflux pendant 3 jours, puis on chasse l'alcool que l’on remplace
par de l'eau. On extrait alors à l'éther en continu et on fait cristalliser
la cire rouge obtenue dans l'acétone. On obtient ainsi 0,170 g d'un mélange
d'hydrocarbures gras saturés 29a, puis 0,090 g d'un mélange d'alcools gras
29b'. On acidifie alors la phase aqueuse restante par 1'acide chlorhydrique
dilué et on 1'extrait à nouveau à l'éther en continu. On obtient ainsi
0,550 g d'un mélange d'acides gras insaturés 29b".
hydrocarbures gras saturés
IR ., en cm"1 2920 - 2750 - 1560 - 1460 - 1445 - 1425film
RMN g^DCl en ppm 0,90 (-CH^) - 1,30 s. (-CH^-) - 1,70 m. (-CH-)
Masse m/e 256 (100%) - nombreux pics au-dessus et au-
dessous.
- 125
3400 (large, OH) - 2940 - 1465 - 1360 - 1060
0,90 (-CH-) - 1,30 (-CH -) - 3,40 m. (-CH.OH)—J —Z —Z
224 (100%) - nombreux pics au-dessus et au-
dessous .
3500 à 2800 (acide, OH) - 2930 - 2850 -
1720 (acide, CO) - 1460 - 1370
Transestérification des cires 29
3On dissout 2,746 g de cires 29^ dans 125 cm d'éthanol et ôn ajoute un
peu d'acide p.toluène sulfonique. Après un reflux de 3 jours, on chasse l'al
cool, reprend à l'eau et extrait au chloroforme. On sèche et on évapore, et
on obtient 1,736 g d'un mélange, dont on sépare les constituants sur une pe
tite colonne de Florisil F-101 Fisher (100-200 Mesh). Par élution à 1'hexane,
on obtient 0,212 g des mêmes hydrocarbures saturés gras 29a que précédemment.
On obtient ensuite 0,716 g d'esters d'éthyle gras insaturés 29b"Et en utili
sant le système hexane à 10% de chloroforme, et, enfin, à l'aide du système
hexane à 25% de chloroforme, 0,542 g des alcools gras 29 ' cités plus haut.
esters d'éthyle gras insaturés
IR vfii„ en cm 2930 - 2860 - 1740 (ester) - 1465 - 1380
RMN 6cdci3 en ppm 0,90 m. et t. J = 8 Hz superposés
(-(CHg^-CHa et -COOCH2-CH3) - 1,30 (-CH -) -
1,60 (-CH-) - 3,39 et 4,00 2 q. J = 8 Hz!
(-C00CHg-CH ) - 5,35 m. (™0=CH-)
2.3.2. - Lycoxanthol
alcools gras
IR
RMN
Vr . -, en cm film
^CDCl^ en PPm
Masse m/e
acides gras insaturés
-1IR en cmfilm
Dans les deux fractions suivantes 6 et 7, nous avons trouvé 0,146 g d'un
- 126
composé jaune que nous avons baptisé lycoxanthol (voir chapitre 3).
2.3.3. - Friedeline 30
La fraction 8 nous a donné 0,012 g de friedeline (friedelanone-3) 30,
que nous avons cristallisée dans l'éther.
friedeline : C^qH^qO
F = 255-256°C
IR V en cm"1 1712 (CO) - 1390
Masse m/e 426 - 411 (M-15) - 341 (M-85) - 302 (M-124) -
273 (M-153) - 246 (M-180) - 232 (M-194) -
218 (M-208) - 205 (M-221)
DRO [a]D =-21,0° (c = 2,50 g/l)
Rf =* 0,74
2.3.4. - Diacétoxy-33,21q serratëne-14 31a
Les fractions 11 et 12 nous ont livré 0,134 g de diacëtoxy-33,21a serra-
têne-14 (diacétyl-3,21 serratënediol) 31a, que nous avons cristallisé dans
l'éther. Nous avions déjà obtenu ce composé au cours de la première extrac
tion.
diacêtoxy-3g,21(x serratëne-14 :
Analyse en % tr. : C 77,63 - H 10,46 - 0 12,08
calc. : C 77,52 - H 10,33 - 0 12,15
F = 342°C
IR VKBr en cm 1 2940 - 1730 (ester) - 1370 -
1250 (double, acétate) - 1030
- 127
RMN ôCDC1 en ppm
Masse m/e
DRO [a]D = 18,5°
Rf = 0,83
2.3.5. - Alcools gras 32;
Dans les fractions 14 à 18, nous avons trouvé 0,179 g d'un mélange d'al
cools gras 32a, que nous avons fait cristalliser dans l'éther ou l'acétone.
alcools gras 32a
F =78 à 80°C
IR en cm"1 3300 - 2910 - 2845 - 1470 - 1460 - 1260 - 1095 -KBr
1070 - 1060 - 1030 - 730 - 720
RMN Ôçdci en PPm 0,97 t. dégénéré (-CH^) - 1,30 s. (-CIL,-) -
3,70 m. (-CHo0H)
Masse m/e pas de pics moléculaires - 392 - 364 - 336
Rf moyen = 0,64
Oxydation des alcools gras 32a
A une solution dans l'acétone de 0,113 g du mélange d'alcools 32a, on
ajoute goutte-à-goutte du réactif de Jones (CrOL/HgSO^) jusqu'à obtention
d'un précipité vert. On en ajoute alors un léger excès d'une trentaine de
gouttes environ. Après un repos de 1 h., on détruit l'excès d'anhydride chro
0,69 - 0,84 - 0,89 ensemble 21H (-C-CIL) -I —3
2,03 6H s. (-0C0CHo) - 4,49 2H m. (-CH-OAc) -
5,31 1H m. (-G=CH~)
526 (100%) - 466 (M-60, 31%) - 451 (M-75, 29%) -
344 (M-182, pic J, 4%) - 262 (M-264, pic N, 57%)
249 (M-277, pic R, 34%) - 203 (M-323, 53%) -
189 (M-337, 100%)
- = 21,3° - [a]^g = 35,0° - = 40,4°
[a]365 = 50,0° (CHCl^, c = 4,70 g/l)
- 128
mique par le methanol, on filtre, on évapore et on recristallise le solide
obtenu plusieurs fois dans le chloroforme. On obtient ainsi 0,010 g du mé
lange des acides gras 33a.
acides gras 33a
F = 80°C environ
IR v en cm"1 2950 - 2910 - 1700 (C00H) - 1470 - 1460 -
séries de fines bandes entre 1330 et 1180 -
730 - 720
Masse m/e pics moléculaires à 424 - 396 - 368
Composition du mélange acide en C^ 50 %, en C^g 20%, C^ 20%
Les 10% restants sont partagés à peu près éga
lement entre les acides en C25f ^27 et C30
Acide triacontanique 33b
Il s’agit ici d'acide triacontanique commercial Aldrich
acide triacontanique : Gg^RggO^
F = 93-95 C
IR VTZT) en cm KBr
Masse m/e
2910 - 2860 - 1700 (C00R) - 1470 - 1460 -
15 fines bandes entre 1330 et 1180 - 727 - 717
452 (100%) - 409 (M-43, 15%) - 353 (M-99, 4%) -
129 (M-323, 27%)
Réduction de l'acide triacontanique 33b
A une solution de 0,100 g d'acide triacontanique 33b dans le dioxanne,
on ajoute un large excès d'hydrure de lithium et d'aluminium. Après un reflux
de 30 h., on détruit cet excès par une solution aqueuse de sulfate de sodium.
On filtre le précipité floconneux qui s’est formé et on le lave à l'eau. On
recristallise dans l'éther. On obtient ainsi 0,064 g de triacontanol 33a.
triacontanol : ConHzo0 ------------ 30 o z
F = 86°C
- 129 -
IR \) en cm 1 3300 (OH) - 2920 - 2850 - 1470 - 1460 - 1060 -K-dT
730 - 720
pas de pic moléculaire - 420 (M-18, 100%) -
392 (M-46, 48%)
Masse m/e
2.3.6. - Acétoxy-3g hydroxy-21g serratène--l4 34b
Les fractions 22 et 23 nous ont donné 0,460 g d'acëtoxy-3g hydroxy-21g
serratène-14 (acëtyl-3 épi-21 serratênediol) 34b, que nous avons cristallisé
dans l'éther.
acétoxy-3g hydroxy-21g serratène-14 ; ^32^52^3
Analyse en % pour C32H52°3 * ^C4H10°^|
tr. : C 78,29 - H 10,81 - 0 10,73
calc. : C 78,20 - H 11,10 - 0 10,73
F = 317°C (335°C)
IR
RMN
VKBr en cm-1
6cdci3 en PP"
3620 (OH) - 2920 - 1730 (ester) - 1380 -
1240 (acétate)
I0,90 21H massif (-C-CH.) - 2,11 3H s. (-0C0CH.)
; —J —31 I
3,47 1H m. (-CH-0H) - 4,60 1H m. (-CH-OAc) -
Masse m/e
5,28 1H m. (-OCH-)
484 (57%) - 344 (M-140, pic J, 8%) -
230 (M-254, 100%) - 187 (M-297, 64%)
DRO [a]D = -7,4° - [a]546 = -7,9° - [a]436 = “15,8° - [a]4Q5 = -19,6e
^365 " -29,7° (CHClg, c =6,38 8/1)
Rf = 0,78
Acétylation de l'acétoxy-33 hydroxy-21g serratène-14 34b
On dissout 0,045 g de 34b dans 25 ml de pyridine et on ajoute quelques
gouttes d'anhydride acétique. On abandonne à température ambiante pendant
— 130 —
12 h., puis on détruit l'excès d'anhydride par un mélange eau-glace. On fil
tre le précipité qui s'est formé et on le lave à l'eau. On obtient ainsi
0,051 g de diacétoxy-3g,21g serratène-14 (diacëtyl-3,21 épi-21 serratënediol)
34a, qu'on recristallise dans l'éther.
diacétoxy-3g,21g serratène-14 :
F = 218-220°C
IR VRBr en
SMN ôCDC1 en ppm (100 MHz) 3
Masse m/e
2940 - 1730 (ester) - 1370 -
1240 (double, acétate) - 1030
I0,69 - 0,84 - 0,89 ensemble 21H (-C-CH») -
I -•*
2,05 et 2,09 3H et 3H 2s. (-OCOCR.) -
I4,48 1H q. J1 = 10 Hz, J2 = 5 Hz (-CH-OAc ax.) -
I1,69 1H t. J = 3 Hz (-CH-OAc éq.) -
5,35 1H m. (-C-CH-)
526 - 466 (M-60) - 451 (M-75) - 344 (M-182,
pic J) - 262 (M-264, pic N) - 249 (M-277,
pic R) - 188 (M-338, 100%) - 134 (M-392, 100%)
DRO [a]D = -18,0° - [a]546 = -20,0° - [a]436 = -36,0° -
H405 = -46,0° - H365 = ”60,0°
(CHCI3, c = 2,50 8/1)
Rf = 0,88
Hydrolyse de l'acëtoxy-33 hydroxy-218 serratène-14 34b
3On dissout 0,0150 g de 34b dans 25 cm de soude alcoolique 5 N. On porte
à reflux pendant 12 h., puis on chasse l’alcool, qu'on remplace progressive
ment par de l'eau. On refroidit et on filtre le précipité qui est apparu. On
le lave à l'acide chlorhydrique dilué, puis â 1'eau. On obtient ainsi 0,031 g
de dihydroxy-33,218 serratène-14 (épi-21 serratènediol) 34d.
dihydroxy-3g,21g serratène-14 :
F = 287°C
- 131
IR v en cm"1 3500 (OH) - 2960 - 1460 - 1445 - 1385 -
1035 - 995 - 795
IRMN ^CDCI en PPm 0,69 - 0,84 - 0,89 ensemble 21H (-C-CH^) -
^ !3,20 et 3,45 1H et 1H 2m. (-CH-OH) -
5,35 1H m. (-&CH-)
DRO [a]D = -26,0° - [a]546 = -31,6° - [a]436 = -47,3° -
^405 = "57*9 _ M365 ^ “73,7
(CHC13, c = 1,90 B/l)
Rf == 0,48
Oxydation de l'acétoxy-38 hydroxy-213 serratëne-14 34b
3 3A 0,034 g de 34b dissous dans 5 cm de pyridine, on ajoute 2 cm de
complexe anhydride chromique-pyridine. On laisse à température ambiante pen
dant 12 h., puis on jette dans l'eau. On extrait alors à l'éther, lave à
l'acide chlorhydrique dilué et sèche au sulfate de sodium. Le solide obtenu
par évaporation de l'éther est recristallisé dans l'éther. On obtient ainsi
0,018 g d'acétoxy-38 serratëne-14 one-21 35a.
acétoxy-33 serratëne-14 one-21 : ^32^59^3
F = 325°C
IR VKBr en cm 1 2940 - 1730 (ester) - 1710 (cétone) - 1380 -
1240 (acétate)
IRMN ÔCDC1 en ppm 0,84 - 0,93 - 1,05 - 1,09 ensemble 21H (-C-CH )
3 I2,05 3H s. (-0C0CHJ - 4,46 1H m. (-CH-OAc) -
I5,38 1H m. (-OCH-)
Masse ™/e 482 (100%) - 422 (M-60, 23%) - 407 (M-75, 22%)
249 (M-233, pic R, 65%) - 218 (M-264, pic N,
100%) - 189 (M-293, 100%)
DRO [ct]D = -24,2° - [a]546 = -28,0° - [a]436 = -59,7° -
- 132
H405 = -*2,0° - [0J365 = -136»°°
(CHC1 , c = 2,68 S/i)
Rf = 0,77
Hydrolyse de l'acêtoxy-38 serratëne-14 one-21 35a
A partir de 0,029 g de 35a, nous avons obtenu, selon la méthode habi
tuelle, 0,018 g d'hydroxy-38 serratène-14 one-21 35b.
hydroxy-38 serratëne-14 one-21 : ^30^48^2
F = 229°C (produit brut)
3500 (OH) - 2940 - 1705 (CO) - 1380 - 1370 - 795
ÔCDC1 en ppm 0,75 à 1,16 21H (-Ç-CHg) - 3,16 1H m. (-CH-0H) -
I
IR VKBr en cm
RMN ôcdci3 en ppm
5,45 1H m. (-OCH-)
Masse m/e 440 - 425 (M-15) - 422 (M-18) - 407 (M-33) -
218 (M-222, pic N) - 207 (M-233, pic R) -
189 (M-251)
Oxydation du dihydroxy-38,218 serratëne-14 34d
En utilisant 1'oxydation par le complexe anhydride chromique-pyridine
décrite plus haut, nous avons obtenu, à partir de 0,030 g de 34d, 0,010 g de
serratène-14 dione-3,21 (serratènedione) 3b, qu'on recristallise dans l’éther.
serratëne-14 dione-3,21 : C3qH46°2
F = 202-203°C
IR v en cm"1 2960 - 1705 (CO) - 1450 - 1380
IRMN SnT,n1 en ppm 0,89 - 0,92 - 1,04 - 1,08 ensemble 21H (-C-CH.) -
vUUJ-~ I —jJ I
4,41 1H m. (-0=CH)
Masse m/e 438 (100%) - 423 (M-15, 50%) -
300 (M-138, pic J, 10%) - 218 (M-220, pic N,
100%) - 205 (M-233, pic R, 100%)
DRO [a]D = -6,8° - [a]546 = -7,9° - [°0436 = -14,6° ~ [a]405 = -21,3° -
- 133
Rf = 0,69
[a]365 = -33,4° (CHCl^, c = 4,44 g/l)
2.3.7. - g-sitostérol brut 37
Les fractions 25 à 29 nous ont donné 1,095 g de g-sitostérol brut 37,
que nous avons cristallisé dans 1’hexane,
g-sitostérol brut
F = 136 à 140°C
IR v en cm™1 3410 (OH) - 1460 - 1380 - 1055
Masse ™/e 414 (100%) - 400 (75%)
DR0 [a]D = -38° - M546 = -54,3° - M436 = ~91 >8° "
H405 " "112'*° - M365 =
(CHC13, c = 3,68 8/1)
Rf = 0,52
2.3.8. - Acétoxy-3g hydroxy-21q serratëne-14 31b
Les fractions 43 à 50 nous ont procuré 0,883 g d*acétoxy-3g hydroxy-21a
serratëne-14 (acétyl-3 serratënediol) 31b, que nous avons cristallisé et re
cristallisé dans l'éther. Nous en avions initialement récupéré au cours de
la première extraction.
acétoxy-3g hydroxy-21q serratëne-14 :
F = 337°C
IR v en cm™1 3610 et 3480 (OH) - 2940 - 1730 (ester) - 1380 -
1240 (acétate) - 1025 - 985
RMN g 1 en ppm 0,86 et 0,97 21H (-C-CHg) - 2,13 3H s. (-OCOCHy
3 I I3,19 1H m. (-CH-0H) - 4,51 1H m. (-CH-OAc) -
5,35 1H m. (-0-CH-)
- 134 -• •.
Masse m/e 484 (100%) - 469 (M-15, 21%) - 344 (M-140, pic J,
5%) - 284 (M-200, 20%) - 249 (M-235, pic R, 14%)
220 (M-264, pic N, 38%) - 189 (M-295, 80%)
DR0 Md “ "2»3° ' M546 ---3»8° - M436 “ ~7»6° - M405 “ "10’0°
[a]365 = -23,3° (CHCl^, c = 6,52 8/l)
Rf ■= 0,60
Acétylation de l'acétoxy-38 hydroxy-21g serratëne-14 31b
L'acétylation de 0,010 g de 31b, effectuée de la façon habituelle, nous
a donné 0,009 g de diacétoxy-38,21a serratène-14 (dlacétyl-3,21 serratène-
diol) 31a déjà décrit au paragraphe 2.3.4.
Hydrolyse de l'acétoxy-3g hydroxy-21q serratëne-14 31b
L'hydrolyse de 0,025 g de 31b selon la méthode habituelle, nous a donné
0,010 g de dihydroxy-38,21a serratëne-14 (serratënediol) 31d, que nous avons
recristallisé dans l'éther n-butylique.
dihydroxy-3g,21q serratëne-14 :
F = 288°C
IR Vjjg en cm"1 3680 et 3380 (OH) - 2920 - 1380 - 1060 - 1030
RMN 6 en ppm 0,76 - 0,86 - 0,93 - 1,00 - 1,06 - 1,13 - 1,185 5
7s. ensemble 21H (-C-CH^) - 3,42 2H m. (-CH-0H) -I
Masse ™/e 442 (100%) - 427 (M-15, 25%) - 409 (M-33, 7%) -
302 (M-140, pic J, 8%) - 234 (M-208, 9%) -
220 (M-222, pic N, 75%) - 207 (M-235, pic R,
81%) - 189 (M-253, 46%)
DRO [ct]D = -20,1° (CHCI3, c = 1,50 B/l)
Rf = 0,42
- 135
2.3.9. - Acétoxy-21g hydroxy-3g serràtène-14 31c
Dans les fractions 51 à 54, nous avons trouvé 0,674 g d 'acétoxy-2lcc
hydroxy-38 serratène-14 (acétyl-21 serratènediol) 31c, que nous avons cris
tallisé dans l’éther.
acétoxy-21q hydroxy-3g serratène-14 :
Analyse en % tr. : C 78,08 - H 10,87 - 0 10,44
calc. : C 78,13 - H 10,72 - 0 10,44
F = 318-320°C
IR Vrro en cm-1 3540 (OH) - 2930 - 1720 (ester) - 1380 - 1250
et 1240 (acétate) - 1030 - 970
Masse m/e 484 (100%) - 469 (M-15) - 424 (M-60) - 409 (M-75)
302 (M-182, pic J) - 262 (M-222, pic N) -
207 (M-277, pic R) - 189 (M-295) - 135 (M-349)
DRO [a]D = 5,6° - [aJ546 = 5,8° - M436 = 8,7° - [a]4Q5 = 9,4° -
[a]365 = 11,6° (CHC13, c = 6,92 g/l)
Rf = 0,58
Acétylation de 1'acétoxy-21q hydroxy-3g serratëne-14 31c
Par acétylation de 0,041 g de 31c, nous avons obtenu 0,050 g de diacé-
toxy-3g,21a serratène-14 (diacétyl-3,21 serratènediol) 31a déjà décrit au pa
ragraphe 2.3.4.
Hydrolyse de l’acétoxy-21q hydroxy-38 serratène-14 31c
L’hydrolyse de 0,055 g de 31c nous a fourni 0,050 g de dihydroxy-38,21a
serratène-14 31d, dont les données physiques figurent au paragraphe 2.3.8.
2.3.10. - Diacétoxy-3g,21q hydroxy-l4g serratane 38a
Les fractions 55 à 59 nous ont livré 0,446 g de diacétoxy-33,21a hy-
droxy-148 serratane (diacétyl-3,21 tohogénol) 38a que nous avons cristallisé
- 136
dans l'éther.
Diacétoxy-3g,21g hydroxy-14g serratane : C^H^O,,
F = 313°C
IR VKBr-1
en cm 3590 (double,OH) - 2950 - 1725 (ester) -
RMN en ppm
Masse m/e
DRO [a]D = 30,8°
Rf = 0,76
1370 - 1250 (acétate) - 1025 - 980
0,79 - 0,83 - 0,86 - 0,93 - 0,96 - 0,99
Iensemble 21H (-C-CH^) - 2,03 et 2,05 3H et
3H 2s. (-OCOCH3) - 4,47 2H m. (-CH-OAc) -
4,72 1H s. (-OH)
544 (10%) - 526 (M-18, 10%) - 484 (M-60, 50%) -
469 (M-75, 50%) - 276 (M-268, type N, 27%) -
265 (M-279, 48%) - 249 (M-295, type R, 12%) -
177 (M-367, 95%) - 135 (M-409, 100%) -
121 (M-423, 66%)
M546 = 35,1° - [a]436 - 52,4° - [a]4Q5 = 66,5° -
[a]365 = 82,2° (CHClg, c = 6,98 g/l)
2.3.11. - Mélange A
La fraction 80 nous a donné 0,066 g d'un mélange de trois composés (mé
lange A) : le dihydroxy-33,218 serratène-14 (épi-21 serratènediol) 34d, déjà
décrit au paragraphe 2.3.6., une cétone a,S insaturée (À = 239 nm) de la r e max.
série de l'oxo-16 serratènediol, acétylée en position 3 ou 21 (acêtoxy-38
hydroxy-21a serratène-14 one-16 39b ou acétoxy-21a hydroxy~3g serratène-14
one-16 39c) et une faible quantité d'un constituant non déterminé.
Comme nous le verrons clairement dans le cas de ses produits d'acétyla-
- 137
tion et d'hydrolyse, le réactif de Tschesche ne révèle pas cette cétone a,3
insaturée, sur plaque de gel de silice GF Merck, et il faut employer une lu
mière ultra-violette dure (Hg, 254 nm) pour voir apparaître une tache. Dans
ces conditions, les triterpènes ordinaires ne sont pas visibles.
Le chromatogramme du mélange A présente une seule tache, révélée à la
fois au réactif de Tschesche et aux UV, car ses constituants 34d, 39b ou
39c et le troisième non identifié ont exactement le même RE (ü,48). Nous a-
vons alors effectué plusieurs recristallisations successives dans l'acétate
d'éthyle jusqu'à obtention d'une infime quantité d'un composé de point de
fusion bien défini (F = 249°C), qui, révélé aux UV seulement, est donc la
cétone a,3 insaturée 39b ou 39c.
3450 (OH) - 2930 - 1745 et 1735 (ester) -
1670 (CO ins,) - 1460 - 1390 - 1365 - 1240 -
1040 - 1000 - 910 - 795
239 (CH OH)
I0,65 - 0,80 - 0,94 (-Ç-CHg) - 2,02 s. (-OCOCHg) -
3,30 m. Il = 30 Hz (-CH0H) - 4,40 m. il - 30 Hz
I I(-CH-OAc) - 5,35 et 5,60 2 m. (-OCH-)
attribuables à 34d
442 - 427 - 424 - 409 - 302 (pic J) -
220 (pic N) - 207 (pic R) - 189
attribuables à 39b ou 39c
498 - 480 (M-15) - 465 (M-33) - 438 (M-60) -
423 (M-75)
melange a
IR en cm-1
UV X en nmmax.
RMN ôCDC1 en ppm
Masse m/e
Rf = 0,48
Hydrolyse du mélange A
En hydrolysant 0,030 g du mélange A par la méthode habituelle, mais a
138 -
froid, nous avons obtenu 0,025 g d'un autre mélange B, qui, par chromatogra
phie sur une petite colonne de 20 g de Florisil F-101 Fisher (100-200 Mesh)
n'a donné qu'un seul composé défini (0,013 g), le dihydroxy-3f3,21q serratê-
ne-14 (êpi-21 serratènediol) 34d, décrit au paragraphe 2.3.6.
Acétylation du mélange A
L'acétylation de 0,015 g du mélange A nous a mené à 0,015 g d'un mélange
C, que nous avons résolu par séparation sur couche mince (0,25 mm) de gel de
silice GF Merck (éluant habituel). Nous avons obtenu, par ordre de Rf décrois
sant, le diacétoxy-3g,21g serratène-14 (diacétyl-3,21 êpi-21 serratènediol)
34a, étudié au paragraphe 2.3.6., puis le diacëtoxy-3g,21q serratène-14
one-16 39a.
diacétoxy-3g,21q serratène-14 one-16 : C^H^O^
F — 292-293°C (décomposition)
UV
Rf = 0,53
Oxydation allylique du diacétoxy-3g,21q serratène-14 31a
3On prépare une solution de 0,060 g de 31a dans quelques cm de benzène
3chaud, puis une suspension de 0,070 g d'oxyde de sélénium dans 5 cm de di-
oxanne-1,4 et quelques gouttes d'eau. On mélange le tout et on porte à re
flux pendant 2 h. On ajoute alors un peu d'acétate de sodium et on laisse
encore à reflux pendant quelques minutes. Après refroidissement, on filtre,
puis on étend à l'eau salée. On recueille alors la phase organique que l'on
sèche et évapore. On obtient une huile brune que l'on filtre à travers une
petite colonne d'alumine basique Woelm d'activité III. On récupère ainsi
0,035 g d'un mélange contenant essentiellement deux produits. On effectue
la séparation sur couche mince (0,25 mm) de gel de silice GF Merck. On re
cueille ainsi 0,008 g de diacétoxy-36,21q serratriène-12,14,16 40a et 0,003 g
X en nmmax.
245 (C2H5OH)
- 139 -
de diacétoxy-33,21a hydroxy-16 serratène-14* 41a.
diacétoxy-3g ,21g serratriëne-12,14,16 : C^H^qO^
IR VKBr—1
en cm
UV
Masse
Xmax.
m/e
en nm
I I2960 - 1745 (ester) - 1650 (-C - C-) - 1470 -
1450 - 1380 - 1250 (acétate) - 1030 - 1010
318 (CH OH)
522 - 462 (M-60) - 447 (M-75) - 387 (M-195) -
336 (M-186) - 259 (M-263) - 199 (M-323, 100%) -
197 (M-325) - 185 (M-337) - 183 (M-339) -
169 (M-353, 100%)
Rf = 0,81
diacétoxy-3g ,21g hydroxy-16 serratène-14 : C^H^O,.
Masse m/e 545 (16%) - 540 (M-2, 16%) - 524 (M-18, 16%) -
464 (M-78, 14%) - 449 (M-93, 14%) - 341 (M-201,
16%) - 327 (M-215, 100%) - 314 (M-228, 23%) -
203 (M-339, 41%) - 189 (M-353, 52%)
Rf = 0,71
2.3.12. - Dihydroxy-3g,21g serratène-14 34a
Les fractions 81 et 82 nous ont livré 0,587 g de dihydroxy-38,21g sîr-
ratëne-14 (ëpi-21 serratënediol) 34a, dont les données physiques figurent
au paragraphe 2.3.6.
2.3.13. - Dihydroxy-3g,21a serratène-14 31d
Les fractions 93 à 103 nous ont procuré 1,789 g de dihydroxy-38,21a ser-
*La configuration autour de ta position 16 n'est pas déterminée.
- 140 -
ratène-14 (serratènediol) 31d. Nous avions également obtenu ce composé au
cours de la première extraction. Il est décrit au paragraphe 2.3.8.
Oxydation du dihydroxy-3B,21a serratène-14 31d
L'oxydation de 0,070 g de 31d par le complexe anhydride chromique-pyri-
dine mentionné précédemment nous a fourni 0,060 g de serratène-14 dione-5,21
(serratènedione) 36, dont les caractéristiques sont données au paragraphe
2.3.6.
2.3.14. - Acétoxy-38 dihydroxy-l43,21a serratane 38b
Finalement, les fractions 127 à 130 nous ont donné 0,149 g d'acétoxy-
38 dihydroxy-l48,21a serratane (acétyl-3 tohogénol) 38b, que nous avons re
cristallisé dans l'éther n-butylique.
acétoxy-38 dihydroxy-14B,21ct serratane : 2^54^4
F = 299-301°C
IR en cm""1 3600 et 3525 (OH) - 2940 - 1725 (ester) - 1460 -
1440 - 1360 - 1255 et 1245 (acétate) - 1060 -
980 - 895
RMN 6çpd en ppm 0,76 - 0,81 - 0,94 - 0,96 ensemble 21H (-Ç-CH^) ~
3 I2,00 2H s. (-0C0CHJ - 3,22 2H m. (-CH-0H) -
4,55 1H m. (-CH-OAc)
Masse m/e 502 (21%) - 484 (M-18, 32 %) - 442 (M-60, 63%) -
427 (M-75, 100%) - 424 (M-78, 10%) - 409 (M-93,
10%) - 399 (M-103, 20%) - 276 (M-226, 30%) -
249 (M-253, type R, 5%) - 223 (M-279, 34%) -
220 (M-282, type N, 17%) - 205 (M-297, 39%) -
195 (M-307, 31%) - 189 (M-313, 40%) -
177 (M-325, 52%)
Rf = 0,61
- 141 -
Au cours de la première extraction, nous avons obtenu de 1'acétoxy-21a
dihydroxy-33,24 serratène-14 (acétyl-21 serratriol) 42c, que nous avons re
cristallisé dans un mélange chloroforme-méthanol l/l.
acétoxy-21a dihydroxy-33,24 serratëne-14 : C32H52°4
F = 344°C
IR V en cm"1 3400 (OH) - 2940 - 1735 (ester) - 1455 - 1380 -
1250 (acétate) - 1035 - 975
RMN en ppm 0,65 - 0,73 - 0,77 - 0,80 - 0,86 ensemble 18H100 MHz 3 ,
(-C-CH-) - 2,00 2H s. (-OCOCH-) - 2,73 2H s.I —j —j
(-0H) - 3,38 2H m. l| = 11 Hz (-CH^OH) - 4,18
1H m. là = 9 Hz (-CH-0H) - 4,50 1H m. l| == 9 Hz
(-CH-OAc) - 5,35 1H m. l| = 6 Hz (-C = CH-)
Masse ™/e tr. : 500,3860
cale. : 500,3866 (100%)
485 (M-15, 10%) - 482 (M-18, 10%) - 440 (M-60,
20%) - 425 (M-75, 22%) - 409 (M-91, 14%) -
407 (M-93, 16%) - 397 (M-103, 10%) - 391 (M-109,
15%) - 269 (M-231, 18%) - 262 (M-238, pic N,
80%) - 255 (M-245, 13%) - 229 (M-271, 85%) -
223 (M-277, pic R, 17%) - 205 (M-295, 55%) -
203 (M-297, 59%) - 189 (M-311, 58%) - 187 (M-313,
100%) - 175 (M-325, 91%)
Rf = 0,18
Acétylation de l'acétoxy-21a dihydroxy-38,24 serratëne 42c
L'acétylation de 0,007 g de 42c nous a donné 0,003 g de triacétoxy-38,
21a,24 serratène-14 (triacétyl-3,21,24 serratriol) 43.
2.3.15. - Acétoxy-21a dihydroxy-3B,24 serratëne-14 42c
- 142
triacétoxy-38,21g ,24 serratène-14 :
F = 242°C
IR vKBr en cm"1 2950 - 1740 (ester) - 1450 - 1375 - 1250 (acé-
RMN <SCDC1 en ppm
Massem/e
tate) - 1040
I0,70 - 0,85 - 0,90 - 1,00 ensemble 18H (-C-CH^) -
2,03 3H s. et 2,06 6H 2s. (-OCOCH ) - 4,24 2H
m. (-CH OAc) - 4,51 2H m. (-CH-OAc) - 5,35 1H m.
(-C=CH-)
584 (100%) - 569 (M-15) - 524 (M-60) - 509 (M-75)
392 (M-192, pic J) - 307 (M-277, pic R) - 282
(M-302) - 262 (M-322, pic N) - 247 (M-337) -
229 (M-355) - 227 (M-357) - 215 (M-369) -
202 (M-382) - 187 (M-397) - 175 (M-409) -
173 (M-411)
Rf = 0,83
Hydrolyse de 1'acetoxy-21g dihydroxy-38>24 serratëne 42c
L'hydrolyse de 0,007 g de 42c nous a procuré 0,004 g de trihydroxy-38,
21a,24 serratène-14 (serratriol) 42d.
trihydroxy-3g,21q,24 serratëne-14 : C3qH5q°3
F = 325°C
IR v en cm_1 3300 (OH) - 2920 - 1460 - 1440 - 1385 - 1050 -
1040 - 1000
Masse ™/e 458 - 443 (M-15) - 440 (M-18) - 425 (M-33) -
318 (M-140, pic J) - 287 (M-171) - 269 (M-189) -
255 (M-203) - 229,(M-229) - 223 (M-235, pic R) -
221 (M-237) - 220 (M-238, pic N) - 205 (M-253) -
189 (M-269) - 187 (M-271) - 175 (M-283)
Rf = 0,13
- 143
CHAPITRE 3
LYCOXANTHOL
- 144
3.1. - ISOLEMENT DU LYCOXANTHOL
Au cours de 1'extraction des non-alcaloïdes, nous avons isolé (figure
E10) 0,146 g de lycoxanthol 66^. En chromatographiant les fractions voisines
(paragraphe 2.3) sur colonne de gel de silice GF Merck (éluant : benzène),
nous avons pu en récupérer encore 0,152 g. On le cristallise dans l'éther.
Il faut chauffer à 100°C pendant 10 h. sous 1 mm Kg pour chasser la molécu
le d'éther de cristallisation.
lycoxanthol : C2qH24°5
Analyse en % tr. : C 69,60 - H 6,97 - 0 23,46
calc. : C 69,75 - H 7,02 - 0 23,23
cristaux jaune-citron, F = 249°C
pK-, = 5,47 - pK9 = 8,37
3490 - 3320 - 2985 - 2960 - 2870 - 1640 -
1610 - 1570 - 1515 - 1475 - 1450 - 1390 -
1320 - 1305 - 1215 - 1160 - 1140 - 980 -
970 - 930 - 810
CgH^OH : 245 (épaulement, 11400) -
265 (12250) - 288 (8600) - 334 (6100) -
385 (8600)
C^H^OH NaOH (solution rose) :
226 (12250) - 269 (16650) - vers 300 (épaulement
10020) - 330 à 350 (4900) - 420 (3300)
C2H50H + HCl : 252 (11000) - 280 (13500) -
335 (3700) - 360 a 380 (3000)
I1,39 d. J = 7 Hz (-CH-CILj) - 1,41 2s. et 1.62 s.
(-C-CH-) - 3,05 m. - 3.76 1H m. J = 7, 6 et 9 Hz I —j
(proton A) - 4,27 1H d. de d. J = 9 et 6 Hz (pro
JL
IR VKBr
figure T26
en cm-1
UV X en nmmax. , x(e)
figure T27
RMN °CDCl en ppm
(100 MHz)3
figure T28
- 145
e* PP*5 5
Figure T29
Masse ™/e
figure T30
ton B) - 4,90 1H t. J = 9 Hz (proton C)
I I1H s. (=C-0H) - 12,66 1H s. (=C-OH)
1,34 d. J = 7 Hz (-CH-CH ) - 1,60 et 1,
(—C—CH0) — 1,89 s. (—G—CHq) — 2,02 s. - I —3 I "5
A, B et C a 3,71/4,20/4,73
tr. : 344,1634 - cale. : 344,1624 (38%)
329 (M-15, 64%) - 314 (M-30, 7%) -
301 (M-43, 10%) - 288 (M-56, 12%) -
274 (M-70, 100%) C15Hl405
tr. : 274,0860 - cale. : 274,0841
262 (M-82, 37%) C 4%^
tr. : 262,0844 - cale. : 262,0841
261 (M-83, 28%) - 247 (M-97, 12%) -
245 (M-99, 14%) - 158 (M-186, 28%) -
115 (M-229, 27%) - 110 (M-234, 20%) -
97 (M-247, 78%) - 91 (M-253, 31%) -
83 (M-261, 100%) - 69 (M-275, 100%) -
55 (M-289, 100%)
DRO [a]n = 56,8° (CHC13, c = 1,77 8/l) - [a]344 = 149,5° -
W315 = 73,5° - [a]g,,) = 971° -
^ 270 ~ ° “ M 264
Cal 261 " -163° " [°0 ■
1Dfigure T31
'257
-212° -
= -212 -
[a]240
-48,9° - [a]234
= 0
B^CHCl, = _ Rf CHC13 à 1% CH30H ” 0,82
3.2. - ETHERS ET ESTERS DU LYCOXANTHOL
Méthylations du lycoxanthol 66
- 6,96
63 2s.
protons
- 146
a) par le diazométhane
On dissout 0,009 g de lycoxanthol 616 dans le minium d'éther (on ajoute
quelques gouttes de méthanol pour faciliter la dissolution). On ajoute alors
un gros excès d'un solution éthérée, concentrée et fraîchement préparée de
diazométhane et on abandonne à température ambiante pendant 10 h., puis on
évapore à sec. On récupère ainsi la totalité du lycoxanthol 66_ de départ.
b) par l'iodure de méthyle (ou le sulfate dimëthylique)
3On dissout 0,015 g de lycoxanthol 66_ dans 15 cm d'acétone sèche, on
3ajoute 0,060 g de carbonate de potassium et 0,1 cm d'iodure de méthyle (ou
la quantité équivalente de sulfate dimëthylique). On porte à reflux pendant
2 h., puis on filtre le solide, lave à l'acétone et évapore la solution. On
reprend au chloroforme pour éliminer un reste de carbonate, ainsi qu'un peu
d'iodure de potassium, filtre et évapore. On obtient ainsi 0,015 g de dérivé
monométhylé 67.
éther méthylique du lycoxanthol (-OCH^ en position 6) : ^21^26^5
huile jaune-citron
IR en cm"1 3400 - 2960 - 2930 - 1640 (double) - 1600 -
uv Xmax.
en nm
RMN ôcdci3 en ppm
Massem/e
1555 - 1475 - 1465 - 1445 - 1325 - 1300 -
1250 - 1135 - 1085 - 1030 - 990 - 950 -
920 - 850 - 810
262 - 288 - 330 - 365 (C.H.OH)
I1,37 d. J — 7 Hz (-CH-CH3) - 1,42 2s. et
1,59 s. (-Ç-CH3) - 2,90 m. - 3,85 3H s. (-O-CH^) -
protons A, B et C à sous 00^/4,27/4,80 - 6,95
I I1H s. (=€-0H) - 12,77 1H s. (=C-0H)
358 (70%) - 343 (M-15, 100%) - 327 (M-31, 17%) -
147
315 (M-43, 11%) - 289 (M-69, 24%) -
288 (M-70, 40%) - 276 (M-82, 27%) -
275 (M-83, 28%) - 273 (M-85, 22%) -
259 (M-99, 10%)
BfcHCl, = °'80
Si dans la méthylation précédente, on continue le reflux pendant 8 h.
au lieu de 2, on obtient un mélange de trois dérivés méthylés, que l'on sé
pare sur couche épaisse (1 mm) de gel de silice GF Merck (éluant : chloro
forme) . On isole environ 40% du produit monomêthylé 67, décrit précédemment,
40% d'un produit diméthylé (majeur) 68a et 10% d'un autre produit diméthylé
(mineur) 68b beaucoup plus pâle. En partant de 0,077 g de lycoxanthol 66,
nous avons préparé ainsi 0,030 g d'éther méthylique 61_ et 0,030 et 0,008 g
de diéthers méthyliques 68a et 68b.
diéther méthylique du lycoxanthol 68a (-OCH^ en pos. 6 et 11): C22H28^5
cristaux jaune-citron, F = 153°C
-1 2960 - 2930 - 2870 - 1640 - 1610 - 1595 - 1475 -
1460 - 1450 - 1420 - 1365 - 1330 - 1305 - 1285 -
1250 - 1135 - 1080 - 1030 - 990 - 960 - 920
I* ^CHCl^ ™ G*
UV A en nmmax.
EMN ôCDC1 en ppm
Masse m/e
232 - 260 - 318 - 360 (C H^OH)
inchangé en milieux basique et acide
1,37 d. J = 6 Hz (-CH-CHJ - 1,43 2s. et 1,63 s.
I(-Ç-CHg) - 2,90 m. - 3,81 3H et 3,86 3H 2s.
(—0—CHg) - protons A, B et C à sous 0011^/4,25/
4,79 - 13,26 1H s. (=C-0H)
372 (82%) - 357 (M-15, 100%) - 341 (M-31, 15%) -
329 (M-43, 23%) - 303 (M-69, 31%) - 302 (M-70,
33%) - 299 (M-73, 14%) - 290 (M-82, 36%) -
- 148
289 (M-83, 43%) - 287 (M-85, 19%) -
273 (M-99, 14%)
RfCHCl3 0,68
dlëther méthylique du lycoxanthol 68b (-OCH^ en pos. 4 et 6) : ^22R28°5
huile jaune-pâle
IR vchci3—1
en cm
uv Xmax.
en nm
RMN ôcdci3 en ppm
Massem/e
RfCHCl3 0,53
2960 - 2930 - 2870 - 1600 - 1465 - 1430 - 1415 -
1375 - 1360 - 1325 - 1305 - 1250 - 1080 - 995 -
955 - 820 - 810
252 - 285 - 340 (C^H OH)
1,38 d. J = 7 Hz (-CH-CHg) - 1,45 2s. et 1,63 s.
(-Ç-CHg) - 2,80 m. - 3,87 3H et 3,92 3H 2s.
(-0-CH3) - protons A, B et C à sous OCH3/4,29/
4,78 - 7,46 1H s. (=€-0H)
372 (100%) - 357 (M-15, 24%) - 344 (M-28, 12%) -
341 (M-31, 16%) 329 (M-43, 60%) - 303 (M-69,
23%) - 302 (M-70, 14%) - 289 (M-83, 13%) -
287 (M-85, 19%) - 276 (M-96, 36%) - 275 (M-97,
26%) - 273 (M-99, 22%) - 261 (M-lll, 12%)
Si, finalement, on poursuit la méthylation pendant 30 h., on obtient
un dérivé trimêthylé 6J9, de couleur beaucoup plus pâle, accompagné de tra
ces de l'éther méthylique 67^ déjà décrit. On purifie sur couche épaisse
(1 mm) de gel de silice GF Merck (êluant : chloroforme). Nous avons ainsi
préparé 0,030 g d'éther triméthylique 69^à partir de 0,031 g de lycoxanthol
66.
triéther méthylique du lycoxanthol ^23^30°5
huile jaune- pâle
- 149
IR vchci3—1
en cm
uv Xmax.
en nm
RMN ôcdci3 en ppm
Massem/e
3000 - 2960 - 2930 - 2870 - 2830 - 1640 - 1600 -
1460 - 1410 - 1335 - 1305 - 1290 - 1250 - 1130 -
1115 - 1080 - 1035 - 1015 - 1000 - 960 - 920 -
810
218 - 255 - 275 - 318 (C^H OH)
I1,37 d. J = 8 Hz (-CH-CH3) -1,42 2s. et 1,63 s.
C-C-CH3) - 2,90 m. - 3,80 3H, 3,90 3H et 3,92
3H 3s. (-0-CHg) - protons A, B et C à sous
OCH /4,26/4,75
386 (100%) - 371 (M-15, 16%) - 358 (M-28, 8%) -
355 (M-31, 26%) - 343 (M-43, 78%) - 317 (M-69,
21%) - 316 (M-70, 17%) - 313 (M-73, 13%) -
304 (M-82, 18%) - 303 (M-83, 17%) - 301 (M-85,
19%) - 299 (M-87, 10%) - 287 (M-99, 25%)
RfCHCl3 = 0,36
Acétylation du lycoxanthol 66
On dissout 0,046 g de lycoxanthol 66^ dans le minium de pyridine sèche
et on ajoute quelques gouttes d'anhydride acétique. On laisse reposer 10 h.,
puis on évapore à sec. On purifie le résidu par filtration rapide sur une
petite colonne de 7 g de Florisil F-101 Fisher puis on le traite sur couche
épaisse (1 mm) de gel de silice GF Merck (éluant : chloroforme). On recueil
le ainsi 0,041 g de composé diacétylé 70, produit majeur d'un mélange com
plexe.
diacétate du lycoxanthol (-OCOCHj en pos. 6 et 11) : ^24^28^7
huile jaune-citron
IR V n en cm ^ 2970 - 2940 - 2910 - 2885 - 1770 (ester de phénol
CHCI3
ou d'énol) - 1655 - 1635 - 1615 - 1490 - 1470 -
- 150
UV X en nmmax.
RMN ^CDCl en ppm (100 MHz)3
figure T32
Massem/e
RfCHCl3 0,33
1400 - 1380 - 1345 - 1315 - 1210 (acetate de phe
nol ou d'ênol) - 1145 - 1000 - 985
CH OH : 210 - 237 (épaulement) - 254 - 310 à 320
C2H50H + NaOH : 215 - 245 (épaulement) - 280
(épaulement) - 310
1,37 d. J = 7 Hz (-CH-CEj) - 1,35 2s. et 1,63 s.
(-C-CH ) - 2,32 3H et 2,35 3H 2s. (-0C0-CH ) - I d J
2,46 m. - protons A, B et C à 3,70/4,24/4,74
découplages - voir figure 33 -
428 (17%) - 386 (M-42, 90%) - 344 (M-84, 58%) -
329 (M-99, 100%) - 274 (M-154, 63%) - 262 (M-166,
18%)
3.3. - PYROLYCOXANTHOL, LEUC0LYC0XANTH0L ET DESHYDROCYCLOROYLEANONE
Pyrolyse du lycoxanthol 66
On porte, sur 5 plaques (20 x 20 cm) semi-épaisses (0,5 mm) de gel de
silice GF Merck, 0,037 g de lycoxanthol 66^ et on pyrolyse à 120°C pendant 5
à 10 mn. On élue alors au chloroforme à 1% de méthanol et on sépare ainsi le
lycoxanthol 66^ (Rf — 0,82) de son produit de transformation (Rf = 0,62), le
pyrolycoxanthol 71, de couleur rouge-orangé (0,005 g). Les proportions des
deux composants du mélange ne semblent pas varier avec la température (pour
vu qu'elle soit suffisante), ni avec la durée de chauffage.
pyrolycoxanthol : c20^24^5
huile rouge-orangé
^ ^CHCl, en cm-1
3655 - 3030 - 2965 - 2940 - 2870 - 1720 - 1670 -
- 151
UV X en nmmax.
BMN ^DCl en ppm
(100 MHz)
1640 - 1480 - 1465 - 1450 - 1415 - 1370 - 1265 -
1240 - 1220 - 1145 - 1100 - 1025 - 985 - 950 -
940
C2H50H : 208 -225 (ëpaulement) - 277 - 365
CJKgOH + NaOH : 212 - 228 (ëpaulement) - 312 -
380 - 560
C^H^OH 4- HC1 : 208 (ëpaulement) - 214 (ëpaulement)
225 (ëpaulement) - 265 - 375
0,96 s. et 1,25 2s. (-C-CH.) - 1,44 d. J = 7 Hz
I I(-CH-CHg) - 1,64 m. - 2,41 1H s. (-CO-CH-) -
protons A, B et G à 3,66/4,34/4,89 (la multipli
cité du signal du proton A est légèrement diffé
Masse
rente)
tr. : 344,1622 - cale. : 344, 1624 (100%)
329 (M-15, 27%) C^H^O^
tr. : 329,1390 - cale. : 329,1389
301 (M-43, 24%) C18H2]04
tr. : 301,1440 - cale. : 301,1440
274 (M-7 0, 27%) -
261 (M-83, 29%) C-^H-^
tr. : 261,0773 - cale. : 261,0763
233 (M-lll, 27%) - 181 (M-163, 11%) -
169 (M-175, 9%) - 131 (M-213 , 15%) -
119 (M-225, 11%) - 69 (M-275, 35%)
RfCHci3 0,19 r£chci3 a 1% ch3oh 0,62
- 152
Réduction (et réoxydation) du lycoxanthol 66
On dissout 0,053 g de lycoxanthol 66^ dans 200 cm d'éthanol, et on a-
joute le catalyseur palladium sur charbon préalablement hydrogéné en suspen
sion dans l'éthanol. On hydrogène sous pression atmosphérique. Au bout de
1 h., 1'absorption d'hydrogène se stabilise à un volume correspondant à 4
moles. On filtre et, durant cette opération, le leuco-dérivé incolore formé
3
se réoxyde rapidement à l'air en composé de couleur orange. On évapore le
solvant, reprend à l'éther, filtre pour éliminer un reste de catalyseur.
Après distillation de l'éther, et purification sur couche épaisse (1 mm) de
gel de silice GF Merck (éluant : chloroforme), on obtient 0,028 g de dêshy-
drocycloroyléanone 73.
déshydrocycloroyléanone : ^20^26^3
cristaux orange, F = 130 - 134°C
-1IR V
KBr en cm
UV A en nmmax.
RMN ^CDCl en PP*(100 MHz)3
2960 - 2940 - 2870 - 1670 - 1655 - 1640 - 1585 -
1460 - 1410 - 1380 - 1360 - 1330 - 1300 - 1260 -
1220 - 1140 - 1100 - 1030 - 960 - 930 - 810
285 - 480 (très faible) (CHgOH)
0,89 - 0,92 et 1,26 3s. (-C-CEj) -
I1,13 s. élargi - 1,30 d. J = 7 Hz (-CH-CHJ -
1,50 à 2,85 série de m. - protons A, B et C à
3,49/4,17/4,71
Masse ™/e tr. : 314,1880 - cale. : 314,1882 (100%)
299 (M-15, 40%) - 281 (M-33, 25%) -
271 (M-43, 20%) - 257 (M-57, 25%) -
245 (M-69, 24%) - 243 (M-71, 31%) -
229 (M-85, 40%)
tr. : 229,0876 - cale. : 229,0865
- 153
^CHClg 0,75
218 (M-96, 100%) C13H1403
tr. : 218,0647 - calc. : 218,0647
203 (M-11L, 23%) - 198 (M-116, 15%)
91 (M-223, 90%) - 69 (M-245, 90%)
154 -
RESUME
L'étude des constituants de Lycopodium luci-dulum Michx. (lycopode
brillant) nous a permis d'y retrouver l'alcaloïde lycopodine _1, et d'y dé
couvrir d'autres bases classiques telles l'épi-12 lycodoline (L.23, pseudo-
sélagine) 8^ et l'hydroxy-68 lycopodine 19, ainsi que la luciduline (L.21)
15, seul alcaloïde en répertorié jusqu'à présent. Nous y avons surtout
trouvé un grand nombre de bases de masses moléculaires élevées ; nous en
caractérisons six, parmi lesquelles la lucidine (L.53), pour laquelle nous
proposons la structure 24.
Parmi les non-alcaloïdes, nous avons extrait une longue série de tri-
terpënes pentacycliques à squelette serratène-14. Il s'agit essentiellement
de certains dérivés du serratënediol 31, de l'épi-21 serratënediol 34, du
tohogénol 38_, de l'oxo-16 serratënediol 39^ et du serratriol 42. Nous avons
aussi isolé des cires 29_, un autre triterpëne, la friedeline 30, des alcools
gras 32^ du g-sitostérol 37_ et un nouveau polyphénol de couleur jaune, le
lycoxanthol, auquel nous attribuons la structure 66^ et dont nous étudions
succinctement la réactivité.
- 155
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thèse sont tirés de "La Flore Laurentienne" du Frère Marie-Vic-
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