biodécoloration des colorants à partir de bactéries halophiles

الجمهورية الجزائرية الديمقراطية الشعبيةRépublique Algérienne Démocratique et Populaire

وزارة التعليم العالي و البحث العلميMinistère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

الجلفة -جامعة زيان عاشورUniversité Ziane Achour – Djelfa

كلية علوم الطبيعة و الحياةFaculté des Sciences de la Nature et de la Vie

اقسم البيولوجيDépartement de Biologie

Projet de fin d’étude

En vue de l’obtention du Diplôme de Master en Sciences Biologiques

Spécialité : Microbiologie Appliquée

Thème

Biodécoloration des colorants à partir de bactéries halophiles

Présenté par: BEN HABIB Dalila et BOUCHRA Hanane

.

UNIV-DJELFA

UNIV-DJELFA

UNIV-DJELFA

UNIV-DJELFA

Soutenu le : 25/11/2018.

Devant le jury composé de :

Maitre de Conférences (A) Président : Mr Boutaiba S

Maitre-Assistant (A) Promoteur : Mr Bakhti M

Maitre-Assistant (A) Examinateur: Mr Rebhi A E

Maitre-Assistant (A) Examinatrice : Mr Mahi M

Année Universitaire 2017/2018.

Nous adressons en premier lieu notre reconnaissance à notre DIEU le tout puissant,

de nous avoir permis d’en arriver là, car sans lui rien n’est possible.

La première personne que nous tenons à remercier est notre encadreur M.BAKHTI

MOHAMED ZAID et M.BOUTAIBA SAAD , pour l’orientation, la confiance et la

patience qui ont constitué un apport considérable sans lequel ce travail n’aurait pas

pu être mené au bon port.

Qu’il trouve dans ce travail un hommage vivant à sa haute personnalité.

Notre vifs remerciements et notre profonde gratitude aux membres du jury :

Mr. Boutaiba S.

Mr. Rbhi M.

Mr.Mahi M .

Nous remercions aussi tous les enseignants qui nous ont enseigné et qui par leurs

compétences nous ont soutenu dans la poursuite de nos études.

Nous n’oublions pas de dire un grand merci à toutes les personnes ,qui ont contribué

de près ou de loin à l’enrichissement de notre formation et à notre épanouissement

intellectuel.

Dédicace

Je dédie ce travail à…

À ma très chère mère

qui a béni mon désir d’apprendre et m’a toujours encouragé, avec tout mon amour et ma

reconnaissance pour être devenue ce qui je suis

À mon très cher père

qui m’a tout appris, pour toutes les peines et

les sacrifices qu’il s’est donné pour me voir réussir dans la vie

Une dédicace spéciale à mon cher frère Djelloul

En témoignage de mon affection fraternelle, de ma profonde tendresse et reconnaissance, je vous

souhaite une vie pleine de bonheur et de succès et que Dieu, le tout puissant, vous protège et vous

garde

À tous mes frères et mes belles sœurs et leurs enfants spécialement Fatiha, Brahim , Chahrazed et

Hadjer

À mes sœurs

À ma collègue Dalila et tous les étudiants de la spécialité, promo 2017/2018.

À mes amies, surtout Afaf

À toute ma grande famille

Hanane

Dédicace

Je dédie ce travail…

Tout d'abord je voudrais remercier mon Dieu pour sa gratitude envers moi.

A ceux qui, grâce à leurs encouragements, leur présence, leurs conseils, leur

soutien et leur persévérance j’ai pu dépasser tous les obstacles, à mes très

chers parents que je ne saurai remercier

A ceux qui ont toujours été là pour moi,

mes frères fathi, walid et mustapha et ma petite sœur rimas

A toute ma famille, en particulier

Mon grand-père, qu'Allah lui fasse miséricorde et mon Grand-Mère Et à

mon cher ami hanane.

A tous ceux qui ont contribué à ma réussite et à mon arrivée à ce stade mes

professeurs et mes enseignants.

Dalila

Sommaire

Remerciements

Dédicace

Sommaire

Liste des figures

Liste des tableaux

Liste des abréviations

Introduction 1

Chapitre I : Synthèse bibliographique

I.1- Généralités sur les colorants 3

I.1.1- Introduction 3

I.1.2- Historique des colorants 3

I.1.3- Définition d’un colorant 3

I.1.4- Origine des colorants 4

I.1.5- Principaux groupes de colorants 4

I.1.5.1- Le chromophore 4

I.1.5.2- L’auxochrome 4

I.1.6- Classification des colorants 5

I.1.6.1- Selon leur origine 5

I.1.6.1.1-Origine naturelle 5

I.1.6.1.2-Origine synthétique 5

I.1.6.2- Selon la structure chimique 6

I.1.6.3- Selon leur utilisation (classification tinctorial) 9

I.1.7-Colorants utilisés dans l'alimentation 9

1.1.8- Colorants utilisés dans le textile 9

I.1.9- Colorants utilisés en biologies et en biotechnologies 9

I.1.10- Toxicité et écotoxicité des colorants 10

I.1.11- Techniques d’analyses 11

I.1.12- Méthodes d’élimination des effluents colorés 12

I.1.13- Utilisation des méthodes biologiques 14

Ι.2-Aperçu sur les halophiles 16

Ι.2.1- Les environnements extrêmes et les organismes extrémophiles 16

Ι.2.2-Types d’environnements hypersalins dans le monde et en Algérie 16

Ι.2.3- les microorganismes halophiles 17

Sommaire

Ι.2.4- Diversité phylogénétique des halophiles 18

Ι.2.5- Adaptation moléculaire à l’halophilisme 19

Ι.2.6- Archaea halophiles 21

Ι.2.7- Les bactéries halophiles aérobies 21

Ι.2.8- Eucaryotes halophiles 22

Ι.2.9- Applications potentielles des halophiles 22

Ι.3-Aperçu sur l’Adsorption et la Biosorption 24

Ι.3.1- Définition 24

Ι.3.2- Les types de l’adsorption 26

I.3.3- Comparaison entre l’adsorption physique et chimique 26

Ι.3.4-Cinétique d’adsorption 27

Ι.3.5- Isotherme d'adsorption (ou de désorption) 28

Ι.3.5.1-Classification des isothermes d'adsorption 29

Ι.3.5.2- Modèles d'isothermes 30

Ι.3.6-Applications du phénomène d’adsorption 32

Chapitre II : Matériel et méthodes

II.1-Objectif 33

ΙΙ.2-Présentation des sites de prélèvements 33

ΙI.3- Origines des souches 35

ΙI.4- Milieu de culture utilisé 35

ΙΙ.5- Revivification des souches 37

II.6-Liste du Matériel 37

ΙI.7-Identification préliminaire des souches 38

II.7.1- Caractérisation morphologique 38

II.7.2- Caractérisation biochimique 39

II.8- Colorants étudiés 39

II.8.1-Préparation de la solution du colorant 39

II.8.2- Courbe d’étalonnage 40

II.9- Essais de biodécoloration 41

II.9.1- Test de croissance et de décoloration 41

II.9.2 -Quantification de la cinétique d’élimination des colorant 42

Sommaire

II.10- Essais de Biosorption en batch 43

II.11 - Etude cinétique en batch 44

II.12 - Modélisation de l’étude cinétique 45

II.13 - Etude d’équilibre (isotherme d’adsorption) en batch 46

II.14 - Modalisation de l’étude de l’équilibre 46

Résultats et discussion

III.1- Identification des souches 48

III.1.1- Caractérisation morphologique 48

III.2.1- Etude microscopique 48

III.1.3. Recherche des enzymes respiratoires 49

III.2- Suivi de la cinétique de croissance 49

III.2.1- Résultats de la cinétique de croissance sans colorants 49

III.2.2-Résultats du suivi de la croissance en présence des colorants (Tests

de décoloration)

51

III.3- Biosorption du rouge neutre par ces même souches après lyophilisation en

mode batch

57

III.3.1- Courbe d’étalonnage 57

III.4- Résultats de la cinétique d’adsorption 57

III.4.1- Modélisation de la cinétique 60

III.5- Isotherme d'adsorption 67

III.5.1-Modélisation de l’isotherme d’adsorption 69

Conclusion 70

Références bibliographiques

Annexes

ملخص

Résumé

Abstract

Liste des figures

Chapitre: Synthèse bibliographique

Figure I.01: Structure d’un colorant azoïque 6

Figure I.02 : Structure d’un colorant anthraquinonique 6

Figure I.03 : Structure d’un colorant indigoïde

6

Figure I.04 : Structure d’un colorant xanthène

7

Figure I.05 : Structure d’un colorant phtalocyanines

7

Figure I.06 : Structure d’un colorant nitré 7

Figure I.07 : Décoloration microbienne des colorants textiles par Halomonas

sp

15

Figure I.08 : Arbre du vivant et la distribution de microorganismes halophiles

dans l'arbre

19

Figure I.09 : représentation de l’adsorption( physique et chimique) et

l’absorption.

27

Figure I.10 : Classification des isothermes d'adsorption 29

Figure I.11 : Application potentielles du phénomène d’adsorption

32

Chapitre : Matériel et Méthodes

Figure II.01 : Photo du site Rocher de sel 34

Figure II.02 : Montagne de Rocher de sel. (Gautier E.F, 1914). 34

Figure II.03 : Milieu MSH au cours d’agitation 36

Figure II.04 : Milieu MSH complet prêt à l’emploi 36

Figure II.05 : Quelques souches stockées 37

Figure II.06 : Solution mères de BM et de RN à la concentration de 1 g/l 40

Figure II.07 : Témoins sans inoculation : de gauche à droite : milieu MSH

complet sans colorant, milieu MSH complet avec le BM et le

milieu MSH complet avec le RN

41

Figure II.08 : Milieux MSH complet contenant de gauche à droite : souche

Y100 plus le BM, souche Y100 plus le RN, souche N18 plus le

BM et la souche N18 plus le RN

42

Figure II.09 : La biomasse au cours de lyophilisation 44

Liste des figures

Figure II.10 : Poudre obtenue après lyophilisation : à gauche : obtenue à

partirde la souche N18 S41 C1, et à droite : obtenue à partir de

C24Y100

44

Chapitre :Résultats et Discussion

Figure III.01 : Différents aspects microscopique obtenus à gauche N18 et à

droite Y100 49

Figure III.02 : Courbe de croissance de la souche N18 dans un milieu complet

liquide 50

Figure III.03 : Courbe de croissance de la souche Y100 dans un milieu

complet liquide 50

Figure III.04 : Courbe de croissance de la souche N18 en présence et en

absence des colorants (courbe comparative) 51

Figure III.05 : Courbe de croissance de la souche Y100 en présence et en

absence des colorants (courbe comparative) 52

Figure III.06 : Courbe de croissance de la souche N18 dans un milieu

minimum en présence du BM et de RN 52

Figure III.07 : Courbe de croissance de la souche Y100 dans un milieu

minimum en présence du BM et du RN 53

Figure III.08 : Histogramme comparatif du pourcentage moyen de

décoloration du RN et du BM par la souche N18 54

Figure III.09 : Histogramme comparatif du pourcentage moyen de

décoloration du RN et du BM par la souche Y100 54

Figure III.10 : Vitesse moyenne d’élimination de RN et de BM par la souche

N18 55

Figure III.11 : Vitesse moyenne d’élimination de RN et de BM par la

soucheY100 55

Figure III.12 : Courbe d’étalonnage du RN 57

Figure III.13 : Evolution de la capacité d'adsorption de 20mg/l de RN en

fonction du temps par Y100 (m=3g). 58


fonction du temps par Y100 (m=6g). 58

Figure III.15 : Evolution de la capacité d'adsorption de (20mg/l) de RN en

fonction du temps pour 3g de N18 59


fonction du temps pour 6g de N18. 59

Figure III.17 : Application du modèle de pseudo premier ordre pour C= 20

mg/l et mN18 = 3g 60

Figure III.18 : Application du modèle de pseudo premier ordre pour C=

20mg/l et mY100 = 3g 61

Figure III.19 : Application du modèle de pseudo premier ordre pour

C= 40mg/l et mN18 = 6g

61


40mg/l et mY100 = 6g. 62

Liste des figures

Figure III.21 : Application du modèle de Pseudo second ordre pour C= 20mg/l

et mN18 = 3g. 62

Figure III.22 : Application du modèle de Pseudo second ordre pour C =

20mg/l et mY100 = 3g 63

Figure II.23 : Application du modèle de Pseudo second ordre pour C= 40mg/l

et mN18 = 6g

63

Figure III.24 : Application du modèle de Pseudo second ordre pour C =

40mg/l et mY100 = 6g 64

Figure III.25 : Isotherme de biosorption du RN sur Y100 67

Figure III.26 : Isotherme de biosorption du RN sur N18 67

Figure III.27 : Solutions aqueuses du colorant avant biosorption (Figure a) et

après (Figure b, avec Y100) et (Figure b, avec N18) 68

Figure III.28 : Application du modèle linéaire de Freundlich pour la Souche

Y100 69

Figure III.29 : Application du modèle linéaire de Freundlich pour la Souche 70

Figure III.30 : Application du modèle linéaire de Langmuir pour la souche

Y100

70


Y100

(Seconde représentation)

71


N18 71


N18 (Seconde représentation) 72

Liste des tableaux

Chapitre :Synthèse bibliographique

Tableau I. 01 : Principaux groupes chromophores et auxochromes classés par

intensité croissante 5

Tableau I. 02 : L’utilisation du BM et du RN en biologie et en biotechnologie 10

Tableau I. 03 : Avantages et limites des différentes techniques 12

Tableau I.04 : Comparaison des technologies de dépollution des effluents

textiles en fonction des avantages et inconvénients 13

Tableau I.05 : Composition ioniques d’environnements thalassohalins et

athalassohalins 17

Tableau I.06 : Différentes catégories des bactéries halophiles selon les

définitions de Larsen (1962) et de Kushner (1993). 18

Tableau I.07 : Quelques solutés compatibles (osmoprotecteurs) utilisé par

les halophiles 20

Tableau I.08 : Quelques utilisations potentiels en biotechnologie des

microorganismes halotolérants et halophiles 23

Tableau I.09 : Comparaison entre les processus de biosorption, de

bioaccumulation et de biodégradation 25

Tableau I.10 : Différences entre physisorption et chimisorption 27

Chapitre :Matériel et méthodes

Tableau II.01: Modèles de la cinétique et d’isotherme de biosorption

appliqués 47

Chapitre :Résultats et discussion

Tableau IIΙ.01 : Les caractères macroscopiques des deux souches qui font

l’objet de notre étude

48

Tableau IIΙ.02 : Résultat de la coloration de Gram. 48

Tableau IIΙ.03 : Résultats de la présence des enzymes respiratoire 48

Tableau IIΙ.04 : Paramètres de pseudo-premier et pseudo-second ordre à

différentes concentration

49

Tableau IIΙ.05 : Paramètres de Langmuir et Freundlich à la concentration de

6g de biomasse . 56

Tableau IIΙ.06 :

Performance de décoloration et vitesse de décoloration

moyenne (μg/h) de divers colorants industriels réactifs en

utilisant Micrococcus glutamicus NCIM-2168

56


différentes concentrations Pour la souche N18. 64


différentes concentrations Pour la souche y100 65

Tableau IIΙ.09 : Constantes des modèles d’isotherme de Freundlich et de

Langmuir 72


% : Pourcentage

°C: Degré Celsius

100X : Grossissement 100 dans le microscope optique



ADNr16S : ADN codant pour la petite sous-unité 16s de l’ARN ribosomal

b : Constant de Langmuir (1/mg)

BM : Bleu de méthylène

C0 : Concentration initiale de colorant en mg/l.

Ci : C initiale.

DO : Densité optique

FTR : Fourier-transform infrared.

g : Gramme

g/l : Gramme par litre

h : Heur

HAP : Hydrocarbures aromatiques polycycliques

k1 : Constante de vitesse du pseudo-premier-ordre (min-1

).

k2 : Constante de vitesse du pseudo-second-ordre .

L : Litre

LiP : Lignin peroxidase

m : Masse du biomasse (g)

M : Molarité


mg .l-1

: mg par litre.

ml : Millilitre

MnP : Manganese peroxidase

nm : Nano mètre.

P.P.O : Pseudo premier ordre

P.P.S : Pseudo second ordre

p/v : Poids par volume

pH : Potentiel hydrogène

qt : Quantité du colorant (mg/g) adsorbée sur la biomasse à l’instant (t)

Qe : Quantité du soluté adsorbée par unité de masse de l’adsorbant à l’équilibre (mg/g)

Qm : Capacité maximale d’adsorption

RMN : Résonance Magnétique Nucléaire.

RN : Rouge neutre

t : Temps

UV-V : Ultra Violet –Visible

V : Volume de la solution (l).

Introduction

générale

Introduction générale

1


L’eau est une ressource capitale, vitale et très importantes sur notre planète, pour les

êtres humains, la faune, la flore et pour l’équilibre écologique.

La pollution de l’eau qui touche tous écosystèmes est le résultat du rejet des eaux usées

sans traitement ou avec un niveau de traitement insuffisant : cela provoque une dégradation de

l’écosystème (BARKA., 2008).

La contamination des eaux par des polluants d’origines diverses est un problème

d’actualité (COLOMBANI-BOSINCO., 1997). Dans diverses industries, les eaux résiduaires

sont l’une des plus importantes sources de pollution des eaux superficielles et des nappes

souterraines, surtout envers les terres agricoles (qualité de la récolte) et sur la faune et la flore

(ZOUGHUIR et al. 1998) ; dégradant ainsi toute la chaine trophique...

Les rejets des activités industrielles et domestiques constituent d’énormes nuisances

pour la santé humaine et l’environnement. Chaque année et d’après notre ministère de

l’environnement plus de 100 million de m3 d’eaux usées contenant des colorants ont été

rejetées dans l’environnement en Algérie (BENGUELLA., 2009). En fait, les différents

colorants utilisés causent de sérieux problèmes en raison de leur stabilité et de leur faible

biodégradabilité. Ainsi, il est nécessaire de traiter ces rejets avant qu’ils soient déversés dans

le réseau d’assainissement (ELKASSIMI et al. 1998).

Il existe diverses approches de traitement des effluents liquides chargés en colorants,

parmi lesquelles on peut citer : les techniques physiques, chimiques, les techniques

membranaires comme l’ultrafiltration et l’osmose inverse, l’adsorption sur charbon actif et les

traitements biologiques.

Dans le contexte du développement durable et de la protection de l’environnement, les

recherches actuelles sont alors orientées vers les procédés de traitement de faible coût en

utilisant des matériaux bon marché comme les argiles et les bentonites et d’autres matériaux

issus des rejets des industries agroalimentaires et pharmaceutiques et la valorisation de la

biodiversité microbienne et surtout les microorganismes extrêmophiles ; ces derniers ont

montré leur capacité à dégrader des composés organiques comme les hydrocarbures et les

colorants, parmi ces extrêmophiles figure les halophiles (du grec halos : sel, phile : aimer )

qui occupent une place de choix, car ils sont les mieux étudiés et sont de bons candidats pour


2

la biodégradation de composés organiques surtout dans les rejets à forte salinité comme ceux

de l’industrie alimentaire, pharmaceutique, pétrolière…

L’objectif de ce présente étude est double : premièrement l’étude de la biodégradation

d’un colorant cationique (le rouge neutre), par deux souches isolées au cours d’études

antérieures à partir des sites du Rocher de sel et Zahrez el Gharbi (w. de Djelfa) et en

deuxième lieu une étude sur l’élimination ou la biosorption de ce même colorant par ces

même souches après lyophilisation en mode batch.

Notre mémoire s’articule autour de deux volets : un volet bibliographique et un autre

expérimentale.

La partie bibliographique comprend un chapitre articulé sur trois parties :

Partie I : Consacrée à une étude bibliographique sur les colorants et la pollution des

eaux.

Partie II : Un aperçu sur les halophiles.

Partie III: Généralités sur la biosorption et l’adsorption.

Une partie expérimentale qui comprend deux chapitres :

Chapitre II : Consacré aux matières et méthodes utilisées dans notre étude.

Chapitre III : Englobe les résultats obtenus et leur discussion.

Notre travail s’achève par une conclusion générale où nous rappellerons les différents

résultats obtenus, ainsi que des recommandations.

Chapitre I

Synthèse bibliographique


Chapitre I

3

I. 1- Généralités sur les colorants

I.1.1- Introduction :

Les colorants sont largement utilisés dans les imprimeries, les produits alimentaires,

cosmétiques et cliniques, mais en particulier dans les industries textiles pour leur stabilité

chimique et la facilité de leur synthèse et leur variété de couleurs. Cependant, ces colorants

sont à l’origine de la pollution une fois évacués dans l’environnement. (BEN MANSOUR et

al., 2011).

I.1.2- Historique des colorants :

Depuis le début de l’humanité, les colorants ont été appliqués dans pratiquement toutes les

sphères de notre vie quotidienne pour la peinture et la teinture du papier, de la peau et des

vêtements, etc. Jusqu’à la moitié du 19ème

siècle, les colorants appliqués étaient d’origine

naturelle.

L’industrie des colorants synthétiques est née en 1856 quand le chimiste anglais William

Henry Perkin, dans une tentative de synthèse de la quinine artificielle pour soigner la malaria,

a obtenu la première matière colorante synthétique qu’il appela « mauve » (aniline, colorant

basique). (ENCYCLOPEDIE UNIVERSALIS, 2003).

I.1.3- Définition d’un colorant :

Un colorant proprement dit est une substance qui possède deux propriétés spécifiques,

indépendantes l'une de l'autre, la couleur et l'aptitude à être fixée sur un support tel qu'un

textile. (DE REGUARDATI et BARTHE, 2012).

Un colorant est une substance naturelle ou synthétique, qui a la propriété de colorer

durablement le support sur lequel elle est appliquée dans certaines conditions.

Ces composés sont utilisés pour colorer les textiles, les encres, les peintures, les vernis, les

produits alimentaires,… etc. La terminologie industrielle moderne définit un colorant comme

un produit contenant un colorant organique pur avec différents additifs et agents de coupage,

qui facilitent son utilisation.

Les propriétés colorantes des composés organiques dépendent de leur structure. En

général, les produits utilisés comme colorant sont des composés organiques insaturés et

aromatiques. (KARL, 1981).


Chapitre I

4

En fait, un colorant est un corps susceptible d’absorber certaines radiations Lumineuses et

de réfléchir alors les couleurs complémentaires. (FLANDRIN-BLETTY, 1991).

Ce sont des composés organiques comportant dans leurs molécules trois groupes

essentiels : le chromophore, l’auxochrome et la matrice. Le site actif du colorant est le

chromophore, il peut se résumer à la localisation spatiale des atomes absorbant l’énergie

lumineuse. (LAURENT et al ., 2010).

I.1.4- Origine des colorants :

Les colorants furent, pendant très longtemps, extraits du milieu naturel : plantes, animaux,

minéraux. Le coût d'obtention était souvent très élevé et les procédés d'application plus ou

moins reproductibles et très fastidieux. Les premiers colorants synthétiques datent du milieu

du 19ème

siècle. L’évolution de l'industrie des colorants a été étroitement liée au

développement de la teinture synthétique et de la chimie en général. (PERRIN et SCHARFF

, 1993).

I.1.5- Principaux groupes de colorants :

D’une manière générale, les colorants consistent en un assemblage de groupes

chromophores, auxochromes et de structures aromatiques conjuguées (cycles benzéniques,

anthracène, perylène, etc). (ZHENWANG et al., 2000).

I.1.5.1- Le chromophore :

"Chroma" signifie la couleur et "phore" signifie porteur KYZAS et al. (2013) qui désigne

le groupement d’atomes au sein de la molécule responsable de sa faculté d’absorption dans

l’UV/visible (de 380 à 750 nm). Il est constitué en général d’un groupement d’atomes

présentant des doubles liaisons chimiques. Les électrons des liaisons moléculaires sont

capables d’absorber certaines radiations visibles. L’œil perçoit le mélange des radiations qui

n’ont pas été absorbées. (Site Web 1).

I.1.5.2- L’auxochrome :

"Auxo" signifie augment KYZAS et al. (2013); qui est la partie ayant la capacité d’enrichir

ou d’appauvrir le chromophore en électrons. De ce fait, il peut modifier la longueur d’onde

(donc la couleur) de la radiation absorbée par le groupement chromophore et/ou modifier

l’intensité de l’absorption. De plus, il permet de fixer avec efficacité le colorant souhaité sur

le support et peut améliorer (tels que -COOH, -SO3H...) la solubilité du colorant et peut être

appliqué en milieu aqueux (KYZAS et al. 2013).


Chapitre I

5

Groupes

chromophores

Groupes

auxochromes

Azo (-N=N-)

Nitroso (-N=O)

Carbonyle (=C=O)

Vinyle (-C=CH2) N

Nitro (–NO2)

Sulphure (>C=S)

Amine primaire (-NH2)

Amine secondaire (-NHR)

Amine tertiaire )

Hydroxyl (-OH)

Alkoxyle (-OR)

donneurs d’électrons (-Cl)

I.1.6- Classification des colorants :

Contrairement à l’usage établi en chimie organique, la terminologie employée dans le

domaine des colorants n’obéit à aucune règle absolue. Une classification rationnelle des

matières colorantes organiques présente de grandes difficultés. (BEN MANSOUR et al,

2011).

I.1.6.1- Selon leur origine :

Les colorants sont classés en fonction de leurs origines LEMONNIER (2002) :

I.1.6.1.1-Origine naturelle :

a) Végétale : indigo, garance, roucon, safran, orseille, cachou, curcuma, naprum,pastel, noix

de galle, gaude,…

b) Animale : cochenille, kernès, pourpre,…

c) Minérale : oxyde de fer, bleu de prusse, graphite,…

I.1.6.1.2-Origine synthétique :

Ils sont de plus en plus utilisés dans les industries de coloration et des textiles grâce à leur

synthèse assez facile, à leur production rapide et à la variété de leurs couleurs comparées aux

colorants naturels (GRIFFITHS, 1984).

Tableau I.01 : Principaux groupes chromophores et auxochromes classés par

intensité croissante (BEN MANSOUR et al. 2011).


Chapitre I

6

I.1.6.2- Selon la structure chimique :

Selon SERVAIS (1999) le classement des colorants selon leur structure chimique repose

sur la nature du groupe chromophore.

Les colorants azoïques

Les colorants "azoïques" sont caractérisés par le groupe fonctionnel azo (-N=N-) unissant

deux groupements alkyles ou aryles identiques ou non (azoïque symétrique et dissymétrique).

(BENMANSOUR et al ., 2011).

Les colorants anthraquinoniques

Leur formule générale dérivée de l’anthracène montre que le chromophore est un noyau

quinonique sur lequel peuvent s’attacher des groupes hydroxyles ou amines. Ibid

Les colorants indigoïdes

Ils tirent leur appellation de l’Indigo dont ils dérivent. Ibid

Figure I.02: Structure d’un colorant anthraquinonique (LEMIKCHI, 2012)

Figure I.03 : Structure d’un colorant indigoïde (LEMIKCHI, 2012)

Figure I.01 : Structure d’un colorant azoïque (LEMIKCHI, 2012)


Chapitre I

7

Les colorants xanthènes

Ces colorants sont dotés d’une intense fluorescence. Le composé le plus connu

fluorescéine. Peu utilisé en tant que teinture. Ibid

Les phtalocyanines

Ils ont une structure complexe basée sur l’atome central de cuivre. Ibid

Les colorants nitrés ou nitrosés

Ces colorants forment une classe très limitée en nombre et relativement ancienne. Leur

structure moléculaire caractérisée par la présence d’un groupe nitro (-NO2) .Ibid

Figure I.04 : Structure d’un colorant xanthène (NAITMERZOUGUI, 2014)

Figure I.05 : Structure d’un colorant phtalocyanines (NAITMERZOUGUI, 2014)

(NAITMERZOUGUI,2014)

Figure I.06 : Structure d’un colorant nitré (NAITMERZOUGUI, 2014)


Chapitre I

8

I.1.6.3- Selon leur utilisation (classification tinctorial) :

Si la classification chimique présente un intérêt pour la fabricant de matières colorantes, le

teinturier préfère le classement par domaine d’application (BEN MANSOUR et al., 2011).

Les colorants acides ou anioniques

Ils sont solubles dans l’eau grâce à leurs groupes sulfonâtes ou carboxylates (BEN

MANSOUR et al. 2011).

Leur nature acide explique leur affinité pour les fonctions basiques des fibres, comme les

polyamides. (LEMONNIER, 2002).

Les colorants basiques ou cationiques

Classe des colorants porteurs d’ions positifs et reconnus pour leurs nuances brillantes. Les

colorants basiques se composent de grosses molécules et ce sont des sels solubles dans l’eau.

(BEN MANSOUR et al. 2011).

Les colorants directs

Les colorants directs contiennent ou sont capables de former des charges positives ou

négatives électrostatiquement attirées par les charges des fibres. (ERRAIS, 2011).

Les colorants à mordants

Les colorants à mordants contiennent généralement un ligand fonctionnel capable de

réagir fortement avec un sel d’aluminium, de chrome, de cobalt, de cuivre, de nickel ou de fer

pour donner différents complexes colorés avec le textile. (BEN MANSOUR et al., 2011).

Les colorants de cuve

Les colorants de cuve appartiennent à la classe chimique des anthraquinones et à celle des

indigoïdes, leurs qualités de résistance notamment en font un des groupes les plus importants

des colorants synthétiques. (PERRIN et SCHAREF ,1995).

Les colorants réactifs :

Contiennent des groupes chromophores issus essentiellement des familles azoïque,

anthraquinonique et phtalocyanine. Leur appellation est liée à la présence d’une fonction

chimique réactive, de type triazinique ou vinylsulfone, assurant la formation d’une liaison

covalente forte avec les fibres. (SHORE, 1990).

Les colorants dispersés


Chapitre I

9

Sont très peu solubles dans l'eau et sont appliqués sous forme d'une fine poudre dispersée

dans le bain de teinture. Ils sont en mesure, lors d’une teinture à haute température, de diffuser

dans les fibres synthétiques puis de s'y fixer. (BEN MANSOUR et al., 2011).

I.1.7-Colorants utilisés dans l'alimentation :

La coloration est un facteur important, parfois même décisif, dans le choix d'un aliment.

La couleur est en effet un indice direct de qualité : on identifie la maturité d'un fruit, la qualité

d'une charcuterie, à sa couleur. Il est tout d'abord évident que l'intérêt technologique ou

nutritionnel du colorant est nul. Les colorants sont donc les additifs alimentaires les moins

indispensables. Théoriquement, le colorant est là pour normaliser la couleur de l'aliment, et ne

doit notamment pas servir à masquer une altération, ou laisser croire à la présence d'un

constituant de qualité. (Site Web 2).

1.1.8- Colorants utilisés dans le textile :

Un colorant doit posséder, outre sa couleur propre, la propriété de teindre, cette propriété

résultant d’une affinité particulière entre le colorant et la fibre est à l’origine des principales

difficultés rencontrées lors des traitements. En effet, selon le type d’application et

d’utilisation, les colorants synthétiques doivent répondre à un certain nombre de critères afin

de prolonger la durée de vie des produits textiles sur les quels ils ont appliqués : résistance à

l’abrasion, stabilité photolytique des couleurs, résistance à l’oxydation chimique (notamment

les détergents) et aux attaques microbiennes. L’affinité du colorant pour la fibre est

particulièrement développée pour les colorants qui possèdent un caractère acide ou basique

accentué, ces caractéristiques propres aux colorants organiques accroissent leur persistance

dans l’environnement et les rendent peu disposés à la biodégradation. (PAGGA et BROWN

,1986).

I.1.9- Colorants utilisés en biologies et en biotechnologies :

Les colorants ayant plusieurs utilisations biologiques et applications biotechnologique ;

dans le tableau suivant nous avons cité l’utilisation biologique et biotechnologique de bleu de

méthylène et de rouge neutre.


Chapitre I

10

I.1.10- Toxicité et écotoxicité des colorants :

Selon CHUNG et al. (1992) la chance de la mortalité humaine due à la toxicité aiguë de

colorant est probablement très basse. Cependant, il faut sensibiliser l'être humain quand à

l'utilisation de certains colorants. En effet, il a été prouvé que quelques colorants dispersés

peuvent causer des réactions allergiques, dermatologiques, etc. Par ailleurs, l'effet

d'exposition des ouvriers dans l'industrie de textile aux colorants a suscité l'attention.

Par conséquent, il s'est avéré que l’augmentation du nombre de cancers de la vessie

observés chez des ouvriers de l'industrie textile, est reliée à leur exposition prolongée aux

colorants azoïques. La plupart des colorants azoïques ne sont pas initialement toxiques,

excepté ceux à groupement amine libre (ROSENKRANZ et KLOPMAN, 1990).

Colorant

Utilisation

Blue de méthylène

Rouge neutre

Applications en biologie

Sang; moelle osseuse; œil

lentille; ganglions

sentinelles; tissus

mammaires; nucléique

acides.

Cellules; lysosomes;

noyaux; acides nucléiques;

rétine

Applications en

biotechnologie

Détection de

microorganismes; traitement

de la rétinopathie diabétique,

dégénérescence maculaire,

mélanomes malins de l’UV,

érysipèles, hidradénites

suppurativa,

Détection de pathogènes, les

infections bactériens;

traitement de la

dégénérescence musculaire

liée à l'âge, brûlures, cancer,

diabète, obésité, infections

par les champignons,

maladies virales

Tableau I. 02 : Utilisations du BM et du RN en biologie et en biotechnologie

(SABNIS R.,2010)


Chapitre I

11

Cependant, la réduction de ces colorants (rupture de la liaison azoïque) génère la formation

des amines aromatiques qui sont connues mutagéniques et cancérigènes. A titre d'exemple.

On peut citer : 1,4 phenylenediamine, 1-amino 2-naphtol, benzidine et benzidine substitués

comme otoluidine. (CHUNG, 1992).

D’après GREEN et BAUGHMAN (1996) beaucoup de colorants sont visibles dans l'eau

même à de très faibles concentrations (<1 mg l-1

). Ainsi, ils contribuent aux problèmes de

pollution liés à la génération d’une quantité considérable d’eau usée contenant des colorants

résiduels. Le rejet de ces eaux résiduaires dans l’écosystème est une source dramatique de

pollution, d’eutrophisation et de perturbation non esthétique dans la vie aquatique et par

conséquent présente un danger potentiel de bioaccumulation qui peut affecter l'homme par

transport à travers la chaîne alimentaire. Si un organisme ne dispose pas de mécanismes

spécifiques, soit pour empêcher la résorption d’une substance, soit pour l’éliminer une fois

qu’elle est absorbée, alors cette substance s’accumule. Les espèces qui se trouvent à

l'extrémité supérieure de la chaîne alimentaire, y compris l'homme, se retrouvent exposées à

des teneurs en substances toxiques pouvant aller jusqu’à cent mille fois plus élevées que les

concentrations initiales dans l'eau.

I.1.11- Techniques d’analyses :

Les chercheurs ont largement utilisé des techniques telles que la spectroscopie UV-Vis

pour quantifier le processus d'élimination du colorant en termes de réduction de la valeur

d'absorbance (au maximum d'absorption) du colorant. En plus de cela, la spectroscopie

infrarouge à transformée de Fourier (FTIR) et la résonance magnétique nucléaire (RMN) ont

également été utilisées comme un outil essentiel pour estimer la voie de dégradation du

colorant (KAUSHIK et MALIK ,2015).


Chapitre I

12

I.1.12- Méthodes d’élimination des effluents colorés :

Au cours des différentes étapes de teintures, des quantités plus ou moins importantes de

colorants sont perdues par manque d'affinité avec les surfaces à teindre ou à colorer. Ces

rejets organiques sont toxiques et nécessitent une technique de dépollution adaptée.

(ZAWLOTSKI GUIVARCHE, 2004).

Il existe plusieurs approches et méthodes de traitements des effluents liquides chargés en

colorants ; chaque technique a ses avantages et ses limites, le tableau suivant dresse

l’inventaire des principales technologies appliquées à l’heure actuelle avec leurs avantages et

inconvénients.

Techniques d'analyse Avantages inconvénients

Techniques de séparation

(CLHP, GCMS, etc.)

-Haute sélectivité

- Les sous-produits de

dégradation peuvent être

identifiés avec précision à

l'aide d'un détecteur MS

-Le temps d'analyse peut

être élevé

- Les échantillons doivent

normalement être prétraités

Techniques

spectroscopiques

(UV-vis, FTIR, etc.)

-Faible temps d'analyse

-Le prétraitement des

échantillons est simple ou

inutile

-Faible sélectivité

- La présence d'interférents

(sous-produits de

dégradation) peut entraîner

des résultats erronés

Techniques microscopiques

-Temps d'analyse court

-Tout changement

morphologique survenant sur

la biomasse microbienne

peut être vu visuellement

-Préparation des échantillons

requise pour la microscopie

électronique

-Peu de techniques, ne sont

que qualitatives

Tableau I.03 : Avantages et limites des différentes techniques d'analyse. Ibid

d’analyse


Chapitre I

13

Technologie Avantages inconvénients

Coagulation/

Floculation

-Equipement simple

-Décoloration relativement

rapide

-Adjonction de produits

chimiques nécessaires

-Coagulants non

réutilisable

Filtration sur

membranes

-Utilisation simple et rapide

-Grands volumes traités

-Encrassement rapide des

membranes

-Pré et post traitement

nécessaires

Adsorption

-Réduction efficace de la

couleur

-Technologie simple

-Faible coût d’utilisation

pour certains adsorbants

-Lent et limité en volume

-Régénération des

adsorbants onéreuse voire

impossible

Oxydation

Chimique

-Décoloration rapide et

efficace

-Opération simple

-Coût élevé

-Produits d’oxydation

inconnus

Aérobie

Procédés

Biologiques

Anaérobie

-Approprié pour les colorants

Insolubles

-Réutilisation du méthane

produit comme source

d’énergie sur le site

-Spécifique à certains

colorants

-Produits de dégradation

inconnus

Tableau I.04: Comparaison des technologies de dépollution des effluents textiles en

fonction des avantages et inconvénients. Ibid


Chapitre I

14

I.1.13- Utilisation des méthodes biologiques :

Malgré leur rapidité, les méthodes chimiques se sont avérées peu efficaces compte tenu

des normes exigées sur les rejets. Ces méthodes ne sont pas universelles pour tous les

colorants, elles sont très coûteuses et chargent les rejets finaux en nombreux sous-produits

chimiques de réaction. Il apparaît donc intéressant de mettre au point des traitements

alternatifs, notamment par voie biologique, qui ont l’avantage d’être moins coûteux, moins

polluants et plus efficaces car plus spécifiques. (BENMANSOUR et al., 2011).

Décoloration par les champignons

Les champignons blancs de putréfaction (white-rot fungi) sont capables de dégrader la

lignine, structure polymère des plantes. Phanerochaete chrysosporium est le champignon le

plus étudié en regard de la dégradation des xénobiotiques tels que les dioxines, les

hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP) et autres composés organiques chlorés

(FUJIAN et al., 2001).

Décoloration par des algues

L’action décolorante des algues a fait l’objet d’un nombre très limité de travaux. Une étude

réalisée par Jinqi et Houtian (1992) a montré que les espèces Chlorella, Oscillatoria et

Spirogyra étaient capables de dégrader les colorants azoïques. Leur action décolorante dérive

de l’expression d’une azoréductase (enzyme responsable de la fission de la liaison

azote‑azote) aboutissant à la production des amines aromatiques correspondantes qui sont par

la suite complètement oxydées. Ibid

Décoloration par les levures :

Le nombre de travaux réalisés sur les levures reste très limité en raison de la difficulté à les

manipuler et des inconvénients majeurs qu’elles procurent. En effet, outre la difficulté à les

cultiver, l’efficacité des levures vis-à-vis des colorants est très faible (la cinétique de

décoloration est lente et peut prendre plusieurs dizaines de jours) car les levures nécessitent de

s’adapter, c'est-à-dire de s’acclimater avant d’aborder la décoloration proprement dite Ibid

Décoloration par les bactéries :

De nombreuses études ont montré la capacité des bactéries à dégrader les colorants.

Contrairement aux champignons et aux actinomycètes, qui dégradent les colorants par voie

extracellulaire (implication des LiP, MnP, laccases, etc.), les bactéries agiraient plutôt par

voie intracellulaire. L’action décolorante dépendrait alors non seulement de l’activité

enzymatique cytoplasmique mais aussi de la filtration des molécules à travers la membrane

cellulaire. Ibid


Chapitre I

15

Décoloration par les bactéries halophiles :

Dans le processus de teinture des textiles, différents sels sont utilisés à différentes fins,

notamment la séparation des contaminants organiques, la précipitation des colorants et le

mélange avec des colorants concentrés pour les normaliser. L'ajout d'hydroxyde de sodium

(NaOH) dans le bain de teinture pour augmenter le pH pourrait être une autre raison de

l'augmentation du taux de sodium. Une concentration élevée en sel pourrait ralentir le

processus de décoloration en raison de l'incapacité du micro-organisme à être actif dans cette

condition.

Par conséquent, les micro-organismes halophiles et halotolérants ne peuvent être utiles

qu'à cet égard.

Une bactérie modérément halophile et alcalitolérante a été isolée des effluents salés des

industries textiles du centre de l’Iran avec une remarquable capacité de décoloration des

colorants azoïques sur une large gamme de pH (7–11) et de température (25–45 °C), en

présence de NaCl et de Na2SO4 (0,5 à 1,5 M) dans des conditions à la fois anaérobies et

aérobies .( AMOOZEGAR et al .,2015).

Ι.2-Aperçu sur les halophiles

Ι.2.1- Les environnements extrêmes et les organismes extrémophiles

Figure I.07 : Décoloration microbienne des colorants textiles par Halomonas sp. Souche

IP8. De gauche à droite, le tube T1 contient un milieu de décoloration avec du noir

remazol B sans inoculum et le tube T2 est le même milieu après décoloration avec

Halomonas sp. Souche IP8; Le tube T3 contient un milieu de décoloration avec du GF

noir Remazol sans inoculum et le tube T4 est le même milieu après décoloration avec

Halomonas sp. Les tubes de souche IP8 et T5 contiennent du rouge Cibacron 6B et le tube

T6 montre une décoloration du colorant par Halomonas sp. Souche IP8.


Chapitre I

16

I. 2- Aperçu sur les halophiles

Ι.2.1- Les environnements extrêmes et les organismes extrémophiles

Il existe dans ce monde, en dehors des conditions de vie « normales », des conditions de

vie dites « extrêmes » au sein d’environnements qui hébergent des microflores atypiques

particulièrement adaptées à ces milieux. Parmi ces derniers, on peut citer les milieux hyper

salins considérés comme étant des environnements extrêmes de par leur concentration très

élevée en sel, tel que le Grand Lac Salé de l’Ouest Américain et aussi la Mer Mort (BOUALI

et BRAHIMI ,2011 ) .

La vie microbienne peut être trouvée sur un éventail extrême de concentrations en sel;

passant de l'eau douce (contenant moins de 0,5 g/l de sel dissous), à l'eau de mer et enfin aux

environnements hypersalins (OREN, 1999).

Les extrêmophiles qui prospèrent dans des biotopes combinant plusieurs conditions

extrêmes sont baptisés polyextrêmophiles ce qualificatif englobe la résistance à des conditions

physiques (par exemple la température, la pression, les radiations) et géochimiques (par

exemple la dessiccation, la salinité, le pH) (MESBAH et al., 2009).

Les organismes qui se développent dans ces biotopes “hostiles” sont globalement qualifiés

d'extrêmophiles (COSTENARO, 2001).

Ι.2.2-Types d’environnements hypersalins dans le monde et en Algérie :

Environnements thalassohalins :

Comme les salines côtières et les lacs en communication directe avec la mer. Ce type de

milieu est caractérisé par une composition chimique chlorée (PERSOONE et

SORGELOOS, 1980 ; SPITCHAK, 1980).

Ces milieux sont caractérisés par un climat tropical, subtropical et tempéré.

Environnements athalassohalins :

Comme les lacs salés intérieurs (ou continentaux), les étangs salés, les sebkhas et les

chotts. Ces milieux sont caractérisés par des eaux riches en carbonates, en potassium ou en

sulfates et sont alimentés uniquement par les eaux des oueds et des pluies (Ibid)

Cependant, une des différences les plus importantes entre les plans thalassohalins et

athalassohalins est le pH. Comme mentionné précédemment, les eaux thalassohalines sont

légèrement plus alcalines que l’eau de mer à partir de laquelle elles ont été établies. Cela est

principalement dû à la précipitation des carbonates de calcium en excès sous forme de calcite.

Dans les systèmes athalassohalins, les eaux sont typiquement déficientes en Ca2+

et Mg2+

ainsi, le système tend à générer un pH acide (GRANT et McGENIY., 1998).


Chapitre I

17

Ions

Environnements a

Mer Morte

a

Mer

a

Grand

Lac Salé

(USA)

b

Lac

Natrum

(Egypte)

b

Lac

Magadi

(Kenya)

c

Lac salé El

Goléa

(Algérie)

40.10 10.60 105 142 46 nd

K+ 7.70 0.38 6.70 2.30 0.06 0.30

Mg2+ 44 1.27 11 <1 <1 0.30

Ca2+

17.20 0.40 0.30 <1 <1 0.40

Cl- 225 18.90 181 155 14 198

Br- 5.30 0.065 0.20 nd nd nd

0.50 2.65 27 22.60 nd nd

HCO-3 Ou

CO3-2

0.20 0.14 0.70 67.00 34.90 nd

pH 6.10 8.10 7.70 >11,50 >11,50 9.00

Les concentrations des ions sont en g/l ; nd, non déterminé.

a, GERDAY et GLANSDORFF,(2007) ; b MADIGAN et MARTINKO, (2006) ; c

BOUTAIOUTAIBA et al., (2011).

Ι.2.3- les microorganismes halophiles :

Par définition, un organisme halophile (du grec alos, sel et philein, aimer) est un organisme

qui tolère ou a besoin de sel pour sa croissance. Les halophiles sont un groupe de

microorganismes qui vivent dans les environnements hypersalins et exigent dans beaucoup de

cas la salinité pour survivre. Ils incluent une grande diversité d’organismes, comme les

bactéries aérobies modérément halophiles, les cyanobactéries, les bactéries sulfo-oxydantes,

les bactéries hétérotrophes, les bactéries anaérobies, les Archaea, les protozoaires, les

mycètes, les algues et les eucaryotes multicellulaires. (DASSARMA, 2001).

En 1962, LARSEN a défini trois catégories de bactéries halophiles, selon la concentration

en sel qui permet une croissance optimale des microorganismes. Mais, en 1993, KUSHNER

a réparti les microorganismes halophiles en différentes catégories selon les gammes de

Tableau I. 05: Composition ioniques d’environnements thalassohalins et athalassohalins


Chapitre I

18

concentration en sel nécessaire à leur croissance. Beaucoup d’organismes marins sont des

halophiles légers (avec 3%, p/v de NaCl en eau de mer). Les halophiles modérés se

développent de façon optimale à 3-15% (p/v) (0,5-2,5M) de NaCl et les halophiles extrêmes à

25% (p/v) (4,2M) de NaCl.

Classification de Larsen

(1962)

Pourcentage Classification de Kushner

(1993)

Pourcentage

Catégories NaCl Catégories NaCl

Les non-halophiles <2% Les non-halophiles ~1%

Les halophiles légères 2 à 20% Les halophiles légères 1 à 3%

Les halophiles modérées 5 à 30% Les halophiles modérées 3 à 15%

Les halophiles extrêmes 20 à 30% Les halophiles à bord

extrêmes

9 à 23%

Les halophiles extrêmes 15 à 32%

Ι.2.4- Diversité phylogénétique des halophiles :

Les micro-organismes halophiles et halotolérants présentent, une grande diversité

phylogénétique (OREN, 2002). Nous avons trois grands domaines du vivant Archaea,

Eucarya et bacteria . Au sein des Archaea, la famille des Halobacteriaceae comprand, la

plupart des halophiles aérobies, dits Halophiles par excellence. Elle sont réparties en 14

genres, incluant notament Halobacterium, Halococcus ,Haloarcula , Halorubrum,

Halobaculum, Natrialba ,Natromonas , Natronobacterium et Natronococcus

(KAMEKURA, 1998). On les trouve, dans la Mer Morte, les marais salants et les lacs

alcalins hypersalins . De plus, la branche méthanogène des Euryarchaeota contient des

halophiles dont l’activité méthanogène est possible à des seuils proches de la saturation en

NaCl :Methanohalophilus, Methanohalobium, Methanospirillum

(KAMEKURA,1998 ;OREN, 2002).

Tableau I.06 : Différentes catégories des bactéries halophiles selon les définitions de

LARSEN (1962) et de KUSHNER (1993).


Chapitre I

19

Ι.2.5- Adaptation moléculaire à l’halophilisme :

Les microorganismes vivant en milieux salins et hypersalins rencontrent différentes

difficultés qui sont la déshydratation, le stress osmotique et la faible activité d’eau, pour cela

ils ont développé plusieurs stratégies adaptatives. Ils présentent de ce fait un répertoire de

voies métaboliques et de biomolécules originales leur permettant non seulement de survivre

dans ces conditions, mais aussi de se développer souvent de manière optimale.

(BENABDALLAH, 2014).

De ce fait pour être capable de vivre à hautes concentration de sels et puisque toutes les

membranes biologiques sont perméables a l’eau, les microorganismes halophiles et

halotolérants doivent maintenir leur cytoplasme en iso-osmose avec le milieu extérieur. Pour

atteindre cet équilibre osmotique deux stratégies existent, elles sont basées sur le principe de

créer une haute pression osmotique dans le cytoplasme tout en gardant une faible

concentration en ions sodium (Na+) (OREN, 2002), en l’expulsant grâce à un antiport

NA+/H

+ localisé au niveau de la membrane cytoplasmique (OREN, 2001).

Adaptation à la salinité par production d’osmoprotecteurs :

Cette stratégie est basée sur l’exclusion du sodium et l’accumulation ou la production de

composés organique de faible poids moléculaire solubles dans l’eau ‘solutés compatibles’

pour éviter la perte d’eau (GALINSKI, 1993) ; adoptée par les microorganismes Eucarya

Figure I .08 : Arbre du vivant et la distribution de microorganismes halophiles dans l’arbre

(OREN,2008)


Chapitre I

20

halophiles du genre Dunaliella, les bactéries halophiles et halotolérantes (à l’exception des

Haloanaerobiales), par les Archaea halophiles méthanogènes (BROWEN, 1976 ;

DASSARMA , 2001) ainsi que par les trois espèces de bactéries aérobies halophiles extrêmes

nouvellement décrites Halovibrio denitrificans, Halospina denitrificans (SOROKIN et

al.,2006) et Salicola marasensis (MATURRANO et al., 2006b).

l’osmoprotecteurs

Les espèces Le rôle Références

Glycine bétaïne

-Microorganismes

halophiles

;halotolérants

-Archaea méthanogènes

accumulent la

glycine bétaïne par

absorption active

(WELSH et al.,

1996).

Polyalcools

-les microorganismes

eucaryotes halophiles

du genre Dunaliella

accumulent des

polyalcools et

spécialement du

glycérol qui est un

des

principaux produit

de la photosynthèse

(DASSARMA,

2001).

Ectoïne

-les microorganismes

halophiles ;

halotolérants

-les bactéries aérobies

hétérotrophes.

l’éctoïne protège les

enzymes de la

dénaturation

thermique, de la

congélation et de la

dessiccation

(OREN, 2008).

(LIPPERT et

GALINSKI, 1992).

Le mode d’action des osmoprotecteurs est loin d’être clair. Ils pourraient n’être simplement

que des solutés compatibles inoffensifs, ou au contraire, ils pourraient jouer un rôle protecteur

actif interagissant avec les protéines et les protègent de cette façon de l’action destructrice due

à l’osmolarité (PAPAGEORGION ET MURATA, 1995 ; WELSH, 2000).

Adaptation à la salinité par accumulation de KCl :

Cette stratégie implique l’accumulation des ions K+ et Cl

- pour maintenir l’équilibre

osmotique. Elle est adoptée par les archées aérobies halophiles extrêmes de l’ordre des

Halobacteriales et par les bactéries halophiles anaérobies fermentatives ou homoacétogènes

de l’ordre des Halanaerobiales. Cependant, la présence intracellulaire de concentrations

Tableau I.07: Quelques solutés compatibles (osmoprotecteurs) utilisé par les

halophiles :


Chapitre I

21

élevées de KCl exige une adaptation supplémentaire des machineries enzymatiques, aussi les

protéines devraient maintenir leur activité et leur conformation appropriées (LANYI, 1974).

Les protéines des organismes halophiles sont fortement acides et la plupart de ces protéines se

dénaturent quand elles sont en solution à faible concentration en sels. Ces microorganismes ne

peuvent généralement pas survivre dans des milieux à basses concentrations en sels (OREN,

2008).

Ι.2.6- Archaea halophiles :

Le domaine des Archaea est divisé en trois règnes (KHARROOB, 2007) :

-Les Crenarchaeota qui regroupent les organismes les plus thermophiles, les

Thermoproteales, les Pyrodictiales et les Sulfolobales métabolisant le soufre comme source

d’énergie.

-Les Korarchaeota renferment les organismes isolés de sources chaudes mais aucune souche

n’a été isolée en culture pure.

-Les Euryarchaeota (appelées auparavant Eocytes) regroupent les phénotypes variés,

Thermococcales, les Methanococcales, les Methanobacteriales et les Halobacteriales.

Les premiers représentants de la famille des Halobacteriaceae ont été isolés il ya 100 ans, et

actuellement cette famille englobe 36 genres avec 129 espèces (ARAHAL et al., 2011).

Les termes « halobactérie ou haloarchaea » correspondent aux membres d’Archaea

halophiles extrêmes aérobies de la famille des Halobacteriaceae, de l’ordre des

Halobacteriales formée par GRANT ET LARSEN (1989).

Les archaebactéries halophiles extrêmes occupent les écosystèmes à haute salinité,

qualifiés d’extrêmes. Ces derniers sont souvent d’intensité lumineuse très forte. Certaines

espèces ne font que tolérer la salinité, tandis que d’autres ont besoin, pour croître, d’un

environnement dix fois plus salé que l’eau de mer (NOLL, 1992).

Ι.2.7- Les bactéries halophiles aérobies :

les méthodes moléculaires ont permis de mettre en évidence une présence bactérienne

(ANTόN et al., 1999 ; BENLLOCH et al., 2002). Des formes sporulées de bactéries ont été

isolées des roches du Permien primaire (GRANT et al., 1998). De même, VREELAND et al.

(2000) ont cultivé et caractérisé une bactérie de l’inclusion fluide d’un cristal de sel et dont

l’âge du cristal a été estimé à environ 250 millions d’années. Le séquençage complet de

l’ADNr 16S a affilié la souche au groupe formé par Halobacillus marismortui (Bacillus


Chapitre I

22

marismortui) et Virgibacillus pantothenticus.(kHARROUB.,2007) Généralement, les

bactéries halotolérantes et halophiles modérées sont dominantes dans les environnements à

concentration saline inférieure à 10 % (p/v) (PRADO et al., 1991 ; CATON et al., 2004).

Ι.2.8- Eucaryotes halophiles :

Dans le domaine Eucarya, les halophiles sont rares. En fait, le seul microorganisme

eucaryote d'importance, et presque ubiquitaire dans les environnements à hautes

concentrations en sel, est l'algue verte Dunaliella. Certains membres de Dunaliella

synthétisent de grandes quantités de β-carotène dans des conditions appropriées, une propriété

exploitée dans des opérations biotechnologiques. Dunaliella est halotolérante plutôt que

strictement halophile: la plupart des souches se développent sur une large gamme de

concentrations en sel (jusqu’à 1M). On rencontre également dans ces environnements un

crustacé du genre Artemia (Artemia salina, Artemia franciscana) (OREN, 2002a). Les

moisissures, longtemps négligées dans la recherche des halophiles, contiennent un certain

nombre de représentants halophiles faibles et modérés tels que Cladosporium, Aspergillus et

Penicillum spp. (GUNDE-CIMERMAN et al., 2000; 2005; KIS-PAPO et al., 2003) et les

levures noires Hortaea werneckii, Phaeotheca triangularis et Aureobasidium pullulans

(ZALAR et al., 1999; GUNDE-CIMERMAN et al., 2000). Des protozoaires flagellés ont

été observés dans des étangs artificiels (CHO, 2005).

Ι.2.9- Applications potentielles des halophiles :

Les microorganismes halotolérants ou halophiles sont capables de vivre et de se

développer dans des écosystèmes salins et hypersalins, offrant ainsi une multitude

d’applications potentielles dans divers domaines de la biotechnologie.


Chapitre I

23

Domaines de la

biotechnologie.

Souches Applications techniques Référence

Biopolymères

-halotolérants.

-Halomonas.

-halophiles

archaïens

Biosurfactants

-Exopolysaccharides : Les

producteurs de (EPS)

-Liposomes utilisés dans les

médicaments et cosmétiques

(BANAT et al.,

2000)

(BOUCHOTROCH

et al. 2000)

(GALINSKI et

TINDALL1992;

GAMBACORTA et

al.1995).

Bactériorhodopsine

-Halophiles

extrêmes

- Les applications des nano-

technologies

(OREN, 2010).

Biotechnologie

Alimentaire

-Tetragenococcus

halophila

-Un extrêmement

halophile

-Produits de fermentation.

-Compléments alimentaires et

colorants alimentaires

(RöLING et van

VERSEVELD

1996).

(ASKER et

OHATA, 1999).

Traitement des

déchets biologiques

-Streptomyces

albaxialis.

-Alteromonas

halophile

-Dégrader le pétrole brut et

produits pétroliers.

-Désintoxication des agents de

guerre chimiques.

(KUZNETSOV et

al., 1992).

(DEFRANK et al.,

1993).

-Agriculture -cyanobacterium -Amélioration de la salinité du

sol pendant la croissance des

cultures

(APATE et

THOMAS, 1997)

Tableau I. 08: Quelques utilisations potentiels en biotechnologie des microorganismes

halotolérants et halophiles.


Chapitre I

24

Ι.3-Aperçu sur l’Adsorption et la Biosorption

Ι.3.1- Définition :

Définition de L'adsorption:

L’adsorption est un phénomène d’interface et de surface qui consiste en la concentration

de molécules de la phase gazeuse ou liquide sur la surface d’un solide ; cette surface englobe

la surface géométrique, et la surface à l’échelle moléculaire.

Les adsorbants utilisés dans la pratique sont caractérisés par une structure microporeuse

qui leur confère une très grande surface active par unité de masse. Se sont soit de nature

organique (végétale ou animale), soit de nature minérale, et ils sont employés tels quels ou

après un traitement d’activation ayant pour but d’augmenter la porosité. Les adsorbants les

plus utilisés dans les applications de traitements des eaux sont les suivants : argile, charbon

actif, gel de silice, alumine (DAE JUNG et al., 2008).

L'interprétation de l'adsorption repose sur trois ensembles de données expérimentales:

-Les quantités adsorbées à l’équilibre, formalisées par les isothermes d’adsorption,

- Les vitesses d'adsorption obtenues par l'étude cinétique,

- Les propriétés des molécules adsorbées en relation avec leur structure chimique et leur

aptitude à repasser en solution (NOROOZI et al., 2007).

Biosorption :

La biosorption peut être simplement définie comme l’élimination de substances d’une

solution par une matière biologique (GADD, 2009). De telles substances peuvent être

organiques et inorganiques, et sous forme gazeuse, soluble ou insoluble. La biosorption est un

processus physico-chimique qui comprend des mécanismes tels que l'absorption, l'adsorption,

l'échange ionique, la complexation de surface et la précipitation. La biosorption est une

propriété des organismes vivants et morts (et de leurs composants) et a été proclamée comme

une biotechnologie prometteuse pour l'élimination des polluants de la solution et / ou la

récupération des polluants.( GEOFFREY,2008).

Biodégradation :

La biodégradation est décrite comme la décomposition de composés chimiques qui est

initiée par l'action d'enzymes biologiques. La biodégradation complète est la totale


Chapitre I

25

décomposition de molécules organiques en eau, dioxyde de carbone et / ou tout autre produits

finaux inorganiques appelés minéralisation.

Bioaccumulation :

La bioaccumulation est définie comme une accumulation intracellulaire de l’adsorbat, qui

se produit en deux étapes: la première identique à la biosorption qui est rapide et la suivante,

qui ralentit et inclut le transport de l’adsorbat à l'intérieur des cellules par le système de

transport le plus souvent actif (CHOJNACKA 2010). La bioaccumulation est un processus

hors équilibre (AKSU et DÖNMEZ, 2000).

Le processus est plus complexe que la biosorption elle-même et nécessite une activité

métabolique des cellules. Cela peut être défini comme la culture d'un organisme en présence

de l’adsorbat.

Biosorption Bioaccumulation Biodégradation

Processus passif Processus actif Processus actif

La biomasse n'est pas vivante La biomasse est vivante La biomasse est vivante

Les molécules de colorant sont

liées à la surface cellulaire

Les molécules de colorant

sont liées à la surface

cellulaire et à l'intérieur

Les molécules de colorant

sont dégradées par les

enzymes

Adsorption Absorption Dégradation / adsorption

extracellulaire suivie d'une

dégradation

Processus réversible Procédé partiellement

réversible

Processus irréversible

Les nutriments ne sont pas

nécessaires

Les nutriments sont

nécessaires

Des nutriments sont

nécessaires (les conditions

limitant l'azote sont

favorables)

Processus en une étape Processus en deux étapes Processus en deux étapes

La vitesse est rapide La vitesse est lente La vitesse est lente

Non contrôlée par le

métabolisme

Contrôlée par le

métabolisme

Contrôlée par le métabolisme

Aucun danger d'effet toxique Danger d'effets toxiques

causés par des

contaminants

Interférence causée par des

contaminants, les sous-

produits peuvent être toxiques

Pas de croissance cellulaire Croissance cellulaire Croissance cellulaire

Tableau I. 09: Comparaison entre les processus de biosorption, de bioaccumulation et de

biodégradation (modification après ( CHOJNACKA , 2010)


Chapitre I

26

Ι.3.2- Les types de l’adsorption :

Adsorption physique (ou physisorption) :

L'adsorption physique ou adsorption de van der Waals est un phénomène réversible qui

résulte des forces intermoléculaires d'attraction entre les molécules du solide et celle de la

substance adsorbée.

Ce phénomène contrôlé par la diffusion des molécules atteint son équilibre rapidement

(quelques secondes à quelques minutes) mais peut se prolonger sur des temps très longs pour

les adsorbants microporeux en raison du ralentissement de la diffusion de l'adsorbat dans ses

structures de dimensions voisines du diamètre des molécules de l'adsorbant.

(YAHIAOUI,2012) La physisorption est rapide, réversible et n’entraîne pas de modification

des molécules adsorbées.

Adsorption chimique (ou chimisorption):

L'adsorption chimique ou adsorption activée résulte d'une interaction chimique qui se

traduit par un transfert d'électrons entre le solide et l'adsorbat. Il y a alors formation d'un

composé chimique à la surface de l'adsorbant. Ce type d'adsorption se développe à haute

température et met en jeu une enthalpie de transformation élevée (MELLAH et YAHIAOUI,

2012).

I.3.3- Comparaison entre l’adsorption physique et chimique :

Dans le tableau et la figure suivants sont résumés quelques différences ente l’adsorption

chimique et l’adsorption physique.

Tableau : Différences entre physisorption et chimisorption (Batana, 2011).


Chapitre I

27

Paramètre Physisorption Chimisorption

Type de liaison Van der Waals

(électrostatique) Ionique ou covalente

Energie de liaison Faible Forte

Réversibilité Facile Difficile

Type de couche Poly-moléculaire Mono-moléculaire

Chaleur d'adsorption

(kJ/mol) 50 100 à 500

St

Ι.3.4-Cinétique d’adsorption :

L'étude cinétique des processus donne des informations sur les mécanismes d'adsorption

et sur le mode transfert des solutés de la phase liquide à la phase solide. La littérature rapporte

plusieurs modèles cinétiques. Nous présentons ci- dessous les modèles les plus utilisé pour

l'adsorption de solutés en solution liquide (GÜRSES, 2006).

Le modèle du pseudo premier ordre :

Tableau I.10 : Différences entre physisorption et chimisorption (BATANA, 2011).

Figure I.09 : Représentation de l’adsorption (physique et chimique) et de l’absorption. (Site web 3)

3) St


Chapitre I

28

Le modèle cinétique de pseudo-premier-ordre est exprimé comme suit (LAGERGREN et

SVENSKA, 1898) ;

(1)

Où et sont respectivement les quantités du colorant (mg/g) adsorbées sur la biomasse à

l’équilibre et à l’instant t. k1 est la constante de vitesse (min-1

). En intégrant et en appliquant

les conditions initiales (à t = 0, et à t = te, ).

On obtient l’équation suivante :

L’équation (1) prend la forme :

(2)

k1 et qe sont obtenues en représentant ln (qe - qt) en fonction de t.

Le modèle du pseudo second ordre :

Les données d’adsorption ont aussi été analysées selon le modèle cinétique du pseudo-

second-ordre exprimé comme suit (GÜRSES et al.,2006 ; ÖNAL et al.,2007) ;

(3)

k2 est la constante de vitesse du pseudo-second-ordre . En intégrant et

appliquant les conditions (à t = 0, qt = 0 et à t = te, qt = qe).

On obtient l’équation suivante :

L’équation (3) prend la forme linéaire :

(4)

qe et k2 sont obtenues en représentant t/qt en fonction de t.

Ι.3.5- Isotherme d'adsorption (ou de désorption) :

Une isotherme d'adsorption est la courbe reliant l'activité de l'adsorbat contenu dans une

atmosphère donnée et connue à la quantité d'adsorbat adsorbée sur un solide en équilibre avec

cette atmosphère, représentent les variations (masse ou volume) du substrat adsorbé (gaz ou


Chapitre I

29

liquide) par unité de masse d'adsorbant en fonction de la concentration (en phase liquide)

ou de la pression (en phase gazeuse).

Elles permettent essentiellement :

De déterminer le taux de recouvrement de la surface d'un support par un substrat.

D’identifier le type d'adsorption pouvant se produire.

De choisir l'adsorbant qui conviendrait le mieux à la rétention de l'adsorbât.

Cependant, il convient de mentionner que les isothermes d'adsorption n'expliquent pas les

mécanismes d'adsorption. Ils conduisent seulement à une comparaison de différents systèmes

entre eux (BELLIR, 2002).

Ι.3.5.1-Classification des isothermes d'adsorption :

Tous les systèmes adsorbant-adsorbât ne se comportent pas de la même manière.

Expérimentalement, on distingue quatre classes principales nommées: L (Langmuir), S

(Sigmoïde), H (Haute affinité) et C (partition constante), La figure (I.10) illustre la forme de

chaque type d’isothermes (GILES et al., 1974).

Les isothermes de type L (dite Langmuir) :

Sont les plus fréquentes. Ce comportement se rencontre dans le cas où l’adsorption

est faible et lorsque les molécules de l’adsorbât sont orientées à plat (EDELINE ,1998), le

rapport entre la concentration dans la solution aqueuse et adsorbée diminue lorsque la

concentration du soluté augmente , décrivant ainsi une courbe concave, cette courbe suggérant

une saturation progressive de l’adsorbant (MAIZA, 2000).

Les isothermes de type S:

St Figure I.10 : Classification des isothermes d'adsorption (Giles et al., 1974).


Chapitre I

30

Les isothermes de cette classe présentent, à faible concentration, une concavité tournée

vers le haut. Les molécules adsorbées favorisent l'adsorption ultérieure d'autres molécules

(adsorption coopérative). Ceci est dû aux molécules qui s'attirent par des forces de Van Der

Waals, et se regroupent en îlots dans lesquels elles se tassent les unes contres les autres. Ce

comportement est favorisé, d'une part, quand les molécules de soluté sont adsorbées

verticalement comme c'est le cas des molécules possédant un seul groupe fonctionnel et

d'autre part, quand les molécules se trouvent en compétition d'adsorption forte avec le solvant

(BELMOUDEN, 2000).

Les isothermes de type H:

La partie initiale de l'isotherme est presque verticale, la quantité adsorbée apparaît

importante à concentration quasiment nulle du soluté dans la solution. Ce phénomène se

produit lorsque les interactions entre les molécules adsorbées et la surface du solide sont très

fortes. L'isotherme de classe H est aussi observée lors de l'adsorption de micelles ou de

polymères formées à partir des molécules de soluté Ibid.

Les isothermes de type C :

Sont sous forme de ligne droite avec le zéro comme origine , le rapport entre la

concentration dans la solution aqueuse et adsorbée est le même à n’import quelle

concentration , le rapport appelé coefficient de distribution kd (l.kg-1

), (LIMOUSIN et

al.,2007) ; ce type de courbe est obtenu lorsqu’il y a compétition entre le solvant et le

soluté pour occuper les sites de l’adsorbant (BOIVIN ,2003).

Ι.3.5.2- Modèles d'isothermes :

Il existe de nombreux modèles permettant de décrire, au moins sur une portion, une

isotherme de sorption. Les plus connus et utilisés sont les modèles corrélatifs de type

adsorption.

Les modèles les plus répandus sont celui de Langmuir et de Freundlich. Ces modèles

prévoient une adsorption en monocouche (SEKIRIFA et HADJ-MAHAMMED, 2005).

Isotherme de Langmuir :

L'isotherme de Langmuir, élaborée en 1918, rend compte de l'équilibre thermodynamique

entre la quantité de solutés adsorbée et celle qui subsiste dans la phase liquide.

La molécule adsorbée est située sur un site bien défini du matériau adsorbant (adsorption

localisée). Chaque site n’est susceptible de fixer qu’une molécule. L’énergie d’adsorption de

tous les sites est identique et indépendante de la présence de molécules adsorbées sur les sites

voisins (surface homogène et pas d’interaction entre les molécules adsorbées).


Chapitre I

31

Le développement de la représentation de LANGMUIR, pour une isotherme d’adsorption

chimique, repose sur un certain nombre d’hypothèses :

la surface du solide est uniforme

la chaleur d’adsorption est indépendante du taux de recouvrement de la surface du

solide

l’adsorption est localisée et ne donne lieu qu’à la formation d’une monocouche

il y a équilibre entre les molécules des deux phases.

L’équation modélisant l’adsorption est la suivante (LANGMUIR, 1918) :

Avec

: représente la capacité maximale d’adsorption (mg/g).

: Quantité du soluté adsorbée par unité de masse de l’adsorbant à l’équilibre

(mg/g).

b : constant de Langmuir.

: Concentration de l’adsorbat à l’équilibre dans la phase liquide (mg/l).

Cette équation peut être linéarisée sous les deux formes suivantes :

Ou bien :

Isotherme de Freundlich :

Ce modèle postule que différents sites interviennent dans l’adsorption avec des énergies

différentes, l’entropie restant constante. Ces sites obéissent à une distribution exponentielle,

fonction de la chaleur d’adsorption. La densité des sites varie également exponentiellement.

Le modèle s’adapte le plus souvent à une adsorption de type physique.

Ce modèle est décrit par la formule empirique suivante (FREUNDLICH, 1906);

Avec :

qe : quantité du soluté adsorbée par unité de masse de l’adsorbant à l’équilibre.

KF : constante de Freundlich associée à la capacité d’adsorption.

n : paramètre énergétique de Freundlich, c.-à-d. l’affinité du soluté vis-à-vis de l’adsorbant.


Chapitre I

32

1/n : est l'affinité du soluté pour l'adsorbant et représente la pente de droite.

Selon les valeurs de 1/n, on distingue :

1/n=1 : l’isotherme est linéaire de type C

1/n > 1 : l’isotherme et concave de type S

1/n < 1 : l’isotherme est convexe de type L

1/n << 1 : l’isotherme est de type H.

Ce : concentration de l’adsorbat à l’équilibre dans la phase liquide.

La linéarisation de l’isotherme de Freundlich est obtenue par représentation des données en

coordonnées logarithmiques selon :

Ι.3.6-Applications du phénomène d’adsorption :

Le phénomène d’adsorption se trouve dans de nombreuses applications et utilisations ; on

peut citer (figure 11) :

Traitement des eaux

potables,

Chromatographie

d’adsorption

Epuration des eaux

usées

Filtration

bactérienne

Décoloration

Raffinage du sucre

Phénomène

d’adsorption

Catalyse hétérogène

Stockage des gaz

Pharmacie…

Production du vide

poussé

Figure I.11 : Application potentielles du phénomène d’adsorption (Bakhti Com.pers.).

Chapitre II

Matériel et méthodes

Chapitre II Matériel et méthodes

33

II.1-Objectif

Le présent travail est réalisé au niveau des laboratoires de la faculté des sciences de la

nature et de la vie-Université Ziane Achour, Djelfa. Ce travail vise deux objectifs : étudier la

capacité de décoloration de colorants (le bleu de méthylène et le rouge neutre) par deux

souches d’archès halophiles vivantes et lyophilisées, d’une part, et de réaliser quelques tests

d’identification d’autre part.

II.2- Présentation des sites de prélèvements

Zahrez el Gharbi

Le chott Zahrez el Gharbi se situe dans la wilaya de Djelfa, au centre de l’Algérie à 50 Km

de la ville de Djelfa à 10Km au sud ouest de la commune de Hassi Behbeh, entre les

cordonnées géographiques latitude 34°58’NORD et longitude 2°44’ EST et s’élève sur une

altitude de 840m (MELIANI et MORSLI ,2016).

Le chott et la sebkha sont une vaste dépression ou converge les eaux prévenant de l’ATLAS

SAHARIEN et l’ATLAS TELLIEN, cette dernière est due d’une part a une topographie

favorisant l’accumulation des eaux et d’autre part a son sol imperméable.

Rocher de sel

Le Rocher de Sel est situé sur la route d’Alger à Djelfa, à 25 km au nord de Djelfa dans la

commune de Ain -Maabad, entre les cordonnées géographiques latitude : 34°.77’ 39.04

NORD et longitude : 3° 17’ 37.89 EST et s’élève sur une altitude de 1083m. (Gautier E.F,

1914).

C’est une véritable montagne de sel de 1500 m de diamètre. Les falaises, constituées de sel

gemme, ont des abrupts qui peuvent atteindre 100 m de hauteur. (Gautier E.F, 1914).


34

Figure II.01 : Photo du site Rocher de sel.

Figure II.02 : Montagne de Rocher de sel. (Gautier E.F, 1994).


35

II.3- Origines des souches

Les souches étudiées proviennent des sites : Rocher de sel et chott Zahrez el Gharbi.

L’échantillonnage a été effectué par nos collègues au cours de l’année universitaire

2015/2016 (Beladel et al., 2016) à partir de Rocher de sel (Etude de la biodiversité

microbienne au niveau de Rocher de sel) et (Melliani et al., 2016) à partir de Zaher el Gharbi

dans les deux collections on compte des isolats halophiles extrêmes.

II.4-. Milieu de culture utilisé

Dans ce travail nous avons utilisé un milieu spécifique qui est nécessaire à la croissance

des microorganismes halophiles qui est le milieu MSH.

Nous avons utilisé deux types de ce milieu : milieu MSH complet liquide et milieu MSH

complet solide.

Milieu MSH complet solide : contient les composant suivant (g /l)

-NaCl : 200 /MgSO4 :50 /MgCl2 :32 /KCl :5 /CaCl2 :0.8 /NaBr :0.6 /NaHCO3 :0.16 /l’extrait

de levure 5 et l’agar 20.

Milieu MSH complet liquide : contient les mêmes composants sauf l’agar

Pour la préparation du milieu de culture, nous avons suivi les étapes suivantes :

- Ajouter les composants cités précédemment dans un erlenmeyer de 1 L contentant 700 ml

d’eau distillée placé sous agitation pour faciliter l’homogénéisation des différents

composants.

- Additionner en dernier l’extrait de levure, le NaCl et l’agar.

- Fermer l’ouverture de l’erlenmeyer à l’aide d’un papier aluminium pour éviter

l’évaporation de la solution.

- Au moment de l’ébullition ajouter le volume manquant de l’eau jusqu’à 1 L.

Les flacons sont stérilisés à l’autoclave à 120°C pendant 20 minutes.


36

Figure .II.03: Milieu MSH au cours d’agitation.

Figure. II.04 : Milieu MSH complet prêt à l’emploi.


37

1. 2. Revivification des souches :

Dans cette étape nous avons fait sortir les tubes du réfrigérateur pour s’adapter à la

température ambiante pendant trois heures afin d’éviter le choc thermique.

Ensuite ces souches sont ensemencés dans des boites Pétri contient le milieu MSH solide.

Ces boites sont aussitôt étiquetées et incubé à 40°C pendant 21 jours.

Conservation des souches bactériennes

Après l’apparition des colonies sur milieu solide, on effectue un repiquage sur le même

milieu ayant la même composition que le milieu d’isolement.

Une colonie est prélevée à l’aide d’une pipette Pasteur, ensuite incubé à 40°C.

Après l’apparition des colonies, elles sont conservées à 4°C.

I.6-Liste du Matériel

La liste des réactifs, produits, instruments et appareillage utilisée est mentionnée dans

l’annexe.

Figure. II.05 : Quelques souches stockées


38

II.7- Identification préliminaire des souches

Un examen à l’état frais et une observation microscopique après coloration de Gram

modifiée ainsi que quelques tests biochimiques préliminaires (oxydase et catalase), sont

effectués dans l’objectif principale est la cratérisation des isolats et leur classement provisoire.

II.7.1- Caractérisation morphologique :

Etude macroscopique :

Après isolement et incubation des souches, une étude macroscopique a été réalisée qui

consiste à observer les colonies sous une loupe binoculaire pour déterminer les critères

suivants : la couleur, l’opacité, le contour, l’élévation et l’aspect de la surface des colonies.

(JOFFIN et LEYRAL, 2006),

Etude microscopique

L’observation microscopique à l’état frais permet de déterminer la forme, l’arrangement et

la mobilité des cellules.

Elle comprend :

L’examen à l’état frais : (Examen entre lame et lamelle des bactéries

vivantes),

Dans des conditions aseptiques, sur une lame stérile nous posons une goutte de solution

saline à15% stérile (autoclave), à laquelle est ajouté un frottis prélevé sur une culture

bactérienne. Une première observation est effectuée au microscopique photonique sous un

grossissement de 40x. Ce mélange est enrichi d’une goutte d’huile d’immersion pour

permettre une observation sous un grossissement de 100x ; puis au microscopique optique

afin de déterminer la forme et la mobilité cellulaire

Coloration de Gram modifié

La technique utilisée pour les haloarchea est celle modifiée par DUSSAULT (1955).Elle

consiste à :

-Mettre deux gouttes de solution saline à15% Na Cl stérile sur une lame puis on ajoute un

inoculum de la souche en étalent afin d’avoir une bonne répartition.


39

-Un séchage de la lame est opéré sur la flamme du bec Bunsen, puis elle est immergée dans

l’acide acétique à 2% pendant 5 minutes, ce qui a pour effet de fixer les cellules et dissoudre

le sel simultanément. Après le deuxième séchage à l’air libre de la lame, on passe aux étapes

de la coloration de Gram dite classique.

Enfin, les lames sont observées au microscope optique à différent grossissement (x10, x40,

x100).

II.7.2- Caractérisation biochimique :

Mise en évidence des enzymes respiratoires

Recherche de la catalase

Cette enzyme est mise en évidence en déposant une goutte d’eau oxygénée 10V sur une

lame, puis à l’aide d’une pipette pasteur (à bout fermé) on ajoute une colonie isolée de la

souche à tester (ou alors plusieurs colonies si celles-ci sont petites).

S’il y a dégagement gazeux, il y a donc production d’O2 prévenant de la dégradation d’H202,

la souche est dite catalase (+), en revanche s’il y a absence de dégagement gazeux c’est qu’il

y a absence de production d’O2, la souche dite catalase (-) (FRANCOISE et al., 2007).

Recherche de l’oxydase

Cette enzyme est mise en évidence par virage de couleur d’un substrat réduit (DH2)

incolore et sous forme de disque appropriés imprégnés de réactif stable (N,N-diméthyle-1,4-

phénylène diaminedichlorure ,conservé à 4°C , à l’obscurité).

Les disque d’oxydase sont préalablement imprégnés par une solution saline à15% et

déposés sur une lame propre .A l’aide d’une pipette Pasteur à bout fermé, une ou plusieurs

colonies sont prélevées puis déposées sur le disque pendant une dizaine de seconde .Un test

positif se traduit par l’apparition d’une couleur rose à violette suite à l’oxydation effective du

réactif (FRANCOISE et al., 2007).

II.8-Colorants étudiés :

Dans ce travaille nous avons utilisé deux colorants couramment utilisés en biologie : le

bleu de méthylène (BM) et le rouge neutre (RN) dont les propriétés sont mentionnées en

annexe.


40

II.8.1-Préparation de la solution du colorant :

Préparation de la solution mère :

Les solutions mères des deux colorants ont été préparées par l’addition d’une quantité

déterminée (1g) de RN et de BM dans un volume d’eau distillée (1lite) avec agitation, pour

obtenir une concentration de la solution mère de 1g/l.

II.8.2-Courbe d’étalonnage

À partir de la solution mère, on prépare des solutions filles de RN de différentes

concentrations : 1, 3, 5, 7, 9, 11, 13, 15, 20, 25, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 et 100 mg/l avec

des dilutions successives en appliquant la loi de dilution. (ROUESSAC et al., 2004)

L’analyse par spectrophotomètre UV-Vis de ces solutions standards nous a permis d’élaborer

une courbe d’étalonnage qui correspond la loi de Beer-Lambert

Avec

A : l’absorbance

ɛ : coefficient d’absorption molaire en (L.mol-1

.cm-1

).

C : concentration de la solution (mg/l)

Figure .II.06: Solution mères de BM et de RN à la

concentration de 1 g/l


41

Cette loi représente la relation de l’absorbance en fonction de la concentration, cette

courbe doit être linéaire.

II.9-Essais de biodecloration

Pour étudier la capacité d’élimination des deux colorants par les souches N18 S41 C1 et

C24Y100, nous avons opté pour deux stratégies : suivi de la cinétique de décoloration au

cours de la croissance et l’étude de la cinétique et de l’isotherme après lyophilisation.

Suivi de la cinétique de croissance en absence et en présence des colorants

II.9.1- Test de croissance et de décoloration :

Test de croissance en présence des colorants

Nous avons mis dans des flacons de 250 ml : 70 ml de milieu MSH autoclavé et inoculé

ce milieu par ces deux souches séparément, ensuite nous avons ajouté 1ml de BM pour

chaque souche et 1ml de RN aussi pour chaque souche. (Les deux solutions colorantes ont la

même concentration de 30mg/l). Les flacons inoculés ont été incubés dans un incubateur

orbital.

Nous avons préparé des témoins sans inoculation pour la comparaison.

Figure. II.05: Témoins sans inoculation : de gauche à droite :

milieu MSH complet sans colorant, milieu MSH complet avec le

BM et le milieu MSH complet avec le RN


42

La lecture des résultats est réalisée sur des prélèvements de quelques ml chaque jour, par

mesure de la DO à l’aide d’un spectrophotomètre, 680nm pour les souches microbiennes et à

la λmax pour chaque colorants : 661nm et 530nm respectivement pour le bleue de méthylène

et le rouge neutre.

Les résultats obtenus sont traduites sous formes de courbes d’absorbance en fonctions du

temps.

II.9.2-Quantification de la cinétique d’élimination des colorants

L’efficacité de décoloration a été mesuré par des prélèvements effectué chaque 24h au

milieu de décoloration inoculé et centrifugé à 9000 tour par minute pendant 15 minutes afin

d'éviter toute interférence d'absorbance provenant des débris cellulaires ou autres en

suspension.

Le surnageant extrait est mesuré par absorption UV dans la longueur d’onde maximale de

chaque colorant.

L’élimination du colorant est calculée ou estimée à l’aide de la formule suivante :

(SARATALE et al., 2006).

Figure. II.08: Milieux MSH complet contenant de gauche à droite : souche

Y100 plus le BM, souche Y100 plus le RN, souche N18 plus le BM et la souche

N18 plus le RN


43

Avec :

Absorbance initiale à la longueur d’onde maximale du colorant,

Absorbance finale après incubation à la longueur d’onde maximale du colorant.

La vitesse moyenne de décoloration est calculée d’après la formule suivante (JADHAV

et al., 2008):

Avec :

VMD : Vitesse moyenne de décoloration (μg/h ou μg/j) ;

: Concentration initiale du colorant (mg/l) ;

: Pourcentage de décoloration du colorant après un temps t ;

t : Temps de décoloration (en h ou en J).

Un essai a été effectué sans extrait de levure pour vérifier la possibilité d’utilisation du RN

et du BM par les souches étudiées comme seule source de carbone.

II.10- Essais de Biosorption en batch:

La biomasse utilisée est obtenue après une lyophilisation de milieu MSH déjà inoculé par

les deux souches et incubé pendant 25 jours dans un agitateur rotatif.

Nous avons choisi le rouge neutre pour les essais d’adsorption en batch sur les deux

biomasses.


44

II.11-Etude cinétique en batch :

L’étude cinétique à pour objet d’estimer le temps nécessaire pour atteindre l’équilibre.

Figure. II.09: La biomasse au cours de lyophilisation

Figure. II.10: Poudre obtenue après lyophilisation : à gauche : obtenue à partir de la

souche N18 S41 C1, et à droite : obtenue à partir de C24Y100


45

Les expériences cinétiques de biosorption ont été effectuées en batch. Dans des béchers de

un litre contenant la solution de solution RN à des concentrations de 20 mg/l et de 40mg/l en

présence de la biomasse avec des teneurs de 3 et 6 g pour chaque souche.

Ces mélanges sont subit une agitation permanente à 600 tour/minute à la température

ambiante de 25°C avec un pH libre de 4.7.

Les prélèvements sont effectués après des intervalles de temps réguliers pendant quatre

heures.

Les échantillons de RN ont été analysés par spectrophotomètre UV-Visible avant et après

contact avec la biomasse, la longueur d’onde choisie est celle qui correspond au maximum

d’absorption du RN (530 nm).

Les résultats de l'adsorption de biomasse sont exprimés en termes de capacité d’adsorption,

cette capacité est la quantité adsorbée en mg de colorant par gramme de biomasse ; on peut

calculer la capacité d'adsorption en utilisant la formule :

Avec

: Capacité d'adsorption en mg/g.

C0 : Concentration initiale de Biomasse en g/l.

Ce : Concentration à l'équilibre finale de Biomasse en g/l.

V : volume de la solution (ml)

m : Masse du biomasse (g)

La courbe de la cinétique de la biosorption est réalisée en traçant en fonction du temps t.

II.12- Modélisation de l’étude cinétique :

Afin d’examiner le mécanisme d’adsorption, des modèles cinétique du pseudo-premier

ordre et du pseudo-second ordre ont été utilisé pour tester et interprété les données

expérimentales en batch.


46

L’application du modèle de pseudo-premier ordre consiste à en tracer en

fonction de et l’application du modèle de pseudo-second ordre a été réalisée en traçant

en

fonction de .

Le tableau II.1 résume les différents modèles de la cinétique d’adsorption appliqués dans

le cas de la biosorption du colorant rouge neutre par les deux souches après lyophilisation.

II.13- Etude d’équilibre (isotherme d’adsorption) en batch :

Le but de cette étude est de déterminer la capacité maximale d’adsorption, ainsi que pour

connaître de quel type il s’agit. Cette étude est basée sur l’étude de la variation de la

concentration initiale de la solution du RN en fonction de la concentration à l’équilibre.

Dans une série de béchers, nous avons introduit 100 ml de solution colorée préparées à

partir de la solution mère de RN, avec des concentrations variant de 20 à 100 mg/l, auxquels

on ajoute une masse de 0,6g de chaque souche. Le tout est agité pendant un temps de contact t

(déterminé préalablement par la cinétique) à température ambiante et à pH libre de 4.7.

Apres le temps d’équilibre écoulé, on précède à des prélèvent similaires à la technique de la

cinétiques pour les quatre échantillons (Les suspensions sont filtrées et les surnageant

analysés par UV-visible à λ=530nm).

Les résultats obtenus nous permettent de déterminer la capacité d’adsorption à l’équilibre,

elle s’obtient en traçant

en fonction de .

II.14-Modalisation de l’étude de l’équilibre :

Les modèles de Langmuir et Freundlich ont été utilisés pour la détermination des

paramètres d’équilibre, et le type, ainsi que pour connaître le modèle le plus représentatif

pour les donnés expérimentales.

L’application du modèle de Langmuir est effectuée en traçant

en fonction de

Et en traçant

en fonction de

.

L’application du modèle de Freundlich a été réalisée en traçant ln qe en fonction de ln

Ce.

Le tableau suivant résume les différents modèles de l’isotherme d’adsorption appliqués dans

le cas de la biosorption du colorant rouge neutre par les deux souches après lyophilisation.


47

Modèles de la cinétique

Modèle Equation Forme linéaire Graphe Paramètres

(constantes)

Référence

Pseudo-premier ordre

t Lagergren et

Svenska (1898)

Pseudo-second ordre

Blanchard et al

(1984)

Ho et McKay

(1998)

Modèles d’isotherme

Modèle Equation Forme linéaire Graphe Paramètres

(constantes)

Référence

Freundlich

(Freundlich 1906)

Langmuir

Forme linéaire 1

Forme linéaire 2

(Langmuir 1018)

Tableau II.1 : Modèles de la cinétique et d’isotherme de biosorption appliqués

Chapitre III

Résultats et discussion

Chapitre III Résultats et discussion

48

III.1- Identification des souches

III.1.1- Caractérisation morphologique :

Les caractères macroscopiques des deux souches qui font l’objet de notre étude sont

rassemblés dans le tableau

.

Souches Forme Élévation Bord couleur Aspect Opacité consistance

N18 Irrégulière Concave irrégulière Rose

claire

Moqueuse Opaque Visqueuse

Y100 Irrégulière Concave irrégulière Rose

foncé

Moqueuse Opaque Visqueuse

III.2.1- Etude microscopique :

L’examen à l’état frais : il a pour objectif de déterminer la forme des cellules

bactériennes, ainsi que leur mobilité.

Souche Mobilité Forme

N18

+

-cocci et dicocci

-n’est pas en chainette.

C24Y100

+

-cocci la plupart est

monococci .

-colonies en chianettes

Coloration de Gram modifie

Souche Gram

N18 +

Y100 +

Tableau III. 01 : Les différents aspects des colonies bactériennes

obtenus

Tableau III. 02 : La forme et la mobilité des cellules bactériennes.

Tableau III.03 : Résultat de la coloration de Gram.


49

III.1.3. Recherche des enzymes respiratoires

Souche Oxydase Catalase

N18 - -

Y100 + +

III.2- Suivi de la cinétique de croissance :

Nous avons effectué un suivi de la cinétique de croissance des souches isolées sur un milieu

complet liquide dépourvu de colorants et un autre en présence de colorants et enfin un autre

sans extrait de levure, mais additionné de colorants comme source de carbone et d’énergie

éventuels. L’étude est réalisée par la mesure de la concentration microbienne par

spectrophotométrie à 680 nm toutes les 24 heures ce qui nous a permis de tracer les courbes

de croissance.

Figure III. 01 : Différents aspects microscopique obtenus à gauche N18

et à droite Y100 ( 100)

Tableau III. 04 : Résultats de la présence des enzymes

respiratoire


50

III.2.1- Résultats de la cinétique de croissance sans colorants :

La cinétique de croissance de la souche N18 et de la souche Y100 dans un milieu complet

liquide est visualisée dans les figures suivantes:

La cinétique de croissance des deux souches a été suivie durant 25 jours.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

2

0 5 10 15 20 25

Den

sité

op

tiq

ue (

DO

)

Temps (Jours)

N18

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

0 5 10 15 20 25

Den

sité

op

tiq

ue

Temps (jours)

Y100

Figure III. 02 : Courbe de croissance de la souche N18 dans un milieu complet

liquide

Figure III. 03 : Courbe de croissance de la souche Y100 dans un milieu complet

liquide


51

D'après les deux figures nous avons obtenu des courbes de croissance bactérienne

classique et qui ont une similitude de trajet de croissance pour les deux souches testées.

Les cinétiques obtenues (figure III.02 et figure III.03) montrent la fin de la phase

exponentielle au dixième jour et au quatorzième jour respectivement pour la souche N18 et

Y100 et le début de la phase stationnaire au onzième jour et au quinzième jour respectivement

pour la souche N18 et Y100.

La duré de la phase stationnaire pour la souche N18 (de l’ordre de10 jours) est nettement

plus longue que celle de la souche Y100 (de l’ordre de 2 jours) ; la phase de déclin commence

au vingtième jour et au dix-septième jour respectivement pour la souche N18 et la souche

Y100.

III.2.2-Résultats du suivi de la croissance en présence des colorants (Tests de

décoloration)

Pour suivre la capacité de dégradation biologique du BM et du RN par les souches N18 et

Y100, l’étude est réalisée par la mesure de la concentration résiduelles des colorants après

centrifugation par spectrophotométrie toutes les 24 heures ce qui nous a permis de tracer les

courbes de croissance suivantes des suspensions microbiennes additionnées des deux

colorants:

Les courbes suivantes (figures III.04et figure III.05) représentent les trois de courbes de

croissance respectivement pour la souche N18 et Y100 seule, en présence du et BM et du

RN.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

2

0 5 10 15 20 25

Den

sité

op

tiq

ue

(DO

)

Temps (jours)

MSH+N18

MSH+BM+N18

MSH+RN+N18

Figure III.04 : Courbe de croissance de la souche N18 en présence et en absence des

colorants (courbe comparative)


52

Les courbes suivantes (figures III.06 et figure III.07) représentent les courbes de croissance

respectivement pour la souche N18 et Y100 sur milieu minimum additionné de BM et du

RN.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

2

0 5 10 15 20 25

Den

sité

op

tiq

ue

Temps (jours)

MSH+Y100

MSH+BM+Y100

MSH+RN+Y100

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

2

0 5 10 15 20 25

Den

sité

op

tiq

ue

Temps (jours)

MM+BM+N18

MM+RN+N18

Figure III.05 : Courbe de croissance de la souche Y100 en présence et en absence des

colorants (courbe comparative)

Figure III.06 : Courbe de croissance de la souche N18 dans un milieu minimum en

présence du BM et de RN


53

Nous avons constaté que les deux colorants n’ont pas un effet inhibiteur sur la croissance

des deux souches, (figures III.04 et figures III.05) ; en plus ces deux polluants ne représentent

pas une source de carbone ou nutriments en générale pour les deux biomasses ; ce ci est

traduit par les courbes de croissance des souches dans un milieu minimum et dépourvu

d’extrait de levure et en présence de BM et de RN (figures III.06 et figures III.07).

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

2

0 5 10 15 20 25

Den

sité

op

tiq

ue

Temps (jours)

MM+BM+Y100

MM+RN+Y100

Figure III.07 : Courbe de croissance de la souche Y100 dans un milieu minimum en

présence du BM et du RN


54

Taux de décoloration du bleu de méthylène et du rouge neutre

0 10 20 30 40 50 60 70

80

90

100

% moy d'elimination de

BM N18

% moy d'élimination de

RN N18

% moy d'elimination de BM N18

% moy d'élimination de RN N18

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

100

% moy d'elimination de

BM

% moy d'éliminationde

RN

% moy d'elimination de BM

% moy d'éliminationde RN

Figure III.08 :Histogramme comparatif du pourcentage moyen de décoloration du

RN et du BM par la souche N18

Figure III.09 : Histogramme comparatif du pourcentage moyen de décoloration du

RN et du BM par la souche Y100


55

Vitesse moyenne de décoloration du bleu de méthylène et du rouge

neutre

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

Vit moy BM

vit moy RN

Vit moy BM

vit moy RN

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

vit moy BM

vit moy RN

vit moy BM

vit moy RN

Figure III.10 :Vitesse moyenne d’élimination de RN et de BM par la souche N18

Figure III.11 :Vitesse moyenne d’élimination de RN et de BM par la soucheY100


56

Colorant Bleu de méthylène Rouge neutre

Souche % Vitesse

moyenne

(μg/j)

% Vitesse

moyenne

(μg/j)

N18 77.34 1289.04 61.9 1031.74

Y100 76 1266.7 52.68 878.03

D’après les valeurs affichées dans les graphes et le tableau, nous pouvons constater que le

bleu de méthylène est mieux éliminé par les deux souches étudiées que le rouge neutre, ce qui

est indiqué par le % et la vitesse.

Le tableau suivant montre le pourcentage et la vitesse moyenne d’élimination de divers

colorants industriels réactifs en utilisant Micrococcus glutamicus NCIM-2168 (SARATALE

et al, 2009), avec une concentration en colorant de 50 mg/l à 37°C.

Nom du colorant réactif λmax

(nm)

Décoloration

(%)

Vitesse moyenne de

Décoloration

(μg/h)

Vert réactif 19A 640 100 1190

Bleu réactif 59 620 95 660

Rouge réactif 120 530 96 666



Orange réactif 4 470 68 472


Jaune réactif 17 530 79 548


Orange réactif 94 420 90 576

Tableau III.05 : Taux d’élimination des colorants et la vitesse moyenne de décoloration

Tableau III.06 : Performance de décoloration et vitesse de décoloration moyenne

(μg/h) de divers colorants industriels réactifs en utilisant Micrococcus glutamicus

NCIM-2168

(SARATALE et al, 2009)


57

Selon la littérature (KNAPP et NEWBY, 1995; SANI et BANERJEE, 1999), la

décoloration des colorants par les bactéries pourrait être due à l'adsorption par les cellules

microbiennes ou à la biodégradation. Dans le cas de l’absorption, les pics d’absorption UV-

Vis diminuent à peu près proportionnellement les uns aux autres, alors que lors de la

biodégradation, le principal pic d’absorbance de la lumière visible disparaît complètement ou

un nouveau pic apparaît.

Dans cette étude, nous n’avons pas pu réaliser le spectre d’absorption (balayage) de la

solution aqueuse du colorant avant inoculation et celle du surnageant après contact avec la

biomasse pour pouvoir affirmer qu’il y a eu biodégradation ou adsorption.

III.3- Courbe d’étalonnage

III.4- Résultats de la cinétique d’adsorption

La biosorption du colorant RN, sur les deux souches utilisées, à la température ambiante, en

fonction du temps de contact est visualisée dans les figures suivantes (figures III.13… figure

III.16).

Nous pouvons distinguer trois phases différentes : La première phase représente

l’adsorption instantanée du colorant dans un délai n’excédant pas 5 min, la seconde phase

montre un équilibre progressif dans un temps ne dépassant pas 10 minutes, et une troisième

y = 0,025x + 0,004 R² = 0,995

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0 5 10 15 20 25

Ab

sorb

on

ce

Concentration (mg/L)

Figure III.12 : Courbe d’étalonnage du RN


58

phase indiquant un état d’équilibre caractérisée par un plateau ; ce temps est compris entre 10

et 20 min en fonction de la souche et de la teneur initiale de la biomasse : nous pouvons en

déduire que la cinétique est relativement rapide.

0

1

2

3

4

5

6

7

0 10 20 30 40 50 60 70

Qe(

mg

/g)

Temps(min)

0

1

2

3

4

5

6

7

0 10 20 30 40 50 60 70

Qe(

mg

/g)

Temps(min)


fonction du temps par Y100 (m=3g).

Figure III.14 : Evolution de la capacité d'adsorption de 40mg/l de RN en fonction

du temps par Y100 (m=6g).


59

Nous avons remarqué aussi que la capacité de fixation du rouge neutre par la biomasse

augmente avec l’augmentation de la concentration initiale du colorant ; jusqu’à établissement

d’un plateau d’équilibre. Les quantités maximales fixées sont de 5.86 mg/g ,5.86 mg/g, 5.98

mg/g et de 5.78 mg/g respectivement pour les souches Y100 (3g, 20 mg/l), Y100 (6g, 40

mg/l), N18 (3g, 20 mg/l), et N18(6g, 40 mg/l).

0

1

2

3

4

5

6

7

0 10 20 30 40 50 60 70

Qe

(mg

/g)

Temps(mn)

0

1

2

3

4

5

6

7

0 10 20 30 40 50 60 70

Qe (

mg

/g)

Temps(mn)


fonction du temps pour 3g de N18


fonction du temps pour 6g de N18.


60

Le temps d’équilibre moyen est de l’ordre 20 min.

III.4.1- Modélisation de la cinétique

Il existe plusieurs modèles qui décrivent la cinétique de l’adsorption en mode

discontinue ; cette modélisation nous permet d’élucider la nature de l’adsorption

(physicosorption ou chemiosorption), et d’extraire les différents paramètres de l’adsorption.

Nous avons opté pour les deux modèles suivants : modèle pseudo premier ordre, et le

modèle de pseudo second ordre qui sont très largement utilisés dans la littérature pour tester

les données cinétiques expérimentales en batch de l’adsorption et de la biosorption.

Application du modèle cinétique de pseudo premier ordre (P.P.O)

Cette application a été réalisée par la représentation de la forme linéaire de ce modèle qui

consiste à tracer en fonction du temps de contact t. Les figures suivantes montrent

l’application du modèle linéaire aux deux concentrations et aux deux biomasses.

y = -0,123x + 0,492

R² = 0,958

-6

-5

-4

-3

-2

-1

0

1

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45

ln (

qe-

qt)

Temps (minutes)

Figure III.17 : Application du modèle de pseudo premier ordre pour C= 20

mg/l et mN18 = 3g


61

y = -0,129x - 0,100

R² = 0,964

-4,5

-4

-3,5

-3

-2,5

-2

-1,5

-1

-0,5

0

0,5

0 5 10 15 20 25 30 35 ln

(qe-q

t)

Temps (minutes)

y = -0,115x - 0,248

R² = 0,978

-6

-5

-4

-3

-2

-1

0

0 10 20 30 40 50

ln (

qe

-qt)

Temps(minutes)


20mg/l et mY100 = 3g.

Figure III.19 : Application du modèle de pseudo premier ordre pour

C= 40mg/l et mN18 = 6g


62

Application du modèle cinétique de pseudo second ordre (P.S.O) :

Cette application a été réalisée par la représentation de la forme linéaire de ce modèle qui

consiste à tracer en fonction du temps de contact t. Les figures suivantes montrent

l’application du modèle linéaire aux deux concentrations et aux deux biomasses.

y = -0,109x + 0,679

R² = 0,987

-4

-3,5

-3

-2,5

-2

-1,5

-1

-0,5

0

0,5

1

0 10 20 30 40 50

ln (

qe

-qt)

Temps(minutes)

y = 0,165x + 0,123

R² = 0,999

0

2

4

6

8

10

12

0 10 20 30 40 50 60 70

t/q

t (m

in.g

/mg

)

Temps(minutes)

Figure III.21 : Application du modèle de Pseudo second ordre pour C= 20mg/l et

mN18 = 3g.


40mg/l et mY100 = 6g.


63

.

y = 0,169x + 0,062

R² = 1

0

2

4

6

8

10

12

0 10 20 30 40 50 60 70

t/q

t (m

in.g

/mg

)

Temps(minutes)

y = 0,172x + 0,062

R² = 1

0

2

4

6

8

10

12

0 10 20 30 40 50 60 70

t/q

t (m

in.g

/mg

)

Temps(minutes)

Figure III.23 : Application du modèle de Pseudo second ordre pour C= 40mg/l et

mN18 = 6g

Figure III.22 : Application du modèle de Pseudo second ordre pour C = 20mg/l et

mY100 = 3g


64

Les paramètres des deux modèles cinétiques étudiés sont regroupés dans les tableaux

suivants :

Paramètres de la cinétique d’adsorption du pseudo premier-ordre

(mN18= 3g et C= 20mg/l))

Concentration

(mg/l)

R2 k1 (min

-1) Qe,th (mg/g) Qe,exp

(mg/g)

20 0.958 0.123 1.63 5.986

Paramètres de la cinétique d’adsorption du pseudo-second-ordre

(mN18= 3g et C= 20mg/l))

Concentration

(mg/l)

R2 k2

(g/mg.min)

Qe,th (mg/g) Qe,exp

(mg/g)

20 0.999 0.22 6.06 5.986

y = 0,167x + 0,195

R² = 0,999

0

2

4

6

8

10

12

0 10 20 30 40 50 60 70

t/q

t (m

in.g

/mg

)

Temps(minutes)

Tableau III.07 : Paramètres de pseudo-premier et pseudo-second ordre à différentes

concentrations Pour la souche N18.

Figure III.24 : Application du modèle de Pseudo second ordre pour C = 40mg/l et

mY100 = 6g


65


(mN18=6g et C= 40 mg/l)

Concentration

(mg/l) R

2 k1 (min

-1) Qe,th (mg/g)

Qe,exp

(mg/g)

40 0.9788 0.115 1.28 5.78


(mN18=6g et C= 40 mg/l)

Concentration

(mg/l) R

2 k2 (g/mg.min) Qe,th (mg/g)

Qe,exp

(mg/g)

40 1 0.47 5.81 5.78


(mY100 = 3g et C= 20mg/l)

Concentration

(mg/l) R

2 k1 (min

-1) Qe,th (mg/g) Qe,exp (mg/g)

20 0.964 0.19 1.105 5.866


(mY100 = 3g et C= 20mg/l)

Concentration

(mg/l) R

2 k2 (g/mg.min) Qe,th (mg/g) Qe,exp (mg/g)

20 1 0.46 5.91 5.866

Tableau III.08 : Paramètres de pseudo-premier et pseudo-second ordre à différentes

concentrations Pour la souche y100


66


(mY100=6g et C= 40 mg/l)

Concentration

(mg/l)

R2 k1 (min

-1) Qe,th (mg/g) Qe,exp (mg/g)

40 0.9873 0.109 1.97

5.866


(mY100=6g et C= 40 mg/l)

Concentration

(mg/l)

R2 k2 (g/mg.min) Qe,th (mg/g) Qe,exp

(mg/g)

40 0.9995 0.143 5.98 5.866

D'après les valeurs des coefficients de détermination pour les deux modèles cinétiques,

nous avons remarqué que le modèle de pseudo second ordre donne une meilleure description

de la cinétique de la réaction d’adsorption que celui du pseudo premier ordre ce qui est

confirmé par la littérature. (CRINI et al., 2010).

L’équation de pseudo premier-ordre n’est valable, en générale, que dans les premières

minutes du phénomène d’adsorption et de biosorption (linéarité des résultats dans cette

région de la courbe).

L’équation de pseudo-second-ordre est la plus utilisée : elle est valable pour une large

gamme de temps et suppose un mécanisme de chimiosorption Ibid.

Nous avons remarqué que les quantités maximales expérimentales sont quasiment identiques

à celles trouvées par le modèle de pseudo second ordre (résultats théoriques); ce qui confirme

la validité du modèle appliqué.

Nous avons aussi révélé que la quantité maximale d’adsorption (Qm) est pratiquement la

même pour les deux souches et les deux concentrations choisis ; elle affiche une valeur

moyenne de 5.87 mg/l ; ceci peut être expliqué d’une part par le fait que les deux souches sont

très voisines et d’autre part que les deux concertations du colorant sont proches, de même

pour les deux teneurs des deux souches.


67

LEI et al, 2014 ont trouvé une valeur expérimentale de Qm de 15.4 mg/l pour une

concentration en rouge neutre de 50 mg/l sur Pleurotus ostreatus.

II.5- Isotherme d'adsorption :

Les résultats de l'évolution de la capacité de biosorption en fonction de la concentration à

l’équilibre du rouge neutre sur les deux souches pour un temps d'équilibre de vingt minutes à

la température ambiante et à pH libre sont illustrés dans les deux figures suivantes :

0

2

4

6

8

10

12

0 5 10 15 20 25 30 35 40

cap

aci

té(m

g/g

)

ce(mg/l)

0

2

4

6

8

10

12

14

0 5 10 15 20 25 30 35

cap

aci

té(m

g/g

)

ce(mg/l)

Figure III.26 : Isotherme de biosorption du RN sur N18

Figure III.25 : Isotherme de biosorption du RN sur Y100


68

D'après la courbe d’isotherme, nous avons constaté que l’isotherme d’adsorption du

colorant sur les deux biomasses suggère une adsorption en monocouche (type I), la quantité

du colorant augmente plus au moins rapidement pour les faibles concentrations, puis

s’atténue pour atteindre un plateau correspondant à une saturation des sites d’adsorption.

Cette capacité atteint une valeur maximale expérimentale autour de 12 et 11 mg/g

respectivement pour la souche N18 et Y100 et traduisant une adsorption en monocouche.

L’isotherme obtenue est de type I, rencontrée dans l’adsorption gaz-solide selon la

classification de BET et de type L d’après la classification de Gilles et al. Pour l’adsorption

liquide-solide (GRINI et al., 2009).

Nous avons constaté que la meilleure valeur de la capacité d’adsorption correspond à la

souche N18.

Ci-dessous les solutions obtenues avant et après contact avec les deux souches, nous

pouvons constater une nette décoloration dans les deux cas.

Figure b Figure a

Figure c

Figure III.27 : Solutions aqueuses du colorant avant biosorption (Figure a) et après

(Figure b, avec Y100) et (Figure c, avec N18)


69

III.5.1-Modélisation de l’isotherme d’adsorption :

Pour modaliser les résultats des isothermes d’adsorption, nous avons appliqué les modèles

de Langmuir et de Freundlich, les modèles les plus utilisées en littérature, pour l’appréciation

de la validité des résultats expérimentaux et de pouvoir calculer les différents paramètres, et

d’estimer ainsi le modèle le plus représentatif.

Application du modèle de Freundlich :

Ce modèle consiste à tracer

en fonction de.

ou bien

en fonction de

.Les deux

figures suivantes représentent la représentation linéaire de l’équation de Freundlich pour les

deux souches :

y = 0,327x + 1,258

R² = 0,997

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

-0,5 0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4

lnq

e(m

g/g

)

ln ce(mg/l)

Figure III.28 : Application du modèle linéaire de Freundlich pour la Souche

Y100


70

Application du modèle de Langmuir :

Ce modèle consiste à tracer

en fonction de

ou bien

en fonction de

.

Les quatre figures suivantes représentent deux variantes de la représentation linéaire de

l’équation de Langmuir pour les deux souches:

y = 0,403x + 1,152

R² = 0,977

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

-0,5 0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4

lnq

e(m

g/g

)

ln ce (mg/l)

y = 0,161x + 0,104

R² = 0,951

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

0,3

0,35

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4

1/q

e(m

g/g

)

1/ce(mg/l)

Figure III.29 : Application du modèle linéaire de Freundlich pour la Souche N18


Y100

(Première représentation)


71

y = 5,913x - 0,598

R² = 0,951

-0,2

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35

1/c

e(m

g/g

)

1/qe(mg/l)

y = 0,237x + 0,076

R² = 0,914

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

0,3

0,35

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

1/q

e(m

g/g

)

1/ce(mg/l)

Figure III.31 : Application du modèle linéaire de Langmuir pour la souche Y100



N18

(Première représentation)


72

Le tableau suivant regroupe les constantes ou les paramètres de chaque équation pour

chaque souche.

FREUNDLICH

LANGMUIR

Modèle

Souche

(l/mg)

(mg/g)

Equation

0.9975 9.52048 3.0553 0.9518

0.5984 9.88 LANGMUIR

(1)

Y100 0.9518 0.4405 9.578 LANGMUIR

(2)

0.977

3.164

2.481

0.9149 0.274 14.06 LANGMUIR

(1)

N18

0.914 0.320 13.157 LANGMUIR

(2)

y = 3,855x - 0,274

R² = 0,914

-0,2

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35

1/c

e(m

g/g

)

1/qe(mg/l)


N18 (Seconde représentation)


Le tableau III.09 : Constantes des modèles d’isotherme de Freundlich et de Langmuir


73

Nous avons constaté d’après les coefficients de détermination R2,

que le modèle

d’isotherme de Freundlich est plus représentatif des résultats expérimentaux que ce du

Langmuir. D’après les données du tableau, nous pouvons déduire que la capacité maximale

théorique avoisine la de 14 mg/l. et que n est supérieur 1, ce qui est un bon indicateur de la

force d’attraction entre la biomasse et le colorant.

Conclusion

Conclusion

74

L’objectif principal de notre travail, était premièrement l’étude de la

biodégradation de deux colorants synthétiques : le bleu de méthylène et le rouge

neutre par deux souches halophiles collectées sur les sites de de Zahrez el Gharbi et

de Rocher de sel, dans la région de Djelfa, et en deuxième lieu des essais portés sur

la biosorption du rouge neutre en mode batch après lypholisation.

Dans un premier temps, nous avons réalisé quelques tests préliminaires portant sur

l’aspect macroscopique et microscopique et l’activité enzymatique.

Nous avons réalisé le suivi de la cinétique de croissance en prescience et en

absence de colorants, et nous avons étudié l’influence de deux paramètres : la

concentration initiale en colorant et la quantité de la biomasse suivie par l'étude des

isothermes d’adsorptions pour les essais de biosorption du rouge neutre en mode

batch.

De l’ensemble des résultats obtenus, on peut conclure que :

Le suivi de la cinétique de croissance nous permet d’annoncer que:

Le pourcentage d’élimination moyen du rouge neutre est 61.9% ,52.68% et le

bleu de méthylène est de 77.34%, 76% respectivement pour la souche N18 et

Y100.

La vitesse moyenne de décoloration du rouge neutre est de 1031.74 (µg/j),

878.03 (µg/j) et pour le bleu de méthylène est de 1289.04 (µg/j), 1266.7 (µg/g)

respectivement pour la souche N18 et Y100.

L'étude d'isotherme d'adsorption nous permet de conclure:

l’isotherme d’adsorption du colorant rouge neutre sur les deus souches

suggère une adsorption en monocouche (type I).

Les valeurs de la capacité de biosorption sont de 5.98 mg/g et de 5.86 mg/g

respectivement pour la souche N18 et Y100.

Le modèle de Freundlich donne une meilleure description de l'isotherme

d’adsorption que ce de Langmuir.

Conclusion

75

Les résultats obtenus dans ce travail, ont montré que les deux souches étudiées

présentent un pouvoir adsorbant non négligeable pour l’élimination du colorant rouge

neutre.

À l’issue de cette étude, nous pouvons émettre quelques recommandations telles

que :

Etudier l’effet d’autres paramètres expérimentaux tels que le pH, la

température, source de carbone, l’agitation….

Tester l’efficacité de biodégradation et ou de biosorption sur d’autres colorants

avec d’autres halophiles.

Utilisation de techniques physicochimiques d’analyse et d’identification des

colorants et des souches.

Emploi de la méthode du spectre UV-Vis des colorants avant et après

décoloration pour élucider le mécanisme (biodégradation ou biosorption).

Etude taxonomique des souches halophiles.

Identification des souches par les outils de la biologie moléculaire.

Utilisation des analyses et des techniques physicochimiques pour identifier le

mécanisme de décoloration par ces les souches…

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Site web 3 : http://C:/Users/ahmedsoft/Desktop/uc_AdsorptionPhysique.html#footnotesNff

École des mines d'Albi-Carmaux, 2016).

Annexes

Annexe

Matériel utilisé Appareillage

Balances analytique de marque : SCALTEC

Agitateur de marque HEIDOLPH

Incubateur orbital de marque STUART S1500

Spectrophotomètre (UV-V) de marque BECKMAN

Centrifugeuse de marque : ROTINA380R

Appareille de lyophilisation de marque

pH-mètre HANNA HI 2211 pH/ORP Mètre

Multiagitateur de marque VARIOMAG MULTIPONT

Porte filtre Swinnex SX00025000

Microscope optique de marque MOTIC BA300 Hotte microbiologique de marque JOUAN Etuve de marque WISD.

Produits chimiques :

Agar poudre

Bicarbonate de sodium (NaHCO3) : FLUUKA

Bromure de sodium(NaBr) : BIOCHEM CHEMOPHARMA

Chlorure de calcium(CaCl2) : BIOCHEM CHEMOPHARMA

Chlorure de magnésium (MgCl2) : BIOCHEM CHEMOPHARMA

Chlorure de potassium (KCl) : SIGMA ALDRRICH

Chlorure de sodium(NaCl) : SIGMA ALDRRICH

Extrait de levure : BIOCHEM CHEMOPHARMA

Poudre de rouge neutre et de Bleu de méthylène de marque

BIOCHEM CHEMOPHARMA.

Sulfate de magnésium (Mg SO4) : BIOCHEM CHEMOPHARMA

D’autres produits chimiques et consommables sont utilisées au cours de travaille d’identification :

Huile d’immersion,

Acide acétique, CH3COOH

Eau oxygénée H2O2 10V,

Annexe

Disque d’oxydase,

Violet de gentiane,

Lugol,

Ethanol, C2H5OH

Fuchin

Para film ;

Papier aluminium ;

Papiers filtres.

Verrerie

Burette graduée ;

Des bécher ;

Des éprouvettes ;

Des erlenmeyers de 100 ml et de 1000ml ;

Des fioles de 10ml, de 100 ml, de 500ml et de 1000ml ;

Des flacons à 100ml et de 250 ml ;

Des tubes Eppendorf;

Pipette graduée.

Autres instruments

Barreaux magnétiques ;

Bec Bunsen ;

Cuvette ;

Lame et lamelle ; Micropipette ;

Pipette pasteurs.

Seringues ;

Spatules.

Annexe

Tableau. II.01. : Propriétés physico-chimiques du BM (SABNIS et al., 2010)

Nom Bleu de méthylène

Famille Basic

Classe Phénothiazine

Formule brute C16H18ClN3S

chimique

Nom systématique chlorure de 3,7-bis(diméthylamino)phénothiazin-5-ium

Structure chimique

Masse molaire 319.85

g/mol

Soluble dans l'eau (40 g/l), l'éthanol, l'éthylène glycol, le

Solubilité Méthyl cellosolve.

Forme physique Poudre verte

T° de fusion 100–110 °C

λmax 661 nm

Annexe

Tableau. II.02. Propriétés physico-chimiques du RN (SABNIS et al., 2010)

Nom

Rouge neutre

Famille Acide

Classe Phenazine

Formule brute

chimique C15HlClN4

Nom systématique Chlorure de 3-amino-7-diméthylamino-2-méthylphénazine

Structure chimique

Masse molaire 288.78

g/mol

Solubilité Soluble dans l'eau (50 g·L-1

dans l'eau à 25 °C), l'éthanol, l'éthylène

glycol; pratiquement insoluble dans le xylène

Forme physique Poudre vert foncé ou noir brunâtre

T° de fusion 290 °C

λmax 530 nm

https://fr.wikipedia.org/wiki/Point_de_fusion

Résumé :

Cette présente étude est consacrée à la réalisation d’essais de biodégradation de deux colorants cationiques (le

bleu de méthylène et le rouge neutre) par deux souches halophiles isolées au niveau des sites de Zahrez el

Gharbi et Rocher de sel de Djelfa et d’autres essais sur l’élimination ou la biosorption du rouge neutre par ces

même souches après lyophilisation en mode batch.

Nous avons basé notre étude sur deux paramètres expérimentaux (la masse de l’adsorbant et la concentration

du colorant), Le suivi de la cinétique de croissance a permet de calculer le pourcentage d’élimination moyen

du rouge neutre est de 61.9% et de 52,68% respectivement pour la souche N18 et Y00 et le pourcentage

d’élimination moyen de bleu de méthylène est 77.34 % et de 76% respectivement pour la souche N18 et Y00.

Les résultats des études de la cinétique et de l’équilibre de biosorption montrent un temps d’équilibre de

compris entre 10 et 20 min et le pourcentage d’élimination du rouge neutre augmente jusqu’à 96,2% . La

cinétique de l’adsorption du rouge neutre suit le modèle du pseudo seconde ordre, et pour l’isotherme

d’adsorption Le modèle de Freundlich et de Langmuir.

Mots clés: Halophiles, Bleu de méthyléne, Rouge neutre, Biodégradation, Biosorption.

: ملخص

اثنين من سلالات باستخدام ، (الميثيلين والأحمر المتعادلازرق )تهدف هذه الدراسة إلى تحقيق اختبار تحلل من اثنين من الأصباغ الموجبة

وغيرها من الاختبارات لتفكيك أو امتزاز الأحمر المتعادل من قبل الجلفة في الملح وصخرة الغربي ززاغ مواقع من معزولة محبة للملوحة

.هذه السلالات نفسها بعد تجفيدها في وضع الدفعي

نسبة إزالة الاحمر متوسط ، رصد حركية النمو سمح يحساب(كتلة الماص وتركيز الصبغة)ركزنا في دراستنا على مقياسان تجريبيان

على 70%و 77,34% نازرق الميثيلينسبة إزالة ط متوس وY00و N18على التوالي لسلالات 52,68%و 61.9 %المتعادل والذي بلغ

دقيقة 01 و 01 بين يتراوح توازن زمن اظهرت البيولوجي الامتزاز وتوازن الحركية دراسات نتائجY100. و لسلالة N18التوالي لسلالة

من الدرجة الثانية وفقا للنموذج الاحمر المتعادل حركية امتزاز96,2%.تصل إلىتزداد حتى المثيل الأحمر المتعادل وان قدرة امتصاص

شفروندلي ,لنماذج لنجميور مطابقة تجاربكانت ال الحركي، وبالنسبة لايزوثرم

. زامتزا,تحلل بيولوجي,الأحمر المتعادل ,الميثيلينازرق ,البكتيريا المحبة للملوحة : الكلمات المفتاحية

Abstract:

this study is devoted to carrying out biodegradation tests of two cationic dyes (methylene blue and neutral red), two

halophilic strains isolated at the sites of Zahrez el Gharbi and salt rock of Djelfa and other tests on the elimination or

biosorption of neutral red by these same strains after lyophilization in batch mode.

We based our study on two experimental parameters (adsorbent mass and dye concentration), followed by growth

kinetics a to calculate the average elimination percentage of neutral red is 61.9% and 52%. , 68% respectively for the

strain N18 and Y00 and percentage of average elimination of methylene blue is 77.34% and 76% respectively for the

strain N18 and Y00.The results of the studies of the kinetics and the balance of biosorption show an equilibrium time

of between 10 and 20 min and the neutral red elimination percentage increases up to 96.2%.The kinetics of neutral red

adsorption follow the pseudo-second order model, and for the adsorption isotherm The Freundlich and Langmuir

model.

Key words: Halophilic, Methylene blue, Neutral red, Biodegradation, Biosorption

biodécoloration des colorants à partir de bactéries halophiles

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